Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Определение структуры комплексов рибосомных белков S8 и L5 с фрагментами 16S и 5S pРНК и анализ РНК-белковых взаимодействий

ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Никонов, Олег Станиславович

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Общие принципы формирования РНК-белковых комплексов.

1.2. роль различных взаимодействий в рнк-бежовом связывании.

1.2.1. Электростатические взаимодействия.

1.2.2. Водородные связи.

1.2.3. Вандерваалъсовы взаимодействия.

1.2.4. Стекинг-взаимодействия.

1.2.5. Гидрофобные взаимодействия.

1.2. 6. Влияние точности определения координат атомов на классификацию взаимодействий.

1.3. Наиболее распространенные типы РНК-белковых взаимодействий в РНК-белковых комплексах.

1.3.1. Белки, связывающиеся с желобками РНК.

1.3.2. Белки, связывающиеся с РНК при помощи J3-листов.

1.4. РИБОСОМНЫЕ БЕЛКИ И ИХ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ с РРНК.

1.4.1. Особенности структур рибосомных белков.Распределение белков в рибосоме.

1.4.2. Взаимодействия рибосомных белков с рРНК.

1.4.3. Белок-белковые взаимодействия в рибосоме.

1.4.4.Первично связывающиесярибосомные белки.

1.4.5. Выделение узнающих модулей на контактирующих поверхностях белков и РНК в структурах РНК-белковых комплексов.

2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

2.1. Комплекс рибосомного белка S8 с фрагментом 16S ррнк.

2.1.1. Общая характеристика.

2.1.2. Сбор и анализ дифракционных данных.

2.1.3. Определение экспериментального набора фаз и построение модели.

2.1.4. Структура рибосомного белка MjaS8.

2.1.5. Структура 37- нуклеотидного фрагмента 16SрРНК.

2.2. Комплекс рибосомного белка L5 с фрагментом 5S рРНК.

2.2.1. Общая характеристика.

2.2.2. Сбор и анализ дифракционных данных.

2.2.3. Определение экспериментального набора фаз и построение модели.

2.2.4. Структура белка L5 из Т. thermophilus.

2.2.5. Структура фрагмента 5SрРНК.

2.2.6. РНК-белковые взаимодействия.

3. СРАВНИТЕЛЬНЫЙ АНАЛИЗ СТРУКТУР СВОБОДНЫХ БЕЛКОВ И ИХ КОМПЛЕКСОВ С рРНК ИЗ РАЗЛИЧНЫХ ОРГАНИЗМОВ.

3.1 Сравнительный анализ известных структур рибосомного белка S8 и его комплексов с 16S рРНК.

3.1.1. Выделение РНК-узнающих модулей на поверхностях белка S8 и 16SpPHK.

3.1.2. Структурные и эволюционные ограничения центральной части спирали 2116S рРНК.

3.1.3. Динуклеотидная платформа рРНК и пятипептидный мотив (S/T)-T-(S/T)-X-G белка S8.

3.2. Сравнительный анализ известных структур рибосомного белка L5 и его комплексов с 5S рРНК.

3.2.1. Узнающие модули на поверхностях белка L5 и 5SрРНК.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Определение структуры комплексов рибосомных белков S8 и L5 с фрагментами 16S и 5S pРНК и анализ РНК-белковых взаимодействий"

Многие фундаментальные процессы жизнедеятельности клеток связаны с взаимодействиями белков и нуклеиновых кислот. Биологическая значимость этих взаимодействий стала очевидной уже на ранних этапах развития молекулярной биологии. Способность молекул ДНК и белка узнавать друг друга постоянно и интенсивно исследовалась, и в настоящий момент имеется множество пространственных структур ДНК-белковых комплексов атомного разрешения. Биохимические и термодинамические исследования, проводимые параллельно с определением структур, позволили детально изучить механизмы специфического узнавания ряда белков-репрессоров, регулирующих транскрипцию, и различных нуклеаз, расщепляющих ДНК по строго определенным участкам последовательности (так называемых, рестриктаз). Примерно в то же время было показано, что наиболее существенным для точной экспрессии генов является энзиматическое связывание аминокислоты с тРНК, при котором имеет место специфическое опознавание белком (аминоацил-тРНК-синтетазой) соответствующей тРНК (Berg & Ofengand, 1958). Важность узнавания белком специфических сайтов на рибосомной РНК на ранних стадиях сборки рибосом была продемонстрирована в опытах по реконструкции рибосомных субчастиц (Traub & Nomura, 1969; Nomura, 1973; Powers, Daubresse and Noller, 1993; Fredrick, Dunny and Noller, 2000).

Однако, до сих пор взаимодействия белков с РНК поняты гораздо хуже, чем взаимодействия белков с ДНК. Две основные причины оказали сдерживающее влияние на эти исследования. Во-первых, до недавнего времени было определено всего около 20 структур комплексов, включающих белки и тРНК или белки с небольшими фрагментами рРНК (Draper, 1999). Этот ограниченный экспериментальный материал был недостаточен для выявления статистически достоверных закономерностей РНК-белкового узнавания и связывания. Трудности получения и кристаллизации РНК-белковых комплексов значительно усугубляли эту проблему. Во-вторых, если ДНК-белковые интерфейсы обычно включают небольшой участок двухспиральной ДНК с жесткой структурой, который лишь иногда может слегка изгибаться, то из-за способности РНК образовывать сложную пространственную структуру, РНК-белковые интерфейсы могут содержать удаленные по последовательности основания и части сахаро-фосфатного остова. Выявление таких участков методами биохимии и точечного мутагенеза является трудной экспериментальной задачей. Таким образом, сложность и разнообразие структур РНК4 белковых интерфейсов и ограниченность экспериментальных данных существенно замедлили исследования РНК-белковых взаимодействий.

Экспериментальная основа для изучения взаимодействий белков и РНК значительно расширилась в результате недавнего прорыва в структурных исследованиях рибосомы и определения с атомным разрешением структур рибосомных субчастиц. Рибосома представляет собой сложную молекулярную машину, которая отвечает за синтез белка в клетках всех организмов. Она состоит из двух субчастиц, которые вместе содержат свыше пятидесяти различных белков, связанных с высокополимерными молекулами рибосомной РНК. Недавно были определены с атомным разрешением кристаллические структуры большой (Ban et al, 2000) и малой (Wimberly el al, 2000; Schluenzen et al., 2000) рибосомных субчастиц из археи Haloarcula marismortui и экстремально термофильной бактерии Thermus thermophilus, соответственно. Эти структуры предоставляют большой объем данных для анализа механизмов РНК-белкового узнавания. Значительный вклад в понимание РНК-белковых взаимодействий дали также исследования изолированных комплексов между фрагментами рибосомных РНК и рибосомными белками (Conn etal, 1999; Мао et al., 1999; Wimberly et al., 1999; Stold etal., 1999; Lu and Steitz, 2000; Nikulin et al, 2000; Agalarov et al, 2000; Fedorov et al., 2001; Tishchenko et al, 2001; Perederina et al, 2002). Структуры пяти из этих комплексов определены в Институте белка РАН. В диссертации представлены структуры комплексов рибосомных белков S8 и L5 с фрагментами 16S и 5S рибосомных РНК, соответственно, и проведен детальный анализ структурных и функциональных особенностей РНК-белковых интерфейсов в этих комплексах.

1. Обзор литературы

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Никонов, Олег Станиславович

1. Определена структура комплекса белка S8 с фрагментом 16S рибосомной РНК из apxQnMethanococcus jannaschii с разрешением 2.6 к.2. Определена структзфа гибридного комплекса белка L5 из бактерии Thermus.thermophilus с фрагментом 5S рибосомной РНК из Escherichia соИ с разрешением

3. Показано, что белки S8 и L5 взаимодействуют с мелким желобком РНК, который в комплексе S8/16S рРНК уширяется, а в комплексе L5/5S рРНК вырождается в одну из граней трехгранной пирамидальной структуры.4. Проведен сравнительный анализ полученных структур известных структур гомологичных комплексов и свободных белков.5. На взаимодействующих поверхностях белков S8 и L5 выделены структурно инвариантные участки, предположительно ответственные за узнавание белками своего места на рРНК (узнающие модули).

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Никонов, Олег Станиславович, Пущино

1. С В . Никонов, Н.А.Невская, Н.П. Фоменкова, А.Д. Никулин, Р.В. Федоров,

2. И.А.Елисейкина, С В . Тищенко, М.Б. Гарбер (1999), "Структурные исследованиябактериальньк рибосомных белков" Поверхность. Рентгеновские синхротронные и нейтронные исследования, 2, 6-9.

3. Agalarov, S., Prasad, G.S., Funke, P .M. , Stout, C D . , Williamson, J.R. (2000). Structure of the

4. SI 5, S6, S18-rRNA complex: Assembly of the 308 ribosome central domain. Science, 288, 107112.

5. Main , F.H., Gubser, C C , Howe, P.W., Nagai, K. , Neuhaus, D. and Varani, G. (1996).

6. Specificity of ribonucleoprotein interaction determined by R N A folding during complexformation. Nature, 380, 646-650.

7. Allain, F. H . and Varani, G. (1995). Structure of the P1 helix from group I self-sphcing introns.1. J.MolBiol. 250,333-353.

8. Allain, F.H., Howe, P.W., Neuhaus, D. and Varani, G. (1997). Structural basis of the RNAbinding specificity of human и 1A protein. £MS(7 J., 16, 5764-5772.

9. Allers, J. and Shamoo, Y . (2001). Srtucture-based analysis of protein-RNA interactions using theprogram ENTAGLE . J. Mol. Biol, 311, 75-86.

11. Amidon, G.L., Anik, S. and Rubin, J. (1975). In "Structure and conformation of nucleic acidsand protein - nucleic acid interactions" (M. Sundralingham and S.T. Rao, eds., p. 729, Univ. 1. Park Press, Baltimore.

12. Auffinger, P. & Westhof, E. (2001). Water and ion binding around r(UpA)12 and d(TpA)12oligomers, comparison with R N A and D N A (CpG)12 duplexes. J. Mol Biol 305, 1057-1072.

13. Bailey, S. (1994). The CCP4 suit: Programs for protein crystallography. Acta Cryst., D50, 760763.

14. Ban, N . , Nissen, P., Hansen, J., Moore, P.B., & Steitz, T.A. (2000).The complete atomicstructure of the large ribosomal subunit at 2.4 Ä resolution. Science, 289, 905-920 .

15. Batey, R.T. and Williamson, J.R. (1998). Effect of polyvalent cations on the folding of an R N Athree-way junction and binding of ribosomal protein S15. RNA, 4, 984-997.

16. Battiste, J.L., Vao, H. , Rao, N.5-, Tan, R., Muhandiram, D.R., Kay, L .E . , Frankel, A .D . and

17. Williamson, J.R; (1996) a-helix major groove recognition in an H l V - l Rev peptide - RRE R N Acomplex. Science, 273, 1547-1551.

18. Berg, P. and Ofengand, E.J.(1958). An enzymatic mechanism for linking amino acids to RNA.

19. Proa Natl. Acad. Sei. USA, 44,78-86.

20. Bogdanov, A .A . , Dontsova, O.A., Dokudovskaya, S.S. and Lavrik, I.N. (1995). Structure andfunction of 5S rRNA in the ribosome. Bichem. Cell Biol, 13, 869-876.

21. Brunei, C , Romby, P., Westhof, E., Ehresmann, & Ehresmann, В. (1991). Three-dimensionalmodel of Escherichia coli ribosomal 5S R N A as deduced from structure probing in solution and computer modeling. J Mol Biol 111, 293-308.

22. Brünger, A.T., Adams, P.D., Clore, G., DeLano, W.L., Gros, P., Grosse-Kunstleve, R. W., Jiang,

23. J-S., Kuszewski, J., Nilges, M . , Pannu,N.S., Read, R.J., Rice, L . M . , Simonson, T. and Warren,

24. G.L. (1998). Crystallography and N M R system: a new software suite for macromolecularstructure determination. Acta CrystallogrJ)54, 905-921.

25. Burley, S.K. and Petsko, G.A. (1988). Weakly polar interactions in proteins. Adv. in Prot.1. Chem., 39, 125-189.

27. R N A tertiary structure mediation by adenosine platforms. Science, 113, 1696-1699.

28. Cavarelli, J., Rees, B. , Ruff, M . , Thierry, J.-C. and Moras, D. (1993). Yeast tRNA^^ recognitionby its cognate class II aminoacyl-tRNA synthetase. A'afMre, 362, 181-184.

29. Conn, G.L., Draper, D.E., Lattman, E.E. and Guttis, A.G. (1999). Crystal structure of aconserved ribosomal protein-RNA complex, xyczewce, 284, 1171-1174.

30. Correll, C. C , Freeborn, B., Moore, P.B. and Steitz, T.A. (1997). Metals, motifs and recognitionin the crystal structure of a 5S rRNA domain. Cell, 91,705-712.

31. Correll, C.C., Munishkin, A. , Chan, Y .L . , Ren, Z., Wool, I.G. and Steitz, T.A. (1998). Crystalstructure of the ribosomal R N A domain essential for binding elongation factors. Proc. Natl

33. Crowder, S.M., Kanaar, R., Rio, D.C. and Alber, T. (1999). Absence of interdomain contacts inthe crystal structure of the RNA-recognition motifs of Sex-lethal. Proc.Natl Acad. Sci. USA, 96, 4892-4897.

34. Cruickshank, D.W.J. (1999). Remark about protein structure precision. Acta Crysl, D55, 583601.

35. Dallas, A. and Moore, P. B. (1997). The loop E - loop D of Escherichia coli 5S rRNA: thesolution structure reveals an unusual loop that may important for binding ribosomal proteins. 1. Structure, 5, 1639-1653.

36. Davis, C , Ramakrishnan, Y . & White, S. W. (1996). Structural evidence for specific S8-RNAand S8-protein interactions within the 30 S ribosomal subunit; ribosomal protein S8 from

37. Bacillus stearothermophilus at 1.9 A resolution. Structure, 4, 1093-1104.

38. Draper, D.E. (1999). Themes in RNA-protein recognition. J. Mol Biol. 293, 255-270.

39. Ennifar, E., Nikulin, A., Tishchenko, S., Serganov, A., Nevskaya, N . & Garber, M . etal (2000).

40. The crystal structure of U U C G tetraloop. J. Mol Biol 304, 35-42.

41. Erdmann, V.A. , Appel, В., Digweed, M . , Kluwe, D., Lorennz, S., Luck, A. , Schreiber, A . and

42. Schuster, L . (1980). Structure and function of 5S and 5.8S ribosomal RNAs. In Genetics and

43. Evolution of R N A Polymerase, tRNA and ribosomes, edited by S.Osawa, H.Ozeki, H.Uchida &

44. T.Yura, \Jniversity of Tokyo press, pp. 553-568.

45. Fedorov, R., Nevskaya, N . , KhairuUina, A. , Tishchenko, S., Mikhailov, A. , Garber, M and

46. Nikonov, S. (1999). Structure of ribosomal protein L30 from Thermus thermophilus at 1.9 Aresolution: conformational flexibility of the molecule. Acta Cryst. D55, 1827-1833.

48. Structure of ribosomal protein TL5 complexed vdth R N A provides new insights into the CTCfamily of stress proteins. Acta Cryst. D57, 968-976.

49. Fersht, A.R., Shi, J.-P., Knill-Jones, J., Lowe, D .M. , Wilkinson, A.J., Blow, D .M. , Brick, P.,

50. Carter, P., Waye, M . M . Y . and Winter, G. (1985). Hydrogen bonding and biological specificityanalysed by protein engineering. Nature (London), 314, 235-238.

51. Fredrick K, Dunny G M , NoUer HF. (2000). Tagging ribosomal protein S7 allows rapididentification of mutants defective in assembly and function of 30 S subunits. J. Mol. Biol. 298, 379-94.

52. Garrett, R.A. and NoUer, H.F. (1979). Structures of complexes of 5S rRNA with ribosomalproteins L5, LIS and L25 from Escherichia coli: identification of kethoxal-reactive site on the 5S rRNA. J. Mol Biol, 132, 637-648.

53. Gongadze, G.M. , Tishchenko, S.V., Sedelnikova, S.E. and Garber, M . B . (1993). Ribosomalproteins, TL4 and TL5, from Thermus thermophilus form hybrid complexes with 5S ribosomal

54. RNA from different microorganisms. FEBSLett 530:46-48.

55. Gongadze, G.M., Perederina, A.A. , Meshcheryakov, V.A. , Fedorov, R.V. , Moscalenko, S.E.,

56. Rak, A .v . , Serganov, A.A. , Shcherbakov, D.Y. , Nikonov, S.V., Garber, M .B . (2001). The

57. Thermus thermophilus 5S rRNA-protein complex: Identification of specific binding sites forproteins L5 and LIS in the 5S rRNA. Molecular Biology (Moscow), 35, 521-526.

58. Course, R.L., Thurlow, D.L. , Gerbi, S.A. and Zimmermann, R.A. (1981). Specific binding of aprokaryotic ribosomal protein to a eukaryotic ribosomal RNA: implication for evolution and autoregulation. Proc. Natl. Acad. Set USA, 78, 2722-2726.

59. Gregory, R. J., Cahill, P. B. F., Thurlow, D. L. & Zimmermann, R. A. (1988). Interaction of

60. Escherichia coli ribosomal protein S8 with its binding sites in ribosomal R N A and messenger

62. Ha, T., Zhuang, X. , Kim, H.D., Orr, J.W., Williamson, J.R. and Chu, S. (1999). Ligand-inducedconformational changes observed in single R N A molecules. Proc. Natl Acad. Sei. USA, 96, 9077-9082.

63. Hall, K .B . (1994). Interaction of R N A hairpins with the human U l A N-terminal RNA-bindingdomain. Biochemistry, 33, 10076-1088.

64. Handa, R., Nureki, O., Kurimoto, K. , Kim, I., Sakamoto, H. , Shimura, J., Muto, J. and

65. Yokoyama, S (1999). Structural basis for recognition of the tra mRNA precursor by the sex-letalprotein. Nature, 398, 579-585.

66. Harms,!., Schluenzen, F., Zarivach, R , Bashan, A. , Gat Sharon, Agmon, I., Bartels, H. ,

67. Franceschi, F., Yonath, A. (2001). High resolution structure of the large ribosomal subunit frommesophihc eubacterium. CeU, 107, 679-688.

68. Held, W.A., Ballow, B., Mizushima, S. and Nomura, M . (1974). Assembly mapping of 30Sribosomal proteinsfrom£'. coli. Further studies. J.Mol Chem., 249, 3103-3111.

69. Home, J.R. and Erdmaim, V . A . (1972). Isolation and characterization of 5S RNA-proteincomplexes from Bacillus stearothermophilus and Escherichia coli ribosomes. Molec Gen Genet 119, 337-344.

70. Howe, P.W., Allain, F.H., Varani, G. and Neuhaus, D. (1998). Determination of the N M Rstructure of the complex between U l A protein and its R N A polyadenylation inhibition element. 1. J. Biomol NMR, 11, 59-84.

71. Jones, T. A. , Zou, J.-Y., Cowan, S. W. & Kjeldgaard, M . (1991). Improved methods for thebuilding of protein models in electron density maps and the location of errors in these. Acta

73. Jones, S., Daley, D.T.A., Luscombe, N .M . , Berman, H .M . and Thornton, J.M. (2001). Protein

74. R N A interactions; a structural analysis. Nucl. Acid Res., 29, 943-954.

75. Kalurachchi, K. , Uma, K. , Zimmermann, R. A . & Nikonowicz, E. P. (1997). Structural featuresof the binding site for ribosomal protein S8 in Escherichia coli 16 S rRNA defined using N M R spectroscopy. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 94, 2139-2144.

76. Ma, B., Kumar, S., Tsai, C.-J. andNussinov, R.(1999). Protein eng. 12, 713-720.

78. Мао, Н., White, S. and Williamson, J.R. (1999). A novel loop-loop recognition motif in theyeast ribosomal protein L30 autoregulatory R N A complex. Nat. Str. Biol., 6, 1139-1147.

79. Matthews, B. W. (1968). Solvent content of protein crystals. J. Mol Biol, 33, Ш-А91.

80. Misra, V .K . and Draper, D.E. (2001), A thermodynamic framework for Mg^"^ binding to RNA.

81. Proc. Natl Acad. Sci USA, 98, 12456-12461.

82. Moine, H. , Cachia, C , Westhof, E., Ehresmann, B . & Ehresmann, C. (1997). The R N A bindingsite of SSribosomal protein of Escherichia coli: Selex and hydroxyl radical probing studies. 1. RNA, 3, 255-268.

85. Minimal 16 S rRNA binding site and role of conserved nucleotides \n Escherichia coli ribosomalprotein S8 recognition. Eur. J. Biochem. 215, 787-792.

87. Navaza, J. (1994). AmoRe: An automated package for molecular replacement. Acta Crystallogr,1. A50, 157-163.

88. Nevskaya, N , Tishchenko, S., Paveliev, M . , Smolinskaya, Y . , Fedorov, R., Piendl, W.,

89. Nakamura, Y . , Toyoda T., Garber M . and Nikonov, S. (2002). Structure of ribosomal protein L Ifrom Methanococcus thermolithotrophicus. Functionally important structural invariants on the L I surface. Acta Cryst., D58, 1023-1059.

90. Nierhaus, K . H . and Dohme, F. (1974). Total reconstitution of functionally active 50S ribosomalsubunitsfrom£. coli. Proc.Natl.Acad. Set USA, 71, 4713-4717.

91. Nikulin, A. , Serganov, A., Eimifar, E., Tishchenko, S., Nevskaya, N . , Shepard, W., Portier, C ,

92. Garber, M . , Ehresmann, B., Ehresmann, C , Nikonov, S. and Dumas, P. (2000). Crystal structureof the S15-rRNA complex. Nat. Sir. Biol. 7, 273-277. 157-163.

93. Nissen, P., Hansen, J., Ban, N . , Moore, P.B. & Steitz, T.A. (2000). The structural basis ofribosomal activity in peptide bond synthesis. Science, 289, 920-930.

94. Nomura, M . and Erdmann, V .A. (1970). Reconstitution of 50S ribosomal subunits fromdissociated molecular components. Nature, 228, 744-748.

95. Nomura, M . (1973). Assembly of bacterial ribosomes. Science, 179, 864-873.

96. Omstein, R.L. (1989). C H - X hydrogen-bonded pseudo-Watson-Crick base pairing with 7dezanebularin and canonicalbases in D N A and RNA. Prog. Clin. Biol. Res., 289, 131-142.

97. Otwinowski, Z. & Minor, W. (1997). Processing of X-ray diffraction data collected in oscillationmodQ. Methods Enzymol. 276, 307-326.

98. Oubridge, S., Ito, N , Evans, P.R., Teo, C.-H. and Nagai, K. (1994). Crystal structure at 1.92 Aresolution of the RNA-binding domain of the U l A spliceosomal protein complexed with an

100. Perederina, A. , Nevskaya, N . , Nikonov, 0., Nikulin, A., Dumas, P., Yao, M . , Tanaka, I., Garber,

101. M . , Gongadze, G. and Nikonov, S. (2002). Detailed analysis of RNA-protein interactions withinthe bacterial ribosomal protein L5/5S rRNA complex. ША, 8, 1548-1557.

102. Perez-Canadillas, J .-M. and Varani, G. (2001). Recent advances in RNA-protein recognition.

103. Curr. Opin. InStruc. Biol, 11, 53-58.

104. Powers T, Daubresse G, Noller HF.(1993) Dynamics of in vitro assembly of 16 S rRNA into 30

105. S ribosomal subunits. J Mol Biol ,231(2), 362-74.

106. PugHsi, J.D., Chen, L. , Blanchard, S. and Frankel, A .D. (1995). Solution structure of a bovineimmunodeficiency virus Tat-TAR peptide-RNA complex. Science, 270, 1200-1203.

107. PugUsi, E .V. , Green, R., Noller, H.F. and Puglisi, J.D.(1997). Srtucture of a conserved R N Acomponent of the peptidyl transferase center. Nat. Struct. Biol, 4, 775-778.

108. Ramakrishnan, V . (1986). Distribution of protein and R N A in the 30S ribosomal subunit.1. Science, 231,1562-1564.

109. Röhl, R. and Nierhaus, K . H . (1982). Assembly map of the large subunit (50S) of E. coliñbosomes. Proc.Natl.Acad. Sei. USA, 79, 729-733.

110. Rossmann, M . G . and Johnson, I.E. (1989). Icosahedral R N A virus structure. Annu. Rev.1. Biochem., 58, 533-573.

111. Schluenzen, F., Tocilj, A. , Zarivach, R., Harms, J., Gluehmann, M . , Jannel, D., Bashan, A. ,

112. Bartels, H . , Agmon, I., Franceschi, F and Yonath, A. (2000). Structure of fiinctionally activatedsmall ribosomal subunit at 3.3 A resolution. Cell, 102, 615-623.

113. Serdyuk, I.N. and Grenader, A .K . (1975). Joint use of light, X-ray and neutron scattering forinvestigation R N A and protein mutual distribution within the 5OS particle of E.coli ribosomes. 1. FEES kit., 59, 133-136.

115. Sergiev, P.v., Bogdanov, A.A. , Dahlberg, A .E . and Dontsova, O. (2000). Mutations at position

116. A960 of E. coli 23S ribosomal R N A influence the structure of 5S ribosomal R N A and thepeptidyltransferase region of 23S ribosomal RNA. J. Mol Biol, 299,379-389.

117. Sergiev, P., Dokudovskaya, S., Romanova, E., Topin, A., Bogdanov, A., Brimacombe, R. &

118. Dontsova, O. (1998). The environment of 5S rRNA in the ribosome: cross-links to the GTPaseassociated area of 23S rRNA. Nucleic Acids Res, 26, 2511-2525.

119. Sharp, K .A. , Honig, B. and Harvey, S.C. (1990). Electrical potential of transfer RNAs; codonanticodon recognition. Biochemistry, 29, 340-346.

120. Stanley, J., SUof, P. and Ebel, J.-P. (1978). The binding site of ribosomal protein L I from

121. Escherichia coli on the 23 S ribosomal R N A from Bacillus stearothermophilus. A possible basepairind scheme differing from that proposed fo rÄ coli. Eur. J. Biochem., 85, 309-316.

122. Stem, S., Weiser, B. and Noller, H.F. (1988). Model for the three-dimensional folding of 16Sribosomal RNA. J. Mol Biol, 204, 447-481.

124. Szymanski, M . , Barciszewska, M.Z. , Erdmann, V .A . , Barciszewski, J. (2002). 5S ribosomal^kd3i2i\iZ.&Q. Nucleic Acids Res, 30, 176-178.

126. Tan, R. and Frankel, A . D (1995). Structural variety of arginine-rich RNA-binding peptides.

127. Proc. Natl Acad. Scl USA, 92, 5282-5286.

128. Thakurta, D.G. and Draper, D.E. (2000). Contribution of basic residues to ribosomal protein L I 1recognition of RNA. J. Mol Biol, 295, 569-580.

129. Tinoco, I.J. and Bustamante, C. (1999). How R N A folds. J. Mol Biol 293, 271-281.

130. Tishchenko, S., Nikulin, A. , Fomenkova, N . , Nevskaya, N . , Nikonov, O., Dumas, P., Moine, H. ,

131. Ehresmann, B., Ehresmann, C , Piendl, W., Lamzin, V. , Garber, M . and Nikonov S. (2001).

132. Detailed analysis of RNA-protein interactions vdthin the ribosomal protein S8-rRNA complexfrom the archaeaon Methanococcus jannaschil J. Mol Biol, 311, 311-324.

133. Traub, P. and Nomura, M . (1968). Structure and function of Escherichia coH ribosomes. I. Partialfunction of the functionally active ribosomal proteins and reconstitution of artificial subribosomal particles. J. Mol Biol, 34, 575-593.

134. Traub, P. and Nomura, M . (1969). Structure and function of Escherichia coli ribosomes. VI.

135. Mechanism of assembly of 30S ribosomes studied in vitro. J. Mol Biol, 40, 391-413.

136. Treiber, D.K. and Williamson, J.R. (1999). Exposing the kinetic traps in R N A folding. Curr.

138. Treger, M . and Westhof, E. (2001). Statistical analysis of atomic contacts at RNA-proteinintQTfacQS. J. Mol Recognit., 14, 199-214.

139. Valdar, W.S. and Tomton, J .M. (2001). Conservation helps to identify biologically relevantcrystal contacts. J. Mol Biol, 313, 399-416.

140. Van Gilst, M.R., Rees, W.A., Das, A. and von Hippel, P.H. (1997). Complexes of Nantitermination protein of phage lambda with specific and nonspecific R N A target sites on the mscenttvmscnpt. Biochemistry, 36, 1514-1524.

141. Varani, G. (1997). RNA-protein intermolecular recognition, ^ cc. Chem. Res., 30, 189-195.

142. Weeks, K . M . and Cech, T.R. (1996). Accembly of a ribonucleoprotein catalyst by tertiallystructure capture. Science, 271, 345-348.

143. Wimberly, B.T., Brodersen, D.E., demons, W . M . , Morgan-Warren, R.J., Carter, A.P.,

144. Vonrhein, C. et al. (2000). Structure of the 30S ribosomal subunit. Nature, 407, 327-339.

146. Williamson, J. R. (2000). Induced fit in RNA-protein recognition. Nat Struc. Biol, 1, 834-840.

147. Wu, M . and Tinoco, I. J. (1998). R N A folding causes secondary structure rearrangement. Proc.

148. Natl Acad. Scl USA, 95, 11555-11560.

149. Wuyts, J., De Rijk, P., Van de Peer, Y . , Pison, G., Rousseeuw, P. & De Wächter, R. (2000).

150. Comparative analysis of more than 3000 sequences reveals the existence of two pseudoknots inarea V4 of eukaryotic small subunit ribosomal RNA. Nucl Acids Res. 28, 4698-4708.

151. Ye, X . , Kumar, R.A. and Patel, D.E. (1995). Molecular recognition in immunodeficiency virus

152. Tat peptide - TAR R N A complex. Chem. Biol, 2, 827-840.

154. Yonath, A., Mussig, G., Tesche, B. , Lorenz, S., Erdmann, Y.a. and Wittmann, H.G. (1980).

155. Crystallization of the large ribosomal subunits from Bacillus stearothermophilus. Biochem. Int,1, 428-435.

156. Yusupov, M . M . and Spirin, A.S. (1986). Are the proteins between the ribosomal subunits? Hottritium bombardment experiments. FEBS letters, 197, 229-233. 1. Благодарности

157. Выражаю искреннюю благодарность моим наз^ным руководителям Марине

158. Борисовне Гарбер и Наталие Александровне Невской за чуткое руководство,всестороннюю помощь в работе и в подготовке диссертации, за ценнейшие советы и рекомендации.

159. Огромное спасибо всем сотрудникам лаборатории структурных исследованийаппарарата трансляции, в которой я имею честь работать, за создание дружеской, плодотворной рабочей обстановки, которая в огромной степени способствовала выполнению данной работы.

160. Особзто благодарность хочу выразить сотрудникам группы структурныхисследований рибосомных белков и лично ее руководителю Станиславу Владимировичу

161. Никонову за мое обучение методам рентгеноструктурного анализа и помощь в работе.

162. Хочу так же поблагодарить Алексея Донатовича Никулина, Светлану Викторовну

163. Тищенко, Анну Анатольевну Передерину, и всех кто участвовал в данной работе, заличный пример, постоянную поддержку и содействие.