Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Влияние модификации нуклеотидного состава гена gag вируса иммунодефицита человека на его экспрессию в клетках млекопитающих

ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Кофман, Александр Витальевич

Принятые сокращения и обозначения

Перечень рисунков и таблиц В

1. Введение

2. Цели и задачи исследования

3. Обзор литературы

3.1. Вырожденность генетического кода и влияние 15 нуклеотидного состава генов на их экспрессию в гетерологичных системах

3.2. Экспрессия структурных генов вируса иммунодефицита 21 человека в клетках млекопитающих

4. Материалы и методы 34 4.1 Стратегии клонирования

4.1.1. Синтетический gag и химерные конструкции

4.1.2. Клонирование ОБР в рсОШ3.1(+)

4.2. Векторы 39 А2Л.РСЯ-8сНр1 39 А.2.2. рсОЫА3.1(+) 41 4.2.3 .рЫ2 42 МА.рЖЕЪпеовРР

4.3. Молекулярное клонирование

4.3.1. Полимеразная цепная реакция

4.3.2. Работа с рестрикционными ферментами

4.3.3. Гель-электрофорез ДНК

4.3.4. Лигирование

4.3.5. Трансформация бактерий

4.3.6. Выделение плазмидных клонов

4.3.7. Секвенирование

4.3.8. Точечный мутагенез

4.4. Основные праймеры

4.5. Трансфекция клеток

4.5.1. Клеточные культуры и их поддержание

4.5.2. Кальциевая трансфекция

4.5.3. Инфекция клеток вирусом осповакцины

4.6. Иммуноблоттинг

4.7. Иммуноферментный анализ

4.8. Люциферазный ассей

4.9. Компьютерные программы

5. Результаты.

6. Обсуждение

6.1. Ингибиторные элементы или селективность 89 генетического кода?

6.2. Предполагаемые механизмы влияния селективности 94 генетического кода на экспрессию гетерологичных генов в клетках млекопитающих.

6.3. Взаимное влияние экспрессии генов на пост- 100 транскрипционном уровне. Значение для генной терапии.

7. Выводы

8. Благодарности

Введение Диссертация по биологии, на тему "Влияние модификации нуклеотидного состава гена gag вируса иммунодефицита человека на его экспрессию в клетках млекопитающих"

Вырожденность генетического кода предполагает кодирование одних и тех же аминокислот различными триплетами нуклеотидов. Около 20 лет назад было впервые отмечено, что характер распределения тех или иных кодонов не случаен, и что наблюдается определенная предрасположенность в их использовании не только среди различных организмов, но и среди различных генов внутри одного биологического вида. Примечательно, что предрасположенность генетического кода отражает различия в уровнях экспрессии генов и, по-видимому, является результатом естественного отбора. Наиболее часто используемые кодоны называются оптимальными для данного организма или биологического вида. Было обнаружено, что экспрессия белков в гетерологичных системах (например, экспрессия человеческого гемоглобина в клетках E.coli) характеризуется в большинстве случаев низкой эффективностью, однако может быть значительно улучшена благодаря оптимизации генетического кода, то есть создания искусственных генов на основе кодонов являющихся оптимальными для данной экспрессионной системы.

Несмотря на значительные успехи в экспрессии гетерологичных генов в бактериях, растениях, дрожжах, клетках млекопитающих и трансгенных животных, механизмы, негативно влияющие на экспрессию генов с редкими кодонами, остаются в значительной степени неизученными. Трансляция неоптимизированных генов может быть нарушена вследствие недостаточного количества соответствующих транспортных РНК и затруднения прохождения рибосом из-за скопления редких кодонов. Инициация трансляции зависит от нуклеотидов окружающих старт-кодон, а нуклеотиды, примыкающие к стоп-кодону, также существенно влияют на терминацию трансляции, прочитывание стоп-кодона и сдвиг рамки считывания. Предполагается, что различия в использовании генетического кода влияют на стабильность, процессинг и нуклеоцитоплазматический транспорт матричной РНК (мРНК), однако этот вопрос не был тщательно изучен.

Вирус иммунодефицита человека (ВИЧ) представляет интересную модель для изучения влияния предрасположенности генетического кода на экспрессию белков в гетерологичных системах. Содержание аденина в геноме ВИЧ существенно выше, чем в человеческих генах, что, как предполагается, служит причиной сравнительно низкой экспрессии gag/pol и env генов ВИЧ в клетках млекопитающих. Согласно другой точке зрения, низкий уровень экспрессии структурных генов ВИЧ объясняется присутствием в кодирующих участках генов так называемых ингибиторных последовательностей (ИП), которые характеризуются высоком уровнем содержания аденина и тимидина и, согласно некоторым данным, снижают экспрессию мРНК, влияя на ее стабильность и нуклеоцитоплазматический транспорт. Однако до сих пор не удалось локализовать ИП, и неизвестно, опосредуют ли ИП трансляционный эффект.

В данной работе мы исследовали влияние различий синонимичных кодонов на экспрессию гетерологичных генов в клетках млекопитающих, используя модель гена gag вируса иммунодефицита человека. При сравнении экспрессии gag „дикого" типа и искусственного gag, состоящего полностью из кодонов характерных для клеток млекопитающих нами обнаружено, что уровень экспрессии gag в клетках HI299 находится в количественной зависимости от соотношения „диких" нуклеотидных последовательностей и последовательностей, адаптированных к генетическому коду, используемому в клетках млекопитающих. Используя экспрессионную систему „Вирус осповакцины - Т7 РНК полимераза" мы показали, что эффекты различий генетического кода могут реализоваться не только на уровне трансляции, но и на пре-трансляционном уровне. Нами также было обнаружено, что вариации генетического кода влияют не только на экспрессию gag, но и на экспрессию котрансфицированного гена люциферазы, причем уровни экспрессии gag и люциферазы находились в обратно пропорциональной зависимости. Полученные данные предоставляют информацию о факторах влияющих на экспрессию генов в гетерологичных системах, а также указывают на возможное неспецифическое влияние трансгенов на экспрессию клеточных генов, что должно быть принято во внимание при проведении экспериментов по переносу гена и генной терапии.

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Кофман, Александр Витальевич

7. Выводы

7.1. Экспрессия гена gag в клетках млекопитающих количественно зависит от его нуклеотидного состава, который отражает различия в использовании синонимичных кодонов вирусом иммунодефицита человека и млекопитающими.

7.2. Эффекты различного использования синонимичных кодонов в клетках млекопитающих могут реализоваться на пре-трансляционном уровне.

7.3. Вариации генетического кода могут оказывать влияние на взаимную регуляцию экспрессии трансгенов в клетках млекопитающих.

8. Благодарности

Я хочу выразить свою огромную признательность моему научному руководителю Александре Давидовне Харазовой, которая вложила немало сил для того, чтобы эта работа стала возможной. Ее вклад в данную работу, как и в другие мои усилия в научной области, был решающим и критическим для успеха.

Я благодарю мою жену за ее неутомимые и самоотверженные попытки способствовать скорейшему написанию данной работы, без чего данная работа, по всей видимости, никогда бы не появилась на свет.

Я выражаю горячую и искреннюю благодарность моим родителям, родителям моей жены, и другим родственникам, оказавшим неоценимую помощь на всех этапах моей научной деятельности, включая процедуру оформления документов для защиты диссертации.

Я хочу упомянуть с теплотой профессоров и преподавателей Военно-медицинской академии, сотрудников Санкт-Петербургской медицинской академии с которыми мне пришлось работать, и которые сделали немало для становления меня как ученого.

Я благодарю профессоров и преподавателей Санкт-Петербургского государственного университета и Института цитологии Российской академии наук за предоставленную мне возможность презентации и за внимательное, доброжелательное и критическое рассмотрение материалов моей диссертационной работы.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Кофман, Александр Витальевич, Санкт-Петербург

1. Afonina Е., Neumann М. and Pavlakis G. N. Preferential binding of poly(A)-binding protein 1 to an inhibitory RNA element in the human immunodeficiency virus type 1 gag mRNA // J Biol Chem, 1997, v.272 (4), p.2307-2311.

2. Afonina E., Stauber R. and Pavlakis G. N. The human poly(A)-binding protein 1 shuttles between the nucleus and the cytoplasm // J Biol Chem, 1998, v.273 (21), p.13015-13021.

3. Andre S., Seed В., Eberle J., Schraut W., Bultmann A. and Haas J. Increased immune response elicited by DNA vaccination with a synthetic gpl20 sequence with optimized codon usage // J Virol, 1998, v.72 (2), p.1497-1503.

4. Arrigo S. J. and Chen I. S. Rev is necessary for translation but not cytoplasmic accumulation of HIY-1 vif, vpr, and env/vpu 2 RNAs // Genes Dev, 1991, v.5 (5), p.808-819.

5. Aruffo A., Stamenkovic I., Melnick M., Underhill С. B. and Seed B. CD44 is the principal cell surface receptor for hyaluronate // Cell, 1990, v.61 (7), p. 13031313.

6. Au L. C., Yang F. Y., Yang W. J., Lo S. H. and Kao C. F. Gene synthesis by a LCR-based approach: high-level production of leptin-L54 using synthetic gene in Escherichia coli // Biochem Biophys Res Commun, 1998, v.248 (1), p.200-203.

7. Ausubel F. M., Brent R., Kingston R. E., Moore D. D., Siedman J. G., Smith J. A. and K. S. Escherichia Coli, plasmids and bacteriophages // Current protocols in molecular biology, 1994, v. 1 p. 1.6.1-1.6.8.

8. Bakheet Т., Frevel M., Williams B. R, Greer W. and Khabar K. S. ARED: human AU-rich element-containing mRNA database reveals an unexpectedly diverse functional repertoire of encoded proteins // Nucleic Acids Res, 2001, v.29 (1), p.246-254.

9. Barksdale S. and Baker C. C. Differentiation-specific alternative splicing of bovine papillomavirus late mRNAs // J Virol, 1995, v.69 (10), p.6553-6556.

10. Barksdale S. K. and Baker C. C. The human immunodeficiency virus type 1 Rev protein and the Rev-responsive element counteract the effect of an inhibitory 5' splice site in a 3' untranslated region // Mol Cell Biol, 1995, v. 15 (6), p.2962-2971.

11. Benko D. M., Schwartz S., Pavlakis G. N. and Felber B. K. A novel human immunodeficiency virus type 1 protein, tev, shares sequences with tat, env, and rev proteins // J Virol, 1990, v.64 (6), p.2505-2518.

12. Berg O. G. and Kurland C. G. Growth rate-optimised tRNA abundance and codon usage // J Mol Biol, 1997, v.270 (4), p.544-550.

13. Bergeron D., Barbeau B., Leger C. and Rassart E. Experimental bias in the evaluation of the cellular transient expression in DNA co-transfection experiments // Cell Mol Biol Res, 1995, v.41 (3), p. 155-159.

14. Berthold E. and Maldarelli F. cis-acting elements in human immunodeficiency virus type 1 RNAs direct viral transcripts to distinct intranuclear locations // J Virol, 1996, v.70 (7), p.4667-4682.

15. Black A. C., Luo J., Chun S., Bakker A., Fräser J. K. and Rosenblatt J. D. Specific binding of polypyrimidine tract binding protein and hnRNP Al to HIV-1 CRS elements // Virus Genes, 1996, v. 12 (3), p.275-285.

16. Borg K. T., Favaro J. P. and Arrigo S. J. Involvement of human immunodeficiency virus type-1 splice sites in the cytoplasmic accumulation of viral RNA // Virology, 1997, v.236 (1), p.95-103.

17. Brown C. Y., Lagnado C. A. and Goodall G. J. A cytokine mRNA-destabilizing element that is structurally and functionally distinct from A+U-rich elements // Proc Natl Acad Sci USA, 1996, v.93 (24), p.13721-13725.

18. Bruggeman L. A., Thomson M. M., Nelson P. J., Kopp J. B., Rappaport J., Klotman P. E. and Klotman M. E. Patterns of HIV-1 mRNA expression in transgenic mice are tissue-dependent// Virology, 1994, v.202 (2), p.940-948.

19. Buckingham R. H. Codon context and protein synthesis: enhancements of the genetic code// Biochimie, 1994, v.76 (5), p.351-354.

20. Burd C. G., Matunis E. L. and Dreyfuss G. The multiple RNA-binding domains of the mRNA poly(A)-binding protein have different RNA-binding activities // Mol Cell Biol, 1991, v.l 1 (7), p.3419-3424.

21. Campbell L. H., Borg K. T., Haines J. K., Moon R. T., Schoenberg D. R. and Arrigo S. J. Human immunodeficiency virus type 1 Rev is required in vivo for binding of poly(A)-binding protein to Rev-dependent RNAs // J Virol, 1994, v.68 (9), p.5433-5438.

22. Caponigro G. and Parker R. Multiple functions for the poly(A)-binding protein in mRNA decapping and deadenylation in yeast // Genes Dev, 1995, v.9 (19), p.2421-2432.

23. Cassan M. and Rousset J. P. UAG readthrough in mammalian cells: Effect of upstream and downstream stop codon contexts reveal different signals // BMC Mol Biol, 2001, v.2 (l),p.3.

24. Chang D. D. and Sharp P. A. Regulation by HIV Rev depends upon recognition of splice sites // Cell, 1989, v.59 (5), p.789-795.

25. Chen C. Y. and Shyu A. B. AU-rich elements: characterization and importance in mRNA degradation // Trends Biochem Sci, 1995, v.20 (11), p.465-470.

26. Cherepanov P., Pluymers W., Claeys A., Proost P., De Clercq E. and Debyser Z. High-level expression of active HIV-1 integrase from a synthetic gene in human cells // Faseb J, 2000, v.l4 (10), p. 1389-1399.

27. Chiapello H., Ollivier E., Landes-Devauchelle C., Nitschke P. and Risler J. L. Codon usage as a tool to predict the cellular location of eukaryotic ribosomal proteins and aminoacyl-tRNA synthetases // Nucleic Acids Res, 1999, v.27 (14), p.2848-2851.

28. Cochrane A. W., Jones K. S., Beidas S., Dillon P. J., Skalka A. M. and Rosen C. A. Identification and characterization of intragenic sequences which repress human immunodeficiency virus structural gene expression // J Virol, 1991, v.6510., p.5305-5313.

29. Comeron J. M. and Aguade M. An evaluation of measures of synonymous codon usage bias // J Mol Evol, 1998, v.47 (3), p.268-274.

30. Cui Y., Iwakuma T. and Chang L. J. Contributions of viral splice sites and cis-regulatory elements to lentivirus vector function // J Virol, 1999, v.73 (7), p.6171-6176.

31. Cullen B. R. HIV-1 auxiliary proteins: making connections in a dying cell // Cell, 1998, v.93 (5), p.685-692.

32. Curatola A. M., Nadal M. S. and Schneider R. J. Rapid degradation of AUrich element (ARE) mRNAs is activated by ribosome transit and blocked by secondary structure at any position 5' to the ARE // Mol Cell Biol, 1995, v. 1511., p.6331-6340.

33. Dayton A. I., Terwilliger E. F., Potz J., Kowalski M., Sodroski J. G. and Haseltine W. A. Cis-acting sequences responsive to the rev gene product of the human immunodeficiency virus // J Acquir Immune Defic Syndr, 1988, v.l (5), p.441-452.

34. Decker C. J. and Parker R. A turnover pathway for both stable and unstable mRNAs in yeast: evidence for a requirement for deadenylation // Genes Dev, 1993, v.7 (8), p.1632-1643.

35. Doggett D. L., Chang M. P., Makinodan T. and Strehler B. L. Cellular and molecular aspects of immune system aging // Mol Cell Biochem, 1981, v.37 (3), p.137-156.

36. Duret L. tRNA gene number and codon usage in the C. elegans genome are co-adapted for optimal translation of highly expressed genes // Trends Genet, 2000, v.16 (7), p.287-289.

37. Emerman M., Vazeux R. and Peden K. The rev gene product of the human immunodeficiency virus affects envelope-specific RNA localization // Cell, 1989, v.57 (7), p.l 155-1165.

38. Estes P. A., Cooke N. E. and Liebhaber S. A. A native RNA secondary structure controls alternative splice-site selection and generates two human growth hormone isoforms // J Biol Chem, 1992, v.267 (21), p. 14902-14908.

39. Eyre-Walker A. C. An analysis of codon usage in mammals: selection or mutation bias? // J Mol Evol, 1991, v.33 (5), p.442-449.

40. Felber B. K., Hadzopoulou-Cladaras M., Cladaras C., Copeland T. and Pavlakis G. N. rev protein of human immunodeficiency virus type 1 affects the stability and transport of the viral mRNA // Proc Natl Acad Sci USA, 1989, v.86 (5), p. 1495-1499.

41. Fennoy S. L. and Bailey-Serres J. Synonymous codon usage in Zea mays L. nuclear genes is varied by levels of C and G-ending codons // Nucleic Acids Res, 1993, v.21 (23), p.5294-5300.

42. Fischer U., Meyer S., Teufel M., Heckel C., Luhrmann R. and Rautmann G. Evidence that HIV-1 Rev directly promotes the nuclear export of unspliced RNA // Embo J, 1994, v.13 (17), p.4105-4112.

43. Frankel A. D. and Young J. A. HIV-1: fifteen proteins and an RNA // Annu Rev Biochem, 1998, v.67 p.1-25.

44. Frolov I. and Schlesinger S. Translation of Sindbis virus mRNA: effects of sequences downstream of the initiating codon // J Virol, 1994, v.68 (12), p.8111-8117.

45. Fuhrmann M., Oertel W. and Hegemann P. A synthetic gene coding for the green fluorescent protein (GFP) is a versatile reporter in Chlamydomonas reinhardtii // Plant J, 1999, v.19 (3), p.353-361.

46. Fukumori T., Kagawa S., Iida S., Oshima Y., Akari H., Koyama A. H. and Adachi A. Rev-dependent expression of three species of HIV-1 mRNAs (review) // Int J Mol Med, 1999, v.3 (3), p.297-302.

47. Graf M., Bojak A., Demi L., Bieler K., Wolf H. and Wagner R. Concerted action of multiple cis-acting sequences is required for Rev dependence of late human immunodeficiency virus type 1 gene expression // J Virol, 2000, v.74 (22), p. 10822-10826.

48. Grantham R., Gautier C., Gouy M., Mercier R. and Pave A. Codon catalog usage and the genome hypothesis // Nucleic Acids Res, 1980, v.8 (1), p.r49-r62.

49. Grapin-Botton A., Majithia A. R. and Melton D. A. Key events of pancreas formation are triggered in gut endoderm by ectopic expression of pancreatic regulatory genes // Genes Dev, 2001, v. 15 (4), p.444-454.

50. Grivell L. A. Molecular evolution. Deciphering divergent codes // Nature, 1986, v.324 (6093), p.109-110.

51. Guhaniyogi J. and Brewer G. Regulation of mRNA stability in mammalian cells// Gene, 2001, v.265 (1-2), p. 11-23.

52. Gupta S. K. and Ghosh T. C. Gene expressivity is the main factor in dictating the codon usage variation among the genes in Pseudomonas aeruginosa // Gene, 2001, v.273 (1), p.63-70.

53. Haas J., Park E. C. and Seed B. Codon usage limitation in the expression of HIV-1 envelope glycoprotein//Curr Biol, 1996, v.6 (3), p.315-324.

54. Hammarskjold M. L., Li H., Rekosh D. and Prasad S. Human immunodeficiency virus env expression becomes Rev-independent if the env region is not defined as an intron// J Virol, 1994, v.68 (2), p.951-958.

55. Hammarskjold M. L., Heimer J., Hammarskjold B., Sangwan I., Albert L. and Rekosh D. Regulation of human immunodeficiency virus env expression by the rev gene product // J Virol, 1989, v.63 (5), p. 1959-1966.

56. Hernan R. A., Hui H. L., Andracki M. E., Noble R. W., Sligar S. G., Walder J. A. and Walder R. Y. Human hemoglobin expression in Escherichia coli: importance of optimal codon usage // Biochemistry, 1992, v.31 (36), p.8619-8628.

57. Holm L. Codon usage and gene expression // Nucleic Acids Res, 1986, v. 14 (7), p.3075-3087.

58. Hooper S. D. and Berg 0. G. Gradients in nucleotide and codon usage along Escherichia coli genes //Nucleic Acids Res, 2000, v.28 (18), p.3517-3523.

59. Huang X. J., Hope T. J., Bond B. L., McDonald D., Grahl K. and Parslow T. G. Minimal Rev-response element for type 1 human immunodeficiency virus // J Virol, 1991, v.65 (4), p.2131-2134.

60. Huffman K. M. and Arrigo S. J. Identification of cis-acting repressor activity within human immunodeficiency virus type 1 protease sequences // Virology, 1997, v.234 (2), p.253-260.

61. Iwai S., Pritchard C., Mann D. A., Karn J. and Gait M. J. Recognition of the high affinity binding site in rev-response element RNA by the human immunodeficiency virus type-1 rev protein // Nucleic Acids Res, 1992, v.20 (24), p.6465-6472.

62. Kane J. F. Effects of rare codon clusters on high-level expression of heterologous proteins in Escherichia coli II Curr Opin Biotechnol, 1995, v.6 (5), p.494-500.

63. Karlin S. and Mrazek J. What drives codon choices in human genes? // J Mol Biol, 1996, v.262 (4), p.459-472.

64. Kerr A. R., Peden J. F. and Sharp P. M. Systematic base composition variation around the genome of Mycoplasma genitalium, but not Mycoplasma pneumoniae // Mol Microbiol, 1997, v.25 (6), p.1177-1179.

65. Kjems J., Frankel A. D. and Sharp P. A. Specific regulation of mRNA splicing in vitro by a peptide fromHIV-1 Rev // Cell, 1991, v.67 (1), p.169-178.

66. Kjems J., Brown M., Chang D. D. and Sharp P. A. Structural analysis of the interaction between the human immunodeficiency virus Rev protein and the Rev response element // Proc Natl Acad Sci U S A, 1991, v.88 (3), p.683-687.

67. Komar A. A., Lesnik T. and Reiss C. Synonymous codon substitutions affect ribosome traffic and protein folding during in vitro translation // FEBS Lett, 1999, v.462 (3), p.387-391.

68. Kotsopoulou E., Kim V. N., Kingsman A. J., Kingsman S. M. and Mitrophanous K. A. A Rev-independent human immunodeficiency virus type 1 (HlV-l)-based vector that exploits a codon-optimized HIV-1 gag-pol gene // J Virol, 2000, v.74 (10), p.4839-4852.

69. Kotula L. and Curtis P. J. Evaluation of foreign gene codon optimization in yeast: expression of a mouse IG kappa chain // Biotechnology (N Y), 1991, v.9 (12), p.1386-1389.

70. Kozak M. An analysis of 5'-noncoding sequences from 699 vertebrate messenger RNAs //Nucleic Acids Res, 1987, v. 15 (20), p.8125-8148.

71. Kozak M. At least six nucleotides preceding the AUG initiator codon enhance translation in mammalian cells // J Mol Biol, 1987, v. 196 (4), p.947-950.

72. Kozak M. Circumstances and mechanisms of inhibition of translation by secondary structure in eucaryotic mRNAs // Mol Cell Biol, 1989, v.9 (11), p.5134-5142.

73. Kozak M. The scanning model for translation: an update // J Cell Biol, 1989, v.108 (2), p.229-241.

74. Kozak M. Downstream secondary structure facilitates recognition of initiator codons by eukaryotic ribosomes // Proc Natl Acad Sci USA, 1990, v.87 (21), p.8301-8305.

75. Kozak M. Evaluation of the fidelity of initiation of translation in reticulocyte lysates from commercial sources //Nucleic Acids Res, 1990, v.18 (9), p.2828.

76. Kozak M. Structural features in eukaryotic mRNAs that modulate the initiation of translation // J Biol Chem, 1991, v.266 (30), p. 19867-19870.

77. Kurland C. G. Major codon preference: theme and variations // Biochem Soc Trans, 1993, v.21 (4), p.841-846.

78. Kypr J. and Mrazek J. Unusual codon usage of HIV // Nature, 1987, v.327 (6117), p.20.

79. Laroia G., Sarkar B. and Schneider R. J. Ubiquitin-dependent mechanism regulates rapid turnover of AU-rich cytokine mRNAs // Proc Natl Acad Sci U S A, 2002, v.99 (4), p. 1842-1846.

80. Liebhaber S. A., Cash F. and Eshleman S. S. Translation inhibition by an mRNA coding region secondary structure is determined by its proximity to the AUG initiation codon // J Mol Biol, 1992, v.226 (3), p.609-621.

81. Lindtner S., Felber B. K. and Kjems J. An element in the 3' untranslated region of human LINE-1 retrotransposon mRNA binds NXFl(TAP) and can function as a nuclear export element // Rna, 2002, v.8 (3), p.345-356.

82. Liu J. W., Zhao K., Gao F., Leggatt G., Fernando G. and I F. Polynucleotide viral vaccines: codon optimization and ubiquitin conjugation enhances prophylactic and therapeutic efficacy// Vaccine, 2002, v.20 p.862-869.

83. Loser P., Jennings G. S., Strauss M. and Sandig V. Reactivation of the previously silenced cytomegalovirus major immediate-early promoter in the mouse liver: involvement of NFkappaB // J Virol, 1998, v.72 (1), p. 180-190.

84. Lu X. B., Heimer J., Rekosh D. and Hammarskjold M. L. U1 small nuclear RNA plays a direct role in the formation of a rev-regulated human immunodeficiency virus env mRNA that remains unspliced // Proc Natl Acad Sci USA, 1990, v.87 (19), p.7598-7602.

85. Majumder K. Ligation-free gene synthesis by PCR: synthesis and mutagenesis at multiple loci of a chimeric gene encoding ompA signal peptide and hirudin // Gene, 1992, v. 116 (1), p. 115-116.

86. Majumder K. Ligation-free gene synthesis by PCR: synthesis and mutagenesis at multiple loci of a chimeric gene encoding OmpA signal peptide and hirudin // Gene, 1992, v.l 10 (1), p.89-94.

87. Makoff A. J., Oxer M. D., Romanos M. A., Fairweather N. F. and Ballantine S. Expression of tetanus toxin fragment C in E. coli: high level expression by removing rare codons //Nucleic Acids Res, 1989, v.17 (24), p.10191-10202.

88. Maldarelli F., Martin M. A. and Strebel K. Identification of posttranscriptionally active inhibitory sequences in human immunodeficiencyvirus type 1 RNA: novel level of gene regulation // J Virol, 1991, v.65 (11), p.5732-5743.

89. Malim M. H., Hauber J., Le S. Y., Maizel J. V. and Cullen B. R. The HIV-1 rev trans-activator acts through a structured target sequence to activate nuclear export of unspliced viral mRNA // Nature, 1989, v.338 (6212), p.254-257.

90. Marais G. and Duret L. Synonymous codon usage, accuracy of translation, and gene length in Caenorhabditis elegans // J Mol Evol, 2001, v.52 (3), p.275-280.

91. Mcllhinney R. A., Molnar E., Atack J. R. and Whiting P. J. Cell surface expression of the human N-methyl-D-aspartate receptor subunit la requires the co-expression of the NR2A subunit in transfected cells // Neuroscience, 1996, v.70 (4), p.989-997.

92. Meyer B. E. and Malim M. H. The HIV-1 Rev trans-activator shuttles between the nucleus and the cytoplasm // Genes Dev, 1994, v.8 (13), p.1538-1547.

93. Mikaelian I., Krieg M., Gait M. J. and Karn J. Interactions of INS (CRS) elements and the splicing machinery regulate the production of Rev-responsive mRNAs // J Mol Biol, 1996, v.257 (2), p.246-264.

94. Milek R. L., Stunnenberg H. G. and Konings R. N. Assembly and expression of a synthetic gene encoding the antigen Pfs48/45 of the human malaria parasite Plasmodium falciparum in yeast // Vaccine, 2000, v. 18 (14), p.1402-1411.

95. Mita K., Ichimura S., Zama M. and James T. C. Specific codon usage pattern and its implications on the secondary structure of silk fibroin mRNA // J Mol Biol, 1988, v.203 (4), p.917-925.

96. Mitchell P. and Tollervey D. mRNA stability in eukaryotes // Curr Opin Genet Dev, 2000, v. 10 (2), p. 193-198.

97. Moore M. J. and Rosbash M. Cell biology. TAPping into mRNA export // Science, 2001, v.294 (5548), p.1841-1842.

98. Morton B. R. and So B. G. Codon usage in plastid genes is correlated with context, position within the gene, and amino acid content // J Mol Evol, 2000, v.50 (2), p.184-193.

99. Muhlrad D. and Parker R. Mutations affecting stability and deadenylation of the yeast MFA2 transcript // Genes Dev, 1992, v.6 (11), p.2100-2111.

100. Muhlrad D., Decker C. J. and Parker R. Turnover mechanisms of the stable yeast PGK1 mRNA // Mol Cell Biol, 1995, v. 15 (4), p.2145-2156.

101. Muthumani K., Kudchodkar S., Zhang D., Bagarazzi M. L., Kim J. J., Boyer J. D., Ayyavoo V., Pavlakis G. N. and Weiner D. B. Issues for improving multiplasmid DNA vaccines for HIV-1 // Vaccine, 2002, v.20 (15), p. 1999-2003.

102. Najera I., Krieg M. and Karn J. Synergistic stimulation of HIV-1 rev-dependent export of unspliced mRNA to the cytoplasm by hnRNP A1 // J Mol Biol, 1999, v.285 (5), p.1951-1964.

103. Nakamura T., Suyama A. and Wada A. Two types of linkage between codon usage and gene-expression levels // FEBS Lett, 1991, v.289 (1), p. 123125.

104. Nakamura Y., Gojobori T. and Ikemura T. Codon usage tabulated from the international DNA sequence databases; its status 1999 // Nucleic Acids Res, 1999, v.27 (1), p.292.

105. Naya H., Romero H., Carels N., Zavala A. and Musto H. Translational selection shapes codon usage in the GC-rich genome of Chlamydomonas reinhardtii // FEBS Lett, 2001, v.501 (2-3), p.127-130.

106. Ohno S. Codon preference is but an illusion created by the construction principle of coding sequences // Proc Natl Acad Sci USA, 1988, v. 85 (12), p.4378-4382.

107. Olsen H. S., Cochrane A. W. and Rosen C. Interaction of cellular factors with intragenic cis-acting repressive sequences within the HIV genome // Virology, 1992, v.191 (2), p.709-715.

108. Peri S. and Pandey A. A reassessment of the translation initiation codon in vertebrates // Trends Genet, 2001, v.17 (12), p.685-687.

109. Pesole G., Gissi C., Grillo G., Licciulli F., Liuni S. and Saccone C. Analysis of oligonucleotide AUG start codon context in eukariotic mRNAs // Gene, 2000, v.261 (1), p.85-91.

110. Pollard V. W. and Malim M. H. The HIV-1 Rev protein // Annu Rev Microbiol, 1998, v.52 p.491-532.

111. Ratner L., Fisher A., Jagodzinski L. L., Mitsuya H., Liou R. S., Gallo R. C. and Wong-Staal F. Complete nucleotide sequences of functional clones of the AIDS virus // AIDS Res Hum Retroviruses, 1987, v.3 (1), p.57-69.

112. Reddy T. R., Kraus G., Suhasini M., Leavitt M. C. and Wong-Staal F. Identification and mapping of inhibitory sequences in the human immunodeficiency virus type 2 vif gene // J Virol, 1995, v.69 (8), p.5167-5170.

113. Robinson M., Lilley R., Little S., Emtage J. S., Yarranton G., Stephens P., Millican A., Eaton M. and Humphreys G. Codon usage can affect efficiency of translation of genes in Escherichia coli // Nucleic Acids Res, 1984, v. 12 (17), p.6663-6671.

114. Rosen C. A., Terwilliger E., Dayton A., Sodroski J. G. and Haseltine W. A. Intragenic cis-acting art gene-responsive sequences of the human immunodeficiency virus // Proc Natl Acad Sci USA, 1988, v.85 (7), p.2071-2075.

115. Ross J. mRNA stability in mammalian cells // Microbiol Rev, 1995, v.59 (3), p.423-450.

116. Rui H. B. and Su J. Z. Co-transfection of pl6(INK4a) and p53 genes into the K562 cell line inhibits cell proliferation // Haematologica, 2002, v.87 (2), p.136-142.

117. Sachs A. B. and Davis R. W. The poly(A) binding protein is required for poly(A) shortening and 60S ribosomal subunit-dependent translation initiation // Cell, 1989, v.58 (5), p.857-867.

118. Saier M. H., Jr. Differential codon usage: a safeguard against inappropriate expression of specialized genes? // FEBS Lett, 1995, v.362 (1), p. 1-4.

119. Satchidanandam V. and Shivashankar Y. Availability of a second upstream AUG can completely overcome inhibition of protein synthesis initiationengendered by mRNA secondary structure encompassing the start codon // Gene, 1997, v.196 (1-2), p.231-237.

120. Schwartz S., Felber B. K. and Pavlakis G. N. Distinct RNA sequences in the gag region of human immunodeficiency virus type 1 decrease RNA stability and inhibit expression in the absence of Rev protein // J Virol, 1992, v.66 (1), p. 150159.

121. Sharp P. M. What can AIDS virus codon usage tell us? // Nature, 1986, v.324 (6093), p.114.

122. Sharp P. M. and Devine K. M. Codon usage and gene expression level in Dictyostelium discoideum: highly expressed genes do 'prefer' optimal codons // Nucleic Acids Res, 1989, v.17 (13),p.5029-5039.

123. Sharp P. M., Stenico M., Peden J. F. and Lloyd A. T. Codon usage: mutational bias, translational selection, or both? // Biochem Soc Trans, 1993, v.21 (4), p.835-841.

124. Sodroski J., Goh W. C., Rosen C., Dayton A., Terwilliger E. and Haseltine W. A second post-transcriptional trans-activator gene required for HTLV-III replication//Nature, 1986, v.321 (6068), p.412-417.

125. Sokolowski M., Zhao C., Tan W. and Schwartz S. AU-rich mRNA instability elements on human papillomavirus type 1 late mRNAs and c-fos mRNAs interact with the same cellular factors // Oncogene, 1997, v. 15 (19), p.2303-2319.

126. Springer B. A. and Sligar S. G. High-level expression of sperm whale myoglobin in Escherichia coli // Proc Natl Acad Sci USA, 1987, v.84 (24), p.8961-8965.

127. Stenstrom C. M., Holmgren E. and Isaksson L. A. Cooperative effects by the initiation codon and its flanking regions on translation initiation // Gene, 2001, v.273 (2), p.259-265.

128. Stratford R., Douce G., Li Z., Fairweather N. F., Eskola J. and Dougan G. Influence of codon usage on the immunogenecity of a DNA vaccine against tetanus // Vaccine, 2001, v. 19 p.810-815

129. Strehler B. and North D. Cell-type specific codon usage and differentiation //Mech Ageing Dev, 1982, v.18 (4), p.285-313.

130. Sueoka N. and Kawanishi Y. DNA G+C content of the third codon position and codon usage biases of human genes // Gene, 2000, v.261 (1), p.53-62.

131. Surdej P., Riedl A. and Jacobs-Lorena M. Regulation of mRNA stability in development // Annu Rev Genet, 1994, v.28 p.263-282.

132. Tan W. and Schwartz S. The Rev protein of human immunodeficiency virus type 1 counteracts the effect of an AU-rich negative element in the human papillomavirus type 1 late 3' untranslated region // J Virol, 1995, v.69 (5), p.2932-2945.

133. Turner B. G. and Summers M. F. Structural biology of HIV // J Mol Biol, 1999, v.285 (1), p.1-32.

134. Uchijima M., Yoshida A., Nagata T. and Koide Y. Optimization of codon usage of plasmid DNA vaccine is required for the effective MHC class I-restricted T cell responses against an intracellular bacterium // J Immunol, 1998, v. 161 (10), p.5594-5599.

135. Valencik M. L. and McDonald J. A. Codon optimization markedly improves doxycycline regulated gene expression in the mouse heart // Transgenic Res, 2001, v. 10 (3), p.269-275.

136. Vinogradov A. E. Intron length and codon usage // J Mol Evol, 2001, v.52 (l),p.2-5.

137. Wagner R., Demi L., Fliessbach H., Wanner G. and Wolf H. Assembly and extracellular release of chimeric HIV-1 Pr55gag retrovirus-like particles // Virology, 1994, v.200 (1), p. 162-175.

138. Ward G. A., Stover C. K., Moss B. and Fuerst T. R. Stringent chemical and thermal regulation of recombinant gene expression by vaccinia virus vectors in mammalian cells // Proc Natl Acad Sci USA, 1995, v.92 (15), p.6773-6777.

139. Xia X. Maximizing transcription efficiency causes codon usage bias // Genetics, 1996, v. 144 (3), p.1309-1320.

140. Yang T. T., Cheng L. and Kain S. R. Optimized codon usage and chromophore mutations provide enhanced sensitivity with the green fluorescent protein // Nucleic Acids Res, 1996, v.24 (22), p.4592-4593.

141. Yoon S. J., Lee J. C., Kang J. O., Lee S. G. and Heo D. S. Anti-tumor effect associated with down-regulation of MHC class 1 antigen after co-transfection of GM-CSF and IFN-gamma genes in CT26 tumor cells // Anticancer Res, 2001, v.21 (6A),p.4031-4039.

142. Zhang G., Gurtu V. and Kain S. R. An enhanced green fluorescent protein allows sensitive detection of gene transfer in mammalian cells // Biochem Biophys Res Commun, 1996, v.221 (3), p.707-711.

143. Zhang M. Y., Schillberg S., Prins M. and Fischer R. Optimizing expression of a rare codon-rich viral protein in Escherichia coli using the IMPACT system // Anal Biochem, 1999,v.271 (2), p.202-204.

144. Zhang S. P., Zubay G. and Goldman E. Low-usage codons in Escherichia coli, yeast, fruit fly and primates // Gene, 1991, v.105 (1), p.61-72.

145. Zhou J., Liu W. J., Peng S. W., Sun X. Y. and Frazer I. Papillomavirus capsid protein expression level depends on the match between codon usage and tRNA availability // J Virol, 1999, v.73 (6), p.4972-4982.