Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Структурная организация соматической и ооцитной 5 s pРНК вьюна

ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Серенкова, Тамара Ивановна

ВВЕДЕНИЕ.

РОЛЬ ПРОСТРАНСТВЕННОЙ СТРУКТУРЫ В ФУНКЦИОНИРОВАНИИ 5s рРНК

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

I. ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА СТРУКТУРЫ И ФУНКЦИОНИРОВАНИЯ 5s рРНК

1.1. Множественность 5s рРНК некоторых организмов.

1.2. Конформационные изомеры 5s рРНК.

1.3. Организация генов 5s рРНК эукариот.

1.4. Транскрипция генов 5SpPHK. II

1.5. Комплексы 5SpPHK с белками.

1.6. Комплексы с белками ооцитной и соматической

5 S рРНК.

1.7. Взаимодействие 5spPHK с большими рибосомными

П. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ ПРОСТРАНСТВЕННОЙ СТРУКТУРЫ 5s рРНК

П.1. Физические методы исследования пространственной структуры 5 S рРНК.

П.2. Исследование пространственной структуры 5SpPHK методом химических модификаций.

П.З. Ферментативные методы.

П.4. Эволюционный подход к исследованию пространственной структуры 5S рРНК.

П.5. Обобщенные модели вторичной структуры 5s рРНК.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

I. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

П. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ. РАЗДЕЛ I

I. Обнаружение и выделение из половых и соматических клеток вьюна ооцитной и соматической

5 S рРНК.

П. Определение степени повторяемости генов

5 S рРНК.

РАЗДЕЛ

Ш. Исследование конформационных изомеров 5s рРНК вьюна.

IV. Локализация односпиральных и двуспиральных участков в молекулах соматической и ооцитной

5 s рРНК.

V. Определение экспонированных цитозиновых остатков в соматической и ооцитной 5 SpPHK вьюна.

Ш. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

1. Сравнение характера расщепления структурно-специфическими нуклеазами соматической и ооцитной

5 s рРНК вьюна и 5 s рРНК других организмов.

2. Проблема нестабильности вторичной структуры

5 SpPHK.

3. Модели вторичной структуры соматической и ооцитной

5 s рРНК вьюна. Х

4. Некоторые функциональные аспекты структурных различий между соматической и ооцитной 5 SpPHK.ПО

1У. ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структурная организация соматической и ооцитной 5 s pРНК вьюна"

Все рибосомы цитоплазмы, хлоропластов и даже митохондрий содержат 5S рРНК. Являясь необходимым компонентом большой субъединицы, 5S рРНК, таким образом, участвует в процессах трансляции. Но какова конкретная роль этой молекулы в биосинтезе белка, т.е. механизмы ее действия, до сих пор не выяснено. На основании многочисленных исследований 5S рРНК выдвинуты разные гипотезы о возможных функциях этой молекулы. 5s рРНК приписывают участие в пептидилтрансферазной активности рибосомы, ГТФазной активности, способность к связыванию с тЕНК. Предполагается, что 5s pFHK обеспечивает ассоциацию рибосомных субъединиц. Кроме того, обсуждается участие 5s рРНК как таковой в регуляции белкового синтеза в клетке. . .Все данные, полученные к настоящему времени, свидетельствуют о том, что 5s рРНК способна выполнять свои функции только при определенной молекулярной конфигурации. Поэтому для выяснения механизма действия этой молекулы в процессе трансляции необходимо знание ее пространственной структуры.В настоящее время известны первичные структуры 5s рРНК примерно 200 организмов. Проведено много исследований пространственной структуры этой молекулы с помощью самых разнообразных подходов и методов. На основании анализа первичных структур, а также данных физических, химических, ферментативных и других методов предложено несколько обобщенных моделей вторичной структуры 5s рРНК. Все эти модели имеют как общие, так и различающиеся структурные элементы. Но ни одна из этих моделей в полной мере не удовлетворяет всем экспериментальным данным, полученным разными методами, т.е. ни одной из моделей нельзя отдать предпочтение. - 5 В настоящей работе показано, что у вьюна, как у некоторых других организмов, имеется 5s рРНК двух типов - соматическая и ооцитная, которые находятся в соматических тканях (печень, мышцы) и ооцитах и транскрибируются с разных генов.С помощью ферментативных и химико-ферментативных методов впервые проведено сравнительное исследование вторичной структуры соматической и ооцитнои 5s рРНК вьюна. На основании полученных экспериментальных данных, а также анализа уже известных моделей вторичной структуры нами предложены модели вторичной структуры для соматической и ооцитнои 5s рРНК вьюна и сделаны попытки функционального обоснования как сходства, так и различия структуры этих молекул. - 6 РОЛЬ ПРОСТРАНСТВЕННОЙ СТРУКТУРЫ в ФУНКЦИОНИРОВАНИИ 5SpPHK

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Серенкова, Тамара Ивановна

ВЫВОДЫ

1. Показано, что у рыбы вьюна ( Misgurnus fossilis ) 5s рРНК из соматических тканей (печень, мышцы) и из половых клеток (неоплодотворенная икра) различаются по подвижности в 12$ поли-акриламидном геле в условиях частичной денатурации. Эти два вида 5S рРНК по аналогии с 5 s рРНК лягушки были названы соответственно соматическим и ооцитным.

QO

2. Путем исследования кинетики реассоциации суммарной 5» Р 5 S рРНК с ДНК из спермы вьюна определена степень повторяемости генов 5 SpPHK, равная 2,4*104 копий на гаплоидный геном.

3. Исследована конформационная стабильность соматической и ооцитной 5S рРНК с помощью ренатурации и денатурации в разных условиях, а также путем сравнения характера расщепления нуклеа-зами s1 и из яда кобры этих молекул в разных конформационных состояниях. Показано, что ооцитная 5spPHK находится в одном преимущественным конформационном состоянии. Соматическая 5 SpPHK имеет два стабильных конформационных изомера, переход между которыми определяется плавлением вторичной структуры в области с 31 по 42 нуклеотиды.

4. Проведено сравнение характера расщепления соматической и ооцитной 5 s рРНК структурноспецифическими нуклеазами S1 , Tj и из яда кобры. Показано, что обе 5 SpPHK имеют общие и различающиеся места атак этими РНКазами. Различия сосредоточены, в основном, в 5* половине молекул: у ооцитной 5SpPHK появляется место расщепления РНКазой s1 A^g, но исчезают расщепления по А55 и G gg; появляются места атак РНКазой из яда кобры Ug^, Cgg, GgQ, g>7j,ho исчезает расщепление по Uggj появляются расщепления РНКазой Tj по g4i, g59 - ggj, g64 - g65, g8i - g82, g85 -g87, но пропадают атаки no ggj и g 37.

5. Методом химических модификаций бисульфитом Na и смесью метоксиамина и бисульфита Na определено положение экспонированных цитозиновых остатков'в соматической и ооцитной 5s рРНК. В соматической экспонированными являются Cg (слабо), Cjq (слабо), С24, С57; в ооцитной 5 рРНК - Cg, Cjq, Cj2, Cj5, C24, C53, C^.

6. На основании совокупности результатов по расщеплению нуклеазами S.J , Tj и из яда кобры, исследования конформационной стабильности, определения положения экспонированных цитозинов построены модели вторичной структуры для соматической и ооцитной 5SpPHK вьюна. Эти модели отражают как сходство, так и различия структурных элементов между обеими РНК. Основные различия во вторичной структуре соматической и ооцитной 5s рРНК сосредоточены в 5' половине молекул на участке с 5 по 65 нуклеотиды. Модели вторичной структуры показывают также возможные третичные взаимодействия в соматической 5SpPHK.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Серенкова, Тамара Ивановна, Москва

1. Абдурашидова Г.Г., Пивазян А.Д., Турчинский М.Ф., Будовский Э.И. Изменение РНК белковых взаимодействий при ассоциации 50 S и 30 S субъединиц рибосом Е coli - Биоорган.химия, 1980, 6, 7, 626-628.

2. Василенко С.К. и Бабкина Г.Т. Выделение и свойства рибонук-леазы из яда кобры. Биохимия, 1965, 30, 4, 705-712.

3. Василенко С.К., Райт В.К. Метод выделения высокоочшценной рибонуклеазы из яда среднеазиатской кобры Naja naja oxiana. -Биохимия, 1975, 40, 4, 578-583.

4. Василенко С.К., Сербо Н.А., Веньяминова А.Г., Болдырева А.Г., Будкер В.Г., Кобец Н.Д. Препаративное получение 5'-олиго-рибонуклеотидов с помощью рибонуклеазы из яда кобры. Биохимия, 1976, 41, 2, 260-263.

5. Василенко С.К., Буторин А.С., Маев С.П., Битюгов Ф.И., Болдырева Л.Г., Райт В.К. Специфичность нуклеазы из яда среднеазиатской кобры ( ITaja naja oxiana ) К макроструктуре ПОЛИ-рибонуклеотидов. Мол.биол., 1983, 17, 4, 818-826.

6. Венкстерн Т.В. Эволюция 5 s РНК и тРНК Усп. биол.химии, 1978, 19, I, 3-31.

7. Власов В.В. Химическая модификация как метод изучения структуры нуклеиновых кислот. кн. "Итоги науки и техники", оерия "Молекулярная биология",М,, ВИНИТИ,1977, 10, 135-195.

8. Волькенштейн М.В. Молекулярная биофизика, Изд. "Наука", М.,1975, с.125.

9. Гречко В.В., Тимохина Г.И., Алёшина Л.А. Исследование пространственной организации РНК фага М S 2 с помощью нуклеаз, специфичных ко вторичной структуре. Мол.биол., 1982, 16, 5, I097-II08.

10. Кельве М.Б., Метспалу А.Х., Линд А.Я., Саарма М.Ю., Виллемс Р.Л. Конформационные изомеры 5SpPHK рибосом печени крысы. -Мол. биол., 1978, 12, 3, 695-699.

11. Копылов A.M. Структура и функция 5 Sh 5,8 SpPHK. в кн.• "Итоги науки и техники", серия "Биологическая химия", М., ВИНИТИ, 1981, 15, 38-77.

12. Куприянова Н.С., Тимофеева М.Я., Баев А.А. Обнаружение и некоторые характеристики палиндромов генома вьюна. Мол.биол.,1976, 10, 3, 412-422.

13. Линд А.Я., Виллемс Р.Л., Уускюла Л.С. 5SpPHK: структура и функция. Усп. совр.биол., 1978, 86, I, 3-18.

14. Матвеев С.В., Филимонов В.В., Привалов П.Л. Термодинамический подход к исследованию структурной организации 5 рРНК из рибосом Escherichia coli . I. Анализ данных сканирующей микрокалориметрии. -Мол. биол., 1982, 16, 6, 1234-1244.

15. Матвеев С.В., Филимонов В.В., Привалов П.Л. Термодинамический подход к исследованию структурной организации 5 рРНК из рибосом Escherichia coli . II. Анализ оптических кривых плавления. -Мол.биол., 1983, 17, 2, 172-180.

16. Машкова Т.Д. Разработка химико-ферментативного метода изучения структуры РНК. Применение к рибосомным 5 s рРНК и к тРНК. -Диссертация, М., 1982, с.65, 73.

17. Мазо A.M., Машкова Т.Д., Глезина М.Л., Киселев Л.Л. Полицити-диловая последовательность в нуклеиновых кислотах. Выделение и анализ. Докл. АН СССР, 1976, 230, 1466-1469.

18. Миронов А.А., Дьяконова Л.П., Кистер А.Э. Предсказание ансамблей вторичных структур РНК. Кинетический анализ самоорганизации. -Мол. биол. , 1984, 18, 6, 1686-1694.

19. Монастырская Г.С. Методы определения первичной структуры оли-гонуклеотидов. Диссертация, М., 1975, с.52.

20. Саарма М.Ю., Эрд Т.А., Тальпсен Т.Э., Тоотс И.Э. Выделение 5SрРНК-белковых комплексов из рибосом печени крысы. Мол. биол., 1983, 17, I, II2-II7.

21. Сенченко В.Н., Колбановская Е.Ю., Бочаров А.Л. Получение и некоторые характеристики функционально гомогенного препарата нуклеазы Sj из -амилоризина. Мол.биол., 1979, 13, 6, 1377-1383.

22. Соловьева И.А., Тимофеева М.Я., Сосинская И.Е. Транспортные РНК в раннем эмбриогенезе рыб. Сообщение I. Содержание тРНК в неоплодотворенном яйце и развивающихся зародышах вьюна

23. Misgurnus fossilis L. ).- Онтогенез, 1973, 4,4, 430-347.

24. Спеэк М.А., Устав М.Б., Линд А.Я., Саарма М.Ю. Использование нуклеазы Sj и эндонуклеазы яда кобры в изучении структуры 5s РНК Е coli. Биоорг.химия, 1980, 6, 10, 1877-1879.

25. Тимофеева М.Я., Кафиани К.А. Нуклеиновые кислоты неоплодот-воренных яиц и развивающихся зародышей вьюна. Биохимия, 1964, 29, I, II0-II4.

26. Тимофеева М.Я., Серенкова Т.И., Куприянова Н.С., Соловьева И.А., Баев А.А. Гетерогенность 5Брибосомной РНК вьюна Misgurnus fossilis . Мол.биол., 1982, 16, 282-290.

27. Фрайфелдер Д. Физическая биохимия. Изд."Мир", М., 1980, с.130.

28. Энгельгардт В.А. Познание явлений жизни. Изд. "Наука", М., 1984, с. 226, 227.

29. Abdel-Meguid S.S., Moore P.В., Steitz T.A. Crystallization of a ribonuclease-resistant fragment of Escherichia coli5S ribosomal RNA and its complex with protein L 25. J.Mol. Biol., 1983, v.171, N2, p.207-216.

30. Ando T. A nuclease specific for heat denatured DNA isolated from a product of Aspergillus oryzae. Biochem.Biophyp. Acta, 1966, v.114, N2, p.158-168.i

31. Appel В., Erdmann V.A., Stulz J., Achermann Th. Determination of base pairing in Escherichia coli and Bacillus ste-arothermophilus EN As by infrared spectroscopy. Nucl. Acids Res., 1979, v.7, N4, p.1043-1057.

32. Arad G., Beebee T.J.C. Measurement of 5S RNA accumulation in oocytes of Xenopus laevis using a cDNA probe. EEBS Lett., 1981, v.136, N2, p.247-250.

33. Aubert M., Scott J.P., Peynier M., Monier R. Rearrangement of the conformation of Escherichia coli 5S RNA. Eroc.Natl. Acad. Sci. USA, 1968, v.61, p.292-299.

34. Azad A.A., Lane B.G. A possible role for 5S rRNA as a bridge between ribosomal subunits. Canad.J.Biochem., 1979, v.51, N11, p.1669-1672.

35. Barber C.J., Nichols J.L. Conformational studies on wheat embryo 5S RNA using nuclease S^ as a probe. Canad.J.Bio-chem., 1978, v.56, N2, p.357-364.

36. Bellamy A.R., Ralph. R.K, Recovery and purification of nucleic acids by means of cetyltrimethylammonium bromide. In; Methods in Enzymology (Grossman L. and Moldave K., eds. ) vol.12 B, 1968, pp. 156-160.

37. Bogenhagen D.F., Brown D.D. Nucleotide sequences in Xenopus 5S DNA required for transcription termination. Cell, 1981, v.24, N1, p.261-270.

38. Bogenhagen D.F., Saconju S.M., Brown D.D. A control region in the center of the 5S RNA gene directs specific initiation of transcription: 11 the 3' border of the region. Cell, 1980, v.19, N1, p.27-34.

39. Bohm S., Fabian H., Venyaminov S.Yu., Matveev S.V., Lucius H., Welfle H., Filimonov V.V. Structural analysis of the A and В conformers of Escherichia coli 5S ribosomal RNA by infrared spectroscopy. FEBS Lett., 1981, v.132, N2, p.357-361.

40. Eranlant C., Krol A., Ebel J.-P. The conformation of chicken,rat and human U1 A RNAs in solution. Nucl. Acids Ees., 1981, v.9, N4, p.841-858.4.5. Britten R.J., Kohne D.E. Repeated nucleotide sequences. -Carnegie Inst. Year Book, 1968, v.66, p.73-83.

41. Britten R.J., Kohne D.E. Nucleotide sequence repetition in DNA. Carnegie Inst. Tear Book, 1967, v.65, p.78-85.

42. Brown D.D., Caroll D., Brown R.D. The isolation and characterization of a second oocyte 5S DNA from Xenopus laevis. -Cell, 1977, v.12, N3, p,1045-1056.

43. Brown D.D*, Sugimoto K. 5S DNAs of Xenopus laevis and Xenopus mullerij Evolution of a gene family. J.Mol.Biol., 1973» v. 78, p.397-415.

44. Brown D.D., Wensink P.O., Jordan E. Purification and some characteristics of 5S DNA from Xenopus laevis. Froc.Natl. Acad. Sci. USA, 1971, v.68, N11, p.3175-3179

45. Brownlee G.G., Cartwright E.M. The nucleotide sequence of the 5S RNA of chicken embryo fibroblasts. Nucl. Acids Res., 1975, v.2, p.2279-2288.

46. Budovsky E.I., Sverdlov E.D., Monastyrskaya G.S. New method of selective and rapid modification of the cytidine residues. PEBS Lett,, 1972, v.25, N1, p.201-204.

47. Burns P.D., Luoma G.A., Marshall A.G., Evolution of base-pairing schemes for E.coli 5S RNA by 400 mHz proton nuclear magnetic resonance spectroscopy. Biochem, Biophys. Res.

48. Commun., 1980, v.96, N2, pi, 805-811.

49. Cantor C.R. The extent of base pairing in 5s ribosomal RNA. -Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1968, v.59, N2, p.478-483.

50. Cazzarelli N.R., Gerrard S.P., Schlissel M., Brown D.D., Bo-genhagen D.F. Purified RNA polymerase III accurately and efficiently terminates transcription of 5S RNA genes. Cell, 1983, v.34, N3, p.829-835.

51. Cover J.A., Lambert J.M., Norman C.M., Traut R.R. Identification of proteins at the subunit interface of the Escherichia coli ribosome by cross-linking with dimethyl 3,3'-dithio bis-(propionimidate). Biochemistry, 1981, v.20, N19, p.2843-2852.

52. Delihas N., Andersen J. Generalized structures of the 5S ribosomal RNAs. Nucl. Acids Res., 1982, N21, p.7323-7344.

53. Delihas N., Dunn J.J., Erdmann V.A. The reaction of 5S RNA in 70S ribosomes with ketoxal. FEBS Lett., 1975, v.58, N1,p.76-80.

54. Denis H., Wegnez M. Biochemical research on oogenesis.

55. Oocytes of Xenopus laevis synthesize but do not accumulate 53 RNA of somatic type. Developm.Biol., 1977, v.58, N1, p.212-217.

56. Denis H., Wegnez M. Biochemical research on oogenesis. Oocytes and liver cells of the teleost fish Tinea tinea contain different kinds of 5S RNA. Bevelopm. Biol., 1977, v.59, N2, p.228-236.

57. Digweed M., Kumagai J., Pieler Т., Erdmann V.A. The effect of a cytidine-to-uridine transition on the stability of Escherichia coli A19 5S RNA. J.Biochem., 1982, v.127, N3, p.531-537.

58. Digweed M., Ulbrich N., Erdmann V.A. The secondary and terria-ry structure of the 5S rRNA from horsetail Equisetum arvense. FEBS Lett., 1984, v.176, N1, p.255-260.

59. Donis-Keller H., Maxam A.M., Gilbert W. Mapping adenines, guanines and pyrimidines in RNA. Nucl, Acids Res., 1977, v.4, N12, p.2527-2538.

60. Engelke D.R., Ng S.Y., Shastry S., Roeder R.G. Specific interaction of a purified transcription factor with an internal control region of 5S RNA genes. Cell, 1980, v.19, N3, p. 717728.

61. Erdmann V.A., Wolters J., Huysmans E., Vandenberghe A., De Wachter R. Collection of published 5S and 5,8S ribosomal RNA sequences. Nucl. Acids Res., 1984, v.12 (suppl.), Г.133-П65.

62. Fabian H., Bohm S., Welfle Ы., Reich P., Bielka H. Laser Raman studies of rat liver ribosomal 5S RNA. FEBS Lett., 1981, v.123, N1, p.19-21.

63. Farber N.M., Canter C.R. A slow tritium exchange study of the solution structure of Escherichia coli 5S ribosomal RNA.

64. J.Mol.Biol., 1981, v.146, p.223-239.

65. Favorova 0.0., Fasilio F., Keith G., Vassilenko S.K., Ebel J.-P. Partial digestion of tRNA-aminoacyl-synthetase complexes with cobra venom ribonuclease. Biochemistry, 1981, v.20, N6, p.1006-1011.

66. Fedoroff N.V., Brown D.D. The nucleotide sequence of oocyte 5S ША in Xenopus laevis. 1. The AT-rich spacer. Cell, 1978, v.13, N2, p.701-716.

67. Ford P.J., Brown R.D. Sequences of 5S ribosomal RNA from Xenopus mulleri and the evolution of 5S gene-coding sequences. -Cell, 1976, v.8, N2, p.485-493.

68. Fox G.E., Woese C.R. 5S secondary structure. Nature, 1975, v.256, p.505-507.

69. Fox J.W., Wong K.-P. The hydrodymamic shape, conformation and molecular model of Escherichia coli ribosomal 5S RNA. -J.Biol.Chem., 1979» v.254, N20, p.10139-10144.

70. Fox J.W., Wong K.-P. Acquisition of native conformation of ribosomal 5S ribonucleic acid from Escherichia coli. Hydrodyna-mic and spectroscopic studies on the unfolding and refolding of ribonucleic acid. Biochemistry, 1982, v.21, N9, p.2096-2102.

71. Garrett R.A., Noller H.F. Structures of complexes of 5S RNA with ribosomal proteins L5> 118 and L25 from Escherichia coli: identification of ketoxal-reactive sites on the 5S RNA. J.Mol.Biol., 1979, v.132, p.637-648.

72. Gruissem W., Seifart K.H. Transcription of 5S RNA genes in vitro is feedback-initiated by HeLa 5S RNA. J.Biol.Ohem., 1982, v.257, N3, p.1468-1472.

73. Hancock J., Wagner R. A structural model of 5S RNA from E.coli based on intramolecular crosslinking evidence. Nucl.Acids Res., 1982, v.10, N6, p.1257-1269.

74. Harper M.E., Price J., Korn L.J. Chromosomal mapping of Xeno-pus 5S geness somatic-type versus oocyte-type. Nucl.Acids Res., 1983, v. 11, N8, p.1647-1654.

75. Hasan G., Turner M.J., Cordingley J.S. Ribosomal RNA genes of Tripanosoma. brucei: mapping the regions specifying the six small ribosomal RNAs. Gene, 1984,^27, N1, p.75-86.

76. Hayatsu H., Wataya Y., Kai K. The addivation bisulfite to ura-cyl and cytosine. J.Amer.Chem.Soc.,1970, v.92, p.724-726.

77. Hayatsu H., Wataya Y., Kai K., Jida S.H. Reaction of sodium bisulfite with uracyl, cytosine and their derivatives. Biochemistry, 1970, v.6, N11, p.2858-2865.

78. Herr W., Noller P. A fragment of 23S RNA containing a nucleotide sequence complementary to a region of 5S RNA. PEBS Lett., 1975, v. 53, N2, p.248-252.

79. Hori H., Osawa S. Evolutionary changes in 5S RNA secondary structure and a phylogenetic tree of 5^ 5S species. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1979, v.76, N2, p.381-385.

80. Ilyin Y.V., Georgiev G.P. The main types of organization of genetic material in eukaryotes. Grit. Reviews Biochem., 1982, v.12, N3, p.237-287.

81. Jacq В., Jordan R., Jordan B.R. Structure and processing of precursor 5S RNA in Drosophila melanogaster. J.Mol.Biol., 1977, v.117, N2, p.785-795.

82. Jordan B.R. Studies on 5S RNA conformation by partial ribonuc-lease hydrolysis. J.Mol.Biol,, 1971, v.55» p.423-434.

83. Kao Т.Н., Grothers D.M. A proton-coupled conformational switch of Escherichia coli 5S ribosomal RNA. Proc.Natl.Acad. Sci. USA, 1980, v.77, N6, p.3360-3364.

84. Kawata Y., Ishikawa H. Nucleotide sequence and thermal property of 5S rRNA from the Elder Aphid, Acyrthosiphon magnoliae. -Nucl. Acids Res., 1982, v.10, N6, p,1833-1840.

85. Kumazaki Т., Hori H., Osawa S.,Ishii N., Suzuki K. The nucleotide sequence of 5S rRNAs from a rotifer, Brachionus plicati-lis, and two nematodes, Rabditis tokai and Caenorhabditis ele-gans. Nucl. Acids Res., 1982, v.10, N23, p.7001-7004.

86. Larrinua J., Delihas N. Modification of the guanine in the inct qtvariant sequence ^ CCG^AACr of the Escherichia coli 5S RNA in solution by ketoxal. PEBS Lett., 1979, v.108, N1, p.181-184.

87. Lasar E., Haendler В., J^cob M. Two 5S genes are expressed in chicken somatic cells. Nucl. Acids Res., 1983, v.11, N22, p.7735-7741.

88. Lo A.O., Nasar R.N. Accessibility of the 5S RNA in yeastribosomes. J.Mol.Biol., 1982, v.158, N3, p.559-565.

89. Lockard R., Kumar A. Mapping tRNA structure in solution using double-strand-specific ribonuclease V^ from cobra venom. Nucl.Acids Res., 1981, v.9, N19, p.5125-5140.

90. Long E.O., Dawid J.B. Repeated genes in eukaryotes. Annu. Rev. Biochem., 1980, v.49, p.727-764.

91. Luehrsen K.R., Fox G.E. Secondary structure of eukaryotic cytoplasmic 5S ribosomal RNA. Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1981, v.78, N9, p.2150-2154.

92. Luehrsen K.R., Nicholson D.E., Eubanks D.C., Fox G.E. An afchaebacterial 5S rRNA contains a long insertion sequence. Nature, 1981, v.293, N1234, p.755-756.

93. Luoma G.A., Marshall A.G. Lasar Raman evidence for a new cloverleaf secondary structure for eukaryotic 5S RNA. -J.Mol.Biol., 1978, v.125, N1, p.95-Ю5.

94. Luoma G.A., Marshall A.G. Lasar Raman evidence for new cloverleaf secondary structures for eukaryotyc 5,8S RNA and prokaryotic 5S RNA. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 1978, v.75, N10, p.4901-4905.

95. MacKay Е.М., Spencer D.P., Schnare M.N., Doolittle W.P., Gray M.W. Comparative sequence analysis as an approach, to evaluating structure, function and evolution of 5S and 5»8S ribosomal ENAs. Can. J.Biochem., 1982,v.60, N3, p.480-489.

96. Mankin A.S., Kagramanova V.K., Belova E.N., Teterina N.L., Baratova L.A., Bogdanov A.A. Primary and secondary structure of 5S rENA from Halobacterium halobium. Biochem.Intern., 1982, v.5, N6, p.719-726.

97. Marmur J. A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from micro-organism. J.Mol.Biol., 1961, v.2, N2,p.208-210.

98. Mashkova T.D., Serenkova T.I., Mazo A.M., Avdonina T.A., Timofeeva M.Ya., Kisselev L.L. The primary structure of oocyte and somatic 5S rENAs from the loach Misgurnus fossi-lis. Nucl. Acids Ees., 1981, v.9, N9, p.214-1-2151.

99. Mazo A.M., Avdonina T.A., Mashkova T.D., Kisselev L.L. Directed cleavage of ribopolynucleotides with nucleases restricted by multiple modification of substrate, Biophys.Biochem. Ees. Commun., 1976, v.432, N3, p.353-360.

100. Mazo A.M., Kisselev L.L. Eibonucleotides modified at pyri-midine residues are cleaved selectively by T2 ribonuclease at purine residues. PEBS Lett., 1975, v.59, N2, p.117-179.

101. Mazo A.M., Mashkova T.D., Avdonina T.A., Ambartsumyan N.S., Kisselev L.L. Am improved rapid enzymatic method of ША sequencing using chemical modification. Nucl. Acids Ees., 1979, v.8, N8, p.2469-2482.

102. McDougall J., Nasar E.N. Tertiary structure of the eukaryo-tic ribosomal 5S ENA. J.Biol.Chem., 1983, v.258, N8,p.5256-5259.

103. Metspalu A., Saarma MT, Yillems R., Ustav M., Lind A. Interaction of 5S RNA, 5,8S RNA and tRNA with rat-liver ribosomal proteins, Eur.J.Biochem., 1978, v.91, N1, p.73-81.

104. Metspalu E,f Ustav M., Maimets Т., Villems R. The composition and properties of the Escherichia coli 5S RNA-protein complex. Eur. J.Biochem., 1982, v.121, N2, p.383-389.

105. Metspalu E., Ustav M., Villems R. The properties of the tRNA-protein complex of the Escherichia coli ribosome. Interaction with tRNA, 5S RNA and 30S ribosomal subunit. -Eur. J.Biochem,, 1982, v.124, N2, p.269-273.

106. Metspalu E., Ustav M., Villems R. 5S RNA-protein complex is involved in ribosomal subunit association. FEBS Lett., 1983, v.153, N1, p.125-127.

107. MillerJ.R., Cartwright E.M., Brownlee G.G., Fedoroff N.V., Brown D.D. The nucleotide sequence of oocyte 5S DNA in Xenopus laevisj II. The GC-rich region. Cell, 1978, v.13, N4, p.717-726.

108. Mirzabekov A.D., Griffin B.E. 5S RNA conformation. Studies of its partial T^ ribonuclease digestion by gel electrophoresis and two-dimensional thin-layer chromatography. -J.Mol.Biol., 1972, v.72, N3, p.633-643.

109. Miura K., Tsuda S., Iwano Т., Ueda Т., Harada F., Kato N. Chemical modification of cytosine residues of mouse 5S ribosomal RNA with hydrogen sulfide. Biochim. Biophys. Acta, 1983, v.739, N2, p.181-189.

110. Morokawa K., Kawakami M., Takemura S. Cristallization and preliminary X-ray diffraction study of 5S rRNA from Thermus thermophilis HB 8. FEES Lett., 1982, v.145, N2^. p.194-196.

111. Muller J.J., Damaschun G., Boehm S., Fabian H., Welfle H. A comment on the spatial structure of 5S rENA from rat liver ribosomes in solution. Stud. Biophys., 1982, v;87, N2, p.11-14.

112. Mueller J.J., Damaschun G., Wilhelm P., Welfle H., Pilz I.

113. Comparison of the structures of the native form of rat liver1. Phe5SrENA and yeast tENA : small-angle and wide-angle X-ray scattering study. Intern. J.Biol.Macromol., 1982, v.4, N5, p.289-296.

114. Nagamatsu K., Miyazawa Y. Partial melting of the segment around pseudouridine in yeast 5S ENA. Biochem. Biophys. Ees. Commun., 1983, v.114, N1, p.81-87.

115. Nazar E.lv. The ribosomal protein binding site in Saccharo-myces cerevisiae ribosomal 5S ENA. J.Biol.Chem., 1979» v.254, N16, p.7724-7729.

116. Nazar E.N., Yaguchi M., Willick G.E. The 5S ENA-protein complex from yeast: a model for the evolution and structure of the eukaryotic ribosome. Can.J.Biochem., 1982, v.60, N4, p.490-496.

117. Nazar E.N., Willick G.E., Matheson A.T. The 5S ENA-protein complex from an extreme halophile, Halobacterium cutirubrum. J.Biol.Chem., 1979, v.254, N8, p.1506-1512.

118. Ng S.Y., Parker C.S., Eoeder E.G. Transcription of cloned Xenopus 5S ENA genes by X. laevis ENA polymerase III in reconstituted systems. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1979, v.76, N1, p.136-140.

119. Nichols J.L., Welder L. S^ nuclease as a probe of yeast ribosomal 5S ENA conformation. Biochim.Biophys.Acta, 1979, V.561, N3, p.445-451.

120. Nishikawa К., Takemura S. Nucleotide sequence of 5S RNA from Torulopsis utilis. FEBS Lett., 1974, v.40, N1, p.106-109.

121. Nishikawa K., Takemura S. Structure and function of 5s ribosomal ribonucleic acid from Torulopsis utilis. IV. Detection of exposed guanine residues by chemical modification with kethoxal. J.Biochem., 1978, v.84, N2, p.259-266.

122. Noller H.F., Garrett R.A. Structure of 5S ribosomal RNA from Escherichia coli: identification of kethoxal-reactive sites in the A and В conformations. J.Mol.Biol., 1979» v.132, N3, p.621-636.

123. Patel D.J., Kozlowski S.A., Marky L.A., Rice J.A., Broca C., Itakura K., Breslauer K.J. Extra adenosine stacks into the self-complementary d(CGCAGAATTCGCG) duplex in solution. -Biochemistry, 1982, v.21, N2, p.445-451.

124. Pavlakis G.N., Lockard R.E., Vamvakopolous N., Rieser L., RajBhandary U.L., Vournakis J.N. Secondary structure of mouse and rabbit and globin mRNAs: different accessibility of and initiator AUG codons towards nucleases. Cell, 1980, v.19, N1, p.91-102.

125. Payne P.I,, Dyer T.A. Evidence for the nucleotide sequence of 5S rRNA from the flowering plant Secale cereale (Rye). -Eur. J.Biochem., 1976,v.71, N1, p.33-38.

126. Peattie D.A., Douthwaite S., Garrett R.A., Noller H.F.

127. A "bulged." double helix in a RNA-protein contact site. -Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1981, v.78, N12, p.7331-7335.

128. Petermann M.L., Hamilton M.G., Pavlovec A. A 5S ribonucleic acid-protein complex extracted from rat liver ribosomes by formamide. Biochemistry, 1972, v.11, N5, p.2323-2328.

129. Peterson R.C., Doering J.L., Brown D.D. Characterization of two Xenopus somatic 5S DNAs and one major oocyte-specific 5S DNA. Cell, 1980, v.20, N1, p.131-141.

130. Picard B., Wegnez M. Isolation of a 7S particle from Xenopus laevis oocytes: a 5S RNA-protein complex. Proc.Natl.Acad. Sci. USA, 1979, v.76, N2, p.241-245.

131. Pieler Т., Erdmann V.A. Three-dimensional structural model of eubacterial 5S RNA that has functional implications. -Proc.Natl.Acad.Sci.USA,1982, v.79, N11, p.4599-4603.

132. Rabin D., Crothers D.M. Analysis of RNA secondary structure by photochemical reversal of psoralen crosslinks. Nucl* Acids Res., 1979, v.7, N9, p.689-703.

133. Rao Bhandary U.L., Lockard R.E., Reilly R.M. Use of nucleases in RNA sequence and structural analysis . In: Nucleases (Ed. by Linn S.M. and Roberts R.J.), 1982, p.275-289.

134. Richards E.G., Geroch M.E., Simpkins H., Lecanidou R. Optical properties and base pairing of E.coli 5S RNA. Biopoly-mers, 1972, v.11, N8, p.1031-1039.149» Richards E.G., Lecanidou R., Geroch M.E. The kinetics of 5S2

135. RNA from Escherichia coli in the presence of Mg ions. -Eur. J.Biochem., 1973, v.34, N2, p.262-267.

136. Richards P.M., Wyckoff H.W. Bovine pancreatic ribonuclease. In: "The Enzymes" (ed. by Boyer)N.Y., Acad. Press, 1971, IV, p.775-778.

137. Rogg H., Staehelin H. On the specificity of ribonuclease U2. Biochim. Biophys. Acta, 1972, v.262, N2, p.314-319.

138. Rohl R. Proposal for a new "switch" in 5S rENA secondary structure involving 16S rRNA. Biochem. Int., 1982* v.5, N1, p.7-14.

139. Rubin G.M., Sulston J.E. Physical linkage of the 5S cist-rons to the 18S and 28S ribosomal RNA cistrons in Saccaro-myces cerevisiae. J.Mol.Biol., 1973, v.79, N3, p.521-530.

140. Sakonju S., Brown D.D., Engelke D., Ng S.Y., Shastry B.S., Roeder R.G. The binding of a transcription factor to deletion mutants of a 5S ribosomal RNA gene. Cell, 1981, v.23, N4, p.665-669.

141. Sankoff D., Morin A.-M., Cedergren R.J. The evolution of 5S RNA secondary structure. Can.J.Biochem., 1978, v.56, N6, p.440-443.

142. Scherrer К., Darnell J.E. Sedimentation characteristics of rapidly labeled RNA from HeLa cells. Biochem. Biopbys. Res. Commun., 1962, v.7, N6, p.486-490.

143. Selker E.U., Yanofsky C., Driftmier K., Metzehberg R.L., De Weerd B.A., Raj Bhandary U.L. Dispersed 5S RNA genes in

144. N.crassa: structure, expression and evolution. Cell, 1981, v.24, N7, p.819-828.

145. Shapiro R., Conen B.J., Servis R.E. Specific deamination of RNA by sodium bisulphite. Nature, 1970, v.227, N4, p.1047-1048.

146. Shapiro R., Servis R.E., Welcher M. Reaction of uracil and cytosine derivatives with sodium bisulphite. A specific deamination method. J.Amer.Chem.Soc., 1970, v.92, N3, p.422-424.

147. Smoncsits A., Brownlee G.G., Brown R.S., Rubin J.R., Guilley H. New rapid gel sequencing method for RNA. Nature, 1977, v.296, N2318, p.833-836.

148. Singhal R.P. Modification of Escherichia coli glutamate transfer ribonucleic acid with bisulfite. J.Biol.Chem., 1971, v.246, N20, p.5848-5851.

149. Spierer P., Wang C.-C., Marsh T.L., Zimmermann R.A. Cooperative interactions among protein and RNA components of the 50S ribosomal subunit of Escherichia coli. Nucl.Acids Res., 1979» v.6, N7, p.1669-1675.

150. Studnicka G.M., Eiserling F.A., Lake Y.A. A unique secondary folding pattern for 5S RNA corresponds to the lowest energy homologous secondary structure in 17 different pro-karyotes. Nucl.Acids Res., 1981, v.9, N9, p.1885-1905.

151. Stulz J., Ackermann Т., Appel В., Erdmann V.A. Determination of base pairing in yeast 5S and 5»8S RNA by infrared spectroscopy. Nucl.Acids Res., 1981, v.9, N15, p.3851-3861.

152. Sverdlov E.D., Monastyrskaya G.S., Guskova L.I., Levitan T.L., Sheichenko V.I., Budowsky E.I. Modification of cyti-dine residues with a bisulfite-O-methylhydroxylamine mixture. Biochim. Biopbys. Acta, 1974, v.340, N1, p.153-165.

153. Takphashi K. The amino acid sequence of ribonuclease T^. -J.Biol.Chem., 1965, v.240, N21, p.4117-4119.

154. Terao K., Takahashi Y., Ogata K. Differences between the protein moieties of active subunits and EDTA-treated sub-units of rat liver ribosomes with specific references toa 5S rRNA-protein complex. Biochim. Biophys. Acta, 1975, v.402, N2, p.230-237.

155. Tewari D.S., Burma D.P. Incorporation of 5S RNA into 16S-23S RNA complex. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1983, v.114, N1, p.348-354.

156. Thompson J.P., Wegnez M.R., Hearst J.E. Determination of the secondary structure of Drosophila melanogaster 5S RNAby hydxoxymethyltrimethylpsoralen crosslinking. J.Mol. Biol., 1981, v.147, N3, p.417-436.

157. Toots I., Mestpalu A., Villems R., Saarma M. Location of single-stranded and double-stranded in rat liver ribosomal 5S RNA and 5,8S RNA. Nucl.Acids Res., 1981, v.9, N20,p.5331-5343.

158. Toots J,, Misselwitz R., Bohm S., Welfle H., Villems R., Saarma M. Two distinct conformations of rat liver ribosomal 5S RNA. Nucl. Acids Res., 1982, v.10, N11, p.3381-3389.

159. Trifonov E.N., Bolshoi G. Open and closed 5S ribosomal RNA, the only two universal structures encoded in the nucleotide sequences. -J.Mol.Biol., 1983, v.169, N1, p.1-13.

160. Vigne В., Jordan B.R. Partial enzyme digestion studies on Escherichia coli, Pseudomonas chlorella, Drosophila, HeLa and yeast 5S RNAs support a general class of 5S RNA models. J.Mol.Evol., 1977, v.10, p.77-86.

161. Vlassov V.7., Giege R., Ebel J.P. The tertiary structure of1. Pheyeast tRNA in solution studied by phosphodiester bond modification with ethylnitrosourea. PEBS Lett., 1980, v.120, p.12-16.

162. Vogt V.M. Purification and further properties of sihgle-strand-specific nuclease from Aspergillus oryzae. Eur.J. Biochem., 1973,v33, N192, p.200.

163. DeWachter R., Chen M.-W., Vandenberghe A. Conservation of secondary structure in 5S ribosomal RNA: a uniform model for eukaryotic, eubacterial, archaebacterial and organelle sequences iB energetically favourable. Biochemie, 1982, v.64, N2, p.311-329.

164. DeWachter R., Chen M.-W., Vendenberghe A. Equilibria in 5S ribosomal RNA secondary structure. Bulges and interior loops in 5S RNA secondary structure may serve as articulations for a flexible molecule. Eur.J.Biochem., 1984, v.143, p.175-182.

165. Wagner R., Garrett R.A. A new RIJA-RNA crosslinking reagent and its application to ribosomal 5S RNA. Nucl. Acids Res., 1978, v. 5, N11, p.4065-4075.

166. Walker W.F., Doolittle W.F. 5S rRNA sequences from four marine invertebrates and implication for base pairing models of metazoan sequences. Nucl. Acids Res., 1983» v.11, N8, p.5159-5164.

167. Wegnez M., Monier R., Denis M. Sequence heterogeneity of 58 RNA in Xenopus laevis. FEBS Lett., 1972, v.25, N1, p.13-20.

168. Woese C.R., Fox G.E., Zablen L., Uchida Т., Bonen L., Pech-man K., Lewis B.J., Stahl D. Conservation of primary structure in 16S ribosomal RNA. Nature, 1975, v.254, Np.83-86.

169. Wormington V/.M., Bogenhagen D.F., Jordan E., Brown D.D.

170. A quantitative assay for Xenopus 5S RNA gene transcription in vitro. Cell, 1981, v.24, N2, p.809-817.

171. Wormington W.M., Brown D.D. Onset of 5S RNA gene regulation during Xenopus embryogenesis. Developm. Biol., 1981, v.99, N1, p.248-257.

172. Wurst R., Vournakis J., Maxam A. Structure mapping of 5'-labeled RNA with S1 nuclease. Biochemistry, 1978, v. 17, N10, p.4493-4499.

173. Zimmermann J., Erdmann V.A. Binding sites of E.coli and B. s tear о t hemophilus ribosomal proteins on B.stearotermo-philus 5S RNA. Nucl.Acids Res., 1978, v.5, N7, p.2267-2288.

174. Zimmermann J., Erdmann V.A. Identification of Escherichia coli and Bacillus stearothermophillus ribosomal protein binding sites on Escherichia coli 5S RNA. Molec.General Genet., 1978, v.160, p.247-257. . "

175. Выражаю глубокую признательность Баеву Александру Александровичу за внимание и интерес к работе; Тимофеевой Маргарите Яковлевне - моему научному руководителю, за огромную помощь в решении многих проблем - научных и повседневных;

176. Киселеву Льву Львовичу за предоставленную возможность плодотворного сотрудничества и за ценные советы при обсуждении этой работы.

177. Особую благодарность выражаю Мазо Александру Максовичу, руководство которого обеспечило успешное проведение всех структурных исследований 5 sрРНК; Машковой Тамаре Дмитриевне за полученную высокую школу биохимической работы.