Регуляция транскрипции генов теплового шока у дрожжей Saccharomyces cerevisiae

Еркин, Александр Михайлович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Регуляция транскрипции генов теплового шока у дрожжей Saccharomyces cerevisiae
ВАК РФ 03.01.03, Молекулярная биология

Автореферат диссертации по теме "Регуляция транскрипции генов теплового шока у дрожжей Saccharomyces cerevisiae"

ЕРКИН

РЕГУЛЯЦИЯ ТРАНСКРИПЦИИ ГЕНОВ ТЕПЛОВОГО ШОКА У ДРОЖЖЕЙ БассИаготусез cerevisiae

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук 03.01.03 - молекулярная биология

Санкт-Петербург 2011

1 2 МАЙ

4846099

Работа выполнена в Университете Батлера (США) и в Учреждении Российской академии наук Институт Цитологии РАН

Научный консультант: доктор биологических наук, профессор

Валерий Анатольевич Поспелов Институт цитологии РАН

Официальные оппоненты: доктор биологических наук

Борис Александрович Маргулис Институт цитологии РАН

доктор физ-мат. наук, профессор

Андрей Леонидович Тимковский

Институт высокомолекулярных соединений РАН

доктор биологических наук, профессор Андрей Петрович Перевозчиков ГУНИИ экспериментальной медицины РАМН

Ведущее учреждение: Санкт-Петербургский государственный

университет, биолого-почвенный факультет

Защита диссертации состоится июня^/j? 2011 г. в_часов на заседании

Диссертационного совета Д. 002.230.01 при Институте цитологии РАН по адресу: 194064,

Санкт-Петербург, Тихорецкий пр., д.4.

E-mail: cellpath@mail.cytspb.rssi.ru

Факс:+7 (812)297-35-41

Сайт: http://www.cytspb.rssi.ru/

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии РА11

Автореферат разослан " ¿V" д *у 2011 г.

Ученый секретарь диссертационного совета,

кандидат биологических наук /и-'--' Е.В. Каминская

Общая характеристика работы Актуальность темы

Молекулярные шапероны являются неотъемлемыми компонентами клетки, ответственными за поддержание протеома клетки в функционально компетентном состоянии. Эта функция молекулярных шаперонов включает в себя, но не ограничивается такими процессами, как поддержание правильной укладки белков, белковый транспорт, а также направленную белковую деградацию (Lindquist and Craig 1988). Большинство молекулярных шаперонов были первоначально идентифицированы как белки теплового шока, иначе говоря, белки, экспрессия которых была повышена при тепловом стрессе. Повышенный уровень экспрессии различных молекулярных шаперонов был обнаружен при исследовании опухолевых клеток. Было продемонстрировано, что присутствие молекулярных шаперонов HSP90, HSP70 и HSP27 коррелирует с уровнем злокачественности опухолевых клеток (Rutherford and Lindquist, 1998; Queitsch et al., 2002; Tang et al., 2005), а также препятствуют процессам, приводящим к программированной смерти клеток. Одной из причин

Использованные сокращения:

ChIP - иммунопреципитация хроматина

HSP12, HSP82 и SSA4 HSC82 - гены, экспрессирующие белки теплового шока HSP90, HSP70 и HSP27 - белки, функционирующие как молекулярные шапероны HSF (Heat Shock Factor) - фактор теплового шока

USE (Heat Shock Element) - помоторный элемент (последовательность) теплового шока

ISWI (Imitation SWItch) - АТФ-зависимый ремоделирующий комплекс

RSC (Remodels the Structure of Chromatin) - АТФ-зависимый ремоделирующий комплекс

SWI/SNF (Switch/SucroseNonFermentable) - АТФ-зависимый ремоделирующий комплекс

SNF2 - основная ферментативная субъединица комплекса SWI/SNF

STH1 - основная ферментативная субъединица комплекса RSC

GaI4 - транскрипционный активатор галактозных генов

GRF2 (general regulatory factor 2) - общий регуляторный фактор 2

URA3 - ген биосинтеза урацила 3

MSN2/4 - транскрипционные активаторы генов общего стрессового ответа

повышенной экспрессии шаперонов в раковых клетках является то, что эти клетки обычно аккумулируют повышенное количество мутаций, приводящее к экспрессии химерных и (или) неправильно уложенных белков (Queitsch et al., 2002; Dai et al., 2007). Таким образом, опухолевые клетки находятся в состоянии постоянного стресса и подвергаются надзорному контролю со стороны клеток иммунной системы.

Недавние фармакологические разработки позволили идентифицировать ингибиторы HSP90 как многообещающие антираковые препараты (Calderwood et al., 2006; Xiao et al., 2006). Направленное противоопухолевое действие ингибиторов HSP90 обусловлено тем фактом, что именно в раковых клетках HSP90 присутствует в форме с повышенной АТФазной активностью. Именно эта форма HSP90 специфически взаимодействует с ингибиторами типа гельдамицин (Xiao et al., 2006). В свете этих недавних открытий становится особенно актуальной задача изучения механизмов экспрессии генов, ответственных за продукцию молекулярных шаперонов. Идентификация факторов, которые снижают экспрессию этих генов, может способствовать получению новых противоопухолевых препаратов.

Другим примером важности функционирования молекулярных шаперонов является их связь с процессами, приводящими к нейродегенеративным заболеваниям, таким как болезни Паркинсона и Хантингтона (Nakamura and Lipton 2009; Bandopadhyay and de Belleroche 2010). Эти заболевания возникают в значительной степени вследствие повышенной агрегации белков в нейрональных клетках. В этой ситуации молекулярные шапероны помогают диссоциировать агрегаты, таким образом препятствуя дегенеративным процессам. В случае нейродегенеративных заболеваний выгодна повышенная экспрессия молекулярных шаперонов, предотвращающая дегенеративные процессы. В начале 2010 года были опубликованы данные (Neef et al. 2010) о том, что химический агент, положительно влияющий на экспрессию молекулярных шаперонов, обладает способностью подавлять нейродегснсративныс процессы.

Из приведенных выше примеров видно, что выявление факторов, как положительно (в случае нейродегенерации), так и отрицательно (при канцерогенезе) влияющих на экспрессию молекулярных шаперонов, является перспективным направлением в медицине и в фармакологии.

Изучение транскрипционной регуляции генов молекулярных шаперонов также имеет существенное фундаментальное значение. Было показано, что гены теплового шока являются клеточной системой, которая демонстрирует наиболее быстрые и интенсивные процессы активации транскрипции (Erkine and Gross, 2003). Перестройки структуры хроматина на промоторных и кодирующих областях генов теплового шока в ответ на тепловой стресс проявляются исключительно контрастно до и после тепловой индукции. Показано, например, что значительное удаление октамера гистонов нуклеосом на промоторе гена HSP82 происходит в первые секунды после тепловой индукции (Zhao et al., 2005; Erkina and Erkine, 2006). Таким образом гены теплового шока являются уникалыюй моделью для изучения механизмов перестроек хроматина, связанных с инициацией транскрипции. Выявление факторов, энзиматических активностей, а также промежуточных состояний структуры хроматина во время индукции генов теплового шока необходимо для установления фундаментальных механизмов регуляции транскрипционной активности и является актуальной задачей современной молекулярной биологии.

Цель и задачи исследования

Цель работы состояла в выявлении факторов и молекулярных механизмов, связанных с индукцией активности генов теплового шока. Для достижения поставленной цели необходимо было решить ряд конкретных задач:

1) Выявить факторы транскрипции и механизмы, определяющие конститутивную и индуцибельную экспрессию генов HSP82 и HSC82.

2) Проанализировать доменную структуру и функции индивидуальных доменов фактора теплового шока (ШР).

3) Исследовать механизмы активации транскрипции генов теплового шока, зависимые от функционирования фактора теплового шока.

4) Охарактеризовать процессы перестройки структуры хроматина, связанные с активацией генов теплового шока.

5) Выявить энзиматические активности, необходимые для перестройки структуры хроматина при индукции транскрипции генов теплового шока.

Основные положения, выносимые на защиту:

1) Фактор теплового шока (НБР) взаимодействует с промотором гена НБС82 независимо от других промотор-специфических факторов и предотвращает репрессию транскрипции, вызванную присодинением нуклеосом.

2) Кооперативное взаимодействие нескольких молекул фактора теплового шока с промотором обусловливает высокий уровень индукции транскрипции с промотора гена ШР82.

3) Активационный домен фактора теплового шока необходим для динамичной перестройки хроматина при индукции транскрипции, вызванной тепловым шоком.

4) Потенциальный механизм удаления нуклеосом с промоторов генов теплового шока включает в себя непосредственное взаимодействие между гистонами и активационными доменами фактора теплового шока, приводящее к дестабилизации промоторных нуклеосом.

5) Предложена модель дестабилизации нуклеосом на основе

взаимодействия активационных доменов НБР с октамерами гистонов,

которая позволяет разрешить парадокс эффективного взаимодействия высоко

консервативных гистонов и низко консервативных активационных доменов

НБР, приводящего к активации транскрипции.

6) Инактивация энзиматической активности комплекса 8\У1/8ЫР приводит к полному прекращению перестроек хроматина на промоторе НБР12 и замедляет удаление октамера гистонов нуклеосом на промоторах генов ЖР82 и Б8А4.

7) Белковый комплекс ЯБС принимает участие и является критическим фактором для перестройки структуры хроматина в области промоторов генов теплового шока, а также необходим для привлечения РНК полимеразы II, обеспечивающей транскрипцию этих генов.

Научная новизна работы

Работа представляет собой первое сравнительное молекулярно-

биологическое исследование функций генов ШР82 и НБС82 у дрожжей

ЗассИаготусев сежЫае. Впервые картировано положение нуклеосом на

промоторах этих генов до и после транскрипционной индукции. Данные этой

части работы получены с использованием усовершенствованного нами

метода геномного футпринтинга. Впервые охарактеризованы

функциональные и структурные последствия точечных и комбинаторных

мутаций в промоторах этих генов, направленно созданных нами. Нами

впервые проведен генетический скрининг последовательностей,

функционально замещающих С-концевой активационный домен ШР.

Следствием анализа результатов этого скрининга явилась формулирование

модели молекулярного механизма работы активационных доменов, которая

разрешает многочисленные парадоксы и несоответствия трактовок известных

механизмов транскрипционной активации. Впервые были охарактеризованы

энзиматические активности, критически необходимые для активации генов

теплового шока. Нами выявлена прямая вовлеченность АТФ-зависимого

комплекса 8\¥1/8ИР в процессы ремоделирования хроматина на промоторах

ШР12, НБР82 и 5X44. Доказано, что в основе ген-специфического характера

работы комплекса 8\¥1/8ЫР лежит дифференциальная зависимость работы

промоторов генов теплового шока от транскрипционных факторов НБР и МБШ/Ч. Также впервые продемонстрирована универсальная зависимость промоторов модельных генов теплового шока от комплекса ИЗС.

Теоретическое и практическое значение работы

Работа имеет как фундаментальную, так и практическую значимость. Ее результаты важны в первую очередь для понимания механизмов регуляции работы генов теплового шока, экспрессирующих многокомпонентную систему молекулярных шаперонов. Система молекулярных шаперонов является эволюционно высококонсервативной и представлена принципиально сходными компонентами и механизмами их работы как у низших, так и у высших эукариот 1995; Уое11ту 2004). Благодаря эволюционной консервативности системы молекулярных шаперонов и механизмов её регуляции, теоретические и практические результаты работы в значительной степени могут иметь приложение к изучению молекулярных механизмов транскрипции в клетках человека и в других модельных систем. Новые методы и модификации известных процедур, разработанные в ходе нашей работы, могут быть использованы в различных молекулярно-биологических, биохимических и генетических исследованиях.

Результаты работы используются при чтении следующих курсов лекций: Молекулярная биология гена, Основы медицинской биохимии, Молекулярно-биологические технологии в медицине, Молекулярная фармакология, Фармацевтическая биотехнология.

Результаты работы открывают новые возможности для формулирования концепции и методов создания новых фармакологических препаратов, влияющих на экспрессию генов молекулярных шаперонов.

Апробация работы

Материалы работы были представлены на следующих конференциях: Keystone Symposia on Molecular and Cellular Biology. Histone code: Fact or Fiction? Utah , USA, January 2011. AbCam Conference: Chromatin structure and function. Costa Rica. November 2009. CNRC conference "New ideas for an old family: Heat Shock factor at crossroads between stress, cpigenetics and development". Roscoff (France), September 2008. Cold Spring Harbor Laboratory Meeting: Mechanisms of Eukaryotic Transcription, Cold Spring Harbor, USA, September 2007. Chromatin and transcription. Dominican Republic, December 2006; Gene-specific chromatin remodeling at yeast heat shock gene promoters. Chromatin-mediated biological decisions. Marburg, Germany, October 2006; BRIN conference Washington DC, July 2006; Chromatin: structure and function. Bahamas, December 2005; West Coast Chromatin and Chromosomes Conference, Asilomar, С A, December 2003; Keystone Symposium: Chromatin Structure and Activity. Santa Fe, NM, March 2003; Keystone Symposium: Chromatin Structure and Activity. Santa Fe, NM, January 2002; Keystone Symposium: Chromatin Structure and Function. Durango, CO, February 2000; Twentieth Annual West Coast Chromatin and Chromosomes Conference, Asilomar, CA, December 1998; 17th International Congress of Biochemistry and Molecular Biology, San Francisco, CA, August 1997; FASEB Summer Research Conference on Chromatin and Transcription, Snowmass, CO, July '97; Gordon Research Conference on Nuclear Proteins, Chromatin Structure & Gene Regulation. Tilton, NH, July 1996; Southeastern Regional Yeast Meeting, Hattiesburg, MS, March 1996; FASEB Summer Research Conference on Chromatin and Transcription, Snowmass, CO, June 1995; FASEB Summer Research Conference on Chromatin and Transcription, Snowmass, CO, June 1995; Southeastern Regional Yeast Meeting, Hattiesburg, MS, March 1995; Meeting of the Keystone Symposium on Heat Shock (Stress) Proteins in Biology and Medicine, Santa Fe NM, February 1995.

Публикации. По теме диссертации опубликовано 23 статьи, включая 2 обзорных, в международных и отечественных рецензируемых журналах. Дополнительно опубликовано 21 сообщение в материалах тезисов научных конференций и симпозиумов.

Объем и структура диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, посвященного молекулярной биологии регуляции транскрипции и включающего описание механизмов перестройки хроматина и пост-трансляционной модификации гистонов, описания материалов и методов исследования, глав «Результаты», «Обсуждение результатов», объединяющих X подглав, в которых приводится изложение экспериментальных данных с их обсуждением, заключения, выводов и списка цитируемой литературы цитируемых

источников). Работа изложена на 11 С страницах машинописного текста и содержит ^иллюстраций.

Краткая характеристика объектов и методов исследования

Эксперименты по выяснению ДНК-белковых контактов на промоторах генов ШР82 и ШС82 проводили с использованием метода геномного футпринтинга, модифицированного в нашей работе (Егкте с1 а1., 1995; Егкте е! а1., 1996). Ген-специфические олигонуклеотиды метили у-Р32-АТФ по 5'-концу. Меченый олигонуклеотид отжигали с предварительно обработанной ДНКазой-1 геномной ДНК и достраивали Taq-пoлимepaзoй до места обрыва ДНК. Полученные меченые фрагменты ДНК разделяли электрофорезом в секвенирующем геле (Рис. 2).

Относительную афинность НБР к мутантным последовательностям

ДНК измеряли смешиванием рекомбинантного ШР с олигопуклсотидамн,

содержащими соответствующие мутации (Рис. 3). Полученную смссь

разделяли электрофорезом в нативном полиакриламидном геле. Участок

геля, содержащий ДНК-белковый комплекс с замедленной, относительно

несвязанных олигонуклеотидов, подвижностью вырезали, экстрагировали

ДНК и разделяли в секвенирующем полиакриламидном геле. Интенсивность

меченых фрагментов ДНК измеряли с использованием фосфориммиджера.

Штаммы, содержащие делеции специфических генов, создавали путем замещения выбранной последовательности ДНК кассетой, содержащей селекционный маркер (Guldener et al., 1996; McNabb et al., 1997). В качестве маркеров использовали гены биосинтеза специфических аминокислот, а также гены устойчивости к антибиотикам. Кассету, содержащую селекционный маркер, амплифицировали с помощью ПЦР из соответствующих плазмид, содержащих искомые последовательности. Праймеры, использованные для ПЦР-амплификации, содержали минимум 40 нуклеотидов, комплементарных концам геномной ДНК, выбранной для делетирования. После трансформации клеток фрагментом ДНК, содержащим маркерную кассету, описанную выше, клетки выращивали на селективной среде и образовавшиеся колонии скринировали методом ПЦР, используя диагностические праймеры. Созданные геномные конструкции подтверждали секвенированием ДНК.

Для проведения генетического скрининга на функциональной последовательности активационных доменов была создана геномная библиотека (Erkine and Gross, 2003). Для ее создания использовали родительскую плазмиду, содержащую ген HSF с делетированным С-концевым активационным доменом (Рис. 6). Фрагменты геномной ДНК, полученные перевариванием с помощью рестриктазы Saißa I, лигировали в конец кодирующей области HSF гена перед стоп-кодоном. Полученную библиотеку амплифицировали в E.coli и использовали для трансформации дрожжевого штамма с делетированной хромосомной копией гена HSF и содержащего нативный ген HSF в плазмиде, несущей URA3 маркер. После трансформации плазмиду, содержащую нативный HSF, удаляли с помощью негативной селекции на среде, содержащей 5-фторооротовую кислоту. Полученную библиотеку дрожжевых штаммов, содержащих конструкции HSF с модифицированным С-концевым районом, скринировали на способность расти при повышенной температуре (39°С). ДНК из

образовавшихся колоний анализировали секвенированием фрагмента, дотированного в конце кодирующей области гена HSF.

Динамику изменения хроматина на промоторах генов теплового шока изучали с помощью иммунопреципитации хроматина с последующим анализом репрезентации нуклеотидных последоватеьностей методом количественной ПЦР в реальном времени. Метод был модифицирован нами и включал использование магнитных сфер для иммунопрецепитации (Erkina and Erkine, 2006; Erkina et al., 2008). Этот же метод использовался для изучения динамики взаимодействия транскрипционных факторов, а также РНК-полимеразы II с промоторными элементами генов теплового шока.

Результаты и обсуждение

Механизмы конститутивной и индуцибельной экспрессии генов HSP82 и HSC82.

Гены, кодирующие молекулярные шапероны, активируются и меняют уровень экспрессии в ответ на стрессовые условия по-разному. Примером дифференциальной регуляции генов теплового стресса является регуляция генов HSP82 и HSC82. В то время как ген HSC82 экспрессируется на высоком уровне до теплового шока и в ответ на повышение температуры увеличивает свою экспрессию только в 3 раза, ген HSP82 до теплового шока экпрессируется на очень низком уровне и при повышении температуры увеличивает свою экспрессию в 15-20 раз (Рис. 1). Представлялось важным выяснить, какие факторы определяют конститутивную экспрессию HSC82 и природу высокой индуцибельности гена HSP82.

Для выяснения механизмов, определяющих высокую степень конститутивной экспрессии HSC82, нами был проведен компьютерный

30°С 37°С

анализ последовательности ДНК промотора гена НЗС82. Было показано (Егкте е[ а1., 1995), что последовательность этого гена содержит несколько консенсусных последовательностей, узнаваемых различными транскрипционными факторами. Для того, чтобы выяснить, какие из этих

факторов принимают участие в регуляции транскрипции, нами был проведен анализ промотора Н8С82 с помощью геномного футпринта (Рис. 2). Этот подход выявил наличие двух участков промоторной ДНК,

взаимодействующих с белковыми факторами. Зоны протекции полностью совпадают с последовательностями, взаимодействующими с фактором теплового шока НБР, а также с последовательностью, взаимодействующей с фактором 011Р2. К моменту этих экспериментов была известна зависимость регуляции гена #5'С82 от НБР. Вовлеченность фактора С;ЯР2 в регуляцию гена И8С82 была показана нами впервые.

НБС82 НБР82 АСТ1

Рис. 1 Ншененне уровня шБЦЧА генов НЯС82 и ЖР82 при изменении 1емперагуры от 30°С до 37°С в сравнении с геном А СТ1.

Мутационный анализ, сопровождавшийся экспериментами по геномному футпринту, продемонстрировал, что удаление участков связывания вЯР2 в промоторе Н8С82 приводило к некоторому ослаблению футпринта Н8Р. Параллельно с этим было показано, что индуцибельность гена Н5С82 возрастала (Егкте й а1., 1996). Мутация участка ДНК, с которым взаимодействует НБР, приводила к полному исчезновению футпринта ШР, в то время как футпринт ОЯР2 был ясно виден (Рис. 2). Уровень экспрессии НБС82 в этом штамме был практически равен нулю.

А т тш ЛН8Е1

\ г % « ) ( г I % т п п пи г5

Рис. 2 Геномный футпрмгпшг г помощью даКаж1-1 дтонсп»фтет щштгсгвие факторов и на

промоторе гш) Ш>С'82„ Дцюжш 1, 5. 9 о 13 - сжвенэдгошшй контроль посяедовакэтьносш ДНК Дорожки 2. б. 10 и 14 -контрольный перевар свободной ДНК с помощью ДНКгкы- I Дорожш 3. 4. 8. 11, 12» 15, 16 ~ геномный фущрпнг в соох>ектв>тощем ш гамме Нажаига штаммов (дечещш) ук<тны над панелями Положение фу нкщюнальных последовательное!««, похшшкшьш учавствукчщнх во вшшодейетвнн с беякамн. укачаны справа н слева от каждойпашзш.

Описанная выше серия эксперимента позволила сделать вывод, что фактор С]КГ'2 является стабилизирующим в отношении фактора НЯР, который в свою очередь является основным активатором гена Я5С52. Исходя из описанных выше данных, нами была предложена модель (Егкте е! а1., 1996), согласно которой высокая и конститутивная экспрессия #502 определяется кооперативным взаимодействием между факторами НЭР и (Ж1:2, при этом фактор ОНГ2 стабилизирует 1Р. обеспечивая таким образом условия для высокого уровня экспрессии Н5С82 еще до теплового шока.

Для выяснения механизмов, определяющих высокую иидуцибелыюсть гена HSP82, был также проведен компьютерный анализ последовательности ДНК промотора HSP82 (Erkine et al., 1995). Этот анализ выявил наличие множественных последовательностей, совпадающих с консенсусом HSE (heat shock element). Эти данные позволили предположить, что с промотором гена HSP82 одновременно могут взаимодействовать несколько молекул HSF. Это предположение, в свою очередь, создавало предпосылку для выдвижения гипотезы кооперативного взаимодействия молекул HSF.

Для проверки гипотезы кооперативное™ нами были проведены эксперименты конкурентного взаимодействия двуцепочечных олигонуклеотидов, содержащих одинарную и удвоенную последовательности HSE с рекомбинантным HSF (Erkine et al., 1999). Было продемонстрировано, что HSF взаимодействует с олигонуклеотидом, содержащим двойной FISE, примерно в 50 раз более эффективно, чем с олигонуклеотидом, содержащим одинарную последовательность HSE (Erkine et al., 1999). Эти данные однозначно продемонстрировали кооперативность взаимодействия HSF с множественными HSE. Идея кооперативное™ взаимодействия HSF с промотором HSP82 нашла также подтверждение в экспериментах по конкурентному взаимодействию с двуцепочечными

Рис 3. Коопгриишность в-ишчодейавия H.SF с природным промотором HSPS2, А - -задержка зджтроффеппесшГ! подшьшосш меченых ошгонуклеотщов врепльтпте комляа<сообрз'}овпнш с HSF В -

фракции. ссщфллщие свободные н связанные с HSF отигонуьлкшда, ьщ) ешид го тетя (панечь А) п раздечены на секбшащгошом гете.

ннтенснвносш оандов пршеня справа.

олигонуклетидами, содержащими природную последовательность промотора ШР82 (Рис. 3). Взаимодействие НБР с последовательностью дикого типа в несколько раз превышает взаимодействие 1181" с последовательностями, содержащими одну или две точечных мутаций в одном из НБЕ, и более чем в 10 раз меньше для олигонуклеотида с делетированным ШЕ1(Рис. 3). Эти данные строго коррелируют с уровнем экспрессии гена НБР82 дикого типа в сравнении с экспрессией этого же гена, содержащего мутации, идентичные мутациям, использованным в олигонуклеотидах при анализе конкурентного взаимодействия с НБР.

УГГ Р2

ш::: Ш Ш Ш ' т I 1 } « 1 £ 7 в » т«!8Л»И

Рис, 4. ОК пцмшшш М1 уНго шкшьашп коопгряпивног тимодшстши Н8Г г ооштти! Н&£1. НШ И Ш»ЕЗ щюютор 1Е$Р82. .'Ьишные фрагменты ДНК подвфгшшсь обрабоше увешгишаюии шея юлшеспом Н8Р Образовавшиеся комплексы б елок-ДНК были обработаны ДНКятой-Г Вьщетенные фрагменты ДНК были Анекфофорешч«гскирачце»1«нына » «.еквенашюнном 1 аде.

Дополнительное подтверждение идеи кооперативное™ было получено с помощью метода футпринта in vitro. Поскольку этот метод позволяет непосредственно наблюдать ДНК-белковые взаимодействия по изменению паттерна протекции районов ДНК взаимодействующими белками (в данном случае HSF), эти эксперименты продемонстрировали одновременное взаимодействие молекул HSF с множественными последовательностями HSE (USE!, IISE2, HSE3) в промоторе гена HSP82 (Рис. 4). Полученные нами данные также свидетельствуют, что футпринт молекул HSF полностью элиминировался в случае двух точечных мутаций, изменяющих консенсус HSE1.

Все вышеописанные эксперименты позволяют с высокой уверенностью сделать вывод о том, что высокая индуцибельность гена HSP82 определяется кооперативным взаимодействием молекул HSF с HSE промотора HSP82 во время теплового шока.

Механизм работы активационных доменов HSF.

Поскольку основным активатором генов теплового шока является HSF, представлялось важным проанализировать механизмы работы различных доменов HSF. Фактор HSF у дрожжей имеет в своем составе 4 основных функциональных домена: С- и N-концевые активационные домены, домен связывания с ДНК, а также тримеризационный домен (Рис. 5).

ДНК

связывание

1 40 147171 259 333 424 584 783 833

Тримеризация

Рис. 5. Доменная структура молекулы HSF

Активационные домены 118 Р являются абсолютно необходимыми для активации транскрипции. Было известно, что они отличаются функциональным проявлением. И-концевой активатор ответственен за быструю реакцию на тепловое воздействие, тогда как С-концевой активатор необходим для долговременного ответа (8ощег, 1990). Известно также, что удаление С-концевого активационного домена приводит к уменьшению транскрипции генов НБР, а также к летальности при повышенной температуре (8ог§ег, 1990). Мы использовали эту особенность С-концевого активационного домена для создания системы генетического скрининга последовательностей, функционально замещающих С-концевой активатор и восстанавливающих выживаемость и рост клеток при повышенной температуре (см. Методы - создание геномной библиотеки и рис. 6).

Рис. а. Схема доведши генгппккого скрининга для выявления шклгдоваклымтй, функционально ШКЩЯОШЙХ С'-КОНЦГВОЙ ЯКТ1ШЯЩЮШ1ЫЙ ДОМ»! в

сбгпше молекулы ШТ. Покатана схеш конструцхчванга геномной бншиотекн и условия сетекщш химерных нояшл. способных подд давать рост дрожжевых клеток щш повышенной темпер а пре (3"°С).

Результатом проведенного нами генетического скрининга явилось выявление аминокислотных последовательностей, которые функционально замещали С-концевой активационный домен в составе молекулы HSF. Статистическая обработка скрининга показала, что 3-5% случайных последовательностей в состоянии функционировать как активационные домены HSF (Erkine and Gross, 2003). Анализ конкретных выявленных нами искусственных активационных доменов показал отсутствие консенсусной последовательности. В то же самое время, объединяющей особенностью этих последовательностей оказалось повышенное содержание кислых и гидрофобных аминокислотных остатков. Высокая вероятность появления функциональных последовательностей в случайном наборе, а также отсутствие выраженной консенсусной последовательности позволяет сделать вывод о малоспецифичном взаимодействии активационных доменов с их функциональными мишенями.

Дополнительным важным выводом, который позволяют сделать наши данные об аминокислотном составе активационных доменов, является то, что аминокислотные последовательности мишеней активационных доменов, по всей видимости, являются основными и гидрофобными. Этот вывод, в свою очередь, позволяет сделать предположение, что выявленные нами активационные домены взаимодействуют с гистонами промоторных нуклеосом. Предполагаемое взаимодействие между активационными доменами и гистонами позволяет сформулировать молекулярный механизм функционирования активационных доменов. Основой этого механизма является дестабилизация промоторных нуклеосом в результате низкоспецифического прямого воздействия активационных доменов.

Сформулированная нами модель функционирования активационных доменов (Erkine, 2004) противоречит классической модели функционирования транскрипционных активаторов. По классической модели (рис. 7) активационные домены рекрутируют многочисленные коактиваторы,

Рае. Сравнение классической модели пктивящш трашкршщип (А) и модели. пргдшшюв нжш (В), А -Ыедечь щщющ ЕШЩШШ »се белковые комплексы рекрущптотся с помощью црямого физического взаимодействия с акпшащюнньш доменом. Б - Модель непрямот р актирования: первоначально жптящюнный домен взаимодействует с шсюнамп. дестабнтгяфуя локачьные нукяеосомы, которые после •«ого становятся мишенями дня ремодегсцхеання Конечным этапом является чабпшгация шмгиекса трансцитцпонной шащнацшша гфомотореспомощыоакнюационного домена

включающие в себя гистон-модифицирующие комплексы, АТФ зависимые коплексы ремоделирующие хроматин, а также компоненты комплекса инициации транскрипции, включая базальные, или общие факторы транскрипции, компоненты медиаторного комплекса и РНК-полимеразу. Результатом взаимодействия активационных доменов с этими многочисленными и многообразными белковыми субъединицами является

удаление октамера шстонов промоторных нуклеосом и сборка комплекса инициации транскрипции. Классическая модель не является идеальной, поскольку принятие ее приводит к формулированию парадокса, демонстрирующего несовершенство этой модели. Суть парадокса заключается в том, что, с одной стороны, существует строгая функциональная консервативность, выражающаяся в легкой замене активационных доменов друг другом, не только между транскрипциониымн активаторами внутри клетки одного вида, но и между клетками различных биологических царств; с другой стороны, отсутствует консервативность структуры и аминокислотных последовательностей активационных доменов. С помощью классической модели трудно объяснить, каким образом активационные домены при переносе между клетками дрожжей и человека или растений в состоянии найти специфические мишени, необходимые для инициации транскрипции.

Предложенная нами модель (Егкте, 2004) позволяет легко разрешить описанный выше парадокс. По нашей модели активационные домены взаимодействуют с гистонами промоторных нуклеосом, нарушая каноническую нуклеосомную структуру и делая модифицированные нуклеосомы мишенями для комплексов, модифицирующих гистоны и ремоделирующих хроматин. Поскольку гистоны являются наиболее эволюционно консервативными белками и исключительно мало отличаются по аминокислотному составу между клетками различных биологических царств, то взаимодействие активационный домен - гистоны не будет существенно меняться при взаимозамене активационных доменов между клетками различных биологических царств. Преимущество нашей модели заключается также и в том, что малоспецифически взаимодействующие партнеры (активационные домены и гистоны) находятся на близком расстоянии на промоторе, тогда как по классической модели активационные домены, обладающие низкой специфичностью взаимодействия с

потенциальными партнерами, должны идентифицировать критически важную мишень среди огромного многообразия белков кариоплазмы. Чтобы проверить нашу модель, мы провели серию экспериментов, в которых С-концевой активационный домен дрожжевого Н8Г был замещен белковыми модулями, взаимодействующими с гистонами. Было показано (рис. 8), что

ЗОЧС 3 Гс

Рис. 8. Модули, взаимодействующие с гистонами (€".№! м 1ШЮ), в составе ШБ' с делегированным С-концевым актива циоиным

доменом, частично компенсируют темпфаггуро-чувствительный фенотип.

фрагменты факторов СТШ и HNFЗ, известные своей способностью взаимодействовать с гистонами, частично компенсируют температуро-чувствительный фенотип штамма, экспрессирующего Н8К с делегированным С-концевым активационным доменом.

Нами также были проведены эксперименты, ставящие задачей проверку функциональности активационных доменов гистоновых шаперонов или их фрагментов. Было показано (рис. 9), что фрагмент молекулярного шаперона NAP1, который неспецифически взаимодействует с гистонами и является эволюционно консервативным, проявляет себя как высоко активный активационный домен. В составе молекулы, содержащей ДНК-связывающий домен активатор йаМ, описанный выше фрагмент №АР1 показывает уровень индукции реиортерного гена, соответствующий 70% активности Са14 с высокоактивным нативным активационным доменом (рис. 9).

: 5й> ш ш т <№

[------Гтг*---------------Ц-Цд

Ш А¡сМкгвд'иж

ваЕ4

в ВЭ-Ы ар 1 (366-417) СВВ-Мар1(302-417) СВ&Ыар1(1-4!7) рЯ3424 6а ¡4(1-147) Са!4

6ВВ-Ызр1(366-4 Г7) СВЕ)-Ыар1(302-417) Б80-Мар1{М!7) рН5424 6аМ(1-147)

Рис. 9. Район Мар! взаимодействующий с гистонами функционирует как активационный домен. А -

доменная струкрура №|р1. В - активация репортера ЬШЗ выражается в росте клеток на среде без гистидина. С - активация репортера ЬясЪ фрагментом Нар] взаимодействующим с гистонами сравнима с активацией этого же репортера нагивным активатором Ста14

Результаты проведенного нами генетического скрининга и последующие эксперименты по замене нативных активационных доменов на известные белковые модули, взаимодействующие с гистонами, подтверждают сформулированную выше модель механизмов активации транскрипции путем дестабилизации нуклеосом.

я -'Ф

I -N5

302-417 6В0 366-417 ваН рН5424

Энзиматпческие активности, принимающие участие в удалении белков нуклеосом при активации транскрипции генов теплового шока.

По предложенной нами модели, активационные домены деформируют нативную структуру нуклеосомы, делая ее мишенью для энзиматических

активностей, модифицирующих гистоны и ремоделирующих хроматин. Нами

была предпринята попытка идентификации этих энзиматических активностей. Основной методический подход в этой части работы заключался в создании штаммов, содержащих делеции специфических субъединиц известных энзиматических комплексов и в использовании набора высокоиндуцибельных генов теплового шока в качестве репортеров процессов ремоделирования хроматина.

Рис. 10. Потеря яггкпеосом лрн тепловой вщтедш прекращается на промоторе ННР12 и замедляется ш щ»дагот»рах ННР82 и Шк-и в штамме, несущем делении» ШЮ, По осп X да каадой панели указаны вреш продотпельносш теплового шока в минутах; по осп V отложена степень потфп шегона Ш. Данные получены с помощью шмунодеевдпипедш хрошпша шметексов. содержащих гистон НЗ. и относительное ыотпчесгво ДДК оцкздечено с помощью метода количественной ПЦР в реальном времени.

Нами впервые было показано, что потеря гистонов НЗ на промоторе гена НБРП полностью зависит от наличия активности 8№2, который является основной энзиматической субъединицей ремоделирующего комплекса 8\¥1/8КР. Два других репортерных промотора - НБР82 и 8БА4, показывают снижение и замедление потери нуклеосом при тепловом стрессе (рис. 10). Нами было также показано, что значительная зависимость промотора гена ШР12 от активности 8\¥1/8№ комплекса обусловлена

отсутствием активаторов на этом промоторе до теплового стресса, в то время как промоторы НЗР82 и 85А4 содержали значительное количество ШГ до тепловой индукции, обеспечивая тем самым прединдукционную платформу для процессов ремоделирования хроматина (рис. 11).

Д Ko.'uiMttiiu» HSF g lliMriurairK».'UPir<reu IfSK ДО KIUIOIIOI« ШОК M MO llfl*MJI tnKieior» шок»

.............m.....| 4 mnz | |

. Il 1шШЕ1

HSP12 WJ SU4 ' ■ * f- t -«

С D

H$f*2 -----1 4-яаи

i.lil Ié.i as 11 I 11 II

Pur. II. Ассоциация HSF с промоторами ржньк генов теплового шока тмтяеггя во время теплового шока. А. «-HSF-CliIP. Присутствие HSF на исследуемых г^юдаторах до применения iermoBoro шока. Данные количественной ПЦР HqjManinoBaHbi отосшельно PHOS и контрольного хроматина. В. tt-HiSF-C1»IP. Изменение шлтеова HSF на промоторе HSP12 после теплового шока отностеяьно точки «О мин» теплового шока, которая была г$шшт за I, С. c*.«HSF-CTiIP. Изменение количества IISF ш промоюре HSPS2 ог начала ютового шока относительно точки «О кош ». шторая быаз принята зд 1 D. HiSF-CliIP. Изменение количества HSF на промоторе S&.44 после качала imooBoro шока ошосшельно точки «О млн», штораябыяз пришла sa 1. По ошХ охяожено время протекания теплового шока в минутах. по осп Y отложено относительное шпшеетво HBF, сздаывающт^ с соответствующим t^J0M0i0i)oM(A.B .С D)

В дрожжевой клетке родственным комплексу 8\У1/8№ является другой комплекс АТФ-зависимого ремоделирования хроматина - Известно,

что инактивация этого комплекса летальна. Для того, чтобы проверить эффект инактивации комплекса ИЗ С, нами был использован штамм, содержащий хромосомную конструкцию, экспрессирующую основную субъединицу комплекса Я8С - 8ТН1 под промотором, регулируемым антибиотиком доксициклином. Было показано, что в присутствии доксициклина экспрессия 8ТН1 уменьшается до уровня, не детектируемого с помощью Вестерн-блотинга. В этих условиях рост клеток существенно замедлялся (Егкта е1 а1., 2010). Анализ потери гистонов на репортерных промоторах при тепловом шоке в этом штамме в присутствии доксициклина показал существенное уменьшение и задержку потери гистонов на трех проанализированных репортерах (рис. 12). В присутствии доксициклина

нтв

- ишж

1 I

.гм ш

шш* *шшш

• шн * * §•

& ■ $ - .....

Г5 •"—|

и • (!

ШЛ4

аи1 Ни

1(11 Ж * « жми

«ЖмЖтШцЖ

1,1,111:

ШйШ

14 1ЩШШ

»т« % *» «ш»

И % *

Рис. 12. Ишкпшащш КНС комплект существенно снижает потери» питонов № модельных промоторах при тепловом стреме. Штамм, содержащий ген 5ТШ с регресенрушыы промотором ( лрояналтц>ован в условпяк отсутствия ( Мо 1)ох'! ши лрпсутствня (+Юсгс) репрессора (дошаднлшз). Условия про&едення жшеримента п маркировка панелей аналогичны рнсужу ".

нами была показана полная потеря взаимодействия РНК-полимеразы II с

промоторами репортерных генов (рис. 13). Поскольку такого эффекта не

наблюдалось в случае инактивации комплекса 8\У1/8№ (Ляп (2). нами был

сделан вывод, что параллельность работы комплексов К8С и 8\\'!/'8ЛТ

является условной, а также что активность комплекса К8С является более необходимой для экспрессии генов теплового шока.

111(1 |||

1 Ц*!» 1 I

I ШШг Щ |

Л\\\ III

■ Ш tb % Ш Ш Ы m 1 М IМ Ж.

«tbuuuJJUuu.

■'i 5 $ $ & ж ш ш

iUMU^UjljL S Iii lit i 1 .

ltd • U t г 4

Рис. 13. Ннлкт1Ш;пшя STHl члтоширует рекрутирование Pol И на ¡недельных промоторах. Условия доведения экперимеша н марк!|)овка панепей те же. что на рисунке 8, га исключением того, что шшунопрецЕЮшацгга была проведет с помощью анппея, взаимодействующих с Ро1-Н

Аналогичным образом нами были последовательно проанализированы эффекты индивидуальной инактивации большинства известных АТФ-зависимых комплексов, ремоделирующих хроматин. Было показано, что инактивации индивидуальных комплексов (за исключением описанных выше комплеков и Л8С) не оказывали значительного эффекта на

процессы ремоделирования хроматина репортерных промоторов генов теплового шока. Некоторым исключением в этом ряду являлась инактивация комплекса 18\\П, делеция которого показывала небольшой эффект, подобный эффекту инактивации 8МК2 на промоторах НБР82 и 8БА4 (Рис. 14). Так как эффекты, возникающие при делетировании БШ72 и I, носят сходный характер, возникает вопрос, являются ли комплексы 8\¥[/5МР и 18\¥1 функционально избыточными? При инактивации обоих генов и ГЯ1¥! мы обнаружили синергический эффект влияния на кинетику и уровень потери гистонов на промоторах НБР82 и 4 (Рис. 14). Уровень

ремоделироваиия в штамме с двойной делецией был значительно ниже, чем в штаммах, несущих индивидуальные делении.

ЮТ

лтл

Н5Р12------

Л.

0.5 1 2 4 3 16 32 64

X Ю

Н5Р12

ЮР82

■Э С.5 1 2 4 5 А:

-Н$Р82-

С 13.5 1 2 4 ! ]в ;

— —

г^гг! 1

- ССЛЛ

0.5 2 1 4 г о (?.в

55,44

...»

0 5 1 2 4 2 1« 52 64

ЛВ№2/АШ1 о,

■ШР82~

5544 ■

..«цПЬ

0С\5 1 2 4 £ Л« 52 64 О >>.5 1 2 4 3 16 52 *

Рнс. 14. Комбинация делеций и Ш¥1

значительно снижает удаление гистонов с промоторов ИН142, ЖР82 и 4. По осям X отложено время протекания тейпового шока в минутах; по осям У отложено уменьшение количества шстонов НЗ по сравнению с базалышм уровнем.

Для промотора НБР12, как уже обсуждалось выше (Егкта е! а1., 2008), в штамме АБЫР2 ремоделироваиия хроматина практически не наблюдалось. На основании описанных выше данных нами было сделано предположение о функциональном взаимодействии комплексов 18\У1и 8\¥1/8№.

Выводы

1. Механизм конститутивной экспрессии гена НБС82 обусловлен стабилизацией взаимодействия НБР с промотором этого гена благодаря постоянному присутствию фактора С{1Р2 на этом промоторе.

2. Высокий уровень индуцибелыюсти промотора гена НБР82 определяется повышенным количеством сайтов связывания НБР на этом промоторе, и кооперативным взаимодействием молекул НБР между собой при связывании с этим промотором.

3. Основным фактором, определяющим перестройки хроматина на промоторах генов теплового шока, является НБР, поскольку делегирование активационных доменов этого фактора существенно снижает степень удаления гистоновых октамеров при тепловой индукции транскрипции.

4. Потенциальный механизм удаления нуклеосом с промоторов генов теплового шока включает в себя непосредственное взаимодействие между гистонами и активационным доменом фактора теплового шока, приводящее к дестабилизации промоторных нуклеосом.

5. Предложена модель функционирования активационных доменов НБР через дестабилизацию ими октамеров гистонов нуклеосом, которая дополняет классическую модель прямого рекрутирования коактиваторов и позволяет разрешить парадокс эффективного взаимодействия высоко консервативных гистонов и низко консервативных активационных доменов НБР, приводящего к активации транскрипции.

6. Комплекс 8\УТ/8КР, ремоделирующий хроматин, по-разному вовлечен в процессы активации генов теплового шока, поскольку инактивация энзиматической активности комплекса ВХУТ/БОТ приводит к полному прекращению перестройки хроматина на промоторе Я5Р/2, тогда как

удаление белков нуклеосом с промоторов генов HSP82 и SSA4 не прекращается полностью, а только замедляется. 7. Белковый комплекс RSC необходим для перестройки хроматина на промоторах генов теплового шока и для индукции транскрипции. Инактивация этого комплекса приводит к прекращению перестроек хроматина и предотвращает привлечение РНК-полимеразы II, обеспечивающей транскрипцию этих генов.

Устные доклады по приглашению

Январь, 2011. Keystone Conference on Molecular and Cellular Biology: "Histone code: fact or fiction?", Utah, USA

Сентябрь, 2008 Jacques Monod Conference "Heat Shock Factors at crossroads between stress, epigenetics and development", Roscoff, France. Декабрь, 2003. 25th International West Coast Chromatin and Chromosomes Conference. Pacific Grow, California.

Январь, 2003. Department of Biochemistry, University of Indiana, Muncie, Indiana.

Январь, 2003. Department of Biochemistry, North Dakota State University, Grand Forks, North Dakota.

Февраль, 2002. Barbara Ann Karmanos Cancer Institute, Detroit, Michigan. Март, 2001. Department of Biochemistry, Louisiana State University, Baton Rouge, Louisiana.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. T.Y. Erkina, Y. Zou, S. Freeling, V.I. Vorobyev, A. M. Erkine. Functional interplay between chromatin remodeling complexes SWI/SNF, ISWI, and RSC in regulation of yeast heat shock genes. Nucleic Acids Res. 2010, 38:1441-9.

2. T Y. Liu, S. Ye and A. M. Erkine. Analysis of Saccharomyces cerevisiae genome for the distributions of stress-response elements potentially affecting gene expression by transcriptional interference. In Silico Biology, 2009, 9, 0030.

3. T. Y. Erkina, M. V. Lavrova, A. M. Erkine. Alternative ways of stress regulation in cells of S. cerevisiae: transcription activators Msn2 and Msn4. Cell and Tissue Biology, 2009, 51:121-129.

4. T. Y. Erkina, P. A. Tschetter, A. M. Erkine. Different requirement of SWI/SNF complex for the robust nucleosome displacement at promoters of HSF and Msn2/4 regulated heat shock genes. Mol. Cell. Biol., 2008, 28:1207-1217.

5. A. M. Erkina, A. M. Erkine. Displacement of histones at promoters of yeast heat shock genes is differentially associated with histone H3 acetylation. Mol. Cell. Biol., 2006, 26:7587-600. Summary figure used as a cover art for MCB v.26(20).

6. H. Singh, A. M. Erkine, S. B. Kremer, H. M. Duttweiler, D. A. Davis, J. Iqbal, R. R. Gross, D. S. Gross. A functional module of yeast mediator that governs the dynamic range of heat-shock gene expression. Genetics, 2006, 172:2169-84.

7. A. M. Erkine. Activation domains of gene-specific transcription factors: are histones among their targets? Biochem. Cell Biol., 2004, 82: 453-459. Summary figure used as a cover art for the issue 4 of the journal.

8. A. M. Erkine and D. S. Gross. Dynamic chromatin remodeling triggered by natural and synthetic activation domains. J. Biol. Chem., 2003, 278: 7755-64.

9. C. B. Bourgeois-Venturi, A. M. Erkine and D. S. Gross. Cell Cycle-Dependent Binding of Yeast Heat Shock Factor to Nucleosomes. Mol. Cell. Biol., 2000, 20: 6435-6448.

10. D. C. Raitt, A. L. Johnson, A. M. Erkine, K. Makino, B. Morgan, D. S. Gross, L. H. Johnston. The Skn7 response regulator of Saccharomyces

cerevisiae interacts with Hsfl in vivo and is required for the induction of heat shock genes by oxidative stress. Mol. Biol. Cell, 2000,11: 2335-2347.

11. A. M. Erkine, S. F. Magrogan, E. A. Sekinger, D. S. Gross. Cooperative binding of heat shock factor to the yeast HSP82 promoter in vivo and in vitro. Mol. Cell. Biol., 1999,19: 1627-1639.

12. Y. Lee, W. M. Wong, D. Gayer, A. M. Erkine, R. N. Nazar. In vivo analyses of upstream promoter sequence elements in the 5S rRNA gene from Saccharomyces cerevisiae. J. Mol. Biol., 1997, 269: 676-683.

13. A. M. Erkine, С. C. Adams, T. Diken, D. S. Gross. Heat shock factor gains access to the yeast HSC82 promoter independently of other sequence-specific factors and antagonizes nucleosomal repression of basal and induced transcription. Mol. Cell. Biol., 1996,16: 7004-7017.

14. A. M. Erkine, С. C. Adams, M. Gao, D. S. Gross. Multiple proteinDNA interactions over the yeast HSC82 heat shock gene promoter. Nucleic Acids Res., 1995, 23: 1822-1829.

15. A. M. Erkine, C.Szent-Gyorgyi, S. F. Simmons, D. S. Gross. The upstream sequences of the HSP82 and HSC82 genes of Saccharomyces cerevisiae: regulatory elements and nucleosome positioning motifs. Yeast, 1995,11: 573-580.

16. Y. Lee, A. M. Erkine, D. I. Van Ryk, R. N. Nazar. In vivo analyses of the internal control region in the 5S rRNA gene from Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res., 1995, 23: 634-640.

17. M. A. Karymov, A. A. Kruchinin, Yu. A. Tarantov, I. A. Balova, L. A. Remisova, N. G. Sukhodolov, A. I. Yanklovich, A. M. Erkine *(Yorkin). Legmuir-Blodgett film based membrane for a DNA-probe biosensor. Sensors and Actuators В., 1992, 6: 208-210.

18. A. M. Еркип. Характеристика фибрилл хроматина, иммобилизованных на поликатионной поверхности. Биохимия, 1992, 57:312-316.

19. А. М. Еркип. Экранированность гистонов HI, Н5 и ДНК в

наднуклеосомной структуре эритроцитарного хроматина. Ленинградский государственный университет. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. 1987.

20. А. М. Еркии. Хроматин на мембране: исследование доступности гистона Н5 для антител в наднуклеосомной структуре хроматина. Молекулярная биология. 1987. 21: 688-695.

21. А. М. Еркии, Л. Г. Водовьянова, А. А. Липская, А. В. Козлов. Особенности ограниченного трипсинолиза гистона Н5 в растворе и составе с хроматина различным уровнем компактизации. Биохимия, 1987, 52:396-404.

22. А. М. Еркии. Экранированность ДНК от действия ДНКазы I в наднуклеосомной структуре хромотина. Вестник Ленинградского государственного университета, 1986, 3: 78-83.

23. М.И. Мосевицкий, А. М. Еркии. О специфичности распределения модифицированных форм и подфракций гистонов в хроматине. Доклады АН СССР, 1982, 262: 1510-1513.

24. V. A. Pospelov, А. М. Erkine *(Erkin), А. Т. Khachatrian. HI and Н5 histone arrangement in chromatin of pigeon erythrocytes. FEBS Lett., 1981, 128:315-317.

Публикации в форме тезисов на конференциях

1. А. М. Erkine, Т. Y. Erkina. Keystone Symposia on Molecular and Cellular Biology. Histone code: Fact or Fiction? "Activator - Histone Interactions: Fact or Fiction?" Utah (USA) January, 2011.

2. T. Y. Erkina, Y. Zou, S. Freeling, A. M. Erkine. Functional interplay between chromatin remodelling complexes RSC, SWI/SNF, and ISWI in regulation of yeast heat shock genes, ABCAM Conference: Chromatin structure and function. Costa Rica. November 2009.

3. A. M. Erkine, T. Y. Erkina. Regulation of chromatin remodeling at heat shock gene promoters by HSF and Msn2/4 activators. "New ideas for an old family:

Heat Shock factor at crossroads between stress, epigenetics and development". Roscoff (France) - September, 2008.

4. T. Y. Erkina, P. A. Tschetter, A. M. Erkine. Different requirements of SWI/SNF complex for the robust nucleosome displacement at promoters of HSF and Msn2/4 regulated heat shock genes. Cold Spring Harbor. September 2007.

5. T. Y. Erkina, A. M. Erkine. Differential mechanisms of nucleosome displacement at yeast heat shock gene promoters. Chromatin and transcription. Dominican Republic, December 2006.

6. T. Y. Erkina, A. M. Erkine. Gene-specific chromatin remodeling at yeast heat sock gene promoters. Chromatin mediated biological decisions. Marburg, Germany, October 2006.

7. T. Y. Erkina and A. M. Erkine. Correlation between the degree of nucleosome displacement and histone H3 acetylation during gene activation. BRIN conference Washington DC, July 2006

8. T. Y. Erkina, A. M. Erkine. Nucleosome displacement at promoters of yeast heat shock genes is proportional to the degree of transient histone H3 acetylation. Chromatin: structure and function. Bahamas, December 2005.

9. A. M. Erkine. Nucleosome displacement at heat shock promoters: direct or indirect recruitment of chromatin remodelers? West Coast Chromatin and Chromosomes Conference, Asilomar, CA, December 2003.

10. A. M. Erkine, D. S. Gross. Heat shock factor-induced nucleosome remodeling in vivo and in vitro. Keystone Symposium: Chromatin Structure and Activity. Santa Fe, NM, March 2003.

W.A.M. Erkine, D. S. Gross. Chromatin remodeling triggered by synthetic activation domains. Keystone Symposium: Chromatin Structure and Activity. Santa Fe, NM, January 2002.

12. A. M. Erkine, D. S. Gross. Probing the function of the yeast HSF activation domain. Keystone Symposium: Chromatin Structure and Function. Durango, CO, February 2000.

13 .A.M. Erkine. Cooperative Binding of Yeast HSF to the HSP82 Promoter: Destroying Nucleosomal Block. Twentieth Annual West Coast Chromatin and Chromosomes Conference, Asilomar, CA, December 1998.

14. A. M. Erkine, S. F. Magrogan, D. S. Gross. Cooperative and non-cooperative interactions of heat shock factor at the yeast HSP82 promoter. 17 International Congress of Biochemistry and Molecular Biology, San Francisco, CA, August 1997.

15. A. M. Erkine, S. F. Magrogan, D. S. Gross. Yeast HSF Exhibits chromatin-specific cooperative binding. FASEB Summer Research Conference on Chromatin and Transcription, Snowmass, CO, July 1997.

16. A. M. Erkine, C. C. Adams, D. S. Gross. HSF gains access to the yeast HSC82 promoter independently of other sequence-specific factors and antagonizes nucleosomal repression of transcription. Gordon Research Conference on Nuclear Proteins, Chromatin Structure & Gene Regulation. Tilton, NH, July 1996.

17. A. M. Erkine and D. S. Gross. Cooperative interactions between HSF trimers and other factors determine the mechanisms of transcriptional regulation in the yeast HSP82 and HSC82 genes. Southeastern Regional Yeast Meeting, Hattiesburg, MS, March 1996.

18. A. M. Erkine and D. S. Gross. Regulatory elements, transcription factors interactions, and promoter chromatin architecture underlie differences in the transcriptional regulation of the yeast HSP82 and HSC82 genes. FASEB Summer Research Conference on Chromatin and Transcription, Snowmass, CO, June 1995.

19. D. S. Gross, T. Diken, and A. M. Erkine. Yeast heat shock factor can bind to nucleosomes and remodel chromatin. FASEB Summer Research Conference on Chromatin and Transcription, Snowmass, CO, June 1995.

20. A. M. Erkine, E. A. Sekinger, D. S. Gross. Consequences of in situ mutations on protein - DNA interactions upstream of the yeast HSP90 genes. Southeastern

Regional Yeast Meeting, Hattiesburg, MS, March 1995.

21. D. S. Gross, T. Diken, and A. M. Erkine. Heat shock factor can bind to nucleosomes and remodel chromatin in S. cerevisiae J. Cell. Biochem. 19B, 197. Meeting of the Keystone Symposium on Heat Shock (Stress) Proteins in Biology and Medicine, Santa Fe NM, February 1995.

Список цитированной литературы

1. Bandopadhyay, R. and J. de Belleroche (2010). "Pathogenesis of Parkinson's disease: emerging role of molecular chaperones." Trends Mol Med 16(1): 27-36.

2. Calderwood, S. К., M. A. Khaleque, D. B. Sawyer and D. R. Ciocca (2006). "Heat shock proteins in cancer: chaperones of tumorigenesis." Trends Biochem Sci 31(3): 164-172.

3. Dai, C., L. Whitesell, A. B. Rogers and S. Lindquist (2007). "Heat shock factor 1 is a powerful multifaceted modifier of carcinogenesis." Cell 130(6): 1005-1018.

4. Erkina, T. Y. and A. M. Erkine (2006). "Displacement of histones at promoters of Saccharomyces cerevisiae heat shock genes is differentially associated with histone H3 acetylation." Mol Cell Biol 26(20): 7587-7600.

5. Erkina, T. Y., P. A. Tschetter and A. M. Erkine (2008). "Different requirements of the SW1/SNF complex for robust nucleosome displacement at promoters of heat shock factor and Msn2- and Msn4-regulated heat shock genes." Mol Cell Biol 28(4): 1207-1217.

6. Erkina, T. Y., Y. Zou, S. Freeling, V. I. Vorobyev and A. M. Erkine (2010). "Functional interplay between chromatin remodeling complexes RSC, SWI/SNF and ISWI in regulation of yeast heat shock genes." Nucleic Acids Res 38(5): 1441-1449.

7. Erkine, A. M. (2004). "Activation domains of gene-specific transcription factors: are histones among their targets?" Biochem Cell Biol 82(4): 453459.

8. Erkine, A. M., С. C. Adams, T. Diken and D. S. Gross (1996). "Heat shock factor gains access to the yeast HSC82 promoter independently of other sequence-specific factors and antagonizes nucleosomal repression of basal and induced transcription." Mol Cell Biol 16(12): 7004-7017.

9. Erkine, A. M., С. C. Adams, M. Gao and D. S. Gross (1995). "Multiple protein-DNA interactions over the yeast HSC82 heat shock gene promoter." Nucleic Acids Res 23(10): 1822-1829.

10. Erkine, A. M. and D. S. Gross (2003). "Dynamic chromatin alterations triggered by natural and synthetic activation domains." J Biol Chem 278(10): 7755-7764.

11. Erkine, A. M., S. F. Magrogan, E. A. Sekinger and D. S. Gross (1999). "Cooperative binding of heat shock factor to the yeast HSP82 promoter in vivo and in vitro." Mol Cell Biol 19(3): 1627-1639.

12. Erkine, A. M., C. Szent-Gyorgyi, S. F. Simmons and D. S. Gross (1995). "The upstream sequences of the HSP82 and HSC82 genes of Saccharomyces cerevisiae: regulatory elements and nucleosome positioning motifs." Yeast 11(6): 573-580.

13. Guldener, U., S. Heck, T. Fielder, J. Beinhauer and J. H. Hegemann (1996). "A new efficient gene disruption cassette for repeated use in budding yeast." Nucleic Acids Res 24(13): 2519-2524.

14. Lindquist, S. and E. A. Craig (1988). "The heat-shock proteins." Annu Rev Genet 22: 631-677.

15. McNabb, D. S., S. M. Pak and L. Guarente (1997). "Cassette for the generation of sequential gene disruptions in the yeast Schizosaccharomyces pombe [In Process Citation]." Biotechniques 22(6): 1134-1139.

16. Nakamura, T. and S. A. Lipton (2009). "Cell death: protein misfolding and neurodegenerative diseases." Apoptosis 14(4): 455-468.

17. Neef, D. W., M. L. Turski and D. J. Thiele (2010). "Modulation of heat shock transcription factor 1 as a therapeutic target for small molecule intervention in neurodegenerative disease." PLoS Biol 8(1): el000291.

18. Queitsch, C., T. A. Sangster and S. Lindquist (2002). "Hsp90 as a capacitor of phenotypic variation." Nature 417(6889): 618-624.

19. Rutherford, S. L. and S. Lindquist (1998). "Hsp90 as a capacitor for morphological evolution." Nature 396(6709): 336-342.

20. Sorger, P. K. (1990). "Yeast heat shock factor contains separable transient and sustained response transcriptional activators." Cell 62(4): 793-805.

21. Tang, D., M. A. Khaleque, E. L. Jones, J. R. Theriault, C. Li, W. H. Wong, M. A. Stevenson and S. K. Calderwood (2005). "Expression of heat shock proteins and heat shock protein messenger ribonucleic acid in human prostate carcinoma in vitro and in tumors in vivo." Cell Stress Chaperones 10(1): 46-58.

22. Voellmy, R. (2004). "On mechanisms that control heat shock transcription factor activity in metazoan cells." Cell Stress Chaperones 9(2): 122-133.

23. Wu, C. (1995). "Heat shock transcription factors: structure and regulation." Ann Rev Cell Dev Biol 11: 441-469.

24. Xiao, L., X. Lu and D. M. Ruden (2006). "Effectiveness of hsp90 inhibitors as anti-cancer drugs." Mini Rev Med Chem 6(10): 1137-1143.

25. Zhao, J., J. Herrera-Diaz and D. S. Gross (2005). "Domain-Wide Displacement of Histones by Activated Heat Shock Factor Occurs Independently of Swi/Snf and Is Not Correlated with RNA Polymerase II Density." Mol Cell Biol 25(20): 8985-8999.

Лицензия ЛР № 020593 от 07.08.97

Подписано в печать 21.03.2011. Формат 60x84/16. Печать цифровая. Усл. печ. л. 2,0. Уч.-изд. л. 2,0. Тираж 100. Заказ 7348Ь.

Отпечатано с готового оригинал-макета, предоставленного автором, в Цифровом типографском центре Издательства Политехнического университета. 195251, Санкт-Петербург, Политехническая ул., 29. Тел.: (812) 550-40-14 Тел./факс: (812) 297-57-76

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Еркин, Александр Михайлович

1. СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ И СОКРАЩЕНИЙ.

2. ВВЕДЕНИЕ.

3. ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

4. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

4.1. Хроматин и ремоделирование хроматина.

4.1.1. Общая структура хроматина.

4.1.2. Нуклеосома.

4.1.3. Динамика хроматина.

4.1.4 Активация транскрипции в контексте хроматина.

4.2. Роль гистонов в хроматине.

4.2.1. Общая информация о гистонах.

4.2.2. Варианты гистонов.

4.2.3. Гипотеза «гистонового кода».

4.3. Модификации гистонов.

4.3.1. Ферменты, модифицирующие гистоны.

4.3.2. Механизмы действия гистоновых модификаций.

4.3.3. Функциональные последствия гистоновых модификаций.

4.4. Современные представления об АТФ-зависимом ремоделировании.

4.4.1. АТФ-зависимые комплексы, ремоделирующие хроматин.

4.4.2. Механизмы действия АТФ-зависимых комплексов, ре моделирующих хроматин.

4.4.3. Требования к субстрату.

4.4.4. Внутринуклеосомное образование петель.

4.4.5. Гипотеза «позиционного кода».

4.5. АТФ-зависимые комплексы, ремоделирующие хроматин от дрожжей до человека.

4.6. Функционирование транскрипционных активаторов в контексте хроматина.

4.6.1. Характеристики и парадоксы активационных доменов.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Регуляция транскрипции генов теплового шока у дрожжей Saccharomyces cerevisiae"

6.2.2. При тепловом стрессе на промоторах генов теплового шока происходит удаление гистонов.85

6.2.3. Короткие пептидные последовательности могут функционально замещать большой С-концевой активационный район HSF.86

6.2.4. Идентификация и характеристика фрагментов, комплементирующих температурочувствительный фенотип С-концевой делеции HSF.92

6.2.5. Активационные потенциалы синтетических активационных доменов не носят специфический характер относительно контекста промоторов или транскрипционных факторов.93

6.2.6. Промотороры GAL генов претерпевают модификации хроматина, зависящие от природы синтетических активационных доменов.93

6.2.7. Гистоны являются потенциальными мишенями активационных доменов (АД).96

6.2.8. Обсуждение результатов.101

6.2.8.1. Промотор-специфические транскрипционные факторы инициируют значительные модификации хроматина на соответствующих промоторах.101

6.2.8.2. С-терминальный домен фактора теплового шока, величиной в 340 аминокислот, может быть функционально заменен пептидами, размером всего 11 аминокислот.102

6.2.8.3 Гистоны являются мишенями активационных доменов.103

6.2.8.4. Рекрутирование комплексов ремоделирования хроматина и модификаций гистонов с помощью активационных доменов.104

6.2.8.5. Модели прямого рекрутирования.105

6.2.8.6. Модели непрямого рекрутирования.107

6.2.8.7. Модель непрямого рекрутирования, включающая взаимодействие между АД и гистонами.108

6.2.8.8. Сосуществование моделей прямого и непрямого рекрутирования. 110

6.2.8.9. Выводы и особые вопросы.111

6.3. Энзиматические активности, принимающие участие в ремоделировании хроматина на промоторах генов теплового шока.113

6.3.1. Три высокоиндуцибельных гена теплового шока отличаются между собой по характеру удаления промоторных нуклеосом.113

6.3.2. Ацетшшрование гистона НЗ коррелирует со степенью удаления промоторных нуклеосом.115

6.3.3. Присутствие HSF различно для разных промоторов HSP до теплового шока и возрастает в равной степени во время теплового шока.117

6.3.4. Связывание Рої И с промоторами HSP совпадает с началом ремоделирования хроматина.118

6.3.5. Фактор теплового шока является не единственным транскрипционным активатором, управляющим ремоделированием хроматина на генах теплового шока.122

6.3.6. Msn2/4 необходим для обеспечения связывания HSF и ремоделирования хроматина на промоторе HSP12.125

6.3.7. Инактивация SWI/SNF дает разный эффект на процесс удаления нуклеосом на изученных модельных промоторах генов теплового шока 126

6.3.8. SWI/SNF комплекс является критически необходимым для ремоделирования хроматина на промоторе HSP12.127

6.3.9. Делетирование SNF2 элиминирует связывание HSF и Pol II на промоторе HSP12 и замедляет эти процессы на промоторах

HSP82 и SSA4.127

6.3.10. Инактивация комплекса RSC носит универсальный характер в отношении удаления нуклеосом.133

6.3.11. Комплексы, ремоделирующие хроматин, могут функционально взаимодействовать.138

6.3.12. Комплексы SWI/SNF и ISWI функционально взаимодействуют.138

6.3.13. Обсуждение результатов.143

6.3.13.1. Дифференциальная регуляция ремоделирования хроматина на промоторах генов теплового шока.143

6.3.13.2. Корреляция между ацегилированием гистона НЗ и удалением гистонов при тепловом стрессе.146

6.3.13.3. Активность HSF регулируется двумя различными путями.148 5

6.3.13.4. Регуляция активности HSF.148

6.3.13.5. Связывание Pol II с промоторами генов теплового шока предшествует основному ремоделированию хроматина.149

6.3.13.6. Функция комплекса SWI/SNF.150

6.3.13.7. Родственные комплексы SWI/SNFh RSC имеют частично перекрывающиеся, но не взаимодополняемые функции на промоторах генов теплового стресса.151

6.3.13.8. Кооперативное взаимодействие между SWI/SNF и 1SW1 комплексами.152

7. ОСНОВНЫЕ ВЫВОДЫ.155

8. СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.156

9. СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ.159

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Еркин, Александр Михайлович

7. ВЫВОДЫ

1. Механизм конститутивной экспрессии гена HSC82 обусловлен стабилизацией взаимодействия HSF с промотором этого гена благодаря постоянному присутствию фактора GRF2 на этом промоторе.

2. Высокий уровень индуцибельности промотора гена HSP82 определяется повышенным количеством сайтов связывания HSF на этом промоторе и кооперативным взаимодействием молекул HSF между собой при сязывании с этим промотором.

3. Основным фактором, определяющим перестройки хроматина на промоторах генов теплового шока, является HSF, поскольку делегирование активационных доменов этого фактора существенно снижает степень удаления гистоновых октамеров при тепловой индукции транскрипции.

5. Предложена модель функционирования активационных доменов через дестабилизацию ими октамеров гистонов нуклеосом, которая дополняет классичекую модель прямого рекрутирования коактиваторов, и позволяет разрешить парадокс эффективного взаимодействия высоко консервативных гистонов и низко консервативных активационных доменов HSF, приводящего к активации транскрипции.

6. Комплекс SWI/SNF ремоделирующий хроматин, по-разному вовлечен в процессы активации генов теплового шока, поскольку инактивация энзиматической активности комплекса SWI/SNF приводит к полному прекращению перестройки хроматина на промоторе HSP12, тогда как удаление белков нуклеосом с промоторов генов HSP82 и SSA4 не прекращается полностью, а только замедляется.

7. Белковый комплекс RSC необходим для перестройки хроматина на промоторах генов теплового шока и для индукции транскрипции. Инактивация этого комплекса приводит к прекращению перестроек хроматина и предотвращает привлечение РНК полимеразы II, обеспечивающей транскрипцию этих генов.

8. СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

3. T. Y. Erkina, M. V. Lavrova, A. M. Erkine. Alternative ways of stress regulation in cells of S. cerevisiae: transcription activators Msn2 and Msn4. Cell and Tissue Biology, 2009,51:121-129.

5. A. M. Erkina, A. M. Erkine. Displacement of histones at promoters of yeast heat shock genes is differentially associated with histone H3 acetylation. Mol. Cell. Biol., 2006,26:7587-600. Summary figure used as a cover art for MCB v.26(20).

6. H. Singh, A. M. Erkine. S. B. Kremer. H. M. Duttweiler, D. A. Davis. J. Iqbal, R. R. Gross, D. S. Gross. A functional module of yeast mediator that governs the dynamic range of heat-shock gene expression. Genetics, 2006,172:2169-84.

7. A. M. Erkine. Activation domains of gene-specific transcription factors: are histones among their targets? Biocheni. Cell Biol., 2004, 82: 453-459. Summary figure used as a cover art for the issue 4 of the journal.

8. A. M. Erkine and D. S. Gross. Dynamic chromatin remodeling triggered by natural and synthetic activation domains. J. Biol. Chem., 2003,278: 7755-64.

9. C. B. Bourgeois-Venturi, A. M. Erkine and D. S. Gross. Cell Cycle-Dependent Binding of Yeast Heat Shock Factor to Nucleosomes. Mol. Cell. Biol., 2000, 20: 64356448.

10. Raitt, A. L. Johnson, A. M. Erkine, K. Makino, B. Morgan, D. S. Gross, L. H. Johnston. The Skn7 response regulator of Saccharomyces cerevisiae interacts with Hsfl in vivo and is required for the induction of heat shock genes by oxidative stress. Mol. Biol. Cell, 2000,11: 2335-2347.

11. A.M. Erkine, S. F. Magrogan, E. A. Sekinger, D. S. Gross. Cooperative binding of heat shock factor to the yeast HSP82 promoter in vivo and in vitro. Mol. Cell. Biol., 1999, 19: 1627-1639.

14. A. M. Erkine, С. C. Adams, M. Gao, D. S. Gross. Multiple protein-DNA interactions over the yeast HSC82 heat shock gene promoter. Nucleic Acids Res, 1995, 23:1822-1829.

16. Y. Lee, A. M. Erkine, D. I. Van Ryk, R. N. Nazar. In vivo analyses of the internal control region in the 5S rRNA gene from Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res, 1995, 23: 634-640.

17. M. A. Karymov, A. A. Kruchinin, Yu. A. Tarantov, 1. A. Balova, L. A. Remisova, N. G. Sukhodolov, A. I. Yanklovich, A. M. Erkine *(Yorkin). Legmuir-Blodgett film based membrane for a DNA-probe biosensor. Sensors and Actuators В., 1992, 6: 208-210.

18. A.M. Еркин. Характеристика фибрилл хроматина, иммобилизованных на поликатинной поверхности. Биохимия, 1992, 57: 312-316.

19. А. М. Еркин. Экранированность гистонов HI, Н5 и ДНК в наднуклеосомной структуре эритроцитарного хроматина. Ленинградский Государственный Университет. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. 1987.

20. А. М. Еркин. Хроматин на мембране: исследование доступности гистона Н5 для антител в наднуклеосомной структуре хроматина. Молекулярная биология. 1987. 21: 688-695.

21. А. М. Еркин, JI. Г. Водовьянова, А. А. Липская, А. В. Козлов. Особенности ограниченного трипсинолиза гистона Н5 в растворе и составе с хроматина различным уровнем компактизации. Биохимия, 1987, 52: 396-404.

22. А. М. Еркин. Экранированность ДНК от действия ДНКазы I в наднуклеосомной структуре хромотина. Вестник Ленинградского Государственного Университета, 1986, 3: 78-83.

23. М.И. Мосевитский, А. М. Еркин. О спецефичности разпределения модифицированных форм и подфракций гистонов в хромотине. Доклады АН СССР, 1982,262:1510-1513.

24. V. A. Pospelov, А. М. Erkine *(Erkin), А. Т. Khachatrian. HI and Н5 histone arrangement in chromatin of pigeon erythrocytes. FEBS Lett., 1981,128: 315-317.

4.7. Заключение

Известно, что критическим фактором в инициации транскрипции генов является изменение структуры хроматина в промоторных областях генов. Основными регуляторами этих процессов являются промотор-специфические активаторы. Транскрипционные факторы имеют, по крайней мере, два функциональных домена, один из которых ответственен за взаимодействие с промотор-специфичной последовательностью ДНК, в то врмя как другой определяет процессы, связанные с инициацией транскрипции. Основной функцией АД является ремоделирование структуры хроматина. Выяснение механизмов этой регуляции является одной из центральных задач современной молекулярной биологии.

Как описано выше, изменения хроматина варьируют от посттрансляционных модификаций гистонов до полного элиминирования нуклеосом в промоторных областях. Одним из наиболее глубоко изученных пострансляционных модификаций гистонов является ацетилирование лизиновых остатков в молекулах гистонов. Также хорошо изучены метилирование, фосфорилирование, убиквитинилирование, сумоилирование и АОР-рибозилирование гистонов. Эти посттрансляционные модификации гистонов могут приводить к ослаблению связей между гистонами и ДНК; к изменению межгистоновых контактов внутри нуклеосом, приводящему к перестройке нуклеосомной структуры; к созданию хроматиновой поверхности, узнаваемой различными белковыми комплексами, ремоделирующими хроматин. Несмотря на то, что в ряде случаев при активации транскрипции было продемонстрировано полное удаление промоторных нуклеосом, механизмы удаления нуклесом, включая характеристику вовлеченных энзиматических активностей, а также промежуточные фазы остются мало изученными.

В настоящее время не вполне очевидно, все ли комплексы типа 8ЫР2, в действительности работают по общему механизму, но по крайней мере часть из них имеет общий каталитический цикл (Кого1еу е1 а1., 1997; ТЬоша е1 а1., 2005). Даже если предполагать, что механизм передвижения нуклеосом одинаков для всех АТФ-зависимых ремоделирующих комплексов, окончательный результат перестройки хроматина будет различным. Причина этих отличий, вероятно, обусловлена различным составом белковых субъединиц, связанных с АТФ-азами (Не а1., 2006). Так, например, дрожжевые 18\\/1а и 18МУ1Ь комплексы имеют в своем составе одну и ту же АТФ-азную субъединицу, однако передвигают октамеры в противоположных направлениях (БШсксЫе е! а1., 2006).

Различные и противоречивые эффекты были выявлены в экспериментах с участием гистонового шаперона Napl. В присутствии 1000-кратного избытка Napl дрожжевой комплекс RSC разрушал нукпеосомы начиная с диссоциации димеров гистонов Н2А/Н2В (Lorch et al., 2006). Однако добавление эквимолярного количества Napl и RSC приводило к реконструкции нуклеосом па сводной ДНК (Lorch et al., 2006). Было показано, что работа CHD1 в присутствии Napl и АТФ также приводила к реконструкции нуклеосом (Lusser et al., 2005).

Вполне возможно, что все эти функциональные различия являются результатом различных условий. Более того, поскольку различные субъединицы одного и того же комплекса могут принимать участие в разных процессах, можно предположить влияние различных структурных контекстов хроматина. Возможным решением этих противоречий могут быть эксперименты предполагающие обмен белковых доменов между АТФ-азными субъединицами различных комплексов (Fan et al., 2005).

5. Материалы и методы

5.1. Материалы

5.1.1. Дрожжевые штаммы, использованные в работе

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Еркин, Александр Михайлович, Санкт-Петербург

1. Aasland, R., A. F. Stewart and T. Gibson. The SANT domain: a putative DNA-bindingdomain in the SWI-SNF and ADA complexes, the transcriptional co-repressor N-CoR and TFII1B. Trends Biochem Sci. 1996. 21(3): 87-88.

2. Agalioti, T., S. Lomvardas, B. Parekh, J. Yie, T. Maniatis and D. Thanos. Orderedrecruitment of chromatin modifying and general transcription'factors to the IFN-beta promoter. Cell. 2000. 103(4): 667-678:

3. Ahmad, K. and S. Henikoff. Histone H3 variants specify modes of chromatin assembly.

4. Proc Natl Acad Sci USA. 2002. 99 Suppl 4: 16477-16484.

5. Ahn, S. H., W. L. Cheung, J. Y. Hsu, R. L. Diaz, M. M. Smith and C. D. Allis. Sterile 20kinase phosphorylates histone H2B at serine 10 during hydrogen peroxide-induced apoptosis in S. cerevisiae. Cell. 2005.120(1): 25-36.

6. Aki, T., H. E. Choy and S. Adhya. Histone-like protein HU as a specific transcriptionalregulator: co- factor role in repression of gal transcription by GAL repressor. Genes Cells. 1996. 1(2): 179-188.

7. Alevizopoulos, A., Y. Dusserre, M. Tsai-Pflugfelder, T. von der Weid, W. Wahli and N.

8. Mermod. A proline-rich TGF-beta-responsive transcriptional activator interacts with histone H3. Genes Dev. 1995. 9(24): 3051-3066.

9. Aimer, A., H. Rudolph, A. Hinnen and W. Horz. Removal of positioned nucleosomesfrom the yeast PH05 promoter upon PH05 induction releases additional upstream activating DNA elements. Embo J. 1986. 5(10): 2689-2696.

10. Altmann, H., W. Wendler and E. L. Winnacker. Transcriptional activation by CTFproteins is mediated by a bipartite low-proline domain. Proc Natl Acad Sci USA. 1994. 91(9): 3901-3905.

11. Amin, J., J. Ananthan and R. Voellmy. Key features of heat shock regulatory elements.

12. Mol Cell Biol. 1988. 8(9): 3761-3769.

13. Amoros, M. and F. Estruch. Hsflp and Msn2/4p cooperate in the expression of

14. Saccharomyces cerevisiae genes HSP26 and HSP104 in a gene- and stress type-dependent manner. Mol Microbiol. 2001.39(6): 1523-1532.

15. Apone, L. M., C. A. Virbasius, F. C. Holstege, J. Wang, R. A. Young and M. R. Green.

16. Broad, but not universal, transcriptional requirement for yTAFI117, a histone H3-like TAFII present in TFIID and SAGA. Mol Cell. 1998. 2(5): 653-661.

17. Ausubel, F. M., R. Brent, R. E. Kingston, D. D. Moore, J. G. Seidman, J. A. Smith and

18. K. Struhl. Current Protocols in Molecular Biology. 1995.

19. Azuara, V., P. Perry, S. Sauer, M. Spivakov, H. F. Jorgensen, R. M. John, M. Gouti, M.

20. Casanova, G. Warnes, M. Merkenschlager and A. G. Fisher. Chromatin signatures of pluripotent cell lines. Nat Cell Biol. 2006. 8(5): 532-538.

21. Badis, G., E. T. Chan, H. van Bakel, L. Pena-Castillo, D. Tillo, K. Tsui, C. D. Carlson,

22. Bakshi, R., T. Prakash, D. Dash and V. Brahmachari. In silico characterization of the1080 subfamily of SWI2/SNF2 chromatin remodeling proteins. Biochem Biophys Res Commun. 2004. 320(1): 197-204.

23. Bali, P., M. Pranpat, J. Bradner, M. Balasis, W. Fiskus, F. Guo, K. Rocha, S.

24. Bannister, A. J., P. Zegerman, J. F. Partridge, E. A. Miska, J. O. Thomas, R'. C. Allshireand T. Kouzarides. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain. Natuie. 2001.410(6824): 120-124.

25. Baiak, O., M. A. Lazzaro, W. S. Lane, D. W. Speicher, D. J. Picketts and R. Shiekhattar.1.olation of human NURF: a legulator of Engrailed gene expression. EMBO J. 2003. 22(22): 6089-6100.

26. Barbaric, S., J. Walker, A. Schmid, J. Q. Svejstrup and W. Horz. Increasing the rate ofchromatin remodeling and gene activation—a novel role for the histone acetyltransferase Gcn5. Embo J. 2001. 20(17): 4944-4951.

27. Barlev, N. A., R. Candau, L. Wang, P. Darpino, N. Silverman and S. L. Berger.

28. Characterization of physical interactions of the putative transcriptional adaptor, ADA2, with acidic activation domains and TATA- binding protein. J Biol Chem. 1995. 270(33): 19337-19344.

29. Baxter, B. K. and E. A. Craig. Suppression of an Hsp70 mutant phenotype in

30. Saccharomyces cerevisiae through loss of function of the chromatin component Sinlp/Spt2p. J Bacteriol. 1998. 180(24): 6484-6492.

31. Bazett-Jones, D. P., J. Cote, C. C. Landel, C. L. Peterson and J. L. Workman. The

32. SWI/SNF complex creates loop domains in DNA and polynucleosome arrays and can disrupt DNA-histone contacts within these domains. Mol Cell Biol. 1999. 19(2): 14701478.

33. Becker, P. B. and W. Horz. ATP-dependent nucleosome remodeling. Annu Rev1. Biochem. 2002.71:247-273.

34. Bernstein, B. E., M. Kamal, K. Lindblad-Toh, S. Bekiranov, D. K. Bailey, D. J. Huebert,

35. S. McMahon, E. K. Karlsson, E. J. Kulbokas, 3rd, T. R. Gingeras, S. L. Schreiber and E. S. Lander. Genomic maps and comparative analysis of histone modifications in human and mouse. Cell. 2005.120(2): 169-181.

36. Bhaumik, S. R. and M. R. Green. SAGA is an essential in vivo target of the yeast acidicactivator Gal4p. Genes Dev. 2001. 15(15): 1935-1945.

37. Birck, C., O. Poch, C. Romier, M. Ruff, G. Mengus, A. C. Lavigne, I. Davidson and D.

38. Moras. Human TAF(II)28 and TAF(II)18 interact through a histone fold encoded by atypical evolutionary conserved motifs also found in the SPT3 family. Cell. 1998. 94(2): 239-249.

39. Blank, T. A. and P. B. Becker. The effect of nucleosome phasing sequences and DNAtopology on nucleosome spacing. J Mol Biol. 1996. 260(1): 1-8.

40. Boeger, PI., J. Griesenbeck, J. S. Strattan and R. D. Kornberg. Removal of promoternucleosomes by disassembly rather than sliding in vivo. Mol Cell. 2004. 14(5): 667673.

41. Borkovich, K. A., F. W. Farrelly, D. B. Finkelstein, J. Taulien and S. Lindquist. hsp82 isan essential protein that is required in higher concentrations for growth of cells at higher temperatures. Mol Cell Biol. 1989. 9(9): 3919-3930.

42. Boy-Marcotte, E., G. Lagniel, M. Perrot, F. Bussereau, A. Boudsocq, M. Jacquet and J.1.barre. The heat shock response in yeast: differential regulations and contributions of the Msn2p/Msn4p and Hsfl p regulons. Mol Microbiol. 1999. 33(2): 274-283.

43. Boyer, L. A., X. Shao, R. H. Ebright and C. L. Peterson. Roles of the histone H2A-H2Bdimers and the (H3-H4)(2) tetramer in nucleosome remodeling by the SWI-SNF complex. J Biol Chem. 2000. 275(16): 11545-11552.

44. Brown, C. E., L. Howe, K. Sousa, S. C. Alley, M. J. Carrozza, S. Tan and J. L.

45. J Workman. Recruitment of HAT complexes by direct activator interactions with the

46. ATM-related Tral subunit. Science. 2001. 292(5525): 2333-2337.

47. Brown, C. E., T. Lechner, L. Howe and J. L. Workman. The many HATs of transcriptioncoactivators. Trends Biochetn Sci. 2000. 25(1): 15-19. ) 38. Brown, D. T. Histone HI and the dynamic regulation of chromatin function. Biochem

48. Cell Biol. 2003. 81(3): 221-227.

49. Brzeski, J. and A. Jerzmanowski. Deficient in DNA methylation 1 (DDM1) defines anovel family of chromatin-remodeling factors. J Biol Chem. 2003. 278(2): 823-828.

50. Buschmann, T„ S. Y. Fuchs, C. G. Lee, Z. Q. Pan and Z. Ronai. SUMO-1 modificationof Mdm2 prevents its self-ubiquitination and increases Mdm2 ability to ubiquitinate p53. Cell. 2000. 101(7): 753-762.

51. Tempst, J. Du, B. Laurent and R. D. Kornberg. RSC, an essential, abundant chromatinremodeling complex. Cell. 1996. 87(7): 1249-1260.

52. Calderwood, S. K., M. A. Khaleque, D. B. Sawyer and D. R. Ciocca. Heat shock proteinsin cancer: chaperones of tumorigenesis. Trends Biochem Sci. 2006. 31(3): 164-172.

53. Carrozza, M. J., B. Li, L. Florens, T. Suganuma, S. K. Swanson, K. K. Lee, W. J. Shia, S.

54. Anderson, J. Yates, M. P. Washburn and J. L. Workman. Histone H3 methylation by Set2 directs deacetylation of coding regions by Rpd3S to suppress spurious intragenic transcription. Cell. 2005. 123(4): 581-592.

55. Chen, J. and D. S. Pederson. A distal heat shock element promotes the rapid response toheat shock of the HSP26 gene in the yeast Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem. 1993. 268(10): 7442-7448.

56. Chen, Z., J. Zang, J. Whetstine, X. Hong, F. Davrazou, T. G. Kutateladze, M. Simpson,

57. Q. Mao, C. H. Pan, S. Dai, J. Hagman, K. Hansen, Y. Shi and G. Zhang. Structural insights into histone demethylation by JMJD2 family members. Cell. 2006.125(4): 691-702.

58. Cho, H., G. Orphanides, X. Sun, X. J. Yang, V. Ogryzko, E. Lees, Y. Nakatani and D.

59. Reinberg. A human RNA polymerase II complex containing factors that modify chromatin structure. Mol Cell Biol. 1998.18(9): 5355-5363.

60. Cho, H. S., C. W. Liu, F. F. Damberger, J. G. Pelton, H. C. Nelson and D. E. Wemmer.i Yeast heat shock transcription factor N-terminal activation domains are unstructured asf probed by heteronuclear NMR spectroscopy. Protein Sci. 1996. 5(2): 262-269.

61. Chou, S., S. Chatterjee, M. Lee and K. Struhl. Transcriptional activation in yeast cellslacking transcription factor 11 A. Genetics. 1999.153(4): 1573-1581.

62. Cirillo, L. A., F. R. Lin, I. Cuesta, D. Friedman, M. Jarnik and K. S. Zaret. Opening ofcompacted chromatin by early developmental transcription factors HNF3 (FoxA) and GATA-4. Mol Cell. 2002. 9(2): 279-289.i. t X

63. Clapier, C. R., G. Langst, D. F. Corona, P. B. Becker and K. P. Nightingale. Critical rolefor the histone H4 N terminus in nucleosome leinodeling by ISWI. Mol Cell Biol. 2001.21(3): 875-883.

64. Clark-Adams, C. D., D. Norris, M. A. Osley, J. S. Fassler and F. Winston. Changes inhistone gene dosage alter transcription in yeast. Genes Dev. 1988. 2(2): 150-159.

65. Corona, D. F., A. Eberharter, A. Budde, R. Deuring, S. Ferrari, P. Varga-Weisz, M.

66. Wilm, J. Tamkun and P. B. Becker. Two histone fold proteins, CHRAC-14 and CHRAC-16, are developmentally regulated subunits of chromatin accessibility complex (CHRAC). Embo J. 2000. 19(12): 3049-3059.

67. Cosma, M. P., T. Tanaka and K. Nasmyth. Ordered recruitment of transcription andchromatin remodeling factors to a cell cycle- and developmentally regulated promoter. Cell. 1999. 97(3): 299-311.

68. Cote, J., J. Quinn, J. L. Workman and C. L. Peterson. Stimulation of GAL4 derivativebinding to nucleosomal DNA by the yeast SWI/SNF complex. Science. 1994. 265(5168): 53-60.

69. Cuthbert, G. L., S. Daujat, A. W. Snowden, H. Erdjument-Bromage, T. Hagiwara, M.

70. Yamada, R. Schneider, P. D. Gregory, P. Tempst, A. J. Bannister and T. Kouzarides. Histone deimination antagonizes arginine methylation. Cell. 2004.118(5): 545-553.

71. Dai, C., L. Whitesell, A. B. Rogers and S. Lindquist. Heat shock factor 1 is a powerfulmultifaceted modifier of carcinogenesis. Cell. 2007. 130(6): 1005-1018.

72. Damelin, M., I. Simon, T. I. Moy, B. Wilson, S. Komili, P. Tempst, F. P. Roth, R. A.

73. Young, B. R. Cairns and P. A. Silver. The genome-wide localization of Rsc9, a component of the RSC chromatin-remodeling complex, changes in response to stress. Mol Cell. 2002. 9(3): 563-573.

74. Davey, C. A., D. F. Sargent, K. Luger, A. W. Maeder and T. J. Richmond. Solventmediated interactions in the structure of the nucleosome core particle at 1.9 a resolution. J Mol Biol. 2002. 319(5): 1097-1113.

75. Deckert, J. and K. Struhl. Histone acetylation at promoters is differentially affected byspecific activators and repressors. Mol Cell Biol. 2001. 21(8): 2726-2735.

76. Delmas, V., D. G. Stokes and R. P. Perry. A mammalian DNA-binding protein thatcontains a chromodomain and an SNF2/SWI2-like helicase domain. Proc Natl Acad Sci USA. 1993. 90(6): 2414-2418.

77. Dennis, K., T. Fan, T. Geiman, Q. Yan and K. Muegge. Lsh, a member of the SNF2family, is required for genome-wide methylation. Genes Dev. 2001. 15(22): 29402944.

78. Dhalluin, C., J. E. Carlson, L. Zeng, C. He, A. K. Aggarwal and M. M. Zhou. Structureand ligand of a histone acetyltransferase bromodomain. Nature. 1999. 399(6735): 491496.

79. Di Mauro, E., S. G. Kendrew and M. Caserta. Two distinct nucleosome alterationscharacterize chromatin iemodeling at the Saccharomyces cerevisiae ADH2 promoter. J Biol Chem. 2000. 275(11): 7612-7618.

80. Drysdale, C. M., E. Duenas, B. M. Jackson, U. Reusser, G. H. Braus and A. G.

81. Hinnebusch. The transcriptional activator GCN4 contains multiple activation domains that are critically dependent on hydrophobic amino acids. Mol Cell Biol. 1995.15(3): 1220-1233.

82. Edmondson, D. G., M. M. Smith and S. Y. Roth. Repression domain of the yeast globalrepressor Tupl interacts directly with histones H3 and H4. Genes Dev. 1996. 10(10): 1247-1259.

83. Emre, N. C„ K. Ingvarsdottir, A. Wyce, A. Wood, N. J. Krogan, K. W. Henry, K. Li, R.

84. Marmorstein, J. F. Greenblatt, A. Shilatifard and S. L. Berger. Maintenance of low histone ubiquitylation by Ubp 10 correlates with telomere-proximal Sir2 association and gene silencing. Mol Cell. 2005. 17(4): 585-594.

85. Erkina, T. Y. and A. M. Erkine. Displacement of histones at promoters of Saccharomycescerevisiae heat shock genes is differentially associated with histone H3 acetylation. Mol Cell Biol. 2006.26(20): 7587-7600.

86. Erkina, T. Y., P. A. Tschetter and A. M. Erkine. Different requirements of the SWI/SNFcomplex for robust nucleosome displacement at promoters of heat shock factor and Msn2- and Msn4-regulated heat shock genes. Mol Cell Biol. 2008.28(4): 1207-1217.

87. Erkina, T. Y., Y. Zou, S. Freeling, V. I. Vorobyev and A. M. Erkine. Functional interplaybetween chromatin remodeling complexes RSC, SWI/SNF and ISWI in regulation of yeast heat shock genes. Nucleic Acids Res. 2010.38(5): 1441-1449.

88. Erkine, A. M., C. C. Adams, M. Gao and D. S. Gross. Multiple protein-DNA interactionsover the yeast HSC82 heat shock gene promoter. Nucleic Acids Res. 1995. 23(10): 1822-1829.

89. Erkine, A. M. and D. S. Gross. Dynamic chromatin alterations triggered by natural andsynthetic activation domains. J Biol Chem. 2003. 278(10): 7755-7764.

90. Erkine, A. M., S. F. Magrogan, E. A. Sekinger and D. S. Gross. Cooperative binding ofheat shock factor to the yeast HSP82 promoter in vivo and in vitio. Mol Cell Biol.1999. 19(3): 1627-1639.

91. Erkine, A. M., C. Szent-Gyorgyi, S. F. Simmons and D. S. Gross. The upstreamsequences of the HSP82 and HSC82 genes of Saccharomyces cerevisiae: regulatory elements and nucleosome positioning motifs. Yeast. 1995. 11(6): 573-580.

92. Escher, D., M. Bodmer-Glavas, A. Barberis and W. Schaffner. Conservation ofglutamine-rich transactivation function between yeast and humans. Mol Cell Biol.2000. 20(8): 2774-2782.

93. Estruch, F. Stress-controlled transcription factors, stress-induced genes and stresstolerance in budding yeast. FEMS Microbiol Rev. 2000. 24(4): 469-486.

94. Fan, H. Y., K. W. Trotter, T. K. Archer and R. E. Kingston. Swapping function of twochromatin remodeling complexes. Mol Cell. 2005. 17(6): 805-815.

95. Feng, Q. and Y. Zhang. The NuRD complex: linking histone modification to nucleosomeremodeling. Curr Top Microbiol Immunol. 2003. 274: 269-290.

96. Ferguson, S. B., E. S. Anderson, R. B. Harshaw, T. Thate, N. L. Craig and H. C. Nelson.

97. Protein kinase A regulates constitutive expression of small heat-shock genes in an Msn2/4p-independent and Hsflp-dependent manner in Saccharomyces cerevisiae. Genetics. 2005. 169(3): 1203-1214.

98. Fischle, W., B. S. Tseng, H. L. Dormann, B. M. Ueberheide, B. A. Garcia, J.

99. Shabanowitz, D. F. Hunt, H. Funabiki and C. D. Allis. Regulation of HP 1-chromatin binding by histone H3 methylation and phosphorylation. Nature. 2005. 438(7071): 1116-1122.

100. Gangaraju, V. K. and B. Bartholomew. Dependency of ISWI a chromatin remodeling onextranucleosomal DNA. Mol Cell Biol. 2007. 27(8): 3217-3225.

101. Gardner, R. G., Z. W. Nelson and D. E. Gottschling. Ubpl0/Dot4p regulates thepersistence of ubiquitinated histone H2B: distinct roles in telomeric silencing and general chromatin. Mol Cell Biol. 2005. 25(14): 6123-6139.

102. Garreau, H., R. N. Hasan, G. Renault, F. Estruch, E. Boy-Marcotte and M. Jacquet.

103. Hyperphosphorylation of Msn2p and Msn4p in response to heat shock and the diauxic shift is inhibited by cAMP in Saccharomyces cerevisiae. Microbiology. 2000.146 (Pt 9): 2113-2120.

104. Gasch, A. P., P. T. Spellman, C. M. Kao, O. Carmel-Harel, M. B. Eisen, G. Storz, D.

105. Botstein and P. O. Brown. Genomic expression-programs in the response of yeast cells to environmental changes. Mol Biol Cell. 2000. 11(12): 4241-4257.

106. Gasser, S. M. and M. M. Cockell. The molecular biology of the SIR proteins. Gene.2001.279(1): 1-16;

107. Gaudreau, L., A. Schmid, D. Blaschke, M. Ptashne and W. Horz. RNA polymerase IIholoenzyme recruitment is sufficient to remodel chromatin at the yeast PH05 promoter. Cell. 1997. 89(1): 55-62.

108. Gerber, H. P., K. Seipel, O. Georgiev, M. Hofferer, M. Hug, S. Rusconi and W.

109. Schaffner. Transcriptional activation modulated by homopolymeric glutamine and proline stretches. Science. 1994. 263(5148): 808-811.

110. Giardina, C. and J. T. Lis. Dynamic protein-DNA architecture of a yeast heat shockpromoter. Mol Cell Biol. 1995.15(5): 2737-2744.

111. Gorner, W., E. Durchschlag, M. T. Martinez-Pastor, F. Estruch, G. Ammerer, B.

112. Hamilton, H. Ruis and C. Schuller. Nuclear localization of the C2H2 zinc finger protein Msn2p is regulated by stress and protein,kinase A activity. Genes Dev. 1998: 12(4): 586-597.

113. Green, G. R., P. Collas, A. Burrell and D. L. Poccia. Histone phosphorylation during seaurchin development. Semin Cell Biol. 1995. 6(4): 219-227.

114. Gross, D. S., C. C. Adams, S. Lee and B. Stentz. A critical role for heat shocktranscription factor in establishing a nucleosome-free region over the TATA-initiation site of the yeast HSP82 heat shock gene. EMBO J. 1993. 12(10): 3931-3945.

115. Gross, D. S., K. E. English, K. W. Collins and S. W. Lee. Genomic footprinting of theyeast HSP82 promoter reveals marked distortion of the DNA helix and constitutive occupancy of heat shock and TATA elements. J Mol Biol. 1990.216(3): 611-631.

116. Gruñe, T., J. Brzeski, A. Eberharter, C. R. Clapier, D. F. Corona, P. B. Becker and C. W.

117. Muller. Crystal structure and functional analysis of a nucleosome recognition module of the remodeling factor ISWI. Mol Cell. 2003.12(2): 449-460.

118. Grunstein, M. Histone acetylation in chromatin structure and transcription. Nature. 1997.389(6649): 349-352.

119. Gutierrez, J. L., M. Chandy, M. J. Carrozza and J. L. Workman; Activation domainsdrive nucleosome eviction by SWI/SNF. Embo J. 2007.26(3): 730-740.

120. Ha, N., K. Hellauer and B. Turcotte. Fusions with histone H3 result in highly specificalteration of gene expression. Nucleic Acids Res. 2000. 28(4): 1026-1035.

121. Hahn, J. S., Z. Hu, D. J. Thiele and V. R. Iyer. Genome-wide analysis of the biology ofstress responses through heat shock transcription factor. Mol Cell Biol. 2004. 24(12): 5249-5256.

122. Hannum, G., R. Srivas, A. Guenole, H. van Attikum, N. J. Krogan, R. M. Karp and T. Ideker. Genome-wide association data reveal a global map of genetic interactions among protein complexes. PLoS Genet. 2009. 5(12): el000782.

123. Hashikawa, N. and H. Sakurai. Phosphorylation of the yeast heat shock transcriptionfactor is implicated in gene-specific activation dependent on the architecture of the heat shock element. Mol Cell Biol. 2004. 24(9): 3648-3659.

124. Hassa, P. O., S. S. Haenni, M. Elscr and M. O. Hottiger. Nuclear ADP-ribosylationleactions in mammalian cells: where are we today and where are we going? Microbiol Mol Biol Rev. 2006. 70(3): 789-829.

125. Hassan, A. H., K. E. Neely, M. Vignali, J. C. Reese and J. L. Workman. Promotertargeting of chromatin-modifying complexes. Front Biosci. 2001. 6: D1054-1064.

126. Hassan, A. H., K. E. Neely and J. L. Workman. Histone Acetyltransferase Complexes

127. Stabilize SWI/SNF Binding to Promoter Nucleosomes. Cell. 2001.104(6): 817-827.

128. Hassan, A. H., P. Prochasson, K. E. Neely, S. C. Galasinski, M. Chandy, M. J. Carrozzaand J. L. Workman. Function and selectivity of bromodomains in anchoring chromatin-modifying complexes to promoter nucleosomes. Cell. 2002.111(3): 369-379.

129. Havas, K., A. Flaus, M. Phelan, R. Kingston, P. A. Wade, D. M. Lilley and T. Owen

130. Hughes. Generation of superhelical torsion by ATP-dependent chromatin remodeling activities. Cell. 2000.103(7): 1133-1142.

131. Haynes, S. R., C. Dollard, F. Winston, S. Beck, J. Trowsdale and I. B. Dawid. Thebromodomain: a conserved sequence found in human, Drosophila and yeast proteins. Nucleic Acids Res. 1992. 20( 10): 2603.

132. He, X., H. Y. Fan, G. J. Narlikar and R. E. Kingston. Human ACF1 alters the remodelingstrategy of SNF2h. J Biol Chem. 2006. 281(39): 28636-28647.

133. Hecht, A., S. Strahl-Bolsinger and M. Grunstein. Spreading of transcriptional repressor SIR3 from telomeric heterochromatin. Nature. 1996. 383(6595): 92-96.

134. Henriksson, A., T. Almlof, J. Ford, I. J. McEwan, J. A. Gustafsson and A. P. Wiight.

135. Role of the Ada adaptor complex in gene activation by the glucocorticoid receptor. Mol Cell Biol. 1997.17(6): 3065-3073.

136. Hoeck, W. and B. Groner. Hormone-dependent phosphorylation of the glucocorticoidreceptor occurs mainly in the amino-terminal transactivation domain. J Biol Chem. 1990. 265(10): 5403-5408.

137. Hoj, A. and B. K. Jakobsen. A short element required for turning off heat shock transcription factor: evidence that phosphorylation enhances deactivation. Ernbo J. 1994.13(11): 2617-2624.

138. Jacquet, M., G. Renault, S. Lallet, J. De Mey and A. Goldbeter. Oscillatory nucleocytoplasmic shuttling of the general stress lesponse transcriptional activators Msn2 and Msn4 in Saccharomyces cerevisiae. J Cell Biol. 2003.161(3): 497-505.

139. Jakobsen, B. K. and H. R. Pelham. Constitutive binding of yeast heat shock factor to

140. DNA in vivo. Mol Cell Biol. 1988. 8(11): 5040-5042.

141. James, P., J. Halladay and E. A. Craig. Genomic libraries and a host strain designed forhighly efficient two- hybrid selection in yeast. Genetics. 1996. 144(4): 1425-1436.

142. Jenuwein, T. The epigenetic magic of histone lysine methylation. FEBS J. 2006. 273(14): 3121-3135.

143. Jenuwein, T. and C. D. Allis. Translating the histone code. Science. 2001. 293(5532):1074-1080.

144. Jin, J., Y. Cai, T. Yao, A. J. Gottschalk, L. Florens, S. K. Swanson, J. L. Gutierrez, M. K.

145. Coleman, J. L. Workman, A. Mushegian, M. P. Washburn, R. C. Conaway and J. W. Conaway. A mammalian chromatin remodeling complex with similarities to the yeast IN080 complex. J Biol Chem. 2005. 280(50): 41207-41212.

146. Joshi, A. A. and K. Struhl. Eaf3 chromodomain interaction with methylated H3-K36links histone deacetylation to Pol II elongation. Mol Cell. 2005. 20(6): 971-978.

147. Ju, B. G., V. V. Lunyak, V. Perissi, I. Garcia-Bassets, D. W. Rose, C. K. Glass and M. G.

148. Rosenfeld. A topoisomerase Ilbeta-mediated dsDNA break required for regulated transcription. Science. 2006.312(5781): 1798-1802.

149. Kadonaga, J. T. Eukaryotic transcription: an interlaced network of transcription factorsand chromatin-modifying machines. Cell. 1998. 92(3): 307-313.

150. Kadosh, D. and K. Struhl. Repression by Ume6 involves recruitment of a complexcontaining Sin3 corepressor and Rpd3 histone deacetylase to target promoters. Cell. 1997. 89(3): 365-371.

151. Kamakaka, R. T. and S. Biggins. Histone variants: deviants? Genes Dev. 2005.19(3): 295-310.

152. Kassabov, S. R., B. Zhang, J. Persinger and B. Bartholomew. SWI/SNF unwraps, slides, and rewraps the nucleosome. Mol Cell. 2003.11(2): 391-403.

153. Katan-Khaykovich, Y. and K. Struhl. Dynamics of global histone acetylation and deacetylation in vivo: rapid restoration of normal'histone acetylation status upon removal of activators and repressors. Genes Dev. 2002. 16(6): 743-752.

154. Kaufmann, J., C. P. Verrijzer, J. Shao and S. T. Smale. CIF, an essential cofactor for TFIID-dependent initiator function. Genes Dev. 1996.10(7): 873-886.

155. Keener, J., J. A. Dodd, D. Lalo and M. Nomura. Histones H3 and H4 are components ofupstream activation factor required for the high-level transcription of yeast rDNA by RNA polymerase I. ProcNatl Acad Sci USA. 1997. 94(25): 13458-13462.

156. Kelbauskas, L., J. Yodh, N. Woodbury and D. Lohr. Intrinsic promoter nucleosomestability/dynamics variations support a novel targeting mechanism. Biochemistry. 2009. 48(20): 4217-4219.

157. Keogh, M. C., S. K. Kurdistani, S. A. Morris, S. H. Ahn, V. Podolny, S. R. Collins, M.

158. Kim, Y., N. McLaughlin, K. Lindstrom, T. Tsukiyama and D. J. Clark. Activation of

159. Saccharomyces cerevisiae HIS3 results in Gcn4p-dependent, SWI/SNF-dependent mobilization of nucleosomes over the entire gene. Mol Cell Biol. 2006. 26(22): 86078622.

160. Kingston, R. E. and G. J. Narlikar. ATP-dependent remodeling and acetylation asregulators of chromatin fluidity. Genes Dev. 1999.13(18): 2339-2352.

161. Klemm, R. D., J. A. Goodrich, S. Zhou and R. Tjian. Molecular cloning and expression of the 32-kDa subunit of human TFIID reveals interactions with VP16 and TFIIB that mediate transcriptional activation. Proc Natl Acad Sci USA. 1995. 92(13): 57885792.

162. Koh, S. S., A. Z. Ansari, M. Ptashne and R. A. Young. An activator target in the RNA polymerase II holoenzyme. Mol Cell. 1998. 1(6): 895-904.

163. Korber, P., T. Luckenbach, D. Blaschke and W. Horz. Evidence for histone eviction in trans upon induction of the yeast PH05 promoter. Mol Cell Biol. 2004. 24(24): 1096510974.

164. Kornberg, R. D. and J. O. Thomas. Chromatin structure; oligomers of the histones. Science. 1974.184(139): 865-868.

165. Korolev, S., J. Hsieh, G. H. Gauss, T. M. Lohman and G. Waksman. Major domain swiveling revealed by the crystal structures of complexes of E. coli Rep helicase bound to single-stranded DNA and ADP. Cell. 1997. 90(4): 635-647.

166. Kouzarides, T. Chromatin modifications and their function. Cell. 2007.128(4): 693-705.

167. Krebs, J. E., C. J. Fry, M. L. Samuels and C. L. Peterson. Global role for chromatinremodeling enzymes in mitotic gene expression. Cell. 2000.102(5): 587-598.

168. Krishnamoorthy, T„ X. Chen, J. Govin, W. L. Cheung, J. Dorsey, K. Schindler, E.

169. Winter, C. D. Allis, V. Guacci, S. Khochbin, M. T. Fuller and S. L. Berger. Phosphorylation of histone H4 Serl regulates sporulation in yeast and is conserved in fly and mouse spermatogenesis. Genes Dev. 2006. 20(18): 2580-2592.

170. Kristjuhan, A. and J. Q. Svejstrup. Evidence for distinct mechanisms facilitating transcript elongation through chromatin in vivo. Embo J. 2004.23(21): 4243-4252.

171. Kundu, S., P. J. I lorn and C. L. Peterson. SWI/SNF is required for transcriptionalmemoiy at the yeast GAL gene cluster. Genes Dev. 2007. 21(8): 997-1004.

172. Kwon, H., A. N. Imbalzano, P. A. Khavari, R. E. Kingston and M. R. Green. Nucleosome disruption and enhancement of activator binding by a human SWI/SNF complex see comments. Nature. 1994. 370(6489): 477-481.

173. Lallet, S., H. Garreau, C. Poisier, E. Boy-Marcotte and M. Jacquet. Heat shock-induced degradation of Msn2p, a Saccharomyces cerevisiae transcription factor, occurs in the nucleus. Mol Genet Genomics. 2004. 272(3): 353-362.

174. Larschan, E. and F. Winston. The S. cerevisiae SAGA complex functions in vivo as a coactivator for transcriptional activation by Gal4. Genes Dev. 2001.15(15): 19461956.

175. Lee, C. K., Y. Shibata, B. Rao, B. D. Strahl and J. D. Lieb. Evidence for nucleosomedepletion at active regulatory regions genome-wide. Nat Genet. 2004. 36(8): 900-905.

176. Lee, D. and J. T. Lis. Transcriptional activation independent ofTFIIH kinase and the

177. RNA polymerase II mediator in vivo. Nature. 1998. 393(6683): 389-392.

178. Lee, D. K., S. Kim and J. T. Lis. Different upstream transcriptional activators havedistinct coactivator requirements. Genes Dev. 1999.13(22): 2934-2939.

179. Lee, D. Y., C. Teyssier, B. D. Strahl and M. R. Stallcup. Role of protein methylation inregulation of transcription. Endocr Rev. 2005.26(2): 147-170.

180. Lee, K. K., P. Prochasson, L. Florens, S. K. Swanson, M. P. Washburn and J. L.

181. Workman. Proteomic analysis of chromatin-modifying complexes in Saccharomyces cerevisiae identifies novel subunits. Biochem Soc Trans. 2004.32(Pt 6): 899-903.

182. Lee, S. and D. S. Gross. Conditional silencing: the HMRE mating-type silencer exerts arapidly reversible position effect on the yeast HSP82 heat shock gene. Mol Cell Biol. 1993.13(2): 727-738.

183. Lenfant, F., R. K. Mann, B. Thomsen, X. Ling and M. Grunstein. All four core histone N-termini contain sequences required for the repression of basal transcription in yeast. EmboJ. 1996. 15(15): 3974-3985.

184. Li, G., M. Levitus, C. Bustamante and J. Widom. Rapid spontaneous accessibility ofnucleosomal DNA. Nat Struct Mol Biol. 2005. 12(1): 46-53.

185. Lia, G., E. Praly, H. Ferreira, C. Stockdale, Y. C. Tse-Dinh, D. Dunlap, V. Croquette, D. Bensimon and T. Owen-Hughes. Direct observation of DNA distortion by the RSC complex. Mol Cell. 2006. 21(3): 417-425.

186. Liaw, P. C. and C. J. Brandl. Defining the sequence specificity of the Saccharomyces cerevisiae DNA binding protein REBlp by selecting binding sites from random-sequence oligonucleotides. Yeast. 1994. 10(6): 771-787.

187. Lindquist, S. and E. A. Craig. The heat-shock proteins. Annu Rev Genet. 1988. 22: 631677.

188. Lindstrom, K. C., J. C. Vary, Jr., M. R. Parthun, J. Deliovv and T. Tsukiyama. Iswlfunctions.in parallel with the NuA4 and Swrl complexes in stress-induced gene repression. Mol Cell Biol. 2006:26(16): 6117-6129.

189. Liu, C. L., T. Kaplan, M. Kim, S. Buratowski, S. L. Schreiber, N. Friedman and O. J.

190. Rando: Single-nucleosome mapping of histone modifications in S. cerevisiae. PLoS Biol. 2005. 3(10): e328.

191. Liu, X. D. and D. J. Thiele. Oxidative stress induced heat shock factor phosphorylationand HSF- dependent activation of yeast metallothionein gene transcription. Genes Dev. 1996. 10(5): 592-603.

192. Logie, C. and C. L. Peterson. Catalytic activity of the yeast SWI/SNF complex on reconstituted nucleosome arrays. Embo J. 1997. 16(22): 6772-6782.

193. Lorch, Y., B. Maier-Davis and R. D. Kornberg. Chromatin remodeling by nucleosomedisassembly in vitro. Proc Natl Acad Sci USA. 2006. 103(9): 3090-3093.

194. Lorch, Y., M. Zhang and R. D. Kornberg. Histone octamer transfer by a chromatinremodeling complex. Cell. 1999. 96(3): 389-392.

195. Lu, X., A. Z. Ansari and M. Ptashne. An artificial transcriptional activating region withunusual properties. Proc Natl Acad Sci USA. 2000. 97(5): 1988-1992.

196. Luger, K., A. W. Mader, R. K. Richmond, D. F. Sargent and T. J. Richmond. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution. Nature. 1997. 389(6648): 251-260.

197. Lusser, A., D. L. Unvin and J. T. Kadonaga. Distinct activities of CHD1 and ACF in ATP-dependent chromatin assembly. Nat Struct Mol Biol. 2005.12(2): 160-166.

198. Ma, J. and M. Ptashne. A new class of yeast transcriptional activators. Cell. 1987. 51(1):113.119.

199. Macdonald, N., J. P. Welburn, M. E. Noble, A. Nguyen, M. B. Yaffe, D. Clynes, J. G.

200. Moggs, G. Orphanides, S. Thomson, J. W. Edmunds, A. L. Clayton, J. A. Endicott and L. C. Mahadevan. Molecular basis for the recognition of phosphorylated and phosphoacetylated histone h3 by 14-3-3. Mol Cell. 2005. 20(2): 199-211.

201. Margueron, R., P. Trojer and D. Reinberg. The key to development: interpreting thehistone code? Curr Opin Genet Dev. 2005. 15(2): 163-176.

202. Martens, J. A. and F. Winston. Recent advances in understanding chromatin remodelingby Swi/Snf complexes. Curr Opin Genet Dev. 2003.13(2): 136-142.

203. Martens, J. A., P. Y. Wu and F. Winston. Regulation of an intergenic transcript controlsadjacent gene transcription in Saccharomyces cerevisiae. Genes Dev. 2005.19(22): 2695-2704.

204. Martinez-Pastor, M. T., G. Marchler, C. Schuller, A. Marchler-Bauer, H. Ruis and F.

205. Estruch. The Saccharomyces cerevisiae zinc finger proteins Msn2p and Msn4p are required for transcriptional induction through the stress response element (STRE). Embo J. 1996.15(9): 2227-2235.

206. McNeil, J. B., H. Agah and D. Bentley. Activated transcription independent of the RNApolymerase II holoenzyme in budding yeast. Genes Dev. 1998.12(16): 2510-2521.

207. MeIlor, J. and A. Morillon. ISWI complexes in Saccharomyces cerevisiae. Biochim BiophysActa. 2004.1677(1-3): 100-112.

208. Metivier, R., G. Penot, M. R. Hubner, G. Reid, H. Brand, M. Kos and F. Gannon. Estrogen receptor-alpha directs ordered, cyclical, and combinatorial recruitment of cofactors on a natural target promoter. Cell. 2003. 115(6): 751-763.

209. Metzger, E., M. Wissmann, N. Yin, J. M. Muller, R. Schneider, A. H. Peters, T. Gunther, R. Buettner and R. Schule. LSD1 demethylates repressive histone marks to promote androgen-receptor-dependent transcription. Nature. 2005. 437(7057): 436-439.

210. Mizuguchi, G., X. Shen, J. Landry, W. H. Wu, S. Sen and C. Wu. ATP-driven exchangeof histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin remodeling complex. Science. 2004. 303(5656): 343-348.

211. Mohrmann, L. and C. P. Verrijzer. Composition and functional specificity of SWI2/SNF2 class chromatin remodeling complexes. Biochim Biophys Acta. 2005. 1681(2-3): 59-73.

212. Moqtaderi, Z., M. Keaveney and K. Struhl. The histone H3-like TAF is broadly requiredfor transcription in yeast. Mol Cell. 1998. 2(5): 675-682.

213. Morano, K. A., N. Santoro, K. A. Koch and D. J. Thiele. A trans-activation domain in yeast heat-shock transcription factor is essential for cell cycle progression during stress. Mol Cell Biol. 1999.19(1): 402-411.

214. Morillon, A., N. Karabetsou, J. O'Sullivan, N. Kent, N. Proudfoot and J. Mellor. Iswl chromatin remodeling ATPase coordinates transcription elongation and termination by RNA polymerase II. Cell. 2003. 115(4): 425-435.

215. Morillon, A., J. O'Sullivan, A. Azad, N. Proudfoot and J. Mellor. Regulation of elongating RNA polymerase II by forkhead transcription factors in yeast. Science. 2003. 300(5618): 492-495.

216. Morimoto, R. I. Regulation of the heat shock transcriptional response: cross talk betweena family of heat shock factors, molecular chaperones, and negative regulators. Genes Dev. 1998. 12(24): 3788-3796.

217. Moskvina, E., C. Schuller, C. T. Maurer, W. H. Mager and H. Ruis. A search in the genome of Saccharomyces cerevisiae for genes regulated via stress response elements. Yeast. 1998. 14(11): 1041-1050.

218. Muller, J. M., B. Krauss, C. Kaltschmidt, P. A. Baeuerle and R. A. Rupee. Hypoxiainduces c-fos transcription via a mitogen-activated protein kinase-dependent pathway. J Biol Chem. 1997. 272(37): 23435-23439.

219. Naar, A. M., B. D. Lemon and R. Tjian. Transcriptional coactivator complexes. Annu RevBiochem. 2001.70:475-501.

220. Nakamura, T. and S. A. Lipton. Cell death: protein misfolding and neurodegenerative diseases. Apoptosis. 2009. 14(4): 455-468.

221. Natarajan, K., B. M. Jackson, H. Zhou, F. Winston and A. G. Hinnebusch. Transcriptional activation by Gcn4p involves independent interactions with the SWI/SNF complex and the SRB/mediator. Mol Cell. 1999.4(4): 657-664.

222. Neef, D. W., M. L. Turski and D. J. Thiele. Modulation of heat shock transcription factor 1 as a therapeutic target for small molecule intervention in neurodegenerative disease. PLoS Biol. 2010. 8(1): el000291.

223. Neely, K. E., A. H. Hassan, C. E. Brown, L. Howe and J. L. Workman. Transcription activator interactions with multiple SWI/SNF subunits. Mol Cell Biol. 2002. 22(6): 1615-1625.

224. Nelson, C. J., H. Santos-Rosa and T. Kouzarides. Pioline isomerization of histone H3 regulates lysine methylation and gene expression. Cell. 2006.126(5): 905-916.

225. Nieto-SoteIo, J., G. Wiederrecht, A. Okuda and C. S. Parker. The yeast heat shock transcription factor contains a transcriptional activation'domain whose activity is repiessed under nonshock conditions. Cell. 1990. 62(4): 807-817.

226. Nowak, S. J. and V. G. Corces. Phosphorylation of histone H3: a balancing act between chromosome condensation and transcriptional activation. Trends Genet. 2004. 20(4): 214-220.

227. Nyanguile, O., M. Uesugi, D. J. Austin and G. L. Verdine. A nonnatural transcriptional coactivator. Proc Natl Acad Sci USA. 1997. 94(25): 13402-13406.

228. Ogryzko, V. V., T. Kotani, X. Zhang, R. L. Schlitz, T. Howard, X. J. Yang, B. H.

229. Howard, J. Qin and Y. Nakatani. Histone-like TAFs within the PCAF histone acetylase complex. Cell. 1998. 94(1): 35-44.

230. Owen-Hughes, T. and J. L. Workman. Remodeling the chromatin structure of anucleosome array by transcription factor-targeted trans-displacement of histones. Embo J. 1996.15(17): 4702-4712.

231. Papamichos-Chronakis, M., J. E. Krebs and C. L. Peterson. Interplay between lno80 and Swrl chromatin remodeling enzymes regulates cell cycle checkpoint adaptation in response to DNA damage. Genes Dev. 2006. 20(17): 2437-2449.

232. Parnell, T. J., J. T. Huff and B. R. Cairns. RSC regulates nucleosome positioning at Pol II genes and density at Pol III genes. EMBO J. 2008. 27(1): 100-110.

233. Parthun, M. R. and J. A. Jaehning. A tianscriptionally active form of GAL4 isphosphorylated and associated with GAL80. Mol Cell Biol. 1992. 12(11): 4981-4987.

234. Pavri, R., B. Zhu, G. Li, P. Trojer, S. Mandal, A. Shilatifard and D. Reinberg. Histone

235. H2B monoubiquitination functions cooperatively with FACT to iegulate elongation by RNA polymerase II. Cell. 2006. 125(4): 703-717. 206 Peterson, C. L. and M. A. Laniel. Histones and histone modifications. Curr Biol. 2004. 14(14): R546-551.

236. Poot, R. A., G. Dellaire, B. B. Hulsmann, M. A. Grimaldi, D. F. Corona, P. B. Becker,

237. W. A. Bickmore and P. D. Varga-Weisz. HuCHRAC, a human ISWI chromatin remodelling complex contains hACFl and two novel histone-fold proteins. Embo J. 2000.19(13): 3377-3387.

238. Piochasson, P., K. E. Neely, A. H. Hassan, B. Li and J. L. Workman. Targeting activity is required for SWI/SNF function in vivo and is accomplished through two partially redundant activator-interaction domains. Mol Cell. 2003.12(4): 983-990.

239. Regier, J. L., F. Shen and S. J. Triezenberg. Pattern of aromatic and hydrophobic amino acids critical for one of two subdomains of the VP І б transcriptional activator. Proc Natl Acad Sci USA. 1993. 90(3): 883-887.

240. Reid, J. L., V. R. Iyer, P. O. Brown and K. Struhl. Coordinate Regulation of Yeast

241. Ribosomal Protein Genes Is Associated with Targeted Recruitment of Esal Histone Acetylase. Мої Cell. 2000. 6(6): 1297-1307.

242. Reinke, PI., P. D. Gregory and W. Horz. A transient histone hyperacetilation-signal marks nucleosonies for remodeling at the PH08 promoter in vivo. Мої. Cell. 2001. 7: 529538.

243. Reinke, H. and W. Horz. Histones are first hyperacetylated and then lose contact with the activated PH05 promoter. Мої Cell. 2003.11(6): 1599-1607.

244. Ruden, D. M., J. Ma, Y. Li, K. Wood and M. Ptashne. Generating yeast transcriptional activators containing no yeast protein sequences. Nature. 1991. 350(6315): 250-252.

245. Rutherford, S. L. and S. Lindquist. Hsp90 as a capacitor for morphological evolution.

246. Saha, A., J. Wittmeyer and B. R. Cairns. Chromatin remodelling: the industrialrevolution of DNA around histones. Nat Rev Мої Cell Biol. 2006. 7(6): 437-447.

247. Saha, S., A. Z. Ansari, K. A. Jarrell, M. Ptashne and K. A. Jarell. RNA sequences thatwork as transcriptional activating regions. Nucleic Acids Res. 2003. 31(5): 1565-1570.

248. Sauer, F., J. D. Fondell, Y. Ohkuma, R. G. Roeder and H*. Jackie. Control of transcriptionby Kruppel through interactions with TFIIB and TFIIE beta see comments. Nature. 1995.375(6527): 162-164.

249. Schwanbeck, R., H. Xiao and C. Wu. Spatial contacts and nucleosome step movements induced by the NURF chromatin remodeling complex. J Biol Chem. 2004. 279(38): 39933-39941.

250. Segal, E., Y. Fondufe-Mittendorf, L. Chen, A. Thastrom, Y. Field, I. K. Moore, J. P.

251. Wang and J. Widom. A genomic code for nucleosome positioning. Nature. 2006. 442(7104): 772-778.

252. Sekinger, E. A. and D. S. Gross. Silenced chromatin is permissive to activator bindingand PIC recruitment. Cell. 2001.105: 403-414.

253. Sengupta, S. M., M. VanKanegan, J. Persinger, C. Logie, B. R. Cairns, C. L. Petersonand B. Bartholomew. The interactions of yeast SWI/SNF and RSC with the nucleosome before and after chromatin remodeling. J Biol Chem. 2001. 276(16): 12636-12644.

254. Shahbazian, M. D. and M. Grunstein. Functions of site-specific histone acetylation and deacetylation. Annu Rev Biochem. 2007. 76: 75-100.

255. Shen, X., G. Mizuguchi, A. Hamiche and C. Wu. A chromatin remodelling complexinvolved in transcription and DNA processing. Nature. 2000. 406(6795): 541-544.

256. Shi, Y., F. Lan, C. Matson, P. Mulligan, J. R. Whetstine, P. A. Cole and R. A. Casero.

257. Histone demethylation mediated by the nuclear amine oxidase homolog LSD1. Cell. 2004. 119(7): 941-953.

258. Shilatifard, A. Chromatin modifications by methylation and ubiquitination: implicationsin the regulation of gene expression. Annu Rev Biochem. 2006. 75: 243-269.

259. Shivaswamy, S. and V. R. Iyer. Stress-dependent dynamics of global chromatinremodeling in yeast: dual role for SWI/SNF in the heat shock stress response. Mol Cell Biol. 2008. 28(7): 2221-2234.

260. Shogren-Knaak, M., H. Ishii, J. M. Sun, M. J. Pazin, J. R. Davie and C. L. Peterson.

261. Histone H4-K16 acetylation controls chromatin structure and protein interactions. Science. 2006. 311(5762): 844-847.

262. Singh, H., A. M. Erkine, S. B. Kremer, H. M. Duttweiler, D. A. Davis, J. Iqbal, R. R.

263. Gross and D. S. Gross. A functional module of yeast mediator that governs the dynamic range of heat-shock gene expression. Genetics. 2006.172(4): 2169-2184.

264. Singleton, M. R. and D. B. Wigley. Modularity and specialization in superfamily 1 and 2helicases. J Bacterid. 2002.184(7): 1819-1826.

265. Smith, C. L., R. Horowitz-Scherer, J. F. Flanagan, C. L. Woodcock and C. L. Peterson.

266. Structural analysis of the yeast SWI/SNF chromatin remodeling complex. Nat Struct Biol. 2003. 10(2): 141-145.

267. Smith, C. L. and C. L. Peterson. ATP-dependent chiomatin remodeling. Curr Top Dev1. Biol. 2005.65: 115-148.

268. Sorger, P. K. Yeast heat shock factor contains separable transient and sustained responsetranscriptional activators. Cell. 1990. 62(4): 793-805.

269. Sorger, P. K., M. J. Lewis and H. R. Pelham. Heat shock factor is regulated differently inyeast and HeLa cells. Nature. 1987. 329(6134): 81 -84.

270. Sorger, P. K. and H. R. Pelham. Yeast heat shock factor is an essential DNA-bindingprotein that exhibits temperature-dependent phosphorylation. Cell. 1988. 54(6): 855864.

271. Stafford, G. A. and R. H. Morse. Chromatin remodeling by transcriptional activationdomains in a yeast episome. J Biol Chem. 1997. 272(17): 11526-11534.

272. Sterner, D. E. and S. L. Berger. Acetylation of histones and transcription-related factors.

273. Microbiol Mol Biol Rev. 2000. 64(2): 435-459.

274. Steward, M. M., J. S. Lee, A. O'Donovan, M. Wyatt, B. E. Bernstein and A. Shilatifard.

275. Molecular regulation of H3K4 trimethylation by ASH2L, a shared subunit of MLL complexes. Nat Struct Mol Biol. 2006.13(9): 852-854.

276. Stockdale, C., M. Bruno, H. Ferreira, E. Gaicia-Wilson, N. Wiechens, M. Engeholm, A.

277. Flaus and T. Owen-Hughes. Nucleosome dynamics. Biochem Soc Symp. 2006. (73): 109-119.

278. Strahl, B. D. and C. D. Allis. The language of covalent histone modifications. Nature.2000. 403(6765): 41-45.

279. Strohner, R„ A. Nemeth, P. Jansa, U Hofmann-Rohrer, R. Santoro, G. Langst and I.

280. Grummt. NoRC~a novel member of mammalian ISWI-containing chiomatin remodeling machines. EMBO J. 2001. 20(17): 4892-4900.

281. Szent-Gyorgyi, C., D. B. Finkelstein and W. T. Garrard. Sharp boundaries demarcate thechromatin structure of a yeast heat- shock gene. J Mol Biol. 1987. 193(1): 71-80.

282. Taylor, I. C., J. L. Workman, T. J. Schuetz and R. E. Kingston. Facilitated binding of

283. GAL4 and heat shock factor to nucleosomal templates: differential function of DNA-binding domains. Genes Dev. 1991. 5(7): 1285-1298.

284. Thoma, N. H., B. K. Czyzewski, A. A. Alexeev, A. V. Mazin, S. C. Kowalczykowski and N. P. Pavletich. Structure of the SWI2/SNF2 chromatin-remodeling domain of eukaryotic Rad54. Nat Struct Mol Biol. 2005. 12(4): 350-356.

285. Thut, C. J., J. L. Chen, R. Klemm and R. Tjian. p53 transcriptional activation mediated by coactivators TAFII40 and TAFII60. Science. 1995. 267(5194): 100-104.

286. Tran, H. G., D. J. Steger, V. R. Iyer and A. D. Johnson. The chromo domain protein chdlp from budding yeast is an ATP-dependent chromatin-modifying factor. EMBO J. 2000.19(10): 2323-2331.

287. Triezenberg, S. J. Structure and function of transcriptional activation domains. Curr Opin Genet Dev. 1995. 5(2): 190-196.

288. Tsukiyama, T. and C. Wu. Purification and properties of an ATP-dependent nucleosome remodeling factor. Cell. 1995. 83(6): 1011-1020.

289. Uesugi, M., O. Nyanguile, H. Lu, A. J. Levine and G. L. Verdine. Induced alpha helix in the VP16 activation domain upon binding to a human TAF. Science. 1997. 277(5330): 1310-1313.

290. Utley, R. T., J. Cote, T. Owen-Hughes and J. L. Workman. SWI/SNF stimulates theformation of disparate activator-nucleosome complexes but is partially redundant with cooperative binding. J Biol Chem. 1997.272(19): 12642-12649.

291. Utley, R. T., K. Ikeda, P. A. Grant, J. Cote, D. J. Steger, A. Eberharter, S. John and J. L.

292. Vaquero, A., M. B. Scher, D. H. Lee, A. Sutton, H. L. Cheng, F. W. Alt, L. Serrano, R.

293. Sternglanz and D. Reinberg. SirT2 is a histone deacetylase with preference for histone H4 Lys 16 during mitosis. Genes Dev. 2006. 20(10): 1256-1261.

294. Varga-Weisz, P. D., T. A. Blank and P. B. Becker. Energy-dependent chromatinaccessibility and nucleosome mobility in a cell-free system. EMBO J. 1995.14(10): 2209-2216.

295. Vary, J. C., Jr., V. K. Gangaraju, J. Qin, C. C. Landel, C. Kooperberg, B. Bartholomewand T. Tsukiyama. Yeast Iswlp forms two separable complexes in vivo. Mol Cell Biol. 2003.23(1): 80-91.

296. Vignali, M., A. H. Hassan, K. E. Neely and J. L. Workman. ATP-dependent chromatinremodeling complexes. Mol Cell Biol. 2000.20(6): 1899-1910.

297. Voelliny, R. On mechanisms that control heat shock transcription factor activity inmetazoan cells. Cell Stress Chaperones. 2004. 9(2): 122-133.

298. Wade, P. A., P. L. Jones, D. Vermaak, G. J<. Veenstra, A. Imhofj T. Sera, C. Tse, H. Ge,

299. Y: B. Shi, J. C. Hansen and A. P. Wolffe. Histone deacetylase directs the dominant. • silencing of transcription in chromatin: association with MeCP2 and the Mi-2 chromodomain.SWI/SNF ATPase. Cold Spring Harb Symp Quant Biol: 1998. 63: 435445.

300. Wang, W. The SWI/SNF family of ATP-dependent chromatin remodelers: similarmechanisms for diverse functions. Curr Top Microbiol Immunol. 2003. 274: 143-169.

301. Wang, Y., J. Wysocka, J. R. Perlin, L. Leonelli, C. D. Allis and S. A. Coonrod. Linkingcovalent histone modifications to epigenetics: the rigidity and plasticity of the marks. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 2004. 69: 161-169.

302. Wenzelides, S., H. Altmann, W. Wendler and E. L. Winnacker. CTF5-a newtranscriptional activator of the NFI/CTF family. Nucleic Acids Res. 1996. 24(12): 2416-2421.

303. White, C. L., R. K. Suto and K. Luger. Structure of the yeast nucleosome core particlereveals fundamental changes in internucleosome interactions. EMBO J. 2001. 20(18): 5207-5218.

304. Whitehouse, I., C. Stockdale, A. Flaus, M. D. Szczelkun and T. Owen-Hughes. Evidencefor DNA translocation by the ISWI chromatin-remodeling enzyme. Mol Cell Biol. 2003.23(6): 1935-1945.

305. Whitehouse, I. and T. Tsukiyama. Antagonistic forces that position nucleosomes in vivo.

306. Nat Struct Mol Biol. 2006. 13(7): 633-640.

307. Wilson, C. J., D. M. Chao, A. N. Imbalzano, G. R. Schnitzler, R. E. Kingston and R. A.

308. Young. RNA polymerase II holoenzyme contains SWI/SNF regulators involved in chromatin remodeling. Cell. 1996. 84(2): 235-244. 281 .Winston, F. and C. D. Allis. The bromodomain: a chromatin-targeting module? Nat Struct Biol. 1999. 6(7): 601-604.

309. Woodcock, C. L. Chromatin architecture. Curr Opin Struct Biol. 2006. 16(2): 213-220.

310. Workman, J. L. Nucleosome displacement in transcription. Genes Dev. 2006. 20(15):2009-2017.

311. Wu, C. Heat shock transcription factors: structure and regulation. Ann Rev Cell Dev1. Biol. 1995.11:441-469:

312. Xella, B., C. Goding, E. Agrícola, E. Di Mauro and M. Casería. The ISWI and CHD1 chromatin remodelling activities influence ADH2 expression and chromatin organization. Mol Microbiol. 2006.59(5): 1531-1541.

313. Xiao, L., X. Lu and D. M. Ruden. Effectiveness of hsp90 inhibitors as anti-cancer drugs.

314. Mini Rev Med Chem. 2006. 6(10): 1137-1143.

315. Xu, F., K. Zhang and M. Grunstein. Acetylation in histone H3 globular domain regulates gene expression in yeast. Cell. 2005. 121(3): 375-385.

316. Yamamoto, A., Y. Mizukami and H. Sakurai. Identification of a novel class of targetgenes and a novel type of binding sequence of heat shock transcription factor in Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem. 2005. 280(12): 11911-11919.

317. Yanagisawa, S. The transcriptional activation domain of the plant-specific Dofl factorfunctions in plant, animal, and yeast cells. Plant Cell Physiol. 2001. 42(8): 813-822.

318. Young, M. R. and E. A. Craig. Saccharomyces cerevisiae HSP70 heat shock elements arefunctionally distinct. Mol Cell Biol. 1993. 13(9): 5637-5646.

319. Yudkovsky, N., C. Logie, S. Hahn and C. L. Peterson. Recruitment of the SWI/SNFchromatin remodeling complex by transcriptional activators. Genes Dev. 1999. 13(18): 2369-2374.

320. Zhang, L., S. Schroeder, N. Fong and D. L. Bentley. Altered nucleosome occupancy and histone H3K4 methylation in response to 'transcriptional stress'. EMBO J. 2005. 24(13): 2379-2390.

321. Zhang, Y. and D. Reinberg. Transcription regulation by histone methylation: interplay between different covalent modifications of the core histone tails. Genes Dev. 2001. 15(18): 2343-2360.

322. Zhang, Y., C. L. Smith, A. Saha, S. W. Grill, S. Mihardja, S. B. Smith, B. R. Cairns, C. L. Peterson and C. Bustamante. DNA translocation and loop formation mechanism of chromatin remodeling by SWI/SNF and RSC. Mol Cell. 2006. 24(4): 559-568.

323. Zhao, J., J. Herrera-Diaz and D. S. Gross. Domain-Wide Displacement of Histones by Activated Heat Shock Factor Occurs Independently of Swi/Snf and Is Not Correlated with RNA Polymerase II Density. Mol Cell Biol. 2005. 25(20): 8985-8999.

324. Zhao, R. and W. A. Houry. Hsp90: a chaperone for protein folding and gene regulation.

325. Biochem Cell Biol. 2005. 83(6): 703-710.

326. ZofalI, M., J. Persinger, S. R. Kassabov and B. Bartholomew. Chromatin remodeling by ISW2 and SWI/SNF requires DNA translocation inside the nucleosome. Nat Struct Mol Biol. 2006. 13(4): 339-346.

Информация о работе

Еркин, Александр Михайлович
доктора биологических наук
Санкт-Петербург, 2011
ВАК 03.01.03

Диссертация

Регуляция транскрипции генов теплового шока у дрожжей Saccharomyces cerevisiae - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы