Изменения структуры хроматина в промоторных областях генов теплового шока при индукции транскрипции в дрожжах Saccharomyces cerevisiae

Еркина, Тамара Юрьевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Изменения структуры хроматина в промоторных областях генов теплового шока при индукции транскрипции в дрожжах Saccharomyces cerevisiae
ВАК РФ 03.01.03, Молекулярная биология

Автореферат диссертации по теме "Изменения структуры хроматина в промоторных областях генов теплового шока при индукции транскрипции в дрожжах Saccharomyces cerevisiae"

На правах рукописи

ЕРКИНА Тамара Юрьевна

ИЗМЕНЕНИЯ СТРУКТУРЫ ХРОМАТИНА В ПРОМОТОРНЫХ ОБЛАСТЯХ ГЕНОВ ТЕПЛОВОГО ШОКА ПРИ ИНДУКЦИИ ТРАНСКРИПЦИИ В ДРОЖЖАХ БассИаготусев сегехчя'ше

специальность 03.01.03 - Молекулярная биология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

- 2 Л5.Ч 2919

Санкт-Петербург 2010 г.

004615724

Работа выполнена в Университете Батлера (США) и Учреждении Российской академии наук Институт цитологии РАН

Научные руководители:

доктор биологических наук, профессор I Воробьев Владимир Иосифович | Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург

доктор биологических наук, профессор Поспелов Валерий Анатольевич Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук Маргулис Борис Александрович Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург

доктор биологических наук, профессор Перевозчиков Андрей Петрович ГУНИИ экспериментальной медицины РАМН, Санкт-Петербург

Ведущая организация: Санкт-Петербургский государственный

университет, биолого-почвенный факультет

Защита диссертации состоится " U» УК 2010 г. в —'часов на заседании диссертационного совета Д. 002.230.01 при Институте цитологии РАН по адресу: 194064, Санкт-Петербург, Тихорецкий пр., д.4.

Адрес электронной почты Института: cellbio@mail.cylspb.rssi.ru Сайт Института: http//www.cytspb.rssi.ru Факс: 8(812)297-35-41

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии РАН Автореферат разослан " iуолХ^Л 2010 г. Ученый секретарь диссертационного совета,

кандидат биологических наук ¿¿^'t Е.В.Каминская

Список использованных сокращений: асНЗ, асН4 - ацетилированные формы гистонов;

а- Pol II-ChIP - иммунопреципитация хроматина с использованием антител против Pol II; a-HSF-ChIP - иммунопреципитация хроматина с использованием антител против HSF; a-Msn2-ClilP - иммунопреципитация хроматина с использованием антител против Msn2; ChIP - иммунопреципитация хроматина;

CHD1 (Chromodomain Helicase DNA-binding protein 1) - АТФ-зависимый ремоделирующий комплекс;

HAT (Histone Acetyl Transferase) - гистонацетилтрансфераза; HSPI2, HSP82 и SSA4 — гены, кодирующие белки теплового шока; HSF (Heat Shock Factor) - фактор теплового шока; ISWI (Imitation SWItch) - АТФ-зависимый ремоделирующий комплекс; Msn2, Msn4, Msn2/4 - активаторные белки;

RSC (Remodels the Structure of Chromatin) - АТФ-зависимый ремоделирующий комплекс; SWI/SNF (Switch/SucroseNonFermentable) - АТФ-зависимый ремоделирующий комплекс.

Общая характеристика работы

Актуальность темы. Изменения структуры хроматина на промоторах эукариотических генов играют ключевую роль в регуляции транскрипции. Эти изменения могут варьировать от посттрансляционных модификаций единичных аминокислот в гистонах до полного удаления нуклеосом с промоторов генов. Удаление нуклеосом обычно сопровождается посттрансляционными модификациями гистонов. Одной из наиболее хорошо описанных модификаций гистонов является ацетилирование лизинов, производимое комплексами, содержащими гистонацетилтрансферазы (HAT). Ацетилирование гистонов часто ведет к ослаблению взаимодействия между гистонами и ДНК и к образованию характерной структуры хроматина, узнаваемой коактиваторами, ремоделирующими хроматин (Hassan et at., 2002). Эти коактиваторы обычно принадлежат к классу АТФ-зависимых комплексов, ремоделирующих хроматин, которые включают в свой состав такие белки, как SWI/SNF, RSC, ISWI и другие, которые действуют путем дестабилизации и даже полного удаления промоторных нуклеосом. Не всегда очевидно, являются ли модификации гистонов необходимым условием для ремоделирования хроматина, так как существуют не только различные способы рекрутирования комплексов, ремоделирующих хроматин, но и различные наборы привлекаемых активностей, модифицирующих гистоны (Cosma et al., 1999; Agalioti et al., 2000; Reinke and Horz, 2003).

Гены теплового шока, которые являются объектом данной работы, представляют собой группу, включающую около 200 генов. Тепловой шок - это исторически сложившийся термин, который подразумевает ответ на разнообразные типы стрессов, которые может претерпевать клетка на протяжении клеточного цикла. Продуктами экспрессии этой группы генов чаще всего являются молекулярные шапероны. Кроме этого, данная группа генов является ценной моделью для изучения транскрипции, поскольку индукция генов теплового шока легко достигается различными способами. Таким образом, значимость регуляции транскрипции генов теплового шока определяется важностью этой системы для жизнеобеспечения клетки и простотой использования этих генов как модельной системы для изучения регуляции транскрипции.

Гены теплового стресса преимущественно регулируются высококонсервативным фактором теплового шока (HSF), хотя такие регуляторы, как MSN2/4 и некоторые другие факторы, также могут быть вовлечены в регуляцию генов HSP (heat shock proteins) (Ferguson et al., 2005). Дрожжевой белок HSF, кодируемый уникальным геном HSF1, содержит два активационных домена, расположенных на С- и N-терминальных участках молекулы HSF. Эти активационные домены различаются как по своему активационному потенциалу, так и по продолжительности ответа на тепловой стресс (Sorger, 1990). Активность HSF регулируется несколькими различающимися путями, включая тримеризацию мономера HSF (Morimoto, 1998), фосфорилирование и другие пострансляционные модификации (Hoj and Jakobsen, 1994; Hashikawa and Sakurai, 2004), a также с помощью репрессии его активности при взаимодействии с другими молекулярными шаперонами. Было показано, что HSF не нуждается в таких критически необходимых коактиваторах и общих транскрипционных факторах, как TFIIA, TAF9 (субъединица комплексов TFIID и SAGA), Kin28 (незаменимая субъединица комплекса TFIIH), Med 17 и Med22 (субъединицы медиаторного комплекса) (Apone et al., 1998), а также С-терминальный домен полимеразы II (Pol II) (McNeil et al., 1998). Несмотря на большой интерес к этой группе генов, механизмы удаления нуклеосом и инициации транскрипции на промоторах генов теплового шока не вполне ясны и могут содержать уникальные характеристики.

Цель и задачи исследования.

Целью данного исследования является выявление ген-специфических характеристик процессов ремоделирования хроматина на модельной системе

промоторных областей генов теплового шока НБР12, НБР82 и 4 у дрожжей 5ассЬаготусе$ сегеу1з1ае после индукции теплового шока.

Для достижения поставленной цели было необходимо решить следующие

задачи:

1. Выявить степень ремоделирования хроматина для каждого из трех исследуемых генов теплового шока — ¡\SPI2, ШР82 и

2. Проанализировать возможные изменения уровня ацетилирования гистона НЗ на исследуемых промоторах;

3. Исследовать вовлеченность факторов НЭР и Мэп2/4 в регуляцию промоторов генов Я5Р/2, НБР82 и 58А4;

4. Выявить последствия делетирования 5ЫР2 — АТФ-азной субъединицы комплекса 5\У1/8ЫР на процессы ремоделирования хроматина;

5. Проанализировать результаты блокирования ЭТРП, основной энзиматической субъединицы комплекса Я8С;

6. Сопоставить результаты двойного удаления ^ЛТ^ и на процессы ремоделирования хроматина.

Основные положении, выносимые на защиту:

1. Степень ремоделирования хроматина на промоторах трех исследуемых генов теплового шока МБР!2, П5Р82 и Л4 отличается. Уровень ацетилирования гистона НЗ коррелирует со степенью удаления нуклеосом с промоторов этих генов.

2. Инактивация ПЭР, основного регулятора генов теплового шока, приводит к существенному уменьшению ремоделирования хроматина, включая уменьшение степени удалешгя гистонов, а также их ацетилирования.

3. Активаторы Мвп2 и Мзп4 играют доминантную роль в регуляции промотора гена /й'Р12, тогда как для промоторов генов НБР82 и доминантным активатором является ШИ.

4. Комплекс 8\\,1/8№ необходим для связывания НЭР с промотором гена Н5Р12.

5. Делеция гена 577//, кодирующего основную энзиматическую субъединицу комплекса ЛвС, приводит к существенному уменьшению удаления нуклеосом на всех трех модельных промоторах.

6. Два высокогомологичных АТФ-зависимих комплекса, 5\\'[/5КР и ЯЭС, проявляют неполную взаимозаменяемость.

7. Удаление двух генов SNF2 и ISW1 приводит к существенному уменьшению ремоделирования хроматина и практически отменяет рекрутирование Pol II на промоторы исследуемых генов.

Научная новизна исследования.

1. Впервые были охарактеризованы ферментативные активности, критически необходимые для активации транскрипции генов теплового шока.

2. Выявлено прямое участие АТФ-зависимого комплекса SWI/SNF в процессах ремоделирования хроматина на промоторах генов HSP12, HSP82 и SSA4.

3. Доказано, что в основе ген-специфического характера работы комплекса SWI/SNF лежит дифференциальная зависимость промоторов генов теплового шока от транскрипционных факторов HSF и MSN2/4.

4. Впервые продемонстрирована универсальная зависимость промоторов модельных генов теплового шока от комплекса RSC.

Научно-практическая ценность работы. Результаты, полученные при анализе регуляции экспрессии генов, кодирующих молекулярные шапероны, могут иметь применение в ряде медицинских областей. Например, повышенная экспрессия молекулярных шаперонов при канцерогенезе приводит к увеличенной выживаемости опухолевых клеток (Dai et al., 2007). В противоположность этому, недостаточная экспрессия молекулярных шаперонов приводит к ускоренной прогрессии нейродегенеративных заболеваний, связанной с повышенной белковой агрегацией в нейронах (Neef et al., 2010). Изучение механизма регуляции экспрессии генов молекулярных шаперонов позволяет сформулировать новые подходы для модуляции активности молекулярных шаперонов. Поэтому изучение процессов ремоделирования хроматина на промоторах генов, кодирующих молекулярные шапероны, является ключевым аспектом в исследовании механизмов регуляции их экспрессии. Результаты работы используются для чтения лекций в Университете Батлера.

Апробация работы. Результаты работы были представлены на следующих конференциях: Chromatin: Structure and Function, Antigua, December 2007; Cold Spring Harbor: Mechanisms of Eukaryotic Transcription, September 2007; Marburg, Germany, October 2006; Chromatin: Structure and Function, Dominican Republic, December 2006; Chromatin: Structure and Function. Bahamas, December 2005 и др.

Публикации. Содержание диссертации изложено в 12 печатных работах.

Структура и объем работы. Работа изложена на 124 страницах и состоит из следующих разделов: Введение, Обзор литературы, Материалы и Методы, Результаты, Обсуждение, Выводы, Список использованной литературы (общее количество цитируемых источников — 209). Работа содержит 28 рисунков и 5 таблиц.

Материалы и методы

Штаммы. В работе было использовано 18 дрожжевых штаммов: 2 штамма были сконструированы и 16 были получены из различных источников.

Плазмиды. YCp50-HSFl,pNC160-HSFl(l-424), pNC160-HSFl(l-40A147-833), pNC160-HSF1 ( 1-40Д147-583), pNOY436 - myc-H4, pUG6.

Методы. Использовали стандартные методы молекулярной биологии, описанные в Current Protocols in Molecular Biology, Molecular Cloning, Sambrook and Russel, 3d edition. Процедура теплового шока адаптирована из (Venturi et al, 2000). Во всех экспериментах образцы отбирали в фиксированные временные точки после начала теплового шока, вызванного изменением температуры среды от 30 "С до 39 "С. Процедура хроматиновой иммунопреципитации (ChIP) с последующим количественным анализом была адаптирована из метода, описанного Kevin Strahl в «Current Protocols in Molecular Biology» 21.3.1 -21.3.23.

Результаты и обсуждение.

1. Удаление гистонов с промоторов трех высокоиндуцибельпых генов теплового шока носит дифференциальный характер. Были проанализированы промоторы генов HSP12, HSP82 и SSA4, представляющих собой три типичных, высокоиндуцибельных при тепловом шоке гена. Эти гены экспрессируют компоненты клеточной системы молекулярных шаперонов и при этом демонстрируют интересные и важные различия в их регуляции. Все они, с одной стороны, регулируются главным транскрипционным активатором генов теплового шока HSF, а с другой, промоторы этих генов содержат по-разному организованные промоторные элементы ответа на тепловой шок (HS Es). Кроме того, в регуляцию HSP12 вовлечен такой регулятор, как Msn2/4 (Boy-Marcotte et al., 1999).

На рисунке 1А показано, что, хотя на промоторах всех анализируемых генов происходит ремоделирование хроматина, степень удаления нуклеосом и кинетические профили этих процессов различны. Промотор гена HSP12 имеет наиболее высокую степень удаления гистона НЗ, содержание которого уменьшается в 40 раз по сравнению с

количеством гистона НЗ до теплового шока. На промоторах генов HSP82 и SSA4 уровень удаления гистона НЗ был несколько ниже и достигал 18 и 13 раз, соответственно. До начала теплового шока все три промотора имеют количество гистона НЗ, эквивалентное промотору гена РН05, известному тем, что он не теряет нуклеосомы во время теплового шока. Таким образом, было показано, что степень ремоделирования хроматина и кинетические профили удаления гистонов НЗ различны для каждого из трех исследуемых генов теплового шока HSPI2, HSP82 и SSA4.

2. Ацетилирование гистона НЗ коррелирует со степенью удаления промоторных нуклеосом. В наших экспериментах наблюдается очевидная разница в профилях удаления гистонов асНЗ и НЗ (рис. 1В). В то время как промотор HSP12, имеющий максимальную степень потери тотальной формы НЗ (рис. 1А), показывает достаточно умеренное удаление ацетилированного НЗ (рис. 1В), промотор SSA4 показывает степень

HSP12 ••

* i t * и iл»

.ш. ..И..», Д-^Д.

О Ol 1 2 4 * К «)

в в] I 2 4 « 1* 12 •

л «терм АсНЗ

oos 1 г л з I* 32 »*

. а I I И -

inttttti

C.S » 2 4 « «4 3

.xitilL

t 1 2 4*1«

Со Ol

АьНЭ/НЗ

О OS 1 2 4 3 14 SS

О CS 1 2

Рисунок 1. Кинетика удаления гистонов НЗ с промоторов генов теплового стресса. А. a-113-ChIP. Степень удаления гистонов НЗ относительно продолжитсльности теплового шока. Все данные количественного ПЦР были нормализованы относительно сигнала с промотора PHOS, который используется как внутренний контроль. В. a-acII3-ChlP. Такой же эксперимент, как на панели А, но использовались антитела против ацетилированной формы гистона НЗ. С. Относительное изменение ацетилированной формы асНЗ и тотального гистона НЗ - асНЗ/НЗ в одни и тс же временные точки. Использованы данные из панелей А и В. По оси X отложено время теплового шока в минутах, по оси Y отложено относительное удаление гистона НЗ на каждом из модельных промоторов.

потери асНЗ, эквивалентную тотальному НЗ (шкала деления различна для панелей А и В). Уровень потери асНЗ на промоторе HSP82 такой же, как для промотора HSP12 (рисунок 1В), причем потеря тотального НЗ значительно ниже (рис. 1А). Таким образом, удаление ацетилированной формы НЗ минимально для промотора с максимальным уровнем удаления тотального НЗ (HSP12) и максимально для промотора с минимальным уровнем удаления тотального НЗ. Важно отметить, что сигналы для всех трех генов были получены из одних и тех же иммунопреципитатов, исключая возможность погрешности, связанной с приготовлением образцов.

Показанная разница в степени удаления тотальной и ацетилированной форм гистона НЗ говорит о том, что степень ацетилирования значительно различается для этих генов. Поскольку на промоторе HSP12 степень потери тотального НЗ значительно выше, чем степень потери асНЗ, то в действительности это означает, что фракция оставшегося асНЗ, в сравнении с тотальным НЗ, возрастает во время теплового шока. На промоторе HSP82 это обогащение выражено в меньшей степени, а на промоторе SSA4 этого обогащения практически не происходит.

3.3 Удаление пуклеосом и ацетилированне гистона НЗ зависит от фактора теплового шока HSF. Корреляция между степенью удаления нуклеосом и степенью ацетилирования НЗ может определяться свойствами индивидуальных промоторов или же зависеть от функционирования HSF как главного регулятора генов теплового шока. С целью проверки этого предположения были созданы штаммы, содержащие делеции С-концевого активационного домена (USF 1-424), N-концевого активационного домена (HSF1-40 /¡147-833) и делеции обоих активационных доменов (HSF 1-40А147-583). Этот анализ был особенно важен для промотора HSP12, так как предварительно, до проведения наших экспериментов, было показано вовлечение в инициацию транскрипции на этом промоторе таких активаторов, как Msn2 и Msn4 (Boy-Marcotte et al., 1999; Ferguson et al., 2005).

Было показано (данные приведены в диссертации), что делегирование одного из двух активационных доменов в HSF не имело явно выраженного влияния на удаление тотального гистона 113 на промоторе HSP12. Делегирование же обоих активационных доменов в HSF имело наибольший влияние на эффект на промотор HSP12, снижая уровень удаления гистона НЗ с 40 до 8 раз, в то время как профили удаления ацетилированной формы НЗ изменялись незначительно.

Таким образом, было показано, что акгивационные домены HSF играют критическую роль в рекрутировании активностей, ремоделирующих хроматин, хотя вклад Msn2/Msn4 является достаточно существенным, поскольку при делеции обоих активационных доменов HSF уровень ремоделирования на промоторе HSP12 оставался значительным.

3.4. Содержание HSF различно для разных промоторов HSP до теплового шока и возрастает в равной степени во время теплового шока. Поскольку было показано, что ремоделирование хроматина зависит от присутствия фактора HSF, возникает вопрос: изменяется ли количество HSF на исследуемых промоторах во время теплового шока и в какой степени. Известно, что у высших эукариот связывание HSF с соответствующим сайтом является индуцибельным, в то время как у S.cerevisiae связывание HSF считается конститутивным (Sorger et al., 1987; Jakobsen and Pelham, 1988). Тем не менее, недавние публикации указывают на то, что у дрожжей в процессе индукции теплового шока HSF связывается с промоторами многих генов теплового шока и при этом содержание HSF значительно отличается (Hahn et al., 2004).

Количество HSF В Шмеигнне количества HSF

до теплового шока

во В|>еп1Я теплового шока

-.— HSP12

HSP12 HSP82 SSA4

0 0.S 1 2 4 S 16 32 64

5 —SSA4

Ttfitte

О 0,5 1 2 4 3 16 32 64

4 S 16 32 64

Рисунок 2. Ассоциация HSF с промоторами разных генов теплового шока изменяется во время теплового шока. A. a-HSF-ChIP. Присутствие HSF на исслсдусмых промоторах до применения теплового шока. Данные количественного ПЦР нормализованы относительно PHÖ5 и контрольного хроматина . В. a-HSF-ChlP. Изменение количества HSF на промоторе HSP12 после теплового шока относительно точки «0 мин.» теплового шока, которая была принята за 1. С. a-HSF-ChlP. Изменение количества HSF на промоторе HSP82 от начала теплового шока относительно точки «0 мин.», которая была принята за 1. D. a-HSF-ChlP. Изменение количества HSF на промоторе SSA4 после начала теплового шока относительно точки «0 мин.», которая была принята за 1. По оси X отложено время протекания теплового шока в минутах, по оси Y отложено относительное количество HSF, связывающееся с соответствующим промотором (А,В,С, D).

В наших экспериментах мы также показали, что присутствие HSF на исследуемых промоторах различно (рисунок 2). До теплового шока промотор HSP12 не оккупирован HSF, в то время как на промоторах HSP82 и SSA4 HSF присутствует еще до теплового шока (рис. 2Л). Видимо поэтому HSP12 демонстрирует значительное увеличение содержания HSF в процессе теплового стресса (рис. 2В), в то время как увеличение присутствия HSF на промоторах HSP82 и SSA4 возрастает незначительно по сравнению с его уровнем до теплового шока (рис. 2С и 2D). Сравнение кинетики связывания HSF (рис.

2) на всех трех промоторах и удаления гистонов (рис. 1) показывает, что пик связывания HSF наступает раньше, чем пик удаления гистонов. Это может говорить о том, что связывание HSF предшествует началу удаления гистонов. 3.5. Связывание Pol II с промоторами генов HSP совпадает с началом ремоделирования хроматина. Наиболее выразительным эффектом, наблюдаемым нами на генах HSP по мере теплового стресса, является инициация транскрипции полимеразой Pol II. Чтобы показать, существует ли взаимосвязь между ремоделированием хроматина и изменением уровня присутствия Pol II на анализируемых промоторах HSP12, HSP82 и SSA4, мы предприняли серию хроматиновых иммунопреципитаций (ChIP). В этих экпериментах были использованы антитела, распознающие как фосфорилированную, так и нефосфорилированную формы Pol И.

Рисунок 3. Кинетика связывания Pol II с промоторами генов теплового стресса. A. a-Polll-ChlP. Наличие HSF на исследуемых промоторах до индукции теплового шока. Результаты на панели А нормализованы относительно РН05 и контрольного хроматина. В. a-Polll-ChlP. Изменение количества HSF на промоторе HSP12 во время теплового шока, относительно точки «О мин.» теплового шока, которая была принята за 1. С. a-Polll-ChlP. Изменение количества HSF на промоторе 11SP82 во время теплового шока, относительно точки «О мин» теплового шока, которая была принята за 1. D. a-Polll-ChlP. Изменение количества HSF на промоторе SSA4 во время теплового шока относительно точки «О мин.» теплового шока, которая была принята за 1. Результаты В, D и С нормализованы относительно межгенного района хромосомы V. По оси X отложено время протекания теплового шока в минутах, по оси Y отложено относительное количество Pol II, связывающееся с соответствующим промотором (А,В,С, D).

Количество Pol П до теплового шока

121----'——-

HSPI2 HSP82 SSA4

lliMtHfime котгоествя РоШ

ВО вргмг ТЕПЛОВОГО ШОКЯ

lit

i til i 1 ПН! ь4

v:lHSP82

( и I г 4 11 ii ¿4

О n S 1 1 4 Jl»32<

На рисунке ЗА показано, что ни на одном из анализируемых промоторов Pol II не детектировалась до действия теплового шока. Отсутствие Pol II (рис. 3) и присутствие HSF (рис. 2) на промоторах HSP82 и SSA4 до теплового шока еще больше подтверждает то, что HSF, взаимодействующий с промотором до теплового шока, находится в неактивном состоянии. После начала теплового шока все три промотора показывают увеличение количества связанной Pol И, но с различной кинетикой. Для всех трех промоторов уровень увеличения содержания Pol II изменялся в 8 раз по сравнению с исходным. Важен тот факт, что характер связывания Pol II коррелирует с кинетикой ремоделирования хроматина.

3.6. Фактор теплового шока является не единственным транскрипционным активатором, управляющим ремоделированием хроматина генов теплового шока.

Стрессовый ответ в клетках дрожжей регулируется, по крайней мере, двумя транскрипционными активаторами: фактором теплового шока (HSF) и частично дополняющими друг друга активаторами Msn2 и Msn 4 (Boy-Marcotte et al., 1999; Estruch, 2000). Система HSF является высококонсервативной по своему составу и функциям, от дрожжей до человека (Wu, 1995).

Известно, что система IISF играет активную роль в ремоделировании хроматина на промоторах генов теплового шока; роль же системы Msn2/4 в этих процессах еще не вполне ясна. Если система регуляции стресса при помощи HSF характерна большей частью для высших эукариотов, то в случае S. cerevisiae мы можем также говорить об участии Msn2/4 в этих процесах. Факторы Msn2 и Msn4 узнают последовательности элементов стрессового ответа (STRE) и связываются с ними на промоторных областях большого числа генов (Martinez-Pastor et al., 1996). Эти гены частично перекрываются с набором генов, регулируемых HSF (Boy-Marcotte et al., 1999; Gasch et al., 2000 ). Msn2, видимо, играет доминирующую роль относительно Msn4, так как штаммы, мутантные только по Msn2, уже демонстрируют значительное снижение STRE-регулируемой транскрипции. Факторы Msn2/4 регулируются очень эффективным ядерным транспортом (Jacquet et al., 2003), их гиперфосфорилированием по мере стресса (Garreau et al., 2000) и деградацией, ассоциированной с инициацией транскрипции (Lallet et al., 2006 ). 3.6.1. Msn2/4 необходимы для ремоделирования хроматина на промоторе HSPI2. Были проведены эксперименты с использованием а-НЗ-СЫР на штамме, несущем двойную делецию AMsn2 и AMsn4, и на соответствующем ему штамме дикого типа. Эти эксперименты показывают, что делетирование Msn2/4 не оказывает какого-либо

значительного влияния на удаление нуклеосом на промоторах HSP82 и SSA4, но на промоторе HSP12 удаление гистонов НЗ полностью прекращается (данные приведены в диссертации).

Основываясь на этих данных, можно сделать вывод, что активаторы Msn2/4 играют критическую роль в ремоделировании хроматина на промоторе HSP12, но не на промоторах HSP82 и SSA4, что соответствует данным по экспрессии этих генов (Boy-Marcotte et al., 1999), а также данным, показывающим отсутствие изменения в уровнях мРНК генов HSP82 и SSA4 в штамме AMsn2AMsn4 (Treger et al., 1998): 3.7. Инактивация одного из основных комплексов, ремоделнрующих хроматин SWI/SNF, оказывает различное влияние на процесс удаления нуклеосом с промоторов генов теплового шока. Нам представлялось интересным выяснить, какую роль играет SWI/SNF, как один из главных хроматин-ремоделирующих комплексов на промоторах HSP12, HSP82 и SSA4 генов. Результаты, представленные в диссертации,

показывают, что на промоторах HSP12, HSP82 и SSA4 при тепловом шоке происходит первоначальное увеличение связывания SNF2, а затем его количество падает. Эти результаты находятся в соответствии с данными по кинетике удаления гистона НЗ при тепловом шоке (рис. 1), а также с ранее

опубликованными данными о присутствии SWI/SNF на промоторе HSP82 (Zhao et al., 2005).

Рисунок 4. Ремоделнрование хроматина отсутствует на промоторе HSPI2 и замедляется на промоторе генов HSP82 и SSA4 в штамме с делегированным SNF2. По осям X отложено время действия теплового шока в минутах, по осям Y отложено относительное удаление гистона НЗ на каждом из модельных промоторов. a-113-ChlP на штамме ASNF2 (FY1360). Данные нормализованы относительно промотора РН05. a-H3-ChlP на штамме дикого типа FY 1350, изогенном штамму àSNF2. Данные нормализованы относительно промотора РН05.

HSPS2

J В

О 0.5 1 2 4 в 1» Я ** DO,) 1 M I I» « «

MJüti. JA

О 0 J 1 2 4 t 1« UM

=к»ж«,ажм

0 О.S 1 2 4 в IS i

IS - it ■ ■ - —

0.5 1 2 4 S 16 «в-

о c.s I г 4 t in

3.7.1. Делегирование SNF2 элиминирует связывание HSF и Pol II на промоторе гена HSP12 н замедляет эти процессы на промоторах генов HSP82 и SSA4. Инициация транскрипции не всегда подразумевает полное удаление нуклеосом с промотора (Kristjuhan and Svejstrup, 2004), а ремоделирование хроматина, наблюдаемое на всех трех исследуемых промоторах, не обязательно коррелирует с присоединением Pol II к промотору. Тем не менее, a-Pol Il-ChIP (данные приведены в диссертации) показывает, что и для дикого типа, и для ASNF2 штаммов наблюдалась корреляция между связыванием Pol II и профилем потери гистонов НЗ. В штамме ASNF2 не наблюдали связывания Pol II на промоторе HSP12, а на промоторах HSP82 и SSA4 наблюдали задержку в достижении максимума связывания Pol II. Эти результаты логически совпадают с кинетическими профилями удаления гистонов (рис. 4), позволяя сделать вывод, что удаление гистонов является условием для инициации транскрипции или, по крайней мере, для сборки транскрипционного комплекса.

a-HSF-ChIP (данные приведены в диссертации) показывает, что делетирование SNF2 приостанавливает связывание HSF с промотором HSP12. Так как HSF не способен связываться с HSE, находящимся внутри нуклеосомы (Taylor et al., 1991), то хроматин не подвергается ремоделированию на промоторе гена HSP12 в штамме ASNF2 (рис. 4). Напрашивается вывод, что для связывания HSF с промотором HSP12 необходимо участие SWI/SNF комплекса. Возможно, что SWI/SNF может предварительно рекрутироваться на промотор HSP12 при помощи Msn2/4.

3.8. Инактивация другого ремоделирующего комплекса RSC носит универсальный характер в отношении удаления нуклеосом. Как было показано выше, инактивация SNF2 ведет к некоторой задержке удаления НЗ на промоторах HSP82 и SSA4 и практически к полному прекращению ремоделирования на HSP12. Является ли действие других АТФ-зависимых ремоделирующих комплексов взаимозаменяющим по отношению друг к другу?

В комплексе RSC аналогом SNF2 является Sthl. Так как инактивация STH1 является летальной, мы использовали штамм, в котором на промотор STH1 поставлен тетрациклин-регулируемый элемент. При добавлении доксициклина, стабильного аналога тетрациклина, экспрессия STH1 прекращается (рис. 5С).

Результаты, представленные на рисунке 5В, показывают, что инактивация экспрессии STH1 влияет на все три промотора двумя путями. Во-первых, степень удаления гистонов уменьшается и, во-вторых, требуется больше времени для достижения максимума в

удалении гистонов с промоторов. Культивирование штамма -5Ш7 в присутствии доксициклина не приводит к летальности, хотя и вызывает значительное замедление роста (рис. 5Б). Мы делаем вывод, что результаты, представленные на рисунке 5В, являются следствием скорее снижения уровня экспрессии, чем полной инактивации 5'ТН1. Можно ожидать, что при полной инактивации 577/7 удаление гистонов будет полностью прекращено на всех трех промоторах.

I (я 4 4 1::

ivra §::

г s'

0 ° о

1 х:!

ASNF2 Ё

2 t- ! Ö g «

нтг

...«Iii.

i : * s с

со) t: 4 i nu ii

Н5Ш "

Л | |

J ..itl Ii.

iс) 1 : i 1 Ii К (J

t" i i' 1 itiil-

FT' i,i К ¿1 Я P

Кривая роста штэммаГсМГШ

l(r

Рисунок 5. Инактивация комплекса RSC снижает степень удаления гистонов с промоторов HSPI2, HSP82 и SSA4 во время теплового шока. По осям X отложено время протекания теплового шока в минутах, по осям Y отложено относительное удаление гистона НЗ на каждом из модельных промоторов. А. a-113-ChlP на штамме ASNF2 (FY1360) и юогенном ему штамме дикого типа (FY1350). Данные нормализованы относительно промотора РН05.В. а-НЗ-ChIP на штамме, несущем Tet-STIII (Т11_7448), в присутствии доксициклина (инактивирующис Tet-STHi условия) и в отсутствие доксициклина (условия дикого типа). Данные нормализованы относительно промотора РН05. С. Вестерн блотгинг на клеточных экстрактах до и после подавления экпрсссии STHI доксициклином. D. Кривая роста штамма let-STHl в присутствии и в отсутствие доксициклина.

3.9. SWI/SNF и ISW1 комплексы функционально взаимодействуют. Так как

описанные в диссертации эффекты, возникающие при делетировании SNF2 и ISW1, носят сходный характер, возникает вопрос, являются ли комплексы SWI/SNF и ISW1 функционально избыточными? При инактивации обоих генов SNF2 и ISW1 мы

обнаружили синергетический эффект на кинетику и уровень потери гистонов на промоторах ИЯР82 и 85А 4 (Рис. 6). Уровень ремоделирования в штамме с двойной делецией был значительно ниже, чем в штаммах, несущих индивидуальные делении (данные приведены в диссертации). Для промотора Я5Р/2, как уже обсуждалось выше (Егкта е1 а1., 2008), в штамме А8ИР2 ремоделирования хроматина практически не наблюдали.

ASNF2/AISW1

го

я Z"

01 5 в a se

* I '

и о в о

-HSP12

I ■,■ ■ М,И|

005 ! : í t я »: и

■—mm

■vmirri

со;:; : :< к u

-SSA4

ллЛ

nilii

oc:¡ : i г :( í: ti

0 JO &

1 » и

5 o 1

HSPÍ2

o «.i i : j i из: «

■HSP12

i.U

«oí: : : i я ¡: u

oou : j 6 i« Í: u

ASNF2/AISW1

Ш82

coi i : i s и s: и

oon : i s it <4

w 'SSM

«я : J i и к u

Рисунок 6. Комбинация делеций SNF2 и iSW/значитсльно снижает удаление гистонов с промоторов HSPI2, HSP82 и SSA4 и прекращает рекрутирование Pol И. По оси X отложено время действия теплового шока в минутах, по оси Y отложено относительное удаление гистона ИЗ на каждом из модельных промоторов (А) и относительное количество Pol II, связывающееся с соответствующим промотором (В). А. а-НЗ-СМР на штамме ASNF2 AISWl (YISI). Данные нормализованы относительно промотора РН05. В, о-PolII-ChlP на штамме ASNF2 AISIVI (YIS1) и на штамме дикого типа FY1350. Данные нормализованы относительно межгенного района хромосомы V.

Как уже было показано выше, при инактивации STH1 прекращается рекрутирование Pol II на промоторы исследуемых генов. Возникает вопрос, каким образом ведет себя Pol II при двойных делециях, например ASNF2 и ¿1ISW11 Нами было показано, что в случае этой двойной делеции Pol II отсутствовала на всех трех промоторах во время тепловой индукции. Эти результаты еще раз подчеркивают важность удаления нуклеосом для инициации транскрипции.

Заключение

Выявленные нами общие и ген-специфические характеристики позволяют лучше представить механизмы регуляции транскрипции генов теплового стресса. Показанная нами зависимость процессов ремоделирования хроматина на промоторе HSP12 от функционирования транскрипционных активаторов MSN2/4 демонстрирует наличие альтернативных путей регуляции стрессового ответа клетки. Эти альтернативные пути включают в себя участие разных энзиматических активностей, таких как SWI/SNF, RSC, ISWI, а также гистонацетилазных активностей. Показанные нами высоко динамические и интенсивные процессы перестройки хроматина на промоторах генов теплового стресса еще раз демонстрируют значимость ремоделирования хроматина в процессах транскрипционной активации генов. Остаются не до конца выясненным промежуточные стадии удаления нуклеосом. Вовлеченность в эти процессы открытых недавно гистоновых шаперонов представляется интересным направлением будущего развития этой работы.

Выводы

1. Степень ремоделирования хроматина и кинетические профили удаления гистона НЗ различны для каждого из трех исследуемых генов теплового шока HSP12, HSP82 и SSA4.

2. Уровень ацетилирования гистона НЗ коррелирует со степенью удаления нуклеосом с промоторов: промотор HSP12 показывает наиболее высокий уровень удаления нуклеосом и наивысший уровень ацетилирования НЗ, в то время как SSA4 показывает наименьший уровень и удаления, и ацетилирования гистона НЗ.

3. HSF по-разному вовлечен в регуляцию промоторов: на генах HSP82 и SSA4 он присутствует до начала теплового шока, тогда как на промоторе HSP12 появление HSF зависит от теплового шока;

4. Активаторы Msn2/4 играют доминирующую роль в регуляции промотора HSP12, тогда как для промоторов HSP82 и SSA4 доминантным является HSF.

5. Делегирование SNF2 блокирует связывание HSF и Pol II на промоторе IISP12, а также замедляет эти процессы на промоторах HSP82 и SSA4\

6. Блокирование STH1, основной энзиматической субъединицы комплекса RSC, приводит к существенному замедлению удаления нуклеосом на всех трех модельных промоторах;

7. Двойное удаление SNF2 и ISW1 приводит к существенному уменьшению уровня ремоделирования и практически элиминирует рекрутирование Pol II.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

T.Y. Erkina, Y. Zou, S. Freeling, A.M. Erkine. 2010. Functional interplay between chromatin remodeling complexes SWI/SNF, ISWI, and RSC in regulation of yeast heat shock genes. Nucleic Acids Res. 38(5):1441-1449.

Еркипа Т.Ю., Лаврова M.B., Еркин A.M. 2009. Альтернативные пути регуляции стресса в клетках Saccharomyces cerevisiae: транскрипционные активаторы Msn2 и Msn4. Цитология. 51 (3): 271-278.

T.Y. Erkina, Р.А. Tschetter, A.M. Erkine. 2008. Different requirement of SWI/SNF complex for the robust nucleosome displacement at promoters of HSF and Msn2/4 regulated heat shock genes. Mol. Cell. Biol. 28(4):1207-1217.

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. 2006. Displacement of histones at promoters of yeast heat shock genes is differentially associated with histone H3 acetylation. Mol. Cell. Biol. 26(20):7587-7600. Summary figure used as a cover art for MCB v.26(20).

T.Y. Erkina, P.A. Tschetter, A.M. Erkine. 2007. Differential Requirement of SWI/SNF Complex for HSF and Msn2/4 Regulated Yeast Heat Shock Genes. Cold Spring Harbor: Mechanisms of Eukaryotic Transcription, September, 2007.

T.Y. Erkina, P.A.Tschetter, A.M. Erkine. 2007. Role of SWI/SNF complex in chromatin remodeling at promoters of heat shock genes. Abeam Conference — Chromatin: structure and function. Antigua, December, 2007.

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. 2006. Differential mechanisms of nucleosome displacement at yeast heat shock gene promoters. 5lh international Abeam Conference "Chromatin and transcription". Dominican Republic, December, 2006.

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. 2006. Gene-specific chromatin remodeling at yeast heat sock gene promoters. Chromatin mediated biological decisions. Marburg, Germany, October, 2006.

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. 2006. Correlation between the degree of nucleosome displacement and histone H3 acetylation during gene activation. BRIN conference Washington DC, July, 2006

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. 2005. Nucleosome displacement at promoters of yeast heat shock genes is proportional to the degree of transient histone H3 acetylation. Abeam Conference «Chromatin: structure and function». Bahamas, December, 2005. Список использованной литературы

1. Agalioti, Т., S. Lomvardas, В. Parekh, J. Yie, T. Maniatis and D. Thanos. Ordered recruitment of chromatin modifying and general transcription factors to the lFN-beta promoter. Cell. 2000. 103(4): 667-678.

2. Apone, L.M., C.A. Virbasius, F.C. llolstege, J. Wang, R.A. Young and M.R. Green. Broad, but not universal, transcriptional requirement for yTAFII17, a histone H3-like TAF1I present in TF11D and SAGA. Mol Cell. 1998. 2(5): 653-661.

3. Boy-Marcotte, E., G. Lagniel, M. Perrot, F. Bussereau, A. Boudsocq, M. Jacquet and J. Labarre. The heat shock response in yeast: differential regulations and contributions of the Msn2p/Msn4p and Hsflp regulons. Mol Microbiol. 1999. 33(2): 274-283.

4. Cosma, M.P., T. Tanaka and K. Nasmyth. Ordered recruitment of transcription and chromatin remodeling factors to a cell cycle- and developmentally regulated promoter. Cell. 1999. 97(3): 299-311.

5. Dai, C., L. Whitesell, A.B. Rogers and S. Lindquist. Heat shock factor 1 is a powerful multifaceted modifier of carcinogenesis. Cell. 2007. 130(6): 1005-1018.

6. Erkina, T.Y., P.A. Tschetter and A.M. Erkine. Different requirements of the SWI/SNF complex for robust nucleosome displacement at promoters of heat shock factor and Msn2- and Msn4-regulated heat shock genes. Mol Cell Biol. 2008. 28(4): 1207-1217.

7. Estruch, F. Stress-controlled transcription factors, stress-induced genes and stress tolerance in budding yeast. FEMS Microbiol Rev. 2000. 24(4): 469-486.

8. Ferguson, S.B., E.S. Anderson, R.B. Harshaw, T. Thate, N.L. Craig and H.C. Nelson. Protein kinase A regulates constitutive expression of small heat-shock genes in an Msn2/4p-independent and Hsflp-dependent manner in Saccharomyces cerevisiae. Genetics. 2005.169(3): 1203-1214.

9. Garreau, H., R.N. Hasan, G. Renault, F. Estruch, E. Boy-Marcotte and M. Jacquet. Hyperphosphorylation of Msn2p and Msn4p in response to heat shock and the diauxic shift is inhibited by cAMP in Saccharomyces cerevisiae. Microbiology. 2000. 146 ( Pt 9): 2113-2120.

10. Gasch, A.P., P.T. Spellman, C.M. Kao, O. Carmel-llarel, M.B. Eisen, G. Storz, D. Botstein and P.O. Brown. Genomic expression programs in the response of yeast cells to environmental changes. Mol Biol Cell. 2000. 11(12): 4241-4257.

11. Hahn, J.S., Z. Hu, D.J. Thiele and V.R. Iyer. Genome-wide analysis of the biology of stress responses through heat shock transcription factor. Mol Cell Biol. 2004. 24(12): 5249-5256.

12. Hashikawa, N. and H. Sakurai. Phosphorylation of the yeast heat shock transcription factor is implicated in gene-specific activation dependent on the architecture of the heat shock element. Mol Cell Biol. 2004. 24(9): 3648-3659.

13. Hassan, A.H., P. Prochasson, K.E. Neely, S.C. Galasinski, M. Chandy, M.J. Carrozza and J.L. Workman. Function and selectivity of bromodomains in anchoring chromatin-modifying complexes to promoter nucleosomes. Cell. 2002. 111(3): 369-379.

14. Hoj, A. and B.K. Jakobsen. A short element required for turning off heat shock transcription factor: evidence that phosphorylation enhances deactivation. EMBO J. 1994. 13(11): 2617-2624.

15. Jacquet, M., G. Renault, S. Lallet, J. De Mey and A. Goldbeter. Oscillatory nucleocytoplasmic shuttling of the general stress response transcriptional activators Msn2 and Msn4 in Saccharomyces cerevisiae. J Cell Biol. 2003. 161(3): 497-505.

16. Jakobsen, B.K. and H.R. Pelham. Constitutive binding of yeast heat shock factor to DNA in vivo. Mol Cell Biol. 1988.8(11): 5040-5042.

17. Kristjuhan, A. and J.Q. Svejstrup. Evidence for distinct mechanisms facilitating transcript elongation through chromatin in vivo. EMBO J. 2004. 23(21): 4243-4252.

18. Lallet, S., H. Garreau, C. Garmendia-Torres, D. Szestakowska, E. Boy-Marcotte, S. Quevillon-Cheruel and M. Jacquet. Role of Gall 1, a component of the RNA polymerase II mediator in stress-induced hyperphosphorylation of Msn2 in Saccharomyces cerevisiae. Mol Microbiol. 2006. 62(2): 438-452.

19. Martinez-Pastor, M.T., G. Marchler, C. Schuller, A. Marchler-Bauer, H. Ruis and F. Estruch. The Saccharomyces cerevisiae zinc finger proteins Msn2p and Msn4p are required for transcriptional induction through the stress response element (STRE). EMBO J. 1996.15(9): 2227-2235.

20. McNeil, J.B., H. Agah and D. Bentley. Activated transcription independent of the RNA polymerase II holoenzyme in budding yeast. Genes Dev. 1998. 12(16): 2510-2521.

21. Morimoto, R.I. Regulation of the heat shock transcriptional response: cross talk between a family of heat shock factors, molecular chaperones, and negative regulators. Genes Dev. 1998. 12(24): 3788-3796.

22. Neef, D.W., M.L. Turski and D.J. Thiele. Modulation of heat shock transcription factor 1 as a therapeutic target for small molecule intervention in neurodegenerative disease. PLoS Biol. 2010. 8(1): el000291.

23. Reinke, H. and W. Horz. Histones are first hyperacetylated and then lose contact with the activated PH05 promoter. Mol Cell. 2003. 11(6): 1599-1607.

24. Sorger, P.K. Yeast heat shock factor contains separable transient and sustained response transcriptional activators. Cell. 1990. 62(4): 793-805.

25. Sorger, P.K., M.J. Lewis and H.R. Pelham. Heat shock factor is regulated differently in yeast and HeLa cells. Nature. 1987. 329(6134): 81-84.

26. Taylor, I.C., J.L. Workman, T.J. Schuetz and R.E. Kingston. Facilitated binding of GAL4 and heat shock factor to nucleosomal templates: differential function of DNA-binding domains. Genes Dev. 1991. 5(7): 1285-1298.

27. Treger, J.M., A.P. Schmitt, J.R. Simon and K. McEntee. Transcriptional factor mutations reveal regulatory complexities of heat shock and newly identified stress genes in Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem. 1998. 273(41): 26875-26879.

28. Venturi, C.B., A.M. Erkine and D.S. Gross. Cell cycle-dependent binding of yeast heat shock factor to nucleosomes. Mol Cell Biol. 2000. 20(17): 6435-6448.

29. Wu, C. Heat shock transcription factors: structure and regulation. Ann Rev Cell Dev Biol. 1995. 11:441-469.

30. Zhao, J., J. Herrera-Diaz and D.S. Gross. Domain-Wide Displacement of Histones by Activated Heat Shock Factor Occurs Independently of Swi/Snf and Is Not Correlated with RNA Polymerase II Density. Mol Cell Biol. 2005. 25(20): 8985-8999.

Лицензия ЛР № 020593 от 07.08.97

Подписано в печать 08.11.2010. Формат 60x84/16. Печать цифровая. Усл. печ. л. 1,0. Уч.-изд. л. 1,0. Тираж 100. Заказ 6668Ь.

Отпечатано с готового оригинал-макета, предоставленного автором, в Цифровом типографском центре Издательства Политехнического университета. 195251, Санкт-Петербург, Политехническая ул., 29. Тел.: (812)550-40-14 Тел./факс: (812) 297-57-76

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Еркина, Тамара Юрьевна

1. СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ И СОКРАЩЕНИЙ.

2. ВВЕДЕНИЕ.

3. ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

4. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

4.1. Хроматин и ремоделирование хроматина.

4.1.1. Общая структура хроматина.

4.1.2. Нуклеосома.

4.1.3. Динамика хроматина.

4.2. Роль гистонов в хроматине.

4.2.1. Общая информация о гистонах.

4.2.2. Варианты гистонов.

4.2.3. Гипотеза «гистонового кода».

4.3. Модификации гистонов.

4.3.1. Ферменты, модифицирующие гистоны.

4.3.2. Механизмы действия модификаций гистонов.

4.3.3. Функциональные последствия гистоновых модификаций.

4.4. Современные представления об АТФ-зависимом ремоделировании хроматина.

4.4.1. АТФ-зависимые комплексы, ремоделирующие хроматин.

4.4.2. Механизмы действия АТФ-зависимых комплексов, ремоделирующих хроматин.

4.4.3. Требования к субстрату.

4.4.4. Внутринуклеосомное образование петель.

4.4.5. Гипотеза «позиционного кода».

4.5. АТФ-зависимые комплексы, ремоделирующие хроматин от дрожжей до человека.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изменения структуры хроматина в промоторных областях генов теплового шока при индукции транскрипции в дрожжах Saccharomyces cerevisiae"

6.2. Три высокоиндуцибельных гена теплового шока различаются между собой по характеру удаления промоторных нуклеосом.53

6.3. Ацетилированне гистонаНЗ коррелирует со степенью удаления промоторных нуклеосом.56

6.4. Удаление нуклеосом и ацетилированне гистона НЗ зависит от фактора теплового шока.60

6.5. Количество HSF различно для разных промоторов HSP до теплового шока и возрастает в равной степени во время теплового шока.65

6.6. Связывание Pol II с промоторами HSP совпадает с началом ремоделирования хроматина.67

6.7. Фактор теплового шока является не единственным транскрипционным активатором генов теплового шока.70

6.8. Msn2/4 необходим для обеспечения связывания HSF и ремоделирования хроматина на промоторе HSP12.71

6.9. Потеря Msn2 на промоторе HSP12 зависит от сборки комплекса инициации транскрипции.76

6.10. Инактивация SWI/SNF комплекса носит дифференциальный характер в отношении модельных промоторов генов теплового шока.78

6.11. SWI/SNF комплекс является критически необходимым для ремоделирования хроматина на промоторе HSP12.78

6.12. Делетирование SNF2 элиминирует связывание HSF и привлечение

Pol II на промоторе HSP12.79

6.13. Инактивация комплекса RSC, носит универсальный характер в отношении удаления нуклсосом.85

6.14. Комплексы, ремоделирующие хроматин могут функционально взаимодействовать.90

6.15. Комплексы SWI/SNF и 1SW1 функционально взаимодействуют.90

7. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.95

7.1 Дифференциальная регуляция ремоделирования хроматина на промоторах генов теплового шока.95

7.2. Корреляция между ацегилированием гистона НЗ и удалением гистонов при тепловом сгрессе.98

7.3. Активность IISF регулируется двумя различными путями.100

7.3.1. Регуляция активности HSF.100

7.4. Связывание Pol II с промоторами генов теплового шока предшествует основному ремоделированию хроматина.101

7.5. Функция активаторов Msn2/4.102

7.6. Функция комплекса SWI/SNF.104

7.7. Родственные комплексы SWI/SNF и RSC имеют частично перекрывающиеся, но не взаимодополняемые функции.105

7.8. Кооперативное взаимодействие между SWI/SNF и ISW1 комплексами.106

8. ВЫВОДЫ.109

9. СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.110

10. СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ.112

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Еркина, Тамара Юрьевна

8. Выводы

1. Степень ремоделнровання хроматина и кинетические профили удаления гистона НЗ различны для каждого из трех исследуемых генов теплового шока HSP12, HSP82 и SSA4.

5. Делетирование SNF2 блокирует связывание HSF и Pol II на промоторе HSP12, а также замедляет эти процессы на промоторах HSP82 и SSA4;

9. СПИСОК РАБОТ, ОПУЦБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Еркина Т.Ю., Лаврова M.B., Еркин A.M. 2009. Альтернативные пути регуляции стресса в клетках Saccharomyces cerevisiae: транскрипционные активаторы Msn2 и Msn4. Цитология. 51 (3): 271-278

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. 2006. Displacement of histones at promoters of yeast heat shock genes is differentially associated with histone H3 acetylation. Mol. Cell. Biol. 26(20):7587-600.

T.Y. Erkina, P.A. Tschetter, A.M. Erkine. Differential Requirement of SWI/SNF Complex for HSF and Msn2/4 Regulated Yeast Heat Shock Genes. Cold Spring Harbor: Mechanisms of Eukaryotic Transcription, September 2007.

T.Y. Erkina, P.A.Tschetter, A.M. Erkine. Role of SWI/SNF complex in chromatin remodeling at promoters of heat shock genes. Abeam conference - Chromatin: structure and function. Antigua, December 2007.

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. Differential mechanisms of nucleosome displacement at yeast heat shock gene promoters. 5th international AbCam conference "Chromatin and transcription". Dominican Republic, December 2006.

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. Gene-specific chromatin remodeling at yeast heat sock gene promoters. Chromatin mediated biological decisions. Marburg, Germany, October 2006.

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. Correlation between the degree of nucleosome displacement and histone H3 acetylation during gene activation. BRIN conference Washington DC, July 2006

T.Y. Erkina, A.M. Erkine. Nucleosome displacement at promoters of yeast heat shock genes is proportional to the degree of transient histone H3 acetylation. Abeam conference - Chromatin: structure and function. Bahamas, December, 2005.

4.6. Заключение

Известно, что критическим фактором в инициации транскрипции генов является изменение структуры хроматина в промоторных областях генов. Как описано выше, изменения хроматина варьируют от постгрансляционных модификаций пистонов до полного элиминирования нуклеосом в промоторных областях. Одним из наиболее глубоко изученных пострансляционных модификаций гистонов является ацетилирование лизиновых остатков в молекулах гистонов. Также хорошо изучены метилирование, фосфорилирование, убиквптинилирование, сумоилирование и АЭР-рибозилирование гистонов. Эти посттрансляционные модификации гис гонов могут приводить: к ослаблению связей между гистонами и ДНК; к изменению межгистоновых контактов внутри нуклеосом, что приводит к изменению нуклеосомной структуры; к созданию хроматиновой поверхности, узнаваемой различными белковыми комплексами, ремоделирующими хроматин. Несмотря на то, что в ряде случаев при активации транскрипции было продемонстрировано полное удаление промоторных нуклеосом, механизмы удаления нуклеосом, включая характеристику вовлеченных энзиматических активностей, а также промежуточные фазы, остаются неизученными.

В настоящее время не вполне очевидно, все ли комплексы, ремоделирующие хроматин типа 8^2 в действительности работают по общему механизму, но, по крайней мере, часть из них имеют общий каталитический цикл (Кого1еу е1 а1., 1997; Уе1апкаг е1 а1., 1999; ТЬота е1 а]. 2005). Даже если предполагать, что механизм передвижения нуклеосом одинаков для всех АТФ-зависимых ремоделирующих комплексов, окончательный результат перестройки хроматина будет различным. Причиной этих различий, вероятно, является различная композиция белковых субъединиц, связанных с АТФазами (Не et а1., 2006). Так например, дрожжевые комплексы 18\¥1а и 18\¥1Ь имеют в своехМ составе одну и ту же АТФ-азную субъединицу, однако, передвигают октамеры в противоположных направлениях (БЮсксЫе й а!., 2006; 81оскс1а1е й а1., 2006).

Различные и противоречивые эффекты были выявлены в экспериментах с участием гистонового шаперона №р1. В присутствии 1000-кратного избытка Ыар1 дрожжевой комплекс ИБС разрушал нуклеосомы, начиная с диссоциации димеров гистонов Н2А/Н2В

Lorch et al., 2006). Однако добавление эквимолярного количества Napl и RS С способствовало реконструкции нуклеосом на свободной ДНК (Lorch et al., 2006). Было показано, что работа CHD1 в присутствии Napl и АТФ также приводила к реконструкции нуклеосом (Lusser et al., 2005).

Вполне возможно, что все эти функциональные различия являются результатом различных условий. Более того, поскольку различные субъединицы одного и того же комплекса могут принимать участие в разных процессах, можно предположить влияние различных структурных контекстов хроматина. Возможным решением этих противоречий могут быть эксперименты, предполагающие обмен белковых доменов между АТФазными субъединицами различных комплексов (Fan et al., 2005).

5. Материалы и методы

5.1. Материалы

5.1.1. Штаммы Таблица 1. Штаммы S. cerevisiae, использованные в работе

Название Генотип Источник

PS128 MATa ade2-l trpl-1 canl-100 1еи2,3-112 his3-ll игаЗ hsfl A2::LEU2 [YCp50-HSFl] (43) Sorger, P. K. 1990

PS128 MATa ade2-l trpl-1 canl-100 leu2,3-112 his3-ll игаЗ hsfl A 2::LEU2 [pNC160-HSFl( 1-424)] Sorger, P. K. 1990

PS128 MATa ade2-l trpl-1 canl-100 leu2,3-112 his3- ura hsfl A 2::LEU2 [pNC160-HSFl(l-40A 147-833)] Sorger, P. K. 1990

PS 128 MATa ade2-l trpl-1 canl-100 leu2,3-112 his3-ll ura3hsflA 2::LEU2 [pNC160-HSFl (1-40Д147-583)] Sorger, P. K. 1990

PS128 MATa ade2-l trpl-1 canl-100 leu2,3-112 his3-ll игаЗ hsflA2::LEU2 [YCp50-HSFl] [pNOY436- myc- H4] Sorger, P. K. 1990

TYE-007 MATa lel/2AO Iys2A0 ura3A0 HSP12::KanMX (FY1350-A HSP12) Erkina, T. Y. and Erkine,A.M. 2006

FY1350 MATo. leu2A0 lys2::0 ura3 A Martens, J. A., et al., 2005

FY 1360 MATa leu2 A1 sn/2::LEU2 his3D200 ura3-52 Iys2-173R2 Martens, J. A., et al., 2005

FY2470 MAT a urci3 A 0 lys2 A 0 leu2 A 0 his3 A 200 trpl A 63 SNF2- C18myc\:TRPl CHAA-jlagwkanMX Martens, J. A., et al., 2005

JT670 MATa ade2-101 lcu2-3,112 ura3-52 his3 trpl Treger,J.M., et al., 1998

JT652 MATa ade2-101 leu2-3,112 ura3-52 his3 msn2 A 3::HIS3 msn4 A 2::URA3 Treger, J. M., et al., 1998

HS1004 MATa ade-canl-100 cyh2r his3-ll,I5 leu2-3,112 trpl ura3 leuv.hsp82-A HSEl~laczv.leu2:\KanMX Singh, H., et al., 2006

HS1006 MATa ade-canl-100 cyh2r his3-ll,15 leu2-3.112 trpl ura3 leu::hspS2-A HSEl-lacz\\lcu2\\KanMX umpl Singh, H., et al., 2006

YTT186 A4ATa ade2-l canl-100 his3-ll,15leu2-3,112 trpl-lura3-1 RAD 5+isw 1: :ADE2 Lindstrom,K.C., et al., 2006

Y1S1 MATa ade2-l canl-100 his3-ll,15leu2-3,112 trpl-1 ura3-1 RAD5+isw 1::ADE2 snf2::KanMX Erkina, T. Y. et al., 2009

THJ7448 pSTHl::kanR-tet07-TATA URA3::CMV-tTA MATa Ms3-1 leu2-0 metl5-0 Open Biosysteins

BY4741 MATa his3 A1 leu2 AO metl5 AO ura3 AO Open Biosystems

YSC1178 MATa his3 Al leu2 AO metl5 AO ura3 AO MSN2-TAP-IUS3MX6 Open Biosystems

5.1.2. Антитела, использованные для иммунопреципитации хроиатина

1. anti-Histone НЗ (ab 1791; AbCam),

2. anti-myc (monoclonal antibody 9Е10; Santa Cruz Biotechnology),

3. anti-diacetyl histone НЗ (K9 и K14) (06-599; Upstate Biotechnology),

4. anti-acetyl histone H4(K16) tetra-acetyl H4 (06-866; Upstate Biotechnology),

5. anti-RNA polymerase, clone 4H8 (05-623; Upstate Biotechnology)

6. anti-Msn2 (sc-33631; Santa Cruz Biotechnology);

7. anti-Msn2 (sc-15615; Santa Cruz Biotechnology);

8. anti-Msn4(sc-15550; Santa Cruz Biotechnology);

9. anti-Myc tag (sc-40; Santa Cruz Biotechnology)

10. anti-TAP tag (CAB 1001; Open Biosystems).

11. anti-HSF (rabbit antibody raised and characterized by us previously [12]).

12. anti-STHl (Brad Cairns lab)

5.1.3. Праймеры для количественной ПЦР в реальном времени

Праймеры для количественной ПЦР выбирались из большого количества комбинаций. Основными критериями являлись эффективность и специфичность. Отбирались только те праймеры, которые давали амплификацию не менее 1,9 на каждый цикл в линейной фазе и не продуцировали продуктов с отличающейся от основного значения температурой плавления.

Координаты праймеров указаны относительно ATG:

РН05 (с-214 до-192, с-20 до-48), HSP12 (с- 304 до -279, с-82 до -107), HSP82 (с- 193 до -167, с-37 до -69), SSA4 (с- 307 до -279, с-70 до -98),

Межгенный район хромосомы V

GCAATCAACATCTGAAGAAAAGAAAGTAGT, CATAATCTGCTGAAAAATGGCGTAAAT).

5.2. Методы

5.2.1. Условия культивирования

Дрожжевые штаммы культивировали при температуре 30°С до ранней лог-фазы в богатой среде YPD, с добавлением 40 мкг/мл аденина при использовании штаммов, мутантных по аденину. При необходимости селекции использовали среду SMM без отдельных компонентов, а также среду на основе SMM, содержащую 5-фтороротовую кислоту. Кроме того, использовали среды на основе YPDA, содержащие доксициклин 20 мкг/мл или генетицин (G418) 200 мкг/мл. (Amberg, et al., 2005). При культивировании штаммов с целью инактивации STH1 обработка культуры доксициклином продолжалась 16 ч.

5.2.2. Процедура теплового шока

Тепловой шок достигался путем смешивания эквивалентных по объему дрожжевой культуры, инкубировавшейся при 30°С, и среды с температурой 50°С, в результате чего температура мгновенно достигала 39°С. После этого дрожжи инкубировали на водяной бане с температурой 40°С, что позволяло поддерживать температуру культуры внутри колбы на уровне 39°С.

Эксперименты по кинетике теплового шока выполнялись путем отбора необходимого объема культуры через заданные промежутки времени и мгновенного фиксирования клеток путем добавления формальдегида и азида натрия (см. ниже). Так как дрожжевая культура была разбавлена эквивалентным объемом среды, то количество клеток в 1 мл соответственно уменьшалось в 2 раза.

5.2.3. Иммунопреципитация хроматина (ChIP)

5.2.3.1. Приготовление клеточного экстракта

Лизисный буфер LB-1

50 мМ HEPES pH 7,5

150 мМ NaCl

1 мМ EDTA рН 8,0 1% Triton Х-100 0,1% дезоксихолат натрия Лизисный буфер LB-2 50 мМ HEPES рН 7,5 500 мМ NaCl 1 мМ EDTA рН 8,0 1% Triton Х-100 0,1% деоксихолат натрия Лизисный буфер LB-3 10 мМ Tris-CI рН 7,5 250 мМ LiCl 1 мМ EDTA рН 8,0 0,5 % Triton Х-100 0,5% дезоксихолат натрия Элюирующий буфер ЕВ 50 мМ Tris-CI рН 7,5 1 мМ EDTA рН 8,0 1% SDS

100 мл культуры, отобранной при температуре, необходимой по условиям эксперимента, фиксировали формальдегидом (1%) в присутствии азида натрия (NaN3>0,02 М) в течение 10 мин. По окончании времени сшивки реакция нейтрализовывалась глицином, путем добавления раствора глицина до конечной концентрации 0,125 М. Клетки центрифугировали при 4 000g. Дважды промывали TBS и один раз 1 мл лизисного буфера LB-1-IP-1:100 (LB-1, содержащий коктейль из ингибиторов протеаз '"Protease Inhibitor Cocktail Set IV, 539136, Calbiochem" в разведении 1:100).

Затем осадки клеток переносили в 2,0 мл пробирки со стеклянными бусами. Пробирки доверху наполнялись LB-1-IP-1:100. Разрушение клеток производили на FastPrep FP120, ThermoScientifíc, три раза по 40 с при скорости 6.0. Условия были подобраны таким образом, чтобы не менее 90% клеток, по визуальной оценке на микроскопе, было разрушено.

Разрушенные клетки переносили в 15 мл пробирки и центрифугировали при 10 000 g, 10 мин. Осадок, содержащий ядра и клеточные отстатки, освобождался от супернатанта. На данном этапе супернатант не представляет интереса, так как содержит большое количество цитоплазматических белков и в дальнейшем может обусловить высокий неспецифический фон (Current protocols in Moleculdr Biology 21.3.1 - 21.3.23.). Осадок разрушенных клеток ресуспендировали в 1 мл LB-1-IP-1:100 и подвергали ультразвуковой обработке.

Фрагментацию ДНК производили при помощи ультразвуковой обработки на SonicDismembrator, model 500, ThermoScientifíc, условия: 6 раз по 20 с, при амплитуде 40%, на льду. Контроль за эффективностью фрагментации ДНК осуществляли следующим образом: 100 мкл клеточного лизата инкубировались с проназой (Pronase, 10165921001, Roche) -2ч при 42°С (депротеинизация) и 8 ч при 65°С (для разрушения формальдегидных сшивок). Затем ДНК/РНК преципитировали этанолом. Осадок растворяли в 20 мкл ТЕ, инкубировали с РНКазой А. Анализ размеров фрагментов ДНК производили электрофорезом. Пробы по 5 мкл использовали для нанесения на старт 1%-ного агарозного геля. Размер фрагментов ДНК не должен превышать 1000 п.о., с основной фракцией ДНК размером от 100 до 500 п.о. После обработки ультразвуком клеточные лизаты центрифугировали при 10000 g, 15 мин при температуре 4°С. Фрагментированный и сшитый хроматин на этой стадии находится в супернатанте.

5.2.3.2. Иммунопреципитация

Для каждой иммунопреципитации брали 100 мкл приготовленного вышеописанным способом клеточного лизата. Это количество клеточного лизата соответствует 2,5 х107 клеток, т.е. 1/10 от первоначального количества клеток. К 100 мкл клеточного лизата добавляли необходимое количество антител. Инкубацию с антителами проводили при 4°С, в течении ночи при постоянном перемешивании. Затем добавлялиь 20 мкл Protein A, G или A/G Dynabeads магнитных бус и инкубацию продолжали еще 4 ч при комнатной температуре.

Промывки иммунопреципигатов: LB-1-IP-1:1000 - 2 раза по 1 мл, 5 мин; LB-2-LP-1:1000 - 2 раза по 1 мл, 5 мин; LB-3 - 2 раза по 1 мл, 5 мин; ТЕ - 2 раза по I мл, 5 мин. Более тщательная промывка иммунопреципитатов уменьшает общий сигнал, но делает его более специфическим. Элюция ДНК-белковых комплексов с магнитных бус осуществляли добавлением 80 мкл элюирующего буфера. К 80 мкл элюата, содержащего нуклеиновые кислоты и белки добавляли 20 мкл проназы и образцы инкубировали 2 ч при 42°С (депротеинизация) и 8 ч при 65°С (разрушение формальдегидных сшивок). После этого иммунопреципитированную ДНК очищали и подвергали количественному ПЦР. Контрольную пробу готовили следующим образом: к 20 мкл лизата, то есть к количеству, эквивалентному 5x106 клеток добавляли 60цл ЕВ и 20 мкл проназы. Образец подвергали процедуре расшивки и очистки вместе с основной группой образцов.

5.2.4. Количественная ПЦР в реальном времени

Иммунопреципитированная ДНК (IP) была использована для количественной ПЦР-анализа в реальном времени с использованием SYBR Green (Absolute SYBR Green ROX AB-1163/A, ThermoScientific). Для каждой реакции брали количество очищенного IP, эквивалентное 0,5x106 клеток в объеме 10 мкл, для контрольной пробы использовали количество ДНК, эквивалентное 0,2x105 клеток в объеме 10 мл. Концентрация праймеров была стандартизована и составляла 70 нМ. Объем каждой реакции составлял 20 мкл (10 мкл IP и 10 мкл реакционной смеси для ПЦР). Для каждого IP реакция проводилась в трех повторностях. В качестве контроля были включены образцы, не содержащие ДНК.

Сигналы от индивидуальных промоторов генов были нормализованы относительно контрольной пробы, затем относительно сигнала с промотора PHOS (если эксперимент был направлен на изучение динамики нуклеосом, т.к. промотор РН05 известен своей стабильностью во время теплового шока), или межгенного района хромосомы V (если эксперимент был направлен на определение фактического присутствия белка) в случае а-PolII ChIP, a-Msn2 ChIP, a-Msn2 ChIP и других эпитопов, и относительно нулевой (т.е. до теплового шока) точки. Нулевая точка теплового шока принималась за базальную.

Результаты по удалению НЗ с промоторов исследуемых генов выражали по изменению количества гистонов относительно базального уровня. За базальный уровень принимали уровень наличия гистонов в контрольной пробе. Промотор гена РН05, на котором не происходит удаления гистонов при тепловом шоке, являлся внутренним контролем для нормализации реакции ПЦР каждого из образцов. Нормализация относительно промотора, инертного при тепловой индукции, служит также контролем приготовления образцов. Если все 10 образцов приготовлены без потерь, то сигналы с промотора РН05 полностью совпадают друг с другом, независимо от того в какие временные точки былы взяты образцы.

Результаты по оценке присутствия негистоновых белков на промоторах также выражались в изменении присутствия этих белков относительно базального уровня. Также как и в случае с промотором РН05, межгенный район хромосомы V использовался как внутренний контроль для нормализации присутствия различных белков.

Ниже приведен пример организации платы для количественной ПЦР в реальном времени при эксперименте по кинетике индуцированного ремоделирования хроматина на промоторе HSP12 (Таблица 5).

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Еркина, Тамара Юрьевна, Санкт-Петербург

1. Aasland, R., A. F. Stewart and T. Gibson. The SANT domain: a putative DNA-binding domain in the SWI-SNF and ADA complexes, the transcriptional co-repressor N-CoR and TFI1IB. Trends Biochem Sci. 1996. 21(3): 87-88.

2. Agalioti, T., S. Lomvardas, B. Parekh, J. Yie, T. Maniatis and D. Thanos. Ordered recruitment of chromatin modifying and general transcription factors to the IFN-beta promoter. Cell. 2000. 103(4): 667-678.

3. Ahmad, K. and S. Henikoff. Histone H3 variants specify modes of chromatin assembly. Proc Natl Acad Sci USA. 2002. 99 SuppI 4: 16477-16484.

4. Ahn, S. H., W. L. Cheung, J. Y. Hsu, R. L. Diaz, M. M. Smith and C. D. Allis. Sterile 20 kinase phosphorylates histone H2B at serine 10 during hydrogen peroxide-induced apoptosis in S. cerevisiae. Cell. 2005. 120(1): 25-36.

5. Amoros, M. and F. Estruch. Hsflp and Msn2/4p cooperate in the expression of Saccharomyces cerevisiae genes HSP26 and HSP104 in a gene- and stress type-dependent manner. Mol Microbiol. 2001.39(6): 1523-1532.

6. Apone, L. M., C. A. Virbasius, F. C. Holstcge, J. Wang, R. A. Young and M. R. Green. Broad, but not universal, transcriptional requirement for yTAFII17, a histone H3-like TAFII present in TFIID and SAGA. Mol Cell. 1998. 2(5): 653-661.

7. Azuara, V., P. Perry, S. Sauer, M. Spivakov, II. F. Jorgensen, R. M. John, M. Gouti, M. Casanova, G. Warnes, M. Merkenschlager and A. G. Fisher. Chromatin signatures of pluripotent cell lines. Nat Cell Biol. 2006. 8(5): 532-538.

8. Bakshi, R., T. Prakash, D. Dash and V. Brahmachari. In silico characterization of the IN080 subfamily of SWI2/SNF2 chromatin remodeling proteins. Biochem Biophys Res Commun. 2004.320(1): 197-204.

9. Bannister, A. J. and T. Kouzarides. Reversing histone methylation. Nature. 2005. 436(7054): 1103-1106.

10. Bannister, A. J., P. Zegerman, J. F. Partridge, E. A. Miska, J. O. Thomas, R. C. Allshire and T. Kouzarides. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain. Nature. 2001.410(6824): 120-124.

11. Barak, O., M. A. Lazzaro, W. S. Lane, D. W. Speicher, D. J. Picketts and R. Shiekhattar. Isolation of human NURF: a regulator of Engrailed gene expression. EMBO J. 2003. 22(22): 6089-6100.

12. Baxter, B. K. and E. A. Craig. Suppression of an Hsp70 mutant phenotype in Saccharomyces cerevisiae through loss of function of the chromatin component Sinlp/Spt2p. J Bacteriol. 1998. 180(24): 6484-6492.

13. Bazett-Jones, D. P., J. Cote, C. C. Landel, C. L. Peterson and J. L. Workman. The SWI/SNF complex creates loop domains in DNA and polynucleosome arrays and can disrupt DNA-histone contacts within these domains. Mol Cell Biol. 1999. 19(2): 1470-1478.

14. Becker, P. B. and W. Horz. ATP-dependent nucleosome remodeling. Annu Rev Biochem. 2002. 71: 247-273.

15. Blank, T. A. and P. B. Becker. The effect of nucleosome phasing sequences and DNA topology on nucleosome spacing. J Mol Biol. 1996. 260(1): 1-8.

16. Boeger, H., J. Griesenbeck, J. S. Strattan and R. D. Kornberg. Removal of promoter nucleosomes by disassembly rather than sliding in vivo. Mol Cell. 2004. 14(5): 667-673.

17. Bose, S., J. A. Dutko and R. S. Zitomer. Genetic factors that regulate the attenuation of the general stress response of yeast. Genetics. 2005. 169(3): 1215-1226.

18. Boy-Marcotte. E., G. Lagniel, M. Perrot, F. Bussereau, A. Boudsocq, M. Jacquet and J. Labarre. The heat shock response in yeast: differential regulations and contributions of the Msn2p/Msn4p and Hsflp regulons. Mol Microbiol. 1999. 33(2): 274-283.

19. Boyer, L. A., X. Shao, R. H. Ebright and C. L. Peterson. Roles of the histone H2A-H2B dimers and the (H3-H4)(2) tetramer in nucleosome remodeling by the SW1-SNF complex. J Biol Chem. 2000.275(16): 11545-11552.

20. Bozhenok, L., P. A. Wade and P. Varga-Weisz. WSTF-ISWI chromatin remodeling complex targets heterochromatic replication foci. EMBO J. 2002. 21(9): 2231-2241.

21. Brehm, A., G. Langst, J. Kehle, C. R. Clapier, A. Imhof, A. Eberharter, J. Muller and P. B. Becker. dMi-2 and ISWI chromatin remodelling factors have distinct nucleosome binding and mobilization properties. EMBO J. 2000. 19(16): 4332-4341.

22. Brown, D. T. Histone HI and the dynamic regulation of chromatin function. Biochem Cell Biol. 2003. 81(3): 221-227.

23. Brzeski, J. and A. Jerzmanowski. Deficient in DNA methylation 1 (DDM1) defines a novel family of chromatin-remodeling factors. J Biol Chem. 2003. 278(2): 823-828.

24. Cairns, B. R., Y. J. Kim, M. H. Sayre, B. C. Laurent and R. D. Kornberg. A multisubunit complex containing the SWI1/ADR6, SWI2/SNF2, SWI3, SNF5, and SNF6 gene products isolated from yeast. Proc Natl Acad Sci USA. 1994. 91(5): 1950-1954.

25. Cairns, B. R., Y. Lorch, Y. Li, M. Zhang, L. Lacomis, 11. Erdjument-Bromage, P. Tempst, J. Du, B. Laurent and R. D. Kornberg. RSC, an essential, abundant chromatin-remodeling complex. Cell. 1996.87(7): 1249-1260.

26. Chi, Y., M. J. Pluddleston, X. Zhang, R. A. Young, R. S. Annan, S. A. Carr and R. J. Deshaies. Negative regulation of Gcn4 and Msn2 transcription factors by SrblO cyclin-dependent kinase. Genes Dev. 2001.15(9): 1078-1092.

27. Chou, S., S. Chatterjee, M. Lee and K. Struhl. Transcriptional activation in yeast cells lacking transcription factor IIA. Genetics. 1999. 153(4): 1573-1581.

28. Clapier, C. R., G. Langst, D. F. Corona, P. B. Becker and K. P. Nightingale. Critical role for the histone H4 N terminus in nucleosome remodeling by ISWI. Mol Cell Biol. 2001. 21(3): 875883.

29. Collins, G. A. and W. P. Tansey. The proteasome: a utility tool for transcription? Curr Opin Genet Dev. 2006. 16(2): 197-202.

30. Cosma, M. P., T. Tanaka and K. Nasmyth. Ordered recruitment of transcription and chromatin remodeling factors to a cell cycle- and developmentally regulated promoter. Cell. 1999. 97(3): 299-311.

31. Cote, J., C. L. Peterson and J. L. Workman. Perturbation of nucleosome core structure by the SWI/SNF complex persists after its detachment, enhancing subsequent transcription factor binding. Proc Natl Acad Sci USA. 1998. 95(9): 4947-4952.

32. Cote, J., J. Quinn, J. L. Workman and C. L. Peterson. Stimulation of GAL4 derivative binding to nucleosomal DNA by the yeast SWI/SNF complex. Science. 1994. 265(5168): 53-60.

33. Cuthbert, G. L., S. Daujat, A. W. Snowden, H. Erdjument-Bromage, T. Hagiwara, M. Yamada, R. Schneider, P. D. Gregory, P. Tempst, A. J. Bannister and T. Kouzarides. Histone deimination antagonizes arginine methylation. Cell. 2004. 118(5): 545-553.

34. Deckert, J. and K. Struhl. Histone acetylation at promoters is differentially affected by specific activators and repressors. Mol Cell Biol. 2001. 21(8): 2726-2735.

35. Delmas, V., D. G. Stokes and R. P. Perry. A mammalian DNA-binding protein that contains a chromodomain and an SNF2/SWI2-like helicase domain. Proc Natl Acad Sci USA. 1993. 90(6): 2414-2418.

36. Dennis, K., T. Fan, T. Geiman, Q. Yan and K. Muegge. Lsh, a member of the SNF2 family, is required for genome-wide methylation. Genes Dev. 2001.15(22): 2940-2944.

37. Dhalluin, C., J. E. Carlson, L. Zeng, C. He, A. K. Aggarwal and M. M. Zhou. Structure and ligand of a histone acetyltransferase bromodomain. Nature. 1999. 399(6735): 491-496.

38. Dilworth, F. J., C. Fromental-Ramain, K. Yamamoto and P. Chambon. ATP-driven chromatin remodeling activity and histone acetyltransferases act sequentially during transactivation by RAR/RXR In vitro. Mol Cell. 2000. 6(5): 1049-1058.

39. Dobi, K. C. and F. Winston. Analysis of transcriptional activation at a distance in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol. 2007. 27(15): 5575-5586.

40. Erkina, T. Y. and A. M. Erkine. Displacement of histones at promoters of Saccharomyces cerevisiae heat shock genes is differentially associated with histone H3 acetylation. Mol Cell Biol. 2006. 26(20): 7587-7600.

41. Erkina, T. Y., P. A. Tschetter and A. M. Erkine. Different requirements of the SWI/SNF complex for robust nucleosome displacement at promoters of heat shock factor and Msn2- and Msn4-regulated heat shock genes. Mol Cell Biol. 2008. 28(4): 1207-1217.

42. Erkine, A. M. and D. S. Gross. Dynamic chromatin alterations triggered by natural and synthetic activation domains. J Biol Chem. 2003. 278(10): 7755-7764.

43. Erkine, A. M., S. F. Magrogan, E. A. Sekinger and D. S. Gross. Cooperative binding of heat shock factor to the yeast HSP82 promoter in vivo and in vitro. Mol Cell Biol. 1999. 19(3): 1627-1639.

44. Estruch, F. Stress-controlled transcription factors, stress-induced genes and stress tolerance in budding yeast. FEMS Microbiol Rev. 2000. 24(4): 469-486.

45. Fan, H. Y., K. W. Trotter, T. K. Archer and R. E. Kingston. Swapping function of two chromatin remodeling complexes. Mol Cell. 2005.17(6): 805-815.

46. Feng, Q. and Y. Zhang. The NuRD complex: linking histone modification to nucleosome remodeling. Curr Top Microbiol Immunol. 2003. 274: 269-290.

47. Fischle, W., B. S. Tseng, H. L. Dormann, B. M. Ueberheide, B. A. Garcia, J. Shabanovvitz, D. F. Hunt, H. Funabiki and C. D. Allis. Regulation of HP 1-chromatin binding by histone H3 methylation and phosphorylation. Nature. 2005. 438(7071): 1116-1122.

48. Gangaraju, V. K. and B. Bartholomew. Dependency of ISWla chromatin remodeling on extranucleosomal DNA. Mol Cell Biol. 2007. 27(8): 3217-3225.

49. Gardner, R. G., Z. W. Nelson and D. E. Gottschling. Ubpl0/Dot4p regulates the persistence of ubiquitinated histone H2B: distinct roles in telomeric silencing and general chromatin. Mol Cell Biol. 2005.25(14): 6123-6139.

50. Gasch, A. P., P. T. Spellman, C. M. Kao, O. Carmel-Harel, M. B. Eisen, G. Storz, D. Botstein and P. O. Brown. Genomic expression programs in the response of yeast cells to environmental changes. Mol Biol Cell. 2000.11(12): 4241-4257.

51. Giardina, C. and J. T. Lis. Dynamic protein-DNA architecture of a yeast heat shock promoter. Mol Cell Biol. 1995. 15(5): 2737-2744.

52. Gorner, W., E. Durchschlag, J. Wolf, E. L. Brown, G. Ammerer, H. Ruis and C. Schuller. Acute glucose starvation activates the nuclear localization signal of a stress-specific yeast transcription factor. Embo J. 2002.21(1-2): 135-144.

53. Green, G. R., P. Collas, A. Burrell and D. L. Poccia. Histone phosphorylation during sea urchin development. Semin Cell Biol. 1995. 6(4): 219-227.

54. Gross, D. S., C. C. Adams, S. Lee and B. Stentz. A critical role for heat shock transcription factor in establishing a nucleosome-free region over the TATA-initiation site of the yeast HSP82 heat shock gene. Embo J. 1993.12(10): 3931-3945.

55. Gross, D. S., K. E. English, K. W. Collins and S. W. Lee. Genomic footprinting of the yeast HSP82 promoter reveals marked distortion of the DNA helix and constitutive occupancy of heat shock and TATA elements. J Mol Biol. 1990.216(3): 611-631.

56. Gruñe, T., J. Brzeski, A. Eberharter, C. R. Clapier, D. F. Corona, P. B. Becker and C. W. Muller. Crystal structure and functional analysis of a nucleosome recognition module of the remodeling factor ISWI. Mol Cell. 2003.12(2): 449-460.

57. Grunstein, M. Histone acetylation in chromatin structure and transcription. Nature. 1997. 389(6649): 349-352.

58. Gutierrez, J. L., M. Chandy, M. J. Carrozza and J. L. Workman. Activation domains drive nucleosome eviction by SWI/SNF. Embo J. 2007. 26(3): 730-740.

59. Hahn, J. S., Z. Hu, D. J. Thiele and V. R. Iyer. Genome-wide analysis of the biology of stress responses through heal shock transcription factor. Mol Cell Biol. 2004. 24(12): 5249-5256.

60. Hannum, G., R. Srivas, A. Guenole, H. van Attikum, N. J. Krogan, R. M. Karp and T. Ideker. Genome-wide association data reveal a global map of genetic interactions among protein complexes. PLoS Genet. 2009. 5(12): el000782.

61. Hashikawa, N. and H. Sakurai. Phosphorylation of the yeast heat shock transcription factor is implicated in gene-specific activation dependent on the architecture of the heat shock element. Mol Cell Biol. 2004. 24(9): 3648-3659.

62. Hassa, P. O., S. S. Haenni, M. Elser and M. O. Hottiger. Nuclear ADP-ribosylation reactions in mammalian cells: where are we today and where are we going? Microbiol Mol Biol Rev. 2006. 70(3): 789-829.

63. Hassan, A. H., P. Prochasson, K. E. Neely, S. C. Galasinski, M. Chandy, M. J. Carrozza and J. L. Workman. Function and selectivity of bromodomains in anchoring chromatin-modifying complexes to promoter nucleosomes. Cell. 2002, 111(3): 369-379.

64. Havas, K., A. Flaus, M. Phelan, R. Kingston, P. A. Wade, D. M. Lilley and T. Owen-Hughes. Generation of superhelical torsion by ATP-dependent chromatin remodeling activities. Cell. 2000. 103(7): 1133-1142.

65. He, X., H. Y. Fan, G. J. Narlikar and R. E. Kingston. Human ACF1 alters the remodeling strategy of SNF2h. J Biol Chem. 2006. 281(39): 28636-28647.

66. Hecht, A., S. Strahl-Bolsinger and M. Grunstein. Spreading of transcriptional repressor SIR3 from telomeric heterochromatin. Nature. 1996. 383(6595): 92-96.

67. Hoj, A. and B. K. Jakobsen. A short element required for turning off heat shock transcription factor: evidence that phosphorylation enhances deactivation. Embo J. 1994. 13(11): 2617-2624.

68. Jacquet, M., G. Renault, S. Lallet, J. De Mey and A. Goldbeter. Oscillatory nucleocytoplasmic shuttling of the general stress response transcriptional activators Msn2 and Msn4 in Saccharomyces cerevisiae. J Cell Biol. 2003.161(3): 497-505.

69. Jakobsen, B. K. and H. R. Pelham. Constitutive binding of yeast heat shock factor to DNA in vivo. Mol Cell Biol. 1988. 8(11): 5040-5042.

70. Jenuwein, T. The epigenetic magic of histone lysine methylation. FEBS J. 2006. 273(14): 3121-3135.

71. Jenuwein, T. and C. D. Allis. Translating the histone code. Science. 2001. 293(5532): 10741080.

72. Jin, J., Y. Cai, T. Yao, A. J. Gottschalk, L. Florens, S. K. Swanson, J. L. Gutierrez, M. K. Coleman, J. L. Workman, A. Mushegian, M. P. Washburn, R. C. Conaway and J. W. Conaway.

73. A mammalian chromatin remodeling complex with similarities to the yeast IN080 complex. J Biol Chem. 2005. 280(50): 41207-41212.

74. Joshi, A. A. and K. Struhl. Eai3 chromodomain interaction with methylated H3-K36 links histone deacetylation to Pol II elongation. Mol Cell. 2005. 20(6): 971-978.

75. Ju, B. G., V. V. Lunyak, V. Perissi, I. Garcia-Bassets, D. W. Rose, C. K. Glass and M. G. Rosenfeld. A topoisomerase Ilbeta-mediated dsDNA break required for regulated transcription. Science. 2006.312(5781): 1798-1802.

76. Kadosh, D. and K. Struhl. Repression by Ume6 involves recruitment of a complex containing Sin3 corepressor and Rpd3 histone deacetylase to target promoters. Cell. 1997. 89(3): 365-371.

77. Kamakaka, R. T. and S. Biggins. Histone variants: deviants? Genes Dev. 2005. 19(3): 295-310.

78. Kassabov, S. R., B. Zhang, J. Persinger and B. Bartholomew. SWI/SNF unwraps, slides, and rewraps the nucleosome. Mol Cell. 2003. 11(2): 391-403.

79. Keener, J., J. A. Dodd, D. Lalo and M. Nomura. Histones H3 and H4 are components of upstream activation factor required for the high-level transcription of yeast rDNA by RNA polymerase I. ProcNatl Acad Sci USA. 1997. 94(25): 13458-13462.

80. Kelbauskas, L., J. Yodh, N. Woodbury and D. Lohr. Intrinsic promoter nucleosome stability/dynamics variations support a novel targeting mechanism. Biochemistry. 2009. 48(20): 4217-4219.

81. Kim. Y., N. McLaughlin, K. Lindstrom, T. Tsukiyama and D. J. Clark. Activation of Saccharomyces cerevisiae HIS3 results in Gcn4p-dependent, SWI/SNF-dependent mobilization of nucleosomes over the entire gene. Mol Cell Biol. 2006. 26(22): 8607-8622.

82. Korber, P., T. Luckenbach, D. Blaschke and W. Horz. Evidence for histone eviction in trans upon induction of the yeast PH05 promoter. Mol Cell Biol. 2004. 24(24): 10965-10974.

83. Kornberg, R. D. and J. O. Thomas. Chromatin structure; oligomers of the histones. Science. 1974.184(139): 865-868.

84. Korolev, S., J. Hsieh, G. H. Gauss, T. M. Lohman and G. Waksman. Major domain swiveling revealed by the crystal structures of complexes of E. coli Rep helicase bound to single-stranded DNA and ADP. Cell. 1997. 90(4): 635-647.

85. Kouzarides, T. Chromatin modifications and their function. Cell. 2007.128(4): 693-705.

86. Krebs, J. E., M. H. Kuo, C. D. Allis and C. L. Peterson. Cell cycle-regulated histone acetylation required for expression of the yeast HO gene. Genes Dev. 1999.13(11): 1412-1421.

87. Kristjuhan, A. and J. Q. Svejstrup. Evidence for distinct mechanisms facilitating transcript elongation through chromatin in vivo. Embo J. 2004. 23(21): 4243-4252.

88. Krogan, N. J., M. C. Keogh, N. Datta, C. Sawa, O. W. Ryan, H. Ding, R. A. Flaw, J. Pootoolal, A. Tong, V. Canadien, D. P. Richards, X. Wu, A. Emili, T. R. Hughes, S. Buratowski and J. F.

89. Greenblatt. A Snf2 family ATPase complex required for recruitment of the histone H2A variant Htzl. Mol Cell. 2003.12(6): 1565-1576.

90. Kundu, S., P. J. Horn and C. L. Peterson. SW1/SNF is required for transcriptional memory at the yeast GAL gene cluster. Genes Dev. 2007. 21(8): 997-1004.

91. Kwon, H., A. N. Imbalzano, P. A. Khavari, R. E. Kingston and M. R. Green. Nucleosome disruption and enhancement of activator binding by a human SW1/SNF complex see comments. Nature. 1994. 370(6489): 477-481.

92. Lallet, S., H. Garreau, C. Poisier, E. Boy-Marcotte and M. Jacquet. Fleat shock-induced degradation of Msn2p, a Saccharomyces cerevisiae transcription factor, occurs in the nucleus. Mol Genet Genomics. 2004. 272(3): 353-362.

93. Lee, C. K., Y. Shibata, B. Rao, B. D. Strahl and J. D. Lieb. Evidence for nucleosome depletion at active regulatory regions genome-wide. Nat Genet. 2004. 36(8): 900-905.

94. Lee, D. and J. T. Lis. Transcriptional activation independent of TF1IH kinase and the RNA polymerase II mediator in vivo. Nature. 1998. 393(6683): 389-392.

95. Lee, D. Y., C. Teyssier, B. D. Strahl and M. R. Stallcup. Role of protein methylation in regulation of transcription. Endocr Rev. 2005.26(2): 147-170.

96. Lee, K. K., P. Prochasson, L. Florens, S. K. Swanson, M. P. Washburn and J. L. Workman. Proteomic analysis of chromatin-modifying complexes in Saccharomyces cerevisiae identifies novel subunits. Biochem Soc Trans. 2004. 32(Pt 6): 899-903.

97. Lenfant, F., R. K. Mann, B. Thomsen, X. Ling and M. Grunstein. All four core histone N-termini contain sequences required for the repression of basal transcription in yeast. Embo J. 1996.15(15): 3974-3985.

98. Li, G., M. Levitus, C. Bustamante and J. Widom. Rapid spontaneous accessibility of nucleosomal DNA. Nat Struct Mol Biol. 2005.12(1): 46-53.

99. Lia, G., E. Praly, H. Ferreira, C. Stockdale, Y. C. Tse-Dinh, D. Dunlap, V. Croquette, D. Bensimon and T. Owen-Hughes. Direct observation of DNA distortion by the RSC complex. Mol Cell. 2006. 21(3): 417-425.

100. Lindstrom, K. C., J. C. Vary, Jr., M. R. Parthun, J. Delrow and T. Tsukiyama. Iswl functions in parallel with the NuA4 and Swrl complexes in stress-induced gene repression. Mol Cell Biol. 2006.26(16): 6117-6129.

101. Liu, C. L., T. Kaplan, M. Kim, S. Buratowski, S. L. Schreiber, N. Friedman and O. J. Rando. Single-nucleosome mapping of histone modifications in S. cerevisiae. PLoS Biol. 2005. 3(10): e328.

102. Lorch, Y., B. Maier-Davis and R. D. Kornberg. Chromatin remodeling by nucleosome disassembly in vitro. Proc Natl Acad Sci USA. 2006. 103(9): 3090-3093.

103. Lorch, Y., M. Zhang and R. D. Kornberg. Histone octamer transfer by a chromatin-remodeling complex. Cell. 1999. 96(3): 389-392.

104. Luger, K., A. W. Mader, R. K. Richmond, D. F. Sargent and T. J. Richmond. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution. Nature. 1997. 389(6648): 251260.

105. Lusser, A., D. L. Urwin and J. T. Kadonaga. Distinct activities of CHD1 and ACF in ATP-dependent chromatin assembly. Nat Struct Mol Biol. 2005. 12(2): 160-166.

106. Margueron, R., P. Trojer and D. Reinberg. The key to development: interpreting the histone code? Curr Opin Genet Dev. 2005. 15(2): 163-176.

107. Martens, J. A. and F. Winston. Recent advances in understanding chromatin remodeling by Swi/Snf complexes. Curr Opin Genet Dev. 2003.13(2): 136-142.

108. McNeil, J. B., H. Agah and D. Bentley. Activated transcription independent of the RNA polymerase II holoenzyme in budding yeast. Genes Dev. 1998. 12(16): 2510-2521.

109. Mellor, J. and A. Morillon. ISWI complexes in Saccharomyces cerevisiae. Biochim Biophys Acta. 2004. 1677(1-3): 100-112.

110. Metivicr, R., G. Penot, M. R. Hubner, G. Reid, H. Brand, M. Kos and F. Gannon. Estrogen receptor-alpha directs ordered, cyclical, and combinatorial recruitment of cofactors on a natural target promoter. Cell. 2003.115(6): 751-763.

111. Metzger, E., M. Wissmann, N. Yin, J. M. Muller, R. Schneider, A. H. Peters, T. Gunther, R. Buettner and R. Schule. LSD1 demethylates repressive histone marks to promote androgen-receptor-dependent transcription. Nature. 2005. 437(7057): 436-439.

112. Millar, C. B. and M. Grunstein. Genome-wide patterns of histone modifications in yeast. Nat Rev Mol Cell Biol. 2006. 7(9): 657-666.

113. Mizuguchi, G., X. Shen, J. Landry, W. H. Wu. S. Sen and C. Wu. ATP-driven exchange of histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin remodeling complex. Science. 2004. 303(5656): 343-348.

114. Mohrmann, L. and C. P. Verrijzer. Composition and functional specificity of SWI2/SNF2 class chromatin remodeling complexes. Biochim Biophys Acta. 2005.1681(2-3): 59-73.

115. Moqtaderi, Z., M. Keaveney and K. Struhl. The histone H3-like TAF is broadly required for transcription in yeast. Mol Cell. 1998. 2(5): 675-682.

116. Morano, K. A., N. Santoro, K. A. Koch and D. J. Thiele. A trans-activation domain in yeast heat shock transcription factor is essential for cell cycle progression during stress. Mol Cell Biol. 1999. 19(1): 402-411.

117. Morillon, A., N. Karabetsou, J. O'Sullivan, N. Kent, N. Proudfoot and J. Mellor. Iswl chromatin remodeling ATPase coordinates transcription elongation and termination by RNA polymerase II. Cell. 2003. 115(4): 425-435.

118. Morillon, A., J. O'Sullivan, A. Azad, N. Proudfoot and J. Mellor. Regulation of elongating RNA polymerase II by forkhead transcription factors in yeast. Science. 2003. 300(5618): 492495.

119. Morimoto, R. I. Regulation of the heat shock transcriptional response: cross talk between a family of heat shock factors, molecular chaperones, and negative regulators. Genes Dev. 1998. 12(24): 3788-3796.

120. Moskvina, E., C. Schuller, C. T. Maurer, W. H. Mager and H. Ruis. A search in the genome of Saccharomyces cerevisiae for genes regulated via stress response elements. Yeast. 1998. 14(11): 1041-1050.

121. Nelson, C. J'., H. Santos-Rosa and T. Kouzarides. Proline isomerization of histone H3 regulates lysine methylation and gene expression. Cell. 2006.126(5): 905-916.

122. Nieto-Sotelo, J., G. Wiederrecht, A. Okuda and C. S. Parker. The yeast heat shock transcription factor contains a transcriptional activation domain whose activity is repressed under nonshock conditions. Cell. 1990. 62(4): 807-817.

123. Nowak, S. J. and V. G. Corces. Phosphorylation of histone H3: a balancing act between chromosome condensation and transcriptional activation. Trends Genet. 2004. 20(4): 214-220.

124. Owen-Hughes, T. and J. L. Workman. Remodeling the chromatin structure of a nucleosome array by transcription factor-targeted trans-displacement of histones. Embo J. 1996. 15(17): 4702-4712.

125. Papamichos-Chronakis, M., J. E. Krebs and C. L. Peterson. Interplay between Ino80 and Swrl chromatin remodeling enzymes regulates cell cycle checkpoint adaptation in response to DNA damage. Genes Dev. 2006. 20(17): 2437-2449.

126. Parnell, T. J., J. T. Huff and B. R. Cairns. RSC regulates nucleosome positioning at Pol II genes and density at Pol III genes. EMBO J. 2008. 27(1): 100-110.

127. Pavri, R., B. Zhu, G. Li, P. Trojer, S. Mandal, A. Shilatifard and D. Reinberg. Ilistone H2B monoubiquitination functions cooperatively with FACT to regulate elongation by RNA polymerase II. Cell. 2006.125(4): 703-717.

128. Peterson, C. L. and M. A. Laniel. Histones and histone modifications. Curr Biol. 2004. 14(14): R546-551.

129. Quinn, J., A. M. Fyrberg, R. W. Ganster, M. C. Schmidt and C. L. Peterson. DNA-binding properties of the yeast SWI/SNF complex. Nature. 1996. 379(6568): 844-847.

130. Ramos, P. C., J. Hockendorff, E. S. Johnson, A. Varshavsky and R. J. Dohmen. Umplp is required for proper maturation of the 20S proteasome and becomes its substrate upon completion of the assembly. Cell. 1998. 92(4): 489-499.

131. Reinke, H., P. D. Gregory and W. Horz. A transient histone hyperacetilation signal marks nucleosomes for remodeling at the PH08 promoter in vivo. Mol. Cell. 2001. 7: 529-538.

132. Reinke, H. and W. Horz. Histones are first hyperacetylated and then lose contact with the activated PH05 promoter. Mol Cell. 2003.11(6): 1599-1607.

133. Saha, A., J. Wittmeyer and B. R. Cairns. Chromatin remodeling by RSC involves ATP-dependent DNA translocation. Genes Dev. 2002.16(16): 2120-2134.

134. Saha, A., J. Wittmeyer and B. R. Cairns. Chromatin remodeling through directional DNA translocation from an internal nucleosomal site. Nat Struct Mol Biol. 2005. 12(9): 747-755.

135. Saha. A., J. Wittmeyer and B. R. Cairns. Chromatin remodelling: the industrial revolution of DNA around histones. Nat Rev Mol Cell Biol. 2006. 7(6): 437-447.

136. Schwanbeck, R., H. Xiao and C. Wu. Spatial contacts and nucleosome step movements induced by the NURF chromatin remodeling complex. J Biol Chem. 2004. 279(38): 3993339941.

137. Segal, E., Y. Fondufe-Mittendorf, L. Chen, A. Thastrom, Y. Field, I. K. Moore, J. P. Wang and J. Widom. A genomic code for nucleosome positioning. Nature. 2006. 442(7104): 772-778.

138. Sengupta, S. M., M. VanKanegan, J. Persinger, C. Logie, B. R. Cairns, C. L. Peterson and B. Bartholomew. The interactions of yeast SWI/SNF and RSC with the nucleosome before and after chromatin remodeling. J Biol Chem. 2001.276(16): 12636-12644.

139. Shahbazian, M. D. and M. Grunstein. Functions of site-specific histone acetylation and deacetylation. Annu Rev Biochem. 2007. 76: 75-100.

140. Shen, X., G. Mizuguchi. A. Hamiche and C. Wu. A chromatin remodelling complex involved in transcription and DNA processing. Nature. 2000. 406(6795): 541-544.

141. Shi, Y., F. Lan, C. Matson, P. Mulligan, J. R. Whetstine, P. A. Cole and R. A. Casero. Histone demethylation mediated by the nuclear amine oxidase homolog LSD1. Cell. 2004. 119(7): 941-953.

142. Shilatifard, A. Chromatin modifications by methylation and ubiquitination: implications in the regulation of gene expression. Annu Rev Biochem. 2006. 75: 243-269.

143. Shivaswamy, S. and V. R. Iyer. Stress-dependent dynamics of global chromatin remodeling in yeast: dual role for SWI/SNF in the heat shock stress response. Mol Cell Biol. 2008. 28(7): 2221-2234.

144. Shogren-Knaak, M., H. Ishii, J. M. Sun, M. J. Pazin, J. R. Davie and C. L. Peterson. Histone H4-K16 acetylation controls chromatin structure and protein interactions. Science. 2006. 311(5762): 844-847.

145. Singleton, M. R. and D. B. Wigley. Modularity and specialization in superfamily 1 and 2 helicases. J Bacteriol. 2002. 184(7): 1819-1826.

146. Smith, C. L., R. Horowitz-Scherer, J. F. Flanagan, C. L. Woodcock and C. L. Peterson. Structural analysis of the yeast SWI/SNF chromatin remodeling complex. Nat Struct Biol. 2003. 10(2): 141-145.

147. Smith, C. L. and C. L. Peterson. ATP-dependent chromatin remodeling. Curr Top Dev Biol. 2005.65: 115-148.

148. Sorger, P. K. Yeast heat shock factor contains separable transient and sustained response transcriptional activators. Cell. 1990. 62(4): 793-805.

149. Sorger, P. K., M. J. Lewis and H. R. Pelham. Heat shock factor is regulated differently in yeast and HeLa cells. Nature. 1987. 329(6134): 81-84.

150. Sorger, P. K. and H. R. Pelham. Yeast heat shock factor is an essential DNA-binding protein that exhibits temperature-dependent phosphorylation. Cell. 1988. 54(6): 855-864.

151. Sterner, D. E. and S. L. Berger. Aeetylation of histones and transcription-related factors. Microbiol Mol Biol Rev. 2000. 64(2): 435-459.

152. Steward. M. M., J. S. Lee, A. O'Donovan, M. Wyatt, B. E. Bernstein and A. Shilatifard. Molecular regulation of H3K4 trimethylation by ASH2L, a shared subunit of MLL complexes. Nat Struct Mol Biol. 2006. 13(9): 852-854.

153. Stockdale, C., M. Bruno, H. Ferreira, E. Garcia-Wilson, N. Wiechcns, M. Engeholm, A. Flaus and T. Owen-Hughes. Nucleosome dynamics. Biochem Soc Symp. 2006. (73): 109-119.

154. Stockdale, C., A. Flaus, H. Ferreira and T. Owen-Hughes. Analysis of nucleosome repositioning by yeast ISWI and Chdl chromatin remodeling complexes. J Biol Chem. 2006. 281(24): 16279-16288.

155. Strahl, B. D. and C. D. Allis. The language of covalent histone modifications. Nature. 2000. 403(6765): 41-45.

156. Strohner, R., A. Nemeth, P. Jansa, U. Hofmann-Rohrer, R. Santoro, G. Langst and I. Grummt. NoRC~a novel member of mammalian ISWI-containing chromatin remodeling machines. EMBO J. 2001. 20(17): 4892-4900.

157. Strohner, R., M. Wachsmuth, K. Dachauer, J. Mazurkiewicz, J. Hochstatter, K. Rippe and G. Langst. A 'loop recapture' mechanism for ACF-dependent nucleosome remodeling. Nat Struct Mol Biol. 2005. 12(8): 683-690.

158. Tansey, W. P. Transcriptional activation: risky business. Genes Dev. 2001. 15(9): 10451050.

159. Taylor, I. C., J. L. Workman, T. J. Schuetz and R. E. Kingston. Facilitated binding of GAL4 and heat shock factor to nucleosomal templates: differential function of DNA-binding domains. Genes Dev. 1991. 5(7): 1285-1298.

160. Thoma, N. H., B. K. Czyzewski, A. A. Alexeev, A. V. Mazin, S. C. Kowalczykowski and N. P. Pavletich. Structure of the SW12/SNF2 chromatin-remodeling domain of eukaryotic Rad54. Nat Struct Mol Biol. 2005. 12(4): 350-356.

161. Tran, H. G., D. J. Steger, V. R. Iyer and A. D. Johnson. The chromo domain protein chdlp from budding yeast is an ATP-dependent chromatin-modifying factor. EMBO J. 2000. 19(10): 2323-2331.

162. Treger, J. M., A. P. Schmitt, J. R. Simon and K. McEntee. Transcriptional factor mutations reveal regulatory complexities of heat shock and newly identified stress genes in Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem. 1998. 273(41): 26875-26879.

163. Tremethick, D. J. Higher-order structures of chromatin: the elusive 30 nm fiber. Cell. 2007. 128(4): 651-654.

164. Tsukiyama, T. and C. Wu. Purification and properties of an ATP-dependent nucleosome remodeling factor. Cell. 1995.83(6): 1011-1020.

165. Vaquero, A., M. B. Scher, D. H. Lee, A. Sutton, H. L. Cheng, F. W. Alt, L. Serrano, R. Sternglanz and D. Reinberg. SirT2 is a histone deacetylase with preference for histone H4 Lys 16 during mitosis. Genes Dev. 2006.20(10): 1256-1261.

166. Varga-Weisz, P. D. and P. B. Becker. Transcription factor-mediated chromatin remodelling: mechanisms and models. FEBS Lett. 1995. 369(1): 118-121.

167. Varga-Weisz, P. D., T. A. Blank and P. B. Becker. Energy-dependent chromatin accessibility and nucleosome mobility in a cell-free system. EMBO J. 1995.14(10): 2209-2216.

168. Vary, J. C., Jr., V. K. Gangaraju, J. Qin, C. C. Landel, C. Kooperberg, B. Bartholomew and T. Tsukiyama. Yeast Iswlp forms two separable complexes in vivo. Mol Cell Biol. 2003. 23(1): 80-91.

169. Velankar, S. S. P. Soultanas, M. S. Dillingham, H. S. Subramanya and D. B. Wigley. Crystal structures of complexes of PcrA DNA helicase with a DNA substrate indicate an inchworm mechanism. Cell. 1999. 97(1): 75-84.

170. Vignali, M., A. H. Hassan. K. E. Neely and J. L. Workman. ATP-dependent chromatin-remodeling complexes. Mol Cell Biol. 2000.20(6): 1899-1910.

171. Voellmy, R. On mechanisms that control heat shock transcription factor activity in metazoan cells. Cell Stress Chaperones. 2004.9(2): 122-133.

172. Wade, P. A., P. L. Jones, D. Vermaak and A. P. Wolffe. A multiple subunit Mi-2 histone deacetylase from Xenopus laevis cofractionates with an associated Snf2 superfamily ATPase. CurrBiol. 1998. 8(14): 843-846.

173. Wang, W. The SWI/SNF family of ATP-dependent chromatin remodelers: similar mechanisms for diverse functions. Curr Top Microbiol Immunol. 2003. 274: 143-169.

174. Wang, Y., J. Wysocka, J. R. Perlin, L. Leonelli, C. D. Allis and S. A. Coonrod. Linking covalent histone modifications to epigenetics: the rigidity and plasticity of the marks. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 2004.69: 161-169.

175. Whitehouse, I., C. Stockdale, A. Flaus, M. D. Szczelkun and T. Owen-Hughes. Evidence for DNA translocation by the ISWI chromatin-remodeling enzyme. Mol Cell Biol. 2003. 23(6): 1935-1945.

176. Whitehouse, I. and T. Tsukiyama. Antagonistic forces that position nucleosomes in vivo. Nat Struct Mol Biol. 2006.13(7): 633-640.

177. Winston, F. and C. D. Allis. The bromodomain: a chromatin-targeting module? Nat Struct Biol. 1999.6(7): 601-604.

178. Woodcock, C. L. Chromatin architecture. Curr Opin Struct Biol. 2006.16(2): 213-220.

179. Workman, J. L. Nucleosome displacement in transcription. Genes Dev. 2006. 20(15): 20092017.

180. Wu, C. Heat shock transcription factors: structure and regulation. Ann Rev Cell Dev Biol. 1995.11:441-469.

181. Xella, B., C. Goding, E. Agricola, E. Di Mauro and M. Caserta. The ISWI and CHD1 chromatin remodelling activities influence ADH2 expression and chromatin organization. Mol Microbiol. 2006.59(5): 1531-1541.

182. Xu, F., K. Zhang and M. Grunstein. Acetylation in histone H3 globular domain regulates gene expression in yeast. Cell. 2005. 121(3): 375-385.

183. Yamamoto, A., Y. Mizukami and H. Sakurai. Identification of a novel class of target genes and a novel type of binding sequence of heat shock transcription factor in Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem. 2005.280(12): 11911-11919.

184. Young, M. R. and E. A. Craig. Saccharomyces cerevisiac HSP70 heat shock elements are functionally distinct. Mol Cell Biol. 1993.13(9): 5637-5646.

185. Zhang, L., S. Schroeder, N. Fong and D. L. Bentley. Altered nucleosome occupancy and histone H3K4 methylation in response to 'transcriptional stress*. EMBO J. 2005. 24(13): 23792390.

186. Zhang, Y. and D. Reinberg. Transcription regulation by histone methylation: interplay between different covalent modifications of the core histone tails. Genes Dev. 2001. 15(18):

187. Zhang, Y., C. L. Smith, A. Saha, S. W. Grill, S. Mihardja, S. B. Smith, B. R. Cairns, C. L. Peterson and C. Bustamante. DNA translocation and loop formation mechanism of chromatin remodeling by SWI/SNF and RSC. Mol Cell. 2006. 24(4): 559-568.

188. Zhao, J., J. Herrera-Diaz and D. S. Gross. Domain-Wide Displacement of Histones by Activated Heat Shock Factor Occurs Independently of Swi/Snf and Is Not Correlated with RNA Polymerase II Density. Mol Cell Biol. 2005. 25(20): 8985-8999.

189. Zofall, M., J. Persinger. S. R. Kassabov and B. Bartholomew. Chromatin remodeling by 1SW2 and SWI/SNF requires DNA translocation inside the nucleosome. Nat Struct Mol Biol. 2006.13(4): 339-346.2343-2360.

Информация о работе

Еркина, Тамара Юрьевна
кандидата биологических наук
Санкт-Петербург, 2010
ВАК 03.01.03

Диссертация

Изменения структуры хроматина в промоторных областях генов теплового шока при индукции транскрипции в дрожжах Saccharomyces cerevisiae - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы