Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Трансгидрогеназная активность митохондриального Комплекса I и его нуклеотид-связывающие центры
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия
Автореферат диссертации по теме "Трансгидрогеназная активность митохондриального Комплекса I и его нуклеотид-связывающие центры"
МОСКОВСКИЙ ОРДЕНА ЛЕНИНА, ОРДЕНА ОКТЯБРЬСКОЙ РЕВОЛЮЦИИ И ОРДЕНА ТРУДОВОГО КРАСНОГО ЗНАМЕНИ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ им. М.В. ЛОМОНОСОВА
Биологический факультет
РГб ол
! ; г;т - -
Па правах рукописи
ЗАХАРОВА Наталья Владимировна
ГРАНСГИДРОГЕНАЗНАЯ АКТИВНОСТЬ МИТОХОНДРИАЛЬНОГО КОМПЛЕКСА I, И ЕГО НУКЛЕОТИД-СВЯЗЫВАЮЩИЕ ЦЕНТРЫ
03.00.04 - биологическая химия
Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук
Москва - 2000
Диссертационная работа выполнена на кафедре биохимии Биологического факультета МГУ.
Научный руководитель: доктор биологических наук,
профессор А. Д. Виноградов
Официальные оппоненты: доктор химических наук
А. А. Банков,
кандидат биологических наук А. Ф. Фитин
Ведущая организация: Институт биохимии и
физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина РАН (Пущино)
Защита состоится «13» ноября 2000 года в 15— часов на заседании диссертационного совета Д.053.05.32 по адресу: 119899, Воробьевы горы, МГУ, Биологический факультет, аудитория ББА.
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Биологического факультета МГУ.
Автореферат разослан « б » октября 2000 г.
Ученый секретарь
диссертационного совета /'
кандидат биологических наук . ^ М. В. Медведева
ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
Актуальность работы. NADII:y6iixmioi[ оксидоредуктаза (Комплекс I, NADH-дегидрогеяаза, КФ 1.6.5.3) - чрезвычайно сложно устроенный компонент дыхательной цепи митохондрий. Фермент катализирует перенос электронов от NADH на убихинон, сопряженный с векторным транспортом 4 протонов из матрикса митохондрий в межмембранное пространство. Фермент построен не менее чем из 41 субъединиц (общая молекулярная масса - порядка 1 ООО ООО Да) и содержит FMN, железосерные кластеры и связанный убихинон.
Структура нуклеотид-связывающего активного центра(ов) Комплекса I и параметры связывания нуклеотидов-субстратов - не изучены. Долгое время считалось, что в составе фермента имеется единственный центр для связывания NADH (NADPH) и NAD+ (NADP+) на 51 кДа субъединице гидрофильной части фермента [Walker, 1992]. Однако ряд данных указывает на существование не менее двух центров связывания нуклеотидов в составе NADH:y6nxnnoH оксидоредуктазы. Среди них: (1) различное восстановление железосерных центров при окислении NADH и NADPH [Albracht et al, 1997], (2) существенно различное сродство к одному и тому же нуклеотиду в реакциях прямого и обратного переносов электронов, различное действие ингибитора (ADP-рибоза) на обе реакции [Vinogradov et al, 1993, 1998], и ряд других.
В данной работе в качестве инструмента исследования свойств активного центра(ов) Комплекса I использована NADH—>APAD+ (DD) трансгидрогеназная реакция, катализируемая ферментом. Кинетическое исследование этой бисубстратной реакции может служить, хотя и косвенным, но достаточно надежным подходом для установления количества нуклеотид-связывающих центров фермента. Актуальность такой работы определяется необходимостью изучения функционирования и регуляции энергопреобразутощих систем аэробной клетки.
ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ: АРАП(Н) - 3-ацетилпиридин аденин динуклеотид, аналог МАО(Н); БВ - перенос гидрид иона от КАЭН (или его аналогов) на КАВ' (или его аналоги), 1)РМП->ОР]\Г обмен; СМЧ -субмитохондриальные частицы; РР — флавопротеин, трехсубъединичный фрагмент митохондриального Комплекса I, получаемый при обработке изолированного фермента хаотропными агентами.
Цель работы состояла: (1) в изучении кинетического механизма ЫАПН-»АРАО+ трансгидрогеназной реакции, катализируемой Комплексом I, с целью установления количества субстрат-связывающих мест,, и исследовании упорядоченности взаимодействия субстратов с ферментом в ходе реакции; (2) в изучении влияния ингибиторов, действие которых направлено на нуклеотид-связывающие центры, по отношению к обоим субстратам.
Научная новизна работы. Показано, что Комплекс I катализирует две >АРАО+ трансгидрогеназные реакции, различающиеся по
скорости и по сродству к нуклеотидам. Реакция 1 протекает по упорядоченному механизму с образованием тройного комплекса, т.е. с участием двух центров связывания нуклеотидов (ЪШЭН - первый субстрат). Трехсубъединичный фрагмент Комплекса I (БР), являющийся наименьшей каталитически активной единицей фермента, катализирует реакцию 1, что свидетельствует о присутствии в его составе двух субстрат связывающих центров. Реакция 2 протекает по механизму двойного замещения ("пинг-понг") с участием нуклеотид-связывающего центра(ов), отличного от центров, участвующих в реакции 1. Энергизация мембран ингибирует реакцию 1. Результаты проведенных исследований свидетельствуют о существовании не менее трех нуклеотид-связывающих центров, функционирующих в составе митохондриального Комплекса I.
Практическое значение работы. Полученные результаты вносят вклад в фундаментальные представления о функционировании ферментов дыхательной цепи. Материалы диссертационной работы используются при проведении большого практикума по разделу "Биоэнергетика". Выявленное в работе действие мембранного потенциала на трансгидрогеназную реакцию Комплекса I открывает перспективы исследования участия гидрофильной части фермента в транслокации протонов. Подходы, использованные для исследования кинетики трансгидрогеназной реакции, могут быть применены в случае других реакций Комплекса I, характеризующихся сложной кинетикой.
Апробация работы. Результаты работы были доложены на заседании кафедры биохимии Биологического факультета МГУ и на Международной Конференции "Митохондрии, клетки и активные формы кислорода" (2000, Пущино, Россия).
Публикации. По материалам диссертации опубликовано 5 печатных работ.
Структура диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, изложения результатов работы, их обсуждения, выводов и списка литературы. Работа изложена на стр. машинописного текста, включает табл. и
рис.
МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Препараты СМЧ [Kotlyar, Vinogradov, 1990], Комплекса I и FP [Galante Y., Hatefi, 1978] получали стандартными методами. Измерение NADH-оксидазной реакции и обратного переноса электронов, сопряжение СМЧ олигомицином, активацию сукцинат-дегидрогеназы [Kotlyar, Vinogradov, 1990], обработку СМЧ трипсином [Ragan, 1976], получение APADH [Minakami et al, 1963] и измерение концентрации APAD+ и NAD+ [Siegel, Montgomery, 1959] проводили согласно опубликованным методикам.
Трансгидрогеназную активность измеряли при 26 °С. Реакцию регистрировали по изменению поглощения при 375 нм (£мм375 ~ 5.1) сопровождающему одновременное окисление NADH и восстановление APAD+ [Stein, 1959]. Среда для измерения активности СМЧ содержала 0.25 М сахарозу, 20 мМ трис HCl, 0.2 мМ ЭДТА (pH 8.0) и 4 мкМ ротенон. При измерении активности Комплекса I, среда содержала 20 мМ трис'НО, 0.2 мМ ЭДТА (pH 8.0), 0.5 мг/мл БСА, 0.15 мг/мл азолектина (смесь фосфолипидов из соевых бобов) и 4 мкМ рогенон. Перед использованием, Комплекс 1 (0.5 мг/мл) преинкубировали в среде измерения без ротенона, в присутствии азолектина (1 мг/мл), в течение часа, при комнатной температуре. Для измерения активности FP использовали среду, содержащую 20 мМ Hepes, 0.2 мМ ЭДТА (pH 8.0). При измерении активностей в пробы вносили: СМЧ - 10-30 мкг/мл, Комплекс 1-1-3 мкг/мл, FP — 0.5 мкг/мл. Препараты Комплекса I и FP во время опыта хранили на льду.
Для генерации ДДц+ использовали АТР-азную и сукцинат-оксидазную реакции. В первом случае, в реакционную среду (не содержащую ротенон) добавляли 3 мМ АТР, 3 мМ MgCl?_, 1.5 мМ фосфоенолпируват и 2.5 ед./мл пируваткиназы (свободной от лактат-дегидрогеназы). В пробы вносили сопряженные олигомицином (0.15 мкг/мг белка) СМЧ, миксотиазол (10 мкг/мг белка) и субстраты. Во втором случае, в реакционную среду (содержащую ротенон) добавляли 1 мг/мл БСА и 10 мМ сукцинат. В пробы вносили СМЧ (сопряженные олигомицином) и субстраты.
Для регистрации Арн+ при протекании NADH—>APAD+ реакции, в присутствии оксанола VI, использовали среду, содержащую 0.25 М сахарозу, 20 мМ трисНС1 (pH 8.0) и 0.2 мМ ЭДТА. Увеличение поглощения оксанола регистрировали в двуволновом режиме, Абгз-воз- Для этого в 1 мл реакционной среды вносили 1.2 мг сопряженных СМЧ (60 мкл суспензии 20 мг/мл), миксотиазол (10 мкг/мг белка) и 1.5 мкМ оксанол. При внесении NADH (15 мкМ), регистрировали кратковременное увеличение поглощения (А62з-боз)- После выхода поглощения на
стационарный уровень (около 1.5 мин), реакцию начинали добавкой 2-20 мкМ APAD+ или NAD+.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
1. Кинетический механизм Ш) трансгидрогеназной реакции, катализируемой ЫАОН:убихинон оксидоредуктазой
1.1 СМЧ
Реакция в отсутствии А/ин+. Для установления кинетического механизма трансгидрогеназной реакции, катализируемой Комплексом I в составе СМЧ, иами были изучены зависимости начальных скоростей реакции от концентрации обоих субстратов (Рис. 1). Полученные зависимости в прямых координатах имели вид кривых с насыщением (Рис. 1 (А), (Б)), однако характер кривых, полученных при преобразовании в двойных обратных координатах, указывал на сложную кинетику реакции (Рис. 1 (В), (Г)). Зависимости скорости реакции от концентрации ЫАПН в двойных обратных координатах были линейными при любых концентрациях АРАХ)+. При этом прямые для низких и высоких концентраций АРАБ' имели различные точки пересечения (Рис. 1 (В)). Кривые зависимостей скорости реакции от концентрации АРАЭ+ (Рис. 1 (Г)) не линеаризовались в двойных обратных координатах. Различные точки пересечения для зависимостей, представленных на Рис. 1 (В), очевидно, и являются следствием негиперболической зависимости скорости реакции от концентрации АРАЛ) \ Представленные данные указывают на протекание двух МАЛИ—»АРАО+ реакций, различающихся по скоростям и по сродству к АРАБ+. Для одной из них (реакция 1) характерно высокое сродство к АРАБ+ и относительно низкая Ут\ для другой (реакция 2), наоборот, - плохое сродство к АРАО+ и высокая Ут.
Пересечение прямых (во всем интервале концентраций ЫАОН и экстраполированных для низких концентраций АР АО') служит диагностическим тестом на протекание реакции 1 с образованием тройного комплекса. В случае механизма двойного замещения ("пинг-понг") такие зависимости выглядят как серия параллельных прямых. Образование тройного комплекса при протекании реакции 1, в свою очередь, является указанием на участие в ней, по крайней мере, двух нуклеотид-связывающих центров. Двойные обратные зависимости величин Ут*ш от концентрации фиксированных субстратов (Рис. 1 (Д), (Е)), построенные по данным Рис. 1 (В) и (Г), позволяют определить истинные величины Кт и Ут для реакции 1 (Табл. 1).
Сложность кинетики "ОБ трансгидрогеназной реакции, катализируемой Комплексом I в составе СМЧ, состоит также и в том, что в
jtnadh = 1.8 м*М 1/NADH (mkM-I) 1/APAD+ (мкМ-i)
-0.10 .0.05 0.00 0.05 O.IO 0.1S -1.5 -1.0 -0.5 0.0 0.5 1.0
VAD* = ' МкМ 1/APAD* (MKM-1) A-JADn . 0.65 «М I/NADH (мкМ-1)
Рис.1 Кинетика NADH-APAD+ трансгидрогеназной реакции, катализируемой
СМЧ (26 °С, рН В.0). (А, Б) Прямые зависимости, (В, Г) обратные зависимости.
(А,В) Зависимости скорости реакции от концентрации NADH, цифрами
указаны концентрации APAD+;
(Б,Г) зависимости скорости реакции от концентрации APAD+, цифрами
указаны концентрации NADII;
(Д,Е) зависимости V каж от концентрации фиксированных субстратов ш
(по данным Рис. В и Г), определение истинных К и V .
б
широком интервале концентраций ЫА1)Н и АРАЕ)+ наблюдается двойное субстратное ингибирование. Оба субстрата интибируют реакцию в концентрациях, на порядок превышающих характерные для них величины Кт- При установлении кинетического механизма реакции оба нуклеотида использовали в концентрациях, не оказывающих ингибирования.
При использовании АРАОН и ЫАО+ в качестве субстратов, зависимости скорости реакции от концентрации КАЕ>+ также имел и бифазный характер. При этом две АРАОН-»КА1)+ реакции отличалась от реакций МАО! I—АР АГ)+ примерно в 4 раза более низкими скоростями и на порядок худшим сродством к восстановленной форме нуклеотида (Табл. 1).
Характер полученных зависимостей и количественные параметры реакций не менялись при замене ротенона на миксотиазол. Степень сопряженности СМЧ не влияла на параметры реакции 1. Обработка СМЧ трипсином, специфически ингибирующая митохондриальную протон-транслоцирующую трансгидрогеназу (КФ 1.6.1.1.), присутствующую в составе СМЧ, не приводила к изменениям в кинетике БВ реакции.
Табл. 1
Параметры ВБ реакций, катализируемых Комплексом I в составе СМЧ (рН 8.0,26 °С)__________
Реакция 1 (тройной комплекс) Реакция 2 ("пинг-понг")
^АОТ(мкМ) 0.65 12
ГтАРА0+(мкМ) 9 250
Ут (мкмоль/мин на мг) 0.22 1.7
АРАБН-ЖАВ+
К^*™" (мкМ) 50 250
САО+ (мкМ)а 4 70
Ут (мкмоль/мин на мг) 0.05 0.4
а — приведены кажущиеся Ка, полученные в присутствии 100 мкМ АРАОН. Разброс приведенных значений, определенных по результатам нескольких экспериментов составлял не более 10%.
Реакция в присутствии АЦц+. При энергизации мембраны (при добавлении АТР или при окислении сукцината), Комплекс I в составе СМЧ катализирует только реакцию 2. Двойные обратные зависимости, полученные для субстратов NADH—>APAD+ реакции в этом случае, имеют вид параллельных прямых, что указывает на протекание реакции 2 по механизму "пинг-понг" (Рис. 2 (А) и (Б)). Значения Кт и Vm для DD реакции 2, представлены в Табл. 1.
Реакция 1 и Арн+. Согласно полученным результатам, DD реакция 1 ингибируется в присутствии ДДн+> что может быть объяснено двояко. (1) Потенциал влияет на конформацию Комплекса I таким образом, что транспорт электронов от NADH (связанном в первом центре) к окисленному нуклеотиду (связанном во втором центре) становится невозможным. (2) DD реакция 1 сопряжена с генерацией ДЦн+-
Результаты, полученные в экспериментах с использованием оксанола VI, в качестве индикатора Др,н+, указывают на то, что вторую возможность нельзя исключить. Добавление окисленных нуклеотидов (NAD+ и APAD+) в реакционную среду, содержащую все остальные компоненты трансгидрогеназной реакции, приводило к кратковременному увеличению в поглощении оксанола. Зависимость величины наблюдаемого "оксанольного ответа" от вносимого количества окисленных нуклеотидов имела куполообразный вид с максимумом при 6-8 мкМ (данные не приведены). Эти результаты указывают на возможную связь DD реакции 1 с протон-транслоцирующими реакциями Комплекса I. Однако способность этой реакции к генерации ¿YpH+ нуждается в дальнейших исследованиях. Единственным переносчиком электронов, который может участвовать в этой реакции, является FMN. Поэтому изучение ее протон-транслоцирующих свойств, возможно, будет способствовать установлению роли флавина в переносе протонов Комплексом I.
1.2 Изолированный Комплекс I и FP
Кинетика DD реакции, катализируемой изолированным Комплексом I, качественно не отличается от таковой для субмитохондриальных частиц. Величины Кт были близки к величинам, определенным для СМЧ, тогда как соответствующие величины Vm были в 3-5 раз выше (Табл. 2). FP катализирует только реакцию 1 (протекающую с образованием тройного комплекса и с участием двух субстрат-связывающих центров), о чем свидетельствуют пересекающиеся прямые, проведенные по двойным обратным зависимостям (Рис. 2 (В), (Г)). Как и в случае нативного фермента, для реакции, катализируемой FP, характерно субстратное ингибирование для NADH, конкурентное по отношению к APAD+. Сродство к субстратам, в случае FP сильно зависит от присутствия в среде гуанидина (Табл. 2).
1/КАШ1 (мкМ-1) 1/АРМ)+ (мкМ-1)
Рис. 1 Кинетика КАХ)Н-АРА1)+ трансгидрогеназной реакции, катализируемой
энергизованными СМЧ (А,Б) и И* (В,Г). Двойные обратные зависимости: (А,В) от концентрации КАОН, цифрами указаны концентрации АРАО+; (Б, Г) от концентрации АРАЕ>+, цифрами указаны концентрации КАОП.
Табл. 2
Параметры N А ГШ —> АРА Ц трансгидрогеназной реакции 1, катализируемой СМЧ, Комплексом I и ЕР (рН 8.0, 26 °С)_
Препарат
Параметр СМЧ Комплекс I ЕР
- гуаиидин + 75 мМ гуанидин
К™™ (мкМ) 0.65 1.4 60 5
К% (мкМ) 1.8 2.1 20 1.2
„ АРАО+ , . .. Кт (мкМ) 9 14 9 18
Ут (мкмоль/мин на мг) 0.22 0.56 8 35
ггМОН , ...а Л| (мкМ) 500 50
^АИ-ркВо» (мкМ) . по отношению к ХЛОН по отношению к ЛРАП+ К\ (мкМ) по отношению к NADH по отношению к АРАО+ К?еин (мкМ) по отношению к КАБН по отношению к АРАО+ 40 (К+НК)6 150 (К+НК) 40 (ЬЖ+К) 18 (К) 10 (К) 16 (К) 110 (К+НК) 190 (К+НК) 45 (НК+К) 20 (К) 1800(К) 4200 (НК) 70 (НК+К) 8 (К) 110 (К+НК) 110 (К+НК) 60 (НК+К) 23 (К)
а - Константа субстратного ингибирования для NADH, величины рассчитанные теоретически; 6 - в скобках указан тип ингибирования: К - конкурентный, НК - неконкурентный.
Разброс приведенных значений, определенных по результатам нескольких экспериментов составлял не более 10%.
2. Окисление и восстановление пуклеотидов в реакциях прямого и обратного переносов, катализируемых Комплексом I
Для всех использованных препаратов NADH-дегидрогеназы, в случае реакции I получены близкие значения A!mAPAD+ (Табл. 2), примерно равные iLmNAD+ в реакции обратного переноса электронов [Vinogradov, 1993]. NADH ингибирует обе реакции конкурентно по отношению к окисленному нуклеотиду. Такие результаты можно ожидать, если в обеих реакциях участвует один и тот же нуклеотид-связывающий центр. Данные, представленные в Табл. 3, подтверждают наше предположение, об идентичности второго центра, участвующего в трансгидрогеназной реакции, с центром связывания NAD1 в реакции обратного переноса
TS APAD+
электронов: величины лт , полученные в двух реакциях практически совпадают.
Табл. 3
Параметры реакций окисления и восстановления нуклеотидов в реакциях прямого и обратного переносов, катализируемых
Комплексом I в составе СМЧ (рН 8.0, 26 °С)_
Реакция
Нуклеотид Прямой перенос Обратный перенос
электронова электронов
кю vm Km К
NAD(H) 2.7 1.15 7 0.14
APAD(H) 125 0.55 11 0.14
Дезамино^АБ(Н) 0.4 0.80 33 0.14
а Оксидазная реакция в присутствии разобщителя
Разброс приведенных значений, определенных по результатам нескольких экспериментов составлял не более 10%.
Представленные данные хорошо соответствуют модели, согласно которой в прямой и обратной реакциях, катализируемых Комплексом I, задействованы два разных нуклеотид-связывающих центра. На это указывает их различная специфичность к нуклеотидам. При связывании восстановленного нуклеотида в центре, участвующем в оксидазной реакции, по-видимому, существенна никотинамидная часть молекулы: фермент с высоким сродством связывает ИАБН и дезамино-КТШН, тогда как сродство к АРАБН на два порядка хуже. Однако центр, участвующий в реакции обратного переноса, менее специфичен и связывает ЫАО+, АРАО*^
и дезамино-МАЕГ с приблизительно одинаковым сродством. Оба центра, очевидно, участвуют в трансгидрогеназной реакции 1 и локализованы в РР (см. раздел 1).
3. Влияние обратимых ингибиторов активного центра Комплекса I на ЛИ трансгидрогеназную реакцию
Поскольку после фракционирования Комплекса I, РР катализирует только реакцию 1, протекающую с образованием тройного комплекса, можно думать, что в составе нативного фермента существует отдельный субстрат-связывающий центр для реакции 2 ("пинг-понг"). Другой причиной неспособности БР катализировать реакцию 2, может быть измененная в процессе фракционирования конформация активного центра. Из двух центров, участвующих в реакции 1, в реакции 2 может функционировать лишь центр связывания МАОН (т.к. сродство к окисленному нуклеотиду в двух реакциях сильно различается). В этом случае суммарная реакция может быть описана следующей схемой:
АРАБ
р*
1\ЛШ1
ЕЧАРАБ+-^ох
НАБН АРАО+
АРАОН
АРАО+
*
ТФАРАБ-•■"Теа
КАИН
Р*АРАБ+ ^ОХ
-ЫАЮ
АРАОН
АРАБ
где путь 1 соответствует реакции 1, протекающей с образованием тройного комплекса, с высоким сродством к окисленному нуклеотиду и низкой скоростью. Согласно этой схеме, реакция 2 возможна в случае восстановления АРАВ+ в центре связывания МАОН. Таким образом, обе реакции, катализируемые Комплексом I, могут протекать с участием всего двух нуклеотид-связывающих центров.
Для того, чтобы выяснить, протекает ли реакция 2 с участием отдельного центра, мы исследовали влияние обратимых ингибиторов
активного центра фермента на обе реакции. В качестве обратимых ингибиторов мы использовали ADP-рибозу, реин и тинопалы AMS-GX и 5BM-GX (кагионные бензоксазолы [Anderson, Delinck-Gordon, 1988]).
На Рис. 3 представлены результаты, полученные при изучении влияния ADP-рибозы на реакции, катализируемые Комплексом I в составе СМЧ. В случае реакции 1 (Рис. 3 (А), (Б)), пересечение прямых, проведенных по двойным обратным зависимостям, в четвертом квадранте указывает на смешанное (конкурентное + неконкурентное) действие ингибитора по отношению к обоим субстратам. Однако в реакции 2 (Рис. 3 (В), (Г)) наблюдается другой тип ингибирования (неконкурентный + бесконкурентный, по отношению к обоим субстратам), прямые пересекаются в третьем квадранте. Характер действия ADP-рибозы на реакцию 1, катализируемую изолированным Комплексом I и FP, был аналогичным (Табл. 2). Интересно отметить, что в других реакциях Комплекса I ADP-рибоза является простым конкурентом по отношению к NADH. Кроме того, этот ингибитор не влияет на обратный перенос электронов [Zharova, Vinogradov, 1998]. Смешанное влияние ингибитора на трансгидрогеназную реакцию 1 Комплекса I, возможно, связано с тем, что в реакции участвуют два центра, один из которых функционирует в реакциях окисления NADH, другой - в обратном переносе.
При использовании реина также выявляются различия, как в типах ингибирования, так и в величинах К, в двух DD реакциях, катализируемых СМЧ (Табл. 4). Реин конкурирует с обоими субстратами в реакции 1, однако в реакции 2 он действует смешанно (не конкурентно +- бес конкурентно).
Различный тип действия ADP-рибозы и реина на две NADH->APAD+ реакции, катализируемые Комплексом I, указывает на протекание реакции 2 через отдельный(е) нукяеотид-связывающий(е) центр(ы) в составе Комплекса I. Реин и ADP-рибоза, в отличие от реакции 1, не конкурируют с NADH в реакции 2, чего не может быть в случае протекания реакции 2 по схеме, предложенной выше.
Эффективная конкуренция NAD+ с окисленным нуклеотидом в реакции 1 (Табл. 4), согласуется с тем, что в трансгидрогеназной реакции и при обратном переносе функционирует один и тот же нуклеотид связывающий центр. В использованных концентрациях NAD+ не конкурировал с NADH, поскольку имеет низкое сродство к центру связывания восстановленного нуклеотида [Hatefi et al, 1969].
Различное действие NAD+ по отношению к двум субстратам реакции 2 (конкурентно, по отношению к APAD+, и не конкурентно, по отношению к NADH) и в 4 раза различающиеся ^¡NAD+, полученные для нуклеотидов (Табл. 4), могут указывать на участие в этой реакции двух субстрат-связывающих центров: при протекании реакции через один центр, ингибиторы должны проявлять одинаковый тип ингибирования по
-0.05 0.00 К™ш = 205 мкМ
0.10 0.15 0.20 1/МОН (мкМ->)
Г 430 /
"" 8
6 215
1 , , . , 1 . . , . 1
-0.005 0.000 Хагап» - 210 мкМ
0.005 0.010 0.015 1/АГА1>+ (мкМ-1)
Рис. 3 Влияние АБР-рибозы на две МАХШ-АРАГ> трансгидрогеназные реакции,
катализируемые Комплексом I в составе СМЧ (двойные обратные зависимости). Цифрами указаны концентрации ЛОР-рибозм. (А,Б) На реакцию 1(в отсутствии Ар.Н+): (А) по отношению к КАШ!
(18 мкМ АРАО+), (Б) по отношению к АРАБ+ (8 мкМ ЫА1>Н); (В,Г) на реакцию 2(в присутствии ЛДН +): (В) по отношению к ЫАБН (410 мкМ АРАО+), (Г) по отношению к АРАГ)+ (19 мкМ ИАБН).
Величины К. определены методом Диксона.
отношению к обоим субстратам. Однако существует возможность, что сродство к NAD+ (и APAD+) может сильно зависеть от редокс-состояния фермента. Так, окисленный фермент может иметь чрезвычайно плохое сродство к окисленному нуклеотиду и хорошее сродство к восстановленному, а восстановленный фермент - наоборот [Avraam, Kotlyar, 1991]. В этом случае, подобное действие NAD+ может наблюдаться и в реакции, протекающей с участием одного субстрат связывающего центра.
Табл. 4
Влияние АБР-рнбозы, №АВ+ и реина на две ^ВН-»АРАО+ реакции, катализируемые Комплексом I в составе СМЧ___
Реакция 1 (тройной комплекс)
Реакция 2 ("пинг-понг")
AUF-рииоча
кI
(мкМ)
По отношению к NADH По отношению к APAD+
К?™ (мкМ)
По отношению к NADH По отношению к APAD+
^NAD+( мкМ)
по отношению к NADH по отношению к APAD+
40 (К+НК)а 150 (К+НК)
10 (К) 16 (К)
40 (НК+К) 18 (К)
205 (БК+НК) 210 (БК+НК)
311 (БК+НК) 205 (БК+НК)
300 (НК) 80 (К)
а - в скобках указан тип ингибирования: К - конкурентный, НК -неконкурентный, БК - бесконкурентный.
Разброс приведенных значений, определенных по результатам нескольких экспериментов составлял не более 10%.
В лаборатории Андерсона было показано, что катионные бензоксазолы (тинопалы) являются эффективными ингибиторами NADH:y6nxHHon оксидоредуктазы [Anderson, Delinck-Gordon, 1988]. Для изучения упорядоченности DD трансгидрогеназной реакции 1, катализируемой ферментом, нами были использованы дпа соединения этой группы, тинопалы AMS-GX л 5BM-GX. Первый ингибитор действовал не конкурентно, по отношению к NADH, и бес конкурентно, по отношению к APAD+. Тогда как в случае второго, ингибирование было бесконкурентным, по отношению к восстановленному нуклеотиду, и конкурентным, по отношению к окисленному (данные не приведены).
Бесконкурентное ингибирование в обоих случаях, по отношению только к одному из субстратов, свидетельствует об упорядоченности реакции 1. Конкуренция 5ВМ-ОХ с окисленным нуклеотидом указывает на то, что МАБН является первым субстратом, взаимодействующим с ферментом входе реакции.
Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о функционировании, по меньшей мере, трех нуклеотид-связывающих центров в составе Комплекса I. Упорядоченное присоединение субстратов в ЭО реакции 1, протекающей с образованием тройного комплекса, указывает на то, что центр связывания окисленного нуклеотида становится доступным для субстрата только после связывания ферментом NADH. Формирование второго центра может быть следствием конформационных изменений, происходящих в ферменте при связывании восстановленного нуклеотида [Ве^гис1оУ, На1сА, 1994]. Для установления точного количества субстрат-связывающих центров, участвующих в реакции 2, необходимы дополнительные исследования.
Выполнение работы финансировалось Российским Фондом Фундаментальных исследований и Шведской Королевской Академией Наук.
ВЫВОДЫ
1. Показано, что митохондриальная 1ЧАОН:убихинон оксидоредуктаза катализирует две N А1Л АР А Г)+ (ВП) трансгидрогеназные реакции, отличающиеся по скоростям, кинетическому механизму, сродству к субстратам и чувствительности к Дцн+-
2. Установлено, что реакция 1 протекает по упорядоченному механизму с образованием тройного комплекса, с участием двух нуклеотид-связывающих центров. Оба центра входят в состав трехсубъединичного флавопротеина (РР). ЫАВН является первым субстратом. Для реакции характерно двойное субстратное ингибирование при концентрациях субстратов, на порядок превышающих Кт. Реакция ингибируется при энергизации мембраны.
3. В БВ реакции 1 восстановленный нуклеотид связывается в том же центре, что и в ЫАОН-оксидазной реакции. Центр связывания окисленного нуклеотида в реакции 1 идентичен субстрат-связывающему центру в реакции обратного переноса электронов.
4. Реакция 2 протекает по механизму двойного замещения ("пинг-понг") и, в сравнении с реакцией 1, характеризуется на порядок более высокой скоростью и на порядок более низким сродством к окисленному нуклеотиду. Реакция не чувствительна к ДДн+-
5. В обеих реакциях NAD+ конкурирует с APAD+ и не конкурирует с NADH.
6. ADP-рибоза и реин по разному ингибируют две реакции, катализируемые дативным ферментом.
7. Заключено, что в реакции 2 функционирует отдельный нуклеотид связывающий центр(ы), отличный от двух субстрат-связывающих центров участвующих в реакции 1. Таким образом, в составе NADH:y6nxHHOH оксидоредуктазы существует не менее трех каталитически активных нуклеотид-связывающих центров.
ПЕРЕЧЕНЬ ОПУБЛИКОВАННЫХ РАБОТ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ
1. Захарова Н.В. Кинетический механизм трансгидрогеназной реакции, катализируемой трехсубъединичным фрагментом (FP) Комплекса I митохондрий сердца быка. (1997) Тезисы стендовых сообщений Второго съезда Биохимического Общества РАН, Пущино, 377.
2. Zakharova, N.V., Zharova, T.V., and Vinogradov, A.D. Transhydrogenase activity of Complex I: evidence for more than one nucleotide binding site. (1998) Abstract of 10 EBEC, Goteborg, Sweden, 66.
3. Zakharova, N.V., Zharova, T.V., and Vinogradov, A.D. Kinetics ol transhydrogenase reaction catalyzed by the mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complex I) imply more than one catalytic nucleotide-binding sites. (1999) FEBSLett., 444,211-216
4. Vinogradov, A.D., Gavricova, E.V., Grivennikova, V.G., Zharova, T.V., and Zakharova, N.V. Catalytic properties of mitochondrial NADH-ubiquinone reductase (Complex I). (1999) Вiokhimia, 64, 136-152.
5. Захарова, Н.В. Кинетика трансгидрогеназной реакции, катализируемой митохондриальной NADH:v6hxhhoh оксидоредуктазой. (2000) Тезисы международной конференции "Митохондрии, клетки и активные формы кислорода", Пущино, 52-53.
Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Захарова, Наталья Владимировна
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
ВВЕДЕНИЕ
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1. Структура протон-транслоцирующих
ЛАОНгхинон оксидоредуктаз
1.1 Субъединицы
Субъединичный состав митохондриальных и бактериальных ферментов Субкомплексы
Ассоциация субъединиц в процессе сборки
Комплекса I Происхождение субъединиц и эволюция
Комплекса I МАБН-дегидрогеназы, нетранслоцирующие протоны
1.2 Редокс компоненты
Железо-серные центры Хиноны
2. Каталитические свойства митохондриальной
NADH:yбиxинoн оксидоредуктазы
2.1 Препараты ЫАБН-дегидрогеназы СМЧ
Комплекс I БР
2.2 Реакции, катализируемые Комплексом I ЫАБН-оксидазная реакция
- Дыхательный контроль
- Обратимая деактивация Комплекса I Обратный перенос электронов
Окисление ЫАБН искусственными акцепторами электронов
- Аналоги и гомологи убихинона
- Феррицианид и гексаминорутений Генерация супероксид аниона Трансгидрогеназная реакция
- Комплекс I
- Н^-трансгидрогеназа
2.3 Транслокация протонов
2.4 Ингибиторы Комплекса I
Ингибиторы центров связывания нуклеотидов и начальных этапов переноса электронов
- NAD+, NADH, ADP-рибоза и их производные
- Рейн
- Тинопалы 42 Ингибиторы восстановления хинонов
- Ротенон
- Пиерицидин А
- Ацетогенины
- Антибиотики миксобактерий
- Другие ингибиторы 45 3. Активный центр NADH:y6nximoH оксидоредуктазы
3.1 Центры связывания нуклеотидов 47 Субъединица 51 кДа 47 Субъединица 39 кДа 48 Субъединицы, метящиеся фотоаффинными аналогами нуклеотидов
3.2 Участие центров связывания нуклеотидов в реакциях Комплекса I 49 Указания на работу не менее двух центров связывания нуклеотидов 49 Подходы к определению количества субстрат-связывающих мест
МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
1. Препаративные методы
1.1 Выделение митохондрий из сердца быка
1.2 Получение субмитохондриальных частиц (СМЧ)
1.3 Выделение ЫА1)Н:убихинон оксидоредуктазы из митохондрий
Промывание митохондрий
Получение препарата S1 (Комплексы I, II и III)
Получение препарата R4B (Комплексы I и III)
Выделение NADH:y6nxHHOH оксидоредуктазы
1.4 Фракционирование Комплекса I, выделение трехсубъединичного флавопротеина (FP)
1.5 Обработка СМЧ трипсином
1.6 Сопряжение СМЧ олигомицином
1.7 Получение APADH
2. Аналитические методы
2.1 Реакции, катализируемые препаратами
NADH-дегидрогеназы
NADH-оксидазная реакция, дыхательный контроль (ДК)
Сукцинат-зависимый обратный перенос электронов
DD трансгидрогеназная реакция
2.2 Определение концентрации APAD+ и NAD+
2.3 Преинкубация Комплекса I с NADH
2.4 Экстракция нуклеотидов 63 Экстракция NAD+ и флавинов хлорной кислотой 63 Экстракция флавинов трихлоруксусной кислотой (ТХУ) 63 Щелочная экстракция NADH
2.5 Регистрация Ар,н+
2.6 Кинетическое определение механизма бисубстратной реакции
Тройной комплекс и двойное замещение 65 Последовательность взаимодействия субстратов с ферментом в реакциях, протекающих с образованием тройного комплекса
РЕЗУЛЬТАТЫ
1. NADH:y6HXHHOH оксидоредуктаза и DD трансгидрогеназная активность СМЧ
2. Кинетический механизм DD трансгидрогеназной реакции, катализируемой NADH:y6nxnHOH оксидоредуктазой
2.1 СМЧ 70 NADH-»APAD+ реакция 70 APADH-»NAD+ реакция
2.2 Комплекс I
2.3 FP
2.4 Содержание связанных нуклеотидов в составе Комплекса I
3. Окисление и восстановление нуклеотидов в реакциях прямого и обратного переноса электронов, катализируемых Комплексом I
4. Влияние обратимых ингибиторов активного центра
Комплекса I на DD трансгидрогеназную реакцию
4.1 ADP-рибоза
4.2 Рейн
4.3 NAD+
4.4 Тинопалы (AMS-GX, 5BM-GX) 95 Влияние тинопалов на спектры поглощения
NADHhAPADH 96 Влияние AMS-GX и 5BM-GX на DD реакцию
Комплекса I
5. DD трансгидрогеназная реакция 1 и A|uH+
ОБСУЖДЕНИЕ
ВЫВОДЫ
Введение Диссертация по биологии, на тему "Трансгидрогеназная активность митохондриального Комплекса I и его нуклеотид-связывающие центры"
NADH:y6nxHHOH оксидоредуктаза (Комплекс I, NADH-дегидрогеназа, КФ 1.6.5.3) - чрезвычайно сложный компонент дыхательной цепи митохондрий. Фермент катализирует окисление NADH убихиноном, сопряженное с векторным переносом 4 протонов из матрикса митохондрий в межмембранное пространство. Комплекс I построен не менее чем из 41 субъединиц (общая молекулярная масса - порядка 1 ООО ООО Да) и содержит FMN, 5-7 железосерных кластеров и связанный убихинон.
Свойства нуклеотид-связывающего активного центра(ов) Комплекса I мало изучены. До последнего времени считалось общепринятым, что фермент имеет единственный центр специфичного связывания NADH и/или NAD+, ассоциированный с его 51 кДа флавин-содержащей субъединицей. Однако, ряд данных указывает на существование более чем одного центра связывания нуклеотидов в составе Комплекса I. Такие данные кратко суммированы ниже:
1) Fe-S кластеры фермента по-разному восстанавливаются при добавлении NADH или NADPH;
2) кинетика генерации супероксид-радикала характеризуется двумя значениями Кт как для NADH, так и для NADPH;
3) в зависимости от концентрации, NAD+ влияет как конкурентный или неконкурентный ингибитор по отношению к NADH;
4) фотоаффинные аналоги субстратов включаются в несколько субъединиц фермента;
5) сродство фермента к NAD+ и NADH в реакциях окисления NADH и А|Ын+-зависимого восстановления NAD+ убихиноном существенно различается;
6) ADP-рибоза конкурирует с NADH в прямой реакции и не влияет на обратный перенос электронов. 8
Таким образом, мы полагаем, что количество центров связывания нуклеотидов остается неизвестным. Способность Комплекса I катализировать трансгидрогеназную реакцию предоставляет одну из возможностей для изучения нуклеотид-связывающих свойств фермента. Кинетическое исследование этой бисубстратной реакции может служить, хотя и косвенным, но достаточно надежным инструментом для этой цели.
В настоящей работе в качестве инструмента исследования свойств активного центра(ов) Комплекса I была использована NADH—>АРАБ+ (3-ацетилпиридин аденин динуклеотид) трансгидрогеназная реакция, катализируемая тремя препаратами ЫАОН:дегидрогеназы: субмитохондриальными частицами (СМЧ), изолированным Комплексом I и его трехсубъединичным фрагментом БР. Полученные результаты позволяют считать, что фермент содержит не менее трех функционально значимых центров связывания субстратов-нуклеотидов.
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Захарова, Наталья Владимировна
выводы
1. Показано, что митохондриальная NADH.-убихинон оксидоредуктаза катализирует две NADH-»APAD+ (DD) трансгидрогеназные реакции, отличающиеся по скоростям, кинетическому механизму, сродству к субстратам и чувствительности к Ацн+
2. Установлено, что реакция 1 протекает по упорядоченному механизму с образованием тройного комплекса, с участием двух нуклеотид-связывающих центров. Оба центра входят в состав трехсубъединичного флавопротеина (FP). NADH является первым субстратом. Для реакции характерно двойное субстратное ингибирование при концентрациях субстратов, на порядок привышающих Кт. Реакция ингибируется при энергизации мембраны.
3. В DD реакции 1 восстановленный нуклеотид связывается в том же центре, что и в NADH-оксидазной реакции. Центр связывания окисленного нуклеотида в реакции 1 идентичен субстрат-связывающему центру в реакции обратного переноса электронов.
4. Реакция 2 протекает по механизму двойного замещения ("пинг-понг") и, в сравнении с реакцией 1, характеризуется на порядок более высокой скоростью и на порядок более низким сродством к окисленому нуклеотиду. Реакция не чувствительна к Ацн+.
5. В обеих реакциях NAD+ конкурирует с APAD+ и не конкурирует с NADH.
6. ADP-рибоза и реин по разному ингибируют две реакции, катализируемые нативным ферментом.
7. Заключено, что в реакции 2 функционирует отдельный нуклеотид-связывающий центр(ы), отличный от двух субстрат связывающих центров участвующих в реакции 1. Таким образом, в составе
Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Захарова, Наталья Владимировна, Москва
1. Albracht, S.P.J., Intermediate relationships of the large and the small two nuclear-encoded subunits of mitochondrial NADH:ubiquinone oxidoreductase. (1993) Biochim. Biophys. Acta, 1144, 221-224.
2. Albracht, S.P.J., and Bakker, P.T.A. Evidence for two independent pathways of electron transfer in mitochondrial NADH:Q oxidoreductase. II. Kinetics of reoxidation of the reduced enzyme. (1986) Biochim. Biophys. Acta, 850, 423-428.
3. Albracht, S.P.J., Dooijewaard, G., Leeuwerik, F.J., and van Swol, B. EPR signals of NADH:Q oxidoreductase. Shape and intensity. (1977) Biochim. Biophys. Acta, 459,300-317.
4. Albracht, S.P.J., Mariette, A., and de Jong, Ph. Bovine-heart NADH:ubiquinone oxidoreductase is a monomer with 8 Fe-S clusters and 2 FMN groups. (1997) Biochim. Biophys. Acta, 1318, 92-106.
5. Anderson, W.M., Wood, J.M., and Anderson, A.C. Inhibition of mitochondrial and Paracoccus denitrificans NADH-ubiquinone reductase by oxacarbocyanine dyes. A structure-activity study. (1993)Biochem. Pharmacol., 45, 2115-2122.
6. Avraam, R., and Kotlyar, A.B. Kinetics of NADH oxidation and NAD+ reduction by mitochondrial Complex I. (1991) Biokhimia, 56, 1676-1687.
7. Avraam, R., and Kotlyar, A.B. Inhibition of NADH dehydrogenase by low concentrations of NAD4". (1991) Biokhimia, 56, 2253-2260.
8. Bakker, P.T.A., and Albracht, S.P J. Evidence for two independent pathways of electron transfer in mitochondrial NADH:Q oxidoreductase. I. Pre-steady-state kinetics with NADPH. (1986) Biochim. Biophys. Acta, 850, 413-422.
9. Bashford, C.L., Chance, B., and Prince R.C. Oxonol dyes as monitors of membrane potential their behavior in photosynthetic bacteria. (1979) Biochim. Biophys. Acta, 545, 46-57.
10. Baugh, R.F., and King, T.E. Purification, properties and reconstitutive activity of a DPNH dehydrogenase. (1972) Biochem. Biophys. Res. Commun., 49, 1165-1173.
11. Belogrudov, G., and Hatefi, Y. Catalytic sector of complex I (NADH:ubiquinone oxidoreductase): subunit stoichiometry and substrate-induced conformation changes. (1994) Biochemistry, 33, 4571-4576.
12. Bironaite, D.A., Cenas, N.K., and Kulys, J J. The rotenone-insensitive reduction of quinones and nitrocompounds by mitochondrial NADH:ubiquinone reductase. (1991) Biochim. Biophys. Acta, 1060, 203-209.
13. Boekema, E.J., van Heel, M.G., and van Brüggen, E.F.J. Three-dimensional structure of bovine NADH:ubiquinone oxidoreductase of the mitochondrial respiratory chain. (1984) Biochim. Biophys. Acta, 787, 19-26.
14. Boveris, A., Oshino, R., Erecinska, M., and Chance, Br. Reduction of mitochondrial components by duroquinone. (1971) Biochim. Biophys. Acta, 245, 116.
15. Bragg, P.D., and Hou, C. Effect of truncation and mutation of the carboxyl-terminal region of the ß subunit on membrane assembly and activity of the pyridine nucleotide transhydrogenase of Escherichia coli. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1365,464-472.
16. Brandt, U. Proton-translocation by membrane-bound NADHrubiquinone-oxidoreductase (Complex I) through redox-gated ligand conduction. (1997) Biochim. Biophys. Acta, 1318, 79-91.
17. Buchanan, S.K., and Walker, J.E. Large-scale chromatographic purification of F.F0-ATP-ase and Complex I from bovine heart mitochondria. (1996) Biochem. J.,318, 343-349.
18. Burbaev, D.Sh., Moroz, I.A., Kotlyar, A.B., Sled, V.D., and Vinogradov, A.D. Ubisemiquinone in the NADH-ybiquinone rductase region of the mitochondrial respiratory chain. (1989) FEBSLett., 254, 47-51.
19. Burgos, J., and Redfearn, E.R. The inhibition of mitochondrial reduced nicotinamideadenine dinucleotide oxidation by rotenoids. (1965) Biochim. Biophys. Acta, 110, 475-483.
20. Caterina, M.J., Schumacher, M.A., Tominaga, ML, Rosen, T.A., Levine, J.D., and Julius, D. The capsaicin receptor: a heat-activated ion channel in the pain pathway. (1997) Nature, 389, 816-824.
21. Cenas, N.K., Bironaite, D.A., and Kulys, J.J. On the mechanism of rotenone-insensitive reduction of quinones by mitochondrial NADH:ubiquinone reductase.
22. The high affinity binding of NAD+ and NADH to the reduced enzyme form. (1991) FEBS Lett, 284, 192-194.
23. Chance, B., and Hollunger, G. The interaction of energy and electron transfer reactions in mitochondria. I. General properties and nature of the products of succinate-linked reduction of pyridine nucleotide. (1961) J. Biol. Chem., 236, 15341543.
24. Chance, Br. The interaction of energy and electron transfer reaction in mitochondria. II. General properties of adenosine triphosphate-linked oxidation of cytochrome and reduction of pyridine nucleotide. (1961) J. Biol. Chem., 236, 15441554.
25. Chance, B., and Hollunger, G. The interaction of the energy and electron transfer reactions in mitochondria. III. Substrate requirement for pyridine nucleotide reduction in mitochondria. (1961) J! Biol. Chem., 236, 1555-1561.
26. Chance, B., and Hollunger, G. The interaction of energy and electron transfer reactions in mitochondria. IV. The pathway of electron transfer. (1961) J. Biol. Chem., 236, 1562-1568.
27. Chance, B. The interaction of energy and electron transfer reactions in mitochondria. V. The energy transfer pathway. (1961) J. Biol. Chem., 236, 15691576.
28. Chen, S., and Guillory, R.J. Arylazido-ß-alanine NAD+, a NAD+ photoaffinity analogue. (1977) J. Biol Chem., 252, 8990-9001.
29. Chen, S., and Guillory, R.J. Interaction of arylazido-ß-alanyl NAD+, a photoaffinity analogue of NAD+, with mitochondrial dihydronicotinamide adenine dinucleotide-ubiquinone reductase. (1979) J. Biol. Chem., 254, 7220-7227.
30. Chen, S., and Guillory, R.J. Interaction of arylazido-ß-alanyl NADP+, a photoaffinity analogue of NAD+, with mitochondrial dihydronicotinamide adenine dinucleotide-ubiquinone reductase. (1980) J! Biol. Chem., 255, 2445-2453.
31. Chen, S., and Guillory, R.J. Studies on the interaction of arylazido-ß-alanyl
32. NAD+ with the mitochondrial NADH dehydrogenase. (1981) J. Biol. Chem., 256, 8318-8323.
33. Chen, S., and Guillory, R.J. Identification of the NADH-NAD+ transhydrogenase peptide of the mitochondrial NADH-CoQ reductase (complex I). (1984) J. Biol. Chem., 259, 5124-5131.
34. Chen, S., and Guillory, R.J. The 4B-3H. NADH-H2O exchange reaction of themitochondrial NADH dehydrogenase. (1985) Biochem. Biophys. Res. Commun., 129, 584-590.
35. Chomyn, A., Cleeter, M.W.J., Ragan, C.I., Riley, M., Doolittle, R.F., and Attardi, G. URF6, last unidentified reading frame of human mtDNA, codes for an NADH dehydrogenase subunit. (1986) Science, 234, 614-618.
36. Cremona, T., and Kearney, E.B. Studies on the respiratory chain-linked reduced nicotinamite adenin dinucleotide dehydrogenase. VI. Further purification and properties of the enzyme from beef heart. (1964) J. Biol. Chem., 239, 2328-2334.
37. Cross, R.L., and Duncan T.M. Subunit rotetion in F.F0 synthases as a means of coupling proton transport through FO to the binding changes in Fi. (1996) J. Bioenerg. Biomembr., 28, 403-408.
38. Darrouzet, E., and Dupuis, A. Genetic evidence for the existence of two quinone related inhibitor binding sites in NADH-CoQ reductase. (1997) Biochim. Biophys. Acta, 1319, 1-4.
39. Darrouzet, E., Issartel, J.P., Lunardi, J., and Dupuis, A. The 49-kDa subunit of NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complexl) is involved in the binding of piericidin and rotenone two quinone-related inhibitors. (1998) FEBS Lett, 431, 3438.
40. Davis, K.A., and Hatefi, Y. Kinetics of the resolution of Complex I (reduced diphosphopyridine nucleotide-coenzyme Q reductase) of the mitochondrial electron transport system by chaotropic agents. (1969) Biochemistry, 8, 3355-3361.
41. De Jong, A.M.Ph., Kotlyar, A.B., and Albracht, S.PJ. Energy-induced structural changes in NADH:Q oxidoreductase of the mitochondrial respiratory chain. (1994) Biochim. Biophys. Acta, 1186, 163-171.
42. De Vault, D. Theory of iron-sulfur center N-2 oxidation and reduction by ATP. (1976) J. Theor. Biol, 62, 115-139.
43. Degli Esposti, M.D. Inhibitors of NADH-ubiquinone reductase: an overview. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 222-235.
44. Degli Esposti, M.D., and Chelli, A. The mechanism of proton and electron transport in mitochondrial Complex I. (1994) Biochim. Biophys. Acta, 1187, 116120.
45. Degli Esposti, M.D., Chelli, A., Ratta, M., Cortes, D., and Estornell, E. Natural substances (acetogenins) from the family Annonaceae are powerful inhibitors of mitochondrial NADH dehydrogenase (Complex I). (1994) Biochem. J., 301, 161167.
46. Degli Esposti, M.D., Crimi, M., and Chelli, A. Natural variation in the potency and sites of mitochondrial quinone-like inhibitors. (1994) Biochem. Soc. Trans., 22, 209-213.
47. Degli Esposti, M.D., Ngo, A., McMullen, G.L., Chelli, A., Sparla, F., Benelli, B., Patta, M., and Linnane, A.W. The specificity of mitochondrial Complex I for ubiquinones. (1996) Biochem. J., 313, 327-334.
48. Deng, P.S.K., Hatefi, Y., and Chen, S. N-Arylazido-ß-alanyl-NAD+, a new NAD+ photoaffinity analogue. Sinthesis and labeling of mitochondrial NADH dehydrogenase. (1990) Biochemistry, 29, 1094-1098.
49. Di Virgilio, F. and Azzone, G.F. Activation of site I redox-driven H+ pump by exogenous quinones in intact mitochondria. (1982) J. Biol Chem., 257, 4106-4113.
50. Диксон M., Уэбб Э. (1982) Ферменты, Москва, 3-е изд., т. 1-3.
51. Djavadi-Ohaniance, L., and Hatefi, Y. Oxidation of NADPH by sybmitochondrial particles from beef heart in complete absence of transhydrogenase activity from NADPH to NAD. (1975) J. Biol Chem., 250, 9397-9403.
52. Dooijewaard, G., and Slater, E.C. Steady-state kinetics of high molecular weight (type-I) NADH dehydrogenase. (1976) Biochim. Biophys. Acta, 440, 1-15.
53. Dooijewaard, G., and Slater, E.C. Steady-state kinetics of low molecular weight (type-II) NADH dehydrogenase. (1976) Biochim. Biophys. Acta, 440, 16-35.
54. Duarte, M., Schulte, U., and Videira, A. Identification of the TYKY homologous subunit of Complex I from Neurospora crassa. (1997) Biochim. Biophys. Acta, 1322,237-241.
55. Duarte, M., Sousa, R., and Videira, A. Inactivation of genes encoding subunits of the peripheral and membrane arms of Neurospora crassa mitochondrial Complex I and effects on enzyme assembly. (1995) Genetics, 139, 1211-1221.
56. Dupuis, A., Chavallet, M., Darrouzet, E., Duborjal, H., Lunardi, J., and Issartel, J.P. The Complex I from Rhodobacter capsulatus. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364,147-165.
57. Dupuis, A., Skehel, J.M., and Walker, J.E. A homologue of bovine mitochondrial Complex I is encoded in chloroplast genomes. (1991) Biochemistry, 30, 2954-2960.
58. Dutton, P.L., Moser, C.C., Sled, V.D., Daldal, F., and Ohnishi, T. A reductant-induced oxidation mechanism for Complex I. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 245-257.
59. Earley, F.G.P., Patel, S.D., Ragan, C.I., and Attardi, G. Photolabelling of a mitochondrially encoded subunit of NADH dehydrogenase with 3H.dihydrorotenone. (1987) FEBSLett., 219, 108-113.
60. Earley, F.G.P., and Ragan, C.I. Photoaffmity labelling of mitochondrial NADH dehydrogenase with arylazidoamorphigenin, an analogue of rotenone. (1984) Biochem. J., 224, 525-534.
61. Enander, K., and Rydstrom, Y. Energy-linked nicotinamide nucleotide transhydrogenase. Kinetics and regulation of purified and reconstituted transhydrogenase from beef heart mitochondria. (1982) J. Biol. Chem., 257, 1476014766.
62. Ernster, L., Dallner, G., and Azzone, G.F. Differential effects of rotenone and amytal on mitochondrial electron and energy transfer. (1963) J. Biol Chem., 238, 1124-1131.
63. Fearnley, I.M., and Walker, J.E. Initiation codons in mammalian mitochondria: differences in genetic code in the organelle. (1987) Biochemistry, 26, 8247-8251.
64. Fearnley, I.M. and Walker, J.E. Review. Conservation of sequences of subunits of mitochondrial complex I and their relationships with other proteins. (1992) Bioch. Biophys. Acta, 1140, 105-134.
65. Finel, M. The proton-translocating NADH:ubiquinone oxidoreductase: a discussion of selected topics. (Minireview). (1993) J. Bioenerg. Biomembr., 25, 357366.
66. Finel, M. Organization and evolution of structural elements within complex I. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 112-121.
67. Frenkin, M.V., and Kotlyar, A.B. Arylazido-|3-alanine ADP-ribose, a novel irreversible competitive inhibitor of mitochondrial NADH-ubiquinone reductase. (1999)Biochim. Biophys. Acta, 1413, 139-146.
68. Friedrich, T., Strohdeicher, M., Hofhaus, G., Preis, D., Sahm, H., and Weiss, H. The same domain motif for ubiquinone reduction in mitochondrial or chloroplast NADH dehydrogenase. (1990) FEBSLett., 265, 37-40.
69. Friedrich, T. The NADH:ubiquinone oxidoreductase (Complex I) from Escherichia coli. (1998)Biochim. Biophys. Acta, 1364, 134-146.
70. Fujiki, Y., Hubbard, A.L., Fowler, S., and Lazarow, P.B. Isolation of intracellular membranes by means of sodium carbonate treatment:application to endoplasmic reticulum. (1982)/. Cell. Biol., 93, 97-102.
71. Fukushima, T., Decker, R.Y., Anderson, W.M., and Spivey, H.O. Substrate channeling of NADH and binding of dehydrogenases to Complex I. (1989) J. Biol. Chem., 264, 16483-16488.
72. Galante, Y.M., and Hatefi, Y. Purification and molcular and enzymic properties of mitochondrial NADH dehydrogenase. (1979) Arch. Biochem. Biophys., 192, 559568.
73. Galante, Y., and Hatefi, Y. Resolution of complex I and isolation of NADH dehydrogenase and an iron-sulfur protein. (1978) Meth. Enzymol., 53, 15-21.
74. Galante, Y.M., Lee, Y., and Hatefi, Y. Effect of pH on the mitochondrial energy-linked and non-energy-linked transhydrogenase reactions. (1980) J. Biol. Chem., 255, 9641-9646.
75. Galkin, A.S., Grivennicova, V.G., and Vinogradov, A.D. ->H+/2e stoichiometry in NADH-quinone reductase reactions catalyzed by bovine heart submitochondrial perticles. (1999) FEBS Lett., 451, 157-161.
76. Garrett, N.E., and Penefsky, H.S. Interaction of adenine nucleotides with multiple binding sites on beef heart mitochondrial adenosine triphosphatase. (1975) J. Biol. Chem., 250, 6640-6647.
77. Gavricova, E.V., Grivennicova, V.G., Sled, V.D., Ohnishi, Т., and Vinogradov, A.D. Kinetics of the mitochondrial three subunit NADH dehydrogenase interaction with hexamineruthenium (III). (1995) Biochim. Biophys. Acta, 1230, 23-30.
78. Gavricova, E.V., and Vinogradov, A.D. Active/de-active state transition of the mitochondrial complex I as revealed by specific sulfhydryl group labeling. (1999) FEBSLett, 455, 36-40.
79. Glinn, M.A., Lee, C.P., and Ernster, L. Pro- and anti-oxidant activities of the mitochondrial respiratory chain: factors influencing NAD(P)H-induced lipid peroxidation. (1997) Biochim. Biophys. Acta, 1318, 246-254.
80. Grivennikova, V.G., Gavrikova, E.V., and Vinogradov, A.D. An increase of the energy coupling capacity of submitochondrial particles by lanthanides. (1994) FEBS Lett., 347, 243-246.
81. Grivennicova, V.G., Maklashina, E.O., Gavricova, E.V., and Vinogradov, A.D. Interaction of the mitochondrial NADH-ubiquinone reductase with rotenone as related to the enzyme active/inactive transition. (1997) Biochim. Biophys. Acta, 1319,223-232.
82. Gutman, M. Effects of Triton X-100 on mitochondrial NADH dehydrogenase.1970) Physiol. Chem. Phys., 2, 9-14.
83. Gutman, M. Electron flux through the mitochondrial ubiquinone. (1980) Biochim. Biophys. Acta, 594, 53-84.
84. Gutman, M., Coles, C.J., Singer, T.P., and Casida, J.E. On the functional organization of the respiratory chain at the dehydrogenase-coenzyme Q junction.1971) Biochemistry, 10, 2036-2043.
85. Gutman, M., and Singer, T.P. Studies on the respiratiory chain-linked reduced nicotinamide adenine dinucleotide dehydrogenase. XVII. Reaction sites of piericidin A and rotenone. (1970) J. Biol. Chem., 245, 1992-1997.
86. Han, A-L., Yagi, T., and Hatefi, Y. Studies on the structure of NADHrubiquinone oxidoreductase complex: topography of the subunits of the iron-sulfur protein component. (1989) Arch. Biochem. Biophys., 275, 166-173.
87. Hanson, R.L. The kinetic mechanism of pyridine nucleotide transhydrogenase from Escherichia coli. (1979) J. Biol. Chem., 254, 888-893.
88. Hanstein, W.G. Uncoupling of oxidative phosphorilation. (1976) Biochim. Biophys. Acta, 456, 129-148.
89. Hatefi, Y. Preparation and properties of NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I). (1978) Meth. Enzymol., 53, 3-14.
90. Hatefi, Y., and Bearden, A.J. Electron paramagnetic resonance studies on the reduction of the components of complex I and transhydrogenase inhibited complex I by NADH andNADPH. (1976) Biochem. Biophys. Res. Commun., 69, 1032-1038,.
91. Hatefi, Y., and Galante, Y.M. Dehydrogenase and transhydrogenase properties of the soluble NADH dehydrogenase of bovine heart mitochondria. (1977) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 74, 846-850.
92. Hatefi, Y., Haavik, A.G., and Griffiths, D.E. Studies on the electron transfer system. XL. Preparation and properties of mitochondrial DPNH-coenzyme Q reductase. (1962) J. Biol. Chem., 237, 1676-1680.
93. Hatefi, Y., and Hanstein, W.G. Interactions of reduced and oxidized triphosphopyridine nucleotides with the electron-transport system of bovine heart mitochondria. (1973) Biochemistry, 12, 3515-3522.
94. Hatefi, Y., Phelps, D.C., and Galante, Y.M. Energy-linked transhydrogenation fromNADPH to 14C.NADP. (1980) J. Biol. Chem., 255, 9526-9529.
95. Hatefi, Y., and Rieske, J.S. Preparation and properties of DPNH-coenzyme Q reductase (Complex I of the respiratory chain). (1967) Meth. Enzymol., 10, 235-239.
96. Hatefi, Y., and Stempel, K.E. Isolation and enzymatic properties of the mitochondrial reduced diphosphopyridine nucleotide dehydrogenase. (1969) J. Biol. Chem., 244, 2350-2357.
97. Hatefi, Y., Stempel, K.E., and Hanstein, W.G. Inhibitors and activators of mitochondrial reduced diphosphopyridine nucleotide dehydrogenase. (1969) J. Biol. Chem., 244, 2358-2365.
98. Hatefi, Y., and Yamaguchi, M. Nicotinamide nucleotide transhydrogenase: a model for utilization of substrate binding energy for proton translocation. (1996) FASEBJ., 10, 444-452.
99. Heinrich, H., Azevedo, J.E., and Werner, S. Characterization of the 9.5-kDa ubiquinone-binding protein of NADH:ubiquinone oxidoreductase (Complex I) from Neurospora crassa. (1992) Biochemistry, 31, 11420-11424.
100. Heinrich, H., and Werner, S. Identification of the ubiquinone-binding site of the NADH:ubiquinone oxidoreductase (Complex I) from Neurospora crassa. (1992) Biochemistry, 31, 11413-11419.
101. Helfenbaum, L., Ngo, A., Ghelli, A., Linnane, A.W., and Degli Esposti, M.D. Proton pumping of mitochondrial Complex I:differential activation by analogs of ubiquinone. (1997) J. Bioenerg. Biomembr., 29, 71-80.
102. Heron, C., Corina, D., and Ragan, C.I. The phospholipid annulus of mitochondrial NADH-ubiquinone reductase. A dual phospholipid requirement for enzyme activity. (1977) FEBSLett., 79, 399-403.
103. Heron, C., Ragan, C.I., and Trumpower, B.L. The interaction between mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase and ubiquinol-cytochrome c oxidoreductase. Restoration of ubiquinone-pool behaviour. (1978) Biochem. J., 174, 791-800.
104. Heron, C., Smith, S., and Ragan, C.I. An analysis of the polypfptide composition of bovine heart mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase by two-dimensional polyacrylamide-gel electrophoresis. (1979) Biochem. J., 181, 435443.
105. Herter, S.M., Kortluke, C.M., and Drews, G. Complex I of Rhodobacter capsulatus and its role in reverted electron transport. (1998) Arch. Microbiol., 169, 98-105.
106. Hoek, J.B., and Rydstrom, Y. Review article. Physyological roles of nicotinamide nucleotide transhydrogenase. (1988) Biochem. J., 254, 1-10.
107. Hollingworth, R.M., Ahammadsahil, K.I., Gadelhak, G., and McLaughlin, J.L. New inhibitors of Complex I of the mitochondrial electron transport chain with activity as pesticides. (1994) Biochem. Soc. Trans., 22, 230-233.
108. Hommes, F.A. The succinate-linked nicotinamide-adenine dinucleotide reduction in submitochondrial particles. I. Kinetic studies of the reaction. (1963) Biochim. Biophys. Acta, 77, 173-182.
109. Hommes, F.A. The succinate-linked nicotinamide-adenine dinucleotide reduction in submitochondrial particles. II. Studies with inhibitors. (1963) Biochim. Biophys. Acta, 77, 183-190.
110. Homyk, M., and Bragg, P.D. Steady-state kinetics and the inactivation by 2,3-butanedione of the Esherichia coli cell membranes. (1979) Biochim. Biophys. Acta, 571, 201-217.
111. Horgan, D.J., Ohno, H., and Singer, T.P. Studies on the respiratory chain-linked reduced nicotinamide adenine dinucleotide dehydrogenase. XV. Interaction of piericidin with the mitochondrial respiratory chain. (1968) J. Biol. Chem., 243, 5967-5976.
112. Horgan, D.J., and Singer, T.P. Studies on the respiratory chain-linked reduced nicotinamide adenine dinucleotide dehydrigenase. XIII. Binding sites of rotenone, piericidin A, and amytal in the respiratory chain. (1968) J. Biol. Chem., 243, 834843.
113. Ingledew, W.J., and Ohnishi, T. An analysis of some thermodynamic properties of iron-sulfur centres in site I of mitochondria. (1980) Biochem. J., 186, 111-117.
114. Jewess, P.J. Insecticides and acaricides which act at the rotenone-binding site of mitochondrial NADH:ubiquinone oxidoreductase; competitive displacement studiesysmg a 3H-labelled rotenone analogue. (1994) Biochem. Soc. Trans., 22, 247-251.
115. Kang, D., Narabayashi, H., Sata, T., and Takeshige, K. Kinetics of superoxide formation by respiratory chain NADH-dehydrogenase of bovine heart mitochondria. (1983)7. Biochem., 94, 1301-1306.
116. Kaniuga, Z. The transformation of mitochondrial NADH dehydrogenase into NADH:cytochrome c oxidoreductase. (1963) Biochim. Biophys. Acta, 73, 550-564.
117. Kaniuga, Z., and Gardas, A. Isolation of high-molecular-weight NADH dehydrogenase of the respiratory chain by diethyl ether triton X-100 treatment. (1967) Biochim. Biophys. Acta, 143, 647-649.
118. Kaplan, N.O. The pyridine coenzymes. (1960) The enzymes 3 (2 ed.), 105-171.
119. Kaplan, N.O. Beef heart TPNH-DPN pyridine nucleotide transhydrogenases. (1967) Meth. Enzymol., 10, 317-322.
120. Kaplan, N.O., Ciotti, M.M., and Stolzenbach, F.E. Reaction of pyridine nucleotide analogues with dehydrogenases. (1956) J. Biol. Chem., 221, 833-844.
121. Kaplan, N.O., and Stolzenbach, F.E. Preparation of DPN derivaties and analogs. (1957) Meth Enzymol., 3, 899-905.
122. Kaufman, B., and Kaplan, N.O. Pyridine nucleotide transhydrogenase. Properties of the transhydrogenase reactions of an enzyme complex isolated from beef heart mitochondria. (1961)7 Biol. Chem., 236, 2133-2139.
123. Kean, E.A. Rhein: an inhibitor of mitochondrial oxidations. (1968) Arch. Biochem. Biophys., 127, 528-533.
124. Kean, E.A., Gutman, M., and Singer, T.P. Rhein, a selective inhibitor of the DPNH-flavin step in mitochondrial electron transport. (1970) Biochem. Biophys. Res. Commun., 40, 1507-1513.
125. Kean, E.A., Gutman, M., and Singer, T.P. Stadies on the respiratory chain-linked nicotinamide adenine dinucleotide dehydrogenase. XXII. Rhein, a competitive inhibitor of the dehydrogenase. (1971) J. Biol. Chem., 246, 2346-2353.
126. Келети Т. (1990) Основы ферментативной кинетики, изд-во "Мир", Москва, 286-295.
127. Kiehl, R.D., and Hanstein, W.G. ATP-dependent spectral response of oxonol VI in an ATP-Pj exchange complex. (1984) Biochim. Biophys. Acta, 766, 375-383.
128. King, Т.Е. and Howard, R.L. Preparation and properties of soluble NADH dehydrogenase from cardiac muscle. (1967) Meth. Enzymol., 10, 275-294.
129. King, Т.Е., Howard, R.L., Wilson, D.F., and Li, J.C.R. The partition of flavins in the heart muscle preparation and heart mitochondria. (1962) J. Biol. Chem., 237, 2941-2946.
130. Kotlyar, A.B. Complex I activation during NADH oxidation and A|iH+~ dependent NAD+ reduction by succinate. (1990) Biokhimia, 55, 195-200.
131. Kotlyar, A.B., Albracht, S.P.J., and van Spanning, R.J.M. Comparison of energization of Complex I in membrane particles from Paracoccus denitrificans and bovine heart mitochondria. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1365, 53-59.
132. Kotlyar, A.B., and Gutman, M. The effect of Ар,н+ on the interaction ofrotenone with Complex I of submitochondrial particles. (1992) Biochim. Biophys. Acta, 1140, 169-174.
133. Kotlyar, A.B., Sled, V.D., Burbaev, D.Sh., Moroz, I.A., and Vinogradov, A.D. Coupling site I and the rotenone-sensitive ubisemiquinone in tightly coupled submitochondrial particles. (1990) FEBSLett., 264, 17-20.
134. Kotlyar, A.B., Sled, V.D., and Vinogradov, A.D. Effect of Ca2+ ions on the slow active/inactive transition of the mitochondrial NADH-ubiquinone reductase. (1992) Biochim. Biophys. Acta, 1098, 144-150.
135. Kotlyar, A.B., and Vinogradov, A.D. The hysteretic behavior of Complex I during the ApH+ dependent NAD+ reduction by succinate. (1989) Biokhimia, 54, 916.
136. Kotlyar, A.B., and Vinogradov, A.D. Slow active/inactive transition of the mitochondrial NADH-ubiquinone reductase. (1990) Biochim. Biophys. Acta, 1019, 151-158.
137. Kowal A.T., Morningstar J.E., and Johnson M.K. Spectroscopic characterization of the number and type of iron-sulfur clusters in NADH:ubiquinone oxidoreductase. (1986) J. Biol. Chem., 261, 9239-9245.
138. Krishnamoorthy, G., and Hinkle, P.C. Studies on the electron transfer pathway, topography of iron-sulfur clasters, and site of coupling in NADH-Q oxidoreductase.1988) J. Biol. Chem., 263, 17566-17575.
139. Lawford, H.G., and Garland, P.B. Proton translocation coupled to quinone reduction by reduced nicotinamide-adenine dinucleotide in rat liver and ox heart mitochondria. (1972) Biochem. J., 130,1029-1044.
140. Lee, C.P. Mitochondrial NAD(P)H-oxidizing enzymes. (1987) Chemica Scripta, 21 A, 21-26.
141. Lee, C.P., and Ernster, L. Energy-linked nicotinamide nucleotide transhydrogenase 1963-1988: a commentary by Chuan-Pu Lee and Lars Ernster.1989) Biochim. Biophys. Acta, 1000, 371-376.
142. Lenaz, G. Quinone specificity of Complex I. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 207-221.
143. Lindahl, P.E., and Oberg, K.E. The effect of rotenone on respiration and its point of attack. (1961) Experimental Cell Research, 23, 228-237.
144. Mackler, B. Studies of DPNH oxidase: properties of a soluble DPNH dehydrogenase. (1961) Biochim. Biophys. Acta, 50, 141-146.
145. Mahler, H.R., Sarkar, N.K., Vernon, L.P., and Alberty, R.A. Studies on diphosphopyridine nucleotide cytochrome с reductase. II. Purification and properties. (1952) J. Biol. Chem., 199, 585-597.
146. Majander, A., Finel, M., and Wikstrom, M. Diphenyleneiodonium inhibits reduction of iron-sulfur clusters in the mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase (complex I). (1994)J. Biol Chem., 269, 21037-21042.
147. Maklashina, E.O., and Vinogradov, A.D. Participation of quinone in the activation of Complex I. (1994) Biokhimia, 59, 1221-1226.
148. Мансурова, С.Э., Кулаев, И.С., Холоденко, В.П., Поляков, В.Ю., и Чистяков, В.В. Кислоторастворимые нуклеотиды митохондрий сердца быка. (1969) Биохимия, 34, 800-805.
149. Mansurova, S.E., and Kulaev, I.S. Acid-soluble nucleotides of beef heart mitochondria. (1969) Biochim. Biophys. Acta, 172, 328-330.
150. Mansurova, S.E., Drobishev, V.I., and Kulaev, I.S. Nucleotides of beef heart mitochondria and submitochondrial particles. (1972) J. Bioenerg. Biomembr., 3, 499-507.
151. Matsuno-Yagi, A. and Hatefi, Y. Studies on the mechanism of oxidative phosphorilation. ATP synthesis by submitochondrial particles inhibited at Fo by venturicidin and organotin compounds. (1993) J. Biol Chem., 268, 6168-6173.
152. Matthews, R.G., Ballou, D.P., and Williams, Ch.H. Reaction of pig heart lipoamide dehydrogenase with pyridine nucleotides. Evidence for an effector role for bound oxidized pyridine nucleotide. (1979) J. Biol. Chem., 254, 4974-4981.
153. Mayhew, S.G., and Wassink, J.H. Determination of FMN and FAD by fluorescence titration with apoflavodoxin. (1980) Meth. Enzymol., 66, 217-227.
154. Meijer, E.M., Schuitenmaker, M.G., Boogerd, F.C., Wever, R., and Stouthamer, A.H. Effect induced by rotenone during aerobic growth of Paracoccus denitrificans in continuous culture. (1978) Arch. Microbiol., 119, 119-127.
155. Meinhardt, S.W., Kula, Th., Yagi, T, Lillich, T, and Ohnishi, T. EPR characterization of the iron-sulfur clusters in the NADH:ubiquinone oxidoreductase segment of the respiratory chain in Pracoccus denitrificans. (1987) J. Biol. Chem., 262,9147-9153.
156. Minakami, S., Cremona, T., Ringler, R.L., and Singer, T.P. Studies on the respiratory chain-linked redused nicotinamide adenine dinucleotide dehidrogenase. III. Catalytic properties of the enzyme from beef heart. (1963) J. Biol. Chem., 238, 1528-1537.
157. Minakami, S., Ringler, R.L., and Singer, T.P. Stadies on the respiratory chain-linked dihydrodiphosphopyridine nucleotide dehydrogenase. I. Assay of the enzyme in particulate and in soluble preparations. (1962) J. Biol. Chem., 237, 569-576.
158. Minakami, S., Schindler, F.J., and Estabrook, R.W. Hydrogen transfer between reduced diphosphopyridine nucleotide dehydrogenase and the respiratory chain. I. Effect of sulfhydryl inhibitors and phospholipase. (1964) J. Biol. Chem., 239, 20422048.
159. Mitchell, P. Coupling of phosphorylation to electron and hydrogen transfer by a chemi-osmotic type of mechanism. (1961) Nature, 191, 144-148.
160. Mitchell, P. Chemiosmotic coupling in oxidative and photosynthetic phosphorylation. (1966) Biol. Rev., 41,445-502.
161. Ohnishi, T. Thermodynamic and EPR characterization of iron-sulfur centers in the NADH-ubiquinone segment of the mitochondrial respiratory chain in pigeon heart. (1975)Biochim. Biophys. Acta, 387, 475-490.
162. Ohnishi, T. NADH-quinone oxidoreductase, the most complex complex. (Minireview). (1993) J. Bioenerg. Biomembr., 25, 325-329.
163. Ohnishi, T. Iron-sulfur clusters / semiquinones in Complex I. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 186-206.
164. Ohnishi, T., Asakura, T., Yonetani, T., and Chance, B. Electron paramagnetic resonance studies at temperatures below 77°K an iron-sulfur proteins of yeast and bovine heart submitochondrial particles. (1971) J. Biol. Chem., 246, 5960-5964.
165. Ohnishi, T., and Blum, H. Iron-sulfur N-l clusters studied in NADH-ubiquinone oxidoreductase and in soluble NADH dehydrogenase. (1981) J. Biol. Chem., 256, 9216-9220.
166. Ohnishi, T., and Leigh, J.S. Low temperature electron paramagnetic resonance studies on iron-sulfur centers in cardiac NADH dehydrogenase. (1974) Biochem. Biophys. Res. Commun., 56, 775-782.
167. Ohnishi, T., Ragan, C.I., and Hatefi, Y. EPR studies of iron-sulfur clusters in isolated subunits and subfractions of NADH-ubiquinone oxidoreductase. (1985) J. Biol. Chem., 260, 2782-2788.
168. Pharo, R.L., Sordahl, L.A., Vyas, S.R., and Sanadi, D.R. Studies on dihydronicotinamide adenine dinucleotide ubiquinone reductase. (1966) J. Biol. Chem., 241, 4771-4780.
169. Phelps, D.C., Galante, Y.M., and Hatefi, Y. Energy-linked mitochondrial transhydrogenation from NADPH to NADP analogs. (1980) J. Biol. Chem., 255, 9647-9652.
170. Pilkington, S.J., Skehel, J.M., Gennis, B., and Walker, J.E. Relationship between mitochondrial NADH-ubiquinone reductase and a bacterial NAD+-reducing hydrogenase. (1991) Biochemistry, 30, 2166-2175.
171. Pozzan, T., Miconi, V., di Virgilio, F., and Azzone, G.F. H+/site, charge/site, and ATP/site ratios at coupling sites I and II in mitochondrial e" transport. (1979) J. Biol. Chem., 254, 10200-10205.
172. Rafter, G.W., and Colowick, S.P. Enzymatic preparation of DPNH and TPNH. (1957) Meth. Enzymol., 3, 887-899.
173. Ragan, C.I. The structure and subunit composition of the particulate NADH-ubiquinone reductase of bovine heart mitochondria. (1976) Biochem. J., 154, 295305.
174. Ragan, C.I. The effects of proteolytic digestion by trypsin on the structure and catalytic properties of reduced nicotinamide-adenine dinucleotide dehydrogenase from bovine heart mitochondria. (1976) Biochem. J., 156, 367-374.
175. Ragan, C.I. The interaction of reduced nicotinamide-adenine dinucleotide phosphate with reduced nicotinamide-adenine dinucleotide-ubiquinone reductase from bovine heart mitochondria. (1976)Biochem. J., 158, 149-151.
176. Ragan, C.I. NADH-ubiquinone oxidoreductase. (1976) Biochim. Biophys. Acta, 456, 249-290.
177. Ragan, C.I., and Cottingham, I.R. (1985) The kinetics of quinone pools in electron transport. Biochim. Biophys. Acta, 811, 13-31.
178. Ragan, C.I., and Hinkle, P.C. Ion transport and respiratory control in vesicles formed from reduced nicotinamide adenine dinucleotide coenzyme Q reductase and phospholipids. (1975) J. Biol. Chem., 250, 8472-8476.
179. Ragan, C.I., Galante, Y.M., and Hatefi, Y. Purification of three iron-sulfur proteins from the iron-protein fragment of mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase. (1982) Biochemistry, 21, 2518-2524.
180. Ragan, C.I., Galante, Y.M., Hatefi, Y., and Ohnishi, T. Resolution of mitochondrial NADH dehydrogenase and isolation of two iron-sulfur proteins. (1982) Biochemistry, 21, 590-594.
181. Ragan, C.I., Widger, W.R., and King, T.E. Pyridine nucleotide transhydrogenase activiti of soluble cardiac NADH dehydrogenase and particulate NADH-ubiquinone reductase. (1974) Biochem. Biophys. Res. Commun., 60, 894900.
182. Rao, N.A., Feiton, S.P., and Huennekens, F.M. Quantitative determination of mitochondrial flavins. (1967) Meth. Enzymol, 10, 494-499.
183. Rao, N.A., Feiton, S.P., Huennekens, F.M., and Mackler, B. Flavin mononucleotide: the coenzyme of reduced diphosphopyridine nucleotide dehidrogenase. (1963) J. Biol. Chem., 238, 449-455.
184. Rasmusson, A.G., Heiser, V., Zabaleta, E., Brenniche, A., and Grohmann, L. Physiological, biochemical and molecular aspects of mitochondrial complex I in plants. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 101-111.
185. Ravanel, P., Tissut, M., and Douce, R. Effects of rotenoids on isolated plant mitochondria. (1984) Plant Physiol., 75, 414-420.
186. Reichenbach, H., Gerth, K., Irschik, H., Kunze, B., and Hofle, G. Myxobacteria: a source of new antibiotics. (1988) Trends Biotechnol., 6, 115-121.
187. Reil, E., Hofle, G., Draber, W., and Oettmeier, W. Quinolones and their noxides as inhibitors of mitochondrial complexes I and III. (1997) Biochim. Biophys. Acta, 1318, 291-298.
188. Ringler, R.L., Minakami, S., and Singer, T.P. Studies on the respiratory chain-linked reduced nicotinamide adenine dinucleotide dehydrogenase. II. Isolation and molecular properties of the enzyme from beef heart. (1963) J. Biol Chern., 238, 801810.
189. Robinson, B.H. Human complex I deficiency:clinical spectrum and involvement of oxygen free radicals in the pathogenicity of the defect. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 271-286.
190. Rottenberg, H., and Gutman, M. Control of the rate of reverse electron transport in submitochondrial particles by the free energy. (1977) Biochemistry, 16, 32203227.
191. Runswick, M.J., Fearnley, I.M., Skehel, J.M., and Walker, J.E. Presence of an acyl carrier protein in NADH:ubiquinone oxidoreductase from bovine heart mitochondria. (1991) FEBS Lett., 286,121-124.
192. Runswick, M.J., Gennis, R.B., Fearnley, I.M., and Walker, J.E. Mitochondrial NADH:ubiquinone reductase: complementary DNA sequence of the import precursor of the bovine 75-kDa subunit. (1989) Biochemistry, 28, 9452-9459.
193. Ruzicka, F.J., and Crane, F.L. Quinone interaction with the respiratory chain-linked NADH dehydrogenase of beef heart mitochondria. II. Duroquinone reductase activity. (1971) Biochim. Biophys. Acta, 226, 221-233.
194. Rydstrom, Y. Energy-linked nicotinamide nucleotide transhydrogenases. (1977) Biochim. Biophys. Acta, 463, 155-184.
195. Rydstrom, Y., Montelius, J., Backstrom, D., and Ernster, L. The mechanism of oxidation of reduced nicotinamide dinucleotide phosphate by submitochondrial particles from beef heart. (1978) Biochim. Biophys. Acta, 501, 370-380.
196. Rydstrom, Y., Teixeira, da Cruz A., and Ernster, L. Steady-state kinetics of mitochondrial nicotinamide nucleotide transhydrogenase. 2. The energy-linked reaction. (1971) Eur. J. Biochem., 23, 212-219.
197. Salerno, J.C., Blum, H., and Ohnishi, T. The orientation of iron-sulfur clusters and a spin-coupled ubiquinone pair in the mitochondrial membrane. (1979) Biochim. Biophys. Acta, 547, 270-281.
198. Satoh, T., Miyoshi, H., Sakamoto, K., and Iwamura, H. Comparison of the inhibitory action of syntetic capsaicin analogues with various NADH-ubiquinone oxidoreductases. (1996) Biochim. Biophys. Acta, 1273, 21-30.
199. Sazanov, L.A., and Jackson, J.B. Cyclic reactions catalysed by detergent -dispersed and reconstituted transhydrogenase from beef-heart mitochondria; implications for the mechanism of proton translocation. (1995) Biochim. Biophys. Acta, 1231,304-312.
200. Schapira, A.H.V. Human complex I defects in neurodegenerative diseases. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 261-270.
201. Scholes, T.A., and Hinkle, P.C. Energetics of ATP-driven reverse electron transfer from cytochrome c to fumarate and from succinate to NAD in submitochondrial particles. (1984) Biochemistry, 23, 3341-3345.
202. Schulte, U., Fecke, W., Krull, C., Nehls, U., Schmiede, A., Schneider, R., Ohnishi, T., and Weiss, H. In vivo dissection of the mitochondrial respiratory NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I). (1994) Biochim. Biophys. Acta, 1187, 121-124.
203. Siegel, L.M. Quantitative determination of noncovalently bound flavins: types and methods of ahalysis. (1978) Meth. Enzymol., 53, 419-429.
204. Siegel, J.M., Montgomery, G.A., and Bock, R.M. Ultraviolet absorption spectra of DPN and analogues of DPN. (1959) Arch. Biochem. Biophys., 82, 288-299.
205. Singer, T.P., and Gutman, M. The DPNH dehydrogenase of the mitochondrial respiratory chain. (1971) Adv. Enzymol., 34, 79-153.
206. Skulachev, V.P. Uncoupling: new approaches to an old problem of bioenergetics. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1363, 100-124.
207. Sled, V.D., Friedrich, T., Leif, H., Weiss, H., Meinhardt, S.W., Fukumori, Y., Calhoun, M.W., Gennis, R.B., and Ohnishi, T. Bacterial NADH-quinone oxidoreductases: iron-sulfur clusters and related problems. (1993) J. Bioenerg. Biomembr., 25, 347-356.
208. Sled, V.D., and Vinogradov, A.D. Kinetics of the mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase interaction with hexamineruthenium (III). (1992) Biochim. Biophys. Acta, 1141, 262-268.
209. Sled, V.D., and Vinogradov, A.D. Reductive interaction of the mitochondrial three subunit NADH dehidrogenase. (1993) Biochim. Biophys. Acta, 1143, 199-203.
210. Sled, V.D., Zinich, V.N., and Kotlyar, A.B. One- and two- electron reduction of ubiquinone homologs by NADH dehydrogenase of mitochondrial respiratory chain. (1989)Biokhimia, 54, 1571-1575.
211. Smith, J.C., Russ, P., Cooperman, B.S., and Chance, B. Synthesis, structure determination, spectral properties, and energy-linked spectral responses of the extrinsic probe oxonol V in membranes. (1976) Biochemistry, 15, 5094-5105.
212. Stein, A.M., Kaplan, N.O., and Ciotti, M.M. Pyridine nucleotide transhydrogenase. VII. Determination of the reactions with coenzyme analogues in mammalian tissues. (1959) J. Biol. Chem., 234, 979-986.
213. Steuber, J., Schmid, C., Rufibach, M., and Dimroth, P. Na+ translocation by Complex I (NADH:quinone oxidoreductase) of Escherichia coli. (2000) Mol. Microbiol., 35, 428-434.
214. Stilwell, S.N., Bizouarn, T., and Jackson, J.B. The reduction of acetylpyridine adenine dinucleotide by NADH: is it a significant reaction of proton-translocating transhydrogenase, or an artefact ? (1997) Biochim. Biophys. Acta, 1320, 83-94.
215. Sumegi, B., and Srere, P.A. Complex I binds several mitochondrial NADcoupled dehydrogenases. (1984) J. Biol. Chem., 259, 15040-15045.
216. Suzuki, H., and King, T.E. Evidence of an ubisemiquinone radical(s) from the NADH-ubiquinone reductase of the mitochondrial respiratory chain. (1983) J. Biol. Chem., 258, 352-358.
217. Suzuki, H., and Ozawa, T., An ubiquinone-binding protein in mitochondrial NADH-ubiquinone reductase (complex I). (1986) Biochem. Biophys. Res. Commun., 138, 1237-1242.
218. Szolcsanyi, J., Joo, F., and Jancso-Gabor, A. Mitochondrial changes in preoptic neurones after capsaicin desensitization of the hypothalamic thermodetectors in rats. (1971) Nature, 229, 116-117.
219. Takano, S., Yano, T., and Yagi, T. Structural studies of the proton-translocating NADH-quinone oxidoreductase (NDH-1) of Paracoccus denitrificans: identity, property, and stoichiometry of the peripheral subunits. (1996) Biochemistry, 35, 9120-9127.
220. Takeshige, K., and Minakami, S. NADH- and NADPH-dependent formation of superoxide anions by bovine heart submitochondrial particles and NADH-ubiquinone reductase preparation. (1979) Biochem. J., 180, 129-135.
221. Teixeira da Cruz, A., Rydstrom, Y., and Ernster, L. Steady-state kinetics of mitochondrial nicotinamide nucleotide transhydrogenase. 1. The nonenergy-linked reaction. (1971) Eur. J. Biochem., 23, 203-211.
222. Thierbach, G., and Reichenbach, H. Myxothiazol, a new inhibitor of the cytochrome b-c\ segment of the respiratory chain. (1981) Biochim. Biophys. Acta,638, 282-289.
223. Turrens, J.F., and Boveris, A. Generation of superoxide anion by the NADH dehydrogenase of bovine heart mitochondria. (1980) Biochem. J., 191, 421-427.
224. Tyler, D.D. A protective function of superoxide dismutase during respiratory chain activity. (1975) Biochim. Biophys. Acta, 396, 335-346.
225. Ushakova, A. V., Grivennikova, V.G., Ohnishi, T., and Vinogradov, A.D. Triton X-100 as a specific inhibitor of the mammalian NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complex I). (1999) Biochim. Biophys. Acta, 1409, 143-153.
226. Vallin, I., and Low, H. Succinate-linked nicotinamide-adenine dinucleotide reduction coupled with the aerobic oxidation of reduced tetramethyl-p-phenylendiamine in submitochondrial particles. (1964) Biochim. Biophys. Acta, 92, 446-457.
227. Van Belzen, R., and Albracht, S.P.J. The pathway of electron transfer in NADH:Q oxidoreductase. (1989) Biochim. Biophys. Acta, 974, 311-320.
228. Van Belzen, R., Gaalen, M.C.M., Cuypers, P.A., and Albracht S.P.I. New evidende for the dimeric nature of NADH:Q oxidoreductase inbovine-heart submitochondrial particles. (1990) Biochim. Biophys. Acta, 1017, 152-159.
229. Van Belzen, R., Jong, A.M.P., and Albracht, S.P.J. On the stoichiometry of the iron sulfur clusters in mitochondrial NADH:ubiquinone oxidoreductase. (1992) Eur. J. Biochem., 209, 1019-1022.
230. Videira, A. Complex I from the fungus Neurospora crassa. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 89-100.
231. Vinogradov, A.D. Kinetics, control, and mechanism of ubiquinone reduction by the mammalian respiratory chain-linked NADH-ubiquinone reductase. (1993) J. Bioenerg. Biomembr., 25, 367-375.
232. Vinogradov, A.D. Catalytic properties of the mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complex I) and the pseudo-reversible active/inactive enzyme transition. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 169-185.
233. Vinogradov, A.D. Mitochondrial ATP synthase: fifteen years later. (1999) Biokhimia, 64, 1443-1456.
234. Vinogradov, A.D., Sled, V.D., Burbaev, D.Sh., Grivennicova, V.G., Moroz, I.A., and Ohnishi, T. Energy-dependent Complex I-associated ubisemiquinones in submitochondrial particles. (1995) FEBSLett., 370, 83-87.
235. Walker, J.E. The NADH:ubiquinone oxidoreductase (Complex I) of respiratory chains. (1992) Q. Rev. Biophys., IS, 253-324.
236. Wan, Y-P., Williams, R.H., and Folkers, K. Low molecular weight analogs of coenzyme Q as hydrogen acceptors and donors in systems of the respiratory chain. {1915) Biochem. Biophys. Res. Commu., 63, 11-15.
237. Wang, D-C., Meinhardt, S.W., Sackmann, U., Weiss, H., and Ohnishi, T. The iron-sulfur clusters in the two related forms of mitochondrial NADH:ubiquinone oxidoreductase made by Neurospora crassa. (1991) Eur. J. Biochem., 197, 257-264.
238. Wikstrom, M. Two protons are pumped from the mitochondrial matrix per electron transferred between NADH and ubiquinone. (1984) FEBS Lett., 169, 300304.
239. Williamson, J.R., and Corcey, B.E. Assays of intermediates of the citric acid cycle and related compounds by fluorometric enzyme methods. (1969) Meth. EnzymoL, 13, 437-488.
240. Wu, L.N.Y., Earle, S.R., and Fisher, R.R. Bovine heart mitochondrialtranshydrogenase catalyzes an exchange reaction between NADH and NAD+.(1981) J. Biol. Chem., 256, 7401-7408.
241. Xu, X-M., and Yagi, T. Identification of the NADH-binding subunit of energy-transducting NADH-quinone oxidoreductase (NDH-1) of Thermus thermophilus HB-8. (1991) Biochem. Biophys. Res. Commun., 174, 667-672.
242. Yagi, T. Inhibition of NADH-ubiquinone reductase activity by N,N'-dicyclohexylcarbodiimide and correlation of this inhibition with the occurrence of energy-coupling site 1 in various organisms. (1987) Biochemistry, 26, 2822-2828.
243. Yagi, T. Review. The bacterial energy-transducing NADH-quinone oxidoreuctases. (1993) Biochim. Biophys. Acta, 1141, 1-17.
244. Yagi, T., and Dinh, T. Identification of the NADH-binding subunit of NADH-ubiquinone oxidoreductase of Paracoccus denitrificans. (1990) Biochemistry, 29, 5515-5520.
245. Yagi, T., and Hatefl, Y. Identification of the dicyclohexylcarbodiimide-binding subunit of NADH-ubiquinone oxidoreductase (complex I). (1988) J. Biol. Chem.,263, 16150-16155.
246. Yagi, T., Yano, T., Di Bernardo, S., and Matsuno-Yagi, A. Procaryotic complex I (NDH-1), an overview. (1998) Biochim. Biophys. Acta, 1364, 125-133.
247. Yamaguchi, M., Belogrudov, G.I., Matsuno-Yagi, A., and Hatefi, Y. The multiple nicotinamide nucleotide-binding subunits of bovine heart mitochondrial
248. NADH:ubiquinone oxidoreductase (Complex I). (2000) Eur. J. Biochem., 267, 329336.
249. Yamaguchi, M., and Hatefi, Y. Mitochondrial energy-linked nicotinamide nucleotide transhydrogenase. Membrane topography of the bovine enzyme. (1991) J. Biol. Chem., 266, 5728-5735.
250. Yamaguchi, M., and Hatefi, Y. Energy-transducing nicotinamide nucleotide transhydrogenase. Nucleotide binding properties of the purified enzyme and proteolytic fragments. (1993) J. Biol. Chem., 268, 17871-17877.
251. Yamaguchi, M., and Hatefi, Y. High cyclic transhydrogenase activity catalyzed by expressed and reconstituted nucleotide-binding domains of Rhodospirillum rubrum transhydrogenase. (1997)Biochim. Biophys. Acta, 1318, 225-234.
252. Yamaguchi, M., Hatefi, Y., Trach, K., and Hoch, J.A. The primary structure of the mitochondrial energy-linked nicotinamide nucleotide transhydrogenase deduced from the sequence of cDNA clones. (1988) J. Biol. Chem., 263, 2761-2767.
253. Yamaguchi, M., Wakabayashi, S., and Hatefi, Y. Mitochondrial energy-linked nicotinamide nucleotide transhydrogenase: effect of substrates on the sensitivity of tryptic cleavage sites. (1990) Biochemistry, 29, 4136-4143.
254. Yano, T., Sled, V.D., Ohnishi, T., and Yagi, T. Expression of the 25-kilodalton iron-sulfur subunit of the energy-transducing NADH-ubiquinone oxidoreductase of Paracoccus denitrificans. (1994) Biochemistry, 33, 494-499.
255. Yano, T., and Yagi, T. Expression and characterization of the 66-kilodalton (NQ03) iron-sulfur subunit of the proton-trnslocating NADH-quinone
-
Захарова, Наталья Владимировна
-
кандидата биологических наук
-
Москва, 2000
-
ВАК 03.00.04
- Изучение структуры и принципа работы митохондриальной трансгидрогеназы
- Изучение реакций преобразования энергии в NADH: убихинон-оксидоредуктазах митохондрий и прокариот
- Свойства митохондриальной NADH: убихинон оксидоредуктазы (комплекса I) в составе мембранных препаратов мозга
- Изучение прооксидантного действия p66shc в клетках человека
- Ядерная РНК полимераза - IV, альтернативная форма митохондриальной РНК полимеразы
