Редокс-метаболизм каллусов гречихи, отличающихся по морфогенной способности

Сибгатуллина, Гузель Валерьевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Редокс-метаболизм каллусов гречихи, отличающихся по морфогенной способности
ВАК РФ 03.01.05, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Редокс-метаболизм каллусов гречихи, отличающихся по морфогенной способности"

005005340

На правах рукописи

Сибгатуллина Гузель Валерьевна

РЕДОКС-МЕТАБОЛИЗМ КАЛЛУСОВ ГРЕЧИХИ, ОТЛИЧАЮЩИХСЯ ПО МОРФОГЕННОЙ СПОСОБНОСТИ

03.01.05 - физиология и биохимия растений

-8 ЛЕК

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Казань-2011

005005340

Работа выполнена в лаборатории физиологии и генетики культивируемых клеток Учреждения Российской академии наук Казанского института биохимии и биофизики Казанского научного центра РАН

кандидат биологических наук Румянцева Наталья Ивановна

доктор биологических наук, профессор Носов Александр Михайлович (ИФР РАН, г. Москва)

доктор биологических наук, профессор Каримова Фатима Габдуллазяновна (КИББ КазНЦ РАН, г. Казань)

Казанский (Приволжский) Федеральный Университет, биолого-почвенный факультет, г. Казань

Запита состоится 26 декабря 2011 г. в 1300 часов на заседании диссертационного совета Д 002.005.01 по защите докторских и кандидатских диссертаций при Учреждении Российской академии наук Казанском институте биохимии и биофизики КазНЦ РАН по адресу: 420111, г. Казань, ул. Лобачевского, д. 2/31, а/я № 30, тел/факс (843)2927347.

С диссертацией можно ознакомиться в Центральной научной библиотеке Казанского научного центра РАН.

Автореферат разослан 2- 5 ■ X! 2011 г.

Научный руководитель:

Официальные оппоненты:

Ведущая организация:

Ученый секретарь диссертационного совета кандидат биологических наук

А.Б. Иванова

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Постановка проблемы н <*с актуальность. Устойчивость культивируемых клеток растений к окислительному стрессу может служить фактором, обуславливающим стабильность их регенерациокного-потенциала,, поскольку работами последнего десятилетия показано, что редокс-статус играет существенную роль в регуляции морфогенеза растений (Siminis et al., 1994; Konieczny et al., 2008). Одним из связующих звеньев, определяющих участие окислительного стресса в регуляции процессов дифференцировки и морфогенеза у растений, является перекись водорода. Эта молекула играет роль вторичного посредника, вовлеченного в регуляцию экспрессии определенных генов, имеющих в промоторах ARE (antioxidant responsive element) (Rushmore et al., 1991; Polidoros, Scandalios, 1999). Кроме того, мишенями перекиси водорода являются тиоловые группы цистеина, входящие в активные центры многих белков, в том числе участвующих в сигналлинге и контроле практически всех аспектов жизни, включая энергетический метаболизм, структуру цигоскелета, транспорт, пролиферацию, дифференциацию и программируемую клеточную смерть (Jones, 2008). Высказано предположение, что потеря регенерационной способности в каллусах и суспензиях при длительном культивировании может быть связана с негативным влиянием на генетический аппарат клеток активных форм кислорода (АФК), повышенное образование которых индуцируется условиями культивирования in vitro (Cassels, Сипу, 2001; Gaspar et al., 1998). Как правило, неморфогенные,гормононезависимые, полностью потерявшие способность к образованию меристем каллусы имеют высокую оводненность, рыхлую структуру и большую по сравнению с морфогенными каллусами пролиферативную активность. Для них характерна генетическая нестабильность, выражающаяся в увеличении полиплоидных и анеуплоидных клеток. Подобные неморфогенные каллусы рассматриваются как опухолевые клетки растений (Матвеева и др., 2001). Gaspar et al. (2002) указывают, что повышенное содержание перекиси водорода в опухолевых клетках как животных, так и растений может являться следствием аномального метаболизма, и в то же время необходимым фактором его поддержания. При изучении влияния салициловой кислоты на каллусные культуры гречихи татарской было показано, что для неморфогенной культуры характерно более высокое содержание внутриклеточной перекиси водорода, чем для морфогенной (Галеева, 2003). Следовательно, можно предположить, что культуры, имеющие разную способность к морфогенезу, могут характеризоваться различным содержанием АФК, в частности, Н2О2, и обладать различной активностью антиоксидантных ферментов, а также различным содержанием неферментативных антиоксидантов. Такие культуры должны отличаться по чувствительности к агентам, индуцирующим окислительный стресс.

гречихи посевной К асикпШт МоепсЬ. не являются стабильными культурами и с течением времени культивирования теряют регенерационную способность (Румянцева и др., 1989; Лукина, 1999). Снижение морфогенной активности, изменение морфологии и увеличение хромосомной вариабельности наблюдается в них постепенно. Как правило, после нескольких лет культивирования каллусы гречихи посевной становятся полностью неморфогенными. Эти культуры могут быть использованы как модели для изучения редокс-метаболизма каллусов, отличающихся по способности к морфогенезу.

Цель и задачи исследований. Цель работы заключалась в выявлении особенностей редокс-метаболизма каллусов гречихи, отличающихся по морфогенной способности.

Реализация цели связывалась с решением следующих задач:

1. Получить морфогенные каллусы гречихи посевной и изучить изменение их морфо-цитогенетических характеристик, содержания внутриклеточной перекиси водорода и активности антиоксидантных ферментов при длительном культивировании.

2. Получить морфогенные каллусы гречихи татарской и отобрать в них возникшие спонтанно неморфогенные клоны. Провести сравнительный анализ содержания перекиси водорода и основного продукта перекисного окисления липидов (ПОЛ) - малонового диальдегида (МДА), а также активности антиоксидантных ферментов (каталазы, супероксиддисмутазы (СОД) и аскорбатпероксидазы (АПО)) в клетках морфогенных и полученных из них неморфогенных каллусов гречихи татарской.

3. Изучить локализацию перекиси водорода в морфогенных и неморфогенных каллусах гречихи татарской с помощью метода электронной микроскопии.

4. Изучить действие специфического ингибитора каталазы 3-амино-1,2,4-триазола на ростовую активность, содержание перекиси водорода и МДА, а также активность антиоксидантных ферментов (каталазы, АПО, глутатионредуктазы) и неферментативных антиоксидантов (фенолов, глугатиона) клеток морфогенной и неморфогенной культуры гречихи татарской.

Научная новизна работы. Нами впервые было показано, что неморфогенные каллусы двух видов гречихи, полученные либо в результате длительного культивирования (гречиха посевная), либо периодически выщепляющиеся в виде клонов на стабильном морфогенном каллусе вне зависимости от длительности культивирования (гречиха татарская), характеризуются увеличением содержания перекиси водорода по сравнению с исходными морфогенными культурами.

Впервые проведен сравнительный анализ содержания перекиси водорода и МДА, а также активности антиоксидантных ферментов ; (каталазы, СОД и АПО) в клетках- морфогенных и полученных из них неморфогенных каллусов. гречихи татарской. Выявлено, что в парах морфогенный каллус - полученный из него неморфогенный каллус существует определенная закономерность: неморфогенный каллус характеризуются значительно более высоким содержанием перекиси водорода и МДА, высокой активностью СОД и АПО и низкой активностью каталазы по сравнению с морфогенными культурами. В морфогенных культурах содержится в 3 раза больше фенолов, чем в неморфогенных. Соотношение восстановленной формы глутатиона к окисленной (ОЗНЛЗБЗО) в морфогенных каллусах всегда было выше, чем в неморфогенных.

Электронномикроскопическое изучение цитохимической реакции перекиси водорода с хлористым церием показало, что, перекись водорода в клетках как морфогенного, так и неморфогенного каллуса гречихи татарской локализована в клеточных стенках и межклетниках. Несмотря на высокое содержание перекиси водорода в клетках неморфогенного каллуса, ее локализации в вакуоли, на тонопласте и органеллах обнаружено не было, что может свидетельствовать об отсутствии сильного окислительного стресса в клетках неморфогенного каллуса.

Показано, что неморфогенные культуры более чувствительны к ингибитору каталазы - 3-амино-1,2,4-триазолу (АТ). АПО является основным ферментом, компенсирующим ингибирование активности каталазы АТ. Несмотря на то, что применение АТ вызывает окислительный стресс и запуск защитных реакций в обоих типах каллусов - защитные механизмы в неморфогенном каллусе оказываются малоэффективными, в результате чего в клетках накапливаются высокие концентрации перекиси водорода и МДА, и клетки погибают.

Получена линия морфогенного каллуса, отличающаяся от исходной по морфологии, размеру клеток, пролиферативной активности и обладающая устойчивостью к действию АТ. Если в исходной линии защита от окислительного стресса, в значительной степени, обусловлена активацией АПО, то в устойчивой линии АПО не активируется и, следовательно, задействован другой механизм компенсации.

Научно-практическая значимость работы. Полученные результаты об особенностях содержания перекиси водорода и МДА, а также активности антиоксидантных ферментов в каллусах, различающихся по способности к морфогенезу, могут представлять интерес для специалистов, занимающихся изучением процессов морфогенеза т \itro, а также биотехнологов. Данные, полученные при исследовании влияния индуктора окислительного стресса АТ на каллусные клетки, могут помочь в понимании механизмов устойчивости культивируемых клеток растений и нативных растений к стрессовым условиям. Полученные представления о разной чувствительности морфогенных и неморфогенных культур к индуктору окислительного стресса 3-амино-1,2,4-триазолу могут быть использованы в разработке приемов, позволяющих осуществлять селекцию линий на устойчивость к окислительному стрессу, а также как селективный фактор, удаляющий полиплоидные, генетически нестабильные клетки с целью увеличения морфогенной способности культуры. Результаты данной работы могут найти применение в биохимических исследованиях, а также использоваться в учебном процессе при подготовке и чтении курсов лекций на кафедрах биохимии, физиологии и биотехнологии растений в ВУЗах.

Связь работы с научными программами и собственный вклад автора в исследования. Исследования проводились в соответствии с планами НИР КИББ КазНЦ РАН (номер гос. регистрации 01201001657), частично поддержаны грантами РФФИ 05-04-49433-а, 09-04-97039_р_Поволжье_а, НИОКР РТ Лг° 03-3.6-29. Данные с использованием электронной микроскопии получены в сотрудничестве с м.н.с. КИББ КазНЦ РАН к.б.н. Костюковой Ю.А. ВЭЖХ-спектры фенолов были получены совместно с н.с. КИББ КазНЦ РАН к.б.н. Акуловым А.Н. и н.с. КИББ

КазНЦ РАН к.б.н. Тарасовой Н.Б. Научные положения и выводы диссертации базируются на результатах собственных исследований автора

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались на 10-ой и 11-ой Пущинской школах-конференциях молодых учёных (2006, 2007); Школе-семинаре молодых ученых УНЦ РАН и Волго-Уральского региона по физико-химической биологии и биотехнологии (Уфа, 2007), XIV Всероссийской конференции «Структура и динамика молекулярных систем» (Яльчик, 2007); VI и VII съездах общества физиологов растений России (Сыктывкар, 2007; Нижний Новгород, 2011); итоговой конференции Казанского института биохимии и биофизики КазНЦ РАН (Казань, 2007); I Всероссийском конгрессе студентов и аспирантов-биологов «Симбиоз-Россия-2008» Биология: традиции и инновации в XXI веке (Казань, 2008), 13th annual Symposium for Biology Students of Europe «SymBioSE 2009» (Kazan, 2009); IX Международной конференции «Биология клеток растений in vitro и биотехнология» (Звенигород, 2008); 11th International Symposium on Buckwheat (Orel, 2010), Международной научно-практической конференции молодых ученых и специалистов (Казань, 2011).

Публикации. По материалам диссертационной работы опубликовано 22 научные работы; среди них 7 статей в сборниках, 3 статьи в центральных российских научных журналах, одна принята к печати.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 140 страницах машинописного текста; состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, оригинальных результатов исследований, заключения, выводов и списка использованной литературы. В работе представлено 4 таблицы и 28 рисунков. Список литературы включает 3JS источников, в том числе 5Z - отечественных.

1. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

В качестве объекта исследований использовали каллусные культуры, полученные из незрелых зародышей двух видов гречихи: татарской Fagopyrum tataricum (L.). Gaeitn. и посевной F. esculentum Moench. Плоды гречихи стерилизовали в 40% растворе гипохлорита натрия в течение 15 минут, с последующим трехкратным промыванием дистиллированной водой. Зародыши вычленяли в асептических условиях с помощью препаровальных игл, переносили на питательную среду RX (Румянцева и др., 1989) и культивировали в темноте, при температуре 25+ 1°С. Каллусные культуры были получены в 2005г. Для проведения исследований были отобраны 2 линии морфогенного каллуса гречихи посевной и 4 линии морфогенного каллуса гречихи татарской, в которых удалось получить неморфогенные клоны (в дальнейшем выращиваемые как самостоятельные линии неморфогенного каллуса). Все культуры поддерживали на одной среде (RX) в одинаковых условиях. Неморфогенные каллусы пересаживали через каждые 2 недели, а морфогенные - через каждые 4 недели. Для определения морфогенной способности каллусные культуры переносили на безгормональную среду MS (Murashige, Skoog, 1962) и культивировали на свету (5000 Лк) в условиях 16/8 часового фотопериода и температуры 25+ 1°С. Отмечали способность образовывать соматические зародыши. Водный раствор 3-амнно-1,2,4-триазола - ингибитора каталазы, добавляли к среде RX, просгерилизовав его через мембранный фильтр Millipore с диаметром пор 0,22

мкм. О характере роста каллусной культуры судили по приросту свежей массы ткани за определенные периоды времени. Сухой вес определяли в соответствии с ГОСТ 16932-93. Содержание белка в образце определяли с помощью реактива Бредфорд (Bradford, 1976).

Для приготовления цитогенетических препаратов зафиксированные кусочки каллуса окрашивали 2%-ным пропионовым орсеином («Sigma», США). Давленые препараты хромосом анализировали с помощью микроскопа Jenamed («Carl Zeiss», Германия), фотографировали, используя цифровую камеру Nikon CoolPix («Nikon», Индонезия). При определении митотического индекса учитывали не менее 5000 клеток на точку фиксации. Подсчет хромосомных чисел проводили не менее, чем на 150 метафазных пластинках с хорошим разбросом хромосом.

Содержание перекиси водорода определяли спектрофотометрически согласно Bellincampi et al. (2000). Для определения активности каталазы использовали спектрофотометрический метод, предложенный Aeby et al. (1984). Активность супероксиддисмутазы определяли, как описано у Полесской с соавт. (2004). Активность аскорбатпероксидазы определяли как описано Veima, Dubey (2003). Активность глутатионпероксидазы определяли по методу, описанному Верлан (2008). За накоплением продукта ПОЛ - МДА - следили по реакции с тиобарбитуровой кислотой (ТБК) (Kumar, Knowles, 1993). Измерения проводили на спектрофотометре Lambda 25 («Perkin Elmer», США) при длине волны 532 нм, а также при длине волны 600 нм для корректировки неспецифического поглощения (Hodges et al., 1999). Общее содержание фенольных соединений оценивали по методу Folin, Ciocoalteu (1927). Антиоксидантную активность фенолов определяли спеетрофотометрическим методом, основанным на использовании свободного стабильного радикала 2,2-дифенил-1-пикрилгидрозила (ДФПГ) (Brand-Williams et al., 1995). Содержание восстановленного и окисленного глутатиона определяли по методу Zang, Kirkham (1996). Жизнеспособность клеток оценивали по модифицированному методу Castro-Concha et al. (2006) и Baker, Mock (1994). Для электронной микроскопии кусочки ткани фиксировали 2.5%-ным глютаровым альдегидом на фосфатном буфере с постфиксацией в 1%-ном 0s04. Далее ткань обезвоживали в ряде этанолов с постепенным повышением концентрации, ацетоне, оксипропилене и заключали в смесь эпоксидных смол. Полученные с помощью ультрамикротома LKB («LKB», Швеция) ультратонкие срезы монтировали на никелевые сеточки, контрастировали солями тяжелых металлов и просматривали на электронном микроскопе Jeol 1200SX (Япония). Цитохимическую локализацию перекиси водорода проводили по методу Bestwick et al. (1997) с использованием хлористого церия, который образует с перекисью водорода электронно-плотный преципитат пергидроксида церия Се(ОН)2ООН, который хорошо можно визуализировать на уровне трансмиссионной электронной микроскопии.

Представлены данные как минимум трех независимых опытов, состоящих из 3-6 аналитических повторностей, экспериментальный материал обработан статистически (Глотов, 1982; Лакин, 1990, а также с помощью программы Microsoft Office Excel (опция «Описательная статистика»). На рисунках и в таблицах приведены среднеарифметические значения показателей, в качестве разброса экспериментальных данных указаны среднеарифметические и стандартные ошибки.

2. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ 2.1. Изменение морфо-цитогенетических и биохимических характеристик каллусов гречихи посевной при длительном культивировании

Оценку изменения морфо-цитогенетических характеристик, внутриклеточного содержания перекиси водорода и активности ашиоксидантных ферментов в ходе длительного культивирования проводили на двух морфогенных каллусах гречихи посевной (линия 2-5 и 1-10 плотноглобулярного морфотипа). Первичный морфо-цитогенетический анализ, а также оценку регенерационной способности выполняли через 4 мес культивирования каллусов. Результаты цитогенетического анализа показали, что морфогенные каллусы представлены, в основном, диплоидными клетками с 16 хромосомами: их доля составляла 8083% (рис.1). При этом частота соматического эмбриогенеза составляла до 17 соматических зародышей на 1 г сырого веса каллусной ткани.

Через 21 мес культивирования было отмечено снижение морфогенной способности: образование соматических зародышей происходило с небольшой частотой - 1-2 соматических зародыша на 1 г сырого веса, и их развитие ограничивалось ранними стадиями. Было установлено, что снижение регенерацнонного потенциала коррелирует со снижением доли диплоидных клеток (40-45%); при этом было отмечено увеличение содержания внутриклеточной перекиси водорода (рис. 2а). Следует отметить, что через 21 мес культивирования мы не наблюдали значительных изменений в морфологии каллуса. Через 72 мес культивирования линия 1-10 полностью изменила свою морфологию и была описана как рыхлая. При этом содержание перекиси водорода в ее клетках значительно увеличилось по сравнению с ранее полученными данными (на 7 сут было отмечено значение 58 мкмоль/г сух веса) (рис. 26).

Таким образом, было установлено, что в культивируемых клетках гречихи посевной снижение морфогенной способности коррелирует с полиплоидизацией клеток й увеличением внутриклеточного содержания перекиси водорода. При этом, активность антиоксидантных ферментов не обнаруживала четкой корреляции с морфогенной способностью каллусных культур ; (данные представлены в диссертации).

Тем не менее, следует признать, что использованная нами система (длительно культивируемые каллусы, в которых наблюдается увеличение хромосомной вариабельности и снижение регенерационной способности с увеличением времени культивирования) является неудобной для проведения биохимических исследований, поскольку генетическая нестабильность

Рис. 1. Изменение доли диплоидных клеток в каллусных культурах гречихи посевной при длительном культивировании.

о 10

Xм 1.5

1 1,0

| 0,5 ч

3 о,о

а)

—■—линия 2-5 (4 мес культивирования)

- о- пиния 2-5 (21 мес культивирования) —•—линия 1-10 (4 мес культивирования)

- о- линия 1-10 (21 мес культивирования)

0 2 4

■ I 1 I 1 I 1 I ■ I 1 I 1 I ■ I 1

10 12 14 16 18 20 22 2А

длительность культивирования, суг

70-

г? 60-

б)

40.

г го-

* 10-

/ 1-0-/имя 1-10

(72 гдас кугъпвирсвания)

0123456789 10 дгигсплостъ культииирова»«, суг

Рис. 2. Изменение содержания внутриклеточной! ЬО; в каллусных культурах Ра^оругит е$си1етит при длительном культивирования: а) - через 4 и 21 мес культивирования в линиях 2-5 и 1-10, 6) через 72 мес культивирования в линии 1-10.

морфогенных культур не позволяет проводить большие по объему повторяющиеся эксперименты и, соответственно, затрудняет или делает некорректной их интерпретацию.

В связи с этим важно было не только использовать стабильные морфогенные линии, но также отобрать пары морфогенный каллус - полученный из него неморфогенный каллус, чтобы нивелировать возможные различия между каллусами, полученными из разных эксплантов. Исходя из этого, дальнейшие исследования мы проводили на каллусных культурах гречихи татарской.

2.2. Сравнение морфо-цитогенетических характеристик клеток морфогенных и полученных из них неморфогенных каллусов гречихи татарской Морфогенные каллусы гречихи татарской в отличие от культур гречихи посевной сохраняют морфологические, морфогенетические и цитогенетические характеристики до 10 лет культивирования (Румянцева с соавт., 1998). Они имеют гетерогенный морфотип: состоят из проэмбриональных клеточных комплексов (ПЭКК) и «мягкого» каллуса, формирующегося при разрыхлении ПЭКК и образованного неделящимися, но метаболически активными клетками. Из одного ПЭКК можно получить, как правило, несколько соматических зародышей. Неморфогенные каллусы возникают в этой культуре в виде отдельных очагов и крайне редко (один раз на 30-40 пассажей). Только что образованные клоны неморфогенного каллуса, составляющие несколько мм в диаметре, отличались от морфогенной родительской культуры размерами клеток, а также значительно большим числом хромосом (рис. 3). На цитологическом препарате (рис.3) различимы мелкие эуплоидные клетки морфогенного каллуса с плотной цитоплазмой и крупные, сильно вакуолизированные полиплоидные клетки неморфогенного каллуса. Следует отметить, что по данным электронной микроскопии клетки ПЭКК морфогенного каллуса имеют округлое ядро (рис. 4а), тогда как клетки неморфогенного каллуса имеют крупные ядра сильно лопастной формы (рис.

Рис. 4. Электронно-микроскопические фотографии ядер каллусных культур гречихи татарской, а) морфогенный каллус, б) неморфогенный каллус. (Я- ядро, Ядр- ядрышко)

46). При формировании рыхлого каллуса на морфогенном каллусе гречихи татарской возможно отобрать новообразованный каллус от родительской культуры и пассировать отдельно. При этом морфогенный каллус не теряет регенерационного потенциала, что предоставляет возможность провести сравнительный анализ родительской морфогенной линии и возникающего из нее неморфогенного каллуса. Нами были отселектированы 4 неморфогенные линии каллусов из 4 различных линий морфогенного каллуса гречихи татарской (морфогенные каллусные линии 1-8, 1-5, 110, 2-6 и неморфогенные каллусные линии

1-8р, 1-5р, 1-10р, 2-6р).

Цитогенетический анализ морфогенных культур и возникших из них неморфогенных каллусов показал различия в хромосомных числах уже на ранних этапах образования. Модальный класс плоидности во всех исследованных морфогенных каллусах был представлен диплоидными клетками: доля их составляла 95 - 98% (рис.5). Все исследованные неморфогенные культуры, в основном, состояли из полиплоидных и анэуполоидных клеток: доля клеток с диплоидным набором составляла не более 6%. Мы также наблюдали различия в пролиферативной активности морфогенных и неморфогенных каллусов. Неморфогенные каллусы имели один пик митотической активности в начале культурального цикла (в неморфогенный линиях 1-8р и 2-6р - на 2-е сут культивирования, в неморфогенных линиях 1-5р и 1-10р - на 3-й), и доля делящихся клеток составляла от 3 до 4,26% в зависимости от линии. Для морфогенных каллусов наблюдали несколько пиков пролиферативной активности, что, вероятно, связано с процессами реинициации ПЭКК, и максимальное значение митотической активности составляло 2,37%. Были отмечены различия в

Рис. 3. Образование неморфогенного каллуса на морфогенном каллусе, а) - внешний вид, б) - клетки родительской линии и

неморфогенного клона; увеличение хЗОО, одной стрелкой обозначены клетки морфогенного каллуса, двумя стрелками обозначены клетки неморфогенного каллуса

приросте биомассы каллусных культур с различной способностью к морфогенезу: для неморфогенных каллусов отмечалось быстрое увеличение биомассы, к 14 суткам культивирования

достигающее пятикратного увеличения от исходного. Морфогенные каллусы нарастали значительно медленнее и через две недели лишь удваивали свою биомассу.

2.3. Содержание перекиси водорода а МДА в клетках каллусов гречихи татарской с различной морфогенной активностью

Исследование внутриклеточного содержания перекиси водорода выявило различия как между морфогенными и неморфогенными каллусами, так и между линиями со сходной морфогенной способностью. Было установлено, что для всех исследованных линий неморфогенных каллусов характерно повышенное содержание перекиси водорода по сравнению с родительскими морфогенными линиями, которое составляло от 1,5 до 15 раз в различных линиях (на рис.6 представлена динамика содержания перекиси водорода и МДА в морфогенной линии 1-8 и неморфогенной линии 1-8р как типичного случая; данные для других линий представлены в диссертации). Исследование уровня ПОЛ в клетках каллусов показало, что наибольшее содержание МДА также характерно для неморфогенных каллусов (рис.Зб). Причем максимальные значения в неморфогенных каллусах составляли до 10 - 13 мкмоль/г сух веса, тогда как в морфогенных каллусах количество МДА не превышало 6 мкмоль/г сух веса. Следует отметить, что увеличение содержания

У//Л полиплоидны« клетки ОШ анэуплоидные клетки I I эуплоидные клетки МН гаплоидные клетки

Неморфогенные каллусы

Морфогенные каллусы

1-5р 1-8р 1-10р 2-6р 1-5 1-8 _исследуемые линии

1-10 2-6

Рис.5. Соотношение классов плоидности в морфогенных и неморфогенных каллусах гречихи татарской, %.

12- а) —«—морфогенный каплус —о—неморфогенный каллус 16- б) морфогенный каллус т —о—неморфогенный каллус

« ш ю - > | а. © | ю-

X £ 4- .о-в ® Л 5 8:

X «0 * 3- 2- а о V -—■-в 1 4£ о О Л г

0-1 —'—11 у—■—1—1—1—>—I—■—I—■—*—■—1—>—I—■—в 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 длительность культивирования, сут 2 4 6 8 10 12 длительность культивирования,сут

Рис.6. Содержание перекиси водорода (а) и МДА (б) в клетках линий каллусов гречихи татарской. 1 - морфогенный каллус (линия 1-8) и 2 - неморфогенный каллус (линия 1-8р).

МДА в клетках неморфогенного каллуса не было связано со старением культуры и наблюдалось уже на 2-е сутки пассажа. В морфогенных каллусах содержание МДА возрастало ближе ко второй половине пассажа, что можно объяснить увеличением доли «мягкого» каллуса. Поскольку морфогенный каллус гречихи татарской представляет собой сложную систему, состоящую из ПЭКК - структур, из которых происходит образование соматических зародышей и «мягкого» каллуса, нами было проведено исследование содержания перекиси водорода и МДА отдельно в клетках ПЭКК и «мягкого» каллуса (табл. 1). Обнаруженное нами в клетках «мягкого» каллуса увеличение содержания МДА по сравнению с клетками ПЭКК (в 2,7 раза) в отсутствии увеличения содержания перекиси водорода, может свидетельствовать о развитии процессов старения, как показано ранее для стареющих клеток листьев (Agüera et al., 2010). Кроме того, ультраструктурное изучение показало, что клетки «мягкого» каллуса в основном имеют ядра вытянутой или неправильной лопастной формы с большими гетерохроматиновыми глыбками, что характерно для стареющих клеток или клеток, подвергнутых действию стресса (Hafeez et al., 1984; Ciessen, Faun, 1988; Poljuha et al., 2003; Li et al., 2008). Очень редко среди них удается обнаружить клетки с большими ядрами сильно лопастной формы, которые характерны для клеток неморфогенного каллуса. Поскольку старение клеток сопряжено с окислительным стрессом и увеличением уровня ПОЛ, продукты которого могут быть мутагенами и оказывать влияние как на цитоскелет, так и на клеточное деление, следствием этого может быть образование отдельных полиплоидных клеток в «мягком» каллусе. Можно предположить, что в крайне редких случаях такие клетки способны переходить к делению, в результате чего и образуются полиплоидные нестабильные рыхлые клоны неморфогенного каллуса. Лопастная форма ядра, обнаруженная нами в неморфогенных каллусах гречихи татарской, была

выявлена в неморфогенных каллусах свеклы (Hasler et al., 2003) и подорожника (Makowczynska е t al., 2005).

Таким образом, было установлено, что в

неморфогенных каллусах

наблюдается повышенное содержание внутриклеточной перекиси водорода и изменение хромосомного набора в сторону полиплоидизации. Известно, что полиплоидные растения имеют измененные экспрессию генов и метаболизм по сравнению со своими диплоидными аналогами (Pathirana, Eason, 2006). Изменение экспрессии генов в полиплоидных клетках может быть вызвано как увеличением дозы гена (Osborn et al., 2003), так и изменением числа регуляторов, например, факторов транскрипции (Guo, Birchler, 1994; Birchler et al., 2001), а также сигнальных молекул. Многие работы последних лег показывают, что перекись водорода может выполнять регуляторную роль в клеточном сигналлинге (Gechev, Hille, 2005; Dat et al., 2000), участвует в регуляции клеточного цикла (Burhans, Heintz, 2009), программируемой клеточной смерти (Breusegem, Dat, 2006), регуляции морфогенеза (Cui et al., 1999; Joo et al., 2001). Можно

Таблица 1. Содержание перекиси водорода и МДА в различных популяциях клеток морфогенного каллуса гречихи татарской линии 1-8.

^Популяция клеток Исследуемый параметр""-------___ ПЭКК «мягкий» каллус

Содержание Н2О2, мкмоль/г сух веса 4,9¿0,73 5±0,61

Количество МДА, мкмоль/г сух веса 4±0,33 11,3±1

предположить, что наблюдаемое нами увеличение содержания внутриклеточной перекиси водорода может являться необходимым условием для управления полиплоидным геномом неморфогенных каллусов, а также усиливать пролиферацию и рост его клеток.

Проведенное нами электронномикроскопическое изучение локализации Н2О2 с помощью хлористого церия показало, что в морфогенном и неморфогенных каллусах Н2О2 локализована в клеточных стенках и в межклетниках. В литературе имеются данные, что отложение преципитата пергидроксида церия на тонопласте может наблюдаться в условиях, когда клетка испытывает значительный окислительный стресс и ее антиоксидантная активность снижена, например, при солевом стрессе (Wi et al., 2006) или действии тяжелых металлов (Romero-Puertas et al., 2004). Однако в наших экспериментах, несмотря на то, что неморфогенные культуры аккумулируют значительно больше Н2О2, мы не наблюдали локализации пергидроксида церия в вакуоли, на тонопласте и органеллах, что может свидетельствовать об отсутствии сильного окислительного стресса в клетках неморфогенного каллуса.

2.4. Активность антиоксидантных ферментов в клетках морфогенных и неморфогенных каллусов гречихи татарской

Содержание перекиси водорода в клетке регулируется как ферментативными, так и неферментативными антиоксидантными системами. Каталаза и АПО относятся к основным антиоксидантным ферментам клеток, как животных, так и растений. СОД вносит вклад в образование перекиси водорода. Исходя из этого, мы исследовали активность каталазы, АПО и СОД в клетках морфогенных и неморфогенных каллусов гречихи татарской. Было установлено, что активность антиоксидантных ферментов в клетках каллусов с различной способностью к морфогенезу значительно варьирует. Тем не менее, в парах «исходный морфогенный каллус - отобранный из него неморфогенный каллус» отмечалась следующая закономерность. В клетках морфогенных каллусов активность каталазы была выше по сравнению с клетками неморфогенных каллусов (рис.7а), тогда как АПО, наоборот, имела большую активность в клетках неморфогенных каллусов (рис.7б). Активность СОД была выше в среднем в 2,5 раза в клетках неморфогенных каллусов по сравнению с родительскими линиями (рис.7в). В зависимости от линии эта величина варьировала от 2 до 3,5 раз.

Следует отметить, что недостаток активности каталазы часто компенсируется возрастанием активности АПО (Yi et al., 1997; K.ingston-Smith et al., 1999). Наблюдаемое нами значительное увеличение активности АПО в клетках неморфогенного каллуса по сравнению с морфогенным, вероятнее всего, является механизмом компенсации недостатка активности каталазы. Увеличение активности АПО может регулироваться через редокс-зависимое фосфоршшрование по остаткам тирозина (Петрова, 2008). Тем не менее, содержание Н202 в клетках неморфогенных каллусов значительно выше по сравнению с морфогенными каллусами. Можно предположить, что вклад в генерацию Н202 вносит СОД, активность которой в неморфогенных каллусах выше по сравнению с морфогенными каллусами. Интересно отметить, что существует гипотеза, получившая в настоящее время достаточное экспериментальное подтверждение, что клетки неморфогенных, потерявших способность к формированию меристем, каллусных культур имеют цитолого-биохимические

характеристики, сближающие их с опухолевыми клетками животных (Gaspar et al., 1998; Gaspar et al. 2002). Авторы отмечают, что привыкшие неорганогенные культуры находятся в условиях постоянного окислительного стресса, так же как опухолевые клетки животных; при этом и те и другие активно пролиферируют. Полученные нами результаты показывают, что клетки

неморфогенных каллусов гречихи татарской имеют более высокие концентрации внутриклеточной перекиси водорода и МДА по сравнению с морфогенными каллусами, но активнее делятся и наращивают биомассу. Исходя из этого, можно предположить, что клетки неморфогенных каллусов гречихи татарской находятся в состоянии мягкого окислительного стресса, не оказывающего разрушающее действие на клетки, но активирующего их пролиферацию. Возможность активации сигнальных путей, стимулирующих пролиферацию в условиях мягкого окислительного стресса была показана на клетках животных (Oberley, 1981; Mesquita et al., 2010).

2.5. Чувствительность морфогенных и неморфогенных каллусов гречихи татарской к действию ингибитора каталазы З-амино-1,2,4-триазола

Apriori можно было предположить, что различный внутриклеточный уровень содержания перекиси водорода и активности антиоксидантных ферментов в клетках морфогенных и неморфогенных культур может влиять на их чувствительность к индукторам окислительного стресса. С одной стороны, клетки, способные существовать в условиях повышенного содержания АФК, могут использовать АФК для поддержания своего метаболизма (Gaspar et al., 1998; Halliwel, 2003). Например, раковые клетки находятся в постоянном прооксидантном состоянии, поскольку активация многих онкогенов усиливает образование АФК (Bartkova et al., 2006), но АФК необходимы для изменения контроля клеточного цикла и неограниченной пролиферации, а также изменения энергетического метаболизма. Однако с другой стороны, ощутимые концентрации АФК ингибируют

рост раковых клеток через стимулирование проапоптозных сигналов (Benhar et al., 2001), делая раковые клетки гиперчувствительными к стрессорам. Это может объясняться тем, что в отличие от нормальных клеток раковые клетки животных имеют внутриклеточные концентрации Н2О2, приближающиеся к токсичным, поэтому дальнейшее увеличение концентрации Н2О2 при определенных воздействиях 'переключает их развитие на путь апоптоза (Klebanoff, 1995). В связи с этим, представляло интерес изучить реакцию клеток каллусов с различной способностью к морфогенезу на индукцию окислительного стресса и выяснить, какие механизмы адаптации к окислительному стрессу существуют в морфогенных и неморфогенных культурах гречихи татарской. Ранее было показано, что неморфогенные каллусы гречихи татарской более чувствительны к действию салициловой кислоты и сделано предположение о неэффективности работы их антиоксидантных систем (Галеева, 2003; Максютова с соавт., 2005). Нами в качестве индуктора окислительного стресса был использовании специфический ингибитор каталазы AT. Известно, что

AT часто используется для индукции окислительного стресса, как в интактных растениях, так и в культивируемых клетках (Amory et al., 1992; Prasad et al., 1994, Gechev et al., 2002), поскольку снижение активности каталазы должно вызывать увеличение уровня перекиси водорода в клетках.

Опыты по воздействию AT на каллусные культуры были проведены на линии 1-8 морфогенного каллуса и полученной из него неморфогенной каллусной линии 1-8р. Было установлено, что при культивировании морфогенного каллуса на среде с добавлением 2 мМ AT происходит снижение митотического индекса в 2-3 раза и прироста биомассы каллуса почти в 2 раза по сравнению с контролем. Неморфогенный каллус на среде с AT переставал делиться уже через 3 сут и прирост его биомассы составил всего 5% от контроля. Если жизнеспособность клеток в морфогенном каллусе через 2 нед культивирования на среде с AT уменьшалась в 1,3 раза, то в неморфогенном каллусе она была в 7 раз ниже, чем в контроле. После

а) —»—МК на среде без AT

—о— МК на среде с AT —•— НК на среде без AT >— НК на среде с AT

длительность культивирования, сут

—■— МК на среде без AT -о- МК на среде с AT —•— НК на среде без AT • НК на среде с AT

О 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 длительность культивирования, сут

Рис. 8. Влияние АТ на содержание перекиси водорода (а) и - активность каталазы (б) в клетках морфогенного (МК) и ; неморфогенного (НК) каллусов.

культивирования на среде с АТ каллус переносили на среду без ингибитора и пассировали еще 14 сут. В этом случае прирост биомассы морфогенного каллуса составил только 15% от контроля, тогда как неморфогенный каллус не нарастал совсем. Помимо этого, мы наблюдали снижение частоты образования ПЭКК в морфогенном каллусе.

Как видно на рис. 8а, увеличение содержания перекиси водорода в морфогенном каллусе наблюдали только на третьи сутки культивирования, особенно резкое в присутствии АТ (более чем в 9 раз). В неморфогенном каллусе содержание перекиси водорода было высоким на 1-3 сутки культивирования и к концу пассажа - на 14 сутки культивирования, при этом на среде с АТ значительно большее увеличение содержания перекиси водорода (в 2-10 раз) отмечали, начиная с третьих суток культивирования и до конца пассажа. Важно отметить, что подавление активности каталазы по сравнению с контролем (рис. 86) в морфогенном каллусе наблюдали на 9-14 сутки культивирования каллуса, в то время как в неморфогенном каллусе - уже после трех суток

культивирования и до конца пассажа (рис. 86). Также было обнаружено увеличение содержания МДА по сравнению с контролем, как в морфогенном каллусе, так и в неморфогенном каллусе при культивировании на среде с АТ. При этом, содержание МДА в клетках морфогенного каллуса увеличивалось максимально :Лн'10 мкмоль/г сух .веса, тогда как в неморфогенном каллусе до 28 мкмоль/г сух веса. Таким образом, результаты наших исследований показывают, что гибель клеток неморфогенного каллуса могла бнгь вызвана окислительным стрессом, индуцированным действием АТ.

Исследование ферментативных и неферментативных антиоксидантных систем показало, что неморфогенный каллус, так же как и морфогешшй, реагирует на стресс, вызванный добавлением в среду культивирования ингибитора каталазы АТ, запуском защитных механизмов. Обращает на себя

•— МК на среде без АТ п- МК на среде с АТ ■•—НК на'среде без АТ о-НК на среде с АТ "

1 2 3 4 5

длительность культивирования, сут

о 5 <д

(Л

О 4'

О 3' 2 1 О'

б)

—»— МК на среде без АТ

- МК на среде с АТ —•— НК на среде без АТ

- о- НК на среде с АТ

1 2 3 4 5 6 7 длительность культивирования, сут

Рис. 11. Влияние АТ на обшее содержание фенольных соединений (а) и соотношение 1/05$(} в клетках каллусов гречихи татарской. МК - морфогенный каллус, НК - неморфогенный каллус

внимание значительное увеличите активности АПО в неморфогенном каллусе при выращивании на среде с АТ (рис.9б). Это наблюдение еще раз подтверждает, что АПО является основным компенсаторным механизмом защиты при недостатке активности каталазы. Тем не менее, этот ответ в клетках неморфогенного каллуса характеризуется кратковременностью, что не может обеспечить высокой эффективности в устранении перекиси водорода. Активность глутатионредуктазы в клетках неморфогенного каллуса также увеличивается, но незначительно по сравнению с морфогенным (рис.10). В функционированиинеферментативной антиоксидантной системы неморфогенного каллуса также наблюдаются изменения при действии АТ. Увеличение содержания фенольных соединений при вырапщвании неморфогенного каллуса на среде с АТ сопровождается увеличением их антиоксидантной активности, однако общее содержание фенолов остается более низким по сравнению с морфогенным каллусом (рис. 11 а). Обработка АТ приводит в обеих культурах к снижению как общего содержания глутатиона, так и показателя ОБН/С-ЖО (рис.116), что свидетельствует о развитии стресса в обеих культурах. Тем не менее, в клетках неморфогенного каллуса при действии АТ ингибирование системы глутатиона выражено более сильно. Таким

образом, запускаемые неморфогенным каллусом защитные механизмы оказываются малоэффективными, в результате чего в клетках накапливаются высокие концентрации перекиси водорода и МДА и клетей погибают.

2.6. Характеристика морфогенного каллуса гречихи татарской, полученного при

действии АТ

Для того, чтобы изучить последствия окислительного стресса, вызванного АТ на морфогенную активность каллуса, мы переносили каллусы на среду без ингибитора и культивировали их в течение нескольких пассажей. Несмотря на то, что 1 и 2 пассажи характеризовались слабым ростом культуры, вследствие значительной гибели клеток, мы не наблюдали выщепления рыхлых неморфогенных клонов, как, например, это было показано ранее после воздействия колхицина (Мухитов, Румянцева, 2002). После переноса морфогенного каллуса со среды с ингибитором на среду без АТ на 4-ом пассаже мы наблюдали выщепление каллуса, отличающегося от исходной культуры желтой окраской и более мелкими ПЭКК. Этот каллус в дальнейшем культивировали как линию 1-8АТ на среде ЮС без ингибитора. Отличительной цитологической особенностью клеток линии 1-8АТ было уменьшение размеров клеток по сравнению с исходной линией морфогенного каллуса. Образующиеся соматические зародыши в этой линии, также как и ПЭКК, а митотическая активность ниже по сравнению с исходной линией морфогенного каллуса. На среде с АТ линия 1-8АТ проявляла устойчивость к действию ингибитора: при переводе на среду с 2 мМ АТ прирост биомассы этой линии составлял 87% от контроля на первом пассаже и 71% на третьем пассаже. Снижение прироста биомассы культуры на среде с АТ, тем не менее, свидетельствует о том, что полученная линия не обладает полной устойчивостью к АТ. Следует отметить, что клетки линии исходного морфогенного каллуса погибали на втором пассаже с АТ. Устойчивость к АТ сохранялась в линии 1-8АТ на среде без ингибитора более 45 пассажей. Было установлено, что по сравнению с исходным морфогенным каллусом линия 1-8АТ имела значительно меньшую активность каталазы, которая была сравнима с активностью каталазы неморфогенного каллуса, полученного из того же морфогенного каллуса, что и 1-8АТ. Тем не менее, содержание перекиси водорода было сопоставимо в клетках исходной и полученной линий. Исследование содержания другого индикатора развития окислительного стресса в клетках - МДА показало, что его уровень был значительно ниже в линии 1-8АТ по сравнению с исходным каллусом (0.9 ± 0,17 в линии 1-8 АТ и 3.2 ± 0.7 в линии 1-8 в расчете на мкмоль/г сухого веса), что указывает на сохранение оптимального баланса АФК в клетках линии 1-8АТ. Низкий уровень внутриклеточной перекиси водорода в линии 1-8АТ, вероятно, обеспечивается другими ферментативными или неферментативными антиоксидантами. Тем не менее, активность АПО, другого фермента, вносящего вклад в устранение перекиси водорода, в линии 1-8АТ в ходе пассажа существенно не отличалась от родительской линии.

Можно было предположить, что устойчивость к АТ в 1-8АТ была связана с изменением гена каталазы. Для проверки данного предположения каллус линии 1-8АТ был высажен на среду с ингибитором каталазы. Нами было установлено, что АТ ингибирует активность каталазы в клетках

устойчивой линии (рис. 12а). При этом, несмотря на снижение активности каталазы по сравнению с контролем, повышения содержания перекиси водорода в клетках линии 1-8АТ на среде с АТ не происходило (рис. 126). Рядом авторов было отмечено (У1 е1 а1., 1997; ВауНак й а1., 2007), что ингибирование активности каталазы с помощью АТ приводит к компенсаторной активации других антиоксидангных ферментов, в частности, АПО и глутатионредуктазы. Тем не менее, мы не

наблюдали повышения активности АПО в

а 1>

о 1С

* 12

ё 10

£ 0

л й 4

X г

£ « 0

а)

—■—на среде без АТ — а— на среде с АТ

2 3 4 9 в 7 8 9 10 11 12 13 14 13 длительность культивирования, сут

—■—на среде без АТ — □— на среде с АТ

1 2 3 4 5 6 7 е 9 10 11 12 13 14 15 длительность культивирования, сут

« во в

1=»

| 40 в»

I 30

о" с < 20

6 1 1»

—■—на среде без АТ — о— на среде с АТ

2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 длительность культивирования, сут

Рис. 12. Влияние АТ на активность каталазы (а), содержание перекиси водорода (б) и активность аскорбатпероксндазы (в) в • клетках «новой линии». :

клетках линии 1-8АТ на среде с ингибитором (рис.12в).

Известно, что клеточный цикл (деление клеток) и растяжение клеточных стенок находятся под ауксиновым контролем (РеггоШесЬептапп, 2010). Мы полагаем, что в 1-8АТ произошли изменения в синтезе или метаболизме ауксина; с этим могут быть связаны меньшие размеры клеток и снижение миготнческой активности. Низкая активность каталазы на фоне низкого содержания внутриклеточной перекиси водорода также могут свидетельствовать о снижении общей метаболической активности в 1-8АТ. В этом случае «приходная» часть Н2О2, образующаяся в ходе окислительно-восстановительных реакций также должна быть меньшей по сравнению с более активно пролиферирующими культурами, поэтому ингибирование активности «низкой» каталазы аминотриазолом компенсируется значительно меньшей активацией других компенсаторных механизмов (например, синтезом фенолов) по сравнению с морфогенным каллусом.

Таким образом, показано, что в линии 1-8АТ, устойчивой к действию специфического ингибитора каталазы - АТ, каталаза была чувствительна к действию этого ингибитора. При этом подавление активности каталазы при действии АТ не вызывало увеличения содержания перекиси

водорода в клетках, что может свидетельствовать о компенсаторном функционировании другого/других механизмов, способствующих разрушению перекиси водорода или снижению ее образования в линии 1-8АТ. Выяснение этих механизмов в ходе дальнейших исследований представляет важность для понимания механизмов адаптации клеток растений к стрессовым воздействиям.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Несмотря на то, что морфогенные культуры разных видов растений могут иметь разную морфологию (например, изучаемые нами морфогенные каллусы гречихи посевной и татарской морфологически различны), неморфогенные, полностью потерявшие способность к образованию меристем, каллусные культуры различных видов растений, как правило, отличаются рыхлой структурой, высокой скоростью роста, генетически нестабильны и имеют измененный метаболизм (Yeoman, Forche, 1980; Satoh, 1998; Kim et al., 2006). Нами впервые было показано, что неморфогенные каллусы двух видов гречихи, полученные либо в результате длительного культивирования (гречиха посевная), либо периодически выщеплякяциеся в виде клонов на стабильном морфогенной каллусе вне зависимости от длительности культивирования (гречиха татарская), характеризуются увеличением содержания перекиси водорода по сравнению с исходными морфогенными культурами. Ранее было установлено, что в неморфогенных каллусах гречихи татарской активность растворимой пероксидазы выше, а активность ионно-связанной с клеточной стенкой пероксвдазы значительно ниже, чем в морфогенном (Румянцева и др., 1997). Выявлено, что тиоловая глутатионпероксидаза 1-цис пероксиредоксин экспрессируется только в клетках морфогенных каллусов F.tataricum и отсутствует в неморфогенных (Акулов и др., 2010). Проведенные нами исследования показали, что неморфогенные каллусы F.tataricum отличаются высокой активностью СОД и АПО и низкой активностью каталазы по сравнению с морфогенными культурами. Содержание фенолов в морфогенном каллусе и соотношение восстановленной формы глутатиона к окисленной всегда выше, чем в неморфогенном каллусе. Все эти данные свидетельствуют о серьезных изменениях в редокс-метаболизме неморфогенных культур. Перестройки в редокс-метаболизме клеток ведут к изменению сигналлинга и клеточной регуляции. В нашем случае, это согласуется с ранее полученными данными о более низком уровне Са2+- и цАМФ-зависимого фосфорилирования внутриклеточных и внеклеточных белков в клетках неморфогенных каллусов по сравнению с морфогенными, а также различии между культурами как по количеству фосфорилируемых по остаткам тирозина белков, так и по степени их фосфорилирования (Румянцева и др., 2010).

Ранее была выявлена большая чувствительность неморфогенных каллусов F.tataricum к действию колхицина (Мухитов, 2000; Мухитов, Румянцева, 2002) и салициловой кислоты (Максютова и др., 2005), которая выражалась в быстрой гибели культуры после стрессового воздействия. Нами было показано аналогичное действие на эти культуры ингибитора каталазы AT. В то же время было установлено, что в неморфогенном каллусе на среде с AT происходит активация как ферментативных, так и неферментативных антиоксидантных систем, однако она является

малоэффективной и культура погибает от окислительного стресса. Следовательно, неморфогенные культуры гречихи татарской характеризуются не только измененным редокс-метаболизмом, но и меньшей способностью адаптироваться к различным стрессорам по сравнению с морфогенными культурами. Тогда как в морфогенных каллусах возможны переключения между различными путями зашиты. Как было нами показано, в морфогенных каллусах (как в родительском, так и полученном из него устойчивом к АТ) АТ ингибирует активность катал азы, но не вызывает увеличения внутриклеточного содержания перекиси водорода. При этом если для родительской линии защита от окислительного стресса при ингибировании катал азы, в первую очередь, обусловлена значительной активацией АПО, то в устойчивом к АТ каллусе АПО при ингибировании каталазы не активируется и, следовательно, задействован другой механизм компенсации.

Полученные нами результаты, а также данные литературных источников позволяют предполагать, что окислительный стресс (повышенное содержание АФК, в частности перекиси водорода) может бьггь, во-первых, одной из причин появления полиплоидных неморфогенных клеток, во-вторых, регулятором измененного метаболизма и сигааллинга в неморфогенных культурах, а, в-третьих, фактором, усиление которого вызывает смерть клеток неморфогенных каллусов. Эта ситуация близка к той, которая описана для опухолевых клеток животных, в которых прооксидантный редокс-статус необходим, с одной стороны, для индукции неоплазии и поддержания опухолевого роста, но, с другой стороны, является мишенью для раковой терапии (ЗсЬитаскег, 2006).

ВЫВОДЫ

1. Впервые показано, что неморфогенные каллусы гречихи, независимо от способа их получения и видовой принадлежности - в результате постепенной потери морфогенной способности при длительном культивировании (гречиха посевная) или спонтанном выщеплении неморфогенных клонов на морфогенном каллусе вне зависимости от длительности культивирования (гречиха татарская) - характеризуются увеличением содержания перекиси водорода по сравнению с исходными морфогенными культурами.

2. Впервые показано, что в клетках морфогенных и полученных из них неморфогенных каллусов гречихи татарской существует определенная закономерность: неморфогенные каллусы характеризуются значительно более высоким содержанием перекиси водорода и малонового диальдегида, высокой активностью супероксиддисмутазы и аскорбатпероксидазы и низкой активностью каталазы по сравнению с морфогенными культурами. Содержание фенолов и соотношение восстановленной формы глутатиона к окисленной в морфогенных каллусах всегда выше, чем в неморфогенных.

3. Электронномикроскопическое изучение цитохимической реакции перекиси водорода с хлористым церием показало, что, перекись водорода в клетках как морфогешюго, так и неморфогенного каллуса гречихи татарской локализована в клеточных стенках и межклетниках. Несмотря на высокое содержание перекиси водорода в клетках неморфогенного каллуса, ее локализации в вакуоли, на тонопласте и органеллах обнаружено не было, что может

свидетельствовать об отсутствии сильного окислительного стресса в клетках неморфогенного каллуса.

4. Показано, что культивирование каллусных культур на среде с ингибитором каталазы 3-амино-1,2,4-триазолом вызывает гибель значительной части клеток неморфогенного каллуса, подавляет рост и снижает жизнеспособность клеток морфогенного каллуса

5. Выявлено, что в обоих типах каллуса на среде с 3-амино-1,2,4-триазолом происходит активация как ферментативных, так и неферментативных антиоксидантных систем. Однако в случае неморфогенного каллуса она, вероятно, является малоэффективной и культура погибает от окислительного стресса. Следовательно, неморфогенные культуры гречихи татарской характеризуются не только измененным редокс-метаболизмом, но и меньшей способностью адаптироваться к окислительному стрессу по сравнению с морфогенными культурами.

6. Воздействие 3-амино-1,2,4-триазола на морфогенную культуру привело к образованию морфогенного каллуса, отличающегося от исходного по морфологии, размеру клеток, пролиферативной активности и обладающего устойчивостью к действию данного ингибитора. В отличие от исходного каллуса, активность аскорбатпероксидазы в устойчивом каллусе при действии 3-амино-1,2,4-триазола не увеличивается, следовательно, в его клетках задействован другой механизм компенсации.

ОСНОВНЫЕ РАБОТЫ, ОПУБЛИКОВАННЫЕ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ Статьи, опубликованные в журналах, рекомендованных ВАК

1. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Сравнение редокс-статуса клеток морфогенных и полученных из них неморфогенных каллусов гречихи татарской / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Н.Акулов, Н.И. Румянцева // Биохимия. - 2009. - Т.74, вып. 6. - С. 842-852.

2. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Изменение морфо-цитогенетических и биохимических характеристик культивируемых клеток гречихи посевной при длительном культивировании / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), Л.Р.Нигматуллина, Н.И. Румянцева // Ученые записки Казанского государственного университета. - 2009. - Т. 151, книга 4. - С. 103-112.

3. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Двумерный гельэлектрофорез, проводимый в неденатурирующих условиях, как эффективный метод исследования спектров антиоксидантных ферментов у растений / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Н. Акулов, Н.И. Румянцева // Аграрная Россия. - 2009. - Спец. выпуск. - С. 86.

4: Получение и характеристика устойчивой к аминотриазолу линии морфогенного каллуса Ра%оругит 1а1аг1сит / Г.В. Сибгатуллина, Н. И. Румянцева, Л. Р. Хаертдинова и др. //-Физиология растений. - 2012. - Т. 59 (принята к печати). Работы, опубликованные в материалах конференций и др. изданиях

5. Динамика содержания перекиси водорода и активности антиоксидантных ферментов в ходе пассажа каллусных культур гречихи татарской Fagopyrum /Шаггсит (Ь.) ваеПп. с различной морфогенной способностью / А.Н. Акулов, Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Р. Мухитов и др. //

Вестник Харьковского государственного аграрного!университета. - 2005. - Серия Биология. - Вып. 1 (6). - С. 69-74.

6. Миргалеева, Р.Г. Влияние ингибитора каталазы 3-амино-1,2,4-триазола на рост и содержание Н202 в клетках морфогенного каллуса Гречихи татарской Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn. / Р.Г. Миргалеева, Г.В. Камалова (Сибгатуллина), Н.И. Румянцева // Сб. статей / КГУ - Казань, 2006 г. -С. 12-14.

7. Каиалова (Сибгатуллина), Г.В. Действие ингибитора каталазы 3-амино-1,2,4-триазола на ростовые параметры и содержание Н202 в клетках морфогенного каллуса гречихи татарской Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn. / Г.В.Камалова (Сибгатуллина), А.Н. Акулов, Н.И. Румянцева // Сб. тез. / Росгов-на-Дону, 2006. - С. 98.

8. Каиалова (Сибгатуллина), Г.В. Антиоксидантные ферменты в каллусах гречихи с различной способностью к морфогенезу / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Н.Акулов, Н.И. Румянцева // Сб. статей / Изд-во КГУ. - Казань, 2007. - С.141-145.

9. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Изменение активности и спектров антиоксидантных ферментов в ходе каллусогенеза и эмбриоидогенеза. / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Н. Акулов, Н.И. Румянцева // Сб. мат. / Уфа, 2007. - С.57.

10. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Сравнение уровня окислительного стресса в различных компартментах морфогенного каллуса гречихи татарской / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Н. Акулов, Н.И. Румянцева // Сб. тез. / Пущино, 2007. - С. 143.

11. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Сравнение хромосомной изменчивости, содержания внутриклеточной Н202 и активности антиоксидантных ферментов в каллусах двух видов гречихи / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Н. Акулов, Н.И. Румянцева // Сб. тез. / Сыктывкар, 2007. -С. 170.

12. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Влияние ингибитора каталазы 3-амино-1,2,4-триазола на окислительный статус клеток морфогенного каллуса гречихи татарской Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn. / Г.В. Каиалова (Сибгатуллина), А.Н.Акулов, Н.И. Румянцева // Сб. мат. / Изд-во СО РАН - Новосибирск, 2007. - С. 322-326.

13. Нигматуллина, JI.P. Влияние длительного культивирования на регенерационную способность, генетическую вариабельность и окислительный статус клеток каллусов гречихи посевной / J1.P. Нигматуллина, Г.В. Камалова (Сибгатуллина), Н.И. Румянцева // Сб. статей / Изд-во КГУ -Казань,2008.-С. 80-83.

14. Нигматуллина, Л.Р. Генетическая вариабельность и изменение редокс-статуса клеток каллусов гречихи посевной при длительном культивировании / Л.Р. Нигматуллина, Н.И. Румянцева, Г.В.Камалова (Сибгатуллина) // Сб. статей / Изд-во КГУ - Казань, 2008. - С. 22-25.

15. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Адаптация к окислительному стрессу in vitro каллусных культур гречихи татарской с различной способностью к морфогенезу / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Н. Акулов, Н.И1. Румянцева // Сб. тез. / Звенигород, 2008. - С. 160.

16. Нигматуллина, Л.Р.'Влияние длительного культивирования на регенерационную способность, генетическую вариабельность и окислительный статус клеток каллусов гречихи посевной / Л.Р.

Нигматуллина, Г.В. Камалова (Сибгатуллина), Н.И. Румянцева // Сб. трудов / Изд-во КГУ -Казань, 2008.-С. 63.

17. Nigmatullina, L.N. The sensitivity of tatar buckwheat cell cultures to oxidative stress induction by 3-amino-l,2,4-triazole / G.V. Sibgatullina, N.I. Rumyantseva // Abstr. of the 13th annual Symposium for Biology Students of Europe «SymBioSE 2009» / Kazan state university - Kazan, 2009. - P. 86.

18. Камалова (Сибгатуллина), Г.В. Образование устойчивой к аминотриазолу линии морфогенного каллуса Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn. / Г.В. Камалова (Сибгатуллина), А.Н. Акулов, Н.И. Румянцева // Сб. тез. / Ялта, 2009. - С.ЗЗ.

19. Нигматуллина, JI.P. Воздействие 3-амино-1,2,4-триазола на культивируемые клетки Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn. / JI.P. Нигматуллина, Г.В. Сибгатуллина, Н.И. Румянцева // Сб. мат. / Иркутск, 2009. - С.321-324.

20. Sibgatullina, G. The alteration of morphological, cytogenetical and biochemical characteristics of common buckwheat calli during long-term culture / G. Sibgatullina, L. Nigmatullina, N. Rumyantseva // Proceedings of the Uth International Symposium on Buckwheat / Orel, 2010. - P. 246 - 252.

21. Сибгатуллина, Г.В. Влияние ингибитора каталазы 3-амино-1,2,4-триазола на динамику антиоксидантных систем каллусов гречихи татарской с различной морфогенной активностью / Г.В. Сибгатуллина, JI.P. Хаертдинова, Н.И. Румянцева// Мат. докл. / Нижний Новгород, 2011. - часть II, С. 630-631.

22. Изучение цитохимической локализации пероксида водорода в каллусных культурах гречихи татарской / Ю.А. Костюкова, Н.И. Румянцева, Л.Р.Хаертдинова, Г.В. Сибгатуллина // Мат. докл. / Нижний Новгород, 2011. - часть I, С. 368 - 369.

Отпечатано в ООО «Печатный двор», г. Казань, ул. Журналистов, 2А, оф.022

Тел: 295-30-36, 541-76-41, 541-76-51. Лицензия ПДМ7-0215 от 01.11.2001 г. Выдана Поволжским межрегиональным территориальным управлением МПТР РФ. Подписано в печать 24.11.2011 г. Печ.л.1,5 Заказ № К-7090. Тираж 120 экз. Формат 60x841/16. Бумага офсетная. Печать - ризография.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Сибгатуллина, Гузель Валерьевна

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Морфогенез in vitro. Роль активных форм кислорода.

1.2. Активные формы кислорода.

1.3. Антиоксидантные системы.

1.3.1. Антиоксидантные ферменты.

1.3.2. Неферментативные антиоксидантные системы.

1.4. Сигнальная функция активных форм кислорода.

1.5. Потеря регенерационной способности и неопластическая трансформация в культурах клеток in vitro.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.1. Объект исследования.

2.2. Условия культивирования.

2.3. Приготовление цитогенетических препаратов.„ 47 (

2.4. Определение митотической активности.

2.5. Определение активности растворимой пероксидазы.

2.6. Определение активности аскорбатпероксидазы.

2.7. Определение активности каталазы.

2.8. Определение активности супероксиддисмутазы.

2.9. Определение активности глутатионредуктазы.

2.10. Определение содержания глутатиона.

2.11. Определение суммы растворимых фенольных соединений.

2.12. Определение антиоксидантной активности фенольных соединений.

2.13. Определение содержания перекиси водорода.

2.14. Определение уровня перекисного окисления липидов.

2.15. Выявление локализации перекиси водорода с помощью хлорида церия.

2.16. Определение сухой биомассы.

2.17. Определение содержания белка.

2.18. Определение жизнеспособности клеток.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Изменение морфо-цитогенетических и биохимических характеристик каллусов гречихи посевной при длительном культивировании.

3.2. Сравнение морфо-цитогенетических характеристик клеток морфогенных и полученных из них неморфогенных каллусов гречихи татарской.

3.2.1. Содержание и локализация перекиси водорода и содержание малонового диальдегида в клетках каллусов гречихи татарской с различной морфогенной способностью.

3.2.2. Активность антиоксидантных ферментов в -клетках морфогенных и неморфогенных каллусов гречихи татарской.

3.3. Чувствительность морфогенного и неморфогенного каллусов гречихи татарской к действию ингибитора каталазы 3-амино-1,2,4-триазола.

3.4. Характеристика морфогенного каллуса, полученного при действием АТ.-.г.::-.г;;.;.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Редокс-метаболизм каллусов гречихи, отличающихся по морфогенной способности"

Актуальность исследований. Устойчивость культивируемых клеток растений к окислительному стрессу может служить фактором, обуславливающим стабильность их регенерационного потенциала, поскольку работами последнего десятилетия показано, что редокс-статус играет существенную роль в регуляции морфогенеза растений (Siminis et al., 1994; Konieczny et al., 2008). Одним из связующих звеньев, определяющих участие окислительного стресса в регуляции процессов дифференцировки и морфогенеза у растений, является перекись водорода. Эта молекула играет роль вторичного посредника, вовлеченного в регуляцию экспрессии определенных генов, - имеющих в промоторах ARE (antioxidant responsive element) (Rushmore et al., 1991; Polidoros, Scandalios, 1999). Кроме того, мишенями перекиси водорода являются тиоловые группы цистеина, входящие в активные центры многих белков, в том числе участвующих в сигналлинге и контроле практически всех аспектов жизни, включая энергетический метаболизм, структуру цитоскелета, транспорт, пролиферацию, дифференциацию и программируемую клеточную смерть (Jones, 2008). Высказано предположение, что потеря регенерационной способности в каллусах и суспензиях при длительном культивировании может быть связана с негативным влиянием на генетический аппарат клеток активных форм кислорода (АФК), повышенное * образование которых индуцируется условиями культивирования in vitro (Cassels, Curry, 2001; Gaspar et al., 1998). Как правило, неморфогенные, гормононезависимые, полностью потерявшие способность к образованию меристем каллусы имеют высокую оводненность, рыхлую структуру и большую по сравнению с морфогенными каллусами пролиферативную активность. Для них характерна генетическая нестабильность, выражающаяся в увеличении полиплоидных и анеуплоидных клеток. Подобные неморфогенные каллусы рассматриваются как опухолевые клетки растений (Матвеева и др., 2001). Gaspar et al. (2002) указывают, что повышенное содержание перекиси водорода в опухолевых клеткахкак животных, так и растений может являться следствием аномального метаболизма, и в то же время необходимым фактором его поддержания. При изучении влияния салициловой кислоты на каллусные культуры гречихи татарской было показано, что для неморфогенной культуры характерно более высокое содержание внутриклеточной перекиси водорода, чем для морфогенной (Галеева, 2003). Следовательно, можно предположить, что культуры, имеющие разную способность к морфогенезу, могут характеризоваться различным содержанием АФК, в частности, Н202, и обладать различной активностью антиоксидантных ферментов, а также различным содержанием неферментативных антиоксидантов. Такие культуры должны отличаться по чувствительности к агентам, индуцирующим окислительный стресс.

Тем не менее, работы, в которых бы проводился сравнительный анализ редокс-метаболизма культур, обладающих разной морфогенной способностью, практически отсутствуют. Отчасти это связано с отсутствием удобных моделей. Ранее было установлено, что морфогенные каллусы гречихи татарской Fagopyrum 1Шапсит' (Ь.) ОаеЛп. способны к длительному сохранению регенерационной способности и неморфогенные клоны в них выщепляются исключительно редко (Румянцева, др., 1998). Тем не менее, неморфогенные клоны можно отобрать и культивировать отдельно. При этом морфогенная культура не теряет регенерационной активности. Напротив, морфогенные каллусы* гречихи посевной''д е5си\епЫт МоепсЬ. не являются стабильными культурами и с течением времени культивирования теряют регенерационную способность (Румянцева и др., 1989; Лукина, 1999). Снижение морфогенной активности, изменение морфологии и увеличение хромосомной вариабельности наблюдается в них постепенно. Как правило, после нескольких лет культивирования каллусы • гречихи' посевной становятся полностью неморфогенными. Эти культуры могут быть использованы как модели для изучения редокс-метаболизма каллусов, отличающихся по способности к морфогенезу.

Цель и задачи исследований. Цель работы'заключалась"-в-выявлении особенностей редокс-метаболизма каллусов гречихи, отличающихся по морфогенной способности.

Реализация цели связывалась с решением следующих задач:

4. Изучить действие специфического ингибитора каталазы 3-амино-1,2,4-триазола на ростовую активность, содержание перекиси водорода и МДА, а также активность антиоксидантных ферментов (каталазы, АПО, глутатионредуктазы) и неферментативных антиоксидантов (фенолов, глутатиона) клеток морфогенной и неморфогенной культуры гречихи татарской.

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Сибгатуллина, Гузель Валерьевна

выводы

1. Впервые показано, что неморфогенные каллусы гречихи, независимо от способа их получения и видовой принадлежности - в результате постепенной потери морфогенной способности при длительном культивировании (гречиха посевная) или спонтанном выщеплении неморфогенных клонов на морфогенном каллусе вне зависимости от длительности культивирования (гречиха татарская) -характеризуются увеличением содержания перекиси водорода по сравнению с исходными морфогенными культурами.

3. Электронно-микроскопическое изучение цитохимической реакции

А „ перекиси водорода с хлористым церием показало, что, перекись водорода в клетках , • как морфогенного, так и неморфогенного каллуса гречихи татарской локализована в клеточных стенках и межклетниках. Несмотря на высокое содержание перекиси водорода в клетках неморфогенного каллуса, ее локализации в вакуоли, на тонопласте и органеллах обнаружено не было, что может свидетельствовать об отсутствии сильного окислительного стресса в клетках неморфогенного каллуса.

5. "Выявлено, что в обоих типах каллуса на среде с 3-амино-1,2,4-триазолом происходит активация как ферментативных, так и неферментативных антиоксидантных систем. Однако в случае неморфогенного каллуса она, вероятно, является малоэффективной и культура погибает от окислительного стресса. Следовательно, неморфогенные культуры гречихи татарской характеризуются не только измененным редокс-метаболизмом, но и меньшей способностью адаптироваться к окислительному стрессу по сравнению с морфогенными культурами.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Несмотря на то, что морфогенные культуры разных видов растений могут иметь разную морфологию (например, изучаемые нами морфогенные каллусы гречихи посевной и татарской морфологически различны), неморфогенные, полностью потерявшие способность к образованию меристем, каллусные культуры различных видов растений, как правило, отличаются рыхлой структурой, высокой скоростью роста, генетически нестабильны и имеют измененный метаболизм (Yeoman, Forche, 1980; Satoh, 1998; Kim et al., 2006). Нами впервые было показано, что неморфогенные каллусы двух видов гречихи, полученные либо в результате длительного культивирования (гречиха посевная), либо периодически выщепляющиеся в виде клонов на стабильном морфогенном каллусе вне зависимости от длительности культивирования (гречиха татарская), характеризуются увеличением содержания перекиси водорода по сравнению с исходными морфогенными культурами. Ранее было установлено, что в неморфогенных каллусах гречихи татарской активность растворимой пероксидазы выше, а активность ионно-связанной с клеточной стенкой пероксидазы значительно ниже, чем в морфогенном (Румянцева и др., 1997). Выявлено, что тиоловая глутатионпероксидаза 1-цис пероксиредоксин экспрессируется только в клетках морфогенных каллусов F.tataricum и отсутствует в неморфогенных (Акулов и др., 2010). Проведенные нами исследования показали, что7' неморфогенные каллусы F.tataricum отличаются высокой активностью СОД и АПО и низкой активностью каталазы по сравнению с морфогенными культурами. Содержание фенолов в морфогенном каллусе и соотношение восстановленной формы глутатиона к окисленной всегда выше, чем в неморфогенном каллусе. Все эти данные свидетельствуют о серьезных изменениях в редокс-метаболизме неморфогенных культур. Перестройки в редокс-метаболизме клеток ведут к изменению сигналлинга и клеточной регуляции. В нашем случае, это согласуется с ранее полученными данными о более низком уровне Са2+- и цАМФ-зависимого фосфорилирования внутриклеточных и внеклеточных белков в клетках неморфогенных каллусов по сравнению с морфогенными, а также различии между культурами как по количеству фосфорилируемых по остаткам тирозина белков, так и по степени их фосфорилирования (Румянцева и др., 2010).

Ранее была выявлена большая чувствительность неморфогенных каллусов Р^апсит к действию колхицина (Мухитов, 2000; Мухитов, Румянцева, 2002) и салициловой кислоты (Максютова и др., 2005), которая выражалась в быстрой гибели культуры после стрессового воздействия. Нами было показано аналогичное действие на эти культуры ингибитора каталазы АТ. В то же время было установлено, что в неморфогенном каллусе на среде с АТ происходит активация как ферментативных, так и неферментативных антиоксидантных систем, однако она является малоэффективной и культура погибает от окислительного стресса. Следовательно, неморфогенные культуры гречихи татарской характеризуются не только измененным редокс-метаболизмом, но и меньшей способностью адаптироваться к различным стрессорам по сравнению с морфогенными культурами. Тогда как в морфогенных каллусах возможны переключения между различными путями защиты. Как было нами показано, в морфогенных каллусах (как в родительском, так и полученном из него устойчивом к АТ) АТ ингибирует активность каталазы, но не вызывает увеличения внутриклеточного содержания перекиси водорода. При этом если для родительской линии защита от окислительного стресса при ингибировании каталазы, в первую очередь, обусловлена значительной активацией АЛО, то в устойчивом к АТ каллусе АЛО при ингибировании каталазы не активируется и, следовательно, задействован другой механизм компенсации. ' •

Полученные нами результаты, а также данные литературных источников позволяют предполагать, что окислительный стресс (повышенное содержание АФК, в частности перекиси водорода) может быть, во-первых, одной из причин появления полиплоидных неморфогенных клеток, во-вторых, регулятором измененного метаболизма и сигналлинга в неморфогенных культурах, а, в-третьих, фактором, усиление которого вызывает смерть клеток неморфогенных каллусов. Эта ситуация близка к той, которая описана для опухолевых клеток животных, в которых прооксидантный редокс-статус необходим, с одной стороны, для индукции неоплазии и поддержания опухолевого роста, но, с другой стороны, является мишенью для раковой терапии (ЗсЬишаскег, 2006).

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Сибгатуллина, Гузель Валерьевна, Казань

1. Акулов, А.Н. Экспрессия 1-цис пероксиредоксина в морфогенных и неморфогенных каллусах гречихи татарской / А.Н. Акулов, А.Ю. Скрипников, Н.И. Румянцева // Физиол. растений. 2010. - Т. 57, № 3. - С. 433-440.

2. Андреева, В.А. Фермент пероксидаза / В.А. Андреева. М.: Наука, 1988. -127 с.

3. Бузовкина, И.С. Генетическая коллекция инбредных линий редиса: история и перспективы / И.С. Бузовкина, Л.А. Лутова // Генетика. 2007. - Т. 43, № 10. - С. 1411-1423.

4. Бузовкина, И.С. Генетические, биологические и физиологические аспекты опухолеобразования у инбредных линий редиса / И.С. Бузовкина, Л.А. Лутова // Вестн. ЛГУ. 1991. - Т. 2, № 10. - С. 102-107.

5. Бутенко, Р.Г. Индукция морфогенеза в культуре тканей растений / Р.Г. Бутенко // Гормональная регуляция онтогенеза растений. М.: «Наука», 1984. - С. 42-54.

6. Бутенко, Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе / Р.Г. Бутенко. ФБК-ПРЕСС, 1999.-152с.• ,".Г' * " " ■-І

7. Быстрова, М.Ф. Перекись водорода и пероксиредоксины в редокс-' регуляции внутриклеточной сигнализации / М.Ф. Быстрова, E.H. Буданова // Биологич. мембраны. 2007. - Т. 24, № 2. - С. 115-125.

8. Верлан, Н.В. Клинико-фармакологический анализ состояния системы глутатиона при церебральной ишемии : Автореф. дис.' ."док. мед. наук / Н.В. Верлан. Москва, 2008. - 37 с.

9. Соматический эмбриогенез и геммогенез в культуре гипокотилей Fagopyrum esculentum Moench. / Е.А. Гумерова, С.А. Чуенкова, Е.А. Гатина, Н.И. Румянцева // Физиол. растений. 2003. - Т. 50. - С. 640-645.

10. Ермаков, А.И. Методы биохимического исследования растений / А.И. Ермаков, В.В. Арасимович, Н.П. Ярош и др. Д.: Агропромиздат, 1987. - С. 41-45.

11. Ериков, И.П. Регуляция начальных этапов эмбриогенеза у высших растений / И.П. Ермаков, Н.П. Матвеева // Физиол. растений. 1994. - Т. 41, № 4. -С. 467-477.

12. Конарев, В.Г. Белки растений как генетические маркеры / В.Г. Конарев. -М.: Колос, 1983.-320 с.

13. Константинов, Ю.М. Возможный свободно-радикальныймеханизм сомаклональной изменчивости у растений / Ю.М. Константинов, М.И. Ривкин // Культура клеток растений. М.: Наука, 1991. С. 127-129.

14. Косулина, Л.Г. Физиология устойчивости растений к неблагоприятным факторам среды / Л.Г. Косулина, Э.К. Луценко, В.А. Аксенова // Ростов-на-Дону: Ростовский университет, 1993.-С. 240. :

15. Кретович, B.JI. Биохимия растений / B.JI. Кретович. М.: Высшая школа, 1980.-445 с.

16. Круглова, H.H. Эмбриологические основы андроклинии пшеницы / H.H. Круглова, Т.Б. Батыгина, В.Ю. Горбунова. «Наука», 2005. - 99 с.

17. Круглова, H.H. Морфогенез в культуре изолированных пыльников: роль фитогормонов / H.H. Круглова, В.Ю. Горбунова, П.А. Куксо // Успехи совр. биол. -1999.-Т. 119.-С. 567-577.

18. Кузьмина, H.A. Биотехнология Электронный ресурс. 1995-2009. - Режим доступа: http://www.biotechnolog.ru.

19. Кучеренко, A.A. Морфологическая разнокачественность тканей риса и ее связь с регенерационной способностью / A.A. Кучеренко // Физиол. растений. -1993.-Т. 45.-С. 797-801.

20. Лутова, JI.A. Роль меристемоспецифичных генов растений в формировании генетических опухолей / JI.A. Лутова, И.Е. Додуева // Онтогенез. 2007. - Т. 38, № 6.-С. 420-433.

21. Влияние салициловой кислоты на белковый состав каллусов гречихи татарской Fagopyrum tataricum с различной способностью к морфогенезу / H.H. Максютова, Е.И. Галеева., Н.И. Румянцева, Л.В. Викторова // Биохимия. 2005. -Т. 70, №3.-С. 390-396. г-! •

22. Матвеева, Т.В. Опухолеобразование у растений / Т.В. Матвеева, Л.А. Лутова, Ю. Нестер // Генетика. 2001. - Т. 37, № 9. - С. 1188-1197.

23. Мерзляк, М.Н. Активированный кислород и окислительные процессы в мембранах растительной клетки / М.Н. Мерзляк // Итоги науки и техники. 1989. -Т. 6.-С. 167.

24. Мухитов, А.Р. Влияние колхицина на генетическую стабильность и морфогенную активность каллусов Fagopyrum tataricum (L. ) Gaertn : Дис. . канд. биол. наук: 03.00.04 / А.Р. Мухитов. Казань, 2000.

25. Мухитов, А.Р. Индукция колхицином морфологической и генетической нестабильности каллусов Fagopyrum tataricum / А.Р. Мухитов, Н.И. Румянцева // Цитология. 2002. - Т. 44, №7. - С. 623-631.

26. Носов, A.M. Культура клеток высших растений уникальная система, модель, инструмент / A.M. Носов // Физиол. растений. - 1999. - Т. 46. - С. 837-844.

27. Паду, Э.Х. Свойства пероксидазы и фенилаланинаммиаклиазы при образовании и лигнификации клеточных стенок стебля пшеницы / Э.Х. Паду // Физиол. растений. 1995. - Т. 42, № 3. - С. 408-415.

28. Петрова, Н.В. Влияние редокс-агентов на тирозиновое фосфорилирование белков растений автореферат : Дис. . канд. биол. наук : 03.00.12 / Н.В. Петрова. -Казань, 2008.

29. Полесская, О.Г. Изменение активности антиоксидантных ферментов в листьях и корнях пшеницы в зависимости от формы и дозы азота в среде / О.Г. Полесская, Е.И. Каширина, Н.Д. Алехина // Физиол. растений. 2004. - Т. 51, № 5. -С. 686-691.

30. Рубин, Б.А. Физиология и биохимия дыхания растений / Б.А. Рубин, М.Е. Ладыгина.М.:МГУ, 1974.-512с. -- :

31. Органогенез и соматический эмбриогенез в культуре двух видов гречихи / Н.И. Румянцева, Н.В. Сергеева, Л.В. Хакимова и др. // Физиол. растений. 1989. -Т.36, № 1.-С. 187-194.

32. Особенности лигнификации клеточных стенок каллусов гречихи, различающихся по способности к морфогенезу / Н.И. Румянцева; А.И. Валиева, H.A. Самохвалова и др. // Цитология. 1998. - Т. 40, № 10. - С. 835-842.

33. Фосфорилирование белков в культивируемых клетках гречихи с разной морфогенной способностью / Н.И. Румянцева, А.Н. Акулов, Е.О. Федина и др. // Физиол. растений.-2010.-Т. 57, № 1.-С. 50-56.

34. Савич, И.М. Пероксидазы стрессовые белки растений / И.М. Савич // Успехи совр. биол. - 1989. - Т. 107, № 3. - С. 406-417.

35. Саприн, А.Н. Окислительный стресс и его роль в механизмах апоптоза и развития патологическихпроцессов / А.Н. Саприн, Е.В. Калинина // Успехи биол. химии. 1999. - Т. 39. - С. 289-326.

36. Тарчевский, И.А. Сигнальные системы клеток растений / И.А. Тарчевский. -М.: Наука, 2002.-294 с.

37. Тарчевский, И.А. Регуляторная роль деградации биополимеров и липидов / И.А. Тарчевский // Физиол. растений. 1992. - Т. 39, № 6. - С. 156-164.

38. Чиркова, Т.В. Физиологические основы устойчивости растений / Т.В. Чиркова. СПб: Издательство С.-Петербургского университета, 2002. - 240 с.

39. Consequence of Н202 generation during a bacterially induced hypersensitive reaction in tobacco: deterioration of membrane lipids / A. Adam, T. Farkas, G. Somlyai et al. // Physiol. Mol. Plant Pathol. 1989. - Vol. 34. - P. 13-26.

40. Aebi, H. Catalase in vitro / H. Aebi // Methods Enzymol. 1984. - Vol. 105. - P. 121-126.

41. Ahuja, M.R. An hypothesis and evidence concerning the genetic components controlling tumor formation in Nicotiana / M.R. Ahuja // Molec. Gen. Genetics. 1968. -Vol. 103.-P. 176-184.

42. Alscher, R.G. Antioxidants in higher plants / R.G. Alscher, J.L. Hess. Boca Raton (USA): CRC Press, 1993. - 174 p.

43. Alscher, R.G. Biosynthesis and antioxidant function of glutathione in plants / R.G. Alscher // Physiol. Plant. 1989. - Vol. 77. - P. 457-464.

44. Alscher, R.G. Reactive oxygen species and antioxidants: relationships in green cells / R.G. Alscher, J.H. Donahue, C.L. Cramer // Physiol. Plant. 1997. - Vol. 100. - P. 224-33.

45. Alscher, R.G. Role of superoxide dismutases in controlling oxidative stress in plants / R.G. Alscher, N. Erturk, L.S. Heath // J. Exp. Bot. 2002. - Vol. 53. - P. 13311341.

46. Reactive oxygen intermediates mediate a systemic signal network in the establishment of plant immunity / M.E. Alvarez, R.I. Pennell, P.-J. Meijer et al // Cell. -1998.-Vol. 92.-P. 773-784.

47. Ambrus, H. In vitro microspore selection in maize anther culture with oxidative-stress stimulators / H. Ambrus 1, E. Darko, L. Szabo et al // Protoplasma 2006. - Vol. 228.-P. 87-94.

48. Ames, B.N. Dietary carcinogens and anticarcinogens. Oxygen radicals and degenerative diseases / B.N. Ames // Science. 1983. - Vol. 221. - P. 1256-1264.

49. Ammirato, P. V. Embryogenesis / P.V. Ammirato // Handbook of Plant Cell Culture / Evans D. A. New-York, 1983. - Ch.7, P. 82-123.

50. Anonymous, S. Habituation, hyperhydricity and plant cancer / S. Anonymous // Agricell. Rep. 1995. - Vol. 25. - P. 29.

51. The Role of Antioxidants for Initiation of Somatic Embryos with Conostephium pendulum (Ericaceae) / J.M. Anthony, T. Senaratna, K.W. Dixon et al. // Plant Cell Tissue Organ Cult. -2004. Vol. 78. - P. 247-252.

52. Apel, K. Reactive oxygen species: metabolism, oxidative stress and signal transduction / K. Apel, H. Hirt // Annu. Rev. Plant Biol. 2004. - Vol. 55. - P. 373-399.

53. Arora, A. Oxidative stress and antioxidative system in plants / A. Arora, R.K. Sairam, G.C. Srivastava// Current Science. 2002. - Vol. 82, N. 10. - P. 1227-1238.

54. Arrigoni, O. The role of ascorbic acid in cell metabolism: between gene□ directed functions and unpredictable chemical reactions / O. Arrigoni, M.C. De Tullio // J. Plant Physiol. 2000. - Vol. 157. - P. 481-488.

55. Asada, K. Ascorbate peroxidase: a hydrogen peroxide-scavenging enzyme in plants / K. Asada // Physiol. Plant. 1992. - Vol. 85. - P. 235-241.

56. Asada, K. The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons / K. Asada // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Boil. 1999. - Vol. 50. - P. 601-639.

57. Baker, C J. An improved method for monitoring cell death in cell suspension and leaf disc assays using evans blue / C.J. Baker, N.M. Mock // Plant Cell Tissue Organ Cult. 1994. - Vol. 39. - P. 7-12.

58. Bartosz, G. Oxidative stress in plants / G. Bartosz // Acta Physiol. Plant. 1997. -Vol. 19.-P. 47-64.

59. Bayliss, M.W. Chromosomal variation in plant tissues in culture / M.W. Bayliss // Int. Rev. Cytol. (Suppl). 1980.- Vol. 11A.-P. 113-144:. ' >

60. Beers, E.P. Regulation and execution of programmed cell death in response to pathogens, stress and developmental cues / E.P. Beers, J.M. McDowell // Curr. Opin. Plant Biol. 2001. - Vol. 4. - P. 561-567.

61. Extracellular H2O2 induced by oligogalacturonides is not involved in the inhibition of the auxin-regulated rolB gene expression in tobacco leaf explants / D. Bellincampi, N. Dipperro, G. Salvi et al. // Plant Physiol. 2000. - Vol. 122. - P. 1379-1385.

62. Benson, E. E. Free radical damage in stored plant germplasm / E.E. Benson. -Rome, Italy: IBPGR, 1990.

63. Benson, E.E. Special Symposium: In vitro plant recalcitrance do free radicals have a role in plant tissue culture recalcitrance? / E.E. Benson // In Vitro Cell. Dev. Biol. -Plant. 2000. - Vol. 36. - P. 163-170.

64. Benson, E.E. Variation in free-radical damage in rice cell suspensions with different embryogenic potentials / E.E. Benson, P.T. Lynch, J. Jones // Planta. 1992. -Vol. 188.-P. 296-305.

65. Dosage-dependent gene regulation in multicellular eukaryotes: Implications for dosage compensation, aneuploid syndromes, and quantitative traits / J.A. Birchler, U. Bhadra, M.P. Bhadra, D.L. Auger // Dev. Biol. 2001. - Vol. 234. - P. 275-288.

66. Response of a primary human fibroblast cell line to H2C>2: senescence-like growth 1 arrest or apoptosis? / C. Bladier, E. Wolvetang, P. Hutchinson et al. // Cell Growth Differ.-1997.-Vol. 8.-P. 589-598. 1 i

67. Blois, M.S. Antioxidant determinations by the use of a stable free radical / M.S. Blois//Nature.- 1958.-Vol. 181.-P. 1199-1200.

68. Blokhina, O. Antioxidants, oxidative damage and oxygen deprivation stress: a review / O. Blokhina, E. Virolainen, K.V. Fagerstedt // Ann. Bot. -2003: Vol. 91, N 2. -P. 179-194.

69. Antioxidant defense system in differentially hydrogen peroxide sensitive L5178Y sublines / E. Bouzyk, T. Iwanenko, N. Jarocewicz et al. // Free Radic. Biol. Med. 1997. -Vol. 22, N4.-P. 697-704.

70. Superoxide dismutase in plants / C. Bowler, W. Van Camp, M. Van Montagu, D. Inze' // CRC Crit. Rev. Plant Sci. 1994. - Vol. 13. - P. 199-218.

71. Bradford, M.M. A rapid and sensitive methods for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein dye binding / M.M. Bradford // Anal. Biochem. -1976. Vol. 72. - P. 248-254.

72. Brand-Williams, W. Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity / W. Brand-Williams, M.E. Cuvelier., C. Berset // LWT. 1995. - Vol. 28. - P. 25-30.

73. Buettner, G.R. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, a□ tocopherol, and ascorbate. / G.R. Buettner // Arch. Biochem. Biophys. -1993. Vol. 300. - P. 535-543.

74. Bunkelmann, J.R. Ascorbate peroxidase: a prominent membrane protein in oilseed glyoxysomes / J.R. Bunkelmann, R.N. Trelease // Plant Physiology 1996. -Vol. 110.-P. 589-598.

75. Burdon, R.H. Hydrogen peroxide in relation to proliferation and apoptosis in BHK-21 hamster fibroblasts / R.H. Burdon, V. Gill, D. Alliangana // Free Radic. Res. -1996.-Vol. 24.-P. 81-93.

76. Burhansa, W.C. The cell cycle is a redox cycle: Linking phase-specific targets to cell fate / C. W. Burhansa, H. Nicholas, Heintz // Free Radic. Biol. Med. 2009. - Vol. 47.-P. 1282-1293.1. V , l

77. Buttkea, T.M. Oxidative stress as a mediator of apoptosis / T.M. Buttkea, P.A. Sandstrom // Immunol. Today. 1994. - Vol. 15. - 7-10.' • • -"¡«iokv ■ ; w

78. Campell, B.R. Characterization of overexpressed cDNAs isolated from a hormone-autonomous, radiation-induced tumor tissue line of Arabidopsis thaliana / B.R. Campell, C.D. Town, // Plant Physiol. 1992. - Vol. 100. - P. 2018-2023.

79. High levels of catalase and glutathione peroxidase activity dampen H2O2 signaling in human'alveolar macrophages / A.B. Carter, L.A. Tephly, S. Venkataraman et al. // Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2004. - Vol. 31. - P. 43-53.

80. Castro-Concha, L.A. Measurement of cell viability in in vitro cultures / L.A. Castro-Concha, R.M. Escobedo, M.L. Miranda-Ham // Methods Mol. Biol. 2006. -Vol. 318.-P. 71-76.

81. Relationship between DNA methylation and histone acetylation levels, cell redox and cell differentiation states in sugarbeet lines / A. Causevic, M-V. Gentil, A. Delaunay et al. // Planta. 2006. - Vol. 224. - P. 812-827.

82. Cerda, S. Influence of oxygen radical injury on DNA methylation / S. Cerda, S.A. Weitzman // Mutation Res. 1997. - Vol. 386. - P. 141-152.

83. Defense activation and enhanced pathogen tolerance induced by H202 in transgenic tobacco / S. Chamnongpol, H. Willekens, W. Moeder et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1998. - Vol. 95. -P. 5818-5823.

84. Charles, S.A. Effect of hydrogen peroxide on spinach (Spinacia oleracea) chloroplast fructose bisphosphatase / S.A. Charles, B. Halliwell // Biochem. J. 1980. -Vol. 189.-P. 373-376.

85. Chen, G.-X. Ascorbate peroxidase in tealeaves: occurrence of two isozymes and the differences in their enzymatic and molecular properties / G.-X. Chen, K. Asada // Plant Cell Physiol. 1989. - Vol. 30. P. 987-998.

86. Chen, Z. Active oxygen species in the induction of plant' systemic acquired resistance by salicylic acid / Z. Chen, H. Silva, D.F. Klessig // Science. 1993. - Vol. 262.-P. 1883-1886.

87. Chen, Z.J. Genetic and epigenetic mechanisms for gene expression and phenotypic variation in plant polyploids / Z.J. Chen // Annu. Rev. Plant Biol. 2007. -Vol. 58.-P. 377-406.

88. Cheng, Z. Kinetic deoxyribose degradation assay and its application in assessing the antioxidant activities of phenolic compounds in a Fenton- type reaction system / Z. Cheng, Y. Li, W. Chang // Anal. Chim. Acta. 2003. - Vol. 478. - P. 129-137.

89. Choi, Y.E. Induction of somatic embryogenesis by macrosalt stress from mature zygotic embryos of Panax ginseng / Y.E. Choi, D.C. Yang, K.T. Choi // Plant Cell Tissue Organ Cult. 1998. - Vol. 52. - P. 177-181.

90. Differential expression of manganese superoxide dismutase and catalase in lung cancer / J. Chung-man Ho, S. Zheng, S.A.A. Comhair et al. // Cancer Res. 2001. -Vol. 61.-P. 8578-8585.

91. Ascorbic acid effect on the onset of cell proliferation in pea root / S. Cittero, S. Sgorbati, S. Scippa et al. // Physiol. Plant. 1994. - Vol. 92. - P. 601-607.

92. Clement, M.V. Reactive oxygen intermediates regulate cellular response to apoptotic stimuli: An hypothesis / M.V. Clement, S. Pervaiz // Free Radic. Res. 1999. -Vol. 30.-P. 247-252.

93. Effect of hydrogen peroxide on somatic embryogenesis of Lycium babbarum L. / K. Cui, X. Gengcheng, L. Xinmin et al. // Plant Sci. 1999. - Vol. 146, N 1. - P. 9-16.

94. Dual action of the active oxygen species during plant stress responses / J. Dat, S. Vandenabeele, E. Vranova et al. // Cell. Mol. Life Sci. 2000. - Vol. 57. - P. 779-795.

95. Changes in hydrogen peroxide homeostasis trigger an active cell death process in tobacco / J.F. Dat, R. Pellinen, T. Beeckman, et al. // Plant J. 2003. - Vol. 33. - P. 621632.

96. Parallel changes in H2O2 and catalase during thermotolerance induced by salicylic acid or heat acclimation in mustard seedlings / J. F. Dat, H. Lopez-Delgado, C.H. Foyer, I.M. Scott-/Plant Physiol. 1998. -Vol. Ill, N4. -P. 1351-1357. '' ' '

97. De Bellis, L. Glyoxylate cycle enzymes in peroxisomes isolated from petals of pumpkin (Cucurbita sp.) during senescence / L. De Bellis, R. Tsugeki, M. Nishimura // Plant Cell Physiol. 1991. - Vol. 32. - P. 1227-1235.

98. Regulation of the Arabidopsis transcriptome by oxidative stress / R. Desikan, S. A.-H. Mackerness, J.T. Hancock, S.J. Neill // Plant Physiol. 2001. - Vol. 127. - P. 159172.

99. Dewitte, W. Altered cell cycle distribution, hyperplasia, and inhibited differentiation in arabidopsis caused by the D-type cyclin CYCD3 / W. Dewitte, C. Riou-Khamlichi, S. Scofield // Plant Cell. -2003. Vol. 15. - P. 79-92.

100. Drumm, H. Effect of phytochrome on development of catalase activity and isoenzyme pattern in mustard (Sinapis alba L.) seedlings / H. Drumm, P. Schopfer // Planta. 1974. - Vol. 120. -P.13-30.

101. Edenharder, R. The inhibition by flavonoids of 2-amino-3-methylimidazo4,5-/.quinoline metabolic activation to a mutagen: a structure-activity relationship study / R. Edenharder, R. Rauscer, K.L. Piatt // Mutat. Res. 1997. - Vol. 379. - P. 21-32.

102. Eising, R. Catalase synthesis and turnover during peroxisome transition in the cotyledons of Helianthus annum L. / R. Eising, B. Gerhardt // Plant Physiol. 1989. -Vol. 89, N3.-P. 1000-1005.

103. Elstner, E.F. Formation of hydrogen peroxide by isolated cell walls from horseradish (Armoracia lapathifolia Gilib.) / E.F. Elstner, A. Heupel // Planta. 1976. -Vol. 130.-P. 175-180.

104. Feierabend, J. Photoinactivation of catalase in vitro and in leaves / J. Feierabend, S. Engel //Arch. Biochem. Biophys. 1986. - Vol. 251:-P. 567-576:;:'-;-^f •>

105. Feierabend, J. Photoinactivation of catalase occurs under both high- and lowtemperature stress conditions and accompanies photoinhibition of photosystem II / J. Feierabend, C. Schaan, B. Hertwig // Plant Physiol. 1992. - Vol. 100. -P. 1554-1561.

106. Ferguson, I.B. Effect of 3-amino-1,2,4-triazole, a catalase inhibitor, on peroxide content of suspension-cultured pear fruit cells / I.B. Ferguson, S.J. Dunning // Plant Sci. -1986.-Vol. 43.-P. 7-11.

107. Folin, O. On tyrosine and tryptophane determinations in proteins / O. Folin, V. Ciocalteu // J. Biol. Chem. 1927. - Vol. 73, N 2. - P. 627-650.

108. Foyer, C.H. A comparison of the relative rates of transport of ascorbate and glucose across the thylakoid, chloroplast and plasma membranes of pea leaf mesophyll cells / C.H. Foyer, M. Lelandais // J. Plant Physiol. 1996. - Vol. 148. - P. 391-398.

109. Foyer, C.H. The presence of glutathione and glutathione reductase in chloroplasts: a proposed role in ascorbic acid metabolism / C.H. Foyer, B. Halliwell // Planta. 1976. -Vol. 133:-P. 21-25.

110. Foyer, Ch. Redox sensing and signaling associated with reactive oxygen in chloroplasts, peroxisomes and mitochondria / Ch. Foyer, G. Noctor // Physiol. Plant. -2003.-Vol. 119.-P. 355-364.

111. Fry, S.C. Cross-linking of matrix polymers in the growing cell walls of angiosperms / S.C. Fry // Annu. Rev. Plant Physiol. 1986. - Vol. 61. - P. 165-186.

112. Fry, S.C. Oxidative scission of plant cell wall polysaccharides by ascorbate-,i < i ' •(induced hydroxyl radicals / S.C. Fry // Biochem. J. 1998. - Vol. 332, Pt. 2. - P. 507515.

113. Fryer, M.J. The antioxidant effects of thylakoid vitamin E (a-tocopherol) / M.J. Fryer // Plant Cell Environ. 1992. - Vol. 15. - P. 381-392.

114. Fuller, B. Oxidative stress in organs stored at low temperatures for transplantation / B. Fuller, C.J. Green // Free Radicals, Cell Damage & Disease. 1986. - P. 223-240.

115. Transcriptomic footprints disclose specificity of reactive oxygen species signaling in Arabidopsis /1. Gadjev, S. Vanderauwera, T.S. Gechev, et al. // Plant Physiol. 2006. -Vol. 141.-P/436-445.

116. Gaj, M.D. Stimulation of somatic embryo formation by mutagens and darkens in culture of immature zygotic embryos of Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. / M.D. Gaj // Plant Growth Regul.-2002.-Vol. 37.-P. 93-98.

117. Gallego, S.M. Effect of cadmium ions on antioxidant defense system in sunflower cotyledons / S.M. Gallego, M.P. Benavides, M.L. Tomaro //Biol. Plant. 1999. - Vol. 42.-P. 49-55.

118. Glutathione-mediated antioxidative mechanisms in sunflower (Helianthus annuus L.) cells in response to cadmium stress / S.M. Gallego, M.J. Kogan, C.E. Azpilicueta et al. // Plant Growth Regul. 2005. - Vol. 46. - P. 267-276.

119. Special symposium: in vitro plant recalcitrance. Loss of plant organogenic totipotency in the course of in vitro neoplastic progression / T. Gaspar, C. Kevers, B. Bisbis et al. // In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 2000. - Vol. 36. - P. 171-181.

120. Gaspar, T. Tumours, neoplastic progressions and cancer in"plants-/T. Gaspar // Strnad, M., Pec, P., Beck, E. (Eds.) Advances in regulation of plant growth and development. Prague: Peres Publ., 1999. - P. 183-192.

121. Concepts in plant stress physiology. Application to plant tissue cultures / T. Gaspar, T. Franck, B. Bisbis et al. // Plant Growth Regul. 2002. - Vol. 37. - P. 263285.

122. Atypical metabolisms and biochemical cycles imposing the cancerous state on plant cells / Th. Gaspar, B. Bisbis, C. Kevers et al. // Plant Growth Regul. 1998. - Vol. 24.-P. 135-144.

123. Hydrogen peroxide protects tobacco from oxidative stress by inducing a set of antioxidant enzymes / T. Gechev, I. Gadjev, F. Van Breusegem et al. // Cell. Mol. Life Sci. 2002. - Vol. 59, N 4. - P. 708-714.

124. Gechev, T.S. Hydrogen peroxide as a signal controlling plant programmed cell death / T.S. Gechev, J. Hille // J. Cell Biol. 2005. - Vol. 168. - P. 17-20.

125. Geigenberger, P. Redox regulation of carbon storage and partitioning in response to light and sugars / P. Geigenberger, A. Kolbe, A. Tiessen // J. Exp. Bot. 2005 - Vol. 56.-P. 1469-1479.

126. Giannopolitis, C.N. Superoxide dismutase I. Occurrence in higher plants / C.N. Giannopolitis, S.K. Ries // Plant Physiol. 1972. - Vol. 59. - P. 309-314.

127. Relationship between apoplastic ascorbate regeneration and the stimulation of root growth in Allium cepa L. / J.A. Gonzalez-Reyesa, F.J. Alcaina, J.A. Calera et al. // Plant Science. 1994. - Vol. 100. - P. 23-29.

128. Gorla, G.R. Polyploidy associated with oxidative DNA injury attenuates proliferative potential of cells / G.R. Gorla, H. Malhi, S. Gupta // J. Cell Sci. 2001. -Vol. 114.-P. 2943-2951.

129. Grace, S. Energy dissipation and radical scavenging by the plant phenylpropanoid pathway / S. Grace, B.A. Logan // Philos. Trans: R.'Soc. Lond. B. Biol." Sci;^'- 2000. -Vol. 355.-P. 1499-1510.

130. Graham, I.A. Induction ofmalate synthase gene expression in senescent and detached organs of cucumber / I.A. Graham, C.J. Leaver, S.M. Smith // Plant Cell. -1992.-Vol. 4.-P. 349-357.

131. A catalase-peroxidase from a newly isolated thermoalkaliphilic:Bacillus sp. with potential for the treatment of textile bleaching effluents / M. Gudelj, G.O. Fruhwirth, A. Paar et al. // Extremophiles. 2001. - Vol. 5. - P. 423-429.

132. Guo, M. Trans-acting dosage effects on the expression of model gene systems in maize aneuploids / M. Guo, J.A. Birchler // Science. 1994. - Vol. 266. - P. 1999-2002.

133. Gupta, S.D. Antioxidante enzyme activities during in vitro morphogenesis of gladiolus and the effect of application of antioxidants on plant regeneration / S.D. Gupta, S. Datta // Biol, plant. 2003. - Vol. 47. - P. 179-183.

134. Gut, H. Apparent induction of key enzymes of the glyoxylic acid cycle in senescent barley leaves / H. Gut, P. Matile // Planta. 1988. - Vol. 176, N 4. - P. 548550.

135. Protective systems against activated oxygen species compared in normal and fully habituated nonorganogenic sugarbeet calluses / D. Hagege, C. Kevers, P. Salabert, T. Gaspar // In Vitro Cell Dev. Biol. 1992. - Vol. 28. - P. 143-147.

136. Halliwel, B. Free radicals in biology and medicine / B. Halliwel, J.M.C. Gutteridge // in Free radicals in biology and medicine. Oxford: Oxford University Press, 1999.-P. 36-104.

137. Halliwell, B. Oxidative stress in cell culture: an under-appreciated problem? / B. Halliwell // FEBS Lett. 2003. - Vol. 540. - P. 3-6.

138. Halliwell, B. Reactive species and antioxidants. Redox biology is a. fundamental theme of aerobic life / B. Halliwell // Plant Physiol. 2006. - Vol. 141.P. 312-322) V1 >'

139. Doing the unexpected: proteins involved in hydrogen peroxide perception / J. Hancock, R. Desikan, J. Harrison et al. //J. Exp. Bot. 2006. - Vol. 57. -P. 1711-1718.

140. Hancock, J.T. Does the redox status of cytochrome c act as a fail-safe mechanism in the regulation of programmed cell death? / J.T. Hancock, R. Desikan,"SJ.'Neill // Free Radic. Biol. Med. -2001. Vol.31. - P. 697-703.

141. Hancock, J.T. Role of reactive oxygen species in cell signalling pathways / J.T. Hancock, R. Desikan, S.J. Neill //Biochem. Soc. Trans. -2001. Vol. 29. - P. 345-350.

142. Development and hormone action hormonal control of cell proliferation requires PASTICCINO genes / Y. Harrar, Y. Bellec, C. Bellini et al. // Plant Physiol. 2003. -Vol. 132.-P. 1217-1227.

143. Long term in vitro-cultured plant cells show typical neoplastic features at the cytological level / J. Hasler, J. Wuest, T. Gaspar, M. Crevecoeur // Biol. Cell. 2003. -Vol. 95. - P. 357-364.

144. Havir, E.A. The in vivo and in vitro inhibition of catalase from leaves of Nicotiana sylvestris by 3-amino-l,2,4-triazole / E.A. Havir // Plant Physiol. 1992. -Vol. 99.-P. 533-537.

145. UVB light stimulates production of reactive oxygen species. Unexpected role for catalase / D.E. Heck, A.M. Vetrano, T.M. Mariano, J.D. Laskin // J. Biol. Chem. 2003. -Vol. 278.-P. 22432-22436.

146. Phosphorylation and concomitant structural changes in human 2-Cys peroxiredoxin isotype I differentially regulate its peroxidase and molecular chaperone functions / H.J. Ho, S.Y. Kim, S.K. Park et al. // FEBS Lett. 2006. - Vol.: 580. - P. 351355.

147. Transforming growth factor-fi is not involved in TCDD-dependent release from contact inhibition in WB-F344 cells / P. Hoelper, D. Faust, F. Oesch et al. // Arch. Toxicol. 2005. - Vol. 79. - P. 31-36.

148. Hou, B. Effects of low temperature on induction and-differentiation of wheat calluses / B. Hou, H. Yu, S. Teng // Plant Cell Tissue Organ Cult. 1997. - Vol. 49. - P. 35-38.

149. Hydrogen peroxide induces programmed cell death features in cultured tobacco BY-2 cells, in a dose-dependent manner / V. Houot, P. Etienne, A-S. Petitot et al. // J. Exp. Bot.-2001.-Vol. 52, N361.-P. 1721-1730.

150. Stress-induced somatic embryogenesis in vegetative tissues of Arabidopsis thaliana / M. Ikeda-Iwai, M. Umehara, S. Satoh, H. Kamada // Plant J. 2003. - Vol. 34, N 1. - P. 107-114.

151. Inzé, D. Oxidative stress in plants / D. Inzé, M. Van Montagu // Curr. Biol. -1995.-Vol. 6.-P. 153-158.

152. Molecular characterization and physiological role of a glyoxysomeD bound ascorbate peroxidase from spinach / T. Ishikawa, K. Yoshimura, K. Sakai'et al. // Plant Cell Physiol. 1998. - Vol. 39. - P. 23-34.

153. Jain, S.N. Somaclonal variations and induced mutations in crop improvement / S.N. Jain, D.S. Brar, B.S. Ahloowalia. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 1998.

154. Janiszowska, W. The biochemistry of vitamin E in plants / W. Janiszowska, J.F. Pennock //'Vitam. Horm. 1976. - Vol. 34. - P. 77-105.

155. Evidence for the presence of the ascorbate □ glutathione cycle in mitochondria and peroxisomes of pea leaves / A. Jiménez, J.A. Hernández, L.A. del Rio et al. // Plant Physiol. 1997. - Vol. 114. - P. 275-284.

156. Role of the ascorbate-glutathione cycle of mitochondria and peroxisomes in the senescence of pea leaves / A. Jimenez, J. Hernandez, G. Pastori et al. // Plant Physiol. -1998.-Vol. 118.-P. 1327-1335.

157. Endogenous hormone levels in habituated nucellar Citrus callus during the initial stages of regeneration / V.M. Jiménez, E. Guevara, J. Herrera, F. Bangerth // Plant Cell Reports. 2001. - Vol. 20. - P. 92-100.

158. Jimenez, V.M. Regulation of in vitro somatic embryogenesis with emphasis on the role of endogenous hormones / V.M. Jimenez // R. Bras. Fisiol. 2001. - Vol. 13. -P. 196-223.

159. Jones, A. Does the plant mitochondrion integrate cellular stress and regulate programmed cell death? / A. Jones // Trends Plant Sci. 2000. - Vol. 5. - P. 225-230.

160. Joo, J.H. Role of auxin-induced reactive oxygen species in root gravitropism. / J.H. Joo, Y.S. Bae, J.S. Lee//Plant Physiol. -2001. Vol. 126. - P. 1055-1060.

161. Joyce, S.M. Stress and aberrant phenotypes in in vitro culture / S.M. Joyce, A.C. Cassells, S. Mohan Jain // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2003. - Vol. 74. - P. 103-121.

162. Kacperska, A. Sensor types in signal transduction pathways in-plant cells responding to abiotic stressors: do they depend on stress intensity? / A. Kacperska // Physiol. Plant. -2004. - Vol. 122. - P. 159-168.

163. Kagan, V.E. Coenzyme Q and vitamin E need each other as antioxidants / V.E.i ii1 |

164. Kagan, J.P. Fabisiak, P.J. Quinn // Protoplasma. 2000. - Vol. 214. - P. 11-18.

165. Kahlem, G. A specific and general biochemical marker of stamen morphogenesis in higher plants: anodic peroxidises / G. Kahlem // Z. Pflanzenphysiol. Bd. 1975.

166. Kaldenhoff, R. Gene activation in the suspension-cultured cells of Arabidopsis thaliana during blue-light-dependent plantlet regeneration / R. Kaldenhoff, U. Henningsen, G. Richter // Planta. 1994. - Vol. 195. - P. 182-187.

167. Induction of somatic embryogenesis in carrot by osmotic stress / H. Kamada, K. Ishikawa, H. Saga et al. // Plant Tiss. Cult. Lett. 1993. - Vol. 10. - P. 38-44.

168. Kamal-Eldin, A. The chemistry and antioxidant properties of tocopherols and tocotrienols / A. Kamal-Eldin, L.-A. Appelqvist//Lipids 1996. - Vol. 31. - P. 671-701.

169. Polyphenols and cancer cell growth / M. Kampa,- A.-P. Nifli, G.; Notas, E. Castanas // Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 2007. - Vol. 159. - P. 79-113.

170. Changes in the isozyme composition of antioxidant enzymes in response to aminotriazole in leaves of Arabidopsis thaliana / K.-S. Kang, C.-J. Lim, T.-J. Hart et al. I I J. Plant Biol. 1999. - Vol. 42. - P. 187-193.

171. Karpinska, B. Antagonistic effects of hydrogen peroxide and glutathione on acclimation to excess excitation energy in Arabidopsis / B. Karpinska, G. Wingsle, S. Karpinski // IUBMB Life. 2000. - Vol. 50. - P. 21-26.

172. Karpinski, S. Light perception in plant disease defence signaling / S. Karpinski, H. Gabrys, A. Mateo et al. // Curr. Opin. Plant. Biol. 2003. - Vol. 6. - P. 390-396.

173. Systemic signaling and acclimation in response to excess excitation energy in Arabidopsis / S. Karpinski, H. Reynolds, B. Karpinska et al. // Science. 1999. - Vol. 284.-P. 654-657.

174. Kaushik, T. Glutathione metabolism in rats exposed to highfluoride water and effect of spirulina treatment /T. Kaushik, R. Shyam, P. Vats et al. // Fluoride. 2001. -Vol. 34.-P. 132-138. * " • '

175. Kazan, K. Induction of cell death in transgenic plants expressing a fungal glucose oxidase / K. Kazan, F.R. Murray, K.C. Gonlter // Mol. Plant Microbe Interact. 1998. -Vol. 11, N6.-555-563.

176. The isolation and characterisation of a catalase-deficient mutant of barley (Hordeum vulgare L.) / A.C. Kendall, A.J. Keys, J.C. Turner et al. // Planta?-'1983. -Vol. 159, N6.-P. 505-511.

177. Khan, A.U. Reactive oxygen species as cellular messengers / A.U. Khan, T. Wilson // Chem. Biol. 1995. - Vol. 2. - P. 437-445.

178. Kingston-Smith, A.H. Acclimation of photosynthesis, H202--content and antioxidants in maize {Zea mays) growth at sub-optimal temperatures / A.H. KingstonSmith, J. Harbinson, C.H. Foyer // Plant Cell Environ. Vol. 1999. - Vol. 22. - P. 10711083.

179. Somatic embryogenesis in higher paints / T. Kiyosue, S. Satoh, H. Kamada, H. Harada//J.-Plant Res.-1993.-Vol.3.-P.75-82. ' ' '

180. Klapheck, S. Scavenging of hydrogen peroxide in the endosperm of Ricinus communis by ascorbate peroxidase / S. Klapheck, I. Zimmer, H. Cosse // Plant Cell Physiol. 1990. - Vol. 31, N 7. - P. 1005-1013.

181. Klimaszewska, K. Maturation of somatic embryos of Pinus strobus is promoted by a high concentration of gellan gum / K. Klimaszewska, D. Smith // Physiol. Plant. -1997.-Vol. 100.-P. 949-957.

182. Knowles, N.R. Correlations between electrolyte leakage and degree of saturation of polar lipids from aged potato (<Solanum tuberosum L) tuber tissue / N.R. Knowles, L.O. Knowles // Ann. Bot. 1989. - Vol. 63. - P. 331-338.

183. Knox, J.P. Singlet oxygen and plants / J.P. Knox, A.D. Dodge // Phytochemistry. 1985. - Vol. 24. - P. 889-896.

184. Koh, Y.H. Lipid peroxidation product-mediated DNA damage and mutagenicity / Y.H. Koh, S.J. Yoon, J-W. Park//Biochem. Mol. Biol. 1997. - Vol. 30. -P. 188-193.

185. Oxidative events during in vitro regeneration of sunflower / R. Konieczny, M. Libik, M. Tuleja et al. // Acta Physiol. Plant. 2008. - Vol. 30. - P. 71-79.

186. Functional analysis of oxidative stress-activated mitogen-activated protein kinase cascade in plants / Y. Kovtun, W-L. Chiu, G. Tena, J. Sheen // PNAS. 2000. - Vol. 97. -P.2940-2945. V ' ;

187. Kraus, T.E. Paclobutrazol protects wheat seedlings from heat and paraquat injury. Is detoxification of active oxygen involved? / T.E. Kraus, R.A. Fletcher // Plant Cell Physiol. 1994. - Vol. 35, N f. - P. 45-52.

188. Kreuger, M. Arabinogalactan proteins and plant differentiation AM. Kreuger, G.J. van Hoist // Plant Mol. Biol. 1996. - Vol. 30. - P. 1077-1086.

189. Kunce, C.M. Heterogeneity of catalase in maturing and germinated cotton seeds / C.M. Kunce, R.N. Trelease // Plant Physiol. 1986. - Vol. 81. - P. 1134-1139.

190. Kuzniak, E. The involvement of hydrogen peroxide in plant responses to stresses / E. Kuzniak, H. Urbanek // Acta Physiol. Plant. 2000. - Vol. 22. - P. 195-203.

191. Transcriptional repression of catalase in mouse skin tumor progression / K.A. Kwei, J.S. Finch, EJ. Thompson, G.T. Bowden // Neoplasia. 2004. - Vol. 6, N 5. - P. 440-448.

192. Chronic exposure of neonatal cardiac myocytes to hydrogen peroxide enhances the expression of catalase / C.-C. Lai, M. Peng, L. Huang et al. // J. Mol. Cell Cardiol. -1996.-Vol. 28.-P. 1157-1163.

193. Larson, R.A. The antioxidants of higher plants / R.A. Larson // Phytochemistry. -1988.-Vol. 27. -P.969-978.

194. Lechno, S. Salt stress-induced responses in cucumber plants / S. Lechno, E. Zamski, E. Tel-Or / J. Plant Physiol. 1997. - Vol. 150. - P. 206-211.

195. Lee," E.-K. Enhanced production and germination of somatic embryos by temporary starvation in tissue cultures of Daucus carota / E.-K. Lee, D.-Y. Cho, W.-Y. Soh // Plant Cell Rep. 2001. - Vol. 20. - P. 408-415.

196. Lengauer, C. Genetic instabilities in human cancers / C. Lengauer, K.W. Kinzler, B. Vogelstein // Nature. 1998. - Vol. 396. - P. 643-649.

197. Leonardis, S.D. Purification and characterization of an ascorbate peroxidase from ' potato tuber mitochondria / S.D. Leonardis, N. Dipierro, S. Dipierro // Plant Physiol. Biochem. -2000. Vol. 38. -P.773-779.

198. H2O2 from the oxidative burst orchestrates the plant hypersensitive disease resistance response / A. Levine, R. Tenhaken, R. Dixon, C. Lamb // Cell. 1994. - Vol. 79.-P. 583-593.

199. Differences in the activities of some antioxidant enzymes and in H2O2 content during rhizogenesis and somatic embryogenesis in callus cultures of the ice plant / M. Libik, R. Konieczny, B. Pater et al. // Plant Cell Rep. 2005. - Vol. 23. - P. 834-841.

200. Lin, C.C. Effect of NaCl stress on H202 metabolism in rice leaves / C.C. Lin, C.H. Kao//PlantGrowthRegul.-2000.-Vol. 30.-P. 151-155.

201. Lin, C.L. Cell wall peroxidase activity, hydrogen peroxide level and NaCl-inhibited root growth of rice seedlings / C.L. Lin, C.H. Kao // Plant Soil. 2001. - Vol. 230.-P. 135-143.

202. Liochev, S.I. Modulation of the Fumarases of Escherichia coli in Response to Oxidative Stress / S.I. Liochev, I. Fridovich // Arch. Biochem. Biophys. 1993. - Vol. 301.-P. 379-384.

203. Liu, R. Elevated superoxide production by active H-ras enhances human lung WI-38VA-13 cell proliferation, migration and resistance to TNF-a / R. Liu, B. Li, M. Qiu // Oncogene. 2001. - Vol. 20. - P. 1486-1496.

204. Induction of thermotolerance in potato microplants by acetylsalicylic acid and H202 / H. Lopez-Delgado, J. Dat, C. Foyer et al. // J. Exp. Bot. 1998. - Vol. 49. - P. 713-720.

205. Lopez-Lazaro, M. Dual role of hydrogen peroxide in cancer: Possible relevance to cancer chemoprevention and therapy / M. Lopez-Lazaro // Cancer Lett. 2007. - Vol. 252.-P. 1-8.

206. Callus cell wall phenolics and plant regeneration ability / V. Lozovaya, T. Gorshkova, E. Yablokova et al.// J. Plant. Physiol.-1996.-Vol. 148.-P. 711-717. і

207. Cold alkali can extract phenolic acids that are ether linked to cell wall components in dicotyledonous plants (buckwheat, soybean and flax) / V.V. Lozovaya, T.A. Gorshkova, E.V. Yablokova et al. // Phytochemistry. 1999. - Vol. 50, N 3. - P. 395400.

208. Lu^ C: Somatic embryogenesis in Zea mays L. / C. Lu, P. Ozias-Akiris // Theor. Appl. Genet. 1982. - Vol. 62. -P.109-112.

209. Luo, J.P. Enhanced somatic embryogenesis by salicylic acid of Astragalus adsurgens Pall.: relationship with H202 production and H202-metabolizing enzyme activities / J.P. Luo, S.T. Jiang, L.J. Pan // Plant Sci. -2001. Vol. 161. - P. 125-132.

210. MacRae, E.A. Changes in catalase activity and hydrogen peroxide concentration in plants in response to low temperature / E.A. MacRae, I.B. Ferguson // Physiol. Plant. -1985.-Vol. 65, N1.-P. 51-56.

211. Makowczynska, J. Cream-coloured and green-coloured lines of the nonmorphogenic callus of Plantago asiatica L. ultrastructure analysis / J. Makowczynska, E. Andrzejewska-Golec, K. Marek // Acta Soc. Bot. Pol. - 2005. - Vol. 74, N3.-P. 187-192.

212. Malabadi, R.B. Role of antioxidants and amino acids on somatic embryogenesis of Pinuspatula / R.B. Malabadi, J. Van Staden // In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 2005. -Vol. 41, N2.-P. 181-186.

213. Martens, S. Multifunctional flavonoid dioxygenases: flavonol and anthocyanin biosynthesis in Arabidopsis thaliana L. / S. Martens, A. PreuP, U. Matern // Phytochemistry. 2010. - Vol. 71. - P. 1040-1049.

214. Controlled levels of salicylic acid are required for optimal photosynthesis and " redox homeostasis / A. Mateo, D. Funck, P. Muhlenbock et al. // J. Exp. Bot. 2006. -Vol. 57.-P. 1795-1807.

215. Glutathione homeostasis in plants: implications for environmental1 sensing and plant development / M.J. May, T. Vernoux, C. Leaver et al. // J. Exp. Bot. 1998. - Vol. 49.-P. 649-667.

216. Mehdy, C.M. Active oxygen species in plant defense against pathogens / C.M. Mehdy // Plant Physiol. 1994. - Vol. 105. - P. 467-472.

217. Meister, A. Glutathione metabolism and its selective modification / A. Meister // J. Biol. Chem. 1988. - Vol. 263. - P. 17205-17208.

218. The promoter of tobacco Tnt 1 retrotransposon is induced by wounding and by abiotic stress / C. Mhiri, J-B. Morel, S. Vernehettes et al. // Plant Mol. Biol. 1997. -Vol. 33, N2.-P. 257-266. ' ' • ■

219. Micke, A. Induced mutation / A. Micke, B. Donini // In: Hayward M.D. (ed.) Plant Breeding Principles and Prospects. 1993. - P. 52-62.

220. Mitteler, R. Oxidateve stress, antioxidants, and stress tolerance / R. Mitteler // Trends Plant Sei. 2002. - Vol. 7. - P. 405-409.

221. Miyake, C. Purification and molecular properties of thylakoidDbound ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts / C. Miyake, W.DH. Cao, K. Asada // Plant Cell Physiol. 1993. - Vol. 34. - P. 881-889.

222. Kinetic analysis and mechanistic aspects of autoxidation of catehins / M. Mochizuki, S. Yamazaki, K. Kano, T. Ikeda // Biochim. Biophys. Acta. 2002. - Vol. 1569.-P. 35-44.

223. Möller, I.M. Oxidative modifications to cellular components in plants / I.M. Möller, P.E. Jensen, A. Hansson // Annu. Rev. Plant Biol. 2007. - Vol. 58. - P. 459481.

224. Morishita, T. The contribution of polyphenols to antioxidative activity in common buckwheat and tartary buckwheat grain / T. Morishita, H. Yamaguchi, K. Deg // Plant Prod. Sei. 2007. - Vol. 10. - P. 99-104.

225. Mostowska, A. Reakcje aparatu fotosyntetycznego na stress oksydacyjny / A. Mostowska, E.A. Gwozdz // Post. Biol. Kom. 1995. - Vol. 1. - P. 43-58.

226. Moustafa, R.A.K. The effect of gamma radiation and jV-ethyl-iV-nitrosourea on cultured maize callus growth and plant regeneration / R.A.K. Moustafa; DiR. Duncan, J.M. Widholm // Plant Cell Tissue Organ Cult. 1989. - Vol. 17, N 2. - P. 121-132.

227. Redox regulation of renal DNA syntesis, transforming growth factor-ßl and collagen gene expression / K.A. Nath, J. Grande, A. Croatt et al. // Kidney Int. 1998. -Vol. 53.-P. 367-381.

228. Renal oxidant injury and oxidant response induced by mercury / K.A. Nath, A. J. Croatt, S. Likely et al. // Kidney Int. 1996. - Vol. 50. - P. 1032-1043.

229. Hydrogen peroxide and nitric oxide as signalling molecules in plants / S.J. Neill, R. Desikan, A. Clarke et al. // J. Exp. Bot. 2002. - Vol. 53. - P. 1237-1247.

230. Differential modulation of normal and tumor cell proliferation by reactive oxygen species / C. Nicco, A. Laurent, C. Chereau et al. // Biomed. Pharmacother. 2005. - Vol. 59.-P. 169-174.

231. Noctor, G. Ascorbate and glutathione: keeping active oxygen under control / G. Noctor, C.H. Foyer // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1998. - Vol. 49. - P. 249-279,

232. Glutathione: biosynthesis, metabolism and relationship to stress tolerance explored in transformed plants / G. Noctor, A.C.M. Arisi, L. Jouanin et al. // J. Exp. Bot. 1998. -Vol. 49.-P. 623-647.

233. Roles of reactive oxygen species and antioxidant enzymes in murine daunomycin induced nephropathy / T. Ohtake, M. Kimura, M. Nishimura, A. Hishida // J. Lab. Clin. Med.-1997.-Vol. 129.-P. 81-88.

234. Orozco-Cardenas, M. Hydrogen peroxide is generated systemically in plant, leavas by wounding and systemin via the octadecaoid pathway / M. Orozco-Cardenas, C.A. Ryan//PNAS.- 1999.-Vol. 96.-P. 653-6557.- .- '

235. Understanding mechanisms of novel gene expression in polyploids / T. Osborn, J.C. Pires, J.C. Birchler, et al. // Trends Genet. 2003. - Vol. 19. - P. 141-147.

236. Tissue-specific isoforms of catalase subunits in castor bean seedlings / Y. Ota, T. Ario, K. Hayashi et al. // Plant Cell Physiol. 1992 - Vol. 33. - P. 225-232.

237. Ozias-Akins, P. Somatic embryogenesis in Arachis hypogaea L.:rgenotype comparison / P. Ozias-Akins, W.F. Anderson, C.C. Holbrook // Plant Sci. 1992. - Vol. 83.-P. 103-111.

238. Papadakis, A.K. Reduced activity of antioxidant machinery is correlated with suppression of totipotency in plant protoplasts / A.K. Papadakis, C.I. Siminis, K.A. Roubelakis-Angelakis // Plant Physiol. 2001. - Vol. 126. - P. 434-444.

239. Papadakis, A.K. The generation of active oxygen species differs in tobacco and grapevine mesophyll protoplasts / A.K. Papadakis, K.A. Roubelakis-Angelakis // Plant Physiol. 1999. - Vol. 121. - P. 197-205.

240. Complementary interactions between oxidative stress and auxins control plant growth responses at plant, organ, and cellular level / T. Pasternak, G. Potters, R. Caubergs et al. // J. Exp. Bot. -2005. Vol. 56. - P. 1991-2001.

241. Linked activation of cell division and oxidative stress defense in alfalfa leaf protoplast-derived cells is dependent on exogenous auxin / T.P. Pasternak, K. Otvos, M. Domoki, A. Feher//Plant Growth Regul. 2007. - Vol. 51.-P. 109-117.

242. Pastori, G.M. Post-transcriptional regulation prevents accumulation of glutathione reductase protein and activity in the bundle sheath cells of maize / G.M. Pastori, P.M. Mullineaux, C.H. Foyer // Plant Physiol. 2000. - Vol. 122. - P. 667-676.

243. Impact of postanoxia stress on membrane lipids of anoxia-pretreated potato cells. A reappraisal / D. Pavelic, S. Arpagaus, A. Rawyler, R. Braendle // Plant Physiol. -2000.-Vol. 124.-P. 1285-1292.

244. Effect of the in vivo catalase inhibition on aminonucleoside ■ nephrosis / J. Pedraza-Chaverri, M. Granados-Silvestre, O.N. Medina-Campos, R. Hernandez-Pando // Free Radie. Biol. Med. 1999. - Vol. 27. - P. 245-253.

245. Perrot-Rechenmann, С. Cellular responses to auxin: division versus expansion / C. Perrot-Rechenmann // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. / Eds Estelle M., Weijers D., Ljung K., Leyser O. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2010. - P. 1-15.

246. Persinger, S.M. Isolation and characterization of hormone-autonomous tumors of Arabidopsis thaliana / S.M. Persinger, C.D. Town // J. Exp. Bot. 1991. - Vol. 42. - P. 1363-1370.

247. Evidence for chilling-induced oxidative stress in maize seedlings and a regulation role for hydrogen peroxide / K.T. Prasad, M.D. Anderson, B.A. Martin, C.R. Stewart // Plant Cell. 1994. - Vol. 6. - P. 65-74.

248. Active and inhibited human catalase structures: ligand and NADPH binding and catalytic mechanism / C.D. Putnam, A.S. Arvai, Y. Bourne, J.A. Tainer // J. Mol. Biol. -2000. Vol. 296, N 1. - P. 295-309.

249. Isolation and characterization of arabidopsis mutants with enhanced tolerance to oxidative stress / M.K. Quershi, V. Radeva, T. Genko et al. // Acta Physiol. Plant. -2011.-Vol. 33.-P. 375-382.

250. Raghavan, V. Embryo culture / V. Raghavan, P.S. Srivastava // In: Johri, В. M., ed. Experimental embryology of vascular plants / Berlin: Springer-Verlag,-1982. P.\.v-,4• i -s 1195.230/

251. Raskin, I. Role of salicylic acid in plants /1. Raskin // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1992. - Vol.43. -P.439-463.

252. Specific checkpoints regulate plant cell cycle progression in response to oxidative stress / J-P. Reichheld, T. Vernoux, F. Lardon et al. // Plant J. 1999. ь Vol; >17, N 6. -P. 647-656.

253. Reinert, J. Plant cell and tissue culture. A laboratory manual / J. Reinert, M.M. Yeoman. Berlin: Springer Verlag, 1982. - 81 p.

254. Hydrogen peroxide: a key messenger that modulates protein phosphorylation through cysteine oxidation / S.G. Rhee, Y.S. Bae, S.R. Lee et al. // Sci STKE 2000. -Vol. 53.-P. 1.

255. Rice□ Evans, C.A. Antioxidant properties of phenolic compounds / C.A. RiceDEvans, N.J. Miller, G. Paganga // Trends Plant Sci. 1997. - Vol. 2. - P. 152-159.

256. Riou-Khamlichi, C. Cytokinin activation of Arabidopsis cell division through a D-type cyclin / C. Riou-Khamlichi, R. Huntley, J.A.H. Murray // Science. -. 1999. Vol. 283.-P. 1541-1544.

257. Cadmium-induced subcellular accumulation of 02~ and H202 in pea leaves / M.C. Romero-Puertas, M. Rodriguez-Serrano, F.J. Corpas et al. // Plant Cell Environ. 2004. -Vol. 27, N9.-P. 1122-1134.

258. Relation between active oxygen species, lipid peroxidation, necrosis and phytoalexin production by elicitors in Nicotiuna / C. Rusterucci, V. Stallaert, M.-L. Milatetal.//Plant Physiol.-1996.-Vol. 111.-P. 885-891.

259. Plant phenolic antioxidant and prooxidant activities: phenolics-induced oxidative damage mediated by metals in plants / Y. Sakihama, M.F. Cohen, S.C. Grace, H. Yamasaki // Toxicology. 2002. - Vol. 177. - P. 67-80.

260. Sarreb, D.A. Comparison of triploid and diploid cucumber in long-term liquid cultures / D.A. Sarreb, M. Ladyzynski, S. Malepszy // Plant Cell Tissue Organ Cult. -2002.-Vol. 71.-P. 231-235.

261. Alkylperoxyl radical-scavenging activity of various flavonoids and other phenolic compounds: implications for the anti-tumor-promoter effect of vegetables / T. Sawa, M. Nakao, T. Akaike et al. // J. Agric. Food Chem. 1999. - Vol. 47. - P. 397-402^

262. Scandalios, J.G. Genetic control of multiple molecular forms of catalase in maize / J.G. Scandalios // Ann. NY Acad. Sci. 1968. - Vol. 151. - P. 274-293.

263. Scandalios, J.G. Oxidative stress responses-what have genome-scale studies taught us?/J.G. Scandalios//Genome Biology.-2002.-Vol. 3.-P. 1019.1-1019.6.

264. Scandalios, J.G. Regulation and properties of plant catalases / J.G. Scandalios // Causes of photooxidative stress and amelioration of defense systems in plants / Eds. C.H. Foyer, P.M. Mullineaux. Boca Raton: CRC Press, 1994. - P. 275-315.

265. Serbinova, E.A. Antioxidant properties of a□ tocopherol and aDtocotrienol / E.A. Serbinova, L. Packer // Methods Enzymol. 1994. - Vol. 234. - P. 354-366.

266. Shannon, L.M. Plant isoenzymes / L.M. Shannon // Annu. Rev. Plant Physiol. -1986.-Vol. 5, N2.-P. 187-204.

267. Sheridan, W.M.F. Long term callus cultures of Lilium: Relative stability of the karyotype / W.M.F. Sheridan // J. Cell. Biol. 1974. - Vol. 63. - P. 313.

268. Shewfelt, R.L. Toward a comprehensive model for lipid peroxidation in plant tissue disorders / R.L. Shewfelt, A.C. Purvis // HortScience. 1995. - Vol. 30 N 4. - P. 213-218.

269. Regulation and function of ascorbate peroxidase isoenzymes / S. Shigeoka, T. Ishikawa, M. Tamoi et al. // J. Exp. Bot. 2002. - Vol. 53. - P. 1305-1319.

270. Inhibition of catalase activity by oxidative stress and its relationship to salicylic acid accumulation in plants / I.-S. Shim, Y. Momose, A. Yamamoto et al. / Plant Growth Regul.-2003.-Vol. 39.-P. 285-292.

271. Shukla, A. Cytokinin metabolism and cetokinin oxidase and adenine phosphoribosyktransferase activity in male sterile Brassica napus leaves / A. Shukla, V.K. Sawhney // Phytochemistry. 1997. - Vol. 44. - P. 377-381.

272. Shulaev, V. Metabolic and proteomic markers for oxidative stress. New tools for reactive oxygen species research / V. Shulaev, D.J. Oliver // Plant Physiol. 2006. - Vol. 141.-P. 367-372.

273. Siminis, C.I. Catalase is differentially expressed in dividing and nondividing protoplasts / C.I. Siminis, A.K. Kanellis, K.A. Roubelakis-Angelakis // Plant Physiol. -1994.-Vol. 105.-P. 1375-1383.

274. Singer, S.R. Transport of the herbicide 3-amino-l,2,4-triazole by cultured tobacco cells and leaf protoplasts / S.R. Singer, C.N. McDaniel // Plant Physiol. 1982. - Vol. 69, N6.-P. 1382-1386.

275. Expression of antioxidant enzymes in rat kidney during ischemia-reperfusion injury /1. Singh, S. Gulati, K. Orak, A.K. Singh // Mol. Cell. Biochem. 1993. - Vol. 125.-P. 97-104.

276. Metabolic adaptations to arsenic-induced oxidative stress in Pier is vittata L and Pteris ensiformis L / N. Singh, L.Q. Ma, M. Srivastava, B. Rathinasabapathi // Plant Sci. 2006. - Vol. 170. - P. 274-282.

277. Singleton, V.L. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phoungstic acid reagent / V.L. Singleton, J.A. Rossi // Am. J, Enol. Vitic. 1965. - Vol. 16. - P. 144-158.

278. The role of hydrogen peroxide in regulation of plant metabolism and cellular signalling in response to environmental stresses /1. Slezak, M. Libik, B. Karpinska et al. //Acta Biochim. Pol. 2007. - Vol. 54. - P. 39-50.

279. Smirnoff, N The function and metabolism of ascorbic acid in plants / N. Smirnoff // Ann. Bot. 1996. - Vol. 78. - P. 661-669.

280. Smirnoff, N. Ascorbic acid: metabolism and functions of a multi-facetted molecule / N. Smirnoff// Curr. Opin. Plant Biol. 2000. - Vol. 3. - P. 229-235.

281. Smith, D.L. Somatic proembryo production from excised, wounded zygotic carrot embryos on hormone-free medium: evaluation of the effects of pH, ethylene and activated charcoal / D.L. Smith, A.D. Krikorian // Plant Cell Rep. 1990. - Vol. 9. -P. 468-470.

282. Songstad, D.D. Factors influencing somatic embryo induction from orchardgrass anther cultures / D.D. Songstad, B. Conger // Crop. Sci. 1988. - Vol. 28, N 6. - P. 1006-1009.

283. Coupling cell division and cell death to microtubule dynamics / P.K. Sorger, M. Dobles, R. Tournebize, A.A. Hyman // Curr. Opin. Cell Biol. 1997. - Vol. 9. - P. 807814.

284. Storchova, Z. From polyploidy to aneuploidy, genome instability and cancer / Z. Storchova, D. Pellman // Mol. Cell Biol. 2004. - Vol. 5. - P. 45-54.

285. Sussex, I.M. The origin and morphogenesis of Eucalyptus cell populations / I.M. Sussex // Proceedings International Conference on Plant Tissue Culture / Eds. P.R. White, A.R. Grove. -Berkeley: McCutchan, 1965.-P. 383-391.

286. The role of oxidative stress induced by growth regulators in the regeneration process of wheat / M. Szechynska-Hebda, E. Skrzypek, G. Dabrowska et al. // Acta Physiol. Plant. 2007. - Vol. 29. - P. 327-337.

287. Post-transcriptional control of increased hepatic catalase gene expression in response to oxidative stress / L. Tacchini, G. Pogliaghi, L. Radice et al. // Redox Report. -1996.-Vol. 2.-P. 273-278.

288. Takahama, U. A peroxide/phenolics/ascorbate system can scavenge hydrogen peroxide in plant cells / U. Takahama, T. Oniki // Physiol. Plant. Vol. 1997. - Vol. 101. -P. 845-852.

289. Tang, W. Increase of polyphenol oxidase and decrease of polyamines correlate with tissue browning in Virginia pine (Pinus virginiana Mill.) / W. Tang, R.J. Newton // Plant Science-2004. -Vol. 167. P. 621-628.

290. Tang, W. Polyamines reduce salt-induced oxidative damage by increasing the activities of antioxidant enzymes and decreasing lipid peroxidation in Virginia pine / W. Tang, R.J. Newton // Plant Growth Regul. 2005. - Vol. 46. - P. 31-43.

291. Clustering of microarray data reveals transcript patterns associated with somatic embryogenesis in soybean / F. Thibaud-Nissen, R.T. Shealy, A. Khanna, L.O. Vodkin // Plant Physiol.-2003.-Vol. 132, N l.-P. 118-136.

292. Thompson, C.B. Apoptosis in the pathogenesis and treatment of disease / C.B. Thompson.//Science.-1995.-Vol. 267.-P. 1456-1462. .

293. Thompson, J.E. The role of free radicals in senescence and wounding / J.E. Thompson, R.L. Ledge, R.F. Barber // New Phytol. 1987. - Vol. 105. - P. 317-344.

294. Touraev, A. Initiation of microspore embryogenesis by stress / A. Touraev, O. Vicente, E. Heberle-Bors // Trends Plant Sci. 1997. - Vol. 8. - P. 297-302.

295. Stress as a major signal controlling the developmental fate of tobacco microspores: towards a unified model of induction of microspore/pollen embryogenesis / A. Touraev, M. Pfosser, O. Vicente et al. // Planta. 1996. - Vol. 200. - P. 144-212

296. Genotype, ploidy and physiological state in relation to isoperoxidases in Nicotiana / T.H. Trinh, Th. Gaspar, K.T.T. Van et al. // Physiol. Plant. 1981. - Vol. 53. - P. 153157.

297. Processing of a chimeric protein in chloroplasts is different in transgenic maize and tobacco plants / F. Van Breusegem, S.Kushnir, L.Slooten et al // Plant Mol. Biol. -1998.-Vol. 38.-P. 491-496.

298. The role of active oxygen species in plant signal transduction / F. Van Breusegem, E. Vranova, J.F. Dat et al. // Plant Science. 2001. - Vol. 161. -P. 405-414.

299. Van Breusegem, F. Reactive Oxygen species in plant cell death / F. Van Breusegem, J.F. Dat //Plant Physiol.-2006. -Vol. 141. -P. 384-390.—- ^ ¡-.v. ■ '

300. Vasil, I.K. Regeneration of plants from single cells of cereals and grasses / I.K. Vasil // Genetic engineering in eukaryotes / Eds. P.F. Lurquin, A. Kleinhofs. Plenum Publishing Corporation, 1983. - P. 233-251.

301. Vasil, V. Somatic embryogenesis and plant regeneration from suspension cultures of pearl millet (Pennisetum americanum) / V. Vasil, I.K. Vasil // Ann. Bot. 1981. -Vol. 47.-P. 669-678.

302. Hydrogen peroxide stimulates tyrosine phosphorylation of focal adhesion kinase in vascular endothelial cells / S. Vepa, W.M. Scribner, N.L. Parinandi et al. // Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 1999. - Vol. 277. - P. 150-158.

303. Veramendi, J. Influence of physical conditions of nutrient medium and sucrose on somatic embryogenesis of date palm / J. Veramendi, L. Navarro // Plant Cell Tissue Organ Cult. Vol. 45, N 2. - P. 159-164.

304. Verhagen, S.A. Norway spruce somatic embryogenesis: high-frequency initiation from light-cultured mature embryos / S.A. Verhagen, S.R. Wann // Plant Cell Tissue Organ Cult.- 1989.-Vol. 16.-P. 103-111.

305. Verma, S. Lead toxity induces lipid peroxidation and alert the activities of antioxidant enzymes in grooving rice plants / S. Verma, R.S. Dubey // Plan. Sci. 2003. -Vol. 164.-P. 645-655.

306. Volk, S. Photoinactivation of catalase at low temperature and its relevance to photosynthetic and peroxide metabolism in leaves / S. Volk, J. Feierabend // Plant Cell Environ. 1989. - Vol. 12, N 7. - P. 701-712.

307. Vranova, E. Signal transduction during oxidative stress / E. Vranova, D. Inze, F. Van Breusegem // J. Exp. Bot. 2002. - Vol. 53. - P. 1227-1236.

308. Wacksman, J.T. DNA methylation and the association between genetic and epigenetic changs: relation to carcinogenesis / J.T. Wacksman // Mutat. Res. 1997. -Vol. 375.-P. 1-8.

309. Wallace, G. Phenolic components of the plant cell wall / G. Wallace, S.C. Fry // Int. Rev. Cytology. 1994. - Vol. 151. - P. 229-267.

310. Expression of a sulphur-rich sunflower albumin gene in transgenic tall fescue (Festuca arundinacea Schreb.) plants / Z.Y. Wang, X.D. Ye, J. Nagel et al. I I Plant Cell Rep. -2001. Vol. 20. -P. 213-219.

311. Waris, G. Reactive oxygen species: role in the development of cancer and various chronic conditions. / G. Waris, H. Ahsan // J. Carcinogenesis. 2006. - Vol. 5. - P. 1421.

312. Wendel, J.F. Genome evolution in polyploids / J.F. Wendel // Plant Mol. Biol. -2000. Vol. 42. - P. 225-249.

313. Deposition pattern of hydrogen peroxide in the leaf sheaths of rice under salt stress / S.G. Wi, B.Y. Chung, J.-H. Kim et al. // Biol. Plant. 2006. - Vol. 50, N 3. - P. 469472.

314. Catalase is a sink for H2O2 and is indispensable for stress defense in C3 plants / H. Willekens, S. Chamnongpol, M. Davey et al. // EMBO J. 1997. - Vol. 16. - P. 48064816.

315. Catalase in plants / H. Willekens, D. Inze, M. Van Montagu, W. Van Camp // Molecular Breeding. 1995. - Vol. 1. - P. 207-228.

316. Wilson, D.O. The lipid peroxidation model of seed ageing / D.O. Wilson, M.B. McDonald // Seed Science Technol. 1986. - Vol. 14. - P. 269-300.

317. Wingate, V.P.M. Glutathione causes a massive and selective induction of plant defence genes / V.P.M. Wingate, M.A. Lawton, C.J. Lamb // Plant Physiol. 1988. -Vol. 87.-P. 206-210.

318. Wiseman, H. Damage to DNA by reactive oxygen and nitrogen species: role in inflammatory disease and progression of cancer / H. Wiseman, B. Halliwell // Biochem. -1996. Vol. 313, № 1. - P. 17-29.

319. Reversing the inactivation of peroxiredoxins caused by cysteine sulfinic acid formation / H.A. Woo, H.Z. Chae, S.C. Hwang et al. // Science. 2003. - Vol. 300. -P.653-656.

320. Activation of host defense mechanisms by elevated production of H2O2 in transgenic plants / G. Wu, B.J. Shortt, E.B. Lawrence, J. Leon et al. // Plant Physiol. -1997.-Vol. 115.-P. 427-435.

321. Evidence for a mechanically induced oxidative burst / T. Yahraus, S. Chandra, L. Legendre, P.S. Low // Plant Phsiol. 1995. - Vol. 109. - P. 1259-1266.

322. Yamaguchi, K. A novel isoenzyme of ascorbate peroxidase localized on glyoxysomal and leaf peroxisomal membranes in pumpkin / K. Yamaguchi, H. Mori, M. Nishimura // Plant Cell Physiol. 1995. - Vol. 36. - P. 1157-1162.

323. Yeoman, M.M. Cell proliferation and growth in callus cultures / M.M. Yeoman, E. Forche // Perspectives in plant cell and tissue culture. Int. Revue Cytol. /1. K. Vasil (ed.), 1980.-11A.-P. 1-24.

324. Yi, K.-A. Regulation of ascorbate peroxidase activity in dark-grown radish cotyledons by a catalase inhibitor, 3-amino-l,2,4-triazole / K.-A. Yi, Y.-N. Hong, C.-D. Jin // J. Plant Biol. 1997. - Vol. 40. - P. 279-287.

325. Expression of spinach ascorbate peroxidase isoenzymes in response to oxidative stresses / K. Yoshimura, Y. Yabuta, T. Ishikawa, S. Shigeoka // Plant Physiol. 2000. -Vol. 123.-P. 223-233.

326. Role of intrinsic antioxidant enzymes in renal oxidant injury / T. Yoshioka, T. Bills, T. Moore-Jarett et al. // Kidney Int. 1990. - Vol. 38. - P. 282-288.

327. Zhang, J. Enzymatic responses of the ascorbate-glutatione cycle to drought in sorghum and sunflower plants / J. Zhang, M.B. Kirkham // Plant Sci. 1996. - Vol. 113. -P. 139-147.

328. Reduced-oxidized glutathione status as a potential index of oxidative stress in mature cereal grain / H. Zielinski, J. Honke, A. Troszynska, H. Kozlowska // Cereal Chem. 1999. - Vol. 76, N 6. - P. 944-948.1. J41 ^^

329. Zink, D. Nuclear structure in cancer cells / D. Zink, A.H. Fischer, J.A. Nickerson // Nat. Rev. Cancer. 2004. - Vol. 4. - P. 677-687.

Информация о работе

Сибгатуллина, Гузель Валерьевна
кандидата биологических наук
Казань, 2011
ВАК 03.01.05

Диссертация

Редокс-метаболизм каллусов гречихи, отличающихся по морфогенной способности - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы