Морфология мотонейронов спинного мозга в норме и при перерезке седалищного нерва у взрослой крысы

Благова, Наталья Вениаминовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Морфология мотонейронов спинного мозга в норме и при перерезке седалищного нерва у взрослой крысы
ВАК РФ 03.03.04, Клеточная биология, цитология, гистология

Автореферат диссертации по теме "Морфология мотонейронов спинного мозга в норме и при перерезке седалищного нерва у взрослой крысы"

Благова Наталья Вениаминовна

МОРФОЛОГИЯ МОТОНЕЙРОНОВ СПИННОГО МОЗГА В НОРМЕ И ПРИ ПЕРЕРЕЗКЕ СЕДАЛИЩНОГО НЕРВА У ВЗРОСЛОЙ КРЫСЫ

(Экспериментально - морфологическое исследование) 03.03.04 - клеточная биология, цитология, гистология

-ЗНОЯ 2011

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Саранск-2011

4858663

Работа выполнена в Государственном бюджетном образовательном учреждении высшего профессионального образования Министерства по здравоохранению и социальному развитию Российской Федерации «Нижегородская государственная медицинская академия»

Научный руководитель:

доктор биологических наук Ермолин Игорь Леонидович Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Кругляков Павел Павлович доктор медицинских наук, профессор Павлович Евгений Ростиславович

Ведущая организация: ГБОУ ВПО «Московский государственный медико-стоматологический университет»

Защита состоится «¡6 » ^^Р-у^сЗ- 2011 года в « » часов на заседании диссертационного совета Д 212.117.01 при ФГБОУ ВПО «Мордовский государственный университет им. Н.П. Огарева» по адресу: 430005, Республика Мордовия, г. Саранск, ул. Большевистская, 68.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ФГБОУ ВПО «Мордовский государственный университет им. Н.П. Огарева» по адресу: 430005, Республика Мордовия, г. Саранск, ул. Большевистская, 68.

Автореферат разослан « Л" » октября 2011 г.

Ученый секретарь диссертационного совета

доктор биологических наук,

профессор

В.П. Балашов

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследований

Вопрос о восстановлении периферических нервов после травмы остается актуальным в современной медицине. В зависимости от тяжести повреждения возникающего при пересечении, разрывах, компрессии нерва наблюдаются длительные нарушения двигательных функций, потеря чувствительности, а так же вегетативно-трофические нарушения, что является следствием дегенерации нервных волокон в дистальном участке нерва и гибели части аксотомированных нейронов.

Вопрос об устойчивости МН к повреждению их аксонов остается до конца не решенным. Ряд исследователей указывают на выживаемость большинства МН при повреждении их аксонов (Carlson J. et al., 1979; Swett J.E. et al., 1991; Vanden-Noven S. et al., 1993; Brannstrom T, Kellerth J.-O., 1999), но эти исследования касаются ранних сроков наблюдения. Данные же о выживаемости МН на отдаленных сроках, как правило, связаны с проведением хирургических манипуляций на поврежденных нервах (Gu H.Y. et al., 2005; Welin D. et al., 2008).

Для оценки посттравматических изменений в спинном мозге после перерезки периферического нерва важную роль имеет анализ количества МН и регенерировавших аксонов в отдаленные сроки, что позволяет наиболее точно определить степень деструктивных и регенераторных процессов, возникающих в популяции МН после травмы. Это дает возможность прогнозировать компенсаторно-восстановительные процессы в спинном мозге и в периферическом нерве в посттравматическнй период.

Изучение регенерации периферического нерва проводится чаще всего на модели травмы СН крысы. Многие авторы исследуют не конкретную популяцию МН, а общее количество нейронов трех - четырех сегментов поясничного отдела спинного мозга (Terao S. et al., 1997; Behnam-Rasouli М. et al., 2000; Kalmar В. et al., 2002; Tiraihi Т., Masoudian N.. 2003; Tiraihi Т., Rezaie M.J, 2003; Saxena K. et al., 2007). Однако не все аксоны МН люмбального отдела участвуют в формировании СН, и вследствие этого потенциальная возможность их регенерации оценивается не объективно. Для корректной оценки количества МН, выживающих после травмы СН, и способных участвовать в его восстановлении, необходимо оценить количественно популяцию МН данного нерва в норме.

В других работах при оценке эффективности регенерации СН хотя и учитывают конкретную популяцию МН, но указывают их локализацию в разных сегментах спинного мозга. Так по данным J.E. Swett et al. (1986, 1991); R.D. Madison et al. (1996); P. Negredo et al. (2004); B.S. Lutz, D. Lidman (2005); R. Redett et al. (2005); A. Jabbar et al. (2007); G.C. de Ruiter et al. (2008) популяция МН, формирующих СН крысы, может располагаться в сегментах спинного мозга от L2 до S1.

В настоящем исследовании метод ретроградного маркирования флуоресцентным красителем позволяет выявить конкретную популяцию

нейронов, формирующих СН белой нелинейной крысы, как в норме, так и в условиях посттравматической регенерации после повреждения нерва, что позволяет объективно оценить регенераторные возможности МН. Выявленная динамика количества МН поясничного отдела спинного мозга и их потенциальные возможности на разных сроках эксперимента дает возможность определить отдаленные сроки реабилитации поврежденного нерва.

В связи с этим были определены цель и задачи исследования. Цель исследования:

Изучить закономерности распределения популяции мотонейронов, формирующих седалищный нерв в норме и при его перерезке у белых нелинейных крыс.

В соответствии с поставленной целью были сформулированы следующие задачи исследования:

1. Установить общее количество мотонейронов в исследуемой популяции, их посегментарное распределение и размерные группы в норме у белых нелинейных крыс.

2. Проверить наличие билатеральной симметрии в популяциях мотонейронов формирующих седалищные нервы с обеих сторон в норме.

3. Определить количественно гибель, выживаемость мотонейронов и их размерные группы в динамике с 30-х по 300-е сутки после перерезки седалищного нерва при маркировании раздельно через проксимальную и дистальную культю нерва.

4. Выявить морфологические особенности седалищного нерва на уровне верхней трети бедра у белых нелинейных крыс в норме.

5. Оценить количественно посттравматические изменения в проксимальной и дистальной культе седалищного нерва на 300-е сутки после его перерезки.

6. Определить наиболее отдаленные сроки возможного восстановления двигательной части рефлекторной дуги на основе количественного анализа переживающих мотонейронов.

Научная новизна:

- Установлены сегментарные уровни локализации популяции мотонейронов, формирующих седалищный нерв белой нелинейной крысы в норме.

- Впервые определен количественный состав и размерные группы в популяции мотонейронов сегментов Ь4, Ь5, Ь6, формирующих седалищный нерв у белых нелинейных крыс в норме.

- Выявлена динамика гибели мотонейронов от 30-х до 300-х суток после перерезки седалищного нерва.

- Получены количественные данные о реакции мотонейронов различных размерных групп на перерезку их аксонов.

- Впервые определено количество «регенерирующих» и «резервных» мотонейронов, аксоны которых участвуют в регенерации седалищного нерва.

- Выявлены морфологические особенности посттравматических изменений в проксимальной и дистальной культе седалищного нерва на 300-е сутки после его перерезки.

Научно-практическая значимость работы.

В работе выявлена популяция мотонейронов спинного мозга, аксоны, которых участвуют в формировании седалищного нерва белой нелинейной крысы в норме.

Установлено распределение мотонейронов по отдельным сегментам спинного мозга с правой и левой стороны. Определено изменение количества элиминирующих и переживающих мотонейронов при перерезке их аксонов в седалищном нерве. Среди переживающих мотонейронов выделены:

1) «регенерирующие» - принимающие участие в регенерации (их аксоны преодолевают рубец),

2) «резервные» (их аксоны не преодолели рубец, но они могут, участвовать при определенных условиях в регенерации или элиминировать).

Анализ элиминирующих, «регенерирующих» и «резервных» мотонейронов позволил определить, что наиболее приемлемыми сроками восстановления перерезанного седалищного нерва являются 30-е и 90-е сутки после его повреждения.

Полученные сведения имеют фундаментальное значение и могут послужить для разработки вопросов посттравматической регенерации периферического нерва.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Популяция мотонейронов, участвующая в формировании седалищного нерва белой нелинейной крысы распределена в трех сегментах L4, L5, L6 спинного мозга с преимущественной локализацией в L4 и L5.

2. Соотношение мотонейронов размерных групп после аксотомии на разных сроках в посттравматическом периоде носит вариативный характер и к 300-м суткам возвращается к исходным показателям, но на фоне уменьшения количества нейронов в популяции.

Апробация материалов диссертации.

Основные положения и результаты работы доложены на: Научной конференции, посвященной 100-летию со дня рождения Заслуженного деятеля науки РСФСР, академика АМН СССР, Жданова Д.А. (С-Петербург, 2008); Научно-практической конференции с международным участием посвященной 85-летию д.м.н. Степанова П.Ф. (Смоленск, 2009); Х-ом Конгрессе Международной ассоциации морфологов (Ярославль, 2010).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 7 печатных работ, из них 3 статьи в рецензируемых изданиях.

Структура и объем диссертации.

Диссертация изложена на 133 страницах машинописного текста, состоит из введения, обзора литературы, описания материала и методов исследования, главы собственных исследований, обсуждения полученных данных, выводов, списка использованной литературы и приложения. Работа

иллюстрирована 18 таблицами и 42 рисунками, которые включают микрофотографии световой и люминесцентной микроскопии, диаграммы. Библиографический список содержит 227 источников, из них 192 иностранных.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

Материал и методы исследования

Работа представляет собой экспериментально-морфологическое исследование и выполнена на 71-м самце белых нелинейных крыс. Контрольную группу составили 20 интактных животных весом 200-300 г, экспериментальную-51 животное (табл. 1).

Работа с экспериментальными животными проводилась в соответствии с требованиями приказа Министерства здравоохранения Российской Федерации от 23 августа 2010г. № 708н «Об утверждении Правил лабораторной практики» (зарегистрирован Министерством юстиции Российской Федерации 13 октября 2010 г. № 18713)

Таблица 1. Распределение животных по срокам эксперимента

Вид эксперимента Методы (количество животных)

Окраска по Нисслю Введение Mini-Ruby Всего животных

через проксимальную культю СН через дистальную культю СН

Исследование сегментов спинного мозга Hoi зма 3 17

Перерезка СН 30 суток 8 5 13**

90 суток 5 5 10**

150 суток 5 5 10**

300 суток 8 7 15**

Исследование СН Норма 3

300 суток 3

ИТОГО 71

* - одностороннее введение Mini-Ruby через седалищный нерв ** - двустороннее введение Mini-Ruby через седалищный нерв

Характеристика экспериментальных животных

Контрольные животные. Для установления источника формирования двигательной части СН исследовался поясничный отдел спинного мозга интактных животных

В области люмбального отдела шерсть на спине выстригалась и выбривалась. Кожа разрезалась вдоль позвоночника по остистым отросткам, мышцы удалялись. Наиболее краниальный позвонок, не имеющий сочленения с ребрами в ростральной части, идентифицировался как первый

поясничный позвонок - L1. В области позвонков L1-S1 производилась ламинэктомия. Позвоночник вскрывался вдоль остистых отростков, начиная с сегмента S1 и далее в краниальном направлении. Путем тонкого препарирования под контролем микроскопа МБС-1 вскрывалась мягкая мозговая оболочка. Места непосредственного выхода соответствующих вентральных корешков из сегментов спинного мозга были идентифицированы, как середина каждого сегмента. Участки, расположенные на равном удалении от мест выхода корешков, принимали как границы между соседними сегментами, что соответствует исследованиям А.В. Jenny, J. Inukai (1983).

Исследовались сегменты L1-L6, SI спинного мозга. Была измерена длина каждого вентрального корешка от места выхода через мягкую мозговую оболочку до непосредственного выхода его из вентрального рога. Длина вентрального корешка L1 составила 7,5 мм, L2 - 11 мм, L3 - 18 мм, L4 - 21 мм, L5 - 32 мм, L6 - 31 мм.

Для выявления в сегментах спинного мозга популяции МН, аксоны которых формируют СН, осуществлялось введение красителя через СН в области верхней трети бедра, соответствующее будущему месту перерезки нерва.

У одной группы контрольных животных (п=7) проведено ретроградное маркирование МН флуоресцентным красителем Mini-Ruby с последующим количественным анализом сегментов L1-S1 спинного мозга только с правой стороны. У другой группы животных (п=7) были апплицированы СН с двух сторон.

Для количественного анализа миелиновых нервных волокон в норме были взяты участки правого и левого СН интактных крыс (п=3), соответствующие месту перерезки и введения красителя.

Экспериментальные животные. В группе экспериментальных животных была произведена перерезка СН на уровне верхней трети бедра. Сроки наблюдений - 30, 90, 150 и 300 суток. В конце каждого срока, для выявления категории переживающих МН и среди них «регенерирующих» нейронов, преодолевших зону рубца, проведено их ретроградное маркирование через проксимальную или дистальную культи СН.

Для количественного анализа миелиновых волокон СН, преодолевших зону рубца, через 300 суток после операции у животных (п=3) были взяты проксимальные и дистальные участки травмированного нерва.

Техника экспериментов

Эксперименты на животных выполнены под нембуталовым наркозом (40 мг/кг), который вводился внутрибрюшинно. В области операционного поля на уровне бедра шерсть выстригалась и выбривалась. Кожа обрабатывалась йодом. Разрез кожи производился параллельно бедренной кости. Путем препарирования выделялся правый СН и пересекался на уровне верхней трети бедра.

Перерезка нерва производилась с помощью глазного скальпеля. Наблюдалось расхождение концов нерва на 3 - 4 мм. Культи ориентировались поперечными срезами друг к другу. Операционную рану промывали раствором пенициллина натрия (100000 ЕД в мл) и послойно ушивали непрерывными швами. Операции проводились при соблюдении всех правил асептики и антисептики. Послеоперационных животных содержали отдельно, обеспечив тщательный уход и полноценное питание. Состояние оперированных животных контролировалось на протяжении всего эксперимента.

Выведение животных из эксперимента производилось в соответствии с «Правилами работы с использованием экспериментальных животных» (Приказ Минвуза от 13.11.1984 года №724).

В конце эксперимента животные под нембуталовым наркозом перфузировались через брюшную аорту раствором параформальдегида на фосфатном буфере (37°С), после чего производилось взятие материала.

Методы гистологического исследования

Метод Ниссля. Данный метод использован для анализа размерных групп МН сегментов спинного мозга в норме (п=3). Проведено окрашивание парафиновых срезов толщиной 15 мкм крезиловым фиолетовым по Нисслю в модификации И.В. Викторова (1969). Для этого использовался забуференный 0,2% раствор крезилового фиолетового прочного рИ = 3,6-3,8. В качестве буферной смеси применялись 0ДМ раствор уксусной кислоты и ОДМ раствор уксусного натрия.

Морфометрия МН проводилась на центральных срезах с помощью микрометра окулярного MOB-1-16х с объективом Х40. Фоторегистрацию производили на микроскопе Carl Zeiss Axiovert 200 в световом режиме камерой Carl Zeiss AxioCam MRc.

Ретроградное маркирование моторных нейронов спинного мозга.

У животных контрольной группы билатеральные СН пересекались на уровне верхней трети бедра. У экспериментальных животных пересечение оперированного нерва производилось на 5 мм проксимальнее или дистальнее рубца. Контрлатеральный нерв пересекался на уровне верхней трети бедра. Затем нервы помещались в силиконовые катетеры, предварительно заполненные 10,0% раствором флуоресцентного красителя Mini-Ruby (10000, dextran, tetramethylrhodamine and lysine; Molecular Probes).

Ретроградное введение красителя производилось в течение двух часов, после этого рана промывалась нормальным физиологическим раствором и обрабатывалась антибиотиком, затем послойно ушивалась. Через 7 дней животное перфузировалось 4,0% раствором параформальдегида на ОДМ фосфатном буфере с РН = 7,2 - 7,4 через брюшную аорту. Сегменты L1-S1 спинного мозга помещались в указанный фиксатор на 24 часа (при комнатной температуре), затем материал переносился в 10,0%-ю сахарозу на фосфатном буфере на 24 часа и в 30,0% сахарозу на 72 часа в холодильник. После этого, сегменты спинного мозга заключались в 1,0% желатину на ОДМ

фосфатном буфере с PH = 7,2 - 7,4. В криостате (-25°С) приготавливались поперечные и продольные срезы толщиной 50 мкм. Срезы помещались на предметные стекла, покрытые желатиной на фосфатном буфере, и сушились 2-3 часа. После ополаскивания дистиллированной водой сушились в темноте при комнатной температуре в течение 24-х часов. Срезы заключались в равную смесь глицерина с фосфатным буфером и накрывались покровными стеклами.

Препараты изучали на флуоресцентном микроскопе «Micros» MC 200 F (Austria) при длине волны возбуждения флуоресценции 420 - 650 нм. На серийных срезах сегментов L4-L6 спинного мозга осуществлялась идентификация маркированных нейронов в норме. Подсчет количества нейронов с одновременным определением их размерных групп производился с помощью окулярной сетки имеющей 256 квадратов при увеличении Х400. Площадь квадрата составляла 1,18 мм2.

Подсчет маркированных нейронов производился по ядрам, поскольку в литературе имеются основания для использования этого метода наравне с методом объемной реконструкции перикарионов, который позволяет более точно определить количество нейронов, но является трудоемким (Ma J. et а]., 2001).

Фоторегистрация производилась на флуоресцентном микроскопе Carl Zeiss Axiovert 200 камерой Carl Zeiss AxioCam MRc.

Приготовление полутонких срезов.

Изучение внутриствольного строения СН в норме и после его перерезки производилось на полутонких срезах. Материалом послужили участки СН на уровне верхней трети бедра интактных животных (п=3), а так же проксимальная и дистальная культи нервов экспериментальных крыс (п=3) через 300 суток после его перерезки. Материал фиксировался в 2,0% глютаровом альдегиде на 0,1М фосфатном буфере (РН=7,4). Фиксация проводилась в течение 60-ти минут при комнатной температуре. Далее образцы постфиксировались раствором 1,0% OS2O4 на 0,1М фосфатном буфере (РН=7,4). На следующем этапе образцы обезвоживались в водных растворах этанола: 50%, 60%, 70%, 80%, 90%, в 3-х порциях 100% этанола и в 100% ацетоне при комнатной температуре по 15 минут в каждом реактиве. После обезвоживания образцы выдерживали в течение 60-ти минут в смеси ацетона с эпоксидной смолой (1:1) при комнатной температуре. Затем образцы заключались в смолу, состоящую из следующих компонентов: Araldite М, Ероп 812, Epon Hardener DDSA, Epon Accelerator DMP 30 (22,5 мл, 22,5 мл, 60,0 мл, 0,6 мл соответственно) и пропитывались в ней 60 минут при температуре 37-40° С, а далее производилась их полимеризация в течение 2-х суток при 60-70°С. С блоков готовили полутонкие поперечные срезы толщиной 1мкм на ультратоме Ultracut фирмы Reichert-Jung (Austria). Просмотр материала осуществлялся на микроскопе «Micros» MC 200 F (Austria) в световом режиме.

Статистический анализ

Статистический анализ проведен с помощью компьютерной программы Statistica 6.0. Результаты подсчета представлены в виде М±о, где М - среднее количество нейронов, п - количество животных в каждой группе, а -стандартное отклонение. Для выявления достоверности различий между группами использовались Wilcoxon test и непараметрический критерий Mann-Whitney test. Достоверными считались результаты при р < 0,05. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ 1. Локализация и количественный анализ популяции мотонейронов седалищного нерва в норме

Для выявления популяции МН, участвующих в формировании СН, нами были проанализированы сегменты L1-L6 и S1 спинного мозга белых нелинейных крыс. Непосредственное место выхода вентрального корешка из соответствующего сегмента спинного мозга идентифицировали, как середину каждого сегмента.

Исследования проводились на двух группах интактных животных. У первой группы введение Mini-Ruby через СН осуществлялось только с правой стороны (п=7). У второй группы - через правый и левый СН (п=7).

Для определения посегментарного распределения МН в спинном мозге, участвующих в формировании СН, были приготовлены продольные срезы вентральных рогов, от ростральной части сегмента L1 до каудальной S1, соответствующие IX пластине Рекседа (Molander С. et аЦ 1984). В сегментах L1-L3, S1 маркированных МН не было выявлено. Маркированные МН располагались в сегментах L4-L6. Здесь они сформировали непрерывный тяж клеток, имеющий среднюю протяженность 8,51 ±0,13 мм, что согласуется с данными J.E. Swett et al. (1986); М. Behnam-Rasouli et al. (2000). Количество и плотность МН увеличивались в местах выхода корешков L4, L5 и L6. Длина каждого сегмента спинного мозга в среднем составила: L4 -3,07±0,11 мм, L5 - 2,85±0,10 мм, a L6 - 2,59±0,09 мм.

У второй группы животных был проведен количественный анализ популяций МН в сегментах L4-L6 спинного мозга билатерально.

Рис. 1.

Распределение популяции мотонейронов в вентральных рогах поясничных сегментов спинного мозга (1 - заднее латеральное ядро,

2 - собственное ядро,

3 - переднее латеральное ядро)

Выявлено, что популяция МН, маркированных через СН, локализуется в переднем и заднем латеральных, и частично в центральном ядрах (рис 1). В каудальном направлении изменяется плотность расположения МН в передних и задних латеральных группах ядер. Так в сегменте Ь4, большая плотность маркированных нейронов характерна для переднего латерального ядра, а в сегментах Ь5 и Ь6 максимальное количество нейронов наблюдалось в заднем латеральном ядре. В центральном ядре количество маркированных МН было незначительно на протяжении всего клеточного тяжа.

Установлено, что общее количество маркированных МН на правой и левой стороне составляет 816,86±39,37 и 835,42±32,79 соответственно, то есть не имеет достоверных различий. Выявлено, что количество МН в сегментах Ь4, 1Д Ь6 спинного мозга справа и слева так же, достоверно не отличается (таблица 2).

Таблица 2. Общее количество и размерные группы популяции мотонейронов в сегментах спинного мозга в норме. Введение Mini-Ruby через левый и правый седалищный нерв _

Сегменты спинного мозга Левая сторона (п=7) Правая сторона (п=7)

Всего (М±а) Большие нейроны (М±а) Малые нейроны (М±а) Всего (М±о) Большие нейроны (М±о) Малые нейроны (М±а)

L4 248,14 ±10,96 100% 232,00 ±10,34 93,50% 16,14 ±4,56 6,50% 241,57 ± 82,55 100% 225,00 ± 15,67 93,14% 16,57 ±2,77 6,86%

L5 360,42 ±7,46 100% 340,00 ±5,63 94,33% 20,42 ±5,13 5,67% 359,29 ±9,92 100% 338,48 ± 10,19 94,21% 20,81 ±3,59 5,79%

L6 226,86 ±19,04 100% 208,15 ±15,30 91,75% 18,71 ±6,13 8,25% 216,00 ± 22.56 100% 201,51 ± 18,89 93,29% 14,49 ±5,15 6,71%

ИТОГО 835,42 ± 32,79 100% 780,15 ±26,08 93,37% 55,27 ±9,74 6,63% 816,86 ±39,37 100% 764,99 ±33,19 93,65% 51,87 ±8,63 6,35%

- различия между количеством больших и малых нейронов левой стороны и больших и малых нейронов правой стороны достоверны (р < 0,05)

- достоверных различий между выборками больших нейронов левой и правой стороны не выявлено (р > 0,05)

- достоверных различий между выборками малых нейронов левой и правой стороны не выявлено (р > 0,05)

Показано, что наибольшее количество маркированных МН у интактных животных локализуется в сегменте Ь5 (43,99% на правой и 43,14% на левой стороне). На долю сегмента Ь4 приходится 29,57% нейронов справа и 29,70% слева; сегмента Ьб - 26,44% и 27,16% соответственно (рис. 2).

Левая сторона спинного мозга Правая сторона спинного мозга

X 44%ЧС30% J 1 iHflr

JJXmmm

1 L4 Ц LS [ □Ь6

Рис. 2. Распределение популяции мотонейронов по сегментам спинного мозга в норме, введение Mini-Ruby через левый и правый седалищный нерв

Вопрос о размерных группах МН обсуждался, во многих известных работах (Aitken J.T., Bridger J.E., 1961; Bryan R.N. et al, 1972; Pellegrini M. et al., 1977; Westbury D.R, 1979, 1982; Brushart T.M, Mesulam M,M, 1980; Peyrormard J.M, Charron L, 1980; Egger D.M., Egger D.L, 1982; Johnson I.P, 1986; Rokx J.T.M. et al, 1987; Horcholle-Bossavit G. et al, 1988; Johnson I.P, Sears T.A, 1988; Madison R.D. et al, 1996).

Основываясь на результатах морфометрии, нами были выделены две размерные группы МН: большие и малые, в зависимости от диаметра их перикарионов. Измерения размеров тел нейронов производились на центральных срезах при наличии ядрышек на препаратах, окрашенных по методу Ниссля. К группе больших МН были отнесены клетки диаметром более 25 мкм, а к малым - с диаметром менее 25 мкм. При маркировании Mini-Ruby размерные группы МН определялись при наличии ядра (Novikova L. et al, 1996; Welina D. et al, 2009).

При сравнении маркированных МН по размерным группам, было установлено, что их количество распределилось следующим образом -764,99±33,19 больших и 51,87±8,63 малых на правой и 780,15±26,08 больших и 55,27±9,74 малых на левой стороне спинного мозга (таблица 2).

То есть, наиболее малочисленной оказалась группа малых МН, на их долю приходится в среднем 6,35% нейронов правой и 6,63% левой сторон. Большие клетки составляют основную группу среди популяции маркированных МН - 93,65% справа и 93,37% слева, что соответствует данным Л.Н. Дьячковой с соавт. (1972). Такое соотношение размерных групп характерно и для отдельных сегментов L4, L5 и L6 спинного мозга, как с правой, так и с левой стороны (таблица 2).

Общее количество маркированных МН в сегментах L4-L6 спинного мозга и распределение их по отдельным сегментам с правой и левой стороны в норме не имеет достоверных различий.

По данным M.Z. Janjua, S.K. Leong (1984); J.E. Swett et al. (1991) R.D. Madison et al. (1996); P. Negredo et al. (2004); B.S. Lutz, D. Lidman (2005); R. Redett et al. (2005); A. Jabbar et al. (2007); G.C. de Ruiter et al. (2008) популяция МН, формирующих CH крысы, может локализоваться в сегментах L2-L6, SI спинного мозга. Однако данные, полученные в нашем исследовании, свидетельствуют, что у всех групп контрольных животных в сегментах LI, L2, L3 и S1 спинного мозга маркированных МН обнаружено не было. Таким образом, в формировании СН белой нелинейной крысы принимает участие популяция МН спинного мозга, локализованная в сегментах L4, L5 и L6.

Полученные результаты представляют группу контрольных показателей, необходимых для последующего изучения посттравматических изменений в популяции МН после перерезки СН.

2. Посттравматические изменения в популяции мотонейронов после перерезки седалищного нерва

Для установления потенциальных возможностей МН к регенерации была проведена на разных сроках эксперимента раздельная аппликация проксимальной и дистальной культей, перерезанного СН. В результате были выявлены категории МН: элиминирующие и переживающие.

Переживающие включают в себя «регенерируюище» клетки, аксоны которых проросли в дистальную культю и «резервные» нейроны, их аксоны не преодолели рубец, но они могут, участвовать при определенных условиях в регенерации или элиминировать (Ермолин И.Л., 2006; Тимофеева Л.Б. и соавт., 2010; Тимофеева Л.Б. и соавт., 2011).

При маркировании через проксимальную культю СН были выявлены переживающие (таблица 3, рис. 3) и элиминирующие МН. На 30-е сутки в изучаемых сегментах спинного мозга не было обнаружено значительной гибели МН. Важным является факт сохранения переживающих МН, которые составили 87,62% от всей популяции в норме. Полученные данные подтверждают устойчивость МН к повреждению их аксонов на ранних сроках (Carlson J. et al., 1979; Swett J.E. et al., 1991; Vanden-Noven S. et al., 1993; Brushart T.M. et al., 1998; Brannstrom Т., Kellerth J.-O., 1999). Ha 90-e сутки элиминация МН продолжилась, незначительно превысив показатели 30-х суток. Количество переживающих нейронов уменьшилось до 82,02%, что достоверно отличается от нормы. Начиная со 150-х суток и до конца эксперимента, было выявлено статистически значимое увеличение гибели аксотомированных нейронов. Так на 150-е сутки, переживающие МН уменьшились до 61,23%, а к 300-м суткам до 40,41% от нормы (таблица 3). Вероятно, элиминировавшие МН оказались неспособны к восстановлению утраченных и созданию новых контактов (Crouch M.F. et al., 1994).

Таблица 3. Общее количество мотонейронов в популяции и распределение их в сегментах спинного мозга при введении Mini-Ruby через седалищный нерв в норме и проксимальную культю после его перерезки на разных сроках

Сегменты спинного мозга Норма (п=7) (М±а) 30 суток (п=8) (М±а) 90 суток (п=5) (М±0) 150 суток (п=5) (М±а) 300 суток (п=8) (М±о)

L4 241,57 ±82,55 100% 200,13 ±34,42* 82,85% 196,20 ±44,01** 81,22% 161,40 ±39,50** 66,81% 108.75 ±15,08** 45,02%

L5 359,29 ±9,92 100% 344,38 ±20,11* 95,85% 318,60 ±35,25** 88,67% 243.80 ±45,35** 67,86% 150,38 ±23,83** 41,85%

L6 216,00 ±22,56 100% 171,25 ±53,86* 79,28% 155,20 ±13,08** 71,85% 95,00 ±29,41** 43,98% 71,00 ±8,28** 32,87%

ИТОГО 816,86 ±39,37 100% 715,75 ±95,17* 87,62% 670,00 ±75,93** 82,02% 500,20 ±106,26** 61,23% 330,13 ±43,10** 40,41%

** - достоверно отличается от нормы (р < 0,05)

I большие нейроны

малые нейроны

Рис. 3. Динамика общего количества мотонейронов в популяции и соотношение их размерных групп в сегментах спинного мозга в норме и при введении Mini-Ruby через проксимальную культю седалищного нерва

При введении Mini-Ruby через дистальную культю СН были установлены «регенерирующие» нейроны (таблица 4, рис. 4). Наибольшее количество МН, аксоны которых смогли преодолеть зону рубца, было выявлено на 90-е и 150-е сутки - 34,01% и 30,26% от нормы соответственно. Данные на 30-е и 300-е сутки демонстрируют меньшие значения и так же близки между собой - 23,36% и 24,03% от популяции нейронов в норме соответственно (таблица 4). Количественные показатели «регенерирующих»

МН хотя и изменялись на протяжении всего эксперимента, но не были статистически достоверны.

Таблица 4. Общее количество мотонейронов в популяции и распределение их в сегментах спинного мозга при введении Mini-Ruby через седалищный нерв в норме и дистальную культю после его перерезки на разных сроках

Сегменты спинного мозга Норма (n=7) (М±ст) 30 суток (ч=5) (М±а) 90 суток (п=5) (М±а) 150 суток (п=5) (М±а) 300 суток (п=7) (М±а)

L4 241,57 ±82,55 100% 51,20 ±10,92* 21,19% 79,40 ±38,97* 32,87% 75,80 ±13,99* 31,38% 58,57 ±6,83* 24,25%

L5 359,29 ±9,92 100% 107,60 ±17,99* 29,95% 146,20 ±59,18* 40,69% 122,80 ±45,17* 34,18% 92,43 ±35,89* 25,73%

L 6 216,00 ±22,56 100% 32,00 ±7,11* 14,81% 52,20 ±26,64* 24,17% 48,60 ±10.06* 22,50% 45,29 ±5,50* 20,97%

ИТОГО 816,86 ±39,37 100% 190,80 ±10,23* 23,36% 277,80 ±121,89* 34,01% 247,20 ±54,99* 30,26% 196,29 ±42,13* 24,03%

* - достоверно отличается от нормы (р < 0,05)

900

аз

g 800

J. 700

g 600

§ 500

I 400

g 300

§ 200

с 100 о

* о

Норма ЗОсуток ЭОсуток 150суток ЗООсуток

□ большие нейроны В малые нейроны

Рис. 4. Динамика общего количества мотонейронов в популяции и соотношение их размерных групп в сегментах спинного мозга в норме и при введении Mini-Ruby через дистальную культю седалищного нерва

По данным литературы при различных . способах восстановления периферических нервов количество регенерировавших МН увеличилось (Gilmour J.A. et al., 1995; Madison R.D. et al., 1996; Brushart T.M. et al., 1998;

Valero-Cabre A. et al., 2001, 2004; Redett R. et al., 2005; Puigdellivol-Sanchez A. et al., 2006). Однако в ряде случаев, даже использование методов пластики, не гарантировало успешной регенерации (Negredo P. et al., 2004; de Ruiter G.C. et al., 2008).

Нами было установлено, что на протяжении всего эксперимента происходило уменьшение «резервных» МН. Наибольшее их количество выявлено на 30-е и 90-е сутки исследования - 64,26% и 48,01% соответственно. Начиная со 150-х суток, количество данных нейронов сократилось, уменьшившись к концу эксперимента до 16,38% от нормы.

По отдельным изучаемым сегментам спинного мозга маркированные нейроны распределялись неравномерно. Больше всего переживающих и «регенерирующих» МН от нормы выявлено в сегменте L5, меньше всего - в L6. Такое соотношение их количества, с незначительными изменениями было характерно для всех сроков наблюдения (таблица 3,4; рис. 3,4).

Начиная с 30-х суток эксперимента, произошли изменения в соотношении больших и малых МН по сравнению с показателями в норме. Анализ размерных групп среди переживающих нейронов на 30-е сутки выявил резкое увеличение в 4 раза количества малых МН по сравнению с нормой. Малые МН составили 29,47% от всех переживающих клеток (рис.3). Среди «регенерирующих» МН, также было установлено достоверное увеличение количества малых нейронов, составляющих почти половину -46,33% (рис.4). Это соответствует результатам исследований С.С. Као et al. (1977); S. Vanden-Noven et al. (1993); L.J. Martin et al. (1999); A.A. Delshad et al. (2008).

На 90-е сутки количество малых МН продолжило увеличиваться, превысив норму в 4,5 раза. Выявлено 35,73% малых МН от всех переживающих (рис.3). Интересно отметить, что среди «регенерирующих» нейронов, была выявлена тенденция их возвращения к показателям в норме. Малые МН составили 7,85% (в норме 6,35%), большие 92,15% (в норме 93,65%) (рис.4). По сравнению с 30-ми сутками, где соотношение больших и малых нейронов было примерно равное, на данном сроке вновь преобладают большие МН. По-видимому, МН, чьи аксоны регенерировали через рубец, смогли восстановиться до исходных размеров (SeniukN.A., 1992).

На 150-е сутки количество малых МН среди переживающих по сравнению с предыдущим сроком уменьшилось, но все еще превышает норму в 2,6 раза. Малые МН составляют 27,51% от всех переживающих клеток (рис.З). Среди «регенерирующих» МН наблюдалась тенденция к возвращению соотношения размерных групп к норме, как на 90-е сутки. Общее количество малых МН на 150-е сутки составило 8,50%, больших -91,50% (рис.4).

На 300-е сутки общее количество малых нейронов среди переживающих клеток составило 11,40%, больших нейронов - 88,60%. Такое соотношение размерных групп МН приближается к показателям в норме (рис.З). Аналогичная тенденция касается и «регенерирующих» МН. К концу

эксперимента преобладают большие МН над малыми - 94,69% и 5,31% соответственно (рис.4).

По отдельным сегментам изменение соотношения размерных групп МН демонстрирует на всех сроках такую же тенденцию (рис.3,4).

Таким образом, перерезка СН вызвала посттравматические изменения в популяции МН с сочетанием дегенеративных и реларативных процессов на всех сроках наблюдения. Ведущим показателем ретроградной дегенерации является массовая элиминация МН, возникающая вследствие повреждения их аксонов, которая продолжается на всех сроках, не завершаясь и к 300-м суткам эксперимента (таблица 3; рис. 3).

Для выявления возможных изменений в популяции МН контрлатеральной стороны спинного мозга было проведено ее исследование на всех сроках эксперимента. Это было вызвано тем, что по данным ТА. вИтоиг (Л а\. (1995); Б.Т Мас1огеку ег а1. (1998) повреждение нерва на ипси-стороне вызывает изменения и на противоположной. Кроме этого есть сведения, указывающие на уменьшение количества МН у крыс с возрастом К. Таёа е1 а1. (1979); 1.А. БсатЬпк ег а1. (1990); О.Б. ЯооПпап е1 а1. (1981).

Сравнение популяции маркированных МН контрлатеральной стороны интактных и экспериментальных животных на 30-е, 90-е, 150-е и 300-е сутки, не показало достоверных различий, как по общему количеству нейронов в сегментах Ь4-Ь6 спинного мозга, так и по отдельным сегментам. Анализ соотношения больших и малых МН так же, не выявил достоверных различий (рис. 5).

Норма ЗОсуток ЭОсуток 150суток ЗООсуток

I I большие нейроны Ш малые нейроны

Рис. 5. Общее количество мотонейронов в популяции и соотношение их размерных групп в сегментах спинного мозга при введении Mini-Ruby через седалищный нерв контрлатеральной стороны

То есть, представляется возможным использовать популяцию МН контрлатеральной стороны экспериментальных животных в качестве контроля при одностороннем воздействии на СН, что согласуется с данными

M. Behnam-Rasouli et al. (2000); T. Tiraihi, M.J. Rezaie (2003); B.S. Lutz, D. Lidman (2005); A. Puigdellivol-Sanchez et al. (2006); A. Roozbehi et al. (2006); K. Saxena et al. (2007); A.A. Delshad et al. (2008); T. Chu et al. (2008) и др.

3. Морфология седалищного нерва в норме

На уровне верхней трети бедра в СН хорошо различаются четыре пучка нервных волокон, окруженных периневрием. Они соответствуют большеберцовому (п. tibialis), малоберцовому (п. peroneus), икроножному (п. suralis) и боковому икроножному (lateral sural п.) нервам (Bruner R. et al,

1980); Swett J.E., 1986).

Внутри пучков, окруженных периневрием, миелиновые нервные волокна располагаются равномерно и отделены друг от друга тонкими прослойками соединительной ткани, содержащей сосуды. По нашим данным количество миелиновых волокон СН на уровне верхней трети бедра составило 5301,00±499,04 на левой и 5371,33±548,69 на правой стороне (рис. 6).

На полутонких срезах СН в норме все миелиновые волокна были разделены по калибру на три группы. Диаметр крупных волокон составил 9,78±0,98 мкм, средних - 5,86±0,68 мкм, мелких - 3,07±0,33 мкм. Аналогичное разделение миелиновых волокон по диаметру производили H.A. Щудло с соавт. (2001), но в седалищном нерве собаки.

Крупные миелиновые волокна были наиболее многочисленны, как с левой - 48,16%, так и с правой - 50,02% стороны. Волокна среднего калибра составили 43,87% слева и 43,58% справа. Самой малочисленной оказалась группа мелких волокон - 7,97% слева и 6,39% справа (рис.6).

6000

g 5000 О

g 4000 oci

О 3000

§ 2000 s

g 1000 о

6301.00 53Л. Р

/ щ 1 1 '

лщ ш [

/ '§2552.67 • 4МШ 2125,67 2 6,8 7,( ¡0 2Щ,00

1 ЙЙ !

/ 1 422,67 ! :>ЙЯ 343.33 I

НШ-Ш1---Г

Всего Кр Ср М Всего Кр Ср М

Левый седалищный нерв Правый седалищный нерв

Рис. 6. Общее количество и размерные группы миелиновых нервных волокон в левом и правом седалищных нервах в норме (Всего - общее количество волокон, Кр - крупные волокна, Ср - средние волокна, М - мелкие волокна)

Статистически достоверных различий между общим количеством миелиновых нервных волокон и соотношением их размерных групп в левом

и правом СН не найдено (р > 0,05), что соответствует исследованиям D. Prodanov, Н.К.Р. Feirabend (2007).

4. Изменение структуры седалищного нерва после его перерезки

Структурное и функциональное восстановление периферических нервов после перерезки у крысы на ранних сроках (до 100 суток) достаточно изучено (Le Beau J.M. et al., 1988; Hasan N.A-K.E-S. et al., 1996; Kadoya T. et al, 2005). Данные же касающиеся более длительных периодов наблюдений связаны или с хирургическим восстановлением поврежденных нервов молодых крыс (Kawasaki Y. et al., 2000; Meek M.F. et al., 2007), или предотвращением регенерации в дистальные участки нервов (Peyronnard J.M. et al., 1986; Kerezoudi E. et al., 1995). В связи с этим, нами было проведено исследование СН на 300-е сутки после его перерезки.

Известно, что в области травмы формируется рубец, который делит поврежденный нерв на проксимальную и дисталыгую культи (Григорович К.А., 1969,1981; Щудло М.М., 1999; Morris J.H. et al., 1972; Ahmed AM Weller R.O., 1979 и др.).

Таблица 5. Общее количество и соотношение размерных групп миелиновых нервных волокон в интактном нерве, в проксимальной и дистальной культе седалищного нерва на 300-е сутки после его перерезки

Кол-во ^^ волокон Интактный Проксимальная Дистальная

Размерные^^ группы нерв (п=3) культя (п=3) культя (п=3)

Общее кол-во 5371,33 4288,33 3348,67

волокон ±548,69 ±464,17* ±1072,64*

(М±а) 100% 79,84% 62,34%

Крупные 2687,00 1543,33 683,67

волокна ±286,97 ±211,52* ±52,62*

(М±с) 100% 57,44% 25,44%

Средние 2341,00 1837,00 1323,67

волокна ±551,07 ±145,43* ±430,59*

(М±а) 100% 78,47% 56,54%

Мелкие 343,33 908,00 1341,33

волокна ±108,65 ±329,46* ±802,65*

(М±а) 100% 264,47% 390,68%

* - различия между интактным нервом и данными выборками достоверны при (р < 0,05)

По нашим наблюдениям к 300-м суткам в проксимальной культе СН на уровне 5-ти мм от рубца сохраняется пучковость и все оболочки, характерные для интактного нерва. Однако в эпи- и периневрии жировая ткань выражена в большей степени, чем в норме. Общее количество миелиновых волокон уменьшилось до 79,84% от интактного нерва. При этом наблюдается уменьшение количества волокон диаметром более 4 мкм (что соответствует данным Dyck P.J. et al., 1981). По нашим данным крупных волокон становится 57,44%, а средних 78,47% от нормы. Число волокон

мелкого калибра существенно увеличивается, достигая 264,47% от интактного нерва (таблица 5).

В дистальной культе СН на уровне 5-ти мм от рубца наружные оболочки нерва сохраняются, но в эпиневрии выявляются регенерирующие нервные волокна, а эндоневрий толще, чем в норме. Внутриствольная организация нервного ствола значительно отличается от интактного нерва, что выражается в появлении мелкопучковости. Визуальный анализ выявил преобладание нервных волокон с тонкими миелиновыми оболочками, крупные волокна не многочисленны (согласуется с данными Le Beau J.M. et al., 1988; Giannini C. et al., 1989). По нашим наблюдениям пучки образованы в основном продольно ориентированными миелиновыми нервными волокнами. Значительная их часть образует мультипликации. Общее количество миелиновых волокон уменьшается до 62,34% от нормы (что соответствует данным Horch K.W., Lisney S.J., 1981; Le Beau J.M. et al., 1988; Giannini C. et al., 1989). При этом особенно уменьшилось количество крупных волокон до 25,44% от нормы. Средние и мелкие нервные волокна демонстрируют практически одинаковые абсолютные показатели, однако по сравнению с нормой количество средних волокон уменьшилось до 56,54%, а мелких наоборот увеличилось до 390,68% (таблица 5). Увеличение волокон мелкого калибра можно объяснить тем, что, преодолевая зону соединительнотканного рубца, диаметр волокон уменьшается с появлением множественных мультипликаций.

В нашем исследовании перерезка СН к 300-м суткам привела к гибели значительного количества аксотомированных МН. Показатель переживающих и «регенерирующих» нейронов к данному сроку в изучаемой популяции МН значительно уменьшился, достигая 40,41%о и 24,03% от нормы соответственно. То есть, гибель аксотомированных нейронов повлекла за собой уменьшение количества миелиновых волокон поврежденного CH. С другой стороны, изменения, произошедшие в проксимальной и дистальной культях данного нерва, и негативное влияние соединительнотканного рубца (Зяблов В.И., Карлсон Б.М., 1986; Гретен А.Г., 1990; Величанская А.Г., Гретен А.Г., 2004; Ермолин И.Л., 2006; Cajal S.R., 1928 и др.) привело к дегенеративным изменениям в популяции МН.

Таким образом, из проведенных исследований и обзора литературы, очевидно, что полное восстановление СН после его перерезки даже при использовании хирургических методов не дает существенных результатов. То есть, для повышения показателей регенерации совместно с анатомическим восстановлением необходимо применять дополнительно различные стимуляторы и факторы роста нервов (Челышев Ю.А., 1995; Zochodne D.W., Cheng С., 2000; Zochodne D.W., 2000).

Важным вопросом является установление оптимальных сроков для проведения мероприятий по анатомическому восстановлению перерезанного нерва. В нашем случае эти сроки определены количеством «резервных» МН и ограничены 30-ми и 90-ми сутками после его повреждения.

выводы

1. Популяция мотонейронов, участвующих в формировании седалищного нерва у белой нелинейной крысы в норме, локализуется в сегментах L4-L6 спинного мозга. В пластине Рекседа данная популяция имеет длину 8,51±0,13 мм, расширяясь в местах выхода вентральных корешков. Сегменты имеют разную длину: L4 - 3,07±0,11 мм; L5 - 2,85±0,10 мм; L6 - 2,59±0,09 мм. Посегментарно мотонейроны распределяются неравномерно. Наибольшее их количество локализуется в сегменте L5 -43,99% на правой стороне и 43,14% на левой стороне (от всей популяции). На долю сегмента L4 приходится 29,57% нейронов справа и 29,70%) слева, сегмента L6 - 26,44% справа и 27,16% слева.

2. В популяции мотонейронов седалищного нерва в норме выделены две размерные группы: большие (d>25 мкм) и малые (d<25 мкм). Группа больших мотонейронов составляет 93,65% с правой и 93,37% с левой стороны, а малых - 6,35% справа и 6,63% слева.

3. После перерезки седалищного нерва в популяции выделены категории элиминирующих и переживающих мотонейронов, последняя включает «регенерирующие» и «резервные» клетки. Среди элиминирующих нейронов выявлена тенденция к увеличению их количества на всех сроках эксперимента, достигающая к 300-м суткам 59,59% от популяции. На сроках 30, 90, 150 и 300 суток количество «регенерирующих» нейронов составляло 23,36%, 34,01%, 30,26% и 24,03%) от нормы, а «резервных» -64,26%), 48,01%), 30,97%) и 16,38% соответственно. Основываясь на полученных данных, сроки восстановления двигательной части рефлекторной дуги ограничены 90-ми сутками..

4. Перерезка седалищного нерва на ранних сроках приводит к изменению соотношения размерных групп мотонейронов, в сторону увеличения малых нейронов. Среди «регенерирующих» мотонейронов процентное соотношение размерных групп приближается к показателям в норме на 90-е сутки, а среди переживающих - на 300-е сутки эксперимента.

5. В седалищном нерве белой нелинейной крысы количество миелиновых волокон на уровне верхней трети бедра в норме составляет 5371,33—548,69 на правой и 5301,00±499,04 на левой стороне.

Перерезка седалищного нерва на 300-е сутки приводит к изменению архитектоники нерва. В проксимальной культе общее количество миелиновых волокон уменьшается до 79,84%, а в дистальной культе до 62,34%о по сравнению с интактным нервом. В дистальной культе появляется мелкопучковость и уменьшается калибр миелиновых нервных волокон вследствие их мультипликаций.

Публикации по теме диссертации:

1. Ермолин И.Л., Величанская А.Г., Тимофеева Л.Б., Благова Н.В., Ермолина Е.А. / Выживаемость нейронов после повреждения их отростков у взрослой крысы // Морфология - 2008. - Т.134, №5 - С. 68.

2. Благова H.B.,. Ермолин И.Л., Величанская А.Г., Ермолина Е.А. / Количественный анализ билатеральных мотонейронов поясничного отдела спинного мозга у половозрелых крыс в норме // Научно-практическая конференция с международным участием, посвященная 85-летию со дня рождения д.м.н., профессора Степанова П.Ф. - Смоленск -

2009.-С. 14-15.

3. Благова Н.В., Ермолин И.Л. / Количественный анализ популяции мотонейронов спинного мозга, участвующих в образовании седалищного нерва // Морфология - 2010. - №4 - С. 33.

4. Благова Н.В., Ермолин И.Л. / Особенности распределения популяции мотонейронов спинного мозга участвующих в седалищном нерве взрослых крыс // Журнал теоретической и практической медицины - 2010. - Т.8, спец. выпуск - С. 76-77.

5. Тимофеева Л.Б., Благова Н.В., Величанская А.Г., Балалаева И.В., Ермолин И.Л. / Морфология популяций чувствительных и моторных нейронов, формирующих седалищный нерв в норме и при его перерезке у взрослых крыс // Современные технологии в медицине -

2010.-№3.-С. 18-23.

6. Тимофеева Л.Б., Благова Н.В., Величанская А.Г., Ермолин И.Л. / Динамика количества чувствительных и моторных нейронов, участвующих в регенерации седалищного нерва крысы после его перерезки // Морфологические ведомости - 2011. - №1. - С. 52-57.

7. Тимофеева Л.Б., Благова Н.В., Величанская А.Г., Ермолин И.Л. / Устойчивость чувствительных и моторных нейронов в ответ на перерезку их периферических отростков // Современные технологии в медицине - 2011. - №2. - С. 114-117.

Список сокращений:

«регенерирующие» нейроны - ретроградно маркированные через дистальную культю регенерировавшего нерва, их аксоны преодолевают рубец

«резервные» нейроны - их аксоны не преодолели рубец, но они могут, участвовать при определенных условиях в регенерации или элиминировать

переживающие нейроны - ретроградно маркированные через проксимальную культю регенерировавшего нерва

МН - мотонейроны СН - седалищный нерв

LI - 1-й поясничный сегмент L2 - 2-й поясничный сегмент L3 - 3-й поясничный сегмент L4 _ 4-й поясничный сегмент L5 - 5-й поясничный сегмент L6 - 6-й поясничный сегмент S1 - 1-й сакральный сегмент

Подписано к печати 13.10.11. Формат 60x84V16 Бумага писчая. Печать офсетная. Гарнитура «Тайме» Усл. печ. л. 1. Тираж 100 экз. Заказ 85.

Полиграфический участок НГМА 603005, Н. Новгород, ул. Алексеевская, 1

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Благова, Наталья Вениаминовна

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Морфология мотонейронов в норме.

1.2. Распределение мотонейронов, формирующих седалищный нерв, по сегментам спинного мозга.

1.3. Реакция мотонейронов на повреждение их отростков

1.3.1. Перерезка и разрыв периферических нервов.

1.3.2. Пережатие нерва.

1.3.3. Пластика нерва.

1.4. Морфология седалищного нерва.

1.4.1. Исследование седалищного нерва в норме.

1.4.2. Посттравматические изменения в периферическом нерве

2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Характеристика экспериментальных животных.

2.2. Техника эксперимента.

2.3. Методы гистологического исследования.

2.4. Статистический анализ.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Локализация и количественный анализ популяции мотонейронов седалищного нерва в норме.

3.2. Посттравматические изменения в популяции мотонейронов после перерезки седалищного нерва.

3.2.1. Количественный анализ мотонейронов на 30-е сутки после перерезки седалищного нерва.

3.2.2. Количественный анализ мотонейронов на 90-е сутки после перерезки седалищного нерва.

3.2.3. Количественный анализ популяции мотонейронов на 150-е сутки после перерезки седалищного нерва.

3.2.4. Количественный анализ популяции мотонейронов на 300-е сутки после перерезки седалищного нерва.

3.3. Исследование седалищного нерва.

3.3.1. Строение седалищного нерва в норме

3.3.2. Изменение структуры седалищного нерва после его перерезки.

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Морфология мотонейронов спинного мозга в норме и при перерезке седалищного нерва у взрослой крысы"

Вопрос о восстановлении периферических нервов после повреждения остается актуальным в современной медицине. В зависимости от тяжести повреждения возникающего1 при пересечении, разрывах, компрессии нерва наблюдаются1 длительные нарушения двигательных функций, потеря чувствительности, а так же вегетативно-трофические нарушения, что является следствием дегенерации- нервных волокон в дистальном участке нерва и гибели части аксотомированных нейронов.

Для изучения регенерации периферического нерва в эксперименте часто • используется модель травмы седалищного нерва (СН) крысы. Во многих работах исследуется не конкретная популяции мотонейронов (МН), а общее количество нейронов трех — четырех сегментов поясничного отдела спинного мозга (Terao S. et al., 1997; Behnam-Rasouli М. et al., 2000; Kalmar В. et al., 2002; Tiraihi Т., Masoudian N., 2003; Tiraihi Т., Rezaie M.J., 2003; SaxenaK. et al., 2007).

Однако не все аксоны МН данного отдела спинного мозга участвуют в формировании СН, в связи, с чем потенциальная возможность их регенерации оценивается не объективно. Для корректной оценки количества МН, выживающих после травмы СН, и способных участвовать в его восстановлении, необходимо оценить количественно популяцию МН данного нерва в норме.

Метод, ретроградного маркирования нейронов флуоресцентным красителем, позволяет выявить конкретную популяцию МН, формирующих СН белой нелинейной крысы, как в норме, так и в условиях посттравматической регенерации после повреждения нерва. Выявленная динамика количества МН поясничного отдела спинного мозга и их потенциальных возможностей на разных сроках эксперимента дает возможность определить отдаленные сроки реабилитации поврежденного нерва.

Исходя из этого, были сформулированы цель и задачи исследования.

Цель исследования:

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

1. установить общее количество мотонейронов в исследуемой популяции, их посегментарное распределение и размерные группы в норме у белых нелинейных крыс.

2. проверить наличие билатеральной симметрии в популяциях мотонейронов формирующих седалищные нервы с обеих сторон в норме.

3. определить количественно гибель, выживаемость мотонейронов и их размерные группы в динамике с 30-х по 300-е сутки после перерезки седалищного нерва при маркировании раздельно через проксимальную или дистальную культю нерва.

4. выявить морфологические особенности седалищного нерва нa^ уровне верхней трети бедра у белых нелинейных крыс в норме.

5. оценить количественно посттравматические изменения в проксимальной и дистальной культе седалищного нерва на 300-е сутки после его перерезки.

6. определить наиболее отдаленные сроки возможного восстановления двигательной части рефлекторной дуги на основе количественного анализа переживающих мотонейронов.

Научная новизна исследования

Установлены сегментарные уровни локализации популяции мотонейронов, формирующих седалищный нерв белой нелинейной крысы в норме.

- Выявлена динамика гибели- мотонейронов от 30-х до 300-х суток после перерезки седалищного нерва.

- Получены' количественные данные о реакции мотонейронов различных размерных групп на перерезку их аксонов.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Популяция мотонейронов, участвующая в формировании седалищного нерва белой нелинейной крысы распределена в трех сегментах Ь4, Ь5, Ь6 спинного мозга с преимущественной локализацией в Ь4 и Ь5.

Научно-практическая значимость работы.

В работе количественно определена популяция мотонейронов спинного мозга, аксоны, которых участвуют в формировании седалищного нерва белой нелинейной крысы.

Установлена локализация и их количество в отдельных сегментах спинного мозга с правой и левой стороны. Определена в динамике количественно элиминация мотонейронов и переживающие нейроны при перерезке их аксонов в седалищном нерве. Среди переживающих мотонейронов выделены:

1) «регенерирующие» - принимающие участие в регенерации (их аксоны преодолевают рубец),

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Клеточная биология, цитология, гистология", Благова, Наталья Вениаминовна

ВЫВОДЫ

1. Популяция мотонейронов, участвующих в формировании седалищного нерва у белой нелинейной крысы в норме, локализуется в сегментах L4—L6 спинного мозга. В пластине Рекседа данная популяция имеет длину 8,51±0,13 мм, расширяясь в местах выхода вентральных корешков. Сегменты имеют разную длину: L4 - 3,07±0,11 мм; L5 - 2,85±0,10 мм; Е6 -2,59±0,09 мм. Посегментарно мотонейроны распределяются неравномерно. Наибольшее их количество локализуется в сегменте L5 - 43,99% на правой и 43,14% на левой стороне (от всей популяции). На долю сегмента L4 приходится 29,57% нейронов справа и 29,70%) слева, сегмента L6 — 26,44% справа и 27,16%) слева.

2. В популяции мотонейронов седалищного нерва в норме выделены две размерные группы: большие (d > 25 мкм) и малые (d < 25 мкм). Группа больших мотонейронов составляет 93,65% с правой и 93,37% с левой стороны, а малых - 6,35% справа и 6,63% слева.

3. После перерезки седалищного нерва в популяции выделены категории элиминирующих и переживающих мотонейронов, последняя включает «регенерирующие» и «резервные» клетки. Среди элиминирующих нейронов выявлена тенденция к увеличению их количества на всех сроках эксперимента, достигающая к 300-м суткам 59,59% от популяции. На сроках 30, 90, 150 и 300 суток количество «регенерирующих» нейронов составляло 23,36%, 34,01%, 30,26% и 24,03% от нормы, а «резервных» -64,26%, 48,01%, 30,97% и 16,38% соответственно. Основываясь на полученных данных, сроки восстановления двигательной части рефлекторной дуги ограничены 90-ми сутками.

5. В седалищном нерве белой нелинейной крысы количество миелиновых волокон на уровне верхней трети бедра в норме составляет 5371,33±548,69 на правой и 5301,00±499,04 на левой стороне.

Перерезка седалищного нерва на 300-е сутки приводит к изменению архитектоники нерва. В проксимальной культе общее количество миелиновых волокон уменьшается до 79,84%, а в дистальной культе до 62,34% по сравнению с интактным нервом. В дистальной культе появляется мелкопучковость и уменьшается калибр миелиновых нервных волокон вследствие их мультипликаций.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Благова, Наталья Вениаминовна, Нижний Новгород

1. Афанасьев, Ю.И. Морфология процессов адаптации клеток и тканей / Ю.И. Афанасьев. М.: «Медицина», 1971. - 276 с.

2. Благова Н.В., Количественный анализ популяции мотонейронов спинного мозга, участвующих в образовании седалищного нерва / Н.В. Благова, И.Л. Ермолин // Журнал «Морфология» Санкт-Петербург — 2010,-№4.-С. 33.

3. Благова Н.В., Особенности распределения популяции мотонейронов спинного мозга участвующих в седалищном нерве взрослых крыс / Н.В. Благова, И.Л. Ермолин // Журнал теоретической и практической медицины -Воронеж, 2010. — Т.8, спец. выпуск — С. 76-77.

4. Бродский, В.Я. Трофика клетки / В.Я. Бродский М.: Наука. - 1966. -355 с.

5. Быков, В.Л. Частная гистология человека (краткий обзорный курс) / В.Л. Быков. СПб.: СОТИС, 1999. - 300 с.

6. Викторов, И.В. Современные методы морфологических исследований мозга // доклады на научно-методической конференции Института мозга АМН СССР (Москва, 24-26 ноября 1969г.) / М.: ХОЗУ Минавтопрома, 1969. С. 7-10.

7. Выживаемость нейронов после повреждения их отростков у взрослой крысы / И.Л. Ермолин и др. // «Морфология». 2008. - Т. 134, № 5. - С. 68.

8. Гейнисман, Ю.Я. Данные к анализу функционально обусловленных изменений размеров тела и ядра нервной клетки / Ю.Я. Гейнисман // Цитология. 1966. -№ 8, 3. - С. 348-357.

9. Гейнисман, Ю.Я. Структурные и метаболические проявления функции нейрона / Ю.Я. Гейнисман. М.: Наука, 1974. - 207 с.

10. Голуб, Д.М. Регенерация нервов и реиннервация органов / Д.М. Голуб. Минск.: «Наука и техника», 1981. - 111 с.

11. Гретен, А.Г. Проблемные вопросы стимуляции репаративных процессов и организации синаптической зоны в поврежденной области спинного мозга / А.Г. Гретен // Восстановительные процессы в нервной системе и их коррекция. Горький, 1990. - С. 58-60.

12. Григорович, К.А. Хирургия нервов // Л. « Медицина», 1969. 446 с.

13. Григорович, К.А. Хирургическое лечение повреждений нервов // Л.: «Медицина», 1981.-302 с.

14. Динамика количества чувствительных и моторных нейронов, участвующих в регенерации седалищного нерва крысы после его перерезки / Л.Б. Тимофеева и др. // Морфологические ведомости. 2011. -№ 1. - С. 52-57.

15. Дойников, Б.С. Избранные труды по нейроморфологии и неврологии / Б.С. Дойников. М.: Медгиз, 1955. - 250 с.

16. Дьячкова, Л.Н. Нейронная организация наружной базилярной области спинного мозга кошки / Л.Н. Дьячкова, П.Г. Костюк, Н.Х. Погорелая // Нейрофизиология. 1972. - 4, № 3. - С. 296-302.

17. Ермолин, И.Л. Количественная оценка маркированных нейронов спинномозгового узла Т13 в условиях регенерации периферического нерва у взрослой крысы // Нижегородский медицинский журнал. 2006. - № 2. — С. 24-29.

18. Ермолин, И.Л. Морфология спинномозгового узла в норме и в условиях деафферентации у взрослой крысы: автореф. дис. .док. биол. наук: 03.00.25 / Ермолин Игорь Леонидович. Саранск, 2006. — 42 с.

19. Зяблов, В.И. Проблемные вопросы регенерации нервной системы / В.И. Зяблов // Симферополь: «Таврида», 1986. 38 с.

20. Жаботинский, Ю.М. Нормальная и патологическая морфология нейрона / Ю.М. Жаботинский Л.: Медицина, 1965. - 322 с.

21. Карлсон, Б.М. Регенерация / Б.М. Карлсон М.: «Наука», 1986. -296 с.

22. Лапин, С.К. Изменения в нервной системе после реимплантации конечности, сопровождающиеся осложнениями (экспериментальное морфологическое исследование) / С.К. Лапин, В.В. Шувалов // Эксперимент, хирур. и анастезиол. 1965. — № 4. — С. 58-62.

23. Морфология популяций чувствительных и моторных нейронов, формирующих седалищный нерв в норме и при его перерезке у взрослых крыс / Л.Б. Тимофеева и др. // Современные технологии в медицине. -2010.-№3.-С. 18-23.

24. Попова, Э.Н. Морфология приспособительных изменений нервных структур / Э.Н. Попова, С.К. Лапин, Г.Н. Кривицкая. М.: Медицина, 1976.-264 с.

25. Снесарев, П.Е. Общая гистология мозговой травмы / П.Е. Снесарев. -М.: Медгиз, 1946.-212 с.

26. Струков, А.И. Морфология компенсаторно-приспособительных процессов в нервной системе / А.И. Струков, С.К. Лапин // Архив патологии. 1964. - Т. 18, № 8. - С. 21.

27. Устойчивость чувствительных и моторных нейронов в ответ на перерезку их периферических отростков / Л.Б. Тимофеева и др. // Современные технологии в медицине. 2011. - № 2. - С. 114-117.

28. Царев, A.A. Топографо-анатомические особенности ветвления нервов задних конечностей крыс / А.А.Царев // Морфология. — 2008. — т. 2, вып. З.-С. 81-83.

29. Чайковский, Ю.Б. Регенерационная неврома // Морфология. 1999. -Т. 115, № 1.-С. 55-67.

30. Челышев Ю.А. Факторы поддержания регенерации периферических нервов // Успехи физиологических наук. 1995. -т. 26. — С. 57-77.

31. Чумасов, Е.И. О структуре периневрия периферической нервной системы / Е.И. Чумасов // Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. -1975. Т. 68, № 4. - С. 29-34.

32. Щудло, М.М. Реактивные свойства тканевых компонентов периферического гемато-неврального барьера их роль в репаративной регенерации нервных стволов: автореф. дис. .док. мед. наук: 03.00.11 / Щудло Михаил Моисеевич. Курган, 1999. - 37 с.

33. Acute implantation of an avulsed lumbosacral ventral root into the rat conus medullaris promotes neuroprotection and graft reinnervation by autonomic and motor neurons / T.X. Hoang et al. // Neuroscitnce. — Vol. 138, N 4.-2006.-P.l 149-1160.

34. Adult spinal motoneurons remain viable despite prolonged absence of functional synaptic contact with muscle / S. Vanden-Noven et al. // Exp. Neurol. 1993.-Vol. 123, N 1.-P. 147-156.

35. Ahmed, A.M. The blood-nerve barrier and reconstitution of the perineurium following nerve grafting / A.M. Ahmed, R.O. Weller // Neuropath, appl. neurobiol. 1979. - Vol. 5, N 6. - P. 469-483.

36. Aitken, J.T. Neuron size and neuron population density in the lumbosacral region of the cat's spinal cord / J.T. Aitken, J.E. Bridger // J. Anat. 1961. -Vol. 95, N1.-P. 38-53.

37. Aitken, J.T. Retrograde changes in fibre size following nerve section / J.T. Aitken, P.K. Thomas // J. Anat. 1962. - Vol. 96, N 1. - P. 121-129.

38. Andersen, P. The mechanical properties and innervation of fast and slow motor units in the intercostal muscles of the cat / P. Andersen, T.A. Sears // J. Physiology.- 1964.-Vol. 173, N1.-P. 114-129.

39. A novel role for the myelin-associated glycoprotein as an inhibitor of axonal regeneration / G. Mukhopadhyay et al. // Neuron. 1994. - Vol. 13. — P. 812-819.

40. Assessment of motoneuron death during development following neonatal nerve crush and Mg2+ treatment / D. Kapoukranidou et al. // Med. Sci. Monit. -2005.-Vol.11,N 10.-P. 373-379.

41. Assessment-of recovery following a novel partial nerve lesion in a rat model / T.S Malushte et al. // J. Muscle. Nerve. 2004. - Vol. 30, N 5. - P. 609-617.

42. Axonal regrowth through collagen tubes bridging the spinal cord to nerve roots / S. Liu et al. // J. Neurosci. Res. 1997. - Vol. 49, N 4. - P. 425-432.

43. Barr, M.F. A quantitive study of certain morphological changes in spinal motor neurons during axon reaction / M.F. Barr, J.D. Hamilton // J. Comp. Neurol. 1948. - Vol.89., N 2. - P. 13-122.

44. Basso, D.M. Neuroanatomical substrates of functional recovery after experimental spinal cord injury: implications of basic science research for human spinal cord injury // Phys. Ther. 2000. - Vol. 80. - P. 808-817.

45. BDNF prevents and reverses adult rat motor neuron degeneration and induces axonal outgrowth / A. Kishino et al. // Exp. Neurol. — 1997 Vol. 144. -P. 273-286.

46. BDNF/TrkB signaling regulates HNK-1 carbohydrate expression in regenerating motor nerves and promotes functional recovery after peripheral nerve repair / K.A. Eberhardt et al. // Exp. Neurol. 2006. - Vol. 198. - P. 500-510.

47. Bertelli, J. Selective motor hyperreinnervation using motor rootlet transfer: an experimental study in rat brachial plexus / J. Bertelli, J.C. Mira, M. Pecot-Dechavassine // Exp. Neurosurg. 1997. - Vol. 87, N 1. - P. 79-84.

48. Bodian, D. The regenerative cycle of motor neurons, with special reference to phosphates activity / D. Bodian, R.C. Mellors // J. Exp. Med. — 1945.-Vol. 81.-P. 469-488.

49. Brannstrom, T. Recovery of synapses in axotomized adult cat spinal motoneurons after reinnervation into muscle / T. Brannstrom, J.-O. Kellerth // Exp. Brain. Res.- 1999.- Vol.125, N 1.- P. 19-27.

50. Brown, M.C. A reassessment of the accuracy of reinnervation by motoneurons following crushing or freezing of the sciatic or lumbar spinal nerves of rats / M.C. Brown, V.J. Hardman // Brain Research. 1987. - Vol. 110, N3. - P. 695-705.

51. Bruner, R. Localiztion and neurophysiological properties of motoneurones of the m. triceps surae of the rat after retrograde labelling with Evans blue / R. Bruner, P. Zimmermann, F.W. Klussmann // Cell Tissue Res. — 1980. Vol. 212,N1.-P. 73-81.

52. Brushart, T.M. Alteration in connections between muscle and anterior horn motoneurons after peripheral nerve repair / T.M. Brushart, M.M. Mesulam // Science. 1980. - Vol. 9, N 208. - P. 603-605.

53. Brushart, T.M. Motor axons preferentially reinnervate motor pathways // J. Neuroscience. 1993. - Vol. 13, N 6. - P. 2730-2738.

54. Brushart, T.M. Preferential Reinnervation of Motor Nerves by Regenerating Motor Axons // J. Neuroscience. 1988. - Vol. 8, N 3. - P. 10261031.

55. Brushart, T.M. Specificity of muscle reinnervation after epineurial and individual fascicular suture of the rat sciatic nerve / T.M. Brushart, E.C. Tarlov, M.M. Mesulam // J. Hand Surg Am. 1983. - Vol.8, N 3. - P. 248-253.

56. Bryan, R.N. Evidence for a common location of alpha and gamma motoneurons / R.N. Bryan, D.L. Trevino, W.D. Willis // Brain Research. -1972.-Vol. 38.-P. 193-196.

57. Cajal, S.R. Degeneration and regeneration of neurous system / S. R. Cajal -London, 1928.-85 p.

58. Calibration of the stereological estimation of the number of myelinated axons in the rat sciatic nerve: A multicenter study / S. Kaplan et al. // J. Neurosci Methods. 2010. - Vol. 187, N 1. - P. 90-99.

59. Carlson, J. Axonal atrophy from permanent peripheral axotomy in adalt cat / J. Carlson, A.C. Lais, P.J. Dyck // Neuropathol. Exp. Neurol. 1979. - Vol. 38, N6.-P. 579-586.

60. Carter, D.A. The numbers of unmyelinated and myelinated axons in normal and regenerated rat saphenous nerves / D.A. Carter, S.J. Lisney // J. Neurol. Sciences. 1987. - Vol.80, N 2-3. P. 163-171.

61. Castro, J. Fiber composition of the rat sciatic nerve and its modification during regeneration through a sieve electrode / J. Castro, P. Negredo, C. Avendano // Brain Res. 2008. - Vol. 1190. - P. 65-77.

62. Cell death after dorsal root injury / D J. Chew et al. // J. Neurosci Lett. — 2008. Vol. 433, N 3. - P. 231-234.

63. Chu, T. Motor nerve graft is better than sensory nerve graft for survival and regeneration of motoneurons after spinal root avulsion in adult rats / T. Chu, Y. Du, W. Wu // Experimental Neurology. 2008. - Vol. 212, N 2. - P. 562565.

64. Contributions of Pathway and Neuron to Preferential Motor Reinnervation / T.M. Brushart et ah. // J. Neuroscience. 1998. - Vol. 18, N 21. - P. 86748681.

65. Crockett, D.P. Plantar motoneuron columns in the rat / D.P. Crockett, S.L. Harris, M.D. Egger // J Comp Neurol. 1987. - Vol. 265, N 1. - P. 109-118.

66. Cytoskeletal and activity-related changes in spinal motoneurons after root avulsion / C. Penas et ah. // J. Neurotrauma. 2009. - Vol. 25, N 5. - P. 763779.

67. Differential growth of axons from sensory and motor neurons through a regenerative electrode: a stereological, retrograde tracer, and functional study in the rat / P. Negredo et ah. // Neuroscience. 2004. - Vol. 128. - P. 605-615.

68. Delayed implantation of a peripheral nerve graft reduces motoneuron survival but does not affect regeneration following spinal root avulsion in adult rats / W. Wu et ah. // J. Neurotrauma. 2004. - Vol. 21, N 8. - P. 1050-1058.

69. Delayed loss of spinal motoneurons after perifperal nerve injuiy in adalt rats: a quantative morphological stady / J. Ma et ah. // Exp. Brain Res. 2001. -Vol. 139, N2.-P. 216-223.

70. Desker, R.S. Retrograde responses of developing lateral motor column neurons / R.S. Desker // J. Comparative Neurology. 1978. - P. 635-660.

71. Early nerve repair after injury to the postganglionic plexus: an experimental study of sensory and motor neuronal survival in adult rats / J. Ma et al. // Scand J. Plast. Reconstr. Surg. Hand. Surg. 2003. - Vol. 37, N 1. -P. 1-9.

72. Eccles, J.C. Numbers and contraction values of individual motor units examined in some muscles of the limb / J.C. Eccles, C.S. Sherrington // Proceedings of the Royal Society. 1930. - Vol. 106. - P. 326-357.

73. Effect of low-intensity millimeter wave electromagnetic radiation on regeneration of the sciatic nerve in rats / L.I. Kolosova et al. // Bioelectromagnetics. 1996. - Vol. 17, N 1. - P. 44-47.

74. Effects of N-acetyl-cysteine on the survival and regeneration of sural sensory neurons in adult rats / D. Welina et al. // Exp. Brain. Res. — 2009. -Vol. 1287, N 1,-P. 58-66.

75. Egger, D.M. Quantitative morphological analysis of spinal motoneurons / D.M. Egger, D.L. Egger // Brain Research. 1982. - Vol. 253. - P. 19-30.

76. Electrophysiological study of regenerated rabbit tibial and peroneal nerves: autologous versus non-neural grafts / K. Wessel et al. // Electromyogr. Clin. Neurophysiol. 1994. - Vol. 34, N 5. - P. 259-264.

77. Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat / M.S. Beattie et al. // Exp. Neurol. 1997. - Vol. 148. - P. 453-463.

78. End-to-side neurorrhaphy resulting in limited sensory axonal regeneration in a rat model / G. Tarasidis et al. // Ann. Otol. Rhinol. Laryngol. 1997. -Vol. 106, N6.-P. 506-512.

79. Exogenous brain-derived neurotrophic factor regulates the synaptic composition of axonally lesioned and normal adult rat motoneurons / L.N. Novikov et al. // Neuroscience 2000. - Vol. 100, N 1. - P. 171 -181.

80. Fabricius, C. Dimensions of individual alpha and gamma motor fibres in the ventral funiculus of the cat spinal cord / C. Fabricius, C.-H. Berthold, M. Rydmark // J. Anat. 1994. - Vol. 184. - P. 319-333.

81. FK 506 increases peripheral nerve regeneration after chronic axotomy but not after chronic Schwann cell denervation / O.A.R. Sulaiman et al. // Experimental Neurology. 2002. - Vol. 175. - P. 127-137.

82. Fu, S.Y. The cellular and molecular basis of peripheral nerve regenerating / S.Y. Fu, T. Gordon // Mol Neurobiol. 1997. - Vol.14. - P.67-116.

83. Giannini, C. Number, size, and class of peripheral nerve fibers regenerating after crush, multiple crush, and graft / C. Giannini, A.C. Lais, P J. Dyck // Brain Res. 1989. - Vol. 500, N 1-2. - P. 131-138.

84. Gilmour, J.A. The fate of motoneurons in the spinal cord after peripheral nerve repair: a quantitative study using the neural tracer horseradish peroxidase / J.A. Gilmour, L.M. Myles, M.A. Glasby // J. Neurosurg. 1995. - Vol. 82, N 4. - P. 623-629.

85. Goettl, V.M. Sciatic nerve axotomy in aged rats: response of motoneurons and the effect of GM1 ganglioside treatment / V.M. Goettl, N.H. Neff, M. Hadjiconstantinou // Brain Research. 2003. - Vol. 968. - P. 44-53.)

86. Gu, Y. M. The effects of remaining axons on motoneuron survival and NOS expression following axotomy in the adult rat / Y.M. Gu, Z. Spasic, W.T. Wu // Dev. Neurosci. 1997. - Vol. 19. - P. 255-259.

87. Havton, L.A. Partial peripheral motor nerve lesions induce changes in the conduction properties of remaining intact motoneurons / L.A. Havton, J.R. Hotson, J.O. Kellerth // Muscle Nerve. 2001. - Vol. 24, N 5. - P. 662-666.

88. Holland, G.R. The number and size of axons central and peripheral to inferior alveolar nerve injuries in the cat / G.R. Holland, P.P. Robinson // J. Anat.- 1990.-Vol. 173.-P. 129-137.

89. Horch, K.W. On the number and nature of regenerating myelinated axons after lesions of cutaneous nerves in the cat / K.W. Horch, S.J. Lisney // J. Physiol. 1981.-Vol. 313.-P. 275-286.

90. Hulsebosh, C.E. Recent advances in pathophysiology and treatment of spinal cord injury // Adv. Physiol, Edu. 2002. - Vol. 26. - P. 238-255.

91. Ide, C. Peripheral nerve regeneration // Neurosci Res. 1996. - Vol. 25. -P.101-121.

92. Identification of myelin-associated glycoprotein as a major myelin-derived inhibitor of neurite outgrowth / L. McKerracher et al. // Neuron. -1994.-Vol. 13.-P. 805-811.

93. Immunohistochemical study of spinal motor neurons following sciatic nerve repair in adult rat / A. Roozbehi et al. // Yakhteh Madical J. 2006. -Vol. 8, N. 3. -P.184-189.

94. Inaccurate projection of rat soleus motoneurons: a comparison of nerve repair techniques / Bodine-Fowler et al. // Muscle Nerve. 1997. - Vol. 20. -P. 29-37.

95. Induction of transmitter release at the neuromuscular junction prevents motoneuron death after axotomy in neonatal rats / L. Greensmith et al. // Neuroscience. 1996. - Vol.71, N 1. - P. 213-20.

96. Influence of age on the late retrograde effects of sciatic nerve section in the rat / E. Kerezoudi et al. // J. Anat. 1995. - Vol. 187, N 1. - P. 27-35.

97. Influence of aging on peripheral nerve function and regeneration / E. Verdu et al. // J. Periph Nerv Syst. 2000. - Vol. 5. - P. 191-208.

98. Innervation of the caudal denervated ventral roots and their target muscles by the rostral spinal motoneurons after implanting a nerve autograft in spinal cord-injured adult marmosets / S. Liu et al. // Neurosurg. 2001. - Vol. 94, N l.-P: 82-90.

99. Jabbar, A. Sciatic nerve; Motor and sensory neurons of the rat. A horseradish peroxidase study / A. Jabbar, A. Naqvi, M. Haider // Professional Med J. 2007. - Vol. 14, N 2. - P. 328-336.

100. Janjua, M.Z. Organization of neurons forming the femoral, sciatic, common peroneal and tibial nerves in rats and monkeys / M.Z. Janjua, S.K. Leong // Brain Res. 1984. - Vol. 310, N 2. - P. 311 -323.

101. Jenq, C.B. Postnatal loss of axons in normal rat sciatic nerve / C.B. Jenq, K. Chung, R.E. Coggeshall // J. Comp. Neurol. 1986. - Vol. 244, N 4. - 445450.

102. Jenny, A.B. Principles of motor organisation of the monkey cervical spinal cord / A.B. Jenny, J. Inukai // J. Neuroscience. 1983. - Vol. 3. — P. 567575.

103. Johnson, I.P. A quantitative ultrastructural comparison of alpha and gamma motoneurons in the thoracic region of the spinal cord of the adult cat // J. Anat. 1986. - Vol. 147. - P. 55-72.

104. Johnson, LP. Ultrastructure of axotomized alpha and gamma motoneurons in the cat thoracic spinal cord / LP. Johnson, T.A. Sears // Neuropathology and Applied Neurobiology. 1988. - Vol. 15, N 2. - P. 149-163.

105. Kaar, G.F. The development of alpha and gamma motoneuron fibres in the rat. I. A comparative ultrastructural study of their central and peripheral axon growth / G.F. Kaar, J.P. Fraher // J. Anat. 1985. - 141. - P. 77-88.

106. Kao, C.C. Axonal regeneration across transected mammalian spinal cords: An electron microscopic study of delayed microsurgical nerve grafting / C.C. Kao, L.W. Chang, J.M.B. Bloodworth // Exp. Neurology. 1977. - Vol.54., N.3. — P.591-615.

107. Katsuki, M. Reinnervation of denervated muscle by transplantation of fetal spinal cord to transected sciatic nerve in the rat / M. Katsuki, Y. Atsuta, T. Hirayama // Brain Res. 1997. - Vol. 771, N 1. - P. 31-36.

108. Kawamura, Y. Permanent axotomy by amputation results in loss of motor neurons in man / Y. Kawamura, P.J. Dyck // J. Neuropathol. Exp. Neurol. -1981. Vol. 40, N 6. - P. 658-666.

109. Kawasaki, Y. Identification of myelinated motor and sensory axons in a regenerating mixed nerve / Y. Kawasaki, K. Yoshimura, K. Harii // J. Hand Surgery. 2000. - Vol. 25A,N l.-P. 104-111.

110. Kline, D.G. A comparative study of response of species to peripheral nerve injury. I. Severance / D.G. Kline, G.J. Hayes, A.S. Morse // J. Neurosurg. 1964. - Vol. 21. - P. 968-979.

111. Kline, D.G. A comparative study of response of species to peripheral nerve injury. II. Crush and severance with primary suture / D.G. Kline, G.J. Hayes, A.S. Morse // J. Neurosurg. 1964. - Vol. 21. - P. 980-988.

112. Kobbert, C. Topographic representation of the sciatic nerve motor neurons in the spinal cord of the adult rat correlates to region-specific activation patterns of microglia / C. Kobbert, S. Thanos // J. Neurocytology. 2000. - Vol. 29. - P. 271-283.

113. Krinke, G. Spinal radiculoneuropathy in aging rats: demyelination secondary to neuronal dwindling? // Acta Neuropathol. 1983. - Vol. 59, N 1. — P. 63-69.

114. Kuffler, S.W. Function of medullated nerve fibres in mammalian ventral roots: efferent spindle innervation / S.W Kuffler, C.C. Hunt, J.P. Quilliam // J. Neurophysiology.- 1951.-Vol. 14,N l.-P. 29-54.

115. Lagerbak, P.A. An ultrastructural study of cat lumbosacral garama-motoneurons after retrograde labelling with horseradish peroxidase // J. Comp Neurol. 1985. - Vol. 240, N 3. - P. 256-264.

116. Le Beau, J.M. Ultrastructural and morphometric analysis of long-term peripheral nerve regeneration through silicone tubes / J.M. Le Beau, M.H. Ellisman, H.C. Powell // J. Neurocytol. 1988. - Vol.17, N 2. - P. 161-172.

117. Lieberman, A.R. The axon reaction: a review of the principal features of perikarial responses to axon injury // Int. Rev. Neurobiol. 1971. - Vol. 14. — P. 49-124.

118. Long-term observation of the effect of peripheral nerve injury in neonatal and young rats / O. Watanabe et al. // Plast. Reconstr. Surg. 1998. - Vol.102, N 6. - P. 2072-2084.

119. Lowrie, M.B. Repeated injury to the sciatic nerve in immature rats causes motoneuron death and impairs muscle recovery / M.B. Lowrie, G. Vrbova // Experimental neurology. 2001. - Vol. 171, N 1. - P. 170-175.

120. Lowrie, M.B. Time course of motoneurone death after neonatal sciatic nerve crush in the rat / M.B. Lowrie, D. Lavalette, C.E. Davies // Dev. Neurosci. 1994. - Vol. 16, N 5-6. - P. 279-284.

121. Lutz, B.S. Morphological and functional evaluation of leg-muscle reinnervation after coupler coaptation of the divided rat sciatic nerve / B.S. Lutz, D. Lidman // Microsurgery. 2005. - Vol. 25, N 3. - P. 235-240.

122. Madison, R.D. Reinnervation accuracy of the rat femoral nerve by motor and sensory neurons / R.D. Madison, S.J. Archibald, T.M. Brushart // J: Neurosci. 1996.-Vol. 16, N 18.-P. 5698-5703.

123. Madison, R.D. The specificity of motor neurone regeneration (preferential reinnervation) / R.D. Madison, G.A. Robinson, S.R. Chadaram // Acta Physiologica. 2007. - Vol. 189, N 2. - P. 201 - 206.

124. Madorsky, S.J. Motor versus sensory neuron regeneration through collagen tubules / S.J. Madorsky, J.E. Swett, R.L. Crumley. // Plast. Reconstr. Surg. 1998. - Vol.102, N-2. - P. 430-478.

125. Martin, L. J. Motor neuron degeneration after sciatic nerve avulsion in adult rat evolves with oxidative / L.J. Martin, A. Kaiser, A.C. Price // J. Neurobiol. 1999. - Vol. 40. -P. 185-201.

126. Martin, L. J. Neuronal cell death in nervous system development, disease, and injury (Review) // Int. J Mol Med. 2001. - Vol. 7, N 5. - P. 455-478.

127. Mechanical anastomosis of nerves: a histological and functional comparison to conventional suturing / C.D. Prevel et al. // Ann Plast Surg. -1994.-Vol. 33, N6.-P. 600-605.

128. Meek, M.F. Functional recovery after transection of the sciatic nerve at an early age: a pilot study in rats / M.F. Meek, J.I. Jkema-Paassen, A. Gramsbergen // Developmental Medicine & Child Neurology. 2007. - Vol. 49. - P. 377-379.

129. Misdirection of regenerating motor axons after nerve injury and repair in the rat sciatic nerve model / G.C. de Ruiter et al. // Exp. Neurol. 2008. - Vol. 211, N2.-P. 339-350.

130. Mitsuinoto, H. Murine motor neuron disease (the wobbler mouse) degeneration and regeneration regeneration of the lower motor neuron / H. Mitsumoto, W.G. Bradley // Oxford J. Medicine Brain. 1982. - Vol. 105, N 4. -P. 811-834.

131. Molander, C. The cytoarchitectonic organization of the spinal cord in the rat. I. The lower thoracic and lumbosacral cord / C. Molander, Q. Xu, G. Grant // J. Comp. Neurol. 1984.-Vol. 230, N 1.-P. 133-141.

132. Motoneurons innervating partially denervated rat hind limb muscles remain susceptible to axotomy-induced cell death / D.I. Harding et al., // Neuroscience. 1998. - Vol. 86, N 1. - P. 291-299.

133. Motoneurons of the rat sciatic nerve / J.E. Swett et al. // Exp. Neurol. -1986. Vol. 93, N 1. - P. 227-252.

134. Motoneuron survival after chronic and sequential peripheral nerve injuries in the rat / Q.G. Xu et al. // J. Neurosurg. 2010. - Vol. 112, N 4. - P. 890899.

135. Motoneuron survival after neonatal peroneal nerve injury in the rat-evidence for the sparing effect of reciprocal inhibition / H.J. Waters et al. // Exp. Neurol.- 1998.-Vol. 152, N 1.-P. 95-100.

136. Motorneuron protection by N-acetyl-cysteine after ventral root avulsion and ventral rhizotomy / C.-G. Zhang et al. // British J. of Plastic Surgery. -2005. Vol.58. - P. 765-773.

137. Motor neurons essential for normal sciatic function in neonatally nerve-injured rats / A. Kakegawa et al. // Neuroreport. 2006. - Vol.17, N11. - P. 1149-1152.

138. Motor neuron regeneration through end-to-side repairs is a function ofdonor nerve axotomy / M.J. Brenner et al. // Plastic and reconstructive surgery.i-2007.-Vol. 120, N 1.-P. 215-223.

139. Motor nuclei of peroneal muscles in the cat spinal cord / G. Horcholle-Bossavit et al. // J. Comp. Neurol. 1988. - Vol. 277, N 3. - P. 430-40.

140. Motor, sympathetic and sensory innervation of rat skeletal muscles / J. M. Peyronnard et al. // Brain Res. 1986. - Vol. 373. - P. 288-302.

141. Nissl, F. Über die Veränderung der Ganglionsellen on Pacialishern dos Kanichens nach Ausroisoung der Nerven // All-gem. Ztachr. f. Psych, at. 1892. -Vol. 48.-P. 197-198.

142. Nogo-A is myelin-associated neurite outgrowth inhibitor and an antigen for monoclonal antibody IN-1 / M.S. Chen et al. // Nature. 2000. - Vol. 403. -P. 434-438.

143. Novikov, L. Brain-derived neurotrophic factor promotes axonal regeneration and long-term survival of adult rat spinal motoneurons in vivo / L. Novikov, L. Novikova, J.-O. Kellerth // J. Neuroscience. 1997. - Vol. 79, N 3. -P. 765-774.

144. Novikova, L. Brain-derived neurotrophic factor reduces necrotic zone and supports neuronal survival after spinal cord hemisection in adult rats / L. Novikova, L. Novikov, J.-O. Kellerth // J. Neuroscience. 1996. - Vol. 220, N 3.-P. 203-206.

145. Novikova, L. Persistent neuronal labeling by retrograde fluorescent tracers: a comparison between Fast Blue, Fluouo-Gold and various dextran conjugates / L. Novikova, L. Novikov, J.-O. Kellerth // J Neuroscience. 1997. -Vol. 74-P. 9-15.

146. Novikova, L. Short communication effects of neurotransplants and BDNF on the survival and regeneration of injured adult spinal motoneurons / L. Novikova, L. Novikov, J.-O. Kellerth // J. Neuroscience. 1997. - Vol. 9, N 12. - P. 2274-2777.

147. Nyberg-Hansen, R. Anatomical demonstration of gamma motoneurons in the cat's spinal cord // Experimental Neurology. 1965. — Vol. 13, N 1. — P. 71-81.

148. Oxidized galectin-1 advances the functional recovery after peripheral nerve injury / T. Kadoya et al. // Neuroscience Letters. Vol. 380, N 3. — 2005.-P. 284-288.

149. Pellegrini, M. Identification of different size motoneurons labeled by the retrograde axonal transport of horseradish peroxidase / M. Pellegrini, O. Pompeiano, N. Corvaja // J. Phisiology. 1977. - Vol. 368, N 1-2. - P. 161-163.

150. Peripheral and spinal motor reorganization after nerve injury and repair / A. Valero-Cabré et al. // J. Neurotrauma. 2004. - Vol. 21, N 1. - P. 95-108.

151. Peripheral pathways regulate motoneuron collateral dynamics / R. Redett et al. // J. Neurosci. 2005. - Vol. 25, N 41. - P. 9406-9412.

152. Permanent axotomy, a model of axonal atropy and secondary segmental demyelination and remyelination / P.J. Dyck et al. // Annals of Neurology. — 1981.-Vol. 9.-P. 575-583.

153. Peyghambari, F. A morphometric study on the early stages of dendrite changes in the axotomized motoneuron of the spinal cord in newborn rats / F. Peyghambari, M.R. Valojerdi, T. Tiraihi // Neurol. Res. 2005. - Vol. 27, N 6. -P. 586-590.

154. Peyronnard, J.M. Muscle reorganization after partial denervation and reinnervation / J.M. Peyronnard, L. Charron // Muscle Nerve. 1980. - Vol. 3, N6.-P. 509-518.

155. Piehl, F. Expression of NMDA receptor rnRNAs in rat motoneurons is down-regulated after axotomy / F. Piehl, G. Tabar, S. Cullheim // Eur. J. Neurosci. 1995. - Vol. 7. - P. 2101-2110.

156. Plunet, W. Promoting axonal regen eration in central nervous system by enhancing the cell body response to axotomy / W. Plunet, B.K. Клоп, W. Tetzlaff // J. Neurosci. Res. 2002. - Vol. 68, N 1. - P. 1-6.

157. Post-Operative Time Effects after Sciatic Nerve Crush on the Number of Alpha Motoneurons Using a Stereological Counting Method (Disector) / M. Behnam-Rasouli et al. // Iran. J. Biomed. 2000. - Vol. 4. - P. 45-49.

158. Prodanov, D. Morphometric analisis of the fiber populations of the rat sciatic nerve, its spinal roots, and its major branches / D. Prodanov, H.K. Feirabend // J. Comp Neurol. 2007. - Vol. 503, N1. - P. 85 - 100.

159. Puigdellivol-Sanchez, A. Estimations of topographically correct regeneration to nerve branches and skin after peripheral nerve injury-and repair / A. Puigdellivol-Sanchez, A. Prats-Galino, C. Molander // Brain Res. 2006. -Vol. 1098, N 1.-P. 49-60.

160. Quantitative image analysis of the chromatolysis in rat facial and hypoglossal motoneurons following axotomy with and without reinnervation / O. Guntinas-Lichius et al. // Cell Tissue Res. 1996. - Vol. 286, N 3. - P. 537-541.

161. Reinnervation of avulsed and reimplanted ventral rootlets in the cervical spinal cord of the cat / C.F. Hoffmann et al. // J. Neurosurg. 1996. - Vol. 84, N2.-P. 234-243.

162. Regeneration of the motor component of the rat sciatic nerve with local administration of neurotrophic growth factor in silicone chambers / X. Santos et al. // J. Reconstr. Microsurg. 1999. - Vol. 15, N 3. - P. 207-213.

163. Retrograde axonal transport of the alpha-subunit of the GTR-binding protein GZ in mouse sciatic nerve: a potential pathway for signal transduction in neurons / M.F. Crouch et al. // J. Neurosci. 1994. - Vol. 6. - P. 626-631.

164. Robinson, G.A. Influence of terminal nerve branch size on motor neuron regeneration accuracy / G.A. Robinson, R.D. Madison // Exp. Neurol. 2009. — Vol. 215, N2.-P. 228-235.

165. Robinson, G.A. Manipulations of the mouse femoral nerve influence the accuracy of pathway reinnervation by motor neurons / G.A. Robinson, R.D. Madison // Exp. Neurol. 2005. - Vol. 1 - P. 39-45.

166. Robinson, G.A. Motor neurons can preferentially reinnervate cutaneous pathways / G.A. Robinson, R.D. Madison // Exp. Neurol. 2004. - Vol. 190, N 2.-p. 407-13.

167. Rokx, J.T.M. Identification of alpha and gamma trigeminal motoneurones by the vibratome paraplast technique for HRP histochemistry / J.T.M. Rokx, R.S.B Liem, J.D. van Willigen // Acta anatomica. 1987. - Vol. 129. - P. 333336.

168. Romanes, G.J. Motor localization and the effects of nerve injury on the ventral horn cells of the spinal cord // J. Anat. 1946. - Vol. 80. - P. 117-131.

169. Rootman, D.S. Postnatal histogenetic death of rat forelimb motoneurons / D.S. Rootman, W.G. Tatton, M. Hay // J. Comp. Neurol. 1981. - Vol. 199, N l.-P. 17-27.

170. Saxena, K. FK506 protects neurons following peripheral nerve injury via immunosuppression / K. Saxena, N. Patro, I. Patro // Cell Mol Neurobiol. -2007. Vol. 27, N 8. - P. 1049-1057.

171. Scarisbrik, I.A. The arrangement of forearm motoneurons in young and adult rats and the possibility of naturally occurring motoneuron death / I.A. Scarisbrik, P. Haase, A.W. Hrycyshyn // J. Anat. 1990. - Vol.171. -P. 57-67.

172. Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve // Anat. Res. -1986.-Vol. 215, N l.-P. 71-81.

173. Schmalbruch, H. Motoneuron death after sciatic nerve section in newborn rats // J. Comp. Neurol. 1984. - Vol. 224, N 2. - P. 252-258.

174. Schmalbruch, H. Neurotrophin-4/5 postpones the death of injured spinal motoneurons in newborn rats / H. Schmalbruch, A. Rosenthal // Brain Res. -1995. Vol. 700, N 1-2. - P. 254-260.

175. Seniuk, N.A. Neurotrophic factors: role in peripheral neuron survival and axonal repair // J. Reconstr. Microsurg. 1992. - Vol. 8, N 5. - P. 399-404.

176. Sharma, A. K. Age changes in the tibial and plantar nerves of the rat / A. K. Sharma, S. Bajada, P. K. Thomas // J. Anat. 1980. - Vol. 130, N 2. - P. 417-428.

177. Specific and nonspecific regeneration of motor axons after sciatic nerve injury and repair in the rat / H. Aldskogius et al. // J. Neurol. Scl. 1987. -Vol. 80, N2-3.-P. 249-257.

178. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: implications for studies of neuropathic pain / M. Rigaud et al. // Pain Suppl. -2008.-Vol. 136, N1-2.-P. 188-201.

179. Stichel, C.C. Experimental strategies to promote axonal regeneration after traumatic central nervous system injury / C.C. Stichel, H.W. Muller // Prog. Neurobiol. 1998. - Vol. 56, N 2. - P. 119-148.

180. Strain and model differences in behavioral outcomes after spinal cord injury in rat / C.D. Mills et al. // J. Neurotrauma. 2001. - Vol. 18, N 8. - P. 743-756.

181. Superior muscle reinnervation after autologous nerve graft or poly-1-lactide-caprolactone (PLC) tube implantation in comparison to silicone tube repair / Valero-Cabre et al. // J. Neurosci. Res. 2001. - Vol. 63, N 2. - P. 214-223.

182. Survival and regeneration of cutaneous and muscular afferent neurons after peripheral nerve injury in adult rats / D. Welin et al. // Exp. Brain. Res. -2008.-Vol. 186, N2.-P. 315-323.

183. Survival and regeneration of motoneurons in adult rats by reimplantation of ventral root following spinal root avulsion / H. Chai et al. // Neuroreport. — 2000. Vol. 11, N 6. - P. 1249-1252.

184. Survival, regeneration and functional recovery of motoneurons after delayed reimplantation of avulsed spinal root in adult rat / H.Y. Gu et al. // Exp. Neurol. 2005. - Vol.192, N 1. - P. 89-99.

185. Sutureless nerve repair at the fascicular level using a nerve coupler / D.M. Marshall et al. // J. Rehabil Res Dev. 1989. - Vol. 26, N 3. - P. 63-76.

186. Swett, J.E. All peroneal motoneurons of the rat survive crush injury but some fail to reinnervate their original targets / J.E. Swett, C.-Z. Hong, P.G. Miller // J. Comp. Neurol. 1991. - Vol. 304. - P. 234-252.

187. Terenghi, G. Peripheral nerve injury and regeneration // Histol Histopathol. 1995. -Vol.10, N 3. - P. 709-718.

188. Thangam, S. Differentiation of alpha and gamma motoneurons by the retrograde uptake of horseradish peroxidase / S. Thangam, K. Indirani, M.S. Devanandan // J. Anat. 1989. - Vol. 166. - P. 35-42.

189. The effects of delayed nerve repair on neuronal survival and axonal regeneration after seventh cervical spinal nerve axotomy in adult rats / S. Jivan et al. // Exp. Brain Res. 2006. - Vol. 170, N 2. - 245-254.

190. The influence of predegenerated nerve grafts on axonal regeneration from prelesioned peripheral nerves / N.A-K. E-S. Hasan et al. // J. Anal. 1996. -Vol. 189.-P. 293-302.

191. The L2/HNK-1 carbohydrate epitope is involved in the preferential outgrowth of motor neurons on ventral roots and motor nerves / R. Martini et al. // Eur. J. Neurosci. 1992. - Vol. 4. - P. 628-639.

192. There is no loss of motor neurons in the rat spinal cord during postnatal maturation / K. Lowry et al. // J. Anat. 2001. - Vol. 198, N 4. - P. 473-479.

193. The topographical localization of spinal motoneurons of the rat and its numerical alternation in regard to development (author's transl) / K. Tada et al. // Nippon Seikeigeka Gakkai Zasshi. 1979. -Vol.53, N 7. - P. 807-816.

194. Tidwell, J.L. Administration of Hsp70 in vivo inhibits motor and sensory neuron degeneration / J.L. Tidwell, L.J. Houenou, M. Tytell // Cell Stress Chaperones. 2004. - Vol. 9, N 4. - P. 88-98.

195. Tiraihi, T. Astrogliosis in different zones of the spinal cord gray matter after sciatic nerve axotomy in the newborn rat: a morphometric and immunohistochemical study / T. Tiraihi, N. Masoudian // Histol Histopathol. -2003.-Vol. 18, N2.-P. 459-465.

196. Tiraihi T. Apoptosis onset and bax protein distribution in spinal motoneurons of newborn rats following sciatic nerve axotomy / T. Tiraihi, M.J. Rezaie//J. Neurosci. -2003.- Vol. 113, N9.- P. 1163-1175.

197. Tomqvist, E. Motoneuron survival is not affected by the proximo-distal level of axotomy but by the possibility of regenerating axons to gain access to the distal nerve stump / E. Tomqvist, H. Aldskogius // J. Neurosci. 1994. -Vol. 39, N2.-P. 159-165.

198. Unique anti-apoptotic activity of EAAC1 in injured motor neurons / S. Kiryu-Seo et al. // EMBO J. 2006. - Vol. 25, N 14. - P. 3411-3421.

199. Upper Motor Neuron Lesions in Stroke Patients Do Not Induce Anterograde Transneuronal Degeneration in Spinal Anterior Horn Cells / S. Terao et al. // American Heart Association. Stroke. 1997. - Vol. 28. - P. 2553-2556.

200. Upregulation of heat shock proteins rescues motoneurones from axotomy-induced cell death in neonatal rats / B. Kalmar et al. // Exp. Neurol. 2002. -Vol. 176,N 1. —P. 87-97.

201. Uschold, T. Motor neuron regeneration accuracy: Balancing trophic influences between pathways and end-organs / T. Uschold, G.A. Robinson, R.D. Madison // Madison Exp. Neurol. 2007. - Vol. 205, P. 250-256.

202. Variation in rat sciatic nerve anatomy: implications for a rat model of neuropathic pain / F. Asato et al. // J. Peripher Nerv Syst. 2000. - Vol.5, N 1. -P.19-21.

203. Vejsada, R. Permanent alterations of spinal cord reflexes following nerve lesion in newborn rats / R. Vejsada, J. Palecek, P. Hnik // Physiol. Res. 1999. -Vol. 48, N6.-P. 483-489.

204. Ventral root avulsion: An experimental model of death of adult motor neurons / V.E. Koliatsos et al. // J. Comp. Neurol. 1994. - Vol. 342. - P. 3544.

205. Weiss, P. The effect of terminal connections on the caliber of nerve fibers / P. Weiss, M.V. Edds, M. Cavanaugh // Anat Rec. 1945. - Vol. 92. - P. 215233.

206. Wesselmann, by U. Retrograde horseradish peroxidase transport in motor axons after Nd:YAG laser irradiation of the tibial nerve in rats / by U. Wesselmann, W.Z. Rymer // Experimental Neurology. 1993. - Vol. 119, N 2. -P. 147-152.

207. Westbury, D.R. The morphology of four gamma motoneurones of the cat examined by horseradish peroxidase histochemistry // J. Physiology. 1979. — Vol. 292. P. 25-26.

208. Westbury, D.R. A comparison of the structures of alpha and gamma spinal motoneurones of the cat // J. Physiology. 1982. - Vol. 325. - P. 79-91.

209. White, C.M. Repeated stimuli for axonal growth causes motoneuron death in adult rats: the effect of botulinum toxin followed by partial denervation / C.M. White, L. Greensmith, G. Vrbova // Neuroscience. 2000. - Vol. 95, N 4. -P. 1101-1109.

210. Wu, W. Inhibition of nitric synthase reduces motoneuron death to spinal root avulsion / W. Wu, Li L. // J. Neurosci. 1993. - Vol. 153 - P. 121-124.

211. Zochodne, D.W. Neurotrophins and other growth factors un the regenerative milieu of proximal nerve stump tips / D.W. Zochodne, C. Cheng // J. Anat. -2000. -Vol.196. -P.279-283.

212. Zochodne, D.W. The microenvironment of injured and regenerationg peripheral nerves // Muscle Nerve Suppl. 2000. -Vol. 9. - P. 33-38.

Информация о работе

Благова, Наталья Вениаминовна
кандидата биологических наук
Нижний Новгород, 2011
ВАК 03.03.04

Диссертация

Морфология мотонейронов спинного мозга в норме и при перерезке седалищного нерва у взрослой крысы - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы