Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Изучение генетического полиморфизма представителей рода Stachys in vitro и in vivo

ВАК РФ 03.00.15, Генетика

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Легкобит, Мария Павловна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Род Stachys: проблемы систематики.

1.1.1. Хемосистематика и кариологический анализ рода Stachys.

1.2. Белки как генетические маркеры.

1.2.1. Использование белковых маркеров в популяционных и таксономических исследованиях.

1.2.2. Применение изоферментного анализа для идентификации генотипов.

1.3. Исследование генома растений с помощью

ДНК маркеров.

1.3.1. SNP маркеры.

1.3.2. RFLP маркеры.

1.3.3. Методы, основанные на ПЦР.

1.3.3.1. RAPD анализ.

1.3.3.2. Использование AFLP метода для маркирования растительного генома.

1.3.3.3. ISSRмаркирование.

1.3.3.4. Анализ полиморфизма микросателлитных локусов

SSR анализ).

1.4. Комплексный подход к анализу генома растений.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Создание коллекции.

2.2. Условия культивирования in vitro.

2.3. Подготовка проб и электрофорез в ПААГ.

2.4. Выделение ДНК.

2.5. Амплификация ДНК.

2.6. Статистическая обработка данных.

ГЛАВА 3. ВВЕДЕНИЕ В АСЕПТИЧЕСКУЮ КУЛЬТУРУ И

ИЗУЧЕНИЕ ИЗМЕНЧИВОСТИ КОЛЛЕКЦИОННЫХ ФОРМ ПРЕДСТАВИТЕЛЕЙ РОДА 8ТАСНУ8 ПРИ

КУЛЬТИВИРОВАНИИ IN VITRO

3.1. Разработка методов микроклонального размножения у разных видов стахиса.

3.2. Особенности морфогенеза у разных видов стахиса.

3.3. Изменчивость изоферментного спектра пероксидаз при культивировании стахиса in vitro.

3.4. Обсуждение результатов.

ГЛАВА 4. МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКОЕ МАРКИРОВАНИЕ

ПРЕДСТАВИТЕЛЕЙ РОДА STACHYS

4.1. Ферментная система пероксидазы.

4.2. Молекулярное маркирование видов и популяций рода Stachys методом RAPD анализа.

4.3. Молекулярное маркирование видов и популяций рода Stachys методом ISSR анализа.

4.4. Обсуждение.

ГЛАВА 5. ХАРАКТЕРИСТИКА ТАКСОНОМИЧЕСКИХ

ОТНОШЕНИЙ В РОДЕ STACHYS

5.1. Определение филогенетических связей по изоферментным спектрам пероксидазы.

5.2. Определение филогенетического сходства представителей рода Stachys по данным RAPD анализа.

5.3. Определение филогенетических связей методом ISSR анализа.

5.4. Обсуждение.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изучение генетического полиморфизма представителей рода Stachys in vitro и in vivo"

Использование методов биотехнологии и генетической инженерии для получения и сохранения редких и ценных генотипов растений приводит к необходимости контроля, идентификации и маркирования размножаемых in vitro форм. Важными проблемами при культивировании растительных клеток и тканей in vitro являются возможность контролирования экспрессии генетических систем растения на разных этапах де- и редифференцировки, и ранний скрининг и идентификация возможных генетических изменений. Для повышения эффективности работ в клеточной биотехнологии растений необходима разработка экспресс-методов оценки генетической вариабельности такого материала. Это необходимо, во-первых, для распознавания на уровне генома внутривидовой изменчивости и использования в практических целях естественной генетической вариабельности данной культуры. Во-вторых, при размножении in vitro необходимо контролировать генетическую однородность клонов в связи с возможными сомаклональными вариациями, которые могут наследоваться и изменять генетический статус размножаемой культуры.

Для таксономических исследований, а также для работ по селекции растений имеет большое значение классификация растительного материала по уровню генетической близости: например, в повышении эффективности селекционного процесса важную роль играет изучение генетического разнообразия исходного материала и подбор наиболее удаленных в генетическом отношении пар для гибридизации.

Представители рода Stachys являются одними из мало изученных в генетическом отношении видов семейства Губоцветных. При этом многие из них имеют важное фармокологическое и пищевое значение. Так, из 37 видов стахиса флоры бывшего СССР (Черепанов, 1981) 12 нашли применение в народной медицине (Карцев, 1994). Они обладают противовоспалительными, желчегонными, седативными, гипотензивными, ранозаживляющими и кровоостанавливающими свойствами, используются при лечении различных кожных заболеваний.

Например, Stachys. recta включен в фармакопеи Франции и Мексики, применяется в гомеопатии. Спиртовые экстракты S. lanata и S. balansae рекомендованы для лечения гипертонической болезни и невроза сердца, а экстракт S. palustris используется как сосудорасширяющее средство. Препараты, полученные из надземной части S. aspera и S. palustris, угнетают центральную нервную систему, а настои из надземной части S. annua проявляют противовоспалительное, обезболивающее и противосудорожное действие (Костюченко, 1983).

Особого внимания заслуживает овощной стахис (S. sieboldii), который в странах Западной Европы больше известен под названием «китайский артишок». Из-за образующихся в конце вегетационного периода клубней, он с древности возделывается в Китае и Японии в качестве однолетней сельскохозяйственной культуры. Помимо употребления в пищу, S. sieboldii веками успешно применялся в китайской и тибетской народной медицине при лечении туберкулеза, повышенном кровяном давлении и как средство, успокаивающе действующее на центральную нервную систему. Примечательно, что углеводы в овощном стахисе представлены, в основном, не крахмалом, как у большинства клубнеплодов, а тетрасахаридом стахиозой, обладающей инулиноподобным эффектом (Кононков, Васякин, 1995). Недавно показано также, что выделенный из листьев стахиса актеозид может стать многообещающим антинефритным агентом (Hayashi et al., 1996).

Кроме ярко выраженного фармакологического действия, многие виды Stachys обладают и другими ценными свойствами. Почти все они относятся к растениям первой группы нектаропродуктивности. Жирные масла из семян различных видов Stachys пригодны для изготовления олифы, а листья S. sylvatica могут быть использованы для получения красок и в качестве природного инсектицида. Очень декоративны растения, относящиеся к ряду Lanatae (Ливентаал, 1986).

Однако, несмотря на большое фармакологическое и пищевое значение стахиса, данные о его генетической изменчивости в литературе отсутствуют. Изучение изменчивости и филогенетических связей растений рода Stachys ограничивается только результатами морфологических и кариологических исследований, а также данными хемосистематики. В то же время систематика рода довольно запутанна. Во многих случаях описания видов стахиса неоднородны, нет единого мнения относительно их происхождения, ряд видов то объединяют в один род Stachys, то разделяют на два: Stachys и Betónica. До сих пор не проводились исследования гетерогенности популяций.

В течение довольно значительного промежутка времени одним из важнейших путей получения информации о генотипе растения было изучение полиморфизма белков (запасных белков и изоферментов) (De Klerk, 1990; Созинов, 1985; Мусин, 1989; Хавкин, Забродина, 1994; и др.). Белковые маркеры позволяют анализировать изменчивость отдельных локусов у разных генотипов, не прибегая к скрещиваниям, так как электрофоретически выявляемые белки и изоферменты можно расссматривать как маркеры соответствующих генов. Применение электрофоретических спектров запасных белков и изоферментных маркерных систем дают возможность на качественно новом уровне решать ряд генетических задач по определению степени гибридности и родства, уровня плоидности, изменчивости популяций, формированию генных пулов.

В настоящее время для идентификации генотипов растений получили широкое распространение методы, основанные на использовании ДНК технологий (Bogani et al., 1995; Munthali et al., 1996; Godwin et al., 1997; Hashmi et al, 1997; Кокаева и др., 1997; Сиволап и др.,

1998; Кочиева и др., 1999; Piola et al., 1999 и др.). В частности, часто используется анализ полиморфизма длин амплифицированных фрагментов ДНК с помощью полимеразной цепной реакции. Это такие методы, как RAPD, ISSR и AFLP (Welsh, McClelland, 1991; Williams et al., 1990; Hu, Quiros, 1991; Yang, Quiros, 1993). Неоспоримым преимуществом этих методик являются стабильность спектров, возможность однозначной интерпретации полученных результатов и генетическая детерминация используемых маркеров.

В то же время каждый из методов имеет свои преимущества и недостатки. Поэтому представляет несомненный интерес сравнительное изучение возможностей и перспективности применения этих методов для идентификации и маркирования генотипов, получаемых при культивировании растительного материала in vitro, для определения таксономической принадлежности близких или спорных видов растений, а также при оценке генетического полиморфизма исходного материала, используемого для селекции новых форм.

В связи с выше изложенным цель настоящей работы состояла в сравнительном изучении генетического полиморфизма видов стахиса при использовании разных способов размножения in vitro с помощью изоферментных и ДНК маркеров, а также в проведении молекулярного анализа генома ряда представителей рода Stachys (Betónica) для уточнения систематического положения и выявления межвидовых филогенетических связей. Для этого были поставлены следующие задачи:

1. Ввести в культуру in vitro и разработать методы микроразмножения нескольких видов рода Stachys.

2. Изучить влияние генотипа на процессы морфогенеза и появление измененных форм у S. sieboldii и S. ocymastrum при микрочеренковании и адвентивном побегообразовании. 8

3. Изучить возможность идентификации и маркирования видов и размножаемых in vitro генотипов стахиса при помощи спектров кислых изопероксидаз.

4. Провести сравнительный анализ ДНК фрагментов различных видов и популяций стахиса с помощью RAPD и ISSR методов.

5. Использовать данные RAPD и ISSR анализа для маркирования видов и оценки степени генетического родства между представителями рода Stachys.

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Легкобит, Мария Павловна

ВЫВОДЫ:

1. Впервые в культуру in vitro введено семь видов стахиса, обладающих ценными фармакологическими и пищевыми свойствами (S. palustris, S. ocymastrum, S. sylvatica, S. Ianata, S. byzantina, S. germanica и S. officinalis) и разработаны методики их микроразмножения посредствам микрочеренкования, адвентивного побегообразования и индукции микроклубней in vitro.

2. Установлена видоспецифичность спектров кислых изопероксидаз у представителей рода Stachys. Показано, что наиболее стабильными и не зависящими от условий выращивания и возраста растений являются спектры изопероксидаз корней.

3. Показана возможность использования изоферментных спектров кислых пероксидаз для маркирования межвидовой изменчивости у стахиса, а также для оценки генетической однородности размножаемых in vitro регенерантов.

4. Впервые проведено молекулярное маркирования генома 14 видов рода Stachys и определен уровень межвидового и внутривидового геномного полиморфизма с помощью RAPD и ISSR методов. Выявлены родо- и видоспецифичные маркеры. На основе полученных данных были построены дендрограммы и определены филогенетические отношения внутри рода Stachys.

5. По данным молекулярно-генетического анализа определена таксономическая структура рода Stachys, в целом совпадающая с морфологической систематикой. Подтверждается правомерность объединения родов Betónica и Stachys, синонимичность видов S. byzantina и S. lanata и неидентичность видов S. sieboldii и S. ajfinis.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

При современном уровне развития биотехнологии в культуру in vitro введено большое количество разных видов растений и изучены основные закономерности управления процессами морфогенеза. Для некоторых видов применение традиционных методов селекции весьма затруднительно по причинам продолжительного жизненного цикла, высокого уровня гетерозиготности, сложности полового размножения. Поэтому возможность клонирования таких генотипов in vitro значительно облегчает их селекцию и размножение. Типичным примером является микроклональное размножение стахиса. Однако до последнего времени за исключением S. sieboldii (Perón, 1986; Hosoki et al., 1992; Хадеева и др., 1995; Попова, Калинин, 1997), ни одного нового вида рода Stachys не было введено в культуру in vitro, и это при том, что многие из них обладают ценными фармакологическими и пищевыми свойствами.

В ходе нашей работы в культуру in vitro дополнительно введено семь новых видов стахиса (S. palustris, S. ocymastrum, S. sylvatica, S. lanata, S. byzantina, S. germanica и S. officinalis) и разработана специфичная методика их клонального микроразмножения. Возможность появления сомаклональных вариаций при разных способах микроразмножения чаще всего анализируется с помощью белковых маркеров, использование которых, как было показано ранее (см. обзор литературы), может служить эффективным экспресс-методом для оценки генетических событий в культуре in vitro.

Для генетической паспортизации отдельных линий и диагностики сомаклональной изменчивости регенерантов стахиса нами был применен анализ изопероксидазных спектров. Следует отметить, что пероксидаза достаточно часто применяется при генотипировании различных групп растений (Коршук, Кучеренко, 1979; Bachmann, 1989), еще большее значение этот фермент имеет в решении проблемы контроля экспрессии генетических систем на разных этапах де- и редифференцировки соматических клеток и тканей, при регенерации растений (Gaspar et al., 1982).

Тем не менее, в последние двадцать лет, более перспективным представляется использование в качестве маркерных систем полиморфных последовательностей ДНК, что позволяет тестировать генетический полиморфизм непосредственно на уровне генотипа, а не на уровне продуктов генов, как в случае использования метода белкового полиморфизма. Прежде всего, это связано с тем, что анализ белков позволяет выявлять изменение только в последовательностях ДНК, кодирующих белки, и только у экспрессирующихся генов. При этом из исследования исключаются функционально значимые участки генов, такие как промоторные области и энхансеры. Напротив, варианты нуклеотидной последовательности ДНК, обуславливающие фенотипические изменения (белкового продукта, морфологических или физиологических признаков и т. п.) могут быть зарегистрированы непосредственно на молекулярном уровне. То есть позволяют маркировать практически любые участки генома, в том числе и некодирующие. Кроме того, эта маркерная система дает возможность использовать для анализа любые ткани и органы, независимо от стадии развития организма.

Из всего многообразия ныне существующих методов молекулярного маркирования в нашей работе использовался, ставший уже классическим RAPD-анализ и относительно недавно появившаяся ISSR-технология. Применение этих ДНК-методов позволило не только идентифицировать виды, биотипы, выявить скрытую генетическую изменчивость в популяциях, но также оценить геномные и филогенетические отношения между видами. Что особенно важно, так как для представителей рода стахис до сих пор не

108 существует единой таксономической номенклатуры. В частности, проведенное нами белковое и молекулярное маркирование генома растений рода стахис, позволило уточнить границы некоторых видов, принятых ранее ботаниками-систематиками. Так, на основе полученных данных S. lanata и S. bysantinum оказались настолько сходными по спектру пероксидазы, RAPD и ISSR фрагментам, что их можно рассматривать как один самостоятельный вид.

Кроме этого, согласно результатам кластеризации выборок, несмотря на различную группировку отдельных видов внутри ветвей, основные кластеры дендрограммам, построенные по данным RAPD и ISSR анализа, фактически полностью совпадают и в целом подтверждают ранее принятую морфологическую классификацию (Кнорринг, 1954). Например, нахождение представителей подрода Betónica внутри рода Stachys может свидетельствовать о справедливости объединения современной систематикой этих двух, ранее считавшихся самостоятельными родов, в один (Черепанов, 1995).

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Легкобит, Мария Павловна, Москва

1. Абугалиева С.И. Использование молекулярных маркеров при создании и идентификации сортов пшеницы. / Молекулярно-генетические маркеры растений. Киев. 1996. С. 9.

2. Азаренко С.Н., Сарсенбаев К.Н., Маслова М.А. Компонентный состав амилаз зерна у некоторых видов злаков. / Хемосистематика и эволюционная биохимия высших растений. М.: ГБС АН СССР. 1986. С. 13-14.

3. Арефьева Л.П., Пробатова Н.С., Вахромеев В.И. Исследование аминокислотного состава и электрофоретических свойств белков семян трибы Роеае (Роасеае). / Хемосистематика и эволюционная биохимия высших растений. М.: ГБС АН СССР. 1986. С. 26-28.

4. Атанасов А. Биотехнология в растениеводстве. Новосибирск: ИЦиГ СО РАН. 1993. 241 с.

5. Баева В.М., Боброва В.К., Троицкий A.B., Антонов A.C. RAPD-анализ ДНК рода манжетка. //Фармация. 1998. № 2. С. 38-41.

6. Балашова И.А., Сиволап Ю.М., Трошин Л.П. Детекция RAPD-методом молекулярно-генетического полиморфизма винограда. / Молекулярно-генетические маркеры растений. Киев. 1996. С. 69-70.

7. Бияшев P.M. Полиморфизм изоферментов ячменя и возможность его использования в селекционно-генетических исследованиях. Дисс. канд. биол. наук. М.: НИИ Общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН. 1986.

8. Брик А.Ф., Сиволап Ю.М., Сичкарь В.И. Исследование генетического разнообразия сои (Glycine max L.) с помощью ПП-ПЦР анализа. / Молекулярно-генетические маркеры растений. Киев. 1996. С. 12-13.

9. Бургутин А.Б., Мусин С.М., Бутенко Р.Г. Сегрегация биохимических генетических детерминант у сомаклональныхвариантов межвидового соматического гибрида картофеля. // Физиология растений. 1994. Т. 41. № 6. С. 843-852.

10. Ю.Власов Н.Ф., Зятчина Г.П. О сортовой специфичности изоферментов супероксиддисмутазы кормовых бобов. // Сельскохозяйственная биология. 2000. № 5. С. 93-96.

11. Войлоков A.B. Генетический контроль изоферментов высших растений. // Успехи современной генетики. 1978. № 7. С. 150-170.

12. Газарян И.Г., Скрипников А.Ю., Веревкин А.Н., Фечина В.А. Пероксидазный статус растений-регенерантов, полученных из суперпродуцирующей культуры клеток люцерны. // ДАН. 1993. Т. 331. №3. С. 364-365.

13. Глазко В.И., Дубин A.B., Глазко Г.В. Поиск высокополиморфных ДНК-маркеров у растений (на примере сои). // Цитология. 1999. Т. 41. № 12. С. 1059.

14. Глазко В.И., Созинов И.А. Генетика изоферментов животных и растений. Киев: Урожай. 1993. 528 с.

15. Гончаров Н.П. Сравнительная генетика пшениц и их сородичей. Новосибирск: Наука. 2002. 26 с.

16. Гостимский С.А., Кокаева З.Г., Боброва В.К. Использование молекулярных маркеров для анализа генома растений. // Генетика. 1999. Т. 35. № 11. С. 1538-1549.

17. Граскова И.А., Владимирова C.B., Рихванов Е.Г. Механизм активации пероксидазы при бактериальном патогенезе различается в клетках устойчивого и неустойчивого к патогену сортов картофеля. // ДАН. 2001. Т. 379. № 2. С. 267-269.

18. Гречко В.В. Молекулярные маркеры ДНК в изучении филогении и систематики. //Генетика. 2002. Т. 38. № 8. С. 1013-1033.

19. Григорча П. Д. Применение хроматографического и электрофоретического анализа белков семян в таксономии видов рода Juglans L. / Хемосистематика и эволюционная биохимия высших растений. М. 1986.

20. Гумилевская H.A., Азаркович М.И., Комарова М.Е., Обручева Н.В. Белки осевых органов покоящихся и прорастающих семян конского каштана. I. Общая характеристика белков. // Физиология растений. 2001. Т. 48. С. 5-17.

21. Дейнеко Е.В., Цевелева О.Н., Пельтек С.Е., Бабенко В.Н., Сидорчук Ю.В., Шумный В.К. Сомаклональная изменчивость морфологических и биохимических признаков у растений-регенерантов люцерны. // Физиология растений. 1997. Т. 44. № 5. С. 775-781.

22. Деркач А.И. Биологически активные вещества некоторых видов рода Stachys L. флоры Украины. // Растительные ресурсы. 1998. Т. 34. Вып. 1. С. 57-61.

23. Долгих Ю.И., Шамина З.Б. Современные представления о причинах и механизмах сомаклональной изменчивости. В кн.: Молекулярные механизмы генетических процессов. М.: Наука. 1991. С. 123-127.

24. Дорохов Д.Б., Клоке Э. Быстрая и экономичная технология RAPD-анализа растительных геномов. // Генетика. 1997. Т. 33. С. 476483.

25. Дюран Б., Оделл П. Кластерный анализ. М.: Статистика. 1977.126 с.

26. Жебентяева Т.Н., Вшивкова Г.Ф., Попок Н.Г. Изоферментный анализ у миндаля обыкновенного и близкородственных видов рода Amygdalus L. / Молекулярно-генетические маркеры растений. Киев. 1996. С. 18-19.

27. Журавлев Ю.Н., Козыренко М.М., Артюкова Е.В, Реунова Г.Д., Илюшко М.В. ДНК-типирование дальневосточных видов рода Iris L. с помощью метода RAPD-PCR. // Генетика. 1998. Т. 34. № 3. С. 368372.

28. Забродина М.В. Поиск изоферментных маркеров многолетности и устойчивости к грибным болезням у ржи (Seeale L.).

29. Автореф. дисс. канд. биол. наук. М.: ВНИИ с.-х. биотехнологии. 2002. 20 с.

30. Зеленая A.B., Облап Р.В., Лисовский И.Л., Созинов A.A., Глазко В.И. Подбор молекулярно-генетических маркеров для генетической сертификации некоторых сортов ячменя. / Молекулярно-генетические маркеры растений. Киев. 1996. С. 21.

31. Камелина О.П., Босманова Н.О. Развитие мужских и женских эмбриональных структур в роде Stachys (Lamiaceae). // Ботанический журнал. 1999. Т. 84. № 4. С. 8-23.

32. Капеллер O.A. Род Stachys L на Кавказе. Тбилиси: АН ГССР. 1961. 135с.

33. Капеллер O.A. Stachys L. В кн.: Флора Кавказа. Л.: Наука. 1967. Т. 7. С. 367-380.

34. Карташова Е.Р., Руденская Г.Н., Юрина Е.В. Полифункциональность растительных пероксидаз и из практическое использование. // Сельскохозяйственная биология. 2000. № 5. С. 63-70.

35. Карташова Е.Р., Руденская Т.Н., Афифи P.A. и др. Молекулярные формы пероксидазы и ИУК-оксидазы в молодых и стареющих листьях Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Биол. науки. 1985. Т. 12. 81-88.

36. Карцев В.Г., Степаниченко H.H., Ауелбеков С.А. Химический состав и фармакологические свойства растений рода Stachys. // Химия природных соединений. 1994. № 6. С. 699-709.

37. Кнорринг О.Э. Род чистец Stachys L. В кн.: Флора СССР. М., Л: Изд-во АН СССР. 1954. Т. 21. С. 200-237.

38. Козыренко М.М., Артюкова Е.В., Лауве Л.С., Болтенков Е.В. Анализ генетической изменчивости каллусных культур некоторых видов рода Iris L. // Биотехнология. 2002. № 4. С. 38-48.

39. Кокаева З.Г. Использование RAPD-метода для исследования внутривидового полиморфизма генома гороха. Автореф. дисс. канд. биол. наук. М.: НИИ Общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН. 1998. 21 с.

40. Кокаева З.Г., Боброва В.К., Вальехо-Роман K.M., Гостимский С.А., Троицкий A.B. RAPD-анализ сомаклональной и межсортовой изменчивости гороха. // ДАН. 1997. Т. 355. № 1. С. 134-136.

41. Конарев В.Г. Белки растений как генетические маркеры. М.: Колос. 1983. 320 с.

42. Конарев В.Г. Идентификация генома как генетической категории вида и геномный анализ растений по белковым маркерам. В кн.: Хемосистематика и эволюционная биохимия высших растений. М.: ГБС АН СССР. 1986. С. 71-72.

43. Конарев В.Г. Проблемы вида и генома в селекции растений. // Генетика. 1994. Т. 30. № 10. С. 1293-1305.

44. Коненков П.Ф., Васякин И.Н. Пищевые и фармакологические свойства стахиса и технология его возделывания. В кн.: Науч. тр. по селекции и семеноводству. М. 1985. Т. 2. С. 301-315.

45. Коршук Т.П., Кучеренко В.П. Изопероксидазы листьев интродуцированных видов магнолий. / Хемосистематика и эволюционная биохимия высших растений. М. 1979. С. 35-37.

46. Костюченко О.И. Химический состав и фармакологические свойства видов Stachys L. // Растительные ресурсы. 1983. Т. 19. Вып. 3. С. 407-413.

47. Кочиева Е.З., Супрунова Т.В., Семенова С.К. Использование RAPD-анализа для идентификации баклажанов (Solanum melongena L.). //Генетика. 1999. Т. 35. № 8. С. 1165-1168.

48. Ладогина М.П., Поморцев A.A., Созинов A.A. Использование метода электрофореза глютелина для дифференциации сортов ячменя. // Доклады ВАСХНИЛ. 1987. № 8. С. 3-6.

49. Лаптева М.Н., Дорохов Д.Б. RAPD-анализ в изучении межвидового и внутривидового полиморфизма луков. / Молекулярно-генетические маркеры растений. Киев. 1996. С. 28-29.

50. Левина P.E., Старшова Н.П. Семенная продуктивность двух видов чистеца (Stachys recta L. и S. neglecta Klok.) в природных популяциях и питомнике. / Экология цветения и опыления растений. Пермь. 1989. С. 37-46.

51. Левитес Е.В. Генетика изоферментов растений. Новосибирск: Наука. 1986. 144 с.

52. Лесневич Л.А., Болелова З.А., Борисюк В.А. Полиморфизм IIS глобулинов в изучении эволюционных взаимоотношений рода Beta L. / Молекулярные механизмы генетических процессов. Москва 1990. С. 89.

53. Ливентаал Э.И. О применении многолетних цветов в озеленении. // Вопр. декор, садоводства и ландшафтоведения. 1986. С. 5-12.

54. Литвиненко B.I. Деяю питания xímí'í й таксономi'í родини губоцв1тних. В кн.: Рослинш ресурси УкраТни, ix вивчення та рацюналне використання. Кшв: Наукова думка. 1973. С. 128-135.

55. Лутова Л.А., Проворов H.A., Тиходеев О.Н., Тихонович И.А., Ходжайова Л.Т., Шишкова С.О. Генетика развития растений. СПб.: Наука. 2000. 539 с.

56. Мусин С.М. Полиморфизм белков и возможности его использования в идентификации генотипов картофеля в культуре in vitro. Автореф. дисс. канд. биол. наук. М.: МГУ. 1989. 19 с.

57. Николаева М.Г., Разумова М.В., Гладкова В.Н. Справочник по проращиванию покоящихся семян. Л.: Наука. 1985. 348 с.

58. Пакалн Д.А., Комиссаренко Н.Ф., Шеремет И.П., Деркач А.И. Предварительная хемотаксономическая оценка кавказских видов рода чистец. / Полезные растения природной флоры и использование их в народном хозяйстве. Киев. 1980. С. 82-85.

59. Перчук И.Н., Лоскутов И.Г., Kazutoshi О., Kaorn Е. RAPD-анализ в изучении межвидового полиморфизма рода Avena. // Цитология. 1999. Т. 41. № 12. С. 1074.

60. Подогас A.B., Шурхал A.B., Ракицкая Т.А., Животовский Л.А. Генетическая дивергенция видов рода Pinus по аллозимным локусам иизбыточным белкам хвои. / Молекулярные механизмы генетических процессов. Москва. 1990. С. 97.

61. Поморцев A.A., Калабушкин Б.А., Бахронов А., Абдуламонов К. Полиморфизм и структура популяций культурного ячменя по гордеинкодирующим локусам на Западном Памире. // Генетика. 1996. Т. 32. №. 4. С. 532-540.

62. Попова Г.А. Роль фитогормонов в росте и развитии стахиса (Stachys sieboldii Miq.) in vitro. / Новые и нетрадиционные растения и перспективы их практ. использ. Пущино. 1997. Т. 2. С. 76-77.

63. Попов В.Н., Кириченко В.В. Исследование генетического разнообразия инбредных линий подсолнечника методами RAPD- и изоферментного анализа. / Молекулярные механизмы генетических процессов и биотехнология. Москва, Минск. 2001. С. 133-134.

64. Попова Г.А., Калинин A.B. Культура клеток и тканей стахиса (Stachys sieboldii Miq.). / Актуал. пробл. науки в с/х пр-ве. М. 1997. С. 65-66.

65. Потокина Е.К., Егги Э.Э., Vaughan D., Tomooka N. Конгруентность данных морфологии электрофореза запасных белков семян и RAPD-анализа в популяционных исследованиях Vicia sativa L. (Fabaceae). // Цитология. 1999. T. 41. № 12. С. 1075-1076.

66. Рисованная В.И., Трошин Л.П., Фролова Л.И. Гетерогенность высокопродуктивных клонов муската белого по спектрам изоферментов. / Молекулярно-генетические маркеры растений. Киев. 1996.

67. Савоськин И.П., Кадырова Р.Б. Изоферменты некоторых спорных видов рода Astragalus L. Сибири. В кн.: Хемосистематика и эволюционная биохимия высших растений. М.: ГБС АН СССР. 1986. С. 105-106.

68. Савоськин И.П., Полякова JI.B. Изменение электрофоретических спектров глобулинов семян и изозимовпероксидазы в популяциях различных экотипов. / Хемосистематика и эволюционная биохимия высших растений. М. 1979. С. 65-68.

69. Сарсенбаев К.Н., Биахметова А., Бидайбеков Т.Н. Изоферментный состав пероксидазы хвои у различных представителей голосеменных растений. / Хемосистематика и эволюционная биохимия высших растений. М. 1979. С. 66-68.

70. Сергеева Л.И., Подольный В.В., Поле П., Аксенова Н.П., Константинова Т.Н. Изменения ауксидазной активности у табака трапезонд в связи с переходом к цветению. // Физиология растений. 1987. Т. 34. №2. С. 329-334.

71. Серебровский A.C. Генетический анализ. М.: Наука. 1940. 342с.

72. Сиволап Ю.М., Солоденко А.Е., Бурлов В.В. RAPD-анализ молекулярно-генетического полиморфизма подсолнечника (Helianthus annuus). //Генетика. 1998. Т. 34. № 2. С. 266-271.

73. Смирнов Е.С. Таксономический анализ. М.: МГУ. 1969. 188 с.

74. Созинов A.A. Полиморфизм белков и его значение в генетике и селекции. М.: Наука. 1985. 272 с.

75. Соловьева JI.B. Кариологические особенности и число хромосом у видов рода Actinidia Lindl. // Цитология. 1999. Т.41. № 12. С. 1084.

76. Солоденко А.Е., Сиволап Ю.М., Бурлов В.В. Исследование молекулярно-генетического полиморфизма подсолнечника на меж- и внутривидовом уровнях. / Молекулярно-генетические маркеры растений. Киев. 1996. С. 82-83.

77. Тарчевский И. А., Чернов В.М. Молекулярные аспекты фитоиммунитета. Сигнальные системы и их роль во взаимоотношениях патогенов и растений. // Микология и фитопатология. 2000. Т. 34. В. 3. С. 1-10.

78. Троицкий A.B. Исследования по молекулярной филогенетике растений: от внутривидового полиморфизма до макросистематики. Автореф. дисс. д-ра. биол. наук. М.: МГУ. 1999. 64 с.

79. Урманцева В.В. Пероксидазы культивируемых клеток растений. В кн.: Итоги науки и техники. Биотехнология. М. 1992. Т. 36. С. 54-70.

80. Фадеева Т.С., Соснихина С.П., Иркаева Н.М. Сравнительная генетика растений. Д.: Изд-во Ленингр. Ун-та. 1980. 248 с.

81. Фарбер С.П., Артемьева A.M. Полиморфизм основного запасного белка семян видов рода Brassica L. // Сельскохозяйственная биология. 2000. № 5. С. 86-92.

82. Хавкин Э.Е. Молекулярные маркеры в растениеводстве. // Сельскохозяйственная биология. 1997. № 5. С. 3-21.

83. Хавкин Э.Х., Забродина М.В. Наследуемые изменения в спектрах пероксидаз и эстераз у сомаклонов кукурузы. // Физиология растений. 1994. Т. 6. № 6. С. 859-869.

84. Хадеева Н.В., Гордон Н.Ю. Некоторые закономерности столонообразования при культивировании стахиса in vitro. // Физиология растений. 1998. Т. 45. С. 301-307.

85. Хадеева Н.В., Дегтяренко JI.B., Гордон Н.Ю., Яковлева Е.Ю. Введение в культуру in vitro стахиса (Stachys sieboldii Miq.). // Физиология растений. 1995. Т. 42. С. 923-928.

86. Хадеева Н.В., Майсурян А.Н., Дридзе И.Л. Ускоренное размножение хрена в культуре ткани. //Физиология растений. 1993. Т. 40. № 1.С. 132-135.

87. Хуссейн И.А. Регенерация, мутагенез и сомаклональная вариабельность при клональном микроразмножении овощного стахиса. Дисс. канд. биол. наук. М. 2000. 140 с.

88. Хуссейн И.А., Кочиева Е.З., Хадеева Н.В. Изменение спектров пероксидаз у регенерантов Stachys sieboldii (Miq.) в результатегормональных и мутагенных воздействий. //Генетика. 2000. Т. 36. № 8. С. 1093-1099.

89. Цветков И.Л., Игнатов А.Н., Дорохов Д.Б. Полиморфизм изоферментных маркеров и идентификация сортов капусты белокочанной, брюссельской, савойской и брокколи (Brassica oleracea L.). // Сельскохозяйственная биология. 2001. № 5. С. 81-87.

90. Цибанова Н.А. Онтогенез Stachys recta и возрастная структура его популяций в северной степи. // Бюл. Гл. ботан. сада. 1995. В. 172. С. 40-42.

91. Черепанов С.К. Сосудистые растения России и сопредельных государств. СПб.: Мир и семья 95. 1995. 992 с.

92. Черепанов С.К. Сосудистые растения СССР. JI: Наука. 1981.509 с.

93. Шаропова Н.Р. Использование изоферментов в генетико-селекционных исследованиях хлопчатника и филогенетическом анализе рода Gossypium. Автореф. дисс. канд. биол. наук. М.: НИИ Общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН. 1988. 21 с.

94. Яаска В.Э. Изоферменты как молекулярно-генетические маркеры в селекции растений. В кн.: Молекулярные механизмы генетических процессов. 1985. С. 251-266.

95. Яковлев И. А., Клейншмит Й. Генетическая дифференциация дуба черешчатого (Quercus robur L.) в европейской части России на основе RAPD-маркеров. // Генетика. 2002. Т. 38. № 2. С. 207-215.

96. Adams R.P., Turuspekov Y. Taxonomic reassessment of some Central Asian and Himalayan scale-leaved taxa of Juniperus (Cupressaceae) supported by random amplification of polymorphic DNA. // Taxon. 1998. V. 47. P. 75-83.

97. Aggarwal R.K., Brar D.S., Nandi S., Huang N., Khush G.S. Phylogenetic relationships among Oryza species revealed by AFLP markers. // TAG. 1999. V. 98. P. 1320-1328.

98. Alvarez A.E., van de Wiel C.C.M., Smulders M.J.M., Vosman B. Use of microsatellites to evaluate genetic diversity and species relationships in the genus Lycopersicon. // TAG. 2001. V. 103. P. 12831292.

99. Ammiraju J.S.S., Dholakia B.B., Santra D.K. et al. Identification of inter simple sequence repeat (ISSR) markers associated with seed size in wheat. // TAG. 2001. V. 102. P. 726-732.

100. Anderson J.K., Warwick S.I. Chromosome number evolution in the tribe Brassiceae (Brassicaceae): evidence from isozyme number. //Plant Syst. and Evol. 1999. V. 215. № 1-4. P. 255-285.

101. Bachmann O. Genetische ressourcen: IHRE Evaluierung und Identifizierung. / 5 Internationales Symposium über Rebenzuchtung. 1989. V.2.P. 3.

102. Bachmann O., Blaich R. Isoelectric focusing of grapevine peroxidases as a tool for ampelography. // Vitis. 1988. V. 27. № 3. P. 147155.

103. Bartish I.V., Garkava L.P., Rumpunen K., Nybom H. Phylogenetic relationships and differentiation among and within populations of Chaenomeles Lindl. (Rosaceae) estimated with RAPDs and isozymes. // TAG. 2000. V. 101. P. 554-563.

104. Becker J., Heun M. Mapping of digested and undigested random amplified microsatellite polymorphisms in barley. // Genome. 1995. V. 38. P. 991-998.

105. Bentham G. Labiatarum genera et species. 1832-1836.

106. Bentham G., Hooker J.D. Genera plantarum. 1876.

107. Bernatzky R., Tanksley S.D. Toward a saturated linkage map in tomato based on isozymes and random cDNA sequences. // Genetics. 1986. V. 112. P. 887-898.

108. Bhattacharjee R. Taxonomic studies in Stachys: II A new infrageneric classification of Stachys L. // Notes Roy. Bot. Gard. Edinb. 1980. V. 38. № l.P. 65-96.

109. Bioengineering in agriculture and forestry. Heidelberg: Springer. 1986-1996.

110. Blair M.W., Panaud O., McCouch S.R. Inter-simple sequence repeat (ISSR) amplification for analysis of microsatellite motif frequency and fingerprinting in rice (Oryza sativa L.). // TAG. 1999. V. 98. P. 780-792.

111. Blanco A., Bellomo M.P., Cenci A., De Giovanni C., D'Ovidio R., Iacono E., Laddomada B., Pagnotta M.A., Porceddu E., Sciancalepore A., Simeone R., Tanzarella O.A. A genetic linkage map of durum wheat. // TAG. 1998. V. 97. P. 721-728.

112. Bonierbale M.W., Plaisted R.L., Tanksley S.D. RFLP maps based on a common set clones reveal modes of chromosomal evolution in potato and tomato. // Genetics. 1988. V. 120. P. 1095-1103.

113. Bottini M.C.J., De Bustos A., Jouve N., Poggio L. AFLP characterization of natural populations of Berberís (Berberidaceae) in Patagonia, Argentina. // Plant Syst. and Evol. 2002. V. 231. P. 133-142.

114. Bretting P.K., Widrlechner M.P. Genetic markers and plant genetic resource management. //Plant Breed. Rev. 1995. V. 13. P. 11-86.

115. Briquet J. Labiatae. / Die natürlichen Pflanzenfamilien. 1895. V. 4.

116. Brown A.H.D., Garvin D.F., Burdon J.J., Abbott D.C., Read B J. The effect of combining scald resistance genes on disease levels, yield and quality traits in barley. // TAG. 1996. V. 93. P. 361-366.

117. Brunne S., Keller B., Feuille C. Molecular mapping of the Rph 7.g leaf rust resistance gene in barley (Hordeum vulgare L.). // TAG. 2000. P.783-788.

118. Bukhari Y.M., Koivu K., Tigerstedt P.M.A. Phylogenese analysis of Acacia (Mimosaceae) as revealed from chloroplast RFLP data. // TAG. 1999. V. 98. P. 291-298.

119. Caetano-Anolles G., Bassam B.J., Gresshoff P.M. DNA amplification fingerprinting: A strategy for genome analysis. // Plant. Mol. Biol. Rep. 1991. V. 9. P. 292-305.

120. Cekic C., Battey N.H., Wilkinson M.J. The potential of ISSR-PCR primer-pair combinations for genetic linkage analysis using the seasonal flowering locus in Fragaria as a model. // TAG. 2001. V. 103. P. 540-546.

121. Chang O., Bowman J.L., De John A.W., Lander E.S., Meyerowitcz E.M. Restriction fragment length polymorphism linkage map for Arabidopsis thaliana. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1988. V. 85. P. 6856-6860.

122. Changtragoon S., Szmidt A.E., Wang X. The use of molecular markers in the study of genetic diversity in rattan: preliminary results. // Molecular genetic techniques for plant genetic resources. 1997. P. 39-43.

123. Charters Y.M., Wilkinson M.J. The use of self-pollinated progenies as «in-groups» for the genetic characterization of cocoa germplasm. // TAG. 2000. V. 100. P. 160-166.

124. Chen Y., Hausner G., Kenaschuk E., Procunier D., Dribnenki P., Penner G. Identification of microspore-derived plants in antherculture of flax (Linum usitatissimum L.) using molecular markers. // Plant Cell Reports. 1998. V. 18. P. 44-48.

125. Chibbar R.N., van Huystee R.B. Characterization of peroxidase in plant cell. // Plant Physiol. 1984. V. 75. P. 956-958.

126. Condit R., Hubbell S.P. Abundance and DNA sequence of two-base repeat regions in tropical tree genomes. // Genome. 1991. V. 34. P. 66-71.

127. Cooper D.B., Sears R.G., Lookhart G.L., Jones B.L. Heritable somaclonal variation in gliadin proteins of wheat plants derived from immature embryo callus cultures. // TAG. 1986. V. 71. P. 784-790.

128. D'Amato F. Cytogenetics of differentiation in tissue and cell culture. In: Applied and fundamental aspects of plant cell, tissue and organ culture. Reinert J., Bajaj Y.P.S. (eds.). Berlin: Springer-Verlag. 1977. P. 343-357.

129. De Bustos A., Casanova C., Jouve N., Soler C. Analysis of the genetic diversity of wild Spanish populations of the genus Hordeum through the study of their endosperm proteins. // Plant Syst. and Evol. 1999. V. 214. P. 235-249.

130. De Bustos A., Casanova C., Soler C., Jouve N. RAPD variation in wild populations of four species of the genus Hordeum (Poaceae). // TAG. 1998. V. 96. P. 101-111.

131. De Klerk G.J. How to measure somaclonal variation. // Acta Bot. Neerl. 1990. V. 39. № 2. P. 129-144.

132. Debener T., Salamini F., Gebhardt C. Phylogeny of woid and cultivated Solanum species based on nuclear restriction fragment length polymorphisms (RFLPs). // TAG. 1990. V. 79. P. 360-368.

133. Derda G.S., Wyatt R. Isozyme evidence regarding the origins of three allopolyploid species of Polytrichastrum (Polytrichaceae, Bryophyta). // Plant Syst. and Evol. 2000. V. 220. P. 37-53.

134. Diaz O. Genetic diversity in Elymus species (Triticeae) with emphasis on the Nordic region. Svalov: Swed. Univ. of Agr. Sciences. 1999. 134 p.

135. Dirlewanger E., Pronier V., Parvery C., Rothan C., Guye A., Monet R. Genetic linkage map of peach (Prunus persica (L.) Batsch) using morphological and molecular markers. // TAG. 1998. V. 97. P. 888-895.

136. Diwan N., Cregan P.B. Automated sizing of fluorescent-labeled simple sequence repeat (SSR) markers to assay genetic variation in soybean. // TAG. 1997. V. 95. P. 723-733.

137. Dowling T.E., Moritz C., Palmer J.D. Nucleic acids II: restriction site analysis, in Molecular Sistematics. Sinauer Associates. Sunderland: MA. 1990. P. 250-317.

138. Dubcovsky J., Santa Maria G., Epstein E., Luo M.-C., Dvorak J. Mapping of the K+/Na+ discrimination locus Knal in wheat. // TAG. 1996. V. 92. P. 448-454.

139. Dvorak J., Luo M-Ch., Yang Zu-Li. Restriction fragment length polymorphism and divergence in the Genomic regions of high and recombination in self-fertilizing and cross-fertilizing Aegilops species. // Genetics. 1998. V. 148. P. 423-434.

140. Edwards M.D., Stuber C.W., Wedel J.F. Molecular-marker-facilitated investigations of quantitative-trait loci in maize. 1. Numbers,genomic distribution and type of gene action. // Genetics. 1987. V. 116. P. 113-125.

141. Edwards S.K., Johnstone C., Thompson C. A simple and rapid method for the preparation of plant genomic DNA for PCR analyses. // Nucleic Acids Res. 1991. V. 19. № 6. P. 1349.

142. Ellis T.H.N., Turner L., Hellens R.P., Lee D., Harker C.L., Enard C., Domoney C., Davies D.R. Linkage maps in pea. // Genetics. 1992. V. 130. P. 649-663.

143. Fang D.Q., Roose M.L. Identification of closely related citrus cultivars with inter-simple sequence repeats markers. // TAG. 1997. V. 95. P. 408-417.

144. Fang D.Q., Roose M.L., Krueger R.R., Federici C.T. Fingerprinting trifoliate orange germ plasm accessions with isozymes, RFLPs, and inter-simple sequence repeat markers. // TAG. 1997. V. 95. P. 211-219.

145. Federici C.T., Fang D.Q., Scora R.W., Roose M.L. Phylogenetic relationships within the genus Citrus (Rutaceae) and related genera as revealed by RFLP and RAPD analysis. II TAG. 1998. V. 96. P. 812-822.

146. Flora of China. // Flora of China Editorial Committee. 1994. V. 17. 182 p.

147. Fransz P.F., Ruijter N.C.A., Schel J.H.N. Isozymes as biochemical and cytochemical markers in embryogenic callus cultures of maize (Zea mays L.). // Plant Cell Reports. 1989. Y. 8. № 2. P. 67-70.

148. Galande A.A., Tiwari R., Ammiraju J.S.S., Santra D.K., Lagu M.D., Rao V.S., Gupta Y.S., Misra B.K., Nagarajan S., Ranjekar P.K. Genetic analysis of kernel hardness in bread wheat using PCR-based markers. // TAG. 2001. V. 103. P. 601-606.

149. Gamborg O.L., Miller R.A., Ojima K. Nutrient requirements of suspension culture of soybean root cells. // Exp.Cell Res. 1968. V. 50. P. 150-155.

150. Garnatje T., Susanna A., Messeguer R. Isozyme studies in the genus Cheirolophus (Asteraceae: Cardueae-Centaureinae) in the Iberian Peninsula, North Africa and the Canary Islands. // Plant Syst. and Evol. 1998. V. 213. P. 57-70.

151. Garvin D.F., Brown A.H.D., Burdon J.J. Inheritance and chromosome locations of scald-resistance genes derived from Iranian and Turkish wild barleys. // TAG. 1997. V. 94. P. 1086-1091.

152. Gaspar T., Penel C., Thorpe T. et al. Peroxidases 1970-1980. A survey of their biochemical and physiological roles in higher plants. Geneve: Univ. de Geneve, Centre de botanique. 1982. 324 p.

153. Gebhardt C., Ritter E., Debener T., Schachtschabel U., Walkemier B., Uhrig H., Salamini F. RFLP analysis and linkage mapping in Solanumtuberosum. //TAG. 1989. V. 78. P. 65-75.

154. George E.F., Sherrington P.D. Plant Propagation by tissue culture. // Handbook and Directory of Commercial Operations Expect. 1984.

155. Gianfranceschi L., Seglias N., Tarchini R., Komjanc M., Gessler C. Simple sequence repeats for the genetic analysis of apple. // TAG. 1998. V. 96. P. 1069-1076.

156. Gilbert J.E., Lewis R.V., Wilkinson M.J., Caligari P.D.S. Developing an appropriate strategy to assess genetic variability in plant germplasm collections. // TAG. 1999. V. 98. P. 1125-1131.

157. Gill G.P., Harvey C.F., Gardner R.C., Fraser L.G. Development of sex-linked PCR markers for gender identification in Actinidia. // TAG. 1998. V. 97. P. 439-445.

158. Gillies A.C.M., Abbott R.J. Evaluation of random amplified polymorphic DNA for species identification and phylogenetic analysis in Stylosanthes (Fabaceae). //Plant Syst. and Evol. 1998. V. 211. P. 201-216.

159. Gleason H.A., Cronquist A. Manual of vascular plants of Northeastern United States and adjacent Canada. NY: The New York Botanical Garden. 1991. 910 p.

160. Godwin I.D., Sangduen N., Kunanuvatchaidach R., Piperidis G., Adkins S.W. RAPD polymorphisms among variant and phenotypically normal rice (Oryza sativa var. indica) somaclonal progenies. // Plant Cell Reports. 1997. V. 16. P. 320-324.

161. Gupta P.K., Balyan H.S., Edwards K.J., Isaac P. et al. Genetic mapping of 66 new microsatellite (SSR) loci in bread wheat. // TAG. 2002. V. 105. P. 413-422.

162. Handbook of Plant Cell Culture. NY: Mc Millan. 1983.

163. Harker C.L., Ellis T.H.N., Coen E.S. Identification and genetic regulation of the chalcone synthase multigene family in pea. // The Plant Cell. 1990. V. 2. P. 185-194.

164. Harris S.A., Fagg C.W., Barnes R.D. Isozyme variation in Faidherbia albida (Leguminosae, Mimosoideae). // Plant Syst. and Evol. 1997. V. 207. P. 119-132.

165. Hart G, Bhatia C.R. Acrylamide gel electrophoresis of soluble leaf protein and enzymatic from Nicotiana species. // Grand. J. Genet, and Cytol. 1967. V. 9. № 2. P. 367-362.

166. Hashmi G., Huettel R., Meyer R., Krusberg L., Hammerschlag F. RAPD analysis of somaclonal variants derived from embryo callus cultures of peach. // Plant Cell Reports. 1997. V. 16. P. 624627.

167. Hauge B.M., Hanley S.M., Cartinhor S., Cherry J.M., Goodman H.M. et al. An integrated genetic/RFLP map of Arabidopsis thaliana genome. // The Plant J. 1993. V. 3 (5). P. 745-754.

168. Hayashi K., Nagamatsu T., Ito M., Yagita H., Suzuki Y. Acetoside, a component of Stachys sieboldii Miq. may be a promissing antinephritic agent. // Jap. J. Pharmacology. 1996. V. 70. № 2. P. 157-168.

169. He C., Roysa V., Yu K. Development and characterization of simple sequence repeat (SSR) markers and their use in determining relationships among Lycopersicon esculentum cultivars. // TAG. 2003. V. 106. P. 363-373.

170. Helentjaris T.A. Genetic linkage map for maize based on RFLP. // TIG. 1992. V. 3. P. 215-219.

171. Hosaka K., Matsubayasi M., Kamijima O. Peroxidase isozyme in various tissues for discrimination of two tuberose Solanum spesies. // Japan. J. Breed. 1985. V. 35. P. 375-382.

172. Hosoki T., Yasufuku T. In vitro mass-propagation of Chinese artichoke (S. sieboldii Miq.). International symposium on transplant production systems. Yokohama, Japan. 1992.

173. Hu J., Quiros C.F. Identification of broccoli and cauliflower cultivars with RAPD markers. // Plant Cell Reports. 1991. V. 10. P. 505-511.

174. IUPAC-IUB Comission on biochemical nomenclature. Arch. Biochem. Biophys. 1971. V. 147. P. 1-3.

175. Ivandic V., Malyshev S., Korzun V., Graner A., Burner A. Comparative mapping of a gibberellic acid-insensitive dwarfing gene (Dwf2) on chromosome 4HS in barley. H TAG. 1999. Y. 98. P. 728-731.

176. Jaaska V., Jaaska Y. Isoenzyme variation in the barley genus Hordeum L. I. Alcohol dehydrogenase and superoxide dismutase. // Biochem. Physiol. Pflanz. 1986. V. 181. P. 301-320.

177. Jakse M., Bohanec B., Ihan A. Effect of media components on the gynogenic regeneration of onion (Allium cepa L.) cultivars and analysis of regenerants. //Plant Cell Reports. 1996. V. 15. P. 934-938.

178. Jesus F.F., Solferini Y.N., Semir J., Prado P.I. Local genetic differentiation in Proteopsis argentea (Asteraceae), a perennial herb endemic in Brazil. //Plant Syst. and Evol. 2001. V. 226. P. 59-68.

179. Joshi S.P., Gupta V.C., Aggarwal R.K., Ranjekar P.K., Brar D.S. Genetic diversity and phylogenetic relationship as revealed by inter simple sequence repeat (ISSR) polymorphism in the genus Oryza. // TAG. 2000. V. 100. P. 1311-1320.

180. Kardolus J.P., van Eck H.J., van den Berg R.G. The potential of AFLPs in biosystematics: a first application in Solanum taxonomy (Solanaceae). // Plant Syst. and Evol. 1998. Y. 210. P. 87-103.

181. Karp A., Bright S.W.J. On the causes and origins of somaclonal variation. // Oxford Surv. Plant Mol. Cell Biol. 1985. V. 2. P. 199-234.

182. Karp A., Edwards K. Molecular techniques in the analysis of the extent and distribution of genetic diversity. Molecular genetic techniques for plant genetic resourse. Report of an IPGRI Workshop, october 1995. Rome, Italy. 1997. P. 11-22.

183. Kato K., Miura H., Sawada S. QTL mapping of genes controlling ear emergence time and plant height on chromosome 5 A of weat. // TAG. 1999. V. 98. P. 472-477.

184. Keim P., Diers B.W., Olson T.S., Shoemaker R.C. RFLP mapping in soybean: association between marker loci and variation in quantitative traits. // Genetics. 1990. V. 126. P. 735-742.

185. Kijas J.M.N., Thomas M.R., Fowler J.C.S., Roose M.L. Integration of trinucleotide microsatellites into a linkage map of Citrus. // TAG. 1997. V. 94. P. 701-706.

186. Kiss G.B., Csanadi G., Kalman K., Kalo P., Okress L. Construction of a basic genetic map for alfalfa using RFLP, RAPD, isozyme and morphological markers. Molecular and General. // Genetics. 1993. V. 238. P. 129-137.

187. Korori A.A., Hinterstoisser B., Lang H.P., Ebermann R. Seasonal alteration of plant peroxidase isoenzyme pattern in Larix decidua. //Phyton (Austria). 1992. V. 32. № 2. P. 307-313.

188. Krsnik-Rasol M., Jelaska S. Biochemical, molecular and physiological aspects of plant peroxidases. Geneve: Geneve Univ. 1991. P. 373-382.

189. Krzakowa M., Melosik I. Taxonomic value of electrophoretically detected peroxidase patterns in four Sphagnum species (section Subsecunda, Bryophyta). // Plant Peroxidase Newsletter. 1999. V. 14. P. 21-27.

190. Landry B.S., Kasseil R.V., Farrara B., Michelmore R.W. A genetic map of lettuce (Lactuca sativa L.) with restriction fragment length polymorphism, isozyme, disease resistance and morphological markers. // Genetics. 1987. V. 116. P. 331-337.

191. Lanner C. Genetic relationships within the Brassica oleracea cytodeme. Comparison of molecular marker systems. Svalov: Swed. Univ. of Agr. Sciences. 1997. 120 p.

192. Larkin P.J., Ryan S.A., Brettell R.J.S., Scowcroft W.R. Heritable somaclonal variation in wheat. // TAG. 1984. V. 67. P. 443-455.

193. Lee D., Turner L., Davies D.R., Ellis T.H.N. An RFLP marker for rb in pea. // TAG. 1988. V. 75. P. 362-365.

194. Leht M., JaaskaV. Cladistic and phenetic analysis of relationships in Yicia subgenus Vicia (Fabaceae) by morphology and isozymes. // Plant Syst. and Evol. 2002. V. 232. P. 237-260.

195. Leroy X.J., Leon K., Branchard M. Characterisation of Brassica oleracea L. by microsatellite primers. // Plant Syst. and Evol. 2000. V. 225. P. 235-240.

196. Leroy X.J., Leon K., Hily J.M., Chaumeil P., Branchard M. Detection of in vitro culture-induced instability through inter-simple sequence repeat analysis. // TAG. 2001. V. 102. P. 885-891.

197. Leuschner D. Einfuhrung in die numerische Taxonomie. Jena: Gustav Fischer Yerlag. 1974.

198. Levi A., Thomas C.E., Joobeur T., Zhang X., Davis A. A genetic linkage map for watermelon derived from a testcross population: (Citrullus lanatus var. citroides x C. lanatus var. lanatus) x Citrullus colocynthis. // TAG. 2002. V. 105. P. 555-563.

199. Levin I., Gilboa N., Yeselson E., Shen S., Schaffer A.A. Fgr, a major locus that modulates the fructose to glucose ratio in mature tomato fruits. // TAG. 2000. V. 100. P. 256-262.

200. Li Z., Rutger J.N. Geographic distribution and multilocus organization of isozyme variation of rice (Oryza sativa L.). // TAG. 2000. V. 101. P. 379-387.

201. Lioi L., Lotti C., Galasso I. Isozyme diversity, RFLP of the rDNA and phylogenetic affinities among cultivated Lima beans, Phaseolus lunatus (Fabaceae). // Plant Syst. and Evol. 1998. V. 213. P. 153-164.

202. Liu C.J., Musial J.M., Thomas B.D. Genetic relationships among Stylosanthes species revealed by RFLP and STS analyses. // TAG. 1999. V. 99. P. 1179-1186.

203. Liu F., von Bothmer R., Salomon B. Genetic diversity among East Asian accessions of the barley core collection as revealed by six isozyme loci. // TAG. 1999. V. 98. P. 1226-1233.

204. Lu H.J., Bernardo R., Ohm H.W. Mapping QTL for popping expansion volume in popcorn with simple sequence repeat markers. // TAG. 2003. V. 106. P. 423-427.

205. Mano Y., Sayed-Tabatabaei B.E., Graner A., Blake T., Takaiwa F., Oka S., Komatsuda T. Map construction of sequence-tagged sites (STSs) in barley (Hordeum vulgare L.). // TAG. 1999. V. 98. P. 937946.

206. Mantell S., Smith H. Plant Biotechnology. Cambridge: Cambridge Univ. Press. 1983.

207. Marczewski W., Hennig J., Gebhardt C. The potato virus S resistance gene Ns maps to potato chromosome VIII. // TAG. 2002. V. 105. P. 564-567.

208. Markert C.L., Nfeller F. Multiple forms of enzymes: tissue, ontogenetic and species specific patterns. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1959. V. 45. №5. P. 753-763.

209. Martin J.P., Sanchez-Yelamo M.D. Genetic relationships among species of the genus Diplotaxis (Brassicaceae) using inter-simple sequence repeat markers. // TAG. 2000. V. 101. P. 1234-1241.

210. Masojc P., Mys'kow B., Milczarski P. Extending a RFLP-based genetic map of rye using random amplified polymorphic DNA (RAPD) and isozyme markers. // TAG. 2001. V. 102. P. 1273-1279.

211. Mba R.E.C., Stephenson P., Edwards K., Melzer S. et al. Simple sequence repeat (SSR) markers survey of the cassava (Manihot esculenta Crantz) genome: towards an SSR-based molecular genetic map of cassava. //TAG. 2001. V. 102. P. 21-31.

212. Mc Coy T.J., Phillips R.L., Rines H.W. Cytogenetic analysis of plants regenerated from oat (Avena sativa) tissue cultures; high frequency of partial chromosome loss. // Can. J. Genet. Cytol. 1982. V. 24. P. 37-50.

213. McCouch S.R., Kohert G., Yu Z.N., Wang Z.Y., Knush G.S., Coffman W.R., Tanksley S.D. Molecular mapping of rice chromosomes. // TAG. 1988. V. 76. P. 815-829.

214. McCoy T.J., Phillips R.L., Rines H.W. Cytogenetic analysis of plant regenerated from oat (Avena sativa) tissue cultures; High frequency of partial chromosome loss. // Canad. J. Genet. Cytol. 1982. Y. 24. P. 37-50.

215. McNeill J. Taximetrics To-day. // Current concepts in plant taxonomy. 1984. P. 281-299.

216. Meksem K., Ruben E., Hyten D., Triwitayakorn K., Lightfoot D.A. Conversion of AFLP bands into high-throughput DNA markers. // Molecular Genetics and Genomics. 2001. V. 265. P. 207-214.

217. Melchior H. Labiatae. / Syllabus der Pflanzenfamilien. 1964.V. 2. 438 p.

218. Melotto M., Afanador L., Kelly J.D. Development of a SCAR marker linked to the 1 gene in common bean. // Genome. 1996. V. 39. P. 1216-1219.

219. Melotto M., Kelly J.D. Fine mapping of the Co-4 locus of common bean reveals a resistance gene candidate, COK-4, that encodes for a protein kinase. // TAG. 2001. V. 103. P. 508-517.

220. Milbourne D., Meyer R., Bradshaw J.E., Baird E., Bonar N., Provan J., Powell W., Waugh R. Comparison of PCR-based marker systems for the analysis of genetic relationships in cultivated potato. // Molecular Breeding. 1997. V. 3. P. 127-136.

221. Miller J.C., Tanksley S.D. RFLP analysis of phylogenetic relationships and genetic variation in the genus Lycopersicon. // TAG. 1990. V. 80. P. 437-448.

222. Moore G.A. Oranges and lemons: clues to the taxonomy of Citrus from molecular markers// Trends in Genetics. 2001. V. 17. № 9. P. 536-540.

223. Muehibauer G.L., Staswick P.E., Specht J.E., Graef G.L. Shoemaker R. C., Keim P. RFLP mapping using near-isogenic lines in the soybean (Glycine max (L.) Merr). // TAG. 1991. V. 81. P. 189-198.

224. Munthali M.T., Newbury H.J., Ford-Lloyd B.V. The detection of somaclonal variants of beet using RAPD. // Plant Cell Reports. 1996. V. 15. P. 474-478.

225. Murashige T., Nakano R. Morphogenetic behaviors of tobacco tissue cultures and implications of plant senescence. // Am. J. Bot. 1965. V. 52. P. 819-827.

226. Nagaoka T., Ogihara Y. Applicability of inter-simple sequence repeat polymorphisms in wheat for use as DNA markers in comparison to RFLP and RAPD markers. // TAG. 1997. V. 94. P. 597-602.

227. Naik S„ Gill K.S., Prakasa Rao V.S., Gupta V.S., Tamhankar S.A., Pujar S., Gill B.S., Ranjekar P.K. Identification of a STS marker linked to the Aegilops speltoides-derived leaf rust resistance gene Lr 28 in wheat. // 1998. V. 97. P. 535-540.

228. Narayaanswamy S. Regeneration of plant from tissue culture. In: Reinert J. and Bajaj YPS (ed.). Plant Cell Tissue and Organ Culture. NY: Springer-Verlag. 1977. P. 179-248.

229. Nelson J.C., Sorrells M.E., Van Deynze A.E., Lu Y.H., Atkinson M., Bernard M., Leroy P., Faris J., Anderson J. Molecular mapping of wheat. Major genes and rearrangements in homoeologous groups 4, 5, and 7. // Genetics. 1995. V. 141. 721-731.

230. Nicolosi E., Deng Z.N., Gentile A., La Malfa S., Continella G., Tribulato E. Citrus phylogeny and genetic origin of important species as investigated by molecular markers. II TAG. 2000. V. 100. P. 1155-1166.

231. Orozco-Castillo C., Chalmers K.J., Powell W., Waugh R. RAPD and organelle specific PCR re-affirms taxonomic relationships within the genus Coffea. // Plant Cell Reports. 1996. V. 15. P. 337-341.

232. Pagel M. Inferring the historical patterns of biological evolution. // Nature. 1999. Y. 401. P. 877-884.

233. Palombi M.A., Damiano C. Comparison between RAPD and SSR molecular markers in detecting genetic variation in kiwifruit (Actinidia deliciosa A. Chev). // Plant Cell Reports. 2002. V. 20. P. 1061-1066.

234. Paran J., Michelmore R.W. Development of reliable PCR-based markers linked to down mildew resistance genes in lettuce. // TAG. 1993. V. 85. P. 985-993.

235. Pasquet R.S. Genetic relationships among subspecies of Vigna unguiculata (L.) Walp. based on allozyme variation. // TAG. 1999. V. 98. P. 1104-1119.

236. Pasquet R.S., Yanderborght T. Isozyme polymorphism in some yellow- and blue-flowered Vigna species complexes (Fabaceae, Phaseoleae). //Plant Syst. and Evol. 1999. V. 215. P. 1-21.

237. Peron J.Y. Culture in vitro, innovations phytotechniques et technologiques, base de la reemergence actuelle du crosne du japon (Stachys sieboldii Miq.). // Bull. Technique d'lnformation. 1986. № 407. P. 125 -133.

238. Pierik R.L.M. In vitro culture of higher plants. The Neerlands: Martinus Nijhoff Publishers. 1987. 345 p.

239. Piola F., Rohr R., Heizmann P. Rapid detection of genetic variation within and among in vitro propagated cedar (Cedrus libani Loudon) clones. //Plant Science. 1999. V. 141. P. 159-163.

240. Polanco M.C., Ruiz M.L. AFLP analysis of somaclonal variation in Arabidopsis thaliana regenerated plants. // Plant Sei. 2002. V. 162. №5. P. 817-824.

241. Potokina E., Blattner F.R., Alexandrova T., Bachmann K. AFLP diversity in the common vetch (Vicia sativa L.) on the world scale. // TAG. 2002. V. 105. P. 58-67.

242. Prevost A., Wilkinson M.J. A new system of comparing PCR primers applied to ISSR fingerprinting of potato cultivars. // TAG. 1999. V. 98. P. 107-112.

243. Procunier J.D., Knox R.E., Bernier A.M. et al. DNA markers linked to T 10 loose smut resistance gene in wheat (Triticum aestivum L.). // Genome. 1997. V. 40. P. 176-179.

244. Purps D.M.L., Kadereit J.W. RAPD evidence for a sister group relationship of the presumed progenitor-derivativ species pair Senecio nebrodensis and S. viscosus (Asteraceae). // Plant Syst. and Evol. 1998. V. 211. P. 57-70.

245. Quint M., Dussle M.C.M., Xu M.L., Melchinger A.E., Lebberstedt T. Development of RGA-CAPS markers and genetic mapping ofcandidate genes for sugarcane mosaic virus resistance in maize. // TAG. 2002. V. 105. P. 355-363.

246. Rahman M.H., Rajora O.P. genetics and genomics: Microsatellite DNA somaclonal variation in micropropagated trembling aspen (Populus tremuloides). //Plant Cell Reports. 2001. V. 20. P. 531-536.

247. Rajapakse S., Hubbard M., Kelly J.W., Abbott A.G., Ballard R.E. Identification of rose cultivars by restriction fragment length polymorphism. // Sci. Hortic. 1992. V. 52. P. 237-245.

248. Ratnaparkhe M.B., Tekeoglu M., Muehlbauer F.J. Inter-simple-sequence-repeat (ISSR) polymorphisms are useful for finding markers associated with disease resistance gene clusters. // TAG. 1998. V. 97. P. 515-519.

249. Reamon-Buttner S.M., Jung C. AFLP-derived STS markers for the identification of sex in Asparagus officinalis L. // TAG. 2000. V. 100. P. 432-438.

250. Ren N., Timko M.P. AFLP analysis of genetic polymorphism and evolutionary relationships among cultivated and wild Nicotiana species. // Genome. 2001. V. 44. P. 559-571.

251. Richardson T., Cato S., Ramser J. et al. Hybridization of microsatellites to RAPD: a new source of polymorphic markers. // Nucl. Acids Res. 1995. V. 23. P. 3798-3799.

252. Rouppe van der Voort J., Wolters P., Folkertsma R., Hutten R., van Zandvoort P. et all. Mapping of the cyst nematode resistance locus Gpa 2 in potato using a strategy based on comigrating AFLP markers. // TAG. 1997. V. 95. P. 874-880.

253. Salimath S.S., de Oliveira A.C., Gogwin I.D., Bennetzen J.L. Assessment of genome origins and genetic diversity in the genus Eleusine with DNA markers. // Genome. 1995. V. 38. P. 757-763.

254. Sanchez de la Hoz M.P., Davila J.A., Loarce V., Ferrer E. Simple sequence repeat primers used in polymerase chain reaction amplification to study genetic diversity in barley. // Genome. 1996. V. 39. P. 112-117.

255. Sankar A.A., Moore G.A. Evaluation of inter-simple sequence repeat analysis for mapping in Citrus and extension of the genetic linkage map. // TAG. 2001. V. 102. P. 206-214.

256. Sarma R.N., Gill B.S., Sasaki Т., Galiba G., Sutka J., Laurie D.A., Snape J.W. Comparative mapping of the wheat chromosome 5A Vrn-A1 region with rice and its relationship to QTL for flowering time. // TAG. 1998. V. 97. P. 103-109.

257. Satovic Z., Torres A.M., Cubero J.I. Genetic mapping of new morphological, isozyme and RAPD markers in Vicia faba L. using trisomies. // TAG. 1996. V. 93. P. 1130-1138.

258. Scandalios J.G., Sorenson J.C. Isoenzymes in plant tissue culture. // In Applied and Fundamental Aspects of Plant Tissue Culture. New Delhi: Narosa Publishing House. 1988. P. 719-730.

259. Scarano M.-T., Abbate L., Ferrante S., Lucretti S., Tusa N. ISSR-PCR technique: a useful method for characterizing new allotetraploid somatic hybrids of mandarin. // Plant Cell Reports. 2002. V. 20. P. 11621166.

260. Schierholt A., Becker H.C., Ecke W. Mapping a high oleic acid mutation in winter oilseed rape (Brassica napus L.). // TAG. 2000. V. 101. P. 897-901.

261. Schloss S.J., Mitchell S.E., White G.M., Kukatla R., Bowers J.E., Paterson A.H., Kresovich S. Characterization of RFLP probe sequences for gene discovery and SSR development in Sorghum bicolor (L.) Moench. //TAG. 2002. V. 105. P. 912-920.

262. Schneider S., Reustle G., Zyprian E. Detection of somaclonal variation in grapevine regenerants from protoplasts by RAPD-PCR. //Yitis. 1996. V. 35. № 2. P. 99-100.

263. Sharma T.R., Jana S. Species relationships in Fagopyrum revealed by PCR-based DNA fingerprinting. // TAG. 2002. V. 105. P. 306312.

264. Sharp P.J., Chao S., Desai S., Gale M.D. The isolation, characterisation and application in the Triticeae of a set of wheat RFLP probes identifying each homeologous chromosome arm. // TAG. 1989. V. 78. P. 342-348.

265. Shaw C.R., Prassad R. Starch gel electrophoresis of enzymes a compilation of recipes. // Biochem. Genet. 1970. V. 4. № 2. P. 297-320.

266. Shin K.O., Lee M.L., Jin J.M., Ryu J.C. Identification of Citrus spp. or cvs using isozyme and RAPDs. // RDA J. Agr. Sc. Biotechnol. 1995. V. 37. №2. P. 193-198.

267. Shoyama Y., Xuan Xuan Zhu, Nakai R., Shiraishi S., Kohda H. Micropropagation of Panax notoginseng by somatic embryogenesis and RAPD analysis of regenerated plantlets. // Plant Cell Reports. 1997. V. 17. P. 450-453.

268. Smith D., Devey M.E. Occurrence and inheritance of microsatellites in Pinus radiata. // Genome. 1994. V. 37. P. 977-983.

269. Sobir, Ohmori T., Murata M., Motoyoshi F. Molecular characterization of the SCAR markers tightly linked to the Tm-2 locus of the genus Lycopersicon. //TAG. 2000. V. 101. P. 64-69.

270. Sokal R.R., Michener C.D. A statistic method for evaluating sistematic relationships. // Univ. Kans. Sci. Bull. 1958. V. 28. P. 1409-1438.

271. Sokal R.R., Sneath P.H.A. Principles of Numerical Taxonomy. San Francisco: W.H. Freeman. 1963.

272. Sondur S.N., Manshardt R.M., Stiles J.I. A genetic linkage map of papaya based on randomly amplified polymorphic DNA markers. // TAG. 1996. V. 93. P. 547-553.

273. Song K.M., Osborn T., Williams P.H. Brassica taxonomy based on nuclear restriction fragment length polymorphism (RFLP). // TAG. 1988. V. 75. P. 784-749.

274. Stammers M., Harris J., Evans G.M., Hayward M.D., Forster J.W. Use of random PCR (RAPD) technology to analyse phylogenetic relationships in Lolium/Festuca complex. // Heredity. 1995. V. 74. P. 19-27.

275. Stegemann H., Francksen H., Masco V. Potato proteins: Genetic and physiological changers, evaluated by one- and two-dementional PAA-gel-techniques. // Zeitschrift fur Naturforschung. 1973. V. 23. P. 722732.

276. Stepansky A., Kovalski I., Perl-Treves R. Intraspecific classification of melons (Cucumis melo L.) in view of their phenotypic and molecular variation. //Plant Syst. and Evol. 1999. V. 217. P. 313-332.

277. Struss D., Quiros C.F., Plieske J., Rubbelen G. Construction of Brassica B genome synteny groups based on chromosomes extracted from three different sources by phenotypic, isozyme and molecular markers. // TAG. 1996. V. 93. P. 1026-1032.

278. Szewc-McFadden A.K., Kresovich S., Bliek S.M., Mitchell S.E., McFerson J.R. Identification of polymorphic, conserved simple sequence repeats (SSRs) in cultivated Brassica species. // TAG. 1996. V. 93. P. 534-538.

279. Tai T., Dahlbeck D., Stall R.E., Peleman J., Staskawicz B.J. High-resolution genetic and physical mapping of the region containing the Bs2 resistance gene of pepper. //TAG. 1999. V. 99. P. 1201-1206.

280. Takhtajan A.L. Diversity and classification of flowering plants. NY: Columbia Univ. press. 1997.

281. Taylor C., Madsen K., Borg S., Moller M.C., Boelt B., Holm P.H. The development of sequence-tagged sites (STSs) in Lolium perenne L.: the application of primer sets derived from other genera. // TAG. 2001. V. 103. P. 648-658.

282. Tayyar R.I., Waines J.G. Genetic relationships among annual species of Cicer (Fabaceae) using isozyme variation. // TAG. 1996. V. 92. P. 245-254.

283. Tiwari K.R., Penner G.A., Warkentin T.D. Identification of coupling and repulsion phase RAPD markers for powdery mildew resistance gene er-1 in pea. // Genome. 1998. V. 41. P. 440-444.

284. Vander Stappen J., Weltjens I., Van Campenhout S., Volckaert G. Genetic relationships among Stylosanthes species as revealed by sequence-tagged site markers. //TAG. 1999. V. 98. P. 1054-1062.

285. Vellekoop P., Buntjer J.B., Maas J.W., van Brederode J. Can the spread of agriculture in Europe be followed by tracing the spread of the weed Silene latifolia. A RAPD study. // TAG. 1996. V. 92. P. 1085-1090.

286. Vendrame W.A., Kochert G., Wetzstein H.Y. AFLP analysis of variation in pecan somatic embryos. // Plant Cell Reports. 1999. V. 18. P. 853-857.

287. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., Van de Lee T., Homes M., Frijters A., Pot J., Peleman J., Kuiper M., Zabeau M. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. // Nucleic Acids Research. 1995. V. 23. P. 4407-4444.

288. Weeden N.P., Wolko B. Linkage map for the garden pea (Pisum sativum). In: O'Brien S.J. (ed.). Genetic maps. Locus Maps of Complex Genomes. Cold Spring Harbor, N.Y. 1990. P. 6106-6112.