Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Влияние растворимых факторов фотомодифицированной крови на репарацию ДНК и пролиферацию поврежденных радиацией лимфоцитов человека

ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Зубанова, Ольга Ивановна

Список сокращений.4

Введение.6

Глава 1. Обзор литературы.10

1.1. Виды оптического излучения и особенности его проникновения в кожу человека.10

1.2. Основные современные методы фототерапии.11

1.2.1. Механизмы лечебного действия света.17

1.2.1.1. УФ излучение.17

1.2.1.1.1. У Ф облучение кожи.17

1.2.1.1.2. УФ облучение крови.22

1.2.1.2. Видимый и инфракрасный (ИК) свет.27

1.3. Участие ростовых факторов в репарации ДНК и апоптозе.37

Введение Диссертация по биологии, на тему "Влияние растворимых факторов фотомодифицированной крови на репарацию ДНК и пролиферацию поврежденных радиацией лимфоцитов человека"

Интенсивное применение в лечебных целях, наряду с традиционным УФ облучением поверхности тела, новых фототерапевтических методов — облучения кожных покровов видимым и инфракрасным (ИК) лазерным и нелазерным светом, экстракорпоральной и внутрисосудистой фотомодификации крови пациентов, позволило установить их высокую эффективность при патологиях, характеризующихся сниженным уровнем иммунных и пролиферативных процессов. Поскольку иммунореактивность организма в значительной степени определяется способностью клеток иммунной системы к пролиферации, то изучение природы ростостимулирующего действия света оказывается одним из основных направлений исследований механизмов действия фототерапевтических методов. В работах нашей лаборатории установлено, что при фотомодификации крови основными эффекторами, регулирующими/"запускающими" деление клеток различных тканей человека в условиях in vitro, являются мононуклеары и тромбоциты (Белишева, Самойлова, 1984; Белишева и др., 1986; Samoilova et al., 1996; 1998). Освобождающиеся из этих клеток факторы существенно расширяют спектр биологической активности плазмы крови. В частности, внесение такой плазмы в среду культивирования клеток костного мозга, лимфоцитов, фибробластов, кератиноцитов и эндотелиоцитов повышает их • митотическую активность (Белишева, Самойлова, 1984; Самойлова и др., 1985; Фирулина и др., 1987; Blinova et al., 1999; Sokolov et al., 1999; Кошкина и др. 2001; Самойлова и др., 2003). При этом ростостимулирующий эффект плазмы тем выше, чем ниже исходный уровень пролиферации клеток-мишеней. Эта закономерность инициировала разработку в нашей лаборатории экспериментальной модели, в которой в качестве клеток-мишеней с исходно сниженным пролиферативным статусом, культивируемых с плазмой фотомодифицированной крови, использовались поврежденные радиацией лимфоциты. В предварительных экспериментах было показано, что плазма УФ-облученной in vitro крови не только восстанавливает способность поврежденных рентгеновским излучением аутологичных лимфоцитов отвечать на митоген, но и снижает в них частоту хромосомных аберраций (Mukhuradze et al., 1991; Zubanova et al., 1997). Была высказана гипотеза, согласно которой в основе активации пролиферативных процессов факторами фотомодифицированной крови может лежать стимуляция репарации ДНК. Опираясь на имеющиеся в современной литературе данные, мы предположили, что факторами, появляющимися в крови после облучения, способными регулировать как репарацию ДНК, так и пролиферацию клеток, могут быть ростовые факторы и цитокины. Таким образом, восстановление структуры и функций клеточной ДНК, инициируемое аутологичными факторами фотомодифицированиой крови, может составить один из основных механизмов ростостимулирующего действия света. Поскольку предварительные результаты были получены при облучении крови in vitro УФ светом, оставалась неизученной возможность появления таких факторов в случае воздействия на кровь широко используемым в клинической практике видимым лазерным светом. Кроме того, оставалось неясным, индуцируется ли подобный эффект неинвазивными фототерапевтическими методами, в частности, облучением поверхности тела полихроматическим излучением УФ, видимого и ИК диапазона. Известно, что эти излучения достаточно глубоко проникают в кожу и, достигая густой сети поверхностных микрососудов, могут таким образом действовать на кровь (Parrish et al., 1978), циркулирующую здесь с относительно невысокой скоростью. По существу, в этом случае осуществляется транскутанная фотомодификация крови.

Цель и задачи исследования

Цель настоящей работы - исследовать способность плазмы крови, модифицированной in vivo (транскутанно) полихроматическим УФ и видимым+инфракрасным поляризованным (ВИП) светом или in vitro красным светом He-Ne лазера, активировать пролиферацию и репарацию ДНК в аутологичных лимфоцитах, поврежденных сублетальными дозами радиации. Исходя из этого, были поставлены следующие задачи:

1. Сравнить митоген-индуцированную пролиферацию, частоту структурных хромосомных аберраций и репаративный синтез ДНК в поврежденных радиацией лимфоцитах, культивируемых с аутологичной плазмой интактной и фотомодифицированиой крови.

2. Оценить вероятность активации факторами фотомодифицированиой крови апоптотической гибели поврежденных радиацией аутологичных лимфоцитов.

3. Выяснить возможность изменения митоген-индуцированной пролиферации и частоты структурных хромосомных аберраций в поврежденных радиацией лимфоцитах в присутствии ассоциированных с тромбоцитами ростовых факторов — PDGF и EGF, появляющихся в фотомодифицированиой крови.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Облучение поверхности тела человека полихроматическим УФ или ВИП светом в терапевтической дозе приводит к появлению в крови факторов, способных восстанавливать митотическую активность поврежденных радиацией аутологичных лимфоцитов, снижать в них частоту структурных хромосомных аберраций и стимулировать репаративный синтез ДНК.

2. Быстрое появление в крови облученных лиц таких факторов в значительной степени связано с транскутанной фотомодификацией крови в микрососудах кожи и действием • такой крови на весь ее циркулирующий объем.

3. Плазма крови, облученной He-Ne лазером in vitro, восстанавливает сниженную радиацией митотическую активность аутологичных лимфоцитов. После смешивания лазером облученной крови с 10-кратным объемом интактной аутологичной крови, моделирующего ситуацию в сосудистом русле, в ней появляются факторы, способные не только восстанавливать митотическую активность поврежденных радиацией клеток, но и снижать в них уровень структурных хромосомных аберраций.

4. Добавление ростовых факторов — EGF и PDGF в физиологических концентрациях к поврежденным радиацией лимфоцитам способствует снижению в них уровня структурных хромосомных аберраций, а в случае EGF — и восстановлению митотической активности поврежденных клеток.

Научная новизна

1) На примере поврежденных радиацией лимфоцитов впервые продемонстрирована принципиальная возможность иммуностимулирующего действия различных фототерапевтических методов (облучения поверхности тела или крови) за счет повышения пролиферативных потенций лимфоцитов в результате активации процессов репарации ДНК появляющимися в крови растворимыми факторами. 2) Впервые проанализирована возможность быстрого появления подобных факторов при облучении поверхности тела полихроматическим УФ или ВИП светом за счет действия излучения на кровь в поверхностных микрососудах кожи (транскутанно) и трансляции вызванных изменений всему объему циркулирующей крови. 3) В работе впервые исследована частота структурных хромосомных аберраций после фототерапевтической процедуры облучения небольшого участка поверхности тела человека полихроматическим УФ светом в терапевтической дозе ШЭД. Установлено, что облучение не только не приводит к росту числа хромосомных повреждений в лимфоцитах периферической крови, но, напротив, способствует снижению в них уровня наиболее распространенных в норме спонтанных хромосомных аберраций - парных фрагментов. 4) Впервые получены свидетельства о возможности участия ростовых факторов PDGF и EGF в регуляции процессов пострадиационного восстановления лимфоцитов.

Теоретическое и практическое значение работы

Полученные результаты свидетельствуют о том, что одним из механизмов повышения уровня пролиферативных процессов в организме после фототерапевтического воздействия может быть появление в циркуляции факторов, способных стимулировать в аутологичных клетках репарацию ДНК. Прямые доказательства активации процессов репарации ДНК получены нами для лимфоцитов периферической крови — основных клеток иммунной системы, функциональная активность которых напрямую зависит от способности к пролиферации. Выполняя защитные функции и рециркулируя, эти клетки часто оказываются в условиях неблагоприятного микроокружения, что повышает риск возникновения повреждений в их ДНК (Barnett, Barnett, 1998). Кроме того, «наивные» лимфоциты и долгоживущие «клетки памяти», подолгу пребывающие в состоянии покоя, накапливают повреждения ДНК, что может повлечь за собой снижение скорости репликации ДНК (Beiqing et al., 1992; Barnett, Barnett, 1998; Frasca et al., 1998). Эта ситуация может усугубляться при старении организма, поскольку с возрастом растет частота образования одно- и двунитевых разрывов ДНК в лимфоцитах и снижается эффективность работы ДНК-репаративных систем, что негативно сказывается как на продукции цитокинов, так и на способности клеток отвечать на митогены, делая тем самым иммунный ответ субоптимальным (Lambert et al., 1979; Beiqing et al., 1992; Frasca et al, 1998; McLeod, 2000; Doria, Frasca, 2001; Scarpaci et al., 2003). Эти факты позволяют предполагать, что облучение крови in vivo или in vitro (экстракорпорально) может способствовать восстановлению функциональной активности клеток в условиях, когда эффективность процессов репарации ДНК снижена, например, у пожилых людей или при генотоксическом стрессе, вызванном воздействием радиации.

Апробация работы

По теме диссертации опубликовано 10 печатных работ. Материалы диссертации были доложены на XIII Всероссийском симпозиуме «Структура и функции клеточного ядра» (Санкт-Петербург, 1997), Международных научных конференциях (5ЫЙ Конгресс Азиатско-Тихоокеанской Ассоциации по Лазерной Медицине и Хирургии, Тель Авив, Израиль 1994; 2ой и Зий Конгресс Всемирной Ассоциации по Лазерной Терапии, Канзас, США, 1998 и Афины, Греция, 2000; 8ой Конгресс Европейского Общества по Фотобиологии, Гранада, Испания, 1999; 16ый Международный Конгресс по Лазерной Медицине, Флоренция, Италия, 2001) и совместных научных семинарах Лаборатории биохимической цитологии и цитохимии и Лаборатории радиационной цитологии ИНЦ РАН.

Структура и объем диссертации

Работа изложена на 141 странице машинописного текста, состоит из введения, четырех глав и выводов; содержит 6 таблиц и 18 Рисунков. Список литературы включает 303 названия, из которых 81 на русском языке.

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Зубанова, Ольга Ивановна

116 Выводы

1. Облучение поверхности тела человека полихроматическим УФ светом в терапевтической дозе 1 МЭД не приводит к снижению пролиферативной активности и повреждению хромосом лимфоцитов периферической крови. Напротив, способствуя снижению уровня спонтанных хромосомных аберраций, оно сенсибилизирует лимфоциты к митогенному действию растворимых факторов, появляющихся в крови после фототерапевтической процедуры.

2. Плазма крови, полученная через 30 мин после УФ облучения добровольцев, повышает митотическую активность поврежденных сублетальными дозами радиации аутологичных лимфоцитов до уровня интактных клеток, снижает уровень индуцированных хромосомных нарушений (в среднем в 1.8 - 2 раза) и стимулирует репаративный синтез ДНК.

3. Плазма крови, полученная через 30 мин после облучения поверхности тела человека ВИП светом в терапевтической дозе, восстанавливает митотическую активность поврежденных радиацией аутологичных лимфоцитов, снижает в них частоту хромосомных аберраций и стимулирует репаративный синтез ДНК. Величина этих эффектов ниже, чем в случае УФ облучения.

4. Культивирование поврежденных радиацией лимфоцитов с плазмой крови ВИП-облученных добровольцев не приводит к возрастанию количества апоптотических клеток и доли лимфоцитов с проапоптотическими маркерами.

5. Быстрое появление в крови облученных УФ или ВИП светом добровольцев факторов, способных активировать репарацию ДНК, обусловлено транскутанной фотомодификацией крови в микрососудах кожи и действием такой крови на весь ее циркулирующий объем.

6. Облучение крови монохроматическим видимым светом He-Ne лазера (мощность светового потока 3 мВт) ведет к росту уровня хромосомных аберраций в лимфоцитах (в среднем в 2 раза).

7. Плазма облученной лазером крови восстанавливает митотическую активность поврежденных радиацией аутологичных лимфоцитов до исходного уровня, но не снижает количества хромосомных аберраций. После смешивания такой крови с интактной аутологичной кровью (1:10) выделенная плазма повышает митотическую активность поврежденных клеток и снижает в них уровень хромосомных аберраций.

8. Добавление ростовых факторов - EGF и PDGF (в физиологических концентрациях) к поврежденным радиацией лимфоцитам способствует снижению в них уровня хромосомных нарушений, а в случае EGF - и восстановлению митотической активности клеток.

3.4.1. Заключение

Культивирование поврежденных рентгеновским излучением лимфоцитов с ростовыми факторами - EGF и PDGF в физиологических концентрациях, приводит к значительному снижению уровня хромосомных нарушений в клетках. При этом, если в среду культивирования поврежденных клеток вносили EGF, в среднем на 26% уменьшалась доля клеток с хромосомными аберрациями и на 30% падала частота хроматидных разрывов в них. Эффект PDGF был несколько меньше — среди поврежденных рентгеновским излучением лимфоцитов доля клеток с аберрациями уменьшалась в среднем на 21%, а частота хроматидных разрывов - на 22%. Снижение числа хромосомных нарушений при культивироваиии с ростовыми факторами было тем значительнее, чем выше исходный, индуцированный рентгеновским излучением, уровень нарушений. Среди регистрируемых аберраций в обоих случаях становится меньше дицентриков, парных фрагментов и реципрокных транслокаций. Однако на фоне снижения частоты хромосомных нарушений только культивирование поврежденных лимфоцитов с EGF приводит к восстановлению их митоген-индуцированной пролиферативной активности до контрольного уровня. Эти данные позволяют предполагать, что восстановление митоген-индуцированной пролиферативной активности поврежденных радиацией лимфоцитов может быть связано с освобождением из тромбоцитов фотомодифицированной крови EGF и в меньшей степени PDGF.

Глава 4. Обсуяедение

Клетки организма постоянно подвергаются воздействию множества генотоксических факторов как эндогенного, так и экзогенного происхождения, и поэтому эффективная работа систем репарации ДНК является необходимым условием их нормальной жизнедеятельности, определяющим, в том числе, и пролиферативный статус клеток. Однако интенсивность процессов, направленных на поддержание целостности генома, может меняться в зависимости от функционального состояния, возраста клетки и ее микроокружения, в частности немаловажную роль в этом могут играть ростовые факторы и цитокины. Подобная ситуация представляется особенно актуальной для лимфоцитов периферической крови, функциональная активность которых напрямую зависит от способности к пролиферации и в значительной мере определяет общее состояние организма. Выполняя защитные функции и рециркулируя, эти клетки часто оказываются в условиях неблагоприятного микроокружения, что, соответственно, повышает и риск возникновения повреждений в их ДНК (Barnett, Barnett, 1998). Кроме того, «наивные» лимфоциты и долгоживущие «клетки памяти», подолгу пребывающие в состоянии покоя, накапливают повреждения в ДНК, что может повлечь за собой снижение скорости репликации ДНК (Beiqing et al., 1992; Frasca et al., 1998; Barnett, Bamett, 1998). Эта ситуация может усугубляться при старении организма, когда в лимфоцитах растет частота образования одно- и двунитевых разрывов ДНК и снижается эффективность работы репаративных систем, что негативно сказывается как на продукции цитокинов, так и на способности клеток отвечать на антиген, делая тем самым иммунный ответ субоптимальным (Lambert et al., 1979; Beiqing et al., 1992; Frasca et al, 1998; McLeod, 2000; Doria, Frasca, 2001; Scarpaci et al., 2003). Однако следует отметить, что эти возрастные изменения, как продемонстрировали в своих работах Фраска и сотр. (Frasca et al., 1997; 1998; 2000), в принципе поддаются коррекции с помощью некоторых цитокинов. Несмотря на то, что основная задача подобных молекул — активировать каскад внутриклеточных реакций, совокупность которых обеспечивает прохождение клеткой фазы Gi клеточного цикла и определяет ее способность приступить к репликации ДНК, в настоящее время доказано, что некоторые цитокины и ростовые факторы принимают участие в регуляции процесса репарации ДНК (Бильдин и др, 1990; Wang et al., 1991; Coccia et al., 1992; Кирилова и др., 1992; Mertens et al., 1993; Игушева и др., 1994; Sirota et al., 1996; Bandyopadhyay et al, 1998; Wu et al., 1998; Fan et al., 2000; Frasca et al., 2000,2002; Schwarz et al., 2002). При этом немаловажной является и отмечавшаяся некоторыми исследователями закономерность — активация репарации ДНК при действии ростовых факторов и цитокинов наиболее выражена при исходно низком уровне этого процесса (Бильдин и др., 1990; Frasca et al., 1997,2000,2002).

Принципиальная возможность модуляции уровня ростовых факторов и цитокинов при воздействии света с различной длиной волны на клетки и организм человека в целом широко обсуждается в литературе (Funk et al., 1992,1993; Yu W, 1994; Yu HS, 1996; Agaiby et al., 2000; Kipshidze et al., 2001; Leung et al., 2002). В нашей лаборатории с помощью иммуноферментативного метода было показано быстрое возрастание уровня IFN-y, IL-10, PDGF и TGF-pi в крови человека после облучения поверхности тела ВИП светом в терапевтической дозе (Samoilova et al., 1998; Жеваго и др., 2001). Эти факты позволяют предполагать, что световое воздействие, изменяя уровень ростовых факторов и цитокинов в периферической крови, может способствовать восстановлению пролиферативной и функциональной активности клеток организма в условиях, когда эффективность работы ДНК-репаративных систем клеток снижена (как у пожилых людей) или в результате генотоксического стресса эти системы испытывают повышенную нагрузку (например, вследствие радиационного воздействия).

Учитывая все вышеизложенное, в настоящей работе была предпринята попытка доказать, что одним из механизмов индуцируемой фототерапевтическим воздействием иммуностимуляции, может быть активация процессов репарации ДНК и восстановление пролиферации лимфоцитов растворимыми (ростовыми) факторами, появляющимися в периферической крови. С этой целью исследовали влияние плазмы крови, полученной после нескольких вариантов фотовоздействия (облучения поверхности тела полихроматическим УФ или ВИП светом и облучения крови видимым светом He-Ne лазера) на структурно-функциональное состояние поврежденных сублетальными дозами радиации аутологичных лимфоцитов. Для сравнения на этой же экспериментальной модели поврежденных радиацией лимфоцитов тестировали влияние двух ростовых факторов (PDGF и EGF), о повышении уровня которых после воздействия света на кровь свидетельствуют результаты ряда работ (Белишева, Самойлова, 1984; Фирулина и др., 1987; Blinova et al., 1999; Sokolov et al., 1999; Кошкина и др. 2001; Самойлова и др., 2003).

Результаты исследований показали, что плазма крови, полученная через 30 мин после облучения небольшого участка поверхности тела человека полихроматическим УФ светом, будучи добавлена в среду культивирования поврежденных УФС или рентгеновской радиацией аутологичных лимфоцитов, повышает их пролиферативную активность в среднем на 34% и 44%, соответственно, восстановливая ее до уровня у интактных клеток. Одновременно, среди лимфоцитов в среднем на 29% уменьшается доля клеток со структурными аберрациями после УФС и на 46% - после рентгеновского воздействия, и снижается частота хроматидных разрывов в них - на 22% и 44%, соответственно. Наиболее значительно сокращается при этом количество парных фрагментов, а в случае повреждения рентгеновским излучением и количество дицентриков. Учитывая, что структурные нарушения хромосом, в частности дицентрики, образуется из недолго живущих (15-30 мин) разрывов ДНК на стадии Go/Gi клеточного цикла (Holmberg, 1990), полученные данные указывают на возможность снижения частоты образования таких нарушений в результате более эффективной работы ДНК-репаративных систем.

Действительно, основным механизмом этих эффектов, как свидетельствуют исследования УФС-индуцированного репаративного синтеза ДНК, является активация процессов репарации ДНК. Так, в случае культивирования поврежденных лимфоцитов с плазмой крови, полученной после облучения поверхности тела полихроматическим УФ светом, в среднем на 41% возрастает количество клеток, ведущих репаративный синтез ДНК, и на 32% увеличивается его интенсивность. По всей вероятности, развитие этого эффекта связано с действием света на небольшой объем крови в поверхностных микрососудах кожи и влиянием такой крови на остальной циркулирующей объем. Это заключение базируется на большом сходстве степени и характера активации репаративного синтеза ДНК в поврежденных лимфоцитах плазмой, выделенной из крови УФ-облученных добровольцев и из смеси in vitro УФ-облученной крови с 10-кратным объемом интактной аутологичной крови - варианта опыта, в котором в условиях in vitro моделировалось смешивание в сосудистом русле небольшого количества транскутанно фотомодифицированиой крови со значительно большим объемом циркулирующей крови. Сходство эффектов подтверждается не только высокой степенью корреляции, но и одинаковой в обоих случаях обратной зависимостью степени активации индуцированного репаративного синтеза ДНК от его исходного уровня: независимо от того, действует ли свет in vivo или in vitro, изолированная плазма стимулирует репаративный синтез ДНК в поврежденных клетках тем значительнее, чем ниже его исходные показатели.

Полученные в настоящей работе доказательства того, что после облучения поверхности тела полихроматическим УФ светом в терапевтической дозе 1 МЭД плазма крови, а точнее появляющиеся в ней растворимые факторы, значительно снижают в условиях in vitro уровень регистрируемых нарушений ДНК в результате стимуляции репаративного синтеза ДНК, прямо указывает на возможность активации такого механизма в условиях in vivo. Учитывая, что УФ-индуцированные повреждения ДНК, как принято считать в настоящее время, являются основной причиной возникающей после облучения поверхности тела иммуносупрессии, избежать развития которой удается при активации ДНК-репаративных процессов (Yarosh et al., 1993; Kripke et al., 1996; Norval, 2000; Boonstra et al., 2001), можно с большой вероятностью исключить возможность развития иммуносупрессивного состояния после фототерапевтической процедуры УФ облучения в дозе 1 МЭД.

Следует также обратить внимание на тот факт, что после облучения поверхности тела полихроматическим УФ светом не было зарегистрировано повышения уровня хромосомных нарушений в лимфоцитах периферической крови, наоборот, облучение способствовало снижению в них частоты характерных для нормы спонтанных хромосомных аберраций (парных фрагментов). Кроме того, в условиях сокультивирования лимфоцитов и плазмы УФ-облученных добровольцев, т.е. при реконструкции условий in vivo, уровень ФГА-стимулированной пролиферативной активности клеток повышался по сравнению с контролем в среднем на 20%. Таким образом становится очевидным, что полихроматический УФ свет, воздействуя на поверхность тела человека в терапевтической дозе, потенциирует механизмы, способствующие элимининации повреждений из ДНК лимфоцитов, что является благоприятным прогностическим признаком при использовании данного метода фототерапии.

Анализ влияния плазмы крови, полученной через 30 мин после облучения небольшого участка поверхности тела добровольцев ВИП светом, на митотическую активность и уровень структурных нарушений хромосом в аутологичных поврежденных радиацией лимфоцитах, показал, что, как и в случае УФ света, после облучения в циркулирующей крови появляются растворимые факторы, способные влиять на структурно-функциональное состояние клеток, подвергшихся генотоксическому стрессу. Митоген-индуцировнная активность поврежденных рентгеновским излучением лимфоцитов при культивировании с плазмой крови ВИП-облученных добровольцев восстанавливалась до ее уровня у интактных клеток, при этом обнаруживалась четкая тенденция к снижению доли клеток с хромосомными аберрациями (в среднем до 86%, р=0.06) и достоверное падение в них частоты хромосомных аберраций (в среднем на 17%). Проведенные исследования УФС-индуцированного репаративного синтеза ДНК указывают на возможность активации репаративных систем факторами ВИП-модифицированной транскутанно крови: количество клеток ведущих репаративный синтез ДНК возрастает в среднем на 8%. Однако, по сравнению с эффектом полихроматического УФ света, влияние ВИП света в данном случае оказывается гораздо менее выраженным. Возможно, этим объясняется и не столь сильное снижение структурных нарушений хромосом в поврежденных рентгеновским излучением лимфоцитах. Это отнюдь не означает, что потенциал видимого поляризованного света ниже. Поскольку хорошо известно, что многие эффекты оптического излучения дозозависимы, вполне вероятно, что использовавшаяся нами доза была недостаточна, или, напротив чрезмерна с точки зрения регуляции исследуемых процессов. Об этом свидетельствуют и результаты экспериментов с облучением крови ВИП светом in vitro, где использовалась доза в 5 раз меньшая, чем при фототерапевтической процедуре. Выяснилось, что несмотря на 10-кратное разведение интактной аутологичной кровью, облученная in vitro ВИП светом кровь, так же как и полученная после воздействия ВИП света на кожу, снижает, причем в несколько большей степени, уровень структурных нарушений в лимфоцитах, поврежденных рентгеновским излучением, восстанавливая их пролиферативную активность до уровня интактных клеток. Количество клеток с хромосомными аберрациями в данном случае снижается на 40%, и на 38% уменьшается частота хроматидных разрывов. В то же время плазма, выделенная из смеси in vitro облученной крови с интактной, не вызывает достоверных изменений параметров УФС-индуцированного репаративного синтеза ДНК. По-видимому, в результате воздействия света в зависимости от дозы облучения меняется механизм активации систем репарации ДНК, и основная нагрузка сдвигается с дорепликативной стадии на репликативную и/или пострепликативную. Тем пе менее, значительное сходство эффектов плазмы, выделенной из крови облученных ВИП светом добровольцев, и из смеси in vitro облученной ВИП светом крови с интактной, регистрируемое как по возрастанию количества клеток с повышенным уровнем репаративного синтеза ДНК (г= 0.81, р<0.01), так и по интенсивности включения радиоактивной метки (г= 0.71, р<0.01), позволяет заключить, что развитие этих эффектов после облучения поверхности тела в значительной степени связано с действием света на небольшой объем крови в поверхностных микрососудах кожи. Кроме того, как и при УФ облучении, независимо, от того действует ли свет in vivo или in vitro, изолированная плазма стимулирует репаративный синтез ДНК в поврежденных клетках тем значительнее, чем ниже его исходные индуцированные показатели.

Регистрируемое возрастание пролиферативной активности и снижение частоты хромосомных аберраций в поврежденных рентгеновским излучением лимфоцитах при культивировании с плазмой крови, полученной после облучения поверхности тела, скорее всего, не связано с элиминацией поврежденных клеток вследствие активации апоптоза. Об этом свидетельствуют эксперименты с облучением крови ВИП светом in vivo и in vitro, в которых не было зарегистрировано возрастания количества апоптотических клеток и доли лимфоцитов с проапоптотическими маркерами Fas и FasL.

Исследование структурно-функционального состояния клеток крови и митогенных свойств плазмы при моделировании процедуры внутривенного облучения крови с помощью He-Ne лазера (633 нм, 3 мВт - мощность светового потока на конце световода) показали, что в облученном объеме регистрировалось в 1.5 раза большее, по сравнению с контролем, количество лимфоцитов со структурными дефектами хромосом. Эти результаты не противоречат имеющимся в литературе данным, указывающим на принципиальную возможность повреждения ДНК при облучении клеток лазерным излучением в невысоких дозах (Осапа et al., 1997), однако в исследованиях, посвященных терапевтическим режимам, подобные эффекты, как правило, не обнаруживаются (Яковченко, 1989; Joyce et al., 1997), что объясняется тщательным подбором клинически эффективной дозы (Москвин, Буйлин, 2000). В условиях созданной нами модели внутривенного облучения крови из-за гораздо меньшей скорости протекания крови по системе (0.10 мл/с, что примерно в 2 - 3 раза медленнее, чем в кровеносном сосуде) доза, получаемая кровью, значительно превышала терапевтическую, что и могло привести к росту уровня хромосомных нарушений.

Существенно, что в отличие от описанных ранее типов воздействия, появление повреждений не приводило к подавлению митоген-индуцированной пролиферативной активности лимфоцитов облученной лазером крови. Однако, при этом обнаруживалась обратная зависимость изменений митотической активности клеток от ее контрольного уровня, и в присутствии плазмы облученной лазером крови пролиферация лимфоцитов с уровнем хромосомных нарушений выше контрольного оказывалась сниженной. Следует отметить, что в литературе существуют данные о повышении митотической активности лимфоцитов периферической крови после процедур внутривенного облучения крови, но при этом не обнаруживалось роста уровня хромосомных нарушений в клетках (Яковченко, 1989; Хатиашвили и др., 1989). Подобная направленность эффектов, при использовании отличных от терапевтических доз лазерного света, указывает на необходимость тщательного контроля доз лазерного излучения в клинической практике.

При анализе влияния плазмы облученной лазером крови на уровень структурных хромосомных аберраций и митоген-индуцированную пролиферативную активность поврежденных рентгеновским излучением лимфоцитов выяснилось, что такая плазма, хотя и несколько повышает ФГА-стимулированную активность клеток, так, что она приближается к уровню у интактных клеток, значимо не влияет на уровень хромосомных аберраций в них. Однако после смешивания необлученной и облученной лазером крови (как это и происходит в организме) свойства плазмы крови модифицируются — она приобретает способность не только стимулировать митоген-индуцированную пролиферативную активность лимфоцитов (на 32%), но и снижать уровень индуцированных радиацией хромосомных повреждений: на 16% уменьшается доля клеток с хромосомными аберрациями и на 14% снижается частота хроматидных разрывов. При этом характер регистрируемых изменений пролиферативной активности поврежденных клеток при культивировании с плазмой крови, выделенной из облученной in vitro крови и из ее смеси с интактной кровью оказывается сходным (г= 0.67, р<0.05).

Проведенные в нашей лаборатории исследования свидетельствуют о том, что восстановление поврежденных радиацией лимфоцитов в присутствии плазмы фотомодифицированной in vitro крови связано с появлением в ней факторов тромбоцитарного происхождения (Samoilova et al., 1996). Учитывая, что при активации тромбоциты секретируют широкий спектр биологически активных веществ и оказываются основным источником ростовых факторов EGF и PDGF, а также данные, указывающие на возможность быстрого роста содержания PDGF при воздействии ВИП света на кровь (Жеваго и др., 2001), в данной работе была предпринята попытка выяснить, влияет ли PDGF и EGF, на митоген-индуцированную пролиферацию и частоту хромосомных нарушений в лимфоцитах человека, поврежденных рентгеновским излучением.

Результаты исследований показали, что культивирование поврежденных рентгеновским излучением лимфоцитов с EGF и PDGF в физиологических концентрациях приводит к значительному снижению уровня хромосомных нарушений в клетках. При этом, если в среду культивирования поврежденных клеток вносили EGF — на 26% уменьшалась доля клеток с хромосомными аберрациями и на 30% снижалась частота хроматидных разрывов в них. Эффект PDGF был несколько меньше — среди поврежденных лимфоцитов доля клеток с аберрациями уменьшалась на 21%, а частота хроматидных разрывов - на 24%. Снижение числа хромосомных нарушений при культивировании с ростовыми факторами было тем значительнее, чем выше был индуцированный рентгеновским излучением уровень таких нарушений. Среди регистрируемых аберраций в обоих случаях уменьшалось количество дицентриков, парных фрагментов и реципрокных транслокаций. Однако на фоне снижения частоты хромосомных нарушений только культивирование поврежденных лимфоцитов с EGF приводило к восстановлению их митоген-индуцированной пролиферативной активности до контрольного уровня. Эти данные позволяют предположить, что восстановление пролиферативной активности поврежденных радиацией лимфоцитов может быть связано с освобождением из тромбоцитов фотомодифицированной крови EGF и в меньшей степени - PDGF. Механизм, реализующий их влияние на поврежденные клетки, неясен, поскольку нет данных, подтверждающих наличие рецепторов для этих двух ростовых факторов на поверхности зрелых лимфоцитов. В то же время существует ряд работ, указывающих на возможность участия EGF в регуляции процессов созревания предшественников Т-, В-лимфоцитов в тимусе и костном мозге (Gimble et al., 1989; Cashman et al., 1990; Shinohara, Honjo, 1996). Иммуногистохимическими методами показано, что примерно 3% клеток костного мозга, имеющих ядро и являющихся, судя по морфологии и наличию CD68 маркера, клетками миело-моноцитарного ряда, характеризуются как EGFR - позитивные (Walz et al., 1995).

Кроме того, EGFR был выделен из мембран мононуклеаров селезенки мышей, и было зарегистрировано изменение некоторых характеристик его энзиматической активности в течение 12 ч после облучения животных рентгеновским излучением в дозе 1 Гр (Кипренко и др., 2001). Эти данные указывает на возможность участия EGFR и запускаемого им сигнального каскада в реакции иммунокомпетентпых клеток селезенки на радиационное повреждение.

Таким образом, совершенно очевидно, что EGF может влиять на состояние клеток лимфоидного ряда в организме опосредованно, изменяя секреторные потенции их клеточного микроокружения. В наших экспериментальных условиях - in vitro — может быть востребован и еще один возможный механизм опосредованного (непрямого) участия EGF и PDGF в регуляции функционального состояния лимфоцитов. Известно, что эти ростовые факторы, как и ряд других биологически активных веществ, в том числе некоторые цитокины, циркулируют в крови в комплексе с одним из основных белков плазмы — высокомолекулярным альфа-2 макроглобулином (а2М), и при определенных условиях (будучи нековалентно связаны) могут диссоциировать с сохранением своей специфической активности (Дорофейков и др., 1999). В результате, благодаря взаимодействию с а2М осуществляется не только транспорт, защита от протеолитического разрушения и быстрое удаление из циркуляции активных белковых молекул, но и столь же быстрое повышение их содержания. Учитывая, что комплексообразующие свойства а2М, помимо его структурного состояния и реактивности среды (наличия оксидантов, например), зависят и от афинности нековалентно ассоциированной молекулы (Liebl, Коо, 1993; Crookston et al., 1994; Gonias et al., 2000; Liu et al., 2001), можно предположить, что резкое повышение в среде культивирования содержания EGF или PDGF создает условия для конкурентного замещения этими белками менее афинных в отношении а2М молекул. Возможно, освобождающиеся таким образом растворимые факторы и определяют характер регистрируемых структурно-функциональных изменений в поврежденных лимфоцитах. Поскольку в число взаимодействующих с а2М входят и такие важные цитокины, как IL-1, IL-2, IL-6 и TNF-a, то вполне вероятно, что они могут претендовать на роль эффекторных молекул. Тем более, что имеющиеся в литературе немногочисленные данные, сопоставляющие активность а2М в отношении различных субстратов, указывают на меньшую афинность IL-6 и TNF-a к а2М, по сравнению с PDGF-BB (Crookston et al., 1994; Wu et al., 1998a).

Вместе с тем, результаты недавних исследований показали, что активация рецептора IL-6 и относящейся к семейству рецепторов TNF молекулы CD40 влияет на уровень и активность в ядре одного из важнейших ферментов репарации ДНК - DNA-PK (Mono et al.,

1999; Adam et al., 2000; Frasca et al., 2000, 2002). Интересно, что впервые этот феномен был продемонстрирован на примере EGFR (Bandyopadhyay et al., 1998; Huang, Hurari, 2000). DNA-PK, состоящая из каталитической субъединицы и гетеродимерного регуляторного комплекса Ки70/80, как известно, вовлечена в репарацию двунитевых разрывов ДНК, образующихся в результате действия ионизирующего излучения и некоторых терапевтических лекарств, а также в ходе V(D)G рекомбинации, переключения изотипов, реакций физиологического окисления (Ramsden, Geller, 1998; Featherstone, Jackson, 1999; Tuteja, Tuteja, 2000). Оказалось, что либо Ku-гетеродимер, либо отдельные его составляющие, ко-локализуются с неактивным рецептором и транспортируются в ядро после его стимуляции (Bandyopadhyay et al., 1998; Morio et al., 1999; Adam et al., 2000; Huang, Hurari, 2000; Frasca et al., 2002). Как показали Фраска и сотр. (Frasca et al., 2000, 2002), повышенная ядерная активность гетеродимера Ки, регистрирующаяся сразу после повреждающего рентгеновского воздействия, лежит в основе стимуляции репаративного синтеза ДНК в мононуклеарах периферической крови, обработанных высокоафинным лигандом рецептора IL6 - K7/D6. При этом действие K7/D6 было наиболее выраженным именно при исходно низкой интенсивности процесса репарации ДНК (Frasca et al., 1997, 2000, 2002). Сопоставив функциональную активность Ки гетеродимера с фазами клеточного цикла, Фраска и сотрудники пришли к выводу, что после облучения пик активности DNA-PK-механизма репарации приходится на G (/раннюю S-фазы, но поскольку некоторая ее активность регистрируется и в G2 фазе, то не исключена и возможность участия DNA-PK в регуляции как репарации, так и прохождения G2-контрольной точки. Принимая во внимание имеющиеся в литературе данные о возможности модуляции содержания ростовых факторов и цитокинов в результате фотовоздействия, можно ожидать, что аналогичный рецептор-опосредованный механизм, регулирующий активность и уровень DNA-PK, срабатывает и в нашем случае — при культивировании поврежденных клеток с плазмой фотомодифицированиой крови.

В этой связи следует отметить, что, скорее всего, существуют различия в спектре или концентрациях факторов, появляющихся в крови, облученной светом с различными физическими характеристиками. Так, сравнительно большая эффективность плазмы крови, модифицированной полихроматическим УФ светом, в отношении тестировавшихся структурно-функциональных параметров лимфоцитов, частично может быть связанна, например, с тем, что возникающие в результате действия УФИ повреждения ДНК, или точнее процесс их репарации, как показано, способны внести дополнительное разнообразие в репертуар продуцируемых клеткой цитокинов (Nishigori et al., 1996; O'Connor et al., 1996; Petit-Frere et al., 1998; Suzuki et al., 2001).

Суммируя результаты, представленные в данной работе, можно сказать, что локальное транскутанное воздействие полихроматического УФ или видимого+ИК света в терапевтической дозе, инициирующее модификацию функциональной активности клеток и/или плазмы в ограниченном объеме, приводит к немедленным изменениям свойств всей циркулирующей крови. Природа этого феномена пока остается неясной. Наиболее обоснованным выглядит предположение об индукции светом продукции клетками крови (гранулоцитами, моноцитами, лимфоцитами, тромбоцитами) АФК и N0, генерирующих в свою очередь каскад АФК и N0 в необлученной крови, и выступающих в качестве медиаторов реакций внутри- и межклеточной сигнализации (Самойлова и др., 2003). Развивающиееся в результате изменения функционального состояния клеточных и плазменных элементов всей циркулирующей крови и могут составить основной механизм системных/дистантных эффектов света. В частности, появляющиеся в плазме периферической крови растворимые факторы (возможно, вследствие изменения комплексообразующих свойств а2М при действии АФК) способны стимулировать процесс восстановления структурной целостности ДНК в аутологичных лимфоцитах, повышая тем самым их пролиферативные и функциональные возможности. Кроме того, подобную направленность эффектов (связанную с активацией ДНК-репаративных механизмов) следует ожидать и в отношении других клеточных типов. На это указывает как описанный и для EGF механизм повышения активности DNA-PK (Bandyopadhyay et al., 1998; Huang, Hurari, 2000), так и принципиальная возможность его быстрого появления в плазме в результате диссоциации комплексов с а2М при изменении рН среды (Gettins, Crews, 1993).

Следует подчеркнуть, что регистрировавшееся в наших экспериментах регулирующее влияние плазмы фотомодифицированной крови, наиболее ярко проявляющееся при исходно низкой интенсивности процесса репарации ДНК, и аналогичная закономерность, обнаруживаемая некоторыми исследователями при использовании ростовых факторов (варианта IL-6 - K7/D6 и EGF с инсулином) и подтвержденная собственными опытами с EGF и PDGF, также являются косвенным указанием на вовлеченность в регуляцию работы систем репарации ДНК именно ростостимулирующих молекул, появляющихся в фотомодифицированной крови.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Зубанова, Ольга Ивановна, Санкт-Петербург

1. Ананченко В.Г., Стрельцов, Гредкова И.А. 1988. Лазеротерапия и показатели иммунной системы при ишемической болезни. Советская медицина. 6: 67-71.

2. Артюхов В. Г. 1989. О действии УФ излучения на гемоглобин крови мышей. Биофизика. 14(1):189-191.

3. Арцишевская Р.А., Миронова А.П., Самойлова К. А. 1984. Десорбция гликопротеинов с поверхности лимфоцитов периферической крови человека после облучения коротковолновыми УФ лучами. Цитология. 26(2): 209-214.

4. Белишева Н.К., Самойлова К.А. 1984. Механизм клинических эффектов УФ-облученной донорской крови: стимуляция ДНК-синтетической активности клеток человека в культуре. Бюл. Экп. Биол. Мед. 12:675-677.

5. Белишева Н.К., Фирулина И.И., Васюхин В.И. 1986. Модификация ростостимулирующих свойств донорской крови при ее УФ облучении. В кн.: Механизмы влияния облученной ультрафиолетовыми лучами крови на организм человека и животных. Л.: Наука: 194-202.

6. Белугин А.А., Прошкина И. И. 1959. Влияние общих УФО на динамику основных нервных процессов при некоторых заболеваниях нервной системы. Вопр. Курорт. 1: 2333.

7. Бильдин В.Н., Серегина Т.Б., Жестяников В.Д. 1990. Регуляция репарации ДНК в клетках млекопитающих. I. Репарация радиационных повреждений ДНК в мышиных клетках Swiss ЗТЗ при действии эпидермального фактора роста и инсулина. Цитология. 32(10): 1037-1045.

8. Брить Г.Е., Петросян В.И., Житенева Э.А., Синицын Н.И., Киричук В.Ф., Мартынов Л.А. 1996. Новые данные об изменении структуры биожидкостей под влиянием низкоинтенсивного лазерного излучения. Физ. медицина. 5(1-2): 39-40.

9. Бриллъ Г.Е., Бриллъ А.Г. 1997. Гуанилатцикгтаза и NO-синтаза возможные первичные акцепторы энергии низкоинтенсивного лазерного излучения. Лазерная медицина. 1(1):39-42.

10. Бриллъ Г.Е., Петросян В.И., Синицын Н.И. 1999. Поддержание структуры водного матрикса важнейший механизм гомеостатической регуляции в биосистемах. В кн.: Новые технологии в медицине. Саратов: 28-31.

11. Владимирова Н.А. 1981. Лечебное применение УФ-излучений. М.: ЦОЛИУВ. 76 с.

12. Гамалея Н.Ф., Федорчук А.Г., Прокопенко И.В. 1999. Лазерная иммуномодуляция: вовлечение клеточных путей сигнальной трансдукции. Фотобиология и экспериментальная медицина. 1:44-49.

13. Гамалея Н.Ф., Шишко Е.Д., Яниги Ю.В. 1986. Механизм лазерной биостимуляции -факты и гипотезы. Изв. АН СССР. Сер. Физич. 50(5): 1027-1032.

14. Ганелина И.Е., Самойлова К.А. (ред.). 1986. Механизмы влияния облученной ультрафиолетовыми лучами крови на организм человека и животных. Л.: Наука. 264 с.

15. Горбатенкова Е.А., Владимиров Ю.А., Парамонов Н.В., Азизова О.А. 1989. Красный свет гелий-неонового лазера реактивирует супероксиддисмутазу. Бюлл. эксп. биол. мед. 57(3):302-305.

16. Деримедведъ В.Д., Поддубный А.В., Фадеева Т.Т. 1981. Лечение некоторых сердечнососудистых заболеваний ультрафиолетовой аутогенной кровью. Харьков. 35 с.

17. Дорофейков В.В., Фрейдлин Т.С., Щербак И.Г. 1999. Альфа-2-макроглобулин как главный цитокин-связывающий белок плазмы. Мед. иммунология. 5 (1) :5-12.

18. Евдонин A.JI. 1998. Белки семейства STAT: роль в проведении клеточного сигнала. Цитология. 40(12): 1053-1060.

19. Забалуева А.П., Прокопенко Ю.И., Данциг Н.М. 1975. К механизму адаптогенного действия УФ излучения. Веста. АМН СССР. 3:23-26.

20. Захаров А.Ф., Бенюш В.А., Кулешов И.П., Барановская Л.И. 1982. Хромосомы человека. Атлас. М.: Медицина. 263 с.

21. Зенков Н.К., Менъщтова Е.Б. 1993. Активированные кислородные метаболиты в биологических системах. Усп. соврем, биол. 111(3): 286-296.

22. Ибрагимова А.Г. 1976. Светолечение. Казань. 75 с.

23. Игушева О.А., Билъдт В.Н., Жестянников В.Д. 1994. Эпидермальный фактор роста стимулирует репарацию гамма-индуцированных однонитевых разрывов ДНК в клетках HeLa главным образом в нетранскрибируемой ДНК. Докл. Акад. Наук. 338:416-419.

24. Карандашов В.И., Петухов Е.Б. 1984. Метод реинфузии УФ-облученной крови в лечении больных с флегмонами дна полости рта. Клин, хирургия. 1:54-56.

25. Карандашов В.И., Петухов Е.Б., Зродников B.C. 2001. Фототерапия. (Светолечение). (Руководство для врачей). М.: Медицина. 388 с.

26. Карапетян С.К, Кочарян Р.Г. 1979. Биологическое действие искусственных источников ультрафиолетового излучения на животный организм. Ереван. 164 с.

27. Караченцева Т.В., Обросов А.Н. 1975. Использование естественного и искусственного ультрафиолетового излучения в лечебных и профилактических целях. В кн.: Биологическое действие ультрафиолетового излучения. М.: Наука. 104 с.

28. Кару Т. Й. 2000. Первичные и вторичные клеточные механизмы лазерной терапии. В кн.: Низкоинтенсивная лазерная терапия. Ред. Москвин С.В., Буйлин В.А. М.: ТОО «Фирма «Техника»:71-95.

29. Кару Т.Й., Смолъянинова Н.К., Мантейфель В.М. 1991. Дерепрессия генома в лимфоцитах из периферической крови человека после облучения He-Ne лазером. В кн.: Низкоинтенсивные лазеры в медицине. 4.1. Обнинск: 47-50.

30. Кипренко Т.О., Кучеренко М., Остапченко Л.И. 2001. Рецепторная протеинкиназа в лимфоцитах селезенки. Методы изоляции и очистки. Укр. биохим. журнал. 73(5):23-27.

31. Клебанов Г.И., Страшкевич КВ., Чинук Т.В., Модестова Т.М., Владимиров Ю.А. 1998. Влияние эндогенных фотосенсибилизаторов на лазер-индуцированный прайминг лейкоцитов крови. Биол. мембраны. 15(3): 273-285.

32. Кошкина О.Н., Самойлова К.А., Блинова М.И., Кузьминых Е.В., Калмыкова Н.В. 2001. Повышение ростостимулирующей активности крови человека как механизм ранозаживляющего действия видимого поляризованного света. Цитология. 43(9):868.

33. Крутецкая З.И., Лебедев О.Е. 2000. Структурно-функциональная организация сигнальных систем в клетке. Цитология. 42(9): 844-874.

34. Крыленков В.А., Малыгин A.M. 1982. Действие УФ излучения на поверхность иммунокомпетентных клеток млекопитающих. 1. Изменение экспрессии некоторых антигенов и рецепторов поверхности лимфоцитов селезенки мыши. Цитология. 24(12): 1411-1416.

35. Крыленков В.А., Бубнов А.Н., Калинина J1.M. 1982. Действие УФ излучения на поверхность иммунокомпетентных клеток. В кн.: Человек и свет. Саранск: 51-52.

36. Крыленков В.А., Малыгин A.M. 1983. Действие УФ излучения на поверхность иммунокомпетентных клеток млекопитающих. 1. Изменение некоторых характеристик поверхности лимфоцитов селезенки мыши. Цитология. 25(1):110-113.

37. Кушхабиев В.И. 1982. Влияние ультрафиолетового излучения на иммунореактивное состояние костнотуберкулезных больных. В кн.: Экспериментальная и клиническая иммунология. Сб. науч. тр. Нальчик: 204-207.

38. Ланцов В.А. 1998. Репарация ДНК и канцерогенез: универсальные механизмы репарации у про- и эукариот и последствия их повреждения у человека. Мол. Биол. 22(5): 757-772.

39. Моисеев Н. 1990. Человек и ноосфера. М.: Наука. 120 с.

40. Москвин С.В., Буйлин В.А. (ред.) 2000. Низкоинтенсивная лазерная терапия. М.: ТОО «фирма «Техника». 724 с.

41. Мурина М.А., Аносов А.К., Рощупкин Д.И. 1984. Изменение агрегации эритроцитов итромбоцитов под действием ультрафиолетового излучения. Биофизика. 29(1): 92-96.

42. Мэйер А., Зейтц Э. 1952. Ультрафиолетовое излучение. М.: Наука. 575 с.

43. Никольский Н.Н., Соркин А.Д., Сорокин А.В. 1987. Эпидермальный фактор роста. J1.: Наука. 200 с.

44. Никольский Н.Н. 1998. STAT-путь внутриклеточной сигнализации. Цитология. 40(12): 1050-1052.

45. Плескан Н.М., Михельсон В.М., Раамс А., Боотсма Д. 1996. Определение групп комплементации для клеток больных пигментной ксеродермой и синдромом Кокейна, обнаруженных в России. Цитология. 38(8): 863-868.

46. Попов Ю.В., Карпов В.Н., Степанова В. В. 1984. Аутотрансфузия УФ-облученной крови у крупного рогатого скота: лечебное действие и аппаратура. В кн.: Всесоюзное совещание по применению оптического излучения в с.-х. производстве. Тез. докл. Львов: 34.

47. Ы.Поташов Л.В., Кругликова О.Ф., Никитин Г.В., Чеминава Р.Ф. 1979. УФ облучение аутокрови в условиях эксперимента. В кн.: Фотобиология животной клетки. JL: Наука: 223-227.

48. Русанов В.М., Скобелев Л.И. 1983. Фракционирование белков плазмы в производстве препаратов крови. М.: Наука. 224 с.

49. Савельев B.C., Александрова Н.П., Петухов Е.Б. 1981. Коррекция гемореологических расстройств методом ультрафиолетового облучения крови. Вестн. АМН СССР. 10:7274.

50. Самойлова К.А., Миронова А.П., Арцишевская Р.А. 1984. Выход веществ из лимфоцитов периферической крови человека, облученных коротковолновыми УФ лучами. Цитология. 26(1): 102-108.

51. Самойлова К.А., Зарицкий А.Ю., Станкевич Е.Р., Миронова А.П. 1985. Влияние УФ-облученной донорской крови на колониеобразующую способность клеток костного мозга человека в культуре. Цитология. 27(4):488-492.

52. Самойлова К. А. 1985. Первичные механизмы лечебно-оздоровительного действия УФ-излучения. В кн.: Вопросы использования оптического излучения в медицине. Саранск: 118-126.

53. Самойлова К.А., Снопов С.А., Оболенская К.Д., Арцишевская Р.А., Вологдина А.В., Штильбанс В.И. 1989. Пусковые механизмы лечебных аутотрансфузий УФ-облученной крови (мембранотропное действие на эритроциты и тромбоциты). Вестн. хир. 12: 51-60.

54. Тарасова Е.А. 1978. О влиянии УФ радиации на динамику функции дыхания, газообмена, насыщения крови Ог у легкоатлетов во время мышечной деятельности. В кн.: Механизмы регуляции физиологической функции в экстремальных условиях. Томск: 119-123.

55. Тотолян А.А., Балдуева И.А., Бубнова Л.Н., Закревская А.В., Зуева Е.Е., Калинина Н.М., Лисицина З.Н. 1999. Стандартизация методов иммунофенотипирования клеток крови и костного мозга человека. Мед. иммунология. 1(5): 21-43.

56. Тронов В.А. 1999. Репарация ДНК и апоптоз. Цитология. 41(5): 405-411.

57. Фирулииа И.И., Самойлова К.А., Белишева Н.К. 1987. Ростостимулирующий эффект облученной УФ лучами крови. I. Зависимость от дозы облучения, исходных ростовых потенций крови и функционального состояния клеток-мишеней. Цитология. 29(7):818-824.

58. Хатиашвили Е.Б., Лапиашвили Н.Н., Хачапуридзе Г.Г. 1989. Модификация цитогенетического эффекта УФ-лучей в лимфоцитах излучением He-Ne лазера. В кн.: Радиационные исследования. Вып.5. Тбилиси: 171-174.

59. Царфис П.Г. 1982. Действие природных факторов на человека. М. 198 с.

60. Чичук Т.В., Страшкевич И.А., Клебанов Г.И. 1999. Свободнорадикальные механизмы стимулирующего действия низкоинтенсивного лазерного излучения. Вестн. РАМН. 2:27-32.

61. Шеметило И.Г., Воробьев М.Г. 1980. Светолечение. В кн. Современные методы электро- и светолечения. Л.: Медицина: 143-175.

62. Щавель С.С., Червинский Л.С. 1983. Пути проникновения ультрафиолетового и видимого излучения в организм животного. В кн.: Вопросы рационального использования электрической энергии в сельском хозяйстве. Науч. тр. Укр. с.-х. Акад. Киев: 38-41.

63. ЪХ.Ярилин А.А., Никонова М.Ф., Ярилина А.А., Варфоломеева М.И., Григорьева Т.Ю. 2000. Апоптоз, роль в патологии и значимость его оценки при клинико-иммунологическом обследовании больных. Мед. иммунология. 2(1):7-16.

64. Adam L., Bandyopadhyay D„ Kumar R. 2000. Interferon-a signaling promotes nucleus-to-cytoplasmic redistribution of p95 Vav, and formation of multisubunit complex involving Vav, Ku80, and Tyk-2. Biochem. Biophys. Res. Commun. 267:692-696.

65. Agaiby A.D., Ghali L.R., Wilson R., Dyson M. 2000. Laser modulation of angiogenic factor production by T-lymphocytes. Lasers Surg. Med. 26(4):357-363.

66. Al-Watban F.A., Zhang X. Y. 1997. Comparison of wound healing process using Argon and Krypton lasers. J. Clin. Laser Med. Surg. 15(5):209-215.

67. Andreu G., Boccaccio C., Klaren J., Lecrubier C., Pirenne F., Garcia I., Baudard M., Devers L., Fournel J.J. 1992. The role of UV radiation in the prevention of human leukocyte antigen alloimmunization. Transfus. Med. Rev. 6: 212-224.

68. Bandyopadhyay D., Mandal M, Adam L., Mendelsohn J., Kumar R. 1998. Physical interaction between epidermal growth factor receptor and DNA-dependent Protein Kinase in mammalian cells. J. Biol. Chem. 273(3):1568-73.

69. Barnett У.А., Barnett C.R. 1998. DNA damage and mutation: contributors to the age-related alterations in T-cell-mediated immune response? Mech. Ageing Dev. 102:165-175.

70. Basco Z, Ever son R.B., Eliason J.F. 2000. The DNA of annexin V-binding apoptotic cell is highly fragmented. Cancer Res. 60(16): 4623-4628.

71. Bednarska K„ Rozga В., Kolodziejczyk K., Szosland D., Leyko W., Bryszewska M. 1998. Effect of low-power red light laser irradiation on the viability of human skin fibroblast. Radiat. Environ. Biophys. 37(3):215-217.

72. BeiqingД., Cornwell D.G., Whisler R.L. 1992. Age-related changes in DNA of human T-cells: accelerated unwinding of double strand DNA after oxidant and identification of DNA fragmentation resembling apoptosis. Ageing: Immunol. Infect. Dis. 3:101-106.

73. Ben-DovN., Shefer G„ Irintchev A., WernigA., Oron U„ Halevy O., IrinitchevA. 1999. Low-energy laser irradiation affects satellite cell proliferation and differentiation in vitro. Biochim. Biophys. Acta. 1448:372-380.

74. Beretta L., Gabbay M., Berger R., Hanash S.M., Sonenberg N. 1996. Expression of the protein kinase PKR is modulated by IRF-1 and is reduced in 5q-associated leukaemias. Oncogene. 12: 1593-1596.

75. Bernardi R.J., Johnson C.S., Modzelewski R.A., Trump D.L. 2002. Antiproliferative effects of lalfa, 25-didihydroxyvitamin d (3) and vitamin d analogue on tumor-derived endothelial cells. Endocrinology. 143(7): 2508-2514.

76. Berneburg M., Krutmann J. 2000. Photoimmunology, DNA repair and photocarcinogenesis. J. Photochem. Photobiol. B. 54: 87-93.

77. Berneburg M., Lehmann A.R. 2001. Xeroderma pigmentosum and related disorders: defects in DNA repair and transcription. Adv. Genet. 43: 71-102.

78. Boreham D.R., Gale K.L., Moves S.R., Walker J.A., Morrison D.P. 1996. Radiation-induced apoptosis in human lymphocytes: potential as a biological dosimeter. Health. Phys. 71(5): 685-691.

79. Callaghan G.A., Riordan C., Gilmore W.S., Mclntyre I.A., Allen J.M., Hannigan B.M. 1996. Reactive oxygen species inducible by low-intensity laser irradiation alter DNA synthesis in the haemopoietic cell line U937. Lasers Surg. Med. 19(2):201-206.

80. Chen K.-H., Srivastava D.K., Wilson S.H. 2001. Relationship between base excision repair capacity and DNA alkylating agent sensitivity in mouse monocytes. Mutat. Res. 487(3-4):nine.

81. Cheong W.-F., Prahl S.A., Welch A.J. 1990. A review of optical properties of biological tissues. IEEE J. Quant Electr. 26(12): 2166-2185.

82. Chin Y.E, Kitagawa M., Kuida K, Flavell RA., FuX.-Y. 1997. Activation of the STAT signaling pathway can cause expression of caspase 1 and apoptosis. Mol. Cell. Biol. 17: 5328-5337.

83. Chin Y.E, Kitagawa M, Su W.-C. S., You Z-H., Iwamoto Y., Fu X.-Y. 1996. Cell growth arrest and induction of cyclin-dependent kinase inhibitor p21 WAF1/CIP1 mediated by ST ATI. Science. 278:1803-1805.

84. Cleaver J.E., Karplus K, Kashani-Sabet M., Limoli C.L. 2001. Nucleotide excision repair "a legacy of creativity". Mutat. Res. 485(1): 23-36.

85. Coccia P., Bertini R., Pagani P., Marinello C., Taverna P., Villa P., D 'Incalci M. 1992. 06-alkylguanine DNA alkyltransferase is induced by human recombinant interferon-alpha A/D in mouse liver. J. Interferon Res. 12:173-176.

86. Coffer P.J., Jin J., Woodgett JR. 1998. Protein kinase В (c-Akt): a multifunctional mediator of phosphatidylinositol 3-kinase activation. Biochem. J. 335 (Pt 1):1-13.

87. Conlan M.J., RapeyJ.W., Cobb C.M. 1996. Biostimulation of wound healing by low energy laser irradiation. J. Clin. Peridontol. 23: 492-496.

88. Coombe A. R., Но C.T., Darendeliler M.A., Hunter N. Philips JR., Chappie C.C., Yum L.W. 2001. The effects of low level laser irradiation on osteoblastic cells. Clin. Orthod. Res. 4(1 ):3-14.

89. Crookston K.P., Webb D.J., Wolf В.В., Gonias S.L. 1994. Classification of alpha 2-macroglobulin-cytokine interactions based on affinity of noncovalent association in solution under apparent equilibrium conditions. J. Biol. Chem. 269(2): 1533-1540.

90. Cuddihy A.R., WongA.H.T., Tarn N.W.N., Li S., Koromilas A.E. 1999. The double-stranded RNA activated protein kinase PKR physically associates with the tumor suppressor p53 and phosphorylates human p53 on serine 392 in vitro. Oncogene. 18: 2690-2702.

91. Devary Y., Gottlieb R.A., Smeal Т., Karin M. 1992. The mammalian ultraviolet response is triggered by activation of Src tyrosin kinase. Cell. 71: 1081-1091.

92. Devary Y., Rosette C., Didonato J.A., Karin M. 1993. NF-kB activation by ultraviolet light not dependent on a nuclear signal. Science. 261:1442-1445.

93. Doria G., Frasca D. 2001. Age-related changes of DNA damage recognition and repair capacity in cells of the immune system Mech. Ageing Dev. 122:985-998.

94. Dougherty T.J., Gomer C.J., Henderson B.W., Jori G., Kessel D., Korbelik M., Moan J., Peng Q. 1998. Ptotodynamic therapy. J. Natl. Cancer Inst. 90: 889-905.

95. Dube A., Bock C., Bauer E, Kohli R, Gupta P.K., Greulich K.O. 2001. He-Ne laser irradiation protects B-lymphoblasts from UVA-induced DNA damage. Radiat. Environ. Biophys. 40: 77-82.

96. El Batanouny M., Korraa S., Fekry O. 2002. Mitogenic potential inducible by He-Ne laser in human lymphocytes in vitro. J. Photochem. Photobiol. B. 68(1): 1-7.

97. Epstein J. H. 1977. Photomedicine. In book: The science of photobiology. N.Y.: 175-208.

98. Fan S, Ma Y.X., Wang J.A., Yuan R.Q., Meng Q., Cao Г., Laterra J.J., Goldberg ID.,f>

99. Rosen E.M. 2000. The cytokine hepatocyte growth factor/scatter factor inhibits apoptosis and enhances DNA repair by a common mechanism involving signalling through phosphatidyl inositol 3' kinase. Oncogene. 19(18):2212-2223.

100. Featherstone C., Jackson S.P. 1999. Ku, a DNA repair protein with a multiple cellular function? Mutat. Res. 343,3-15.

101. Fisher M.S., Kripke M.L. 1987. Systemic alteration induced in mice by ultraviolet light irradiation and its relationship to ultraviolet carcinogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 74: 1688-1692.

102. Frasca D., Pucci S., Goso C., Barattini P. Barile S., Pioli С., Doria G. 1997. Regulation of cytokines production in aging: use of recombinant cytokines to upregulate mitogen-stimulated spleen cells. Mech. Ageing Dev. 93: 157-169.

103. Frasca D., Barattini P., Goso C., Pucci S„ Rizzo G„ Bartoloni C., Costanzo M., Errani A., Guidi L., Antico L., TricerriA., Doria G. 1998. Cell proliferation and ku protein expression in ageing humans Mech. Ageing Dev. 100:197-208.

104. Frasca D., Scarpaci S., Barattini P., Bartoloni C., Guidi L., Costanzo M., Doria G. 2002. The DNA repair protein ku is involved in gpl30-mediated signal transduction events in PBMC from young but not from elderly subjects. Exp. Gerontol. 37: 321-328.

105. Friedman H., Lubart R., Laulicht J., Rochkind S.A. 1991. A possible explanation of laser-induced stimulation and damage of cell cultures. Photochem. Photobiol. 11: 87-95

106. Friedmann P.S., White S.I., Parker S, Moss C., Matthews J.N.S. 1989. Antigenic stimulation during ultraviolet therapy in man dos not result in immunological tolerance. Clin. Exp. Immunol. 76: 68-72.

107. Funk J.O., Kruse A., Kirchner H. 1992. Cytokine production after helium-neon laser irradiation in cultures of human peripheral blood mononuclear cells. J. Photochem. Photobiol. B. 16(3-4): 347-355.

108. Funk J. O., Kruse A., Neustock P., Kirchner H. 1993. Helium-neon laser irradiation induces effects on cytokine production at the protein and the mRNA level. Exp. Dermatol. 2(2):75-83.

109. Gagliardi S., Atlante A., Passarella S. 1999. A novel property of adenine nucleotides: sensitivity to helium-neon laser in mitochondrial reactions. Biochem. Mol. Biol. Int. 41(3): 449-460.

110. Gamaley I. A., Klybin I. V. 1999. Role of reactive oxygen species: signaling and regulation of cellular function. Int. Rev. Cytology. 188: 155-203.

111. Ganju L., SalhanA., Karan D„ Chanda S., Srivastava K.K. 1999. Immunomodulatory effect of laser on whole body exposure. Indian J Exp Biol. 37(5): 444-449.

112. Garland C.F., Garland F.C. 1980. Do sunlight and vitamin D reduce the likelihood of colon cancer? Int. J. Epidemiol. 9(3): 227-231.

113. Garland C.F., Garland F.C., Gorham E.D. 1991. Can colon cancer incidence and death rates be reduced with calcium and vitamin D? Am. J. Clin. Nutr. 54(1 Suppl):193S-201S.

114. GarssenJ., Buckley T.L., Van Loveren H. 1998. A role for neuropeptides in UVB-induced systemic immunosuppression. Photochem. Photobiol. 68(2): 205-210.

115. Gaspari A.A., Fleisher T.A., Kraemer K.H. 1993. Impaired interferon production and natural killer cell activation in patients with the skin cancer-prone disorders, xeroderma pigmentosum. J. Clin. Invest. 92: 1135-1142.

116. Gesina L, Longenecker L. (Eds.). 1985. Platelets: Physiology and Pharmacology (Physiologic and Pharmacologic Basis of Drug Therapy). Orlando. Acad. Press: 489 p.

117. Gettins P.G.W., Crews B.C. 1993. Epidermal Growth factor binding to human a2-Macroglobulin. Implications for a2-Macroglobulin-growth factor interactions. Biochemistry. 32:7916-7921.

118. Giese A.C. 1978. Living with Our Sun's Ultraviolet Rays. Plenum Press, New York, London. 185 p.

119. Giese A.C. 1980. Photosensitization of organisms with special reference to natural photosensitizers. In book: F. Hillenkampf, R. Pratesi, C. Sacchi (Eds), Lasers in Biology and Medicine. New York: Plenum Press: 299-341.

120. Gimble J.M., Pietrangeli C.E., Henley A., et al. 1989. Characterization of murine bone marrow and spleen derived stromal cells: analysis of leukocyte marker and growth factor mRNA transcript levels. Blood. 74: 303-311.

121. Godar D.E. 1999. Light and death: photons and apoptosis. J. Investig. Dermatol. Symp. Proc. 4:17-23.

122. Grossman N., SchneidN., Reuveni H., Halevy S., Lubart R. 1998. 780 nm low power diode laser irradiation stimulates proliferation of keratinocyte culture: involvement of reactive oxygen species. Lasers Surg. Med. 22(4):212-218.

123. Hanawalt P.C. 2001. Controlling the efficiency of excision repair. Mutat. Res. 485(1): 3-13.

124. Handel-Fernandez M.E., Kurimoto /., Streilein J.W., Vincek V. 1999. Genetic mapping and physical cloning of UVB susceptibility region in mice. J. Invest. Dermatol. 113(2): 224-229.

125. Hasan Т., Moor A.C.E., Ortel B. 2000. Photodynamic therapy of cancer. In book: Cancer Medicine. Holland J.F., Frei E.I., Bast R.S.J., Kufe D.W., Morton D.L., Weichselbaum B.C. (Eds), 5th Edition, Decker, Hamilton, Ontario: 489-502.

126. Holmberg M. 1990. On the time course of the interactions between DNA breaks in the production of a radiation-induced chromosome exchange aberration. Mutat. Res. 232(2): 2667-272.

127. HrnjakM., Kuljic-Kapulica N., BudisinA., Giser A. 1995. Stimulatory effect of low-power density He-Ne laser radiation on human fibroblasts in vitro. Vojnosanit. Pregl. 52(6): 539546.

128. Huang S.M., Harari P.M. 2000. Modulation of radiation response after epidermal growth factor receptor blockade in squamous cell carcinoma: inhibition of damage repair, cell cycle kinetics, and tumor angiogenesis. Clin. Cancer Res. 6(6):2166-2174.

129. IhleJ.N. 1995. Cytokine receptor signalling. Nature. 377(6550):591-594.

130. Inoue K., Nishioka J., Hukuda S. 1989. Altered lymphocyte proliferation by low dosage laser irradiation. Clin. Exp. Rheumatol. 7(5):521-523.

131. Johnson B.E., Daniels F.J., Magnus I.A. 1968. Response of human skin to ultraviolet light. Photochem. Photobiol. 14:139-202.

132. Johnson M.R., Valentine C., Basilico C., Mansukhani A. 1998. FGF signaling activates STAT1 and p21 and inhibits the estrogen response and proliferation of MCF-7 cells. Oncogene. 1998. 16:2647-2656.

133. Joyce K.M., Downes C.S., Hannigan B.M. 1999. Radioadaptation in Indian muntjac fibroblast cells induced by low intensity laser irradiation. Mutat. Res. 435:35-42.

134. Kallay E„ Bareis P., Bajna E., Kriwanek S., Bonner E., Toyokuni S., Cross H.S. 2002. Vitamin D receptor activity and prevention of colonic hyperproliferation and oxidative stress. Food Chem. Toxicol. 40(8): 1191-1196.

135. МЪ.Каги Т. 1999. Primary and secondary mechanisms of action of visible to near-IR radiation on cells. J. Photochem. Photobiol. B. 49: 1-17.

136. Kastan M.B., Onyekwere O., Sidransky D., Vogelstein В., Craig R.W. 1991. Participation of p53 protein in the cellular response to DNA damage. Cancer Res. 51: 6304-6311.

137. Katiyar S.K. 2001. A single physiologic dose of ultraviolet light exposure to human skin in vivo induces phosphorylation of epidermal growth factor receptor. Int. J. Oncol. 19: 459-464.

138. Khanna A., Shankar L.R., Keelan M.H., Kornowski R., Leon M., Moses J., Kipshidze N. 1999. Augmentation of the expression of proangiogenic genes in cardiomyocytes with low dose laser irradiation in vitro. Cardiovasc. Radiat. Med. l(3):265-269.

139. Kim Т.К., Kim K, Kim T.Y., Lee W.G., Yim J. 2000. Chemotherapeutic DNA-damaging drugs activate interferon regulatory factor-7 by the mitogen-activated protein kinase kinase-4c-jun N-terminal kinase pathway. Cancer Res. 60: 1153-1156.

140. Klebanov G.I., Strashkevich LA., Chichuk T.V., Modestova T.M., Vladimirov Yu.A. 1998. Effects of endogenous photosensitizers on the laser-induced priming of leucocytes. Membr. Cell. Biol. 12(3):339-354.

141. Kreisler M., Christojfers A.B., Al-Haj H., Willershausen В., d'Hoedt B. 2002. Low level 809-nm diode laser-induced in vitro stimulation of the proliferation of human gingival fibroblasts. Lasers Surg. Med. 30(5):365-9.

142. Kripke M.L. 1982. Immunologic mechanisms in UV radiation carcinogenesis. Adv. Cancer Res. 34:69-106.

143. Kripke M.L., Сох P.A., Alas L., Yarosh D.B. 1992. Pyrimidine dimmers in DNA initiate systemic immunosuppression in UV-irradiated mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 89: 75167520.

144. Kripke M.L., Сох P.A., Bucana C., Vink A.A., Alas L„ Yarosh D.B. 1996. Role of DNA damage in local suppression of contact hypersensitivity in mice by UV radiation. Exp. Dermatol. 5: 173-180.

145. Krutmann J., MoritaA. 1999. Mechanisms of ultraviolet (UV) В and UVA phototherapy. J. Investig. Dermatol. Symp. Proc. 4(l):70-72.

146. Krutmann J. 1998. Therapeutic photoimmunology: photoimmunological mechanisms in photo(chemo)therapy. J. Photochem. Photobiol. 44:159-164.

147. Kubasova Т., Horvath M„ Kocsis K., Fenyo M. 1995. Effect of visible light on some cellular and immune parameters. Immunol.Cell Biol. 73(3):239-44.

148. Kulms D., Poppelmann В., Schwarz T. 2000. Ultraviolet radiation-induced interleukin 6 release in HeLa cells is mediated via membrane events in a DNA damage-independent way. J. Biol. Chem. 275: 15060- 15066.

149. Kulms D„ Schwarz T. 2001. Ultraviolet radiation inhibits interleukin-2-induced tyrosine phosphorylation and the activation of STAT5 in T lymphocytes. J. Biol. Chem. 276(16): 12849-12855.

150. Laderoute K.R., Ausserer W.A., Knapp A.M., Grant T.D., Sutherland R.M. 1994. Epidermal growth factor modifies cell cycle control in A431 human squamous carcinoma cells damaged by ionizing radiation. Cancer Res. 54:1407-1411.

151. Lambert В., Ringborg U., Skoog L. 1979. Age-related decrease of UV-induced DNA repair synthesis in human peripheral blood leukocytes. Cancer Res. 39: 2792-2795.

152. Lankford K.V., Mosunjac M., Hillyer C.D. 2000. Effects of UVB radiation on cytokine generation, cell adhesion molecules, and cell activation markers in T-lymphocytes and peripheral blood HPCs. Transfusion. 40(3): 361-367.

153. Levin D.H., Petryshyn R., London l.M. 1980. Characterization of double-stranded-RNA-activated kinase that phosphorylates a subunit of eukaryotic initiation factor 2 (eIF-2 a ) in reticulocyte lysates. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 77: 832-836.

154. Li D., Turi T.G., Schuck A., Freedberg I.M., Khitrov G., Blumenberg M. 2001. Rays and arrays: the transcriptional program in the response of human epidermal keratinocytes to UVB illumination. FASEB J. 15(13):2533-5.

155. Lieber M.R., Grcrwunder U., Wu X, Yaneva M. 1997. Tying loose ends: roles of ku and DNA-dependent protein kinase in the repair of double-strand breaks. Curr. Opin. Genet. Dev. 7: 99-104.

156. Liebl D.J., Koo P.H. 1993.Comparative binding of neurotrophic (NT-3, CNTF and NGF) and various cytokines to alpha 2- macroglobulin. Biochem. Biophys. Res. Commun. 193(3): 1255-61

157. Liu Q., Ling T.-Y., Shieh H.-S., Johnson F.E., Huang J.S., HuangS.S. 2001. Identification of the high affinity binding site in transforming factor-f} involved in complex formation with macroglobulin. J. Biol. Chem. 276(49):46212-46218.

158. Louagie H., Cornelissen M., Philippe J., Vral A., Thierens H., De Ridder L. 1998. Flow cytometry scorting of apoptosis compared to electron microscopy in gamma irradiated lymphocytes. Cell. Biol. Int. 22(4): 277-283.

159. Lubart R, Wollman Y., Friedmann H., Rochkind S., Laulicht I. 1992. Effects of visible and near-infrared lasers on cell cultures. J. Photochem. Photobiol. B. 12(3): 305-310.

160. Ludes-Meyers J.H, Subler M.A., Shivakumar C.V., Munoz R.M., Jiang P., Bigger J.E., Brown DR, Deb S.P., Deb S. 1996. Transcriptional Activation of the Human Epidermal Growth Factor Receptor Promoter by Human p53. Mol.Cell. Biol.l 6(11):6009-6019.

161. Lyndall D., Weinert T. 1996. From DNA damage to cell cycle arrest and suicide: a budding yeast perspective. Curr. Opin. Genet. Develop. 6:4-11.

162. McLeod J.D. 2000. Apoptotic capability in ageing T cells. Mech. Ageing Dev. 121:151159.

163. Mathiasen I.S., Sergeev I.N., Bastholm L„ Elling F„ Norman A.W., Jaattela M. 2002. Calcium and calpain as key mediators of apoptosis-like death induced by vitamin D compounds in breast cancer cells. J. Biol. Chem. 277(34): 30738-30745.

164. Mehta R.G., Mehta R.R. 2002. Vitamin and cancer. J. Nutr. Biochem. 13(5): 252-264.

165. Mertens R., Severin K„ Habedank M. 1993. Effect of human and recombinant IFN-alpha and IFN-beta on the sister-chromatid exchange (SCE) frequency in amniotic fluid cells in vitro. Mutat. Res. 300:195-200.

166. MesterA.F., MesterA. 1989. Wound healing. Laser Therapy. 1: 7-15.

167. Moor A.C.E. 2000. Signalling pathways in cell death and survival after photodynamic therapy. J. Photochem. Photobiol. B.57:l-13.

168. Morris S.D. 2002. Heat shock proteins and the skin. Clin. Exp. Dermatol. 27: 220-224.

169. Murrell G.A., Francis M.J., Bromley L. 1990. Modulation of fibroblast proliferation by oxygen free radicals. Biochem. J. 265(3):659-65.

170. NishigoriC., YaroshS.B., Ullirich S.E., VinkA.A., BucanaC.B., RozaL., Kripke M.L. 1996. Evidence that DNA damage triggers interleukin 10 cytokin production in UV-irradiated murine keratinocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93: 10354-10359.

171. Norval M. 2001. Effects of solar radiation on the human immune system. J. Photochem. Photobiol. B. 63: 28-40.

172. Ocana-Quero J.M., Gomez-Villamandos R., Moreno-Millan M., Santisteban-Valenzuela J.M. 1997. Sister chromatid exchange induction in sheep peripheral blood mononuclear cells by helio-neon laser radiation. Mutat. Res. 377(l):69-75.

173. Prost S„ Bellamy C.O.C., Cunningham D.S., Harrison D.J. 1999. Altered DNA repair and dysregulation ofp53 in IRF-1 null hepatocytes. FASEB J. 12: 181-188.

174. Quelle F.W., Wang J., Feng J., Wang D., Clevelend J.L., Ihle J.N., Zambetti G. 1998. Cytokine rescue of p53-depnendent apoptosis and cell cycle arrest is mediated by distinct Jak kinase signalling pathways. Genes Dev. 12:1099-1107.

175. Ramsden D.A., Geller M. 1998. Ku protein stimulates DNA end joining by mammalian DNA ligase: a direct role of ku in repair of DNA dsb. EMBO J. 17:609-614.

176. Reth M. 2002. Hydrogen peroxide as second messenger in lymphocyte activation. Nature ** Immunol. 3(12): 1129-1134.

177. Roberts R.A., James N.H., Cosulich S„ Hasmall S.C., Orphanides G. 2001. Role of cytokines in non-genotoxic hepatocarcinogenesis: cause of effect? Toxicol. Letters. 120:301306.

178. RoblesA.I., WangX.W., Harris C.C. 1999. Drug-induced apoptosis is delayed and reduced in XPD lymphoblastoid cell lines: possible role of TFIIH in p53-mediated apoptotic cell death. Oncogene. 18:4681-4688.

179. Rosette C., Karin M. 1996. Ultraviolet light and osmotic stress: activation of the JNK cascade through multiple growth factor and cytokine receptors. Science. 274(5290): 1194-7.

180. Sachsenmaier C., Radler-Pohl A., Zinck R., Nordheim A., Herrlich P., Rahmsdorf H.J. 1994. Involvement of growth factor receptors in the mammalian UVC response. Cell. 78(6):963-72.

181. Samoilova K.A., Snopov S.A., Obolenskaya K.D. 1996. Ultraviolet Irradiation of Blood: Mechanisms of Wide Therapeutic Effects. In: Biologic Effects of Light. Berlin-NY.: WalterdeGruyter: 199-203.

182. Sauer H„ Wartenberg M., Hescheler J. 2001. Reactive oxygen species as intracellular messengers during cell growth and differentiation.Cell. Physiol. Biochem. 11:173-186.

183. Scarpaci S„ Frasca D., Barattini P., Guidi L., Doria G. 2003. DNA damage recognition and repair capacities in human naive and memory T cells from peripheral blood of young and elderly subjects. Mech. Ageing Dev. 124(4):517-524.

184. Schenk P. W., Snaar-Jagalska B.E. 1999. Signal perception and transduction: the role of protein kinases. Biochem. Biophys. Acta. 1449:1-24.

185. Schwarz A., Stander S., Berneburg M., Bohm M., Kulms D., van Steeg H., Grusse-Heitmeyer K., Krutmann J., Schwarz T. 2002. Interleukin-12 suppresses ultraviolet radiation-induced apoptosis by inducing DNA repair. Nat. Cell. Biol. 4(1): 26-31.

186. Schwarz T. 1998. UV light affects cells membrane and cytoplasmic targets. J. Photochem. Photobiol. B. 44:91-98.

187. Shinohara Т., Honjo T. 1996. Epidermal growth factor can replace thymic mesenchyme in induction of embryonic thymus morphogenesis in vitro. Eur. J. Immunol. 26: 747-752.

188. Simon M.M., Aragane Y„ Schwarz A., Luger T.A., Schwarz T. 1994. UVB light induces nuclear factor kB activity independently from choromosomal DNA damage in cell-free cytosolic extracts. J. Invest. Dermatol. 120: 422-427.

189. Skinner S.M., Gage J.P., Wilce P.A., Shaw R.M. 1996. A preliminary study of the effects of laser radiation on collagen metabolism in cell culture. Aust. Dent. J. 41(3):188-192.

190. Smith M.L, Chen I.-T., Zhan Q, О'Conner P.M., For пасе A.J. 1995. Involvement ofp53 in repair of UV-type DNA damage. Oncogene. 10: 1053-1059.

191. Smol'yaninova N.K., Karu T.I., Fedoseeva G.E., Zelenin A.V. 1991. Effects of He-Ne laser irradiation on chromatin properties and synthesis of nucleic acids in human peripheral blood lymphocytes. Biomed. Sci. 2(2):121-6

192. Snopov S.A., Obolenskaya K.D., Zubanova O.I., Samoilova K.A. 1996. Rapid changes in circulating red and white cells following UV exposure of small skin area. In: Abstracts of 12th International Congress on Photobiology ICP-96. Vienna: 261.

193. Snopov S.A., Sosunova O.A., Kharit S.M. 2000. Changes of immune parameters in children after suberythemal UV exposures and vaccination with diphteria-tetanus toxoids. In: Abstracts of 13th International Congress on Photobiology. San Francisco: 112.

194. Staal F.J., Roederer M., Herzenberg L.A., Herzenberg L.A. 1990. Intracellular thiols regulate activation of nuclear factor kappa В and transcription of human immunodeficiency virus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 87(24):9943-7.

195. Stadler I., Evans R., Kolb В., Nairn J.O, Narayan V., Buehner N. Lanzafame R.J. 2000. In vitro effects of low-level laser irradiation at 660 nm on peripheral blood lymphocytes. Lasers Surg. Med. 27(3):255-61.

196. Stecca C., Gerber G.B. 1998. Adaptive response to DNA-damaging agents. A review of potential mechanisms. Biochem. Pharmacol. 55:941-951.

197. Suzuki H„ Kalair W., Shivji G.M., Wang В., Toto P., Amerio P., Kraemer K.H., Sauder D.N. 2001. Impaired ultraviolet-B-induced cytokine induction in xeroderma pigmentosum fibroblasts. J. Invest. Dermatol. 117(5): 1151-1155.

198. Suzuki N., Suzuki H. 1988. Suppression of UV mutagenicity by human interferon. Mutat. Res. 202:179-183.

199. Takahashi A. 2002. Pre-irradiation at a low dose-rate blunted p53 response. J. Radiat. Res. 43:1-9.

200. Tie C, Golomb C., Taylor J. R., Streilein J.W. 1995. Suppressive and enhancing effects of ultraviolet В radiation on expression of contact hypersensitivity in man. J. Invest. Dermatol. 104(l):18-22

201. Trompezinski S., Pernet I., Schmitt D., Viae J. 2001. UV radiation and prostaglandin E2 up-regulate vascular endothelial growth factor (VEGF) in cultured human fibroblasts. Inflam. Res. 50: 422-427.

202. Tuner J., Hode L. 2002. Low Level Laser Therapy. Clinical Practice and Scientific background. Sweden: Prima Books. 404 p.

203. Tuteja R., Tuteja N. 2000. Ku autoantigen: a multifunctional DNA-binding protein. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 35(l):l-33.

204. Ueda Y„ Shimizu N. 2001. Pulse irradiation of low-power laser stimulates bone nodule formation. J. Oral Sci. 43(l):55-60.

205. Ullrich S.E., Azizi E., Kripke M.L. 1986. Suppression of the induction of delayed-type hypersensitivity reactions in mice by a single exposure to ultraviolet radiation. Photochem. Photobiol. 43: 633-638.

206. Ullrich S.E. 1996. Does exposure to UV radiation induce a shift to a Th-2-like immune response? Photochem. Photobiol. 64: 254-258.

207. Vacca R.A., Marra E., Quagliariello E., Greco M. 1993. Activation of mitochondrial DNA replication by He-Ne laser irradiation. Biochem. Biophys. Res. Commun. 195(2):704-709.

208. Vacca R.A., Marra E., Quagliariello E., Greco M. 1994. Increase of both transcription and translation activities following separate irradiation of the in vitro system components with He-Ne laser. Biochem. Biophys. Res. Commun. 203(2): 991-997.

209. Vidoczy Т. 1989. Photochemistry of biologically important chromophores absorbing in the UV. J. Photochem. Photobiol. B. 9: 376-377.

210. VinkA.A., Srtickland F.M., Bucana С., Сох P.A., Roza L., Yarosh D.B., Kripke M.L., 1996. Localization of DNA damage and its role in altered antigen-presenting cell function in ultraviolet-irradiated mice. J.Exp. Med. 183: 1491-1500.

211. Vologdina A. V., Samoilova KA. 1994. Changes in extent of lipid peroxidation and total antioxidant activity of human blood after exposure of a small area of the body surface to ultraviolet (UV) and visible light (UVL+VL). Laser Therapy. 6(1): 34.

212. Vologdina A.V., Snopov S.A., Samoilova K.A., Obolenskaya K.D., Lonskaya I.A. 1996. Similarity of mechanisms of some effects of traditional phototreatment of skin and extracorporal blood photomodification. Laser Therapy. 8(1): 61.

213. Wan Y.S., Wang Z.Q., Voorhees J., Fisher G. 2001. EGF receptor crosstalks with cytokine receptors leading to the activation of c-Jun kinase in response to UV irradiation in human keratinocytes. Cell Signal. 13(2): 139-44.

214. Wang P.L., CongS.Y„ Dong X.Y., Chen Z.C., Ma C.P. 1991. A genetic study of human interferon-alpha-induced repair of DNA damage in hepatitis В patients. Mutat. Res. 262:125128.

215. Wang X.W., Vermeulen W., Coursen J.D., Gibson M., Lupoid S.E., Forrester K, Xu G., Elmore L., Yeh #., Hoeijmakers J.H., Harris C.C. 1996. The XPB and XPD helicases are components of the p53-mediated apoptosis pathway. Genes Dev. 10: 1219-1232.

216. Wang Y„ Reed M., Wang P., Stenger J.E., Mayer G„ Anderson M.E., Schwedes J.F., Tegtmeyer P. 1993. P53 domain: identification and characterization of two autonomous DNA-binding regions. Genes Dev. 7: 2575-2586.

217. Watt J.L., Stephen G.S., 1986. A practical approach. Human Cytogenetics, Oxford: IRL Press Ltd.: 39-55.

218. У* 285. Wedlock P., Shephard R.A., Little C., McBurney F. 1996. Analgesic effects of cranial laser treatment in two rat models. Physiol. Behav. 59(3):445-448.

219. Wu K.I., Pollack N. Panos R.J., Sporn P.H., Kamp D.W. 1998. Keratinocyte growth factor promotes alveolar epithelial cell DNA repair after H202 exposure. Am. J. Physiol. 275(4 Pt l):L780-787.

220. Wu S.M., Patel D.D., Pizzo S.V. 1998a. Oxidized alpha2-macroglobulin (alpha2M) differentially regulates receptor binding by cytokines/growth factors: implications for tissue injury and repair mechanisms in inflammation. J. Immunol. 161(8):4356-4365.

221. Yaakobi Т., Maltz L., Oron U.1996. Promotion of bone repair in the cortical bone of the tibia in rats by low energy laser (He-Ne) irradiation. Calcif. Tissue Int. 59(4):297-300.

222. Yaakobi Т., Shoshany Y., Levkovitz S., Rubin O., Ben Haim S.A., Oron U. 2001. Long-term effect of low energy laser irradiation on infarction and reperfusion injury in the rat heart. J. Appl. Physiol. 90(6):2411-2419.

223. Yamada K. 1991. Biological effects of low power laser irradiation on clonal osteoblastic cells (MC3T3-E1). Nippon. Seikeigeka Gakkai Zasshi. 65(9):787-799.

224. Yew D.T., Chan Y. 1977. The effect of laser on the developing rodent retinas. Acta Anat. (Basel). 99(4):386-390.

225. Yew D. Т., Chan Y. 1978. Comparison of the effects of laser on the light- and dark-adapted rodent retinas. Acta Anat. (Basel). 102(l):90-93.к

226. Yu H.S., Chang K.L., Yu C.L., Chen J.W., Chen G.S. 1996. Low-energy helium-neon laser irradiation stimulates interleukin-1 alpha and interleukin-8 release from cultured human keratinocytes. J. Invest. Dermatol. 107(4): 593-596.

227. Yu W, Nairn J.O., Lanzafame R.J. 1994. The effect of laser irradiation on the release of bFGF from 3T3 fibroblasts. Photochem Photobiol. 59(2): 167-70.

228. Yoshikawa Т., Rae V., Bruins-Slot W, van der BergJ.W., Taylor JR., Streilein J. W. 1990. Susceptibility to effects of UVB radiation on induction of contact hypersensitivity as a risk factor for skin cancer in humans. J Invest Dermatol. 95: 530-536.

229. Yoshikawa Т., Streilein J. W. 1990. Genetic basis of the effects of ultraviolet light В on cutaneous immunity. Evidence that polymorphism at the Tnfa and Lps loci governs susceptibility. Immunogenetics. 32(6): 398-440.

230. Zamanian-Daryoush M„ Mogensen Т.Н., DiDonato J.A., Williams B.R. 2000. NF-kB activation by double-stranded-RNA-activated kinase (PKR) is mediated through NF-kB-inducing kinase and IkB kinase. Mol. Cell. Biol. 20:1278-1290.