Механизмы дифференцировки нервной ткани и межклеточные взаимодействия при нейротрансплантации у млекопитающих

Александрова, Мария Анатольевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Механизмы дифференцировки нервной ткани и межклеточные взаимодействия при нейротрансплантации у млекопитающих
ВАК РФ 03.00.11, Эмбриология, гистология и цитология

Автореферат диссертации по теме "Механизмы дифференцировки нервной ткани и межклеточные взаимодействия при нейротрансплантации у млекопитающих"

РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК Институт биологии развития им Н. К. Кольцова

На правах рукописи УДК 591.089.84:612

Р Г Б ОД

Александрова Мария Анатольевна , ,

< а НИЗ ¿ЭИу

Механгомы дифферекцировки нервной ткани и межклеточные взаимодействия при нейротрансплантации у млекопитающих.

03.00.11,- эмбриология, гистология, цитология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Москва-1999

Работа выполнялась в лаборатории экспериментальной нейробиологии Института биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН (директор Института -академик РАН Н, Г. Хрущев).

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор В. Я. Бродский доктор биологических наук, профессор И. В. Викторов доктор биологических наук, профессор Н. С. Косицын

Ведущая организация:

Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН

Защита состоится Д. Ь V алЛ 2000 г. в -/-/часов на заседании Диссертационного совета Д002. 85. 01 при Институте биологии развития им Н. К. Кольцова РАН по адресу: 117808, Москва, ул. Вавилова, 26.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ИБР РАН.

Автореферат разослан 2000 г.

Ученый секретарь Диссертационного совета

кандидат биологических наук Е. В. Волина

-6 У/} о

6Ь6.И)0

Введение.

Актуальность проблемы.

В последнее десятилетие достигнут значительный прогресс в изучении закономерностей дифференцировки и формирования структурно-функциональной организации нервной системы. Современные нейробиологические подходы и новые методы дали возможность проводить углубленный анализ механизмов, которые лежат в основе дифференцировки нейрональных и глиальных элементов нервной ткани, а также процессов развития и становления синаптических связей. Эти исследования направлены не только на фундаментальные разработай общебиологических проблем, но и на изучение патологических процессов в ЦНС и на поиск факторов стимуляции компенсаторно-восстановительных процессов и регенерации в мозге.

Формирование нервной системы происходит в результате взаимосвязанных и как правило последовательных процессов, основу которых составляют: деление нейроэпителиальных клеток, миграция, дифференцировка, элиминация клеток, развитие аксонов и дендритов, синаптогенез и стабилизация межнейрональных связей. Ведущим« механизмами нейроонтогенеза являются взаимодействия генетической и эпигенетической программ развития (Нейроонтогенез, 1985; Оленев, 1978; Principles of Neural Science, 1991). Вопрос о том, насколько жестко детерминировано проявление генотипа нейрона, и каков вклад влияния микроокружения на конечную структуру и функцию клетки, является важнейшим в современной нейробиологии.

Представление о строгой детерминированности нейронов и жесткой специфичности синаптических связей, как важнейшая составляющая выдвинутой в начале нашего века нейронной теории, главенствовало до середины столетия, пока не было открыто явление пластичности нервной ткани (Ramony Cajal, 1928; Merzenich et al., 1983). Было обнаружено, что развивающиеся нейроны, а иногда даже и дефинитивные нейроны взрослого мозга обладают способностью изменять свою морфологическую структуру (а в ряде случаев и нейрохимическую природу и межнейрональные синаптические контакты) в ответ на повреждение и различные формы функциональной нагрузки (Wall, Egger, 1971; Boenhoefferet al., 1989). Открытие пластичности нервной системы, которое дополнило положения нейронной теории, повлекло за собой новую волну интереса исследователей к процессам развития мозга, адаптации нервной системы к внешним воздействиям (в том числе в условиях патологии), а также к восстановительным и регенераторным процессам в ЦНС. Явление пластичности логично выдвинуло во главу угла проблемы соотношения роли специфического генотипа, с одной стороны, и влияния микроокружения на процессы дифференцировки клеточных компонентов нервной ткани и формирования мозга, как целостной системы • с другой. Так в нейробиологии развития одно из ведущих мест приобрело изучение межклеточных взаимодействий и лежащих в их основе механизмов, как в ходе онтогенеза, так и при компенсаторно-восстановительных процессах в ЦНС.

х годов, когда были открыты явления пластичности нервной ткани и "иммунологической привилегированности" мозга (Neural Transplants. Development and Function. Eds., Sladek, Gash, 1984; Neural Transplantation. Eds. Dunnett, Bjorklund, 1992). Именно благодаря этим практическим и теоретическим исследованиям, а также разработкам разнообразных методических приемов, начался новый этап изучения мозга. Трансплантация эмбриональной нервной ткани органически вошла в круг нейробиологических подходов, как принципиально новый, мощный метод исследования развития, дифференцировки нервной ткани, формирования специфических межнейрональных взаимодействий, стимуляции восстановительных процессов и регенерации в мозге. Однако, если некоторые из этих вопросов могут исследоваться и другими методами (культура нервной ткани), то пересадка эмбриональной нервной ткани дает уникальную возможность наблюдать морфо-функциональную интеграцию трансплантата с работающим мозгом и изучать компенсаторное влияние трансплантатов на его нарушенные функции (Transplantation into the Mammalian CNS., eds., Gash, Sladek, 1988).

Широкие возможности метода трансплантации эмбриональной нервной ткани для компенсации нарушенных функций мозга с перспективой выхода в клиническую практику привели к бурному развитию исследований по нейротрансплантации в ряде развитых стран мира. Современные достижения в области нейротрансплантации показывают возможность использования этого метода в медицинской практике для лечения болезни Паркинсона, Гентингтона, Альцгеймера, при поражениях спинного мозга и в ряде других патологий ЦНС (Bjorklund, 1991; Widner et el., 1992; Alzheimer's Disease., eds., Nitsch, Growdon, Corkin, Wurtman., 1993; Defer et al., 1996; Levivier et al., 1997; Watts et al., 1997). Нисколько не умаляя важности и перспектив клинических исследований по нейротрансплантации, следует отметить, что изучению фундаментальных проблем нейробиологии уделялось не достаточное внимание. И сегодня сложилась парадоксальная ситуация: в то время как фундаментальные вопросы находятся еше на стадии исследования, произошло достаточно широкое внедрение метода в клинику, хотя актуальность именно фундаментальных исследований совершенно очевидна не только для медицинской практики, но и для глубокого понимания закономерностей формирования нервной системы. Изучение развитая эмбриональной нервной ткани при трансплантации в живой, функционирующий мозг позволяет с новых позиций рассмотреть механизмы дифференцировки клеточных элементов, соотношения генетической программы развития и влияния микроокружения в нейроонтогенезе, специфику межклеточных взаимодействий в ходе гистогенеза и формирования синаптических связей.

Цели и задачи исследования.

Целью настоящего исследования являлось: а) изучение механизмов цито- и гистогенеза нервной ткани, как единого взаимосвязанного комплекса различных клеточных популяций, б) выявление роли микроокружения и межклеточных взаимодействий в процессах дифференцировки и регенерации ЦНС при нейротрансплантации, в) концептуальное объединение результатов с целью создания теоретического представления о механизмах развития и пластических потенциях в мозге млекопитающих.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Изучить закономерности дифференцировки нейронов в трансплантатах эмбриональной нервной ткани, развивающихся в мозге взрослых крыс.

а) изучить закономерности морфогенеза нейронов и их структурную организацию в функционально активных и изолированных нейротрансплантатах.

б) изучить закономерности нейрохимической дифференцировки нейронов при имплантации в среду взрослого мозга.

2. Изучить закономерности дифференцировки астроглиальной популяции клеток при нейротрансплантации.

3. Проанализировать роль микроокружения в ходе развития нейротрансплантатов и регенерации ткани мозга реципиента.

4. Изучить закономерности межклеточных взаимодействий между эмбриональной нервной тканью и тканью мозга реципиента.

а) изучить особенности миграционного поведения нейронов и глии при нейротрансплантации.

б) изучить закономерности васкуляризации нейротрансплантатов.

в) изучить особенности развития эмбриональной нервной ткани при различных условиях трансплантации.

5. Изучить роль трофического влияния нейротрансплантатов на стимуляцию коипснсаторно-воссшювительных процессов в мозге реципиента.

6. Объединить полученные результаты в единую концепцию отражающую закономерности взаимодействия эмбриональной и дифференцированной нервной ткани при нейротрансплантации.

Научная новизна исследования.

В ходе настоящей работы получены новые данные о миграции и дифференцировке нейронов и глии центральной нервной системы при трансплантации эмбриональной ткани в мозг взрослого реципиента и выявлен ряд неизвестных ранее закономерностей формирования нейрохимической и морфологической структуры нейронов и астроцитов, гистогенеза нервной ткани и компенсаторных процессов в мозге.

1. Показано, что эмбриональная нервная ткань претерпевает период адаптации после имплантации в среду взрослого мозга. Специфическая первичная морфотипическая дифференцирсвка нейробластов детерминирована и не изменяется в условиях среды нового микроокружения.

2. Получены новые данные о миграции нейронов и глии при двух вариантах трансплантации: диссоциированной (в виде клеточной взвеси), и плотной, в виде фрагмента эмбриональной нервной ткани. Для поведения трансплантированной эмбриональной ткани характерно, что нарушаются нормальные межклеточные взаимодействия, так что нейробласты теряют способность к правильной ориентации и специфической миграции. Однако среда взрослого мозга реципиента не препятствует миграции, и имплантированные клетки внедряются в ткань мозга реципиента. Нейробласты проходят лишь небольшие расстояния и занимают места, не соответствующие их дефинитивным (в норме) позициям, в то время как астробласты мигрируют на значительные расстояния по ткани мозга реципиента. Установлено, что проводниками для миграции могут служить капилляры мозга хозяина.

3. Впервые выявлена закономерность струкгурной дифференцировки нейронов в зависимости от интеграции и функциональных свойств

трансплантатов. Установлено, что базовая структура дендритного древа пирамидных нейронов детерминирована и формируется в любых условиях трансплантации (независимо от местоположения, которое займёт нейробласт); однако развитие вторичных и третичных отростков дендритов четко коррелирует с теми межнейроналъными взаимодействиями, которые устанавливает трансплантат с мозгом реципиента.

4. Получены новые данные о закономерностях нейрохимической дифференцировки нейронов в мозге. Эксперименты свидетельствуют о влиянии микроокружения на экспрессию ряда нейропептидов в неокортикальных нейронах. Показано, что экспрессия нейрофиламентов КД-68, развитие которых происходит на ранних стадиях дифференцировки нейронов, жестко детерминирована, в то время как синтез кальций-связывающих белков (кальбиндина, парвальбумина и белка №У, появляющихся на поздних этапах дифференцировки), регулируется факторами среды и не является жестко запрограммированным генетически. Обнаружено, что в трансплантированной ткани неокоргекса длительно присутствует популяция допаминергических нейронов, которые в норме существуют только в период эмбриогенеза и раннего постнатального периода.

Полученные данные позволили выдвинуть положение о том, что в ходе развития эмбриональных нейротрансплантатов значительно возрастает контроль со стороны окружающей среды над ходом дифференцировки нейронов. Важнейшую роль играет микроокружение, которое формируется афферентными волокнами со стороны мозга реципиента.

5. Установлено, что дифференцировка астроцитарной популяции клеток в трансплантатах находится под воздействием новой окружающей среды. Система промежуточных филаментов астроцитов реагирует на влияния микроокружения, о чем свидетельствовали временная блокада, а затем пролонгированный синтез виментияа и преждевременная экспрессия кислого глиального фибриллярного белка, по сравнению с кинетикой их дефинитивной дифференцировки. Показано, что длительный реактивный глиоз, подчеркивающий нарушение нейро-глиальных взаимодействий, характерен для не интегрированных, лишенных афферентации трансплантатов.

6. Установлено, что после имплантации в трансплантированной нервной ткани экспрессируются морфогенетически значимые белки внеклеточного матрикса - ламишш и фибронектин. Сформулировано положение о механизмах межклеточных взаимодействий при нейротрансплантации, в основе которых лежат процессы, приводящие к изменению растворимых (трофические факторы) и нерастворимых (субстратные белки) компонентов внеклеточного матрикса. Показано, что эти изменения среды в стабильном матриксе взрослого мозга обеспечивают рост аксонов от нейронов трансплантата, а также регенерацию и пластичность поврежденных волокон реципиента.

7. Выдвинута гипотеза и получены доказательства нейро-трофического влияния имплантированной эмбриональной ткани на патологически измененный мозг реципиента. В различных экспериментальных моделях показана стимуляция компенсаторно-восстановительных процессов на морфологическом уровне в отдельных нейронах и на уровне целостного поведения животного.

Теоретическая значимость и практическая ценность исследования.

Представленные в настоящей работе результаты исследования дифференцировки эмбриональной нервной ткани в условиях трансплантации в мозг взрослого реципиента выявили ряд новых закономерностей нейро-, глиогенеза и межклеточных взаимодействий, важных для понимания механизмов развитая и формирования связей в ЦНС. Полученные данные объединены в единую концепцию, которая может служить теоретической основой для формирования представлений о специфике дифференцировки нервной ткани, стимуляции компенсаторных процессов и регенерации в развивающемся и патологическом мозге.

Выявленные закономерности дифференцировки нейронов в условиях гомо-и гетеротопической трансплантации в мозг взрослого реципиента позволяют сделать вывод о ведущем значении генетического контроля на этапах пролиферации и на начальных стадиях фенотипической дифференцировки. Иные закономерности лежат, по-видимому, в основе дальнейших стадий дифференцировки нейронов. В условиях нейротрансплантации нарушается миграция нейробластов, пространственная организация нейронов, структура дендритного древа и экспрессия рада нейропептидов. Это свидетельствует о том, что в ходе онтогенеза повышается роль эпигенетических факторов в процессах дифференцировки, и перечисленные этапы развития происходят под значительным влиянием условий сформировавшегося микроокружения.

Закономерности миграции нейробластов, выявленные в настоящем исследовании на модели трансплантации эмбрионального кеокортекса, позволили сделать вывод о ведущем значении нейро-глиальных взаимодействий д ля формирования специфической клеточной композиции в ходе развития ламинарных структур мозга. Результаты показали, «по при имплантации происходит атипичная дифференцировка астроцитарной популяции клеток, что приводит к нарушению межклеточных взаимодействий, в результате чего нейробласты утрачивают способность к формированию специфической тканевой структуры. В ходе миграции клетки не реализуют дефинитивную позиционную информацию и распределяются хаотически внутри трансплантата и мозга реципиента. Полученные данные раскрывают механизмы поведения нейробластов и выявляют важное функциональное значение астроцитарной популяции клеток в раннем онтогенезе. Эти особенности развития расширяют существующие представления о возможностях пластических перестроек и подчеркивают роль межклеточных взаимодействий в структурно-функциональных патологиях на ранних этапах формирования мозга.

активных имплантатах нейроны формируют структуру дендритного древа, близкую к нормальной, благодаря подрастанию регенерирующих аксонов от специфических структур мозга реципиента, которые, как и развивающиеся аксоны, привносят специфические факторы, участвующие в процессах развития дендритов. Те же закономерности были выявлены при изучении формирования нейрохимического фенотипа развивающихся нейронов; оно показало зависимость экспрессии ряда нейропептидов в нейронах неокортекса от интеграции трансплантата с мозгом реципиента. Полученные результаты свидетельствуют о лабильном характере факторов среды и о возрастающей роли микроокружения на процессы фенотипической дифференцировки нейронов в развитии, - что важно не только для понимания механизмов нормального нейроонтогенеза, но и для выявления причин, лежащих в основе патологических процессов в ходе развитая центральной нервной системы.

Представленные в работе данные о регенераторныхпроцессах, протекающих в мозге взрослого реципиента под влиянием имплантатов эмбриональной нервной ткани, расширяют представления, касающиеся механизмов компенсаторных процессов в центральной нервной системе. В ткани дифференцированного мозга возникают условия среды, сходные с эмбриональными, за счет того, что клетки трансплантатов оказывают нейротрофическое действие и стимулируют появление морфогенетически важных компонентов внеклеточного матрикса, которые способствуют . регенерации нейрональных отростков. Эти результаты дополняют теоретические представления о восстановительных потенциях взрослого мозга и имеют практическую ценность как биологическая основа для коррекции патологических процессов в центральной нервной системе.

Практические результаты и теоретические положения данного исследования, выявляющие закономерности дифференцировки нервной ткани мозга, используются в курсе лекций "Нервная ткань" па кафедре цитологии и в лекциях на кафедре эмбриологии Московского государственного университета им. М.В.Ломоносова.

Публикации.

По результатам данного исследования были опубликованы в России и за рубежом тезисы 25 докладов, 45 статей и 2 коллективные монографии: "Трансплантация ткани мозга в норме и патологии" (М., Наука, 1986) и "Трансплантация ткани мозга в биологии и медицине, М., Наука, 1993).

Апробация диссертационного материала.

Материалы настоящей работы были доложены и обсуждены на 1-ом Всесоюзном симпозиуме "Возбудимые клетки в культуре ткани" (Пущино, 1984); Международном симпозиуме "Интермозг" (Суздаль, 1984); 1-ом Международном симпозиуме по трансплантации нервной ткани (Лунд, Швеция, 1994); 4-ом Международном симпозиуме по нейроонтогенезу (Прага, Чехословакия, 1985); 10-ом Международном конгрессе по нейропатологии (Стокгольм, Швеция, 1986); Всесоюзном симпозиуме "Трансплантация ткани мозга млекопитающих" (Пущино, 1988); Индийско-советском симпозиуме по проблемам нейробиологии и нейротрансплантации (Нью-Дели, Индия, 1988); 2-ом Международном симпозиуме по трансплантации и регенерации в ЦНС (Прага, Чехословакия, 1989); Международном симпозиуме "Функциональная

• '

нейрохирургия" (Тбилиси, Грузия, 1990); Советско-индийском симпозиуме по нейротрансплантации и нейробиологии развития (Пугцино, 1991); Международном симпозиуме по экспериментальной и клинической нейробиологии, (Стара-Лешна, Чехословакия, 1991); 3-ем Конгрессе IBRO по нейронаукам (Монреаль, Канада, 1991); Школа по биологии развития (1991); на сессии Общего собрания Российской академии медицинских наук (1993); 5-ом Международном симпозиуме по нейротрансплантации (Париж, Франция, 1994); 4-ом Конгрессе IBRO по нейронаукам (Киото, Япония, 1995); Международном симпозиуме ISDN (Санкт-Петербург, Россия, 1996); 2-ом Российском симпозиуме "Трансплантация фетальных тканей и клеток человека" (Москва, 1998); на конференции "Клеточные и молекулярные аспекты регенерации тканей" (Москва, 1998).

Структура и объем работы.

Диссертация состоит из введения, 7-ми глав (гл. 1-обзор литературы, гл. 2-материалы и методы, гл. 3-7 результаты собственных исследований), заключения и выводов. Работа содержит 220 страниц текста с 63 объединенными рисунками, 2 схемами и 2 таблицами. Библиографический указатель включает 5 8 работ отечественных и 796 зарубежных авторов.

Материалы и методы исследования.

Исследования были проведены на 518 крысах линии Вистар и беспородных серых крысах. Реципиентами служили самки крыс весом 150-200 гр. Донорами были эмбрионы крыс, возраст которых считали от момента появления сперматозоидов в вагинальном мазке (нулевой день беременности). Для нейротрансплантации в работе использовали 14-, 15-, 16-, 17-, 18-и 20-дневных эмбрионов. Для сравнительного анализа использовали эмбрионов тех же возрастов и постнатальных крысят, по возрасту соответствующих срокам развитая трансплантированных тканей.

Методы трансплантации.

В работе мы руководствовались методиками трансплантации, разработанными в лабораториях Даса и Бьерклуида (Das, 1973; Neural transplantation. A practical approach. 1992). Беременных самок анестезировали гексеналом или хлоралгидратом (300 мг на кг веса) и удаляли эмбрионов, помещая их в стерильный физиологический раствор (0,9%) с добавлением глюкозы (0,6%). С головы эмбрионов снимали черепные хрящи и тщательно удаляли оболочки с поверхности мозга. Затем из коры, гаппокампа, мозжечка или ствола мозга выделяли необходимый фрагмент и помешали в чистый стерильный физиологический раствор с глюкозой. Донорскую ткань насасывали шприцом со специальной стеклянной иглой и шприц закрепляли в специальном держателе с микроподачей. Самку усыпляли высокой дозой хлоралгидратного наркоза.

Животных, которые служили реципиентами, наркотизировали гексеналом или хлоралгидратом (300 мг на кг веса), в ходе операции добавляли эфирный наркоз. Крыс помещали в специальный станок я просверливали черепную кость сообразно расположению области мозга, в которую имплантировали эмбриональную ткань затем кожу головы зашивали и животных помешали в

клетки. Через 4-5 дней снимали швы и животных выдерживали необходимые сроки.

Использовали три основных метода для имплантации: трансплантация в прокол мозга реципиента; трансплантация в полость в мозге реципиента; трансплантация в отсроченную полость. 1) мозг реципиента в нужной области прокалывали иглой, делая таким образом канал, останавливали кровотечение, накладывая кусочки гемостатической губки (Gelfoam, USA), затем в прокол вводили стеклянную иглу с донорским материалом и медленно выдавливали, подавая шприц вверх. 2) участок коры мозга реципиента удаляли до белого вещества, используя вакуумный отсос ткани, останавливали кровотечение, промывали физиологическим раствором и затем кусочек необходимой ткани помещали в полость и накрывали маленьким кусочком гельфома. 3) приготовляли полость, как сказано выше и в нее помещали кусочек гельфома, после этого кожу головы зашивали и животных выдерживали 3-10 дней. Повторную операцию проводили по той же схеме, из полости аккуратно удаляли гельфом и помещали трансплантат, который накрывали гельфомом, кожу головы зашивали и т.д.

Методы фиксации мозга.

Во всех случаях животных усыпляли или эфирным наркозом или высокой дозой нембуталового наркоза. Для рутинных гистологических методов мозг выделяли и фиксировали в 10% формалине, спирте с формалином (Роскин, 1946; Ромейс, 1954). Для импрегнации использовали различные варианты хромовых фиксаторов с осмиевой кислотой (быстрый метод Гольджи) или с сулемой (метод Гольджи-Кокса).

Чаще всего применяли транскардиальную перфузию. Сначала мозг промывали физиологическим раствором в течении 10-15 мин., а затем фиксировали 4 % параформом на 0.1 М фосфатном буфере рН-7.3-7.4 (20-30 мин). После фиксации мозг удаляли и дофиксировали в течении нескольких часов в том же фиксаторе в холодильнике. Для электронномикроскопических исследований мозг перфузировали 2.5% глютаральдегидом на 0.1 М кокодилатном буфере рН-7.4 с последующей фиксацией в 1% осмиевой кислоте.

Приготовление срезов и их исследование.

Для рутинной гистологической обработки мозг заливали в парафин и на микротоме резали серийные срезы толщиной 6-8 мкм. Для методик импрегнации по Гольджи материал заливали в целлоидин и приготовляли срезы 100-120 мкм. Для гисто- и иммунохимических методик мозг резали в криостате или на микротоме с замораживающим столиком, полученные срезы (40 мкм), как правило, обрабатывали в плавающем виде и затем монтировали на предметные стекла, покрытые желатиной. Часть материала резали на вибратоме, получая серийные срезы 100-150 мкм толщиной. Для электронномикроскопических исследований материал заливали в аралдит и затем приготовляли полутонкие срезы и тонкие срезы на ультратоме "Nova".

Исследования срезов проводили на микроскопе "OPTON-3" в световом и люминесцентном режиме и на электронном микроскопе ЕМ-420.

Гистологические методики.

Во всех экспериментах была использована рутинная окраска препаратов по Нисслю для исследования обшей обзорной картины мозга и тонкой морфологической структуры отдельных клеточных элементов. Для выявления глио-мезодермальных рубцов использовали голихромную окраску по Маллори. Для изучения структуры нейронов и цитоархитектоники трансплантатов применяли методики импрегнации по Гольджи и Гольджи-Коксу (Ромейс, 1954). Окраску миелиновых волокон проводили по методу Клювера-Баррера в модификации И.В.Викторова (Викторов, 1978).

Гистохимические методы.

Для изучения межнейрональных связей использовали методику ретроградного аксонального транспорта пероксиды хрена (ПХ). Под наркозом крысам в трансплантат стереотаксически вводили 30% раствор ПХ (HRP, Sigma) с 2% диметилсульфоксядом в объеме 0.1-0.2 ыкл в течении 10 минут. После введения фермента животных содержали 2 суток при комнатной температуре, затем наркотизированным крысам проводили перфузию параформом с глютаральдегидом на фосфатном буфере. Выделенные мозги помещали в 30% сахарозу и резали на криостате, полученные срезы обрабатывали по методу Мезулама (Mezulam, 1976) и докрашивали сафранином. Для выявления моноаминергических нейронов был применен гистофлюоресцентный метод с использованием параформальдегида (Bjorklund et al., 1979).

Нммуногистохимические методы.

Иммуногистохимические исследования проводили с использованием антител, полученных в Российских институтах и от ряда зарубежных фирм.

Изучение нейроглиальной дифферегашровки проводили с помощью иммуно-цитохимического метода с использованием моноклональных антител к виментину (ВИМ) и поликлональных антител к глиальному фибриллярному кислому белку (ГФКБ). Нейрональную дифференцировку трансплантатов и интактной коры изучали иммуногистохимически с использованием моноклональных антител к нейрофиламентам (Нф). При изучении внеклеточного матрикса в области трансплантации использовали иммуногистохимический метод с использованием политональных антител к ла минину и фибронектину.

В ряде экспериментов использовали двойную метку к Нф к ЛАМ и к Нф и Фн. Для этого готовили рабочий раствор первых и вторых антител, в котором выполнялись пропорции рабочих разведений для каждого из mix. В этом случае моноклональные и политональные антитела использовали одновременно в качестве первого слоя инкубации, затем препараты инкубировали со вторыми антителами, представляющими собой смесь антимышиных и антикроличьих антител, конь югированных с ФИТЦ и ТРИТЦ.

Иммуногистохимическое исследование нейрохимической дифференцировки нейронов было проведено с применением антител против GABA (Chemicon) н нейропептидов parvalbumin (PARV), calbtndin D-28k (CALB) фирмы Sigma, NPY и тирозин-гидроксилазы (TH) фирмы Amersham-AB. После инкубации в первичных антителах срезы инкубировали в растворе вторичных антител при разведении 1:100 и переносили в раствор авидин-биотин-пероксидазного комплекса (Vectastain ABS Kit, Vector Laboratories BA-

2000). Обработку заканчивали выявлением пероксидазы ABC комплекса, обезвоживанием в спиртах и заключением в DEPEX

Трейсерные красители.

Межнейрональные связи исследовали с применением трейсерных красителей. Помимо фермента пероксидазы хрена (о нем сказано выше) использовали карбоцианиновый краситель 1,1 '-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethilindocarbocyanine Perchlorate (Dil), (Molecular Probes, Inc., Eugene, Oregon USA). Животных перфузировали 4% параформом на фосфатном буфере, выделяли мозг,окрашивание осуществляли внесением кристаллов краски с помощью специальной тонкой иглы в трансплантат. Через 3-5 месяцев после нанесения краски ткань мозга резали на вибратоме. Фронтальные срезы толщиной 100-150 мкм исследовали на микроскопе "Opton" в эпифлуоресцентном режиме. Для Dil, который дает красное свечение, использовали родаминовый фильтр 510-560 им.

Автораднографии.

При изучении дифференцировки и миграции трансплантированных клеток последние в ряде случаев метили НЗ тимидином. Для этого самкам на 13,14, 15 дни беременности, когда происходит интенсивный синтез ДНК в клетках неокортекса (Raedler, Raedler, 1978; Резников, 1981), по два раза вдень внутрибрюшинно вводили НЗТ в дозе 10 мкКи/кг веса (спец.акгивность НЗ-тимидина 52,1 кКи/моль. Депарафинированные срезы покрывали эмульсией типа M (НИИХИМФОТО) и через 30 дней после экспозиции проявляли и окрашивали Крезил-виолетои.

Количественный анализ.

Для оценки степени дифференцировки трансплантированной ткани в разные сроки после операции и в эмбриональном и постнатальном интактном мозге на гистологических препаратах, просчитывали количество клеток с отростками в расчете на 1000 клеток исследуемой ткани. Критерием нейрональной дифференцировки на ранних стадиях развития служило наличие основного дендрита, а позже и другие морфологические признаки дифференцированного нейрона. Полученные количественные данные подвергали статистической обработке. Определение достоверности различий в степени дифференцировки клеток в разные сроки ее развития определяли по t-критерию Стьюдента.

С появлением компьютерной техники и видеоввода, все количественные и морфометрические исследования проводили, вводя изображения в компьютер, с использованием программы IMAGE TOOL Version 1.27.

Результаты исследования и их обсуждение.

В ходе изложения полученных данных будут рассмотрены результаты, характеризующие: 1) закономерности дифференцировки нейронов при нейротранишантации (кинетика развития, дифференцировка нейронов и архитектоника в трансплантатах эмбриональной ткани; закономерности экспрессии промежуточных филаиентов нейронов; межнейрональные взаимодействия неокортикальных трансплантатов с мозгом реципиента и нейрохимическая дифференцировка клеток); 2) закономерности

дифференцировки глиальных клеток в ткани нейротрансплантатов; 3) роль адгезивных белков внеклеточного матрикса при нейротрансплантации; 4) поведение клеток и тканевые взаимодействия при нейротрансплантации (миграция клеток при нейротрансплантации; васкуляризация нейротрансплантатов и развитие неокоргакалышх трансплантатов в различных условиях эксперимента); 5) нейротрофическое взаимодействие трансплантатов эмбриональной нервной ткани с мозгом реципиента (нейротрансплантация в мозг млекопитающих с диффузной дегенерацией нейронов; с локальным повреждением мозга и влияние нейротрансплантатов на подавление судорожной активности у крыс с наследственной эпилепсией).

1. Закономерности дифференцировки нейронов при нейротрансплантации.

1.1. Кинетика развития, дифференцировка нейронов и архитектоника в трансплантатах эмбриональной нервной ткани.

Ткань эмбрионального мозга, выделенная для трансплантации, обладает определенными межклеточными взаимодействиями и архитектоникой, характерными для данного периода развития. Дифференцировку нейронов и межнейрональных связей исследовали при трансплантации различных отделов эмбрионального мозга млекопитающих: гиппокампальных структур (Buzsaki et al., 1989; Bragin et a!., 1990; Stafekhina et al., 1995; Plaschke et el., 1995), мозжечка (Dunnett, 1987; Rossi et al., 1995; Triarhou, 1996; Tempia et al., 1996), стволовых структур (Bjorklund et al., 1976; Murata et al., 1990; Jeltsch et al., 1994), спинного мозга (Itoh et al., 1993; Troket al., 1996) и неокортекса (Das, 1982; Dunnett, 1987; Galik, Valouskova, 1991; Grabowski et al., 1995) при пересадке в ткани мозга взрослых и новорожденных реципиентов. В этих работах представлены морфологические характеристики основных типов нейронов в трансплантатах, их медиаторная характеристика и формирование связей. Наши исследования проводились параллельно с перечисленными выше, и предпосылками для них были складывавшиеся и уже практически доминировавшие представления о том, что среда мозга реципиента является идеальным субстратом для роста и дифференцировки эмбриональных нейронов. Между тем, мозг реципиента, особенно взрослого, с его дифференцированными нейронами и глиальными клетками, с их стабильными связями, резко отличается от эмбрионального по составу растворимых факторов и субстратных молекул внеклеточного матрикса, мембранным белкам и компонентам микроокружения (Principles of Neural Science, eds. Kandel E., Schwartz J., Jessell T. 1991). Это обстоятельство дало нам возможность, используя нейротрансплантацию, попытаться оценить собственные генетические потенции эмбриональных клеток, влияние нового микроокружения в ходе морфогенеза и значение межклеточных взаимодействий трансплантата с реципиентом в этих процессах. 1.1.1. Развитие нейротрансплантатов.

Гистологически было изучено развитие трансплантатов гиппокампа, мозжечка, стволовых ядер и неокортекса. Количественную оценку относительного числа нервных клеток и анализ площадей «дер развивающихся нейронов проводили на неокортикальных трансплантатах, в сравнительном

исследовании - сопоставляя с развитием крры нормального мозга, соответствующей по сроку развития возрасту трансплантата. Животных с гомотопическими трансплантатами затылочной коры фиксировали через 2,5, 7, 10, 15,20,25, 35, 100 и 365 дней после операции. Донорами служили эмбрионы 15-17 дней развития.

Элекгронномикроскогшческое и исследование на руттшых препаратах (окраска крезилвиолетом, полугонкие срезы, различные сроки) показало, что в ранние сроки после трансплантации в мозге реципиента наблюдается воспалительная реакция и значительный отек в области пересадки, а в трансплантате выделяются зоны некроза. Только к 10 дню воспаление спадает, значительно уменьшается число кровяных элементов вокруг трансплантата, в ткани трансплантата исчезают некротические массы. Через 15 дней после операции область трансплантации практически полностью очищается от кровяных клеток, встречаются только отдельные макрофаги, которые сохраняются длительное время. В ткани трансплантатов четко выделяются нервные и глиатьные клетки и зоны нейропиля, который в предыдущие сроки был заметно менее выражен. В дальнейшие сроки ( 20,25,35 дней после операции ) дифференцировка ткани трансплантатов продолжается, качественно изменяется, и достигает морфологической зрелости к 40-50 дню после пересадки. Количественная оценка показала, что в трансплантатах отношение числа нейронов к числу глиальных клеток, по сравнению с таковым в норме, значительно снижено, и остается стабильным на протяжении всего эксперимента.

Сравнительный анализ площадей ядер в нейронах трансплантатов и интактной коры, проведенный на полутонких срезах, показал что развитие ядер в имплантированных клетках резко заторможено на ранних сроках после трансплантации. Площади ядер достигают размеров, сходных с нормальными через 7-10 дней после пересадки (рис. 1).

Рост клеток трансплантата

Рис,1. Анализ изменения площадей ядер в презумптавном неокортексе эмбрионов и ранних посгнагальных крысят в сравнении с развитием клеток в трансплантатах, свидетельствует о длительной адаптации клеток к условиям новой среды.

1.1.2. Структура нейронов и оргаиотопическая организация нейротраясплантатов.

Морфологические исследования клеточной организации в трансплантатах были проведены при пересадке структур мозжечка, гиппокампа и неокортекса. Для имплантации мозжечка были выделены кусочки ткани от 17-дневных эмбрионов, которые имплантировали интрапаренхимально в подкорковые области взрослых крыс. В момент пересадки мозжечек уже имел презумптавную ламинарную организацию в корковом слое. Гистологическое исследование, проведенное через 3-4 месяца после трансплантации, показало, что имплантаты были, как правило, округлой формы, без четко выраженного слоистого распределения клеток. В их клеточной популяции были выделены дифференцированные клетки зёрна и клетки Пуркинье. В трансплантатах мозжечка не было обнаружено четкой яаминарности в распределении клеток; однако, необходимо отметать, что клетки Пуркинье ни в одном случае не располагались в толще зернистых клеток. Типичным расположением клеток Пуркинье были центральные или наружные краевые зоны трансплантатов. Серебрение по Гольджи позволило выявить структурные особенности этих клеток. Клетки зерна, принадлежность которых к наружному или внутреннему зернистому слою определить было невозможно, имели биполярную структуру. Клетки Пуркинье имели сильно измененную фенотипическую структуру, нормальных - классических - клеток не было обнаружено. Выявленные клетки обладали одним, двумя искривленными, мало разветвленными основными дендритами или приобретали мультгагалярную форму.

Для трансплантации гиппокампа использовали 17-дневных эмбрионов, из мозга которых выделяли зачаток аммонова рога. Имплантаты пересаживали интра-паренхимально или в желудочки мозга взрослых крыс. Трансплантаты, развивающиеся внутри желудочков, показали наиболее высокую степень организации. В них четко выделялись пирамидные нейроны поля CAI, имеющие правильную ориентацию и организацию. Структура пирамидных нейронов была сходна с нормальной, хотя апикальный дендрит был укорочен, с меньшим числом боковых ветвлений.

При имплантации неокортекса кусочки мозга выделяли из затылочных областей 15 и 17-дневных эмбрионов, которые трансплантировали гомотопически в кору или интравентрикулярно в боковой желудочек мозга взрослого реципиента. Исследования гомотопических трансплантатов показали, что ни в одном случае гистологическая организация трансплантатов не соответствовала нормальному неокортексу. Нейроны в трансплантатах были распределены хаотично или собраны в отдельные компартменты и не образовывали слоистой архитектоники, типичной для неокортекса. По размерам и типам нейроны имплантатов отличались от клеток нормальной зрительной коры. При том, что все трансплантаты индивидуальны, в них можно было выделить характерные морфологические свойства, которые позволили их подразделить на три группы: 1- с клетками, наиболее близкими к нормальным; 2- с нейронами разных морфологических свойств; 3- с доминированием патологически измененных клеток (рис.2).

1 | вориадьвая »ритегьввя 1®Р»

1 групп» теансиавтат» {¿¡35 3 г-мяпа т раясшмтатов

размеры тел нейронов, иш-

Рис.2. Распределение нейронов по размерам клеточных тел в нормальной зрительной коре; в 1группе и в 3 группе неохортикальных трансплантатов.

В трансплантатах I группы были выявлены нейроны всех размеров, которые характерны для нормальной коры, однако, распределение нейронов по размерам тел отличалось от нормального. Среди клеток в этих трансплантатах было выделено 5 типов нейронов, близких по своей фенотипической структуре к клеткам нормальной коры мозга Хотя число, форма и протяженность дендритов у нейронов в трансплантатах отличались от нормы, сохранялась общая фенотипическая структура, которая позволяла отнести клетку к тому или иному морфологическому типу. В трансплантатах были выделены крупные, средние и мелкие пирамидные нейроны; пирамиды-звезды и средние и мелкие мультиполярные нейроны, точная идентификация которых по типу затруднена. Расположение пирамидных нейронов и направленность их "апикальных" отростков в ткани трансплантатов было хаотичным. Нейроны располагались единично иди образовывали группы, состоящие из 4-5 клеток.

В 3-й группе животных в трансплантатах практически отсутствовали нейроны с размерами тел 10-16 мкм, была увеличена популяция клеток с телами 19-22 мкм и 28-30 мкм и обнаруживалась популяция атипичных гипертрофированных нейронов с клеточными телами, достигающими 50 мкм. В этих трансплантатах хаотично располагались однообразные по фенотипу нейроны, сходные с пирамидами-звездами и мультиполярными нейронами, среди которых практически отсутствовали истинные пирамидные клетки и не встречались мелкие пирамидные нейроны. Нейроны, которые были определены как крупные и средние пирамиды-звезды, имели тела овальной или грушевидной формы, обычно с коротким ветвящимся апикальным дендритом, базальные дендрита у них часто были значительно редуцированы и не имели

длинных ветвей. В трансплантатах встречались шипиковые и бесшипиковые пирамидо-подобные нейроны. Крупные, гипертрофированные клетки, не имеющие аналогов в нормальном мозге, по структуре были сходны с пирамидными нейронами с коротким апикальным дендритом или со звездчатыми нейронами с несколькими толстыми, слабо ветвящимися дендритами. Для этих трансплантатов было характерно наличие большого числа клеток реактивной глии и незначительное число протоплазматических астроцитов.

Во 2-й группе животных нейроны по морфологическим характеристикам были промежуточными между 1-й и 3-й группами. В трансплантатах были обнаружены клетки, по структуре близкие к нормальным, и одновременно большое число аберрантных нейронов.

Полученные данные позволили выявить закономерности развития нейронов при трансплантации в мозг взрослого реципиента. Впервые показано, что трансплантированная эмбриональная ткань претерпевает период адаптации в мозге взрослого реципиента. Операционная травма и условия нового микроокружсния тормозят увеличение размероз ядер имплантированных клеток в первые дни после пересадки. Вместе с тем, адаптация эмбриональных клеток к среде взрослого мозга проходит достаточно быстро (около 10 дней) и дальнейшая дифференцировка нейробластов в трансплантатах и в ткани мозга нормальных животных происходит синхронно. Полученные данные подчеркивают большой пластический потенциал эмбриональных нервных клеток, что выражается в их адаптации к условиям нового микроокружения.

Элиминация большого числа нейробластов в имплантированной ткани определяет сниженный уровень относительного числа нервных клеток (по отношению к клеткам глии) в трансплантатах по сравнению с нормой, который сохраняется затем на протяжении всей жизни животных-реципиентов; это отмечали и другие авторы (Das, 1982; Plaschke et al., 1995).

Результаты свидетельствуют о том, что начальные этапы структурной дифференцировки нейронов генетически детерминированы и не подвержены влиянию микросреды взрослого мозга. В неокортикальных трансплантатах были определены клеточные типы, близкие по морфологическим характеристикам к нейронам коры больших полушарий головного мозга, что было отмечено в работах Г. Даса ( Das, Ross, 1986; Das, 1990). По морфологической структуре клеток мы выделили три группы трансплантатов: 1) структура нейронов близкая к нормальной; 2) промежуточная группа; 3) структура нейронов патологическая и клетки гипертрофированы.

Клеточная архитектоника во всех группах неокортикальных трансплантатов была атипичной. Нейроны были разбросаны поодиночке или собраны в небольшие группы и никогда не формировали послойной структуры. Эта данные доказали, что новая среда и микроокружение оказывают существенное воздействие на процессы системной миграции нейробластов, в результате которого не происходит формирования органотипической структуры трансплантата.

1.2. Закономерности экспрессии промежуточных филаментов нейрона в ходе дифференцировки при нейротрансплантацни. (Развитие аксонов.)

Проблемы роста и интеграции имплантированных эмбриональных клеток в среде мозга взрослого реципиента предполагают решение ряда задач,

связанных с детальным исследованием процессов дифференцирован нервных клеток в трансплантатах. Главными критериями дифференцировки нервных клеток являются специфические особенности роста и ветвления аксонов и дендритов. Начальная фаза дифференцировки характеризуется образованием аксона и превращением ведущего отростка в дендритную структуру. В развивающемся неохортексе первыми отростками нервных клеток являются аксоны, которые формируются в период миграции на базальных полюсах нейробластов, что показано в многочисленных исследованиях, проведенных с использованием различных модификаций метода Гольджи (Датоп-у-Са]а1, 1928; Максимова, 1990). Для выявления аксонов при развитии эмбриональных неокортикальных трансплантатов мы применяли иммуногистохимический метод с использованием моноклональных антител к нейронспецифическому белку промежуточных филаментов Нф68, что позволило нам проследить развитие аксонов в трансплантированных клетках, исследовать аксональную интеграцию имплантатов с мозгом реципиента и регенерацию поврежденных нейритов реципиента в ткань трансплантатов.

В исследовании использовали животных с трансплантатами эмбрионального неокортекса, выделенного от 15-17-дневных эмбрионов, и помещенными в полость в затылочной области коры мозга взрослых крыс. Сроки наблюдения были через 6 часов, 1, 2,3,5,10,15,30 дней и через 3-6 месяцев после операции. Для сравнительного анализа изучали мозг интактных животных, для чего выделяли затылочную область коры у дневных эмбрионов и постнатальных крыс, соответствующих срокам развития трансплантатов в экспериментальных сериях

Сравнительный анализ динамики формирования нейрофиламентов, проведенный с помощью иммуногистохимического метода с использованием моноклональных антител к белку НФ68, показал, что среда взрослого мозга не блокирует экспрессию этого белка в имплантированных клетках. Выявленные нами информационные изменения НФ (аморфное свечение НФ в трансплантированных клетках и структурированные нити в интактных клетках) на ранних сроках после пересадки, скорее всего свидетельствовали о временном снижении экспрессии НФ связанными с адаптацией эмбриональных клеток к среде взрослого мозга. По той же причине в трансплантатах этого срока не наблюдали клеток с локализацией НФ68 в области растущих нейритов и клеток с отростками, которые подвергаются ретракции в момент имплантации. Околоядерное расположение НФ6В в нейробластах в первые дни после имплантации указывало на то, что клетки проходят период адаптации. В последующие сроки, в ходе развитая нейронов трансплантатов и интактной коры мозга, происходит перераспределение белка НФ68 в дифференцирующихся клетках. Динамика развития аксонов в нейронах трансплантатов и коры интакгного мозга была сходна и включала в себя стадию распределения НФ68 в околоадерной цитоплазме, в коротких отростках крупного диаметра, в длинных отростках меньшего диаметра. Обнаруженные в поздних неокортикальных трансплантатах 3-6-месячного развития нервные волокна очень большого диаметра указывали или на повышенную экспрессию НФ68 клетками трансплантатов или на накоплении НФ68 в нейритах, в связи с ограничением их роста в пределах трансплантатов. Появление крупных волокон с конусами роста в ткани реципиента, на границе и в самом трансплантате, в

ранние сроки после имплантации, свидетельствовали о регенерации аксонов мозга хозяина.

U. Межнейрональные взаимодействия неокортикальиых трансплантатов с мозгом реципиента,

В исследованиях по трансплантации разных отделов эмбрионального неокортекса показано, что имплантированные клетки могут формировать эфферентные связи и получать афферентные аксоны из мозга хозяина (Castro et al., 1985; 1988; 1991; Neafsey et al., 1989; Sorensen et al., 1990; Shetty, Turner, 1997; Garnier et al., 1997). Механизмы развития этих реципрокных связей одновременно и сходны и различены: в первом случае происходит рост аксонов от эмбриональных клеток, во втором, регенерация нейритов от дифференцированных нейронов (Aubert et al., 1995).

По данным электрофизиологических и морфологических исследований, при трансплантации участков зрительной и сенсомоторной коры наблюдалось восстановление специфической афферентной иннервации трансплантатов со стороны таламуса почти в 50% случаев (Sorensen et al., 1987; Bragin et al., 1988; Girman, Golovina, 1990; Sorensen et al., 1990; Gaillard et al, 1998), В то же время имеются данные, свидетельствующие о блокаде роста афферентных аксонов (Ebner, 1988; Castro et al., 1989; Neafsey et al, 1989). Установление нейрональных связей трансплантата у взрослых реципиентов может быть блокировано развитием глиалыгого барьера (Fonseca et al., 1988; Vartanian et al., 1990), ограничено катехоламяновыми и холинергическими афферентами (Bjorklund, Stenevi, 1984; Sorensen et al., 1990) иди может быть сходным со связями у новорожденных (Gonzales et al., 1988; Grabowski et al., 1992; Isacson, Sofroniew, 1992; Gaillard et al., 1998).

Эти разные, а порой и абсолютно противоположные результаты свидетельствовали о том, что в процессе развития эмбриональной ткани в мозге реципиента могут формироваться совершенно разные условия для роста и регенерации аксонов и соответственно взаимной интеграции тканей. Выявленные нами закономерности дифференцировки нервных клеток в неокортикальных трансплантатах подтверждают, что морфо-фенотипические характеристики нейронов также резко меняются от нормы до гипертрофии. Поскольку в нейробиологии выдвинуто положение о том, что онтогенез нервной клетки сначала определяется жестко детерминированной цитоэпигенетической программой, а формирование конечного фенотипа нейрона модулируется специфическими афферентными волокнами, подрастающими к клетке, мы провели изучение афферентации выделенных нами трех морфологических групп (см. выше) неокортикальных трансплантатов, т.к. эти вопросы были во многом неясными.

1.3.1. Морфо-физиологическое исследование развития связей.

В комплексном исследовании проводили анализ электрофизиологических свойств и морфо-структурной организации трансплантатов зрительной коры для выявления соотношений между этими характеристиками. Эксперименты были проведены на взрослых серых крысах лабораторной популяции. Для трансплантации использовали 15-дневных эмбрионов от самок таких же животных. Из мозга эмбрионов выделяли кусочки затылочной коры и пересаживали в полость, образованную путем отсоса в зрительной коре мозга реципиента. Электрофизиологическое исследование проводили через 4 месяца

после трансплантации, после чего мозг животных фиксировали и обрабатывали по Гольдаси-Кокс и по Нисслю; части исследованных животных в трансплантаты были сделаны микроинъекции пероксидазы хрена (Sigma).

Данные электрофизиологического исследования трансплантатов у животных-реципиентов (проведено C.B. Гирманом) показали, что как характер реакции нейронов в ответ на зрительные стимулы, так и доминирующий тип спонтанной активности нейронов значительно варьирует у разных экспериментальных животных. По электрофизиологическим характеристикам животных можно было разделить на 3 группы.

У крыс 1-й группы часто обнаруживались нейроны с четкой реакцией на зрительные стимулы, преимущественно возбудительного типа. Латентные периоды ответов на световые вспышки находились в диапазоне 36-68 мс. Большинство нейронов, отвечающих на зрительную стимуляцию, имело десинхронизованный характер спонтанной активности с редко появляющимися пачечными разрядами.

У животных 2-й группы реакции на зрительную стимуляцию выявлялись лишь у немногих нейронов. Ответы были чаще всего тормозного типа, а их латентные периоды лежали в диапазоне 76-270 мс, что превышало значения, характерные для нормальной зрительной коры. По характеру спонтанной активности, преобладали нейроны с заметной пачечной структурой разрядов.

В 3-й группе животных не обнаружено реакций на зрительную стимуляцию. Большинство нейронов имело синхронизированную эпшептиформную спонтанную активность с резко выраженными пачечными разрядами. Такому характеру разрядов нейронов соответствуют автокорреляционные гистограммы, имеющие ряд максимумов через примерно равные временные интервалы.

Таким образом, на основании функциональных показателей были выделены три группы животных: 1 группа - элекгрофизиологические свойства нейронов близки к норме, 2 группа • со средними физиологическими показателями и 3 группа - с эпилептиформной активностью.

Анализ серийных срезов мозга животных, которым в трансплантаты вводили нейрональный трейсерный краситель пероксидазу хрена (ПХ) показал, что фермент был строго локализован в пределах трансплантированной ткани.

В 1-группе крыс, ПХ обнаружили в нейронах прилежащей области коры мозга реципиента и в клетках наружного коленчатого тела (НКТ) таламуса. Кортикальные клетки с ПХ были представлены средними пирамидными нейронами и клетками звездчатой формы, расположенными в 3-5 слоях. Количественная оценка показала, что ретроградно окрашенных нейронов в коре было 24-30. Выявленные в НКТ клетки располагались не плотной группой, а достаточно диффузно распределялись по латеральной части ядра. Число меченных клеток варьировало от случая к случаю и в среднем составляло от 70 до 100 нейронов (рис.3).

Во 2-группе животных межнейрональные связи трансплантат-хозяин были развиты слабо. В соседней с трансплантатом области коры мозга реципиента обнаружены лишь единичные окрашенные ПХ клетки. В НКТ также выявлялись лишь редкие клетки, число которых было на порядок меньше, чем в 1-группе животных.

В 3-группе крыс ПХ была сосредоточена в пределах имплантированной ткани, а ретроградно меченных нейронов не было обнаружено ни в коре, ни в НКТ мозга реципиента.

зрительной коры мозга реципиента и распределение ретроградно меченых ПХ нейронов. ПХ была инъецирована в трансплантат и меченые клетки были обнаружены в неокортексе и латеральном коленчатом теле таламуса (отмечено точками, что свидетельствовало о врастании аксональных отростков нейронов хозяина в ткань трансплантата.

Таким образом, результаты данного комплексного исследования впервые показали, что нейрональная организация гомотопических трансплантатов зрительной коры коррелирует с характером их афферентации, выявленной электрофизиологическими и морфологическими методами. Нормальная структура спонтанной активности нейронов и реакции на зрительные стимулы регистрироватись в трансплантатах животных 1-группы, в которых дифференцировались разные типы нервных клеток, по размерам и фенотипу сходных с основными видами кортикальных нейронов нормального мозга, и которые имели функциональные афферентные связи с корой и НКТ мозга реципиента. В трансплантатах З-группы, которые характеризовались отсутствием зрительных реакций и наличием ненормальной эпилептиформной синхронизированной спонтанной активностью нейронов, была резко изменена фенотипическая структура клеток, отсутствовало разнообразие типов нейронов, доминировал один тип мультиполярных нейронов, практически не выявлялись пирамидные клетки, и обнаруживалась гипертрофия большого числа нейронов. Можно предположить, что наличие афферентов от мозга реципиента является существенным фактором, оказывающим влияние на процессы развития нейронов в трансплантатах и на интеграцию трансплантатов с мозгом реципиента. В пользу этого предположения свидетельствуют и данные других авторов о влиянии афферентного притока к трансплантатам на их

морфологические характеристики (Bragin et al., 1991; Fujísawa et al., 1994; Vinogradova, 1994).

Проведенный анализ показал, что все трансплантаты отличаются по ряду морфологических признаков от нормальной зрительной коры (отсутствие ламинарной упорядоченности нейронов, отклонения от нормы в распределении нейронов по размерам и типам), но часть трансплантатов тем не менее обнаруживает физиологические свойства, приближающиеся к норме. Эти трансплантаты характеризуются близкими к норме морфологическими типами нейронов, а также наличием афферентных связей с мозгом реципиента.

1.4. Нейрохимическая дифференцировка клеток в трансплантатах.

1.4. 1.Экспрессия кальций-связывающих белков в нейронах неокортикальных трансплантатов.

Нейрохимическая дифференцировка характеризует функцию нейронов, их способность к синтезу определенных нейротранемштеров и нейропептидов. Поэтому следующим этапом нашего исследования было выяснение специфики нейрохимической дифференцировки клеток в условиях трансплантации. Так как метод трансплантации эмбриональной нервной ткани позволяет помещать определенные популяции развивающихся нейронов в различные отделы мозга реципиента, в условия различного микроокружения, мы получили возможность оценить вклад внутренней генетической программы нервной клетки и внешних воздействий нейронального микроокружения на формирование конечной структуры и функции нейрона.

В настоящей работе мы изучали нейрохимическую дифференцировку ГАМК-ергических клеток (наиболее широко представленных в мозге млекопитающих, более 50%) и катехоламиновых нейронов (Moore, 1993). Тормозные нейроны, которые используют в качестве медиатора ГАМК, коэкспрессируютряд нейропепетидов. Были исследованы кальций-связывающие белки parvalbumin (PARV) и calbindin D-28k (CALB) и белок NPY. Функциональные свойства этих нейронов привлекают к себе пристальное внимание исследователей, и в настоящее время показано, что CALB и PARV белки принимают участие в механизме регуляции буферности межклеточного вещества (McMahon et al., 1998). Предполагается, что ядерный CALB посредством кальциевых сигналов может регулировать экспрессию генов и влиять на клеточную функцию (German et a!,1997). Обнаружена протективная функция кальций-связывающих белков при ишемии и старении (Goodman et al., 1993; Kishimoto et al., 1998). В эпилептиформном очаге в неокортексе нейроны с PARV и CALB экспрессируют белки генов раннего ответа, в частности c-fos (Mihaly et al., 1997). При анализе распределения BDNF и его рецептора trk-B в зрительной коре взрослых крыс было обнаружено, что PARV нейроны экспрессируют на поверхности мембраны рецепторы trk-B (Cellerino et al., 1996). В нормальной коре мозга приблизительно 70% ГАМК-ергических нейронов экспрессируют PARV и более 20% синтезируют CALB (Celio 1986; Celio 1990; Miettinen et al., 1996). Экспрессия ГАМК наблюдается уже в эмбриональной коре, а синтез кальций-связывающих белков начинается в постнаталышй период онтогенеза (Goodman et al., 1993; Alcantara, Ferrer, 1995).

ГАМК-ергические неокортикальные нейроны особенно интересны для исследования при трансплантации в связи с тем, что во многом неясны

механизмы их дифференцировки, в частности неизвестно, детерминирована ли в них экспрессия кальций-связывающих белков эндогенно или же находится под доминирующим влиянием экзогенных факторов.

Проведенное в настоящем морфо-физиологическом исследовании изучение экспрессии PARV и CALB в нейронах в условиях гомо- и гетеротопической трансплантации в мозг взрослых крыс позволило показать особенности нейрохимической дифференцировки кортикальных нейронов при разном микроокружении.

Результаты свидетельствовали о том, что сама процедура трансплантации не блокирует развитие ГАМК-ергических нейронов в неокортикальных имплантатах. Даже такие поздние этапы диффренцировки кортикальных нейронов, как экспрессия кадьций-связывающих белков (которая в норме происходит постнатально), осуществляются при нейротрансплантации. Неокортикальные ГАМК-ергические нейроны в условиях нового микроокружения, в среде взрослого мозга реципиента, экспрессируют белки PARV и CALB. Однако плотность иммунореактивных клеток в трансплантатах ниже, чем в окружающей ткани мозга реципиента, и она четко коррелирует со степенью интеграции трансплантата с тканью хозяина. Наибольшая плотность PARV и CALB иммунореактивных нейронов, волокон и терминалей наблюдалась в тех гомотопических трансплантатах, которые и по морфологическим, и по электрофизиологическим показателям имели афферентацию со стороны мозга реципиента. В трансплантатах, лишенных афферентации, лишь отдельные нейроны проявляли PARV и CALB иммунореактивность. Более выраженную устойчивость к специфической дифференцирсвке в условиях неадекватного микроокружения проявляли PARV нейроны, нежели CALB нейроны неокортекса.

Таким образом, результаты настоящей работы показали, что экспрессия каяьций-связывающих белков в развивающихся неокортикальных ГАМК-ергических нейронах в значительной степени зависит от влияния микроокружения, которое формируется нейрональными взаимодействиями между клетками трансплантата и реципиента. Наличие афферентного притока является необходимым условием для нормальной морфо-фнзнологической дифференцировки непирамидных нейронов неокортекса.

1. 4. 2. Дифференцировка NPY нейронов в неокоршкальных трансплантатах.

При изучении развития в трансплантатах нейронов, экспрессирующих нейропепгид NPY, который широко распространен в мозге млекопитающих (Chronwall et al„ 1984; O'Donohue et al., 1985; Gray, Morley, 1986; Beat et al., 1987;Gehlert et al., 1987; Love et al., 1993; Uylings, Delalle 1995) и коэкепрессируется в ГАМК-ергических клетках (Hendry, Jones, 1984), были выявлены совершенно иные качественные данные, но имеющие черты, общие с закономерностью дифференцировки рассмотренных выше нейронов.

Экспрессия нейропептида NPY пластична и может быть связана с условиями микроокружения в мозге (White, Kershaw 1990; Arvidsson et al., 1994; Barnea et al.,1995). При имплантации суспензий эмбрионального стриатума было показано, что в нейронах трансплантатов дифференцируются клетки, экспрессирующие NPY и, предположено, что степень экспрессии нейропептида в нейронах может быть связана с допаминергкческой иннервацией стриатума (Moukhles et al. 1992; Vuiliet et al., 1994; Moukhles et al., 1994). Подобных

исследований с помощью трансплантации неокортикальных трансплантатов не проводилось, и было неясно, возможна ли экспрессия белка NPY в этих условиях.

Анализы результатов иммуноцитохимического исследования с использованием антител к нейропептиду NPY и тирозингидроксилазе показали, что средовые факторы мозга взрослого реципиента оказывают значительное влияние на дифференцировку эмбриональных нейронов при нейротрансплантации. Была обнаружена корреляция между экспрессией NPY в имплантированных нейронах и плотностью хатехоламиновой иннервации, которая выражалась в увеличении плотности нейронов, экспрессирующих NPY, при снижении плотности тирозингидроксилазных волокон, что свидетельствует о роли допаминовой афферентации в регуляции синтеза NPY.

1. 4. 3. Судьба допзминергических нейронов в неокортикальных трансплантатах.

При изучении характера дифференцировки допаминергических нейронов (DA) в неокортикальных трансплантатах мы опирались на результаты интересных работ, в которых было показано, что в эмбриональной коре кошек (Chun et at., 1987) и в коре эмбрионов и ранних постнатальных крыс (Berger et al., 1985) имеется популяция временно существующих DA нейронов. В коре взрослого мозга DA нейроны не встречаются, и не известно, какие факторы влияют на специфику развития этой популяции кортикальных нейронов. Было предположено, что судьба DA популяции нейронов в коре в меньшей степени зависит от собственной генетической программы, чем от внешних факторов. В связи с этим мы провели эксперименты, используя трансплантацию кусочков эмбриональной коры в кору мозга взрослых крыс, и проследили судьбу транзиторной популяции DA нейронов до 10 месяцев после имплантации.

В этой серии опытов взрослых крыс фиксировали через 2,4,6 и 10 месяцев после трансплантации кусочков неокоргекса от 15-дневных эмбрионов. Для выявления дифференцировки допаминергических нейронов в имплантированной ткани трансплантата использовали антитела к тирозингидроксилазе.

Проведенные нами исследования показали, что DA нейроны вьмвляются в трансплантатах неокоргекса, и экспрессия DA сохраняется в нейронах в течении 4 месяцев. Таким образом, судьба транзиторной популяции DA неокортикальных нейронов существенно меняется при трансплантации в мозг взрослых реципиентов сравнительно с нормальным онтогенезом. Длительное сохранение DA нейронов в трансплантированной ткани позволило нам выдвинуть предположение о том, что дифференцировка этих клеток не является жестко генетически запрограммированной, а в большой степени зависит от микроокружения, которое меняется при трансплантации и определяется средой мозга реципиента. Эта точка зрения поддерживается исследованиями на культуре ткани, в которых показано, что в эмбриональных кортикальных нейронах с помощью нейротрофических факторов и внеклеточных нейротрансмиггеров можно индуцировать проявление допаминергического фенотипа в значительно большем числе клеток (Zhou et ai., 1996; 1997).

2. Закономерности днфференцировки глиальных клеток в ткани нейротрансплаитатов.

Для раскрытия механизмов днфференцировки трансплантированной эмбриональной нервной ткани требуется изучение не только нейроналыгой популяции клеток, но п судьбы глиальных клеток. Глиальные клетки, вероятно, не принимают участия в процессах передачи и обработки информации, ко они играют важную роль в развитии и функционировании нервной системы. В процессе развития глиальные клетки обеспечивают миграцию нейробластов и направленный рост аксонов (Rakic, 1982; Anton, Rakic, 1996; Colombo, Napp, 1996; Anton etat., 1997); они формируют структуру мозга, отделяют и изолируют труппы нейронов друг от друга (Faissner, Steindler, 1995); олигодендроциты и Шианшвские клетки образуют миелиновые оболочки на отростках нейронов; глиальные клепки выполняют макрофвгальяую функцию при повреждении нервных клеток (Haga eta!., 1996); они поддерживают буферность ионов К+ и удаляют избыток нейротрансмитгеров из синаптических щелей (Largo et al., 1996; Pfrieger, Barres, 1996); глиальные клетки участвуют в регенерационных процессах с мозге (Franklin, Blakemore, 1990; Gage, Fisher, Í991; Le Roux, Reh, 1995; Vernadakis, 1996); посредством глиальных клеток осуществляется питание и ряд метаболических процессов в нейронах (Tsacopoulos, Magistretíi, 1996); глиачьные клетки участвуют в формировании гематоэнцефалического барьера (Kandel et al., 1991).

Изучение закономерностей днфференцировки глиальных клеток было направлено на решение вопросов межклеточных взаимодействий, складывающихся при развитии эмбриональных нейротрансплаитатов. Целью настоящего исследования было выяснение закономерностей днфференцировки астроцитов в среде микроокружения зрелой ткани мозга. Нашей задачей было определить время исчезновения виментина (ВИМ) из дифференцирующей глии, время начала экспрессии и динамик)' распределения кислого глиального фибриллярного белка (КГФБ) в астроцитах трансплантатов, и сравнить полученные данные с этими же процессами, происходящими в интакгном мозге.

Мы исходили из того, что в эмбриональном периоде развития, начиная с 12 дня, неокортакальные глкобласты синтезируют ВИМ, и клетки становятся КГФБ-позитивкыми в постнатальный период (Bignami, Dahl, 1974). Переход ВИМ-КГФБ осуществляется во время миелинезации, в первые недели постнатальной жизни (Dahl,1981; Zerlin et al., 1995). При дифференцировке астроцитов синтез КГФБ в клетках в дальнейшем падает до определенного уровня и, поскольку в неокортексе нормального мозга находятся в основном протоплазматические астроциты, то КГФБ-иммунофлуоресценция выявляется в клетках наружной глиальнон мембраны мозга (HTM), периваскулярной глиальной мембраны и редких фибриозных астроцитах (Bignami, Dahl, 1974; Malhotraetal., 1990).

В наших экспериментах дифферекцировку астроцитарной популяции нейроглии детально исследовали в ходе развития трансплантатов неокорпгекса от 17-дневных эмбрионов и в соответствующей им по возрасту интактной коре мозга крыс при помощи иммуношстохимических методов. В работе использовали моноклональные антитела к вименткну-белку промежутоных филаментов незрелых астроцитов (Dahl et al., 1981 )и поликлональные антитела

к кислому глиальному фибриллярному белку, эксгумирующемуся в дифференцированных acTpo4max(Bignami etat., 1972).

Исследование развитая астроцитарной популяции глиальных клеток выявило важную закономерность, свидетельствующую о том, что среда взрослого мозга резко меняет динамику развития астроцитов в нейротрансшшггатах. Было установлено, что в астроцитах трансплантированной ткани переход от синтеза В ИМ к синтезу КГФБ происходит с первые дни после пересадки. В трансплантатах дифференцировка астроцитарной популяции идет чрезвычайно ускоренно в сравнении с дифференцировкой астроцитов в нормальном онтогенезе. Иммунофлуоресцен гное исследование неокортикальных трансплантатов, помещенных в мозг взрослых крыс, показало, что уже через 5 дней после пересадки в трансплантатах наблюдается интенсивное свечение КГФБ-положительных клеток, в то время как в интшшюм мозге КГФБ-иммунореактивность появляется в срок, соответствующий 15-20 дням после операции. Глиальные клетки гегеротопических и плохо интегрированных гомотопических трансплантатов коры мозга никогда не достигали нормальной дифференцировки, оставаясь иммунореакшвкыми на протяжении всего опыта. В трансплантатах, интегрированных с мозгом реципиента, глиозис не выражен, и астроцита морфологически сходны с таковыми в нормальном неокортексе. Очевидно, неокоргикальные трансплантаты, интегрированные с тканью коры мозга реципиентов, т.е. установившие тесные межклеточные взаимодействия, испытывают нормализующее влияние последней, чего не происходит с изолированными трансплантатами. В последних сохраняется множество реактивных астроцитов во внутренних отделах и в области глиального рубца на протяжении всего времени опыта (более 6 месяцев).

Анализ полученных данных позволил установить, что глиальные клетки достигают различного уровня дифференцировки при развитии трансплантированной нервной ткани. Специфика дифференцировки астроцитов коррелирует со степенью межклеточных взаимодействий, которые складываются между трансплантатом и мозгом реципиента. Можно полагать, что именно глиальные клетки, в различные фазы своей дифференцировки, поддерживают или подавляют направленность межнейрональиых взаимодействий нейротрансплантагов (Fitch, Silver, 1997), Несомненно, что при нейротрансплантации реализуются те же потенции глиальных клеток (экспрессия определенных молекул внеклеточного магрикса и молекул поверхностной адгезии) что и в ходе нормального онтог енеза, а не возникает каких-то новых функциональных во зможностей. Но если развитие нормального мозга происходит в строгой пространственно-временной последовательности (задающей четкую смену поведения клегок, изменения факторов среды, межклеточных взаимодействий и т.д.,), то при нейротрансплантации эти параметры значительно изменяю гся и реализуются в непредсказуемой форме.

3. Адгезивные белки внеклеточного матрикса при иебротрансплаптации.

У млекопитающих способность к росту и рег енерации нервных волокон, характерная для кедифференцированой ЦНС (Schmidt, Bhatnagar, 1979; Kalit, Reh, 1979, Schmidt etal.,1980; Reh, Kalil, 1982; Kaiil, Reh, 1982; Chen et al„

1995) с возрастом утрачивается, за исключением некоторых отделов мозга (Dellmann, 1973; Bjorklund, Stenevi, 1979; Kiernan, 1979; Goldberg, Frank, 1980; McConnell, Berry, 1982; McConnell et.al., 1984). В связи с этим были предложены две гипотез: гипотеза генетического блокирования регенерации и гипотеза непермиссивного нейрального окружения. Оригинальные исследования канадских ученых показали, что центральные нейроны взрослого мозга способны регенерировать, прорастая сквозь периферический нерв, трансплантированный в мозг (Richardson et al., 1980; Aguayo, 1985; Aguayo et al., 1990; Vidal-Sanzet al., 1991), что доказывало отсутствие генетического блокав отношении регенерации аксонов. Это справедливо, вероятно, для большинства групп центральных нейронов, хотя не все типы нервных клеток обладают такими потенциями (Bray et al., 1987; Chen et al., 1995; Harvey, Plant, 1995; Rossi eta!., 1995).

После того, как стало ясно, что регенерационные потенции большинства центральных нейронов не блокированы генетически, гипотеза нейрального окружения стала чрезвычайно широко разрабатываться.

В настоящем исследовании мы изучали специфические адгезивные молекулы внеклеточного матрикса, поскольку полагали, что они необходимы в зоне трансплантации для поддержания роста отростков эмбриональных клеток и регенерации поврежденных аксонов мозга реципиента. Так как важнейшими субстратными молекулами являются ламинин и фибронектин, мы провели сравнительный анализ распределения этих белков в ткани трансплантатов, в окружающих отделах мозга реципиента и в нормально развивающемся мозге. Для иммуногистохимического исследования крыс с трансплантатом (от 17-дневных эмбрионов) декапитировали через 6 часов, 2,3,5,7, 10, 15,20,35 дней и через б месяцев после операции. Для сравнения были взяты эмбрионы и крысята, которые соответствовали по срокам развитию трансплантатов, и взрослые крысы.

Начальные этапы роста аксонов и дендригов жестко запрограммированы генетически, в то время как их дальнейшее развитие происходит под значительным воздействием факторов микроокружения, которое формируется растворимыми и нерастворимыми компонентами внеклеточного матрикса, синаптическими воздействиями и поверхностными молекулами клеточных мембран. Важнейшую роль в формировании внеклеточного матрикса играют астроциты. Функциональное значение этих клеток и их способность экспрессировать молекулы внеклеточного матрикса резко изменяется с возрастом - недифференцированные астроциты поддерживают аксонный рост, а дифференцированные-блокируют (Franklin, Blakemore, 1990; Faissner, Steindler, 1995; Ide et al., 1996; Hirsch, Bahr, 1999). Нейротрансплантация эмбриональной ткани может приводить к стимуляции регенерации поврежденных аксонов мозга реципиента и к их росту. Нами было показано, что эти процессы опосредуются появлении ламинина и фибронектина в области эмбрионального нервного имплантата. Именно эти белки и, вероятно, нейротрофические факторы из эмбриональной ткани (Humpel et al., 1995), которые экспрессируются недифференцированными астроцитами, и обеспечивают изменение состояния внеклеточного матрикса при нейротрансплантации во взрослый мозг.

4. Поведение клеток и тканевые взаимодействия при нейротрансплаитации.

4.1. Миграция клеток ори иейротраисплантяцин.

Исследования последних лет выявили, что нейротрансплантация является интересным методическим подходом для решения ряда фундаментальных проблем нейробиологии развития, связанных со специфичностью дифференцировки и миграции клеток. В настоящее время показано, что все типы клеток нервной ткани после имплантации в ЦНС новорожденных или взрослых млекопитающих способны мигрировать в окружающую ткань мозга реципиента (Zhou et al., 1990; Booss et al., 1991; Zhou, Lund, 1992; Jacque et al., 1992; Andersoon et al., 1993; Okoye et al., 1995; Pundt et al., 1995; Gates et al., 1998). В наших работах была обнаружена способность нейрональных клеток мигрировать из трансплантатов в ткань мозга хозяина, что в дальнейшем позволило изучить поведение и специфику ранних этапов развития определенных популяций нейронов (McConneli, 1988; Rouse, Sotelo, 1990; Bniestie et al., 1995; Sheen, Macklis, 1995; Frantz, McConnell, 1995; Zigova et a!., 1996; Fujii, Kosaka, 1997; Snyder etal., 1997).

Большинство исследований миграционного поведения клеток нервной ткани выполнено при трансплантации суспензии предварительно реагрегированных клеток. В наших работах использовалась тимидиновая метка, для маркирования эмбриональных клеток и были применены трансплантации плотных кусочков и суспензии эмбриональной затылочной коры в область зрительной коры взрослых крыс с целью выяснить специфику поведения нейронов, уже закончивших миграцию и занявших свои дефинитивные позиции в эмбриональном мозге, и глиальных клеток. Исследовались следующие вопросы: 1) - проявляют ли клетки плотного трансплантата неокортекса способность к миграции; 2) - каков характер миграции нейронов и глиальных клеток при разных видах трансплантации; 3) - какие позиции занимают мигрирующие нейроны в коре мозга взрослого реципиента.

В момент введения ЗНТ (12—14-й дн эмбрионального развитая) происходило образование нейронов 5, 6 слоев больших полушарий, а также транзиторной популяции нейронов 1 слоя (RaedlerE., Raedler А. 1978; Sykorova et al., 1987; Bayer et al. 1991). Одновременно ЗНТ включался в ядра презумптивных астроцитов (Schachner, 1982). После введения метки, нейроны заканчивали свою миграцию в эмбриональном мозге (Miller, 1986а, 19866) и на 20-й дн развития были трансплантированы в интактную кору мозга реципиента в виде плотного маленького кусочка или в виде суспензии. Исследование поведения пересаженных эмбриональных клеток выявило способность астроцитов и нейронов мигрировать от плотных трансплантатов в ткань мозга реципиента (рис.4). Миграция астроцитов была обширнее, чем нейронов, но не такой значительной, как при трансплантации диссоциированных клеток, что, по-видимому, связано со структурой трансплантированной ткани. Не было обнаружено какого-либо предпочтения движения астроцитарных клеток по серому веществу или по волокнистым трактам, что было обнаружено при ксенотрансплантации и трансплантации культивированных астроцитов (Jacque et la, 1992; Andersoon et al, 1993).

Рис.4. Распределение групп мигрировавших нейронов (0) и групп астроцитоз (+) вокруг трансплантата. Графическая компьютерная система.

Миграция неокортикальных астроцитов более всего походила на миграцию зрелых астроцитов, которые также двигались на расстояние до 1мм от места трансплантации (Emmett et al., 1991). Скопление меченых астроцитов в области повреждения коры реципиента может быть связано с формированием глиального барьера, что отмечают и другие авторы (Smith, Silver, 1988). Обнаружение донорских астроцитов ассоциированных с сосудами реципиента, показанное в нашем исследовании, является, вероятно, следствием того, что сосуды служат путями для миграции глиальных клеток (Goldberg, Bernstein, 1988; Окоуе et al, 1995). Можно предположить, что мигрировавшие из плотных трансплантатов астроциты -могут оказывать влияние на процессы, происходящие в мозге реципиента, поскольку известно, что незрелые астроциты способны стимулировать аксонный рост (Smith et al., 1990) и участвовать в пластических перестройках во взрослом мозге (Muller, Best, 1989). В то же время, астроциты участвуют в формировании глиального барьера, который может ингибироватъ рост центральных аксонов (Rudge, Silver, 1990) и блокировать аксональную регенерацию (Luizzi, Lasek, 1987). По сравнению с астроцитами, движение нейронов всегда менее активно, оно зависит от структуры трансплантата (суспензия или плотная ткань), возрастов донора и реципиента и типа клеток, взятых для пересадки.

Кортикальные нейроны, трансплантированные сразу после их терминального митоза в мозг новорожденных, обладают позиционной информацией и не только мигрируют в соответствующие слои мозга реципиента, но и устанавливают необходимые межнейрональные связи как в интактном (Мс Connell, 1988; Frantz, McConnell, 1996), так и в поврежденном

мозге реципиента (Sheen, Macklis, 1995).

В тоже время наши эксперименты не подтвердили возможность миграции донорских нейронов в слои, соответствующие их происхождению, поскольку нейроны 1, 5 и 6 слоев были обнаружены в 2 и 3 слоях мозга реципиента. "Неправильное" расположение донорских нейронов может быть связано с тем, что в мозге взрослого реципиента отсутствует среда для специфической миграции нейронов и/или с тем, что нейроны, закончившие миграцию в нативном мозге, теряют позиционную информацию и не способны вторично мигрировать в соответствующие слои мозга. В ряде случаев, мы обнаружили большое число меченых нейронов в ткани мозга реципиента, в то время как гистологическое исследование показывало отсутствие трансплантата, вероятно именно эти данные могут объяснить результаты работ, в которых получено улучшение поведения животных при визуальном отсутствии трансплантатов (Ермакова и др., 1990).

4.2. Васкуляризация ненротрансплантатов.

Считается, что рост кровеносных сосудов в нейротрансплантатах должен происходить достаточно быстро, чтобы препятствовать невосполнимым ишемическим повреждениям в эмбриональной ткани и обеспечивать нормальным окружением дифференцирующиеся клетки (Kram, Rosenstein, 1987). В трансплантатах ткани перефирических ганглиев, взятых от взрослых животных, в течение нескольких часов восстанавливается кровоток за счет возникновения анастомозов между сосудами трансплантата н хозяина (Zhou et al., 1986; Tsubaki et al., 1987). В то же время при пересадке эмбриональной ткани ЦНС в мозг взрослых животных васкуляризация происходит значительно медленнее (Broadwell et al., 1991), поскольку в эмбриональном мозге сосудистая система слабо развита (Robertson et al., 1985) и васкуляризация происходит путем врастания сосудов хозяина в трансплантат и соединения с растущими сосудами самого трансплантата (Кшт, Rosenstein, 1988; Лыжин, 1994; Baker-Caims, 1996). Растущие сосуды в значительной степени определяют реакцию астроглиальнах клеток, создавая пути для миграции астроцитов из трансплантата в мозг реципиента (Emmett etal., 1988). Это значит, что образование сосудистой системы в имплантатах представляет важный фактор, влияющий не только на функции нейронов, но и на клеточную и тканевую дифференцировку всего трансплантата. Это поставило перед нами задачу исследовать кинетику развития сосудистой системы и ее влияние на структурную организацию трансплантатов зрительной коры мозга.

В экспериментах была использована ткань мозга эмбрионов 15 дней развития. Работу проводили используя методы гистологии, авторадиографии и электронной микроскопии. Животных после трансплантации фиксировали на 4, 7, П, 13 и 20 дни. Для сравнительного анализа использовали аналогичные препараты нормальной затылочной коры.

Проведенные исследования показали, что врастание сосудов в трансплантаты коры мозга Э-15 обнаруживается на 4 день после пересадки. На протяжении 10 дней происходит быстрый рост и дифференцировка сосудов, которые неравномерно по всему периметру врастают в ткань трансплантата. Всегда наблюдается большая плотность сосудов в местах скопления макрофагов, присутствие которых стимулирует рост сосудов (Beck et al.,1983). Через 7 дней после пересадки в трансплантатах обнаруживаются

функционирующие сосуды. В период массовой диффренцировки и роста основных отростков нейронов, на 13 день после пересадки, в трансплантатах была сформирована сеть морфологически и функционально развитых сосудов различного калибра. Важно отметить, что через месяц, когда ткань трансплантатов практически достагала морфологической зрелости, ни в одном случае в трансплантатах не наблюдалась ламинарная структу ра распределения клеток. При этом кровеносная сеть пронизывала трансплантат не равномерно, что отмечали и другие авторы (Benuska et al., 1990), не характерно для распределения сосудов в интактной коре мозга. Гистологический анализ показал, что несмотря на то, что в трансплантатах формируется основная масса морфологически нормальных сосудов, которые могут образовывать гематоэнцефалический барьер (Swennson et al„ 1989; Knim, Rosenstein, 1989), на протяжении всего ангиогенеза прослеживались капилляры со значительными патологическими изменениями.

Мы полагаем, что одним из интереснейших фактов в процессе васкуляризации трансплантатов является чрезвычайное быстрое и бессистемное протекание этого процесса но сравнению с нормальным развитием сосудов в мозге. Так, ткань неокортикальных трансплантатов от 15 дневных эмбрионов, развивающаяся в мозге взрослых крыс, уже через 7 дней после пересадки, т.е. на 22 день эмбрионального развития, имеет развитую, функционирующую кровеносную сеть, в то время как в процессе нормального онтогенеза мозга сосуды врастают с поверхности, строго радиально, и максимальная пролиферация капилляров наблюдается с 5 по 10 день после рождения (Robertson et al., 1985), а полное открытие кровеносных сосудов и циркуляция крови происходит между 10 и 20 днями после рождения (Rowan, Maxwell, 1981). Распределение нейронов по слоям (формирование ламинарности) в неокортексе растянуто по времени, но завершается раньше (Максимова, 1990), чем процесс васкуляризации в коре нормального мозга. Таким образом, временное соотношение этих процессов нарушается при развитии трансплантированной ткани.

Очевидно, что ускоренная васкуляризация интрапаренхимальных трансплантатов двояким образом влияет иа развитие их структуры. С одной стороны, в пересаженной ткани рано возникает внутренний бессистемный сосудистый "скелет", механическая структура которого может определить пути миграции эмбриональных клеток и, возможно, ускоренную дифференцировку астроцитов (Zerlin, Goldman, 1997). С другой стороны, развитие новых сосудов связано с синтезом ламинина, который входит в состав базальной мембраны сосудов, а нарушение гемато-энцефалического барьера в сосудах приводит к проникновению в ткань трансплантата фнбронектина. Эти компоненты внеклеточного матрикса являются субстратом для роста отростков и миграции клеток,

Интрапаренхимальная трансплантация экранных структур мозга в ЦНС взрослых млекопитающих, по-видимому, всегда будет сопряжена с нарушением структурной организаций имплантатов. Это, как мы полагаем, связано не с потерей способности эмбриональных клеток к миграции (Ebner, 1988), а с ускоренной и атипичной васкуляризанией, которая создает среду для хаотического движения клеток. Нарушение структурной организации неокортикальных трансплантатов, пересаженных в ЦНС взрослых млекопитающих, необходимо учитывать при тонком анализе интегративной

деятельности трансплантатов экранных структур мозга, так как интегративные функции нейротрансплантатов играют иную роль, чем их трофические функции в восстановлении поврежденного мозга и целостного поведения животных.

4,3. Развитие неокортикальных трансплантатов в различных условиях эксперимента. Роль глио-.чсзодермального барьера.

С тех пор как было обнаружено, что при травме мозга в раневой полости градиентно накапливаются нейротрофические факторы (Manthorpe et al, 1983 ; Nieto-Sampedro et al., 1983; Ishikawa et al., 1991 ), многие исследователи стали проводить трансплантацию эмбриональной ткани в предварительно подготовленную полость. Через 7-10 дней активность трофических факторов, накапливающихся в ране, в десятки раз превышает начальный уровень, что, как полагают, способствует лучшему приживлению трансплантата. Использование этого методического подхода позволило решить целый ряд поведенческих задач (Kesslak et al. 1986; Mufson et al.,1987; Gonzalez, Sharp, 1987; Fonseca et al., 1988). Однако, несмотря на компенсацию поведенческого дефицита, у ряда животных при гистологическом анализе обнаружено образование глиального барьера между трансплантатом и мозгом реципиента и отсутствие межнейрональных связей, что свидетельствовало о нейротрофическом воздействии трансплантированной ткани, а не о ее интегральном взаимодействии с мозгом реципиента. Очевидно, что методы трансплантации, которые применяет экспериментатор, могут играть важную роль в становлении интегральных функций при развитии пересаженной нервной ткани.

Для выяснения этих вопросов мы провели сравнительный анализ развития эмбриональной коры мозга, пересаженной или в свежеприготовленную полость, или через 10 дней после отсоса зрительной коры мозга реципиента. Основное внимание было обращено на формирование рубца между трансплантатом и мозгом реципиента и на характер ангиогенеза пересаженной нервной ткани. В работе исследовали мозги животных через 10 дней после удаления участка коры и через 4,7,11,13 и 30 дней после имплантации в отсроченную полость кусочков эмбрионального неокортекса от 15-дневных эмбрионов, используя полутонкие срезы с окраской по Нисслю и Маллори и электронную микроскопию.

Проведенные исследования позволили показать, что за время между моментом отсоса участка мозга и трансплантацией, полость в мозге реципиента полностью выстилается мозговой оболочкой, которая пронизывается большим числом сосудов. После пересадки эмбриональной ткани в отсроченную полость, между тканями трансплантата и реципиента в ранние сроки четко выделяется граница, которую формируют глиальные элементы, фибробласты, макрофаги, отдельные эритроциты. В ряде случаев рубцы были тонкие и плотные, другие состояли из рыхлой ткани, образованной свободно лежащими фибробластами, сосудами и клетками крови. В отдельных участках рубцовая ткань отсутствовала и здесь наблюдали соприкосновение трансплантатов и ткани реципиента, но эти области были очень незначительны по сравнению с теми зонами плотного контакта, которые образуются при трансплантации в полость сразу после отсоса ткани. Значительные различия были обнаружены и в характере и степени васкуляризации в этих двух экспериментальных моделях. При трансплантации в отсроченную полость, уже через 4 дня, много хорошо развитых сосудов разного калибра пронизывают трансплантат, тогда как при

одномоментной имплантации капилляры расположены только на границе трансплантат - хозяин. По мере развития трансплантированной ткани завершаются процессы формирования рубцовой ткани и сосудистой системы. При трансплантации в отсроченную полость в ткани хозяина вокруг трансплантата наблюдается высокая плотность кровеносных сосудов, которые расположены по границе и далее более равномерно, хаотично распределяются по ткани трансплантата. Между мозгом реципиента и трансплантатом сохраняется плотная рубцовая ткань, которая образована глиалъными и клетками соединительной ткали, но только в отдельных местах, как и в ранние сроки развития, обнаруживаются области плотного соединения тканей трансплантата и реципиента, и эти зоны незначительны в сравнении с длинными участками тесного контакта между тканями трансплантата и хозяина, характерными для одномоментной пересадки. Анализ элекгроннограмм рубцовой ткани в отсроченных трансплантатах показал, что ее формировали плотные, параллельные ряды фибробластов и более рыхло расположенные цепочки глиальных клеток. В то время как при одномоментной трансплантации реже наблюдаются рубцы смешанного типа и доминируют глиальные рубцы, которые более проницаемы для растущих аксонов, чем рубцы подобные glia liraitans, абсолютно блокирующие рост.

Полученные данные свидетельствовали о том, что развитие неокортикальных трансплантатов, помешенных в латентную полость в сравнении с развитием одномоментно имплантированной эмбриональной ткани значительно различалось по характеру васкуляризации и формирования рубцовой ткани между трансплантатом и мозгом реципиента. Процессы ангиогенеза протекали в трансплантатах, помещенных в отсроченную полость, значительно быстрее, чем в обычных трансплантатах. Очевидно это связано с тем, что в латентной полости накапливался фактор роста эндотелиальных клеток, выделяемый поврежденными сосудами (Schweigeret al.,1987) и специфические факторы макрофагов (Beck et al., 1983; Olson et al.,1987), каждый из которых способен стимулировать рост капилляров. Таким образом, имплантированная эмбриональная ткань попадала в полость мозга хозяина, уже выстланную плотным глио-мезодермальным рубцом, пронизанным новообразованными кровеносными сосудами. Ускоренный и усиленный ангиогенез при отсроченной трансплантации приводил к возникновению множества капилляров в ткани хозяина вокруг трансплантата и появлению крупных сосудов на границе и внутри самого трансплантата, что естественно способствует лучшему развитию имплантированной ткани, абсолютно независимо от возможностей ее интеграции с мозгом реципиента.

При обоих экспериментальных подходах пересадка эмбриональной ткани в кору взрослых крыс приводит к образованию рубца между тканями трансплантата и реципиента. При участии лептоменингеальиых клеток астроциты и их отростки вытягиваются вдоль области повреждения, образуя механический барьер (Ness, David, 1997), что мы наблюдали в экспериментах с отсроченной трансплантацией. Совершенно очевидно, что при использовании метода трансплантации в отсроченную полость блокирование клеточных взаимодействий между трансплантатом и мозгом реципиента будет наблюдаться значительно чаще, чем при одномоментной трансплантации. Хотя и в этих случаях образуется глиальный барьер, которых формируется реактивными астроцитами. В области реактивного глиоза одновременно

обнаруживаются молекулы, поддерживающие аксонный рост- ламинин, фибронекггин, коллаген и блокаторы роста- ховдроитинсульфат-протеогликан, тенасцин и фактор подавления роста (GIF) (Carbonetto, 1991; Rislinget al., 1993; McKeon et al., 1995; Hozumi et al., 1996). Следовательно, формирование межнейрональных взаимодействий в большой степени зависит от соотношения стимуляторов и блокаторов роста аксонов на границе трансплантата и реципиента. Но поскольку мы не умеем управлять механизмами экспрессии поверхностных молекул и молекул внеклеточного матрикса, то заранее знать судьбу межклеточной интеграции имплантированной ткани невозможно.

5. Трофическое взаимодействие трансплантатов эмбриональной нервной ткани с мозгом реципиента. 5.1.Нейротрансплантяш1я в мозг млекопитающих с диффузной дегенерацией нейронов.

В самом начале наших исследований по нейротрансплантации мы высказали предположение о том, что эмбриональная ткань может влиять на мозг реципиента двояким образом: за счет выделения растворимых трофических факторов и посредством синалтических взаимодействий (Александрова, Полежаев, 1982; Полежаев. Александрова, 1983). Первое исследование нейротрофического воздействия эмбриональных имплантатов на дегенерирующие нейроны мозга реципиента было проведено на модели гипоксического повреждения ЦНС, которую предложил профессор JI. В. Полежаев.

В те годы был известен и охарактеризован фактор роста нервов (NGF) (Levi-Montalcini, 1976; 1987), а теперь открыто еще несколько факторов из этого суперсемейетва и глиальный фактор GDNF из суперсемейства TGF- значимые для нервной системы, функциональные свойства которых интенсивно изучаются. Нейротрофические факторы- эндогенные растворимые белки, регулируют долговременное переживание и дифференцировку нейронов в периферической и центральной нервной системе и играют важную роль в структурной интеграции нервной системы (Shen et al., 1997). В ходе развития нейротрофины экспрессируются гетерохронно в различных отделах мозга (Schoupsetal.,1995; Von Bartheld,-1998). Нейротрофические факторы NGF, BDNF, NT-3, и NT-4/5 предохраняют моторные нейроны, нейроны центральных ядер мозга и ганглиозные клетки от дегенерации (Mittat et al., 1994; Cohen et al., 1994; Diener, Bregman, 1994; Vejsada et al., 1994; Cui, Harvey, 1995; Bozzi et al., 1995; Wang et a!., 1996), причем разные популяции нейронов отвечают на действие специфических для них факторов (Sauer et al., 1995; Ventimiglia et al., 1995; Giehl, Tetzlaff, 1996). Предполагается, что факторы семейства NGF могут контролировать выбор нейротрансмиггерного фенотипа в нейронах ЦНС (Kentroti, Veraadakis, 1995; Zhou et al., 1997) и индуцировать аксональный спрутинг и образование синапсов (Conner, Varon, 1994; Liu et al., 1996; Causing et al., 1997). Естественно, эти свойства нейротрофических факторов делают их интересными в качестве терапевтических агентов для лечения нейродегенеративных заболеваний (Olson, 1994; Lapchak et al., 1997; Shen et al., 1997; Miyoshietal., 1997).

В ряде случаев патологии ЦНС происходит дегенерация нейронов и их гибель. Диффузная дегенерация нейронов наблюдается при болезни Алыдгеймера, детском церебральном параличе, различных видах

гашжсического воздействия на ЦНС. Этиология этих заболеваний различная, однако морфологическое прояатение дегенерационных изменений в нейронах сходно. Нам интересно и важно было выяснить, возможно ли восстановить поврежденные нейроны, используя метод трансплантации эмбриональной нервной ткани. В качестве модели использовалась гипоксическая гипоксия, которая вызывается недостатком кислорода во вдыхаемом воздухе и обусловливает глубокие патологические изменения в нейронах мозга (Боголепов, 1979). Гипоксия вызывает разлитую дегенерацию и гибель множества нейронов в структурах коры и гиппокампа головного мозга. Необходимо было выяснить, возможна ли успешная трансплантация эмбриональной ткани в мозг крыс, перенесших гипоксию и имеющих вследствие этого дегенеративные изменения в нервной ткани,.

Множество экспериментов, проведенных на животных, перенесших гипоксическое воздействие, показало возможность успешной трансплантации эмбриональной ткани мозжечка, гиппокампа, коры мозга, полученных от эмбрионов разных возрастов. Клетки этих структур эмбрионального мозга хорошо развивались и длительно переживали в патологически измененном мозге взрослого реципиента. Гак трансплантаты коры мозга не обнаруживали признаков патологического изменения через год после пересадки в мозг взрослых крыс, подвергнутых гипоксии. Кроме плотных кусочков эмбриональной ткани в мозге реципиентов хорошо развивались диссоциированные клетки. В этих экспериментах ткани эмбриона, в период пролиферации нейробластов, были мечены ЗНТ, что позволило точно идентифицировать клетки трансплантата в мозге реципиента. Так же бьии осуществлены пересадки предварительно глубоко замороженных и длительно криоконсервированных кусочков эмбриональной коры. В этих случаях, имплантированные нейроны характеризовались более интенсивной окраской, а объем трансплантатов был значительно меньшим, чем при пересадке свежей эмбриональной ткани. Тем не менее, клетки в трансплантатах нормально дифференцировались и длительно переживали в мозге взрослого реципиента.

Работы с нейрональными трейсерными красителями показали, что нервные клетки трансплантатов вступали в активные афферентные и эфферентные связи с нейронами мозга реципиента. Используя активный транспорт пероксидазы хрена, были прослежены афферентные и эфферентные связи трансплантатов, дифференцирующихся в мозге крыс перенесших гипоксию. При введении пероксидазы хрена в трансплантат выявлялись афферентные связи с определенными областями мозга реципиента, а при инъекции пероксидазы хрена в ткань мозга реципиентов наблюдались меченные нейроны в трансплантатах. Итак, мы впервые установили, что трансплантаты эмбриональной нервной ткани могут нормально переживать, дифференцироваться и устанавливать межнейрональные связи в мозге реципиента, перенесшего гипоксию.

Какое же воздействие на мозг животного оказывает гипоксическая гипоксия и последующая трансплантация эмбриональной нервной ткани? Гипоксия вызывает диффузную дегенерацию нейронов: начальная стадия (обратимая) морфологически выражается в вакуолизации, гипер- и гипохромности нейронов, конечная стадия (необратимая) в виде образования сморщенных и лизирующихся клеток. Нейротрансплантация в значительной степени предохраняет от гибели гипоксические нейроны (рис.5).

III щ

Ма

йш «••..в

Г+Т

Рие.5. Количественный анализ дегенерирующих нейронов в коре мозга крыс в норме (н), после гипоксии (г) и гипоксии с последующей трансплантацией эмбриональной нервной ткани (г+т).

Параллельно бьио обнаружено достоверное снижение плотности расположения нейронов после гипоксии и возрастание ее после трансплантации, что доказывало восстановление и сохранение части обратимо поврежденных нейронов за счет стимуляции в них компенсаторно-восстановительных процессов (рис.6).

Плотность распределения нейронов. 4 и 100 дней.

№

1000

Распределение разных типов - дегенерирующих нейронов. 100 дней.

Гипоксия Гипоксия

-»-трансплантат

500

юо

г+т

л до дн н до дн

Рис.6. Количественный анализ продемонстрировал, что трансплантация приводит к повышению плотности нейронов в коре мозга после гипоксического воздействия (левый график). Увеличение полотности нейронов происходит за счет предохранения от гибели дегенерирующих нейронов, находящихся на стадии обратимой дегенерации (н- нормальные нейроны, до-дегенерация обратимая, дн- дегенерация необратимая)- правый график.

Биохимический контроль белковых изменений, сопровождающий процесс репарации нервных клеток крыс, подвергнутых гипоксии и гипоксии с последующей трансплантацией, выявил фракции белков участвующих в восстановительных процессах (биохимические исследования проведены В.Н.Витвицким). На денситограммах электрофоретического анализа белков хроматина было обнаружено снижение белковых фракций после гипоксии и увеличение синтеза белков при трансплантации. Далее были изучены биосинтезы ДНК, белка и РНК в нейронах и других клетках коры мозга после действия гипоксии и трансплантации с применением методов авторадиографии и рациоизотопного биохимического исследования. Было показано, что трансплантаты эмбриональной нервной ткани в патологически измененной коре мозга реципиента стимулируют синтез ДНК в основном в ненервных клетках. Обильная метка ЗНТ наблюдалась над ядрами глиаяьных клеток, эндотелия сосудов и в редких некрупных нервных клетках. В нормальной коре мозга трансплантация эмбриональной ткани стимулировала синтез ДНК в 27 % клеток, а после гипоксии и трансплантация в 9% клеток. Данные авторадиографии были сходны с биохимическими исследованиями, показавшими усиление синтеза ДНК в клетках коры мозга через 4 дня после трансплантация, и свидетельствовали о пролиферации ненервных элементов в ответ на трансплантацию. То обстоятельство, что пик пролиферативной активности наблюдался в короткие сроки после имплантации, когда еще не могли сформироваться межнейрональные связи, указывало на нейротрофическое воздействие со стороны трансплантатов на ткань мозга реципиента.

Дальнейшие авторадиографические исследования выявили, что в нейронах коры мозга под влиянием гипоксии снижается синтез белка, а после трансплантации эмбриональной ткани нормализуется, причем не только в ранние сроки опыта, но и через 100 дней после трансплантации. Радиоизотопное биохимическое исследование подтвердило, что нейротрансплантация повышает синтез белка в коре мозга крыс, перенесших действие гипоксии. Подобные результаты были получены при исследовании синтеза РНК. По данным авторадиографии и биохимии было показано, что после гипоксического воздействия синтез РНК в клетках ткани коры мозга крыс снижается, а при трансплантации значительно нормализуется.

Проведенные исследования показали, что гипоксия вызывает множественную дегенерацию и гибель нервных клеток головного мозга. Это патологическое состояние ткани мозга сопровождается снижением синтеза ДНК, РНК и белка. Однако, дегенерационные процессы не влияют на приживление нейротрансплантатов, клетки которых успешно дифференцируются в условиях патологического микроокружения. Результаты свидетельствуют, что трансплантация эмбриональной нервной ткани в мозг крыс, подвергнутых гипоксии, стимулирует компенсаторно-восстановительные процессы в значительной части патологических нейронов и восстанавливает биосинтезы ДНК, РНК и белка в ткани поврежденного мозга реципиента. Трансплантаты эмбриональной нервной ткани стимулируют и нормализуют патологически измененные нейроны мозга реципиента за счет нейротрофического воздействия, а после окончания дифференцировки межнейрональными взаимодействиями. Сходные заключения были сделаны при трансплантации диссоциированных эмбриональных клеток гиппокампа а

ищемически поврежденный гштокамп взрослых крыс (Mudrick et al., 1988) и при трансплантации коры в область инфаркта в неокортексе (Johansson, Grabowski et а!., 1994).

При рассмотрении полученных данных с современных позиций можно убедиться в том, что наши результаты находят подтверждения в сегодняшних исследованиях. Обнаружено, что в имплантатах эмбриональной нервной ткани экспрессируются NGF, BDNF, NT-3 mRNA и mRNA к рецептору trkB для BDNF (Humpel et al., 1994; Humpel et al., 1995). В ряде исследований было вновь подтверждено, что трансплантаты эмбриональной коры могут приживляться в коре взрослых и неонатальных животных, перенесших ишемию (Tillotson et al., 1995; Elsayed et al., 1996).

5.2. Нейротрансшшггация животным с локальным повреждением мозга.

Дальнейшие исследования мы проводили на модели локального повреждения коры мозга, поскольку диффузная дегенерация нейронов, которая возникает при гипоксии, делает затру дательным исследование морфологических изменений в конкретных нервных клетках. Используя локальную травму мозга реципиента, мы провели детальное цитологическое исследование реакции нейронов на травму и последующую имплантацию эмбриональной нервной ткани, были изучены морфологические изменения в нейронах, расположенных вокруг механической травмы мозга в разные сроки после трансплантации эмбриональной нервной ткани с применением методов световой и электронной микроскопии.

После механического удаления участка коры мозга реципиента края зоны повреждения выстилаются плотным глио-мезодермальный рубцом, в окружающей ткани наблюдается резкий отек астрошгшрной глии, спад кровеносных сосудов и появление дегенерирующих нейронов. Среди последних присутствовали нейроны с различной степенью гиперхромии: от слабо выраженной, до темных, почти сморщенных клеток. Дегенерирующие нейроны располагались во всех слоях неокортекса, но наибольшее число темных клеток обнаруживалось в слое V—VI.

Элекгронномикроскопический анализ показал, что при травме в зоне отека можно было наблюдать различного типа дегенеративные изменения в нервных клетках, в которых происходило снижение синтетических процессов вплоть до полного прекращения их. Это выражалось в появлении конгломератов конденсированного хроматина, накоплении в них ИХГ и ПХГ, диссоциации полисом цитоплазмы, деструктивных процессах в митохондриях, т.е. выявлялась типичная картина гипоксических изменений в нейронах, по всей видимости, связанная с отеком в нейропиле и спадом кровеносных сосудов. В дальнейшем часть описанных выше клеток погибает путем нейрофагии или склерозирования [Боголепов, 1979],

Совершенно иная морфологическая картина была выявлена в клетках ткани мозга реципиента после трансплантации эмбриональной ткани в травмированную область. При изучении полутонких срезов было видно, что эмбриональная ткань плотно примыкала к краям полости, отделяясь от ткани мозга реципиента глио-мезодермальныи рубцом. Уже в ранние сроки после трансплантации (4 дня), в хозяйской ткани были видны немногочисленные гиперхромные нейроны, при этом полностью отсутствовали сморщенные клетки. Наоборот, большинство клеток выглядело светлее нормохромных. В

опытах того же срока, но без трансплантации, значительно увеличивалось число гиперхромных и сморщеных нейронов.

При электронно-микроскопическом исследовании было выявлено значительное разнообразие изменений в нервных клетках. Встречались гиперхромные нейроны, в ядрах которых присутствовали лишь незначительные глыбки конденсированного хроматина с разволокненными краями. Скопления ИХГ ядра имели обычные размеры, резко снижено число свободно лежащих ИХГ и ПХГ. В цитоплазме цистерны эндоплазматического ретикулума были слегка расширены, большая часть свободных рибосом собрана в полисомы. Другую часть составляли нервные клетки с практически нормохромным ядром, отличительной особенностью которых было наличие вакуолей в цитоплазме за счет набухших, с разрушенными кристами, митохондрий и повышенной электронной плотностью цитоплазмы. Основная масса нейронов была представлена светлыми клетками с ядром больших размеров, имеющим значительное число инвагинаций. В ядрах наблюдались небольшие глыбки конденсированного хроматина, незначительное число всех РНП-частиц и различных размеров вакуоли, ограниченные мембраной. В цитоплазме подобных клеток преобладали свободные полисомы, встречались отдельные цистерны эндоплазматического ретикулума, небольшие митохондрий и редкие лизосомы.

В последующие сроки после трансплантации (7,11,13 и 30 дней) в нервной ткани реципиента вокруг развивающегося трансплантата не обнаруживались гиперхромные нейроны, при том что ткань мозга реципиента всегда была отделена от трансплантатов грубым глио-мезодермальным рубцом. Преобладающее большинство нервных клеток имело нормальное строение. Исключение составляли нейроны, содержащие очаги просветления в ядрах, в которых содержался хлопьевидный материал, разволокненные мембраны и иногда гранулярные структуры.

Полученные данные свидетельствовали о том, что развивающийся эмбриональный трансплантат, помещенный в область механической травмы в мозге животного, приостанавливал дегенеративные и стимулировал восстановительные процессы в нервных клетках мозга реципиента, окружающих место повреждения. В этих экспериментальных условиях эмбриональная ткань всегда была отделена от ткани мозга хозяина глио-мезодермальным рубцом, выстилающим края полости. Поскольку отростки нервных клеток не способны прорастать через подобные рубцовые ткани, то полностью исключалась возможность воздействие трансплантата путем установления межнейрональньгх связей с мозгом реципиента (MctCeon, et al., 1995; Hozumi et al., 1995; 1996; Bovoleitta et al, 1997; Ness, David, 1997). Очевидно, влияние эмбриональной нервной ткани могло быть только за счет выделения растворимых нейротрофичесхих факторов, способных изменять среду микроокружения во взрослом мозге и стимулировать и поддерживать регенераторные процессы в поврежденных нервных клетках. Сходные идеи о нейротрофическом влиянии эмбриональных трансплантатов были выдвинуты при исследовании травмы коры и последующей аксональной дегенерации в таламических ядрах мозга (Cotman, Kesslak, 1988; Isacson et al, 1988; Sorensen et al., 1989; Loseva et al., 1990; Cicirata et al., 1992), при повреждении сетчатки (Laedtke, Turner, 1989; Gravina et al.,1990) и спинного мозга (Diener, Bregman, 1994; Mori et al., 1997).

5.3. Влияние нейротрансплантатов на подавление судорожной активности у крыс с наследственной эпилепсией.

На различных экспериментальных моделях эпилепсии у животных показана важная роль активности норадренергической (НА) системы голубого пятна (ГП) в икгибировании развития эпилептиформной активности в центральной нервной системе (Kokaia et al., 1989; Bengzon et al., 1991). Внутримозговая трансплантация презумптивных ингибиторных нейронов голубого пятна приводит к подавлению эпилептиформной активности в мозге реципиента (Lindvall et al., 1988; Bengson et al., 1990), Трансплантированные НА нейроны значительно снижают степень киндлинг эпилепсии у гиперсенситивных крыс с нейротоксинным повреждением центральной катехоламшовой системы (Barry et al., 1987; Lindvall et al., 1988). У крыс с наследственной эпилепсией (GEPR) также обнаружено ингибирующее влияние трансплантатов с НА нейронами на формирование эпилептической судорожной активности (Clough et al., 1991). Однако исследований на животных с наследственно обусловленной эпилепсией было проведено очень мало, результаты их противоречивы (Holmes et al., 1992) н еще не ясно, является ли НА основным нейротрансмитгером, блокирующим развитие эпилепсии, или возможно общее нейротрофическое воздействие эмбриональной нервной ткани на нормализацию поведения животных. Для выяснения этих проблем мы изучили влияния эмбриональных нейротрансплантатов, содержащих и не содержащих НА нейроны, на формирование судорожной активности у крыс линии Крушинского-Молодасиной с наследственной аудиогенной эпилепсией.

Исследования проводили на крысах линии КМ, которые перед трансплантацией были испытаны на аудиогенную эпилепсию. Чувствительность к звуку оценивалась визуально по 5-бальной шкале, где "О" - отсутствие реакции на звук, а "4" - тонические судорога мышц туловища и конечностей (Крушинский 1960). В первой группе крысам двусторонне стереотаксичесхн подсаживали трансплантаты в гшшокамп из области моста с презумптивными НА нейронами (НА группа) и во второй группе были использованы трансплантаты из сенсомоторной коры (К группа). Эмбриональную ткань для трансплантации выделяли из 14-16 дневных эмбрионов, полученных от самок линии Вистар. Через 4 месяца после трансплантации животных повторно тестировали Hi звук, после этого мозги крыс были использованы для морфологического исследования (флюоресцентный гистохимический анализ и иммуногистохимическая окраска на тирозин-гидроксилазу).

При первичном тестировании на аудиогенную эпилепсию чувствительность к звуку у всех подопытных крыс была равна 4 баллам. Повторное тестирование, проведенное через 4 месяца после трансплантации, показало, что у ряда животных чувствительность к звуку не изменилась, а у других произошло отчетливое снижение чувствительности, их баллы были равны 3 и 2. Общая высокая реактивность к звуку крыс этой линии позволяла заключить, что даже небольшое ее снижение может быть объяснено влиянием эмбриональных трансплантатов.

При морфологическом исследовании в мозге всех экспериментальных животных были обнаружены трансплантаты, В трансплантатах голубого пятна н неокортекса клетки были нормально дифференцированы и не обнаруживали признаков дегенерации, однако не было выявлено какого-либо преимущества в

снижении реактивности на звук, которое можно было бы отнести именно на счет дополнительной НА иннервации. Поскольку трансплантация эмбриональной мозговой ткани в область гиппокампа крыс линии КМ вызывала снижение чувствительности к звуку, можно полагать, что обнаруженный эффект является следствием общего нейротрофического взаимодействия между трансплантатом и тканью мозга реципиента. Такие эффекты могут обеспечиваться, например, изменениями в уровне продукции фактора роста нервов (N0?) и происходящего из мозга нейротрофического фактора (ЕШМР), которые, как известно, положительно коррелируют с интенсивностью судорожной активности (ЕгпЯэге й а1., 1991; КоЫа е1 а1., 1995).

Таким образом, выдвинутое нами предположение о нейротрофическом действии эмбриональной нервной ткани на поврежденный мозг млекопитающих было подтверждено на различных моделях. При гипоксическом травмировании мозга реципиента трансплантаты эмбриональной ткани вызывали репаративные процессы в значительной части нейронов на стадии обратимой дегенерации. Цитологические доказательства стимуляции компенсаторных процессов были получены при локальной травме коры мозга с последующей трансплантацией эмбрионального неокортекса. В этих экспериментах было показано, что нейротрансплантаты стимулировали биосинтетические восстановительные процессы в кортикальных нейронах именно за счет нейротрофического воздействия, так как межнейрональные взаимодействия были блокированы глио-мезодермальным барьером, отделяющим ткани имплантата от мозга реципиента. Изменения в поведении крыс с наследственной эпилепсией после трансплантации эмбриональной нервной ткани, когда компенсация эпилептической активности происходит не за счет дополнительной норадренергической иннервации, также говорят в пользу именно нейротрофического воздействия трансплантатов.

Заключение. Концепция механизмов дифференцировки нервной ткани и межклеточных взаимодействий при нейротрансплантацни в мозг млекопитающих.

Развитие эмбриональной нервной ткани при ее имплантации в мозг взрослого реципиента представляет чрезвычайно сложный процесс. В нем принимают участие эмбриональные и дифференцированные нервные и глиальные клетки, клетки сосудистой ткани, макрофаги и фибробласты, обладающие специфическими генетическими свойствами и воспринимающие определенные эпигенетические воздействия. Практически все эти популяции клеток способны транзиторно или постоянно экспрессировать растворимые или нерастворимые белки внеклеточного матрикса, молекулы поверхностной адгезии и рецепторы - морфогенетически значимые для роста и дифференцировки нервной ткани. Помимо факторов внеклеточного матрикса огромное влияние на дифференцировку оказывает афферентная синаптическая иннервация, которую, как мы полагаем, тоже можно отнести к факторам микроокружения. Мы попытались выявить закономерности реакций этих клеток в ходе нейротрансплантацни, поскольку именно комплексная реакция различных клеток и тканей может приблизить нас к раскрытию механизмов развития нервной системы.

Эмбриональная нервная ткань, выделенная для имплантации, в зависимости от срока развития, состоит из нейро- и глиобластов и мало дифференцированных нейронов и глкадьных клеток, которые формируют определенную архитектонику и находятся в специфических межнейрональных и нейро-глиальных взаимодействиях. Среда микроокружения эмбриональных клеток имеет высокий уровень нейротрофических факторов (ОТТ, ВО№, КГ-3 и др.) и нерастворимых белковых молекул адгезии (ламинин, фнбронекпш и др.), поддерживающих дифференцировку нейронов и направляющих рост аксонов. Важную роль в формировании среды эмбрионального мозга играют недифференцированные астроциты, способные экспрессироватъ и растворимые и нерастворимые белки внеклеточного матрикса.

Мозг взрослых млекопитающих состоит из дифференцированных нервных клеток, расположенных после миграции в определенных локусах нервной ткани, сформировавших специфическую систему дендритов и аксональных взаимодействий с клетками мишени. В процессе дифференцировки астроцитарные клетки прекращают экспрессию морфогенетачески значимых молекул и переходят в другое физиологическое состояние, необходимое для поддержания функциональной активности нервных клеток. Микроокружение значительно изменяется, падает уровень нейротрофических факторов, и из межклеточного матрикса исчезают адгезивные белки, которые выявляются теперь только в оболочках мозга и в базальной мембране сосудов. Считается, что окончание дифференцировки и стабилизация нервных связей происходит в процессе миелинизации аксонов. И как теперь стало известно, олигодендроциты и миелин ЦНС также обладают способностью блокировать аксонный рост. Таким образом ясно, что среда микроокружения нормального взрослого мозга практически не содержит факторов для поддержания роста отростков, и наоборот обладает стабилизирующими и блокирующими свойствами.

После имплантации эмбриональная нервная ткань оказывается вырванной из пермиссивной среды и попадает в совершенно иное микроокружение блокирующее рост. На самом деле, можно только удивляться, какими фантастическими пластическими потенциями обладает и эмбриональная и дифференцированная ткани мозга, взаимодействие которых приводит к приживлению, дифференцировке и даже формированию реципрокных межнейрональных связей.

На основании выявленных закономерностей: морфотипической и нейрохимической дифференцировки эмбриональных нейронов; формирования межнейрональных взаимодействий; развития и дифференцировки астроцитов; изменений внеклеточного матрикса; формирования глиального рубца; развития сосудистой системы; поведения нейронов и глии и нейротрофических взаимодействий между нейротрансплантатом и мозгом взрослого реципиента, при сравнении с развитием мозга в норме, мы предлагаем следующую концепцию развития эмбриональной нервной ткани в мозге взрослого реципиента.

нейронов в паренхиму мозга реципиента. Среда взрослого мозга не блокирует дрейф части клеток, и путями для миграции служат капилляры мозга реципиента. Оба эти процесса не зависят от специфики внешних воздействий и будут происходить всегда при интрапаренхишльной имплантации, причем абсолютно независимо от дальнейшей дифференцировки трансплантата.

Судьба самой эмбриональной нервной ткани определяется условиями окружения, которые формируются в области имплантации в первые дни после пересадки в мозг взрослого реципиента. Новая среда по-разному влияет на дифференцировку различных клеточных популяций эмбриональной нервной ткани. Нейроны в течении 7-10 дней после имплантации претерпевают период адаптации к условиям нового микроокружения, что выражается в элиминации значительного их числа, задержке роста, в изменении экспрессии и конформационной структуры нейрофиламентов. Астроциты, напротив, чрезвычайно ускоренно дифференцируются и в этот же период начинают экспрессироватъ КГФБ на фоне экспрессии ВИМ (белка недифференцированных астроцитов). Одновременно, очень быстро и абсолютно беспорядочно по сравнению с нормой, происходит активная пролиферация эндотелиоцитов и врастание сосудов реципиента в эмбрионатьную ткань. Ранняя и ненормальная дифференцировка астроцитов и ускоренная васкуляризация могут бьггь факторами нарушения органотипической миграции нейронов в ламинарных структурах в трансплантатах, поскольку и астроциты и клетки сосудистой ткани экспрессируют белки внеклеточного матрикса, поддерживающие миграцию недифференцированных нейронов. В результате нарушения процессов системной миграции в трансплантатах экранных структур мозга никогда не формируется специфическая органотипическая архитектоника.

В этот же период образуется глиальный барьер, и в его формировании принимают участие как эмбриональные астроциты, так и астроциты и фибробласты дифференцированного мозга, Глиальный барьер разделяет ткани трансплантата и реципиента и дальнейшая судьба дифференцировки нейронов имплантата зависит от его структуры и молекулярных свойств, которые могут поддерживать или блокировать аксонный рост. По окончании адаптационного периода нейроны дифференцируются. Начальные этапы их развития (формирование клеточных типов) детерминированы генетически и не зависят от микроокружения. Однако последующая дифференцировка, не только структурная, но и нейрохимическая, зависит от микроокружения, ведущую роль в котором играют межнейрональные синаптическне влияния от регенерирующих аксонов мозга реципиента. Регенерация обеспечивается воссозданием специфического внеклеточного матрикса при нейротрансплантации, но врастание волокон в трансплантат зависит от структурных и молекулярных свойств глиального барьера.

В нейротрансплантатах, имеющих развитые межнейрональные взаимодействия с мозгом реципиента, формируются нейроны и глия, близкие по своим морфо-физиологическим и нейрохимическим свойствам к нормальной клеточной популяции. Изоляция нейротрансплантатов от межнейрональных контактов приводит к гипертрофии нейронов и глии, в которых не реализуются их структурные и нейрохимические потенции (рис.7).

Рис.7. Гипотетическая схема днфференцировки клеток и межклеточных взаимодействий при трансплантации эмбриональной нервной ткани в мозг взрослого реципиента.

Мозг реципиента

В заключение следует отметить, что приживление и рост нейротрансплантатов чрезвычайно сложны и представляют собой уникальную форму развития, метаболизма и патологии, каждая из которых значительно отличается от нормальной ситуации. Однако именно исследования в этом направлении открыли новые пластические потенции взрослого мозга и показали, что в дифференцированном мозге возможно продолжении реконструкции.

Выводы.

1. Исследования тканей эмбрионального мозга, выделенных из закладок неокортекса, гиппокаипа, мозжечка и стволовых отделов, при их трансплантации в среду взрослого мозга млекопитающих показали, что эмбриональная ткань обладает высоким пластическим потенциалом и в условиях нового микроокружения продолжает свое развитие, в ходе которого разворачиваются морфогенетические процессы, включающие миграцию нервных и глиальных клеток, формирование гисто- и органотипической архитектуры имплангатов, дифференцировку нейронов и глии и развитие межнейрональных взаимодействий.

2. Показано, что в ходе реализации морфологической и нейрохимической дифференцировки нейронов в нейротрансплантатах на первых этапах разворачивается генетически детерминированная программа, а затем ведущую роль приобретают влияния межнейрональных взаимодействий, которые формируются с мозгом реципиента. На примере трансплантаций эмбрионального неокортекса установлено, что а) после имплантации нейрональная популяция в трансплантатах проходит период адаптации к среде окружения мозга реципиента; 2) в начальные этапы дифференцировки формируется основная, детерминированная структура нейрона, в ходе которой нейроны приобретают базовые морфологические признаки дефинитивного фенотипа, что позволяет отнести клетки к определенному типу;

3) дальнейшее развитие нейронов, формирование вторичных и третичных дендритов, рост аксональных связей, экспрессия ряда нейропептидов зависит от возможности установления и специфики межнейрональных взаимодействий с нейронами мозга реципиента; 4) в нейротрансплантатах, демонстрирующих морфо-физиологическую интеграцию с мозгом реципиента, формируются нейроны, по фенотипу и нейрохимической экспрессии близкие к дефинитивным нервным клеткам; 5) напротив, в изолированных нейротрансплантатах, в которых не устанавливаются межклеточные взаимодействия с мозгом реципиента, развивается популяция патологически измененных, гипертрофированных нейронов.

3. Установлено, что в условиях нейротрансплантации резко изменяется характер дифференцировки глиальных клеток. В среде взрослого мозга происходит ускоренная дифференцировка астрощггов и складываются отличные от нормы нейроглиальные взаимодействия. Показано, что: 1) изменение нейроглиальных взаимодействий на ранних стадиях развития приводит к нарушению системной миграции нейробластов; 2) длительный реактивный глиоз характерен для трансплантатов, не интегрированных с мозгом реципиента: 3) реактивные астроциты участвуют в формировании глиального рубца на границе между имплантатом и мозгом реципиента.

4. Показано, что при нейротрансплантации эмбриональная нервная ткань выделяет морфогенетически значимые молекулы внеклеточного матрикса, за счет этого в области имплантации формируется микроокружение, которое поддерживает рост эмбриональных аксонов и способствует регенерации аксонов в мозге взрослого реципиента.

5. Установлено, что клетки нейротрансплантатов мигрируют в ткань мозга реципиента, и среда дефинитивного мозга не блокирует миграционное поведение эмбриональных нейронов и глии. Показано, что: 1) миграция нейробластов и глиобластов осуществляется как из диссоциированных

(имплантированных в ввде суспензии клеток), так и из плотных (имплантированных кусочком) нейротрансплантатов; 2) нейробласты, закончившие миграцию в эмбриональном мозге, способны к повторной миграции в мозге взрослого реципиента, но не занимают своих дефинитивных позиций.

6. Показано, что формирование кровеносных сосудов в нейротрансплантатах происходит за счет активной пролиферации эндотелия и его врастания из мозга реципиента в эмбриональную ткань. Рост сосудов происходит ускоренно и бессистемно по сравнению с их развитием в нормальном онтогенезе. Выдвинуто положение, согласно которому нарушение пространственно-временных параметров развития сосудов в нейротрансплантатах (наряду с нарушением нейроглиальных взаимодействий) может служить фактором изменения системной миграции нейронов в экранных структурах мозга.

7. Установлено, что процесс формирования межклеточных взаимодействий нейротрансплантага с мозгом реципиента существенным образом зависит от особенностей используемого метода трансплантации. Все методы имплантации приводят к развитию глиального барьера между трансплантатом и тканью мозга реципиента. При одномоментной трансплантации могут развиваться проницаемые для растущих аксонов глиальные барьеры. При длительно отсроченной трансплантации формируется глиальный барьер полностью блокирующий реципрокный рост волокон.

8. Изучение закономерностей влияния трансплантатов эмбриональной нервной ткани на патологические процессы в мозге реципиента позволили выдвинуть гипотезу о нейротрофическом воздействии нейротрансплантатов. На моделях гшюксического повреждения, механической травмы мозга и эпилепсии показано, что нейротрансплантация стимулирует компенсаторно-восстановительные процессы на морфологическом уровне в отдельных нейронах и на уровне целостного поведения животных.

9. Сформулирована единая концепция отражающая специфику дифференцировки и поведения эмбриональных нейронов и глин в соответствии с межклеточными и тканевыми взаимодействиями происходящими при нейротрансплантации в мозг взрослого реципиента.

Список литературы.

1. Александрова М.А., Полежаев Л.В. Трансплантация нервной ткани в головной мозг крыс. Доклады АН СССР, 1982,263,2,460-463.

2. Александрова М.А., Полежаев Л.В. Трансплантация ткани мозга эмбрионов в мозг взрослым крысам и проблема изменения функций. Сб.: Вопросы эволюционной физиологии, Ленинград, Наука, 1982,14.

3. Александрова М.А., Полежаев Л.В. Трансплантация эмбриональной замороженной ткани мозга в головной мозг взрослых крыс, интактныхи после гипоксии. Доклады АН СССР, 1983, 269, 5,1206-1209.

4. Полежаев Л.В., Александрова М.А. Аллотрансплантация эмбриональной ткани мозга в головной мозг взрослых млекопитающих при гипоксической гипоксии. Ж. невропатологии и психиатрии, 1983,83, 7,990-997.

5. Alexandrova M.A. Transplantation of embryonic brain tissue into the brain of adult rats, intact and exposed to hypoxia. Int. Symp. Transplantation in Mammalian CNS. Lund, Sweden, 1984,48.

6. Александрова M.A. Межнейрональные связи при трансплантации эмбриональной ткани мозга в головной мозг взрослых млекопитающих в норме и патологии. Доклады АН СССР, 1984, 287,1,220-223.

7. Александрова М.А. Внутримозговое культивирование нервной ткани мозга у млекопитающих. Сб.: Возбудимые клетки в культуре ткани. Пущино, 1984, 158.

8. Alexandrova M. A., Polezhaev L.V. Transplantation of varios regions of embryonic brain tissue into the brain of adult rats. J. Hirnforschung 1984,25, 1,89-98.

9 .Полежаев Л.В., Александрова M.A. Аллотрансплантация эмбриональной ткани мозга в головной мозг взрослым крысам. Сб.: Возбудимые клетки в культуре ткани. Пущино, 1984,97-108.

10. Александрова М.А., Полежаев Л.В,, Черкасова JI.B. Аллотрансплантация диссоциированых эмбриональных клеток мозга в головной мозг взрослых крыс, интактных и после гипоксии, Доклады АН СССР, 1984,275,5,11901193.

11. Polezhaev L.V., Alexandrova M.A. Transplantation of embryonic brain tissue into the brain of adult rats in hypoxic hypoxia. J. Hirnforschung, 1984,25,1, 99-106.

12. Alexandrova M. A. Transplantation of embryo brain tissue into brain of adult rats intact and exposed to hypoxia. In: Neural Grafting in the Mammalian CNS., Eds.; A. Bjorklund, U. Stenevi. Elsevier, 1985,243-247.

13. Полежаев JI.B., Александрова M.A., Гирман C.B. Нормализация дистрофированных нейронов головного мозга у крыс после гипоксии и трансплантации эмбриональной нервной ткани. Доклады АН СССР, 1985,284, 5, 1247-1251.

14. Polezhaev L. V., Alexandrova M.A., Vitvitsky V.N., Girman S.V., Golovina I.L. Morphological, biochemical and phisiotogical changes in brain nervous tissue after fetal nervous tissue transplantation in adult intact rats and rats after hypoxia. J. Hirnforschung, 1985,26,3, 281-289.

15. Alexandrova M.A. Reparative value of embryonic barin tissue transplantation. into the brain rats exposed to hypoxia. Int, symp. Neuroontogeneticum-4, Pragha, CSSR, 1985,4.

16. Alexandrova M.A. Embryonal transplant stimulates compensatory-recovery processes in the hypoxia- subjected brain. X-Int. Congress of Neuropathology, Stockholm, Sweden, 1986,21.

17. Polezhaev L.V., Alexandrova M. A., Girman S. V. Normalization of dystrophic brain cortex neurons after hypoxia and transplantation of embryonic neurons tissue in rats. J Hirnforschung, 1986,27,5,501-513.

18. Полежаев Л.В., Александрова М.А. Трансплантация ткани мозга в норме и патологии. Наука, Москва. Ред. В.Н.Ярыгин. 1986, 152.

19. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Витвицкий В.Н., Черкасова Л.В., Гирман С,В. Стимуляция синтеза ДНК в клетках коры мозга при трансплантации эмбриональной нервной ткани в головной мозг крыс , интактных и после гипоксии. Доклады АН СССР, 1987,293,3,707-711.

20. Александрова М.А. Возникновение афферентных связей при развитии эмбриональной ткани, трансплантированной в мозг взрослых млекопитающих.

Сб.: Роль сенсорного притока в созревании функции мозга. Наука, Москва, 1987,52-54.

21. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Витаицкий В.Н., Черкасова Л.В., Сабурина И.Н., Гирман C.B. Стимуляция синтеза белка в коре мозга крыс после гипоксии, трансплантацией эмбриональной нервной ткани. Доклады АН СССР, 1987,294,6,1473-1476.

22. Alexandrova М. A. Reparative value of embryonic brain tissue transplantation into the brain of rats exposed to hypoxia In: Ontogenesis of the brain, 4, Eds.: Trojan St, Stastay F., Univers. Karlova, Praha, CSSR, 1987,49-52.

23. Козлова E.H., Александрова M. А. Кинетика развития эмбриональной нервной ткани трансплантированной в мозг взрослых крыс. Доклады АН СССР, 1988,300,1,223-226.

24. Ярыгин В.Н., Милаева С.Я., Ярыгин К.Н., Жукова C.B., Полежаев Л.В., Александрова М.А., Речиший И.З. Развитие магноцеллюлярных нейросекреторных нейронов эмбриональной ткани гипоталамуса пересаженной в полость 111-желудочка мозга взрослых крыс. Бюлл. экспер. биол. и мед. 1988,2,224-227.

25. Полежаев Л.В., Александрова М. А., Клещинов ВН. Синтез ДНК и митотическое деление нейронов коры больших полушарий у взрослых крыс при внутремозговой трансплантации эмбриональной нервной ткани по данным авторадиографического исследования. Доклады АН СССР, 1988,298,4,988990.

26. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Клещинов В.Н. О возможности синтеза ДНК и митотического деления нейронов при трансплантации эмбриональной нервной ткани в головной мозг крыс. Всесоюзный симпозиум "Трансплантация ткани мозга млекопитающих", Пущино, 1988,54.

27. Александрова М.А., Конорова И.Л. Развитие и васкуляризация неокортикальных трансплантатов в ранние сроки после пересадки. Всесоюзный симпозиум "Трансплантация ткани мозга млекопитающих" Пущино, 1988,3-4.

28. Polezhaev L.V., Alexandrova MA, Vitvitsky V.N.,CherkasovaL.V., GirmanS.V. Changes of DNA synthesis in brain cortical cells after transplantation of embryonic nervous tissue into the brain of rats after hypoxia. J. Hirnforschung, 1988,29,6,669-672.

29. Козлова EH., Александрова M. А. Последовательная морфологическая дифференцировка клеток эмбриональных трансплантатов в мозге взрослых крыс. Всесоюзный симпозиум " Трансплантация ткани мозга млекопитающих", Пущино, 1988,39.

30. Alexandrova MA. Transplantation of embryonic nervous tissue stimulates compensatory-restorative processes in the brain of mammals with diffuse distrophy of neurons. Indo-Soviet symp. Developmental Neurobiology and Neural Transplant, New-Delhi, 1988.

31. Polezhaev L.V., Alexandrova M A., Kleschinov V.N. DNA synthesis and mitotic division of cortical neurons in adult rats upon intrabrain transplantation of embryonic nervous tissue. J Hirnforschung, 1988,29,6,673-682.

32. Полежаев Л.В., Александрова M. А. Трансплантация нервной ткани в головной мозг взрослым мышам линии fidget Доклады АН СССР,1989,309, 2,470-473.

33. Alexandrova М.А., PolezhaevL.V. Neurotrophic effects of transplants. Int. symp. Transplantation and Regeneration in CNS-2, CSSR, 1989,2-3.

34. Polezhaev L.V., Alexandrova M.A., Vitvitsky V.N., CherkasovaL.V., Saburina I.N., Girman S.V. Normalization of protein synthesis in brain cortex of rats after hypoxia by transplantation of embryonic nervous tissue. J. Hirnforschung, 1989,30,4,547- 459.

35. Козлова E.H., Любимов A.B., Александрова M.А. Распределение фибронектина, ламинина и нейрофиламентов в мозге взрослых крыс при трансплантации эмбриональной нервной ткани. Доклады АН СССР, 1990,313, 5,1241-1245.

36. Александрова М.А. Тканевая дифференцировка коры мозга эмбрионов при трансплантации в головной мозг млекопитающих. Межд. симп. " Функциональны» нейрохирургия ". Тбилиси, 1990, 5-6.

37. Клещинов В.Н., Александрова М.А. Эмбриональные трансплантаты прекращают дегенеративные процессы в нервных клетках мозга реципиента Доклады АН СССР, 1990,313,5,1238-1241.

38. Alexandrova М.А. Transplantation of embryonic nervous tissue stimulates compensatory-restorative processes in the brain of mammals with diffuse distrophy of neurons. Proc. Indian.natn. Sci. Acad. 1990, В 56,1,85-94.

39. Александрова M.A., Клещинов B.H. Влияние васкуляризации нейротрансплантатов на их структурную организацию. Доклады АН СССР, 1990,314,1,245-248.

40. Koziova E.N., Alexandrova М.А. The expression the interstitial filament protrins in the neocortical transplants. Proc.3 Int. Symp. Experimental and Clinical Neurobiology. Cechslovakia. St. Lesna.1991.74-76.

41. Козлова E.H., Александрова M. А. Экспрессия белка нейрофиламентов в неокортикальных трансплантатах. Доклады АН СССР, 1991,321,2,386-389.

42. Alexandrova М.А. Morphology of neocortical transplants. 3-IBRO Congress of Neuroscience, Montreal, Canada, 1991,14.5.

43. Kleshchinov V.N., Alexandrova M.A. The recovery of the ultrastructure of hyperchromic host neurons under the influence of fetal neurotransplants. J. Neural Transplant and Plasticity. 1992,3,1, 51-61.

44. Александрова M,А., Лосева E.B., Ермакова И.В. Поведение эмбриональных нервных клеток при трансплантации в мозг. Онтогенез, 1993,5,43-50.

45. Александрова М.А. Биологические подходы к проблеме восстановления зрения. Успехи современной биологии, 1993, т. 113,6, 741-751.

46. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Витвицкий В.Н., Черкасова Л.В. Трансплантация ткани мозга в биологии и медицине. "Наука". Москва. Ред. В.Н. Ярыгин, 1993, 239.

47. Александрова М.А., Ермакова И.В., Лосева Е.В. Миграция клеток от неокортикальных трансплантатов. Доклады РАН, 1993,328, 5,619-621.

48. Alexandrova М.А., Girman S,V. Differentiation of neurons in grafted fetal neocortical tissue. Ontogenez. 1994,25,4, 52.

49. Александрова M.А., ГирманС.В., Полетаева И.И.,Корочкин Л, И. Трофическое влияние нейротрансплантатов на подавление судорожной активности у крыс с наследственной эпилепсией. Доклады РАН, 1995, т. 341, N3, стр.412-414.

50. Александрова М.А., Гирман C.B. Корреляция между морфологическими и электрофизиологическими характеристиками неокортикальных трансплантатов,

помещенных в зрительную кору взрослых крыс. Доклады РАН, 1995, т.340, N5, стр.705-788.

51 Alexandrova М. A., Girman S.V., Kleshchinov V.N.,KozlovaE.N. Regeneration of adult thalamic neurons after fetal brain transplantation in rat Wound, repair and regeneration. 1995, v.3,Nl,p.lQ9.

52. Alexandrova M., Girman S.V. Expression ofcalciun binding proteins in the occipital neocortical transplants placed homotopically into the cortex of adult rats. ISDN Symposium Basic and Clinical aspects of Neural Development St. Petersburg. Russia. 1996,3.

53. Александрова M.A., Гнрман C.B., Ревшцин A.B. Экспрессия кальций-связывающих белков парвальбумина и кальбиндина в нейронах неокортикальных трансплантатов. Доклады РАН, 1997, т.355,Ш,стр. 130-133.

54. Александрова М.А. Дифференцировка эмбрионального неокортекса при трансплантации у крыс. Трансплантация фетальных тканей и клеток. Приложение Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. Москва 1998, том 126, Nl,cip.88-92.

55. Александрова М. А. Механизмы клеточной дифференцировки и межклеточные взаимодействия при трансплантации нервной ткани. Материалы конференции "Клеточные и молекулярные аспекты регенерации и реконструкции тканей". 1998, стр.3-4.

56. Трухачева А.А., Александрова М. А. Исследование развития таламокортикальных связей с помощью карбоцианиновых красителей в раннем онтогенезе у крыс. Онтогенез. 1999, том 30,3, стр.210-219.

57. Александрова М А, Башки ров В.Н., Трухачева А. А., Дзитоева С.Г., Корочкин Л И. Эффект ксенотрансплантатов эмбриональной нервной ткани на развитие нейрадьных трансплантатов у крысы. Доклады РАН. 1999. том 366,4, стр. 1-4.

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Александрова, Мария Анатольевна

Введение

Глава 1. Обзор литературы

Глава 2. Материалы и методы

Глава 3. Закономерности дифференцировки нейронов при нейротрансплантации.

3.1. Кинетика развития, дифференцировка нейронов и архитектоника в трансплантатах эмбриональной ткани.

3.2. Закономерности экспрессии промежуточных филаментов нейрона в ходе дифференцировки при нейротрансплантации. (Развитие аксонов).

3.3. Межнейрональные взаимодействия неокортикальных трансплантатов с мозгом реципиента.

3.4. Нейрохимическая дифференцировка клеток в трансплантатах.

3.4.1. Экспрессия кальций связывающих белков в нейронах неокортикальных трансплантатов.

3.4.2. Дифференцировка ЫРУ нейронов в неокортикальных трансплантатах.

3.4.3. Судьба допаминергических нейронов в неокортикальных трансплантатах.

Глава 4. Закономерности дифференцировки глиальных клеток в ткани нейротрансплантатов.

Глава 5. Адгезивные белки внеклеточного матрикса при нейротрансплантации.

Глава 6. Поведение клеток и тканевые взаимодействия при нейротрансплантации.

6.1. Миграция клеток при нейротрансплантации.

6.2. Васкуляризация нейротрансплантатов,

6.3. Развитие неокортикальных трансплантатов в различных условиях эксперимента. Роль глиомезодермального барьера.

Глава 7. Трофическое взаимодействие трансплантатов эмбриональной нервной ткани с мозгом реципиента.

7.1. Нейротрансллантация в мозг млекопитающих с диффузной дегенерацией нейронов.

7.2. Нейротрансллантация животным с локальным повреждением мозга.

7.3. Влияние нейротрансплантатов на подавление судорожной активности у крыс с наследственной эпилепсией.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Механизмы дифференцировки нервной ткани и межклеточные взаимодействия при нейротрансплантации у млекопитающих"

Актуальность проблемы.

В последнее десятилетие достигнут значительный прогресс в изучении закономерностей дифференцировки и формирования структурно-функциональной организации нервной системы. Современные нейробиологические подходы и новые методы дали возможность проводить углубленный анализ механизмов, лежащих в основе дифференцировки нейрональных и глиальных элементов нервной ткани и в процессах развития и становления синаптических связей. Эти исследования направлены не только на фундаментальные разработки общебиологических проблем, но и на изучение патологических процессов в ЦНС и на поиск факторов стимуляции компенсаторно-восстановительных процессов и регенерации в мозге.

Формирование нервной системы происходит в результате взаимосвязанных и, как правило, последовательных процессов, основу которых составляют: деление нейроэпителиальных клеток, миграция, дифференцировка, элиминация клеток, развитие аксонов и дендритов, синаптогенез и стабилизация межнейрональных связей. Ведущими механизмами нейроонтогенеза являются взаимодействия генетической и эпигенетической программ развития (Нейроонтогенез, 1985; Оленев, 1978; Principles of Neural Science, 1991). Вопрос о том, насколько жестко детерминировано проявление генотипа нейрона и каков вклад влияния микроокружения на конечную структуру и функцию клетки, является важнейшим в современной нейробиологии

Представление о строгой детерминированности нейронов и жесткой специфичности синаптических связей, как важнейшая составляющая выдвинутой в начале нашего века нейронной теории, главенствовало до середины столетия, пока не было открыто явление пластичности нервной ткани (Ramon у Cajal, 1928; Merzenich et al., 1983). Было обнаружено, что развивающиеся нейроны, а иногда даже и дефинитивные нейроны взрослого мозга, обладают способностью изменять свою морфологическую структуру (а в ряде случаев и нейрохимическую природу и межнейрональные синаптические контакты) в ответ на повреждение и различные формы функциональной нагрузки (Wall, Egger, 1971; BoenhoefFer et al., 1989). Открытие пластичности нервной системы, которое дополнило положения нейронной теории, повлекло за собой новую волну интереса исследователей к процессам развития мозга, к адаптации нервной системы к внешним воздействиям и в условиях патологии, а также к восстановительным и регенераторным явлениям в ЦНС. Явление пластичности логично выдвинуло во главу угла проблемы, связанные с исследованием проявления специфического генотипа и влияния микроокруження на процессы дифференцировки клеточных компонентов нервной ткани и формирования мозга, как целостной системы. В настоящее время в нейробиологии развития ведущее место приобрело изучение межклеточных взаимодействий и лежащих в их основе механизмов в ходе онтогенеза и компенсаторно-восстановительных процессов в ЦНС.

В истории науки можно часто наблюдать, как использование оригинальных методических подходов стимулирует бурный рост новых научных направлений. Для современной нейробиологии таким методом явилась трансплантация нервной ткани мозга млекопитающих, которая была предложена еще в конце прошлого века, однако основной интерес к этому подходу возник в середине 70-х годов, когда были открыты явления пластичности нервной ткани и "иммунологической привилегированности" мозга (Neural Transplants. Development and Function. Eds., Sladek, Gash, 1984; Neural Transplantation. Eds. Dunnett, Bjorklund, 1992). Именно благодаря этим практическим и теоретическим исследованиям, а также разработкам разнообразных методических приемов, начался новый этап изучения мозга. Трансплантация эмбриональной нервной ткани органически вошла в крут нейробиологических подходов, как принципиально новый, мощный метод исследования развития,. дифференцировки нервной ткани, формирования специфических межнейрональных взаимодействий, стимуляции восстановительных процессов и регенерации в мозге. Однако, если некоторые из этих вопросов могут исследоваться и другими методами (культура нервной ткани), то пересадка эмбриональной нервной ткани дает уникальную возможность наблюдать морфо-функциональную интеграцию трансплантата с работающим мозгом и изучать компенсаторное влияние трансплантатов на его нарушенные функции (Transplantation into the Mammalian CNS., eds., Gash, Sladek, 1988).

Широкие возможности метода трансплантации эмбриональной нервной ткани для компенсации нарушенных функций мозга с перспективой выхода в клиническую практику привели к бурному развитию исследований по нейротрансплантации во всех развитых странах мира. Современные достижения в области нейротрансплантации показывают возможность использования этого метода в медицинской практике для лечения болезни Паркинсона, Гентингтона, Альцгеймера, при поражениях спинного мозга и в ряде других патологий ЦНС (Bjorklund, 1991; Widner et al., 1992;; Alzheimer's Disease., eds., Nitsch, Growdon, Corkin, Wurtman., 1993; Defer et al., 1996; Levivier et al., 1997; Watts et al., 1997). Нисколько не умаляя важности и перспектив клинических исследований по нейротрансплантации, следует отметить, что изучению фундаментальных проблем нейробиологии не уделялось достаточного внимания, и сегодня сложилась парадоксальная ситуация: в то время как фундаментальные вопросы находятся еще на стадии исследования, произошло достаточно широкое внедрение метода в клинику, хотя актуальность такого рода исследований совершенно очевидна не только для медицинской практики, но и для теоретического обоснования закономерностей формирования нервной системы. Изучение развития эмбриональной нервной ткани при трансплантации в живой, функционирующий мозг позволяет с новых позиций рассмотреть механизмы дифференцировки клеточных элементов, соотношения генетической программы развития и влияния микроокружения в нейроонтогенезе, специфику межклеточных взаимодействий в ходе гистогенеза и формирования сииаптических связей.

Цели и задачи исследования.

Целью настоящего исследования являлось изучение механизмов цито- и гистогенеза нервной ткани, как единого взаимосвязанного комплекса различных клеточных популяций, и выявление роли микроокружения и межклеточных взаимодействий в процессах дифференцировки и регенерации ЦНС при нейротрансплантации. Концептуальное объединение результатов с целью создания теоретического представления о механизмах развития и пластических потенциях в мозге млекопитающих.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Изучить закономерности дифференцировки нейронов в трансплантатах эмбриональной нервной ткани, развивающихся в мозге взрослых крыс. а) изучить закономерности морфогенеза нейронов и их структурную организацию в функционально активных и изолированных нейротрансплантатах. б) изучить закономерности нейрохимической дифференцировки нейронов при имплантации в среду взрослого мозга.

2. Изучить закономерности дифференцировки астроглиальной популяции клеток при нейротрансплантации.

4. Изучить закономерности межклеточных взаимодействий между эмбриональной нервной тканью и тканью мозга реципиента. а) изучить особенности миграционного поведения нейронов и глии при нейротрансплантации. б) изучить закономерности васкуляризации нейротрансплантатов. в) изучить особенности развития эмбриональной нервной ткани при различных условиях трансплантации.

5. Изучить роль трофического влияния нейротрансплантатов на стимуляцию компенсаторно-восстановительных процессов в мозге реципиента. «

Научная новизна исследования.

В ходе настоящей работы получены новые данные о миграции и дифференцировке нейронов и глии центральной нервной системы при трансплантации эмбриональной ткани в мозг взрослого реципиента, и выявлен ряд неизвестных ранее закономерностей формирования нейрохимической и морфологической структуры нейронов и астроцитов, гистогенеза нервной ткани и компенсаторных процессов в мозге.

I. Показано, что эмбриональная нервная ткань претерпевает период адаптации после имплантации в среду взрослого мозга. Специфическая первичная морфотипическая дифференцировка нейробластов детерминирована и не изменяется в условиях среды нового микроокружения.

2. Получены новые данные о миграции нейронов и глии при трансплантации диссоциированной и плотной эмбриональной нервной ткани. Выявлена закономерность поведения клеток и показано, что в трансплантированной эмбриональной ткани нарушаются межклеточные взаимодействия, и нейробласты теряют способность к правильной ориентации и специфической миграции. Среда взрослого мозга не препятствует миграции нейробластов, и имплантированные клетки внедряются в ткань мозга реципиента. Нейробласты проходят небольшие расстояния и занимают места, не соответствующие их дифинитивным позициям в норме, в то время как астробласты мигрируют на значительные расстояния по ткани мозга реципиента. Установлено, что проводниками для миграции могут служить капилляры мозга хозяина.

3. Впервые выявлена закономерность структурной дифференцировки нейронов в зависимости от интеграции и функциональных свойств трансплантатов. Установлено, что базовая структура дендритного древа пирамидных нейронов детерминирована и формируется в любых условиях трансплантации; однако развитие вторичных и третичных отростков дендритов четко коррелирует с межнейрональными взаимодействиями, которые устанавливаются трансплантатом с мозгом реципиента.

4. Получены новые данные о закономерностях нейрохимической дифференцировки нейронов в мозге. Эксперименты, свидетельствующие о влиянии микроокружения на экспрессию ряда нейропептидов в неокортикальных нейронах, показали, что экспрессия нейрофиламентов КД-68, развитие которых происходит на ранних стадиях дифференцировки нейронов, жестко детерминировано, в то время как синтез кальций-связывающих белков кальбиндина и парвальбумина и белка ИРУ, появляющихся на поздних этапах дифференцировки, регулируел ся средовыми факторами и не является жестко запрограммированным генетически. Обнаружено, что в трансплантированной ткани неокортекса длительно присутствует популяция допаминергических нейронов, которые в норме существуют только в период эмбриогенеза и раннего постнатального периода.

Полученные данные позволили выдвинуть положение о том, что в ходе развития нейротрансплантатов значительно возрастает контроль со стороны окружающей среды над ходом дифференцировки нейронов. Важнейшую роль играет микроокружение, которое формируется афферентными волокнами со стороны мозга реципиента.

5. Установлено, что дифференцировка астроцитарной популяции клеток в трансплантатах находится под воздействием новой окружающей среды. Система промежуточных филаментов астроцитов реагирует на влияния микроокружения, о чем свидетельствовали временная блокада, а затем пролонгированный синтез виментина и преждевременная экспрессия кислого глиального фибриллярного белка, по сравнению с кинетикой их дефинитивной дифференцировки. Показано, что длительный реактивный глиоз, подчеркивающий нарушение нейро-глиальных взаимодействий, характерен для не интегрированных, лишенных афферентации трансплантатов.

6. Установлено, что после имплантации в трансплантированной нервной ткани экспрессируются морфогенетически значимые белки внеклеточного матрикса ламинин и фибронектин. Сформулировано положение о механизмах межклеточных взаимодействий при нейротрансплантации, в основе которых лежат процессы, приводящие к изменению растворимых (трофические факторы) и нерастворимых (субстратные белки) компонентов внеклеточного матрикса. Показано, что эти изменения среды в стабильном матриксе взрослого мозга обеспечивают рост аксонов от нейронов трансплантата и регенерацию и пластичность поврежденных волокон реципиента.

7. Выдвинута гипотеза и получены доказательства нейротрофического влияния имплантированной эмбриональной ткани на патологически измененный мозг реципиента. В различных экспериментальных моделях показана стимуляция компенсаторно-восстановительных процессов на морфологическом уровне в отдельных нейронах и на уровне целостного поведения животного.

Теоретическая значимость и практическая ценность исследования.

Представленные в настоящей работе результаты исследования дифференцировки эмбриональной нервной ткани в условиях трансплантации в мозг взрослого реципиента выявили ряд новых закономерностей нейро-, глиогенеза и межклеточных взаимодействий, важных для понимания механизмов развития и формирования связей в ЦНС. Полученные данные объединены в единую концепцию, которая может служить теоретической основой для формирования представлений о специфике дифференцировки нервной ткани, стимуляции компенсаторных процессов и регенерации в развивающемся и патологическом мозге.

Выявленные закономерности дифференцировки нейронов в условиях гомо-и гетеротопической трансплантации в мозг взрослого реципиента позволяют сделать вывод о ведущем значении генетического контроля на этапах пролиферации и начальных стадиях феноти ли ческой дифференцировки. йше закономерности лежат, по-видимому, в основе дальнейших стадий дифференцировки нейронов. В условиях нейротрансплантации нарушается миграция нейробластов, пространственная организация нейронов, структура дендритного древа и экспрессия" ряда нейропептидов. Это свидетельствует о том, что в ходе онтогенеза повышается роль эпигенетических факторов в процессах дифференцировки, и перечисленные этапы развития происходят под значительным влиянием условий сформировавшегося микроокружения.

Закономерности миграции нейробластов, выявленные в настоящем исследовании на модели трансплантации эмбрионального неокортекса, позволили сделать вывод о ведущем значении нейро-глиальных взаимодействий для формирования специфической клеточной композиции в ходе развития ламинарных структур мозга. Результаты показали, что при имплантации происходит атипичная дифференцировка астроцитарной популяции клеток, что приводит к нарушению межклеточных взаимодействий, в результате которых нейробласты утрачивают способность к формированию специфической тканевой структуры. В ходе миграции клетки не реализуют дефинитивную позиционную информацию и распределяются хаотически внутри трансплантата и мозга реципиента. Полученные данные раскрывают механизмы поведения нейробластов и выявляют важное функциональное значение астроцитарной популяции клеток в раннем онтогенезе. Эти особенности развития расширяют существующие представления о возможностях пластических перестроек и подчеркивают роль межклеточных взаимодействий в структурно-функциональных патологиях на ранних этапах формирования мозга.

Представленные в исследовании закономерности дифференцировки нейронов, формирования их структуры и нейрохимического фенотипа в интегрированных и изолированных от мозга реципиента трансплантатах раскрывают механизмы развития клеток в условиях различного микроокружения. Показано, что на ранних этапах развития среда не оказывает существенного влияния на ход дифференцировки нейронов, но на более поздних стадиях ведущим компонентом микроокружения становится афферентация со стороны мозга реципиента. В трансплантатах, изолированных глио-мезодермальным рубцом, нейроны устанавливают внутренние, замкнутые друг на друга аксональные взаимодействия, которые не обеспечивают клетки необходимой информацией для формирования специфической структуры дендритного древа. В то же время, в интегрированных, функционально активных имплантатах нейроны формируют структуру дендритного древа, близкую к нормальной, благодаря подрастанию регенерирующих аксонов от специфических структур мозга реципиента, которые, как и развивающиеся аксоны, привносят специфические факторы, участвующие в процессах развития дендритов. Те же закономерности были выявлены при изучении формирования нейрохимического фенотипа развивающихся нейронов, которые показали зависимость экспрессии ряда нейропептидов в нейронах неокортекса от интеграции трансплантата с мозгом реципиента. Полученные результаты свидетельствуют о лабильном характере средовых факторов и о возрастающей роли микроокружения на процессы фенотипической дифференцировки нейронов в развитии, что важно не только для понимания механизмов нормального нейроонтогенеза, но и для выявления причин, лежащих в основе патологических процессов в ходе развития центральной нервной системы.

Представленные в работе данные о регенераторных процессах, протекающих в мозге взрослого реципиента под влиянием имплантатов эмбриональной нервной ткани, расширяют представления, касающиеся механизмов компенсаторных процессов в центральной нервной системе. В ткани дифференцированного мозга возникают условия среды, сходные с эмбриональными, за счет того, что клетки трансплантатов оказывают нейротрофическое действие и стимулируют появление морфогенетически важных компонентов внеклеточного матрикса, способствующих регенерации нейрональных отростков. Эти результаты дополняют теоретические знания о восстановительных потенциях взрослого мозга и имеют практическую ценность, как биологический подход для коррекции патологических процессов в центральной нервной системе.

Практические результаты и теоретические положения данного исследования используются в курсе лекций "Нервная ткань" на кафедре цитологии и в лекциях на кафедре эмбриологии Московского государственного университета им. М.В.Ломоносова.

Заключение Диссертация по теме "Эмбриология, гистология и цитология", Александрова, Мария Анатольевна

Выводы.

1. Исследования тканей эмбрионального мозга, выделенных из закладок неокортекса, гиппокампа, мозжечка и стволовых отделов, при их трансплантации в среду взрослого мозга млекопитающих, показали, что эмбриональная ткань обладает высоким пластическим потенциалом и в условиях нового микроокружения продолжает свое развитие, в ходе которого разворачиваются морфогенетические процессы, включающие миграцию нервных и глиальных клеток, формирование гисто- и органотипической архитектуры имплантатов, дифференцировку нейронов и глин, и развитие межнейрональных взаимодействий.

2. Показано, что в ходе реализации фенотипической и нейрохимической дифференцировки нейронов в нейротрансплантатах на первых этапах разворачивается генетически детерминированная программа, а затем ведущую роль приобретают влияния межнейрональных взаимодействий, которые формируются с мозгом реципиента. На примере трансплантаций эмбрионального неокортекса установлено, что : 1) после имплантации нейрональная популяция в трансплантатах проходит период адаптации к среде окружения мозга реципиента; 2) в начальные этапы дифференцировки формируется основная, детерминированная структура нейрона, в ходе которой нейроны приобретают базовые морфологические признаки дефинитивного фенотипа, позволяющие отнести клетки к определенному типу; 3) дальнейшее развитие нейронов, формирование вторичных и третичных дендритов, рост аксональных связей, экспрессия ряда нейропептидов зависят от возможности установления и специфики межнейрональных взаимодействий с нейронами мозга реципиента; 4) в нейротрансплантатах, демонстрирующих морфо-физиологическую интеграцию с мозгом реципиента, формируются нейроны, по фенотипу и нейрохимической экспрессии близкие к дефинитивным нервным клеткам; 5) в изолированных нейротрансплантатах, в которых не устанавливаются межклеточные взаимодействия с мозгом реципиента, развивается популяция патологически измененных, гипертрофированных нейронов.

3. Установлено, что в условиях нейротрансплантации резко изменяется характер дифференцировки глиальных клеток. В среде взрослого мозга происходит ускоренная дифференцировка астроцитов и складываются отличные от нормы нейроглиальные взаимодействия. Показано, что: 1) изменение нейроглиальных взаимодействий на ранних стадиях развития приводит к нарушению системной миграции нейробластов; 2) длительный реактивный глиоз характерен для трансплантатов, не интегрированных с мозгом реципиента: 3) реактивные астроциты участвуют в формировании глиального рубца на границе между имплантатом и мозгом реципиента.

4. Показано, что при нейротрансплантации эмбриональная нервная ткань выделяет морфогенетичееки значимые молекулы внеклеточного матрикса, за счет этого в области имплантации формируется микроокружение, которое поддерживает рост эмбриональных аксонов и способствует регенерации аксонов в мозге взрослого реципиента.

5. Установлено, что клетки нейротрансплантатов мигрируют в ткань мозга реципиента и среда дефинитивного мозга не блокирует миграционное

153 поведение эмбриональных нейронов и глин. Показано, что: 1) миграция нейробластов и глиобластов осуществляется как из диссоциированных (имплантированных в виде суспензии клеток), так и из плотных (имплантированных кусочком) нейротрансплантатов; 2) нейробласты, закончившие миграцию в эмбриональном мозге, способны к повторной миграции в мозге взрослого реципиента, но не занимают своих дефинитивных позиций.

6. Показано, что формирование кровеносных сосудов в нейротрансплантатах происходит за счет активной пролиферации эндотелия и его врастания из мозга реципиента в эмбриональную ткань. Рост сосудов происходит ускоренно и бессистемно по сравнению с их развитием в нормальном онтогенезе. Выдвинуто положение, согласно которому нарушение пространственно временных параметров развития сосудов в нейротрансплантатах (наряду с нарушением нейроглиальных взаимодействий) могут служить фактором изменения системной миграции нейронов в экранных структурах мозга.

7. Установлено, что методы трансплантации играют важную роль в процессах формирования межклеточных взаимодействий с мозгом реципиента при нейротрансплантации. Все методы имплантации приводят к развитию глиального барьера между трансплантатом и тканью мозга реципиента. При одномоментной трансплантации могут развиваться проницаемые для растущих аксонов глиальные барьеры. При длительно отсроченной трансплантации формируется глиальный барьер, полностью блокирующий реципрокный рост волокон.

8. Изучение закономерностей влияния трансплантатов эмбриональной нервной ткани на патологические процессы в мозге реципиента позволяет выдвинуть гипотезу о нейротрофическом воздействии нейротрансплантатов. На моделях гипоксического повреждения, механической травмы мозга и эпилепсии показано, что нейротрансплантация стимулирует компенсаторно-восстановительные процессы на морфологическом уровне в отдельных нейронах и на уровне целостного поведения животных.

9. Сформулирована единая концепция отражающая специфику дифференцировки и поведения эмбриональных нейронов и глии в соответствии с межклеточными и тканевыми взаимодействиями происходящими при нейротрансплантации в мозг взрослого реципиента.

Заключение.

Таким образом, трансплантация эмбриональной мозговой ткани в область гиппокампа крыс линии КМ вызывала снижение чувствительности к звуку. Поскольку не было выявлено специфического влияния дополнительной НА иннервации на этот признак, можно полагать, что обнаруженный эффект является следствием нейротрофического взаимодействия между трансплантатом и тканью мозга реципиента. Такие эффекты могут обеспечиваться, например, изменениями в уровне продукции фактора роста нервов (ЖЛ7) и происходящего из мозга нейротрофического фактора (ВШР), которые, судя по данным литературы положительно коррелируют с интенсивностью судорожной активности (ЕгпАэге е1 а1., 1991; Кокала е1 а1., 1995). Показало, что в норме в гиппокампе обнаруживается наиболее высокий уровень синтеза мРНА для ЫОР и ВО№\ Трансплантация эмбриональной нервной ткани крысам линии КМ могла вызвать изменения в уровне синтеза этих или других нейротрофических факторов, что в свою очередь индуцировало модуляцию чувствительности к звуку (Александрова и др., 1995).

Относительно механизмов действия нейротрофических факторов можно высказать следующее предположение. Известно, что в формировании эпилептического очага принимают участие различные популяции ингибиторных ГАМК-ергических нейронов. Нейроны с соматостанином (ББ) и нейропептидом-У (ИРУ) значительно снижали экспрессию этих белков после медикаментозной стимуляции эпилептической активности в энторинальной коре (Уегзаш е1 а1., 1996). В неокортексе, в момент эпилептической активности была выявлена экспрессия белков генов раннего ответа с-Яэв в САЬВ и РАЛУ ингибиторных нейронах (ММ1у е1 а1., 1997). В тоже время известно, что В ОМ7 индуцирует функциональную и фенотИпическую дифференцировку ЫРУ нейронов в культуре (Вагпеа е1 а!., 1995), а на мембране РАЯУ клеток экспрессируются рецепторы 0"к-В к нейротрофическому фактору ВОМ7 (Се11еппо е1 а1., 1996). Эти данные предполагают важнейшую роль нейротрофических факторов в формировании среды микроокружения, которая модулирует физиологические свойства ингибиторных нейронов.

Таким образом, выдвинутое нами предположение о нейротрофйческом действии эмбриональной нервной ткани на поврежденный мозг млекопитающих было подтверждено на различных моделях. При гипоксическом травмировании мозга реципиента трансплантаты эмбриональной ткани вызывали репаративные процессы в значительной части нейронов на стадии обратимой дегенерации. Цитологические доказательства стимуляции компенсаторных процессов были получены при локальной травме коры мозга с последующей трансплантацией эмбрионального неокортекса. В этих экспериментах было показано, что нейротрансплантаты стимулировали

145

Рис.79 (а, б, в). Билатеральные трансплантаты голубого пятна в гиппокампе крыс (а). На большем увеличении видно, что трансплантаты располагались симметрично захватывая латеральную часть поля СА-1, поле СА-2, опускаясь до поля СА-3, касаясь зубчатой фасции (б, в). Четыре месяца после трансплантации. Крезилвиолет. Видеоввод.

Рис.80 (а, б, в, г). Трансплантаты голубого пятна в латеральном желудочке мозга крыс (а). Гистохимическая реакция и иммуноцитохимическое окрашивание антителами против тирозингидроксилазы выявили в трансплантатах нейроны экспрессирующие норадреналин (б, г, в). Видеоввод.

Заключение. Концепция механизмов дифференцировки нервной ткани и межклеточных взаимодействиях при нейротрансплантации в мозг млекопитающих.

Развитие эмбриональной нервной ткани при ее имплантации в мозг взрослого реципиента представляет собой чрезвычайно сложный процесс. В нем принимают участие эмбриональные и дифференцированные нервные и глиальные клетки, клетки сосудистой ткани, макрофаги и фибробласты, обладающие специфическими генетическими свойствами и воспринимающие определенные эпигенетические воздействия. Практически все эти популяции клеток способны транзиторно или постоянно экспрессировать растворимые или нерастворимые белки внеклеточного матрикса, молекулы поверхностной адгезии и рецепторы - морфогенетически значимые для роста и дифференцировки нервной ткани. Помимо факторов внеклеточного матрикса огромное влияние на дифференцировку оказывает афферентная синаптическая иннервация, которую, мы полагаем, тоже можно отнести к факторам микроокружения. Мы попытались выявить закономерности реакций этих клеток в ходе нейротрансплантации, поскольку, именно комплексная реакция различных клеток и тканей может приблизить нас к раскрытию механизмов развития нервной системы.

Эмбриональная нервная ткань, выделенная для имцлантации, в зависимости от срока развития, состоит из нейро- и глиобластов и мало дифференцированных нейронов и глиальных клеток, которые формируют определенную архитектонику и находятся в специфических межнейрональных и нейро-глиальных взаимодействиях. Среда'микроокружения эмбриональных клеток имеет высокий уровень нейротрофических факторов (NTF, BDNF, NT-3 и др.) и нерастворимых белковых молекул адгезии (ламинин, фибронектин и др.), поддерживающих дифференцировку нейронов и направляющих рост аксонов. Важную роль в формировании среды эмбрионального мозга играют недифференцированные астроциты, способные экспрессировать и растворимые и нерастворимые белки внеклеточного матрикса.

Мозг взрослых млекопитающих состоит из дифференцированных нервных клеток, расположенных после миграции в определенных локусах нервной ткани, сформировавших специфическую систему дендритов и аксональных взаимодействий с клетками мишени. В процессе дифференцировки астроцитарные клетки прекращают экспрессию морфогенетически значимых молекул и переходят в другое физиологическое состояние, необходимое для поддержания функциональной активности нервных клеток. Микроокружение значительно изменяется, падает уровень нейротрофических факторов, и из межклеточного матрикса исчезают адгезивные белки, которые выявляются теперь только в оболочках мозга и в базальной мембране сосудов. Считается, что окончание дифференцировки и стабилизация нервных связей происходит в процессе миелинизации аксонов. И как теперь стало известно, олигодендроциты и миелин ЦНС также обладают способностью блокировать аксонный рост. Таким образом ясно, что среда микроокружения нормального взрослого мозга практически не содержит факторов для поддержания роста отростков и наоборот обладает стабилизирующими и блокирующими свойствами.

После имплантации эмбриональная нервная ткань оказывается вырванной из пермиссивной среды и попадает в совершенно иное микроокружение, блокирующее рост. На самом деле можно только удивляться, какими фантастическими пластическими потенциями обладает и эмбриональная и дифференцированная ткани мозга, взаимодействие которых приводит к приживлению, дифференцировке и даже формированию реципрокных межнейрональных связей.

Взаимодействие между эмбриональной нервной тканью и мозгом реципиента возникает в момент имплантации. Нейротрансплантат сразу оказывает нейротрофическое воздействие, которое может стимулировать восстановительные процессы не только в отдельных нейронах мозга реципиента, но и влиять на целостное поведение животного. Непосредственно после имплантации происходит миграция эмбриональных астроцитов и нейронов в паренхиму мозга реципиента. Среда взрослого мозга не блокирует дрейф части клеток, и путями для миграции служат капилляры мозга реципиента. Оба эти процесса не зависят от специфики внешних воздействий и будут происходить всегда при интраларенхимальной имплантации, причем абсолютно независимо от дальнейшей дифференцировки трансплантата.

Судьба самой эмбриональной нервной ткани определяется условиями окружения, которые формируются в области имплантации в первые дни после пересадки в мозг взрослого реципиента. Новая среда по-разному влияет на дифференцировку различных клеточных популяций эмбриональной нервной ткани. Нейроны в течение 7-10 дней после имплантации претерпевают период адаптации к условиям нового микроокружения, что выражается в элиминации значительного их числа, задержке роста, в изменении экспрессии и конформационной структуры нейрофиламентов. Астроциты, напротив, чрезвычайно ускоренно дифференцируются и в этот же период начинают экспрессировать КГФБ на фоне экспрессии ВИМ (белка недифференцированных астроцитов). Одновременно, очень быстро и абсолютно беспорядочно по сравнению с нормой, происходит активная пролиферация эндотелиоцитов и врастание сосудов реципиента в эмбриональную ткань. Ранняя и ненормальная дифференцировка астроцитов и ускоренная васкуляризация могут быть факторами нарушения органотипической миграции нейронов в ламинарных структурах в трансплантатах, поскольку и астроциты и клетки сосудистой ткани экспрессируют белки внеклеточного матрикса поддерживающие миграцию недифференцированных нейронов. В результате нарушения процессов системной миграции, в трансплантатах экранных структур мозга никогда не формируется специфическая органотипическая архитектоника.

150

В этот же период образуется глиальный барьер, в формировании которого принимают участие как эмбриональные астроциты, так и астроциты и фибробласты дифференцированного мозга. Глиальный барьер разделяет ткани трансплантата и реципиента, и дальнейшая судьба дифференцировки нейронов имплантата зависит от структуры барьера и его молекулярных свойств, которые могут поддерживать или блокировать аксонный рост. По окончании адаптационного периода нейроны дифференцируются. Начальные этапы их развития (формирование клеточных типов) детерминированы генетически, и не зависят от микроокружения. Однако последующая дифференцировка, не только структурная, но и нейрохимическая, зависит от микроокружения, ведущую роль в котором играют межнейрональные синаптические влияния от регенерирующих аксонов мозга реципиента. Регенерация обеспечивается воссозданием специфического внеклеточного матрикса при нейротрансплантации, но врастание волокон в трансплантат зависит от структурных и молекулярных свойств глиального барьера.

В заключении следует отметить, что приживление и рост нейротрансплантатов чрезвычайно сложны и представляют собой уникальную форму развития, метаболизма и патологии, каждая из которых значительно отличается от нормальной ситуации. Однако именно исследования в этом направлении открыли новые пластические потенции взрослого мозга и показали, что в дифференцированном мозге возможно продолжении реконструкции.

Гипотетическая схема дифференцировки клеток и межклеточных взаимодействий при трансплантации эмбриональной нервной ткани в мозг взрослого реципиента.

Мозг реципиента

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Александрова, Мария Анатольевна, Москва

1. Александрова М.А., Полежаев JI.B. Трансплантация нервной ткани мозга в головной мозг крыс. Доклады АН 1982; 263, N2:460-463.

2. Александрова М.А., Полежаев JI.B. Трансплантация эмбриональной замороженной ткани мозга в головной мозг взрослых крыс, интактных и после гипоксии. Доклады АН 1983; 269, N5:1206-1209.

3. Александрова М.А. Внутримозговое культивирование нервной ткани мозга у млекопитающих, Ред. Вепринцев Б.Н., Чубаков А.Р. Возбудимые клетки в культуре ткани. Пущино, 1984:158.

4. Александрова М.А. Межнейрональные связи при трансплантации эмбриональной ткани мозга в головной мозг взрослых млекопитающих в норме и патологии. Доклады АН 1984; 278,N1:220-223.

5. Александрова М.А., Полежаев JI.B., Черкасова Л.В. Аллотрансплантация диссоциированных эмбриональных клеток мозга в головной мозг взрослых крыс, интактных и после гипоксии. Доклады АН 1984; 275, N5:1190-1193.

6. Александрова М.А. Возникновение афферентных связей при развитии эмбриональной ткани, трансплантированной в мозг взрослых млекопитающих. Ред. Максимова Е.В., Шулейкина К.В. Роль сенсорного притока в созревании функций мозга. Москва: Наука, 1987:52-54.

7. Александрова М.А. Тканевая дифференцировка коры мозга эмбрионов при трансплантации в головной мозг млекопитающих. Функциональнаянейрохирургия 3 1990;5-6.

8. Александрова М.А., Клещинов В.Н. Влияние васкуляризации нейротрансплантатов на их структурную организацию. Доклады АН 1990; 314, N1:245-248.

9. Александрова М.А. Биологические подходы к проблеме восстановления зрения. Успехи Совр Биол 1993; 113, N6:741-751.

10. Александрова М.А., Ермакова И.В., Лосева Е.В. Миграция клеток от неокортикальных трансплантатов. Доклады АН 1993; 328, N5:619-621.

11. Александрова М.А., Козлова E.H. Дифференцировка нервных и глиальных клеток при трансплантации эмбриональной нервной ткани. Васкуляризация трансплантата. Ред. Ярыгин В.Н. Трансплантация ткани мозга в биологии и медицине. Москва: Наука, 1993:74-100.

12. Александрова М.А., Лосева Е.В., Ермакова И.В. Поведение эмбриональных нервных клеток при трансплантации в мозг. Онтогенез 1993; 5:43-50.

13. Александрова M.А., Гирман C.B. Корреляция между морфологическими и электрофизиологическими характеристиками неокортикальных трансплантатов, помещенных в зрительную кору взрослых крыс. Доклады РАН 1995; 340, N5:705-708.

14. Александрова М.А., Гирман C.B., Полетаева И.И., Корочкин Л.И. Трофическое влияние нейротрансплантатов на подавление судорожной активности у крыс с наследственной эпилепсией. Доклады РАН 1995; 341:412414.

15. Александрова М.А., Гирман C.B., Ревищин A.B. Экспрессия кальцийсвязывающих белков парвальбумина и кальбиндина в нейронах неокортикальных трансплантатов. Доклады РАН 1997; 355, N1:130-133.

16. Александрова М.А. Механизмы клеточной днфференцировки и межклеточные взаимодействия при трансплантации нервной ткани. Клеточные и молекулярные аспекты регенерации и реконструкции тканей 1998; 3-4.

17. Александрова М.А. Дифференцировка эмбрионального неокортекса при трансплантации у крыс. Бюлл эксп биол и мед 1998; 126, N1 приложение:88-92.

18. Александрова М.А, Башкиров В.Н., Трухачева A.A., Дзитоева С.Г., Корочкин Л.И. Эффект ксенотрансплантатов эмбриональной нервной ткани дрозофилы на развитие нейральных трансплантатов у крысы. Доклады РАН 1999; 366, N4:1-4,

19. Брагин А. Ответы нейронов эмбрионального неокортекса, трансплантированного в зону проекции вибрисс соматосенсорной коры взрослой крысы. Нейрофизиология 1986; 18, N6:833-836.

20. Брагин А. Трансплантация нервной ткани методические, морфологические и функциональные аспекты. Автореф доктора биологических наук 1990; Москва: 1-57.

21. Брагин А., Виноградова О.С. Гомо и гетеровидовая трансплантация эмбриональной ткани нервной системы. Бюлл эксп биол и мед 1981; 10:486-489.

22. Брагин А , Виноградова О.С. Электрическая активность нейронов септум и гиппокампа трансплантированных в мозг крысы. Нейрофизиология 1985; 17, N2:160-168.

23. Будко К.П., Гладкович Н.Г., Максимова Е.В., Раевский В.В., ШулеЙкина К.В. Нейроонтогенез. Москва: Наука, 1985:1-270.

24. Боголепов H.H. Ультраструктура мозга при гипоксии. Москва: Медицина, 1979:

25. Венцель Ю., Плашке М., Братин А., Виноградова О.С. Анализ нейрональной организации неокортикальных трансплантатов с применением метода Гольджи. Симп Трансплантация ткани мозга млекопитающих 1988; 11-12.

26. Викторов И.В. Ускоренный метод комбинированного окрашивания миелиновых волокон и клеток мозга. Арх патол 1978; XL, N5:73-75.

27. Виноградова О.С. Развитие нервной ткани млекопитающих при трансплантации в мозг и переднюю камеру глаза:проблемы и перспективы. Онтогенез 1984; 15, N3:229-251.

28. Клещинов В.Н., Александрова М.А. Эмбриональные нейротрансплантаты прекращают дегенеративные процессы в нервных клетках мозга реципиента. Доклады АН 1990; 313,N5:1238-1241.

29. Козлова E.H., Александрова М.А. Кинетика развития эмбриональной нервной ткани трансплантированной в мозг взрослых крыс. Доклады АН 1988;300, N1:223-226.

30. Козлова E.H., Александрова М. А. Количественный анализ развития нейронов эмбриональной ткани хоры мозга, трансплантированной в мозг взрослых крыс, в сравнении с развитием нейронов в интактном мозге. Доклады АН 1989; 306, N2:472-476.

31. Козлова E.H., Александрова М.А. Экспрессия белка нейрофиламентов в неокортикальных трансплантатах. Доклады АН 1991; 321, N2:386-389.

32. Козлова E.H., Любимов A.B., Александрова М.А. Распределение фибронектина, ламинина и нейрофиламентов в мозге взрослых крыс при трансплантации эмбриональной нервной ткани. Доклады АН 1990; 313, N5:1241-1245.

33. Крушинский Л.В. Формирование поведения животных в норме и патологии. Москва: Изд-во МГУ, 1960:

34. Лыжин A.A. Внутримозговая трансплантация культивируемых клеток и ткани мозга на разных стадиях их развития. Москва: Автореф. канд. биол. наук,1994:

35. Максимова E.B. Онтогенез коры больших полушарий. Москва: Наука, 1990:1-184.

36. Обухова Г.П., Сенаторов В.В., Вартанян Г. Гомотопическая трансплантация эмбриональной ткани неокортекса в мозг взрослых крыс в условиях его повреждения. Архив АГЭ 1987; 12:5-11.

37. Оленев С.Н. Развивающийся мозг. Ленинград: Наука, 1978:

38. Оленев С.Н. Конструкция мозга. Москва: Медицина, 1987:

39. Отеллин В.А., Гилерович Е.Г., Гусихина В.И. Прересадки эмбриональных закладок неокортекса человека в мозг крыс. Архив АГЭ 1985; 89, N8:18-22.

40. Отеллин В.А., Гусихина В.И., Гилерович Е.Г. Структурные основы нарушения формирования цитоархитектоники в трансплантатах неокортекса человека. Арханат 1990; 99, N10:20-25.

41. Подачин В.Б., Лущекина Е.А., Курбатова М.Б. Приживление трансплантатов эмбриональной миндалины в мозге интактных и амигдалоэктамированных крыс, как основа компенсации нарушенных функций. Методол теоретич и метод аспекты совр нейроморф 1987; М.: 123.

42. Полежаев Л.В., Александрова М.А. Аллотрансплантация эмбриональной ткани мозга в головной мозг взрослых млекопитающих при гипоксической гипоксии. Ж невропатолог психиатр 1983; 83, N7:990-997.

43. Полежаев Л.В., Александрова М.А. Аллотрансплантация эмбриональной ткани мозга в головной мозг взрослым крысам. Ред. Вепринцев БН, Чубаков АР. Возбудимые клетки в культуре ткани. Пущино, 1984:97-108.

44. Полежаев Л.В., Александрова М.А. Трансплантация ткани мозга в норме и патологии. Москва: Наука, 1986:1-152.

45. Полежаев Л.В., Александрова М.А. Трансплантация нервной ткани в головной мозг взрослым мутантным мышам линии fidget. Доклады АН 1989; 309,N2:470-473.

46. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Гирман С.В. Нормализация дистрофированных нейронов головного мозга у крыс после гипоксии и трансплантации эмбриональной нервной ткани. Доклады АН 1985; 284,N5:12471251.

47. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Витвицкий В.Н., Гирман C.B. Трансплантация эмбриональной нервной ткани-новый биологический метод лечения нейродегенеративных заболеваний. Функциональная нейрохирургия 31990; 232-233.

48. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Витвицкий В.Н., Черкасова Л.В. Трансплантация ткани мозга в биологии и медицине. Москва: Наука, 1993:1239.

49. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Витвицкий В.Н., Черкасова Л.В., Гирман C.B. Стимуляция синтеза ДНК в клетках коры мозга при трансплантации эмбриональной нервной ткани в головной мозг крыс, интактных и после гипоксии. Доклады АН 1987; 293,N3:707-711.

50. Полежаев Л.В., Александрова М.А., Витвицкий В.Н., Черкасова Л.В., Сабурина И.Н., Гирман C.B. Стимуляция синтеза белка в коре мозга крыс после гипоксии, трансплантацией эмбриональной нервной ткани. Доклады АН 1987; 294,N6:1473-1476.

51. Резников К,Ю. Пролифереция клеток мозга позвоночных в условиях нормального развития мозга и при его травме. Москва: Наука, 1981:

52. Ромейс Б. Микроскопическая техника. Москва: Иностранная литература, 1954:1-718.

53. Рос кии Г.И. Микроскопическая техника. Москва: Советская наука, 1946:С.328.

54. Transplantation in to the Mammalian CNS. Eds. D. Gash, J. Sladek. Amsterdam. New York.Oxford: Elsevier, 1988:pp. 1-663.

55. Principles of Neural Science. 3rd ed. Eds. E. Kandel, J. Schwartz, T. Jessell. Norwalk,Connecticut: Appleton a.Lange, 1991:pp.l«1135„

56. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Eds. A. Bjorklund, U. Stenevi. Elsevier. Amsterdam, N-Y, Oxford. 1985:pp. 1-709.

57. Neural transplantation and Regeneration. Eds. G. Das, R. Wallace. SpringerVerlag. New York, Berlin, Tokyo. 1985 :pp. 1-330.

58. Neural Transplantation. A Practical Approach. Eds. S. Dunnett, A. Bjorklund. Irl Press. Oxford, N-Y, Tokyo. 1992:ppl-230.

59. Alzheimer's Disease. Amyloid Precursor Proteins, Signal Transduction, Neuronal Transplantaion. Eds. R. Nitsch, J. Growdon, S. Corkin, R. Wurtman. New York: New York Academy Sience, 1993:pp. 1 -339.

60. Abrous D.N., Bernard V., Le Moal M., Bloch B., Herman J.P. Phenotype of striatal cells expressing c-fos following amphetamine treatment of rats with intrastriatal dopaminergic grafts. Eur J Neurosci 1996; 8:2521-2529.

61. Abrous D.N., Shalton A., Torres E.M., Dunnett S.B. Dopamine-rich drafts in the neostriatum and/or nucleus accumbens: effects on drug-induced behaviours and skilled paw-reaching. Neurosci 1993; 53:187-197.

62. Abrous N. Herman J.P., Vigny A. Comparison of development of intrastriatal dopaminergic grafts in newborn and adult rat. Neurosci 1987; 22:259.

63. Aguayo A J. Capacity for renewed axonal growth in the mammalian central nervous system. In: Bignami A., ed. Central Nervous System Plasticity and Repair. Raven Press, 1985:31-40.

64. Aguayo A.J., Bjorklund A., Stenevi U., Carlstedt T. Fetal mesencephalic neurons survive and extend long axons across peripheral nervous system grafts insertted into the adult rat striatum. Neurosci Lett 1984; 45,N1:53-58.

65. Aguayo A.J., Bray G.M., Carter D.A., Villegas-Perez M.P., Vidal-Sanz M., Rasminsky M; Regrowth and connectivity of injured central nervous system axons in adult rodents. Acta Neurobiol Exp 1990; 50:381-389.

66. Akers R.M., Mosher D.F., Lilien J.E. Promotion of retinal neurit out growth by substratum-bound fibronectin. Dev Biol 1981; 86:179-188.

67. Albert E.N., Das G.D. Neocortical transplants in the rat brain:an ultrastructural study. Experientia 1984; 40,N3:294-298.

68. Alcantara S., Ferrer I. Postnatal development of calbindin-D28k immunoreactivity in the cerebral cortex of the cat. Anat Embryol (Berl) 1995; 192:369-384.

69. Alcantara S., Soriano E,. Ferrer I. Thalamic and basal forebrain afferents modulate the development of parvalbumin and calbindin D28k immunoreactivity in the barrel cortex of the rat. Eur J Neurosci 1996; 8:1522-1534.

70. Alexandrova M.A. Transplantation of embryonic brain tissue into the brain of adult rats, intact and exposed to hypoxia. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:243-247.

71. Alexandrova M.A. Embryonal transplant stimulates compensatory-recovery processes in the hypoxia-subjected brain. In: 10-Int.congress of neuropathology. Stockholm: Sweden, 1986:21.

72. Alexandrova M.A. Reparative value of embiyonic brain tissue transplantation into the brain of rats exposed to hypoxia. In: Trojan S, Stastny F, eds. Ontogenesis of the brain (4). Praha: Un.Karlova, 1987:49-52.

73. Alexandrova M.A. Transplantation of embryonic nervous tissue stimulates compensatory-restorative processes in the brain of mammals with diffuse distrophy of neurons. Proc Indian natn Sei Acad 1990; 56,N1,85-94.

74. Alexandrova M.A. Morphology of neocortical transplants. In: 3-EBRO Congress ofNeuroscience. Montreal: Canada, 1991:14.5.

75. Alexandrova M.A. Correlation between functional and morphological properties of neocortical transplants. In: 5-Int.Symp.Neural Transplantation. Paris: France, 1994:182.

76. Alexandrova M.A, Ermakova I.V., Loseva E.V. Cortical neurons migrate again from solid embryo graft transplanted into adult rat cortex. 4-IBRO world congress neurosci 1995; 4:Japan.4-6.

77. Alexandrova M.A., Girman S.V. Differentiation of neurons in grafted fetal neocortical tissue. Ontogenez 1994; 25, N4:52.

78. Alexandrova M.A., Girman S.V., Kleshchinov V.N., Kozlova E.N. Regeneration of adult thalamic neurons after fetal brain transplantation in rat. Wound,repairregener 1995; 3, N1:109.

79. Alexandrova M.A., Polezhaev L.V. Transplantation of varios regions of embryonic brain tissue into the brain of adult rats. J Hirnforsch 1984; 25, N1:89-98.

80. Alexandrova M.A., Polezhaev L.V., Cherkasova L.V. Transplantation of dissociated embryonic brain cells in the brain of adult normal rats and rats subjected to hypoxia. J Hirnforsch 1985; 26:275-279.

81. Alonso G., Privât A. Reactive astrocytes involved in the formation of lesional scars differ in the mediobasal hypothalamus and in other forebrain regions. J Neurosci Res 1993; 34:523-538.

82. Altobelli R. Innesti cerebrali. Gazz Intern Med Chir 1914; 17,N1,25-34.

83. Alvorado-Mallart R.M., Sotelo C. Differentiation of cerebellar anlage heterotopically transplanted to adult rat brain: a light and electron microscopic study. J Comp Neurol 1982; 212,N3:247-267.

84. Amaral D.G., Sinnamon H.M. The locus coeruleus: neurobiology of a central noradrenergic nucleus. Prog Neurobiol 1977; 9:147-196.

85. Andersoon C., Tytell M., Brunsobechtold J. Transplantation of cultuted type-1 astrocyte cell-suspensions into yong, adult and aged rat cortex-cell migration and survival. Int J Dev Neurosci 1993; 11 (5):555-568:

86. Anton E.S., Cameron R.S., Rakic P. Role of neuron-glial junctional domain proteins in the maintenance and termination of neuronal migration across the embryonic cerebral wall. J Neurosci 1996; 16:2283-2293.

87. Anton E.S., Marchionni M.A., Lee K.F., Rakic P. Role of GGF/neuregulin signaling in interactions between migrating neurons and radial glia in the developing cerebral cortex. Development 1997; 124:3501-3510.

88. Aramant R, Seiler M., Ehinger B., et al. Transplantation embryonic retina to the retina of adult animals. In: Anderson RE, Nollyfield JG, LaVail MM, eds. Retinal Degeneration. Boca Raton: RCS Press, 1991:275-288.

89. Aramant R.B., Seiler M.J. Fiber and synaptic connections between embryonic retinal transplants and host retina. Exp Neurol 1995; 133:244-255.

90. Ard M.D., Bunge R.P. Heparan sulfate proteoglycan and laminin production by astrocytes: Its relatioship to differentiation and to neurite growth. J Neurosci 1988;8:2844-2858.:

91. Ard M.D., Schachner M., Rapp J.T., Faissner A. Growth and Degeneration of Axons on Astrocyte Surfaces Effects on Extracellular-Matrix and on Later Axonal Growth. Glia 1993; 9:248-259.

92. Ardizzoni S.C. Michaels A., Arendash G.W. Labbeling neural cells by gold-filled sendai virus envelopes before intracerebral transplantaion. Science 1988;239,N4840:635-636.

93. Arendash G.W., Gorski R.A. Enhancement of sexual behaviour in female rats by neonatal transplantation of brain tissue from males. Science 1982; 217,N4566:1276-1278.

94. Arvidsson J., Raappana P., Diez M., Hokfelt T. Expression of neuropeptides in the rat mesencephalic trigeminal nucleus after peripheral axotomy. Neuroreport 1994; 5:1269-1272.

95. Aubert I., Ridet J.L, Gage F.H. Regeneration in the adult mammalian CNS: Guided by development. Curr Opin Neiirobiol 1995; 5:625-635.

96. Azmitia E.C., Whitaker P M. Formation of glial scar following microinjection of fetal neurons into the hippocampus or midbrain of the adult rat: an immunocytochemical study. NeurosciLett 1983; 38,N.2:145-151.

97. Backlund E.O., Grandberg P.O., Hamberger B., et al. Transplantaion of adrenal medullary tissue to striatum in parkinsonisms: First clinical trials. J Neurosurg 1985; 62,N2:169-173.

98. Baker-Cairns B.J., Sloan D.J., Broadwell R.D., Puklavec M., Charlton H.M. Contributions of donor and host blood vessels in CNS allografts. Exp Neurol 1996; 142:36-46.

99. Barnea A., Cho G., Lu G., Mathis M. Brain-derived neurotrophic factor induces functional expression and phenotypic differentiation of cultured fetal neuropeptide Y-producing neurons. J Neurosci Res 1995; 42:638-647.

100. Baron van Evercooren A., Kleinman H.K., Ohno S., Marangos P., Schwartz J.P., Dubois-Dalcq M. Nerve growth factor, laminin and fibronectin promote in humanfetal sensory ganglia cultures. J Neurosci Res 1982; 8:179-193.

101. Baron van Evercooren A., Kleinman H.K., Seppa H.E.J, Rentier B., Dubois-Dalcq M. Fibronectin promotes rat Schwann cell growth and motillity. J Cell Biol1982;93:211-216.

102. Baron-Van Evercooren A., Avellana-Adalid V., Ben Younes-Cheñnoufi A., Gansmuller A., Nait-Oumesmar B., Vignais L. Cell-cell interactions during the migration of myelin-forming cells transplanted in the demyelinated spinal cord. Glia 1996; 16:147-164.

103. Barry D., Kikvadze I., Brundin P;, Bolwig T., Bjorklund A., Lindvall O. Grafted noradrenergig neurons suppress seizure development in kindling-induced epilepsy. Proc Natn Acad Sci USA 1987; 84:8712-8715.

104. Barry D, Wanscher B., Kragh J., et al. Grafts of fetal locus coeruleus neurons in rat amygdala-periform cortex suppress seizure development-in hippocampal kindling. Exp Neurol 1989; 106:125-132.

105. Barry D.I., Kikvadze I., Brundin P., Bolwig T.G., Bjorklund A., Lindvall O. Grafted noradrenergic neurons suppress seizure development in kindling-induced epilepsy. Proc Natn Acad Sci USA 1987; 84,N23:8712-8716.

106. Bates C.A., Meyer R.L. The neurite-promoting effect of laminin is mediated by different mechanisms in embryonic and adult regenerating mouse optic axons in vitro. DevBiol 1997; 181:91-101.

107. Baulac M., Lachapelle FM Gout O., Berger B., Baumann N., Gumpel M. Transplantation of oligodendrocytes in the newborn mouse brain: extension of myelination by transplanted cells. Anatomical study. Brain Res 1987; 420:39-47.

108. Baurle J., Hoshi M., Grusser-Cornehls U. Dependence of parvalbumin expression on Purkinje cell input in the deep cerebellar nuclei. J Comp Neurol 1998; 392:499514.

109. Bayer S.A., Altaian J., Russo R.J., Dai X., Simmons J.A. Cell migration in the rat embryonic neocortex. J Comp Neurol 1991; 307:499-516.

110. Beal M., Mazurek M., Martin J. A comparison of somotostatin and neuropeptide Y distribution in monkey brain. Brain Res 1987; 405:213-219.

111. Beal M.F., Kowall N.W., Swartz K.J., Ferraiite R.J., Martin J.B. Differential sparing of somatostatin-neuropeptide Y and cholinergic neurons following striatal excitotoxin lesions. Synapse 1989; 3:38-47.

112. Beck D.W., Hart M.N., Cancilla P.A. The role of the macrophage in microvascular regeneration following brain injury. J Neuropath Exp Neurol 1983; 42,N6:601-614.

113. Beck T., Lindholm D., CastrenE., Wree A. Brain-derived neurotrophic factor protects against ishemic cell damage in rat hippocampus. J Cereb Blood Flow Metab 1994; 14, N4:689-692.

114. Beebe B.K., Mollgard K., Bjorklund A., Stenevi U. Ultrastructural evidence of synaptogenesis in the adult rat dentate gyrus from brain stem implants. Brain Res 1979; 167:391-395.

115. Bele S., Kiessling M., Gass P. Embryonic cortical neurons differentiate into various types of interneurons when heterotopically transplanted into the adult rat brain. Brain Res 1995; 704:210-217.

116. Bengzon J., Kikvadze I., Kokaia M., Lindvall O. Regional forebrain noradrenaline release in response to focal and generalized seizures induced by hippocampal -kindling stimulation. Eur JNeurosci 1991; 4:33-39.

117. Bengzon J., Kokaia M., Brundin P., Lindvall O. Seizure suppression in kindling epilepsy by intrahippocampal locus coeruleus grafts: evidence for an alpha-2-adrenoreceptor mediated mechanisms. Exp Brain Res 1990; 81>N2,:433-437.

118. Benuska J., Binovsky A., Remis T., Rendekova V., Valouskova V. The morphological picture of implanted foetal rat brain tissue. Folia morphol 1990; 38,N3:231-235.

119. Berger B., Veraey C., Gaspar P., Febvret A. Transient expression of tyrosine hydroxylase immunoreactivity in some neurons of the rat neocortex during postnatal development. Dev Brain Res 1985; 23:141-144.

120. Bignami A., Chi N.H., Dahl D. The role of neuroglia in axonal growth and regeneration. In: Das GD, Wallace RB, eds. Neural Transplantation and Regeneration.1986:229-243.

121. Bignami A., Dahl D. Differentiation of astrocytes in the cerebellar cortex and the pyramidal tracts of the newborn rat. An immunofluorescence study with antibodies to a protein specific to astrocytes. Brain Res 1973; 49:393-402.

122. Bignami A., Dahl D. Astrocyte specific protein and neuroglial differentiation> An immunofluorescence study with antibodies to glial fibrillary acidic protein. J Comp Neurol 1974; 153:27-38.

123. Bignami A., Dahl D. Astrocyte-specific protein and radial glia in the cerebral cortex of newborn rat. Nature 1974; 252:55-56.

124. Bignami A., Dahl D., Rueger C. Glial fibrillary acidic (GFA) protein in normal neural cells and pathological conditions. In: Fedoroff S, Hertz L, eds. Advances in Cellular Neurobiology. 1980:285-319.

125. Bignami A., Dahl D., Rueger C. Glial fibrillary acidic (GFA) protein in normal neural cells and pathological conditions. Adv Cell Neurobiol 1980; 285-319.

126. Bignami A., Dahl D., Seile M.W. Neurofilaments in the chick embryo during early development: I.Immunofluorescent study with antiserum to neurofilament protein. Dev Neurosci 1980; 3:151-161.

127. Bignami A., Eng L.F., Dahl D„ Uyeda C.T. Localization of the glial fibrillary acidic protein in astrocytes by immunofluorescence. Brain Res 1972; 43:429-435.

128. Bignami A., Raju T., Dahl D. Localization of vimentin, the nonspecific intermediate filament protein in embryonal glia and early differentiation neurons. Dev Biol 1982;91:286-295.

129. Bjerre B., Bjorklund A., Stenevi U. Inhibition of the regenerative growth of central noradrenergic neurons by intracerebrally administred anti-NGF serum. Brain Res 1974; 74:1-18.

130. Bjerre B., Bjorklund A., Stenevi U. Stimulation of growth of new axonal sprouts from lesioned monoamine neurons in adult rat brain by nerve growth factor. Brain Res 1975; 60:161-176.

131. Bjorklund A. Intracerebral grafting in the adult rats. In: Neural Transpantation and Explantation. Belgium, 1981:111-120.

132. Bjorklund A. Brain transplants help rats find their way. New Sci 1982; 94,N1303:291.

133. Bjorklund A. Regeneration of central monoaminergic and cholinergic connections as revealed in experiments with intracerebral neural transplants. Bibl anat 1982; 23:93-94.

134. Bjorklund A. Reconstruction of brain circuits by intracerebral neural implants. Neurosci Lett 1985; Suppl.22:S22.

135. Bjorklund A. Brain transplants.Neuronal replacement and reconstruction of neural circuitry in the excitotoxically lesioned striatum. 31 Int Congr Physiol Sci ,Helsenki,9-14 July,1989 1989; 115-116.(abstract)

136. Bjorklund A. Neural transplantation-an experimental tool with clinical possibilities. Trends Neurosci 1991; 14:319-322.

137. Bjorklund A., Bjerre B., Stenevi U. Has nerve growth factor a role in the regeneration of central and peripheral catecholamine neurons? In: Dynamics of Degeneration and Growth in Neurons. Oxford a.New York: Pergamon Press, 1974:389-409.

138. Bjorklund A., Brundin P., Isacson O. Neuronal replacement by intracerebral neural implants in animal models neurodegenerative disease. Adv Neurol 1988; 471:455-492.

139. Bjorklund A., Dahl DM Haglid K., Rosengren L., Olson L. Astrocytic development in fetal parietal cortex grafted to cerebral and cerebellar cortex of immature rats. Dev Biol 1983; 9,N2:171-180.

140. Bjorklund A., Dunnett S., Stenevi U., Lewis M, Iversen S. Reinnervation of the denervated striatum by substantia nigra transplants:functional consequences as revealed by pharmacological and sensorimotor testing. Brain Res 1980; 199,N2:307333.

141. Bjorklund A., Dunnett S.B., Gage F.H., Stenevi U. Implantation of suspensions of dissociated dopamine neurons in the rat brain. In: Catecholamines: Neuropharmacology and Central Nervous System-Therapeutic Aspects. New York: Alan RJLiss, 1984:203-210.

142. Bjorklund A., Dunnett S.B., Gage F.H., Stenevi U., Low W.C., Iversen S.D. Hippocampal deafferentation:transplant-derived reinnervation and functibnal recovery. Acta psych Scand 1984; 69,Suppl.313:46-56.

143. Bjorklund A., Dunnett S.B., Stenevi U., Iversen S.D. Nigral transplants can compensate for functional deficits in rats with bilateral 6-OHDA lesions of the nigrostriatal pathway. Neurosci Lett 1980; Suppl.5:S76.

144. Bjorklund A., Gage F.H. Neural grafting in animal models of neurodegenerative diseases. Ann N Y Acad Sci 1985; 457:53-79.

145. Bjorklund A., Gage F.H. Transplantation of basal forebrain cholinergic neurons in the aged rat brain. Progr Brain Res 1986; 70:499-512.

146. Bjorklund A., Gage F.H. Grafts of fetal cholinergic neurons in rat models of aging and dementia. Aging 1986; 32:243-258. •

147. Bjorklund A., Gage F.H. Grafts of fetal septal cholinergic neurons to the hippocampal formation in aged or fimbria-fornix-lesioned rats. Ann N Y Acad Sci 1987;495:120-137.

148. Bjorklund A., Gage F.H. Grafts of fetal septal cholinergic neurons to the hippocampal formation in aged or fimbria-fornix lesioned rats. Progr Brain Res 1987; 72:333-342.

149. Bjorklund A., Gage F.H., Dunnett S.B., Stenevi U. Regenerative capacity of central neurons as revealed by intracerebral grafting experiments. In: Central Nervous System Plasticity and Repair. Raven Press, 1985:57-62.

150. Bjorklund A., Gage F.H., Stenevi U., Dunnett S.B. Intracerebral grafting of neuronal cell suspensions. YI.Survival and growth of intrahippocampal implants of septal cell suspensions. Acta Physiol Scand 1983; Suppl.522:49-58.

151. Bjorklund A., Johansson B., Stenevi U. Re-establishment of functional connections by regenerating central adrenergic and cholinergic axons. Nature 1975; 253,N5491:446-448.

152. Bjorklund A., Katzman R,, Stenevi U., West K.A. Development and growth of axonal sprouts from noradrenaline arid 5-hydroxytryptamine neurons in the rat spinal cord. Brain Res 1971; 31:21-33.

153. Bjorklund A., Kromer L.F., Stenevi U. Cholinergic reinnervation of the rat hippocampus by septal implants is stimulated by perforant path lesion. Brain Res 1979; 173:57-64.

154. Bjorklund A., Lindvall O. Regeneration of normal terminal innervation patterns by central noradrenergic neurons after 5,7-dihydroxytryptamine-induced axotomy in the adult rat. Brain Res 1979; 171:271-293.

155. Bjorklund A., Lindvall O., Isacson O, et al. Mechanisms of action of intracerebral neural implants:studies on nigral and striatal grafts to the lesioned striatum. Trends Neurosci 1987; 10,N12:509-516.

156. Bjorklund A., Nilsson O.G., Kalen P. ReafFerentation of the subcortically denervated hippocampus as a model for transplant-induced functional recovery in the CNS. Progr Brain Res 1990; 83:411-426.

157. Bjorklund A., Nobin A., Stenevi U. Brain Res 1973; 50:214-220.

158. Bjorklund A., Nornes H., Dunnett S.B., Gage F.H., Stenevi U. Intracerebral and intraspinal implants of locus coeruleus cell suspensions:deleterious effect of trypsin in the suspension medium. Soc Neurosci Abstr 1983; 9:101.

159. Bjorklund A., Nornes H., Gaget F. Cell suspension grafts of noradrenergic locus coeruleus neurons in rat hippocampus and spinal cord: reinnervation and transmitter turnover. Neurosci 1986; 18:685-698.

160. Bjorklund A., Schmidt R., Stenevi U. Functional reinnervation of the neostriatum in the adult rat by use of intraparenchymal grafting of dissociated cell suspensions from the substantia nigra. Cell Tissue Res 1980; 212,N1:39-45.

161. Bjorklund A., Segal M., Stenevi U. Functional reinnervation of rat hippocampus by locus coeruleus implants. Brain Res 1979; 170:409-426.

162. Bjorklund A., Stenevi U. Growth of central catecholamine neurons'into smooth muscle grafts in the rat mesencephalon. Brain Res 1971; 31,N1:1-20.

163. Bjorklund A., Stenevi U. Reformation of the severed septohippocampal cholinergic pathway in the adult rat by transplanted septal neurons. Cell Tissue Res 1977; 185:289-302.

164. Bjorklund A., Stenevi U. Experimental reinnervation of the rat hippocampus by grafted sympathetic ganglia.I.Axohal regeneration along the hippocampalfimbria.

165. Brain Res 1977; 138:259-270.

166. Bjorklund A., Stenevi U. Re-estabishment of terminal patterns in the adult rat hippocampus by grafted monoaminergic neurons. In: Livingstone KE, Hornykiewicz O, eds. Limbic Mechanisms. New York: Plenum Press, 1978:67-74.

167. Bjorklund A., Stenevi U. Regeneration of monoaminoergic and cholinergic neurons in the mqmmalian central nervous system. Physiol Rev 1978; 59:62-100.

168. Bjorklund A., Stenevi U. Reconstruction of the nigrostriatal dopamine pathway by intracerebral nigral transplants. Brain Res 1979; 177:555-560.

169. Bjorklund A., Stenevi U. Reconstruction of brain circuitries by neural transplants. Trends Neurosci 1979; 2,N12:124-'129.

170. Bjorklund A., Stenevi U. Regeneration of monoaminergic and cholinergic neurons in the mammalian central nervous system. Physiol Rev 1979; 59:62-100.

171. Bjorklund A., Stenevi U. In vivo evidence for a hippocampal adrenergic neurotrophic factor specifically released on septal deafferentation. Brain Res 1981; 229:403-428.

172. Bjorklund A., Stenevi U. Functional reactivation of the deafferented neostriatum by nigral transplants. Nature 1981; 289,N5797:497-499.

173. Bjorklund A., Stenevi U. Intracerebral neural implants;neuronal replacement and reconstruction of damaged circuitries. Ann Rev N^urosci 1984; 279:309.

174. Bjorklund A., Stenevi U. Intracerebral neural grafting: a historical perspective. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:3-14.

175. Bjorklund A., Stenevi U., Dunnett S. Transplantation of brainstem monoaminergic "command" systems: models for functional reactivation of damaged CNS circuitries. In: Spinal Cord Reconstruction. New York: Raven Press, 1983:397415.

176. Bjorklund A., Stenevi U., Dunnett S.B., Gagé F. Cross-species neural grafting in a rat model of Rarkinson's disease. Nature 1982'; 298,N5875:652-654.

177. Bjorklund A., Stenevi U., Dunnett S.B., Lewis M.Ei, Iversen SD. Can nigral transplants cure parkinsonism? Science 1919;

178. Bjorklund A., Stenevi U., Schmidt R.H., Dunnett S.B., Gage F.H. Intracerebral grafting of neuronal cell suspensions.LIntroduction and general methods of preparation. Acta Physiol Scand 1983; Suppl.522:l-10.

179. Bjorklund A., Stenevi U., Schmidt R.H., Dunnett S.B., Gage F.H. Intracerebral grafting of neuronal cell suspensions.D.Survival and growth of nigral cell suspensions implanted in different brain sites. Acta Physiol Scand 1983; Suppl.522:11-22.

180. Bjorklund A., Stenevi U., Svendgaard N-A. Growth of transplanted monoaminoergic neurons into the adult hippocampus along the perforant path. Nature1976; 262.N5571:787-790.

181. Bjorklund A., Wiklund L., Descarries L. Regeneration and plasicity of central serotoninergrc neurons:a review. J Physiol 1981; 79:247-255.

182. Bjorklund H. Astrocytes grown in oculo: expression of cell morphologies on theiris as revealed by GFA imunohistochemistry. Int J Dev Neuroso; 1984; 2,N4:377° 386.

183. Bjorklund H. Short- and long term consequences of intracranial injections of the excitotoxin quinolic acid, as evidenced by immunohistochemistry of astrocytes. Brain Res 1986; 371,N2:267-278.

184. Bjorklund H., Bickford P., Dahl D., Hoffer B., Olson L. Intramediate filament immunohistochemical studies of intracranial cerebellar grafts. Abstracts E K Fernstrom Symposium "Transplantation in the mammalian CNS" Lund S 1984; 4.(abstract)

185. Bjorklund H., Bickford P., Dahl D., Hoffer B., Olson L. Intracranial cerebellar grafts: intermediate filament immunohistochemistry and electrophysiology. Exp Brain Res 1984; 55,N2:372-385.(abstract)

186. Bjorklund H., Bignami A., Dahl D. Immunohistochemical demonstration of glial fibrillary acidic protein in normal rat Muller glia and retinal astrocytes. Neurosci Lett 1985; 54,N2-3:363-368.

187. Bjorklund H., Dahl D. Glial disturbances in isolated neocortex: evidence from immunohistochemistry of intraocular grafts. Dev Neurosci 1982; 5:424-436.

188. Bjorklund H., Dahl D., Olson L. Morphometry of GFA and vimentin positine astrocytes in grafted and lesioned cortex cerebri. Int J Dev Neurosci 1984; 2,N2:181192.

189. Bjorklund H., Dahl D., Olson L., Seiger A. Glial fibrillary acidic protein-like immunoreactivity in the iris: development, distribution, and reactive changes following transplantation. J Neurosci 1984; 4,N4:978-988.

190. Bjorklund H., Dahl D., Seiger A. Immature and mature neurofilament-immunoreactive trigeminal fibers can innervate the iris as studied by intraocular grafting of iris and trigeminal ganglia. Neurosci 1985; 15,N3:841-853.

191. Bjorklund H., Eriksdotter-Nilsson M., Dahl D., Rose G., Hoffer B., Olson L. Image analysis of GFA-positive astrocytes from adolescence to senescence. Exp Brain Res 1985; 58,N1:163-170.

192. Bjorklund H., Hoffer B., Olson L., Palmer M., Seiger A. Enkephalin: immunoreactivity in iris nerves: distribution in normal and grafted irides,persistence and enhanced fluorescence after denervations. Histochem 1984; 80,N1:1-19.

193. Bjorklund H., Hoffer B., Olson L., Seiger A. Factors that influence the development of cortex cerebri as studied by intraocular grafting. Neurosci Lett 1981; Suppl.7:S32.

194. Bjorklund H., Hoffer B., Palmer M.R., Seiger A., Olson L.Survival and growth of neurons with enkephalin-like immunoreactiviry in fetal brain areas grafted to the anterior chamber of the eye. Neurosci 1983; 10,N4:1387-1398.

195. Bjorklund H., Hokfelt T., Goldstein M., Terenius L., Olson L. Appearance of the noradrenergic markers tyrosine hydroxilase and neuropeptide Y in cholinergic nerves of the iris following sympathectomy. J Neurosci 1985; 5,N6:1633-1643.

196. Bjorklund H., Lind B., Piscator M., Hoffer B., Olson L. Lead, zinc and cooper levels in intraocular brain tissue grafts, brain and blood of lead-exposed rats. Toxic Appl Pharmac 1981; 60:424-430.

197. Bjorklund H., Olson L. Astrocytic development in intraocular and intracranial cortex cerebri grafts. In: Developing a.Regenerating Vertebrate Nervous Systems. vol.6. Alan R.Liss,Inc., 1983:239-246.

198. Bjorklund H., Olson L. Astrocytic development in intraocular and intracranial cortex cerebri grafts. In: Liss AR, ed. Developing and Regeneration Vertebrate Nervous System. 1983:239-246.

199. Bjorklund H., Olson L., Seiger A., Hoffer B.J. Chronic lead and brain development intraocular brain grafts as a method to reveal regional and .effects in the central nervous system. Environment Res 1980; 22:224-236.

200. Bjorklund H., Palmer M., Hoffer B., Seiger A., Olson L. Occuerence and growth of fibers with enkephalin-like immunoreactivity in intraocular brain tissue grafts. Neurosci Lett 1982; Suppl. 10:S79-S80.

201. Bjorklund H., Palmer M., Olson L., Seiger A., Hoffer B. Cerebellar Purkinje neuron hypoexcitability induced by chronic perinatal lead exposure. Fed Proc Symp 1983; 42:3207-3212.(abstract)

202. Bjorklund H., Seiger A., Hoffer B., Olson L. Trophic effects of brain areas on the developing cerebral cortex: I.Growth and histological organization of intraocular grafts. Dev Brain Res 1983; 6,N2:131-140.

203. Bjorklund L., Stromberg I. Dopaminergic innervation of striatal grafts placed into different sites of normal striatum: Differences in the tyrosine hydroxylase immunoreactive growth pattern. Exp Brain Res 1997; 113:13-23.

204. Black I.B., Adler J.E., Dreyfus C.F., et al. Neurotransmitter plasticity at the molecular level. Science 1984; 225:1266-1270.

205. Blumcke I., Celio M.R. Parvalbumin and calbindin D-28k immunoreactivities coexist within cytochrome oxidase-rich compartments of squirrel monkey area 18.

206. Exp Brain Res 1992; 92:39-45.

207. Boenhoeffer T., Staiger V., Aertsen A. Synaptic plasticity in rat hippocampal slice cultures: Local Hebbian" conjunction of pré- and postsynaptic stimulation leads to distributed synaptic enhancement. Proc Natn Acad Sci USA 1989; 86:8 i 13-8117.

208. Bolam J.P., Freund T.F., Bjorklund A., Dunnett S.B., Smith A.D. Synaptic input and local output of dopaminergic neurons in grafts that functionally reinnervate the host neostriatum. Exp Brain Res 1987; 68,N1:131-146.

209. Booss J., Solly K.S., Collins P.V., Jacque C. Migration of xenogenic astrocytes in myelinated tracts: a novel probe for immune responses in white matter. Acta Neuropathol (Berl) 1991; 82:172-177.

210. Bottenstein J.E., Sato G.N. Fibronectin and polylysine requirement for proliferation of neuroblastoma cells in defined medium. Exp Cell Res 1980; 129:361366.

211. Bovolenta P., Femaud-Espinosa I., Mendez'-Otero R., Nieto-Sampedro M. Neurite outgrowth inhibitor of gliotic brain tissue. Mode of action and cellular localization, studied with specific monoclonal antibodies. Eur JNeurosci 1997; 9:977-989.

212. Bozzi Y., Pizzorusso T., Cremisi F., Rossi FM, Barsacchi G., Maffei L. Monocular deprivation decreases the expression of messenger RNA for brain-derived neurotrophic factor in the rat visual cortex. Neurosci 1995; 69:1133-1144.

213. Bragin A., Takacs J., Vinogradova O., Zhuravleva Z., ftamori J. Number of GABA-immunopositive and GABA-immunonegative neurons in various types of neocortical transplants. Exp Brain Res 1991; 85,N1:114-128.

214. Bragin A.G., Bohne A. The ¿"aft of the neocortex and hypocampus within barrel field of adult rats: the comparison of the morphological criteria of integration with the host brain. Rest Neurol Neurosci 1989; suppl.:46-47.

215. Bragin A.G., Bohne A., Kitchigina V.F., Vinogradova O.S. Functional integration of neurones in homotopic and heterotopic intracortical grafts with the host brain. In: Progress in Brain Research,V.82. N.Y.: Elsevier, 1990:287-300.

216. Bragin A.G., Bohne A., Vinogradova O.S. Transplants of the embryonal rat somatosensory neocortex in the barrel field of the adult rat: responses of the grafted neurons to sensory stimulation. Neurosci 1988; 25,N3:751-758.

217. Bragin A.G., Takacs J., Vinogradova O.S, Zuravleve Z., Hamori J. Number of GABA-immunopositive and GABA-immunonegetive neurons in various typed of neocortical transplants. Exp Brain Res 1991; 85:114-128.

218. Bragin A.G., Vinogradova O.S., Stafekhina V.S. Sensory deprivation prevents integration of neocortical grafts with the host brain.-Rest Neurol Neurosci 1992; 4:279-283.

219. Bray G.M., Villegas-Perez M.P., Vidal-Sanz M., Aguayo A.J. The use of peripheral nerye grafts to enhance neuronal survival, promote growth and permit terminal reconnections in the CNS of adult rats. Exp Biol 1987; 132:5-19.

220. Bregman B.S., Broude E., McAtee M., Kelley M.S. Transplants and neurotrophic factors prevent atrophy of mature CNS neurons after spinal cord injury. Exp Neurol 1998;149:13-27.

221. Bregman B.S., Reier P.J. Neural tissue transplants rescue axotomized rubrospinal cells from retrograde death. J Comp Neurol 1986; 244,N1:86-95.

222. Broadwell R.D., Charlton H.M., Ebert P.S., et al. Allografts of CNS tissue posses a blood-brain barrier; 2. Angiogenesis insolid tissue and cell suspension grafts. Exp Neurol 1991; 112,N1:1-28.

223. Brundin P., Barbin G., Isacson O., et al. Survival of intracerebrally grafted rat dopamine neurons previously cultured in vitro. Neurosci Lett 1985; 61,N1-2:79-84.

224. Brundin P., Barbin G., Strecker R.E., Isacson O., Prochiantz A., Bjorklund A. Survival and function of dissociated rat dopamine neurons grafted at different developmental stages or after being cultured in vitro. Dev Brain Res 1988;39,N2:233-243.

225. Brundin P., Isacson O., Bjorklund A. Monitoring of cell viabiliy in suspensions of embryonic CNS tissue and its use as a criterion for intracerebral graft survival. Brain Res 1985; 331,N2:251-259.

226. Brundin P., Isacson 0., Gage F.H., Bjorklund A. Intrastriatal grafting of dopamine-containing neuronal cell suspensions: effects of mixing with target or nontarget cells. Dev Brain Res 1986; 24,N1/2:77-84.

227. Brundin P., Isacson 0., Gage F.H., Prochiantz A., Bjorklund A. The rotating 6-hydroxydopamine-lesioned mouse as a model for assessing functional effects of neuronal grafting. Brain Res 1986; 366,N1-2:346-349.

228. Brundin P., Isacson O., Gage F.H., Stenevi U.,,Bjorklund A. Intracerebral grafts of neuronal cell suspensions. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:51-59.

229. Brundin P., Nilsson O.G., Gage F.H., Bjorklund A. Cyclosporin A increases survival of cross-species intrastriatal grafts of embryonic dopamine-containing neurons. Exp Brain Res 1985; 60,N1:204-208.

230. Brundin P., Nilsson O.G., Klementsson H., Gage F.H., Bjorklund A."Cyclosporin A increases survival of cross-species intrastriatal suspension grafts of fetal dopamine-containing neurons. Neurosci Lett 1985; Suppl.,N22:S530.

231. Brundin P., Nilsson O.G., Strecker R.E., Lindvall O., Astedt B„ Bjorklund A. Behavioural effects of human fetal dopamine neurons grafted in a rat model of Parkinson's disease. Exp Brain Res 1986; 65,N1:235-240.

232. Brundin P., Strecker R.E., Clarke D.J., et al. Can human fetal dopamine neuron grafts provide a therapy for Parkinson's disease? Progr Brain Res 1988; 78:441-448.

233. Brundin P., Strecker R.E., Lindvall O., et al. Intracerebral grafting of dopamine neurons: experimental basis for clinical trials in patients with Parkinson's disease. Ann N Y Acad Sci 1987; 495:473-496.

234. Brundin P., Strecker R.E., Londos E., Bjorklund A. Dopamine neurons grafted unilaterally to the nucleus accumbens affect drug-induced circling and locomotion. Exp Brain Res 1987; 69,N1:183-194.

235. Brundin P., Strecker R.E., Widner H., et al. Human fetal dopamine neurons grafted in a rat model of Parkinson's disease: immunological aspects, spontaneous and drug-induced behaviour, and dopamine release. Exp Brain Res 1988; 70,N1:192-208.

236. Brundin P., Widner H., Nilsson O.G., Strecker R.E., Bjorklund A. Intracerebral xenografts of dopamine neurons: the role of immunosuppression and the blood-brain barrier. Exp Brain Res 1989; 75,N1:195-207.

237. Brustle O., Maskos U., Mckay R.D.G. Host-guided migration allows targeted introduction of neurons into the embryonic braia Neuron 1995; 15:1275-1285.

238. Bunge M.B., Johnson M.I., Ard M.D., Kleitman N. Factors influencing the growth of regenerating nerve fibers in culture. Progr Brain Res 1987; 71,N.,61-74.:

239. Buzsaki G., Czopf J., Kondakor I., Bjorklund A, Gage FH. Cellular activity of intracerebrally transplanted fetal luppoicampus during behavior. Neurosci 1987; 22,N3:871-884.

240. Buzsaki G., Freund T., Bjorklund A., Gage F.H. Restoration and deterioration of function by brain grafts in the septohippocampal system. Progr Brain Res 1988; 78:69-77.

241. Buzsaki G., Gage F.H., Czopf J., Bjorklund A. Restoration of rhytmic slow activity (Q) in the subcortically ¿enervated hippocampus by fetal CNS transplants.

242. Brain Res 1987; 400,N2:334-347.

243. Buzsaki G., Gage F.H., Kellenyi L., Bjorklund A. Behavioral dependence of the electrical activity of intracereberally transplanted fetal hippocampus. Brain Res 1987; 400,N2:321-333.

244. Buzsaki G., Wiesner J., Henriksen S.J., Gage F.H. Long-term potentiation of evoked and spontaneous neuronal activity in the grafted hippocampus. Exp Brain Res 1989; 76,N2:401-408.

245. Carbonetto S. Facilitatory and inhibitory effects of glial cells and extracellular matrix in axonal regeneration. Curr Opin Neurob'iol 1991; 1:407-413.

246. Carder R.K., Leclerc S.S., Hendry S.H.C. Regulation of calcium-binding protein immunoreactivity in GABA neurons of macaque primary visual cortex. Cereb Cortex 1996;6:271-287.

247. Carri N.G., Ebendal T. Organotypic cultures of neural retina: neurite outgrowth stimulated by brain extract. Dev Brain Res 1983; 6,N3:219-229.

248. Cassel J.C., Duconseille E., Jeltsch H., Will B. The fimbria-fornix cingular bundle pathways: A review of neurochemical and behavioural approaches using lesions and transplantation techniques. ProgNeurobiol 1997; 51:663-716.

249. Castro A.J., Tonder N., Sunde N.A., Zimmer- J. Fetal cortical transplants in the cerebral hemisphere of newborn rats a retrograde fluorescent analysis of connections. Exp Brain Res 1987; 66,N3:533-543.

250. Castro A.J., Tonder N., Sunde N.A., Zimmer J. Fetal neocortical transplants grafted to the cerebral cortex of newborn rats receive afferents from the basal forebrain, locus coeruleus and midline raphe. Exp Brain Res 1988; 69,N3:613-622.

251. Castro A. J., Zimmer J., Sunde N.A., Bold E.L. Transplantation of fetal cortex to the brain of newborn rats: a retrograde fluorescent ¿nalysis of callosal and thalamic projections from transplant to host. Neurosci Lett 1985; 60,N3:283-288.

252. Causing C.G., Gloster A., Aloyz R., et al. Synaptic innervation density is regulated by neuron-derived BDNF. Neuron 1997; 18:257-267.

253. Celio M.R. GABA neurons contain the calcium binding protein parvalbumine. Science 1986; 232:995-997.

254. Celio M.R. Calbindine D-28k and parvalbumine in the rat nervous system. Neurosci 1990; 35:375-475.

255. Cellerino A., Maffei L., Domenici L. The distribution of brain-derived neurotrophic factor and its receptor trkB in parvaibumin-containing neurons of the rat visual cortex. Eur JNeurosci 1996; 8:1190-1197.

256. Cepko C.L. Immortalization of neural cells is retrovirus-mediated oncogene transduction. Ann Rev Neurosci 1989; 12:47-65.'

257. Chang F.L.F, Steedman J.C., Lund R.D. The lamination and connectivity of embryonic cerebral cortex transplanted into newborn rat cortex. J Comp Neurol 1986; 244,N3:401-411.

258. Chen D.F., Jhaveri S., Schneider G.E. Intrinsic changes in developing retinal neurons result in regenerative failure of their axons. Proc Natn Acad Sci USA 1995;92:7287-7291.

259. Chi N.H., Bignami A., Bick N.T., Dahl D. Autologous sciatic nerve grafts to the rat spinal cord. Immunofluorescence studies with neurofilament and gliafilament (GFA) antisera. Exp Neurol 1980; 68:568-580.

260. Chiquet-Ehrismann R. Tenascins, a growing family of extracellular matrix proteins. Experientia 1995; 51:853-862. ■* '

261. Chiu A. Y., Matthew W.D., Petterson P.H. A monoclonal antibody that blocks the activity of a neurite regeneration-promoting factor: Studies on the binding site and its localization in vivo. J Cell Biol 1986; 103,N4,1383-1398.

262. Choi D.W. Ischemia-induced neuronal apoptosis. Curr Opin Neurobiol 1996; 6:667-672.

263. Chronwall B.M., Chase T.N, ODonohue T.L. Coexistence of neuropeptide Y and somatostatin in rat and human cortical and rat hypothalamic neurons. Neurosci Lett 1984; 52:213-217.

264. Chun J. J., Nakamura M.J., Shatz C.J. Transient cells of the developping mammalian telencephalon are peptide-immunoreactive neurons. Nature 1987;325:617-620.

265. Chun J.J.M., Shatz C.J. A fibronectin-like molecule is present in the developing cat cerebral cortex and is correlated with subplate neurons. J Cell Biol 1988; 106:857872.

266. Cicirata F., Serapide M.F., Nicotra G., Raffaele R. Homotopic transplant of fetal cortex to lesioned motor cortex of adult rats. A comportameittal and anatomical study. Archives Ital Biol 1992; 130:101-111.

267. Clarke D.J., Bjorklund A. Restoration of cholinergic circuitry in the hippocampus by foetal grafts. Experientia 1989; Suppl.57:275-289.

268. Clarke D.J., Dunnett S.B., Isacson O., Bjorklund A. Striatal grafts in the ibotenic acid-lesioned neostriatum: ultrastructural and imfnunocytochemical studies. Progr Brain Res 1988; 78:47-53.

269. Clarke D.J., Gage F.H., Bjorklund A. Formation of cholinergic synapses in the dentate gyrus of behaviorally impaired young and aged rats by grafted basal forebrain neurons. Soc Neurosci Abstr 1985; ll:p.730.

270. Clarke D.J., Gage F.H., Bjorklund A. Cholinergic innervation of host hippocampus by intrahippocampal septal grafts: a choline acetyltransferase immunocytochemical study. Neurosci Lett 1985; Suppl.22:S429.

271. Clarke D.J., Gage F.H., Bjorklund A. Formation of cholinergic synapses by intrahippocampal septal grafts as revealed by choline acetyltransferase immunocytochemistry. Brain Res 1986; 369:151-162.

272. Clarke D.J., Gage F.H., Dunnett S.B., Nilsson O.G., Bjbrklund A. Synaptogenesis of grafted cholinergic neurons. Ann N Y Acad Sci 1987; 495:268283.

273. Clarke D.J., Gage F.H., Nilskm O.G., Bjorklund A. Grafted septal neurons form cholinergic synaptic connections in the dental gyrus of behaviorally impaired aged rats. J Comp Neurol 1986; 252,N4:483-492.

274. Clarke D.J., Nilsson O.G., Brundin P., Bjorklund A. Synaptic connections formed by grafts of different types of cholinergic neurons in the host hippocampus. Exp Neurol 1990; 107.N1:11-23.

275. Clarkson E.D., Zawada W.M., Freed C.R. GDNF improves survival and reduces apoptosis in human embryonic dopaminergic neurons in vitro. Cell Tissue Res 1997;289:207-210.

276. Clinton R.J., Ebner F.F. Time course of nebcortical garft innervation by AChE-positive fibers. J Comp Neurol 1988; 277,N4:557-577.

277. Clough R., Browning R., Maring M., Jobe P, Intracerebral grafting of fetal dorsal pons in genetically epilepsy-prone rats: effects on audiogenic-induced seizures. Exp Neurol 1991; 112:195-199.

278. Cohen A., Bray G.M., Aguayo A.J. Neurotrophin-4/5 (NT-4/5) increases adult rat retinal ganglion cell survival and neurite outgrowth in vitro. J NEUROBIOL 1994; 25, N8:953-960.

279. Colombo J. A., Napp M.I. Ex vivo astroglial:induced radial glia express in vivo markers. J Neurosci Res 1996; 46:674-677.

280. Commissiong J.W. Fetal locus coeruleus transplanted into the transected spinal cord of the adult rat. Brain Res 1983; 271,N1:174-179.

281. Conner J.M., Lauterborn J.C., Yan Q., Gall CM, Varon.S. Distribution of brain-derived neurotrophic factor (BDNF) protein and -mRNA in the normal adult rat CNS: Evidence for anterograde axonal transport. J Neurosci 1997; 17:2295-2313.

282. Conner J.M., Varon S. Nerve growth factor influences the distribution of sympathetic sprouting into the hippocampal formation by implanted superior cervical ganglia. Exp Neurol 1994; 130:15-23.

283. Corcoran M.E., Mason S.T. Role of forebrairi catecholamines in amygdaloid kindling. Brain Res 1980; 190:473-484.

284. Cotman C.W., Kesslak J.P. The role trophic factors in behavioral recovery and integration of transplants. Progr Brain Res 1988; 78:311-319.

285. Cui Q., Harvey A.R. NT-4/5 reduced naturally occurring retinal ganglion cell death in neonatal rats. Neuroreport 1994; 5:1882-1884.

286. Cunningham T.J., Sutilla C.B., Haun F. Trophic effects of transplants following damage to the cerebral cortex. Ann N Y Acad SciT987; 495:153-168.

287. Czech K.A., Sagen J. Update on cellular transplantation into the CNS as a novel therapy for chronic pain. Prog Neurobiol 1995; 46:507-529*

288. Dahl D. The vimentin-GFA protein transition in rat neuroglia cytoskeleton occurs at the time of myelination. J Neurosci Res 1981; 6:741-748.

289. Das G.D. Transplantation of cerebellar tissue in the cerebellum of neonate rabbits. Brain Res 1973; 50,N1:170-173.

290. Das G.D. Transplantation of embryonic neural tissue in the mammalian brain. I.Growth and differentiation of neuroblasts from various regions of the embryonic brain in the cerebellum of neonate rats. Life Sci 1974; 4:93-124.

291. Das G.D. Differentiation of dendrites in die transplanted neuroblasts in the mammalian brain. Adv Neurol 1975; l'2:181-199.

292. Das G.D. Extraparenchymal neural transplants: their cytology and survivability. Brain Res 1982;241:182-186.

293. Das G.D. Development of neocortical transplants. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:101-123.

294. Das G.D. Growth and development of neural transplants. Some quantitative parameters. Exp Brain Res Suppl 1986; 13:333-350.

295. Das G.D. Neural transplantation in normal and traumatized spinal cord. Ann N Y Acad Sci 1987;495:53-70.

296. Das G.D. Neural transplantation: an historical perspective. Neurosci Biobehav Rev 1990; 14,N4:389-401.

297. Das G.D, Altman J. Transplanted precursors of nerve cells: their fate in the cerebellums of young rats. Science 1971; 173 ,N3997:637-338.

298. Das G.D, Altman J. Studies on the transplantation of developing neural tissue in the mammalian brain. I.Transplantation of cerebellar slabs into the cerebellum of neonate rats. Brain Res 1972; 38,N2:233-249.

299. Das G.D., Hallas B.H., Das K.G. Transplantation of brain-tissue in the brain of rat. I.Growth characteristics of neocortical transplants from embryons of different ages. Am J Anat 1980; 158:135-145.

300. Das G.D., Ross D.T. Neural transplantation: autoradiographic analysis of histogenesis in neocortical transplants. Int J Dev Neurosci 1986; 4,N1 JS9-79.

301. Daszuta A., Kalen P., Strecker R.E., Brundin P., Bjorklund A. Serotonin neurons grafted to the adult rat hippocampus. II.5-HT release as studies by intracerebral microdialysis. Brain Res 1989; 498,N2:323-332.

302. Daszuta A., Strecker R, Brundin P., Bjorklund A. Grafts of serotonin neurons in the hippocampus; immunohistochemical and biochemical analysis. Neurosci 1987; 22,Suppl. :255-266.

303. Daszuta A., Strecker R.E., Brundin P., Bjorklund A. Serotonin neurons grafted to the adult rat hippocampus. I.Time course of growth as studied by immunohistochemistry and biochemistry. Brain Res 1988; 458,N1:1-19.

304. Date I. Parkinson's disease, trophic factors, and adrenal medullary chromaffin cell grafting: Basic and clinical studies. BrairiRes Bull 1996; 40:1-19.

305. Dawbarn D., Brundin P., Isacson O., Gage F., Emson P,C., Bjorklund A. Striatal grafts in the ibotenic acid lesioned striatum: survival of neurones and development of peptide immunoreactivity. Neurosci Lett 1985; Suppl.21:S27.

306. Dawbarn D., Isacson 0., Brundin P., Gage F., Emson P.C., Bjorklund A. Neurochemical anatomy of striatal grafts in the ibdtenic acid lesioned striatum of the rat. Neurosci Lett 1985; Supl.22:S428.

307. Deacon T.W., Pakzaban P., Burns L.H., Dinsmore J., Isacson 0. Cytoarchitectonic development, axon-glia relationships, andlong distance axon growth of porcine striatal xenografts in rats. Exp Neurol 1994; 130:151-167.

308. Deacon T.W., Pakzaban P., Isacson O. The lateral ganglionic eminence is the origin of cells committed to striatal phenotypes: Neural transplantation and developmental evidence. BrainRes 1994; 668:211-219.

309. Dellman H-D. Degeneration and regeneration of neurosecretory systems. Internat Rev Cytol 1973; 36;215-315.i

310. Demeulemeester H., Arckens L., Vandesande F., Orban G,A., Heizmann C.W., Pochet R. Calcium binding protefns and neuropeptides as molecular markers of GABAergic interaeurons in the cat visual cortex. Exp Brain Res 1991; 84:538-544.

311. Dezawa M., Nagano T. Immunohistochemical localization of cell adhesion molecules and cell-cell contact proteins during regeneration of the rat optic nerve induced by sciatic nerve autotransplantation. Anat Rec 1996; 246:114-126.

312. Diener P.S., Bregman B.S. Neurotrophic factors preventthe death of CNS neurons after spinal cord lesions in newborn rats. Neuroreport 1994; 5:1913-1917.

313. Doucet G., Brundin P., Seth S., et al. Degeneration and graft-induced restoration of dopamine innervation in the weaver mouse neostriatum: a quantitative radioautographic study of 3H.dopamine uptake. Exp Brain Res 1989; 77,N3:552-568.

314. Doucette R. Immunohistochemical localization of laminin, fibronectin and collagen type IV in the nerve fiber layer of the olfactory bulb. Int J Dev Neurosci 1996; 14:945-959.

315. Dunn E. Primary and secondary findings in a series of attempts to transplant cerebral cortex in the albino rat. J Comp Neurol 1917; 27:565-582.

316. Dunnett S., Bjorklund A., Stenevi U. Dopamine-rich transplants in experimental parkinsonism. Trends Neurosci 1983; 6,N7:266-269.

317. Dunnett S.B. Specificity of cerebellar grafts. Nature 1987; 327,N6121:366-367.

318. Dunnett S.B. Anatomical and behavioral consequences of cholinergic-rich grafts to the neocortex of rats with lesions of the nucleus basalis magnocellularis. Ann N Y Acad Sci 1987;495:415-430.

319. Dunnett S.B, Bjorklund A. Conditioned turning in rats: dopaminergic invovment in the initiation of movement rather than the movement itself. Neurosci Lett 1983;8,N1-2:173-178.

320. Dunnett S.B, Bjorklund A. Exploring dopamine function with nigral transplants. IBRO News,Suppl Neurosci 1983; 11,N3:17-22. '

321. Dunnett S.B, Bjorklund A. Intracerebral, intraspinal and intraocular transplantation in mammals: A bibliography (1873-i983). In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:673-700.

322. Dunnett S.B., Bjorklund A. Transplantat-induced behavioural recovery in the mammalian brain. Neurosci Lett 1$85; Suppl.22:S2-3.

323. Dunnett S.B., Bjorklund A. Les greffes dans lecerveau. La Recherche 1987; 18.N 186:334-345.

324. Dunnett S.B., Bjorklund A. Mechanisms of function of neural grafts in the adult mammalian brain. J Exp Biol 1987; 132:265-289.

325. Dunnett S.B., Bjorklund A, Gage FH, Stenevi U. Transplantation of mesencephalic dopamine neurons to the striatum of adult rats. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York.

326. Oxford: Elsevier, 1985:451-469.

327. Dunnett S.B., Bjorklund A., Stenevi U. Transplant-induced recovery from brain lesions: a review of the nigrostriatal model. In: Neural Tissue Transplantation Research. 1983:191-216.

328. Dunnett S.B., Bjorklund A., Stenevi U. Functional recovery following intracerebral transplantation of dopaminerich grafts in rats. Abstracts E K Fernstrom Symposium "Transplantation in the mammalian CNS" Lund S 1984; 14.(abstract)

329. Dunnett S.B., Bjorklund A., Stenevi U., Iversen S,D. Behavioural recovery following transplantation of substantia nigra in rats subjected to 6-OHDA lesions of the nigrostriatal pathway. I.Unilateral lesions. Brain Res 1981; 215:147-161.

330. Dunnett S.B., Bjorklund A., Stenevi U., Iversen S.D. Behavioural recovery following transplantation of substantia nigra in rats subjected to 6-OHDA lesions of the nigrastriatal pathway. II.Bilateral lesions. Brain Res 1981; 229,N2:457-470.

331. Dunnett S.B., Bjorklund A., Stenevi U., Iversen S.D. CNS transplantation: structural and functional recovery from brain damage. Progr Brain Res 1982; 55:381393.

332. Dunnett S.B., Bunch S.T., Gfcge F.H., Bjorklund A. Dopamme-rich transplants in rats with 6-OHDA lesions of the ventral tegmental area. I.Effects on spontaneous and drug-induced locomotor activity. Behav Brain Res 1984; 13,N1:71-82.

333. Dunnett S.B., Fray P.J., Bjorklund A., Stenevi U., Iversen S.D. Self-stimulation from substantia nigra transplants reinnervating the 6-OHDA lesioned neostriatum of rats. Neurosci Lett 1981; Suppl.7:32-33.

334. Dunnett S.B., Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U. Effects of cholinergic, noradrenergic and serotonergic grafts on locomotor activity alid learning in rats with fornix-fimbria lesions. Neurosci Lett 1982; Suppl.l0:158-159.

335. Dunnett S.B., Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U., Low W.C., Iversen S.D. Hippocampal deafferentation: transplant-derived reinnervation and functional recovery. Scand J Psych 1982; Suppl. 1:104-111.

336. Dunnett S.B., Isacson 0., Sirinathsinghji D.J.S., Clarke P.J., Bjorklund A. Striatal grafts in the ibotenic acid-lesioned neostriatum: functional studies. Progr Brain Res 1988;78:39-45.

337. Dunnett S.B., Low W.C., Iversen S.D., Bjorklund A., Stenevi U. Septal transplants restore spatial memory performance in rats with fornix-fimbria lesions. Brain Res 1982; 251,N2:335-348.

338. Dunnett S.B., Low W.C., Iversen S.D., Stenevi U., Bjorklund A. Septal transplants restore maze learning in rats with fornix-fimbria lesions. Brain Res 1982; 251,N2:335-348.

339. Dunnett S.B., Low W.P., Bunch S.T, et al. .Septal transplant reinnervation of the hippocampus: cholinergic enhancement of radial maze performance. Behav Brain Res 1981; 2,N.:258-259.

340. Dunnett S.B., Whishaw I.Q., Rogers D.C:, Jones G.H.«Popamine-rich grafts ameliorate whole body motor asymmetry and sensory neglect but not independent limb use in rats with 6-hydroxydopamine lesions. Brain Res 1987; 415,N1:63-78.

341. Dusart I., Nothias F., Roudier F., Besson J.M.,.Peschanski M. Vascularization of fetal cell suspension grafts in the excitotoxicalfy lesioned adult rat thalamus. Dev Brain Res 1989; 48,N2:215-228. '

342. Eagle K.S., Chalmers G.R., Clary D.O., GageT.H. Axorial regeneration and limited functional recovery following hippocairipal deafferentation. J Comp Neurol 1995; 363:377-388.

343. Ebner F.F. The development of functional connections between transplanted embryonic and mature cortical neurons. Progr Brain Res 1988; 78:3-11.

344. Eclancher F., Kehrli P., Labourdette G., Sensenbrenner M. Basic fibroblast growth factor (bFGF) injection activates the glial reaction in the injured adult ratbrain. Brain Res 1996; 737:201-214.

345. Edgar D., Timpl R., Thoenen H. The heparin-binding domain of laminin is responsible for its effects on neurite outgrowth and neuronal survival. EMBO J 1984; 3:1463-1468.

346. Eldridge C.F., Sanes J.R., Chiu A.Y., Bunge R.P. Basal lamina-associated heparan sulfate proteoglycan in the rat peripheral nervous system: Characterization and localization using monoclonal antibodies. J Neurocytol 1986; 15:37-51.

347. Elsayed M.H., Hogan T.P., Shaw P.L., Castro A. J. Use of fetal cortical grafts in hypoxic-ischemic brain injury in neonatal rats. Exp Neurol 1996; 137:127-141.

348. Emmett C.J., Lawrence J.M., Raisman G., Seeley P.J. Cultured epithelioid astrocytes migrate after transplantation into the adult rat brain. J Comp Neurol 1991; 311:330-341.

349. Emmett C.J., Lawrence J.M., Seeley P. J., Raisman G. Studies of the behaviour of purified rat astrocytes after transplantation into syngeneic adult brain. PROG BRAIN RES 1988;78:383-386.

350. Emson P., Bjorklund A., Stenevi U. Possible regeneration of y-aminobutyric acid-containing fibres into iris transplanted into the central nervous system. Nature 1976;259:567-570.1. V •

351. Emson P.C., Bjorklund A., Stenevi U. Evaluation of the regenerative capacity of central dopaminergic and cholinergic neurones using implants as targets. Brain Res1977; 135:87-105.

352. Eriksdotter-Nilsson M., Bjorklund H., Dahl D., Olson L.'Growth and development of intraocular fetal cortex cerebri grafts in rats of different ages. Dev Brain Res 1986; 28,N1:75-84.

353. Eriksdotter-Nilsson M., Bjorklund H, Olson L. Age of recipients influences growth and development of intraocular brain tissue grafts. Acta Physiol Scand 1985; 124,Suppl.542:62.

354. Eriksdotter-Nilsson M., Bjorklund H., Olson L. Growth and development of intraocular brain tissue grafted to hosts of difereht ages. Neurosci Lett 1985; Suppl.22:S532.

355. Ernfors P., Bengzon J., Kokaia Z., PerssonH., Lindvall O. Increased levels of messenger RNAs for neurotrophic factors in the brain during kindling epileptogenesis. Neuron 1991; 7:165-176.

356. Erzurumlu R.S., Ebner F.F. Peripheral nerve transection induces innervation of embryonic neocortical transplants by specific thalamic fibers in adult mice. J Comp Neuroll 988; 272,N4:536-544.

357. Ezerman E.B., Kromer L.F, Development and neuronal Organization of dissociated and reaggregated embryonic cerebellum after intracephalic transplantation to adult rodent recipient. Dev Brain Res 1985; 23,N2:287-293.

358. Faissner A. The tenascin gene family in axon growth and guidance. Cell Tissue Res 1997;290:331-341.

359. Faissner A,, Steindler D. Boundaries and inhibitory molecules in developing neural tissues. Glia 1995; 13:233-254.t

360. Falck B., Bjorklund A., Lindvall O. Recent progress in aldehyde fluorescence histochemistry. Brain Res Bull 1982; 9:3-10.

361. Fantie B.D., Kolb B. An examination of prefrontal lesion size and effects of cortical grafts on performance of the Morris water task by rats. Psychobiology 1990; 18:74-80.

362. Figlewicz D.A., Gremo F., Innocenti G.M. Differential expression of neurofilament subunits in the developing corpus callosum. DeV Brain Res 1988; 42:181-189.

363. Fine A., Dunnett S.B., Bjorklund A., Iversen S.D. Cholinergic ventral forebrain grafts into the neocortex improve passive avoidance memory in a rat model of Alzheimer disease. Proc Natn Acad Sci USA 1985; 82,N15:5227-5230.

364. Fitch M.T., Silver J. Glial cell extracellular.matrix: Boundaries for axon growth in development and regeneration. Cell Tissue Res 1997; 290:379-384.

365. Floeter M.K., Jones E.G. Transplantation of fetal postmitotic neurons to rat cortex: survival, early pathway choices and long-term projections of outgrowing axons. Dev Brain Res 1985; 22,N1:19-38.

366. Fok-Seang J., Mathews G.A., Ffrench-Constant C., Trotter J., Fawcett J.W. Migration of oligodendrocyte precursors on astrocytes and meningeal cells. Dev Biol 1995;171:1-15.

367. Fonseca M., Defelipe J., Fairen A. Local connections in transplanted and normal cerebral cortex of rats. Exp Brain Res 1988; 69,N2:387-398.

368. Ford-Holevinski T.S., Hopkins J.M., McCoy J.P., Agranoff B.M. Laminin supports neurite outgrowth from explants of axotomized adult rat retinal neurons. Dev Brain Res 1986; 28:121-126.

369. Foster G.A., Dahl D., Lee V.M-Y. Temporal'and topographic relationships between the phosphorylated and nonphosphorylated epitopes of the 200 KDA neurofilament protein during development in vitro. J Neurosci 1987; 7:2651-2663.

370. Franklin R.J.M., Blakemore W.F. The peripheral nervous system central nervous system regeneration dichotomy: a role for glial cell transplantation. Cell Sci 1990;95:185-190.

371. Frantz G.D., McConnell S.K. Restriction of late cerebral cortical progenitors to an upper-layer fate. Neuron 1996; 17:55-61.

372. Frappe I., Roger M., Gaillard A. Transplantation of fetal frontal cortex grafted into the occipital cortex of newborn rats receive a substantial thalamic input from nuclei normally projecting to the frontal cortex. Neuiosci 1999; 89, N2:409-421.

373. Fray P., Dunnett S., Iversen S., Bjorklund A, Stenevi U. Nigral transplants reinnervating the dopamine-depleted neostriatum can sustain intracranial self-stimulation. Science 1983; 219,N4583:416-419.

374. Freed W.J., Perlow M.J., Karoum F., et al. Restoration of dopaminergic function by grafting of fetal rat substantia nigra to the caudate nucleus: long-term behavioral, biochemical and histochemical studies. Ann Neurol 1980; 8,N5:510-519.

375. Freund T.F., Buzsaki G. Alterations in excitatory and pABAergic inhibitoryconnections in hippocampal transplants. Neurosci 1988; 27:373-385.*

376. Friedrich V.L,Jr., Lazzarini R.A. Restricted migration of transplanted oligodendrocytes or their progenitors, revealed by transgenic marker M beta P. J Neural Transplant Plast 1993; 4:139-146.

377. Frost E., Kiernan B.W., Faissner A., Ffrench^Constant.C. Regulation of oligodendrocyte precursor migration by extracellular matrix: Evidence for substrate-specific inhibition of migration by tenascin-C. Dev Neurosci 1996; 18:266-273.

378. Frotscher M., Buck E., Mannfeld B., Wenzel J. Zur Frage der Regeneration des Cortex cerebri nach Replantation eines Cortex Àbschnittes bei Ratus norvégiens B. J Hirnforsch 1970; 12,N1-2:123-133.

379. Frotscher M., Heimlich B., Schwegler H. Plasticity ofidentified neurons in slice cultures of hippocampus: a combined Golgi/elecfrOn microscopic and immunocytochemical study. Prog Brain Res 1990; 83:323-339.

380. Fujii M., Hayakashi T. Axons from the olfactory bulb transplanted into the hippocampal formation show axon preferences and form transplant-to-host synapses similar to those of normal afférents. Neurosci Res 1995; 24:53-60.

381. Fujii M., Kosaka K. Migration of small and large cells from the grafts of embryonic olfactory bulbs, transplanted into the anterior wall of the lateral ventricle. Neurosci Res 1997; 27:29-33.

382. Fujisawa M., Itano T., Miyamoto O., et al.'Mutual interaction between host and graft tissues in embryonic neural transplantation. Neuroreport 1994; 5:805-808.

383. Fujiia S., Shimada M., Wakamura T. 3H-thimidine autoradiographic studies on the cell proliferation and differentiation in external and intèrnal granular layers the mouse cerebellum. J Comp Neurol 1966; 128:191-208.

384. Gage F.H., Bjorklund A. Problems specifically related to grafting to the aged brain. Neurobiol Aging 1985; 6,N2:163-164.

385. Gage F.H., Bjorklund A. Neural grafting in the aged rat brain. Annu Rev Physiol 1986;48:447-459.

386. Gage F.H., Bjorklund A. Transplantation to the damage adult hippocampal formation. Exp Brain Res 1986; 13,Suppl.:351-369.

387. Gage F.H., Bjorklund A. Cholinergic septal grafts into the hippocampal formation improve spatial learning and memory'in aged rats by atropine-sensitive mechanisms. J Neurosci 1986; 6,N10:2837-2847.

388. Gage F.H., Bjorklund A. Enhanced graft suvival in the liippocampus following selective deneravation. Neurosci 1986; 17,N1:89-98.

389. Gage F.H., Bjorklund A. Denervation-induced enhancement of graft survival and growth: a trophic hypothesis. Ann N Y Acad Sci 1987; 495:378-395.

390. Gage F.H., Bjorklund A., Isacson 0., Brundin P. Uses of neuronal transplantation in models of neurodegenerative diseases. In: Neural Transplantation a.Regeneration. 1986:103-124.

391. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U. Compensatory collateral sprouting: origin of hippocampal reinnervation following fornicotomy and cinguTectomy. Neurosci Lett 1983; Suppl.l4:S128.

392. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U. Reinneryation of the partially deafferented hippocampus by compensatory collateral sprouting from spared cholinergic and noradrenergic afferents. Brain Res 1983; 268,N1:27-37.

393. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U. Denervation release a neuronal survival factor in adult rat hippocampus. Nature 1984; 308',N5960:637-639.I

394. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U. Cells of origin of the ventral cholinergic septohippocampal pathway undergoing compensatory collateral sprouting following fimbria-fornix transection. Neurosci Lett 1984; 44,N2:211-216.

395. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U, Dunnett SB. Functional correlates of compensatory collateral sprouting by aminergicand cholinergic afferents in the hippocampal formation. Brain Res 1983; 268,N1:39-47.

396. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U, Dunnett SB. Intracerebral grafting in theaging brain. Dev Neurol 1983; 7 ; 1

397. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U., Dunnett S.B. Intracerebral grafting of neuronal cell suspensions. YHI. Survival and growth of implants of nigral and septal cell suspensions in intact brains of aged rats. Acta Physiol Scand 1984; Suppl.522:67-75.

398. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U., Dunnett SB. Intracerebral grafting in the aged rat brain: Anatomical and functional characterization. In:'Bjorklund A, Stenevi

399. U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:585-594.

400. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U., Dunnett S.B, Kelly P.A.T. Grafting of cholinergic neurons in the aged rat brain. Abstracts E K Fernstrom Symposium "Transplantation in the mammalian CNS" Lund S 1984; p.22.(abstract)

401. Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U., Dunnett S.B, Kelly PAT. Intrahippocampal septal grafts ameliorate learning impairments in aged rats. Science 1984;225,N4661:533-536.

402. Gage F.H., Brundin P., Isacson O., Bjorklund A. Rat fetal brain tissue grafts survive and innervate host brain following five day pregraft tissue storage. Neurosci Lett 1985; 60,N2:133-137.

403. Gage F.H., Dunnett S.B., Bjorklund A. Spatial learning and motor deficits in aged rats. Neurobiol Aging 1984; 5,N1:43-48.

404. Gage F.H., Dunnett S.B., Brundin P., Isacson O., Bjorklund A. Intracerebral grafting of embryonic neural cells into the adult host brain: an overview of the cell suspension method and its application. Dev Neurosci 1983; 6,N3:137-151.

405. Gage F.H., Dunnett S.B,, Stenevi U., Bjorklund A. Aged rats: recovery of motor impairments by intrastriatal nigral grafts. Science 1983; 221,N4614:966-968.

406. Gage F.H., Fisher L.J. Intracerebral grafting: a tool fof the neurobiologist. Neuron 1991;6:1-12.

407. Gaillard F., Girman S.V., Gaillard A. Afferents to visually responsive grafts of embryonic occipital neocortex tissue implanted into VI (Ocl) cortical area of adult rats. Rest Neurol Neurosci 1998; 12:13-25.

408. Galik J., Macias-Gonzalez R., Valouskova.V, Bures J. Intagration of neocortical grafts with the neocortex of host rats examined by Leao's spreading cortical depression. Exp Neurol 1991; 112:321-327.

409. Gansmuller A., Clerin E., Kruger F., GumpelM., Lachapelle F. Tracing transplanted oligodendrocytes during migration and maturation in the shiverer mouse brain. Glia 1991; 4:580-590.

410. Gamier C., Arnault P., Roger M. Development of the striatal projection from embryonic neurons from the lateral or medial frontal cortex grafted homo- or heterotopically into the medial frontal cortex of newborn rats. Neurosci Lett 1997; 235:41-44.

411. Gash D., Sladek J.R. Vasopressin neurons grafted into brattleboro rats: viability and activity. Peptides 1980; 1:11-14.

412. Gash D., Sladek J.R., Sladek C.D. Functional development of grafted vasopressin neurons. Science 1980; 210,N4476:1367-1369.

413. Gash DM., Scott D.E. Fetal hypothalamic transplants in the third ventrical of the adult rat brain. Cell Tissue Res 1980; 211,191-206.

414. Gates M.A., Laywell E.D., Fillmore H., Steindler D.A. Astrocytes and extracellular matrix following intracerebral transplantation of embryonic ventralmesencephalon or lateral ganglionic eminence. Neurosci 1996; 74:579-597.•

415. Gehlert D.R., Chronwall B.M., Schafer M.P., OTtonohue T.L. Localization of neuropeptide Y messenger ribonucleic acid in rat and mouse brain by in situhybridization. Synapse 1987; 1:25-31.

416. Geisler N., Weber N. In vitro self assembly of the 68,000 molecular weight component of the mammalian neurofilament triplet proteins into intermediate sized filaments. J Mol Biol 1981; 151:565.

417. Gelderd J.B., Quarles J.E. A preliminary study of homotopic fetal cortical and spinal cotransplants in adult rats. Brain Res Bull 1990; 25:35-48.

418. Gerhardt G.A., Palmer M.R., Granholm A-G. Age-induced changes in single locus coeruleus brain transplants growth in oculo. An in vivo electrochemical study. Neurobiol Aging 1991; 12,N5:487-495.

419. German D.C., Ng MC, Liang C.L., McMahon L, Iacopino A.M. Calbindin-D28k in nerve cell nuclei. Neurosci 1997; 81:735-743. .

420. Gibson M.J., Krieger D.T., Perlow M.J., et ai. Brain tissue grafts in the central nervous system: reversal of hypogonadism. Quart J Exp Physiol 1983; 68^13:475-482.

421. Giehl K.M., Tetzlaff W. BDNF and NT-3, but not NGF, prevent axotomy-induced death of rat corticospinal neurons in vivo. Eur J Neurosci 1996; 8:1167-1175.

422. Giftochristos N., David S. Laminin and heparan sulphate proteoglycan in the lesioned adult mammalian central nervous system and their possible relationship to axonal sprouting. J Neurocytol 1988; 17:385-397.

423. Girman S.V., Golovina I.L. Electrophysiological properties of embryonic neocortex transplants replacing the primary visual cortex of adult rats. Brain Res1990; 523:78-86.

424. Giulian D., Li J., Li X., George J., Rutecki P.A. The impact of microglia-derived cytokines upon gliosis in the CNS. Dev Neurosci 1994; 16:128-136.

425. Glass J.D., Griffin J.W. Neurofilament redistribution in transected nerves: evidence for bidirectional transport of neurofilaments. J Neurosci 1991; 11:31463154.

426. Glees P. Studies on cortical regeneration with special reference to central implants. In: Windle WF, ed. Regeneration in Central Nervous System. Springfield: Thomas, 1955:94-111.

427. Glicksman M.A., Willard M. Differential expression of the three neurofilament polypeptide. Ann N Y Acad Sci 1985; 455:480-491.

428. Gogelia K., Hamori J. Differential effects of long-term transplantation on the growth of cortical neurons containing parvalbumin or calbindin. Exp Brain Res 1992; 91:477-483.

429. Goldberg S., Frank B. Will central nervous system axons in the adult mammal regenerate after bypassing a lesion? A study in the mouse and chick visual system. Exp Neurol 1980; 70:675-689.

430. Goldberg W.J., Bernstein J.J. Fetal cortical astrocytes migrate from cortical homografts throughout the host brain and over the glia limitans. J Neurosci Res 1988; 20, N1:38-47.

431. Goldberg W.J., Bernstein J.J. Migration of fetal spinal cord astrocytes into adult host cervical cord and medulla following transplantation into thoracic spinal cord. J Neurosci Res 1988; 19:34-42.

432. Gong Q.Z., Shipley M.T. Expression of extracellular matrix molecules and cell surface molecules in the olfactory nerve pathway during early development. J Comp1. Neurol 1996;366:1-14.

433. Gonzales M.F., Sharp F.R., Loken J.E. Fetal frontal cortex transplanted to injured motor/sensory cortex of adult rats: reciprocal connections with host thalamus demonstrated with WGA-HRP. Exp Neurol 1988; 1:154-165.

434. Gonzalez M.F., Sharp F.R. Fetal frontal cortex transplanted to injured motor/sensory cortex of adult rats. LNADPH-diaphorase neurons. J Neurosci 1987; 7, N10:2991-3001.

435. Goodman J.H., Wasterlain C.G., Massarweh W.F, Dean E., Sollas A.L., Sloviter RS. Calbindin-D28k immunoreactivity and selective vulnerability to ischemia in the dentate gyrus of the developing rat. Brain Res 1993; 606:309-314.

436. Goto S., Yamada K., Yoshikawa M., Okamura A., Ushio Y. GABA receptor agonist promotes reformation of the striatonigral pathway by transplant derived from fetal striatal primordia in the lesioned striatum. Exp Neurol 1997; 147:503-509.

437. Grabowski M., Brundin P., Johansson B. Fetal neocortical grafts implanted in adult hypertensive rats with cortical infarcts following a middle cerebral artery occlusion: ingrowth of afferent fibers from the host brain. Exp Neurol 1992; 116:105121.

438. Grabowski M., Johansson B.B., Brundin P,'Neocortical grafts placed in the infarcted brain of adult rats: Few or no efferent fibers grow from transplant to host. Exp Neurol 1995; 134:273-276.

439. Grabowski M., Sorensen J.C., Mattsson B., Zimmer J., Johansson B.B. Influence of an enriched environment and cortical grafting on functional outcome in brain infarcts of adult rats. Exp Neurol 1995; 133:96-102.

440. Granholm A-C., Dahl D., Bjorklund A., Seiger A. Delayed development of GFA immunoreactivity in intraocular cortex cerebri grafts during thyroid hormone deficiency. Int J Dev Neurosci 1985; 3 ,N1:33-40.

441. Gravina A., Domenici L., Berardi N., Galli L., Maffei L. Transplant of embryonal nervous tissue preserves the responses of rat retinal ganglion cells after section of the optic nerve. Exp Brain Res 1990; 80:631-634.

442. Gray T.S., Morley J.E. Neuropeptide Y:anatomical distribution and possible function in mammalian nervous system. Life Sci 1986; 38:389-401.

443. Greenberg J.H., Seppa S., Seppa H., Hewitt A.T. Role collagen and fibronectin in neural crest cell adhesion and migration. Dev Biol 1981; 87:259-266.

444. Guillery R.W. Light- and electron-microscopical studies of normal and degenerating axons. In: Nauta W, Ebbesson S, eds. Contemporary Research Methods in Neuroanatomy. 1970:77-105.

445. Guitet J., Gamier C„ Ebrahimi-Gaillard A., Roger M Efferents of frontal or occipital cortex grafted into adult rafs motor cortex, Neurosci Lett 1994; 180:265268.

446. Gum pel M., Baumann N. Raoul M., Jacque C. Survival and differentiation of oligodendrocytes from neural tissue transplanted into neweborn mouse brain. Neurosci Lett 1983; 37:307-311.

447. Hallas B.H., Das G.D., Das K.G. Transplantation of brain tissue in the brain of rat. H.Growth characterises of neocortical transplants in hosts of different ages. Am J Anat 1980; 158:147-159.

448. Hallas B.H., Oblinger M.M., Das G.D. Heterotopic neural transplants in the cerebellum of the rat: their afferents. Brain Res 1980; 196,N1:242-246.

449. Hara A., Yoshimi N. Hirose Y., Ino N. Tanaka T., Mori H. DNA fragmentation in granular cells of human cerebellum following global ischemia. Brain Res 1995; 697:247-250.

450. Harvey A.R., Golden G.T., Lund R.D. Transplantation of tectal tissue in rats: III. Functional innervation of transplants by host afferents. Exp Brain Res 1982; 47,N3:437-445.

451. Harvey A.R., Lund R.D. Transplantation of tectal tissue in rats: n.Distribution of host neurons which project to transplants. J Comp Neurol 1981; 202,N4:505-520.

452. Harvey A.R., Lund R.D. Transplantation of tectal tissue in rats:. IY.Maturation of transplants and development of host retinal projection. Dev Brain Res 1984;12,N1:27-37.

453. Harvey A.R., Plant G.W. Schwann cells and fetal tectal tissue cografted to the midbrain of newborn rats: Fate of Schwann cells and their influence on host retinal innervation of grafts. Exp Neurol 1995; 134:179-191.

454. Hatten M.E., Furie M.B., Rifkin D.B. Binding of developing mouse cerebellar cells to fibronectin: A possible mechanism for the formation of the external granular layer. J Neurosci 1982; 2:1195-1206.

455. Haun F., Cunningham T.J. Cortical transplants reveal CNS trophic interactions in situ. Dev Brain Res 1984; 15,N2:290-294.

456. Hausmann B., Sievers J., Hermanns J., Berry M. Regeneration of axons from the adult optic nerve: influence of fetal brain grafts, laminin, and artificial basement membrane. J Comp Neurol 1989; 281,N3:447-456.

457. Hedlund K-O., Dahl D., Bjorklund A., Seiger A. Ultrastructural and histochemical evidence for differentiation of intraocular locus coeruleus grafts and invasion of the host iris by central neurites and glia. J Neurocytol 1984; 13,N6:989-1011.

458. Hendry S.H., Jones E.G., Defelipe J., Schmechel D., Brandon C., Emson PC. Neuropeptide-containing neurons of the cerebral cortex are also GABAergic. Proc Natn Acad Sci USA 1984; 81:6526-6530.

459. Heredia M., Santacana M., Valverde F. A method using Dil to study the connectivity of cortical transplants. J Nurosci Methods 1991; 36:17-25.

460. Herman J., Abrous N., Vigny A., Dullic J., Le Moal M. Distorted development of intracerebral grafts:long term maintenance of thyrosine hydroxylase containing neurons in grafts of cortical tissue. Dev Brain Res 1988; 40:81-88.

461. Herman J., Abrous N, Vigny A, Dullue J., Le Moal M. Long term maintenance of thyrosine-hydroxilase containing neurons present transiently in the cortex during normal development in intracerebral cortical grafts. Neurosci Lett Suppl 1987; 22:259.

462. Hernit-Grant C.S., Macklis J.D. Embryonic neurons transplanted to regions of targeted photolytic cell death in adult mouse somatosensory cortex re-form specific callosal projections. Exp Neurol 1996; 139:131-142.

463. Hirsch S., Bahr M. Immunocytochemical characterization of reactive optic nerve astrocytes and meningeal cells In Process Citation. Glia' 1999; 26:36-46.

464. Hoffman P.N,. Cleveland D.W. Neurofilament and tubulin expression recapitulates the developmental program during axonal regeneration: induction of a specific-tubulin isotope. Proc Natn Acad Sci USA 1988; 85:4533-4535.

465. Hoffman P.N., Cleveland D.W., Griffin J.W., Landes P.W., CowanN.J., Price DL. Neurofilament gene expression: A major determinant of axonal calibr. Proc Natn Acad Sci USA 1987; 84,N10,3472*-3476.

466. Hoffman P.N., Griffin J.W., Gold B.C., Price D.L. Slowing of neurofilament transport and the radial growth of developing nerve fiber. J Neurosci 1985; 5:29202929.

467. Holmes G., Thompson J., Huh K., Stuart J., Carl G. Effects of neural transplantation on seizures in the immature genetically epilepsy-prone rat. Exp Neurol 1992; 116:52-63.

468. Holmin S., Almqvist P., Lendahl U., Mathiesen T. Adult nestin-expressingsubependymal cells differentiate to astrocytes in response to brain injury. Eur J Neurosci 1997; 9:65-75.

469. Hopkins J.M., Ford-Holevinski T.S., McCoy J.P., Agranoff B.W. Laminin and optic nerve regeneration in the goldfish. J Neurosci 1985; 5:3030-3038.

470. Homes H, Bjorklund A, Stenevi U. Transplantation strategies in spinal cord regeneraion. In: Sladek JR,Jr., Gash DM, eds. Neural Transplants. New York: Plenum Press, 1984:407-422.

471. Hornung J.P., De Tribolet N. Tork I. Morphology and distribution of neuropeptide-containing neurons in human cerebral cortex. Neurosci 1992; 51:363375.

472. Hozumi I. , Inuzuka T., Hiraiwa M., et al. Changes of growth inhibitory factor after stab wounds in rat brain. Brain Res 1995; 688:143-148.

473. Hozumi I., Inuzuka T., Ishiguro H., Hiraiwa M., Uchida Y., Tsuji S. Immunoreactivity of growth inhibitory factor in normal rat brain and after stab wounds An immunocytochemical study using confocal laser scan microscope. Brain Res 1996; 741:197-204.

474. Huan F., Cunningham T.J. Cortical transplants reveal CNS trophic interactions in situ. Dev Brain Res 1984; 15:290-294.

475. Humpel C., Giacobini M., Wetmore C., Olson L. Brain-derived neurotrophic factor and trkB receptor mRNAs in grafts of cortex cerebri. Exp Neurol 1994; 127(2): 171-177.

476. Humpel C., Stromberg I., Olson L. Expression of nerve growth factor, brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 mRNAs in human cortical xenografts. J Neural Transplant Plast 1995; 5:257-264.

477. Ide C.F., Scripter J.L., Coltman B.W., Dotson R.S., Snyder D.C., Jelaso A. Cellular and molecular correlates to plasticity during recovery from iiyury in the developing mammalian brain. PROG BRAIN RES 1996; 108:365-377.

478. Isacson O., Brundin P., DawbarnD., et al. Striatal grafts in the ibotenic acid lesioned striatum. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam.New York.Oxford: Elsevier Science Publ., 1985:539-549.

479. Isacson O., Brundin P., Gage F.H., Bjorklund A. Neural grafting in a rat model of Huntington's disease: progressive neurochemical changes after neostriatal ibotenate lesions and striatal tissue grafting. Neurosci 1985; 16,N4:799-817.

480. Isacson O., Brundin P., Gage F.H., Dunnett S.B., Bjorklund A. Neuronal replacement by striatal neural grafts in an animal model of Huntington's disease. Acta

481. Physiol Scand 1985; 124sN542:p.59„

482. Isacson O., Brundin P., Kelly P.A.T., Gage F.H., Bjorklund A. Functional neuronal replacement by grafted striatal neurones in the ibotenic acid-lesioned rat striatum. Nature 1984; 311,N5985:458-461.

483. Isacson O,, Dunnett S.B., Bjorklund A. Morphological and behavioral changes following neural grafting in rats with ibotenate lesions of the aneromedial caudate putamen. Neurosci Lett 1985; Suppl.22:S428.

484. Isacson 0., Dunnett S.B., Bjorklund A. Graft-induced behavioral recovery in an animal model of Huntington disease. Proc Natn Acad Sci USA 1986; 83,N6:2728-2733.

485. Isacson Q., SofroniewM.V. Neuronal loss or replacement in the injured adult cerebral neocortex induces extensive remodeling of intrinsic and afferent neural systems. Exp Neurol 1992; 117:151-175.

486. Isacson O., Wictorin K., Fischer W., Sofroniew M.V., Bjorklund A. Fetal cortical cell suspension grafts to the excitotoxically lesioned neocortex: anatomical and neurochemical studies of trophic interactions. Progr Brain Res 1988; 78:13-26.

487. Ishikawa R. Appearance of nerve growth factor and acidic fibroblast growth factor with different time courses in the cavity-lesioned cortex of the rat brain. Neurosci Lett 1991; 127,N1:70-72.

488. Itoh Y., Sugawara T., Kowada M., Tessler A. Time course of dorsal root axon regeneration into transplants of fetal spinal cord An electron microscopic study. Exp Neurol 1993; 123:133-146.•

489. Jacob J.M., McQuarrie I.G. Assembly of microfilaments and microtubules from axonally transported actin and tubulin after axotomy. J Neurosci Res 1996; 43:412419.

490. Jacque C, Quinonero J., Collins P. V., Villarroya H., Suard J. Comparative migration and development of astroglial cell popylations from a brain xenograft. J Neurosci 1992; 12:3098-3106.

491. Jacque C., Suard I., Ignacio V., Collins V.P., Raoul M., Baumann N. Time course expression of glial fibrillary acidic protein by implanted astrocytes after intracrnial grafting of immature and mature brain tissue. In: Gash DH, Sladek JR, eds.

492. Progress in Brain Research. 1988:387-393.

493. Jaeger C.B., Lund R.D. Transplantation of embryonic occipital cortex to the tectal region of the new born rat: A light microscopic study of organization and connectivity of the transpalnts. J Comp Neurol 1980; 194:571-597.

494. Jaeger C.B., Lund R.D. Transplantation of embryonic occipital cortex to the brain of newborn rats: A Golgi study of mature and developing transplants. J Comp Neurol 1981; 200:213-230.

495. Jankoyski A., Rossi F., Sotelo C. Neuronal precursors in the postnatal mouse cerebellum are fully committed cells: Evidence from heterochronic transplantations. Eur JNeurosci 1996; 8:2308-2319.

496. Jeltsch H., Cassel J.C., Neufang B., et al. The effects of intrahippocampal raphe and/or septal grafts in rats with fimbria-fornix lesions depend on the origin of the grafted tissue and the behavioural task used. Neurosci 1994; 63:19-39.

497. Jimenez-Rivera C.A., Weiss G.K. The effect of amygdala kindled seizures on locus coeruleus activity. Brain Res Bull 1989; 22:751-758.

498. Johansson B.B., Grabowski M. Functional recovery after brain infarction -plasticity and neural transplantation. Brain Pathol 1994; 4:85-95.

499. Jones R., Ruoslanti E., Schold S.C., Bigner D.D. Fibronectin and glial fibrillary acidic protein expression in normal human brain and anaplastic human gliomas. Cancer Res 1982; 42:168-177.

500. Kalen P., Kokaia M., Lindvall O., Bjorklund A. Basic characteristics of noradrenaline release in the hippocampus of intact and 6-hydroxydopamine-lesioned rats as studied by in vivo microdialysis. Brain Res 1988; 474:374-379.

501. Kalil K., Reh T. Regrowth of several axons in the neonatal central nervous system. Esteblishment of normal connections. Science 1979; 205:1158-1161.

502. Kalil K., Reh T. A light and electron microscopic study of regrowing pyramidal tract fibers. J Comp Neurol 1982; 211:265-275.

503. Kawamura K., Nanami T., Ki'kuchi Y., Kitakami A., Kanaya H. Migration of Purkinje and granular cells implanted into the mature rat cerebellum. Neurosci Lett1987; 22:263.

504. Kentroti S., Vernadakis A. Early neuroblasts are pluripotential: Colocalization of neurotransmitters and neuropeptides. J Neurosci Res 1995; 41:696-707.

505. Kesslak J. P. Adult and embryonic frontal cortex transplants after frontal cortex ablation enhance recovery on a reinforced alternation task. Exp Neurol 1986; Exp.Neurol.:94,N3,615-619.

506. Kiernan J. A. Hypothese concerned with axonal regeneration in the mammalian nervous system. Biol Rev 1979; 54:155-179.

507. Kim D.H., Gutin P.H., Noble L.J., Nathan D., Yu J.S., Nockels R.P. Treatment with genetically engineered fibroblasts producing NGF or BDNF can acceleraterecovery from traumatic spinal cord injury in the adult rat. Neuroreport 1996; 7:22212225.

508. Kishimoto J., Tsuchiya T., Cox H., Emson P.C., Nakayama Y. Age-related changes of calbindin-D28k, calretinin, and parvalbumin mRNAs in the hamster brain. Neurobiol Aging 1998; 19:77-82.

509. Klassen H., Lund R.D. Retinal graft-mediated pupillary responses in rats: restoration of a reflex function in the mature mammalian brain. Neurosci 1990; 10:578-587.

510. Kleshchinov V.N., Alexandrova M.A. The recovery of the ultrastructure of hyperchromic host neurons under the influence of fetal neurotransplants. J Neural Transplant Plast 1992; 3:51-61.

511. Kokaia M., Bengzon J., Kalen P., Lindvall O. Noradrenergic mechanisms in hippocampal kindling with rapidly recurring seizures. Brain Res 1989; 491:398-402.

512. Kokaia M., Erafors P., Kokaia Z., Elmer E., Jaenisch R., Lindvall O. Suppressed epileptogenesis in BDNF mutant mice. Exp Neurol 1995; 133:215-224.

513. Kolb B., Reynolds B., Fantie B. Frontal cortex grafts have opposite effects at different postoperative recovery times. Behav Neural Biol 1988; 50,N2,193-206.:

514. Kondoh T., Pundt L.L., Low W.C. Development of human fetal ventral mesencephalic grafts in rats with 6-OHDA lesions of the nigrostriatal pathway. Neurosci Res 1995; 21:223-233.

515. Kopyov O.V., Jacques D., Lieberman A., Duma C.M., Rogers R.L. Outcome following intrastriatal fetal mesencephalic grafts for Parkinson's patients is directly related to the volume of grafted tissue. Exp Neurol 1997; 146:536-545.

516. Kordower J.H., Rakic P. Neurogenesis of the magnocellular basal forebrain nuclei in the rhesus monkey. J Comp Neurol 1990; 291,N4,637-642.:

517. Kordower J.H., Rosenstein J.M., Collier T.J., et al. Functional fetal nigral grafts in a patient with Parkinson's disease: Chemoanatomic, ultrastructural, and metabolic studies. J Comp Neurol 1996; 370:203-230.

518. Kordower J.H., Winn S.R., Liu Y-T, et al. The aged monkey basal forebrain: Rescue and sprouting of axotomized basal forebrain neurons after grafts of encapsulated cells secreting human nerve growth factor. Proc Natn Acad Sci USA 1994;91:10898-10902.

519. Kosaka K., Fujii M., Toida K., Kosaka T. Differentiation of chemically defined neuronal populations in the transplanted olfactory bulb without olfactory receptor innervation. Neurosci Res 1997; 28:11-19.

520. Kozlova E.N., Alexandrova M.A. The expression the interstitial filament proteins in the neocortical transplants. In: Burech I, ed. Experimental and clinical neurobiology. Praha: Un.Karlova, 1991:74-76.

521. Krieger D.T., Gibson M.J. Correction of genetic gonadotropic hormone-releasing hormone deficiency by preoptic area transplants. In: Sladek JR, Gash DM, eds. Neural Transplants. New York: Plenum Press, 1984:187-203.

522. Krieger D.T., Perlow M. J., Gibson M.J., et al. Brain grafts reverse hypogonadism of gonadotropin releasing hormone deficiency. Nature 1982; 298,N5873,468-471.

523. Kromer L., Bjorklund A., Stenevi U. Intracephalic implants: A technique for studying neuronal interaction. Science 1979; 204:1117-1119.

524. Kromer L.F., Bjorklund A. Embryonic neural transplants provide model systems for studying development and rgeneration in the mammalian CNS. In: Multidisciplinary Approaach to Brain Development. Amsterdam: Elsevier. North-Holland, 1980:409-426.

525. Kromer L.F., Bjorklund A., Stenevi U. Innervation of embryonic hippocampal implants by regenerating axons of cholinergic septal neurons in the adult rat. Brain Res 1980; 210,N1-2,153-171.

526. Kromer L.F., Bjorklund A., Stenevi U. Regeneration of the septohippocampal pathways in adult rats is promoted by utilizing embryonic hippocampal implants as bridges. Brain Res 1981; 210:173-200.

527. Kromer L.F., Bjorklund A., Stenevi U. Innervation of embryonic hippocampal implants by regenerating axons of cholinergic septal neurons in the adult rat. Brain Res 1981;210:153-171.

528. Kromer L.F., Cornbrooks C.J. Identification of trophic factors and transplanted cellular environments that promote CNS axonal regeneration. Ann N Y Acad Sci 1987; 495,207-224.

529. Krum J.M., Rosenstein J.M. Patterns of angiogenesis in neural transplant models : I, Autonomic tissue transplants. J Comp Neurol 1987; 258,N3,420-434.

530. Krum J.M., Rosenstein J.M. Patterns of angiogenesis in neural transplant models: II.Fetal neocortical transplants. J Comp Neurol 1988; 271,N3,331-345.

531. Krum J.M., Rosenstein J.M. The fine structure of vascular-astroglial relations in transplanted fetal neocortex. Exp Neurol 1989; 103,N3,203-212.

532. Kukekov V.G., Laywell E.D, Thomas LB, Steindler DA. A nestin-negative precursor cell from the adult mouse brain gives rise to neurons and glia. Glia 1997; 21:399-407.

533. Labbe R., Firl A., Mufson E.J., Stein D.G. Fetal brain transplants: reduction of cognitive deficits in rats with frontal cortex lesions. Science 1983; 221,N4609,470-472.

534. Laedtke T. W., Turner J.E. Embryonic retinal grafts have a beneficial effect on the damage host retina. Brain Res 1989; 500,N 1-2,61-66.

535. Laeng P., Molthagen M., Yu E.G.X, Bartsch U. Transplantation of oligodendrocyte progenitor cells into the rat retina: Extensive myelination of retinal ganglion cell axons. Glia 1996; 18:200-210.

536. Lander A.D., Fujii D.K., Reichardt L.F. Laminin is associated with the neurite outgrowth promoting factors found in conditioned media. Proc Natn Acad Sci USA 1985; 82:2183-2187.

537. Lapchak P.A., Gash D.M., Jiao S.S., Miller P.J., Hilt D. Glial cell line-derived neurotrophic factor: A novel therapeutic approach to treat motor dysfunction in Parkinson's disease. Exp Neurol 1997; 144:29-34.

538. Largo C., Cuevas P., Somjen G.G., Del RYo R.M., Herreras O. The effect of depressing glial function in rat brain in situ on ion homeostasis, synaptic transmission, and neuron survival. J Neurosci 1996; 16:1219-1229.

539. Laurberg S., Sunde N., Zimmer J. Transplants from the hippocampal dentate area can form normal afferent and efferent connections when donated to newborn x-irradiated littermates. Neurosci Lett 1982; Suppl.lO,S282.

540. Le Gros Clark W.E. Neuronal differentiation in implanted foetal cortical tissue. J Neurol Neurosurg Psych 1940; 3:263-272.

541. Le Roux P.D., Reh T.A. Independent regulation of primary dendritic and axonal growth by maturing astrocytes in vitro. Neurosci Lett 1995; 198:5-8.

542. Lee C.M., Ebner F.F. Innervated neocortical grafts can be activated by adult host somatosensory inputs. Rest Neurol Neurosci 1989; suppl.:47.

543. Lee M.H., Rabe A. Neocortical transplants in the micrencephalic rat brain: morphology and behavior. Brain Res Bull 1988; 21,N5,813-824.

544. Lefrancois T., Fages C., Peschanski M., Tardy M. Neuritic outgrowth associated with astroglial phenotypic changes induced by antisense glial fibrillary acidic protein (GFAP) mRNA in injured neuron-astrocyte cocultures. J Neurosci 1997; 17:41214128.

545. Lefranjois T., Fages C., Peschanski M., Tardy M. Neuritic outgrowth associated with astroglial phenotypic changes induced by antisense glial fibrillary acidic protein (GFAP) mRNA in injured neuron-astrocyte cocultures. J Neurosci 1997; 17:41214128.

546. Letourneau P.C., Madsen A.M., Palm S.L., Furcht LT. Immunoreactivity for laminin in the developing ventral longitudinal pathway of the brain. Dev Biol 1989; 125:135-144.

547. Levi-Montalcini R. The nerve growth factor: Its role in growth differentiation and function of the sympathetic adrenergic neurons. Brain Res 1976; 45:235-256.

548. Levi-Montalcini R. The nerve growth factor: fourthy five years later. Biosci Rep 1987;7:681-699.4

549. Lewis E.R., Cotman C.W. Mechanisms of septal lamination in the developing hippocampus revealed by outgrowth of fibers from septal implants. I.Positional and temporal factors. Brain Res 1980; 196,N2,307-330.

550. Lewis E.R., Cotman C.W. Neurotrtansmitter characteristics of brain grafts; striatal and septal tissue form the same laminated input to the hippocampus. Neurosci 1983; 8,N1,57-66.

551. Liesi P. Do neurons in the vertebrate CNS migrate on laminin? EMBO J 1985; 4:1163-1170.

552. Liesi P. Laminin-immunoreactive glia distinguish regenerative adult CNS systems from non-regenerative ones. EMBO J 1985; 4,N10,2505-2511.

553. Liesi P., Kaakola S., Dahl D., Vaheri A. Laminin is induced in astrocytes of adult brain by injury. EMBO J 1984; 3,N3,683-686.

554. Lillien L.E., Raff M.C. Differentiation signals in the CNS: type-2 astrocyte development in vitro as a model system. Neuron 1990; 5:111-119.

555. Lindsay R.M., Raisman G. An autoradiographic study of neuronal development, vascularization and cell migration from hippocampal transplants labelled in inermediate explant culture. Neurosci 1984; 12:513-530.

556. Lindvall O. Intracerebral grafting of fetal noradrenergic locus coeruleus neurons: evidence for seizure supression in the kindling model of epilepsy. Progr Brain Res 1988; 78,79-86.

557. Lindvall O. Neural transplantation: a hope for patients with Parkinson's disease. Neuroreport 1997; 8:III-IIX.

558. Lindvall O., Bjorklund A. Transplantation strategies in the treatment of Parkinsons's disease: Experimental asis and clinical trials. Acta Neurol Scand 1989; 80, N126,197-210.

559. Lindvall O., Brundin P. Grafts of fetal dopamine neurons survive and improve motor function in Parkinson's disease. Science 1990; 247,N4942,574-581.

560. Lindvall O., Odin P. Clinical application of cell transplantation and neurotrophicfactors in CNS disorders. Curr Opin Neurobiol 1994; 4:752-757.

561. Liu Y.L., Meiri K.F., Cynader M.S., Gu Q. Nerve growth factor induced modification of presynaptic elements in adult visual cortex in vivo. Brain Res 1996; 732:36-42.

562. Lochter A., Taylor J., Braunewell K.H., Holm J., Schachner M. Control of neuronal morphology in vitro: Interplay between adhesive substrate forces and molecular instruction. J Neurosci Res 1995; 42:145-158.

563. Loseva E.V., Ermakova I.V., Tarasova L.Y. Influence of neural grafting on rat brain with damaged temporal cortex. Neurophysiology 1990; 22:423-431.

564. Love S., Nyquist-Battie C., DiMaggio D.A., Farah J.M,Jr., Chronwall B.M. Diminished neuropeptide Y and dopamine beta-hydroxylase immunoreactivity in a guinea pig model of left ventricular hypertrophy. Cardiovasc Res 1993; 27:494-499.

565. Low W.C., Lewis P.R., Bunch S.T., et al. Functional recovery following neural transplantation of embryonic septal nuclei in adult rats with septohippocampallesions. Nature 1982; 300,N5889,260-262.

566. Loy R., Koziell D.A., Lindsey J.D., Moore R.Y. Noradrenergic innervation of adult rat hippocampal formation. J Comp Neurol 1980; 189:699-710.

567. Lucidi-Phillipi C.A., Gage F.H., Shults C.W., Jones K.R., Reichardt L.F., Kang UJ. Brain-derived neurotrophic factor-transduced fibroblasts: Production of BDNF and effects of grafting to the adult rat brain. J Comp Neurol 1995; 354:361-376.

568. Luizzi F.J., Lasek R.J. Astrocytes block axonal regeneration in mammals by activating the physiological stop pathway. Science 1987; 237:642-645.

569. Lund R.D., Hauschka S.D. Transplanted neural tissue develops connections with host rat brain. Science 1976; 193:582-584.

570. Lund R.D., Radel J.D., Coffey P.J. The impact of intracerebral retinal transplants on types of behavior exhibited by host rats. TINS 1991; 14:358-362.

571. Malhotra S.K., Shnitka T.K., Elbrink J. Reactive astrocytes-a review. Cytobios 1990;61:133-160.

572. Malinda K.M., Kleinman H.K. The laminins. Int J Biochem Cell Biol 1996; 28:957-959.

573. Manthorpe M., Nieto-Sampedro M., Skaper S.D, et al. Neurontrophic activity in brain wounds of the developing rat: correlation with implant survival in the wound cavity. Brain Res 1983; 267,N1,47-56.

574. Marshall J.F.S Ungerstedt U. Supersensitivity to apomorphine following destination of the ascending dopamine neurons: quantification using the rotational model. Eur J Pharm 1977; 41:361-367.

575. Martinez-Serrano A., Hantzopoulos P A, Bjorklund A. Ex vivo gene transfer of brain-derived neurotrophic factor to the intact rat forebrain: Neurotrophic effects on cholinergic neurons. Eur J Neurosci 1996; 8, N4:727-735.

576. Masada T., Itano T., Fujisawa M., et al. Embryonic transplantation and ischemic memory deficit. Neurosci Res 1997; 27:249-255.

577. Mason S.T., Corcoran M.E. Seizure susceptibility after depletion of spinal or cerebellar noradrenaline with 6-OHDA. Brain Res 1979; 166:418-421.

578. Matsuda M. Fibronectin and its related substances their roles in tissue repair. ConnTiss 1982; 13:177-184.

579. Matsumoto A. Neurotrophic effects of estrogen on the neonatal preoptic area grafted into the adult rat brain. Cell Tissue Res 1988; 252,N1,33-37.

580. Matsutani S., Yamamoto N. Neuronal regulation of astrocyte morphology in vitro is mediated by GABAergic signaling. Glia 1997; 20:1-9.

581. May R.M. Le greffe dans L'ocil de rat blanc adult di tissue cerebral de rat nouveau-ne'. Arch anatMicrosc 1930; 26:443-445.

582. Mayer B.W., Hay E.D., Hynes R.O. Immunocytochemical localization of fibronectin in embryonic chick trunk and area vasculosa. Dev Biol 1981; 82:267-286.

583. McCaffery C.A., Bennett M.R., Dreher B. The survival of neonatal rat retinal ganglion cells in vitro is enhanced in the presence of apropriate parts of the brain. Exp Brain Res 1982; 48,N3:377-386.

584. McConnell P., Berry M., Rees E.L., Sievers J. The injury response of nerve fibers in the anterior medullary vellum of the adult rat. Brain Res 1984; 323:257-268.

585. McConnell S.K. Migration and differentiation of cerebral cortex neurons aftertransplantation into brain of Ferrets. Science 1985; 229:1268-1271.•

586. McConnell S.K. Fates of visual cortical neurons in the ferret after isochronic and heterochronic transplantation. J Neurosci 1988; 8:945-974.

587. McConnell S.K. Strategies for the generation of neuronal diversity in the developing central nervous system. J Neurosci 1995; 15:6987-6998.

588. Mclntyre D.C., Nathanson D., Edson N. A new model of partial status epilepticus based on kindling. Brain Res 1982; 250:53-63.

589. McKeon R.J., Hake A., Silver J. Injury-induced proteoglycans inhibit the potential for laminin-mediated axon growth on astrocytic scars. Exp Neurol 1995;136:32-43.

590. McKeon R.J., Schreiber R.C., Rudge J.S., Silver J. Reduction of neurite outgrowth in a model of glial scarring following CNS injury is correlated with the expression of inhibitory molecules on reactive astrocytes. J Neurosci 1991; 11:33983411.

591. McLoon L.K., McLoon SC., Lund R.D. Cultured embryonic retinae transplanted to rat brain: differentiation and formation of projection to host superior colliculus. Brain Res J981; 226,N1,15-31.

592. McLoon S.C. Response of astrocytes in the visual system to Wallerian degeneration: An immunohistochemical analysis of laminin and glial fibrillary acidic protein (GFAP). Exp Neurol 1986; 91:613-621.

593. McLoon S.C, Lund R.D. Identification of cells in retinal transplants which project to host visual centers: a horseradish peroxidase study in rats. Brain Res 1980; 197,N2:491-495.

594. McLoon S.C., Lund R.D. Specific projections of retina transplanted to rat brain. Exp Brain Res 1980; 40:273-282.

595. McLoon S.C., McLoon L.K. Multiple trophic influences which act on developing retinal ganglion cells: studies of retinal transplants. In: Gash D, Sladek J, eds. Progress in brain research. Vol.78. Elsevier, 1988:377-381.

596. McLoon S.C., McLoon L.K., Palm S.L, Furcht LT. Transient expression of laminin in the optic nerve of the developing rat. J Neurosci 1988; 8:1981-1990.

597. McMahon A., Wong B.S., Iacopino A.M., Ng M.C," Chi S„ German D.C. Calbindin-D28k buffers intracellular calcium and promotes resistance to degeneration in PC12 cells. Brain Res Mol Brain Res 1998; 54:56-63.

598. Merzenich M.M., Kaas J.H., Wall J., Nelson R.J., Sur M., Felleman D. Topographic reorganization of somatosensory cortical areas 3B and I in adult monkeys following restricted deafferentation. Neurosci 1983; 8:33-55.

599. Mezulam M.M. The blue reaction product in horseradish peroxidase neurohistochemistry:incubation parametrs and visibility. J Histochem and Cytochem 1976;24:1273-1280.

600. Miettinen M., Koivisto E., Riekkinen P., Miettinen R. Coexistence of parvalbumin and GABA in nonpyramidal neurons of the rat entorhinal cortex. Brain Res 1996; 706:113-122.

601. Mihaly A., Szente M., Dubravcsik Z., et al. Parvalbumin- and calbindin-containing neurons express c- fos protein in primary and secondary (mirror) epileptic foci of the rat neocortex. Brain Res 1997; 761:135-145.

602. Mikhailova N.G., Zukhar A. V., Loseva E.V., Ermakova I.V. Influence of brain embryonic tissue transplantation (early period) on rat's reactions of avoiding zoosocial and artificial stimuli. Psysiology and Behavior 1991; 50:831-833.

603. Miller M.W. The migration and neurochemical differentiation of gamma-aminobutyric acid (GABA)-immunoreactive neurons in rat visual cortex as demonstrated by a combined immunocytochemical-autoradiographic technique. Brain Res 1986; 393:41-46.

604. Miller M.W. Maturation of rat visual cortex. HI. Postnatal morphogenesis and synaptogenesis of local circuit neurons. Brain Res 1986; 390:271-285.

605. Mittal S., Cohen A., Maysinger D. In vitro effects of brain derived neurotrophic factor released from microspheres. Neuroreport 1994; 5:2577-2582.

606. Miyoshi Y., Zhang Z.M., Ovadia A., et al. Glial cell line-derived neurotrophic factor-levodopa interactions and reduction of side effects in parkinsonian monkeys. Ann Neurol 1997;42:208-214.

607. Mizutani K., Kimura H. Immunohistochemical study of fibronectin immunoreactive structures demonstrated in response to brain injury of adult rats. Acta Histochem Cytochem 1987; 20,N1,87-99.

608. Moore R.Y. Principles of synaptic transmission. Ann N Y Acad Sci 1993; 695:19.

609. Moore R.Y., Bjorklund A., Stenevi U. Growth and plasticity of adrenergic neurons. In: Schmitt FO, ed. Neurosciences. Third Study Programme MH Press. USA: Cambridge,Mass., 1973:961-977.

610. Mori F., Himes B.T., Kowadi M., Murray M, Tessler A. Fetal spinal cord transplants rescue some axotomized rubrospinal neurons from retrograde cell death in adult rats. Exp Neurol 1997; 143:45-60.

611. Morissette N., Carbonetto S. Laminin a2 chain (M chain) is found within the pathway of avian and murine retinal projections. J Neurosci 1995; 15:8067-8082.

612. Moukhles H., Forni C., Nieoullon A., Daszuta A. Regulation of dopamine levels in intrastriatal grafts of fetal mesencephalic cell suspension: An in vivo voltammetric approach. Exp Brain Res 1994; 102:10-20.

613. Moukhles H., Nieoullon A., Daszuta A. Early and widespread normalization of dopamine-neuropeptide Y interactions in the rat striatum after transplantation of fetal mesencephalon cells. Neurosci 1992; 47:781-792.

614. Mudrick L.A., Leung P.P-H, Baimbridge K.G., Miller J.J. Neuronal transplants used in the repair of acute ischemic injury in the central nervous system. Progr Brain Res 1988; 78,87-93.

615. Mufson E.J., Labbe R., Stein D.G. Morphologic features of embiyonic neocortex grafts in adult rats following frontal cortical ablation. Brain Res 1987; 401,N1,162-167.

616. Muller R.H., Best J. Ocular dominance plasticity in adult cat visual cortex after transplantation of cultured astrocytes. Nature 1989; 342:427-430.

617. Muma N.A., Slunt H.H., Hoffman P.N. Postnatal increases in neurofilament gene expression correlate with the radial growth of axons. J Neurocytol 1991; 20:844-854.

618. Murata Y., Chiba T., Brundin P., Bjorklund A., Lindvall O. Formation of synaptic graft-host connections by noradrenergic locus coeruleus neurons transplanted into the abult rat hippocampus. Exp Neurol 1990; 110:258-267.

619. Mynlieff M., Dunwiddie T. Electrophysiological analysis of synaptic transmission between intraocular hippocampus/locus coeruleus co-transplants. Brain Res 1990; 515:135-142.

620. Neafsey E., Sorensen J., Tonder N. Castro A.J. Fetal cortical transplants into neonatal rats respond to thalamic and peripheral stimulation in the adult. An electrophysiological study of single-unit activity. Brain Res. 1989; 493:33-40.

621. Ness R., David S. Leptomeningeal cells modulate the neurite growth promoting properties of astrocytes in vitro. Glia 1997; 19:47-57.

622. Nieto-Sampedro M. Injury-itfduced neuronotrophic activity in adult rat brain: correlation with survival of delayed implants in the wound cavity. J Neurosci 1983; 3,N11,219-229.

623. Nikkhah G., Cunningham M.G., McKay R., Bjorklund A. Dopaminergic microtransplants into the substantia nigra of neonatal rats with bilateral 6-OHDA lesions. II. Transplant-induced behavioral recovery. J Neurosci 1995; 15:3562-3570.

624. Nikkhah G., Duan W.M., Knappe U., Jodicke A., Bjorklund A. Restoration of complex sensorimotor behavior and skilled forelimb use by a modified nigral cell suspension transplantation approach in the rat Parkinson model. Neurosci 1993; 56:33-43.

625. Nilsson O.G. Spatial learning and memory following ftmbrai-fornix transection and grafting of fetal septal neurons to the hippocampus. Exp Brain Res 1987;67,N1,195-216.

626. Nornes H., Bjorklund A., Stenevi U. Embryonic CNS tissue implanted into the adult spinal cord. Soc Neurosci Abstr 1981; 7:p.678.

627. Noraes H., Bjorklund A., Stenevi U. Reinnervation of the denervated adult spinal cord of rats by intraspinal transplants of embryonic brain stem neurons. Cell Tissue Res 1983; 230,N1,15-35.

628. Nornes H., Bjorklund A., Stenevi U. Transplantation strategies in spinal cord regeneration. In: Sladek JR,Jr., Gash DM, eds. Nueral Transplants. New York: Plenum Press, 1984:407-421.

629. Nunn J., Hodges H. Cognitive deficits induced by global cerebral ischaemia: Relationship to brain damage and reversal by transplants. Behav Brain Res 1994; 65:1-31.

630. ODonohue T.L., Chronwall B.M., Pruss R.M.,'et al. Neuropeptide Y and peptide YY neuronal and endocrine systems. Peptides 1985; 6:755-768.

631. O'Leary D.D.M., Fawcett J.M., Cowan W.M. Topographic targeting errors in the retinocollicular projection and their elimination by selective ganglion cell death. J Neurosci 1986; 6:3692-3705.

632. Oblinger M.M., Das G.D. Connectivity of neural transplants in adult rats: analysis of afferents and efferents of neocortical transplants in the cerebellar hemisphere. Brain Res 1982; 249,N1,31-49.

633. Oblinger M.M., Hallas B.U., Das G.D. Neocortical transplants in the cerebellum of the rat: their afferents and efferents. Brain Res 1980; 189,N1,228-232.

634. Okoye G.S., Powell E.M., Geller H.M. Migration of A7 immortalized astrocytic cells grafted into the adult rat striatum. J Comp Neurol 1995; 362:524-534.

635. Olson J.J., Beck D.W., Warner D.S., Coester H. The role of new vessels and macrophages in the development and resolution of edema following a cortical freeze lesion in the mouse. J Neuropath Exp Neurol 1987; 46,N6,682-694.

636. Olson L. Neurotrophins in neurodegenerative disease: teoretical issue and clinical trials. Neurochem Int 1994; 25, N1:1-3.

637. Olson L., Bjorklund H., Hoffer B.J. Camera bulbi anterior new vistas on a classical locus for neural tissue transplantation. In: Sladek JR,Jr., Gash DM, eds. Neural Transplants. New York: Plenum Press, 1984:125-165.

638. Olson L., Bjorklund H., Palmer M., Hoffer B. Brain transplants in oculo: Anatomical and physiological insights. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural

639. Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:365-387.

640. Olson L., Seiger A., Alund M. Locus coeruleus fiber frowth in oculo induced by trigeminotomy. Med Biol 1978; 56,23-27.

641. Onizuka K., Fukuda A., Kunimatsu M., et al. Early cytopathic features in rat ischemia model and reconstruction by neural graft. Exp Neurol 1996; 137:324-332.

642. Palmer M., Bjorklund H., Olson L., Hoffer B. Tropic effects of brain areas on the developing cerebral cortex: II.Electrophysiology of intraocular grafts. Dev Brain Res 1983; 6,N2,141-148.

643. Pearlman A.L., Kim H.G., Schmitt G. Early cortical afferents arrive after fibronectin-like immunoreactivity appears in their migratory pathway. Soc Neurosci Abstr 1986; 12:502.

644. Pechan P.A., Yoshida T., Panahian N. Moskowitz M.A., Breakefield X.O. Genetically modified fibroblasts producing NGF protect hippocampal neurons after ischemia in the rat. Neuroreport 1995; 6:669-672.

645. Perlow M., Freed W., Hoffer B. J., Seiger A., Olson L., Wyatt R. Brain grafts reduce motor abnormalities produced by destruction of nigrostriataldopamin system. Science 1979; 204,N11,643-647.

646. Peters A., Vaughn J.E. Microtubules filaments in the axons and astrocytes of early postnatal rat optic nerves. J Cell Biol 1967; 32:113-119.

647. Pfrieger F.W., Barres B. A. New views on synapse-glia interactions. Curr Opin Neurobiol 1996; 6:615-621.

648. Plaschke M.s Souphanthong M.s Wenzel J. Morphological alterations of hippocampal pyramidal neurons heterotopically transplanted into the somatosensory cortex of adult rats: A quantitative Golgi study. Anat Embiyol (Berl) 1995; 192:351361.

649. Plumet J. Fetal cortical transplants reduce motor deficits resulting from neonatal damage to the rat's frontal cortex. Neurosci Lett 1990; 109,N1-2,102-106.

650. Plumet J., Ebrahimi A., Guitet J., Roger M. Partial Recovery of Skilled Forelimb Reaching After Transplantation of Fetal Cortical Tissue in Adult-Rats with Motor Cortex Lesion Anatomical and Functional-Aspects. Rest Neurol Neurosci 1993; 6:927.

651. Polezhaev L. V., Alexandrova M.A. Transplantation of embryonic brain tissue into the brain of adult rats after hypoxic hypoxia. J Hirnforsch 1984; 25:99-106.

652. Polezhaev L.V., Alexandrova M.A., Girman S.V. Normalization of dystrophic brain cortex neurons after hypoxia and transplantation of embryonic nervous tissue in rats. J Hirnforsch 1986; 27, N5:501-513.

653. Polezhaev L.V., Alexandrova M.A., Kleschinov V.N. DNA synthesis and mitotic division of cortical neurons in adult rats upon intrabrain transplantation of embryonic nervous tissue. J Hirnforsch 1988; 29,N6,673-682.

654. Polezhaev L.V., Alexandrova M.A., Vitvitsky V.N., Cherkasova L.V., Girman SV. Changes of DNA synthesis in brain cortical cells after transplantation of embryonic nervous tissue into the brain of rats after hypoxia. J Hirnforsch 1988; 29:669-672.

655. Polezhaev L.V., Alexandrova M.A., Vitvitsky V.N., Cherkasova L. V., Saburina IN, Girman SV. Normalization of protein synthesis in bràin cortex of rats after hypoxia by transplantation of embryonic nervous tissue. J Hirnforsch 1989; 30:457459.

656. Potts J R., Campbell I.D. Structure and function of fibronectin modules. Matrix Biol 1996; 15:313-320.

657. Privât A., Mansour H., Pavy A., Geffard M., Sandillon F. Transplantation of dissociated foetal serotonin neurons onto the transected spinal cord of adult rats. Neurosci Lett 1986; 66SN 1,61-66,

658. Pundt L.L., Kondoh T., Low W.C. The fate of human glial cells following transplantation in normal rodents and rodent models of neurodegenerative disease. Brain Res 1995; 695:25-36.

659. Radel J.D., Kustra D.J., Das S., Elton S., Lund R.D. The pupillary light response: Assessment of function mediated by intracranial retinal transplants. Neurosci 1995; 68:909-924. .

660. Raedler E., Raedler A. Autoradiographic study of early neurogenesis in rat neocortex. Anat Embryol (Berl) 1978; 154,(3):267-284.

661. Raju T., Bignami A., Dahl D. In vivo and in vitro differentiation of neurons and astrocytes in in the rat embryo. Immunofluorescence study with neurofilament and glial antisera. Dev Biol 1981; 85:344-357.

662. Rakic P. Neuronal-glial interaction during brain development. Trends Neurosci 1981;4:184-187.

663. Rakic P. Early development events:cell lineages, aquisition of neuronal position and laminar development. Neurosci Res Prog Bull 1982; 40, N 4:439-451.

664. Ramon y Cajal S. Degeneration and Regeneration of the Nervous System, vol. 1. London: Humphrey.Milford: Oxford University Press, 1928:1-396.

665. Reh T., Kalil K. Functional role of regrowing pyramidal tract fibers. J Comp Neurol 1982;211:276-283.

666. Reier P. J., Bregman B.S., Wujek J.R. Intraspinal transplantation of embryonic spinal cord tissue in neonatal and adult rats. J Comp Neurol 1986; 247,N2,275-296.

667. Ribotta M.G.Y, Roudet C., Sandillon F., Privat A. Transplantation of embryonic noradrenergic neurons in two models of adult rat spinal cord injury: Ultrastructural immunocytochemical study. Brain Res 1996; 707:245-255.

668. Richards S.J., Raisman G. Transplantation of vasopressin rich, embryonic tissue into the Brattleboro rat. Abstracts E K Fernstrom Symposium "Transplantation in the mammalian CNS" Lund S 1984; p. 19.(abstract)

669. Richardson P.M., McGuinness U.M., Aguayo A.J. Axons from CNS neurones regenerate into PNS grafts. Nature 1980; 284:264-265.

670. Riggott M.J., Moody S.A. Distribution of laminin and fibronectin along peripheral trigeminal axon pathways in the developing chick. J Comp Neurol 1987; 258:580-596.

671. Risling M., Fried K., Linda H., Carlstedt T„ Cullheim S. Regrowth of motor axons following spinal cord lesions -distribution of laminin and collagen in the CNS scar tissue. Brain Res Bull 1993; 30:405-414.

672. Robertson P.L., Dubois M., Bowman P.D., Goldstein G.W. Angiogenesis in developing rat brain: An in vivo and in vitro study, Dev Brain Res 1985; 23:219-223.

673. Rogers S.L., Edson K.J., Letourneau P.C., McLoon S.C. Distribution of laminin in the developing peripheral nervous system of the chick. Dev Biol 1986; 113:429435.

674. Rogers S.L., Letourneau PC., Palm S.L., McCarthy J., FurchtL.T. Neurite extension by peripheral and nervous system neurone in response to substratum-bound fibronectin and laminin. Dev Biol 1983; 96:212-220.

675. Romberger D.J. Fibronectin. Int J Biochem Cell Biol 1997; 29:939-943.

676. Rosario C.M., Dubovy P., Sidman R.L., Aldskogius H. Peripheral target reinnervation following orthotopic grafting of fetal allogeneic and xenogeneic dorsal root ganglia. Exp Neurol 1995; 132:251-261.

677. Rosenblad C., Martinez-Serrano A., Bjorklund A. Glial cell line-derived neurotrophic factor increases survival, growth and function of intrastriatal fetal nigral dopaminergic grafts. Neurosci 1996; 75:979-985.

678. Rossi F., Jankovski A., Sotelo C. Differential regenerative response ofPurkinje cell and inferior olivary axons confronted with embryonic grafts: Environmental cues versus intrinsic neuronal determinants. J Comp Neurol 1995; 359:663-677.

679. Rouse R.V., Sotelo C. Grafts of dissociated cerebellar cells containing Purkinje cell precursors organize into zebrin I defined compartments. Exp Brain Res 1990; 82:401-407.

680. Rudge J.S., Silver J. Inhibition of neurite outgrowth on astroglial scars in vivo. Neurosci 1990; 10:3594-3603.

681. Saji M., Reis D.J. Delayed transneuronal death of substantia nigra neurons prevented by gamma-aminobutyrid'acid agonist. Science 1987; 235:66-69.

682. Saltykow D. Versuche uber Gehirnreplantation, zugleich ein Beitrag zur Kenntniss reactiver Vorgange an den zelligen Gehirnelementen. Arch Psychiatr 1905; 40:329-388.

683. Sancho-Tello M.„ Vall,s S., Montoliu C, Renau-Piqueras J., Guerri C. Developmental pattern of GFAP and vimentin gene expression in rat brain and in radial glial cultures. Glia 1995; 15:157-166.

684. Sanes J.R. Extracellular matrix molecules that influence neural development. Ann Rev Neurosci 1989; 12:491-516.

685. Santacana M, Heredia M., Valverde F. Transplant connectivity in the rat cerebral cortex. A carbocyanine study. Dev Brain Res 1990; 56:217-222.

686. Sasaki H., Coffey P., Villegas-Perez M.P., et al. Light induced EEG desynchronization and behavioral arousal in rats with restored retinocollicular projection by peripheral nerve graft. Neurosci Lett 1996; 218:45-48.

687. Schachner M. Glial antigenes and the expression of neurologial phenotypes. Trends Neurosci 1982; 5:225-229.

688. Schlaepfer W.W., Freeman L.A. Neurofilament proteins of rat peripheral nerve and spinal cord. J Cell Biol 1978; 78:653.

689. Schmidt R.H., Bhatnagar R.K. Critical periods for noradrenergic regeneration in rat brain regions following neonatal subcutaneous 6-hydroxydopamine. Life Sci 1979; 25:1641-1650.

690. Schmidt R.H., Bjorklund A., Loren J. Neuron-target' interactions in the development of central catecholamine systems. In: Larrod, Feldman, eds. Development in the Nervous System. Cambridge: Cambridge University Press, 1981:85-106.

691. Schmidt R.H., Kasik S.A., Bhatnagar R.K. Regenerative critical periods for locus coeruleus in postnatal rat pups following intracisternal 6-hydroxydopamine: A model of noradrenergic development. Brain Res 1980; 191:173-190.

692. Schoups A.A., Elliott R.C., Friedman W.J., Black I.B. NGF and BDNFare differentially modulated by visual experience in the developing geniculocortical pathway. Dev Brain Res 1995; 86:326-334.

693. Schwab M.E., Thoenen H. Dissociated neurons regenerate into sciatic but not optic nerve explants in culture irrespective of neurotrophic factors. Neurosci 1985; 5:2415-2423.

694. Schweigerer L., Neufeld G., Friedman J. Capillary endothelial cells express basic fibroblast growth factor, a mitogen that promotes their own growth. Nature 1987; 325:257-259.

695. Scott D.E. Fetal hypothalamic transplants: neuronal and neurovascular interrelationships. Neurosci Lett 1984; 51,N1,93-98.

696. Scott D.E, Sherman D.M. Neuronal and neurovascular integration following transplantation of the fetal hypothalamus into the cerebral ventrickle of adult Brattleboro rats. Brain Res Bull 1984; 12,N5,453-467.

697. Sefton A. J., Lund R. Cotransplantation of embryonic mouse retina with tectum, diencephalqn, or cortex to neonatal rat cortex. J Comp Neurol 1988; 269,N4,548-564.

698. Segal M., Bjorklund A., Gage F.H. Transplanted septal neurons make viable cholinergic synapses with a host hippocampus. Brain Res 1985; 336,N2,302-308.

699. Segal M., Stenevi U., Bjorklund A. Reformation in adult rats of functional septo-hippocampal connections by septal neurons regenerating across an embryonic hippocampal tissue bridge. Neurosci Lett 1981; 27,N1,7-12.

700. Seiler M., Turner J.E. The activities of host and graft glial cells following retinal transplantation into the lesioned adult rat eye: developmental expression of glial markers. Dev Brain Res 1988; 43,N1,111-122.

701. Shapiro M.L., Simon D., Olton D.S., Gage F.H., Bjorklund A., Stenevi U. Brain transplants can they restore single unit activity in the hippocampus. Ann N Y Acad Sci 1984; 444,636-538.

702. Shapiro M.L., Simon D.K., Olton D.S., Gage F.H., Nilsson 0„ Bjorklund A. Intrahippocampal grafts of fetal basal forebrain tissue alter place fields in the hippocampus of rats with fimbria-fornix lesions. Neurosci 1989; 32,N1,1-18.

703. Sharp F.R., Gonzalez M.F. Fetal cortical transplants ameliorate thalamic atrophyipsilateral to neonatal frontal cortex lesions. Neurosci Lett 1986; 71,N2,247-251.

704. Sheen V.L., Macklis J.D. Targeted neocortical cell death in adult mice guides migration and differentiation of transplanted embryonic neurons. J Neurosci 1995; 15:8378-8392.

705. Shen L.Y., Figurov A., LuB. Recent progress in studies of neurotropic factors and their clinical implications. J Mol Med 1997; 75:637-644.

706. Shetty A.K., Turner D.A. Development of fetal hippocampal grafts in intact and lesioned hippocampus. Prog Neurobiol 1996; 50:597-653.

707. Shetty A.K., Turner D.A. Development of long-distance efferent projections from fetal hippocampal grafts depends upon pathway specificity and graft location in kainate-lesioned adult hippocampus. Neurosci 1997; 76:1205-1219.

708. Shetty A.K., Turner D.A. Fetal hippocampal cells grafted to kainate-lesioned С A3 region of adult hippocampus suppress aberrant supragranular sprouting of host mossy fibers. Exp Neurol 1997; 143:231-245.

709. Shibayama M., Mutsui N., Himes B., Murray M., Tessler A. Critical interval for rescue of axotomized neurons by transplants. Neuroreport 1998; 9:11-14.

710. Shigematsu K., Kamo H., Akiguchi I., Kameyama M., Kimura H. Neovascularization of transplanted central nervous tissue suspensions: an immunohistochemical study with laminin. NeurosciLett 1989; 99,Nl-2,18-23.

711. Shinoda M., Hudson J.L., Stromberg I., Hoffer BJ., Moorhead J.W., Olson L. Allogeneic grafts of fetal dopamine neurons: Immunological reactions following active and adoptive immunizations. Brain Res 1995; 680:180-195.

712. Shoham S., Baker W.A., Norris P.J., Emson P.C. Calbindin D28K and parvalbumin gene expression in rat embryonic ventral forebrain grafts, Exp Brain Res 1998;118:551-563.

713. Sievers J., Hausmann B., Berry M. Fetal brain grafts rescue adult retinal ganglion cells from axotomy-induced cell death. J Comp Neurol 1989; 281,N3,467-478.

714. Skagerberg G., Emson P.C., Bjorklund A. Transplantation of iridis or sensory ganglia to the anterior eye chamber of the rat: survival and sprouting of substance P-containing neurons. Neurosci Lett 1982; 28,N1,29-34.

715. Smalheiser N.R., Crain S.M., Reid L.M. Laminin as a substrate for retinal axons in vitro. Dev Brain Res 1984; 12:136-140.

716. Smialowska M. An inhibitory dopaminergic regulation of the neuropeptide Y immunoreactivity expression in the rat cerebral cortex neurons. Neurosci 1995; 66:589-595.

717. Smith G., Silver J. Transplantation of immature and mature astrocytes and their effect on scar formation in lesioned central nervous system. Prog Brain Res 1988; 78:353-361.

718. Smith G., Silver J., Miller R. Migration of astrocytes in vitro alters the extend and molecular basis of neurite outgrowth. Dev Biol 1990; 138:377-390.

719. Smith G.M., Miller R.H., Silver J. Changing role of forebrain astrocytes during development, regeneration failure, and induced regeneration upon transplantation. J Comp Neurol 1986; 251,N1,23-43.

720. Smith G.M., Miller R.H., Silver J. Astrocyte transplantation induces callosal regeneration in postnatal acallosal mice. Ann N Y Acad Sci 1987; 495,185-206.

721. Smith L.M., Ebner F.F. The differentiation of non-neuronal elements in neocortical transplants. In: Neural Transplantation and Regeneration. New York,Inc.: Springer-Verlag, 1986:81-101.

722. Snyder E.Y., Yoon C., Flax J.D., Macklis J.D. Multipotent neural precursors can differentiate toward replacement of neurons undergoing targeted apoptotic degeneration in adult mouse neocortex. Proc Natri Acad Sci USA 1997; 94:1166311668.

723. Sofroniew M.V., Isacson 0.» Bjorklund A. Cortical grafts prevent atrophy of cholinergic basal nucleus neurons induced by excitotoxic cortical damage. Brain Res 1986; 378,N2,409-415.

724. Sofroniew M.V., Pearson R.C.A., Isacson 0., Bjorklund A. Experimental studies on the induction and prevention of retrograde degeneration of basal forebrain cholinergic neurons. Progr Brain Res 1986; 70:363-389.

725. Sommer C., Bele S., Kiessling M. Expression of cerebellar specific glutamate and GABAA receptor subunits in heterotopic cerebellar grafts. Dev Brain Res 1997; 102:225-230.

726. Sorensen J., Wanner-Olsen H., Tonder N., Danielsen E., Castro A.J, Zimmer J. Axotomized, adult basal forebrain neurons can innervate fetal frontal cortex grafts: a double fluorescent tracer study in the rat. Brain Res 1990; 81:545-551.

727. Sorensen J.C., Wanner-Olsen H., Tonder N. Danielsoen E., Castro A.J., Zimmer J. Axotomized, adult basal forebrain neurons can innervate fetal frontal cortex grafts: a double fluorescent tracer study in the rat. Exp Brain Res 1990; 81,N3,545-551.

728. Sorensen J.C., Zimmer J., Castro A.J. Fetal cortical transplants reduce the thalamic atrophy induced by frontal cortical lesions in newborn rats. Neurosci Lett 1989; 98,N1,33-38.

729. Sorensen T., Finsen B., Zimmer J. Nerve connections betweem mouse and rat hippocampal brain tissue: ultrastructural observations after intracerebral xenografting. Brain Res 1987; 413,N2,392-397.

730. Soriano M.A., Ferrer I., Rodriguez-Farr E., Planas A.M. Apoptosis and c-Jun in the thalamus of the rat following cortical infarction. Neuroreport 1996; 7:425-428.

731. Sotelo C., Alvarado-Mallart R.M. Reconstruction of the defective cerebellar circuitry in the adult Purkinje cell degeneration mutant mice by Purkinje cell replacement through transplantation of solid embryonic inmliants. Neurosci 1987; 20:1-22.

732. Stafekhina V.S., Bragin A.G., Vinogradova O.S. Integration of hippocampal suspension grafts with host neocortex. Neurosci 1995; 64:643-651.

733. Stanfield B.B., O'Leary D.D. Fetal occipital cortical neurones transplanted to the rostral cortex can extend and maintain a piramidal tract axon. Nature 1985; 313:135137.

734. Stein D.G., Mufson E.J. Morphological and behavioral characteristics of embryonic brain tissue transplantsin adult, brain-damaged subjects. Ann N Y Acad Sci 1987; 495,444-464.

735. Stenevi U., Bjorklund A., Svengaard N.A. Transplantation of central and peripheral monoamine neurons to the adult rat brain: techniques and conditions for survival. Brain Res 1976; 114,N1,1-20.

736. Stenevi U., Kromer L.F., Gage F.H., Bjorklund A. Solid neural grafts in intracerebral transplantation cavities. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:41-50.

737. Stewart G.R., Pearlman A.L. Fibronectin-like immunoreactivity in the developing cerebral cortex. J Neurosci 1987; 7:3325-3333.

738. Stichel C.C., Muller H.W. Relationship between injury-induced astrogliosis, laminin expression and axonal sprouting in the adult rat brain. J Neurocytol 1994; 23:615-630.

739. Sunde N., Zimmer J. Effects of host afferents on the laminar terminal patterns of fascia dentata transplants. Neurosci Lett 1982; Suppl.l0,p.465.

740. Sunde N., Zimmer J. Cellular, histochemical and connective organization of the hippocampus and fascia dentata transplanted to different regions of immature and adult rat brains. Dev Brain Res 1983; 8,N2-3,165-191.

741. Sunde N., Zimmer J., Laurberg S. Repair of neonatal irradiation-induced damage to the fascia dentata. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:301-308.

742. Swenson R.S., Shaw P., Alones V., Kozlowski G., Zimmer J., Castro AJ. Neocortical transplants grafted into the newborn rat brain demonstrate a blood-brain bsarrier to macromolecules. Neurosci Lett 1989; 100:35-39.

743. Stanfield B.B., O'Leary D.D. Fetal occipital cortical neurones transplanted to the rostral cortex can extend and maintain a piramidal tract axon. Nature 1985; 313:135137.

744. Stein D.G., Mufson E.J. Morphological and behavioral characteristics of embryonic brain tissue transplantsin adult, brain-damaged subjects. Ann N Y Acad Sci 1987; 495,444-464.

745. Stenevi U., Bjorklund A., Svengaard N. A. Transplantation of central and peripheral monoamine neurons to the adult rat brain: techniques and conditions for survival. Brain Res 1976; 114,N1,1-20.

746. Stenevi U., Kromer L.F., Gage F.H., Bjorklund A. Solid neural grafts in intracerebral transplantation cavities. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:41-50.

747. Stewart G.R., Pearlman A.L. Fibronectin-like immunoreactivity in the developing cerebral cortex. J Neurosci 1987; 7:3325-3333.

748. Stichel C.C., Muller H.W. Relationship between injury-induced astrogliosis, laminin expression and axonal sprouting in the adult rat brain. J Neurocytol 1994; 23:615-630.

749. Sunde N. Zimmer J. Effects of host afferents on the laminar terminal patterns of fascia dentata transplants. Neurosci Lett 1982; Suppl.l0,p.465.

750. Sunde N., Zimmer J. Cellular, histochemical and connective organization of the hippocampus and fascia dentata transplanted to different regions of immature and adult rat brains. Dev Brain Res 1983; 8,N2-3,165-191.

751. Sunde N., Zimmer J., Laurberg S. Repair of neonatal irradiation-induced damage to the fascia dentata. In: Bjorklund A, Stenevi U, eds. Neural Grafting in the Mammalian CNS. Amsterdam. New York. Oxford: Elsevier, 1985:301-308.

752. Swenson R.S., Shaw P., Alones V., Kozlowski G., Zimmer J., Castro AJ. Neocortical transplants grafted into the newborn rat brain demonstrate a blood-brain bsarrier to macromolecules. Neurosci Lett 1989; 100:35-39.

753. Sykorova J., Mares V., Bruckner G. An autoradiographic study of cells formation in the developing rat brain. In: Trojan S, Stastny F, eds. Ontogenesis of the brain (4). Praga: Universita Karlova, 1987:95-100.

754. Sykorova J., Mares V., Bruckner G. An autoradiographic study of cell formation in the developing rat brain. Ontog Brain (Praha) 1987; vol 4,95-100.

755. Tandon P., McLamb R.L., Novicki D, Shuey D.L., Tilson H.A. Fetal hippocampal cell suspensions ameliorate behavioral effects of intradendate colchicine in the rat. Brain Res 1988; 473,N2,241-248.

756. Tarricone B.J., Simon J.R., Li Y.J., Low W.C. Neural grafting of cholinergic neurons in the hippocampal formation. Behav Brain Res 1996; 74:2544.

757. Tempia F., Bravin M., Strata P. Postsynaptic currents and short-term synaptic plasticity in Purkinje cells grafted onto an uninjured adult cerebellar cortex. Eur J Neurosci 1996; 8:2690-2701.

758. Thanos S., Bahr M., Barde Y., Vanselow J. Survival and axonal elongation of adult rat retinal ganglion cells. In vitro effects of lesioned sciatic nerve and brain derived neurotrophic factor. Eur J Neurosci 1989; 1:19-26.

759. Thompson W.G. Successful brain grafting. N Y Med J 1890; 51,N.,701-702.:

760. Tillotson G.L., Schulz M.K., Hogan T.P. Analysis of neocortical grafts placed into focal ischemic lesions in adult rats. Neurosci Lett 1995; 201:69-72.

761. Triarhou L.C. The cerebellar model of neural grafting: Structural integration and functional recovery. Brain Res Bull 1996; 39:127-138.

762. Trok K., Hoffer B., Olson L.«Glial cell line-derived neurotrophic factor enhances survival and growth of prenatal and postnatal spinal cord transplants. Neurosci 1996; 71:231-241.

763. Tsacopoulos M., Magistretti P.J. Metabolic coupling between glia and neurons. J Neurosci 1996; 16:877-885.

764. Tsubaki S.T., Brightman M.W., Nakagawa H. Local blood flow and vascular permeability of autonomic ganglion-transplants in the brain. Brain Res 1987; 424,N1,71-83.

765. Tsuchiyama M., Kubota Y., Sugita M., Usuda S., Yamano M., Tohyama M. Direct synaptic contacts of catecholamine fibers on neuropeptide Y- containing neurons of the rat cerebral cortex. Brain Res 1989; 494:168-171.

766. Tuba A., Kollai L„ Kolmon M. A rapid replacement of vimentin-containing radial glia by glial fibrillary acidic protein-containing astrocytes in transplanted telencephalon. J Neural Transplant Plast 1997; 6:21-29.

767. Turner J.E., Barde Y., Schwab M.E., Thoenen H. Extract from brain stimulates neurite outgrowth from fetal rat retinal explants. Dev Brain Res 1982; 6:77-83.

768. Tuszynski M.H., Gage F.H. Bridging grafts and transient nerve growth factor infusions promote long-term central nervous system neuronal rescue and partial functional recovery. Proc Natn Acad Sci USA 1995; 92:4621-4625.

769. Uylings H.B.M, Delalle I. Morphology of neuropeptide Y-immunoreactive neurons and fibers in human prefrontal cortex during prenatal and postnatal development. J Comp Neurol 1997; 379:523-540.

770. Vaheri A., Ruoslahti E., Westermark B., Ponten J. A common cell tipe specific surface antigen in cultured human glial cells and fibroblasts: loss in malignant cells. J Exp Med 1976; 143:64-72.

771. Valtin H. Hereditary hypothalamic diabetes insipidus in rats (Brattleboro strain). Am J Med 1967; 42:814-827.

772. Vanselow J., Schwab M.E., Thanos S. Responses of regenerating rat retinal ganglion cell axons to contacts with central nervous myelin in vitro. Eur J Neurosci 1990;2:121-125.

773. Varon S., Manthorpe M., Williams L.R., Gage F.H. Neuronotrophic factors and their involvement in the adult central nervous system. Aging 1986; 32,259-286.

774. Vejsada R., Sagot Y., Kato A.C. BDNF-mediated rescue of axotomized motor neurons decreases with increasing dose. Neuroreport 1994; 5:1889-1892.

775. Ventimiglia R., Mather P.E., Jones B.E., Lindsay R.M. The neurotrophins BDNF, NT-3 and NT-4/5 promote survival and morphological and biochemical differentiation of striatal neurons in vitro. Eur J Neurosci 1995; 7:213-222.

776. Vemadakis A. Glia-neuron intercommunications and synaptic plasticity. Prog Neurobiol 1996; 49:185-214.

777. Vezzani A., Monhemius R., Tutka P., Milani R., Samanin R. Functional activation of somatostatin- and neuropeptide Y-containing neurons in the entorhinal cortex of chronically epileptic rats. Neurosci 1996; 75:551-557.

778. Vidal-Sanz M., Bray G.M., Aguayo A.J. Regenerated synapses persist in the superior colliculus after the regrowth of retinal ganglion cell axons. Neurocytol 1991; 20:940-952.

779. Vignais L., Nait Oumesmar B., Mellouk F., et al. Transplantation of oligodendrocyte precursors in the adult demyelinated spinal cord: migration and remyelination. Int J Dev Neurosci 1993; 11:603-612.

780. Vinogradova O.S. Some factors controlling morpho-functional integration of the transplanted embryonic brain tissue. Zh Vyssh Nerv Deiat Im IP Pavlova 1994; 44:414-430.

781. Wahle P., Reimann S. Postnatal developmental changes of neurons expressing calcium-binding proteins and GAD mRNA in the pretectal nuclear complex of the cat. Brain Res Dev Brain Res 1997; 99:72-86,

782. Wall P.D., Egger M.D. Formation of new connexions in adult rat brains after partial deafferentation. Nature 1971; 232:542-545.

783. Walton J., Pruss J., Bond N.W. Foetal brain cell implants improve memory in rats. Neurosci Lett 1989; Suppl.34,p.48.

784. Wang Y., Tien L.T., Lapchak P.A., Hoffer BJ. GDNF triggers fiber outgrowth of fetal ventral mesencephalic grafts from nigra to striatum in 6-OHDA-lesioned rats. Cell Tissue Res 1996; 286:225-233.

785. Watts R.L., Subramanian T., Freeman A., et al. Effect of stereotaxic intrastriatal cografts of autologous adrenal medulla and peripheral nerve in Parkinson's disease: Two-year follow-up study. Exp Neurol 1997; 147:510-517.

786. Wendt J.S., Fagg G.E., Cotman C.W. Regeneration of rat hippocampal fimbria fibers after fimbria transection and peripheral nerve or fetal hippocampal implantation. Exp Neurol 1983; 79,N2,452-461.

787. White J.D., Kershaw M. Increase hypothalamic neuropeptide Y espression following food deprivation. Molec cell neurosci 1990; 1:41-48.

788. Whittemore S.R., Nieto-Sampedro M., Needels D.L., Cotman C.W. Neuronotrophic factors for mammalian brain neurons: injury induction in neonatal, adult and aged rat brain. Dev Brain Res 1985; 20:169-178.

789. Widner H., Tetrad J., Rehnerona S., et al. Bilateral fetal mesencephalic grafting in two patients with parkinsonism induced by l-methyl-4-phenyl-1.2.3.6.-tetrahydropyridine (MPTP). N Engl J Med 1992; 327:1556-1563.

790. Willard M., Simon C. Modulation of neurofilament axonal transport during the development of rabbit retinal ganglion cells. Cell 1983; 35,551-559.

791. Willis RA. Experiments on the intracerebral implantation of embryo tissues in rats. Proc Royal Soc London,Ser B 1935; 117:400-412.

792. Yamamoto C., Kawana E. Immunohistochemical detection of laminin and vimentin in the thalamic VB nucleus after ablation of somatosensory cortex in the rat. Okajimas Folia Anat Jpn 1990; 67:21-29.

793. Young G.M., Levison S.W. Persistence of multipotential progenitors in the juvenile rat subventricular zone. DevNeurosci 1996; 18:255-265.

794. Yurek D.M., Lu W., Hipkens S., Wiegand S.J. BDNF enhances the functional reinnervation of the striatum by grafted fetal dopamine neurons. Exp Neurol 1996; 137:105-118.

795. Zak N.B., Harel A., Bawnik Y., Benbasal S., Vogel Z., Schwartz M. Laminin-immunoreactive sites are induced by growth-associated triggering factors in injured rabbit optic nerve. Brain Res 1987; 408:263-266.

796. Zerlin M., Goldman J.E. Interactions between glial progenitors and blood vessels during early postnatal corticogenesis: Blood vessel contact represents an early stage of astrocyte differentiation. J Comp Neurol 1997; 387:537-546.

797. Zerlin M., Levison S.W., Goldman J.E. Early patterns of migration, morphogenesis, and intermediate filament expression of subventricular zone cells in the postnatal rat forebrain. J Neurosci 1995; 15:7238-7249.

798. Zhang W., Lee W.H., Triarhou L.C. Grafted cerebellar cells in a mouse model of hereditary ataxia express IGF-I system genes and partially restore behavioral function. Nature Med 1996;2:65-71.

799. Zhou C.F., Lindsay R.M., Lawrence J.M., Raisman J. Extent of survival and vascularization of adult superior cervical sympathetic or nodose ganglia transplanted into the septal niclei or choroid fissure of adult rats. Neurosci 1986; 17,N3,803-813.

800. Zhou F.C., Azmitia E.C. Laminin facilitates the fiber growth of transplanted neurons in adult brain. J Chem Neuroanat 1988; 1:133-146.220

801. Zhou F.C., Buckwald N., Hull C., Towle A. Neuronal and glial elements of fetal neostriatal grafts in the adult neostriatum. Neurosci 1989; 30,N1,19-32.

802. Zhou H.F., Lee L.H., Lund R.D. Timing and patterns of astrocyte migration from xenogeneic transplants of the cortex and corpus callosum. J Comp Neurol 1990; 292:320-330.

803. Zhou H.F., Lund R.D. Neonatal host astrocyte migration into xenogeneic cerebral cortical grafts. Dev Brain Res 1992; 65:127-131.

804. Zhou J.W., Bradford H.F., Stern G.M. Induction of dopaminergic neurotransmitter phenotype in rat embryonic cerebrocortex by the synergistic action of neurotrophins and dopamine. Eur J Neurosci 1996; 8:2328-2339.

805. Zhou J.W., Bradford H.F., Stern G.M. Influence of BDNF on the expression of the dopaminergic phenotype of tissue used for brain-transplants. Dev Brain Res 1997; 100:43-51.

806. Zhuravleva Z.N. Ultrastructural signs of regenerative-degenerative processes in long-term dentate fascia grafts. J Neural Transplant Plast 1994; 5:183-197.

807. Zhuravleva Z.N, Vinogradova OS. Intracortical dentate fascia grafts: Mossy fiber synapses in the host neocortex. J Neural Transplant Plast 1994; 5:169-182.

Информация о работе

Александрова, Мария Анатольевна
доктора биологических наук
Москва, 1999
ВАК 03.00.11

Диссертация

Механизмы дифференцировки нервной ткани и межклеточные взаимодействия при нейротрансплантации у млекопитающих - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы