Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Влияние типа экспланта и селективного агента на морфогенез и эффективность агробактериальной трансформации гвоздики ремонтантной (Dianthus caryophyllus L. )

ВАК РФ 03.00.23, Биотехнология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Мирошниченко, Дмитрий Николаевич

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Методы переноса генов в растительный геном

1.1.1 Трансформация растений посредством Agrobacterium tumefaciens

1.1.2. Баллистический метод переноса генов

1.3. Значение селективных маркеров для успешной трансформации растений

1.4. Морфогенез в культуре in vitro

1.5. Регенерация адвентивных побегов из различных эксплантов гвоздики ремонтантной.

1.6. Трансформация гвоздики ре\юнтай тУгой

1.7 Применение методов генной инженерии для улучшения сортов цветочных культур

1.7.1. Изменение окраски цветов

1.7.2. Увеличение продолжительности жизни срезанных цветов

1.7.3. Устойчивость к вредителям и болезням 1.8. Заключение по обзору литературы

ГЛАВА 2. ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЙ

ГЛАВА 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1. Объекты исследований

3.2. Культура in vitro гвоздики ремонтантной

3.3. Адаптация растений к условиям in vivo

3.4. Регенерация адвентивных побегов

3.6. Агробактериальные штаммы и плазмиды

3.7. Трансформация и селекция трансформантов

3.8. Флуориметрическое и гистохимическое определение активности GUS

3.9. Выделение геномной ДНК гвоздики

3.10. ПНР анализ трансгенных растений

3.11. Расчет частоты трансформации побегов

ГЛАВА 4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

4.1. Регенерация адвентивных побегов из лепестковых эксплантов гвоздики

4.1.1. Влияние фитогормонов на морфогенетический потенциал лепестковых эксплантов

4.1.2. Оценка регенерационного потенциала 8-ми сортов гвоздики.

4.2. Регенерация адвентивных побегов из листовых эксплантов растений in vitro гвоздики ремонтантной

4.2.1.Влияние фитогормонов на регенерацию побегов из листовых эксплантов in vitro

4.2.2. Оценка регенерационного потенциала 17-ти сортов гвоздики. Влияние гормонального состава среды

4.2.3. Влияние сочетаний концентраций БАП и ТДЗ на регенерацию из листовых эксплантов гвоздики ремонтантной

4.3. Влияние возраста эксплантов на эффективность регенерации гвоздики

4.3.1. Влияние возраста листовых эксплантов на эффективность регенерации. Сравнение эксплантов растений in vitro и in vivo трех генотипов гвоздики

4.3.2. Влияние возраста стеблевых эксплантов растений in vivo на регенерационный потенциал трех генотипов гвоздики

4.4. Оптимальный тип экспланта для эффективной регенерации адвентивных побегов у гвоздики ремонтантной

4.5. Генетическая трансформация гвоздики ремонтантной

4.5.1. Чувствительность эксплантов гвоздики к селективным агентам

4.5.2. Агробактериальная трансформация различных типов ткани гвоздики ремонтантной

4.5.2.1. Трансформация лепестковых эксплантов гвоздики

Введение Диссертация по биологии, на тему "Влияние типа экспланта и селективного агента на морфогенез и эффективность агробактериальной трансформации гвоздики ремонтантной (Dianthus caryophyllus L. )"

Цветоводство является одной из важных отраслей сельскохозяйственного производства. Основные доходы в этой области связаны со срезочными цветочными культурами, среди которых большое значение имеет гвоздика ремонтантная (Dianthus caryophyllus L.). По данным за 1998 г. На международном рынке цветов она занимает четвертое место после роз, хризантем и тюльпанов (International Floricultural Trade Statistics). Годовой оборот от продажи гвоздики в 1996 г. на голландских аукционах составил около 140 млн. долларов (Yearbook of the International Horticultural Statistics, 1998). По всему миру эта культура выращивается на площади более 10 тыс. га как в открытом, так и закрытом грунте.

Несмотря на обилие и разнообразие сортов, работа по совершенствованию сортимента гвоздики ведётся непрерывно, поскольку требования рынка и вкусы покупателей постоянно меняются. Однако достичь желаемого сочетания характеристик в одном растении с помощью "классических" селекционных программ не удаётся, что связано с высокой гетерозиготностью генома большинства сортов. Сочетание классической селекции и генетической инженерии открывает большие перспективы по расширению существующего ассортимента, так как растение, полученное с использованием методов генетической инженерии (генетической трансформации), может дополняться гетерологичными генами из филогенетически отдаленных организмов.

В настоящее время достижения в области генетической инженерии цветочных культур гораздо скромнее, чем для многих других сельскохозяйственных растений. Согласно сообщению USDA-APHIS за период 1992-1999 г.г. проведено всего 40 полевых испытаний трансгенных цветочных культур в Голландии, Австралии и Японии. Это связано с ограниченным числом методик трансформации этих культур, не всегда воспроизводимых в различных лабораториях. Тем не менее, гвоздика опережает остальные цветочные культуры по числу полевых испытаний (20 испытаний), что указывает на важность и перспективность генно-инженерных манипуляции с этой культурой.

Однако агробактериальная трансформации гвоздики, в силу ряда причин, о которых будет сказано в обзоре литературы, остается трудным и многоэтапным методом. На сегодняшний день трансгенные гвоздики получены лишь в четырех лабораториях. При этом эти методики либо являются собственностью таких биотехнологических фирм, как DNA Plant Technology или Florigene, либо информация об эффективном протоколе трансформации ограничена, что не позволяет её полностью воспроизвести, либо предлагаемая методика дает низкую частоту трансформации.

Настоящая диссертация посвящена определению оптимальных условий для эффективного агробактериального переноса генов в геном гвоздики ремонтантной и их стабильной экспрессии в растениях. Поскольку разработка такой системы требует изучения целого комплекса условий, нами рассмотрены различные аспекты связанные с регенерацией побегов, касающиеся гормонального состава среды, генотипа, типа соматической ткани, физиологического возраста и происхождения эксплантов, а также значение гена-селективного маркера и особенности экспрессии перенесенного гена в растениях гвоздики.

Заключение Диссертация по теме "Биотехнология", Мирошниченко, Дмитрий Николаевич

выводы

1. Подобраны оптимальные концентрации фитогормонов для получения высокой частоты регенерации с использованием различных типов экспланта. Для листьев большинства сортов оптимальными являются концентрации 1,5 мг/л ТДЗ и 0,1 мг/л НУК. Для лепестковых - 0,3 мг/л ТДЗ и 0,1 мг/л НУК.

2. Для сокращения нежелательных эффектов, возникающих при использовании ТДЗ для регенерации из листовых эксплантов целесообразнее сочетать 6-БАП и ТДЗ, что позволяет избежать излишнего каллусообразования, фасциации побегов побегов и увеличить их число.

3. Отобраны 6 сортов гвоздики, обладающих высокой частотой регенерации.

4. Физиологическая стадия развития листовых и стеблевых эксплантов оказывает существенное влияние на регенерационный потенциал, поэтому для успешной регенерации следует использовать: вторую-третью пары листьев растений in vivo, вторую пару листьев растений in vitro, стеблевые сегменты первого междоузлия побегов.

5. Проведена трансформация всех типов эксплантов, показывающая, что частота образования трансгенных побегов значительно определяется типом ткани. Листья растений in vitro являются более компетентными для успешного агробак-териального переноса ДНК, чем экспланты тепличных растений (листья, лепестки и стеблевые экспланты). Лепестковые экспланты образуют цветочные бутоны in vitro, что не позволяет получить нормальные фертильные растения, адаптированные к условиям теплицы.

6. Показана зависимость частоты трансформации гвоздики ремонтантной от используемого гена-селективного маркера. Применение гена гиромицин-фосфотрансферазы позволяет получать, независимо от типа ткани и генотипа, трансгенные побеги, легко размножающиеся и укореняющиеся при летальных концентрациях гигромицина Б. Показана неэффективность гена неомицин-фосфотрансферазы как гена селективного-маркера.

7. Разработанная методика регенерации и трансформации позволила получить трансгенные побеги трех сортов гвоздики ремонтантной с частотой трансформации 1.5-11.5%.

8. Интенсивность и локализация экспрессии гена GUSint в трансгенных линиях гвоздики определяется типом ткани, её дифференцированностю и физиологическим возрастом. Показано 2-20 кратное увеличение чувствительности GUS экспрессии, выявляемой флюорометрическим методом, при добавлении поливи-нилполипиролидона в буфер для экстракции.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Перед нами стояла задача в выявлении оптимальных условий для проведения эффективной агробактериальной трансформации. Проведенные исследования позволили разработать эффективные методики регенерации адвентивных побегов гвоздики ремонтантной из листовых, лепестковых и стеблевых эксплантов и выявить сорта, обладающие высоким регенерационным потенциалом.

В процессе исследований стало ясно, что смена гормонального состава среды, и в частности БАП и ТДЗ позволят значительно увеличить показатели регенерации у листовых и лепестковых эксплантов. Однако для сокращения нежелательных эффектов, возникающих при использовании ТДЗ (излишнее каллусообра-зование и фасциация побегов) целесообразнее одновременно сочетать БАП и ТДЗ, что не только улучшает качество побегов, но и увеличивает их количество.

В связи с особенностями морфологического строения растения (супротивное расположение листьев), у гвоздики наблюдается большая зависимость регенера-ционного потенциала листовых и стеблевых эксплантов от их физиологического возраста. Наши данные свидетельствуют, что правильный отбор экспланта на определенной стадии его физиологического развития может существенно увеличить частоту регенерации. Для растений in vitro - это экспланты второй пары листьев, для растений in vivo - второй и третьей пары листьев, для стеблевых сегментов -междоузлие между первой и второй парами листьев.

Для достижения максимально возможной регенерации следует использовать листья растений in vivo, которая на среде МС с добавлением 0,3 мг/л ТДЗ, 1,0 мг/л 6-Бап и 0,1 мг/л НУК способны регенерировать у различных сортов с частотой 6196%, при 4,4-12,8 побегах на эксплант. Также успешно можно использовать листовые экспланты in vitro, которые обладают достаточно высоким морфогенетиче-ским потенциалом (56-97%).

Несмотря на большое количество сообщений о применении лепестковых эксплантов для регенерации, наши исследования показали невозможность их использования для получения нормальных фертильных растений. Побеги образовавшиеся из лепестков имели детерминированный тип развития, заключающийся в образовании бутонов в условиях in vitro, что делает их непригодными для адаптации к условиям in vivo. Кроме того, для большинства сортов нашей коллекции характерен низкий регенерационный потенциал при использовании этого типа экспланта.

Более успешным типом ткани следует признать стеблевые экспланты - они способны регенерировать нормальные побеги. Однако в противовес лепестковым эксплантам, которые можно получать в достаточном количестве из небольшого числа цветочных бутонов, для получения ста стеблевых эксплантов потребуется не менее 70-80 молодых побегов. Это связано с тем, что только экспланты верхнего междоузлия (физиологически самого молодого) обладают высокой регенераци-онной способностью, достигающей 50%. Однако из-за малых размеров первого междоузлия можно получить один, редко два экспланта, что является большим технологическим недостатком применения этого типа ткани.

Изучение регенерационного потенциала семнадцати сортов гвоздики двух основных садовых групп позволило выделить сорта, обладающие высокой способностью к регенерации адвентивных побегов - Dia2, Dia3, Dia8, Dial2, Dial 5, Dial8. При оптимизированных условиях частота регенерации у этих сортов при использовании листовых эксплантов составляет около 70%) и более (Табл.10). Особенно высокой регенерационной способностью отличался сорт Dia 12, который выбран нами для проведения экспериментов для трансформации.

Трансформация различных типов ткани, показала отсутствие прямой зависимости между регенерационным потенциалом эксплантов и частотой трансформации. Наиболее компетентными для успешного агробактериального переноса ДНК оказались ткани листьев растений in vitro. Частота трансформации при их использовании у генотипа Dial2 составила 11.5%, у генотипа Dia2 - 2.0%. Тогда как листовые экспланты растений in vivo, несмотря на более высокий регенерационный потенциал, наблюдавшийся в экспериментах по регенерации, формировали трансгенные побеги лишь с частотой 0.5%).

123

Более высокая частота трансформации (1.5%) наблюдалась у стеблевых экс-плантов, хотя регенерационный потенциал этого типа ткани у генотипа Dia 12 значительно ниже, чем у листовых эксплантов in vivo и лепестков. Последние являются самым неудачным типом экспланта, не только из-за из-за постоянного образования бутонов в условиях in vitro, но и из-за низкой частоты образования трансгенных проростков (0.5%).

Показана зависимость частоты трансформации гвоздики ремонтантной от используемого гена-селективного маркера. При использовании векторной конструкции рВ1121 (селекция на канамицине) трансгенные растения получены не были. В то же время, применение векторной конструкции p35SGUSint (селекция на гигромицине Б) все без исключения побеги оказались трансгенными, что подтверждено присутствием фрагмента гена Hpt в геноме всех без исключения линий, наличием GUS активности у 38 из 42 гигромицин-устойчивых линий и способностью к размножению и укорению при концентрациях гигромицина Б, превышающих летальные дозы для нетрансгенных растений в 10-15 раз.

Таким образом, жёсткая селекция с использованием летальных доз гигромицина Б позволила нам преодолеть один из недостатков существующих протоколов трансформации гвоздики, а именно образования большого числа нетрансгенных побегов при селекции на канамицине (NPTII), генетицине (NPTIÍ) и биалофосе (Ваг). Использование гена гигромицин-фосфотрансферазы в качестве растительного селективного маркера значительно упрощает отбор трансгенных побегов еще на начальных стадиях трансформации гвоздики, поэтому отпадает необходимость в репортерном гене для подтверждения трансгенности полученных побегов.

Благодаря оптимально подобранному сочетанию типа ткани и эффективного селективного агента в настоящий момент нами получены трансгенные побеги сорта Dial 5 (частота трансформации - 1.5%), не обладающего высокой регенера-ционной способностью. При использовании методик предлагаемых другими исследователями - это не представляется невозможным.

Сравнение частот трансформации сортов Dia2, Dial2 и Dial5 указывает на корреляцию между регенерационным потенциалом сорта и способностью формировать трансгенные побеги. Чем выше морфогенетическая способность сорта, тем выше частота трансформации. Необходимо отметить, что частота трансформации, полученная нами при использовании генотипа Dial2 (11.5%) - самая максимальная из известных на сегодняшний день при использовании агробактериального способа переноса генетического материала.

Изучение локализации и интенсивность экспрессии репортерного гена GUS находящегося под действием 35S промотора в растениях гвоздики, в целом подтверждает модель экспрессии, наблюдаемую у различных видов. Нами впервые проведен количественный анализ GUS активности в трансгенных линиях гвоздики. Показано 2-20 кратное увеличение чувствительности GUS экспрессии в трансгенных растениях гвоздики, выявляемой флюорометрическим методом, при добавлении поливинилполипиролидона в буфер для экстракции.

Обнаружена зависимось активности гена глюкуронидазы от типа ткани, её дифференциации и возраста. Наши данные показывают, что в зрелой дифференцированной ткани накапливается больше исследуемого белка, чем в молодой незрелой. Высокая активность обнаружена в проводящих тканях растений и мери-стематических клетках.

Разработанная нами система трансформации основанная на использовании листьв in vitro в качестве эксплантов и гигромицина Б в качестве селективного агента открывает возможность простого и эффективного получения трансгенных растений гвоздики с генами улучшающими ее агрономические и декоративные качества.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Мирошниченко, Дмитрий Николаевич, Пущино

1. Дрейпер Д., Скотт Р. 1991. Генная инженерия растений. Пер. с англ. М., Мир, С. 236-276.

2. Маниатис Т., Фрич Э., Дж. Сэмбрук. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование: Пер. с англ. М.: Мир. 1984. 480 с.

3. Митрофанова О.В. Вирусные болезни промышленных цветочных культур и биотехнологические приемы их оздоровления. Диссертация на соискание степени доктора биологических наук в форме научного доклада. Санкт-Петербург. 1992. 72 с.

4. Митрофанова О.В. Смирнова Т.А. Вирусные болезни гвоздики: сортотипа Сим и получение безвирусного посадочного материала // эффективность защиты интродуцированных растений от вредных организмов. Киев: Наукова думка. 1991. С. 63-66.

5. Моисеева Н.А. Молекулярные и клеточные механизмы морфогенеза в культуре клеток растений. В: Биология культивируемых клеток и биотехнология растений. М., Наука. 1991. Стр. 166-185.

6. Пирузян Э.С., Андрианов В.М. Плазмиды агробактерий и генетическая инженерия. М.: "Наука": 1985. С. 56, 79-96.

7. Abel P.P., Nelson R.S., De В. et al. Delay of disease development in transgenic plants that express the tobacco mosaic virus coat protein gene // Sci. 1986. V. 232: P. 738-743.

8. Abeles F.A., Morgan P.W., Salveit M.E. Ethylene in plant biology. Academic press, inc. 1992. 230 c.

9. Angenon G., Dillen W., Montagu M.V. Antibiotic resistance markers for plant transformation. In: Plant Molecular Biology Manual. Eds Gelvin S.B. and Schilpero-ortR.A. 1994. Kluwer Academic Publishers. CI: 1-13.

10. Assaad F.F., Tuker K.L., Singer E.R. 1993. Epigenetic repeat-induced gene silencing (RIGS) in Arabidopsis II Plant. Mol. Biol. V. 22 P. 1067-1085.

11. Ayub R., Guis M., Amor M.B. et al. Expression of ACC oxidase antisense gene inhibits ripening of cantaloupe melon fruits //Natl. Biotech. 1996. V. 14, P. 862-866.

12. Barrell P .J., Conner A.J. 1997. Agrobacterium-mediated transformation of potato with magainin // Abstract of 5th International Congress of Plant Molecular Biology. Singapore. 21-27 September 1997. № 1241.

13. Barringer S.A., Mohamed-Yasseen Y., Splittstoesser W.E. In vitro multiplication and plantlet establishment of avocado // In Vitro Cell Dev. Biol. 1996. V. 32. P. 119121.

14. Battraw M.J., Hall T.C. Histochemical analysis of CaMV 35S promoter-p-glucuronidase gene expression in transgenic rice plants // Plant Mol Biol. 1990. V. 15. P. 527-528.

15. Bean S.J., Googing P.S., Mullineaux P.M., Davies D.R. A simple system for pea transformation//Plant Cell Rep. V. 16. P. 513-519.

16. Beeher T., Haberland G., Koep H.U. Callus formation and plantlets regeneration in standard and miniexplants from seedling of barley (Hordeum vulgare L.)// Plant Cell Rep. V. 11. P. 39-43

17. Benfey P.N., Ren L., Chua N.-H. The CaMV 35S enhancer contains at least two domains which confer different developmental and tissue-specific expression patterns // EMBO J. 1989. V. 8.P. 2195-2202.

18. Berthome B., Tepfler M., Hanteville S. et al. Evaluation of strategies to obtain virus-resistant geranium plants {Pelargonium spp) // Abstracts of EUCARPIA 19th Intern. Symp. Improvement of Ornamental Plants. Angers. July 1998. P. 28.

19. Bevan M.W. Binary Agrobacterium vectors for plant transformation // Nucl. Acid. Res. 1984. V. 12: P. 8711-8724.

20. Bevan M.W., Flavell R.B., Chilton M.D. A chimaeric antibiotic resistance gene as a selectable marker for plant cell transformation // Nature. 1983. V.304. P. 184128187.

21. Bliffeld M., Ding H., Bieri S. et al. Constitutive expression of a barley seed chitinase in transgenic wheat // Abstract of 5 th International Congress of Plant Molecular Biology. Singapore. 21-27 September 1997. № 1244

22. Bovy A.G., Angenet G.C., Dons H.J.M., et al. Heterologous expression of the Arabidopsis etrl-1 allele inhibits the senescence of carnation flowers // Mol. Breeding. 1999. V.5. P. 301-308.

23. Breyne P., Gheysen G., Jacobs A. et al. Effect of T-DNA configuration on transgene expression // Mol. Gen. Genet. 1992. V. 235. P. 389-396.

24. Briggs B.A., McCulloch S.M., Edick L.A. Micropropagation of azaleas using thidiazuron // Acta Hort. 1988. V. 226. P. 205-208.

25. Broekaert W.F., Terras R.G., Cammue B.P.A., et al. Plant defensins: novel antimicrobial peptides as components of the host defence system // Plant Physiol. 1995. V. 108. P. 1353-1358.

26. Buchman-Wollaston V., Snape A., Cannon F. A plant selectable marker gene based on the detoksication of herbicide dalapon // Plant Cell. 1992. V. 11. P. 627632.

27. CalvoM.C., Segura J. Plant regeneration from cultured leaves of Lavandula lati-folia Medicus: Influence of growth regulators and illumination condition // Plant Cell Tissue and Org. Cult. 1989. V. 19. P. 33-42.

28. Capelle S.C., Mok D.W.S. Kirchner et al. Effects of thidiazuron on cytokinin autonomy and metabolism of N6-(A2-isopentenyl)8-14C.adenosine in callus tissue of Phaseolus lunatus L. // Plant. Physiol. 1983. V. 73. P. 796-802.

29. Chalupa V. Effect of benzylaminopurine and thidiazuron on in vitro shoot proliferation of Tilia cordata Mill., Sorbus aucuparia L., and Robiniapseudoacacia L. // Biol. Plant. V. 29. P. 425-429.

30. Chilton M.D., Brummond M.H., Merlo D.J. Stable incorporation of plasmid DNA into higher plant cell: The molecular basis of crown gall tumorogenesis // Cell. 1977. V. 11. P. 263-271.

31. Christianson M.L., Warnick D.A. Competence and determination in the process of in vitro shoot organogenesis // Develop. Biol. 1983. V. 95. P. 288-293.

32. Colby S.M., Juncosa A.M., Meredith C.P. Cellular differences in Agrobacterium susceptibility and regenerative capacity restrict the development of transgenic grapevines // J. Amer. Soc. Hort. 1991. V. 116. P. 356-361.

33. Courtney-Gutterson N., Napoli C., Lamieux Ch. et al. Modification of flower colour in florist's Chrysanthemum: Production of a white-flowering variety through molecular genetic//BioTech. 1994. V. 12. P. 268-271.

34. Cousineau J.C., Donnely D.J. Adventitious shoot regeneration from leaf explants of tissue cultured and greenhouse-grown raspberry. 1991. Plant Cell Tissue and Org. Cult. V. 27. P. 249-255.

35. Dale P.J. Protoplast culture and plant regeneration of cereals and other recalcitrant crop. B: Protoplast lectures proceeding. Basel Birkhaser: 1983. P. 31-42.

36. Davies K., Bloor S., Spiller G., et al. Modification of chalcone biosynthesis in petunia // Abstract of 5th International Congress of Plant Molecular Biology. Singapore. 21-27 September 1997. № 408.

37. DeBlock M. The cell biology of plant transformation: Current state, problems, prospects and its implication for the plant breeding // Euphytica. 1993. V.71. P. 1-14.

38. DeBlock M., Botterman I., Vandewiele M. et al. 1987. Engineering herbicide resistance in planta by expression of a detoxifying enzyme // EMBO J. V. 6. P. 25132518.

39. De Bondt A., Eggermont K., Penninckx I. et al. Agrobacterium-mQdmted transformation of apple (Malus x domestica Borkh.): an assessment of factors affecting regeneration of transformed plants // Plant Cell Rep. 1996. V. 15. P. 549-554.

40. Declerck V. and Korban S.S. Shoot regeneration from leaf tissue of Phlox paniculata L. J. // Plant Physiol. 1995. V. 147. P. 441-446.

41. DeKeyser R., Claes S., Marichal M. et al. Evaluation of selectable markers for rice transformation // Plant Physiol. 1989. V. 90. P. 217-223.

42. Dekker J., Duke S.O. Herbicide-resistant field crops // Advances in Agronomy. 1993. V. 34. P. 11-69.

43. Demmink J.F., Custers J.B.M., Berervoet J.H.W. Gynogenesis to bypass crossing barriers between diploid and tetraploid Dianthus species // Acta Hort. 1987. V. 216. P. 343-344.

44. Deroles S., Bradley M., Davies K. et al. Generation of novel patterns in Lisan-thus flowering using an antisense chalcone synthase gene // Acta Hort. 1995. V. 420. P. 26-28

45. Deroles S.C., Gardner R.C. Analysis of the T-DNA structure in a large number of transgenic petunias generated by Agrobacterium-mQdmtQd transformation // Plant Mol. Biol. 1988. V. 11. P. 365-377.

46. Dessai A.P., Gosukonda R.M., Rlay E. et al. Plant regeneration of sweet potato (Ipomoea batatas L.) from leaf expiants in vitro using a two-step protocol // Sei. Hort. V. 62. P. 217-224.

47. Dolgov S.V., Mityshkina T.U., Rukavtsova E.B., Buryanov Y.I. Production of transgenic plants of chrysanthemum morifolium ramat with the gene of Bacillus thuringiensis ô-endotoxin // Acta Hort. 1995. V. 420. P. 46-47.

48. Dommergues P. Gillot J. Obtention de clones genetiquement homogenes dans tuotes leur couches ontogenetique a partir d'une chimere d'oeillet american // Ann. Amelior. Plant. 1973. V. 23. P. 83-95.

49. Dons J.J.M., Mollema C., Stiekema W.J. et al. Routes to the development of diseases resistant ornamentals. In: Genetics and breeding in ornamental species. Paris: 1991. P. 387-417.

50. Dubois L.A.M., De Vries D.P. Preliminary report on the direct regeneration of adventitious buds on leaf expiants of the in vivo grown glasshouse rose cultivars // Gartenbauwissenschaft, 1995. V. 60. P. 249-253.

51. Ellis D.D., Barczynsaka H., McCown B.H. et al. A comparison of BA, zeatin and thidiazurone for adventitious bud formation from Picea glauca embryos and epicotyl expiants // Plant Cell Tissue and Org. Cult. V. 27. P. 281-287.

52. Elliott M.C., O'Sullivan A.M., Hall J.F. et al. Plant cell division The roles of IAA and IAA binding proteins. B: Molecular biology of plant grows control (Fox J. and Jacobs M. Eds.) Liss, New York, USA: 1987. P. 245-255.

53. Elomaa P., Honkanen J., Puska R. et al. Agrobacterium-mQdiated transfer of antisense chalcone synthase cDNA to Gerbera hybrida inhibits flower pigmentation // BioTech. 1993. V. 11. P. 508-511.

54. Esposito S., Colucci M.G., Bressan R.A. et al. Antifungal transgenes expression131in Petunia hybrida II Abstracts of EUCARPIA 19th Intern. Symp. Improvement of Ornamental Plants. Angers. July 1998. P. 23.

55. Evans M.L. Function of gormones at the cellular level organisation. B: Hormonal regulation of development II Encyclopedia of plant physiology, New Series. Vol. 10. (Scott T.K. Ed.). Springer Verlag, Berlin: 1984. P. 23-79.

56. Fasolo F., Zimmerman R.H., Fordham I. Adventitous shoot formation on excised leaves of in vitro grown shoots of apple cultivars // Plant Cell Tissue and Org. Cult. 1989. V. 16. P. 75-87.

57. Ferguson C.J., Huber S.C., Hong P.H. et al. Determination for inflorescence development is a stable, separable from determination for flower development in Pisum sativum L. buds // Planta. 1991. V. 185. P. 518-522.

58. Ferradini N., Famiany F., Proietti P. et al. Influence of growth regulators and light on in vitro shoot regeneration in M.26 apple rootstock // J. of Hort. Sei. 1996. V. 71. №6. P. 859-865.

59. Finer J. J., Vain P., Jones M. W., McMullen M.D. Development of the particle inflow gun for DNA delivery to plant cells // Plant Cell Rep. 1992. V.l 1. P. 323-328.

60. Fiola J.A., Hassan M.A., Swartz H.J. et al. Effect of thidiazuron, light fluence rates and kanamycin on in vitro shoot organogenesis from excised Rubus cotyledo-nes and leaves // Plant Cell Tissue and Org. Cult. 1990. V. 20. P. 223-228.

61. Finnegan J., McElory D. 1994. Transgene inactivation: Plants fights back // Bio-Techn. V. 12. P. 883-888.

62. Firoozabady E., Moy Y., Lemieux C.S. et al. Efficient transformation and regeneration of carnatiom cultivars using Agrobacterium II Mol. Breed. 1995. V.l. P. 283293.

63. Fisher M., Ziv M., Vainstein A. An efficiet method for adventitious shoot regeneration from cultured carnation petals // Sei. Hort. 1993. V. 53. P. 231-237.

64. Flinn B.S., Webb D.T., Newcomb W. The role of cell clusters and promeriste-moids in determination and competence for caulogenesis by Pinus strobus cotyledons in vitro II Can. J. Bot. 1988. V. 66. P. 1556-1567.

65. Fraley R.T., Rogers S.G., Horsch R.B. et al. Expression of bacterial genes in plant cells // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. V. 80. P. 4803-4807.

66. Frey L., Janic J., Organogenesis in carnation // J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1991. V. 116. P. 1108-1112.

67. Frey L., Saranga Y., Janick J. Somatic embryogenesis in carnation // Hort.Sci. 1992. V. 27. P. 63-65.

68. Fujii Y., Shimizu K. Regeneration of plant from achenes and petals of Chrysanthemum coccineum II Plant Cell Rep. 1990. V. 8. P. 625-627.

69. Galun E., Aviv D., Mahler-Slasky Y. et al. Defence against pathogenic bacteria in transgenic potato plants // Acta Hort. 1996. V. 447. P. 423-429

70. Gasser C.S., Fraley R.T. Genetically engineering plants for crop improvement // Sci. 1989. V. 244. P. 1293-1299

71. Geier T., Sangwan R.S. Histology and chimeral segregation reveal cell-specific differences in the competence for shoot regeneration and Agrobacterium-mQdiatQd transformation in Kohleria internode explants // Plant Cell Rep. 1995. V. 15. P. 386390.

72. Gimelli F., Ginata G., Venturo R. et al. Plantlet regeneration from petals and floral induction 'in vitro' in the mediterranean carnation (Dianthus caryophyllus L.) // Riv. Ortoflorofrutt. 1984. V. 68. P. 107-121.

73. Gless C., Lorz H., Jahne-Gartner A. Establishment of a highly efficient regeneration system from leaf base segments of oat (Avena sativa L.) // Plant Cell Rep. 1998. V. 17. C. 441-445

74. Gritz L., Davies J. Plasmid-encoded hygromycin B resistance: the sequence of hygromicyn B phosphotraspherase gene and its expression in Eshcerichia coli and Saccharomyces cerevisiae II Gene. 1983. V. 25. P. 179-188.

75. Gunckel J.E., Sharp W.R., Williams B.W. et al. Root and shoot initiation in sweet potato explants as related to polarity and nutrient media variation // Bot. Gaz. 1972. V. 133. P. 254-262.

76. Gutierrez E., Luth D., Moore G.A. Factors affecting agrobacterium-mediated transter of virus // Plant Cell Rep. 1997. 16: 745-753.

77. Harborn J.B. Phytochemical methods: A guide to modern techniques of plant analysis, 2nd ed. Chapman and Hall, London: 1984. P. 37-99.

78. Haughn G., Smith W., Marur B. et al. Transformation with a mutant Arabidopsis acetolactate syntase gene renders tobacco resistant to sulfonylurea herbicides // Mol Gen Genet. 1988. V. 50. P. 266-271.

79. Herrera-Estrella L., DeBlock M., Messens E. et al. Chimeric genes as dominant selectable markers in plant cells // EMBO J. 1983. V. 2. P. 987-995.

80. Herrera-Estrella L., Depicker A., Van Montagu M., Scell J. Expression of chi-maeric genes transferred into plant cells using a Ti-plasmid-derived vector // Nature 1983. V. 303. P. 209-213.

81. Hidashiuchi Y., Kido K., Ichii T. et al. The effect of gibberellins and growth regulators on in vitro flowering of the vegetative apex of japanese pear // Sci. Hort. 1990. V. 41. P. 223-232.

82. Hille J., Verheggen F., Roelvink P. et al. Bleomycin resistance: A new dominant selectable marker for plant cell transformation // Plant Mol.Biol. 1986. V.7 P. 171176.

83. Hobbs S.L.A., Kpodar P., DeLong C.M.O. The effect of T-DNA copy number, position and methylation on reporter gene expression in tobacco transformants // Plant Mol. Biol. 1990. V. 15. P. 851-864.

84. Hobbs S.L.A., Warkentin T.D., DeLong C.M.O. Transgene copy number can positively or negatively associated with transgene expression // Plant. Mol. Biol. 1993. V. 21. P. 17-26.

85. Hoekama A., Hirsch P.R., Hooykaas P.J. et al. A binary plant vector strategy based on separation on vir- and T-region of the Agrobacterium tumefaciens Ti plas-mid//Nature. 1983. V. 303. P. 139-180.

86. Holton T.A. Tanaka Y. Blue roses a pigment of our imagination? // Trends

87. Biotechn. 1994. V. 12. P. 40-42.

88. Holtorf S., Apel K., Bohlmann H. Comparison of different constitutive and inducible promotors for the overexpression of transgenes in Arabidopsis thaliana II Plant. Mol. Biol. 1995. V. 29. C. 637-646.

89. Hood E.E., Gelvin S.B., Melchers L.S. New Agrobacterium helper plasmids for gene transfer to plants // Transgenis Res. 1993. V. 2. P. 208-218.

90. Horn M.E., Shillito R.D., Conger B.V., Harms C.T. Transgenic plants of Or-chardgrass {Dactylis gromerata L.) from protoplasts // Plant Cell Rep. 1988. 7: 469472.

91. Howe G.T., Goldfarb B., Srtauss S.H. Agrobacterium-mQdmtQd transformation of hybrid poplar suspension culture and regeneration of transformed plants // Plant Cell Tissue and Org. Cult. 1994. V. 36. P. 59-71.

92. James C. Global status of transgenic crops in 1997. ISAAA Briefs No.5. ISAAA: Ithaca, NY: 1997. P. 31-32.

93. Janssen B.-J., Gardner R.C. The use of transient GUS expression to develop an Agrobacterium-mQdiatQd gene transfer system for kiwifruit. Plant Cell Rep. 1993.V. 13. P. 28-31.

94. Jasik J., DeKlerk G.J. Anatomical and ultrastructural examination of adventitious root formation in stem slaces of apple // Biol. Plant. 1997. V. 39. P. 79-90.

95. Jefferson R.A. Assaying chimeric genes in plants: the GUS gene fusion system // Plant Mol. Biol. Rep. 1987. V. 5. P. 387-405.

96. Jefferson R.A., Kavanagh T.A., Bevan M.W. GUS fusion: ^-glucuronidase as a versatile gene fusion marker in higher plants // EMBO J. 1987. V. 6. P. 3901-3907

97. Jemali A., Roxus P., Kevers C. et al. Carry-over of morphological and biochemical characteristics associated with hyper flowering of micropropagated strawberries // J. plant Physiol. 1995. V. 147. P. 435- 440.

98. Jones J.D.G. Dunsmur P., Bedbrook J. High level expression of introduced chi-maeric genes in regenerated transformed plants // EMBO J. 1985. V. 4. P. 2411 -2418.

99. Jouanin L., Bonade-bottino M., Girard C. et al. Transgenic plants for insect resistance//Plant Sci. 1998. V.l. P. 1-11.

100. Kamo K. Bean Yellow Mosaic virus coat protein and GUSA gene expression in transgenic Gladiolus paints // Acta Hort. 1996. V. 223. P. 393-399.

101. Kakehi . Studies on the tissue culture of carnation. Induction of redifferentiated plants from petal tissue // Bull, of the Hiroshima Agric. Coll. 1979. V. 6. P. 159-166.

102. Kavanagh T.A., Spillane C. Strategies for engineering virus resistance in transgenic plants // Euphytica. 1995. V. 85. P. 149-158.

103. Kemper E., Grevelding C., Schell J. Improved method for transformation of Arabodopsis thaliana with chimeric dihydrofolate reductase constructs which confer methotrexate resistance // Plant Cell Rep. 1992. V. 11. P. 118-121.

104. Kerns H.R., Meyer M.M.J. Tissue culture propagation of Acer x fremanii using thidiazuron to stimulate shoot proliferetion // Hort. Sci. 1987. V. 21. P. 1209-1210.

105. Kim M.K., Sommer H.E., Bongarten B.C. et al. High-frequency induction of adventitious shoots from hypocotyl segmrnts of Liquidambar styraciflua L. by thidiazuron // Plant Cell Rep. 1997. V. 16. P. 536-540.

106. Klee H.J., Hayfold M.B., Kretzmer K.A. Control of ethylene synthesis by expressions of a bacterial enzyme in transgenic tomato plants // Plant Cell. 1991. V.3. P. 1187-1193.

107. Klein T.M., Wolf E.D., Wu R., Sanford J.C. High-velocity microprojectiles for delivering nucleic acids into living cells //Nature. 1987. V.327. P. 70-73.

108. Kobayashi H., Oikawa Y., Koiwa H. Flower-specific gene expression directed by the promoter of a chalcone synthase gene from Gentiana triflora in Petunia hybrida //Plant Sci. 1998. V. 131. P. 173-180.

109. Kors F.T.M. Antibiotics, mode of action, spectrum, resistance, solubility, sterilisation, stability. Duchefa biochemicals. Haarlem. 1991. 15 c.

110. Komamine A., Kawahara R., Matsumoto M. Mechanism of somatic embryogenesis in cell culture: Physiology, biochemistry and molecular biology // In Vitro Cell Dev. Biol. 1992. V. 28. P. 11-14.

111. Konstantinova T.N., Aksenova N.P., Bavarina T.V. 1969. On the ability of tobacco stem calluses to form vegetative and generative buds in culture in vitro II Doklady Bot. Sci. V. 187. P. 82-95.

112. Korban S.S., O'Conor P.A., Elobeidy A. Effect of thidiazuron, naphtalenacetic acid, dark incubation and genotype on shoot organogenesis from Malus leaves // J. of Hort. Sci. 1992. V. 67. P. 341-349.

113. Kouider M., Korban S.S., Skirvin R.M. et al. Influence of embryogenic dominance and polarity on adventitious shoot formation from apple cotyledons in vitro II J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1994. V. 109. P. 381-385.

114. Koziel M.G., Beland G.L., Bowman C. Field performance of elite transgenic maize plants expressing an insectical protein derived from Bacillus thuringiensis II BioTechn. 1993. V. 11. P. 194-200.

115. Kuinik N., Salomon R., Zamir D. Transgenic tomato plants expressing the tomato yellow leaf curl virus capsid protein are resistant to the virus // BioThech. 1994. V. 12. P. 500-504.

116. Z., Hayashimoto A., Mirai N. A sulfonylurea herbicide resistance gene from Arabidopsis thaliana as a new selectable marker for production of fertile transgenic plants // Plant Physiol. 1922. V .100. P. 622-668.

117. Schiavo F., Pitto L., Giulano et al. 1989. DNA methylation of embryogenic carrot cell clusters and its variation caused by mutation, differentiation, hormone and hypometylating drugs // Theor. Appl. Genet. V. 60. C. 197-214.

118. C., Nugent G., Wardlley-Richardson T. et al. Agrobacterium-mediated transformation of carnation (Dianthus caryophyllus L) // BioTech. 1991. V.9: P. 864-868.

119. C.Y. The use of thidiazuron in tissue culture // In Vitro Cell Dev. Biol. 1993. V. 291. P. 92-96.

120. MacKenzie D.R., Anderson P.M., Wernham C.C. A mobile air blast inoculator for plot experiments with maize dwarf mosaic virus // Plant Disease Rep. 1966. V. 50. P. 363-367.

121. Maheswaran G., Welander M., Hutchinson J.F. et al. Transformation of Apple rootstock M26 with Agrobacterium tumefaciens!I J. plant. Physiol. 1992. V. 139. P. 560-568.

122. Malaure R.S., Barclay G., Power J.B. et al. The production of novel plants from florets of Chrysanthemum morifolium using tissue Culture // Journal Plant Physiol. 1991. V. 139. P. 8-18.

123. Mannerlof M., Lennerfors B.L. Tenning P. Reduced titer of BNYVV in transgenic sugar beets expressing the BNYVV coat protein // Euphytica 1996. V. 90. P. 293-299.

124. Marchant R., Davey M.R., Lucas J.A. Expression of a chitinase transgene in rose (Rosa hybrida L.) reduces development of blackspot disease (.Diplocarpon rosae Wolf)//Mol. Breeding. 1998. V. P. 187-194.

125. Martin G.C., Miller A.N., Castle L.A. Feasibility studies using ^-Glucuronidase as a gene fusion marker in Apple, Peach and Radish // J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1990. V. 115. P. 686-691.

126. Mathews H., Wagoner W., Coen C., et al. Efficient genetic transformation of red raspberry, Rubus ideaus L. // Plant Cell Rep. 1995. V. 14. P. 471-476.

127. Matzke M., Matzke A.J.M., Mittelsen S.O. Inactivation of repeated genes -DNA-DNA interaction. In: Paszkowski (ed), Homologous recombination in plants. Kluwer Academic Press, Hordrecht: 1994. P. 271-307.

128. McCabe D.E., Swain W.F., Marinell B.J., Christou P. Stable transformation of soybean (Glycine max) by particle acceleration // BioTechn. 1988. V. 6. P. 923-926.

129. Messeguer J., Arconada M.C., Mele E. Adventitous shoot regeneration in carnation (Dianthus caryophyllus L.) // Sci. Hort. 1993. V.54. P. 153-163.

130. Meyer M.M., van Staden J. In vitro multiplication of Ixia flexuosa II HortSci. 1988. V. 23. P. 1070-1071.

131. Meyer P., Heidmann I., and Niedenhof L., 1993, Difference in DNA methylation are associated with a paramutation phenomenon in transgenic petunia. Plant Journal. 4:89-100.

132. Meyer P., Heidmann I., Forkmann G. 1987. A new petunia colour generated by transformation of a mutant with maiz gene // Nature. V. 333. P. 667-679.

133. Michael H.D., Wilson T.M.A. Strategies to protect crop plants against viruses: Pathogen-derived resistance blossoms // Proc. Natl. Acad. Sci. 1993. V. 90. P. 31433141.

134. Michalczuk L., Cooko T.J., Cohen J.D. Auxine levels at different stage of carrot somatic embriogenesis //Phytochemistry. 1992. V. 31. P. 1097-1103.

135. Miki B.L., Labbe H., Hattori J. Transformation of Brassica napus canola culti-vars with Arabidopsis thaliana acetohydroxylacid synthase genes and analysis of herbicide resistance // Dicot Appl. Genet. 1990. V. 80. P. 449-458.

136. Miller R.M., Kaul V., Hutchinson J., Richards D. Adventitious shoot regeneration in carnation (Dianthus caryophyllus L.) from axillary bud explants // Ann. of Bot. 1991. V. 67. P. 35-42

137. Mlynarova L., Bauer M., Nap J.P., Pretova A. Hight efficiency Agrobacterium tumefaciem gene transfer to flax // Plant Cell Rep. 1994. V.13. P. 282-285.

138. Mok M.C., Mok D.W.S., Turner J.E. et al. Biological and biochemical effects of cytokinin-active phenylrea derivatives in tissue culture systems // HortSci. 1987. V. 22. P. 1194-1197.

139. Mol J.N.M., Holton T.A., Koes R.E. 1995, Floriculture: genetic engineering of commercial traits // Trends Biotechn. V. 13. P. 350-355.

140. Moore I., Galweiler L., Grosskopf D. et al. A transcription activation system for regulated gene expression in transgenic plants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 376-381.

141. Mourgues F., Chevreau F., Lambert C. et al. Efficient Agrobacterium-mediated transformation and recovery of transgenic plants from pear (Pyrus communis L.) // Plant Cell Rep. 1996. V.16. P. 245-249.

142. Nakajima H., Muranaka T., Ishige F. Fungal and bacterial disease resistance in transgenic plants expressing human lysozyme // Plant Cell Rep. 1997. V. 16. P. 674679.

143. Nakano M, Mii M. Protoplast culture and plant regeneretion of several species in the genus Dianthus II Plant Cell Rep. 1992. V. 141. P. 721-725.

144. Nakano M., Mii M. Antibiotics stimualte somatic embryogenesis without plant growth regulators in several Dianthus cultivars // Plant Physiol. 1993. V. 141. P. 721-725.

145. Neuhaus J.M., Ahl-Goy P., Hinz U. et al. High-level expression of a tobaccochitinase gene in Nicotiana sylvestris: Susceptibility of transgenic plants to Cerco-spora nicotianae II Plant Mol. Biol. 1991. V. 16. P. 141-151.

146. Neumann K.H. Pflanzlich Zell und Gewebwkulturen. Ulmer Verlag, Stuttgart 1995.

147. Niederwieser J.G., Van Staden J. The relationship between genotype, tissue age and endogenous cytokinin levels on adventitious bud formation on leaves of Lacha-nalia II Plant Cell Tiss. Org. Cult. 1990. V. 22. P 223-228.

148. Nielsen K., Podvinsky E., Marham K. Abstract of 5th International Congress of Plant Molecular Biology. Singapore. 21-27 September 1997. № 423.

149. Nugent G., Wardley-Richardson T., Lu S.Y. Plant regeneration from stem and petal of carnation (Dianthus caryophyllus L.) // Plant Cell Rep. 1991. V. 10. P. 477480.

150. Oard J.H., Paige D.F., Simmonds J.A., Gradziel T.M. Transient gene expression in maize, rice and wheat cells using an airgun apparatus // Plant Physiol. 1990. V.92: P. 334-339.

151. O'Brien T., Beall F.D., Smith H. De-etiolation and plant hormones. In: Hormonal regulation of development III Encyclopedia of plant physiology, New Series. V. 11. (Pharis R.P., Reid D.M. Eds.). Springer Verlag, Berlin: 1985. P. 282-307.

152. Oeller P.W., Lu M.W., Taylor P.L. et al. Reversible inhibition of tomato fruit senescence by antisense RNA // Science. 1991. V. 254. P. 437-439.

153. Ottaviani M.P., Smits T., Hanisch ten Cate C.H. Differential methylation of (3-glucuronidase and neomycin phosphotransferase genes in transgenic plants of potato cv. Bintje //Plant Sci. 1993. V. 88. P. 73-81.

154. Oud, J.S.N., Schneiders H., Kool A.J. Breeding of transgenic orange Petunia hy-brida varieties // Euphytica. 1995. V. 85. P. 403-409.

155. Palmgren G., Mattsson O., Okkels T. Specific levels of DNA methylation in various tissues, cell lines, and cell types of Daucus carota // Plant Physiol. 1991. V. 95. P. 174-178.

156. Parthier B., Lehmann J., Lerbs S. et al. Hormone and light action in the differentiation program of chloroplates. In: Molecular biology of plant grows control (Fox J. and Jacobs M. Eds.) Liss, New York, USA: 1987. P. 391- 400.

157. Paterson K.E. Shoot tip culture of Heliantus annus L. — flowering and development of adventitiouse and multiple shoots // Amer. J. Bot. 1984. V. 71: P. 925-931.

158. Penaloza-Vazguez., Oropera A., Mena G.L. et al. Expression of the hygromycin B phoshpotrasferase gene confers tolerance to the herbicide glyphosate // Plant Cell Rep. 1995. V. 14. P. 482-487.

159. Peeters A.J.M., Gerads W., Barendse G.W.M. In vitro flower bud formation in tobacco: interaction of hormones // Plant Physiol. 1991.V. 97. P. 402-408.

160. Perez P., Tiraby G., Kallerhoff J., Perret J. Phleomycine resistance as a dominant selectable marker for plant cell transformation // Plant Mol. Biol. 1989. V.13. P. 365373.

161. Perl A., Galili S., Shaul O., et al. Bacterial dihydrodipicolinate synthase and de-sentized aspartate kinase: Two novel selectable markers for plant transformation // BioTechn. 1989. V. 11. P. 715-718.

162. Perl A., Lotan O., Abu-Abied M., Holland D. Establishment of an Agrobacte-rium-mediated transformation system for grape (Vitis vinifera L.) // Nature Biotech. 1996. V.14. P. 624-628.

163. Perlak F.J., Deaton R.W., Armstrong T.A. Insect resistant cotton plants // BioTechn. 1990. V. 8. P. 939-943.

164. Perlak F.J., Stone T.B., Muskopf Y.M. Genetically improved potatoes: protection from damage by Colorado potato beetles // Plant Mol. Biol. 1993. V. 22. P. 313-321.

165. Pertu E., Landa Z. Organogenesis in isolated carnation plant callus tissue cultivated in vitro // Biol. Plant. 1974 V. 16. P. 109-116.

166. Preece J.E., Navarrete N., Van Sambeek J.W. et al. An in vitro microplant bioas-say using clonal white ash to test for tall fescue allelopathy // Plant Cell Tissue and Org. Cult. 1991. V. 27. P. 203-210.

167. Preece J.E. Can nutrient salts partially substitute for plant growth regulators? // Plant Tissue Cult. 1995. BioTechn. V. 1. C. 26-37.

168. Puonti-Kaerlas J., Eriksson T., Engstrom P. Production of transgenic pea (Pisum sativum L.) plants by Agrobacterium-mediated gene transfer // Theor. Appl. Genet. 1990. V.80. P. 242-246.

169. Ray T.B. Site action of chlorsulfuron: Inhibition of valine and isoleucine biosynthesis in plants // Plant Physiol. 1994. V. 75. C. 827-831.

170. Renou J.P., Mary I., Narcy J.P. Evaluation of the protection against xanthomonas in transgenic pelargonium containing a chimaeric cecropine gene. Abstracts of EUCARPIA 19th Intern. Symp. Improvement of Ornamental Plants. Angers. July 1998. P. 30.

171. Revenkova E.V., Kraev A.S., Skryabin K.G. 1993. Construction of a disarmed derivative of the supervirulent Ti plasmid pTiBo542. In: Plant Biotechnology and molecular biology. Eds by K.G.Skryabin. Moscow: 1993.

172. Reynoird J.P., Meynet J., Caissard J.C., Chriqui D. Micropropagation of Gerbera. Biotechnology in Agriculture and Forestry. Plant Protoplast and Genetic Engineering VII. Ed. by Y.P.S.Bajaj: 1996. V. 23. P. 147-162.

173. Ritala A., Mannonen L., Aspegren K. et al. Stable transformation of barley tissue culture by particle bombardment // Plant Cell Rep. 1993. V. 12. P. 435-440.

174. Robichon M.P., Renou J.P., Jalouzot R. Genetic transformation of Pelargonium x hortorum // Plant Cell Reports. 1995. V.15. P. 63-67.

175. Robinson K.E.P., Firoozabady E. Transformation of floriculture crops // Sci. Hort. 1993. V.55. P. 83-99.

176. Roest S., Bokelman G.S. Vegetative propagation of carnation in vitro through multiple shoot developement // St. Hortic. 1981. V. 14. P. 357-366

177. Rogers S.O. Benedich A.J. Extraction of total cellular DNA from plants, algae and fungi. In: Plant Molecular Biology Manual, Kluwer Academic Publishers. Dordrecht/ Boston/ London. Edited by Gelvin S.B. and Schilperoort R.A: 1994. раздел Dl.P. 1-8.

178. Russel J. A., McCown B.H. Culture and regeneration of Populus leaf protoplasts isolated from non-seedling tissue // Plant Sci. 1986. V. 46. P. 133-142.

179. Sanders P.E., Winter J.A., Barnason A.R. et al. Comparison of the cauliflower mosaic virus 35S and nopaline synthase promoters in transgenic plants // Nucl. Acids

180. Res. 1987. V. 15. P. 1543-1558.

181. Sanders P.R., Sammons B., Kaniewski W. Field resistance of transgenic tomatoes expressing the tobacco mosaic vims or tomato mosaic virus coat protein genes // Phytopathol. 1992. V. 82. P. 683-690.

182. Sanford J.C., Klein T.M., Wolf E.D. et al. Delivery of substances into cells and tissues using a particle bombardment process // Particulate Sci. and Techn. 1987. V. 5. P. 27-37.

183. Sanford J.C., Smith F.D., Russel J.A. Optimising the biolistic process for different biological application // Methods in enzymology. 1993. V. 217. P. 483-509.

184. Sankhla D., Davis T.D, Sankhla N., Upadhyata A. In-vitro reganeration of the heat-tolerant German-Red carnation through organogenesis and somatic embryo-' genesis // Gartenbauwissenschaft. 1995. V. 60. P. 228-233.

185. Savin K.W., Baudinette S.C., Graham M.W. 1995. Antisense ACC oxidase RNA delays carnation petal senescence // Hort. Sci. V. 30. P. 970-972.

186. Schrammeijer B., Sijmons P.C., Van den Elzen P.J.M. Meristem transformation of sunflower via Agrobacterium // Plant Cell Rep. 1990. V. 9. P. 55-60.

187. Seabra R.S., Pais M.S. Genetic transformation of European chestnut // Plant Cell Rep. 1998. V.17. P.177-182.

188. Serres R., McCown B., Zeldin E. Detectable P-glucuronidase activity in transgenic cranberry is affected by endogenous inhibitors and plant development // Plant Cell Rep. 1997. V. 16. V. 641-646.

189. Simard M.-H., Michaux-Ferriere N., Silvy A. Variants of carnation (.Dianthus caryophyllus L.) obtained by organogenesis from irradiated petals // Plant Cell, Tissue and Org. Cult. 1992. V.29. P. 37-42.

190. Singer S.R., McDaniel C.N. Floral determination in internode tissues of day-neutral tobacco first occurs many nodes below the apex // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. P. 2790-2792.

191. Skirvin R.M., Norton M., McPhetlers. 1993. Somaclonal variation: has it proved useful for plant improvement? // Acta Hort. V. 336. P. 333-340.

192. Skoog F., Miller C.O. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissues cultures in vitro II Symp. Soc. Exp. Biol. 1957.V. 11. P. 118-130.

193. Somers D.A., Rines H.W., Gu W. et al. Fertile transgenic oat plants // BioTechn. 1992. V. 10. P. 1589-1594.

194. Souq F., Coutos-Thevanot P., Yean H. Genetic transformation of rose, 2 examples: one on morphogenesis, the other on anthocyanin biosynthetic pathway // Acta Hort. 1996. V. 424. P. 381-388.

195. Stalker D.M., Smith W., Mazur В., Somerville C. Herbicide-resistance in transgenic plant expressing a bacterial detoxification gene // Sci. 1988. 242. P. 419-423.

196. Stamp J.A., Colby S.M., Meredith C.P. Improved shoot organogenesis from leaf of grape // J. Amer. Soc. Hort. 1990. V. 115. 1038-1042.

197. Stewart C.N., Adang M.J., Raymer P.L. Insect control and dosage effects in transgenic canola containing a synthetic Bacillus thuringiensis CrylAC gene // Plant Physiol. 1996. V. 112. P. 115-120.

198. Streber W.R., Willmitzer L. Transgenic tobacco plants expressing a bacterial detoxifying enzyme are resistant to 2,4-D // BioTechn. 1989. V. 7. P. 811-816.

199. Sturm F., Hardegger M., Guo-Qing T. Transformation and regeneration of carrot // Abstract of 5th International Congress of Plant Molecular Biology. Singapore. 2127 September 1997. № 1438.

200. Takeda Y. Carnation mubyo-nae no ikusei. 1978. стр. 114-147. Цитируется в статье Frey L., Janic J. Organogenesis in carnation // J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1991. V. 116. P. 1108-1112.

201. Terada R., Shimamoto K. Expression of CaMV35S-GUS gene in transgenic rice plant // Mol. Gen. Genetic. 1990. V. 220 P. 389-392.

202. Terras R.G., Eggermont K., Kovaleva V. Small cystein-rich antifungal proteins from radish: their role in host defence // Plant Cell. 1995. Y. 7. P. 573-588.

203. Thomas J.C., Katterman F.R. Cytikinin activity induced by thidiazuron // Plant Physiol. 1986. V. 81. P. 681-683.

204. Trudel J., Potvin C., Asselin A. Expression of active hen egg white lysozyme in transgenic tobacco // Plant Sci. 1992. V. 87. P. 55-67.

205. Tsukahara M., Yoshioka M., Ogawa T. et al. Transformation of chrysanthemum with the virus and viroid resistance gene (pad) // Abstracts of IX International Congress on Plant Tissue and Cell Culture. Jerusalem. June 14-19. 1998. P. 182.

206. Turk B.A., Swartz H.J., Zimerman R.H. Adventitious shoot regeneration from in vitro-cultured leaves of Rubus genotypes // Plant Cell Tissue and Org. Cult. 1994. 38: 11-17.

207. Urban L.A., Sherman J.M., Moyer J.W. et al. High frequency shoot regeneration and Agrobacterium-mQdmtQd transformation of chrysanthemum (Dendranthema grandiflora) //Plant Sci. 1994. V. 98. P. 69-79.

208. Vainstein A., Fisher M., Ziv M. Application of reporter genes to carnation transformation // Hort Sci. V. 28. P. 1122-1124.

209. Van Altvrost A.C., Koehorst H.J.J., Bruinsma T., Jansen J., Custers J., De Jong J., Dons J.J.M. Adventitiuos shoot formation from in vitro leaf explants of carnation CDianthus carryophyllus L.) 11 Sci. Hort. 1992. V. 51. P. 223-235.

210. Van Alvrost A.C., Koehorst H.J.J., Bruinsma T., Dons J.J.M. Improvement of adventitious shoot formation from carnation leaf explants of // Plant Cell Tisssue and Org. Cult. Scientia Horticulturae. 1994. V.37. P. 87-90.

211. Van Altvorst A.C., Riksen T., Koehorst H., Dons H.J.M. Transgenic carnation obtained by Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of leaf explant // Transgenic Research. 1995. V.4. P. 105-113.

212. Van Altvorst A.C., Koehorst H., de Jong J., Dons H.J.M. Transgenic carnation plants obtained by Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of petal explants // Plant Cell Tissue and Org. Cult. 1996. V.45. No.2. P. 169-173.

213. Van den Elzen P.J.M., Townsend J., Lee K.Y. et al. A chimaeric hygromycin resistance gene as a selectable marker in plant cells // Plant Mol. Biol. 1985. V. 5. P. 299-302.

214. Van den Elzen P.J.M., Jondedijk E., Melchers L.S. et al. Virus and fungal resistance: from laboratory to field // Phil. Trans. R. Soc. London. 1993. V. 324. P. 271278.

215. Van Nieukerk J.P., Zimmerman R.H., Fordham I. Thidiazuron stimulation of apple shoot proliferation in vitro //Hort. Sci. 1986. V. 21. P. 516-518.

216. Vancanneyt G., Schmidt R., O'Connor-Sanchez A. et al. Construction of an in-tron-containing marker gene: Splicing of the intron in transgenic plants and its use in monitoring early events in Agrobacterium-mediated plant transformation // Mol.

217. Gen. Genet. 1990. V. 220. P. 245-250.

218. Vasil V., Castello A., Fromm M.E., Vasil I.K. Herbiside resistant fertile transgenic wheat plants obtained by microprojectile bombardment of regenerable em-bryogenic callus // BioTechn. 1992. V. 10. P. 667-674.

219. Vazquez A.M., Short K.C. Morphogenesis in cultured floral parts of African violet//J. of Exp. Bot. 1978. V. 29. № 112. P. 1265-1271.

220. Waldron C., Murphy E.B., Roberts J.L. et al. Resistance to hygromycine В: A new marker for plant transformation studies // Plant Mol. Biol. 1985. V. 5. C. 103108.

221. Wang H., and Woodson W.R. A flower senescence-related mRNA from carnation shares sequence similarity with fruit ripening-related mRNA involved in ethylene biosynthesis // Plant Physiol. 1993. V. 96. P. 1000-1001.

222. Watard A.A., Ahroni A., Zuker A. et al. Adventitious shoot formation from carnation stem segments: a comparison of different culture procedure // Sci. Hort. 1996. V. 65. P. 313-320.

223. Watard A.A., Yun D.J., Matsumoto Т., et al. Microprojectile bombardment-mediated transformation of Lilium longiflorum II Plant Cell Rep. 1998. V. 17. C. 262-267.

224. Weide R., Koornneef M., Zabel P.A. Simple, nondestructive spraying assay for the detection of an active kanamycin resistance gene in transgenic tomato plants // Theor. Appl. Genet. V. 78. P. 169-172.

225. Welander M., Maheswaran G. Shoot regeneration from leaf explants of dwarfing apple rootstocks // J. Plant Physiol. 1992. V. 140. P. 223-228.

226. Welander M. Plant regeneration from leaf and stem segments of shoots raised in vitro mature apple trees // J. Plant Physiol. 1988. V. 132. P. 738-744.

227. Wernicke W., Bretteli R., Wakizuka T. et al. Adventitious embrioid and root formation from rice leaves // Z. Planzenphysiol. 1981. V. 103. P. 361-365.

228. Wernicke W., Milkovits L. Developmental gradient in wheat leaves-response of leaf segments in different genotypes cultured in vitro // J. Plant. Physiol. V. 115. P. 49-58.

229. Wilde H.D., Meagher R.B., Merkle S.A. Expression of foreign genes in transgenic yellow-poplar plants // Plant Physiol. 1992. V. 98. P. 114-120.

230. Wilkinson J.Q., Lanaham M.B., Clark D.G. et al. A dominant mutant receptor from Arabidopsis thaliana confers ethylene insensitivity in heterologous plants // Nature Biotechn. 1997. V. 15. P. 444-447.

231. Wilmink A, Dons H. Selective agent and marker genes foe use in transformation of monocotyledonous plants // Plant Mol. Biol. Rep. 1993. V. 11. P. 165-185.

232. Williams E.G., Maheswaran G. Somatic embryogenesis: factors influencing coordinated behaviour of cells and an embryogenic group // Ann. Bot. 1986. V. 57. P. 443-462.

233. Woltering E. J. and Van Doom W.G. Role of ethylene in senescence of petalas. morphological and taxonomical relationships // J. Exp. Bot. 1988. V. 39. P. 16051616.

234. Woodson W.R., Park K.Y., Drory A. et al. Expression of ethylene biosynthetic transcripts in senescing carnation flowers // Plant Physiol. 1992. V. 99. P. 526-532.

235. Wunn J., Kloti A., Burkhardt P.K. et al. Transgenic indica rice breeding line IR58 expressing a synthetic crylA(b) gene from Bacillus thuringiensis provides effective insect pest control //BioTechn. 1996. V. 14. P. 171-176.

236. Yao J.T. Cohen D., Atkinson R.A. et al. Regeneration of transgenic plants from the commercial apple cultivar 'Royal Gala' // Plant Cell Rep. 1995. V. 14. P. 407-412

237. Yepes L.M., Aldwinckle H.S. Factors that affect leaf regeneration efficiency in apple and effect of antibiotics in morphogenesis // Plant Cell Tissue and Org. Cult. 1994. V. 37. P. 257-269.

238. Yepes L.M., Mittak V., Pang S.Z. et al. Biolistic transformation of Chrysanthemum with nucleocapsid gene of tomato spotted wilt virus // Plant Cell Rep. 1995. V. 14. P. 694-698.

239. Zambryski P., Joos H., Genetello C. Ti plasmid vector for introduction of DNA into plant cell without alteration of their normal regeneration capacity // EMBO J.1983. V. 2. P. 2143-2150.

240. Zhu Q., Maher E.A., Masoud S. Enhanced protection against fungal attack by constitutive co-expression of chitinase and glucanase genes in transgenic tobacco // BioTechn. 1994. V. 12. P. 807-812.

241. Zoubenco O., Uckun F., Hur Y. et al. Plant resistance of fungal infection induced by nontoxic pokeweed antiviral protein mutants // Nature Biotechn. 1997. V. 15. P. 992-996.

242. Zuker A., Ahroni A., Vainstein A. A Highly efficient method for carnation transformation // Acta Hort. 1997. V. 447. P. 373-375.

243. Zuker A., Chang P.F.L., Ahroni A et al. Transformation of carnation by microprojectile bombardament// Sci. Hort. 1995. V.64. P. 177-185.

244. Zuker A., Tzifra T., Vainstein A. Genetic engineering for cut-flower improvement // Biotech. Adv. 1998. V.l: P. 33-79.