Участие фотодыхания в предотвращении окислительного стресса у Chlorella stigmatophora

Ясюкова, Татьяна Борисовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Участие фотодыхания в предотвращении окислительного стресса у Chlorella stigmatophora
ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Участие фотодыхания в предотвращении окислительного стресса у Chlorella stigmatophora"

На правах рукописи

ЯСЮКОВА Татьяна Борисовна РГб ОД

1 3 ЯНВ 2ЭЙ

УЧАСТИЕ ФОТОДЫХАНИЯ В ПРЕДОТВРАЩЕНИИ ОКИСЛИТЕЛЬНОГО СТРЕССА У CHLORELLA STIGMATOPHORA

Специальность 03.00.12 — физиология растений

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

МОСКВА 1999

)

Работа выполнена в лаборатории солевого обмена и соле-устойчивоети Института физиологии растений 'им. К. А. Тимирязева РАН.

Научные руководители:

Ведущее учреждение — Московская сельскохозяйственная академия им. К. А. Тимирязева.

Защита состоится 18 января 2000 г. в 10.30 часов ¡иа заседании диссертационного совета К 002.45.01. в Институте физиологи растений им. К. А. Тимирязева РАН.

Адрес: 127276, Москва, Ботаническая улица, 35.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института физиологии растений им. К. А. Тимирязева РАН.

доктор биологических наук Ю. В. Балнокин; кандидат биологических наук Л. Г. Калинкина.

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор М. Н. Мерзляк; доктор биологических наук Н. А. Пронина.

Автореферат разослан 17 декабря 1999 г.

Ученый секретарь диссертационного совета — кандидат биологических наук

М. И. Азаркович

Общая характеристика работы Актуальность. Появление в биосфере молекулярного кислорода явилось значительным событием в биологической эволюции живых организмов. Адаптация растений к условиям обитания в кислородной среде сопряжена с вовлечением его в фото-, биохимические реакции в качестве универсального акцептора электронов при окислении широкого круга субстратов. Такие фундаментальные процессы, как фотосинтез и дыхание совершаются с участием свободного кислорода. Однако существование растительных организмов в кислородной среде связано с опасностью образования высокоактивных восстановленных форм кислорода: супероксидного анион- радикала ( Ог~), пероксида водорода ( Н2О2 ), гидроксильного радикала ( ОН* ), синглетной формы кислорода ('О2 ) и др., которые способны вызывать перекисное окисление липидов ( ПОЛ ) клетки [ Мерзляк, 1989 ]. В связи с этим, как эукариотические, так и прокариотические организмы оказались перед необходимостью выработать физиологические и молекулярные механизмы, препятствующие возникновению и накоплению активных форм кислорода (АФК ) в высоких концентрациях, токсичных для клетки. Как препятствие свободнорадикальному окислению биологических структур в клетках аэробных фотосинтезирующих организмов в процессе эволюции сформировались различные защитные системы. К ним относятся ферменты - супероксиддисмутаза ( СОД ), катал аза, перок-сидаза, глутатионредуктаза и др1. [ Elstner, 1982; Allen, 1995; Alscher et al.,1997 ], нлзкомслекулярные восстановители - аскорбат, глутатион, а -токоферол [ Foyer, 1993; Hausladen et al., 1993; Winkler et al., 1994 ] и Kgpo-тинонды [ Demming-Adams, Adams, 1992 ]. Они обеспечивают превращение кислородных радикалов в нетоксические соединения. Было высказано предположение, что наряду с вышеуказанными системами детокеккацнн кислородных радикалов, к защитным от окислительного стресса системам относится и фотодыханнс (окенгеназное и Мелер-аскорбат-пероксидазиое) [ Osmond, Grace, 1995 ].

Фотодыхание является одним из важнейших процессов в жизнедеятельности растений и затрагивает многие стороны углеродного и азотного метаболизма клетки [ Калинютна и др. 1992, 1993; Keys et al., 1978; Walls-grove et al., 1983; Leegood et al., 1995 J. Ранее было показано, что "выключение" фотодыхаиия у микроводорослей рода Chlorella приводит к феномену обесцвечивания их клеток, а также к остановке роста и подавлению синтеза пролина [ Калинкина, Строганов, 1986 ], однако процессы, лежащие в основе этих явлений, оставались нераскрытыми. На основании данных о фотоокислении хлорофилла и фотоингибировании фотосинтеза акивными формами кислорода ( АФК) [ Anderson et al., 1997 ] можно преполож.тгь, что в обесцвечивание клеток хлореллы при ингибировании фотодыхания также вовлечены АФК и что подавление фотодыхания приводит к их накоплению. И, наоборот, нормальное функционирование фотодыхательного пути должно приводить к устранению избытка АФК в клетках и этим препятствовать деструкции фотосинтетического аппарата, нарушениям метаболизма и подавлению роста.

Цель и задачи исследования. Цель работы заключалась в раскрытии механизма вовлечения фотодыхания в устранение окислительного стресса в клетках Chlorella stigmatophora. Для достижения поставленной цели основной подход состоял в регистрации изменений в ультраструктуре и ряда сопряженных с фотосинтезом процессов в клетках Ch. stimatophora при индукции окислительного стресса, вызванного ингибированием фотодыхания.

2) Изучить возможность восстановления биосинтеза хлорофилла, подавленного а-гидро1сси-2-пирид1шметансульфонатом (ГГГМС ) и изоникоти-нилгидразидом ( ИНГ), путем внесения в культуральную среду экзогенных субстратов - глугамата, пролина и глицина.

3) Исследовать ультраструктурные изменения а клетках.

4) Изучить динамику фотосинтетического выделения Ог шТактными клетками и в реакции Хилла.

5) Исследовать динамику активности супероксидцисмутазы ( СОД).

Научная новизна. Впервые раскрыта последовательность событий, ведущих к возникновению окислительного стресса при подавлении фотодыхания. Впервые показано, что феномен обесцвечивания клеток СЛ. stigmatophora и деструкция хлоропластов при подавлении фотодыхания тесно связаны с особенностями метаболизма исследуемого организма, в частности, со способностью активировать фотодыхание в ответ на повышение концентрации NaCl, что обеспечивает усиленное накопление осмо-протектора пролина. Впервые установлено, что накопление свободного пролина и биосинтез хлорофилла в клетках Ch. stigmatophora служат механизмами ликвидации "перевосстановленности" электрон-транспортной цепи ( ЭТЦ ) хлоропластов.

Практическая значимость. Полученные в работе новые данные вносят существенный вклад в современные представления о защитной роли фотодыхания. Материалы диссертации могут быть рекомендованы для включения в курсы лекций для студентов биологических факультетов университетов, педагогических и сельскохозяйственных вузов.

Апробация работы. Результаты исследований докладывались на International Symposium on " Physical-chemical Basis of Plant Physiology" (Pensa, 1996 ), на международном симпозиуме по физико-химкческнм основам физиологии растений и биотехнология ( Москва, 1997 ), на семинарах лаборатории солевого обмена и солеустойчивосги, на расширенном

межлабораторном семинаре ИФР РАН ( 1999 г. ), на 4 съезде ОФРР ( Москва, 1999).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 7 работ.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 98 страницах печатного текста, включая 5 таблиц и 15 рисунков; библиография содержит 185 названий.

2. Объект il методы исследований.

Объектом исследований служила эвригалинная микроводоросль Chlorella stigmatophora Butcher. Характерной особеностью данного вида является способность к сверхпродукции пролина в условиях, стимулирующих фотодыхание, в частности, при низких концентрациях СО2 и высоких концентрациях NaCl [ Калинкина и др., 1981, 1985, 1991 ]. Для выращивания Ch. stigmatophora использовали среду, следующего состава: макроэлементы ( мМ ) - СаСЬ - 8; KCl - 13; NaCl - 425 ( или как указано особо ); NaN03 - 12; Na2HPO., - 6; MgS04 - 41; FeS04 - 0,04; ЭДТА - 0,5; микроэлементы (мкМ) - Н3ВО3 - 390; МпС12 - 40; ZnS04 - 3; (NR, )2 M0О4 - 4,6; NH4VO3 - 2 [ Калинкина, 1979 ].

Культуру выращивали в термостатированных сосудах из органического стекла с плоско-параллельными стенками, емкостью 500 - 1500 мл при 18 - 20°С. Толщина слоя суспензии составляла 1,8 см. Интенсивность освещения на поверхности сосуда 6000 лк. Культуру барботировалн воздухом, содержащим 0,03% СОг.

Для нигнбнрования гликолатного пути в клетках Ch. stigmatophora использовали ГПМС и ИНГ, в концентрациях 0.5, 10 мМ. Ингибиторы вносили в культуральную среду одновременно с посевным материалом.

Об интенсивности роста культуры судили по накоплению сухой биомассы.

Выделение проллна из клеток проводили по модифицированному методу Калинкнной с соавт. [ 1990 ], где для экстракции пролина вместо дистиллированной воды использовали 7% раствор этилового спирта. Содержание пролина. в экстрактах определяли с помощью нингидринового реактива по методу Bates et al. [ 1973 ].

Содержание хлорофилла определяли методом Саиожникова [1961].

Электронно-микроскопическое исследование клеток проводили по стандартной методике [ Куркова и др., 1994 ]

Скорость фотосинтеза в клетках СЛ. stigmatophora определяли по скорости изменения концентрации кислорода в среде культивирования. Концентрацию Ог измеряли амперометрическим методом в ячейке с точечным платиновым электродом [ Балнокин, Фохт, 1977 ], освещая суспензию водоросли белый светом насыщающей интенсивности 450 Вт / м2. Толщина слоя водорослей составляла 1 см, концентрация хлорофилла в ячейке 0,03- 0,05 мг / мл.

Реакции» Хилла проводили с использованием гомогеиата • разрушенных клеток. Клетки разрушали с помощью стеклянных бус в , дезинтеграторе "Retch" ( Германия ). Реакционная среда и среда гомогеиезацми клеток содержали: 0,3 М сахарозы, 100 мМ NaCl, 5 мМ MgC'ij, буфер ( 60 мМ КН2РО4- 60 мМ NaOH ), рН 7,2. В качестве акцептора электронов использовали 1 мМ [Fe (CN)« ]. Скорость выделения Ог регистрировали шперомехрическим методом на белом свету (450 Вт / м2) J Батгноиш, Фохт, 1977 ].

Для определения пиутр15клстэчпого содержания ИАДФН использовали гомогепет разрушенных клеток, очищенный от белка. Концентрацию НАДФН в гомогенате определяли ферментатишъш методом Асатиани [1969] при 340 нм.

Определение активности СОД проводили по методу Чумакова с соавт. [1977 ] с использованием индикатора на Оп-нитротетразолия хлористого, восстановленная форма которого ( голубые формазаны) растворяется в ацетоне. Об активности СОД судили по разнице образующихся голубых формазанов в отсутствие и присутствии растительного материала, измеряя оптическую плотность ацетонового экстракта при А. = 440 им

Содержание водорастворимого белка определяли по методу Bradford [1976 ].

3. Результаты исследований и обсуждение.

3. 1 Динамика содержания хлорофилла в клетках Ch. stigmalo-phora. При отсутствии ингибиторов фотодыхания в культуральных средах с разным содержанием NaCl, содержание хлорофилла в расчете на сухой вес либо оставалось неизменным, либо незначительно снижалось в ходе роста культуры ( рас. 1, J, 2, 3 ). Практически постоянное содержание хлорофилла в клетках наблюдалось при концентрации NaCl в среде - 425 мМ. Эта концентрация соли является оптимальной для накопления биомассы клетками хлореллы.

Добавление ингибиторов ( 0,5 мМ ГПМС + 0,5 мМ ИНГ) к средам • культивирования приводило к тому, что уже через 3 ч независимо от концентрации NaCl в среде наблюдалось заметное снижение содержания хлорофилла (рис. 1, 4, 5, 6) Практически полное обесцвечивание клеток происходило при длительном действии ингибиторов (240 ч ).

Увеличение концентрации ингибитороз до 10 мМ приводило к ускорению обесцвечивания клеток Ch. stigmalophora ( рис. 2 ). Так, уже через 72 ч содержание хлорофилла было ниже исходного уровня более чем на 80%.

§ (О

•s

о §

к, с,

-е-

Q-

а> s х го

240

Рис.

48 S6 144 192

Продолжительность роста, ч' 1. Содержание хлорофилла в клетках Ch. stigmatophora при

отсутствии ( 1, 2, 3 ) и в присутствии ( 4, 5, (б ) ингибиторов фотодыхания (0,5 мМ ГПМС + 0,5 мМ ИНГ ) в средах с различным содержанием NaCl : 1,4 - без NaCl; 2,5 - 425 мМ NaCi; 3,6 - 595 мМ NaCl.

3, 2. Влияние ингибиторов фотодыхания на содержание водорастворимого белка в клетках Си. $й£таЩНота. Хлорофилл находится в тилакоидных мембранах в виде хлорофилл-белковых комплексов. Известна высокая прочность связи хлорофилла и белка в тилакоидных мембранах растений в норме [ Строганов, Иваницкая, 1954 ]. Однако при действии ингибиторов фотодыхания эта связь, по-видимому, нарушалась. Из рис. 3 видно, что содержание водорастворимого белка в клетках в процессе культивирования СЛ. паюрИога в присутствии ингибиторов ( 10 мМ ГПМС + Ю мМ ИНГ) возрастало и через 72 ч почти в 3 раза превышало исходный уровень, характерный для инокулята.

0 2 4 6 8 24 48

Продолжительность роста, ч Рис. 2. Содержание хлорофилла в клетках СИ. stigmatophora в присутствии ингибиторов фотодыхания ( 10 мМ ГПМС + 10 мМ ИНГ ). Концентрация ЫаС1 в среде 425 мМ.

Столь значительное увеличение содержания водорастворимого белка в клетках при одновременном снижении содержания хлорофилла ( рис. 3 ) может свидетельствовать о том, что ингибирование фотодыхания приводило к разрушению хлорофилл-белковых комплексов. На основании этого следовало ожидать появления ультраструктурных изменений в клетках хлореллы.

3. 3. Влияние ингибиторов фотодыхашш на ультраструктуру клеток СЛ. $И%та1оркога. Культивирование клеток Ск зИрпсаорИога в присутствии 0,5 мМ ГПМС и 0,5 мМ ИНГ приводило к существенным изменениям в ультраструктуре клеточных органелл, в первую очередь хло-ропластов.

0 2 4 6 8

Продолжительность роста, ч Рис. 3. Содержание водорастворимого белка в клетках СЛ. я^та/о-рИога в присутствии ингибиторов фотодыхания ( 10 мМ ГПМС + 10 мМ ИНГ). Концентрация №С1 в среде - 425 мМ.

Деструктуриругощее действие ингибиторов проявлялось уже на третий час после их введения з культуральную среду. Деструкция клеток усиливалась в ходе дальнейшего культивирования водоросли в присутствии ингибиторов. На 240 ч, когда происходило полное обесцвечивание, водоросли выглядели настолько сильно поврежденными, что в них нельзя было различить какие-либо клеточные структуры.

3.4 Влняшзе экзогенных субстратов - глутаьгата, прелина н глицина на содержите хлорофилла в клетках СА. 51г§та№р1шга в условиях ингобироваиия фотодыхания.

Начальной причиной обесцвечивания клеток СЛ. хИ^пШорИога при ннгибированни фотодыхания возможно являлась субстратная недостахоч-

ность синтеза хлорофилла. Известно, что субстратами синтеза хлорофилла могут служить глутамат [ Веа1е, 1990 ], пролин [ Бритиков, 1975 ] и глицин [ Капер и др., 1977 ], которые одновременно являются интермедиата-ми гликолатного пути [ Wallsgrove е{ а!., 1983; Калинкина и др., 1993 ]. На основании этого было исследовано экзогенное действие этих веществ на содержание хлорофилла в клетках хлореллы. Из табл. 1 видно,что в отсутствие ингибиторов фотодыхания глутамат и пролин практически не влияли на содержание хлорофилла, тогда как глицин значительно снижал содержание последнего. Внесенный в среду на фоне ингибиторов глутамат не только полностью восстанавливал содержание хлорофилла до контрольного уровня, ю и приводил к значительному увеличению ( на 80 % ) его содержания в клетках. Пролин лишь частично восстанавливал содержание хлорофилла ( на 60% ), сниженное под действием ингибиторов.

Таблица 1. Влияние глутамата, пролина и глицина на содержание хлорофилла ( мг/г сухой массы ) в клетках СИ. ¿И^пШорИою при функционировании и ингибировании гликолатного пути. Определение хлорофилла проводили на 7 сут роста хлореллы. Все субстраты вносили в концентрации 0,1 мМ в момент засева культуральной среды. Концентрация ИаС1 в среде - 425 мМ.

Варианты Без ингибиторов + 0,5 мМ ГПМС. + 0,5 мМ ИНГ

без экзогенных субстратов 12,0 ± 0,42 ,5,1 ±0,51

+ глутамат 11,4 ±0,18 20,1 + 0,17

+ пролин 14,0 ± 0,25 9,1 ± 0,21

+ глицин 8,2 ±0,19 0,4 ±0,11

В отличие от первых двух субстратов внесение глицина в культуру лишь усиливало обесцвечивающие действие ингибиторов, приводя к ещё большему снижению содержания хлорофилла. Представленные результаты свидетельствуют о том, что в условиях ингибирования гликолатного цикла глутамат и пролин, по всей видимости, включались в цепь биохимических превращений, связанных с синтезом хлорофилла и восстанавливали содержание последнего в клетках.

3. 5. Влияние ингибиторов фотодыхання на фотосинтетическое выделение Ог пнтактиыми клетками Ск. вйцтМоркога. Как видно из раздела 3. 3 ингнбирование фотодыхания приводило к деградационным изменениям фотосинтетического аппарата и, по-видимому, к нарушению фотосинтетической функции. Деструктивные процессы в хлоропластах, индуцированные ГПМС и ИНГ, сопровождались подавлением их фото-син гетической функции. При отсутствии ингибиторов фотодыхания наибольшая скорость фотосинтетического выделения СЬ клетками, наблюдалась у культуры, растущей при оптимальной концентрации ЫаС1 - 425 мМ ( рис. 4 ).

При неблагоприятных солевых режимах ( 0 и 595 мМ КаС1) скорость выделения Ог существенно снижалась в ходе культивирования, особенно заметно при отсутствии №С1 в среде. Внесение ингибиторов (0,5 мМ ГПМС + 0,5 мМ ИНГ) в среду приводило к торможению фотосинтеза (рис.5). Уже в течение 24 ч при всех концентрациях МаС1 скорость фотосинтетического выделения Ог значительно снижалась и к концу 48 ч во всех вариантах наблюдалась полная потеря способности выделять Ог .При дальнейшем культивировании в присутствии ГПМС и ИНГ, клетки переходили к фотоиндуцированкому поглощению кислорода. (рис. 5)

Увеличение концентрации ингибиторов п среде до 10 мМ приводило к ускорению потери фотосшггетнческой функция ( рис. 6 ). Способность клеток интенсивно выделять Ог в этих условиях наблюдалась лишь

в начальный период ( 0,5 - 1 ч ), после чего скорость выделения Ог неуклонно снижалась и к 24 часу клетки переходили к его поглощению.

■у

1¿ О

о U-;-;-;-;-;-

О 24 48 72 86 120 144 163

Продолжительность роста, ч Рис. 4 Скорость фотосинтетического выделения 02 клетками Ch. stigmatophora в процессе роста культуры в средах с,различным содержанием NaCl: ] - без NaCl. 2 - 425 мМ NaCl, 3 - 595 мМ NaCl. Ингибиторы фотодыхания отсутствовали в среде.

3. б. Влияние ингибиторов фотодыхапия на реакцию Хплла в суспензии разрушенных клеток Ог. stigmatophora. Наблюдавшиеся эффекты ингибиторов фотодыхания на фотосинтетическое выделение О2 могли быть обусловлены их непосредственным влиянием на перенос

электронов в ЭТЦ хлоропластов, другими словами, не исключалась возможность их неспецифического действия.

Продолжительность роста, ч Рис. 5. Скорость фотосинтетического выделения ( поглощения ) Ог ¡снетками СЛ. зНргкМсркога в присутствии инг ибиторов фогодыхания ( 0,5 мМ ГПМС + 0,5 мМ ИНГ) в ходе роста культуры с различным содержанием НаС1: 1 - без ЫаС1; 2 - 425 мМ ЫаС1; 3 - 595 мМ ЫаС1.

Для проверки этого предположения было исследовано влияние ингибиторов гликолатного цикла на реакцию Хилла в суспензии разрушенных клеток. Ни ГПМС, ни ИНГ, в концентрации 0,5 мМ, добавленные в гомегенат разрушенных клеток, либо по отдельности, либо вместе, не снижали скорости реакции Хилла ( табл. 2,).

)

Таблица 2. Влияние ингибиторов гликолатного пути на реакцию Хилла в суспензии разрушенных клеток СЛ. ¡И^тШоркога.

Варианты Скорость выделения Ог в реакции Хилла, мкмоль/мг(хл)ч

Контроль 28,8 ± 1,9

0,5 мМ ГПМС 28,6 ± 2,0

0,5 мМ ИНГ 29,7 ± 2,1

0,5 мМ ГПМС + 0,5 мМ ИНГ 29,3 ±1,8

л с. о. 5 и: 2

сГ

с;

(О

ц <и

250 200 150 100 50 0 -50 -100 -150 -200

2 4 6 8 24 48 72 Продолжительность роста, ч Рис. 6. Скорость фотосинтетического выделения О: клетками СЛ. '.и^таюрЬога в присутствии ингибиторов фотодыхания ( 10 мМ ГГ1МС + 10 мМ ИНГ ). Концентрация ЫаС1 в среде - 425 мМ.

Полученный результат привел к предположению, что одним г.з процессов, тормозящих фотосинтез в лнтактных клетках в условиях ингиби-рования фотодыхания, является накопление конечного акцептора электронов в восстановленной форме - НАДФН.

3. 7. Влияние ингибиторов фотодыхания на содержание НАДФН в клетках СЛ. stigmatophora. Из рис. 7 видно, что в отсутствие иигибито-ров в среде культивирования, содержание НАДФН в ходе роста культуры поддерживалось на низком, представляющим следовые количества, уровне. Под влиянием ингибиторов ( 10 мМ ГПМС + 10 мМ ИНГ ) внутриклеточный пул НАДФН в начальный период резко увеличивался, достигая максимума к 1 ч. роста ( рис. 7 ). В ходе дальнейшего культивирования клеток в присутствии ингибиторов внтуриклеточное содержание НАДФН снижалось, оставаясь при этом на более высоком уровне чем в контроле.

Содержание НАДФН, как и любого другого вещества в клетке зависит от соотношения скоростей его биосинтеза и утилизации. Мы предположили, что аккумуляция НАДФН в присутствии ГПМС и ИНГ обусловлена торможением его использования.

К процессам, протекающим с потреблением НАДФН в больших количествах помимо темновых реакций фотосинтеза могут быть ошесены синтез хлорофилла и синтез пролина [ Гудвин, Мерсер, 1986; Dashek, Eric-son, 1981 ]. Снижение содержания хлорофилла в клетке при действии ингибиторов, показанное в разделе 3.1, может быть результатом как его фотоокисления активированным кислородом, так и торможением его биосинтеза.

В следующем разделе приведены данные о влиянии ГТ1МС и ИНГ на внутриклеточное содержание пролина. Рассмотрение этого вопроса представляло особый интерес, поскольку содержание пролина в клетках Ch. stigmatophora может достигать 20 % в расчете на сухой вес [ Калинки-иа, 1985 }.

О 2 4 6 8 24 48 72

Продолжительность роста, ч Рис. 7. Содержание НАДФН в клетках СИ. stigmatophora в отсутствие ( I ) и в присутствии ( 2 ) ингибиторов фотодыхания. Концентрация №С1 в среде - 425 мМ.

3. 8. Влияние ингибиторов фотодыхания на содержание пролина в клетках Ог. 5йцта1срЬога. При отсутствии ингибиторов содержание пролина в ходе роста культуры менялось незначительно (рис. 8 ). Добавление 10 мМ ГПМС и 10 мМ ИНГ приводило к снижению внутриклеточного содержания пролина в начальный период культивирования. Затем в период с 1- 7 ч содержание пролина возрастало, но, начиная с 24 ч его содержание вновь снижалось и к концу 3 суток достигало минимального уровня (20%) от содержания его в клетках ипокулята.

Известно, что пролин образуется из глутамата - интермедиата гли-колатного цикла [ Калинкина и др., 1993 ]. В свою очередь, пролии, также являющийся интермедиатом гликолатиого пути, как и глутамат, может

служить субстратом биосинтеза хлорофилла [ Бритиков, 1975, Веа1е, 1990].

го

о &

с о г

со

О.

с (1)

о.

О)

ег о О

0 2 4 6 8

Продолжительность роста, ч Рис. 8. Содержание пролила в клетках СИ. хИ$>та1орЬога в отсутствие ( 1 ) и присутствии ( 2 ) ингибиторов фотодыхания ( 10 мМ ГПМС + 10 мМ ИНГ ). Концентрация №С1 в среде - 425 мМ.

В соответствии с этим, данные, представленные в разделах 3. 1 и 3. 8 показывают, что « выключение» фотодыхания, приводящее к снижению содержания пролина и к обесцвечиванию клеток СК $1^та1ор1юга , может стимулировать накопление НАДФН.

3. 9. Влияние ингибиторов фотодыхания на активность СОД в клетках СЛ. stigmatophora. Представленные в разделе 3. 7 данные об аккумуляции НАДФН привели к предположению о «перевосстановленности» ЭТЦ хлоропластов и накоплении в клетках АФК, что в свою очередь должно было приводить к активированию СОД.

Супероксидный радикал (Oí-) всегда образуется в растительной клетке в норме, но при некоторых неблагоприятных условиях его генерация усиливается [ Foyer et al., 1994; Alsher et al., 1997 ], что приводит к появлению таких высокоактивных форм, как гидроксильный радикал ( ОН') и синглетный кислород ( ' О:), а также пероксида водорода (Н2О2 ) и, следовательно, к возникновению окислительного стресса с его последующим ■ деструктивным действием. Ключевую роль в устранении из клеток Of играет СОД.

Продолжительность роста, ч Рис. 9. Изменения активности СОД в клетках СИ. ви^морИога в отсутствие ( 1 ) и присутствии ( 2 ) ингибиторов фотодыхания (10 мМ ГПМС + 10 мМ ИНГ). Концентрация КаС1 в среде - 425 мМ.

При отсутствии ингибиторов о среде культивирования активность СОД в ходе роста культуры поддерживалась практически на постоянном

í._l__I_|

48 72

0 2 4 6 8 24

уровне и соответствовала активности этого фермента в клетках инокулята (рис.9).

Внесение ингибиторов ( 10 мМ ГПМС + 10 мМ ИНГ ) приводило к снижению активности СОД в первые 30 мин, после чего происходило существенное увеличение активности этого фермента ( более чем в 3 раза ). Дальнейшее культивирование ( 24 - 72 ч ) СЛ. я^тМорЬога в условиях ингибирования гликолатного пути приводило к резкому подавлению активности СОД. В это время в клетке развивались деградационные процессы, а активность СОД достигала следового уровня. Изменения в активности СОД, свидетельствующие о степени генерирования АФК, тесно коррелировали с процессом деградации хлорофилла ( раздел 3. ! ), особенно в начальный ( 0,5 ч ) я конечный ( 24 - 72 ч ) периоды. Из этого следует, что снижение содержания хлорофилла и обесцвечивание клеток хлореллы может быть обусловлено, не только субстратной недостаточностью биосинтеза хлорофилла, но и деградацией хлорофилла под действием АФК.

Заключение

Представленные результаты свидетельствуют о том. что у СИ. $tig-таюрНога при ингибированик гликолатного пути развивался процесс обесцвечивания клеток. Изучение динамики этого явления позволило условно разделить его на 3 фазы:

Первая фаза длилась от нескольких минут до 1 суток в зависимости от используемой концентрации ингибиторов, а также концентрации ЫаС1 в среде. В течение этого периода происходило снижение содержание хлорофилла, пролина, активности СОД с одновременным увеличением содержания НАДФД в клетках. При этом сохранялась относительно высокая скорость выделения кислорода.

Вторая фаза, продолжительность которой также зависела от концентрации ингибиторов фотодыхания, сопровождалась мобилизацией защитных систем клетки. На этой стадии наблюдался ускоренный синтез про-

липа и рост активности СОД. Протекторные свойства пролина и высокий уровень активности СОД, устраняющей супероксид анион-радикалы, препятствовали деструктивным процессам в клетках и поддерживали систему биосинтеза хлорофилла в функционально активном состоянии. В этот период наблюдалось торможение процесса обесцвечивания или даже некоторое увеличение содержания хлорофилла. Содержание НАДФН сохранялось на относительно высоком и постоянном уровне.

При длительном действии ингибиторов гликолатного пути процесс обесцвечивания вступал в заключительную третью фазу. В течение этой фазы происходило истощение адаптационных возможностей организма. Наблюдалась деградация фотосинтетического аппарата, сопровождающаяся, по-видимому, разрушением хлорофилл-белковых комплексов, что приводило к уменьшению содержания хлорофилла и увеличению количества водорастворимого белка. Деградация' хлорофилла отражала потерю фотосинтетической функции, в результате чего клетки СИ. зИ^аШрИога от выделения кислорода переходили к его поглощению. Кроме того, в этот период происходило резкое снижение содержания пролина в клетках и наблюдалась лишь остаточная активность СОД.

Последовательность событий, происходящих в каждую фазу отражена на рис. 10. Началом деградации хлорофилла, по-видимому, является снижение скорости поступления интермедиатш ( глутамат, пролин ) из гликолаггного пути на синтез хлорофилла. В результате этого происходит накопление НАДФН, что вызывает торможение работы ЭТЦ хлоропла-стов. Подавление переноса электронов, в свою, очередь, претодит к накоплению АФК, которые участвуют в деструкции хлоропластов. Длительное подавление фотодыхания, связанное с деструктивными процессами, снижает активность СОД, тем самым усиливая окислительный стресс.

Основным механизмом вовлечения фотодыхания в устранение окислительного стресса у этого организма является НАДФН-зависимый еннгез пролина, который устраняет «неревосстановленность» ЭТЦ хлоро-

пластов и этим препятствует накоплению избытка АФК. Подавление фотодыхания вызывает цепь серьезных нарушений в метаболизме клеток СЛ. к^таЮр'пога и в её ультраструктуре, что а конечном итоге приводит к обесцвечиванию клеток. Следовательно, процесс фотодыхания, в широком понимании, выполняет аниоксидантные функции. Рис. 10. Фазы развития окислительного стресса в клетках

СИ. $^тШор!гога при подавлении фотодыхашш.

1 - фаза

Ингибирование фотодыхания Подавление биосинтеза пролила, хлорофилла

* Накопление НАДФН Перевосста|овление компонентов ЭТЦ

Снижение активности СОД и накопление 02——^

Фотовыцветание хлорофилла

2 фаза

Возрастание активности СОД Снижение (^держания Возобновление биосинтеза пролита

Активация |>яоси!ггеза хлорофилла

Снижение пула НАДФН

3 фаза

Истощение пула пролина Снижение содержания хлорофилла и обесцвечивание клеток

7 Подавление фотосинтеза Снижение ^ктивности СОД и накопление 0;Г~ Развитие деструктивных процессов

Выводы

1. При ингибироваиии фотодыхания в клетках Ch. stigmatophora проиходит процесс обесцвечивания клеток, имеющий 3-х фазный характер.

2. Наиболее вероятной причиной процесса обесцвечивания клеток Ch. stigmatophora в начальный период действия ингибиторов является нарушение биосинтеза хлорофилла вследствие прекращения поступления его предшественников из гликолатного цикла.

3. Наблюдаемое подавление биосинтеза хлорофилла и пролина в начальный период действия ингибиторов сопровождается накоплением НАДФН, что вызывает торможение работы ЭТЦ хлоропластов.

4. Торможение переноса электронов в ЭТЦ хлоропластов сопровождается усилением образования АФК и активацией СОД.

5. Длительное действие ингибиторов фотодыхания сопровождается разрушением хлорофилл-белковых комплексов, потерей фотосинтетической функции и деструктивными изменениями хлоропластов.

6. Фото дыхание и сопряженный с ним синтез пролина, являются одними из основных механизмов, предотвращающих «перевосстановленность» ЭТЦ хлоропластов и препятствующих возникновению окислительного стресса в клетках Ch. stigmatophora.

Список работ, опубликованных по материалам диссертации:

1. Yasyukova Т. В., Vovk Т., Kalinkina L. G. Effect of Photorespiration Inhibitors on Chlorophyll Content in Chlorella Cells under Salinity // Physical-chemical Basis of Plant Physiology. Pensa. Abstracts. 1996. P. 116.

2. Yasyukova Т. В., Vovk Т., Kalinkina L. G„ Balnokin Y. V. Effect of Salinity and Glycolate Pathway Inhibitors on the Oxygen Metabolism in Chlorella //Physical-chemical Basis of Plant Physiology. Pensa. Abstracts. 1996. P. 116.

3. Калиикииа JI. Г., Ясюкова Т. Б., Балнокин Ю. В. Содержание НАДФН в клетках Chlorella stigmatophora при подавлении ЫаСКшщуцированного фотодыхания 1t Тез. докл. «Физико-химические основы Физиологии растений и биотехнология». Москва. 1997. С. 79.

4. Ясюкова Т. Б., Калинкина JI. Г., Бачнокин Ю. В. Влияние ингибиторов фотодыхания на активность супероксиддисмутазы в клетках хлореллы при засолении // Тез. докл. «Физико-химические основы Физиологии растений и биотехнология». Москва. 1997. С. 95.

5. Куркова Е. Б., Ясюкова Т. Б., Калинкина Л. Г., Балокин Ю. В. Изменения в ультраструктуре клеток Chlorella stigmatophora при подавлении NaCl-индуцируемого фотодыхания // Тез. докл. «Физико-химические основы Физиологии растений и биотехнология». Москва. 1997. С. 83.

6. Ясюкова Т. Б., Калинкина Л. Г., Куркова Е. Б., Балнокин Ю. В. Обесцвечивание клеток Chlorella stigmatophora при подавлении фотодыхания на фоне засоления// Физиология растений. 1999. Т. 46. С. 124-131.

7. Калинкина Л. Г., Ясюкова Т. Б. Антиоксидантная роль фотодыхания в клетках Chlorella stigmatophora при засолеиии // Тезисы докладов 4 съезда ОФРР. Москва. 1999. С. 369.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Ясюкова, Татьяна Борисовна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. 1 Биохимическая и физиологическая роль фотодыхания в жизнедеятельности растительных организмов.

1. 2 Условия, при которых наблюдается выцветание хлорофилла в клетках растений.

1. 3 Образование активных форм кислорода и их физиологическая роль в растительной клетке.

1.4. Повреждающее действие активных форм кислорода.

1.5. Фотоингибирование фотосинтеза в растительной клетке.

1.6. Обесцвечивание хлорофилла под действием активных форм кислорода в условиях стресса.

1.7. Антиокислительные системы растений - защита от повреждающего действия активных форм кислорода.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Участие фотодыхания в предотвращении окислительного стресса у Chlorella stigmatophora"

Появление в биосфере молекулярного кислорода явилось значительным событием в биологической эволюции живых организмов. Адаптация растений к условиям обитания в кислородной среде сопряжена с вовлечением его в фото-, биохимические реакции в качестве универсального акцептора электронов при окислении широкого круга субстратов. Такие фундаментальные процессы, как фотосинтез и дыхание совершаются с участием свободного кислорода. Однако существование растительных организмов в кислородной среде связано с опасностью образования высокоактивных восстановленных форм кислорода: супероксидного анион- радикала ( 0{~), пероксида водорода ( Н2О2 ), гидро-ксильного радикала ( ОН*), синглетной формы кислорода (102 ) и др., которые способны вызывать перекисное окисление липидов ( ПОЛ ) клетки [ Мерзляк, 1989]. В связи с этим, как эукариотические, так и про-кариотические организмы оказались перед необходимостью выработать физиологические и молекулярные механизмы, препятствующие возникновению и накоплению активных форм кислорода (АФК ) в высоких концентрациях, токсичных для клетки. Как препятствие свободноради-кальному окислению биологических структур в клетках аэробных фото-синтезирующих организмов в процессе эволюции сформировались различные защитные системы. К ним относятся ферменты - супероксид-дисмутаза ( СОД ), каталаза, пероксидаза, глутатионредуктаза и др. [Elstner, 1982; Allen, 1995; Alscher et al., 1997], низкомолекулярные восстановители - аскорбат, глутатион, а -токоферол [ Foyer, 1993; Hausladen et al., 1993; Winkler et al., 1994 ] и каротиноиды [ Demming-Adams, Adams, 1992 ]. Они обеспечивают превращение кислородных радикалов в нетоксические соединения. Было высказано предположение, что наряду 5 с вышеуказанными системами детоксикации кислородных радикалов, к защитным от окислительного стресса системам относится и фотодыхание (оксигеназное и Мелер-аскорбат-пероксидазное) [Osmond, Grace, 1995].

Фотодыхание является одним из важнейших процессов в жизнедеятельности растений и затрагивает многие стороны углеродного и азотного метаболизма клетки [ Калинкина и др. 1992, 1993; Keys et al., 1978; Wallsgrove et al., 1983; Leegood et al., 1995 ]. Ранее было показано, что "выключение" фотодыхания у микроводорослей рода Chlorella приводит к феномену обесцвечивания их клеток, а также к остановке роста и подавлению синтеза пролина [ Калинкина, Строганов, 1986 ]. Однако процессы, лежащие в основе этих явлений, оставались нераскрытыми. На основании данных о фотоокислении хлорофилла и фотоингибировании фотосинтеза акивными формами кислорода ( АФК) [ Anderson et al., 1997 ] можно преположить, что в обесцвечивание клеток хлореллы при ингибировании фотодыхания также вовлечены АФК и что подавление фотодыхания приводит к их накоплению. И, наоборот, нормальное функционирование фотодыхательного пути должно приводить к устранению избытка АФК в клетках и этим препятствовать деструкции фотосинтетического аппарата, нарушениям метаболизма и подавлению роста.

В связи с этим, цель работы заключалась в раскрытии механизма вовлечения фотодыхания в устранение окислительного стресса в клетках Chlorella stigmatophora. Для достижения поставленной цели основной подход состоял в регистрации изменений в ультраструктуре и ряда сопряженных с фотосинтезом процессов в клетках Ch. stimatophora при 6 индукции окислительного стресса, вызванного ингибированием фотодыхания.

Непосредственно в задачу работы входило в условиях подавления фотодыхания у Ch. stigmatophora: 1) Исследовать динамику содержания хлорофилла, водорастворимого белка, восстановленной формы конечного акцептора электронов - НАДФН, осмопротектора пролина. 2) Изучить возможность восстановления биосинтеза хлорофилла, подавленного ГПМС и ИНГ, путем внесения в культуральную среду экзогенных субстратов - глутамата, пролина и глицина. 3) Исследовать ультраструктурные изменения в клетках. 4) Изучить динамику фотосинтетического выделения О2 интактными клетками и в реакции Хилла. 5) Исследовать динамику активности супероксиддисмутазы (СОД).

В настоящей работе впервые раскрыта последовательность событий, ведущих к возникновению окислительного стресса при подавлении фотодыхания. Впервые показано, что феномен обесцвечивания клеток Ch. stigmatophora и деструкция хлоропластов при подавлении фотодыхания тесно связаны с особенностями метаболизма исследуемого организма, в частности, со способностью активировать фотодыхание в ответ на повышение концентрации NaCl, что обеспечивает усиленное накопление осмопротектора пролина. Впервые установлено, что накопление свободного пролина и биосинтез хлорофилла в клетках Ch. stigmatophora служат механизмами ликвидации "перевосстановленности" электрон-транспортной цепи (ЭТЦ) хлоропластов. 7

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Ясюкова, Татьяна Борисовна

ВЫВОДЫ

1. При ингибировании фотодыхания в клетках СИ. зН^Шоркога проиходит процесс обесцвечивания клеток, имеющий 3-х фазный характер.

2. Наиболее вероятной причиной процесса обесцвечивания клеток Ск зй^пШоркога в начальный период действия ингибиторов является нарушение биосинтеза хлорофилла вследствие прекращения поступления его предшественников из гликолатного цикла.

5. Длительное действие ингибиторов фото дыхания сопровождается разрушением хлорофилл-белковых комплексов, потерей фотосинтетической функции и деструктивными изменениями хлоропластов.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Ясюкова, Татьяна Борисовна, Москва

1. Аверина Н. Г. Механизмы защиты хлоропластов от фотодинамическогоповреждения, сенсибилизируемого предшественниками хлорофилла. В кн. «Биогенез пигментного аппарата». Минск. Наука и техника. 1996. 137-142 с.

2. Аксенова В. А., Мерзляк М. Н., Кожанова О. Н. Юферова С. Г.

3. Неомыляемые липиды и жирнокислотный состав липидов митохондрий капусты под влиянием заражения Botrytis cinerea // Физиология растений. 1977. Т. 24. С. 587 592.

4. Андреева В. М. Род Chlorella . Л.: Наука, 1975. 88 с.

5. Асатиани. Ферментативные методы анализы . М.: Наука ,1969. 740 с.

6. Балнокин Ю.В., Фохт А. С. Амперометрический метод определенияскорости кислородного обмена фотосинтезирующих организмов при различном содержании кислорода // Физиология растений. 1977. Т. 24. С. 207-214.

7. Барабой В. А. Механизмы стресса и перекисное окисление липидов

8. Успехи соврем, биологии. 1991. Т. 111. С. 923 -931.

9. Бекина P.M. Лысенко Г.Г., Рубин Б.А. Фотоокислительное декарбоксилирование органических кислот в хлоропластах и его связь с фотодыханием // Физиология растений. 1974. Т. 21. С. 468-474.

10. Бекина P.M., Шувалов В.А., Лысенко Г.Г., Мошенцева В.Н., Лебедева А.Ф

11. Исследование механизма фотоокислительных превращений органических кислот в хлоропластах//Физиология растений 1975. Т.22. С. 680686.

12. Бекина Р. М., Гусейнова В. Е. Фотосинтез и фотоокислительные процессы

13. Физиология растений. 1986. Т. 33. С. 171 184.

14. Белл Л. Н. Энергетика фотосинтезирующей растительной клетки. М.:1. Наука, 1980. 122 с.

15. Брей С. М. Аминокислоты производные глутаминовой кислоты

16. Азотный обмен в растениях. М.: Агропромиздат. 1986. 199 с.

17. Бритиков Е. А. Биологическая роль пролина. М.: Наука, 1975. 87 с.13 .Вартапетян Б, Кислород и структурно-функциональная организация растительной клетки // Тимирязевское чтение 43. М.: Наука, 1985. 89 с.

18. Владимиров Ю. А., Арчаков А. Н. Перекисное окисление липидов вбиологических мембранах. М.: Наука, 1972. 252 с.

19. Гиббс М. Гликолат и ингибирование фотосинтеза кислородом. В кн.:

20. Теоретические основы фотосинтетической продуктивности.» М.: Наука, 1972. 205-214 с.

21. Гудвин Т., Мерсер Э. Введение в биохимию растений. М.: Мир, 1986 Т.1392 с.

22. Закржевский Д.А., Балахнина Т.И., Степневский В., Степневская С.,

23. Бенничелли Р.П., Липиц Е. Окислительные и ростовые процессы в корнях и листьях высших растений при различной доступности кислорода в почве // Физиология растений. 1995. Т. 42. С. 272-280.

24. Зенков Н.К., Меньшикова Е.Б. Активированные кислородные метаболитыв биологических системах// Успехи соврем, биологии. 1993. Т. 113. С. 286-296.

25. Иванова H.H., Дробышева Н.И. Участие анион-радикала кислорода вэнзиматических реакциях восстановления нитрата // Физиология растений. 1985. Т. 32. С. 488 493.

26. Казанина Г.А. Селезнева A.A. СОД дрожжей : выделение и свойства

27. Прикладная биохимия и микробиология. 1992. Т.28. С. 165 172.

28. Калашников Ю.Е., Закржевский Д.А., Балахнина Т.И., Шевелёва Е.В.,

29. Застрижная О.М. Действие почвенной засухи и переувлажнения на активацию кислорода и систему защиты от окислительной деструкции в корнях ячменя // Физиология растений. 1992. Т.39. С. 263 -269.

30. Калашников Ю.Е., Балахнина Т.И., Закржевский Д. А. Действиепочвенной гипоксии на активацию кислорода и систему защиты отокислительной деструкции в корнях и листьях ячменя // Физиология растений . 1994. Т. 41. С. 583- 588.

31. Калер В. JI. Авторегуляция образования хлорофилла в высших растениях.

32. М.: Наука и техника, 1976. 186 с.

33. Калер В.Л., Клинкер Ю.Е., Локтев A.B., Вечер A.C. Сопряжениеметаболизма гликолата с биосинтезом хлорофилла в растениях // Физиология растений.1977. Т. 24 С. 30-34.

34. Калинкина Л.Г. Рост и накопление биомассы у морских и пресноводныхводорослей рода хлорелла в зависимости от концентраций NaCl в среде// Физиология растений. 1979. Т. 26. С. 401-407.

35. Калинкина Л.Г., Строгонов Б.П. Выделение гликолевой кислотыморскими и пресноводными водорослями при действии различных концентраций NaCl // Физиология растений. 1980. Т. 27. С. 58 66.

36. Калинкина Л. Г. Накопление пролина в клетках морской и пресноводнойхлореллы в зависимости от концентрации NaCl в среде и интенсивности роста водорослей // Физиология растений. 1985. Т. 32. С. 42 52.

37. Калинкина Л.Г., Строгонов Б.П. Содержание свободного пролина вклетках морской и пресноводной хлореллы при ингибировании глико-латного пути в условиях засоления // Физиология растений. 1986 Т.ЗЗ С. 746-753.

38. Калинкина Л.Г., Строгонов Б.П. Рост и накопление биомассы у морской •и пресноводной хлореллы в условиях засоления при ингибировании гликолатного пути // Физиология растений. 1986 Т.ЗЗ С. 572-580.

39. Калинкина Л.Г., Назаренко Л.В., Гордеева Е.Е. Модифицированныйметод выделения свободных аминокислот из растительного материала // Физиология растений. 1990. Т. 37. С. 617 620.

40. Калинкина Л.Г, Наумова ТХ Роль С02 в накоплении пролина у •различных по солеустойчивости форм хлореллы // Цитология. 1991. Т.ЗЗ. С. 104.1. OJ

41. Калинкина Л.Г., Удельнова Т.М. Механизм вовлечения гликолатногопути в накопление свободного пролина у морской хлореллы в условиях засоления // Физиология растений. 1991. Т. 38. С. 948-959.

42. Калинкина Л.Г., Наумова Т.Г. Содержание свободных аминокислот вклетках морской и пресноводной хлореллы при ингибировании гликолатного пути на фоне засоления // Физиология растений. 1992. Т.39. С. 559-569.

43. Калинкина Л.Г., Наумова Т.Г. Роль фотодыхания в накоплениисвободного пролина в клетках Chlorella stigmatophora при засолении //Физиология растений. 1993. Т. 40. С. 577-583.

44. Карапетян Н.В., Штрассер Р., Бергер П. Изменения в ФС 2 привыращивании водорослей в присутствии гербицидов, вызывающих выцветание хлорофилла// Физиология растений Л 985 Т.32. С. 70 78.

45. Касумов H.A., Мустафаев С.И., Абдыев В.В. Механизм нарушенияметаболизма растений при солевом стрессе // Тезисы докладов II съезда ВОФР. Минск. 1990. С. 41.

46. Кафаров P.C., Шендерова Л.В., Маторин Д.Н., Венедиктов П.С.

47. Ингибирование фотосинтеза, накопление перекисей и гибель клеток хлореллы при интенсивном освещении // Физиология растений, 1988. Т.35. С. 458-468.

48. Каюпова Г. А. Участие активных форм кислорода в иноксикации корнейгороха при засолении: Автореф. дис. канд. биол. наук. М.: МГУ, 1988. 25с.

49. Кения М.В., Лукаш А.И., Гуськов Е.П. Роль низкомолекулярныхантиоксидантов при окислительном стрессе // Успехи соврем, биологии. 1993 Т. 113. С. 456-470.

50. Керимов С.Х., Демидов Э.Д., Маслов А.И., Белл Л.Н. Превращениегликолата и глицина в клетках хлореллы // Физиология растений 1980. Т.27. С. 52-57.

51. Клейтон Р. Фотосинтез. Физические механизмы и химические модели.1. М.: Мир, 1984. 350 с.

52. Колесников П. А. Проблема фото дыхания в связи с продуктивностьюрастений // Прикладная биохимия и микробиология. 1977. Т. 13. С. 847-857.

53. Красновский А. А. Синглетный кислород в фотосинтезирующихорганизмах//Ж. Всес. Хим. Общество. 1986. Т.31. С. 562 567.

54. Кривошеева А.А., Дюбе С., Госселин А. Различная природа фотоингибирования фотосинтеза в листьях томатов ( Licopersiocon esculentum М.) и перцев {Capsicum annuum L. ) // Физиология растений. 1996 Т.43. С. 467-472.

55. Курганова Л.Н., Веселов А.П., Гончарова Т.А. Перекисное окислениелипидов и антиоксидантная система защиты в хлоропластах гороха при тепловом шоке // Физиология растений. 1997. Т.44. С. 725-730.

56. Лайск А.Х. Кинетика фотосинтеза и фото дыхания С 3-растений. М.:1. Наука, 1977. 175 с.

57. Ленинджер А. Биохимия ( молекулярные основы структуры и функцийклетки ). М.: Мир, 1974. 957 с.

58. Лехимена Л. Фото деструкция пигментов в клетках цианобактерий

59. Anabaena variabilis и Synechococcus elongatus: Автореф. дис. канд. биол. наук. М. : МГУ, 1999. 21 с.

60. Любимов В.Ю. Механизм фото дыхания в листьях С 4 растений и егорегуляция : Автореф. дис. докт. биол. наук. Пущино, 1994. 36с.

61. Маслова Т.Г., Попова И.А., Корнюшенко Г.А., Королева О.Я. Развитиепредставлений о функциях виолаксантинового цикла в фотосинтезе //Физиология растенийЛ996. Т.43. С.437-449.

62. Маторин Д.Н., Вавилин Д. В., Кафаров Р. С., Венедиктов П. С. Влияниезамораживания-оттаивания на перекисное окисление липидов в хлоро-филлсодержащих тканях растений // Физиология растений. 1991. Т. 38. С. 545-551.

63. Меньшикова Е.Б., Зенков Н.К. Аниоксиданты и ингибиторы радикальныхокислительных процессов//Успехи соврем, биологии. 1993. Т. 113. С. 442-455.

64. Мерзляк М.Н., Соболев А.С. Роль супероксидных анион-радикалов исинглетного кислорода в патологии мембран // Итоги науки и техники. Сер. Биофизика. 1975. Т.5. М. : ВИНИТИ. 165 с.

65. Мерзляк М.Н., Погосян С.И. Деструкция пигментов и липидов визолированных хлоропластах под действием светового излучения //Механизмы биологического действия оптического излучения. М. : Наука, 1988. 70 с.

66. Мерзляк М.Н. Активированный кислород и окислительные процессы вмембранах растительной клетки // Итоги науки и техники. Сер. Физиология растений Т.6. М.: ВИНИТИ. 1989. 164 с.

67. Мерзляк М.Н., Погосян С.И., Лехимена Л., Жигалова Т.В., Хорена И.Ф.,

68. Коен Ц., Хрущев С.С. Спектральная характеристика продуктов фотоокисления хлорофилла в растворе и при фотоповреждении цианобакте-рии Anabaena variabilis II Физиология растений.1996. Т.43. С. 186-195.

69. Осипов А. Н., Азизова О. А., Владимиров Ю. А. Активные формыкислорода и их роль в организме // Успехи биол. химии. М.: Наука, 1990. Т. 31. С. 180-208.

70. Пономарева С. А. Состояние фотосинтетического аппарата и продуктивность томатов в условиях засоления: Автореф. дис. канд. биол. наук 1971. 23 с.

71. Пояркова Н. М., Воскресенская Н. П. Фотосинтез изолированныххлоропластов и поглощение кислорода // Физиология растений.1981. Т.28. С. 245-253.

72. Сапожников Д.И., Бажанова Н.В., Маслова Т.Ф. Об извлечениипигментов из одноклеточных зеленых водорослей // Ботан. жур. 1961. Т.46. С. 1543-1544.

73. Степанова А.М., Шумилова A.A. Фото дыхание ( эволюционный ифизиологический аспекты ) //Ботан. жур. 1980. Т. 65 С. 1125-1140.

74. Строганов Б. П., Иваницкая Е. Ф. К вопросу о физиологии хлопчатника вусловиях различных типов засоления // Физиология растений. 1954. Т.1.С. 164-172.

75. Хоробрых A.A., Застрижная О.М., Климов В.В. Фотоингибированиесубхлоропластных препаратов фотосистемы 2 после воздействия отрицательной температуры // Физиология растений.1997. Т.44. С. 198-204.

76. Шевякова Н. И. Метаболизм и физиологическая роль пролина врастениях при водном и солевом стрессе // Физиология растений. 1983. Т. 30. С. 768-783.

77. Шувалов В.А., Красновский A.A. Изучение фотовосстановлениякислорода хлоропластами методом хемилюминесценции люминола и хлорофилла //Биохимия Т. 40. 1975. С. 358 367.

78. Чемерис Ю.К., Попова A.B., Шендерова A.B., Венедиктов П.С.

79. Изменение фотосинтетического аппарата хлореллы в процессе азотного голодания. Рукопись деп. в ВИНИТИ. 21. 12. 1983. №. 6942-83 Деп.

80. Чумаков Д.Н., Осинская Л.Ф. Количественный метод определения цинк-,медь-зависимой супероксиддисмутазы в биологическом материале // Ж. Вопросы медицинской химии. М.: Медицина 5. 1977. С. 712 716.

81. Эдварде Дж. Уокер Д. Фотосинтез С 3 и С 4 растений: механизмы ирегуляция. М. : Мир, 1986. 418 с.

82. Юсуфов А.Г. Лекции по эволюционной физиологии растений М.: Высшаяшкола, 1996. 255 с.

83. Ясюкова Т.Б., Калинкина Л.Г., Куркова Е.Б., Балнокин Ю.Б. Обесцвечивание клеток Chlorella stigmatophora при ингибировании гликолатного пути на фоне засоления // Физиология растений. 1999. Т. 46. С.124-131.

84. Allen R. Dissection of Oxidative Stress Tolerance Using Transgenic Plants //

85. Plant Physiol. 1995. V. 107. P. 1049-1054.

86. Alscher R., Donahue I., Cramer C. Reactive Oxygen Species and Antioxidants:

87. Relationships in Green Cells//Physiol. Plantarum. 1997. V.100. P. 224 233.

88. Anderson J., Park Y., Chow W. Photoinactivation and Photoprotection of

89. Photosystem II in Nature // Physiol. Plantarum. 1997. V. 100. P. 214 -223.

90. Asada K., Kiso K., Yoshikawa K. Univalent Reduction of Molecular Oxygenby Spinash Chloroplasts on Ellumination // J. Biol. Chem. 1974. V. 249. P. 2175-2181.

91. Asada K. Formation and Scavenging of Superoxide in Chloroplasts, with

92. Relation to Injury by Sulfur Dioxide // Studies on the Effects of Air Pollutants on Plants and Mechanisms of Phytotoxicity // Res. Rep. Natl. Inst. Environ. Studies. 1980. P. 165 180.

93. Asada K., Kanematsu S., Okada S., Hayakawa T. Phylogenetic Distribution of

94. Types of Superoxide Dismutase in Organisms and in Cell Organelles. In Chemical and Biochemical Aspects of Superoxide and Superoxide Dismutase. Amsterdam: Elsever / North Holland. 1980. P. 136 153.

95. Asada K., Takahashi M. Production and Scavenging of Active Oxygen in

96. Phothesyntesis. In Photoinhibition: Topics in Photosyntesis. 1987. V. 9. P. 221-287.

97. Asada K. Production and Action of Active Oxygen in Photosynthetic Tissue. In

98. Causes of Photooxidatives Stress and Amelioration of Defend Systems in Plants // CRC Press, Boca Raton, FL. ISBNO-8493-5443-9. 1994. .P.77-104.

99. Barabas K., Laczko I. Characterization of the Photosynthetic Electron Transport

100. Chain in Normal and Photobleached Anabaena cylindrica by Flash Spectroscopy//Bioenerg. Biomembr. 1985. V. 17. P. 123-134.

101. Bates L., Waldren R., Teur Z. Rapid Determination of Free Proline for Water

102. Stress Studies // Plant and Soil. 1973. V. 39. P. 205.

103. Bawyer I., Camilleri P. Spin-trap Study of the Reactions of Ferredoxin with

104. Reduced Oxygen Species in Pea Chloroplasts // Biochem. et. Biophys. Acta. 1986. V. 808 9 B 72.

105. Beale S., Foley T. Induction of 8-Aminolevulinic Acid Synthase Activity and1.hibition of Heme Synthesis in Euglena gracilis by N-Methyl Mesoporphy-rin IX // Plant Physiol. 1982. V. 62. P. 1331 1333.

106. Beale S. J. Biosynthesis of the Tetrapirrole Pigment Precursor 5-Aminolevulinic

107. Acid from Glutamate // Plant Physiol. 1990. V. 93. P. 1273-1279.

108. Bergman B., Codd G., Hallbom L. Glycolate Excretion by N2 Fixing

109. Cyanobacteria Treated with Photorespiratory Inhibitors // Z. Pflanzen. Physiol. 1984. B. 113. S. 451 454.

110. Bidwell R., Melachlan J. Carbon Nutrition of Seaweeds: Photosynthesis,

111. Photorespiration and Raspiration//J. Exp. Mar.Biol.Ecol. 1985. V.86 P. 15-46.

112. Boger P., Sandmann G. Modern Herbicides Affecting Typical Plant Processes.

113. In Chamestry of Plant Protection. Controlled Release Biochamical Effects -of Pesticides, Inhibition of Plant Pathogenic Fungi. 1990. V. 6. P. 173-216.

114. Bowler C., van Montagu M., Inze D. Superoxide Dismutase and Stress

115. Tolerance // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1992. V.43. P. 83-116.

116. Bradford M. A Rapid and Sensitive Method for the Determination of

117. Microgram Quantities of Protea Utilizing the Principle of Protein Dye Binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 249-254.

118. Brown L., Hellebast I. Sorbitol and Proline as Intracellular Osmotic Solutes inthe Green Alga Stichococcus 6aa7/ara//Canad.J.Bot.l978.V.56. P.676-679.

119. Butcher R. Contributions to our Knowledge of the Smaller Marine Algae //

120. Mar. Biol. Ass. U. K. 1952. V. 31. P. 175-190.

121. Byczkowski I., Gessner T. Biological Role of Superoxide Ion Radical // Ind.

122. J. Biochem. 1988. V. 20. P. 569-580.

123. Cadenas E. Biochemistry of Oxygen Toxicity// Ann. Rev. Biochem. 1989. V. *58. P. 79-110.

124. Casano L., Lascano H., Trippi V. Hydroxyl Radicals and a Thylacoid bound

125. Endopeptidase are Involved in Light and Oxygen-induced Proteolysis in Oat Chloroplasts // Plant Cell. Physiol. 1994. V. 35. P. 145-152.

126. Champigny M., Mouse A. Photosynthetic Carbon Metabolism in Wild Primitiveand Cultuvated Forms Wheat and Three Levels of Ploidy: Role of the Gly-colate Pathway // Plant and Cell Physiol. 1978. V. 20. P. 1167 1178.

127. Chem G., Blubaugh D., Homann P., Golbeg J., Chenie G. Superoxide

128. Contributes to the Rapid Inactivation of Specific Secondary Donors of the Photosystem II Reaction Center during Photodamage of Manganase Depleted Photosystem II Membranes//Biochemestry. 1995 V. 34. P. 2317-2332.

129. Chollett R. Organ W. Regulation of Photorespiration in C3, C4 Species // Bot.

130. Rev. 1975. V.41.P. 137-179.

131. Dashek W., Erickson S. Isolation, Assay, Biosynthesis, Metabolism, Uptakeand Translocation and Function of Proline in Plant Cells and Tissues // Bot. Rev. 1981. V. 47. P. 349-385.

132. Decker I. A Rapid Postillumination Desseleration of Respiration in Green1.aves // Plant Physiol. 1955. V. 30. P. 82-84.

133. Demming B., Bjorkman D. Comparison of the Effect of Excessive Light on

134. Chlorophyll Fluorescence (77 K) and Photon Yield of O2. Evolution in Leaves of Higher Plants //Planta. 1987. V. 171. P. 171-184.

135. Demming-Adams B. Carotenoids and Photoprotection in Plants. A Role for the

136. Xantophyll Zeaxantin//Biochem. Biophys. Acta. 1990. V. 1020. P. 1-24.

137. Demming-Adams B., Adams W. Photoprotection and other Responses of Plants to High Light Stress // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1992. V. 43. P. 599-626.

138. Durrant R., Giorgy L., Barber I., Klug D., Porter G. Characterisation of Triplet

139. States in Isolated Photosystem 2 Reaction Centers: Oxygen Quenching as a Mechanism for Photodamage // Biochem. Biophys. Acta. 1990. V. 1017. P. 167-175.

140. Ehleringer I. Photosyntesis and Photorespiration Biochemistry, Physiology and

141. Ecological Implications // Hort Science. 1979. V. 14. P. 217-222.

142. Elstner E. Oxygen Activation and Oxygen Toxicity // Ann. Rev. Plant. Phyiol.1982. V. 33. P. 73-96.

143. Erin A., Skrypin V., Kagan V. Formation Tocopherol Complexes with Fatty

144. Acids. Nature of Complexes // Biochem. et Biophys. Acta. 1985. V. 815. P. 209-214.

145. Eshdat Y., Holland D., Faltin Z. Ben-Hayyim G. Plant Glutathione Peroxidases // Physiologia Plantarum. 1997. V. 100. P. 234- 240.

146. Feierabend I. Comparison of the Action of Bleaching Herbicides // Z. Naturforsch. 1983. V. 39. P. 450-454.

147. Foyer C., Halliwell B. The Presence of Glutathione and Glutathione Reductasein Chloroplasts : a Proposed Role in Ascorbic Acid Metabolism // Planta. 1976. V. 133. P. 21-25.

148. Foyer C. Ascorbic Acid In Antioxidants in Higher Plants // CRC Press, Boca

149. Raton, FL. ISBNO-8493-6328-4. 1993. P. 31-38.

150. Foyer C., Lelandais M., Kunert K. Photooxidative Stress in Plants // Physiol.

151. Plantarum. 1994. V. 92. P. 696-717.

152. Fridovich I. Superoxide Dismutase : Improved Assays and an Assay Applicable to Acrylamide Gels // Anal. Biochem. 1971. V. 44. P. 276 281.

153. Fridovich I., Beauchamp Ch. Superoxide Dismutasees // Ann. Rev. Biochem.1975 V. 44. P. 147 149.

154. George B. A Note on Stichococcus bacilaris and some Species of Chlorella as

155. Marine Algae // J. Mar. Biol. Ass. Uk. 1957. V. 36. P. 111 114.

156. Giannopolitis C., Ries S. Superoxide Dismutases I. Occurence in Higher Plants. II. Purification and Quantitative Relationship with Water-Soluble Protein in Seedlings // Plant Physiol 1977. V. 59. P. 309-318.

157. Goldsworty A. Photorespiration // Bot. Ref. 1970. V. 36. P. 321-340.

158. Greenway H., Setter T. Accumulation of Proline and Sucrose During the Erst

159. Hours after Transfer of Chlorella emersonii to High NaCl // Aust. J. Plant Physiol. 1979. V. 6. P. 69-78.

160. Grodzinski B., Colman B. Glycolic Acid Oxidase Activity in Cellfree Preparation of Blue-Green Alga. // Plant Physiol. 1970. V. 45. P. 735 737.

161. Hagar H., Veda N., Shah S. Role of Reactive Oxygen Metaboliter in DNA

162. Damage and Cell Death in Chemical Hypoxic Injury to LLC-PK 1 Cells // Am. J. Physiol. 1996. V. 271. P. 209-215.

163. Halliwell B. Superoxide Dismutase, Catalase and Glutatione Peroxidase: Solutions to the Problems of Living with Oxygen // New Phytol. 1974. V. 73. P. 1075,- 1086.

164. Halliwell B. Oxidative Damage, Lipid Peroxidation and Antioxidant Protectionin Chloroplasts // Chem. Phys. Lipids. 1987. V. 44. P. 327-340.

165. Halliwell B. Oxidants and Human Disase : Some New Concepts // Fas. J.1987. V. 1. P. 358-364.

166. Hausladen A., Alscher R. Glutathione. In Antioxidants in Higher Plants //

167. CRC Press, Boca Raton. Fl. ISBN 0-84936328-4. 1993. P. 1 30.

168. Heath R. The Biochemistry of Ozone Attack on the Plasma Membrane of Plant

169. Cells // Adv. Phytochem. 1987. V. 21. P. 29-54.

170. Heber V., Bligny R., Streb P., Douce R. Photorespiration is Essential for the

171. Protection of the Photosynthetic Apparatus of C3 Plants Against Photoinacti-, vation Under Sunlight // Bot. Acta. 1996. V. 103. P. 307-315.

172. Hernandez I., Corpas F., Gomez M., del Rio L. Sevilla F. Salt-inducedi

173. Oxidative Stress Mediated by Activated Oxygen Species in Pea Leaves Mitochondria //Physiol. Plant. 1993. V. 89.P.103-110.

174. Hernandez I., Olmos E., Corpas F., Sevilla F., del Rio L. Salt-induced Oxydative Stress in Chloroplasts of Pea Plants // Plant Sci. 1995. V. 105. P. 151 -167.

175. Huber S., Hall T., Edwards G. Light Dependent Incorporation of CO2 into

176. Protein by Mesophyll Protoplasts and Chloroplasts Isolated from Pisum sativum //Pflanzen Physiol. 1977. Bd. 85. S. 153 163.

177. Inoue K., Sakurai H., Hiyama T. Photoinactivation Sites of Photosystem I in1.olated Chloroplasts // Plant Cell Physiol. 1986. V. 27. P. 961 968.

178. Jackson W., Volk R. Photorespiration // Ann. Rev. Plant. Physiol. 1970. V.21. P. 385-432.

179. Jenkins C., Roberts L., Ken M. Glycolate Oxidase Inhibition and Its Effect on

180. Photosynthesis and Pigment Formation in Hordeum vulgare // Phytochemis-try. 1982. V. 21. P. 1849- 1858.

181. Jegerschold C., Virgin I., Styring S. Light-Dependent Degradation of the D1

182. Protein in Photpsystem II is Asselerated after Inhibition of the Water Splitting Reaction//Biochemistry. 1990. V. 29. P. 6179-6186.

183. Keys A., Bird I., Cornelies M. Photorespiratory Nitrogen Cycle // Nature.1978. V. 275. P. 741-742.

184. Klimov V., Shafiev M., Allakhverdiev S. Photoinactivation of the Reactivation

185. Capacity of Photosystem II in Pea Subchloroplast Particles after a Complete Removal of Manganese // Photosynth. Res. 1990. V. 23. P. 59 65.

186. Kok B. On the Inhibition of Photosynthesis by Intense Light // Biochem. et.

187. Biophis. Acta. 1956. V. 21. P. 234 244.

188. Knox J., Dodge A. Singlet Oxygen and Plants // Photochemistry. 1985. V. 24.1. P. 889-896.

189. Laisk A., Pfanz Y., Schramm M., Heber U.

190. Sulfur -dioxide Fluxes into Different Cellular Compartments of Leaves Photosynthesizing in a Polluted Atmosphere. J. Computer Analysis // Planta. 1988 a. V. 173. P. 230 240.

191. Laisk A., Pflanz H., Heber V. Sulfur-dioxide Fluxes into Different Cellular

192. Compartments of Leaves Photosynthesizing in a Polluted Atmosphere. II. Consequences of SO2 Uptake as Revealed by Computer Analysis // Planta. 1988 b. V. 173. P. 241-252.

193. Larson R. Environmental Chemistry of Reactive Oxygen Species // CRS Crit.

194. Rev. Environ. Contr. 1978. V. 8. P. 197 246.

195. Lechem Y., Nurzburger J., Grossman S., Frimer A. Cytokinin interaction with

196. Free Radical Metabolism and Senescence: Effects of Endogenous Lipoxygenase and Purine Oxidation // Physiol. Plant. 1981. V. 53. P. 9 12.

197. Leegood R., Lea P., Adcock M., Hausler R. The Regulation and Control of

198. Photoresperation // J. Exp. Botany. 1995. V. 46. P. 1397 1414.

199. Legge R., Thompson J., Baker J. Free Radical Mediated Formation of Ethylene from 1-Aminocyclopropane-l-Carboxylic Acid: a Spin Trap Study //Plant Cell Physiol. 1982. V. 23. P. 171 177.

200. Li Shuangchun, Lin Jhi-fang. The Influence the Antioxidants on the Photosynthesis under Osmotic Stress//Acta Bot. Sin. 1994. V.36. P.871-877.

201. Lloyd N., Canvin D., Culver D. Photosynthes and Photorespiration in Algae

202. Plant Physiol. 1977. V. 59. P. 936 940.

203. Long S., Humphries S. , FaEkowsky P. Photoinhibition of Photosynthesis in

204. Nature // Ann. Rev. Plant. Physiol, and Plant Mol. Biol. 1994. V. 45. P. 633 -662.

205. Lutts S., Kinet I., Bouharmont J. NaCl-induced Senescense in Leaves of Rice

206. Cultivars Giffering in Salinity Resistance//Ann. Bot. 1996. V. 78. P. 389398.

207. Malanga G., Puntarulo S. Oxidative Stress and Antioxidant Content in Chlorella vulgaris after Exposure to Ultraviolet- B Radiation // Physiol. Plantarum. 1995. V. 94. P. 672-679.

208. Matringe, Scalla R. Effects of Acifluorfen-methyl on Cucumber Cotyledons:

209. Protoporhyrin Accumulation // Pestis. Biochem. Physiol. 1988. V. 32. P. 164-172.

210. Mehler A. Studies on Reactions of Illuminated Chloroplasts. 10. Mechanicsof the Reduction of Oxygen and Other Hill Reagents // Arch. Biochem. Biophys. 1951. V. 33. P. 65 77.

211. Merret M., Lord I.Glycolate Formation and Metabolism by Algae // New

212. Phytol. 1973. V. 72. P. 751 767.

213. Nakano Y., Asada K. Spinach Chloroplasts Scavenge Hydrogen Peroxide on1.lumination // Plant Cell Physiol. 1980. V. 21. P. 1295 12307.

214. Oquist G., Chow W., Anderson I. Photoinhibition of Photosynthesis Represents a Mechanism for the Long-term Regulation of Photosystem II // Planta. 1992. V. 186. P. 450-460.

215. Orgen E., Rosenqvist E. On the Significance of Photoihibition of Photosynthesis in the Field and its Generality among Species // Photosynth. Res. 1992.V. 33. P. 63-70.

216. Osmond C., Bjorkman O. Simultaneus Measurements of Oxygen Effects andnet Photosynthesis and Glycolate Metabolism in C 3 and C 4 Species of Atriplix// Carnegie Inst, of Washington Yearbook. 1972. V. 77. P. 141-148.

217. Osmond C., Grace S. Perspectives on Photoinhibition and Photorespiration inthe Field: Quintessential Inefficiencies of the Light and Dark Reactions of Photosynthesis ? // J. of Exp. Botany. 1995. V. 46. P. 1351 1362.

218. Pell E., Schlagnhaufer C., Arteca R. Ozone-induced Oxidative Stress: Mechanisms of Action and Reaction // I^siol. Plantarum. 1997. V. 100 P. 264-273.

219. Powels S. Photoinhibition of Photosynthesis Induced by Visible Light // Plant

220. Physiol. 1984. V. 34. P. 15-21.

221. Rabinowich H., Fridovich I. Superoxide Radical, Superoxide Dismutases and

222. Oxygen Toxicity in Plants/ZPhotochem. and Photobiol.l983.V.37. P.679-690.

223. Richter M., Rühle W., Wild A. Studies on the Mechanism of Photosystem II

224. Photoinhibition: the Involvement of Toxic Oxygen Species // Photosyn. Res. 1990. V. 24. P. 237-243.

225. Sandalio L., Palma I., del Rio L. Localization of Manganese Superoxide Dismutase in Peroxisomes Isolated from Pisum sativum L. // Plant Sei. 1987 V.51.P. 1-8.

226. Sandmann G., Boger P. Volative Hydrocarbones from Photosynthetic Membranes Containing Diffient Fatty Acid // Lipids. 1982 V. 17. P. 35-41.

227. Selye H. Stress without Distress. // N.Y.:I. B. Lippincott Company Philadelphia. 1974.

228. Servaites I., Orgen W. Chemical Inhibition of the Glycolate Pathway in Soybean Leaf Cells//Plant Physiol. 1977. V. 60. P. 461-466.

229. Settlik I., Allakhverdiev S., Nedbal L., Setlikova E., Klimov V. Three Typesof Photosystem 2 Photoinactivation // Photosyn. Res. 1990. V.23.P.39-48.

230. Setter T., Greenway H. Changes in the Proportion of Endogenous Osmotic

231. Solutes Accumulated by Chlorella emersonii in the Light and Dark // Plant, Cell and Environ. 1983 V. 6. P. 227 234.

232. Shain V., Gibbs M. Formation of Glycolate by a Reconstituted Spinach Chloroplast Preparation // Plant Physiol. 1971 V.48. P.325 330.

233. Shobert A., Tschesche H. Unusual Solution Properties of Proline and its Interaction with Proteins // Bioph. Acta. 1978. V. 541. P. 270 275.

234. Stewart G., Lee J. The Role of Proline Accumulation in Halophytes // Planta.1974. V. 120. P.269- 289.

235. Styring S., Virgin I., Ehrenberg A., Andresson B. Strong Light Photoinhibitionof Electron Transport in Photosystem 2 Impairment of the First Quinon Q // Biochem. etBiophys. Acta. 1990. V. 1015. P.269-274. .

236. Takahama V., Nishimura M. Formation of Singlet Molecular Oxigen in Illuminated Chloroplasts. Effects on Photoinactivation and Lipid Peroxidation // Plant Cell Phisiol. 1975. V. 16. P. 737-748.

237. Tatsuru M., Hirouki K., Shooichi M. Diphenyl Ether Herbicide-Decreased Heme Contents Stimulate 5-Aminolevulinic Acid Synthesis // Pestic. Biochem. and Physiol. 1990. V. 36. P. 106 114.

238. Teffler A., de Las Rivas I., Barber I. B-carotene within the Isolated Photosystem 2 Reaction Centre: Photooxidation and Irereversible Bleaching of This Chromophore by Oxidised P 680 // Biochem. Biophys. Acta. 1991 V. 1060. P.106-114.

239. Tolbert N. Glycolate Pathway. In Photosynthetic Mechanisms in Green Plants

240. Nat. Acad. Sci. Nat. Res Councill Washington. 1963. P. 648-662.

241. Van Camp W., Capiau K., van Montagu M., Inze D., Slooten L. Enhancementof Oxidative Stress Toleranse in Transgenic Tobacco Plants Overproducing

242. Fe-Superoxide Dismutase in Chloroplasts // Plant Physiol. 1996. V. 112. P. 1703-1714.

243. Wallsgrove R., Keys A., Lea P., Miflin B. Photosynthesis, Photorespirationand Nitrogen Metabolism // Plant Cell and Environ. 1983. V. 6. P. 301 -309.

244. Whittingham C., Pritchard G. The Production of Glycolate During Photosynthesis in Chlorella . // Prec. Rey. Sec. 1963. V. 157. P. 356 380.

245. Winkler B., Orselli S., Tonia S. The Redox Couple Between Glutathione and

246. Ascorbic Acid: A Chemical and Physiology Perspectine // Free Radie. Biol. Med. 1994. V. 17. P. 333-349.

247. Wu I., Nelmanis S., Heber V. Photorespiration is more Effective than the

248. Mehler Reaction in Protecting the Photosynthetic Apparatus Against Photo-inhibition// Bot. Acta. 1991. V. 104. P. 283 291.

249. Yamaya T., Oaks A. Synthesis of Glutamate by Mitochondric An Anaplerotic Function for Glutamate Dehydrogenase // Physiol. Plant. 1987. V. 70. P. 749-759.

250. Zelitch I. Increase Rate of not Photosynthesis Carbon Dioxide Uptake Causedby the Inhibition of Glycolate Oxidase/ZPlant Physiol. 1966. V.42.P. 1623-30.

251. Zelitch I. Photosynthesis, Photorespiration and Plant Productivity. // N. Y.:1. Acad. Press. 1971. 347 p.

252. Zelitch I. The Effect of Glicidate, an Inhibitor of Glycolate Synthesis, on Photosynthesis by Isolated Spinach Chloroplasts in H14 CO3 // Plant Phys. 1974. V. 53.0. 29-36.

253. Zelitch I. Improving the Efficiency of Photosynthesis // Science. 1975. V. 188.1. P. 626-633.

Информация о работе

Ясюкова, Татьяна Борисовна
кандидата биологических наук
Москва, 1999
ВАК 03.00.12

Диссертация

Участие фотодыхания в предотвращении окислительного стресса у Chlorella stigmatophora - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы