Особенности морфогенеза некоторых видов луков подрода Melanocrommyum в культуре in vitro

Полубоярова, Татьяна Владимировна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Особенности морфогенеза некоторых видов луков подрода Melanocrommyum в культуре in vitro
ВАК РФ 03.02.01, Ботаника

Автореферат диссертации по теме "Особенности морфогенеза некоторых видов луков подрода Melanocrommyum в культуре in vitro"

На правах рукописи

005007514

ПОЛУБОЯРОВА Татьяна Владимировна

ОСОБЕННОСТИ МОРФОГЕНЕЗА НЕКОТОРЫХ ВИДОВ ЛУКОВ ПОДРОДА MELANOCROMMYUM В КУЛЬТУРЕ IN VITRO

03.02.01 - «Ботаника»

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

,1 2 ЯН8 2G12

Новосибирск -2011

005007514

Работа выполнена в Учреждении Российской академии наук Центральном сибирском ботаническом саду СО РАН, г. Новосибирск.

Научный руководитель — доктор биологических наук, с.н.с.

Новикова Татьяна Ивановна.

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

Черемушкина Вера Алексеевна; доктор биологических наук, с.н.с. Мочалова Ольга Владимировна.

Ведущая организация — Ботанический институт им. B.JI. Комарова РАН, г. Санкт-Петербург.

Защита состоится 17 января 2012 г. в 1230 часов на заседании совета Д 003.058.01 по защите докторских и кандидатских диссертаций при Учреждении РАН Центральном сибирском ботаническом саде СО РАН по адресу. 630090, Новосибирск-90, ул. Золото долинская, 101. Факс:(383)330-19-86. E-mail: botgard@ngs.ru. Сайт в Интернете: http://csbg.narod.ru.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения РАН Центрального сибирского ботанического сада СО РАН.

Автореферат разослан 14 декабря 2011 г.

Ученый секретарь совета, доктор биологических наук

Ершова Э.А.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы. Культура клеток высших растений представляет собой уникальную модель для исследования фундаментальных основ морфогенеза растений (Бутенко, 1999; Батыгина, 2000; Батыгина, Васильева, 2002). Морфогенетиче-ский потенциал растительной клетки проявляется в системах in vitro в более широком диапазоне, чем in vivo (Журавлев, Омелько, 2008), что позволяет использовать эти системы для решения широкого круга фундаментальных и прикладных задач.

Дикорастущие виды подрода Melanocrommyum Webb et Berth, рода Allium L., ценные лекарственные и пищевые растения, широко известны своими высокими декоративными качествами, позволяющими их использовать в ландшафтном дизайне и флористике. В условиях интродукции, их массовое размножение, как и многих других геофитов, осложнено особенностями жизненного цикла: растения из семян развиваются медленно и достигают генеративного состояния через 6-8 лет. Вегетативное размножение отсутствует или выражено слабо. У некоторых видов подрода в течение вегетационного периода материнская луковица может формировать одну, в редких случаях две дочерние. Использование методов культуры тканей растений позволяет не только решить проблему массового воспроизводства высоко декоративных луков, но и исследовать особенности процессов морфогенеза в условиях in vitro, что является одной из фундаментальных задач биологии развития.

Несмотря на значительное количество публикаций по клональному микроразмножению луков, большинство работ касается технологии массового воспроизводства ценных пищевых сортов Allium сера, A. sativum и др. (Martin-Urdiroz et al., 2004; Gantait et al., 2010). Исследования по микроразмножению декоративных видов подрода Melanocrommyum немногочисленны (Каменецкая, Рахимбаев, 1984; Inagaki et al., 1992; 1994; Susek et al., 2002). Данные о локализации инициальных клеток регенерантов, их тканевой принадлежности, способности к детерминации и последующей дифференциации практически отсутствуют.

Цели и задачи исследования. Цель работы - выявление особенностей морфогенеза луков подрода Melanocrommyum в условиях in vitro и разработка эффективных технологий их клонального микроразмножения.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

- изучить биологические особенности Allium altissimum и A. giganteum при интродукции в лесостепных условиях Западной Сибири;

- разработать способы получения асептической культуры различных типов эксплантов (семян, фрагментов луковиц с частью донца и почки возобновления, флоральных органов) видов A. aflatunense, A. altissimum, A. decipiens, A. giganteum, A. karataviense, A. schubertii, A. sewerzowii;

- определить оптимальные составы питательных сред и условия культивирования на всех этапах размножения in vitro;

- изучить морфогенетические потенции различных эксплантов в зависимости от концешраций и комбинаций регуляторов роста;

- выявить особенности процесса инициации и развития побеговых структур A. altissimum в культуре in vitro из флоральных тканей.

Защищаемые положения:

1. Наибольший морфогенный потенциал в культуре in vitro проявляют изолированные за 1-2 дня до раскрытия покрывала бутоны среднего яруса A. altis-simum, для выявления степени развития которых, можно использовать в качестве маркерного морфологический признак - длину столбика пестика.

2. Регенерация побегов A. altissimum при культивировании in vitro бутонов среднего яруса происходит из меристематического слоя, образующегося de novo из клеток эпидермы тычиночных нитей в области их срастания с листочком околоцветника.

Научная новизна. Впервые исследованы различные морфогенетические реакции изучаемых видов луков в зависимости от сочетания эндогенных и экзогенных факторов, включающих генотип растения-донора, тип исходного экспланта, сроки его изоляции, действие регуляторов роста, компонентов питательных сред, а также условий культивирования. Установлен диагностический признак развития женских репродуктивных структур A. altissimum -длина столбика пестика, служащий маркером для определения оптимальной стадии для введения бутонов в культуру ткани. Впервые выявлено стимулирующее действие ретарданта триапентинола на морфогенез луков в культуре in vitro из различных типов эксплантов. Впервые на основании цитоморфоло-гических и гистологических исследований проведено детальное изучение органогенеза in vitro побегов A. altissimum из флоральных органов на основе современных концепций компетенции, детерминации и дифференциации тканей.

Практическая значимость. Разработаны протоколы клонального микроразмножения 7 высоко декоративных видов подрода Melanocrommyum: A, ajla-tunense, A. altissimum, A. decipiens, A.giganteum, A. karataviense, A. schubertii, A. sewerzowii, включающие способы стерилизации различных типов эксплантов, сроки введения в культуру in vitro, состав сред на всех этапах культивирования, условия адаптации ex vitro. Показано ускорение онтогенетического развития луков в условиях in vitro, что имеет важное значение для интродукции и селекции этих высоко декоративных видов. Полученные микроклоны поддерживаются в банке культур in vitro лаборатории биотехнологии ЦСБС.

Апробация работы. Основные результаты были представлены на I и II Всероссийской научно-практической конференции «Биотехнология как инструмент сохранения биоразнообразия растительного мира» (Волгоград, 2006, 2008); VI Международной научно-практической конференции «Проблемы Южной Сибири и Монголии» (Барнаул, 2007); 5th International Conference «Propagation of Ornamental Plants» (Sofia, Bulgaria, 2007); II (IV) Всероссийской молодежной научно-практической конференции «Перспективы развития и проблемы современной ботаники» (Новосибирск, 2010); Международной конференции «Морфогенез репродуктивных структур и роль стволовых клеток в онтогенезе», посвященная 50-летию лаборатории эмбриологии и репродуктивной биологии Ботанического института им. Комарова РАН (Санкт-Петербург, 2010); Всероссийской научно-практической конференции с международным участием, посвященной 350-летию г. Иркутска и 70-летию Ботанического сада

Иркутского государственного университета «Проблемы озеленения городов Сибири и сопредельных территорий» (Иркутск, 2011).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 9 работ, в том числе 5 в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, пяти глав, выводов, списка литературы, приложения. Работа изложена на 115 страницах, включает в себя 10 таблиц и 26 рисунков. Библиографический список включает 196 наименований, в том числе 162 на иностранных языках.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

В главе представлен краткий обзор литературных данных по современной таксономии подрода Melanocrommyum, морфологии и географическому распространению видов. Рассмотрена способность видов подрода к размножению традиционными методами. Представлен анализ возможностей использования биотехнологических методов для размножения декоративных растений, включая последние инновации - использование TCL-систем. Обсуждены современные представления о процессе органогенеза in vitro с позиций концепции компетенции, детерминации и дифференциации тканей. Приведены имеющиеся в литературе данные по применению методов клонального микроразмножения для воспроизводства пищевых луков. Обоснована необходимость проведения исследования морфогенетических потенций различных типов эксплантов декоративных луков подрода Melanocrommyum, особенностей начальных этапов органогенеза, что позволит не только разработать эффективные технологии микроразмножения ценных генотипов, но и расширит общие представления о регуляции морфогенеза луков.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Объектами исследования послужили 7 видов дикорастущих декоративных видов луков подрода Melanocrommyum: Allium aflatunense В. Fedtsch, A. altis-simum Regel, A. decipiens Fisch, ex Schult, A. karataviense Regel, A. schubertii Zucc., A. sewerzowii Regel, A. giganteum Regel, произрастающих на коллекционных участках лабораторий лекарственных растений и Гербарий ЦСБС СО РАН.

Интродукционные исследования проводили в течение 2008-2010 гг. на 25 зрелых генеративных особях двух модельных видов (A. altissimum, А. giganteum). При изучении сезонного роста и развития луков использовали методику фенологических наблюдений И.Н. Бейдеман (1974). Семенную продуктивность оценивали по общепринятым методикам (Вайнагий, 1974).

При проведении экспериментальных работ использовали методы культуры изолированных клеток, тканей и органов растений (Бутенко, 1964; Калинин и др., 1980).

В качестве эксплантов использовали семена, фрагменты луковиц (1/4 доли) с частью донца и почки возобновления, флоральные органы (цветоложе соцветий, бутоны, цветки).

Для получения асептических культур разработаны различные способы поверхностной стерилизации эксплантов с применением 70% этанола, 20% раствора Domestos, 0.2% раствора хлорида ртути (II), 2% раствора перманганата калия, 30% раствора перекиси водорода и их комбинаций.

При исследовании морфогенетических потенций в культуре in vitro различных типов эксплантов использовали питательные среды Данстена и Шорта (BDS) (Dunstan, Short, 1978) и Мурасиге и Скуга (MS) (Murashige, Skoog, 1962). В качестве регуляторов роста применяли 6-бензиламинопурин (БАП), кинетин (КН), нафтилуксусную кислоту (НУК), гибберелловую кислоту (ГК3), триапен-тинол (ТП), индолилуксусную (ИУК) и индолилмасляную кислоты (ИМК). Условия культивирования материала: 16-часовой фотопериод (16 ч свет, 8 ч темнота) при освещенности 4 клк и температуре 24-25°С. Часть экспериментов выполняли с использованием светового термостата фирмы RuMed (Германия) при температуре 5-7°С. Для адаптации побегов и луковиц к условиям ex vitro использовали различные типы субстратов (торф, мох, песок, вермикулит) и их смеси.

Визуальные наблюдения за процессами органогенеза из бутонов A. altis-simum проводили через каждые 2 недели в течение 2 месяцев культивирования. Часть материала фиксировали в растворе ФАА (70% этиловый спирт, формалин и ледяная уксусная кислота в соотношении 100:7:7) ежедневно в течение 2 недель культивирования, затем в конце третьей и четвертой недель. Постоянные препараты готовили по общепринятой цитологической методике (Паушева, 1988). Срезы толщиной 10-12 мкм получали на микротоме Microm HM 325 (Carl Zeiss) и окрашивали гематоксилином по Эрлиху с подкраской алциановым синим, после чего заключали в поливиниловый спирт "Mowiol" (Fluka, Германия). Анализ препаратов проводили с помощью микроскопов Axioplan 2 imaging (Carl Zeiss) и Axioskop-40, фотосъемку - камерой AxioCam MRc5 с использованием программы AxioVision 4.8 для получения, обработки и анализа изображений (ЦКП ЦСБС СО РАН). Оценку внешней морфологии эксплантов с индуцированными побегами проводили с помощью стереомикроскопа Carl Zeiss Stereo Discovery V 12 (с цветной цифровой программой AxioVision 4.8 для получения, обработки и анализа изображений), а также используя метод сканирующей электронной микроскопии (СЭМ). С этой целью фиксированный материал предварительно обезвоживали этанолом с постепенным повышением концентрации и ацетоном, высушивали в изоамиловом эфире уксусной кислоты на приборе Critical point drying, напыляли золотом и просматривали на микроскопе JSM-6390LA (Jeol, Hitachi) (ЦКП БИН РАН).

Все эксперименты проводили в 2-3-кратной повторности. Для статистической обработки данных использовали стандартные методики (Зайцев, 1984), а также пакет статистического анализа Microsoft Excel. В работе обсуждаются различия, достоверные при 95%-ном уровне значимости.

ГЛАВА 3. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ ВИДОВ ПОДРОДА MELANOCROMMYUM В УСЛОВИЯХ ЛЕСОСТЕПНОЙ ЗОНЫ ЗАПАДНОЙ СИБИРИ

Нами проведено изучение биологических особенностей двух модельных видов луков-анзуров - A. altissimum и A. giganteum при интродукции в лесостепную зону Западной Сибири. Фенологические наблюдения проводили с 2008 по 2010 гг. Если 2008, 2009 гг. были близки по температурным условиям, то 2010 год отличался холодной затяжной весной, а сумма положительных температур в мае и июне отличалась, например, от соответствующих месяцев 2008 г. более чем на 100 единиц. В развитии исследуемых нами видов луков отмечены следующие фенофазы: вегетация, бутонизация, цветение и плодоношение (рис. 1).

В 2010 г. произошел сдвиг по срокам на две недели на всех фазах развития изучаемых луков. Это связано с тем, что в этот год сумма положительных температур в апреле и мае, когда происходит интенсивное развитие растений, была намного ниже, чем в 2008, 2009 гг. Период вегетации в 2010 г. составил у A. altissimum - 60 дней, у A. giganteum - 69 дней, что на две недели меньше, чем в благоприятные годы. Холодные погодные условия 2010 г. сказались на биоморфологических параметрах - сократилась высота цветоносов, уменьшились диаметр соцветий, длина и ширина листьев. При этом растения проходили полный цикл развития, сохраняя эфемероидность.

Отмечено, что естественное возобновление A. altissimum и A. giganteum в условиях интродукции ограничено, так как виды характеризуются невысокой семенной продуктивностью и слабым вегетативным размножением. Перспективность декоративных луков подрода Melanocrommyum, необходимость их сохранения как эндемичных видов, ставит задачу разработки альтернативных способов размножения.

ГЛАВА 4. МОРФОГЕНЕТИЧЕСКИЕ РЕАКЦИИ РАЗЛИЧНЫХ ТИПОВ ЭКСПЛАНТОВ ПРЕДСТАВИТЕЛЕЙ ПОДРОДА MELANOCROMMYUM

В КУЛЬТУРЕ IN VITRO

4.1. Экспланты - семена

Для получения асептической культуры проводили стерилизацию семян A. altissimum, A. giganteum, A karataviense перед инокуляцией на среды. Наилучшие результаты получены при использовании двухступенчатой схемы стерилизации с применением 70% этанола и 0.2% раствора хлорида ртути (II), что позволило получить 93% неинфицированных семян. Семена исследуемых видов луков после созревания впадают в физиологический покой (Николаева, 1985; Kamenetsky, Gutterman, 2000), для преодоления которого нами использованы два подхода: действие регуляторов роста и подбор оптимальных температурных условий для прорастания.

2009

Апрель

Июнь

Июль

Май_

период вегетации

3цветение

Март период покоя бутонизация

схода снега

плодоношение

начало вегетации, появление цветочной стрелки, ^^ цветение, ^ плодоношение Рис. 1. Фенологические спектры А. altissimum (а) и А. giganteum (б)

По полученным данным ГК3 (1 мг/л) способствовала прорастанию семян А. altissimum после 1 года хранения. Количество проросших семян составило 26.3%, на безгормональной среде семена не проросли. Воздействие на А. giganteum было неэффективно: процент стимуляции прорастания семян ГК3 в используемой концентрации (1 мг/л) составил 15.9 %, что на 13.1% ниже, чем в контроле (BDS без регуляторов роста). При использовании ГК3 для проращивания семян А. karataviense процент стимуляции составил 11.8%, что на 2.3% выше, чем в контроле. Наилучшей средой для прорастания семян видов А. giganteum и А. altissimum, оказалась BDS, дополненная 2 мг/л БАП (количество проросших семян увеличилось по сравнению с безгормональным контролем на 13.3 и 33.9 % соответственно). В то же время, использование БАП в этой же

концентрации для проращивания семян A. karataviense не стимулировало, а угнетало прорастание семян.

Установлено, что оптимальной температурой для прорастания семян всех изученных видов является 5°С, высокие температуры (25°С) не способствуют процессу прорастания.

Исследованные виды луков показали зависимость каллусообразующей способности от сроков введения семенного материала в культуру. При посеве в феврале-марте и ноябре-декабре интенсивное каллусообразование наблюдалось на среде MS без добавления регуляторов роста у 10 % эксплантов A. altissimum и A. giganteum. Дня морфогенной дифференциации каллус перенесли на среды MS и BDS, дополненные: а) 0.3 мг/л НУК и 1 мг/л КН; б) 0.3 мг/л НУК и 2 мг/л БАП; в) 1 мг/л ИУК и 1 мг/л КН; г) 1 мг/л ИУК и 2 мг/л БАП; д) 2 мг/л БАП и 0.1 мг/л НУК. В результате наблюдали одновременное образование побегов, листьев и этиолированных почек. Из семян, введенных в культуру в другие месяцы, образовывались луковички. При использовании семян лука A. karataviense образование каллуса не наблюдали. При культивировании in vitro они формировали луковички.

Использование семян в качестве эксплантов для клонального микроразмножения луков оказалось не эффективным, поскольку процесс регенерации побегов у ряда видов (A. altissimum, A. giganteum) происходил через каллус, что нежелательно для размножения эндемичных видов. Для дифференциации побегов наилучшей оказалась среда BDS, содержащая 2 мг/л БАП и 0.1 мг/л НУК. В том случае, когда каллуса не образовывалось (как, например, у A. karataviense), в результате прорастания семени формировалась единственная луковичка, массового размножения не происходило, растение переходило в состояние покоя.

4.2. Экспланты - фрагменты луковиц с частью донца и почки возобновления

Исследования по введению в культуру размножению in vitro декоративных луков из фрагментов луковиц, содержащих часть донца и почки возобновления, выполнены на 6 видах: Allium aflatunense, A. altissimum, A. decipiens, A. karataviense, A. schubertii, A. sewerzowii.

Высокая степень контаминации подземных органов затрудняет введение в стерильную культуру исследуемых объектов. Наиболее эффективным оказался способ с использованием 2% раствора перманганата калия (30 мин), 70% раствора спирта (40-50сек) и 0.2% хлорида ртути (II) (20-25 мин), выход стерильных эксплантов составил 97%.

При культивировании экплантов на среде BDS, дополненной регуляторами роста, отмечали различные морфогенные реакции. У эксплантов A. altissimum, A. decipiens, A. schubertii, A. sewerzowii на среде BDS, дополненной 4.8 мг/л ТП, формировался каллус, в то время как у A. karataviense и A. aflatunense под воздействием этого же регулятора роста наблюдалась максимальная регенерация побегов (3.6 и 2.8 шт. на эксплант соответственно), минуя стадию каллусообразования. КН в концентрации 1 мг/л вызывал каллусообразование у A. sewerzowii и A. karataviense. Увеличение концентрации этого цитокинина до 2 мг/л стимулировало прямой органогенез побегов (геммогенез) у всех исследуемых видов. При

использовании БАП в концентрации 3 мг/л слабый морфогенный ответ наблюдали только у A. decipiens. Полученные данные показывают видоспецифичность морфогенетических реакций эксплантов на действие регуляторов роста.

Для дифференциации побегов использовали среду BDS, дополненную 1 мг/л ТП. Через 4-5 недель культивирования побеги пересаживали на среду для укоренения, дополненную 50 г/л сахарозы, 2 г/л активированного угля и 1 мг/л ИМК. Повышенное содержание сахарозы способствовало формированию крупных луковичек, которые отделяли через 4-5 недель. Попытки использования части луковичек как источников эксплантов для следующего цикла микроразмножения не привели к успеху, поскольку, как и в природных условиях, так и в культуре in vitro, после формирования луковицы впадают в покой. Хранение луковиц в стерильных условиях при пониженных температурах (5°С) в течение 2 месяцев позволяет преодолеть покой и использовать их в следующем цикле микроразмножения. Часть луковичек переносили в условия ex vitro, используя в качестве субстрата смесь вермикулита и торфа (1:1). После прохождения покоя в течение двух месяцев при 5°С отмечали отрастание первого листа.

Таким образом, разработанная методика микроразмножения in vitro декоративных эндемичных видов луков подрода Melanocrommyum позволяет получить из одной луковицы от 3 до 14 луковичек в зависимости от вида за 14-16 недель культивирования, в то время как в условиях интродукции одна материнская луковица в среднем за год дает 1-2 луковицы-детки.

4.3. Экспланты - флоральные органы

В работе использовали различные типы флоральных эксплантов: цветоложе соцветий, бутоны на разных стадиях развития, цветки. Стерилизацию проводили либо путем обжига закрытого покрывалом соцветия, предварительно обработанного этанолом, в пламени спиртовки, либо используя в качестве стерилизующего агента 0.2% раствор хлорида ртути (II) (7-9 мин). Последний способ оказался наиболее эффективным: выход стерильных эксплантов составил 100%.

При использовании цветоложа соцветий A. altissimum, его предварительно разрезали на 4 части и высаживали на среды BDS без регуляторов роста (контроль) и дополненные регуляторами роста в различных комбинациях и концентрациях: 1-2 мг/л БАП и 1-2 мг/л НУК; 1-3 мг/л КН и 1-2 мг/л НУК; 1-3 мг/л КН. На среде без регуляторов роста морфогенного ответа не отмечали - экспланты темнели и не развивались. На средах с регуляторами роста уже через две недели отмечено появление почек, которые через 5-6 недель формировали луковички-детки (рис. 2, а, б).

Далее луковички отделяли от эксплантов и высаживали на среду BDS, дополненную 1 мг/л ТП. Наибольшее количество луковичек формировалось на среде с БАП и НУК в равных концентрациях. Коэффициент размножения составил 3-8 регенерантов на один эксплант.

В качестве следующего типа экспланта использовали бутоны на разных стадиях развития, извлеченные из закрытого покрывалом соцветия у A. altissimum, A. giganteum и A. karataviense.

Рис. 2. Фрагменты цветоложа соцветий А. аШявтит на средах ЕШБ, дополненных а) БАП 1 мг/л; б) КН 3 мг/л и НУК 1 мг/л

Известно, что у исследуемых видов луков наблюдается ярусная разновоз-растность цветков. Визуально нами выделено три яруса: верхний, средний и нижний.

Через 2-3 недели культивирования бутонов, изолированных из разных ярусов соцветий, на среде В[)8, дополненной различными регуляторами роста, наблюдали разрастание тканей в нижней части цветка в области срастания тычинок и листочков околоцветника. Следует заметить, что у А. giganteum эту мор-фогенную реакцию наблюдали на 4-5 дней позже, чем у А. аШязгтит и А. кага1а\чете. К третьей неделе у А. акштгип в зоне срастания тычиночных нитей и листочков околоцветника появилось большое число почек.

При сравнении данных по влиянию регуляторов роста на индукцию побегообразования исследуемых видов через 4 недели культивирования, установлено, что наиболее активно регенерация побегов происходила из бутонов среднего яруса (таблица). Бутоны верхнего и нижнего ярусов показали невысокую морфогенную активность. При этом отмечена видоспецифичность реакций на гормональное воздействие, которые наиболее выражены у А. аИттит на средах ВОБ, содержащих различные концентрации и комбинации регуляторов роста. Оптимальным вариантом оказалось использование БАЛ и НУК в равных концентрациях (2 мг/л), при котором образовалось в среднем 8.3 побегов на эксплант. Использование этой же комбинации регуляторов роста было эффективным и для А. кага1ау1ете, хотя количество образовавшихся побегов было существенно ниже (3 побега на эксплант). Бутоны А. giganíeum оказались менее отзывчивы на действие испытанных регуляторов роста (см. таблицу). Наилучший морфогенный ответ получен на среде В08, содержащей БАП 1 мг/л и НУК 1 мг/л. Увеличение концентрации НУК в этой комбинации до 2 мг/л снижало побегообразование, а при использовании БАП 2 мг/л и НУК 1 мг/л образовались единичные побеги из бутонов верхнего яруса.

Пересадка эксплантов на среду для дифференциации (ВЭ8 + 2.0 мг/л ТП) приводила к активному развитию сформировавшихся регенерантов и интенсивному росту их листьев.

Через 9 недель культивирования при переносе на безгормональную среду, способствующую удлинению побегов, на одном экспланте можно наблюдать многочисленные частично этиолированные побеги, находящиеся на разных стадиях развития, и формирование луковичек-деток.

Влияние регуляторов роста на регенерацию побегов из бутонов луков на среде ВОБ (п=10)

Регуляторы роста Происхождение экспланта Количество побегов на эксплант

A. altissimum A. giganteum A. karataviense

БАП 1 мг/л Верхний ярус 0 0 0

Средний ярус 2.30±0.33 0 0

Нижний ярус 2.00±0.58 0 0

БАП 1 мг/л + НУК 1 мг/л Верхний ярус 0.70±0.33 0 0

Средний ярус 5.00±0.58 4.00±0.58 1.00±0.58

Нижний ярус 2.70±0.88 1.00±0.58 0

БАП 1 мг/л + НУК 2 мг/л Верхний ярус 1.00±0.58 1.70±0.33 0

Средний ярус 6.00±0.58 2.70±0.33 0.70±0.33

Нижний ярус 2.30±0.33 0 2.00±0.58

БАП 2 мг/л Верхний ярус 2.00±1.00 0 0

Средний ярус 4.70±0.88 0 0

Нижний ярус 3.30±0.33 0 0

БАП 2 мг/л + НУК 1 мг/л Верхний ярус 3.30±0.88 1.00±0.58 0

Средний ярус 5.70±1.20 0 1.00±0.58

Нижний ярус 5.60±0.88 0 1.00±0.58

БАП 2 мг/л + НУК 2 мг/л Верхний ярус 3.70±1.33 0 0

Средний ярус 8.30±0.33 0 3.00±0.58

Нижний ярус 5.00±0.58 0 2.7Ш.20

БАП 3 мг/л + НУК 1 мг/л Верхний ярус 4.00±0.58 0 0

Средний ярус 7.30±0.33 0 1.30±0.33

Нижний ярус 6.00±0.58 0 0

БАП 3 мг/л + НУК 2 мг/л Верхний ярус 3.00±0.58 0 0

Средний ярус 7.70±0.67 0 2.30±0.33

Нижний ярус 7.00±0.58 0 2.0Ш.00

Примечание. О - морфогенез не наблюдали.

Нами отмечено, что в конце 10 недель развития in vitro появляется второй лист, а в природе у изучаемых луков он формируется на следующий год после посадки. Следовательно, культивирование in vitro на средах, содержащих регуляторы роста, ускоряет развитие луков.

Через 7-8 месяцев культивирования луковички, достигшие диаметра от 0.5 до 1.5 см, высаживали в условия ex vitro в различные типы субстратов, наилучшим из которых оказалась смесь вермикулита с торфом (1:1).

При использовании в качестве эксплантов цветков, срезанных с цветоножек, и помещенных на питательные среды по составу аналогичных используемым для культивирования бутонов, морфогенных реакций не наблюдали.

ГЛАВА 5. ОСОБЕННОСТИ РЕГЕНЕРАЦИИ ПОБЕГОВ ALLIUMALTISSIMUM В КУЛЬТУРЕ IN VITRO ИЗ БУТОНОВ

Для изучения особенностей начальных этапов индукции, дифференциации и формирования побеговых структур в качестве модельного вида использовали A. altissimum, поскольку у бутонов этого вида из среднего яруса, инокулиро-ванных на среду BDS, содержащую БАЛ 2.0 мг/л и НУК 2.0 мг/л, отмечен наибольший процент регенерации побегов (см. таблицу). Использование флораль-ных эксплантов позволяет углубить представления о морфогенном потенциале in vitro тканей и органов цветка, а также преодолеть проблемы с контаминацией исходных эксплантов и сохранить материнское растение, что особенно важно при размножении редких и эндемичных видов.

5.1. Выявление маркеров для определения сроков изоляции бутонов

Ряд исследователей считают, что оптимальное время изолирования бутонов для их введения в культуру in vitro можно определить по процессам, которые протекают в пыльнике (Novak, Havel, 1981; Nair, Seo, 1993). Согласно полученным нами данным, на момент изоляции бутоны и среднего, и верхнего яруса соцветия A. altissimum имели пыльники со зрелыми пыльцевыми зернами, но только первые оказались оптимальными эксплантами для микроклонального размножения. Следовательно, для выбора эксплантов у данного вида необходимо учитывать состояние не только мужских, но и женских репродуктивных структур бутона Как оказалось, одним из диагностических признаков является длина столбика пестика. По полученным данным в бутонах нижнего яруса длина столбика на момент раскрытия покрывала соцветия не превышает 0.2б±0.02 мм, среднего яруса — она составляет 0.55±0.03 мм, в бутонах верхнего яруса - более 0.98±0.06 мм. Таким образом, по данному морфометрическому параметру были выявлены различия между бутонами разных ярусов, что позволило использовать этот признак как маркерный для определения сроков изоляции эксплантов для введения в культуру in vitro.

5.2. Гистологический анализ бутонов на начальных этапах культивирования (0—14 дней)

Цветки А. altissimum - фиолетовые, звездчатые; околоцветник простой из 6 листочков. Андроцей состоит из 6 тычинок, расположенных по 3 в 2 круга. Тычиночные нити в основании срастаются между собой и с листочками околоцветника. Гинецей синкарпный. Завязь верхняя, трехгнездная (рис. 3). В момент инокуляции на питательные среды (0 дней) бутоны имели завязь с семязачатками, тычиночные нити с пыльниками, листочки околоцветника. В первые дни культивирования (1-8 дней) происходило увеличение размеров всех органов цветка. Далее продолжалось увеличение размеров семязачатков и происходила дифференциация женского гаметофита. К 14-му дню начинался процесс дегенерации тканей неоплодотворенной завязи и семязачатков.

Рис. 3. Строение бутонов на продольном (а) и поперечном (б) срезах; з - завязь, ло — листочки околоцветника, п - пыльник, с - семязачаток, тн - тычиночная нить. Масштабные линейки - 0.1 мм

Детальное изучение гистологии в области срастания тычинки с листочком околоцветника показало, что меристематическая зона формируется в результате деления эпидермальных клеток именно тычиночной нити, тогда как эпидермальные клетки листочка околоцветника в этом процессе участия не принимали. В момент посадки на питательную среду (0 дней) тычиночная нить на продольном срезе состоит из эпидермального слоя клеток и 6-7 слоев мелких паренхимных клеток (рис. 4, а). После первых суток культивирования на среде БРЭ, содержащей БАП 2.0 мг/л и НУК 2.0 мг/л, клетки этих слоев вытягиваются, однако в области срастания тычиночных нитей с листочком околоцветника и в месте соединения тычиночной нити с завязью клетки эпидермы остаются мелкими (рис. 4, б). Первыми начинают деление клетки эпидермы в районе складки, они делятся антиклинально к поверхности (рис. 4, б, в). К 3-му дню культивирования число делящихся эпидермальных клеток увеличивается. Необходимо отметить наличие близко расположенных проводящих пучков около зоны деления клеток (рис. 4, г). На 5-й день культивирования кроме антиклинальных наблюдаются периклинальные и наклонные деления (рис. 4, д), что приводит в дальнейшем к формированию субэпидермальных слоев меристематического очага (рис. 4, е, ж). В результате на 11-й день число слоев клеток в формирующейся меристеме в области складки между тычиночной нитью и листочком околоцветника увеличивается пятикратно (рис. 4, з). Тенденция к разрастанию этой зоны прослеживается до 14-го дня (рис. 4, и, к).

Делящиеся клетки меристемы могут замещать некоторые крупные парен-химные клетки тычиночной нити, а также образовывать бугорки и складки на ее поверхности.

• * . С1

. ">л. ж?,, до

. мз '. ^ тн « » • -

ЛО

л,-

■•• '-л,..' * *; аи» р

МЗ Щ.-'Ч ■

- *;

Г .

, Ж'* »

1 1' *' .

•> * *

\Ч

■ • ■

»V I

V' Чй ■

ТН ЙГ

-Л'-».

м. ••«

•"V <* . -А.,-

V .. V , М

V \ Ш

>3 ,, -

Ш^ ;

г. "Ч-

г л

'*■ ' : V'

- \ ш

ЖЖУУУ ■■* < ,

Рис. 4. Фрагмент цветка Л. аШэБтит до посадки (а) и через несколько дней после посадки (б - к) на питательную среду. Представлена динамика формирования меристематической зоны в области срастания листочка околоцветника с тычиночной нитью цветка: через 1 день (б), 2 дня (в), 3 дня (г), 5 дней (д). 8 дней (е), 9 дней (ж), 11 дней (з), 12 дней (и) и 14 дней (к) культивирования; з - завязь, ло - листочек околоцветника, мз - меристематическая зона, пп -проводящий пучок, тн - тычиночная нить. Масштабная линейка - 0.05 мм

5.3. Процесс регенерации побегов Л. altissimum in vitro

С помощью стерео- и сканирующей микроскопии через 2 недели культивирования наблюдали пролиферацию тканей и появление первых почек (рис. 5, а, б). После 4 недель в этой зоне начинается активный органогенез (геммогенез) - формирование апикальной меристемы побега и заложение листовых примордиев (рис. 6, а). Примордий первого листа формируется в виде валика, занимающего большую часть периферической зоны апекса побега (рис. 6, б), что свидетельствует об образовании нормального чешуевидного листа, характерного для данного вида. В этот период на одном экспланте можно наблюдать многочисленные этиолированные побеги, находящиеся на разных стадиях развития (рис. 7, а).

Рис. 5. Бутон среднего яруса соцветия через 2 недели культивирования на питательной среде ВБв с 2 мг/л БАП и 2 мг/л НУК, общий вид под световым микроскопом (а) и под СЭМ, листочки околоцветника удалены (б); з - завязь, ло - листок околоцветника, тн - тычиночная нить, пч - почка, цн - цветоножка. Масштабные линейки: 5а -1 мм, 56 - 500 мкм

Рис. 6. Строение почки на продольном срезе под световым микроскопом (а) и СЭМ после 4 недель культивирования на питательной среде ВОЗ с 2 мг/л БАП и 2 мг/л НУК (б); ап - апекс побега, л - листья, чл - чешуевидный лист. Масштабные линейки - 0.05 мм

Рис. 7. Бутон после 4 недель культивирования на среде BDS, дополненной 2 мг/л БАП и 2 мг/л НУК (а) и после 2 недель культивирования на среде для дифференциации BDS, дополненной 2 мг/л ТП (б), ло - листочки околоцветника, пч - почка, цн - цветоножка. Масштабная линейка - 1 мм

Пересадка эксплантов на среду для дифференциации (BDS + 2.0 мг/л триапентинола) приводила к активному развитию сформировавшихся регенератов и интенсивному росту их листьев, приобретающих на свету зеленую окраску и выполняющих ассимиляционную функцию. При этом влагалища этих листьев оставались бесцветными, утолщались, начиная выполнять запасающую функцию. В результате всех этих процессов формируются небольшие луковички (рис. 7, б), внешне сходные с дочерними луковичками, формирующимися у растений in vivo.

В настоящей работе проведены детальные исследования органогенеза in vitro побегов A. altissimum на основе современных концепций компетенции, детерминации и дифференциации тканей (Christianson, Warnick, 1983, 1984, 1985; Sugi-yama, 1999; Yancheva et al., 2003; Zhang, Lemaux, 2004). Установлено, что наблюдаемые гистологические и цитоморфологические изменения в процессе формирования побегов характеризуются определенными временными параметрами. Поскольку эпидермальные клетки интактного растения обычно делятся антиклинально, периклинальные и наклонные деления этих клеток указывают на изменения полярности клеток, что, возможно, является сигналом начала процесса их де-дифференциации (Lo et al., 1997). По нашим данным в течение 3-5 дней культивирования под влиянием регуляторов роста (2 мг/л БАП и 2 мг/л НУК) клетки эпидермы тычиночной нити в области срастания ее с листочком околоцветника становятся компетентными, затем происходит их дедифференциация, и они приобретают способность к меристематической активности.

Формирование меристематических центров, по полученным нами данным, происходит с 3-го по 14-й день. Следует отметить, что они формируются только в зонах срастания тычиночных нитей и листочков околоцветника, где наблюдается образование складки. В других зонах, в которых также образуются складки, например, между тычиночной нитью и завязью, эпидермальные клетки не обладают способностью к дедифференциации и образованию побегов. По всей видимости, близость проводящего пучка в области срастания тычиночной нити и листочка околоцветника значительно стимулирует меристематическую активность клеток эпидермы тычиночной нити.

Стадия детерминации, проявляющаяся в формировании конусов нарастания, образовании адвентивных листовых примордиев в виде валиков протекает с 14-го по 28-й день. К концу этого срока отмечена регенерация первых вегетативных побегов. Дальнейшее их развитие и формирование луковичек, то есть стадия морфогенеза, происходит под влиянием ретарданта ТП с 28-го по 42-й день. Стимулирующее действие данного вещества на органогенез реге-нерантов A. altissimum показано впервые.

ВЫВОДЫ

1. Высоко декоративные луки A. altissimum и A. giganteum подрода Melanocrommyum перспективны для культивирования в лесостепной зоне Западной Сибири: растения проходят полный цикл развития, сохраняют эфемеро-идность. Однако их естественное возобновление ограничено невысокой семенной продуктивностью и слабым вегетативным размножением.

2. Разработаны оптимальные методики стерилизации различных типов эк-плантов у изучаемых видов луков. Для семян наиболее эффективна двухступенчатая схема стерилизации с применением этанола и раствора хлорида ртути (II), для луковичных эксплантов - способ с использованием растворов перман-ганата калия, этанола и хлорида ртути (И), а для флоральных органов - раствора хлорида ртути (II).

3. Установлено, что оптимальной базовой средой на всех этапах культивирования in vitro различных типов эксплантов изучаемых видов луков является BDS.

4. Показана видоспецифичность морфогенетического ответа фрагментов луковиц с частью донца и почки возобновления на действие регуляторов роста. У A. altissimum, A, decipiens, A. schubertii, A. sewerzowii на среде BDS, дополненной 4.8 мг/л ТП, формировался каллус, в то время как у A. karataviense и A. aflatunense - наблюдалась максимальная регенерация побегов, минуя стадию каллусообразования. Из используемых регуляторов роста только КН в концентрации 2 мг/л в разной степени вызывал геммогенез у эксплантов из луковиц всех видов.

5. Оптимальным типом эксплантов для микроразмножения луков являются бутоны из среднего яруса соцветий, из которых образуются побеги путем прямого органогенеза. Использование этого типа флоральных эксплантов позволяет получить максимальное количество побегов, в среднем 90-332 шт. на одно растение в зависимости от вида, что значительно превышает коэффициент размножения из других типов эксплантов.

6. Впервые показано стимулирующее действие ретарданта ТП на морфогенез луков в культуре in vitro из различных типов эксплантов. ТП способствовал индукции побегов у эксплантов из луковиц A. aflatunense и A. karataviense, а также стимулировал дифференциацию побегов из бутонов у A. altissimum, A. giganteum, A. karataviense.

7. Выявлен диагностический признак развития генеративных структур -длина столбика пестика, служащий маркером для определения оптимальной стадии для введения бутонов в культуру ткани.

8. Цитоморфологические и гистологические исследования процесса морфогенеза у A. altissimum в культуре in vitro с использованием в качестве эксплантов бутонов среднего яруса выявили, что новые органы - побеги - формируются в результате прямого органогенеза в меристематическом слое, образующемся de novo из клеток эпидермы тычиночных нитей в области их срастания с листочком околоцветника.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Полубоярова Т.В., Гордиенко Н.Я., Новикова Т.И. Начальные этапы морфогенеза декоративных луков подрода Melanocrommyum в культуре in vitro // Новые и нетрадиционные растения и перспективы их использования / Материалы VI Международного симпозиума. М., 2005. Т. 1.С. 89-91.

2. Полубоярова Т.В., Новикова Т.И. Микроклональное размножение дикорастущих декоративных видов луков подрода Melanocrommyum // Биотехнология как инструмент сохранения биоразнообразия растительного мира / Материалы Всероссийской науч.-практ. конф. Волгоград, 2006. С. 47-51.

3. Набиева А.Ю., Полубоярова Т.В. Биотехнологические подходы в размножении декоративных видов природной флоры из pp. Allium L. и Lilium L. // Современные проблемы фитодизайна / Материалы международной науч.-практ. конф. Белгород, 2007. С. 244-249.

4. Poluboyarova Т., Novikova Т. In vitro culture oí Allium karataviense Regel, a rare and endemic species // Propagation of Ornamental Plants. Book of Abstracts 5th International Conference. Sofia, Bulgaria. 2007. P. 61.

5. Новикова Т.И., Набиева А.Ю., Полубоярова T.B. Сохранение редких и полезных растений в коллекции in vitro Центрального сибирского ботанического сада // Вестник ВОГиС. 2008. Т. 12. № 4. С. 564-571. (Реценз.)

6. Полубоярова Т.В., Новикова Т.И. Проращивание семян дикорастущих видов луков рода Allium подрода Melanocrommyum Webb et Berth, в условиях in vitro II Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2009. № 1 (51). С. 22-26. (Реценз.)

7. Полубоярова Т.В., Новикова Т.И. Действие регуляторов роста на размножение декоративных луков подрода Melanocrommyum в культуре in vitro // Научные ведомости БелГУ. 2011. Вып. 14/1. №3. С. 304-308. (Реценз.)

8. Полубоярова Т.В., Новикова Т.И. Биологические особенности представителей подрода Melanocrommyum рода Allium L. в условиях культуры Юго-Западной Сибири // Вестник ИрГСХА. 2011. Вып. 44. Ч. VII. С. 102-109. (Реценз.)

9. Полубоярова Т.В, Андронова Е.В., Новикова Т.И., Виноградова Г.Ю. Регенерация побегов из тканей цветка Allium altissimum (Alliaceae) в культуре in vitroll Раст. ресурсы. 2011. Вып. 3. С. 33-42. (Реценз.)

Подписано в печать 08.12.11. Формат 60х84'Лб. Объем 1,0 п. л. Тираж 100 экз. Заказ № 12.

Центральный сибирский ботанический сад СО РАН. 630090 Новосибирск, ул. Золотодолинская, 101.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Полубоярова, Татьяна Владимировна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Подрод Melanocrommyum: современная таксономия, морфология и географическое распространение

1.2. Традиционные методы размножения луков подрода Melanocrommyum.

1.3. Биотехнологические подходы к размножению декоративных растений.

1.4. Органогенез in vitro: современные концепции компетенции, детерминации и дифференциации тканей.

1.5. Методы размножения in vitro представителей рода Allium.

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Объекты исследования и методы культивирования in vitro.

2.2. Цитоморфологические и гистологические исследования.

ГЛАВА 3 БИОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ ВИДОВ

ПОДРОДА MELANOCROMMYUM В УСЛОВИЯХ ЛЕСОСТЕПНОЙ ЗОНЫ ЗАПАДНОЙ СИБИРИ.

3.1. Природно-климатические условия района интродукции.

3.2. Морфологическая характеристика A. altissimum и A. giganteum.

3.3. Сезонный ритм развития луков в условиях интродукции.

3.4. Семенное и вегетативное размножение.

ГЛАВА 4 МОРФОГЕНЕТИЧЕСКИЕ РЕАКЦИИ РАЗЛИЧНЫХ ТИПОВ ЭКСПЛАНТОВ ПРЕДСТАВИТЕЛЕЙ ПОДРОДА MELANOCROMMYUM В КУЛЬТУРЕ IN VITRO.

4.1. Экспланты - семена.

4.2. Экспланты - фрагменты луковиц с частью донца и почки возобновления.

4.3. Экспланты - флоральные органы.

ГЛАВА 5 ОСОБЕННОСТИ РЕГЕНЕРАЦИИ ПОБЕГОВ ALLIUM ALTISSIMUMB КУЛЬТУРЕ IN VITRO ИЗ БУТОНОВ.

5.1. Выявление маркеров для определения сроков изоляции бутонов.

5.2. Гистологический анализ бутонов на начальных этапах культивирования (0-14 дней).

5.3. Процесс регенерации побегов A. altissimum in vitro.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Особенности морфогенеза некоторых видов луков подрода Melanocrommyum в культуре in vitro"

Актуальность темы. Культура клеток высших растений представляет собой уникальную модель для исследования фундаментальных основ морфогенеза растений (Бутенко, 1999; Батыгина, 2000; Батыгина, Васильева, 2002). Морфогенетический потенциал растительной клетки проявляется в системах in vitro в более широком диапазоне, чем in vivo (Журавлев, Омелько, 2008), что позволяет использовать эти системы для решения широкого круга фундаментальных и прикладных задач.

Susek et al., 2002). Данные о локализации инициальных клеток регенерантов, их тканевой принадлежности, способности к детерминации и последующей дифференциации практически отсутствуют.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

- разработать способы получения асептической культуры различных типов эксплантов (семян, фрагментов луковиц с частью донца и почки возобновления, флоральных органов) видов A. aflatunense, A. altissimum, А. decipiens, A. giganteum, A. karataviense, A. schubertii, A. sewerzowii;

- определить оптимальные составы питательных сред и условия культивирования на всех этапах размножения in vitro',

- изучить морфогенетические потенции различных эксплантов в зависимости от концентраций и комбинаций регуляторов роста;

Основные положения диссертации, выносимые на защиту:

Наибольший морфогенный потенциал в культуре in vitro проявляю] изолированные за 1-2 дня до раскрытия покрывала бутоны среднего яруса А. altissimum, для выявления степени развития которых, можно использовать в качестве маркерного морфологический признак - длину столбика пестика.

Регенерация побегов A. altissimum при культивировании in vitro бутонов среднего яруса происходит из меристематического слоя, образующегося de novo из клеток эпидермы тычиночных нитей в области их срастания с листочком околоцветника.

Научная новизна. Впервые исследованы различные морфогенетические реакции изучаемых видов луков в зависимости от сочетания эндогенных и экзогенных факторов, включающих генотип растения-донора, тип исходного экспланта, сроки его изоляции, действие регуляторов роста, компонентов питательных сред, а также условий культивирования. Установлен диагностический признак развития женских репродуктивных структур A. altissimum - длина столбика пестика, служащий маркером для определения оптимальной стадии для введения бутонов в культуру ткани. Впервые выявлено стимулирующее действие ретарданта триапентинола на морфогенез луков в культуре in vitro из различных типов эксплантов. Впервые на основании цитоморфологических и гистологических исследований проведено детальное изучение органогенеза in vitro побегов А. altissimum из флоральных органов на основе современных концепций компетенции, детерминации и дифференциации тканей.

Практическая значимость. Разработаны протоколы клонального микроразмножения 7 высоко декоративных видов подрода

Melanocrommyum: A. aflatunense, A. altissimum, A. decipiens, A. giganteum, А. karataviense, A. schubertii, A. sewerzowii, включающие способы стерилизации различных типов эксплантов, сроки введения в культуру in vitro, состав сред на всех этапах культивирования, условия адаптации ex vitro. Показано ускорение онтогенетического развития луков в условиях in vitro, что имеет важное значение для интродукции и селекции этих высоко декоративных видов. Полученные микроклоны поддерживаются в банке культур in vitro лаборатории биотехнологии ЦСБС.

Conference «Propagation of Ornamental Plants» (Sofia, Bulgaria, 2007); II (IV) Всероссийской молодежной научно-практической конференции «Перспективы развития и проблемы современной ботаники» (Новосибирск, 2010); Международной конференции «Морфогенез репродуктивных структур и роль стволовых клеток в онтогенезе», посвященная 50-летию лаборатории эмбриологии и репродуктивной биологии Ботанического института им. Комарова РАН (Санкт-Петербург, 2010); Всероссийской научно-практической конференции с международным участием, посвященной 350-летию города Иркутска и 70-летию Ботанического сада Иркутского государственного университета «Проблемы озеленения городов Сибири и сопредельных территорий» (Иркутск, 2011).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 9 работ, в том числе 5 в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК РФ.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, пяти глав, выводов, списка литературы, приложения. Работа изложена на 1 15 страницах, включает в себя 10 таблиц и 26 рисунков. Библиографический список включает 196 наименований, в том числе 162 на иностранных языках.

Заключение Диссертация по теме "Ботаника", Полубоярова, Татьяна Владимировна

ВЫВОДЫ

1. Высоко декоративные луки A. altissimum и A. giganteum подрода Melanocrommyum перспективны для культивирования в лесостепной зоне Западной Сибири: растения проходят полный цикл развития, сохраняют эфемероидность. Однако их естественное возобновление ограничено невысокой семенной продуктивностью и слабым вегетативным размножением.

2. Разработаны оптимальные методики стерилизации различных типов экплантов у изучаемых видов луков. Для семян наиболее эффективна двухступенчатая схема стерилизации с применением этанола и раствора хлорида ртути (II), для луковичных эксплантов - способ с использованием растворов перманганата калия, этанола и хлорида ртути (II), а для флоральных органов - раствора хлорида ртути (И).

4. Показана видоспецифичность морфогенетического ответа фрагментов луковиц с частью донца и почки возобновления на действие регуляторов роста. У A. altissimum, A. decipiens, A. schubertii, A. sewerzowii на среде BDS, дополненной 4.8 мг/л ТП, формировался каллус, в то время, как у A. karataviense и А. aßatunense — наблюдалась максимальная регенерация побегов, минуя стадию каллусообразования. Из используемых регуляторов роста только КН в концентрации 2 мг/л в разной степени вызывал геммогенез у эксплантов из луковиц всех видов.

7. Выявлен диагностический признак развития генеративных структур - длина столбика пестика, служащий маркером для определения оптимальной стадии для введения бутонов в культуру ткани.

8. Цитоморфологические и гистологические исследования процесса морфогенеза у A. altissimum в культуре in vitro с использованием в качестве эксплантов бутонов среднего яруса выявили, что новые органы - побеги формируются в результате прямого органогенеза в меристематическом слое, образующемся de novo из клеток эпидермы тычиночных нитей в области их срастания с листочком околоцветника.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Полубоярова, Татьяна Владимировна, Новосибирск

1. Байтулин И.О., Рахимбаев И.Р., Каменецкая И.И. Интродукция и морфогенез дикорастущих луков Казахстана. Алма-Ата: Изд-во «НАУКА» Казахской ССР. 1986. 156 с.

2. Батыгина Т.Б. Эмбриоидогения новый тип вегетативного размножения // Эмбриология цветковых растений. СПб: Изд-во «Мир и Семья». 2000. Т. 3. С. 329-334.

3. Батыгина Т.Б., Васильева В.Е. Размножение растений. СПб.: Изд-во С-Петербургского университета. 2002. 229 с.

4. Бейдеман И.Н. Методика изучения фенологии растений и растительных сообществ // Новосибирск: Наука. 1974. 156 с.

5. Булах П.Е. Луки природной флоры Средней Азии и их культура в Украине // Киев: Наукова Думка. 1994. 123 с.

6. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений. М.: Наука. 1964. 270 с.

7. Бутенко Р.Г. Биология культивируемых клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС. 1999. 160 с.

8. Вайнагий И.В. О методике изучения семенной продуктивности растений // Бот. Жур. 1974. Т. 59. №6. С. 826-831.

9. Введенский А.И. Флора СССР. М.; Л.: Изд-во АН ССР. 1935. Т. 4. С. 112-280.

10. Волкова Г.А. Биоморфологические особенности видов рода Allium L. При интродукции на Европейский Северо-восток // Сыктывкар. 2007. 200 с.

11. Даева О.В. Биологические особенности развития азиатских луков в ГБС // Экология и интродукция растений. М. 1963. С. 110-114.

12. Журавлев Ю.Н., Омелько A.M. Морфогенез у растений in vitro II Физиология раст. 2008. Т. 55. № 5. С. 643-664.

13. Зайцев Г.Н. Математическая статистика в экспериментальной ботанике. М.: Наука. 1984. 424 с.

14. Ищенко Л.Е. Декоративные травянистые растения Туркмении./ Л.Е. Ищенко // Ашхабад.: Изд-во "Ылым". 1972. 122 с.

15. Калинин Ф.Л., Сарнацкая В.В., Полищук В.Е. Методы культуры тканей в физиологии и биохимии растений. Киев: Наук. Думка. 1980. 488 с.

16. Каменецкая И.И., Рахимбаев И.Р. Вегетативное размножение лука каратавского в культуре изолированных тканей // Бюллетень ГБС. 1984. № 131. С. 63-65.

17. Карписонова P.A. Каталог цветочно-декоративных травянистых растений ботанических садов СНГ и стран Балтии. Минск.: Изд. Э.С. Гальперин. 1977. 474 с.

18. Николаева М.Г. Физиология и биохимия покоя и прорастания семян. М.: Колос. 1982. 495 с.

19. Николаева М. Г. Покой семян // В кн. Физиология семян. М. 1985. С. 125— 183.

20. Новикова Т.И., Набиева А.Ю., Полубоярова Т.В. Сохранение редких и полезных растений в коллекции Центрального сибирского ботанического сада // Вестник ВОГиС. 2008. Т. 12. № 4. С. 564-572.

21. Паушева З.П. Практикум по цитологии растений. М.: Колос. 1988.272с.

22. Полубоярова Т.В., Андронова Е.В., Новикова Т.И., Г.Ю. Виноградова Г.Ю. Регенерация побегов из тканей цветка Allium altissimum (AlJiaceae) в культуре in vitro // Раст. Ресурсы. 2011. Вып.3. С. 33-42.

23. Полубоярова Т.В., Новикова Т.И. Проращивание семян дикорастущих видов луков рода Allium подрода Melanocrommyum Webb et Berth, в условиях in vitro II Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2009. № 1 (51). С. 22-26.

24. Полубоярова Т.В., Новикова Т.И. Биологические особенности представителей подрода Melanocrommyum рода Allium в условиях культуры юго-западной Сибири // Вестник ИрГСХА. 2011а. Вып. 44. Ч. VII. С. 102109.

25. Полубоярова Т.В., Новикова Т.И. Действие регуляторов роста на размножение декоративных луков подрода Melanocrommyum в культуре in vitro II Научные ведомости БелГУ. 20116. Вып. 14/1. №3. С. 304-308.

26. Третьякова И.Н., Белоруссова A.C., Носкова Н.Е. Перспективы применения методов биотехнологии для размножения генетически ценных форм лесных древесных видов // Хвойные бореальной зоны. 2007. Т. 24. № 2-3. С. 309-318.

27. Тухватуллина JI.A. Перпективные для культуры на Южном Урале среднеазиатские луки-анзуры // Вестник ОГУ. 2008. №12. С. 29-31.

28. Филимонова З.Н. Изменение в строении луковиц в онтогенезе у видов рода Allium L. Секции Molium Don. // Интродукция и акклиматизация растений. 1970. Вып. 6. С. 158-164.

29. Черемушкина В.А. Биология луков Евразии. Новосибирск: Наука. 2004.280 с.

30. Чолокашвили Н.Б. К изучению системы рода Allium L. // Зам. сист. и геогр. раст. Тбилиси. 1975. Вып. 31. С. 36-54.

31. Шевелуха В С., Калашникова Е.А., Дегтярев С.В., Кочиева Е.З. и др. Сельскохозяйственная биотехнология: учебник. М.: Высш. шк. 2008. 710 с.

32. Юрьева Н.А., Кокарева В.А. Многообразие луков и их использование. М.: Изд-во МСХА, 1992. 160 с.

33. Alkema H.Y. Vegetative vermeerdering van Allium species // Weerblad voor Bloembollencultuur. 1976. Vol. 86. P. 981-982.

34. Attfield E.M., Evans P.K. Stages in the initiation of root and shoot organogenesis in cultured leaf explants of Nicotiana tabacum cv. Xanthi nc. // J. Exp. Bot. 1991. Vol. 42. P. 59-63.

35. Barringer S.A., Mohamed-Yassen Y., Schloupt R.M., Splitistoesser W.E. Regeneration of Allium spp. in vitro by slicing the basal plate // J. Vegetable Crop Prod. 1996. Vol. 2. P. 27-33.

36. Bhojwanii S.S. In vitro production of garlic by shoot proliferation // Sci. Hortic. 1980. Vol. 13. P. 47-52.

37. Bigot C., Ohki S., Mousseau J. Experimental data for a strategy for the improvement of the shoot forming capacity in vitro II Acta Hortic. 1977. Vol.78. P. 125-132.

38. Bijl J.R. Allium flowering onions // Herbertia. 1995. Vol. 50. P. 88-94. Bockish Т., Saranga Y., Altman A. Garlic micropropagation by somatic embryogenesis // Acta Hort. 1997. Vol. 447. P. 241-242.

39. Bohanec В., Jakse M., Ihan A., Javornik B. Studies of gynogenesis in onion (Allium cera L.): Induction procedures and genetic analysis of regenerants // Plant. Sci. 1995. Vol. 104. P. 215-224.

40. Bonnett H.T., Torrey J.G. Chemical control of formation in root segments of Convolvulus cultured in vitro II Plant Physiol. 1965. Vol. 40. P. 1228-1236.

41. Broertjes C., Roest S., Bokelmann G.S. Mutation breeding of Chrysanthemum morifolium using in vivo and in vitro adventitious bud techniques //Euphy. 1976. Vol. 25. P. 11-19.

42. Buiteveld J., Van der Valk P., Jansen J., Greemers-Molenaar J., Colijn-Hooymans C.M. Callus induction and plant regeneration from explants of commercial cultivars of leek {Allium ampeloprasum L.) // Plant Cell Rep. 1993. Vol. 12. P. 431-434.

43. Butt M.S., Sultan M.T., Iqbal J. Garlic: Natures protection against physiological threats // Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2009. Vol. 49. P. 538-551.

44. Cassells A.C. The effect of 2,3,5-tri-iodobenzoic acid on caulogenesis in callus cultures of tomato and Pelargonium //Physiol. Plant. 1979. Vol. 46. P. 159164

45. Cheah K.T., Cheng T.Y. Histological analysis of adventitious bud formation in cultured Douglas fir cotyledon // Am. J. Bot. 1978. Vol.65. P. 845-849.

46. Chlyah H. Inter-tissue correlations in organ fragments: organogenetic capacity of tissues excised from stem segments of Torenia fournieri Lind. cultured separately in vitro II Plant Physiol. 1974. Vol. 54. P. 341-348.

47. Chlyah H., Tran Thanh Van M. Histologycal changes epidermal and subepidermal cell layers of Begonia rex induced to from de novo unicellular hairs, buds and roots // Bot. Gaz. 1974. Vol. 145. P. 55-59.

48. Christianson M.L. Causal effects in morphogenesis // in Green C.E, Sommers D.A., Hackett W.P. and Biesboer D.D. (eds) Plant Tissue and Cell Culture. Alan R. Liss, Inc., New York. 1987. P. 45-55.

49. Christianson M.L., Warnick D.A. Competence and determination in the process of in vitro shoot organogenesis // Dev. Biol. 1983. Vol. 95. P. 288-293.

50. Christianson M.L., Warnick D.A. Phenocritical times in the process of in vitro shoot organogenesis // Dev. Biol. 1984. Vol. 101. P. 382-390.

51. Christianson M.L., Warnick D.A. Temporal requirement for phytohormone balance in the control of organogenesis in vitro II Developmental Biology. 1985. Vol.112. P. 494^197.

52. Chuanren D., Bochu W. Effect of chemical and physical factors to improve the germination rate of Echinacea angustifolia seeds // Colloids and Surfaces B: Biointerfaces 2004. Vol. 37. P.101-105.

53. Conci L., Moriconi D.N., Nome S.F. Cultivo de meristemas apicales de seis tipos clonales de ajo (.Allium sativum L.) // Phyton. 1986. Vol. 46. P. 187-194.

54. Dadd R. The discovery and introduction of Allium giganteum II Kew Magazine. 1987. Vol. 4. P. 91-96.

55. De Hertogh A.A., Zimmer K. Allium ornamental species // The Physiology of Flower Bulbs. Elsevier, Amsterdam. 1993. P. 187-200.

56. Debergh P.C., Maene L.J. A scheme for a commercial propagation of ornamental plants by tissue culture // Sci. Hortic. 1981. Vol. 4. P. 335-345.

57. Denchev P.D., Kuklin A.I., Scragg A.H. Somatic embryo production in bioreactors // J. Biotechnol. 1992. Vol. 26. P. 99-109.

58. Dunstan D.I., Short K.C. Improved growth of tissue cultures of the onion, Allium cepa II Physiol. Plant. 1977. Vol. 41. P. 70-72.

59. Dunstan D.I., Short K.C. Shoot production from onion callus tissue culture. // Sci Hortic. 1978. Vol. 9. P. 99-110.

60. Dunstan D.I., Short K.C. Shoot production from the flower head of Allium cepa L. // Sci. Hortic. 1979. Vol. 10. P. 345-356.

61. EL-NiL M.M.A. Organogenesis and embryogenesis in callus cultures of garlic (Allium sativum L.) // Plant Sci. Lett. 1977. Vol. 9. P. 259-264.

62. Falavigna A., Hussey G., Hilton J. The effect of colchicine on proliferating adventitious shoots in Allium cepa II Ann.Rep. John Innes Inst. 1980. Vol. 1979. P. 58.

63. Feher A., Pasternak T., Otvos K., Miskolczi P., Dudits D. Induction of embryogenic competence in somatic plant cells: a review // Biologia. 2002. Vol. 57. P. 5-12.

64. Fereol L., Chovelon V., Causse S., Michaux F., Michaux- Ferriere N., Kahane R. Evidence of a somatic embryogenesis process for plant regeneration in garlic {Allium sativum L.) // Plant Cell Rep. 2002. Vol. 21. P. 197-203.

65. Flashman M.A., Kamenetsky R. Florogenesis in flower bulbs: classical and molecular approaches // Floriculture, ornamental and plant biotechnology. 2006. Vol. l.P. 33-43.

66. Fletcher, J. C. Coordination of cell proliferation and cell fate decisions in the angiosperm shoot apical meristem // BioEssays. 2002. Vol. 24. P. 27-37.

67. Flinn B.S., Webb D.T., Newcomb W. The role of cell clusters and promeristemoids in determination and competence for caulogenesis by Pinus strobus cotyledons in vitro II Can. J. Bot. 1988. Vol. 66. P. 1556-1565.

68. Francis D., Dudits D., Inze D. (eds.) Plant Cell Division. Research Monograph, Portland Press, London. 1998. 593 p.

69. Fritsch R.M. Taxonomic and nomenclatural remarks on Allium L. subgen. Melanocrommyum (Webb & Berth.) Rouy sect. Megaloprason Wendelbo // Candollea. 1993. Vol. 48. P. 417-430.

70. Fritsh R. M., Blattner F. R., Gurushidze M. New Classification of Allium L. subg. Melanocrommyum (Webb & Berthel.) ROUY (Alliaceae) Based on Molecular and Morphological Characters // Phyton. 2010. Vol. 49. № 2. P. 145— 220.

71. Gahan P.B. The cell cycle, competence and recalcitrance // Proceedings COST WG 1 Oviedo. 2004. Vol. 843 P. 29-31.

72. Gahan P.B. Totipotency and the cell cycle. In Mohan Jain S. and Haggman H. (eds.) Protocols for Micropropagation of Woody Trees and Fruits. Springer, The Netherlands. 2006. 559 p.

73. Gahan P.B., Mcgarry A., Wang, L. Dore T., Carmignac D.F. Glucoses-phosphate and UDP-Dglucose dehydrogenases: possible markers of vascular differentiation // Phytochem. Analysis. 1996. Vol. 8. P. 110-114.

74. Gahan P.B., Wang L., Wyndaele R. Possible mechanisms of plant bioregulator modulation of mesophyll cells to form vessels // Proc. 9th Forum for Applied Biotechnology, Sept. 1995.Vol. P. 27-29.

75. Gamborg O.L., Miller R.A., Ojima K. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cell // Exp. Cell Res. 1968. Vol. 50. P. 151-158.

76. Gantait S. Accelerated cloning in vitro and induction of variation in six plants having medicinal, aromatic or aesthetic importance // Ph.D. Thesis, Bidhan Chandra Krishi Viswavidyalaya, WB, India. 2009.

77. Gantait S., Mandal N. Tissue culture of Anthurium andreamum: A significant review and future prospective // Int. J. Bot. 2010. Vol. 6. P. 207-219.

78. Gantait S., Mandal N., Bhattacharyya S., Das P.K. In vitro mass multiplication with genetic clonality in elephant garlic {Allium ampeloprasum L.) // Crop Weed. 2009. Vol. 5. P. 100-104.

79. Gantait S., Mendal N., Das P.K. An Overview on in vitro Culture of Genus Allium II American Journal of Plant Physiology. 2010. Vol. 5 (6). P. 325-337.

80. George E.F., Debergh P.C. Micropropagation: uses and methods // In: George EF, Hall MA, De Klerk GJ, editors. Plant propagation by tissue culture. 3rd ed. Dordrecht, Netherlands: Springer. 2008. P. 29-64.

81. George E.F., Hall M.A., De Klerk G.J. Plant Propogation by Tissue Culture // Springer-Verlag. Berlin, Heidelberg. 2008. Vol. 1. 358 p.

82. Gill R., Gerrath J., Saxena P.K. High-frequency direct embryogenesis in thin layer cultures of hybrid seed geranium (Pelargonium) 11 Can. J. Bot. 1992. Vol. 71. P. 408-413.

83. Gurushidze M., Fritsch R.M., Blattner F.R. Phylogenetic analysis of Allium subg. Melcinocrommyum infers cryptic species and demands a new sectional classification // Molecular Phylogenetics and Evolution. 2008. Vol. 49. P. 9971007.

84. Haque M.S., Wada T., Hattori K. High frequency shoot regeneration and plantlet formation from root tip of garlic // Plant Cell Tissue Organ Cult. 1997. Vol. 50. P. 83-89.

85. Haque M.S., Wada T., Hatton K. Novel method of rapid micropropagation using cyclic bulblet formation from root tip explants in garlic // Breeding Sci. 1998. Vol. 48. P. 293-299.

86. Hazarika B.N. Acclimatization of tissue-cultured plants // Curr. Sci. 2003. Vol. 85. P. 1704-1712.

87. Hicks G.S. Patterns of organ development in plant tissue culture and the problem of organ determination // Bot. Rev. 1980. Vol. 46. P. 1-23.

88. Jacob C. A scent of therapy: pharmacological implications of natural products containing redox-active sulfur atoms // Nat. Prod. Rep. 2006. Vol. 23. P. 851-863.

89. Jansson E., Bornman C.H. In vitro initiation of adventitious structures in relation to the abscission zone in needle explants of Picea abies: anatomical considerations // Physiol. Plant. 1981. Vol. 53. P. 191-197.

90. Kahane R., Rancillas M., de la Serve B.T. Long-term multiplication of onion {Allium cepa L.) by cyclic shoot regeneration in vitro II Plant Cell Tissue Org. Cult. 1992. Vol. 28. P. 281-288.

91. Kamenetsky R. Vegetative propagation of species of genus Allium L. // Water Science and Technology. 1993. Vol. 25. P. 511-517.

92. Kamenetsky R. Life cycle, flower initiation and propagation of the desert geophyte Allium rothii II International Journal of Plant Science. 1994. Vol. 155. P. 597-605.

93. Kamenetsky R., Fritsch R.M. Ornamental Alliums II In: Rabinowitch H.D., Currah L. (eds) Allium Crop Science: Recent Advances. CAB International. 2002. P. 459-491.

94. Kamenetsky R., Japarova N. Relationship between annual cycle and floral development of three Allium species from subgenus Melanocrommyum II Journal of Arid Environments. 1997. Vol. 35. P. 473-485.

95. Kamenetsky R., Gutterman Y. Germination strategies of some Allium species of the subgenus Melanocrommuyum from arid zone of Central Asia // Journal of Arid Environments. 2000. Vol. 45. P. 61-71.

96. Kamenetsky R., Rabinovitch H.D. Florogenesis // Allium Crop Sciense: Recent Advances / Ed. Rabinowitch H.D. L. Currah. 2002. P. 31-57.

97. Kamstaityte D., Stanys S. Micropropagation of onion {Allium cepa L.) // Acta Univ. Latviensis Biol. 2004. Vol. 676. P. 173-176.

98. Kehr A., Schaeffer G. Tissue culture and differentiation of garlic // Hort. Science. 1976. Vol. 11. P. 422-423.

99. Kepinski S., Leyser O. The Arabidopsis F-box protein TIR1 is an auxin receptor // Nature. 2005. Vol. 435. P. 446-451.

100. Kim E.K., Hahn E.J., Murthy H.N., Pack K.Y. High frequency of shoot multiplication and bulbet formation of garlic in liquid cultures // Plant Cell Tiss. Org. Cult. 2003. Vol. 73. P. 231-236.

101. Khassanov F.O. A revision of the genus Allium L. in the flora of Uzbekistan // The genus Allium. Taxonomic Problems and genetic Resources. Germany: Gatersleben. 1992. P. 153-159.

102. Khassanov F.O., Fritsch R.M. New taxa in Allium L. subg. Melanocrommyum (Webb & Berth.) Rouy from Central Asia // Linzer Biol. Beitr. 1994. Vol. 26. P. 965-990.

103. Kothari S.L., Joshi A. Kachhwaha S., Ochoa-Alejo N. Chilli peppers a review on tissue culture and transgenessis // Biotechnol. Adv. 2010. Vol. 28. P. 35-48.

104. Koul S., Sambyal M., Grewai S. Embryogenesis and plant formation in garlic Allium sativum L. // J. Spices Arom. Crops. 1994. Vol. 3. P. 43-47.

105. Ma Y., Wang H., Zhang C., Kang Y. High rate of virus-free plantlet regeneration via garlic scape-tip culture // Plant Cell Rep. 1994. Vol. 14. P. 65-68.

106. Martin-Urdiroz N., Garrido-Gala J., Martin J., Barandiaran X. Effect of light on the organogenic ability of garlic roots using a one-step in vitro system // Plant Cell Rep. 2004. Vol. 22. P. 721-724.

107. Matysiak B., Nowak J. Carbon dioxide enrichment, light, and mineral nutrition for stimulation of growth of in vitro propagated Gerbera // Propag. Ornam. Plants. 2001. Vol.1. P. 20-24.

108. Mohamed-Yassen Y. In vitro shoot proliferation and plant regeneration from callus derived from inflorescence and flower of Allium ampeloprasum var. kurrat // Arab. Univ. J. Agric. Sci. 2001. Vol. 9. P. 387-396.

109. Mohamed-Yasseen Y., Splittstoesser W.E., Litz R.E. In vitro shoot proliferation and production of sets from garlic and shallot // Plant Cell Tissue Organ Cult. 1994. Vol. 36. P. 243-247.

110. Mohamed-Yasseen Y., Barringer S.A., Splittstoesser W.E. In vitro shoot proliferation and plant regeneration from kurrat (Allium ampeloprasum var. kurrat) seedlings // Plant Cell Tissue Organ Cult. 1995. Vol. 40. P. 195-196.

111. Mohamed-Yasseen Y., Nars M.J. Callus induction and plant regeneration from kurrat (Allium ampeloprasum var. kurrat) and leek (Allium ampeloprasum var. porrum) // Bull. Faculty Agric. Cairo Univ. 2003. Vol. 54. P. 495-508.

112. Munchberg U., Anwar A., Mecklenburg S., Jacob C. Polysulfides as biologically active ingredients of garlic // Org. Biomol. Chem. 2007. Vol. 5. P. 1505-1518.

113. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture // Physiol. Plant. 1962. Vol. 15. P. 473-497.

114. Nair A.S., Seo B.B. Plantlet regeneration from callus initiated from flower buds in the wild species Allium senescens var. minor II Plant cell, tissue and organ culture. 1993. Vol. 34. P. 205-207.

115. Nagakubo T., Nagasawa A., Ohkawa H. Micropropagation of garlic through in vitro bulblet formation // Plant Cell Tissue Organ Culture. 1993. Vol. 32. P. 175-183.

116. Nagasawa A., Finer J.J. Induction of morphogenic callus cultures from leaf tissue of garlic//Hort. Science. 1988. Vol. 23. P. 1068-1070.

117. Nasim S.A., Mujib A., Kapoor R., Fatima S., Aslam J., Mahmooduzzafar. Somatic embryogenesis in Allium sativum L. (cv. Yamuna Safed 3): Improving embryo maturation and germination with PGRs and carbohydrates // Anales de Biologia. 2010. Vol.32. P. 1-9.

118. Nogue F., Gonneau M., Faurft J-D. Cytokinins // Henrey H.L., Norman A.W. (eds.) Encyclopedia of Hormones. I. Academic Press, New York. 2003. P. 371-378.

119. Norris R.E., Smith R.H. Regeneration of variegated African violet (Saintpaulia ionantha Wendl.) leaf chimeras in culture // Plant Physiol. 1981. Vol. 67. 501 p.

120. Novak F.J. Chromosomal characteristics of long-term callus cultures of Allium sativum L. // Cytologia. 1981. Vol. 46. P. 371-379.

121. Novak F.J. Allium Tissue Culture // In: Onions and Allied Crops, Rabinowitch H.D. and Brewster J.L. (eds). 1990. Vol. 1. CRC Press Inc., Florida, USA. P. 234-250.

122. Novak F.J., Havel L. Shoot production from in vitro cultured flower heads of Allium porrum L. // Biologia plantarum. 1981. Vol. 23. P. 266-269.

123. Novak F.J., Havel L., Dolezel J. Allium II In: Evans D., Sharp W., Ammirato P. (eds) Handbook of Plant Cell Culture. Techniques and Applications. 1986. Vol. 4. P. 419-456.

124. Ozden-Tokatli Y., De Carlo A., Gumusel F. Encapsulation techniques for the production and conservation of synthetic seeds in ornamental plants // Propag Ornam Plants. 2008. Vol. 8. P. 17-22.

125. Pandey R., Chandel K.P.S., Rao R.S. In vitro propagation of Allium tuberosum Rottl. Ex Spreng. by shoot proliferation // Plant Cell Rep. 1992. Vol. 11. P. 211-214.

126. Pastor J., Valdes B. Bulb structure in some species of Allium (Liliaceae) of the Iberian Peninsula // Annales Musei Coulandris. 1985. Vol. 7. P. 249-261.

127. Pati P.K., Rath S.P., Sharma M., Sood A., Ahuja P.S. In vitro propagation of rose A review // Biotechnol. Adv. 2006. Vol. 24. P. 94-114.

128. Phillips G. Invited review: in vitro morhogenesis in plants recent advance //In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 2004. Vol. 40. P. 342-345.

129. Phillips G., Luteyn K. Effects of pichloram and other auxins on onion tissue cultures //Journal of the American Society for Horticultural Science. 1983. Vol. 108 (6). P. 948-953.

130. Pike L.M., Yoo K.S. A tissue culture technique for the clonal propagation of onion using immature flower buds // Scientia Hort. 1990. Vol. 45. P. 31-36.

131. Redig P., Shaul O., Inze D, Van Montagu M, Van Onckelen H. Levels of endogenous cytokinins, indole-3-acetic acid and abscisic acid during the cell cycle of synchronized tobacco BY-2 cells // FEBS Lett. 1996. Vol. 391. P. 175-80.

132. Regel E. Alliorum adhuc cognitorum monographia // Acta Horti Petrop. 1875. Vol. 3. P. 1-266.

133. Reuther G., Salminen L. Influence of exogenous growth regulators on endogenous hormones of in vzYro-cultivated strawberries // Physiology and Control of Plant Propagation in vitro. 1998. Proc. COST Workshop 822, Berlin 1996. P. 11-20.

134. Rivlin R.S. Historical perspective on the use of garlic // J. Nutr. 2001. Vol. 131. P. 951-954.

135. Robledo P.A., Villalobos A.V.M., Jofre G.A.E. Efficient plant regeneration of garlic {Allium sativum L.) by root tip culture // In vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 2000. Vol. 36. P. 416-419.

136. Roksana R., Alam M.F., Islam R., Hossain M.M. In vitro bulblet formation from shoot apex in garlic {Allium sativum L.) // Plant Tissue Cult. 2002. Vol. 12. P. 11-17.

137. Ross. H., Zoglauer K. Phytohormone dynamics in relation to adventitous root formation of Betula pendula Rothin // Physiology and Control of Plant

138. Propagation In Vitro. 1998. Proc. COST 822. Humboldt University, Berlin. 1996. P. 37-45.

139. Rout G.R., Mohapatra A., Jain S.M. Tissue culture of ornamental pot plant: A critical review on present scenario and future prospects // Biotechnology Advances. 2006. Vol. 24. P. 531-560.

140. Sachs T. Release of lateral buds from apical dominance / T. Sachs, K.V. Thimann//Nature. 1964. Vol. 201. P. 939-940.

141. Seabrook J.E.A. In vitro propagation and bulb formation of garlic // Can. J. Plant Sci. 1994. Vol. 74. P. 155-158.

142. Silvertand B., Jacobsen E., Mazereeuw J., Lavrijsen P., van Harten A. Efficient in vitro regeneration of leek (.Allium ampeloprasum L.) via flower stalk segments // Plant Cell Rep. 1995. Vol. 14. P. 423-427.

143. Sitaramayya A. (ed.) Introduction to Cellular Signal Transduction. Birkhauser, Boston-Basel-Berlin. 1999. 311 p.

144. Skoog F., Miller C.O. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissues cultured in vitro II Symp. Soc. Exp. Biol. 1957. Vol.11. P. 118-131.

145. Sommer H.E., Brown C.L, Kormanik P.P. Differentiation of plantlets in Longleaf pine (.Pinus palustris) tissue cultured in vitro II Bot. GazB. 1975. Vol. 136. P. 196-200.

146. Specht C.E., Keller E.R.J. Temperature requirements for seed germination in the species of the genus Allium L. // Genetic Resources and Crop Evolution, 1997. Vol. 44. P. 509-517.

147. Steward F. C., Ammirato P. V., Mapes M. O. Growth and development of totipotent cells; some problems, procedures and perspectives // Ann. Bot. 1970. Vol. 34. P. 761-787.

148. Street H.E. Embryogenesis and chemically induced organogenesis // In Plant Cell and Tissue Culture. Sharp etal., (eds.) 1979 (q.v.). P. 123-153.

149. Sugiyama M. Organogenesis in vitro II Current opinion in plant biology. 1999. Vol. 2. P. 61-64.

150. Sugiyama, M. Genetic analysis of plant morphogenesis in vitro II Int. Rev. Cytol. 2000. Vol. 196. P. 67-84.

151. Susek A., Javornik B., Bohanec B. Factors affecting direct organogenesis from flower explants of Allium giganteum // Plant Cell, Tissue and Organ 2002. Vol. 68. P. 27-33.

152. Tapsell L.C., Hemphill I., Cobiac L., Patch C.S., Sullivan D.R. et al. Health benefits of herbs and spices: The past, the present, the future // Med. J. Aust. 2006. Vol. 185. P. 4-24.

153. Teixeira da Silva J.A. Thin cell layer technology in ornamental plant micropropagation and biotechnology // African Journal of biotech. 2003. Vol. 2. P. 683 -691.

154. Teixeira da Silva J.A., Tran Thanh Van K., Biondi S. Thin cell layers: developmental building blocks in ornamental biotechnology // Floricultural and ornamental biotechnology. 2007. Vol. 1. P. 1-13.

155. Thorpe T. A. (ed.) Frontiers of Plant Tissue Culture. Int. Assoc. for Plant Tissue Culture, Univ. of Calgary, Calgary, Alberta, T2N 1N4 Canada. 1978.

156. Thorpe T.A. Organogenesis in vitro: Structural, physiological, and biochemical aspects II Int. Rev. Cytol. Suppl. 1980. Vol. 11A. P. 71-111.

157. Toaima N., Novak E., Schumann G. Callus induction from different explants of commercial cultivars of leek, Allium ampeloprassum var. Porrum L. // Acta Hotnic. 2003. Vol. 597. P. 303-309.

158. Torrey J.G. The initiation of organized development in plants // Adv. Morphogenesis. 1966. Vol. 5. P. 39-91.

159. Tran Thanh Van K. Control of morphogenesis by inherent and exogenously applied factors in thin cell layes // International review of Cytology. 1980. Vol. 32. P. 291-311.

160. Tran Thanh Van M., Dien N.T., Chlyah A. Regulation of organogenesis in small explants of superficial tissue of Nicotiana tabacum L. // Planta. 1974.Vol. 119. P. 149-159.

161. Yoneda, Y., Nakamura, N. Embryoid formation and plantlet regeneration from cultured immature embryos in three strains of Pharbitis nil. II Rep.Lib.Arts, Shizuoka Univ. 1987. Vol. 23. P. 11-20.

162. Verron P., Le Nard M., Cohat J. In vitro organogenic competence of different organs and tissues of lily the valley 'Grandiflora of Nantes' // Plant cell, tissue and organ culture. 1995. Vol. 40. P. 237-242.

163. Villalobos V.M., Yeung E.C., Thorpe T.A. Origins of adventitious shoots in excised radiata pine cotyledon in vitro II Can J. Bot. 1984. Vol. 63. P. 2172-2176.

164. Von Arnold S., Eriksson T. Induction of adventitious buds on embryos of Norway spruce grown in vitro II Physiol. Plant. 1978. Vol.44. P. 283-287.

165. Von Arnold S., Gronroos Anatomical changes and peroxidase activity after cytokinin treatments inducing adventitious bud formation on embryos of Picea abies II Bot. Gaz. 1986. Vol. 147. P. 425-431.

166. Wang L., Wyndaele R., Gahan P.B. Exogenously applied plant bioregulator induction of vessels in cotyledons of Lycopersicon esculentum II Plant Cell Tissue Organ Cult. 2001. Vol. 70. P. 213-221.

167. Wawrosch C., Malla P.R., Kopp B. Micropropagation of Allium wallichii Kunth, a threatened medicinal plant of Nepal // In vitro Cell Dev. Biol. Pkant. 2001. Vol. 37. P. 555-557.

168. Wendelbo P. New subgenera, sections and species of Allium U Bot. Notiser. 1969. Vol. 122. P. 25-37.

169. Woodward A.W., Bartel B. A receptor for auxin // The Plant Cell. 2005. Vol. 17. P. 2425-2429.

170. Xue H.M., Araki H., Shi L., Yakuwa T. Somatic embryogenesis and plate regeneration in basal plute and receptacle derived-callus cultures of garlic (Allium sativum L.) //J.Jap.Soc.Horticult. Sci. 1991. Vol. 60. P. 627-634.

171. Zel J., Debeljak N., Ucman R., Ravnikar M. The effect of jasmonic acid, sucrose and darkness on garlic (Allium sativum L. cv. Ptujski Jesenski) bulb formation in vitro IIIn vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 1997. Vol.33. P. 231-235.

172. Zhang S.B., Lemaux P.G. Molecular analysis of in vitro shoot organogenesis // Critical Rev. Plant Sci. 2004. Vol. 23. P. 325-335.

173. Zhang W., Lin X., Tarano H., Tario S., Ono K. Efficient plant regeneration from suspension cells Allium cera L. // Plant Cell Rep. 2004. Vol. 23. P. 371-376.

174. Ziv M., Hertz N., Biran Y. Vegetative reproduction of Allium ampeloprasum L. in vivo and in vitro II Israel J. Bot. 1983. Vol. 32. P. 1-9.

175. Ziv M., Kipnis H.L. The inflorescence stalk a source of highly regenerative explants for micropropagation of geophytes // Acta Hortic. 1997. Vol. 447. P. 107111.

176. Ziv M., Lilien-Kipnis H. Bud regeneration from inflorescence explants for rapid propagation of geophytes in vitro II Plant cell reports. 2000. Vol. 19. P. 845850.

Информация о работе

Полубоярова, Татьяна Владимировна
кандидата биологических наук
Новосибирск, 2011
ВАК 03.02.01

Диссертация

Особенности морфогенеза некоторых видов луков подрода Melanocrommyum в культуре in vitro - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы