Бесплатный автореферат и диссертация по сельскому хозяйству на тему

Внутривидовое разнообразие фитопатогенного гриба Rhynchosporium Secalis (OUD.) J.J. Davis

ВАК РФ 06.01.11, Защита растений

Автореферат диссертации по теме "Внутривидовое разнообразие фитопатогенного гриба Rhynchosporium Secalis (OUD.) J.J. Davis"

На правах рукописи

ЛЕБЕДЕВА Людмила Васильевна

ВНУТРИВИДОВОЕ РАЗНООБРАЗИЕ ФИТОПАТОГЕННОГО ГРИБА

ЯНУМСН08Р0Я1иМ8ЕСЛЬШ (вив.) МВАУШ

Специальность: 06.01.11 - Защита растений

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Санкт-Петербург, 2005

Диссертационная работа выполнена во Всероссийском научно-исследовательском институте защиты растений.

НАУЧНЫЙ РУКОВОДИТЕЛЬ: доктор биологических наук

Дмитриев Андрей Петрович

ОФИЦИАЛЬНЫЕ ОППОНЕНТЫ: доктор биологических наук,

профессор

Минкевич Игорь Иванович

кандидат биологических наук Власов Дмитрий Юрьевич

ВЕДУЩАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ:

ГНЦ РФ Всероссийский научно-исследовательский институт растениеводства им. Н.И. Вавилова

Защита диссертации состоится "17" марта 2005 г. в 10.00 часов на заседании диссертационного совета Д 006.015.01 во Всероссийском научно-исследовательском институте защиты растений по адресу: 196608, Санкт-Петербург, Пушкин, шоссе Подбельского, д. 3 факс (812) 470-51-10, E-mail: vizrspb@mail333.com

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Всероссийского НИИ защиты растений

Автореферат разослан 2005 г.

Ученый секретарь диссертационного совета,

кандидат биологических наук Г. А. Наседкина

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы Ячмень (Hordeum vulgare L.) и рожь (Secale cereale L.) относятся к основным фуражным и продовольственным зерновым культурам не только в нашей стране, но и за ее пределами. Посевные площади ячменя в нашей стране составляют около 12 млн.га. При этом на долю ярового ячменя приходится до 90% всех площадей. По сравнению с ячменем, ареал возделывания ржи значительно меньше, что не снижает ее значимости как традиционно российской культуры.

К факторам, снижающим урожайность зерновых культур и лимитирующим качество зерна, относятся болезни. Одной из них является окаймленная пятнистость ячменя и ржи (ринхоспориоз), вызываемая несовершенным грибом Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J. Davis.

Потери урожая ржи и ячменя от ринхоспориоза могут достигать более 40% (McDonald et al., 1999; Xi et al., 2000). В последние годы отмечено несколько серьезных вспышек заболевания, особенно в северных и центральных областях Европы. В первую очередь это связано с интенсивным культивированием зерновых культур и использованием различных сортов, восприимчивых к местным популяциям патогена.

В России, наряду с возрастающей ролью окаймленной пятнистости листьев ячменя, наблюдается нарастание ринхоспориоза на ржи (Полякова, Назарова, 1994, 1996; Буга и др., 1997; Санин, Макаров, 1999; Ишкова, 1997; Ишкова и др., 2004). Наибольшее распространение заболевания приходится на зоны с повышенной влажностью воздуха и низкими температурами. Так в 2001 году, в Северо-Западном регионе России развитие болезни на отдельных сортах ржи достигало 80% (Ишкова, 2002).

Несмотря на то, что в настоящее время активно ведутся исследования по изучению структуры популяций патогена, вызывающего пятнистость ячменя и поиску новых источников устойчивости, данные по биологии гриба, поражающего рожь, специализации к растению-хозяину и уровню популяционного разнообразия встречаются редко. Имеющиеся в литературе сведения о специализации патогена на ржи и ячмене противоречивы и не позволяют сделать однозначных выводов о передаче инфекции с одной культуры на другую.

Цель и задачи исследований. Цель работы - выявить специализацию ко ржи и ячменю и уровень популяционного разнообразия гриба Rhynchosporium secalis (Oud.) Davis. Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1. Изучить морфолого-культуральные и физиологические свойства изолятов гриба, выделенных из популяций патогена, поражающих рожь и ячмень.

2. Определить патогенность изолятов гриба R. secalis к ячменю и ржи.

3. Выявить вирулентность изолятов гриба к стандартному набору сортов-дифференциаторов ячменя разного географического происхождения.

4. Оценить популяционное разнообразие R. secalis с использованием морфологических, изоферментных и ДНК-маркеров.

Научная новизна исследований. Впервые проведен комплексный сравнительный анализ изолятов гриба R. secalis, выделенных со ржи и ячменя по морфолого-культуральным и физиологическим признакам, изо-ферментному составу, ДНК-маркерам, степени патогенности к разным растениям-хозяевам. Доказано наличие двух специализированных форм патогена. Впервые в России выявлен состав популяций возбудителя рин-хоспориоза ячменя по вирулентности и источники устойчивости к болезни.

Практическая значимость работы. Данные о внутривидовой структуре R. secalis, знание круга растений-хозяев могут быть использованы в планировании севооборота ржи и ячменя. Изоферментные спектры по супер-оксиддизмутазе, диафоразе, а-эстеразе и Р-эстеразе могут быть использованы в качестве маркеров специализированных форм гриба. Выявленные образцы ячменя с высокой устойчивостью к заболеванию, могут быть рекомендованы в качестве источников устойчивости при селекции новых сортов.

Апробация работы и публикации результатов исследования. Результаты работы были представлены на: координационном совещании по иммунитету (Санкт-Петербург, 2004), Ш съезде ВОГиС «Генетика в XXI веке: современное состояние и перспективы развития» (Москва, 2004); международных конференциях "Sustainaible Systems of Cereal Crop Protection against Fungal Diseases as the Way of Reduction of Toxin Occurrence in Food Webs" (Чешская республика, 2001), "A Complex of Leaf Spot Diseases of Cereals and Their Effective Со^гоЦЧешская республика, 2003), 9th International Barley Genetics Symposium (Чешская республика, 2004) 4th International Iran & Russia Conference "Agriculture and Natural Resources" (Иран, 2004).

Материалы исследований опубликованы в 6 печатных работах.

Структура и объем работы. Диссертационная работа изложена на 142 страницах машинописного текста и состоит из введения, четырех глав, выводов и списка литературы. Работа иллюстрирована 23 таблицами, 18 рисунками и 6 фотографиями. Библиография включает 158 источников, из них 120 на иностранном языке.

СОДЕРЖАНИЕ ДИССЕРТАЦИИ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Приведены сведения по биологии возбудителя ринхоспориоза ячменя и ржи. Рассмотрены современные представления о структуре популяций ВзвеаШ по признаку вирулентности к набору сортов-дифференциаторов, изоферментному составу и ДНК-маркерам. Представлены обобщенные данные по проблеме генетики устойчивости ячменя к ринхоспориозу.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Материалом для работы послужили изоляты Я. явеаШ, выделенные из пораженных свежих листьев ячменя (173 изолята) и ржи (124 изолята) в течение 2001-2003 гг. На территории России листья растений были собраны в Северо-Западном регионе в научно-производственном объединении «Белогорка» и опытном поле Всероссийского института растениеводства (Пушкин). На территории Чешской республики инфицированные листья собраны с пяти полей Моравского региона. Листья ячменя и ржи собирали в фазу трубкования растений, используя «иерархическую» схему сбора (B.A.McDonald et э1., 1995, 1999).

Для выделения гриба R явеаШ в чистую культуру использовали просте-рилизованные отрезки листьев с симптомами болезни. Гриб культивировали на картофельно-сахарозном агаре (КСА) с добавлением 0,1% дрожжевого экстракта в течение 10-14 суток при t = 16°-18^ (Коновалова и др., 1999).

Для проведения сравнительного анализа изолятов Я. явеаШ, выделенных с ячменя и ржи, по морфолого-культуральным, физиолого-биохимическим признакам и ДНК-маркерам использовали моноспоровые культуры гриба.

Для приготовления споровой суспензии мицелий гриба соскабливали микробиологической иглой с чашки Петри, суспензировали в стерильной воде, отфильтровывали от мицелия с помощью двойного марлевого фильтра. Число спор подсчитывали в камере Горяева. Исходную суспензию разводили до концентрации 2000 спор/мл, чтобы в 0,05 мл содержалось около 100 спор. С помощью пипетки это количество суспензии переносили на поверхность картофельно-сахарозной среды и растирали стеклянным шпателем. Через 15-20 суток на чашках вырастали отдельные, не сливающиеся колонии. Единичные колонии пересевали в чашки Петри или пробирки на ту же среду.

Скорость роста патогена изучали при выращивании изолятов в диапазоне температур от 10°С до 22°С на разных по составу питательных средах: голодный агар, модифицированная среда Чапека, морковно-сахарозный агар, геркулесовая среда, картофельно-сахарозный агар

(КСА), КСА с добавлением 0,1% дрожжевого экстракта. Динамику роста гриба оценивали по размеру колоний на 14 и 21 сутки.

Колонии гриба характеризовали по окраске и топографии. Стабильность в проявлении признаков проверяли путем определения морфологии колоний исходных моноспоровых культур и последующим пятикратным пересевом вновь выделенных субкультур.

Анализ патогенности изолятов R. secalis, выделенных с пораженных листьев ржи и ячменя, проводили в теплице. Инокулировали 10 сортов ржи, 10 сортов тритикале и восприимчивый сорт ячменя - Gambrinus (CI 13533). Для проведения анализа, семена сортов ржи были предоставлены сотрудником НИИ сельского хозяйства г. Кромержиж (Чешская республика), доктором Л.Тваружеком. Семена сортов тритикале, предоставленные д.б.н., г.н.с. отдела пшениц ВИР А.Ф. Мережко, отличались по своему происхождению и по доле хромосом ржи в геноме. Споровая суспензия, используемая для заражения растений, состояла из смеси изолятов.

Изучение внутривидового разнообразия R. secalis по изоферментам проводили методом электрофореза в полиакриламидном геле. Для приготовления экстракта использовали 30 мг мицелия моноспоровой культуры R. secalis в возрасте 60 дней. Мицелий гриба тщательно растирали в ступке с небольшим количеством химического стекла (Polyclar AT), помещали его в пластмассовую пробирку (V =10 мл), добавляли 1М Трис-HCL буфера (рН 8,0), содержащем 0,5М сахарозу, 0,1% аскорбиновую кислоту и 0,1% гидрохлорид цистеина (Sako, Stachmann, 1972). Гомогенаты центрифугировали в течение 15 мин. при 12 000 об/мин при охлаждении. Полученные экстракты использовали для нанесения на стартовые позиции при электрофорезе.

Проведен анализ следующих ферментов: аспартат-аминотрансфераза (ЛАТ), супероксиддизмутаза (SOD), а-эстераза (a-EST), {3-эстераза (fi-EST), Р-галактозидаза (fi-GAL) и диафораза (DIA).

Анализ изофоретических спектров проводили путем сравнения относительной подвижности фракций в пределах одного блока. Спектры просматривали при освещении в проходящем свете. Подвижность каждой белковой фракции (Rf определяли как отношение пути пройденного белком, к пути, пройденному бромфеноловым - синим, умноженным на 100.

Результаты изоферментного анализа обработаны компьютерной программой Neigbour-Joining пакета Phyllip ver.6 (Felsenstein, 1993), которая позволяет построить филогенетические деревья, отражающие степень генетического родства изолятов.

Стандартные индексы разнообразия (среднее генное разнообразие на локус и коэффициент генетической дифференциации FST) рассчитывали с помощью компьютерной программы AMOVA (Excoffeier et al., 1992) пакета Arlequin ver. 2.0.1.1. (Schneider et al., 1997).

Для сравнения «ячменных» и «ржаных» изолятов R. secalis по ДНК-маркерам использовли метод RAPD-PCR.

Клеточные лизаты R. secalis получали по методу С.А. Булата и Н.В. Мироненко (1996). Для ПЦР амплификации ДНК был использован прай-мер ОРА-01 со случайной нуклеотидной последовательностью (длиной 10 нуклеотидов) фирмы Operon Technologies, Inc. (Alameda, CA).

Амплификацию проводили в пластиковых пробирках на 0,5 мл в 20 мкл реакционной смеси: 10 мМ Tris-HCl (рН=8,8), 50 мМ КС1, 0,1% Triton Х-100, 0,1 мМ каждого дНТФ, 10 пикомолей праймера, 0,5 единиц ДНК полимеразы Dynazyme Polymerase II, 10-50 нг геномной ДНК. Условия проведения ПЦР (45 циклов) были следующие (включая время рэмпинга): первая денатурация ДНК при температуре 95°С в течение 5 мин; последующая денатурация ДНК 45 сек при температуре 93°С; отжиг праймеров 45 сек при температуре 37,5°С и синтез ДНК 1,5 мин при температуре 72°С. Последний цикл амплификации включал дополнительные 10 мин при 72°С для достройки продуктов амплификации. Амплифицированную ДНК разделяли методом электрофореза в 2% агарозном геле. Гели окрашивали бромистым этидием и фотографировали в УФ-свете.

Анализ структуры популяций Rsecolis по вирулентности проводили на наборе сортов-дифференциаторов ячменя с известными генами устойчивости (Rh). В анализе использовали модифицированный набор, предложенный СБ. Гудвином (Goodwin et al., 1992), состоящий из 12 сортов ячменя. В качестве контроля был взят универсально восприимчивый сорта Gambrinns (CI13533).

Тестирование моноспоровых культур Ksecalis no вирулентности проводили на растениях ячменя в стадии 2-3 листа. Растения выращивали в теплице, в горшках, диаметром 8 см, в каждый из которых было посеяно по 3-5 семян каждого из сортов-дифференциаторов. Инокуляцию растений проводили суспензией с концентрацией 2 х 105 спор/мл. Инокулированные растения помещали на 48 час в камеры при 98% относительной влажности и температуре не выше +18°С. Учет болезни на проростках проводили на 12-14 сутки после заражения, по шкале, предложенной Джексоном и Вебстером (Jackson, Webster, 1976).

При сравнении популяций гриба Rsecalis использовали такие критерии как доля изолятов, вирулентных к отдельным сортам-дифференциаторам и частота встречаемости фенотипов вирулентности. При характеристике сходства или различий использовали следующие показатели: средняя вирулентность популяций (Мартене, 1968); ранговый коэффициент корреляции (Пло-хинский, 1969), среднее число морф (Дмитриев, 1988) и индекс сходства популяций (Животовский, 1979). Достоверность разности средних показателей определяли по критерию Стьюдента (Плохинский,1969). Номера фенотипам вирулентности присваивали по октальной системе (Limpert, Muller, 1993).

Глава 3. СРАВНИТЕЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА БИОЛОГИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ЯНУЖНОБРОЯШШБЕСЛЫБ, ПАРАЗИТИРУЮЩЕГО НА РЖИ И ЯЧМЕНЕ

3.1. Морфолого-культуральные свойства Я. secalis 3.1.1. Рост изолятов Я. звеаШ на питательных средах Показано, что гриб характеризуется медленным темпом роста в культуре на всех испытанных средах. При выделении изолятов гриба, как из пораженных листьев ржи, так и из листьев ячменя, первые признаки роста отмечались на 12-14 сутки. Проведено сравнение влияния разных питательных сред на рост изолятов, выделенных со ржи и ячменя. Наиболее высокий темп роста гриба наблюдался на 1% агаризированных средах КСА и КСА с добавлением 0,1% дрожжевого экстракта. Показано, что скорость роста «ячменных» изолятов на некоторых средах отличается от скорости роста «ржаных». Развитие «ячменных» изолятов на среде Чапека и морковной среде идет быстрее, чем «ржаных» изолятов (табл. 1).

Таблица 1. Скорость роста изолятов Я 5веаШ на разных питательных средах, _ выделенных из пораженных листьев ржи и ячменя_

№ среды Средний диаметр изолятов (мм) на 14 сутки культивирования, выделенных из листьев Скорость роста изолятов (мм/сутки)

ржи ячменя «ржаных» «ячменных»

1. 2,7 ± 0,37 3,7 ± 0,42 0,2 ± 0,03 0,2 ± 0,06

2. 4,2 ± 0,03 6,7 ± 0,03 0,3 ± 0,00 0,5 ± 0,04

3. 10,7 ±0,11 13,3 ±0,09 0,8 ± 0,00 0,9 ± 0,08

4. 11,4 ±0,02 12,6 ±0,01 0,8 ± 0,01 0,9 ±0,01

5. 14,4 ±0,43 16,4 ± 0,34 1,0 ±0,03 1,2 ±0,03

6. 14,7 ±0,38 16,8 ± 0,08 1,0 ±0,03 1,2 ±0.32

1- голодный агар; 2- модифицированная среда Чапека; 3- морковно-сахарозный агар; 4-геркулесовая среда; 5- картофельно-сахарозный агар (КСА); 6-КСА с добавлением дрожжевого экстракта.

Моноспоровые культуры Я. $веаШ, выделенные из природных изолятов ржи и ячменя, отличались еще более медленным темпом роста. Через 30 суток после посева на КСА все моноспоровые культуры по темпу роста можно было разделить на 3 группы: медленнорастущие колонии с диаметром от 4,2 мм до 9,8 мм (составляли 7% от общего числа колоний); сред-нерастущие — с диаметром колоний от 10,2 мм до 15,4 мм (составляли 91%) и быстрорастущие - диаметр колоний варьировал от 16,0 мм до 19,7 мм (составляли 2%).

3.1.2. Влияние температуры на рост гриба Я. secalis

Показано, что «ржаные» и «ячменные» изоляты по-разному реагируют на температуру культивирования. Наиболее интенсивный рост «ржаных» изолятов наблюдали при температуре 14°-18°С (табл.2). Температурный оптимум для «ячменных» изолятов составляет 18°-20°С (Коновалова и др., 1999). Температура 20°С и выше приводила к угнетению роста «ржаных» колоний и последующей гибели гриба. В то же время, данная температура не является критической для «ячменных» изолятов.

Таблица 2. Влияние температуры на рост изолятов R. secalis, выделенных из пораженных листьев ржи_

3.1.3. Морфология колоний гриба R secalis

Все колонии R. secalis характеризовались округлой формой с ровными краями, с продольными или поперечными радиальными складками и дрожжеподобной конусообразной серединой.

Большая часть изолятов гриба развивается в виде мицелия, и лишь незначительное количество (2%) сохраняет дрожжеподобную структуру. С возрастом колонии гриба R. secalis, поражающие как ячмень, так и рожь, изменяют цвет от светлого к черному.

Между «ржаными» и «ячменными» изолятами гриба выявлены существенные отличия по окраске колоний. Среди «ячменных» изолятов R. secalis выделено 5 видов окраски, а «ржаные» изоляты разделены на 7 групп.

Изучение 5 генераций моноспоровых культур, выделенных из исходных изолятов гриба показало, что колонии в 95% случаев сохраняли свою исходную структуру и окраску. Стабильность морфотипа позволила предположить, что большинство выделенных моноспоровых культур является генетически однородными.

3.2. Изоферментные спектры гриба R. secalis

Анализ спектров шести ферментов у «ячменных» и «ржаных» изоля-тов R. secalis показал высокое разнообразие.

Наибольшая активность и вариабельность анализируемых ферментов выявлена по супероксиддисмутазе (SOD), диафаразе (DIA), а-эстеразе (а-EST) и (5-эстеразе ф-EST). Данные ферменты можно использовать для

сравнительного анализа гриба R. secalis, выделенного со ржи и ячменя.

Наличие постоянной зоны активности в спектрах SOD у всех изученных «ячменных» изолятов R. secalis позволило предположить, что она является типичной для гриба, поражающего ячмень. Данная зона отсутствует у патогена, инфицирующего рожь, поэтому фермент SOD можно использовать в качестве маркера для «ячменных» изолятов.

Показано отличие «ячменных» изолятов от «ржаных» по спектрам DIA и fi-EST. DIA у всех изученных «ячменных» изолятов представлена одной мономорфной полосой с чрезвычайно слабой активностью, «ржаные» изоляты полиморфны по изученному ферменту. По fi-EST все «ячменные» изоляты - полиморфны, а «ржаные» - мономорфны.

Наиболыпее отличия по спектрам активности среди «ржаных» и «ячменных» изолятов выявлены по

На фенограмме (рис. 1), построенной с использованием бинарной матрицы признаков по 6 изоферментам, отражено генетическое родство «ячменных» и «ржаных» изолятов.

Рис. 1. Фенограмма генетического родства изолятов К. ягеоШ, выделенных из пораженных листьев ячменя и ржи I (верхний кластер) - «ячменные» изоляты, II (нижний кластер) - «ржаные» изоляты.

N - количество изолятов

При построении фенограммы все изученные изоляты разделены на два кластера. В первый входят 47 «ячменных» изолятов, а во второй-«ржаные» (22 изолята). На основании этих данных можно сделать вывод, что изоляты со ржи и ячменя существенно различаются по изофермент-ным спектрам.

3.3. Характеристика изолятов Я. яесаНя по ДНК-маркерам

Проведенный нами сравнительный анализ «ржаных» и «ячменных» изолятов R.secalis по ДНК-маркерам с помощью RAPD-PCR по одному случайно выбранному праймеру (ОРА-01) также выявил их различие.

У «ржаных» изолятов в отличие от «ячменных» обнаружено два ДНК-полиморфизма (размеры 700 и 500 п.о.). Учитывая, что в работе был использован только один случайный праймер и недостаточное количество «ржаных» изолятов, мы можем сделать только предварительный вывод о генетическом различии этих групп изолятов (рис.2).

М 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18

Рис. 2. Спектры ДНК изолятов R.secalis, полученные методом RAPD с праймером OPA-OI Обозначения: М - маркеры молекулярных весов; дорожки с 1-7 и с 10-18 «ячменные» изоляты,

дорожки 8 и 9 «ржаные» изоляты стрелки указывают на ДНК-полиморфизмы

3.4. Специализациия R. secalis по способности паразитировать на растениях-хозяевах

Анализ патогености изолятов R. secalis, выделенных с пораженных листьев ржи и ячменя, проведенный на 10 сортах ржи, 10 сортах тритикале, различных по степени плоидности, и восприимчивом сорте ячменя -Gambrinus (CI 13533), выявил строгую специализацию патогена (табл.3).

Суспензией «ячменных» изолятов поражались только сорт ячменя Gambrinus, взятый в качестве контроля. Все проанализированные сорта ржи и тритикале проявили устойчивый тип реакции и не имели видимых

признаков поражения. Изоляты, выделенные из озимой ржи, поражали только сорта ржи. Сорт ячменя проявил себя как устойчивый к данной смеси изолятов. Сорта тритикале, несмотря на их различие по геному, то есть хромосомному составу, также были устойчивы к суспензии спор, полученной из «ржаных» изолятов.

Таблица 3. Патогенность изолятов R. secalis

№ Инокулируемые растения Реакция на заражение

смесью «ячменных» изолятов смесью «ржаных» изолятов (из России)

из Чехии из России

1-1 1-2 2-1 2-2

Сорт ячменя

1. Gambrinus S S S S R

Сорта тритикале

1. Прат 67 (4х) R R R R R

2. Прат 68 (4х) R R R R R

3. Прат 3 (8х) R R R R R

4. Прао 5/2 (8х) R R R R R

5. Прао (8х) R R R R R

6. Lasko (6х) R R R R R

7. LT363/75 (6х) R R R R R

8. KS 126 (6х) R R R R R

9. UH92/73 (6х) R R R R R

10. CZR 630 (6х) R R R R R

Сорта ржи

1. Apart (HY) R R R R S

2. Locarno (HY) R R R R S

3. Rapid (HY) R R R R S

4. Aventino R R R R S

5. Selgo R R R R S

6. Albedo R R R R S

7. Danko R R R R S

8. Matador R R R R S

9 Picasso (HY) R R R R S

10. Fernando (HY) R R R R S

Я-устойчивые, Б - чувствительные сорта;

Таким образом, сравнительный анализ изолятов Я. зееаШ, выделенных с пораженных листьев ржи и ячменя, по морфолого-культуральным признакам, изоферментным спектрам, структуре ДНК и патогенности, выявил две специализированные формы гриба, каждая из которых способна развиваться только на своем хозяине.

Глава 4. СТРУКТУРА ПОПУЛЯЦИЙ ВИтСИОБРОВтМ БЕСЛЫБ

4.1. Разнообразие популяций Я. ъееаШ по морфологии (окраске колоний)

При оценке 127 изолятов В. зееаШ, выделенных из пораженных листьев ячменя, собранных в пяти различных точках (полях) Чехии и 46 изолятов, собранных на экспериментальном поле ВИР (Россия) выявлены их отличия по морфологии (окраске колоний).

Соотношения числа и типов фенов патогена в каждой из популяций было различным. Для 85% «ячменных» изолятов ^ееаШ из популяции России характерна темная окраска колоний: черная (56%) и темно-коричневая (29%). В чешской популяции темноокрашенных изолятов было несколько меньше - 63%, из которых 44% имели черную окраску и 19% - темно-коричневую. В популяции России только 15% изолятов характеризовалось светлой окраской, из которых 5% изолятов были светло-коричневыми, 4% - розовыми и 6% желтыми. В то же время в Чешской популяции выявлено 37% изолятов со светлой окраской, из них 14% были светло-коричневыми, 12% - розовыми и 11% желтыми (рис.3).

В то же время, степень сходства популяций ( г ) по окраске «ячменных» изолятов оказалась равной 0,96, что свидетельствует о незначительных отличиях между ними. При этом, среднее число фенотипов (ц) в популяции России составляло 4,6 ± 0,12, в популяции Чехии - 3,8 ± 0,31.

Сравнение «ржаных» изолятов двух популяций выявило различия не только по типам окраски колоний, но и по ее соотношению при развитии

патогена. На 30 сутки культивирования гриба Я secalis в популяции России выявлено 7 фенотипов колоний, в популяции Чешской республики только 5. На 60 сутки культивирования патогена в популяции России встречалось 4 типа колоний, а в популяции Чехии - 5. Однако, степень сходства популяций (г) по данному признаку была достаточно высокой и составляла 0,81 (на 30-е сутки культивирования патогена) и 0,84 (на 60-е сутки культивирования патогена).

4.2. Сравнительная характеристика популяций возбудителя ринхоспориоза ячменя по признаку вирулентности

Проведен сравнительный анализ вирулентности популяций России и Чехии к сортам-дифференциаторам (табл. 4).

Таблица 4. Характеристика популяций R. secalis по вирулентности к сортам_дифференциаторам ячменя__

№ пп Сорта- дифференциаторы с известными генами устойчивости Число вирулентных изолятов в популяциях, % Fs,

Чехии России

1 Abyssinian ( Rh9, RrslAhwm,m) 64,2 ± 6,59 100,0 ±0,0 20.14

2 Atlas 46 (Rh2, Rh3) 17,0 ±5,16 43,8 ±12,40 4.42

3 Atlas (Rh2) 15,1 ±4,92 31,3 ± 11,59 1,87

4 Bey (от 1 до 3 доминантных генов) 7,6 ± 3,63 25,0 ± 10,83 2,95

5 Jet (rh5, rhó, rh7) 9,4 ± 4,02 12,5 ±8,27 0,12

6 Kitchin (Rh9) 7,6 ±3,63 0,0 ± 0,06 3,85

7 La Mesita (Rh4, RhlO) 7,6 ± 3,63 0,0 ± 0,06 3,85

8 Nigrinudum (rh8) 11,3 ±4,35 50,0 ± 12,5 9.51

9 Psaknon (от 1 до 3 доминантных генов) 9,4 ± 4,02 18,8 ±9,76 0,96

10 Kompakt (Rh3, Rh!2) 64,2 ± 6,59 68,8 ± 11,59 0,12

11 Koral (Rh2) 69,8 ±6,31 93,8 ± 6,05 5.35

12 Rapid (Rh2, Rh4) 34,0 ±6,51 25,0 ± 10,83 0,49

13 Cambrinus* (рецессивные гены) 90,6 ± 4,02 100,0 ±0,0 28.39

*Универсально восприимчивый сорт; Р > 0,05 при FSl> 4,0

Полученные данные позволили определить наиболее эффективные гены устойчивости к изученным популяциям. Так, для российской популяции в качестве источников устойчивости к R. secalis можно рассматривать сорта Kitchin (Rh9) и LaMesita (Rh4, RhlO). В то же время ген Rh9, по данным литературы, присутствует у сорта Abyssinian, который проявил восприимчивость к обеим изученным популяциям (табл. 4). По-видимому, у сорта Kitchin имеются дополнительные, не выявленные гены устойчиво-

сти. Однако по средней вирулентности между популяциями достоверных различий выявлено не было.

Выявлено высокое разнообразие популяций патогена по фенотипиче-скому составу. Среди 53 изолятов Я. зееаШ из Чехии выявлена 31 раса, среди 16 изолятов из России - 15 рас. Сравнение частоты встречаемости различных рас в популяциях показало отличия между ними.

Среди проанализированных фенотипов вирулентности (46), только три встречались в обеих популяциях, причем с низкой частотой (максимально 12,5%). Большинство фенотипов вирулентности Я. зееаШ являлись уникальными (табл.5).

Таблица 5. Наиболее распространенные фенотипы вирулентности Я зееаШ в по_пупяциях из России и Чехии_

Фенотип вирулентности Частота встречаемости основных рас в популяциях, %

России Чехии

0000 0 9,43

0002 0 3,77

0004 0 7,55

4000 6,25 0

4002 0 11,32

4006 6,25 5,66

4007 0 7,55

6003 0 3,77

6006 6,25 1,89

6023 6,25 0

6026 12,5 1,89

Всего выявлено рас 15 31

Всего изучено изолятов 16 53

Фенотипическое разнообразие было оценено с помощью критерия, предложенного А.П. Дмитриевым (1988). Для популяции России оно составило 99%, для популяции Чехии - 88%. То есть, фенотипическое разнообразие российской популяции выше, чем чешской популяции.

При попарном сравнении популяций ранговый коэффициент корреляции, оказался недостоверным в большинстве случаев (ши = 0,791 ±0,18, при ^ = 4,29). Это означает, отсутствие совпадения рангов сортов по числу вирулентных клонов к сортам-дифференциаторам в изученных популяциях.

Степень сходства популяций (г) оказалась равной 0,14, с коэффициентом идентичности (Г) 36,5 + 0,04, что также свидетельствует о существенных отличиях популяций по расовому составу.

Проведенный сравнительный анализ двух популяций показывает не только высокую гетерогенность каждой популяции по фенотипам вирулентности, но и различия в представленности фенотипов.

4.3. Изоферментные спектры изолятов Я. звеаШ, выделенных из ячменя

Изоферментный анализ популяций России и Чехии подтвердил их высокую гетерогенность.

В результате кластерного анализа среди 127 «ячменных» изолятов Я. звеаШ, собранных с пяти различных полей Чешской республики, выявлено 77 различных электрофоретических фенотипов. При этом 36 изолятов (28,13%) имели уникальные для данной популяции фенотипы.

Кластерный анализ популяции из России выявил широкий спектр генетической изменчивости изолятов Я. звеаШ, собранных на опытном поле ВИР с разных сортов ячменя. Среди 46 проанализированных изолятов выявлено 28 различных электрофоретических фенотипов, из которых 19 изолятов (67,86%) имели уникальные для данной популяции фенотипы.

Для сравнения генетической изменчивости изолятов, собранных с пяти полей Чехии использовали коэффициент генетической дифференциации (Р$Т)~ Данный коэффициент показывает степень генетического сходства и различия между популяциями. Сравнительный анализ генетического разнообразия гриба Я звеаШ в популяции Чехии выявил существенные отличия между точками сбора материала (табл. 6).

Таблица 6. Сравнение генетического разнообразия между изолятами Я. звеаШ,

собранными с пяти полей Чехии

№ поля в Чехии /^(Р = 0,05)

1 2 3 4

2 0.29 - - -

3 0.19 0.32 - -

4 0.27 0.09 0.35 -

5 0.29 0.27 0.38 0.11

Выделены значения достоверных различий между точками сбора материала.

Уровень среднего генного разнообразия популяции внутри каждого из полей Чехии и одного поля России был достаточно велик и находился в пределах от 0,93 до 1,00 (табл.7).

Таблица 7. Генное разнообразие Я звеаШ внутри каждого поля Чехии и России

Место сбора материала (№ поля) Количество изолятов Генное разнообразие Количество генотипов Среднее генное разнообразие на локус

1 27 0,94 ±0,031 16 0,35 ±0,195

2 Мала сбос 5 а растительного 1,00 ±0,127 материала: А-5 --поля 5 Чехии, 6 - поле Р 0,30 ± 0,20 оссии.

Таким образом, изоферментный анализ популяций России и Чехии, выявил высокий уровень генетического разнообразие гриба R. secalis внутри каждой популяции.

Выводы

1. Гриб R. secalis, выделенный как со ржи, так и с ячменя характеризуется медленным ростом в культуре на шести испытанных средах. Оптимальная температура для роста «ржаных» изолятов ниже чем для «ячменных» и составляет - 14°-18°С; температура 20°С и выше приводит к угнетению роста колоний «ржаных» изолятов и их последующей гибели, тогда как для «ячменных» изолятов эта температура не является критической.

2. Популяции R. secalis , собранные со ржи и ячменя, различаются по количеству морфотипов. Выявлено 7 морфотипов, 2 из которых встречаются только в популяции, собранной со ржи. Моноспоровые культуры гриба сохраняют свой морфотип в ряду последовательных генераций.

3. Установлены различия по четырем изоферментным спектрам гриба, выделенного со ржи и ячменя: супероксидцисмутазе (SOD), диафаразе (DIA), а-эстеразе (a-EST) и ß-эстеразе (J3-EST). С помощью кластерного анализа по изоферментным маркерам выявлены два неперекрывающихся кластера изолятов, преимущественно включающие изоляты с определенного растения-хозяина.

4. Перекрестное заражение ржи, ячменя и тритикале изолятами гриба, выделенными со ржи и ячменя, показало их строгую приуроченность к своим растениям- хозяевам.

5. На основании различий, выявленных у изолятов гриба, поражающих ячмень и рожь, по морфолого-культуральным признакам, изоферментным спектрам, структуре ДНК и патогенности, следует считать, что вид Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J. Davis имеет две специализированные формы, каждая из которых способна развиваться только на своем хозяине.

6. Анализ состава и структуры российской и чешской популяции Rsecalis по вирулентности к набору сортов-дифференциаторов ячменя выявил высокую гетерогенность каждой популяции по фенотипам вирулентности, большинство из которых являлись уникальными для каждой популяции. Сравниваемые популяции отличались и по числу вирулентных клонов к отдельным сортам-дифференциаторам.

7. В качестве источников устойчивости в Северо-Западном регионе РФ возможно использовать сорта ячменя Kitchin и LaMesita, к которым в популяции патогена отсутствуют вирулентные изоляты.

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

1. Наличие специализированных форм R. secalis, выделенных со ржи и ячменя, следует учитывать при чередовании культур в севообороте.

2. В качестве маркера для внутривидового анализа патогена рекомендуется использовать ферменты - супероксиддизмутазу, диафоразу и а-эстеразу.

3. В качестве источников устойчивости для использования в селекции ячменя предлагаются сорта Kitchin, LaMesita.

СПИСОК ОПУБЛИКОВАННЫХ РАБОТ

1. Лебедева Л.В. Полиморфизм популяций возбудителя ринхоспориоза ржи (Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J. Davis.) по изоферментным маркерам// Тезисы Ш съезда ВОГиС «Генетика в XXI веке: современное состояние и перспективы развития». 2004. С.209.

2. Лебедева Л.В., Дмитриев А.П. Биологические особенности изолятов гриба Rhynchosporium .secalis (Oud.) J.J. Davis. - возбудителя ринхоспориоза ржи// Микология и фитопатология. 2004. Т.38. Вып.4. С.78-83.

3. Lebedeva L. Analysis of of Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J. Davis isozymes// Thesis of the Conf.:"Sustainaible systems of cereal crop protection against fungal diseases as the way of reduction of toxin occurrence in food webs" Czech Republic. 2001. P.70.

4. Lebedeva L. Diversity of Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J. Davis, strains in morphological and cultural peculiarities// Proc. of Conf. «A Complex of Leaf Spot Diseases of Cereals and Their Effective Control». Czech Republic. 2003. P.27-32.

5. Lebedeva L., Tvaruzek L. Variability of Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J. Davis populations in morphological characteristics, isozymes and fungicide resistance markers in the Czech Republic// Czech. J. Genet. Plant Breed. 2004. V.40. P. 135.

6. Lebedeva L., Tvaruzek L. The comparison of the Russian and the Czech populations of Rhynchosporium secalis (Oud) J.J. Davis in morphological characteristics and isozymes markers// Proc. of 4th Intern. Iran & Russia Conf. "Agriculture and Natural Resources". Iran. 2004. P. 188-193.

Научное издание RIZO-печать OOO «ИННОВАЦИОННЫЙ ЦЕНТР ЗАЩИТЫ РАСТЕНИЙ» Лицензия ПЛД №69-253 Подписано к печати 3 февраля 2005 года, тираж 100 экз.

1 6 m 2005

1748

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Лебедева, Людмила Васильевна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. БИОЛОГИЯ ГРИБА RHYNCHOSPORIUM SECALIS (OUD) DA VIS

1.1.1. Систематическое положение патогена

1.1.2. Симптомы заболевания

1.1.3. Источник инфекции

1.1.4. Морфолого-культуральные свойства гриба R. secalis

1.1.5. Специализация патогена

1.2. СТРУКТУРА ПОПУЛЯЦИЙ R. SECALIS

1.2.1. Вирулентность популяций гриба R. secalis к набору сортов-дифференциаторов ячменя

1.2.2. Изоферментный анализ популяций фитопатогенных грибов

1.3. ГЕНЕТИКА УСТОЙЧИВОСТИ К РИНХОСПОРИОЗУ

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Методы выделения и культивирования Rhynchosporium secalis

2.2. Получение моноспоровых культур R. secalis

2.3. Получение инокулюма secalis

2.4. Инокуляция и оценка растений

Страницы 4

10-12 12-14 14-17 17

22-23 24

2.5. Анализ структуры популяций R. secalis по 48 вирулентности

2.6. Анализ патогенности изолятов R. secalis 48

2.7. Методы электрофореза

2.7.1. Приготовление экстракта для электрофореза 52

2.7.2. Методы выявления изоферментов 54

2.7.3. Анализ изофоретических спектров

2.7.4. Принятые сокращения

2.8. Метод RAPD-PCR

2.8.1. Получение грубых препаратов ДНК (клеточных 56-57 лизатов) гриба R. secalis

2.8.2. Условия проведения ПЦР со случайными 57-58 праймерами (RAPD анализ)

2.9. Биометрическая обработка экспериментальных 58 - 62 данных

ГЛАВА 3. СРАВНИТЕЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА БИОЛОГИЧЕСКИХ СВОЙСТВ RHYNCHOSPORIUM SECALIS, ПАРАЗИТИРУЮЩЕГО НА ЯЧМЕНЕ И РЖИ

3.1. Морфолого-культуральные свойства R.secalis

3.1.1. Рост изолятов R.secalis на питательных средах 63

3.1.2. Влияние температуры на рост гриба R.secalis 71

3.1.3. Морфология колоний гриба R.secalis 1Ъ

3.2. Изоферментные спектры гриба R.secalis 80

3.3. Характеристика изолятов R.secalis по ДНК- 90 маркерам

3.4. Специализация R. secalis по способности 91-94 паразитировать на растениях-хозяевах ОБСУЖДЕНИЕ 95

ГЛАВА 4 СТРУКТУРА ПОПУЛЯЦИЙ RHYNCHOSPORIUM SECALIS

4.1. Разнообразие популяций R. secalis по морфологии 98—101 (окраске колоний)

4.2. Сравнительная характеристика популяций 102 - 110 возбудителя ринхоспориоза ячменя по признаку вирулентности

4.3. Изоферментные спектры изолятов R.secalis, 111 — 118 выделенных из ячменя

ОБСУЖДЕНИЕ 119

ВЫВОДЫ 124

Введение Диссертация по сельскому хозяйству, на тему "Внутривидовое разнообразие фитопатогенного гриба Rhynchosporium Secalis (OUD.) J.J. Davis"

Ячмень (Hordeum vulgare L.) и рожь (Secale cereale L.) относятся к основным фуражным и продовольственным зерновым культурам не только в нашей стране, но и за ее пределами.

Посевные площади ячменя в нашей стране составляют около 12 млн.га. При этом на долю ярового ячменя приходится до 90 % всех площадей. По сравнению с ячменем, ареал возделывания ржи значительно меньше, что не снижает ее значимости как традиционно российской культуры.

К факторам, снижающим урожайность зерновых культур, то есть лимитирующим качество зерна, относятся болезни. Одной из них является окаймленная пятнистость ячменя и ржи (ринхоспориоз), вызываемая несовершенным грибом Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J. Davis.

Ринхоспориоз ржи и ячменя широко распространен в разных странах мира. Вспышки заболевания отмечают в США, Австралии, Германии, Дании, Норвегии, Финляндии, Польше, Словакии, Казахстане, Киргизии, Турции, Иране и других странах.

Потери урожая ржи и ячменя от ринхоспориоза в период эпифитотии могут достигать более 40% (McDonald et. al., 1999; Xi et. al., 2000). В последние годы отмечено несколько серьезных вспышек заболевания, особенно в северных и центральных областях Европы. В первую очередь это связано с интенсивным культивированием зерновых культур и использованием различных сортов, не приспособленных к местным популяциям патогена.

В России, наряду с возрастающей ролью окаймленной пятнистости листьев ячменя, наблюдается нарастание ринхоспориоза на ржи (Полякова, Назарова, 1994,1996; Буга и др., 1997; Санин, Макаров, 1999; Ишкова, 1997; Ишкова и др., 2004). Наибольшее распространение заболевания приходится на зоны с повышенной влажностью воздуха и низкими температурами. Так в 2001 году, в Северо-Западном регионе России развитие болезни на отдельных восприимчивых сортах достигало 80% (Ишкова, 2002).

Несмотря на то, что в настоящее время активно ведутся исследования по изучению структуры популяций патогена, вызывающего пятнистость ячменя и поиску новых источников устойчивости, данные по биологии гриба, поражающего рожь, специализации к растению-хозяину и уровню популяционного разнообразия встречаются редко. Имеющиеся в литературе сведения о специализации патогена на ржи и ячмене противоречивы и не позволяют сделать однозначных выводов о передаче инфекции с одной культуры на другую.

Изучение особенностей биологии гриба, таких как скорость роста, предпочтительные среды культивирования и т.п., могут дать сведения, необходимые для составления коллекции инокулюмов для отбора устойчивых форм, режимов заражения растений.

Не менее важным для разработки мер защиты растений являются данные об уровне популяционного разнообразия гриба, позволяющие прогнозировать скорость адаптации патогена к новым устойчивым сортам. Исследованию вышеперечисленных проблем и посвящена настоящая работа.

Цель и задачи исследований. Цель работы - выявить специализацию ко ржи и ячменю и уровнь популяционного разнообразия гриба Rhynchosporium secalis (Oud.) Davis. Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1. Изучить морфолого-культуральные и физиологические свойства изолятов гриба, выделенных из популяций патогена, поражающих рожь и ячмень.

2. Определить патогенность изолятов гриба R. secalis к ячменю и ржи.

3. Выявить вирулентность изолятов гриба к стандартному набору сортов-дифференциаторов ячменя разного географического происхождения.

4. Оценить популяционное разнообразие R. secalis с использованием морфологических, изоферментных и ДНК-маркеров.

Научная новизна исследований. Впервые проведен комплексный сравнительный анализ изолятов гриба R. secalis, выделенных со ржи и ячменя по морфолого-культуральным и физиологическим признакам, изоферментному составу, ДНК-маркерам, степени патогенности к разным растениям-хозяевам. Доказано наличие двух специализированных форм патогена. Впервые в России выявлен состав популяций возбудителя ринхоспориоза ячменя по вирулентности и источники устойчивости к болезни.

Практическая значимость работы.

• Данные о внутривидовой структуре R. secalis, знание круга растений-хозяев могут быть использованы в планировании севооборота ржи и ячменя.

• Изоферментные спектры по супероксиддизмутазе, диафоразе, а-эстеразе и Р-эстеразе могут быть использованы в качестве маркеров специализированных форм гриба.

• Выявленные образцы с высокой устойчивостью к заболеванию, могут быть рекомендованы в качестве источников устойчивости при селекции новых сортов.

Апробация работы и публикации результатов исследования. Результаты работы были представлены на: совещании по иммунитету (Санкт-Петербург, 2004), Ш съезде ВОГиС «Генетика в XXI веке: современное состояние и перспективы развития» (Москва, 2004); международных конференциях "Sustainaible Systems of Cereal Crop Protection against Fungal Diseases as the Way of Reduction of Toxin Occurrence in Food Webs" (Чешская республика, 2001), "A Complex of Leaf Spot Diseases of Cereals and Their Effective Соп1гоГ'(Чешская республика,

2003), 9lh International Barley Genetics Symposium (Чешская республика,

2004) 4th International Iran & Russia Conference "Agriculture and Natural Resources" (Иран, 2004).

Материалы исследований опубликованы в 6 печатных работах. Структура и объем работы. Диссертационная работа изложена на 142 страницах машинописного текста и состоит из введения, четырех глав, выводов и списка литературы. Работа иллюстрирована 23 таблицами, 18 рисунками и 6 фотографиями. Библиография включает 158 источников, из них 120 на иностранном языке.

Заключение Диссертация по теме "Защита растений", Лебедева, Людмила Васильевна

ВЫВОДЫ

1. Гриб R. secalis, выделенный как со ржи, так и с ячменя характеризуется медленным ростом в культуре на шести испытанных средах. Оптимальная температура для роста «ржаных» изолятов ниже чем для «ячменных» и составляет - 14°-18°С; температура 20°С и выше приводит к угнетению роста колоний «ржаных» изолятов и их последующей гибели, тогда как для «ячменных» изолятов эта температура не является критической.

2. Популяции R. secalis , собранные со ржи и ячменя, различаются по количеству морфотипов. Выявлено 7 морфотипов, 2 из которых встречаются только в популяции, собранной со ржи. Моноспоровые культуры гриба сохраняют свой морфотип в ряду последовательных генераций.

3. Установлены различия по четырем изоферментным спектрам гриба, выделенного со ржи и ячменя: супероксиддисмутазе (SOD), диафаразе (D1A), а-эстеразе (a-EST) и Р-эстеразе (fi-EST). С помощью кластерного анализа по изоферментным маркерам выявлены два неперекрывающихся кластера изолятов, преимущественно включающие изоляты с определенного растения-хозяина.

4. Перекрестное заражение ржи, ячменя и тритикале изолятами гриба, выделенными со ржи и ячменя, показало их строгую приуроченность к своим растениям- хозяевам.

5. На основании различий, выявленных у изолятов гриба, поражающих ячмень и рожь, по морфолого-культуральным признакам, изоферментным спектрам, структуре ДНК и патогенности, следует считать, что вид Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J. Davis имеет две специализированные формы, каждая из которых способна развиваться только на своем хозяине.

6. Анализ состава и структуры российской и чешской популяции R.secalis по вирулентности к набору сортов-дифференциаторов ячменя выявил высокую гетерогенность каждой популяции по фенотипам вирулентности, большинство из которых являлись уникальными для каждой популяции. Сравниваемые популяции отличались и по числу вирулентных клонов к отдельным сортам-дифференциаторам.

7. В качестве источников устойчивости в Северо-Западном регионе РФ возможно использовать сорта ячменя Kitchin и LaMesita, к которым в популяции патогена отсутствуют вирулентные изоляты.

Библиография Диссертация по сельскому хозяйству, кандидата биологических наук, Лебедева, Людмила Васильевна, Санкт-Петербург-Пушкин

1. Афанасенко О.С. Методы анализа популяций возбудителей пятнистостей листьев ячменя // Метод, рекоменд. по защите растений. СПб. 1998. С.127-134.

2. Буга С.Ф., Ушкевич JI.A., Боярчук В.Е., Радына А.А. Вредоносность ринхоспориоза озимой ржи // Актуальные проблемы фитовирусологии и защиты растений. 1997. С. 57-58.

3. Булат С.А., Мироненко Н.В. Идентификация грибов и анализ их генетической изменчивости методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) с геноспецифичными и неспецифичными праймерами// Генетика. 1996.Т.32, №2. С.165-183.

4. Бутрымович Я.Э. Биология возбудителя ринхоспориоза ячменя и ржи и приемы ограничения развития некоторых пятнистостей при интенсивном возделывании// Дис.насоиск. уч.ст. к.б.н. JL, 1990. 185с.

5. Бутрымович Я.Э. Методы выделения, культивирования и изучения патогенности возбудителя ринхоспориоза зерновых// Зашита растений в условиях интенсификации сельскохозяйственного производства. JT., 1989. С.73-78.

6. Дарага А.В., Терехова В.А., Дьяков Ю.Т., Джавахия В.Г. Изменчивость фитопатогенного гриба Pyricularia oryzae Cav. Сравнительное изучение нестабильности моноконидиальных изолятов// Биол. науки. 1985. №5. С.84-89.

7. Дарага А.В., Галимова Е.М., Терехова В.А., Дьяков Ю.Т. Исследование биохимического полиморфизма природных изолятов Pyricularia oryzae Cav Л Микол. и фитопатол. 1988. Т. 22, вып.1. С.327-334.

8. Дмитриев А.П. Формирование разнообразия популяций в системе паразит-хозяин// В кн.: Изучение грибов в биогеоценозах. Свердловск. 1988.87 с.

9. Дьяков Ю.Т., Пантелеймонова Т.И., Московкин Л.И. Использование метода электрофореза белков для исследований по таксономии и изменчивости грибов// Итоги науки и техники. Ботаника. 1980.ТЗ. С. 106-149.

10. Ю.Дьяков Ю.Т. Популяционная биология фитопатогенных грибов. М., 1998.382 с.11 .Животовский Л.А. Значение сходства популяций по полиморфным признакам // Общая биология. 1979. Т. 4. С. 587-602.

11. Ишкова Т.И. Вредоносность ринхоспориоза ячменя и ржи и влияние факторов погоды на динамику болезни// Экологические аспекты вредоносносности болезней зерновых культур. Л. 1997. С.52-57.

12. Ишкова Т.И., Берестецкая Л.И., Гасич Е.Л., Левитин М.М., Власов Д.Ю. Диагностика основных грибных болезней хлебных здаков. СПб. 2002. 76 с.

13. Ишкова Т.И., Гультяева Е.И., Левитин М.М. Грибные болезни зерновых культур на Северо-Западе России// Защита и карантин растений. 2004. №12. С. 15-18.

14. Коновалова Г.С., Стефанов С.Ю., Афанасенко О.С. Морфолого-культуральные и физиологические особенности гриба Rhynchosporium secalis (Oud.) Davis// Микол. и фитопатол. 1999. Т.33, вып. 6. С.426-431.

15. Корочкин Л.И., Серов О.Л., Пудовкин А.И., Манченко Г.П. Генетика изоферментов. М.: Наука, 1977. 278 с.

16. Котова В.В., Бутрымович Я. Ринхоспориоз зерновых особенности развития, меры борьбы// Защита зерновых культур от болезней в современном земледелии. С-Пб. 1995. С.52-58.

17. Левитин М.М., Петрова А.Н., Афанасенко О.С. Сравнительное изучение популяций Bipolaris sorokiniana (Sacc.)Shoem. По вирулентности// Микол. и фитопатол. 1985. Т 19, вып.2. С. 154-158.

18. Левитин М.М. Генетические основы изменчивости фитопатогенных грибов. Л.: Агропромиздат, 1986. 208 с.

19. Левитин М.М., Гагкаева Т.Ю. Сравнительный анализ популяций Fusarium graminearum, выделенных с разных органов озимой пшеницы//Микол. и фитопатол. 1991. Т.25, вып.1. С. 73-79.

20. Маурер Г. Диск-электрофорез. Теория и практика электрофореза в полиакриламидном геле. М.: Мир, 1971. 247 с.

21. Мироненко Н.В. Современные достижения в изучении генетической структуры популяций фитопатогенных грибов// Успехи современной биологии. 2004. Т. 124, №3. С. 234-245.

22. Михайлова Л.А., Гультяева Е.И., Мироненко Н.В. Методы исследования структуры популяций возбудителя бурой ржавчины пшеницы Puccinia recondita rob.ex desm.f.sp.tritici// Метод, рекоменд. по защите растений. СПб. 1998. С. 105-126.

23. Михайлова Л.А., Пригоровская Т.И. желтая пятнистость листьев пшеницы Pyrenophora tritici-repentis!! Микол. и фитопатол. 2000. Т.34, вып.1. С. 7-16.

24. Можина И.А., Терехова В.А., Дьяков Ю.Т. Сравнительное изучение популяций Thielaviopsis basicola (erk. et Br.) Ferraris. 3. Электрофоретические спектры белковых систем// Микол. и фитопатол. 1986. Т.20, вып.1. С. 271-276.

25. Мюллер Э., Леффлер В. Микология. М.: Мир, 1995. 343 с.

26. Назарова Л.Н., Девяткина Г.А., Полякова Т.М., Жохова Т.П. Метод получения инокулюма Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis для создания искусственного инфекционного фона// Микол. и фитопатол. 1998. Т.32, вып.6. С.83-88.

27. Назарова JI.H. Полякова Т.М. Защита озимой ржи от ринхоспориоза// Защита и карантин растений. 1996. №6. С.20-21.

28. Назарова JI.H., Фоченкова Т.В., Корнева JI.H. Болезни озимой ржи// Защита растений. 1992. №5. С.52-53.

29. ЗО.Остерман JI.A. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот: электрофорез и центрифугирование. М.: Наука, 1981. 286 с.

30. Плохинский Н.А. Биометрия. М., 1969. 113с.

31. Пересыпкин В.Ф., Драпатый Н.А. Устойчивость ячменя к ринхоспориозу// Докл. Всесоюз. акад. с.-х. наук. 1978, №3. С. 7-9.

32. Пересыпкин В.Ф., Драпатый Н.А. Распространение и вредоносность ринхоспориоза ячменя//Микол. и фитопатол. 1978. Т.12. вып.4, С.314-320.

33. Санин С.С., Макаров А.А. Биологические, агроэкологические и экономические аспекты фитосанитарного мониторинга// Вестник защиты растений. 1999. № 1. С.62-66.

34. Санин С.С., Назарова JI.H., Соколова Е.А., Ибрагимов Т.З. Здоровье зернового поля// Защита растений. 1999, №2, с.28-31.

35. Санин С.С., Черкашин В.И., Назарова JI.H., Соколова Е.А. Фитосанитарная экспертиза зерновых культур. М.: Росинфорагротех, 2002. 140 с.

36. Супрун JI.M., Рыбакова И.Н., Терехова В.А., Дьяков Ю.Т. Изучение популяций возбудителя фитофтороза картофеля с помощью биохимических маркеров// Докл. BACXHJT. 1986. №1. С. 16-19.

37. Яблоков А.В. Популяционная биология. М.:, Наука, 1987. 303 с.

38. Abbot D.C., Brown A.H.D., Burdon J.J. Genes for scald resistance from wild barley barley (Hordeum vulgare ssp.spontaneum) and their linkage to isozyme markers// Euphytica. 1992. Vol.61. P.225-231.

39. Afanasenko О. Investigations on populations of Pyrenophora teres Uteres, the cause of net blotch of barley// J.Russ. Phytopathol.Soc. 2001. Vol.2. P.9-18.

40. AH S.M., Mayfield A.H., Clare B.G. Pathogenicity of 203 isolates of Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis on 21 barley cultivars// Physiol. Plant Pathol. 1976. Vol.9. P. 135-143.

41. AH S.M., Boyd W.J.R. Host range and physiologic specialization in Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis// Aust. J.Agric. Res. 1973. Vol.25. P.21-31.

42. Ayesu-Offei E.N., Carter M.V. Epidemiology of leaf scald of barley// Austral.J.Agric.Resear. 1971. Vol.22. P.283-290.

43. Baker R.J., barter E.N. The inheritance of scald resistance in barley// Can.J.Genet.Cytol. 1963. Vol.5. P. 445-449.

44. Bartels F. Studien uber Marssonina graminicola// Forschungen auf dem Gebiet der Pflanzenkrankheiten. 1928. Berlin. P.73 -114.

45. Beauchaump C., Fridovich J. Superoxide dismutase improved assays and an assay applicable to acrilamide gels// Anal. Biochem. 1971. Vol.44. P. 276-287.

46. Bonde M. R., Peterson G.L., Emmett R.W., Menge J.A. Isozyme comparisons of Septoria isolates associated with citrus in Australia and United States// Phytopathology. 1991. Vol.81, №5. p.517-521.

47. Bouajila A., Yahyaoui A., Ibiyemi A., Haouas S., Rezgui S., Fakhfakh M.,

48. Harzallah H. Geographic distribution of Rhynchosporium secalisthpopulations in Tunisia//9 Intern. Barley Genet. Sympos. Czech. J. Genet. Plant Breed. 2004. V.40. P.128.

49. Brown A.H.D. Genetic variation in natural populations of wild barley// Genetica. 1978. Vol.49. P. 97-108.

50. Brown J.S. Pathogenic variation among isolates of Rhynchosporium secalis from cultivated barley growing in Victoria, Australia// Euphytica. 1985. Vol.34. P. 129-133.

51. Brown J.S. Pathogenic variation among isolates of Rhynchosporium secalis from barley grass growing in South Eastern Australia// Euphytica. 1990. Vol.50. P.81-89.

52. Burdon J., Abbott D., Brown A., Brown J. Genetic structure of the scald pathogen (Rhynchosporium secalis) (Oud.) J J.Davis in south east Australia: Implications for control strategies// Aust. J. Agric. Res. 1994. Vol. 45 P.1445-1454.

53. Burdon J.J., Luig N.H., Marshall D.R. Isozyme uniformity and virulence variation in Puccinia graminis f.sp.tritici and P.recondila f.sp.triticill Australia. Austral.J.Biol.Sci. 1983. Vol.36. P. 403-410.

54. Burdon J.J., Roelfs A.P. Isozyme and virulence variation in asexually reproduction populations of Puccinia graminis and P.recondita on wheat// Phytopathology. 1985. 75. 665-670.

55. Caldwell R.M. Rhynchosporium scald of barley, rye, and other grasses// Agric. Res. 1937. Vol.55, № 3. P.175 -198.

56. Ceoloni L. Race differentiation and search for sources of resistance to Rhynchosporium secalis in barley in Italy// Euphytica. 1980. Vol.29. P.547-553.

57. Cselenyi L., Friedt W. Differential reaction of barley genotypes to Rhynchosporium secalis// Phytopathology. 1998. Vol.146, №5-6. P.267-272.

58. Cselenyi L., Friedt W., Ordon F. Inheritance of resistance to Rhynchosporium secalis in spring barley//Plant.Breed. 1998. Vol.117, №1. P.23-26.

59. Coja M. A study of the barley parasite Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis in Serbia and the development of sources of resistance// Rev.of Res. Work at the Faculty of Agriculture. 1998. Belgrade. Vol. 43, № 1. P.25-39.

60. Cromey M.G. Pathogenic variation in Rhynchosporium secalis on barley in New Zealand// NZI Agric.Res. 1987. Vol.30. P.95-99.

61. Cromey M.G. Integrated management of scald in New Zealand barley crops// Proceed.of the second Int. workshop on barley leaf blight. 2002. ICARDA. P. 120-126.

62. Crow J.F. Basic concepts in population/ Quantitative and evolutionary genetics// New York. 1986.

63. De Wit P.J.G.M. Molecular characterization of gene-for-gene systems in plant-fungus interactions and the application of avirulence genes in control of plant pathogens// Annu. Rev. Phytopathol. 1992. V.30. P.391-418.

64. Dyck P.L., Shaller C.W. Inheritance of resistance in barley to several physiologic races of the scald fungus// Can.J. Cenet.Cytol. 1961. Vol.3. P.153-164

65. Excoffier L., Smouse P. E., Quattro J. M. Analysis of molecular variance inferred from metric distances among DNA haplotypes: application to human mitochondrial DNA restriction sites// Genetics. 1992. Vol.131. P.479-491.

66. Felsenstein J. 'PHYLIP' phylogeny inference package version 3.2.// Cladistics. 1989. Vol.5. P.164-166.

67. Gagkaeva T.Yu., Yli-Mattila T. Genetic diversity of Fusarium in Europe and Asia//Europ.J.Plant Pathology. 2004. Vol.110. P.551-562.

68. Garvin D.F., Brown A.H.D., Burdon J.J. Inheritance and chromosome locations of scald-resistance genes derived from Iranian and Turkish wild barleys// Theor.Appl.Genet. 1997. Vol. 94. P.1086-1091.

69. Genger R.K., Brown A.H.D., Burdon J.J. Molecular markers for wild barley derived scald resistance genes// Proceed. 8th Intern.Barley Genetic Sympos.Australia. 2000. Vol.2. P. 117-119.

70. Goodwin S.B, Allard R.W., Webster R.K. A nomenclature for Rhynchosporium secalis pathotypes// Phytopathology. 1990. Vol.80, №12. P.1330-1336

71. Goodwin S.B, Allard R.W., Hardy S. A., Webster R.K. Hierarchical structure of pathogenic variation among Rhynchosporium secalis(Oud.) J.J.Davis populations in Idaho and Oregon// Can. J. Bot. 1992. Vol.70. P. 811-817.

72. Goodwin S. B, Saghai-Maroof M. A., Allard R. W., Webster R. V. Isozyme and restriction fragment length polymorphisms in Rhynchosporium secalis// Phytopathology. 1986. V. 76. P. 1102.

73. Goodwin S.B., Webster R.K., Allard R.W. Evidence for mutation and migration as sursec of genetic variation in populations of Rhynchosporium secalis!I Genetics. 1994. Vol. 84, №10. P.1047-1053.

74. Graner A., Tekauz A. RFLP mapping in barley of a dominant gene conferring resistance to scald (Rhynchosporium secalis)// Theor. Appl. Genet. 1996. Vol.93. P.421-425.

75. Granner0d S. Maroy A.G., MacKey J., Tekauz A., Penner G.A., Bjornstad A. Genetic analysis of resistance to barley scald (Rhynchosporium secalis) in the Ethiopian line "Abyssinian" (CI668)// Euphytica. 2002. Vol.126. P.235-250

76. Habgood R.M., Hayes J.D. The inheritance of resistance to Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis in barley// Heredity. 1971. Vol.27. P.25-37.

77. Hawksworth D.L., Kirk P.M., Sutton B.C., Pegler D.N. Ainsworth and Bisby's Dictionary of the fungi. 8th edit. CAB International, 1995. 616 p.

78. Hansen L.R., Magnus H.A. Virulence spectrum of Rhynchosporium secalis in Norway and sources of resistance in barley// Phytopathology. 1973. Vol.76. P.303-313.

79. Heidel W. Effective Bekaumpfung von Fub und Blattkrankheiten im Winterroggen// Mitt.Biol.Bundesang Land- und Forstwitt. 1990. №266, S.157.

80. Houston B.R., Ashworth L.J. Newly determined races of the barley scald fungus in California//Phytopathology. 1957. Vol.47. P.525.

81. Jackson L.F., Webster R.K. Race differentiation, distribution and frequency of Rhynchosporium secalis in California// Phytopathology. 1976. Vol.66. P.719-725.

82. Jackson L.F., Kahler A.L., Webster R.K., Allard R.W. Conservation of scald resistance in barley composite cross populations// Phytopathology. 1978. Vol.68. P.645-650.

83. Jackson L.F., Webster R.K., Allard R.W., Kahler A.L. Genetic analysis of changes in scald resistance in barley composite cross// Phytopathology. 1982. Vol.72. P.1069-1072.

84. Jarosz A.M., Burdon J.J. Resistance to barley scald {Rhynchosporium secalis) in wild barley grass {Hordeum glaucum and Hordeum leporinum) populations in south-eastern Australia// Austr.J.Agric.Res.1996. Vol.47. P.413-425.

85. Jorgensen H.J., Smedegaard-Petersen V. Pathogenic variation of Rhynchosporium secalis in Denmark and sources of resistance in barley// Plant Disease. 1995. Vol.79. P.297-301.

86. Kajiwara Т., Iwata Y. Studies on the strains of barley scald fungus, Rhynchosporium secalis// Bull.Nat.Inst.Agr.Sc. Toyoko Series. 1963. Vol.15. P. 1-73.

87. Kay J.G., Owen H. Host range of Rhynchosporium secalis (Oud.) J J.Davis// Trans.Brit.Mycol.Soc. 1973. Vol.60, №3. p.413-422.

88. Khan T.N. Host specialization by Western Australian isolates causing net blotch symptoms on Hordeum// Trans. Br. Mycol. Soc. 1973. V.61. № 1. P. 215-220.

89. Kurowski T. Rhynchosporiosa zbor I traw// Postepy Nauk rein. 1984. Vol.31, №4. S.69-79.

90. Kurowski Т., Wojciehowska K. Rhynchosporiosa zyta w Wogewodski Olsztynskim//Akad.tech. pol. 1990. №28. P. 59-61.

91. Kurzeja K.C., Garber E.D. A genetic study of electrophoretically variant extracellular amylolytic enzymes of wide-type strains of Aspergillus «/^/te//Can.J.Genet. and Cytol. 1973. Vol.15. P.275-287.

92. Laday M., Bagi F., Mesterhazy A., Szersi A. Isozyme evidence for two groups of Fusarium graminearum// Mycol. Res. 2000. Vol.104. P.788-793.

93. Linde C., Zala M., Ceccarelli S., McDonald B.A. Further evidence for sexual reproduction in Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis based on distribution and frequency of mating-type alleles// Fungal Genet. Biol. 2003.Vol. 40. P23-30.

94. Lee H.K., Tewari J.P., Turkington Т.К. Symptomless infection of barley seeds by Rhynchosporium secalis!I Can. J. Plant Pathology. 2001. Vol.23. P.315-317.

95. Lee H.K., Tewari J.P., Turkington Т.К. Quantification of seedborn infection by Rhynchosporium secalis in barley using competitive PCR// Plant Pathology. 2002. Vol.51, №2. P.217-221.

96. Leuchtmann A., Petrini O., Sauels G.J. Isozyme subgroups in Trichoderma section Longibrachiatumll Mycology. 1996. Vol.88, №3. P.384-394.

97. Martens J.W. Stem rust of oats in Canada in 1967// Canad.Plant.Dis.Sur. 1968. Vol.48. P.17-19.

98. Mathre D.E. Compendium of barley diseases// 2nd Edition. APS Press, USA. 1997. 90 p.

99. Mazars C., Lafitte C., Marquet P.Y., Rossingnol M., Auriol P. Elicitor-like activity of the toxic glycoprotein isolated from Rhynchosporium secalis (Oud.) Davis culture filtrates// Plant Sci. 1990. Vol.69. P. 11-17.

100. McDermott J.M., McDonald B.A., Allard R.W., Webster R.K. genetic variability for pathogenicity, isozyme, ribosomal DNA and colony color variants in populations of Rhynchosporium secalis!I Genetics. 1989. Vol. 122. P.561-565.

101. McDonald B.A. The population genetics of fungi: tools and techniques// Phytopathology. 1997. Vol.87. P.448-453.

102. McDonald B.A., McDermott J.M., Allard R.W., Webster R.K. Coevolution of host and pathogen populations in the Hordeum vulgare-Rhynchosporium secalis pathosystem// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. P. 3924-3927.

103. McDonald B. A., Martinez J. P. Restriction fragment length polymorphisms in Septoria tritici occur at a high frequency// Curr. Genet. 1990. Vol. 17. P. 133-138.

104. McDonald B.A., Rettway R.E., Chen R.S., Boeger J.M., Martinez J.P. The population genetics of Septoria tritici (teleomorph Mycosphaerella graminicola)!! Can.J.Bot. 1995. Vo.73. P.292-301.

105. McDonald В., Zhan J., Burdon J. Genetic structure of Rhynchosporium secalis in Australia// Phytopath. Ecol. and Popul. Biol. 1999. Vol. 89, №8. P.639-645.

106. McDonald В., Linde C. The population genetics of plant pathogens and breeding strategies for durable resistance// Euphytica. 2002. Vol.124. P.163-180.

107. McDonald В., Linde C. Optimizing breeding strategies based on the evolutionary potential of barley pathogens// 9th Intern. Barley Genet. Sympos. Czech. J. Genet. Plant Breed. 2004. Vol.40. P.119.

108. Nei M. Analysis of gene diversity in subdivided populations// Proc.Natl.Acad.Sci. USA. 1973. Vol.70. P.3321-3323.

109. Newman P.L. Variation amongst isozymes of Rhynchosporium secalis!I Plant Pathol. 1985. Vol.34. P.329-337.

110. Newman P.L., Owen H. Evidence of asexual recombination in Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis!I Plant Pathology. 1985. Vol.34. P.338-340.

111. Newton A.C., Caten C.E., Johnson R. Variation for isozymes and double-stranded RNA among isolates of Puccinia striiformis and two other cereal rusts // Plant Pathology. 1985. Vol.34. P.235-247.

112. Newton A.C. Somatic recombination in Rhynchosporium secalis!7 Plant Pathology. 1989. Vol.38. P.71-74.

113. Patil V., Bjornstad A., MacKey J. Molecular mapping a new gene Rrs4 СШ549 for resistance to barley scald (Rhynchosporium secalis)!/ Mol. Breed.2003. Vol.12. P. 169-183.

114. Penner G.A., Tekauz A., Reimer E., Scoles G.J., Rossnagel B.G. Eckstein P.E., Legge W.G., Burnett P.A., Ferguson Т., Helm J.F. The genetic basis of scald resistance in western Canadian barley cultivars// Euphytica. 1996. Vol.92. P.367-374.

115. Pinnschmidt H.O., Rasmussen M. International ring test for resistance to scald in spring barley// Proc.of the second Int. workshop on barley leaf blight. 2002. ICARDA. P. 285-297.

116. Polley R.W. Barley leaf blotch epidemics in relation to weather conditions with observation on overwintering of the disease on barley debris// Plant Pathology. 1971 .Vol.20. P. 184-190.

117. Robbertse В., Lennox C.L., van Jaarsveld A.B. Crous P.W., van der Rijst M. Pathogenicity of the Rhynchosporium secalis (Oud.) J J.Davis population in the Western Cape province of South Africa// Euphytica. 2000. Vol.115. P.75-82.

118. Robinson J., Lindqvist H., Jalli M. Genes for resistance in barley to Finnish isolates of Rhynchosporium secalis// Euphytica. 1996. Vol.92. P.295-300.

119. Sako N., Stachmann M. Multiple molecular forms of enzymes in barley leaves infected with Etysiphe grminis sp. hordeill Physiol. Plant Pathology. 1972. Vol.2. P.217-226.

120. Salamati S., Magnus H.A. Leaf blotch severrity on spring barley infected by isolates of Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis under different temperature and humidity regimes// Plant Pathology. 1997. Vol.46, №6. P. 939-945.

121. Salamati S., Tronsmo A.M. Pathogenicity of Rhynchosporium secalis isolates from Norway on 30 cultivars of barley// Plant Pathology. 1997. Vol.46, №6. P.416-424.

122. Salamati S., Zhan J., Burdon J.J., McDonald B.A. The genetic structure of field populations of Rhynchosporium secalis from three continents suggests moderate gene flow and regular recombination// Phytopathology. 2000. Vol.90, №8. P.901-908.

123. Sarsola J.A., Campi M.D. Reaccion de algunas cebadas con respecto a Rhynchosporium secalis en Argentina// Rev.Invest.Agric., 1947. Vol.1. P.243-260.

124. Schein R.D. Pathogenic specialization in Rhynchosporium secalis И

125. Schweizer G.F., Baumer M., Daniel G., Rugel H., Roder M.S. RFLP markers linked to scald (Rhynchosporium secalis) resistance gene Rh2 in barley//Theor.Appl.Genet. 1995. Vol.90. P.901-908.

126. Schweizer G. Herz M., Mikolajewski S., Brenner M., Hartl L., Baumer M. Genetic mapping of a novel scald resistance gene Rrsl5 Ci8288 in barley// Proc. of the 9th Inter. Barley Genet.Sympos. 2004. Czech Rep. P.258-265.

127. Shipton W.A., Boyd W.J., Ali S.M. Scald of barley// Rev.Plant Pathology. 1974. Vol.53. P.840-861.

128. Simcox K.D., Nickrent D., Pedersen W.L. Comparison of isozyme polymorphism in races of Cochliobolus carbonumll Phytopathology. 1992. Vol.82, №6. P.621-624.

129. Skoropad W.P, Grinchenko A.H. A new spore form in Rhynchosporium secalis// Phytopathology. 1957. Vol.47, №10. P.628-629.

130. Skoropad W.P. Barley scalds in the prairie provinces of Canada// Commonw.Phytop.News. 1960. Vol.6. P.25-27.

131. Skoropad W.P. Effect of alternate wetting and drying on sporulation and survival of Rhynchosporium secali(Oud.) J.J.Davis!/ Phytopathology. 1962. Vol.52. P.752.

132. Speith P.T. Population genetics of allozyme variation in Neurospora intermedia// Genetics.1975.Vol.80. P.785-805.

133. Spielman L.J. Isozymes and the population genetics of Phytophthora infestans// Phytophthora. Cambrige Univ.Press. 1991. P. 231-241.

134. Stedman O. J. Observation on the production and dispersal of spores, and infection by Rhynchosporium secalis// Ann.Appl.Biol. 1980. Vol.95. P. 163175.

135. Szersi A., Szentkiralyi F., Koves-Pechy Ch. Comparison of esterase patterns of Fusarium culmorum and Fusarium graminearum// Acta Phytopathologica. 1976. Vol.11. P. 183-203.

136. Tekauz A. Pathogenic variation in Rhynchosporium secalis on barley in Canada// Can.J.Plant Pathoogyl. 1991. Vol.13. P.298-304.

137. Tewari J.P., Briggs K.G., Burnett P.A. Cation sequestration by Rhynchosporium secalis on barley// Can.J. Plant Pathology. 1995. Vol.17. P.291-292.

138. Turkington Т.К., Xi K., Tewari J.P., Tekauz A., Glayton G.W., Kutcher H.R., Bailey K., Harker K.N., Hartman M. Management of barley leagdiseases in Western Canada// Proceed.of the second Int.workshop on barley leaf blight. 2002. ICARDA. P.67-87.

139. Vanco В., Janosova M., Palkova M. The reaction of barley genotypes to isolates Rhynchosporium secalis (Oud.) Day Л Phytopathology. 1999. Vol. 29. P.53-56.

140. Wallwork H., Scott L., Davies P., Williams K, Cheong J. The use differential isolates of Rhynchosporium secalis to determine resistance to scald in barley// Proceed.of the second Int.workshop on barley leaf blight. 2002. ICARDA. Syria. P.311-318.

141. Wheeling P. Genetishe analyse und chromosomale lokalisation von isoenzymloci beim roggen//Dissertation. Hannover, 1986. 223 s.

142. Werres G., Hindorf H. Evalution of system for optimizing fungicide application to control R. secalis on winter rye// Bull. OEPP.1993. Bd 23, №4. S.565-576.

143. Williams K., Genger R., Brown Т., Wallwork H. Determining the genetics of leaf scald and spot form of net blotch resistance using molecular markers// Proceed.of the second Int.workshop on barley leaf blight. 2002. ICARDA. P.195-199.

144. Williams R.J., Owen H. Physiologic races of Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis on barley in Britain// Trans. Br. Mycol. Soc. 1973. Vol.60. P.223-234.

145. Wos H. Occurrence and cross pathogenicity of Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis in triticale, barley and rye// Bull. OEPP. 1999. Bd.29, S.231-242.

146. Xi K., Burnett P.A., Tewari J.P., Chen M.H., Turkington Т.К., Helm J.H. Histopathological study of barley cultivars resistant and susceptible to Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis II Phytopathology. 2000. Vol.90, №1. P.94-102.

147. Xue G., Hall R. Components of parasitic fitness in Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis and quantitative resistance to scald in barley as determined with a done inoculation chamber// Can.J.Plant Pathology.1991. Vol.13. P. 19-25.

148. Xue A.G., Burnett P.A. Helm J., Rossnagel B.G. Variation in seedling and adult-plant resistance to Rhynchosporium secalis in barley// Can.J.Plant Pathology. 1995. Vol.17. P.46-48.

149. Zhang Q.R.K., Webster B.A., Allard R.W. Geographical distribution and associations between resistance to four races of Rhynchosporium secalisH Phytopathology. 1987. Vol.77. P.352-357.

150. Zhang Q.R.K., Webster B.A., Crandall L.F., Jackson L.F., Saghai-Maroof M.A. Race composition and pathogenicity associations of Rhynchosporium secalis (Oud.) J.J.Davis in California// Phytopathology. 1992. Vol.82. P.798-803.