Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Изучение механизма сайт-специфического действия Dam ДНК-{N6-аденин}-метилтрансферазы бактериофага Т4

ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Евдокимов, Алексей Альбертович

ОГЛАВЛЕНИЕ.

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. КЛАССИФИКАЦИЯ ДНК-МЕТИЛТРАНСФЕРАЗ.

2.2. ОСОБЕННОСТИ ПЕРВИЧНЫХ СТРУКТУР МТАЗ

НА ПРИМЕРЕ АМИНО-МТАЗ.

2.3. ТРЕТИЧНЫЕ СТРУКТУРЫ МТАЗ.

2.4. ХИМИЯ ФЕРМЕНТАТИВНОГО КАТАЛИЗА МЕТИЛИРОВАНИЯ ДНК.

2.4.1. Метилирование эндоциклического С5 атома цитозина.

2.4.2. Метилирование экзоциклических аминогрупп аденина и цитозина.

2.5. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МТАЗ С ДОНОРОМ МЕТИЛЬНОЙ ГРУППЫ И ЕГО АНАЛОГАМИ.

2.6. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МТАЗ СО СПЕЦИФИЧЕСКОЙ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТЬЮ ДНК.

2.6.1. Стехиометрия взаимодействия.

2.6.2. Связывание субстратных ДНК, влияние AdoMet и его аналогов.

2.6.3. Деформация структуры ДНК.

2.7. КИНЕТИЧЕСКИЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ РЕАКЦИЙ, КАТАЛИЗИРУЕМЫХ ДНК-МЕТИЛТРАНСФЕРАЗАМИ.

2.7.1. Стационарные кинетические параметры реакций метилирования ДНК.

2.7.2. Кинетические механизмы реакций метилирования ДНК.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1 МАТЕРИАЛЫ.

3.1.1. Препараты ДНК-метилтрансфераз.

3.1.2. Олигодезоксирибонуклеотидные субстраты.

3.2. МЕТОДЫ.

3.2.1. Измерение стационарных скоростей реакции метилирования ДНК.

3.2.2. Равновесные измерения интенсивности флуоресценции 2-аминопурин-содержащих дуплексов.

3.2.3. Измерение интенсивности флуоресценции в режиме «остановленной струи».

3.2.4. Регрессионный анализ экспериментальных данных.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. СРАВНЕНИЕ СУБСТРАТНЫХ СВОЙСТВ ДНК-ДУПЛЕКСОВ,

СОДЕРЖАЩИХ КАНОНИЧЕСКИЙ ИЛИ МОДИФИЦИРОВАННЫЙ УЧАСТОК УЗНАВАНИЯ Т4Бат МТАЗЫ.

4.1.1. Дизайн олигодезоксирибонуклеотидных субстратов.

4.1.2. Метилирование Т40ат МТазой дефектных олигонуклео-тидных дуплексов при различных температурах.

4.1.3. Стационарные кинетические параметры метилирования канонических и дефектных субстратов.

4.1.4. Эффект введения в участок узнавания модифицированных пуриновых оснований.

4.1.5. Локализация отдельных элементов участка узнавания определяющих специфичность взаимодействия с T4Dam.

4.2. ИССЛЕДОВАНИЕ КИНЕТИЧЕСКОГО МЕХАНИЗМА ДЕЙСТВИЯ T4Dam МТАЗЫ.

4.2.1. Проверка возможности обратной реакции деметилирования.

4.2.2. Предстационарная фаза реакции.

4.2.3. Измерение скоростей метилирования при одновременном варьировании концентраций субстратов.

4.2.4. Ингибиторный анализ реакции.

4.2.5. Особенности реакции в условиях высоких концентраций субстратов.

4.2.6. Анализ альтернативных моделей кинетического механизма действия T4Dam.

4.3. ИЗУЧЕНИЕ СВЯЗЫВАНИЯ T4Dam МТАЗЫ С ОЛИГОНУКЛЕОТИД-НЫМИ ДУПЛЕКСАМИ, СОДЕРЖАЩИМИ 2-АМИНОПУРИН.

4.3.1. «Выворачивание» основания - мишени модификации из ДНК в процессе взаимодействия с T4Dam.

4.3.2. Влияние AdoMet и его аналогов на связывание T4Dam со специфической ДНК.

4.3.3. Димеризация T4Dam в условиях избытка фермента над субстратной ДНК.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изучение механизма сайт-специфического действия Dam ДНК-{N6-аденин}-метилтрансферазы бактериофага Т4"

Ферментативный перенос ДНК-метилтрансферазами метильной группы от донора Б-аденозил-Ь-метионина в определённое положение основания в пределах специфической последовательности ДНК является наиболее распространённой формой биологической модификации ДНК, обнаруженной у представителей практически всех основных биологических групп, от вирусов и архебактерий до растений и млекопитающих. Сайт-специфическое метилирование может рассматриваться как средство увеличения информационной ёмкости ДНК и вовлечено в широкий спектр биологических процессов. У прокариот метилирование ДНК служит для защиты хозяйского генома от действия эндонуклеаз рестрикции и участвует в процессах регуляции экспрессии генов, репликации и репарации ДНК [14]. Недавно обнаружено, что метилирование аденина в сайтах 5'-GATC-3' бактериального генома контролирует патогенность ряда штаммов Salmonella typhimurium [5], Escherichia coli [6] и Neisseria meningitidis [7]. У высших эукариот метилирование цитозина CG-богатых участков генома является обратимым регуляторным сигналом [8], связанным с такими процессами как репликация и репарация ДНК, формирование структуры хроматина, генетический импринтинг и инактивация Х-хромосомы, регуляция экспрессии генов, дифференциация клеток и канцерогенез [9-15]. В последние годы проблема биологического метилирования ДНК приобретает всё большую актуальность. Многообразие аспектов метилирования ДНК вызвало к жизни целый ряд направлений исследований таких, как «Метилирование и рак», «Метилазный контроль репликации/транскрипции» и другие.

Многообразие и важность функций биологического метилирования ДНК делают актуальной задачу поиска путей регуляции данного процесса, решение которой требует, в частности, глубокого понимания механизмов ферментативного катализа реакции метилирования ДНК. Наиболее пристальный интерес исследователей, благодаря сравнительной простоте организации, высокой сайт-специфичности, а также большому количеству и доступности клонированных и выделенных ферментов, привлекают метилтрансферазы II типа, кодируемые многими прокариотами и некоторыми бактериофагами [3,4,16]. Ферменты данного семейства входят также в ряд наиболее удобных модельных объектов для исследования in vitro ферментативного катализа химических превращений оснований/нуклеозидов нуклеиновых кислот и проблем белок-нуклеинового взаимодействия в целом [16-19].

Целью настоящей работы являлось исследование механизма сайт-специфического действия ДНК-метилтрансферазы, кодируемой бактериофагом Т4. Данный фермент (T4Dam) относится к а-группе амино-МТаз II типа [20] и катализирует метилирование экзоциклических N6-аминогрупп аденинов палиндромной канонической последовательности 5'-GATC-3' в цитозин-, 5-метилцитозин- и 5-гидроксиметилцитозин-содержащих двуцепочечных ДНК [21]. С низкой эффективностью T4Dam способна метилировать также неканонические последовательности вида GAY, где Y - цитозин или тимин [22,23]. Важно отметить, что из более чем 50 ферментов а-группы, известных на сегодняшний день, половина является GATC-специфическими изошизомерами, что, наряду с высокой гомологией аминокислотных последовательностей, может диктовать сходство их пространственных структур и механизмов действия. Более того, значительный уровень гомологии первичных структур, включая наиболее вариабельные участки, ответственные за взаимодействие со специфическим сайтом ДНК, демонстрируют до 70% ферментов а-группы, узнающих частично перекрывающиеся последовательности GATC, GANTC, GATATC и САТСС [24]. Недавно был достигнут существенный прогресс в изучении 9 данной группы ферментов. В 1998 году получена пространственная структура комплекса вАТС-специфичной М.ОрпМ с АёоМе! [24], с другой стороны, проведены обширные биохимические исследования свойств ОАТАТС-специфичной М.ЕсоКУ [25-29].

В задачи настоящего исследования входило : оценить вклад отдельных нуклеотидов и химических групп участка узнавания ДНК-метилтрансферазы Т40ат в специфичность взаимодействия и катализ; провести экспериментальное исследование и теоретическое моделирование кинетического механизма действия Т4Баш, включая количественную характеризацию отдельных стадий реакции; определить наличие «выворачивания» модифицируемого основания участка узнавания из двойной спирали ДНК при взаимодействии с Т40ат; изучить влияние донора метальной группы, 8-аденозил-Ь-метионина, на процесс взаимодействия Т40ат со специфической ДНК.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Евдокимов, Алексей Альбертович

5. ВЫВОДЫ

1. Проведено сравнение субстратных свойств олигонуклеотидных дуплексов, содержавших канонический или модифицированный участок узнавания T4Dam МТазы, 5'-GATC. Установлено, что условием эффективного каталитического цикла реакции является нативное состояние GAT последовательностей цепей участка узнавания. Фермент образует критические контакты в большой бороздке ДНК с 06-атомом и КН2-группой остатков Gua и Ade, соответственно.

2. Установлено, что реакция, катализируемая T4Dam МТазой, необратима и лимитируется на стадиях отщепления продуктов. Согласно результатам ингибиторного кинетического анализа реакция подчиняется упорядоченному стационарному механизму, где первым с ферментом связывается S-аденозил-L-метионин, и первым отщепляющимся продуктом является метилированная ДНК.

3. Впервые для фермента метилирования ДНК обнаружены явления активации катализируемой реакции высокими концентрациями S-аденозил-L-метионина и субстратного ингибирования избытком ДНК.

4. Предложены три альтернативных кинетических схемы реакции метилирования T4Dam МТазой специфического олигонуклеотидного дуплекса. Регрессионный анализ показал, что экспериментальным данным в наибольшей степени соответствует схема, включающая изомеризацию фермента в каталитически активную форму.

5. Измерением флуоресценции включённого в ДНК 2-аминопурина установлено «выворачивание» метилируемого основания из спирали ДНК в ходе взаимодействия T4Dam со специфической последовательностью.

109

6. Впервые показано, что в присутствии Б-аденозил-Ь-метионина Т4Бат МТаза приобретает способность избирательно взаимодействовать с одной из цепей участка узнавания, несимметрично модифицированного по позициям метилирования. Нереакционноспособные аналоги донора метильной группы, Б-аденозил-Ь-гомоцистеин и синефунгин, подобного эффекта не оказывают.

7. Используя флуоресценцию ДНК-дуплексов, содержащих 2-аминопурин, удалось подтвердить димеризацию Т40ат в условиях избытка фермента над субстратной ДНК. Показано, что при этом формируется симметричный тройной комплекс, в котором оба метилируемых основания участка узнавания расположены в активных центрах субъединиц фермента.

4.4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Как следует из приведённого литературного обзора, на сегодняшний день (главным образом за последние 5-^7 лет) достигнут значительный прогресс в плане понимания механизмов ферментативного катализа метилирования ДНК. Выявлены и функционально охарактеризованы консервативные участки первичных структур МТаз. Методами рентгеноструктурного анализа получены третичные структуры для семи ферментов, в том числе в трёх случаях (для М.Нка!, М.НаеШ и M.Taq\) в комплексах со специфической ДНК. Охарактеризованы типы деформаций структуры ДНК при взаимодействии с МТазами, в частности, на примере Ы.Нка\ и Ш.НаеШ, впервые обнаружен уникальный и функционально важный механизм «выворачивания» основания из спирали ДНК во внеспиральное положение, присущий, по-видимому, большому числу ферментов нуклеинового обмена. Химический механизм катализа установлен для 5шС-МТаз и в общих чертах охарактеризован для амино-МТаз. Для ряда ферментов известны параметры равновесного связывания с субстратами реакции и стационарные кинетические параметры Михаэлиса. Для нескольких МТаз предложены кинетические схемы реакции.

Остаётся, однако, ряд существенных вопросов, решение которых требует дальнейших исследований. Так, недостаточно исследованы принципы взаимодействия МТаз со специфическими последовательностями ДНК, в частности, механизм «выворачивания» метилируемого основания, механизм распознавания состояния метилирования симметричного сайта узнавания и т.д. Малоизученной остаётся роль AdoMet в регуляции взаимодействий МТаза-ДНК. Пока нельзя исключить возможность функционирования МТаз типа II в димерной форме, по крайней мере в условиях высоких концентраций ферментов. Существующих сегодня разрозненных кинетических данных недостаточно для построения обобщенных представлений о кинетических механизмах действия ферментов. Кинетический анализ реакций проводится, как правило, качественно либо с использованием упрощённых стандартных кинетических выражений. Такого рода упрощения могут сопровождаться потерей или неверной интерпретацией реальной кинетической информации. Необходимо, наконец, отметить, что основной объём экспериментальных данных получен in vitro при, как правило, низких (значительно ниже клеточных) концентрациях AdoMet.

Настоящая работа была в значительной мере направлена на разрешение некоторых из перечисленных выше вопросов. В качестве объекта исследований была выбрана ДНК-метилтрансфераза T4Dam, кодируемая бактериофагом Т4. Данный фермент относится к а-группе амино-МТаз II типа [20] и катализирует метилирование экзоциклических N6-аминогрупп аденинов палиндромной канонической последовательности 5'-GATC-3' в цитозин-, 5-метилцитозин- и 5-гидроксиметилцитозинг» г\ тт£**лмг a tttttv тттэл/тт^ттг\ттАиит^тv ПГТТГ п 11 уу/д, Ц-Г1У\. l^VIiU XV J.AJ.JU»J./V fl у -i-A v a J .

Сравнение субстратных свойств олигонуклеотидных дуплексов, содержавших различные дефекты и замены, позволило оценить роль отдельных элементов участка узнавания в катализе метилирования ДНК метилтрансферазой T4Dam. Установлено, что условием эффективного каталитического оборота фермента является нативное состояние GAT последовательностей цепей участка узнавания, что согласуется с результатами, полученными ранее для двух других N6mA-MTa3 ос-группы -GATC-специфичной EcoDrni [139] и GATATC-специфичной EcoRV [147]. T4Dam образует критические контакты с 06-атомом и 1ЧН2-группой остатков

Gua и Ade участка узнавания, соответственно. Влияние вводимых в участок узнавания T4Dam МТазы дефектов и замен на кинетические параметры реакции в большей степени связано со специфичностью катализа, а не определяется исключительно процессом фермент-субстратного связывания, поскольку ряд каталитически малоактивных дуплексов образует прочные комплексы с T4Dam МТазой.

Впервые для фермента метилирования ДНК обнаружены эффекты активации реакции высокими концентрациями AdoMet и субстратного ингибирования избытком ДНК. В работе продемонстрирована возможность детального численного моделирования кинетического механизма реакции метилирования ДНК, включая количественную характеризацию отдельных кинетических стадий.

Установленное «выворачивание» метилируемого основания T4Dam и T4Dam МТазами укрепляет представления об участии данного типа деформации структуры ДНК в ходе реакций, катализируемых МТазами.

На примере T4Dam впервые показано, что ДНК-метилтрансфераза типа II, связывая AdoMet, приобретает способность различать цепи участка узнавания, несимметрично модифицированного по позициям метилирования, что должно быть важным для эффективного метилирования пострепликативной полуметилированной ДНК in vivo.

Используя флуоресценцию олигонуклеотидных дуплексов, содержащих 2-аминопурин, удалось подтвердить возможность димеризации фермента в условиях его избытка над ДНК-субстратом и показать, что в отсутствие AdoMet, две субъединицы T4Dam в тройном комплексе со специфическим дуплексом образуют не просто случайный агрегат, а упорядоченную симметричную структуру, в которой оба основания-мишени участка узнавания «вывернуты», располагаясь в активных центрах субъединиц фермента.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Евдокимов, Алексей Альбертович, Кольцово

1. Barras F., Marinus M.G. The great GATC: DNA methylation in E. coli II Trends Genet. 1989. V. 5. No. 5. P. 139-143.

2. Wilson G.G. Organization of restriction-modification systems // Nucleic Acids Res. 1991. V. 19. No. 10. P. 2539-2566.

3. Heitman J. On the origins, structures and functions of restriction-modification enzymes // Genet. Eng. 1993. V. 15. P. 57-108.

4. Dryden D.T. Bacterial DNA Methyltransferases // In: S-adenosylmethionine-dependent methyltransferases: structures and functions / Eds. Cheng X., Blumenthal R.M. Singapore: World Scientific, 1999. P. 283-340.

5. Heithoff D.M., Sinsheimer R.L., Low D.A., Mahan M.J. An essential role for DNA adenine methylation in bacterial virulence // Science. 1999. V. 284. No. 5416. P. 967-970.

6. Hale W.B., van der Woude M.W., Braaten B.A., Low D.A. Regulation of uropathogenic Escherichia coli adhesin expression by DNA methylation // Mol. Genet. Metab. 1998. V. 65. No. 3. P. 191-196.

7. Ramchandani S., Bhattacharya S.K., Cervoni N., Szyf M. DNA methylation is a reversible biological signal // Proc. Natl. Acad. Sei. 1999. V. 96. No. 11. P.im ¿1 1 o1. J 1 \J / "U 1 li.

8. Jost J.P., Saluz H.P. DNA methylation: molecular biology and biological significance. Basel: Brikhauser Verlag, 1993.

9. Colot V., Rossignol J.L. Eukaryotic DNA methylation as an evolutionary device // BioEssays. 1999. V. 21. No. 5. P. 402-411.

10. Zannis-Hadjopoulos M., Price G.B. Eukaryotic DNA replication // J. Cell. Biochem. 1999. V. 75. No. 32-33. P. 1-14.

11. Smith S.S., Crocitto L. DNA methylation in eukaryotic chromosome stability revisited: DNA methyltransferase in the management of DNA conformation space //Mol. Carcinog. 1999. V. 26. No. 1. P. 1-9.

12. Schmutte C., Jones P.A. Involvement of DNA methylation in human carcinogenesis // Biol. Chem. 1998. V. 379. No. 4-5. P. 377-388.

13. Momparler R.L., Bovenzi V. DNA methylation and cancer // Journal of Cellular Physiology. 2000. V. 183. No. 2. P. 145-154.

14. Vertino P.M. Eukaryotic DNA Methyltransferases // In: S-adenosylmethionine-dependent methyltransferases: structures and functions / Eds. Cheng X., Blumenthal R.M. Singapore: World Scientific, 1999. P. 341-372.

15. Cheng X. Structure and function of DNA methyltransferases // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1995. V. 24. P. 293-318.

16. Ahmad I., Rao D.N. Chemistry and biology of DNA methyltransferases // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1996. V. 31. No. 5-6. P. 361-380.

17. Roberts R.J., Cheng X. Base flipping // Annu. Rev. Biochem. 1998. V. 67. P. 181-198.

18. Dubey A.K., Roberts R.J. Sequence specific DNA binding by the Mspl DNA methyltransferase //Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. No. 12. P. 3167-3173.

19. Malone T., Blumenthal R.M., Cheng X. Structure-guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyltransferases, and suggests a catalytic mechanism for these enzymes // J. Mol. Biol. 1995. V. 253. No. 4. P. 618-632.

20. Hattman S. DNA modification: methylation // In: Bacteriophage T4 / Eds. Mathews C.K., Kutter E.M., Mosig G., Berget P.B. Washington: American Society for Microbiology, 1983. P. 152-155.

21. Schlagman S.L., Hattman S. The bacteriophage T2 and T4 DNA N6-adenine.-methyltransferase (Dam) sequence specificities are not identical // Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 9101-9112.

22. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S.M. Phage T4 DNA N6-adenine.-methyltransferase. Overexpression, purification and characterization // J, Biol. Chem. 1995. V. 270. No. 24. P. 14389-14393.

23. Jeltsch A., Friedrich T., Roth M. Kinetics of methylation and binding of DNA by the EcoRV adenine-N6 methyltransferase // J. Mol. Biol. 1998. V. 275. No. 5. P. 747-758.

24. Jeltsch A., Roth M., Friedrich T. Mutational analysis of target base flipping by the EcoRV adenine-N6 DNA methyltransferase // J. Mol. Biol. 1999. V. 285. No. 3. P. 1121-1130.

25. Gowher H., Jeltsch A. Molecular enzymology of the EcoKV DNA-(adenine-N (6))-methyltransferase: kinetics of DNA binding and bending, kinetic mechanism and linear diffusion of the enzyme on DNA // J. Mol. Biol. 2000. V. 303. No. l.P. 93-110.

26. Roth M., Jeltsch A. Changing the target base specificity of the EcoKV DNA methyltransferase by rational de novo protein-design // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. No. 15. P. 3137-3144.

27. Bird A. DNA methylation de novo // Science. 1999. V. 286. No. 5448. P. 2287-2288.

28. Bickle T.A., Kruger D.H. Biology of DNA restriction // Microbiol. Rev. 1993. V. 57. No. 2. P. 434-450.

29. Ahmad I., Rao D.N. Interaction of Eco?\5\ DNA methyltransferase with oligonucleotides containing the asymmetric sequence 5'-CAGCAG-3' // J. Mol. Biol. 1994. V. 242. No. 4. P. 378-388.

30. Ahmad I., Krishnamurthy V., Rao D.N. DNA recognition by the Eco?\5l and EcoVl modification methyltransferases // Gene. 1995. V. 157. No. 1-2. P. 143-147.

31. Karreman C., De W.A. Agmenellum quadruplicatum MAqul, a novel modification methylase // J. Bacteriol. 1990. V. 172. No. 1. P. 266-272.

32. Lee K.F., Kam K.M., Shaw P.C. A bacterial methyltransferase M.£coHK31I requires two proteins for in vitro methylation // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. No. l.P. 103-108.

33. Szybalski W., Kim S.C., Hasan N., Podhajska A.J. Class-IIS restriction enzymes a review // Gene. 1991. V. 100. P. 13-26.

34. Sugisaki H., Kita K., Takanami M. The Fok\ restriction modification system II. Presence of two domains in Fokl methylase responsible for modification of different DNA strands // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. No. 10. P. 5757-5761.

35. Kita K., Suisha M., Kotani H., Yanase H., Kato N. Cloning and sequence analysis of the Stsl restriction-modification gene: presence of homology to Fokl restriction-modification enzymes // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. No. 16. P. 4167-4172.

36. Janulaitis A., Petrusyte ML, Maneliene Z., Klimasauskas S., Butkus V. Purification and properties of the Eco51\ restriction endonuclease and methylase-prototypes of a new class (type IV) // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. No. 22. P. 6043-6049.

37. Piekarowicz A., Golaszewska M., Sunday A.O., Siwinska M., Stein D.C. The HaeIV restriction modification system of Haemophilus aegyptius is encoded by a single polypeptide // J. Mol. Biol. 1999. V. 293. No. 5. P. 1055-1065.

38. Kong H., Smith C.L. Substrate DNA and cofactor regulate the activities of a multi- functional restriction-modification enzyme, Bcgl II Nucleic Acids Res.1997. V. 25. No. 18. P. 3687-3692.

39. Trautner T.A., Pawiek B., Behrens B., Willert J. Exact size and organization of DNA target-recognizing domains of multispecific DNA-(cytosine-C5)-methyltransferases // EMBO J. 1996. V. 15. No. 6. P. 1434-1442.

40. Schumann J., Fritsch E.F., Willert J., Wild C., Koch D., Trautner T.A. M.ifasHII, a multispecific cytosine-C5-DNA-methyltransferase with unusual target recognizing propeties // J. Mol. Biol. 1996. V. 257. No. 5. P. 949-959.

41. Bestor T.H. The DNA methyltransferases of mammals // Human Molecular Genetics. 2000. V. 9. No. 16. P. 2395-2402.

42. Flynn J., Glickman J.F., Reich N.O. Murine DNA cytosine-C5 methyltransferase: pre-steady- and steady-state kinetic analysis with regulatory DNA sequences // Biochemistry. 1996. V. 35. No. 23. P. 7308-7315.

43. Glickman J.F., Flynn J., Reich N.O. Purification and characterization of recombinant baculovirus-expressed mouse DNA methyltransferase // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1997. V. 230. No. 2. P. 280-284.

44. Flynn J., Reich N.O. Murine DNA (cytosine-C5)-methyltransferase: steady-state and substrate trapping analyses of the kinetic mechanism // Biochemistry.1998. V. 37. No. 43. P. 15162-15169.

45. Bacolla A., Pradhan S., Roberts R.J., Wells R.D. Recombinant human DNA (cytosine-5) methyltransferase. II. Steady-state kinetics reveal allosteric activation by methylated DNA // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. No. 46. P. 33011-33019.

46. Hattman S., Wilkinson J., Swinton D., Schlagman S.L., Macdonald P.M., Mosig G. Common evolutionary origin of the phage T4 dam and host Escherichiacoli dam DNA-adenine methyltransferase genes // J. Bacteriol. 1985. V. 164. No. 2. P. 932-937.

47. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S.M. Conserved sequence motif DPPY in region IV of the phage T4 Dam DNA-N6-adenine.-methyltransferase is important for S-adenosyl-L-methionine binding // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. No. 20. P. 4659-4662.

48. Guyot J.B., Grassi J., Hahn U., Guschlbauer W. The role of the preserved sequences of Dam methylase // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. No. 14. P. 31833190.

49. Willcock D.F., Dryden D.T., Murray N.E. A mutational analysis of the two motifs common to adenine methyltransferases // EMBO J. 1994. V. 13. No. 16. P. 3902-3908.

50. Ahmad I., Rao D.N. Functional analysis of conserved motifs in Eco?\5\ DNA methyltransferase // J. Mol. Biol. 1996. V. 259. No. 2. P. 229-240.

51. Schluckebier G., Labahn J., Granzin J., Schildkraut I., Saenger W. A model for DNA binding and enzyme action derived from crystallographic studies of the Taql N6-adenine-methyltransferase // Gene. 1995. V. 157. No. 1-2. P. 131-134.

52. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S. Studies on the function of conserved sequence motifs in the T4 Dam-N6- adenine. and EcoRll [C5-cytosine] DNA methyltransferases // Gene. 1995. V. 157. No. 1-2. P. 125-126.

53. Friedrich T., Roth M., Helm-Kruse S., Jeltsch A. Functional mapping of the EcoKV DNA methyltransferase by random mutagenesis and screening for catalytically inactive mutants // Biol. Chem. 1998. V. 379. No. 4-5. P. 475-480.

54. Reinisch K.M., Chen L., Verdine G.L., Lipscomb W.N. The crystal structure of HaeIII methyltransferase convalently complexed to DNA: an extrahelical cytosine and rearranged base pairing // Cell. 1995. V. 82. No. 1. P. 143-153.

55. Cheng X., Blumenthal R.M. Finding a basis for flipping bases // Structure.1996. V. 4. No. 6. P. 639-645.

56. Szegedi S.S., Gumport R.I. DNA binding properties in vivo and target recognition domain sequence alignment analyses of wild-type and mutant Rsr\ N6-adenine. DNA methyltransferases // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. No. 20. P. 3972-3981.

57. Cheng X., Kumar S., Posfai J., Pflugrath J.W., Roberts R.J. Crystal structure of the Hhal DNA methyltransferase complexed with S-adenosyl-L-methionine // Cell. 1993. V. 74. No. 2. P. 299

58. Klimasauskas S., Kumar S., Roberts R.J., Cheng X. Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix // Cell. 1994. V. 76. No. 2. P. 357-369.

59. O'Gara M., Zhang X., Roberts R.J., Cheng X. Structure of a binary complex of Hhal methyltransferase with S-adenosyl-L-methionine formed in the presence of a short non-specific DNA oligonucleotide // J. Mol. Biol. 1999. V. 287. No. 2. P. 201-209.

60. Schluckebier G., Kozak M., Bleimling N., Weinhold E., Saenger W. Differential binding of S-adenosylmethionine, S-adenosylhomocysteine and sinefungin to the adenine-specific DNA methyltransferase M. Taql II J. Mol. Biol.1997. V. 265. No. l.P. 56-67.

61. Gong W., O'Gara M., Blumenthal R.M., Cheng X. Structure of Pvull DNA-(cytosine N4) methyltransferase, an example of domain permutation and protein fold assignment // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. No. 14. P. 2702-2715.

62. Dong A., Yoder J.A., Zhang X., Zhou L., Bestor T.H., Cheng X. Structure of human DNMT2, an enigmatic DNA methyltransferase homolog that displays denaturant-resistant binding to DNA //Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. No. 2. P. 439-448.

63. Reich N.O., Maegley K.A., Shoemaker D.D., Everett E.A. Structural and functional analysis of EcoK\ DNA methyltransferase by proteolysis // Biochemistry. 1991. V. 30. No. 11. P. 2940-2946.

64. Adams G.M., Blumenthal R.M. The Pvull DNA (cytosine-N4)-methyltransferase comprises two trypsin-defined domains, each of which binds a molecule of S- adenosyl-L-methionine // Biochemistry. 1997. V. 36. No. 27. P. 8284-8292.

65. Schluckebier G., O'Gara M., Saenger W., Cheng X. Universal catalytic domain structure of AdoMet-dependent methyltransferases // J. Mol. Biol. 1995. V. 247. No. l.P. 16-20.

66. O'Gara M., McCloy K., Malone T., Cheng X. Structure-based sequence alignment of three AdoMet-dependent methyltransferases // Gene. 1995. V. 157. No. 1-2. P. 135-138.

67. Schluckebier G., Labahn J., Granzin J., Saenger W. M.Taql: possible catalysis via cation-pi interactions in N-specific DNA methyltransferases // Biol. Chem. 1998. V. 379. No. 4-5. P. 389-400.

68. Cheng X., Roberts R.J. AdoMet-dependent methylation, DNA methyltransferases and base flipping // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. No. 18. P. 3784-3795.

69. Santi D.V., Garrett C.E., Barr P.J. On the mechanism of inhibition of DNA-cytosine methyltransferases by cytosine analogs // Cell. 1983. V. 33. No. 1. P. 91 n

70. Wu J.C., Santi D.V. Kinetic and catalytic mechanism of Hhal methyltransferase // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. No. 10. P. 4778-4786.

71. Osterman D.G., DePillis G.D., Wu J.C., Matsuda A., Santi D.V. 5-Fluoro-cytosine in DNA is a mechanism based inhibitor of Hhal methylase // Biochemistry. 1988. V. 27. No. 14. P. 5204-5210.

72. Chen L., MacMillan A.M., Chang W., Ezaz-Nikpay K., Lane W.S., Verdine G.L. Direct identification of the active-site nucleophile in a DNA (cytosine-5)-methyltransferase//Biochemistry. 1991. V. 30. No. 46. P. 11018-11025.

73. Friedman S., Ansari N. Binding of the EcoRll methyltransferase to 5-fluorocytosine containing DNA. Isolation of a bound peptide // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. No. 12. P. 3241-3248.

74. O'Gara M., Klimasauskas S., Roberts R.J., Cheng X. Enzymatic C5-cytosine methylation of DNA: mechanistic implications of new crystal structures for Hhal methyltransferase-DNA-AdoHcy complexes // J. Mol. Biol. 1996. V. 261. No. 5. P. 634-645.

75. Pogolotti A.L., Ono A., Subramaniam R., Santi D.V. On the mechanism of DNA adenine methylase // J. Biol. Chem. 1988. V. 263. No. 16. P. 7461-7464.

76. Goedecke K., Pignot M., Goody R.S., Scheidig A.J., Weinhold E. Structure of the N6-adenine DNA methyltransferase MTaql in complex with DNA and a cofactor analog //Nat. Struct. Biol. 2001. V. 8. No. 2. P. 121-125.

77. Jeltsch A., Christ F., Fatemi M., Roth M. On the substrate specificity of DNA methyltransferases // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. No. 28. P. 19538-19544.

78. Jeltsch A. The cytosine N4-methyltransferase M.Pvull also modifies adenine residues // Biol. Chem. 2001. V. 382. No. 4. P. 707-710.

79. Javor G.T. Depression of adenosylmethionine content of Escherichia coli by thioglycerol // Antimicrob. Agents Chemother. 1983. V. 24. No. 6. P. 860-867.

80. Posnick L.M., Samson L.D. Influence of S-adenosylmethionine pool size on spontaneous mutation, dam methylation, and cell growth of Escherichia coli II J. Bacteriol. 1999. V. 181. No. 21. P. 6756-6762.

81. Shivapurkar N., Poirier L.A. Tissue levels of S-adenosylmethionine and S-adenosylhomocysteine in rats fed methyl-deficient, amino acid-defined diets for one to five weeks // Carcinogenesis. 1983. V. 4. No. 8. P. 1051-1057.

82. Reich N.O., Everett E.A. Identification of peptides involved in S-adenosylmethionine binding in the EcoRI DNA methylase. Photoaffinity labeling with 8-azido-S-adenosylmethionine // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. No. 15. P. 8929-8934.

83. Wenzel C., Guschlbauer W. Dam methyltransferase from Escherichia coli: sequence of a peptide segment involved in S-adenosyl-methionine binding // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. No. 19. P. 4604-4609.

84. Powell L.M., Dryden D.T., Willcock D.F., Pain R.H., Murray N.E. DNA recognition by the EcoK methyltransferase. The influence of DNA methylation and the cofactor S-adenosyl-L-methionine // J. Mol. Biol. 1993. V. 234. No. 1. P. 60-71.

85. Cooper L.P., Dryden D.T. The domains of a type I DNA methyltransferase: interactions and role in recognition of DNA methylation // J. Mol. Biol. 1994. V. 236. No. 4. P. 1011-1021.

86. Szegedi S.S., Reich N.O., Gumport R.I. Substrate binding in vitro and kinetics of Rsrl N6-adenine. DNA methyltransferase // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. No. 20. P. 3962-3971.

87. Lindstrom W.M., Flynn J., Reich N.O. Reconciling structure and function in Hha\ DNA cytosine-C-5 methyltransferase // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. No. 7. P. 4912-4919.

88. Vilkaitis G., Merkiene E., Serva S., Weinhold E., Klimasauskas S. The mechanism of DNA cytosine-5 methylation. Kinetic and mutational dissection of Hhal methyltransferase // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. No. 24. P. 20924-20934.

89. Bergerat A., Guschlbauer W. The double role of methyl donor and allosteric effector of S-adenosyl-methionine for Dam methylase of E. coli И Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. No. 15. P. 4369-4375.

90. Bergerat A., Guschlbauer W., Fazakerley G.V. Allosteric and catalytic binding of S-adenosylmethionine to Escherichia coli DNA adenine methyltransferase monitored by 3H NMR // Proc. Natl. Acad. Sci. 1991. V. 88. No. 15. P. 6394-6397.

91. Piekarowicz A., Brzezinski R. Cleavage and methylation of DNA by the restriction endonuclease Hin/lll isolated from Haemophilus influenzae Rf // J. Mol. Biol. 1980. V. 144. No. 4. P. 415-429.

92. Kumar S., Cheng X., Pflugrath J.W., Roberts R.J. Purification, crystallization, and preliminary X-ray diffraction analysis of an M.#/zaI-AdoMet complex // Biochemistry. 1992. V. 31. No. 36. P. 8648-8653.

93. Szczelkun M.D., Connolly B.A. Sequence-specific binding of DNA by the EcoRV restriction and modification enzymes with nucleic acid and cofactor analogues // Biochemistry. 1995. V. 34. No. 34. P. 10724-10733.

94. Петров H.A., Горбунов Ю.А., Малыгин Э.Г. Комплексы ДНК-fNö-аденин.-метилтрансферазы фага Т4 с субстратами, регистрируемые методом "задержки" в геле // Молекуляр. биология. 1997. Т. 31. №. 6. С. 966-972.

95. Everett Е.А., Falick A.M., Reich N.O. Identification of a critical cysteine in ЕсоШ DNA methyltransferase by mass spectrometry // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. No. 29. P. 17713-17719.

96. Maegley K.A., Gonzalez L.J., Smith D.W., Reich N.O. Cofactor and DNA interactions in ЕсоШ DNA methyltransferase. Fluorescence spectroscopy and phenylalanine replacement for tryptophan 183 // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. No. 26. P. 18527-18532.

97. Reich N.O., Mashhoon N. Inhibition of ЕсоШ DNA methylase with cofactor analogs // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. No. 15. P. 8966-8970.

98. Friedman S. Binding of the ЕсоШ! methylase to azacytosine-containing DNA//Nucleic Acids Res. 1986. V. 14. No. 11. P. 4543-4556.

99. Som S., Friedman S. Direct photolabeling of the EcoRll methyltransferase with S-adenosyl-L-methionine // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. No. 8. P. 42784283.

100. Rao D.N., Page M.G., Bickle T.A. Cloning, overexpression and the catalytic propeties of the £coP15I modification methylase from Escherichia coli II J. Mol. Biol. 1989. V. 209. No. 4. P. 599-606.

101. Harrison S.C. A structural taxonomy of DNA binding domains // Nature . 1991. V. 353. No. 6346. P. 715-719.

102. Choo Y., Klug A. Physical basis of a protein-DNA recognition code // Curr. Opin. Struct. Biol. 1997. V. 7. No. 1. P. 117-125.

103. Dubey A.K., Mollet В., Roberts R.J. Purification and characterization of the Mspl DNA methyltransferase cloned and overexpressed in E. coli // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. No. 7. P. 1579-1585.

104. Malygin E.G., Zinoviev V.V. Studies on the role of symmetry in the specific recognition of natural and synthetic DNA by type II restriction and modification enzymes // Sov. Sei. Rev. D. Physiochem. Biol. 1989. V. 9. P. 87-142.

105. Зиновьев В.В., Овечкина Л.Г., Малыгин Э.Г., Стехиометрия связывания Ват-ДНК-Ш-аденин.-метилтрансферазы фага Т4 с олигонуклеотидными субстратами//Молекул, биология. 1996. Т. 30. №. 5. С. 1203-1208.

106. Kaszubska W., Webb Н.К., Gumport R.I. Purification and characterization of the M.Rsrl DNA methyltransferase from Escherichia coli II Gene. 1992. V. 118. No. l.P. 5-11.

107. Chen L., MacMillan A.M., Verdine G.L. Mutational separation of DNA binding from catalysis in DNA cytosine methyltransferase // J. Am. Chem. Soc. 1993. V. 115. P. 5318-5319.

108. Yang A.S., Shen J.C., Zingg J.M., Mi S., Jones P.A. Hhal and Hpall DNA methyltransferases bind DNA mismatches, methylate uracil and block DNA repair //Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. No. 8. P. 1380-1387.

109. Renbaum P., Razin A. Interaction of M.SasI and M.Hhal with single-base mismatched oligodeoxynucleotide duplexes // Gene. 1995. V. 157. No. 1-2. P. 177-179.

110. Klimasauskas S., Roberts R.J. M.Hhal binds tightly to substrates containing mismatches at the target base // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. No. 8. P. 13881395.

111. Бревнов М.Г. Метилтрансферазы EcoRll и Mval: особенности механизмов взаимодействия с ДНК, аффинная модификация: Автореф. дис. канд. хим. наук: 02.00.10 М.: МГУ, 1996. 22 с.

112. Mernagh D.R., Taylor I.A., Kneale G.G. Interaction of the type I methyltransferase M.£coR124I with modified DNA substrates: sequence discrimination and base flipping // Biochem. J. 1998. V. 336. No. 3. P. 719-725.

113. Szilak L., Der A., Deak F., Venetianer P. Kinetic characterization of the Ecal methyltransferase // Eur. J. Biochem. 1993. V. 218. No. 2. P. 727-733.

114. O'Gara M., Roberts R.J., Cheng X. A structural basis for the preferential binding of hemimethylated DNA by Hha\ DNA methyltransferase // J. Mol. Biol. 1996. V. 263. No. 4. P. 597-606.

115. Ford K., Taylor C., Connolly B.A., Hornby D.P. Effects of co-factor and deoxycytidine substituted oligonucleotides upon sequence-specific interactions between Mspl DNA methyltransferase and DNA // J. Mol. Biol. 1993. V. 230. No. 3.P. 779-786.

116. Sheluho D., Yebra M.J., Khariwala S.S., Bhagwat A.S. Lack of correlation between binding of EcoRll methyltransferase to DNA duplexes containing mismatches and the promotion of C to T mutations // Mol. Gen. Genet. 1997. V. 255. No. l.P. 54-59.

117. Cal S., Connolly B.A. DNA distortion and base flipping by the EcoRV DNA methyltransferase. A study using interference at dA and T bases and modified deoxynucleosides // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. No. 1. P. 490-496.

118. Reddy Y.V., Rao D.N. Binding of Eco?\5\ DNA methyltransferase to DNA reveals a large structural distortion within the recognition sequence // J. Mol. Biol. 2000. V. 298. No. 4. P. 597-610.

119. Miner Z., Schlagman S.L., Hartman S. Single amino acid changes that alter the DNA sequence specificity of the DNA-N6-adenine. methyltransferase (Dam) of bacteriophage T4 //Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. No. 20. P. 8149-8157.

120. Zinoviev V.V., Gorbunov Y.A., Baclanov M.M., Popov S.G., Malygin E.G. Structure subtraction as approach to investigation of the mechanism of restriction enzyme action // FEBS Lett. 1983. V. 154. No. 2. P. 282-284.

121. Buryanov Y.I., Zinoviev V.V., Gorbunov Y.A., Tuzikov F.V., Rechkunova N.I., Malygin E.G., Bayev A.A. Interaction of the EcoDam methyltransferase with synthetic oligodeoxyribonucleotides // Gene. 1988. V. 74. No. 1. P. 67-69,

122. Reich N.O., Danzitz M.J. EcoRl DNA methyltransferase-DNA interactions //Biochemistry. 1992. V. 31.No. 7. P. 1937-1945.

123. Lesser D.R., Kurpiewski M.R., Waters T., Connolly B.A., Jen-Jacobson L. Facilitated distortion of the DNA site enhances EcoRl endonuclease-DNA recognition // Proc. Natl. Acad. Sei. 1993. V. 90. No. 16. P. 7548-7552.

124. Gromova E.S., Oretzkaya T.S., Eritja R., Guschlbauer W. Kinetic studies of Mval DNA methyltransferase interaction with modified oligonucleotide duplexes // Biochem. Mol. Biol. Intl. 1994. V. 36. P. 247-255.

125. Kang Y.K., Lee H.B., Noh M.J., Cho N.Y., Yoo O.J. Different effects of base analog substitutions in BamRl restriction site on recognition by BamRlendonuclease and BamHl methylase // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1995. V. 206. No. 3. P. 997-1002.

126. Kumar S., Horton J.R., Jones G.D., Walker R.T., Roberts R.J., Cheng X. DNA containing 4'-thio-2'-deoxycytidine inhibits methylation by Hhal methyltransferase //Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. No. 14. P. 2773-2783.

127. Marzabal S., Dubois S., Thielking V., Cano A., Eritja R., Guschlbauer W. Dam methylase from Escherichia coli: kinetic studies using modified oligomers: hemimethylated substrates // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. No. 18. P. 36483655.

128. Thielking V., Dubois S., Eritja R., Guschlbauer W. Dam methyltransferase from Escherichia coli: Kinetic studies using modified DNA oligomers: nonmethylated substrates // Biol. Chem. 1997. V. 378. No. 5. P. 407-415.

129. Szczelkun M.D., Jones H., Connolly B.A. Probing the protein-DNA interface of the EcoKV modification methyltransferase bound to its recognition sequence, GATATC // Biochemistry. 1995. V. 34. No. 34. P. 10734-10743.

130. Renbaum P., Razin A. Footprint analysis of M.&sl and M.Hhal methyltransferases reveals extensive interactions with the substrate DNA backbone // J. Mol. Biol. 1995. V. 248. No. 1. P. 19-26.

131. Finta C., Kiss A. Footprint analysis of the BspRl DNA methyltransferase-DNA interaction //Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. No. 14. P. 2841-2846.

132. Mernagh D.R., Kneale G.G. High resolution footprinting of a type I methyltransferase reveals a large structural distortion within the DNA recognition site //Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. No. 24. P. 4853-4858.

133. Allan B.W., Beechem J.M., Lindstrom W.M., Reich N.O. Direct real time observation of base flipping by the EcoRl DNA methyltransferase // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. No. 4. P. 2368-2373.

134. Dickerson R.E., Chiu T.K. Helix bending as a factor in protein/DNA recognition // Biopolymers. 1997. V. 44. No. 4. P. 361-403.

135. Tompson J.F., Landy A. Empirical estimation of protein-induced DNA bending angles: applications to lambda site-specific recombination complexes // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. No. 20. P. 9687-9705.

136. Dubey A.K., Bhattacharya S.K. Angle and locus of the bend induced by the Mspl DNA methyltransferase in a sequence-specific complex with DNA // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. No. 10. P. 2025-2029.

137. Cal S., Connolly B.A. The EcoRV modification methylase causes considerable bending of DNA upon binding to its recognition sequence GATATC // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. No. 2. P. 1008-1015.

138. Garcia R.A., Bustamante C.J., Reich N.O. Sequence-specific recognition by cytosine C5 and adenine N6 DNA methyltransferases requires different deformations of DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. 1996. V. 93. No. 15. P. 7618-7622.

139. Allan B.W., Reich N.O. Targeted base stacking disruption by the EcoRl DNA methyltransferase // Biochemistry. 1996. V. 35. No. 47. P. 14757-14762.

140. Serva S., Weinhold E., Roberts R.J., Klimasauskas S. Chemical display of thymine residues flipped out by DNA methyltransferases // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. No. 15. P. 3473-3479.

141. Klimasauskas S., Szyperski T., Serva S., Wuthrich K. Dynamic modes of the flipped-out cytosine during Hhal methyltransferase-DNA interactions in solution//EMBO J. 1998. V. 17. No. l.P. 317-324.

142. Holz B., Klimasauskas S., Serva S., Weinhold E. 2-Aminopurine as a fluorescent probe for DNA base flipping by methyltransferases // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. No. 4. P. 1076-1083.

143. Klimasauskas S., Serva S., Holz B., Weinhold E., Szyperski T. and Wuthrich, K. Mechanism of base-flipping by cytosine methyltransferases // FASEB Summer Research Conference, Vermont, USA. 1999. Abstracts.

144. Vilkaitis G., Dong A., Weinhold E., Cheng X., Klimasauskas S. Functional roles of the conserved threonine 250 in the target recognition domain of Hhal DNA methyltransferase // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. No. 49. P. 38722-38730.

145. O'Gara M., Horton J.R., Roberts R.J., Cheng X. Structures of Hhal methyltransferase complexed with substrates containing mismatches at the target base //Nat. Struct. Biol. 1998. V. 5. No. 10. P. 872-877.

146. Hosfield D.J., Guan Y., Haas B.J., Cunningham R.P., Tainer J.A. Structure of the DNA repair enzyme endonuclease IV and its DNA complex: double-nucleotide flipping at abasic sites and three-metal-ion catalysis // Cell. 1999. V. 98. No. 3. P. 397-408.

147. Slupphaug G., Mol C.D., Kavli B., Arvai A.S., Krokan H.E., Tainer J.A. A nucleotide-flipping mechanism from the structure of human uracil-DNA glycosylase bound to DNA // Nature . 1996. V. 384. No. 6604. P. 87-92.

148. Berdis A.J., Lee I., Coward J.K., Stephens C., Wright R., Shapiro L., Benkovic S.J. A cell cycle-regulated adenine DNA methyltransferase from

149. Caulobacter crescentus processively methylates GANTC sites on hemimethylated DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. 1998. V. 95. No. 6. P. 2874-2879.

150. Winter M. Investigation of de novo meihylation activity in mutants of the EcoKl methyltransferase. Ph.D. Dissertation. University of Edinburgh, 1998.

151. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S. Comparative studies of the phage T2 and T4 DNA (N6-adenine)methyltransferases: amino acid changes that affect catalytic activity // J. Bacteriol. 1997. V. 179. No. 10. P. 3239-3243.

152. Reich N.O., Mashhoon N. Kinetic mechanism of the iscoRI DNA methyltranserase // Biochemistry. 1991. V. 30. No. 11. P. 2933-2939.

153. Nardone G., George J., Chirikjian J.G. Differences in the kinetic properties of ВатШ endonuclease and methylase with linear DNA substrates // J. Biol. Chem. 1986. V. 261. No. 26. P. 12128-12133.

154. Малыгин Э.Г., Овечкина Л.Г., Зиновьев B.B., Линдстрем У.М., Рейх Н.О., ДНК-(Ш-цитозин) метилтрансфераза из Bacillus amiloliquefacienc: кинетические и субстрат-связывающие свойства // Молекуляр. биология. 2001. Т. 35. №. i.e. 42-51.

155. Bhattacharya S.K., Dubey А.К. Kinetic mechanism of cytosine DNA methyltransferase Mspl II J. Biol. Chem. 1999. V. 274. No. 21. P. 14743-14749.

156. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S. Function of Pro-185 in the ProCys of conserved motif IV in the EcoRll cytosine-C5.-DNA methyltransferase // FEBS Lett. 1995. V. 370. No. 1-2. P. 75-77.

157. Gabbara S., Sheluho D., Bhagwat A.S. Cytosine methyltransferase from Escherichia coli in which active site cysteine is replaced with serine is partially active// Biochemistry. 1995. V. 34. No. 27. P. 8914-8923.

158. Gunthert U., Jentsch S., Freund M. Restriction and modification in Bacillus subtilis: two DNA methyltransferases with BsuRI specificity // J. Biol. Chem. 1981. V. 256. No. 17. P. 9346-9351.

159. Lee K.F., Liaw Y., Shaw P.C. Overproduction, purification, and characterization of M.£coHK31I, a bacterial methyltransferase with two polypeptides // Biochem. J. 1996. V. 314. No. 1. P. 321-326.

160. Pradhan S., Bacolla A., Wells R.D., Roberts R.J. Recombinant human DNA (cytosine-5) methyltransferase. I. Expression, purification, and comparison of denovo and maintenance methylation // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. No. 46. P. 33002-33010.

161. Reich N.O., Danzitz M.J. Non-additivity of sequence-specific enzyme-DNA interactions in the EcoVA DNA methyltransferase // Nucleic Acids Res. 1991. V. 19. No. 23. P. 6587-6594.

162. Allan B.W., Reich N.O., Beechem J.M. Measurement of the absolute temporal coupling between DNA binding and base flipping // Biochemistry. 1999. V. 38. No. 17. P. 5308-5314.

163. Wolcke J. The kinetic mechanism of the DNA methyltransferase from Thermus aquaticus and selection of a DNA-binding peptide by means of phage display. Ph. D. Dissertation. University Dortmund, 1998.

164. Reich N.O., Mashhoon N. Presteady state kinetics of an S-adenosylmethionine-dependent enzyme. Evidence for a unique binding orientation requirement for EcoRl DNA methyltransferase // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. No. 13. P. 9191-9193.

165. Miner Z., Hattman S. Molecular cloning, sequencing, and mapping of the bacteriophage T2 dam gene // J. Bacteriol. 1988. V. 170. No. 11. P. 5177-5184.

166. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248-254.

167. Gill S.C., von Hippel P.H. Calculation of protein extinction coefficients from amino acid sequence data // Anal. Biochem. 1989. V. 182. No. 2. P. 319-326.

168. Rechkunova N.I., Lokhov S.G., Gorbunov Y.A., Zinoviev V.V., Buryanov Y.I., Malygin E.G. Stability of secondary structure of the oligonucleotide substrates. The effect of EcoDam DNA-methylase // Biopolymers and Cell. 1989. V. 5. P. 43-49.

169. Rudolph F.B,, Frcmm HJ. Plotting methods for analyzing enzyme rate data // Methods Enzymol / Ed Purich D.L. London: Acad. Press, 1979. V. 63. P. 138158.

170. Rudolph F.B., Fromm H.J. Computer simulation studies with yeast hexokinase and additional evidence for the random Bi Bi mechanism // J. Biol. Chem. 1971. V. 246. No. 21. P. 6611-6619.

171. Rudolph F.B. Product inhibition and abortive complex formation // Methods Enzymol / Ed Purich D.L. London: Acad. Press, 1979. V. 63. P. 411-436.

172. Szilak L., Venetianer P., Kiss A. Purification and biochemical characterization of the Ecal DNA methyltransferase // Eur. J. Biochem. 1992. V. 209. No. l.P. 391-397.

173. Powell L.M., Murray N.E. S-adenosyl methionine alters the DNA contacts of the EcoKl methyltransferase //Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 967-974.

174. Cleland W.W. Substrate inhibition // Methods Enzymol / Ed Purich D.L. London: Acad. Press, 1979. V. 63. P. 500-513.

175. Келети Т. Основы ферментативной кинетики. М.: Мир, 1990. С. 316.

176. Курганов Б.И. Аллостерические ферменты. М.: Наука, 1978. С. 27-41.

177. Корниш-Боуден Э. Основы ферментативной кинетики. М.: Мир, 1979. С. 117-118.

178. Theorell Н., Chance В // Acta Chem. Scand. 1950. V. 240. P. 651-662.

179. Малыгин Э.Г. Вывод кинетических уравнений стационарных ферментативных реакций с использованием многостадийных удельных скоростей превращений ферментных форм // Биофизика. 1977. Т. XXII. №. 1. С. 15-20.

180. Fromm H.J. Summary of kinetic reaction mechanisms // Methods Enzymol / Ed Purich D.L. London: Acad. Press, 1979. V. 63. P. 42-53.

181. Фёршт Э. Структура и механизм действия ферментов. М.: Мир, 1980. С. 157.

182. Овечкина Л.Г., Зиновьев В.В., Горбунов Ю.А., Малыгин Э.Г. Олигомеризация ДНК-(аденин^6)-метилтрансферазы фага Т4 и её влияние на каталитические характеристики фермента // Биоорган, химия. 2000. Т. 26. №. 12. С. 940-943.1271. ОТ АВТОРА