Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином

Маст, Наталия Владимировна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином"

МОСКОВСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ имени М. В. ЛОМОНОСОВА

РГВ од

Биологический факультет .......

На правах рукописи

МАСТ Наталия Владимировна

МЕХАНИЗМ ИНГИБИРОВАНИЯ Са-АТФазы САРКОПЛАЗМАТИЧЕСКОГО РЕТИКУЛУМА МЕЛИТТИНОМ

03.00.04-Биохимия

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва-2000

Работа выполнена на кафедре биохимии биологического факультета Московского Государственного университета имени М. В. Ломоносова

Научный руководитель:

кандидат

биологических наук, доцент А. М. Рубцов

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Ю. В. Архипенко

доктор и ХИ^ическнх

наук, ст. н. сотрудник А. А. Карелин

Ведущая организация - институт биохимии имени А. Н. Баха РАН

31?

Защита состоится » года в /У часов на заседании

Диссертационного Совета Д. 053.05.32 по защите диссертаций на соискание ученой степени кандидата биологических наук в Московском Государственном Университете им. М. В. Ломоносова по адресу: 119899, Москва, Воробьевы Горы, МГУ, Биологический факультет.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке биологического факультета МГУ.

Автореферат разослан « //»¿СП2000 года

Ученый секретарь

диссертационного совета

М. В. Медведева

ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Саркоплазма-отческий ретикулум (CP) скелетных мышц, играющий ключевую роль в регуляции мышечного сокращения, представляет собой замкнутую систему цистерн и трубочек, пронизывающих саркоплазму в непосредственной близости от миофибрилл. В ответ на деполяризацию сарколеммы из терминальных цистерн CP через Са-каналы (рианодиновые рецепторы) в цитоплазму выбрасывается Са2+, происходит образование актомиозинового комплекса и сокращение мышцы (Martonosi, 1984). Повышение концентрации кальция в цитоплазме активирует Са-АТФазу, встроенную в мембраны продолговатых трубочек ретикулума, которая обеспечивает перенос ионов Са2+ из цитоплазмы во внутреннее пространство ретикулума. Это приводит к снижению концентрации кальция в цитоплазме и расслаблению мышцы (Inesi, 1985).

Са-ЛТФаза CP относится к семейству АТФаз Е1-Е2-типа (или Р-типа). Ферменты этого семейства используют энергию гидролиза АТФ для транспорта катионов через биологические мембраны против электрохимического градиента. В процессе каталитического цикла происходит изменение конформации молекулы фермента, приводящее к изменению сродства АТФазы к переносимым катионам (Moller et al., 1996). В настоящее время известна первичная структура Са-АТФазы (MacLennan, 1990) и получены данные об организация пошшептидной цепи фермента в мембране CP (Green, Stokes, 1992). Механизм функционирования Са-АТФазы CP к настоящему времени довольно хорошо изучен и описан в ряде обзоров (De Meis et al., 1996; Maclennan et al., 1997). Ферментативный цикл начинается с активации Са-АТФазы, находящейся в El-конформации, за счет кооперативного связывания двух ионов Са2+ с ферментом со стороны цитоплазмы. После связывания кальция фермент фосфорилируется АТФ по остатку Asp-351. Фосфорилирование индуцирует конформационный переход Са-АТФазы из состояния El в Е2, характеризующееся низким сродством к кальцию. Изомеризация фермента со связанным кальцием приводит сначала к «окклюзии» катиона внутри молекулы фермента (при этом он становится недоступным для обмена как с внешней, так и с внутренней стороны мембраны), а затем к его переносу во внутренние полости ретикулума (De Foresta et al., 1990). После Mg-зависимого гидролиза фосфофермента с освобождением Ф„ в цитоплазму цикл транспорта Са2+ завершается изомеризацией фермента из Е2 в El копформацию.

Зависимость активности Са-АТФазы от концентрации АТФ не описывается-гиперболой: в области высоких концентраций субстрата наблюдается дополнительная

активация фермента (Yamomoto, Tonomura, 1967). Измерение кинетических параметров гидролиза АТФ Са-АТФазой в разных диапазонах концентраций субстрата позволило раду авторов определить два значения К„ для АТФ - около 10 мхМ и около 400 мкМ (в области низких и высоких концентраций АТФ соответственно) (De Meis, Inesi, 1982). Одни авторы объясняют активацию фермента в области высоких концентраций АТФ наличием на молекуле Са-АТФазы дополнительного регуляторного (аллостерического) центра связывания АТФ, характеризующегося низким сродством к нуклеотиду. Связывание АТФ с этим центром приводит к увеличению ферментативной активности (Coll, Murphy, 1991). Однако существование дополнительного центра связывания АТФ на молекуле Ca-АТФазы пока достоверно не показано (Minz, Guillain, 1996). Второе объяснение негиперболнческой зависимости скорости гидролиза АТФ Са-АТФазой от концентрации нуклеотида заключается в том, что Са-АТФаза имеет один участок связывания АТФ (гидролитический центр), который изменяет свое сродство к субстрату на разных стадиях реакционного цикла (White, Dewey, 1987). Предполагается, что Са-АТФаза в ковформации. El имеет высокое сродство к АТФ, а после перехода фермента в конформацяонное состояние Е2 и освобождения продуктов реакции активный центр приобретает низкое сродство к субстрату. Скорость гидролиза АТФ Са-АТФазой лимитируется скоростью конформационного перехода Е2-Е1. Поэтому связывание АТФ с гидролитическим центром Е2-конформера Са-АТФазы (имеющим низкое сродство к нуклеотиду) приводит к образованию фермент-субстратного комплекса и значительно ускоряет информационный переход Е2-АТФ - El-АТФ (реакция протекает по пути релаксационной кинетики) (Champeil et al., 1988).

' Еще одно объяснение предполагает, что негиперболическая зависимость активности Са-АТФазы от концентрации АТФ является следствием взаимодействия активных центров молекул фермента, объединенных в олнгомерные комплексы (Ikemoto et al., 1981). Присутствие в мембранах CP таких олигомерных комплексов (преимущественно, тетрамеров) было продемонстрировано многими исследователями с использованием различных методических подходов: радиоинактивации (Hymel et al., 1984), метода коваяентнъи сшивок (Murphy, 1976; Geimonea et al., 1994), миграции энергии флуоресценции (Vanderkooi et al., 1977), анализа вращательной подвижности фермента в мембране методами ЭПР с переносом насыщения (Hidalgo et al., 1978) и затухания анизотропии фосфоресценции (Birmachu, Thomas, ¡990; Рубцов и др., 1994). В нашей лаборатории было высказано предположение о том, что Са-АТФаза в мембранах CP существует в двух формах: мономерной и олигомеркой. Моиомерцая форма фермента обладает высоким сродством к АТФ, тогда как активные центры

фермента в составе олигомерных комплексов имеют низкое сродство к субстрату. При низких концентрациях АТФ (до 100 мкМ) активны только мономеры фермента, которые гидролизуют АТФ согласно кинетике Михаэлиса-Ментен, а при повышении концентрации субстрата происходит кооперативное насыщение активных центров молекул фермента, объединенных в олитомерные ансамбли, что и приводит к дополнительной активации Са-АТФазы (Болдырев, Рубцов, 1982; Лущак и др., 1983).

В отличие от АТФ, другие нуклеотида (ГТФ, ЦТФ, УТФ), а также искусственные субстраты (п-нитрофенилфосфат (пНФФ), ацетилфосфат, карбамаилфосфат и ряд других) гидролгоуются Са-АТФазой CP в соответствии с кинетикой Михаэлиса-Ментен (Rossi et al., 1979; Casswell, Brandt, 1981; Рубцов, 1981). По-видимому, взаимодействие этих субстратов с активным центром фермента значительно отличается от взаимодействия с ним АТФ.

Активность ион-трал спортирующих АТФаз регулируется как ионным составом цитоплазмы и структурным состоянием липидного бислоя мембран (Starling et al., 1995), так и некоторыми эндогенными белками-регуляторами, которые взаимодействуют непосредственно с молекулами этих ферментов. Так, Са-АТФаза плазматических мембран регулируется Са-связывающим белком кальмодулином (Carafoli, 1991), Са-АТФаза саркоплазматического ретикулума сердца - интегральным мембранным белком фосфоламбаном (James et al., 1989), а HJK-АТФаза слизистой оболочки желудка -недавно открытым белком с молекулярной массой 67 кДа (Cuppoletti et al., 1993). Этот белок был обнаружен и очищен с помощью антител против мелиттина -амфипатического пептида из пчелиного яда, вследствие чего оп был назван мелиттин-подобным белком (МПБ). Показано, что МПБ активирует транспорт протона Н,К-АТФазой слизистой оболочки желудка, хотя сам мелитгин ингибирует этот фермент (Cuppoletti et al., 1995). Предполагается, что в тканях млекопитающих могут присутствовать регуляторные белки, имеющие в своей структуре участок, напоминающий по структуре молекулу мелиттина. Мелитгин ингибирует не только Н,К-АТФазу слизистой оболочки желудка, но и №Д-АТФазу плазматических мембран и Са-АГФазу CP и плазматических мембран (Cuppoletti, 1990; Baker et al., 1995; James et al., 1988). С использованием фотоаффинного аналога мелиттина было установлено, что мелитгин взаимодействует как с Н,К-АТФазой и Ыа,К-АТФачой (Cuppoletti, 1990), так и с Са-АТФазой CP (Cuppoletti, Malinowsra, 1992). Была определена аминокислотная последовательность участка связывания мелиттина в молекуле Н,К-АТФазы (MI(603)DPPRAT). Этот участок находится в нуклеотид-связывающем домене фермента (Cuppoletti, 1990). Близкие по структуре последовательности - M1(591)DPPRAA и

ML(600)DPPRKE - представлены в нуклеотад-связывающих доменах всех изоформ NaJC-АТФазы и Са-АТФазы соответственно (Sweadner, 1985; Carafoli, 1991). Механизм ингибирования Са-АТФазы мелиттином до настоящего времени детально не исследован, однако в литературе существует две точки зрения о механизме его действия на этот фермент. Одни авторы связывают ингибирующее действие мелитгина на Са-АТФазу с его встраиванием в липидный бислой мембран CP, что вызывает агрегацию молекул Са-АТФазы за счет уменьшения подвижности липидов и нейтрализации зарядов на молекуле фермента в области контакта мембрана-водная фаза (Voss et al., 1995). Согласно другой точке зрения, ингибирование активности Са-АТФазы мелиттином связано с его прямым взаимодействием со специфическим центром, расположенным в гидрофильном домене молекулы фермента (Cuppoletti, Malinowska, 1992; Baker et al., 1995).

Цель настоящей работы заключалась в изучении механизма ингибирующего действия мелитгана на Са-АТФазу СР. Кроме того, предполагалось получить антимеяиттиновые антитела и с их помощью выделить из различных тканей кролика мелитгин-подобные белки с целью анализа их возможного регуляторвого воздействия на Са-АТФазу СР. В соответствии с этим были поставлены следующие задачи: определить тип ингибирующего действия ыелиттина на Са-АТФазу CP; проанализировать влияние рН и субстратов Са-АТФазы («аллостерического» субстрата АТФ и «неаллостерического» субстрата ГТФ) на ингибирование ферментативной активности; исследовать характер ингибирования солюбилизированной С12Е9 мономерной формы Са-АТФазы мелиттином; определить кинетические параметры ингибирования мелиттином гидролиза «неаллостерического» субстрата пНФФ Са-АТФазой; оценить влияние факторов, индуцирующих агрегацию Са-АТФазы в мембранах CP, на ингибирование фермента мелиттином; с использованием антимелитшновых антител протестировать ткани кролика на наличие мелиттин-подобных белков; выделить эти белки и оценить их влияние на активность Са-АТФазы СР.

Научная новизна работы. Впервые показано, что мелиттин является необратимым ингибитором Са-АТФазы CP скелетных мышц кролика. Процесс ингибирования Са-АТФазы мелиттином во времени может быть описан суммой двух экспонент, характеризующих быструю и медленную фазы инактивации фермента. В условиях значительного молярного избытка мелитгипа по отношению к Са-АТФазе (реакция псевдопервого порядка) константы скорости инактивации Са-АТФазы в быстрой и медленной фазах различаются в 10 раз. Проведен анализ влияния рН и

субстратов Са-АТФазы на процесс ингибирования фермента в быстрой и медленной фазах инактивации, который позволил заключить, что ингибирующее действие мелитгина в обеих фазах обусловлено его взаимодействием с молекулой фермента. Исходя из этого, ингибирующее действие мелиттина на Са-АТФазу было описано в рамках модели, предполагающей существование мопомерной и олигомерной форм фермента в мембранах СР. Исследование ингибирования Са-АТФазы, находящейся преимущественно в мономерпом или олигомерном состояниях, позволило сделать вывод о том, что быстрая фаза ингибирования отражает взаимодействие мелитгина с олигомерной формой фермента, а медленная связана с ингибированием его мономерной формы. С использованием антимелиттяновых антител в скелетных мышцах и слизистой оболочке желудка кролика обнаружен 67-кДа мелиттин-подобный белок. Впервые показано, что данный белок, выделенный из питояолг.пой фракции слизистой оболочки желудка кролика, активирует Са-АТФазу СР.

Практическая значимость работы. Проведенные исследования расширяют представления об организации Са-АТФазы в мембранах СР и возможностях регуляции этого фермента эндогенными белками. Подходы, примененные в данной работе, а также полученные результаты могут использоваться при изучении функциональных особенностей Са-АТФазы и других АТФаз Е1-Е2-тнпа. Результаты данной работы используются при организации экспериментальной работы студентов и аспирантов кафедры биохимии Биологического факультета МГУ.

Апробация работы. Результаты диссертационной работы были доложены на научных семинарах кафедры биохимии Биологического факультета МГУ, на Международных конференциях студентов и аспирантов по фундаментальным наукам «Ломоносов-96» (Москва, 1996) и «Ломоносов-97» (Москва, 1997), на II Всероссийском Съезде Биохимического общества (Москва, 1997), па II Съезде Биофизиков России (Москва, 1999).

Публикации. Результаты исследований опубликованы в 3 статьях и 2 тезисах докладов.

Структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, изложения результатов и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы. Работа содержит машинописного текста, £ таблиц и ^^рисунков. Список литературы включает^Я/? источников.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

Препараты легкого СР из скелетных мышц кролика получали методом дифференциального центрифугирования (Ритов и др., 1977) с некоторыми модификациями. Получение мембранных и цитозольных фракций из слизистой оболочки желудка и скелетных мышц кролика проводили методом дифференциального центрифугирования. Концентрацию белка в препаратах: определяли по методу Лоури (Lowry et al., 1951), используя в качестве стандарта бычий, сывороточный альбумин. Белковый состав препаратов анализировала методом ЭФ а ПААГ в присутствии ДДС-Na по методу Лэммли с использованием 10% разделяющего геля (Laemmli, 1970).

Определение активности Са-АТФазы проводили с использованием метода непрерывной снектрофотомстрической регистрации при 340 нм в системе сопряженных ферментов (пируваткиназа + лактатдегидрогеназа) в присутствии ОД мкг Са-ионофора А23187 в среде следующего состава: 80 мМ KCl, 50 мМ MOPS (pH 7,0), 5 мМ MgCl2, 1 мМ СаСЪ, 1 мМ ЭГТА, 2 мМ ФЕП, 2,5 мМ АТФ, 0,3 мг/мл НАДН, 5 ед. пируваташазы, 10 ед. лактатдегидрогеназы при 37°С (Anderson, Murphy, 1983).

Ингибирование Са-АТФазы мелитгином исследовали, лреинкубируя фермент с мелитгином в течение различного времени. Во всех случаях, кроме специально оговоренных, среда преинкубации содержала 0,25 М сахарозы и 25 мМ имидазода, pH 7,0; молярное соотношение фермент:мелитгин равнялось 1:30. Аликвоту из среды преинкубации объемом 100 мкл добавляли в среду для измерения активности объемом 3 мл. Солюбилизацию Са-АТФазы неионным детергентом С12Е9 проводили в среде преинкубации при весовом соотношении Са-АГФаза:С]2Е9 равном 1:10. Агрегацию Са-АТФазы в мембранах СР индуцировали, обрабатывая препараты СР высокими концентрациями глицерина (50% по объему), или проводя термообработку мембран СР при 45°С в течение 10 мин (Geimonen et al., 1994).

Анализ агрегации Са-АТФазы под действием мелиттина- проводили, используя в качестве сшивающего агента о-фенантролин меда (Murphy, 1976). Препараты фермента инкубировали в присутствии мелиттина при различных значениях pH в течение 0-30 мин, после чего обрабатывали в течение 2 мин сшивающим агентом. Разделение белков проводили методом ЭФ в ПААГ в присутствии ДДС-Na, используя 3% концентрирующий н 3-20% градиентный разделяющий гели (Geimonen et al., 1994). Окрашенные красителем Кумасси R-250 гели сканировали на лазерном денситометре UltroScan XL при длине волны 595 нм и определяли площади пиков белковых полос с помощью компьютерной программы GelScan XL.

п-Нитрофепилфосфатазную активность Са-АТФазы определяли по нарастанию количества окрашенного продукта реакции - п-шггрофенола, измеряя оптическую плотность раствора при длине волны 410 нм в среде следующего состава: 100 мМ КС1, 20 мМ MgCh, 0,5-20 мМ пНФФ, 0,5 мМ СаСЬ, 0,5 мМ ЭГТА и 30 мМ имидазола (рН 6,8), используя для расчетов коэффициент молярпой экстинкции п-нитрофенола, равный 6,88Т03 М"1 см"1 (Rossi et al., 1979).

Включение флуоресценнизотиоционата (ФИТЦ) в Са-АТФазу- проводили при рН 8,7 и концентрации ФИТЦ 100 мкМ в течение 30 мин в среде, содержащей 25 мМ трис-HCl (рН 8,7), 4 мМ MgCl2, 75 мМ КС1, при 25°С в темноте (Рубцов и др., 1994). Стехиометрию включения ФИТЦ в Са-ЛТФазу определяли спектрофотометрически в присутствии 1% ДДС-Na, используя коэффициент молярной экстипкции ФИТЦ, равный 8-104 М 'см"1 при длине волны 495 нм (Jona et al.,1990).

Для иммунизации кроликов мелиттином использовали схему, предложенную Кларком (Clark et al., 1987), которая была частично модифицирована в процессе работы. Для инъекций использовали препарат мелиттина, обработанного в течение 20 мин 6%-ым глутаровым альдегидом. Схема иммунизации включала проведение 3-tf подкожных инъекций и минимум 2-х внутривенных. Титр сыворотки определяли с помощью твердофазного иммуноферментного анализа (Engvall, Perlman, 1971). Была получена антимелиттиновая сыворотка с титром антител 1:40000.

Выявление меяитпш-подобных белков проводили после полусухого переноса (блоттинга) электрофоретически разделенных белков на нитроцеллюлозпый фильтр с последующей иммунной идентификацией (Towbin et al., 1992). Для анализа использовали цитоплазматические и мембранные фракции слизистой оболочки желудка и скелетных мышц кролика. Качество переноса проверяли, окрашивая белки, перенесенные на нитроцеллюлозную мембрану, 0,3% раствором Ponceau S в 1% растворе уксусной кислоты. Перенесенные на нитроцеллюлозу белки обрабатывали антителами против мелиттина, а затем вторичными антителами, коньюгированными с пероксидазой из хрена, после чего окрашивали раствором ДАБ (3,3'-диаминобензидин).

Аффинная хроматография. Белок, взаимодействующий с антителами на мелиттиы, получали из щггоплазматической фракции слизистой оболочки желудка кролика, используя метод аффинной хроматографии. Антитемелиттновые антитела ковалентао пришивали к носителю Affigel-10 и помещали в колонку. Через колонку пропускали цитозольную фракцию слизистой оболочки желудка кролика, промывали 0,1 М MOPS, рН 7,4, и элюировали сорбировавшиеся на колонке белки 0,1 М глицином,

рН 3,1- После окончания хроматографии в пробах определяли концентрацию белка по методу Лоури и строили профиль элюции белков. Фракции, содержащие МПБ, объединяли и диализовали против воды. После диализа белок лиофилизировали, растворяли в дистиллированной воде, определяли его концентрацию по методу Лоури и чистоту методом ЭФ в ПААГ. Белки, взаимодействующие с антителами на мелиттин, идентифицировали методом иммуноблотгинга с использованием антимелиттиновых антител.

Математическую обработку полученных результатов проводили с помощью компьютерной программы «Biochemical Utilities» (разработана С. Н. Федосовым, кафедра биохимии МГУ).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ I. ИНГИБИРОВАНИЕ Са-АТФазы CP МЕЛИТТИНОМ.

Определение тина ипгибировашш Са-АТФазы CP мелиттином. Инкубация препаратов CP с мелиттином приводит к прогрессивному снижению активности Са-АТФазы (Рис, 1-А), причем в процессе регистрации активности (при этом препарат фермента разводится в 30 раз) в течение по крайней мере 20 мин скорость реакции не изменяется, что свидетельствует о необратимом характере действия мелиттина на Са-АТФазу. Анализ зависимости ингибирования Са-АТФазы мелиттином от времени преинкубации в полулогарифмических координатах показал, что кривая представляет собой сумму двух пересекающихся прямых (рисунок 1-Б), то есть процесс ингибирования является двухфазными и может быть описан суммой двух экспонент.

А Б

время, минуты время, минуты

Рис. I. Зависимость активности Са-АТФазы от времени преинкубации с мелиттином в прямых (А) и полулогарифмических (Б) координатах. 1 - контроль (преинкубация без мелиттина); 2 - молярное соотношение Са-АТФаза:мелиттин = 1:30.

Поскольку в используемых условиях концентрация мелиттина в 30 раз превышала концентрацию Са-АТФазы, процесс ингнбирования фермента можно рассматривать как реакцию псевдопервого порядка. Константы скорости инактивации Са-АТФазы для быстрой и медленной фаз ингибироьания составили 1,2 + ОД 5 и 0,12 + 0,023 мин"1 соответственно. Процент активности, ингибируемой в быстрой фазе составляет около 50%, в медленной фазе ингибируется около 40% активности фермента и около 10% активности мелиттином не ингибируется. Таким образом, мелиттин является необратимым ингибитором Са-АТФазы СР, обеспечивающим двухфазное ингибирование ферментативной активности.

Влияние рН среды прейпкубацнп на ингибирование Са-АТФазы СР мелитпшом. В состав молекулы мелиттина входит б положительно заряженных аминокислотных остатков и при нейтральных значениях рН его суммарный заряд равен +6 (Оешрзеу, 1990). Можно предположить, что во взаимодействии мелиттина с белками и ляпидами мембран важную роль играют электростатические взаимодействия. В диапазоне рН 6,0-8,0 суммарный заряд мелиттина одинаков, поэтому изменение характера его взаимодействия с Са-АТФазой в этом диапазоне рН может дать определенную информацию о группах белка (или липидов), участвующих в связывании мелиттина.

Как видно из данных, представленных на рисунке 2-А и в таблице 1, преинкубация Са-АТФазы с мелиттином при рН 6,0 не приводит к ингибйрованию фермента. По мере защелачиваяия среды преинкубация происходит развитие ингибирующего эффекта. Наиболее значительные изменения наблюдаются в интервале рН 6,0-7,0, а в диапазоне рН 7,0-8,0 иягибирующее действие мелиттина практически одинаково. Повышение рН приводит к уменьшению доли активности, не ингибируемой мелиттином, тогда как доли активности, ингабируемые в быстрой и медленной фазах увеличиваются в равной степени. Константы скорости инактивации Са-АТФазы в быстрой и мед ленной фазах ингибироваиия изменяются незначительно.

Таким образом, быстрая и медленная фазы ингибироваиия Са-АТФазы мелиттином характеризуются близкими зависимостями от рН среды преинкубации.

Поскольку активпость Са-АТФазы ингибируется кальцием, накапливаемым внутри везикул СР, для измерения истинной активности фермента в среду инкубации добавляют Са-ионофор А23187, который делает мембрану СР проницаемой для Са2+. Как видно из рисунка 2-Б, после преинкубации препаратов фермента с мелитпшом при рН 6,0 скорость гидролиза АТФ Са-АТФазой в отсутствие А23187 быстро (в течение 5 мин) увеличивается до уровня, наблюдаемого в среде с Са-ионофором.

3 я

©<и

. Ю

О х

15?

т £

время, минуты

О 10 20

время, минуты

Рис. 2. А - Зависимость активности Са-АТФазы от времени преинкубации с мелигпшом при различных рН. 1 - рН 6,0; 2 - рН 6,5; 3 - рН 7,0; 4 - рН 7,5; 5 - рН 8,0.

Б - Зависимость скорости гидролиза АТФ Са-АТФазой от времени преинкубации фермента с мелиттипом при рН 6,0. 1 - измерение активности в присутствии Са-ионофора А23187,2 - измерение активности в отсутствие ионофора.

Хотя, при рН 6,0 мелиттин не ингибирует Са-АТФазу, однако в этих условиях он

взаимодействует с мембраной СР и, встраиваясь в нее, увеличивает проницаемость

мембраны для ионов кальция.

Таблица 1. Зависимость кинетических параметров ингибирования Са-АТФазы мелигпшом от рН среды преинкубации (А1 - процент активности, ингибируемой в быстрой фазе инактивации; Аг - процент активности, ингибируемой в медленной фазе инактивации; Ао - процент активности, не ингибируемой мелиттином).

рН среды преинкубации А,, % А2, % Ао, % кь мин"1 кг, мин"1

6,0 - - - - -

6,5 25,0+2,3 28,4+3.1 46,6+4,4 1,15+0,1 0,091+0,027

7,0 49,4+4,3 41,7+4,5 8,9+2,2 1,2+0,15 0,12+0,023

7,5 46,4+2,1 45,5+2,4 8,1 ±0,6 1,3+0,12 0,127+0,004

8,0 45,8+2,5 46,7+2,6 7,5+3,2 1,25+0,07 0,117+0,005

8,5 48,9+4,3 47,5±5,6 3,6+1,2 1,34+0,15 0,131+0,022

Двухфазный характер ингибирования Са-АТФазы мелиттином говорит о присутствии в препаратах СР двух типов участков связывания пептида, взаимодействие мелиттина с которыми приводит к инактивации фермента. Взаимодействие ингибитора с обоими типами участков связывания имеет одинаковый характер, так как ингибирование Са-АТФазы и в быстрой, и в медленной фазах инактивации имеет одинаковую рН-зависимость. Поскольку в этом диапазоне рН заряд молекулы мелиттина (+6) не изменяется, можно предполагать, что в связывании мелиттина

участвуют группы с рК около 6,5, протонирование которых при снижении рН создает ограничения для связывания пептида. По-видимому, эти группы принадлежат белку Са-АТФазы, так как снижение рН до 6,0 не препятствует связыванию мелитгина с липидным бислоем мембран CP (рисунок 2-Б).

Индуцируемая мелиттином агрегация молекул Са-АТФазы в мембранах СР. Одним из возможных объяснений иигибирующего действия мелиттина на Са-АТФазу CP является индуцируемая им агрегация молекул фермента в'мембране (Voss et al., 1995). Мы проанализировали влияние мелиттина на олигомерное состояние Са-АТФазы с использованием в качестве сшивающего агента о-фенантролина меди. Как видно из рисунка 3-А, при увеличении времени преинкубадии препаратов CP с мелиттином происходит прогрессивное уменьшение площади белковой полосы, соответствующей мономеру Са-АТФазы (105 кДа), после обработки препаратов сшивающим агентом. При этом на электрофореграммах появляются новые белковые полосы с высокими молекулярными массами (данные не представлены). Это говорит о том, что при рН 6,0 и 7,0 и большом молярпом избытке мелиттин действительно индуцирует образование в мембранах CP агрегатов, состоящих из молекул Са-АТФазы.

А Б

с га 60

ЧЧ 40 сг га га О

I 20

время, минуты

10 20 время, минуты

Рис. 3. Зависимость площади пика мономера Са-АТФазы (А) и активности фермента (Б) от времени преинкубадии с мелиттином в различных условиях. 1 -соотношение Са-АТФаза:мелиттин = 1:30, рН 7,0; 2 - соотношение Са-АТФаза:мелитпш = 1:30, рН 6,0; 3 - соотношение Са-АТФаза:мелиттин = 1:5, рН 7,0.

Таким образом, инкубация препаратов СР с мелиттином при рН 6,0 приводит к встраиванию мелиттина в мембраны, увеличению их проницаемости для Саг+ (рисунок 2-Б) и агрегации молекул фермента (рисунок 3-А), но не вызывает инактивации Са-АТФазы (рисунок 3-Б, таблица 1). С другой стороны, при рН 7,0 и молярном

соотношении Са-АТФаза:мелиттин 1:5 активность фермента значительно снижается, но агрегации его молекул в мембране не наблюдается (рисунок 3-А, Б). Следовательно, индуцируемая мелиттином агрегация молекул Са-АТФазы в мембранах СР не является причиной инактивации фермента.

Влияние АТФ и ГТФ на ишгибврование Са-АТФазы мелиттином. Поскольку мелиттин-связывающий участок Н,К-АТФазы локализован в нуклеотид-связывающем домене молекулы фермента (Сирро1еЙ1, 1990) и близкая по структуре аминокислотная последовательность присутствует в гомологичном домене Са-АТФазы СР, мы проанализировали влияние АТФ на ингибирование фермента мелиттином (таблица 2).

Таблица 2. Зависимость кинетических параметров ингибирования Са-АТФазы мелиттином от концентрации нуклеотида в среде преинкубации.

Концентрация нуклеотида в среде преинкубации Аь% А2, % Ао,% кь мин"1 кг, мин'1

Контроль 49,4+4,3 41,7+4,5 8,9+2,2 1,2+0,15 0,12+0,023

0,2 мМ АТФ 35,2+2,5 45,3+5,6 19,5+3,2 1,6+0,П 0,17+0,013

0,5 мМ АТФ 38,2+5,2 41,1+3,6 20,7+3,1 1,4+0,13 0,15+0,010

1,0 мМ АТФ 10,9+3,3 46,5+5,2 42,6+5,1 1,2+0,11 0,35+0,06

2,0 мМ АТФ 8,1+0,1 43,1+3,7 44,8+6,3 1,3+0,14 0,35+0,03

3,0 мМ АТФ 5,0+0,4 46,4+3,8 48,6+3,5 1,1+0,12 0,15+0,02

3,0 мМ ГТФ 49,4+3,1 40,6+5,1 10+2,7 1,3+0,12 0,11+0,033

Из представленных данных видно, что при низких концентрациях АТФ в среде преинкубации (0,2-0,5 мМ) ингибирование Са-АТФазы мелиттином имеет выраженный двухфазный характер, а повышение концентрации АТФ до 3,0 мМ приводит к практически полному исчезновению быстрой фазы ингибирования (рисунок 4).

Итак, АТФ защищает фермент от ингибирования мелиттином, устраняя быструю фазу инактивации, и не оказывая влияния на медленную фазу. Концентрация АТФ, которая обеспечивает полумаксимальную защиту Са-АТФазы от инактивации в быстрой фазе ингибирования, составляет около 500 мкМ (рисунок 4).

В отличие от АТФ, ГТФ - субстрат, гидролиз которого Са-АТФазой СР подчиняется кинетике Михаэлиса и не сопровождается дополнительной активацией фермента в области высоких концентраций субстрата. Оказалось, что ГТФ не оказывает влияния на характер ингибирования Са-АТФазы мелиттином даже при его добавлении в среду преинкубации в концентрации 3,0 мМ (таблица 2).

концентрация АТФ, мм

Рис. 4. Зависимость активности Са-АТФазы, ингибируемой в быстрой (1), медленной (2) фазах инактивации и активности, не ингибируемой мелиттином (3) от концентрации АТФ в среде преинкубации.

По-видимому, связывание ГТФ в активном центре Са-АТФазы и связывание АТФ с центром, имеющим высокое сродство к нуклеотиду, не препятствует взаимодействию мелиттна с ферментом и проявлению его ингибирукнцего действия. Только связывание высоких концентраций АТФ с центром, имеющем низкое сродство к нуклеотиду, защищает Са-АТФазу от ингибирования мелиттином, устраняя быструю фазу инактивации. Поскольку высокие концентрации АТФ (но не ГТФ), вызывают значительные изменения информационного состояния молекулы Са-АТФазы (Рубцов, 1982), можно предположить, что защитное действие таких концентраций АТФ обеспечивается изменением конформации молекулы фермента. Связывание нуклеотидов в активном центре Са-АТФазы не создает препятствий для обеспечения ингибирукнцего действия мелиттина.

Итак, полученные данные позволяют заключить, что ингибированне Са-АТФазы мелиттином обеспечивается за счет его связывания с двумя типами участков, расположенными на молекуле фермента. Вероятно, оба типа участков связывания мелиттина имеют близкую структуру, так как рН-зависимость ингибирования Са-АТФазы в быстрой и медленной фазах одинакова. «Неаллостерический» субстрат (ГТФ) не защищает Са-АТФазу от ингибирования мелиттином, однако высокие концентрации «аллостерического» субстрата АТФ устраняют быструю фазу инактивации фермента. В рамках модели, согласно которой Са-АТФаза существует в мембранах ретикулума в мономерной и олигомерной формах (Псепнйо е1 а!., 1981; Болдырев, Рубцов, 1981), можно предположить, что быстрая и медленная фазы ингибирования Са-АТФазы мелиттином отражают взаимодействие пептида с разными

формами фермента. По-видимому, быстрая фаза ингибирования Са-АТФазы связана с инактивацией олигомерных комплексов Са-АТФазы (именно эта фаза устраняется при добавлении в среду преинкубации высоких концентраций АТФ). Медленная фаза ингибирования Са-АТФазы мелитгииом по-видимому отражает инактивацию мономерной формы фермента.

Зависимость активности Са-АТФазы от концентрации АТФ. Сложная кривая, описывающая зависимость активности Са-АТФазы от концентрации АТФ, может быть удовлетворительно описана суммой гиперболы и сигмоиды (рисунок 4). Согласно предложенной в нашей лаборатории модели, гипербола описывает гидролиз АТФ мономерной формой Са-АТФазы, функционирующей согласно кинетике Михаэлиса-Ментен (кривая 2 на рисунке 4). При повышении концентрации АТФ происходит кооперативное насыщение активных центров олигомерной формы фермента (кривая 3 на рисунке 4), которое может быть описано уравнением Хилла. «Включение» в работу олигомерных комплексов и приводит к дополнительной активации Са-АТФазы, наблюдаемой в области высоких концентраций АТФ.

[АТФ], мМ в среде измерения активности

Рис. 5. Зависимость активности Са-АТФазы от концентрации АТФ. Представлены данные типичного эксперимента (сплошная линия получена суммированием уравнений Михаэлиса-Ментен и Хилла (гипербола (кривая 2) + сигмоида (криваяЗ)) с использованием параметров, указанных на рисунке). 2 -Зависимость скорости гидролиза АТФ мономерной формой Са-АТФазы, полученная при подстановке указанных на рисунке параметров в уравнение Михаэлиса-Ментен. 3 -зависимость скорости гидролиза АТФ олигомерной формой Са-АТФазы, полученная при подстановке указанных на рисунке параметров в уравнение Хилла.

Итак, мономерная форма фермента имеет высокое сродство (Ки = 7,8 мкМ) к АТФ и гадролизует субстрат в соответствии с кинетикой Михаэлиса-Ментен. При

высоких концентрациях АТФ происходит кооперативное насыщение активных центров олигомеров, имеющих низкое сродство к субстрату (Ко,; = 522 мкМ). Зависимость активности этой формы фермента от концентрации субстрата имеет сигмоидальный характер. Совместная работа мономерной и олигомерной форм Са-АТФазы и обеспечивает сложный вид зависимости активности фермента от концентрации субстрата. Поскольку при анализе ингибирования Са-АТФазы мелиттином среда для измерения активности фермента содержит 3,0 мМ АТФ, в этих условиях регистрируется активность и мономерной и олигомерной форм фермента.

Ингибирование мономерной формы Са-АТФазы мелиттином. Из рисунка 5 видно, что при низких концентрациях субстрата (<100 мкМ) гидролиз АТФ будет обеспечиваться преимущественно мономерной формой Са-АТФазы. Следовательно, при измерении активноста фермента в области низких концентраций АТФ регистрируется активность мопомернон формы Са-АТФазы, что позволяет оценить скорость ингибирования мелиттином именно этой формы фермента.

В присутствии в среде инкубации 100 мкМ АТФ (рисунок б-А), ингибирование , Са-АТФазы мелиттином, как и в случае использования более высоких концентраций АТФ (3,0 мМ), имеет двухфазный характер (таблица 3). Однако в этих условиях вклад быстрой фазы инактивации в общее ингибирование фермента снижается до 20%, а вклад медленной фазы - увеличивается до 80%. Согласно математическим расчетам в рамках используемой нами модели (гипербола + сигмоида), при концентрации АТФ 100 мкМ общая активность Са-АТФазы обеспечивается работой мономерной и олигомерной форм фермента примерно на 70% и 30% соответственно, что хорошо согласуется с приведенными выше данными по ингибированию АТФазной активности мелиттином.

При использовании более низких концентраций АГФ для определения активности Са-АТФазы (50 и 25 мкМ) ингибирование фермепта мелиттином становится однофазным и характеризуется константой скорости, соответствующей константе скорости ингибирования фермента в медленной фазе инактивации (таблица 3). Это подтверждает предположение о том, что медленная фаза ингибирования Са-АТФазы мелиттином отражает взаимодействие пептида с мономерной формой фермента.

Поскольку Са-АТФаза способна гидролизовать широкий круг субстратов различной природы (Rossi et al., 1979; Рубцов, 1981), гидролиз которых подчиняется кинетике Михаэлиса, можно предположить, что эти субстраты гидролизуются только мономерной формой фермента. Таким субстратом является пНФФ, который

представляет дополнительный интерес, так как он гидролизуется Са-АТФазой даже после ее ковалентной модификации флуоресцеинизотиоционатом.

А Б

Время, минуты время, минуты

Рис. 6. А - Зависимость активности Са-АТФазы от времени преинкубации с мелиттином в присутствии 100 мкМ (1), 50 мкМ (2) и 25 мкМ (3) АТФ в среде для измерения активности. Б - Зависимость пНФФазной активности Са-АТФазы от времени преинкубации фермента с мелиттином наивного (1) и ФИТЦ-меченного (2) препарата фермента.

Таблица 3. Кинетические параметры ингибирования мелиттином гидролиза АТФ и п-НФФ Са-АТФазой СР в разных условиях.

Концентрация субстрата Аь% А2>% Ао,% к), мин" кг, мин"1

АТФазная активность (нативный препарат СР)

25 мкМ - 93,0+6,0 7,0+4,0 - 0,13+Ф, 04

50 мкМ - 91,0+4,7 9,0+4,0 - 0,106+0,02

ЮОмкМ 20,5+12 76,5+5,6 3,0+2,0 0,89+0,11 0,078+0,02

ЗмМ 49,4+4,3 41,7+4,5 8,9+2,2 1,2+0,15 0,12+0,023

3 мМ + 3 мМ АТФ в среде преинкубации 5,0+0,4 46,4+3,8 48,6+3,5 1,1+0,12 0,15+0,02

АТФазная активность (солюбилизированный препарат СР)

25 мкМ - 98,3+3,7 1,7+1,0 - 0,114+0,021

50 мкМ - 97,7+4,3 2,3+1,2 - 0,102+0,013

ЮОмкМ - 100+5,7 0+3,4 - 0,123+0,025

ЗмМ - 97,5+3,4 2,5+1,3 - 0,131±0,030

3 мМ + 3 мМ АТФ в среде преинкубации 98,7+2,6 1,3±1.1 0,121+0,011

пНФФазная активность (нативный препарат СР)

20 мМ - 90,0+5,0 10,0±7,0 - 0,08+0,01

20 мМ + 3 мМ АТФ в среде преинкубации 90,0+5,0 10,0+7,0 0,08+0,01

пНФФазная активность (ФИТЦ-меченныйнативный препа рат СР)

20 мМ | - | 84,0+3,0 | 16,0+5,0 | 0,09+0,03

ФИТЦ взаимодействует с остатком Еуя-515, локализованным в области АТФ-связывающего центра фермента, обеспечивая полное ингибировапие гидролиза АТФ. Однако гидролиз пНФФ, ацетилфосфата и некоторых других субстратов протекает без изменения кинетических параметров реакции после модификации фермента ФИТЦ. По-видимому, ФИТЦ создает стерические препятствия для связывания в активном центре АТФ, тогда как связывание небольших по размерам субстратов не нарушается (В1§е1о\у, 1пея1, 1992). Мы провели ковалентную модификацию Са-АТФазы ФИТЦ и установили, что кинетические параметры гидролиза пНФФ нативным и модифицированным ферментом практически одинаковы (К„ = 3,28 мМ, Утш = 0,144 мкмоль/мин мг белка для нативного фермента; К« = 3,69 мМ, Утги = 0,105 мкмоль/мин мг белка для ФИТЦ-меченного белка).

Ингибирование мелиттином гидролиза пНФФ Са-АТФазой как нативных, так и ФИТЦ-модифицировакных препаратов фермента (рисунок 6-Б) представляет собой однофазный процесс. Константа скорости ингибирования гидролиза пНФФ в обоих случаях соответствует таковой, определенной для медленной фазы ингибирования гидролиза АТФ (таблица 3). Введение АТФ в среду преинкубации нативных препаратов Са-АТФазы с мелиттином не оказывает защитного действия на ингибирование гидролиза пНФФ мелиттином (таблица 3). Это подтверждает предположение о том, что пНФФ гидролизуется мономерной формой фермента, и связывание в активном центре фермента АТФ (или ФИТЦ) не создает стерических препятствий для обеспечения икпгбирующего действия мелиггшга на гидролиз пНФФ. Если участок взаимодействия мелитгина с Са-АТФазой и расположен в нуклеотидсвязывающем домене фермента, он не перекрывается с центром связывания АТФ. Отсутствие влияния АТФ на ингибирование гидролиза пНФФ мелиттином подтверждает также предположение о том, что устранение быстрой фазы ингибирования мелиттином гидролиза АТФ Са-АТФазой обеспечивается конформационными перестройками молекулы фермента при взаимодействии АТФ с его олигомерными комплексами.

Известно, что Са-АТФазу можно перевести в мономерное состояние после солюбилизации мембран СР некоторыми неионными детергентами, в частности, С12Е9 (Рубцов и др., 1994). Полученный нами с использованием этого детергента солюбилизированный препарат фермента гидролизует АТФ в соответствии с кинетикой Михаэлиса (Км = 30 мкМ, "Ушах = 10,0 мкмоль/мин мг белка), что свидетельствует о разрушении олигомерных комплексов фермента и его переходе в полностью мономерное состояние (рисунок 7).

Ингибирование мелитгином АТФазной активности солюбилизированных препаратов СР представляет собой однофазный процесс (таблица 3), константа скорости которого характерна для медленной фазы ингибирования нативного фермента. Необходимо отметить, что поскольку в солюбилизированном препарате присутствует только мономерная форма Са-АТФазы, однофазный характер ингибирования наблюдается при измерении активности в присутствии как низких, так и высоких концентраций АТФ, а введение даже высоких концентраций АТФ в среду преинхубации фермента с мелитгином не влияет на характер ингибирования Са-АТФазы (таблица 3).

,г - Ушах • ГАТФ1 ' Km + [АТФ]

[АТФ], мМ в среде измерения активности

Рис. 7. Зависимость активности Са-АТФазы солюбилизированного Ci2E9 препарата СР от концентрации АТФ.

Таким образом, эти данные также подтверждают наше предположение, согласно которому медленная фаза ингибирования Са-АТФазы СР мелиттином обеспечивается взаимодействием пептида с мономерной формой фермента.

Ингибирование мелитгином термообработанных и обработанных глицерином препаратов СР. Известно, что кратковременная термообработка препаратов СР индуцирует олигомеризацию Са-АТФазы в мембране (Geimonen et al., 1994). Значительную агрегацию фермента в мембране вызывает также введение в среду высоких концентраций глицерина (Birmachu, Thomas, 1991; Рубцов и др., 1994).

Ингибирование мелиттином Са-АТФазной активности препаратов СР, в которых разными способами индуцирована агрегация Са-АТФазы (таблица 4), является однофазным процессом. В этом случае константа скорости ингибирования фермента соответствует константе скорости быстрой фазы инактивации нативной Са-АТФазы или несколько превышает ее.

Таблица 4. Кинетические параметры ингибирования Са-АТФазы термообработанных и обработанных глицерином препаратов СР мелиттином.

препарат СР А,,% А 2,% А0,% кь мин" к2, мин"1

нативный СР 49,4+4,3 41,7+4,5 8,9+2,2 1,2+0,15 0,12+0,023

термообработанный СР 98,2+2,4 - 1,8+0,24 3,9+0,34 -

обработанный глицерином СР 99,6+2,6 - 0,4+1,0 1,91+0,31 -

Полученные данные подтверждают предположение, согласно которому быстрая фаза инактивации мелиттином Са-АТФазы нативных препаратов СР отражает взаимодействие мелитгина с олигомерной формой фермента.

Таким образом, двухфазный процесс ингибирования Са-АТФазы СР мелиттином удовлетворительно описывается в рамках модели, согласно которой фермент присутствует в мембранах ретикулума в мономерной и олигомерной формах. Быстрая фаза ингибирования ферментативной активности отражает взаимодействие мелиттина с олигомерными комплексами Са-АТФазы, тогда как медленная фаза - взаимодействие пептида с мономерами фермента.

II. ОЧИСТКА МЕЛИТТИН-ПОДОБНОГО БЕЛЫ И АНАЛИЗ ЕГО ВЛИЯНИЯ НА АКТИВНОСТЬ Са-АТФазы СР.

После получения антимелитпшовой сыворотки препараты мембранной и цитоплазматической фракций слизистой оболочки желудка и скелетных мышц кролика были протестированы на наличие белков, взаимодействующих с этими антителами, методом иммуноблоттинга. Было установлено, что в цитозольной фракции слизистой оболочки желудка, а также в цитозольной и мембранной фракциях скелетных мышц присутствуют белки с молекулярной массой около 67 кДа, реагирующие с антителами на мелитгин (рисунок 8-А). Так как содержание МПБ с молекулярной массой 67 кДа в цитозольной фракции скелетной мышцы кролика было очень низким, для дальнейшей очистки МПБ использовати цитозольпую фракцию слизистой оболочки желудка. Как видно из рисунка 8-Б, после пропускания цитозольной фракции слизистой оболочки желудка (дорожка 1) через колонку с иммобилизованными антимелитгиновыми антителами, большинство белков на колонке не сорбируется (дорожка 2). Тем не менее, после эллюции раствором с низким значением рН была получена фракция практически гомогенного белка с молекулярной массой 67 кДа (рисунок 8-Б, дорожка 3), который

(согласно данным иммуноблоттинга) реагирует с антимелитгиновыми антителами (Рис. 8-В, дорожка 1).

Добавление в пробу для определения активности Са-АТФазы СР 0,5 мкМ очищенного МПБ (рисунок 9) увеличивает скорость гидролиза АТФ ферментом на 10%, а в присутствии 1,0 и 2,0 мкМ этого белка активность фермента возрастает в 1,3 и 2,0 раза соответственно.

А 2

..«я*

^«¡кда*«. 67 кДа

1 2 3

I_2

н .«

П '

Й-

*—б?кДа—» «г Ц

Рис. 8. А - Иммуноблот препаратов цитозольной фракции слизистой оболочш желудка (1), цитозольной (2) и мембранной (3) фракций скелетных мышц. Б ■ Электрофореграмма цитозольной фракции слизистой оболочки желудка, используемо? для иммуноаффинной хроматографии (дорожка 1), белков, не сорбируемых на колонк< с иммобилизованными антимелитгиновыми антителами (дорожка 2) и фракции белка элюируемого с колонки раствором глицина, рН 3,1 (дорожка 3). В - Иммуиобло' препарата очищенного мелиттин-подобного белка (дорожка 1) и обработанной глутаровым альдегидом препарата мелигтина, используемого для иммунизации (2).

О 0,5 1.0 2,0

концентрация добавленного мелиттин-подобного белка, мкМ

Рис. 9. Гидролиз АТФ препаратами СР скелетных мышц в контроле (1), присутствии 0,5 мкМ (2), 1 мкМ (3) и 2 мкМ (4) очищенного мелиттин-подобного бели (звездочкой отмечены значения, величины которых достоверно отличаются с контрольных (р < 0,05)).

Таким образом, МПБ с молекулярной массой 67 кДа из слизистой оболочки желудка кролика активирует гидролиз АТФ Са-АТФазой СР. Можно предположить, что присутствующие в скелетных мышцах МПБ имеют близкие свойства и структуру с МПБ из слизистой оболочки желудка и являются -эндогенными регуляторами активности Са-ЛТФазы СР.

ВЫВОДЫ.

1. Мелиттин является необратимым - ингибитором Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума скелетных мышц кролика. В условиях реакции псевдопервого порядка ингибирование представляет собой двухфазный процесс с константами скорости инактиваций фермента в быстрой и медленной фазах 1,2 и 0,12 мин"1 соответственно. . ..;•''■

2. Ингибирующее действие мелипина на Са-АТФазу удовлетворительно описывается в рамках модели, согласно которой фермент присутствует в мембранах саркоплазматического ретикулума в двух формах: мономерной и олигомерной. При этом быстрая фаза инактивации Са-АТФазы мелитшном отражает взаимодействие пептида с олигомерными -формами фермента, а медленная - его взаимодействие с мономерами Са-АТФазы.

3. С использованием антимеллитиновых антител в микросомальной и цитоплазматической фракциях скелетных мышц кролика обнаружен мелитгин-подобный белок с молекулярной массой 67 кДа, идентичный по электрофоретической подвижности мелиттин-подобному белку из слизистой оболочки желудка кролика.

1 Очищенный с помощью иммуноаффтшой хроматографии мелитган-подобный белок из слизистой оболочки желудка кролика в концентрации 2 мкМ увеличивает в 2 раза скорость гидролиза АТФ Са-АТФазой саркоплазматического ретикулума скелетных мышц.

Список работ, опубликованных по теме диссертации.

1. Мает Н. В., Шорина Е. А., Лопина О. Д., Рубцов А. М. (1997) Взаимодействие мелиттина с мембранами саркоплазматического ретикулума: ингибирование и агрегация Са-АТФазы. Тезисы II съезда Всероссийского биохимического общества, Москва, 336-337.

2. Муртазина Д. А., Мает Н. В., Рубцов А. М., Лопина О. Д. (1997) Механизм ингибирования АТФаз Е1-Е2-типамелштином. Биохимия, 62,№ 1,66-74.

3. Shorina, Е. A., Mast, N. V., Lopina, О. D., Rubtsov, А. М. (1997) Melittin-induced inhibition and aggregation of Ca-ATPase in skeletal muscle sarcoplasmic reticulum: A comparative study. Biochemistry, 36, №44,13455-13460.

4. Мает H. В., Шорина E. А., Лопина О. Д., Рубцов А. М. (1999) Анализ взаимодействия мелиггана с мембранами саркоплазматического ретикулума. Тезисы II съезда биофизиков России, Москва, 338-339.

5. Шорина Е. А., Мает Н. В., Стори К. Б., Лопина О. Д., Рубцов А. М. (1999) Особенности взаимодействия мелиттина с мембранами саркоплазматического ретикулума. Биохимия, 64, № 6, 843-852.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Маст, Наталия Владимировна

I. ВВЕДЕНИЕ.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

И. 1. Система саркоплазматического ретикулума в клетках.

II. 2. Состав мембран саркоплазматического ретикулума.

II. 3. Молекулярная организация Са-АТФазы.

II. 4. Механизм функционирования Са-АТФазы.

II. 5. Олигомерная организация Са-АТФазы в мембранах СР.

II. 6. Пути выхода кальция из СР.

II. 7. Регуляция активности Са-АТФазы.

II. 8. Структура молекулы мелитгина.

II. 9. Свойства мелиттина.

II. 10. Мелиттин-подобные белки.

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

III. 1. Получение препарата легкого СР из скелетных мышц кролика.

III. 2. Получение мембранных и цитозольных фракций из слизистой оболочки желудка и скелетных мышц кролика.

III. 3. Определение концентрации белка.

III. 4. Определение активности Са-АТФазы в сопряженной системе в присутствии ионофора А23187.

III. 5. Ингибирование активности Са-АТФазы мелиттином.

III. 6. Электрофорез в полиакриламидном геле.

III. 7. Анализ образования олигомерных комплексов

Са-АТФазы под действием о-фенантролина меди.

III. 8. Получение имидазольной соли АТФ.

III. 9. Определение пара-нитрофенилфосфатазной активности

Са-АТФазы.

III. 10. Температурная обработка мембран саркоплазматического ретикулума.

III. 11. Включение флуоресцеинизотиоционата (ФИТЦ) в Са-АТФазу.

III. 12. Иммунизация кроликов мелиттином.

III. 13. Определение титра сыворотки с помощью твердофазного иммуноферментного анализа.

III. 14. Иммуноблоттинг.

III. 15. Аффинная хроматография.

III. 16. Материалы.

IV. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

IV. I. Анализ взаимодействия мелиттина с Са-АТФазой саркоплазматического ретикулума

IV. I. 1. Определение типа ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином.

IV. I. 2. Анализ инактивации Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума в присутствии различных концентраций мелиттина.

IV. I. 3.Влияние pH среды преинкубации на ингибирование Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином.

IV. I. 4. Взаимодействие мелиттина с мембранами СР.

IV. I. 5. Анализ олигомерного состояния Са-АТФазы в нативных и обработанных мелиттином мембранах СР.

IV. I. 6. Влияние АТФ и ГТФ на ингибирование Са-АТФазы мелиттином.

IV. I. 7. Зависимость АТФазной активности Са-АТФазы от концентрации АТФ.

IV. I. 8. Ингибирование Са-АТФазы мелиттином при низких концентрациях АТФ в среде измерения активности.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином"

Характерной особенностью живых клеток является их способность поддерживать определенную внутриклеточную концентрацию некоторых катионов, отличающуюся от их концентрации во внеклеточном пространстве. Обеспечивается это, с одной стороны, за счет ограниченной проницаемости клеточной мембраны для ионов. Однако в определенных условиях проницаемость для отдельных ионов может возрастать благодаря функционированию регулируемых ионных каналов. Для того чтобы компенсировать эти потоки, в клеточных мембранах присутствуют так называемые ионные насосы. Они представляют собой встроенные в мембрану ферменты, обеспечивающие трансмембранный перенос катионов против электрохимического градиента за счет энергии, освобождающейся при гидролизе АТФ. Эти ферменты называются ион-транспортирующими АТФазами. Среди них выделяют семейство АТФаз Р-типа, сходных между собой по структуре и механизму функционирования (Carafoli, 1991; Inesi, Kirley, 1992; Molleretal., 1996).

Первый представитель этого семейства, №,К-АТФаза, была описана в 1957 году Йенсом Скоу. Вскоре вслед за этим была открыта Са-АТФаза саркоплазматического ретикулума и Са-АТФаза плазматических мембран. Позднее появились данные о присутствии АТФаз Р-типа не только у животных, но также у растений и микроорганизмов.

Благодаря успехам генной инженерии со второй половины 80-х годов стала поступать информация о первичной структуре различных АТФаз Р-типа. Оказалось, что эти АТФазы представляют собой семейство гомологичных ферментов, встречающихся как у эукариот, так и у прокариот. Эукариотические АТФазы животных включают уже упомянутую выше №,К-АТФазу, обеспечивающую поддержание мембранного потенциала в возбудимых клетках, регуляцию клеточного объема и Na-зависимый транспорт ионов и метаболитов, родственную ей Н,К-АТФазу, ответственную за секрецию Н+ в желудке, Са-АТФазы плазматических мембран и сарко(эндо)плазматического ретикулума(SERCA АТФазы), обеспечивающие регуляцию внутриклеточной концентрации Са2+ (последние обнаружены также у растений). Кроме того, у растений и дрожжей имеется Н-АТФаза, участвующая в Независимом поглощении метаболитов (Moller et al., 1996). Представителями прокариотических АТФаз Р-типа являются Kdp-АТФаза Escherichia coli, обеспечивающая аккумуляциюК (Altendorf et al., 1992), Mg -АТФаза Staphylococcus typhimurium, участвующая в выведенииMg (Smith et al.,1993), Сс12+-АТФаза (Silver et al., 1993) и Си+-АТФаза (Solioz et al., 1994), обнаруженные соответственно у Staphylococcus aureus, и Escherichia hirae и обеспечивающие поглощение этих катионов микроорганизмами. АТФазы, участвующие в аккумуляции некоторых тяжелых металлов, в частности, Си+, обнаружены также у человека, их дефицит приводит к развитию патологий (болезнь Вильсона, болезнь Менке) (Solioz, et al., 1994).

Основной структурной и функциональной единицей АТФаз Р-типа является интегральный мембранный белок, который у эукариотических АТФаз имеет молекулярную массу около 110 кДа (исключение составляет Са-АТФаза плазматических мембран с молекулярной массой около 140 кДа). Прокариотические АТФазы характеризуются меньшей молекулярной массой (около 70 кДа). Полипептидная цепь АТФазы Р-типа эукариот уложена в липидный бислой мембраны таким образом, что ее N- и С-концевые фрагменты располагаются в цитоплазме. Она образует 10 внутримембранных сегментов, имеющих структуру а-спирали. 4 трансмембранных фрагмента находятся в N-концевой половине молекулы и 6 - в С-концевой. Контактирующие между собой а-спирали трансмембранных фрагментов формируют ион-проводящие пути, через которые осуществляется перемещение катионов. Между 4-м и 5-м трансмембранными фрагментами располагается большойцитоплазматический домен, в состав которого входит почти половина аминокислотных остатков белка. В этом домене находится активный центр фермента, обеспечивающий гидролиз АТФ (Moller et al., 1996).

Отличительной чертой АТФаз Р-типа является специфическая зависимость их активности от концентрации переносимого катиона: АТФаза активируется низкими концентрациями катиона с той стороны мембраны, откуда катион переносится, и малочувствительна к тому же катиону с противоположной стороны мембраны. Это приводит к созданию значительного градиента концентраций катионов через мембрану, например, Н,К-АТФаза обеспечивает концентрационный градиент более, чем 106 (Sachs et al., 1989), Ca-АТФаза саркоплазматического ретикулума -103 -104 (Berman, 1982).

Активность ион-транспортирующих АТФаз регулируется как ионным составом цитоплазмы и структурным состоянием липидного бислоя мембран (Starling et al., 1995), так и некоторыми эндогенными белками-регуляторами, которые взаимодействуют непосредственно с молекулами этих ферментов. Так, Са-АТФаза плазматических мембран регулируется Са-связывающим белком кальмодулином (Carafoli, 1991), Са-АТФаза саркоплазматического ретикулума сердца - интегральным мембранным белком фосфоламбаном (James et al., 1989), а Н,К-АТФаза - недавно обнаруженным белком с молекулярной массой 67 кДа (Cuppoletti et al., 1995). Этот белок был обнаружен и очищен с помощью антител против мелиттина- амфипатического пептида из пчелиного яда. Предполагается, что в тканях млекопитающих могут присутствовать неизвестные регуляторные белки, имеющие в своей структуре участок, напоминающие по структуре молекулу мелиттина.

Недавно было установлено, что мелиттин ингибирует Н,К-АТФазу слизистой оболочки желудка и Ка,К-АТФазу плазматических мембран, взаимодействуя непосредственно с этими ферментами. Са-АТФаза саркоплазматического ретикулума скелетных мышц также ингибируется мелиттином, но механизм его действия на этот фермент еще недостаточно изучен.

В связи с этим в настоящей работе был подробно исследован механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума7мелиттином. Кроме того, были получены антимелиттиновые антитела, с помощью которых в некоторых тканях кролика были идентифицированы белки, взаимодействующие с этими антителами, получен очищенный белок с молекулярной массой 67 кДа и исследовано его влияние на активность Са-АТФазы.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Маст, Наталия Владимировна

V. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате проделанной работы установлено, что мелиттин является необратимым ингибитором Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума, причем ингибирование фермента развивается во времени двухфазно. Константы скорости инактивации фермента в быстрой и медленной фазах инактивации различаются на порядок, то есть, процессы, описываемые этими фазами ингибирования, протекают во времени с разными скоростями.

Анализ рН-зависимости ингибирования Са-АТФазы мелиттином показал, что при рН 6,0 пептид не оказывает ингибирующего действия на фермент. Повышение рН среды преинкубации приводит к развитию ингибирующего эффекта, причем полное развитие ингибирующего действия мелиттина происходит в диапазоне рН 6,0 - 7,0, и дальнейшее увеличение рН до 8,5 не оказывает значительного влияния на ингибирование Са-АТФазы мелиттином. Мелиттин взаимодействует с мембранами ретикулума, делая их проницаемыми для ионов кальция. Анализ вызываемой мелиттином агрегации Са-АТФазы в мембранах ретикулума показал, что мелиттин действительно приводит к агрегации фермента в мембране. Но и его взаимодействие с мембраной и вызываемая им агрегация фермента не являются причиной инактивации Са-АТФазы так как существуют условия, при которых происходит инактивация фермента, но не наблюдается его агрегации (соотношение Са-АТФаза:мелиттин = 1:5). С другой стороны, при рН среды преинкубации, равном 6,0, происходит агрегация Са-АТФазы в мембране, тогда как инактивации фермента не происходит. Следовательно, вызываемая мелиттином двухфазная инактивация Са-АТФазы связана со взаимодействием мелиттина с двумя типами центров, расположенными на молекуле фермента. Тот факт, что процент ингибирования активности в быстрой и медленной фазах инактивации увеличивается одинаково, говорит о том, что центры, с которыми взаимодействует мелиттин, имеют сходную природу. Во всем исследуемом диапазоне рН заряд молекулы

мелиттина одинаков и равен +6, поэтому развитие ингибирующего эффекта при защелачивании среды преинкубации говорит о том, что за связывание мелиттина отвечают ионизируемые группы фермента, рК которых находятся около 6,5.

Увеличение концентрации АТФ в среде преинкубации Са-АТФазы с мелиттином от 0 до 3,0 мМ приводит к снижению доли активности, ингибируемой в быстрой фазе инактивации от50 до 5%, тогда как доля активности, ингибируемой в медленной фазе инактивации практически не изменяется. Итак, АТФ защищает фермент от инактивирующего действия мелиттина, практически полностью устраняя быструю фазу инактивации, и не оказывая влияния на медленную фазу. Концентрация АТФ, которая обеспечивает полумаксимальную защиту Са-АТФазы от инактивации мелиттином в быстрой фазе составляет около 500 мкМ. Добавление ГТФ в среду преинкубации никак не влияет на характер ингибирования Са-АТФазы мелиттином.

Известно, что зависимость активности Са-АТФазы от концентрации АТФ не описывается кинетикой Михаэлиса-Ментен, так как в области высоких концентраций АТФ наблюдается дополнительная активация фермента и приводятся 2 значения Кт для АТФ - 10 мкМ (в области низких концентраций субстрата) и 400 мкМ (в области высоких концентраций нуклеотида) (Бе Ме1з, 1пез1, 1982). Одним из объяснений такой зависимости является существование Са-АТФазы в виде мономеров и олигомеров. При этом мономерная форма фермента характеризуется низкой активностью и высоким сродством к АТФ, а олигомерная форма -высокой активностью и низким сродством к субстрату (Болдырев, Рубцов, 1982).

В рамках модели, согласно которой Са-АТФаза присутствует в мембранах ретикулума в мономерной и олигомерной формах двухфазный характер ингибирования фермента мелиттином можно объяснить тем, что пептид по разному ингибирует 2 формы Са-АТФазы и взаимодействие с одной из них приводит к быстрой инактивации фермента, а

взаимодействие с другой - к медленной. То, что быстрая фаза инактивации Са-АТФазы мелиттином устраняется высокими концентрациями АТФ (К0 5 = 500 мкМ) и именно при этих концентрациях субстрата происходит кооперативное насыщение активных центров олигомерных форм фермента, говорит о том, что быстрая фаза ингибирования Са-АТФазы отражает взаимодействие мелиттина с этой формой фермента. В таком случае, медленная фаза инактивации отражает взаимодействие мелиттина с мономерной формой Са-АТФазы.

ГТФ - субстрат, гидролиз которого Са-АТФазой подчиняется кинетике Михаэлиса-Ментен и не сопровождается дополнительной активацией фермента. Оказалось, что ГТФ не оказывает влияния на характер ингибирования Са-АТФазы мелиттином даже при его добавлении в среду преинкубации фермента с пептидом в высоких концентрациях (3,0 мМ).

По-видимому, связывание ГТФ в активном центре Са-АТФазы и связывание АТФ с центром, имеющим высокое сродство к нуклеотиду, не препятствует взаимодействию мелиттина с ферментом и проявлению его ингибирующего действия. Только связывание высоких концентраций АТФ с центром, имеющим низкое сродство к нуклеотиду, защищает Са-АТФазу от ингибирования мелиттином, устраняя быструю фазу инактивации. Поскольку высокие концентрации АТФ (но не ГТФ) вызывают значительные изменения конформационного состояния молекулы Са-АТФазы (Рубцов, 1982), можно предположить, что защитное действие таких концентраций АТФ обеспечивается изменением конформации молекулы фермента. Связывание нуклеотидов в активном центре Са-АТФазы не создает препятствий для обеспечения ингибирующего действия мелиттина.

Итак, мономерная форма Са-АТФазы имеет высокое сродство (по нашим данным Кт = 7,8 мкМ) к АТФ и гидролизует субстрат в соответствии с кинетикой Михаэлиса-Ментен. При высоких концентрациях АТФ происходит кооперативное насыщение активных

центров олигомеров фермента, имеющих низкое сродство к субстрату (К0;5 = 522 мкМ). Зависимость активности этой формы фермента от концентрации субстрата имеет сигмоидальный характер. Совместная работа мономерной и олигомерной форм фермента и обеспечивает сложный вид зависимости активности Са-АТФазы от концентрации субстрата.

При использовании низких концентраций АТФ (25 и 50 мкМ) для измерении активности Са-АТФазы (в условиях, когда гидролиз субстрата обеспечивается преимущественно мономерной формой фермента) ингибирование фермента мелиттином становится однофазным и характеризуется константой скорости, соответствующей константе скорости ингибирования фермента в медленной фазе инактивации. Это подтверждает наше предположение о том, что медленная фаза ингибирования Са-АТФазы мелиттином отражает взаимодействие пептида с мономерной формой фермента.

Об этом же свидетельствует медленное однофазное ингибирование мелиттином пара-нитрофенилфосфатазной активности Са-АТФазы. Известно, что гидролиз пНФФ подчиняется кинетике Михаэлиса и предполагается, что этот субстрат гидролизуется только мономерной формой Са-АТФазы (Rossi et al., 1981).

Полученный нами с использованием неионного детергента С12Е9 солюбилизированный препарат фермента гидролизует АТФ в соответствии с кинетикой Михаэлиса (Кт = 30 мкМ, Vmax = 10,0 мкмоль/мин мг белка), что свидетельствует о разрушении олигомерных комплексов фермента и его переходе в мономерное состояние. Ингибирование мелиттином активности Са-АТФазы

солюбилизированного препарата CP представляет собой однофазный процесс, константа скорости которого характерна для медленной фазы ингибирования нативного фермента. При этом однофазный характер ингибирования наблюдается при измерении активности в присутствии как низких, так и высоких концентрации АТФ, а введение АТФ в среду

преинкубации фермента с мелиттином не влияет на характер ингибирования.

Таким образом, эти данные также подтверждают наше предположение, согласно которому медленная фаза ингибирования Са-АТФазы мелиттином обеспечивается взаимодействием пептида с мономерной формой фермента.

Ингибирование мелиттином Са-АТФазной активности препаратов СР, в которых разными способами индуцирована агрегация Са-АТФазы (обработка препаратов СР глицерином и термообработка СР), является однофазным процессом. В этом случае константа скорости ингибирования фермента соответствует константе скорости быстрой фазы инактивации Са-АТФазы нативного препарата СР, или несколько превышает ее. Эти данные подтверждают предположение, согласно которому быстрая фаза инактивации мелиттином Са-АТФазы нативных препаратов СР отражает взаимодействие мелиттина с олигомерной формой фермента.

Таким образом, двухфазный процесс ингибирования Са-АТФазы СР мелиттином удовлетворительно описывается в рамках модели, согласно которой фермент присутствует в мембранах ретикулума в мономерной и олигомерной формах. Быстрая фаза ингибирования ферментативной активности отражает взаимодействие мелиттина с олигомерными комплексами Са-АТФазы, тогда как медленная фаза -взаимодействие пептида с мономерами фермента.

Вторая часть настоящей работы была направлена на поиск и идентификацию мелиттин-подобных белков. Ранее белки, взаимодействующие с антителами на мелиттин и имеющие молекулярную массу 67 кДа были обнаружены в слизистой оболочке желудка кролика и было установлено, что они активируют Н,К-АТФазу. Нами были получены антимелиттиновые антитела, с использованием которых в цитозольной фракции слизистой оболочки желудка и цитозольной и мембранной фракциях скелетных мышц были обнаружены белки с молекулярной массой 67 кДа, взаимодействующие с этими антителами.

По-видимиому, мелиттин-подобные белки достаточно широко распространены в разных тканях млекопитающих, что подтверждает их возможную регуляторную роль. Эти белки могут быть одинаковыми во всех тканях. По крайней мере, они должны иметь идентичный или близкий по структуре участок, содержащий мелиттин-подобную детерминанту, который обеспечивает их взаимодействие с антимелиттиновыми антителами и с белками-мишенями.

Интересен и тот факт, что очищенный мелиттин-подобный белок из слизистой оболочки желудка способен активировать Са-АТФазу саркоплазматического ретикулума скелетных мышц (в 2 раза при его концентрации 2 мкМ).

Поскольку этот белок активирует Н,К-АТФазу слизистой оболочки желудка и Са-АТФазу саркоплазматического ретикулума - ферментов, относящихся к семейству ион-транспортирующих АТФаз ЕгЕ2-типа, можно предполагать, что АТФазы являются, по крайней мере, одной из мишеней действия этих регуляторных белков. Тот факт, что мелиттин является ингибитором ион-транспортирующих АТФаз а мелитгин-подобные белки, наоборот, активируют, по крайней мере, два фермента из этого семейства, позволяет считать, что механизм взаимодействия мелиттина и мелиттин-подобных белков с этими ферментами существенно различается. Вероятно, мелиттин-подобная детерминанта этих белков обеспечивает их связывание с белками-мишенями, а другие домены, которые отсутствуют у короткого пептида (мелиттина), обеспечивают их активирующее действие. Можно предположить, что короткие фрагменты этих белков, содержащие мелиттин-подобную детерминанту, будут лишены активирующей активности и, напротив, будут обладать ингибирующим действием. Таким образом, механизм активирующего действия мелиттин-подобных белков и взаимосвязь этого типа регуляции с другими факторами, регулирующими работу ион-транспортных АТФаз, пока не ясны и требуют дальнейшего исследования.

VI. выводы.

1. Мелиттин является необратимым ингибитором Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума скелетных мышц кролика. В условиях реакции псевдопервого порядка ингибирование представляет собой двухфазный процесс с константами скорости инактивации фермента в быстрой и медленной фазах

1,2 и 0,12 мин"1 соответственно.

2. Ингибирующее действие мелиттина на Са-АТФазу удовлетворительно описывается в рамках модели, согласно которой фермент присутствует в мембранах саркоплазматического ретикулума в двух формах: мономерной и олигомерной. При этом быстрая фаза инактивации Са-АТФазы мелиттином отражает взаимодействие пептида с олигомерными формами фермента, а медленная - его взаимодействие с мономерами Са-АТФазы.

3. С использованием антимелиттиновых антител в микросомальной и цитоплазматической фракциях скелетных мышц кролика обнаружен мелиттин-подобный белок с молекулярной массой 67 кДа, идентичный по электрофоретической подвижности мелиттин-подобному белку из слизистой оболочки желудка кролика.

4. Очищенный с помощью иммуноаффинной хроматографии мелиттин-подобный белок из слизистой оболочки желудка кролика в концентрации 2 мкМ увеличивает в 2 раза скорость гидролиза АТФ Са-АТФазой саркоплазматического ретикулума скелетных мышц.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Маст, Наталия Владимировна, Москва

1. Болдырев А. А. (1977) Биохимические аспекты электромеханического сопряжения. МГУ, Москва.

2. Болдырев А. А., Мельгунов В. И. (1985) Транспортные АТФазы. Итоги науки и техники. Серия "Биофизика", 17, ВИНИТИ, Москва.

3. Болдырев А. А., Рубцов А. М. (1982) Кооперативные свойства транспортных АТФаз. В книге «Регуляция функции ферментов», Москва.

4. Геймонен Э. Р., Рубцов А. М., Болдырев А. А. (1994) Механизм температурного разобщения Са-насоса саркоплазматического ретикулума: изменение функциональных свойств и структурного состояния молекулы фермента. Биохимия, 58, N8, 1296-1306.

5. Коркаш В. И., Федоров А. Н. (1987) Влияние кортикотропина и гидрокортизона на активность Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума скелетных мышц. Бюллетень Эксп. Биол. Мед., 104, N8, 174-176.

6. Кэтти Р. П. (1991) Антитела. Методы. «Мир», Москва.

7. Лущак В. И., Рубцов А. М., Болдырев А. А. (1983) Взаимодействие АТФ с Са-АТФазой саркоплазматического ретикулума; влияние на конформационное состояние фермента. Украинский биохимический журнал, 55, N5, 507-512.

8. Ритов В. Б., Мельгунов В. И., Комаров П. Г., Алексеева О. М., Акимова Е. И. (1977) Интегральные белки мембран саркоплазматического ретикулума скелетных мышц кролика и карпа. Докл. АН СССР, 233, 727-733.

9. Рэкер Э. (1979) Биоэнергетические механизмы: новые взгляды. «Мир», Москва.

10. Altendorf K., Siebers A., Epstein W. (1992) The KDP ATPase of Escherichia coli. Ann. N. Y. Acad. Sc., 671, 228-243.

11. Andersen J. P. (1989) Monomer-oligomer equilibrium of sarcoplasmic reticulum Ca-ATPase and the role of subunit interaction in the Ca2+ pump mechanism. Biochim. Biophys. Acta, 988, N1,47-72.

12. Andersen J. P., Moller J. V. (1985) The role of Mg2+ and Ca2+ in the simultaneous binding of vanadate and ATP at the phosphorylation site of sarcoplasmic reticulum Ca -ATPase. Biochim. Biophys. Acta, 815, N1, 915.

13. Andersen J. P., Vilsen B. Equilibrium between monomers and oligomers of soluble Ca2+-ATPase during the functional cycle. (1985) FEBS Lett., 189, N1, 13-17.

14. Andersen J. P., Vilsen B. (1994) Amino acids Asn796 and Thr799 of the Ca(2+)-ATPase of sarcoplasmic reticulum bind Ca2+ at different sites. J. Biol. Chem., 269, N22, 15931-15936.

15. Anderson К., W., Murphy A., J. (1983) Alterations in the structure of the ribose moiety of ATP reduce its effectiveness as a substrate for the sarcoplasmic reticulum ATPaseJ. Biol., Chem., 258, N23, 14276-14278.

16. Baker K. J., East J. M., Lee A. G. (1995) Mechanism of inhibition of the Ca2+-ATPase by melittin. Biochemistry, 34, N11, N1, 3596-3604.

17. Baskin R. J., Hanna S. (1979) Cross-linking of the (Ca2+ + Mg2+)-ATPase protein. Biochim. Biophys. Acta, 576, N1, 61-70.

18. Baskin R. J., Kawamoto R. (1984) Stereological analysis of transverse tubules and sarcoplasmic reticulum isolated from normal and dystrophic skeletal muskle. Biochim. Biophys. Acta, 771, 109-118.

19. Bazzo R., Tappin M. J., Pastore A., Harvey T. S., Carver J. A., Campbell I. D. (1988) The structure of melittin. A XH-NMR study in methanol. Eur. J. Biochem., 173, 139-146.

20. Beeler Т., Keffer J. (1984) The rate of Ca translocation by sarcoplasmicУ Areticulum (Ca + Mg )-ATPase measured with intravesicular arsenazo III. Biochim. Biophys. Acta, 773, N1, 99-105.

21. Berman M. C. (1982) Energy coupling and uncoupling of active calcium transport by sarcoplasmic reticulum membranes. Biochim. Biophys. Acta, 694, N1,95-121.

22. Berridge M. J. (1993) Inositol triphosphate and calcium signaling. Nature, 361,315-325.

23. Birmachu W., Thomas D. D. (1990) Rotational dynamics of the Ca-ATPase in sarcoplasmic reticulum studied by time-resolved phosphorescence anisotropy. Biochemistry, 29, N16, 3904-3914.

24. Birmachu W., Voss J. C., Louos C. F., Thomas D. D. (1993) Protein and lipid rotational dynamics in cardiac and skeletal sarcoplasmic reticulumdetected by EPR and phosphorescence anisotropy. Biochemistry, 32, N 36, 9445-9453.

25. Brandi C. J., Green N. M., Korczak B., MacLennan D. H. (1986) Two Ca2+ ATPase genes: homologies and mechanistic implications of deduced amino acid sequences. Cell, 44, N4, 597-607.

26. Brandt N. R., Caswell A. H., Wen S. R., Talvenheimo J. A. (1990) Molecular interactions of the junctional foot protein and dihydropyridine receptor in skeletal muscle triads. J. Membr. Biol., 113, N3, 237-251.

27. Burkli A., Cherry R. J. (1981) Rotational motion and flexibility of Ca ,Mg -dependent adenosine 5-triphosphatase in sarcoplasmic reticulum membranes. Biochemistry, 20, N1, 138-145.

28. Campbell K. P. (1986) In: Sarcoplasmic reticulum in muscle physiology. CRC Press, Boca, Raton, FL, 1, 65-99.

29. Cannell M. B., Berlin J. R„ Lederer W. J. (1987) Effect of membrane potential changes on the calcium transient in single rat cardiac muscle cells. Science, 238, N4832, 1419-1423.

30. Carafoli E. (1991) Calcium pump of the plasma membrane. Physiol. Rev., 71, N1, 129-153.

31. Carvalho-Alves P. C., Oliveira C. R., Verjovski-Almeida S. (1985) Stoichiometric photolabeling of two distinct low and high affinity nucleotide sites in sarcoplasmic reticulum ATPase. J. Biol. Chem., 260, N7, 4282-4287.

32. Castellani L., Hardwicke P. M. D., Vibert P. (1985) Dimer ribbons in the three-dimensional structure of sarcoplasmic reticulum. J. Mol. Biol., 185, N3, 579-594.

33. Caswell A. H., Brandt N. R. (1981) Ion-induced release of calcium from isolated sarcoplasmic reticulum. J. Membr. Biol., 58, N1, 21-33.

34. Chavis P., Fagni L., Lansman J. B., Bockaert J. (1996) Functional coupling between ryanodine receptors and L-type calcium channels in neurons. Nature, 382, N6593, 719-722.

35. Clark M. A., Conway T. M., Schore R. G., Crooke S. T. (1987) Identification and isolation of a mammalian protein which is antigenically and functionally related to the phospholipase A2 stimulatory peptide melittin. J. Biol. Chem., 262, N9, 4402-4406.

36. Clarke D. M., Loo T. W., Inesi G., MacLennan D. H. (1989) Location of high affinity Ca2+-binding sites within the predicted transmembrane domain of the sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase. Nature, 339, N6224, 476-478.

37. Coll R. J., Murphy A. J. (1985) Sarcoplasmic reticulum Ca-ATPase: produkt inhibition suggests an allosteric site for ATP activation. FEBS Lett., 187, N1, 131-134.

38. Coll R. J., Murphy A. J. (1991) Kinetic evidence for two nucleotide binding site on the Ca-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Biochemistry, 30, N6, 1456-1461.

39. Coronado R., Morrissette J., Sukhareva M., Vaughan D. M. (1994) Structure and function of ryanodine receptors. Am. J. Physiol., 266, C1485-1504.

40. Cuppoletti J. (1989) Melittin inhibition of the gastric (H+-K+)-ATPase and1photoaffinity labeling with I. Asidosalicylil melittin. Arch. Biochem. Biophys., 275, N1,263-270.

41. Cuppoletti J. (1990) 1251. Asidosalicylil melittin binding domains: evidence for a polypeptide receptor on the gastric (H+-K+)-ATPase. Arch. Biochem. Biophys., 278, N2, 409-415.

42. Cuppoletti J., Abbott A. J. (1990) Interaction of melittin with the (Na+-K+)ATPase: evidence for a melittin induced conformational change. Arch. Biochem. Biophys., 283 ,N2,249-257.

43. Cuppoletti J., Huang P., Kaetzel M. A., Malinowska D. H. (1993) Stimulus-associated protein in gastric parietal cell detected using antimelittin antibody. Am. J. Physiol., 264 (Gastrointest. Liver Physiol., 27), G637-G644.

44. Cuppoletti J., Rubtsov A. M., Lopina O. D. (1995) Interactions of a potential regulatory protein with the gastric H+/K+ATPase. Biophys. J., 68, N2, A235.

45. Damiani E., Margreth A. (1991) Subcellular fractionation to junctional sarcoplasmic reticulum and biochemical characterization of 170 kDa Ca(2+)- and low-density-lipoprotein-binding protein in rabbit skeletal muscle. Biochem. J., 277, N3, 825-832.

46. Dawson C. R., Drake A. F., Hellivell J., Hider R. C. (1978) The interaction of bee melittin with lipid bilayer membranes. Biochim. Biophys. Acta, 510, N1, 75-86.

47. Deamer D. W., Baskin R. J. (1969) Ultrastrukture of sarcoplasmic reticulum preparations. J. Cell. Biol., 42,269-307.

48. Dean W. L., Tanford C. (1978) Properties of a delipidated, detergent-activated Ca2+-ATPase. Biochemistry, 17, N9, 1683-1690.

49. Degani C., Boyer P. D. (1973) A borohydride reduction method for characterization of the acyl phosphate linkage in proteins and its application to sarcoplasmic reticulum adenosine triphosphatase. Biol. Chem. 248, N23, 8222-8226.

50. Dempsey C. E. (1990) The actions of melittin on membranes. Biochim. Biophys. Acta, 1031, N2, 143-161.

51. Diaz-Munoz M., Hamilton S. L., Kaetzel M. A., Hazarika P. (1990)9.4Modulation of Ca release channel activity from sarcoplasmic reticulum by annexin VI (67-kDa calcimedin). J. Biol. Chem., 265, N26, 15894-15899.

52. Drake A. F., Hider R. C. (1979) The structure of melittin in lipid bilayer membranes. Biochim. Biophys. Acta, 555, N2, 371-373.

53. Dufourcq J., Faucon J-F. (1977) Intrinsic fluorescence stude of lipid-protein interactions in membrane models: Binding of melittin, an amphipathic peptide, to phospholipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta, 467, N1, 1-11.

54. Dupont Y., Le Maire M. (1980) Fluorometric study of the solubilized Ca2+-ATPase of sarcoplasmic reticulum. FEBS Lett., 115, N2, 247-252.

55. Dupont Y., Pougeoois R., Ronjat M., Verjovsky-Almeida S. (1985) Two distinct classes of nucleotide binding sites in sarcoplasmic reticulum Ca-ATPase revealed by 2',3'-0-(2,4,6-trinitrocyclohexadienylidene)-ATP. J. Biol. Chem., 260, N12, 7241-7249.

56. Dux L., Martonosi A. (1983) Two-dimensional arrays of proteins in sarcoplasmic reticulum and purified Ca -ATPase vesicles treated with vanadate. J. Biol. Chem., 258, N4, 2599-2603.

57. Dux L., Tailor K. A., Ting-Beal H. P., Martonosi A. (1985) Crystallization of the Ca -ATPase of sarcoplasmic reticulum by calcium and lanthanide ions. J. Biol. Chem., 260, N21,11730-11743.

58. Eisenberg D. (1984) Three-dimensional structure of membrane and surface proteins. Annu. Rev. Biochem., 53, 595-623.

59. Endo M., Tanaka M., Ogawa Y. (1970) Calcium Induced Release of calcium from sarcoplasmic reticulum of skinned skeletal muscle fibres. Nature (London), 228, 34-36.

60. Engvall E., Perlman P. (1971) Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). Quantitative assay of immunoglobulin G. Immunochemistry, 8, N9, 871-874.

61. Fassold E., Hasselbach W. (1986) The dependence on internal pH of Ca2+-fluxes across sarcoplasmic reticulum vesicular membranes. Eur. J. Biochem., 154, N1,7-14.

62. Fiehn W., Hasselbach W. (1970) The effect of phospholipase A on the calcium transport and the role of unsaturated fatty acids in ATPase activity of sarcoplasmic vesicles. Eur. J. Biochem., 13, N3, 510-518.

63. Ford L. E., Podolsky R. J. (1970) Regenerative calcium release within muscle cells. Science, 167, N914, 58-59.

64. De Foresta B., Champeil P., Le Maire M. (1990) Different classes of tryptophan residues involved in conformational changes characteristic of the sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase cycle. Eur. J. Biochem., 194, N2, 383388.

65. Franzini-Armstrong C., Ferguson D. G. (1985) Density and disposition of Ca2+-ATPase in sarcoplasmic reticulum membrane as determined by shadowing technique. Biophys. J., 48, N4, 607-615

66. Fliegel L., Leberer E., Green N. M., MacLennan D. H. (1989) The fast-twitch muscle calsequestrin isoform predominates in rabbit slow-twitch soleus muscle. FEBS Lett., 242, N2, 297-300.

67. FukushimaN., Kohno M., Kato T., Kawamoto S., Okuda K., Misu Y., Ueda H. (1998) Melittin, a metabostatic peptide inhibiting Gs activity. Peptides, 19, N5,811-819.

68. Geimonen E., Batrukova M. A., Rubtsov A. M. (1994) Thermal uncoupling of the Ca(2+)-transporting ATPase in sarcoplasmic reticulum. Changes in surface properties of light vesicles. Eur. J. Biochem. 225, N1, 347-354.

69. Georghiou S., Thompson M., Mukhopadhyay A. K. (1981) Melittin -phospholipid interaction: Evidence for melittin aggregation. Biochim. Biophys. Acta, 642, N2, 429-432.

70. Georghiou S., Thompson M., Mukhopadhyay A. K. (1982) Melittin -phospholipid interaction studied by employing the single tryptophan residue as an intrinsic fluorescent probe. Biochim. Biophys. Acta, 688, N2, 441452.

71. De Grado W. F., Musso G. F., Lieber M., Kaiser E. T., Kezdy F. J. (1982) Kinetics and mechanism of hemolysis induced by melittin and by synthetic melittin analogue. Biophys. J., 37, N1, 329-338.

72. Green N. M., Stokes D. L. (1992) Structural modeling of P-type ion pumps. Acta Physiol. Scand. Suppl., 607, 59-68.

73. Gupta R. C., Davi B. A., Kranias E. G. (1988) Mechanism of stimulation of cardiac sarcoplasmic reticulum calcium pump by calmodulin. Membrane Biochemistry, 7, N2, 73-86.

74. Haberman E. (1972) Bee and wasp venoms. Science, 177, N4046, 314-322.

75. Hardwicke P. M., Green N. M. (1974) The effect of delipidation on the adenosine triphosphatase of sarcoplasmic reticulum. Electron microscopy and physical properties. Eur. J. Biochem., 42, N1, 183-193.

76. Hasselbach W. (1978) The reversibility of the sarcoplasmic calcium pump. Biochim. Biophys. Acta, 515, N1,23-53.

77. Hasselbach W., Makinose M. (1962) ATP and active transport. Biochem. Biophys. Res. Commun., 7, 132-136.

78. Herrmann T. R., Shamoo A. E. (1983) Ionophorous properties of the 1394. 9-1

79. Da fragment from sarcoplasmic reticulum (Ca +Mg )-ATPase. Biochim. Biophys. Acta, 732, N3, 647-650.

80. Hidalgo C, Thomas DD, Ikemoto N. (1978) Effect of the lipid environment on protein motion and enzymatic activity of sarcoplasmic reticulum calcium ATPase. J. Bio. Chem., 253, N19, 6879-6887.

81. Hider R. C., Khader F., Tatham A. S. (1983) Lytic activity of monomeric and oligomeric melittin. Biochim. Biophys. Acta, 728, N2, 206-214.

82. Highsmith S., Barker D., Scales D. J. (1985) High-affinity and low-affinity vanadate binding to sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase labeled with fluorescein isothiocyanate. Biochim. Biophys. Acta, 817, N1, 123-133.

83. Hilkert R., Zaidi N., Shome K., Nigam M., Lagenaur C., Salama G. (1992) Properties of immunoafflnity purified 106-kDa Ca2-i- release channels from the skeletal sarcoplasmic reticulum. Arch. Biochem. Biophys., 292, N1,1-15.

84. Hymel L., Maurer A., Berenski C., Jung C. Y., Fleischer S. (1984) Target size of calcium pump protein from skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 259, N8, 4890-4895.

85. Ikemoto N., Bhatnagar G. M., Nagy B., Gergely J. (1972) Interaction of divalent cations with the 55,000-dalton protein component of the sarcoplasmic reticulum. Studies of fluorescence and circular dichroism. J. Biol. Chem., 247, N23, 7835-7837.

86. Ikemoto N., Garcia A. M., Kurobe Y., Scott T. L. (1981) Nonequivalent subunits in the calcium pump of sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 256, N16, 8593-8601.

87. Ikemoto N., Miyao A., Kurobe Y. (1981) Further evidence for an oligomeric calcium pump by sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 256 N21, 10809-10814.

88. Inesi G. (1971) P-nitrophenyl phosphate hydrolysis and calcium ion transport in fragmented sarcoplasmic reticulum. Science, 171, N974, 901903.

89. Inesi G. (1972) Active transport of calcium ion in sarcoplasmic membranes. Ann. Rev. Biophys. Bioeng., 1, 191-210.

90. Inesi G. (1985) Mechanism of calcium transport. Ann. Rev. Physiol., 47, 573-601.

91. Inesi G., Kirtley M. R. (1992) Structural features of cation transport ATPases. Journal of Bioenergetics and Biomembranes, 24, N3, 271-283.

92. Inesi G., de Meis L. (1989) Regulation of steady state filling in sarcoplasmic reticulum. Roles of back-inhibition, leakage, and slippage of the calcium pump. Biol. Chem., 264, N10, 5929-5936.

93. James P., Maeda M., Fisher R., Yerma A. K., Krebs J., Penniston J. T., Carafoli E. (1988) Identification and primary structure of a calmodulin binding domain of the Ca2+ pump of human erythrocytes. J. Biol. Chem., 263, N6, 2905-2910.

94. James P., Inui M., Tada M., Chiesi M., Carafoli E. (1989) Nature and site of phospholamban regulation of the Ca2+ pump of sarcoplasmic reticulum. Nature, 342, N6245, 90-92.

95. Jilka R. L., Martonosi A. N., Tillack T. W. (1975) Effect of the purified (Mg2++Ca2+)-activated ATPase of sarcoplasmic reticulum upon the passive Ca2+ permeability and ultrastructure of phospholipid vesicles. J. Biol. Chem., 250, 7511-7524.

96. Jilka R. L., Martonosi A. N. (1977) The effect of calcium ion transport ATPase upon the passive calcium ion permeability of phospholipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta, 466, N1, 57-67.

97. Jona I., Matko J., Martonosi A. (1990) Structural dynamics of the Ca2(+)-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Temperature profiles of fluorescence polarization and intramolecular energy transfer. Biochim. Biophys. Acta, 1028, N2, 183-199.

98. Kaiser E. T., Kezdy F. J., (1984) Amphiphilic secondary structure: design of peptide hormones. Science, 223, N4633, 249-255.

99. Kempner E. S., Fleisher S. (1989) Radiation inactivation of membrane components and molecular mass determination by target analysis. Methods Enzymol., 172, 410-439.

100. Kielley W. W., Meyerhof O. (1948) Studies on adenosinetriphosphatase of muscle. II. A new magnesium-activated adenosinetriphosphatase. J. Biol. Chem., 176, 591-601.

101. Kim D. H., Lee Y. S., Landry A. B. 3d (1992) Regulation of Ca2+ release from sarcoplasmic reticulum in skeletal muscles. Mol. Cel. Biochem., 114, N1-2, 105-108.

102. King T. P., Sobotka A. K., Kochoumian I., Lichtenstein L.M. (1976) Allergens of honey bee venom. Arch. Biochem. Biophys., 172, N2, 661671.

103. Knudson C. M., Stang K. K, Jorgensen A. O, Campbell K. P. (1993) Biochemical characterization of ultrastructural localization of a majorjunctional sarcoplasmic reticulum glycoprotein (triadin). J. Bio.l Chem., 268, N17, 12637-12645.

104. Kracke G. R., Martonosi A. (1984) Fluorescence studies of ATPase interactions in sarcoplasmic reticulum. Biophys. J., 45, N2, 190a.

105. Kutchai H., Boyd K., Xu Q., Weis C. P., (1991) Influence of the 53 kDa glycoprotein on the cooperativity of the Ca(2+)-ATPase of the sarcoplasmic reticulum. Biochim. Biophys. Acta, 1064, N1, 49-54.

106. Laemmli U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, N259, 680-685.

107. Leonards K. S., Kutchai H., (1985) Coupling of Ca2+ transport to ATP hydrolysis by the Ca -ATPase of sarcoplasmic reticulum: potential role of the 53-kilodalton glycoprotein. Biochemistry, 24, N18,4876-4884.

108. Ligari G., Stefani M., Berti A., Nassi P., Ramponi G. (1980) Effect of acylphosphates on Ca2+ uptake by sarcoplasmic reticulum vesicles. Arch. Biochem. Biophys., 200, N2, 357-363.

109. Louis C. F., Shooter E. M. (1972) The proteins of rabbit skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. Arch. Biochem. Biophys., 153, N2, 641-655.

110. Lowry O. H., Rosebrough N. G., Farr A. L., Randall R. J. (1951) Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem., 193,265-272.

111. Ludi H., Hasselbach W. (1982) Fluorescence studies on N-(3-pyrene)maleinimide-labeled sarcoplasmic reticulum ATPase in native and solubilized membranes. Z. Naturforsch C., 37, N11-12, 1170-1179.

112. Lund S., Orlowski S., De Foresta B., Champeli P., Le Maire M., Moller J. V. (1989) Detergent structure and associated lipid as determinants in the stabilisation of solubilized Ca-ATPase from sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 264, N9, 4907-4915.

113. MacLennan D. H. (1970) Purification and properties of an adenosine triphosphatase from sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 245, N17, 4508-4518.

114. MacLennan D. H. (1990) Molecular tools to elucidate problems in excitation- contraction coupling. Biophys. J., 58, N6, 1355-1365.

115. MacLennan D. H., Brandl C. J., Korczak B., Green N.M. (1985) Amino-acid sequence of a Ca +Mg -dependent ATPase from rabbit muscle sarcoplasmic reticulum, deduced from its complementary DNA sequence. Nature, 316, N6030, 696-700.

116. MacLennan D. H., Ostwald T. J., Stewart P. S. (1974) Structural components of the sarcoplasmic reticulum membrane. Ann. N. Y. Acad. Sci., 227, 527-536.

117. MacLennan D. H„ Rice W. J., Green N. M. (1997) The mechanism of Ca2+ transport by sarco(endo)plasmic reticulum Ca2+-ATPases. J. Biol. Chem., 272, N46, 28815-28818.

118. MacLennan D. H., Seeman P., lies G. H., Yip C. C. (1971) Membrane formation by the adenosine triphosphatase of sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 246, N8, 2702-2710.

119. Maguire P. B., Ohlendieck K. (1996) Oligomerization of sarcoplasmic reticulum Ca -ATPase from rabbit skeletal muscle. FEBS Lett., 396, 115118.

120. Mahaney J.E., Kleinschmidt J., Marsh D., Thomas D.D. (1992) Effects of melittin on lipid protein interactions in sarcoplasmic reticulum membranes. Biophysical J., 63, N6, 1513-1522.

121. Marsili V., Mancinelli L., Menchetti G., Fulle S., Baldoni F., Fano G. (1992) S-lOOab increases Ca2+ release in purified sarcoplasmic reticulum vesicles of frog skeletal muscle. J. Muscle. Res. Cell. Motil. 13, N5, 511515.

122. Martin D. W., Tanford C. (1984) Solubilized monomeric sarcoplasmic reticulum Ca pump protein. Phosphorylation by inorganic phosphate. FEBS Lett., 177, N1, 146-150.

123. Martonosi A. N. (1984) Mechanisms of Ca2+ release from sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Physiol Rev., 64, N4, 1240-1320.

124. Martonosi A. N., Feretos R. (1964) Sarcoplasmic reticulum. I. The uptake of by sarcoplasmic reticulum fragments. J. Biol. Chem., 239, 659668.

125. Maulet J., Mathey-Prevot B., Kaiser G., Ruegg U. T, Fulpius B. W. (1980) Purification and chemical characterization of melittin and acetylated derivatives. Biochim. Biophys. Acta, 625, N2,274-280.

126. De Meis L., Inesi G., (1982) The transport of calcium by sarcoplasmic reticulum and various microsomal preparation. In: "Membrane transport of calcium", ed Carafoli E., Academic Press, London.

127. De Meis L., Vianna A. L., (1979) Energy interconversion by the Ca2+-dependent ATPase of the sarcoplasmic reticulum. Ann. Rev. Biochem., 48, 275-292.

128. De Meis L., Wolosker H., Engelender S. (1996) Regulation of the channel function of Ca2+-ATPase. Biochim. Biophys. Acta, 1275, 105-110.

129. Meissner G. (1986) Evidence of a role for calmodulin in the regulation of calcium release from skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. Biochemistry, 25, N1, 244-251.

130. Meissner G. (1994) Ryanodine receptor/Ca2+ release channels and their regulation by endogenous effectors. Annu. Rev. Physiol., 56, 485-508.

131. Meissner G., Conner G. E., Fleischer S. (1973) Isolation of sarcoplasmic reticulum by zonal centrifugation and purification of Ca2+-pump and Ca2+-binding proteins. Biochim. Biophys. Acta, 298, N2,246-269.

132. Melgunov V. I., Akimova E. I. (1980) On subunit structure of Ca2+-dependent ATPase of sarcoplasmic reticulum. FEBS Lett., Ill, N1, 197200.

133. Mintz E., Guillain F, (1996) Ca2+ transport by the sarcoplasmic reticulum ATPase. Biochim. Biophys. Acta, 1318, 52-70.

134. Mintz E., Lacapere J. J., Guillain F. (1990) Reversal of the sarcoplasmic reticulum ATPase cycle by substituting various cations for magnesium. Phosphorylation and ATP synthesis when Ca2+ replaces Mg2+. J. Biol. Chem., 265, N31, 18762-18768.

135. Mollay C., Kreil G. (1973) Fluorometric measurement on the interaction of melittin with lecithin. Biochim. Biophys. Acta, 316, N2, 196-203.

136. Mollay C., Kreil G., Berger H. (1976) Action of phospholipases on the cytoplasmic membrane of E. Coli. Stimulation by melittin. Biochim. Biophys. Acta, 426, N2, 317-324.

137. Moller J. V., Lind K. E., Andersen J. P. (1980) Enzyme kinetics and substrate stabilization of detergent-solubilized and membraneous (Ca +Mg )-activated ATPase from sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 255, N5, 1912-1920.

138. Moller J. V., Andersen J. P., le Maire M. (1982) The sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase. Mol. Cell. Biochem., 42, N2, 83-107.

139. Moller J. V., Juul B., Le Maire M. (1996) Structural organisation, ion transport, and energy transduction of P-type ATPase. Biochim. Biophys. Acta, 1286, N1, 1-51.

140. Morgan C. G., Williamson H, Fuller S, Hudson B. (1983) Melittin induces fusion of unilamellar phospholipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta, 732, N3, 668-674

141. Morrissette J., Heisermann G., Cleary J., Ruoho A., Coronado R. (1993) Cyclic ADP-ribose induced Ca2+ release in rabbit skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. FEBS Lett., 330, 270-274.

142. Murphy A. J. (1976) Cross-linking of the sarcoplasmic reticulum ATPase protein. Biochem. Biophys. Res. Commun., 70, N1, 160-166.

143. Murphy A. J. (1988) Affinity labeling of the active site of the Ca2+-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Biochim. Biophys. Acta, 946, N1, 5765.

144. Nakamura Y., Tonomura Y. (1978) Reaction mechanism of p-nitrophenylphosphatase of sarcoplasmic reticulum. Evidence for two kinds of phosphorylated intermediate with and without bound p-nitrophenol. J. Biochem. (Tokyo), 83, N2, 571-583.

145. Napier R. M., East J. M., Lee A. G. (1987) State of aggregation of the2+Ca + Mg )-ATPase studied using chemical cross-linking. Biochim. Biophys. Acta, 903, N2, 374-380.

146. Napolitano C. A., Cooke P., Segalman K., Herbette L. (1983) Organisation of calcium pump protein dimers in the isolated sarcoplasmic membrane. Biophys. J., 42, N2, 119-125.

147. Norregaard A., Vilsen B., Andersen J. P. (1994) Transmembrane segment M3 is essential to thapsigargin sensitivity of the sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase. J. Biol. Chem., 269, N43, 26598-26601.

148. O'Brian C.A., Ward N.E. (1989) ATP-sensitive binding domain of melittin to the catalytic domain of protein kinase C. Mol. Pharmacol., 36, 355-359.

149. Ohnoki S., Martonosi A. (1980) Purification and characterization of the proteolipid of rabbit sarcoplasmic reticulum. Biochim. Biophys. Acta, 626, N1, 170-178.

150. Ogawa H., Stokes D. L., Sasabe H., Toyoshima C. (1998) Structure of the Ca2+ pump of sarcoplasmic reticulum: a view along the lipid bilayer at 9-A resolution. Biophys. J., 75, N5,41-52.

151. Ostwald T. J., MacLennan D. H. (1974) Isolation of a high affinity calcium-binding protein from sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 249, N3, 974-979.

152. Papp S., Pikula S. and Martonosi A. (1987) Fluorescence energy transfer as an indicator of Ca -ATPase interactions in sarcoplasmic reticulum. Biophys. J., 51, N2, 205-220.

153. Peitsch M. C., Borner C., Tschopp L. (1993) Sequence similarity of phospholipase A2 activating protein and the G protein -subunits: a new concept of effector protein activation in signal transduction? TIBS, 18, 292293.

154. Pick U., Racker E. (1979) Inhibition of the (Ca2+)ATPase from sarcoplasmic reticulum by dicyclohexylcarbodiimide: evidence for location of the Ca binding site in a hydrophobic region. Biochemistry, 18, N1, 108113.

155. Picot D., Loll P. J., Garavito R. M. (1994) The X-ray crystal structure of the membrane protein prostaglandin H2 synthase-1. Nature, 367, N6460, 243-249.

156. Pikula S., Mulner N., Dux L., Martonosi A. (1988) Stabilization and crystallisation of Ca2+-ATPase in detrgent-solubilized sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 263, N11, 5277-5286.

157. Post R. L., Hegyvary C., Kume S. (1972) Activation by adenosine triphosphate in the phosphorylation kinetics of sodium and potassium ion transport adenosine triphosphatase. J. Biol. Chem., 247, N20, 6530-6540.

158. Prendergast F. G., Lu J., Wei G. I., Bloomfield V. A. (1982) Lipid order disorder transitions in complexes of melittin and ditetra - and dipentadecanoylgglycerophosphocholines. Biochemistry, 21, N26, 69636972.

159. Ribeiro J. M., Aragao E. S., Vianna A. L. (1980) Steady state kinetics of the (Ca +Mg )-dependent P-nitrophenylphosphatase activity of sarcoplasmic reticulum vessicles. An. Acad. Bras. Cienc., 52, N2, 403-409.

160. Rosemblatt M., Hidalgo C., Vergara C., Ikemoto N. J. (1981) Immunological and biochemical properties of transverse tubule membranes isolated from rabbit skeletal muscle. Biol. Chem., 256, N15, 8140-8148.

161. Rossi B., Leone F., Gache C., LazdunskiM. (1979) Pseudosubstrates of the sarcoplasmic Ca2+-ATPase as tools to study the coupling between substrate hydrolysis and Ca2+ transport. J. Biol. Chem., 254, N7,2302-2307.

162. Rubtsov A. M., Quinn P. J., Boldyrev A. A. (1988) Pathways of calcium release from heavy sarcoplasmic reticulum vesicles isolated from rabbit skeletal muscle. FEBS Lett., 238, N2, 240-244.

163. Sachs G., Munson K., Balaji V. N., Aures-Fischer D., Hersey S. J., Hall K. J. (1989) Functional domains of the gastric HK ATPase. Bioenerg. Biomembr., 21, N5, 573-588.

164. Sagara Y., Inesi G. (1991) Inhibition of the sarcoplasmic reticulum Ca2+ transport ATPase by thapsigargin at subnanomolar concentration. J. Biol. Chem., 266, N21, 13503-13506.

165. Saito A., Seiler S., Chu A., Fleischer S. (1984) Preparation and morphology of sarcoplasmic reticulum terminal cisternae from rabbit skeletal muscle. J. Cell. Biol., 99, N3, 875-885.

166. Saito A., Wang C. T., Fleischer S. (1978) Membrane asymmetry and enhanced ultrastructural detail of sarcoplasmic reticulum revealed with use of tannic acid. J. Cell. Biol, 79, N3, 601-616.

167. Scales D., Inesi G. (1976) Assembly of ATPase protein in sarcoplasmic reticulum membranes. Biophys. J., 16, 735-751.

168. Schroder F., Lubke K., Leinmann M., Beetz I. (1971) Haemolytic activity and action on the surface tension of aqueons solutions of synthetic melittins and their derivatives. Experientia, 27, N7, 764-765.

169. Sessa G., Freer J. H., Colacicco G., Weissmann G. (1969) Interaction of lytic polypeptide, melittin, with lipid membrane systems. J. Biol. Chem., 244, N13, 3575-3582.

170. Shuster S. M., Ebel R. E., Lardy M. A. (1975) Kinetic studies on rat liver and beef heart mitochondrial ATPase. Evidence for nucleotide binding at separate regulatory and catalytic sites. J. Biol. Chem., 250, N19, 78487853.

171. Silver S., Nucifora G., Phang L.T. (1993) Human Menkes X-chromosome disease and the staphylococcal cadmium-resistance ATPase: a remarkable similarity in protein sequences. Mol. Microbiol., 10, 7-12.

172. Simmerman K. B., Jones L. R. (1998) Phospholamban: protein structure, mechanism of action, and role in cardiac function. Physiol. Rev., 78, 921947.

173. Smith D. L., Tao T., Maguire M. E. (1993) Membrane topology of a P-type ATPase. The MgtB magnesium transport protein of Salmonella typhimurium. J. Biol. Chem., 268, N30, 22469-22479.

174. Solioz M., Odermatt A., Krapf R. (1994) Cupper pumping ATPases: common concept in bacteria and man. FEBS Lett., 346,44-47.

175. Starling A. P., East J. M., Lee A. G. (1995) Effects of gel phase phospholipid on the Ca(2+)-ATPase. Biochemistry, 34, N9, 3084-3091.

176. Stewart P. S, MacLennan D. H (1974) Surfase particles of sarcoplasmic reticulum membranes. Structural features of the adenosine triphosphatase. J. Biol. Chem, 249, 985-993.

177. Stewart P. S, MacLennan D. H (1976) Isolation and characterization of tryptic fragments of the adenosine triphosphatase of sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem, 251, N3, 712-719.

178. Stokes D. L., Green N. M. (1990) Structure of Ca-ATPase: electron microscopy of frozen-hydrated crystals at 6 A resolution in projection. J. Mol. Biol., 213, 529-538.

179. Sweadner K.J. (1985) Izosymes of Na+/K+-ATPase. Biochim. Biophys. Acta, 988, 185-220.

180. Szymanska G., Kim H. W., Kranias E. G. (1991) Reconstitution of the94skeletal sarcoplasmic reticulum Ca -pump: influence of negatively charged phospholipids. Biochim. Biophys. Acta, 1091, N2, 127-134.

181. Tada M., Yamamoto T., Tonomura Y. (1978) Molecular mechanism of active calcium transport by sarcoplasmic reticulum. Physiol. Rev., 58, N1, 1-79.

182. Takisawa H., Makinose M. (1981) Occluded bound calcium on the phosphorylated sarcoplasmic transport ATPase. Nature, 290, N5803, 271273.

183. Talbot J. C., Dufourcq J., de Bony J., Faucon J. F., Lussan C. (1979) Conformational change and self-association of monomeric melittin. FEBS Lett., 102, N1, 191-193.

184. Tanford C. (1984) The sarcoplasmic reticulum calcium pump. Localization of free energy transfer to discrete steps of the reaction cycle. FEBS Lett., 166, N1, 1-7.

185. Taylor J. S. and Hattan D. (1979) Biphasic kinetics of ATP hydrolysis by calcium-dependent ATPase of the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Evidence for a nucleoside triphosphate effector site. J. Biol. Chem., 254, N11, 4402-4407.

186. Taylor K., Dux L., Martonosi A. (1984) Structure of the vanadate-induced crystals of sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase. J. Mol. Biol., 174, N1, 193-204.

187. Taylor K., Dux L., Martonosi A. (1986) Three-dimensionalIreconstruction of negatively stained crystals of the Ca -ATPase from muscle sarcoplasmic reticulum. J. Mol. Biol., 187, N3, 417-27.

188. Terwilliger T. C., Eisenberg D. (1982) The structure of melittin: structure determination and partial refinement. J. Biol. Chem., 257, N11, 6010-6016.

189. Terwilliger T. C., Weissman L., Eisenberg D. (1982) The structure of melittin in the form I crystals and its implication for melittin's lytic and surface activities. Biophys. J., 37, N1, 353-361.

190. Thorley-Lawson D. A., Green N. M., (1973) Studies on the location and orientation of proteins in the sarcoplasmic reticulum. Eur. J. Biochem., 40, N2, 403-413.

191. Thorley-Lawson D. A., Green N. M. (1975) Separation and characterisation of tryptic fragments from the adenosine triphosphatase of sarcoplasmic reticulum. Eur. J. Biochem., 59, N1, 193-200.

192. Tosteson M. T., Tosteson D. C. (1981) The sting. Melittin forms channels in lipid bilayers. Biophys. J., 36, N1, 109-117.

193. TowbinH., Staehelim T., Gordon J. (1992) Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. 1979. Biotechnology, 24, 145-149.

194. Toyoshima C., Sasabe H., Stokes D. L. (1993) Three-dimensional cryo-electron microscopy of the calcium ion pump in the sarcoplasmic reticulum membrane. Nature, 362, N6419, 467-471.

195. Tripathy A., Xu L., Mann G., Meissner G. (1995) Calmodulin activation and inhibition of skeletal muscle Ca2+ release channel (ryanodine receptor). Biophys. J., 69, N1, 106-119.

196. Vale M. G, Carvalho A. P. (1980) Effect of temperature on the reversal of the calcium ion pump in sarcoplasmic reticulum. Biochem. J, 186, N2, 461-467.

197. Vanderkooi J. M, Ierokomas A, Nakamura H, Martonosi A. (1977) Fluorescence energy transfer between Ca2+ transport ATPase molecules in artificial membranes. Biochemistry, 16, N7, 1262-1267.

198. Vergara J, Tsien K. Y, Delay M. (1985) Inositol 1,4,5-triphosphate: a posible chemical link in excitation-contraction coupling in muscle, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 82, 6352-6356.

199. Vogel H. (1981) Incorporation of melittin into phosphatidylcholine bilayers: study of binding and conformational changes. FEBS Lett, 134, N1, 37-43.

200. Volpe P, Salviati G, Divirgilio F, Pozzan T. (1985) Inositol 1,4,5-triphosphate induced calcium release from sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Nature (London), 3, 347-349.

201. Voss J. Birmachy W, Hussey D.M, Thomas D.D. (1991) Effects of melittin on molecular dynamics and Ca -ATPase activity in sarcoplasmic reticulum membranes: time-resolved optical anisotropy. Biochemistry, 30, N30, 7498-7506.

202. Voss J. C, Mahaney J. E, Thomas D. D. (1995) Mechanism of Ca-ATPase inhibition by melittin in skeletal sarcoplasmic reticulum. Biochemistry, 34, N3, 930-939.

203. Wagenknecht T, Grassucci R, Berkowitz J, Wiederrecht G. J, Xin H. B, Fleischer S, (1996) Cryoelectron microscopy resolves FK506-binding protein sites on the skeletal muscle ryanodine receptor. Biophys. J, 70, N4, 1709-1715.

204. Wallmark B. Stewaet H. B, Rabon E, Saccomani G, Sachs G. (1980) The catalytic cycle of gastric (H+ + K+)-ATPase. J. Biol Chem, 255, N11, 5313-5319.149

205. Watts A., Volotovski D., Marsh D. (1979) Rhodopsin-lipid association in bovine rod outer segment membranes. Identification of immobilised lipid by spin-labels. Biochemistry, 18, N22, 5006-5013.

206. White T. E., Dewey T. G. (1987) A fluorescence investigation of the nucleotide binding sites of the Ca ATPase. Membr. Biochem. 7, N1, 67-72.

207. Wu K. D., Lee W. S., Wey J., Bungard D., Lytton J. (1995) Localisation and quantification of endoplasmic reticulum Ca(2+)-ATPase isoform transcripts. Am. J. Physiol., 269, C775-84.

208. Yamomoto T., Tonomura Y. (1967) Reaction mechanism of Ca2+-dependent ATPase of sarcoplasmic reticulum from skeletal muscle. I. Kinetic studies. J. Biochem., 62, 558-575.

209. Yunes R. A. (1982) A circular dichroism study of Apis mellifera melittin. Arch. Biochem. Biophys., 216, N2, 559-565.

Информация о работе

Маст, Наталия Владимировна
кандидата биологических наук
Москва, 2000
ВАК 03.00.04

Диссертация

Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином"

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Маст, Наталия Владимировна

Введение Диссертация по биологии, на тему "Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином"

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Маст, Наталия Владимировна

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Маст, Наталия Владимировна, Москва

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Механизм ингибирования Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума мелиттином
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия