Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Синтез эктоина аэробными метилотрофными бактериями: биохимические и генетические аспекты

ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Решетников, Александр Сергеевич

Список сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Общая характеристика аэробных метилотрофных бактерий.

1.1. Особенности метаболизма метилотрофных бактерий.

1.2. Центральный метаболизм.

Глава 2. Галофильные микроорганизмы.

2.1. Осмоадаптация.

2.2. Гиперосмотический шок.

2.3. Спектр совместимых растворимых веществ.

2.3.1. Органические анионные осмолиты.

2.3.2. Незаряженные осмолиты.

2.3.3. Цвиттерионные осмолиты.

2.4. Системы транспорта осмолитов.

2.5. Пути биосинтеза осмолитов.

2.5.1. Биосинтез эктоина и гидроксиэктоина.

2.5.2. Гены биосинтеза эктоина.

2.6. Галофильные метанотрофы и метилобактерии.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 3. Материалы и методы исследования.

3.1. Культивирование бактерий.

3.2. Получение бесклеточных экстрактов и определение концентрации белка.

3.3. Определение активности ферментов.

3.4. Выделение и анализ осмопротекторов.

3.5. Молекулярно-биологические методы.

3.5.1. Выделение геномной ДНК.

3.5.2. Выделение РНК и ПЦР с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР).

3.5.3. Расщепление ДНК эндонуклеазами рестрикции.

3.5.4. Очистка фрагментов ДНК.

3.5.5. Лигирование фрагментов ДНК.

3.5.6. Получение компетентных клеток и их трансформация.

3.5.7. Выделение плазмид из рекомбинантпых клонов.

3.5.8. Создание праймеров и полимеразные цепные реакции.

3.5.9. Коньюгация.

3.6. Определение и анализ нуклеотидов.

3.7. Клонирование и экспрессия генов.

3.8. Выделение и очистка белков.

3.9. Определение физико-химических свойств ферментов.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Глава 4. Идентификация и характеристика генов биосинтеза эктоина у метилотрофных бактерий.

4.1. Накопление эктоина гало- и галоалкалофильными метанотрофами.

4.2. Идентификация генов, кодирующих ферменты биосинтеза эктоина у Methylomicrobium alcaliphilum 20Z.

4.3. Экспрессия eclADC генов из Mm. alcaliphilum 20Z в Е. coli.

4.4. Идентификация генов, кодирующих ферменты биосинтеза эктоина у Methylomicrobium keniense AMOl.

4.5. Идентификация генов, кодирующих ферменты биосинтеза эктоина у Methylophaga alcalica М8.

4.6. Идентификация генов, кодирующих ферменты биосинтеза эктоина у Methylophaga thalassica МТ.

4.7. Сравнительный анализ генов биосинтеза эктоина у метилотрофных бактерий.

Глава 5. Клонирование и экспрессия генов биосинтеза эктоина из

Methylomicrobium alcaliphilum 20Z.

5.1. Клонирование и очистка рекомбинантной ДАБ-аминотрансферазы.

5.2. Клонирование и очистка рекомбинантной эктоинсинтазы.

5.3. Клонирование, очистка и первичная характеристика рекомбинантной ДАБ-ацетилтрансферазы.

5.4. Клонирование и очистка рекомбинантной аспартаткиназы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Синтез эктоина аэробными метилотрофными бактериями: биохимические и генетические аспекты"

Актуальность проблемы. Микроорганизмы, существующие в условиях высокой солености, для поддержания осмотического равновесия между клеткой и внешней средой накапливают в клетках неорганические ионы или низкомолекулярные органические соединения - осмолиты или осмопротекторы. Стратегию осмоадаптации, связанную с аккумуляцией органических осмопротекторов - веществ, совместимых с основными метаболическими процессами в клетках, реализуют многие умеренно галофильные прокариоты. Среди них недавно обнаружены аэробные метилотрофные бактерии, выделенные из (гипер)соленых и щелочных водоемов (Khmelenina et al., 1999; Kalyuzhnaya et al., 2001; Doronina et al., 2003), использующие в качестве источников углерода и энергии метан (метанотрофы) или его окисленные и замещенные производные (метилобактерии). Установлено, что аэробные галофильные метилотрофы накапливают циклическую иминокислоту эктоин (1,4,5,6-тетрагидро-2-метил-4-пиримидин карбоксилат), глутамат и сахарозу (Khmelenina et al., 1999).

Биосинтез эктоина, широко распространенного в микробном мире осмопротектора, у гетеротрофных галофильных бактерий начинается реакцией трансаминирования L-аспартилполуальдегида с последующим ацетилированием образующегося L-2,4-диаминобутирата (ДАБ) и завершается циклизацией М-ацетил-Ь-2,4-ДАБ в эктоин (Galinski, 1995). В последние годы предпринимаются попытки детального изучения свойств ферментов и генов этого биохимического пути, что обусловлено практическими задачами получения эктоина, перспективного биопротектора, используемого в медицине и косметике, а также в научной практике в качестве водоудерживающего средства и стабилизатора биомолекул и целых клеток.

Специфические ферменты, катализирующие реакции биосинтеза эктоина - ДАБ-ацетилтрансфераза (EctA), ДАБ-аминотрансфераза (EctB) и эктоинсинтаза (EctC), частично охарактеризованы только у Halomonas elongata (Ono 'et al., 1998). Гены, кодирующие эти ферменты, идентифицированы у ряда гетеротрофных и автотрофных галофильных прокариот, установлено расположение данных генов в одном опероне ectABC. Однако соответствующие сведения о свойствах ферментов и организации генов биосинтеза эктоина у галофильных метилотрофных бактерий отсутствуют. В связи с вышеизложенным представлялось актуальным провести исследование ферментов и генов биосинтеза эктоина у гало(алкало)фильных метилотрофов для выявления степени сходства и/или возможных отличий от других бактерий.

Цель и задачи исследования. Цель данной работы - изучение ферментов и генов биосинтеза эктоина у аэробных гало(алкало)фильных метилотрофов. Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Проанализировать содержание эктоина у известных и новых гало(алкало)фильных метан отрофов и метилобактерий.

2. Исследовать путь биосинтеза эктоина у галоалкалофильного метанотрофа Methylomicrobium alcaliphilum 20Z.

3. Идентифицировать и секвенировать гены, ответственные за биосинтез эктоина у метанотрофов Methylomicrobium alcaliphilum 20Z, Methylomicrobium keniense AMOl и метилобактерий Methylophaga alcalica M8 и Methylophaga thalassica MT.

4. Клонировать ectA, ectB, ectC и ask гены, выделить и охарактеризовать рекомбинантные ДАБ-ацетилтрансферазу, ДАБ-аминотрансферазу, эктоинсинтазу и аспартаткиназу из Methylomicrobium alcaliphilum 20Z.

Научная новизна. Установлено, что в ответ на увеличение солености среды изучаемые умеренно галофильные метилотрофные бактерии накапливают в клетках , эктоин. Впервые определена полная нуклеотидная последовательность генов биосинтеза эктоина у метанотрофов Methylomicrobium alcaliphilum 20Z, Methylomicrobium keniense AMOl и метилобактерий Methylophaga alcalica M8, Methylophaga thalassica MT. Выявлена различная организация генов биосинтеза эктоина у гало(алкало)фильных метанотрофов и метилобактерий. Показано, что у Methylomicrobium alcaliphilum 20Z, Methylophaga alcalica M8 и Methylophaga thalassica MT гены, кодирующие ДАБ-ацетилтрансферазу {ectA), ДАБ-амипотрансферазу (ectB), эктоинсинтазу (ectC) и аспартаткиназу (ask), сцеплены и составляют оперон ectABCask. Напротив, у Methylomicrobium keniense AMOl гены синтеза эктоина образуют трехгенный оперон ectABC.

Клонированием и экспрессией в Escherichia coli генов ectA, ectB, ectC и ask из Methylomicrobium alcaliphilum 20Z впервые получены гомогенные препараты ^екомбинантных ДАБ-аминотрапсферазы, ДАБ-ацетилтрансферазы, эктоинсинтазы и аспартаткиназы, которые частично охарактеризованы. Обнаружено, что эти белки у метилотрофов формируют единые кластеры на соответствующих филогенетических деревьях. Аминокислотные последовательности EctA, EctB и EctC у метанотрофа Methylomicrobium alcaliphilum 20Z имеют более высокое сходство с таковыми у не использующих метан метилобактерий - галоалкалофильной Methylophaga alcalica М8 и галофильной нейтрофилыюй Methylophaga thalassica MT, по сравнению с аналогичными последовательностями у галоалкалофильного метанотрофа Methylomicrobium keniense

АМ01. Полученные результаты создают основу для изучения регуляции биосинтеза эктоина на биохимическом и генетическом уровнях у гало(алкало)фильных метанотрофов и метилобактерий.

Практическое значение работы. Проведенное исследование дает возможность более эффективно реализовать биотехнологический потенциал гало(алкало)фильных метанотрофов и метилобактерий как возможных продуцентов эктоина. Расшифровка нуклеотидных последовательностей и организации ect-генов позволяет рационально манипулировать данным генетическим материалом, например, путем увеличения дозы этих генов в хромосоме с целью создания более эффективных штаммов-продуцентов эктоина на основе метана или метанола.

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены на ежегодных отчетных конференциях ИБФМ РАН (2002-2006гг), Всероссийской школе-конференции "Горизонты физико-химической биологии" (Пущино, 2000), на международной конференции VAAM (Геттинген, Германия, 2002), на 1-ом FEMS Congress of European Microbiologists (Любляна, Словения, 2003), на 6-, 8-, 9- и 10-ой международных школах- < конференциях молодых ученых (Пущино, 2002-2006 гг), на Всероссийской молодежной школе-конференции "Актуальные аспекты современной микробиологии" (Москва, 2005).

По материалам диссертации опубликовано 6 статей и 9 тезисов.

Благодарности. Автор благодарен сотрудникам, способствовавшим выполнению данной диссертационной работы: к.х.н. Сахаровскому В.Г. за помощь в анализе и интерпретации 'Н-ЯМР спектров осмопротекторов, к.х.н. Шляпникову М.Г. за помощь в синтезе олигонуклеотидов, к.б.н. Ивашиной Т.В. за любезно предоставленные штаммы E.coli, а также д.б.н. Дорониной Н.В., Ешинимаеву Б.Ц., Мустахимову И.И. и всем сотрудникам лаборатории радиоактивных изотопов. Искренне признателен моим родителям и друзьям за всестороннюю поддержку на всем протяжении работы.

Особую благодарность автор выражает своим наставникам и учителям к.б.н. Хмелениной В.Н. и д.б.н., проф. Троценко Ю.А.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Решетников, Александр Сергеевич

выводы

1. Установлено, что рост аэробных галофильных метанотрофов и метилобактерий при высокой осмолярности среды сопровождается накоплением в клетках органического осмопротектора - эктоина и повышенной активностью аспартаткиназы (Ask), L-2,4-диаминобутират(ДАБ)-аминотрансферазы (EctB), Ь-2,4-ДАБ-ацетилтрансферазы (EctA) и эктоинсинтазы (EctC).

2. Используя методологию, основанную на инвертированной ПЦР, впервые определены нуклеотидные последовательности генов ectA, ectB и ectC у галофильных метанотрофов Methylomicrobium alcaliphilum 20Z, Methylomicrobium keniense AMOl и метилобактерий Methylophaga thalassica MT, Methylophaga alcalica M8. Показано, что клетки Escherichia coli, трансформированные плазмидой, содержащей гены ectABC из Mm. alcaliphilum 20Z, синтезируют эктоин и приобретают способность расти в присутствии 5% NaCl, что подтверждает участие этих генов в биосинтезе эктоина.

3. Обнаружено, что, в отличие от большинства галофильных эубактерий, у Methylomicrobium alcaliphilum 20Z, Methylophaga alcalica M8 и Methylophaga thalassica MT гены синтеза эктоина локализованы в четырехгенном опероне (ectABCask). Напротив, у Methylomicrobium keniense AMOl гены синтеза эктоина образуют трехгенный оперон ectABC, что коррелирует с меньшей солеустойчивостью данного метанотрофа.

4. Впервые установлено, что ДАБ-ацетилтрансфераза, ДАБ-аминотрансфераза и эктоинсинтаза у изучаемых метилотрофных бактерий формируют кластеры на филогенетических деревьях, проявляя более высокую степень идентичности (55-91%) аминокислотных последовательностей, по сравнению с соответствующими белками EctA, EctB и EctC гетеротрофных бактерий.

5. Клонированием и экспрессией генов из Methylomicrobium alcaliphilum 20Z в Escherichia coli и Methylobacterium extorquens AMI получены и частично охарактеризованы гомогенные препараты рекомбинантных ДАБ-ацетилтрансферазы, ДАБ-аминотрансферазы, эктоинсинтазы и аспартаткиназы. Определены физико-химические и кинетические свойства рекомбинантной ДАБ-ацетилтрансферазы из Methylomicrobium alcaliphilum 20Z.

Заключение

Данная работа существенно дополнила представления о разнообразии генов и ферментов биосинтеза эктоина, демонстрируя на примере аэробных метилотрофов, что, наряду с высокой консервативностью пути биосинтеза эктоина у разных галофильных бактерий имеются различия в организации ес/-генов.

Определенная нами нуклеотидная последовательность генов биосинтеза эктоина у умеренно галофильных метилотрофов упрощает процедуру выделения и очистки ферментных препаратов путем клонирования ес7-генов и их экспрессии в штаммах-продуцентах. Полученные первичные характеристики рекомбинантных ферментов из

Methylomicrobium alcaliphilum 20Z значительно углубляют знания о свойствах этих белков. Однако для более полной биохимической характеристики ферментов синтеза эктоина у исследованных и новых представителей галофильных метанотрофов и метилобактерий требуются дальнейшие исследования. Понимание принципов организации генов синтеза эктоина у метанотрофов и метилобактерий необходимо для выявления особенностей их регуляции и экспрессии.

Полученные нами данные об организации ес/-генов и свойствах ферментов у аэробных галофильных и галоалкалофильпых метилотрофов создали реальные предпосылки получения эктоина путем целенаправленного генно-инженерного конструирования новых эффективных штаммов-продуцентов этого биопротектора и планирования дальнейших исследований. Сведения о механизмах регуляции ферментов биосинтеза эктоина у галофильных метилотрофов необходимы для подбора оптимальных условий их культивирования с целью увеличения выхода данного универсального биопротектора. Ввиду необычно низкого температурного оптимума ДАБ-ацетилтрансферазы может оказаться результативным выяснение влияния температуры культивирования на продуктивность метилотрофов. Расшифровка нуклеотидных последовательностей и организации ес/-генов позволит рационально манипулировать данным генетическим материалом, например, путем увеличения дозы этих генов в хромосоме с целью создания более эффективных штаммов-продуцентов, что, возможно, значительно увеличит выход целевого продукта.

Следовательно, дальнейшее изучение пути биосинтеза эктоина на биохимическом и генетическом уровнях у галофильных метилотрофных бактерий перспективно в плане расширения и углубления теоретических представлений о механизмах галоадаптации, а также для решения биотехнологических задач.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Решетников, Александр Сергеевич, Пущино

1. Андреищева Е.Н., Звягильская РА. (1999) Адаптация дрожжей к солевому стрессу. //

2. Прикладная биохимия и микробиология. Т.35, №3. с.243-256.

3. Бесчастный А.П., Соколов А.П., Хмеленина В.Н., Троценко Ю.А. (1992) Очистка инекоторые свойства пирофосфатзависимой фосфофруктокиназы облигатного метанотрофа Methylomonas melhanica. // Биохимия. Т. 57, № 8. с.1215-1221.

4. Гальченко В.Ф., Абрамочкина Ф.Н., Безрукова Л.В., Соколов Е.Н., Иванов М.В. (1988)

5. Видовой состав аэробной метанотрофной микрофлоры Черного моря. // Микробиология. Т.57, №2. с.305-311.

6. Дарбре А. (1989) Практическая химия белка. // Москва, Изд. "Мир", с.275-285.

7. Доронина Н.В. (1999) Биоразнообразие и таксономия аэробных метилобактерий. //

8. Автореферат докторской диссертации. ИБФМ РАН, Пущино.

9. Доронина Н.В., Троценко Ю.А. (1984) Уровни ассимиляции углекислоты у бактерий сразличными путями Сi-метаболизма. // Микробиология. Т.53, №6. с.885-889.

10. Калюжная М.Г., Хмеленина В.Н., Старостина Н.Г., Баранова С.В., Сузина Н.Е., Троценко

11. Ю.А. (1998) Новый умеренно галофильный метанотроф рода Methylobacter. П Микробиология. Т.67, №4. с.532-539.

12. Калюжная М.Г., Хмеленина В.Н., Сузина Н.Е., Лысенко A.M., Троценко Ю.А. (1999)

13. Новые метанотрофные изоляты из щелочных озер Южного Забайкалья. // Микробиология. Т.68, №.5. с.689-697.

14. Кашнер Д. (1981) Жизнь микробов в экстремальных условиях // Москва, Изд. "Мир",520с.

15. Ю.Логинова Н.В., Троценко Ю.А. (1979) Карбоксилазы пирувата и фосфоенолпирувата у метилотрофов. // Микробиология. Т.42, №2. с.202-207.

16. Малашенко Ю.Р., Пинчук Г.Э., Соколов И.Г. (1987) Активность аспартаткиназы

17. Methylococcus themophilus регулируется аминокислотами аспартатного семейства. // Микробиология. Т.56. с.740-744.

18. Соколов А.П., Троценко Ю.А. (1977) Циклический путь окисления формальдегида у

19. Pseudomonas oleovorans. II Микробиология. 1977. Т. 46, № 6. С. 1119-1121.

20. Троценко Ю.А., Хмеленина В.Н. (2002) Особенности биологии и осмоадаптациигалоалкалофильных метанотрофов. // Микробиология. Т.71, №1. с.149-159.

21. Троценко Ю.А., Четина Е.В. (1988) Энергетический метаболизм метилотрофныхбактерий. // Успехи микробиологии. Т.22. с.3-34.

22. Хмеленина В.Н., Старостина Н.Г., Цветкова М.Г., Соколов А.П., Сузина Н.Е., Троценко

23. Ю.А. (1996) Метанотрофные бактерии соленых водоемов Украины и Тувы. // Микробиология. Т.65, №5. с.696-703.

24. Четина Е.В., Троценко Ю.А. (1981) Внутриклеточная локализация ферментов окисления

25. С1-соединений у облигатных метанотрофов // Микробиология. Т.50, № 3. с.446-451.

26. Шишкина В.Н., Троценко Ю.А. (1986) Уровни ассимиляции углекислотыметанотрофными бактериями. // Микробиология. Т.55, №3. с.377-382.

27. Adams R.L. and Russell N.J. (1992) Interactive effects of salt concentration and temperature ongrowth and lipid composition fn the moderately halophilic bacteruim Vibrio costicola. II Can.J.Microbiol. V.38, №8. p.823-827.

28. Adams R.L., Kogut M. and Russell N.J. (1990) The effect of salinity on growth and lipidcomposition of a moderately halophilic Gram-negative bacterium HX. // Biochem.Cell.Biol. V.68. p.249-254.

29. Adeosun E.K., Smith Т., Hoberg A.-M., Velarde G., Ford R. and Dalton H. (2004)

30. Formaldehyde dehydrogenase preparations from Methylococcus capsulatus (Bath) comprise methanol dehydrogenase and methylene tetrahydromethanopterin dehydrogenase. // Microbiology. V.150, Pt3. p.707-713.

31. Amezaga M.-R., Davidson I., McLaggan D., Verheul A., Adee Т., Booth I.R. (1995) The roleof peptide metabolism in the growth of Listeria monocytogenes ATCC 23074 at high osmolarity. // Microbiology. V.141, Pt.l. p.41-49.

32. Angelidis A.S. and Smith G.M. (2003) Three transporters mediate uptake of glycine betaineand carnitine by Listeria monocytogenes in response to hyperosmotic stress. // Appl.Environ.Microbiol. V.69,№2. p.1013-1022.

33. Anthony C. (1982) The biochemistry of methylotrophs. // London: Acad. Press, p.251.

34. Anthony C. (1986) Bacterial oxidation of methane and methanol. // Adv.Microb.Physiol. V.27.p.113-210.

35. Anthony C. (1992) The structure of bacterial quinoprotein dehydrogenase. // Int.J.Biochem.1. V.24. p.29-39.

36. Anthony C., Zatman L.J. (1964) The microbial oxidation of methanol. The methanol-oxidizingenzyme of Pseudomonas sp. M27. // Biochem.J. V.92. p.614-621.

37. Attwood M.M., Arfman N., Weusthuis R.A., Dijkhuizen L. (1992) Purification andcharacterization of an NAD+-linked formaldehyde dehydrogenase from the facultative RuMP cycle methylotrophs Arthrobacter PI. // Anton.van Leeuwen. V.62, №3. p.201-207.

38. Baliarda A., Robert H., Jebbar M., Blanco C., Le Marrec C. (2003) Isolation andcharacterization of ButA, a secondary glycine betaine transport system operating in

39. Tetragenococcus halophila. // Curr.Microbiol. V. 47, №4. p.347-351.

40. Bastien C., Machlin S., Zhang Y., Donaldson K., Hanson R.S. (1989) Organization of genesrequired for the oxidation of methanol to formaldehyde in three type II methylotrophs. // Appl.Environ.Microbiol. V.55, №12. p.3124-3130.

41. Baxter N.J., Hirt R.P., Bodrossy L., Kovacs K.L., Embley T.M., Prosser J.I., Murrell J.C.2002) The ribulose-l,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase gene cluster of Methylococcus capsulatus (Bath). // Arch.Microbiol. V.177, №4. p.279-289.

42. Bernard Т., Jebbar M., Rassouli Y., Himidi-Kabbab S., Hamelin J., Blanco C. (1993) Ectoineaccumulation and osmotic regulation in Brevibacterium linens. II J.Gen.Microbiol. V.139, № 1. p.129-136.

43. Bestvater Т., Galinski E.A. (2002) Investigation into a stress-inducible promoter region from

44. Marinococcus halophilus using green fluorescent protein. // Extremophiles. V.6, №1. p.15-20.

45. Billi D., Wright D.J., Helm R.F., Prickett Т., Potts M. and Crowe J.H. (2000) Engineeringdesiccation tolerance in Escherichia coli. II Appl.Environ.Microbiol. V.66, №4. p. 16801684.

46. Blunden G., Smith B.E., Irons M.W., Yang M., Roch O.G., Patel A.V. (1992) Betaines andtertiary sulphonium compounds from 63 species of marine algae. // Biochem.Syst.Ecol. V.20. p.373-388.

47. Boch J., Kempf B. and Bremer E. (1994) Osmoregulation in Bacillus subtilis: synthesis of theosmoprotectant glycine betaine from exogenously provided choline, // J. Bacteriol. V.176, №17. p.5364-5371.

48. Boch J., Kempf В., Bremer E. (1996) Synthesis of osmoprotectant glycine betaine in Bacillussubtilis: characterization of the gbsAB genes. // J.Bacteriol. V.178, №17. p.5121-5129.

49. Boncompagni E., Dupont L., Mignot Т., Osteras M., Lambert A., Poggi M.C. and Le Rudulier

50. D. (2000) Characterization of a Sinorhizobium meliloti ATP-binding cassette histidine transporter also involved in betaine and proline uptake. // J.Bacteriol. V.182, №13. p.3717-3725.

51. Boscari A., Mandon K., Dupont L., Poggi M.-C. and Rudulier D.Le. (2002) BetS is a majorglycine betaine/proline betaine transporter required for early osmotic adjustment in Sinorhizobium meliloti. II J.Bacteriol. V.184, №10. p.2654-2663.

52. Bossemeyer D., Borchard A., Dosch D.C., Helmer G.C., Epstein W., Booth I.R. and Bakker

53. E.P. (1989) K+-transport protein TrkA of Escherichia coli is a peripheral membrane protein that requires other trk gene products for attachment to the cytoplasmic membrane. //

54. J.Biol.Chem. V.264, №28. p.16403-16410.

55. Bremer E. and Kramer R. (2000) Coping with osmotic challenges: osmoregulation throughaccumulation and release of compatible solutes in bacteria. // In: Bacterial stress responses (ed. Storz G. and Hengge-Aronis R.), p.79-97. ASM Press. Washington D.C.

56. Brown A.D. (1976) Microbial water stress. // Bacteriol.Rev. V.40, №4. p.803-846.

57. Bull H.B. and Breese K. (1974) Surface tension of amino acid solution: a hydrophobicity scaleof the amino acid residues. // Arch.Biochem.Biophys. V.161, №2. p.665-670.

58. Canovas D., Borges N., Vargas C., Ventosa A., Nieto J.J., Santos H. (1999) Role of Nyacetyldiaminobutyrate as an enzyme stabilizer and an intermediate in the biosynthesis of hydroxyectoine. //Appl.Environ.Microbiol. V.65, № 9. p.3774-3779.

59. Canovas D., Vargas C., Iglesias-Guerra F., Csonka L.N., Rhodes D., Ventosa A., Nieto J.J. f (1997) Isolation and characterization of salt-sensitive mutants of the moderate halophile

60. Halomonas elongata and cloning of the ectoine synthesis gene. // J.Biol.Chem. V.272, №41. p.25794-25801.

61. Canovas D., Vargas C., Kneip S., Moron M-J., Ventosa A., Bremer E. and Nieto J.J. (2000)

62. Genes for the synthesis of the osmoprotectant glycine betaine from choline in the moderately halophilic bacterium Halomonas elongata DSM 3043. // Microbiology. V.146, Pt.2. p.455-463

63. Caumette P., Cohen Y., Matheron R. (1991) Isolation and characterization of Desulfovibriohalophilus sp. nov., a halophilic sulfate-reducing bacterium isolated from Solar Lake (Sinai). // Syst.Appl.Microbiol. V.14. p.33-38.

64. Chistoserdova L., Vorholt J.A., Thauer R.K., Lidstrom M.E. (1998) Ci transfer enzymes andcoenzymes linking methylotrophic and methanogenic archaea. // Science. V.281, №5373. p.99-102.

65. Chomczynski P., Sacchi N. (1987) Single-step method of RNA isolation by acid guanidiniumthiocyanate-phenol-chloroform extraction. // Anal. Biochem. V.162, №1. p.156-159

66. Choquet G., Jehan N., Pissavin C., Blanco C. and Jebbar M. (2005) OusB, a broad-specificity

67. ABC-type transporter from Erwinia chrysanthemi, mediates uptake of glycine betaine and choline with a high affinity. // Appl.Environ.Microbiol. V.71, №7. p.3389-3398.

68. Ciulla R., Clougherty C., Belay N. Krishnan S., Zhou C., Byrd D. and Roberts M.F. (1994)

69. Halotolerance of Methanobacterium thermoautotrophicum ДН and Marburg. // J.Bacteriol. V.176,№ll.p.3177-3187.

70. Conrad R., Frenzel P., Cohen Y. (1995) Methane emission from hypersaline microbial mats:lack of aerobic methane oxidation activity. // FEMS Microbiol.Ecol. V.16, №4. p.297-306.

71. De Smet K.A.L., Weston A., Brown I.N., Young D.B. and Robertson B.D. (2000) Threepathways for trehalose biosynthesis in mycobacteria. // Microbiology. V.146, Pt.l. p. 199208.

72. Delauney A J. and Verma D.P.S. (1993) Proline biosynthesis and osmoregulation in plants. //1. Plant J. V.4. p.215-223.

73. Desmarais D., Jablonski P.G., Fedarko N.S. and Roberts M.I. (1997) 2rsulfotrehalose, a novelosmolyte in haloalkaliphilic archaea. // J.Bacteriol. V.179, №10. p.3146-3153.

74. Deyhle R.R., Barton L.I. (1977) Nicotinamide adenine dinucleotide independent formatedehydrogenase in Mycobacterium phlei. // Can.J.Microbiol. V.23, №2. p.125-130.

75. Diaz M. R. and Taylor B. F. (1996) Metabolism of methylated osmolytes by aerobic bacteriafrom Mono Lake, a moderately hypersaline, alkaline environment. // FEMS Microbiol.Ecol. V.19, №4. p.23 9-247.

76. Dosch D.C., Helmer G.L., Sutton S.H., Salvacion F.F. and Epstein W. (1991) Genetic analysisof potassium transport loci in Escherichia coli: evidence for three constitutive systems mediating uptake of potassium. // J.Bacteriol. V.173, №2. p.687-696.

77. Duine J.A., Frank J., Ruiter L.S. (1979) Isolation of methanol dehydrogenase with a functionalcoupling to cytochrome с. II J.Gen.Microbiol. V.l 15. p.523-524.

78. Eichler K., Bourgis F., Buchet A., Kleber H.P. and Mandrand-Berthelot M.-A. (1994)

79. Molecular characterization of the cai operon necessary for carnitine metabolism in Escherichia coli. II Mol.Microbiol. V. 13, №5. p.775-786.

80. Empadinhas N., Albuquerque L., Costa J., Zinder S.H., Santos M.A.S., Santos H. and da Costa

81. M.S. (2004) A gene from the mesophilic bacterium Dehalococcoides ethenogenes encodes a novel mannosylglycerate synthase. // J.Bacteriol. V.l86, № 13. p.4075-4084.

82. Epstein W. (1986) Osmoregulation by potassium transport in Escherichia coli. II FEMS

83. Microbiol.Rev. V.39, №1-2. p.73-78.

84. Felsenstein J. (2004) PHYLIP: Phylogeny inference Package Version 3.6.: University of1. Washington, Seattle.

85. Frings E., Kunte H.J., Galinski E.A. (1993) Compatible solutes in representative of the genera

86. Brevibacterium and Corynebacterium: Occurrence of tetrahydropyrimidines and glutamine. // FEMS Microbiol.Lett. V.109, №1. p.25-32.

87. Fuse H., Ohta M., Takimura O., Murakami K., Inoue H., Yamaoka Y., Oclarit J.M. and Omori

88. T. (1998) Oxidation of trichloroethylene and dimethyl sulfide by a marine Methylomicrobium strain containing soluble methane monooxygenase. // Biosci.Biotechnol.Biochem. V.62,№10. p. 1925-1931.

89. Galinski E.A. (1995) Osmoadaptation in bacteria. // Adv.Microb.Physiol. V. 37. p.273-328.

90. Galinski E.A. and Herzog R.M. (1990) The role of trehalose as a substitute for nitrogencontaining compatible solutes Ectothiorhodospira halochloris. II Arch.Microbiol. V.l53, №6. p.607-613.

91. Galinski E.A. and Triiper H.G. (1994) Microbial behaviour in salt-stressed ecosystems. //

92. FEMS Microbiol.Rev. V.15, №2-3. p.95-108.

93. Galinski E.A., Pfeiffer H.P., Truper H.G. (1985) l,4,5,6,-Tetrahydro-2-methyl-4pyrimidinecarboxylic acid, a novel cyclic acid from halophilic phototrophic bacteria of genus Ectothiorhodospira. // EurJ.Biochem. V.149, №1. p.135-139.

94. Goller K., Ofer A., Galinski E.A. (1998) Construction and characterization of an NaCl-sensitivemutant of Halomonas elongata impaired in ectoine biosynthesis. // FEMS Microbiol.Lett. V.161,№ 2. p.293-300.

95. Goller K., Stein M., Galinski E.A. and Kunte H.J. (2000) Characterization of ectoine synthesisand its regulation in the halophilic bacterium Halomonas elongata. И 3rd International Congress on Extremophiles. Hamburg, Germany, September, p.3-7.

96. Goude R., Renaud S., Bonnassie S., Bernard Т., Blanco C. (2004) Glutamine, glutamate, andalpha-glucosylglycerate are the major osmotic solutes accumulated by Erwinia chrysanthemi strain 3937. // Appl.Environ.Microbiol. V.70, №11. p.6535-6541.

97. Gouesbet G., Blaca C., Hamelin J., Bernard T. (1992) Osmotic adjustment in Bevibacteriumammoniagenes: pipecolic acid accumulation at elevated osmolalities. // J.Gen.Microbiol. V.138. p.959-965.

98. Gouesbet G., Trautwetter A., Bonnassie S.,Wu L.F., Blanco C. (1996) Characterization of the

99. Erwinia chrysanthemi osmoprotectant transporter gene о us A. II J.Bacteriol. V.178, №2. p.447-455.

100. Gouffi K., Bernard G. and Blanco C. (2000) Osmoprotection by pipecolic acid in

101. Sinorhizobium meliloti: specific effects of D and L isomers. // Appl.Environ.Microbiol. V.66, №6. p.2358-2364.

102. Grant W.D. (2004) Life at low water activity. // Phil.Trans.R.Soc.Lond.B. V.359. p.1249-1267.

103. Grosse S., Laramee L., Wendlandt K-D., McDonald I.R., Miguez C.B., Kleber H. (1999)

104. Purification and characterization of the soluble methane monooxygenase of the type II methanotrophic bacterium Methylocystis sp. strain WI 14. // Appl.Environ.Microbiol. V.65, № 9. p.3929-3935.

105. Hanson R.S., Hanson Т.Е. (1996) Methanotrophic bacteria. // Microbiol.Rev. V.60. №2. p.439

106. Heermann R. and Jung K. (2004) Structural features and mechanisms for sensing high * osmolarity in microorganisms. // Curr.Opin.Microbiol. V.7, №2. p. 168-174.

107. Hershkovitz N., Oren A. and Cohen Y. (1991) Accumulation of trehalose and sucrose incyanobacteria exposed to matric water stress. // Appl.Environ.Microbiol. V.57, №.3. p.645-648.

108. Holtmann G., Bakker E.P., Uozumi N. and Bremer E. (2003) KtrAB and KtrCD: two K+ uptakein Bacillus subtilis and their role in adaptation to hypertonicity. // J.Bacteriol. V.185, №4. p.1289-1298.

109. Hopner J., Trautwein A. (1971) Pseudomonas oxalaticus: requirement of a cosubstrate for growth on formate. // Biochem.J. V.155. p.234-245.

110. Imhoff J.F. and Thiemann B. (1991) Influence of salt concentration and temperature on thefatty acid composition of Eclothiorhodospira and other halophilic phototrophic purple bacteria. // Arch.Microbiol. V.156, №5. p.370-375.

111. Janvier M., Frehel C., Grimont F., Gasser F. (1985) Methylophaga marina gen. nov., sp. nov.and Methylophaga thalassica sp. nov., marine methylotrophs. // Int.J.Syst.Bacteriol. V.35. p.131-139.

112. Jebbar M., Champion C., Blanco C. and Bonnassie S. (1998) Carnitine acts as a compatible t solute in Brevibacterium linens. II Res.Microbiol. V.140, №3. p.211-219.

113. Jebbar M., Sohn-Bosser L., Bremer E., Bernard T. and Blanco C. (2005) Ectoine-inducedproteins in Sinorhizobium meliloti include an ectoine ABC-type transporter involved in osmoprotection and ectoine catabolism. // J.Bacteriol. V.187, №4. p.1293-1304.

114. Jebbar M., Talibart R., Gloux K., Bernard Т., Blanco C. (1992) Osmoprotection of Escherichia t coli by ectoine: uptake and accumulation characteristics. // J.Bacteriol. V.174, № 15.p.5027-5035.

115. Jebbar M., von Blohn С., Bremer E. (1997) Ectoine functions as an osmoprotectant in Bacillussubtilis and is accumulated via the ABC-transport system OpuC. // FEMS Microbiol.Lett. V.154, №2. p.325-330.

116. Jung H., Jung K. and Kleber H.-P. (1990) L-carnitine metabolization and osmotic stressresponse in Escherichia coli. II J.Basic.Microbiol. V.30, №6. p.409-413.

117. Kalyuzhnaya M.G., Khmelenina V.N., Eshinimaev B.Ts., Suzina N.E., Nikitin D., Solonin

118. Kappes R.M., Kempf B. and Bremer E. (1996) Three transport systems for theosmoprotectant glycine betaine operate in Bacillus subtilis: characterization of OpuD. // J.Bacteriol. V.178,№17. p.5071-5079.

119. Kawano M., Abuki R., Igarashi К and Kakinuma Y. (2000) Evidence for Na+ influx via the

120. NtpJ protein of the Ktrll K+ uptake system in Enterococcus hirae. II J.Bacteriol. V.l 82, №9. p.2507-2512.

121. Kawano M., Igarashi К and Kakinuma Y. (1999) Two major potassium uptake systems, Ktrland Ktrll, in Enterococcus hirae. I I FEMS Microbiol.Lett. V.l 76, №2. p.449-453.

122. Kempf B. and Bremer E. (1995) OpuA, an osmotically regulated binding protein-dependenttransport system for the osmoprotectant glycine betaine in Bacillus subtilis. II J.Biol.Chem. V.270, №28. p.16701-16713.

123. Kepmf B. and Bremer E. (1998) Uptake and synthesis of compatible solutes as microbialstress responses to high-osmolality environments. // Arch.Microbiol. V.l70, №5. p.319-330.

124. Kets E.P.W, Galinski E.A., de Bon J.A.M. (1994) Carnitine: a novel compatible solute in1.ctobacillusplantarum. II Arch.Microbiol. V.l62, № 4. p.243-248.

125. Kets E.P.W., Galinski E.A., de Wit M„ de Bon J.A., Heipieper H.J. (1996) Mannitol, a novelbacterial compatible solute in Pseudomonas putida SI2. // J.Bacteriol. V.l78, № 23. p.6665-6670.

126. Khmelenina V.N, Kalyuzhnaya M.G., Sakharovsky V.G., Suzina N.E., Trotsenko Y.A.,

127. Gottschalk G. (1999) Osmoadaptation in halophilic and alkaliphilic methanotrophs. // Arch.Microbiol. V.172, №5. p.321-329.

128. Kiene R.P., Hoffmann Williams L.P., Walker J.E. (1998) Seawater microorganisms have ahigh affinity glycine betaine uptake system which also recognizes dimethylsulfoniopropionate. // Aquat.Microb.Ecol. V.15, №1. p.39-51.

129. Kleber H.P. (1997) Bacterial carnitine metabolism. // FEMS Microbiol.Lett. V.147. p.1-9.

130. Koh S., Bowman J.P., Sayler G.S. (1993) Soluble methane monooxygenase production andtrichloroethylene degradation by a type I methylotroph Methylomonas methanica 68-1. // Appl.Environ.Microbiol. V.59, №4. p.960-967.

131. Konings W.N., Albers S.-V., Koning S. and Driessen A.J.M. (2002) The cell membrane playsa crucial role in survival of bacteria and archaea in extreme environments. // Anton.van Leeuwen. V.81. p.61-72.

132. Kramer R., Morbach S. (2004) BetP of Corynebacterium glutamicum, a transporter with threedifferent functions: betaine transport, osmosensing, and osmoregulation. // Biochim.Biophys.Acta. V.1658, №1-2. p.31-36.

133. Kuhlmann A.U. and Bremer E. (2002) Osmotically regulated synthesis of the compatiblesolute ectoine in Bacillus pasteurii and related Bacillus spp. // Appl.Environ.Microbiol. V.68, №2. p.772-783.

134. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head ofbacteriophage T4. //Nature. V.227, №5259. p.680-685.

135. Lai M.-C, Sowers K.R., Robertson D.E., Roberts M.F. and Gunsalus R.P. (1991) Distributionof compatible solutes in halophilic methanogenic archaebacteria. // J.Bacteriol. V.l73, №17. p.5352-5358.

136. Lees V., Owens N.J.P., Murrell J.C. (1991) Nitrogen metabolism in marine methanotrophs. //

137. Arch.Microbiol. V.157, № 1. p.60-65.

138. Leslie S.B., Israeli E., Lighthart В., Crowe J.H. and Crowe L.M. (1995) Trehalose andsucrose protect both membranes and proteins in intact bacteria during drying. // Appl. Environ.Microbiol. V.61, №10. p.3592-3597.

139. Zymomonas mobilis in environments with high concentrations of sugar: evidence for a physiological function of glucose-fructose oxidoreductase in osmoprotection. // J.Bacteriol. V.176, № 24. p.7688-7693.

140. Louis P. and Galinski E.A. (1997) Characterization of genes for the biosynthesis of the , compatible solute ectoine from Marinococcus halophilus and osmoregulated expression in

141. Escherichia coli.//Microbiology. V.143, Pt.4. p. 1141-1149.

142. Louis P., Triiper H.G., Galinski E.A. (1994) Survival of Escherichia coli during drying andstorage in the presence of compatible solutes. // Appl.Microbiol.Biotechnol. V.41, №6. p.684-688.

143. Lu W., Zhao В., Feng D., Yang S. (2004) Cloning and characterization of the Halobacillustrueperi betH gene, encoding the transport system for the compatible solute glycine betaine. // FEMS Microbiol.Lett. V.235, №2. p.393-399.

144. Lunn J.E., Price G.D., Furbank R.T. (1999) Cloning and expression of a prokaryotic sucrose, phosphate synthase gene from the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. //

145. Plant.Mol.Biol. V.40, № 2. p.297-305.

146. Mackay M.A., Norton R.S., Borowitzka L.J. (1984) Organic osmoregulatory solutes incyanobacteria. //J.Gen.Microbiol. V.130. p.2177-2191.

147. Malin G. and Lapidot A. (1996) Induction of synthesis tetrahydropyrimidine derivatives in

148. Streptomyces strain and their effect on Escherichia coli in response to osmotic and heat stress. // J.Bacteriol. V.178, № 2. p.385-395.

149. Marcovic-Housley Z., Kania M., Lustig A.,Vincent M.G. and Jansonius J.N. (1987)

150. Quaternary structure of ornithine aminotransferase in solution and preliminary crystallographic data. // Eur.J.Biochem. V.162, №2. p. 345-350.

151. Marmur J.A. (1961) A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid frommicroorganisms.//J.Mol.Biol. V.3. p.208-214.

152. Martin D.D., Ciulla R.A. and Roberts M.F. (1999) Osmoadaptation in archaea. //

153. Appl.Environ.Microbiol. V.65, № 5. p.1815-1825.

154. Maruta K., Hattori K., Nakada Т., Kubota M., Chaen H., Fukuda S., Sugimoto T. and

155. Kurimoto M. (1996b) Cloning and sequencing of cluster of genes encoding novel enzymes of trehalose biosynthesis from thermophilic archaebacterium Sulfolobus acidocaldarius. II Biochim.Biophys.Acta. V.1291,№3. p.177-181.

156. Maruta K., Hattori K., Nakada Т., Kubota M., Sugimoto Т., Kurimoto M. (1996a) Cloningand sequencing of trehalose biosynthesis genes from Arthrobacter sp. Q36. // Biochim. Biophys.Acta. V.1289, №1. p.10-13.

157. Marx C.J. and Lidstrom M.E. (2001) Development of improved versatile broad-host-rangevectors for use in methylotrophs and other Gram-negative bacteria. // Microbiol. V.147, Pt.8. p.2065-2075.

158. McDonald I.R. and Murrell J.C. (1997) The methanol dehydrogenase structural gene mxaFand its use as a functional gene probe for methanotrophs and methylotrophs. // Appl.Environ.Microbiol. V.63,№8. p.3218-3224.

159. McLaggan D., Naprstek J., Buurman E.T. and Epstein W. (1994) Interdependence of K+ andglutamate accumulation during osmotic adaptation of Escherichia coli. И J.Biol.Chem. V.269,№3.p.l911-1917

160. Mikkat S, Galinski E.A, Berg G, Minkwitz A, Schoor A. (2000) Salt adaptation inpseudomonads: characterization of glucosylglycerol-synthesizing isolates from brackish coastal waters and the rhizosphere. // Syst.Appl.Microbiol. V.23, №1. p.31-40

161. Miller K.J. and Leschine S.B. (1984) A halotolerant Planococcus from Antarctic dry valleysoil. // Curr.Microbiol. V.ll, №4. p.205-209.

162. Miller K.J. and Wood J.M. (1996) Osmoadaptation by rhizosphere bacteria. // Annu.Rev.

163. Microbiol. V.50. p.101-136.

164. Morbach S., Kramer R. (2003) Impact of transport processes in the osmotic response of

165. Corynebacterium glutamicum. И J.Biotechnol. V.104, №1-3. p.69-75.

166. Morton J.D., Hayes K.F., Semrau J.D. (2000) Effect of copper speciation on whole-cellsoluble methane monooxygenase activity in Methylosinus trichosporium OB3b. //

167. Appl.Environ.Microbiol. V.66, №4. p. 1730-1733.

168. Murrell J.C. and Dalton H. (1983) Nitrogen fixation in obligate methanotrophs. //

169. J.Gen.Microbiol. V.129, №11. p.3481-3486.

170. Nagata S., Adachi K., Sano H. (1996) NMR analyses of compatible solutes in a halotolerant

171. Brevibacterium sp. // Microbiology. V.l42. p.3355-3362.

172. Nagata S., Adachi K., Shirai K., Sano H. (1995) 23Na NMR spectroscopy of free Na+ in thehalotolerant bacterium Brevibacterium sp. and Escherichia coli. II Microbiolology. V.141, Pt.3. p.729-736.

173. Nyyssola A., Kerovuo J., Kaukinen P., von Weymarn N. and Reinikainen T. (2000) Extremehalophiles synthesize betaine glycine by methylation. // J.Biol.Chem. V.275, №29. p.22196-22201.t

174. Oakley C.J., Murrell J.C. (1988) nijW genes in the obligate methane oxidizing bacteria. //

175. FEMS Microbiol.Lett. V.49, №1. p.53-57.

176. Ono H., Sawada K,, Khunajakr N., Toa Т., Yamamoto M., Hiramoto M., Shinmyo A.,

177. Takano M., Murooka Y. (1999) Characterization of biosynthetic enzymes for ectoine as a compatible solute in a moderately halophilic eubacterium, Halomonas elongata. IIi

178. J.Bacteriol. V.181, № 1. p.91-99.

179. Oren A. (1999) Bioenergetic aspects of halophilism. // Microbiol.Mol.Biol.Rev. V.63, №2.p.334-348.

180. Oren A., Heldal M., Norland S., Galinski E. (2002) Intracellular ion and organic soluteconcentration of the extremely halophilic bacterium Salinibacter ruber. II Extremophiles.t1. V.6, №6. p.491-498.

181. Oren A., Simon G., Galinski E.A. (1991) Intracellular salt and solute concentration in

182. Page-Sharp M., Behm C.A., Smith G.D. (1999) Involvement of the compatible solutestrehalose and sucrose in the response to salt stress of a cyanobacterial Scytonema species isolated from desert soils. // Biochem.Biophys.Acta. V.1472, № 3. p.519-528.

183. Patel R.N., Hou C.T., Derelanko P., and Felix A. (1980) Purification and properties of aheme-containing aldehyde dehydrogenase from Methylosinus trichosporium. // Arch.Biochem. Biophys. V.203, №2. p.654-662.

184. Peter H., Bader A., Burkovski A., Lambert C., Kramer R. (1997) Isolation of the putP gene of

185. Corynebacterium glutamicum and characterization of a low affinity uptake system for compatible solutes. // Arch.Microbiol. V.168, №2. p.143-151.

186. Peter H., Burkovski A. and Kramer. (1996) Isolation, characterization, and expression of the

187. Corynebacterium glutamicum betP gene, encoding the transport system for the compatible solute glycine betaine. // J.Bacteriol. V.l78, №17. p.5229-5234. v

188. Peters R„ Galinski E.A. and Truper H.G. (1990) The biosynthesis of ectoine. // FEMS

189. Microbiol.Lett. V.71,№ 1-2. p. 157-162.

190. Pfluger K. and Miiller V. (2004) Transport of compatible solutes in extremophiles. //

191. J.Bioenergetics and Biomembranes. V.36, №1. p. 17-24.

192. Polarek J.W., Williams G. and Epstein W. (1992) The products of the kdpDE operon arerequired for expression of the Kdp ATPase of Escherichia coli. II J.Bacteriol. V.l 74, № 7. p.2145-2151.

193. Pomper B.K., Vorholt J.A., Chistoserdova L., Lidstrom M.E., Thauer R.K. (1999) Amethenyl tetrahydromethanopterin cyclohydrolase and a methenyl tetrahydrofolate cyclohydrolase inMethylobacterium extorquens AMI. // Eur.J.Biochem. V.261, №2. p.475-480.

194. Poolman B. and Glaasker E. (1998) Regulation of compatible solutes accumulation inbacteria. // Mol.Microbiol. V.29, №2. p.397-407.

195. Prabhu J., Schauwecker F., Grammel N., Keller U. Bernhard M. (2004) Functional expressionof the ectoine hydroxylase gene (thpD) from Streptomyces chrysomallus in Halomonas elongata. II Appl.Environ.Microbiol. V.70, №5. p.3130-3132.

196. Prior S.D., Dalton H. (1985) The effect of copper ions on membrane content and methanemonooxygenase activity in methanol-grown cells of Methylococcus capsulatus (Bath). // J.Gen. V.131. p.155-163.

197. Quayle J.R. (1980) The microbial assimilation of CI compounds. The Thirteenth CIBA

198. Medal Lecture. // Biochem.Soc.Trans. V.8, №1. p. 1-10.

199. Rao D.R., Hariharan K. and Vijayalakshmi K. R. (1969) A study of the metabolism of L-aydiaminobutyric acid in a Xanthomonas species. // J.Biochem. V.l 14, №1. p.107-115.

200. Reed R.H., Borowitzka L.J., Mackay M.A., Chudek J.A., Foster R., Warr S.R.C., Moore D.J.and Stewart W.D.P. (1986) Organic solute accumulation in osmotically stressed cyanobacteria. // FEMS Microbiol.Rev. V.39, №1-2. p.51-56.

201. Reed R.H., Richardson D.L., Warr S.R.C. and Stewart W.D.P. (1984) Carbohydrateaccumulation and osmotic stress in cyanobacteria. // J.Gen.Microbiol. V.l30. p. 1-4.

202. Roberts M.F. (2004) Osmoadaptation and osmoregulation in archaea: update 2004. //

203. Front.Biosci. V.9. p. 1999-2019.

204. Roberts M.F. (2005) Organic compatible solutes of halotolerant and halophilicmicroorganisms.// Saline Systems. VI :5.

205. RoeBler M. and Mtiller V. (2001) Osmoadaptation in bacteria and archea: common principlesand differences. // Environ.Microbiol. V.3, № 12. p.743-754.

206. Romeo Y., Obis D., Bouvier J., Guillot A., Fourfans A., Bouvier I., Gutierrez C. and Mistou

207. M-Y. (2003) Osmoregulation in Lactococcus lactis: BusR, a transcriptional repressor of the glycine betaine uptake system BusA. // Mol.Microbiol. V.47, №4. p.1135-1147.

208. Rosenstein R., Futter-Bryniok D. and Gotz F. (1999) The choline-converting pathway in

209. Staphylococcus xylosus C2A: genetic and physiological characterization. // J.Bacteriol. V.181,№7. p.2273-2278.

210. Sambrook J., Russell D.W. (2001) Molecular cloning: a laboratory manual. // 3rd edn. Cold

211. Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, New York

212. Santos H. and da Costa M.S. (2002) Compatible solutes of organisms that live in hot salineenvironments. // Environ.Microbiol. V.4, №9. p.501-509.

213. Schacterle G.R., Pollack R.L. (1973) A simplified method for the quantitative assay of smallamounts of protein in biologic material. // Anal.Biochem. V.51, №2. p.654-655.

214. Schendel F.J. and Flickinger M.C. (1992) Cloning and nucleotide sequence of the genecoding for aspartokinase II from a thermophilic methylotrophic Bacillus sp. // Appl.Environ.Microbiol. V.58, №9. p.2806-2814.

215. Schlosser A., Meldorf M., Stumpe S., Bakker E.P. and Epstein W. (1995) TrkH and itshomolog, TrkG, determine the specificity and kinetics of cation transport by the Trk system of Escherichia coli. II J.Bacteriol. V.177, №7. p. 1908-1910.

216. Semrau J.D., Chistoserdov A., Lebron J.,Costello A., Davagnino J., Kenna E., Holmes A.J.,

217. Finch R., Murrell J.C., Lidstrom M.E. (1995) Particulate methane monooxygenase genes in methanotrophs. // J.Bacteriol. V.177, №11. p.3071-3079.

218. Severin J., Wohlfarth A., Galinski E.A. (1992) The predominant role of recently, discoveredtetrahydropyrimidines for the osmoadaptation of halophilic eubacteria. // J.Gen.Microbiol. V.138, №8. p.1629-1638.

219. Shishkina V.N. and Trotsenko Y.A. (1979) Pathways of ammonia assimilation in obligatemethane utilizers. //FEMS Microbiol.Lett. V.5. p.187-191.

220. Shishkina V.N. and Trotsenko Y.A. (1982) Multiple enzymic lesions in obligatemethanotrophic bacteria. // FEMS Microbiol.Lett. V.13. p.237-242.

221. Sieburth J.N., Johnson P.W., Eberhardt M.A., Sieracki M.E., Lidstrom M.E. and Laux D.1987) The first methane-oxidizing bacterium from the upper mixing layer of the deep ocean: Methylomonaspelagica sp.nov. // Curr.Microbiol. V.14, №5. p.285-293.

222. Silva Z., Alarico S., Nobre A., Horlacher R., Marugg J, Boos W., Mingote A.I., da Costa

223. M.S. (2003) Osmotic adaptation of Thermus thermophilus RQ-1: Lesson from a mutant deficient in synthesis of trehalose. // J.Bacteriol. V.185, №20. p.5943-5952.

224. Sleator R.D., Gahan C.G.M., Abee T. and Hill C. (1999) Identification and disruption of

225. BetL, a secondary glycine betaine transport system linked to the salt tolerance of Listeria monocytogenes L028. // Appl.Environ.Microbiol. V.65, №5. p.2078-2083.

226. Sleator R.D., Hill C. (2001) Bacterial osmoadaptation: the role of osmolytes in bacterial stressand virulence. // FEMS Microbiol.Rev. V.26, №1. p.49-71.

227. Smith L.T. and Smith G.M. (1989) An osmoregulated dipeptide in stressed Rhizobiummeliloti. // J.Bacteriol. V.171, №9. p.4717-4717.

228. Smith L.T., Smith G.M., Madkour M.A. (1990) Osmoregulation in Agrobacteriumtumefaciens: accumulation of a novel disaccharide is controlled by osmotic strength and glycine betaine. // J.Bacteriol. V.172, №12. p.6849-6855.

229. Smith T.J., Slade S.E., Buron N.P., Murrell J.C., Dalton H. (2002) Improved system forprotein engineering of the hydroxylase component of soluble methane monooxygenase. // Appl.Environ.Microbiol. V.68, №11. p.5268-5273.

230. Sokolov A.P. and Trotsenko Y.A. (1995) Methane consumption in (hyper)saline habitats of

231. Crimea (Ukraine). // FEMS Microbiol.Ecol. V.l 8, №4. p.299-304.

232. Sorokin D.Y., Jones B.E., Kuenen J.G. (2000) A novel obligately methylotrophic, methaneoxidizing Methylomicrobium species from a highly alkaline environment. // Extremophiles. V.4, №1. p.145-155. *

233. Speer B.S., Chistoserdova L., Lidstrom M. E. (1994). Sequence of the gene for a NAD(P)dependent formaldehyde dehydrogenase (class III alcohol dehydrogenase) from a marine methanotroph Methylobacter marinus A45. // FEMS Lett. V.121, №3. p.349-356.

234. Srere P.A. Citrate synthase // 1969. In: Methods enzymol. J.M.Lowenstein(ed). V.13. p.3-11.

235. Steger R., Weinand M., Kramer R., Morbach S. (2004) LcoP, an osmoregulatedbetaine/ectoine uptake system from Corynebacterium glutamicum. II FEBS Lett. V.573, №1-3. p.155-160.

236. Stolyar S., Costello A.M., Peeples T.L., Lidstrom M.E. (1999) Role of multiple gene copiesin particulate methane monooxygenase activity in the methane-oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus Bath. // Microbiology. V.145, Pt5. p.1235-1244.

237. Strom Т., Ferenci Т., Quayle J.K. (1974) The carbon assimilation pathways of Methylococcuscapsulatus, Pseudomonas methanica and Methylosinus trichosporium (OB3B) during growth on methane. // Biochem.J. V.144, №3. p.465-476.

238. Talibart R., Jebbar M., Gouesbet G., Himdi-Kabbab S., Wroblewski H., Blanco C., Bernard

239. T. (1994) Osmoadaptation in rhizobia: ectoine-induced salt tolerance. // J.Bacteriol. V.l76, №17. p.5210-5217.

240. Tate S. and Dalton H. (1999) A low-molecular-mass protein from Methylococcus capsulatus

241. Bath) is responsible for the regulation of formaldehyde dehydrogenase activity in vitro. // Microbiology. V.145. p.159-167.

242. Tetsch L. and Kunte H.J. (2002) The substrate-binding protein TeaA of the osmoregulatedectoine transporter TeaABC from Halomonas elongata: purification and characterization of recombinant TeaA. // FEMS Microbiol.Lett. V.211, №2. p.213-218.

243. Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F., Jeanmaugin F., Higgins D.G. (1997) The Clustal Xwindows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. //Nucleic Acids Res. V.25, №24. p.4876-4882.

244. Toney M.D. Hohenester E., Keller J.W., Jansonius N. (1995) Structural and mechanisticanalysis of two refined crystal structures of the pyridoxal phosphate-dependent enzyme dialkylglycine decarboxylase. // J.Mol.Biol. V.245, №2. p.151-179.

245. Trotsenko Y.A. (1983) Metabolic features of methane- and methanol-utilizing bacteria. //

246. Acta.Biotechnol. V.3, № 3. p.301-304.

247. Trotsenko Y.A. and Khmelenina V.N. (2002) Biology of extremophilic and extremotolerantmethanotrophs. //Arch.Microbiol. V.l 77, №2. p. 123-131.

248. Trotsenko Y.A., Doronina N.V., Govorukhina N.I. (1986) Metabolism of non-motileobligately methylotrophic bacteria. // FEMS Microbiol.Lett. V.33, №1-2. p.293-297.

249. Trotsenko Y.A., Shishkina V.N., Govorukhina N.I., Sokolov A.P. (1987) Biochemical basisfor obligate methylotrophy and obligate autotrophy: comparative aspects. // Winogradsky Symp. on Lithoautotrophy, p.26.

250. Truffa-Bachi P. and Cohen G.N. (1970) Aspartokinase I and homoserine dehydrogenase I. //

251. Methods enzymol. V.17A. p.694-699.

252. Triiper H.G. and Galinski E.A. (1986) Concentrated brines as habitats for microorganisms. //

253. Experientia. V.42. p.l 182-1187.

254. Van Ophem P.W., van Beeumen J., Duine J.A. (1992) NAD-linked, factor-dependentformaldehyde dehydrogenase or trimeric, zinc-containing, long-chain alcohol dehydrogenase from Amycolatopsis methanolica. II Eur.J.Biochem. V.206, №2. p.511-518.

255. Ventosa A. and Nieto J.J. (1995) Biotechological applications and potentialities of halophilicmicroorganisms. // World J.Microbiol and Biotechnol. V.l 1, №1. p.85-94.

256. Ventosa A., Nieto J.J. and Oren A. (1998) Biology of moderately halophilic aerobic bacteria.

257. Microbiol.Mol.Biol.Rev. V.62, № 2. р.504-544.

258. Bacillus subtilis: characterization of a proline uptake system (opuE) regulated by high osmolarity and the alternative transcription factor sigma B. // Mol.Microbiol. V.25, №1. p.175-187.

259. Vorholt J.A. (2002) Cofactor-dependent pathways of formaldehyde oxidation inmethylotrophic bacteria. // Arch.Microbiol. V.178, №4. p.239-249.

260. Vorholt J.A., Chistoserdova L., Lidstrom M.E., Thauer R.K. (1998) The NADP-dependentmethylene tetrahydromethanopterin dehydrogenase in Methylobacterium extorquens AMI. //J.Bacteriol. V.180, № 20. p.5351-5356.

261. Wampler D.E., Westhead E.W. (1968) Two aspartokinases from Escherichia coli. Nature ofthe inhibition and molecular changes accompanying reversible inactivation. // Biochemistry. V.7, №5. p.1661-1671

262. Ward N., Larsen Q., Sakwa J., Bruseth L., et al. (2004) Genomic insights into methanotrophy:the complete genome sequence of Methylococcus capsulatus (Bath). // PLoS Biology. V.2, №10. p. 1616-1628.

263. Welsh D.T. (2000) Ecological significance of compatible solute accumulation by microorganisms: from single cells to global climate. // FEMS Microbiol.Rev. V.24, №3. p.263-290.

264. Whittenbury R., Krieg N. (1984) Melhylococcaceae fam. nov. In Bergey's Manual of

265. Determinative Bacteriology. Williams and Wilkins, Baltimore. V.l. p.256-262.

266. Wohlfarth A., Severin J., Galinski E.A. (1990) The spectrum of compatible solutes inheterotrophic halophilic eubacteria of the family Halomonadaceae. // J.Gen.Microbiol. V.136. p.705-712.

267. Wohlfarth A., Severin J., Galinski E.A. (1993) Identification of Ns-acetylornitine as a novelosmolyte in some Gram-positive halophilic eubacteria. // Appl.Microbiol.Biotechnol. V.39,4.5. р.568-573.

268. Wood J.M., Bremer E., Csonka L.N., Kramer R., Poolman В., van der Heide Т., Smith L.T. t (2001) Osmosensing and osmoregulatory compatible solute accumulation by bacteria. //

269. Comp.Biochem.Physiol.A. Mol.Integr.Physiol. V.130, №3. p.437-460.

270. Wosten M.M.S.M. (1998) Eubacterial sigma-factors. // FEMS Microbiol.Rev. V.22, №3. ( p.127-150.

271. Yasukawa Т., Kanei-Ishii C., Maekawa Т., Fujimoto J., Yamamoto T. and Ishii S. (1995)1.crease of solubility of foreign proteins in Escherichia coli by coproduction of the bacterial thioredoxin. // J.Biol.Chem. V.270, №43. p.25328-25331.

272. Yoch D.C., Chen Y.P., Hardin M.G. (1990) Formate dehydrogenase from "the methaneoxidizer Methylosinus trichosporium OB3b. //J.Bacteriol. V.172, № 8. p.4456-4463.

273. Zahn J.A., Bergmann D.J., Boyd J.M., Kunz R.C. DiSpirito A.A. (2001) Membraneassociated quinoprotein formaldehyde dehydrogenase from Methylococcus capsulatus Bath. //J.Bacteriol. V.183,№23. p.6832-6840.

274. Zatman L.J. (1981) A search for patterns in methylotrophic pathways. // In: Microbial growthon CI compounds (ed. Dalton H.), p.42-54. Heyden, London.