Исследование состава липидов соматических нервов крысы при травмировании и действии химических агентов

Юданов, Максим Александрович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Исследование состава липидов соматических нервов крысы при травмировании и действии химических агентов
ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Автореферат диссертации по теме "Исследование состава липидов соматических нервов крысы при травмировании и действии химических агентов"

На правах рукописи

Юданов Максим Александрович

ИССЛЕДОВАНИЕ СОСТАВА ЛИПИДОВ СОМАТИЧЕСКИХ НЕРВОВ КРЫСЫ ПРИ ТРАВМИРОВАНИИ И ДЕЙСТВИИ ХИМИЧЕСКИХ

АГЕНТОВ

Специальность 03.00.02 -биофизика

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Воронеж-2005

Работа выполнена в Мордовском государственном университете имени Н.П. Огарева

Научный руководитель: доктор биологических наук, профессор Ревин Виктор Васильевич

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

Ковалева Тамара Андреевна

Ведущая организация: Институт фундаментальных проблем биологии РАН

Защита диссертации состоится 19 декабря 2005 г. в /" ч. на заседании диссертационного совета Д 212.038.03 при Воронежском государственном университете по адресу: 394006, г. Воронеж, Университетская пл., 1, конференцзал.

С диссертацией можно ознакомиться в научной библиотеке Воронежского государственного университета.

доктор биологических наук, профессор Архипенко Юрий Владимирович

Автореферат разослан « А» ноября 2005 года.

Ученый секретарь диссертаци""----—<—

доктор биологических наук

Грабович М.Ю.

'РЬ&ъ

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы. Основная функция соматических нервов заключается в проведении возбуждения. Способность нервов выполнять эти функции обусловлена наличием трансмембранного потенциала, и во многом определяется составом и свойствами компонентов биологических мембран, в том числе и ли-пидов.

Такие продукты липидного метаболизма, как 1,2-диацилглицерол, лизофос-фолипиды участвуют в регуляции активности фосфолипазы А2, протеинкиназы С, работы ионных каналов, способны ингибировать трансмембранную передачу сигнала через рецепторы, сопряженных с G-белком (Y. Asaoka et al., 1991; Э.В. Дятловицкая и др., 1998; Н.В. Проказова и др., 1998; W.H. Moolenaar, 1999). Проницаемость клеточной мембраны зависит от модификации жирными кислотами липидных областей за счет их ионофорных и детергентных способностей, а так же специфическим взаимодействием жирных кислот с мембранными белками - АТФазами, фосфолипазами и каналообразующими белками. Так, арахи-доновая кислота способна не только непосредственно менять активность ПКС, ионных каналов, уровень Са2+, но и служит субстратом для синтеза простаглан-динов, тромбоксанов, лейкотриенов и других биологически активных метаболитов (A.R. Brash, 2001), меняющих возбудимость нерва и характер синаптиче-ской передачи (N.J. Rothwell et al., 1995; A. Edstrom et al., 1996).

Однако высокие концентрации ряда продуктов липидного обмена могут вызывать деструктивные изменения в мембранах. Так, увеличение фосфолипазной активности, интенсификация процессов перекисного окисления липидов приводит к нарушению состояния мембраны и транспорта ионов (М.М. Taketo et al., 2002; Е. Birgbauer et al., 2004).

Таким образом, нарушение возбудимости периферических нервных волокон при травмах, ишемии, диабетической и алкогольной нейропатии во многом могут определяться изменениями липидного метаболизма. При этом особый интерес представляет исследование более поздних изменений состояния клеток при повреждении, где особое внимание уделяется липидам миелинового нерва. Известно, что липидный состав меняется при различных видах повреждения клеток (М. Alberghina et al., 1988; J.E. Vance et al., 2000; Г.А. Грибанов и др., 2003). Эти нарушения проявляются в изменении вязкости плазматической мембраны, модифицируя множество клеточных процессов, включая транспорт медиаторов,

активность мембраносвязанных ферментов,

БИБЛИОТЕКА ,I

С. •э

f-ZTJiV.

певтическую цитотоксичность, синтез простагландинов и, наконец, рост клетки (K.J. Smith et al., 1980; С. Ide, 1996; М. Ohlsson et al., 2004).

Ранее, было обнаружено изменение липидного состава при проведении ритмического возбуждения, ранней дегенерации нерва, вызванной его перерезкой (Д.А. Кадималиев, 1985; В.В. Ревин и др., 1987; В.Т. Николаев, 1995). В ряде работ показано непосредственное участие фосфолипазы А2 как на начальных этапах демиелинизации, так и при восстановлении поврежденных нервов (А. Edstrom et al., 1996; М. Hornfelt et al., 1999). Однако молекулярные механизмы протекания регенеративных процессов и в том числе, восстановления проводимости, затрагивающие качественные и количественные изменения в составе липидов нерва, раскрыты недостаточно. В литературе практически отсутствуют работы посвященные анализу взаимосвязи липидного состава с изменениями функционального состояния периферических нервов при патологиях.

Представляется интересным также изучение методических подходов для ускорения репарационных процессов в травмированных нервах, основным из которых является применение фармакологических стимуляторов регенерации. При этом механизмы действия многих из них остаются неизвестными.

Все эти данные позволяют считать, что липидная часть мембран играет важную роль в функционировании нервных волокон в условиях нормы, патологии и репарационных процессах.

Цель и задачи работы. Целью настоящей работы явилось изучение действия механической травмы и химических агентов на липидный состав соматических нервов крысы.

В связи с этим перед нами стояли следующие задачи:

1. Изучить влияние механической травмы на изменение содержания лизо-фосфолипидов, свободных жирных кислот, жирных кислот фосфолипидов и неполярных липидов;

2. Исследовать динамику содержания физиологически активных компонентов липидного состава в условиях нарушении проводимости нерва при различной степени повреждения;

3. Оценить участие фосфолипазы А2 в посттравматическом изменении липидного состава нерва;

4. Изучить влияние стимуляторов регенерации ксимедона и ламинина на функциональное состояние и липидный состав поврежденных нервов.

Научная новизна. Впервые исследован лизофосфолипидный и жирнокислот-

ный состав отдельных фракций липидов седалищного нерва крысы при их повреждении и в ходе посттравматического восстановления. Обнаружено, что в течение пяти суток в поврежденном нерве наблюдается увеличение содержания лизофосфатидилхолина и лизофосфатидилэтаноламина. С увеличением длительности постгравматической выдержки происходит восстановление их содержания до контрольных значений. Жирнокислотный состав липидных фракций при повреждении нерва также претерпевает качественные и количественные изменения: происходит накопление свободных жирных кислот, повышается доля длинноцепочечных и ненасыщенных жирных кислот. Ксимедон и ла-минин ускоряют восстановление лизолипидного и жирнокислотного состава до контрольного уровня.

Практическая значимость. Результаты исследований позволяют расширить представления о роли липидных метаболитов в процессе нарушения функционирования нерва при повреждении, и разработать принципы диагностики методов восстановления функций соматических нервов в клинике.

Апробация работы. Основные результаты диссертации докладывались на Огаревских чтениях в Мордовском госуниверситете им. Н.П. Огарева (Саранск, 2002-2004); на научной конференции молодых ученых Мордовского госуниверситета им. Н.П. Огарева (2002-2004); на III Съезде биофизиков России (Воронеж, 2004г).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 9 работ.

На защиту выносятся следующие положения:

1. Повреждение нерва приводит к потере способности проводить ритмическое возбуждение и сопровождается нарушением его липидного состава.

2. Изменения липидного состава соматического нерва при повреждении связаны с активацией фосфолипазы А2 и сопровождаются накоплением лизо-фосфолипидов и свободных жирных кислот, увеличением доли ненасыщенных фракций кислот.

3. Увеличение длительности повреждающего воздействия приводит к интенсификации процессов накопления лизофосфолипидов.

4. Восстановление нервной проводимости коррелирует с понижением фос-фолипазной активности, снижением содержания лизофосфолипидов и свободных жирных кислот.

5. Стимуляторы регенерации - ксимедон и ламинин - сокращают сроки восстановления функциональной активности, приводя к снижению активное™

фосфолипазы А2.

Структура и объем диссертации. Диссертационная работа включает 124 страницы машинописного текста, 10 таблиц, 35 рисунков. Состоит из «Введения», семи глав, «Заключения», «Выводов» и «Приложения». Список литературы содержит 203 работы, из них 84 отечественных и 119 зарубежных.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ ГЛАВА 1. Липиды нервной ткани, и их роль в функционировании клеток

В главе приведены современные сведения об особенностях липидного состава нервной ткани, дана характеристика фосфолипазы А2, описаны механизмы ее участия в метаболизме нервных клеток.

ГЛАВА 2. Регенерация нервных клеток после повреждений

В главе представлен обзор основных работ, посвященных механизмам протекания дегенерационных и регенерационных процессов в нервной ткани после различного вида повреждений.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ ГЛАВА 3. Объект и методы исследования

Объектом исследования служили седалищные нервы крысы (Яайив norveg¡cus) линии Вистар. Для создания модели патологии, у наркотизированного животного на один из седалищных нервов накладывали лигатуру (12, 24 или 48 ч.), а другой оставляли без изменений (контроль). Кроме того, одной группе прооперированных животных ежедневно внутрибрюшинно вводили ксимедон (30 мг/кг), второй группе на 3 и 6 сутки вводили ламинин (0,25 мг/кг), третья служила контролем. Препаровку нервов проводили на 1, 5, 10, 15 и 20 сутки после повреждения.

Отпрепарированные нервы помещали в раствор Рингера для теплокровных с температурой 37°С и постоянным продуванием кислорода. Для отведения экстраклеточных потенциалов действия (ПД) использовали установку, состоящую из электростимулятора ЭСЛ-2 (Россия), влажной термостатируемой камеры с двумя парами раздражающих и отводящих серебряных электродов и осцилло-

графа CI-83 (Россия). Раздражение нерва осуществляли в следующем режиме: амплитуда импульса 1,5 В, длительность 0,3 мс, частота - 200 имп/с.

Экстракцию липидов из нервных волокон проводили по методу Блайя-Дайера (Е. Bligh et al., 1959).

Качественный и количественный анализ смеси липидов осуществляли методом препаративной и аналитической (микротонкослойной) хроматографии на силикагеле.

Метилирование жирных кислот проводили по методу Моррисона и Смита (W.R. Morrison et al., 1964). Анализ метиловых эфиров жирных кислот проводили на газовом хроматографе Кристалл 5000.1 (Россия) с капиллярной колонкой HP-FFAP 50m/0,32mm/0,5|im (США).

Определение активности фосфолипазы А2 в гомогенате нерва крысы проводили по накоплению свободных жирных кислот при расщеплении фосфатидил-холина методом газовой хроматографии. Содержание белка определяли по методу Лоури (О.Н. Lowry et al., 1951).

Полученные экспериментальные данные статистически обрабатывали с использованием электронных таблиц Microsoft Excel 2000 и пакета программ STAT 2.

ГЛАВА 4. Влияние механической травмы на липидный состав седалищного нерва крысы.

Одним из направлений исследования, позволяющим выявить первичные стадии патологического процесса, является оценка изменений содержания некоторых важных для функционирования нерва липидов (W.H. Moolenaar, 2000). Это, например, лизофосфолипиды, 1,2-диацилглицерол, отдельные жирные кислоты, церамиды и др.

На первом этапе мы исследовали липидный состав седалищного нерва в норме. Содержание лизофосфатидилхолина в нерве не превышает 1% от суммы фосфолипидов, ЛФЭА обнаруживается в следовых количествах. Жирнокислот-ный состав исследуемых липидных фракций включал набор из 14-17 кислот, причем основная доля приходилась на миристиновую, пальмитиновую, стеариновую, олеиновую и линолевую кислоты.

Механическая травма нерва, вызванная его перетяжкой, приводит к полной потере способности проводить потенциал действия (ПД). При этом были обнаружены значительные изменения в составе липидов.

В ходе исследования было установлено, что 24 часовая перетяжка нерва не приводила к достоверным изменениям количества ЛФХ относительно контроля. Содержание ЛФЭА незначительно повышается (рис.1).

0,05

Рис. 1. - Влияние повреждения на содержание ЛФХ и ЛФЭ в нерве крысы после 24 часовой перетяжки

□ контроль ■ повреждение

Рлфх/Рфх Рлфэ/Рфэ

Жирнокислотаый состав исследуемых липидных фракций после 24 часовой перетяжки нерва претерпевал более значительные изменения. Во всех исследуемых фракциях происходит увеличение доли дпинноцепочечных жирных кислот, при этом в составе СЖК, ДАГ и ФЭА снижается коэффициент насыщенности (рис.2).

Рис. 2. - Изменение коэффициента насыщенности и содержания дпинноцепочечных ЖК при повреждении нерва (в % от контроля)

| IК насыщенности шшшмт длинноцепочечные кислоты - - - контроль

Таким образом, после 24 часовой перетяжки седалищного нерва крысы происходят значительные изменения в содержании ненасыщенных жирных кислот в составе СЖК, ДАГ и ФЭА, увеличивается содержание ЛФЭА. Обнаруженные изменения в составе липидов свидетельствуют о глубоких нарушениях, проис-

СЖК ДАГ ФХ ФЭА

ходящих в нерве при механическом повреждении.

4.1 Влияние длительности перетяжки на липидный состав нерва крысы.

В связи с обнаруженным ранее, на следующем этапе работы мы исследовали степень изменения липидного состава нервов крысы в зависимости от длительности повреждающего воздействия. Нами впервые было обнаружено, что увеличение длительности перетяжки нерва приводит к увеличению содержания ЛФХ и ЛФЭА: к пятым суткам на 41% и 18%, а к десятым на 20% и 32% соответственно (рис.4). Отметим, что содержание лизолипидов в контрольных нервах достоверно не изменяется.

ЛФХ/ФХ

ЛФЭА/ФЭА

2 0,08

О.

•в* 0,04 -

12 ч 24 ч 24 ч 48 ч на 5 сутки

□ контроль

на 10 сутки I повреждение

□ контроль

12 ч 24 ч 24 ч 48 ч на 5 сутки на 10 сутки

□ контроль ■ повреждение

I повреждение

Рисунок 4 - Изменение содержания лизофосфолипидов при различной длительности перетяжки

4.2 Изменение состава липидов травмированного нерва в зависимости от времени, прошедшего после механического воздействия

Известно, что большинство живых тканей после действия повреждающего фактора активно регенерирует. Поэтому нам представлял интерес изучить динамику содержания липидных фракций в процессе восстановления нервной проводимости.

Как уже отмечалось, перетяжка нерва приводит к полной потере возбудимости нерва. Только через 20 суток после повреждения у нервов было обнаружено восстановление способности проведения ПД с небольшой амплитудой, в то

время как контрольные нервы давали четкий импульс при раздражении.

Нами установлено, что содержание ЛФХ в поврежденном нерве непосредственно после снятия лигатуры имеет близкое с контролем значение, но уже через пять суток количество ЛФХ по сравнению с контролем увеличивается в 4,4 раза. К десятым и пятнадцатым суткам после повреждения количество ЛФХ в нерве снижается, однако все еще превышает контрольное значение в 3,7 и 3,3 раза соответственно. В тех же условиях в контрольных нервах содержание ЛФХ в течение всего времени эксперимента достоверно не изменяется (рис.5).

0,14 -0,12 -

£ о,1 -

10,08 -й

£ 0,06 -10,04 -0,02 " 0 -

контроль -о- повреждение

Рисунок 5 - Динамика содержания лизофосфолипидов в нерве после действия повреждающего фактора

Динамика изменения содержания ЛФЭА в поврежденных нервах имеет иной характер. В нативном нерве ЛФЭА присутствует в следовых количествах. После механической травмы его количество возрастает в 1,3 раза относительно контроля. К пятым суткам, как и в случае с ЛФХ, содержание ЛФЭА достигает максимума, к десятым суткам его количество снижается, однако все еще превышает контрольное значение в 2,5 раза. Через пятнадцать суток после повреждения содержание ЛФЭА в нерве уменьшается до первоначального значения, а

контроле липид обнаруживается только в следовых количествах.

Из полученных данных следует, что к пятым суткам после травмы в нерве происходит накопление ЛФХ и ЛФЭА. С увеличением постгравматического периода их содержание снижается, что видимо связано с активацией процессов по восстановления липидного состава. Увеличение уровня ЛФХ на 5 сутки после повреждения нерва вероятно связано с повышением активности фосфоли-паз, и в частности - ФЛ А2. Это предположение подтверждается данными литературы, свидетельствующими о вовлечении ФЛ А2 в процесс ранней деградации миелина периферических нервов (J.A. Paul et al., 1992; A. Edsrtom et al., 19%). Кроме того, лизофосфолипиды, продукты гидролиза ФЛ А2, обладают способностью разрыхлять миелин, что является необходимым условием для начала регенерации (F. Reichert et al., 1996).

Наряду с исследованием изменения содержания ФЛ и ЛФЛ, мы изучали изменения состава жирных кислот входящих в эти ФЛ, ДАГ и во фракции СЖК нерва после травмы.

Во фракции СЖК в течение 5 суток после повреждения происходит накопление ненасыщенных кислот. Увеличение посттравматического периода до десяти и пятнадцати суток снижает их долю. Отметим, что после повреждения происходит увеличение как общего содержания, так и доли длинноцепочечных СЖК с максимумом на десятые сутки, а к пятнадцатым их значения снижаются до близких к контрольным величин (рис.6).

Изменение содержания СЖК коррелируют с изменениями содержания ЛФЛ в нерве. По-видимому, накопление этих липидов является конечным результатом увеличения активности ФЛ А2 при травме нерва. Это объясняет возрастание доли ненасыщенных жирных кислот, так как ФЛ А2 катализирует гидролиз ФЛ в основном в sn-2 положении, характерном для ненасыщенных жирных кислот (М. Murakami et al., 1991).

В составе ДАГ также были обнаружены значительные колебания содержания ацильных остатков (рис.6). Непосредственно после 24 часовой перетяжки увеличивается содержание ненасыщенных ЖК и продолжает расти до пятых суток. К десятым, и далее пятнадцатым суткам происходит снижение их доли, вследствие чего коэффициент насыщенности возрастает. Содержание длинно-цепочечных ЖК увеличивается к пятым суткам после повреждения, к пятнадцатым суткам состав ЖК восстанавливается (рис.6). Максимальное содержание ДАГ в нерве зафиксировано непосредственно после травмы. Эти результа-

ты согласуются с ранее полученными данными, в которых обнаружено увеличение количества ДАГ после перерезки нерва (В.Т. Николаев, 1995).

СЖК

ДАТ

5 10 сутки

ФХ

ФЭА

5 10 сутки

•••*-- коэффициент насыщенности —длинноцепочечные ЖК —сумма ЖК — контроль

Рисунок 6 - Изменения коэффициента насыщенности и содержания ЖК отдельных липидных фракций в нерве после повреждения (в % относительно контроля)

Постгравматическая динамика изменения жирнокислотного состава ФХ и ФЭА практически не отличается от ДАГ: увеличение доли ненасыщенных ЖК до пятых суток после травмы, с последующим восстановлением коэффициента насыщенности к пятнадцатым суткам (рис.6). Доля длинноцепочечных ЖК после травмы возрастает с максимумом на пятые сутки для ФЭА и на десятые су-

тки для ФХ. К пятнадцатым суткам их содержание близко к контролю.

Таким образом, повреждение нерва приводит к накоплению ненасыщенных и длинноцепочечных ЖК во всех исследуемых фракциях. Максимальные количественные изменения жирных кислот травмированного нерва зафиксированы на пятые и десятые сутки после повреждения. В дальнейшем, к 15 суткам происходит нормализация ЖК состава исследуемых липидных фракций.

ГЛАВА 5. Действие ксимедона на липидный состав седалищного нерва крысы после повреждения

Учитывая столь глубокие изменения состава липидов и блокирование проведение ПД в травмированном нерве, мы исследовали возможности стимулирования восстановления функционирования нервов с помощью ряда новых фармакологических препаратов. Известно, что гормоны, нейротрофические факторы, факторы роста, а так же ряд синтетических веществ способны стимулировать рост аксонов (Ю.А. Челышев и др., 2001). Среди многочисленных стимуляторов регенерации нерва, большое внимание уделяют производным пиримидина и в частности - ксимедону. Так в седалищном нерве крысы ксимедон стимулирует постгравматическую регенерацию миелиновых волокон (Ю.А. Челышев и др., 2000). Однако полностью механизмы действия его остаются неизвестными.

Нами было показано, что при действии ксимедона в травмированном нерве уже к пятым суткам после повреждения содержание ЛФХ в нерве ниже на 27%, а к десятым и пятнадцатым супсам - на 26 % и 20% соответственно, относительно повреждения без действия препарата (рис.7). Возможно, данный факт связан с тем, что действие ксимедона усиливает восстановительные процессы в травмированном нерве (Ю.А. Челышев и др., 2001).

С другой стороны, содержание ЛФЭА в травмированном нерве достоверно не менялись при действии препарата: как на пятые, десятые, так и на пятнадцатые сутки эксперимента (рис.7).

Таким образом, нами установлено, что ксимедон регулирует процессы и препятствует накоплению лизофосфатидилхолина в поврежденном нерве, но не влияет но содержание лизофосфатидилэтаноламина.

В ходе исследования действия данного препарата мы сопоставляли состав жирных кислот липидов поврежденного нерва. В травмированном нерве действие ксимедона приводит к изменению жирнокислотного состава.

ЛФХ/ФХ

ЛФЭА/ФЭА

0,14 0,12 -| 0,1% 0,08

1 I

% 0,04

2 0,02 1

— в---а--Й

0 0 5 10 15 0 5 10

сутки сутки

-л- контроль —е— повреждение —повреждение+ксимедон

Рисунок 7 - Влияние ксимедона на содержание лизофосфолипидов в поврежденном нерве

Так в составе СЖК резко повышается коэффициент насыщенности: к десятым суткам после повреждения происходит уменьшение содержания всех ненасыщенных СЖК: миристоолеиновой на 33,3%; пальмитолеиновой на 93,3%; олеиновой на 65,7%, линолевой на 34,6%; эйкозановой на 61,1%; арахидоновой на 67,4%. Однако, появляется линоленовая кислота, отсутствующая в повреж- г

денных нервах крыс без воздействия препарата. Таким образом, содержание ненасыщенных СЖК уменьшается в 2,5 раза, а содержание насыщенных СЖК 4

практически не изменяется, вследствие чего коэффициент насыщенности жирных кислот заметно возрастает (рис. 8).

Следует отметить, что увеличение доли длинноцепочечных СЖК, обнаруженное в травмированном нерве (рис.6), при действии ксимедона происходит не так активно. Так, к десятым суткам их содержание в 1,5 раза ниже, чем в травмированном нерве без действия препарата.

Введение ксимедона подопытным животным не оказывает существенного эффекта на жирнокислотный состав ДАГ травмированного нерва, а в составе фракций ФХ и ФЭА доля длинноцепочечных кислот достоверно ниже, чем в травмированном нерве без воздействия препарата (рис.8).

К насыщенности повреждение

5 10 сутки

длинноцепочечные ЖК повреждение+ксимедон

--- контроль

Рисунок 8 - Влияние ксимедона на коэффициент насыщенности и содержание ЖК отдельных липидных фракций в нерве после повреждения (в % относительно контроля)

Таким образом, при инъекции ксимедона крысам в травмированном нерве происходит снижение содержания ненасыщенных и длинноцепочечных СЖК, а также длинноцепочечных ЖК в составе ФХ и ФЭА. Это свидетельствует о стабилизирующем эффекте ксимедона на липидный состав, так как увеличение доли этих фракций наблюдается при повреждении нерва.

Как отмечалось ранее, существенным моментом для анализа структурных

изменений состояния нерва при травме и восстановлении является анализ его возбудимости. В данной серии экспериментов мы исследовали действие инъекции ксимедона животному на способность нерва проводить ПД. Введение препарата подопытным животным приводит к сокращению сроков восстановления возбудимости травмированного нерва до 15 суток после повреждения (в группе без воздействия ксимедона восстановление наблюдали на 20 сутки).

Наши результаты подтверждаются данными литературы о способности пи-римидинов, и в частности ксимедона, стимулировать регенерацию миелиновых нервных волокон (Ю.А. Челышев, 2001)

Обнаруженный эффект инъекции ксимедона животным на травмированный нерв, возможно объясняется тем, что при его действии снижается активность липолитических ферментов, в частности ФХ - специфичной ФЛ А2, вследствие чего уменьшается доля ЛФХ и содержание ненасыщенных СЖК в травмированном нерве. Механизмы воздействия ксимедона активно изучаются, уже установлено, что его фармакологический эффект реализуется несколькими путями, в частности препарат воздействует на систему регуляции активного транспорта в клетке (Ю.Д. Слабнов и др., 1997), перекисного окисления липидов и активность антиоксидантной системы (К.В. Малышев, 2000).

Таким образом, можно говорить о мембраностабилизирующем эффекте ксимедона, способствующем интенсификации репарационных процессов в травмированных соматических нервах.

ГЛАВА 6. Влияние ламинина на липидный состав травмированного нерва крысы В следующей серии экспериментов исследовании действие другого препарата, ламинина, известного стимулятора восстановления тканей. Ламинины это семейство внеклеточных матриксных гликопротеинов, локализованных в ба-зальной мембране, которая отделяет эпителий клетки от стромы. Эти гликопро-теины обладают высокой биологической активностью: запускают клеточный рост и дифференцировку, рост нейронов и регенерацию нерва, восстановление ран (К.М. Malinda, et al., 1996; Z.-L. Chen et al., 2003).

Выше бьшо показано, стимулятор регенерации ксимедон препятствует нако-пленюю ЛФХ в травмированном нерве, но не влияет на содержание ЛФЭА (рис. 7). В отличие от ксимедона, инъекция животному ламинина уменьшает содержание в нерве обоих лизолипидов. Так доля ЛФХ уменьшается на 62%, а

ЛФЭА - на 92% по сравнению с поврежденным нервом (рис. 9).

Инъекция животному ламинина приводит также к изменению жирнокислот-ного состава липидных фракций травмированного нерва. Во фракциях ДАГ И ФХ повышается доля ненасыщенных кислот, относительно группы без воздействия препарата. Ламинин препятствует накоплению длинноцепочечных ЖК, причем более эффективно, чем ксимедон.

0,1

Рисунок 9 - Влияние ламинина на содержание лизофосфолипидов в поврежденном нерве

□ контроль ■ повреждение Ш повр еждение-hna миннн

Рлфх/Рфх

Рлфэ/Рфэ

ГЛАВА 7. Изменение активности фосфолипазы А2 при повреждении седалищного нерва крысы

Липолитические ферменты, ФЛ А2 в частности, играют важную роль как в дегенеративных процессах, происходящих после повреждения нерва (J.A. Paul, et al., 1992), так и при последующем восстановлении (S. Nakamura, 1993; A. Ed-strom et al., 1996). В связи с этим мы исследовали изменения фосфолипазной активности гомогената нерва в зависимости от времени постгравматического и регенерационного процессов (рис. 10).

Наши исследования показали, что на пятые сутки после травмы нерва активность фосфолипазы А2 возрастает с 15,3 (контроль) до 420 мкг жирных ки-слот/мг белка*час, к десятым суткам - активность фермента снижается до 194 мкг жирных кислот/мг белка*час, а к пятнадцатым и двадцатым суткам - активность снижается до контрольных значений (рис.10).

Инъекция животным ксимедона приводит к снижению активности ФЛ А2 в травмированном нерве к десятым суткам (более чем в два раза), а к двадцатым суткам значение активности падает до уровня контроля (рис.10). Отметим, что

обнаруженная нами максимальная активность фермента на пятые сутки после травмы согласуется с данными, свидетельствующими о завершении дегенерация аксона на 5-7 сутки после повреждения (F. Reichert et al., 1996). При дальнейшей регенерации периферического нерва активность фермента несколько снижается, однако полное его ингибирование приводит к прекращению аксональ-ного роста (М. Hornfeit, et al., 1999).

600 -

о tí 500 -

•

te 400 -

<о

и 300 -

Й 200 -

s 100 -

о -

• контроль - повреждение ■повреждение+ксимедон

т-1

сутки

Рисунок 10 - Изменение активности ФЛ А2 в травмированном нерве при действии ксимедона.

Вероятно, ФЛ А2 и продукты ее активности играют важную роль при протекании как дегенерационных так и регенерационных процессов в периферических нервах. При повреждении нерва происходит активация фосфолипазы А2, накапливаются лизофосфолипиды и свободные жирные кислоты, изменяется активность мембраносвязанных ферментов, что в свою очередь приводит к изменению структуры и возбудимости нерва (Г.С. Когтева и др., 1998; О.С. Бело-конева и др., 1993; J.F. Mead, 1984; J. Prades et al., 2003). По-видимому, эти нарушения липидного метаболизма реализуются на уровне ферментных систем, ответственных за гидролиз и ресинтез фосфолипидов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

С помощью методов регистрация ПД, экстракции, микротонкослойной хро-

матографии, газо-жидкостной хроматографии, спектрофотометрии и определения фосфолипазной активности изучено действие механической травмы и стимуляторов регенерации на липидный состав соматического нерва крысы.

Полученные нами результаты позволяют предположить существование определенной взаимосвязи между функциональным состоянием нерва и его ли-пидным составом. Травма нерва, вызванная его перетяжкой, приводит к полной потере способности проводить потенциал действия. Восстановление проводимости происходит через 20 суток после повреждения. При этом были обнаружены значительные изменения в составе липидов. Характер изменений липид-ного состава зависел от силы воздействия, а так же длительности постгравма-тической выдержки.

Травма нерва приводит к возрастанию количества ЛФХ и ЛФЭА с максимумом на пятые сутки. С увеличением посттравматической выдержки, их содержание снижается до близких к контрольным величин, что коррелирует с восстановлением нервной проводимости. Установлено, что увеличение длительности перетяжки нерва стимулирует накопление как ЛФХ так и ЛФЭА. Увеличение доли ЛФХ и ЛФЭА после повреждения, по-видимому, связано с активацией дегенерационных процессов в травмированном нерве (E.Birgbauer et al., 2004), кроме того, отдельные лизолипиды способны разрыхлять миелин, что является необходимым условием для начала регенерации (F. Reichert et al., 1996).

Методами газожидкостной хроматографии выявлены изменения в составе жирных кислот. Показано, что происходит постепенное увеличение количества » СЖК с максимумом накопления на десятые сутки, после чего их содержание

резко снижается, при этом доля ненасыщенных жирных кислот сначала увеличивается, а к пятнадцатым суткам практически не отличается от уровня контроля. На начальных этапах после повреждения нерва (до 5 суток), происходит понижение коэффициента насыщенности в составе жирных кислот диацилгли-церола, фосфатадилхолина и фосфатадилэтаноламина; кроме того, происходит увеличение доли длинноцепочечных кислот, с последующим восстановлением до контрольного уровня.

Установлено, что механическая травма нерва приводит к увеличению активности ФЛ А2, с максимумом на пятые сутки после травмы. При увеличении посттравматической выдержки ее активность снижается до контрольных значений.

Содержание и состав СЖК коррелируют с изменениями количества ЛФЛ в нерве, и объясняется увеличением активности фосфолипазы А2, поскольку именно она катализирует гидролиз фосфолипидов в основном в sn-2 положении, характерном для ненасыщенных ЖК (М. Murakami et al., 2002).

Установлено, что введение прооперированным животным стимуляторов регенерации ксимедона и ламинина ускоряет восстановление липидного состава до контрольного уровня. Воздействие ксимедона привело к сокращению сроков восстановления функциональной активности нерва после повреждения на 5 суток, при этом в нерве существенно ниже содержание лизофосфатидилхолина, ненасыщенных СЖК, во всех исследуемых фракциях понижается доля длинно-цепочечных кислот. Кроме того, в группе с введением ксимедона активность фосфолипазы А2 ниже. Возможно, что ксимедон усиливает восстановительные процессы, в результате чего происходит уменьшение длительности дегенераци-онных процессов в травмированном нерве.

Показано, что использование ламинина, внеклеточного гликопротеина с высокой биологической активностью, снижает содержание лизофосфолипидов, причем более активно чем ксимедон.

На основании собственных экспериментальных и литературных данных предложена схема возможного участия липидов в протекании дегенерационных и регенерационных процессов в соматических нервах (рис. 11).

ВЫВОДЫ

1. Механическая травма нерва, вызванная перетяжкой, приводит к нарушению проведения ритмического возбуждения и сопровождается изменениями его липидного состава.

2. После травмы нерва происходит увеличение содержания ЛФХ и ЛФЭА в 4,5 и 1,8 раза соответственно. Параллельно наблюдается возрастание количества свободных жирных кислот на 260 % и снижение коэффициент насыщенности СЖК, жирных кислот ДАГ, ФХ, ФЭА.

3. Установлено, что накопление продуктов гидролиза - ЛФХ и ЛФЭА зависит от длительности повреждающего фактора.

механическая травма

нарув провод пение нмостн

регуляция С«2- зависимых ферментов

кснмеяон

регуляция ПОД антаоксид ентной системы

ла мннин

активация ад еннлатцнклазы

образование центров роста и дифференцировкн тканей

поступление Са' в яксоплазму

активация фосфолипаз А.СД)

Д+

-- — —

СЖК ЛФЛ

ПКС ДАГ

ИФ,

восстановление

регенерация проводимости

нерва

Рис. 11. Схема возможного участия липидов в протекании дегенерационных и регенера-ционных процессов в соматических нервах при травме

4. Повреждение нерва приводит к повышению фосфолипазной активности на ранних этапах посттравматической дегенерации.

5. Восстановление нервной проводимости происходит на двадцатые сутки после травмы, это коррелирует с понижением фосфолипазной активности, уменьшением количества лизофосфолипидов и свободных жирных кислот до контрольных значений.

6. Под влиянием ксимедона на десятые сутки после перетяжки нерва наблюдается снижение фосфолипазной активности на 55%, а содержание ЛФХ через 5,10 и 15 суток понижается на 27,26 и 20 % соответственно.

7. Ксимедон стимулирует регенерацию нервных волокон. Под влиянием ксимедона после травмирования нерва способность проводить ритмическое возбуждение восстанавливается на пять суток раньше.

8. Под влиянием фактора регенерации - ламинина в седалищном нерве через 10 суток после его перетяжки понижается содержание ЛФХ на 62% и ЛФЭА на 92%.

9. На основании собственных результатов исследований и данных литературы можно утверждать, что в дегенерационных процессах участвует липидная фаза соматических нервов, и наиболее активными являются лабильные компоненты индивидуальных липидных фракций. Регуляция дегенерационных и ре-генерационных процессов может осуществляться с помощью фармакологических препаратов - таких как ксимедон и ламинин.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Юданов М.А. Изменение фосфолипидного состава седалищного нерва крысы при перерезке / М.А.Юданов, Ю.В. Доронина, C.B. Мещеряков // Материалы VIII научной конференции молодых ученых Мордовского государственного университета им. Н.П. Огарева. -Ч. 2. - Саранск, 12-17 мая 2003. - С. 118119.

2. Юданов М.А. Повышение доли лизоформ фосфолипидов в нервных волокнах крысы при дегенерации / М.А. Юданов, C.B. Мещеряков, Ю.В. Доронина // XXXII Огаревские чтения: Материалы науч. конф. - 4.2. - Саранск, 6-11 декабря 2003. - С.20.

3. Юданов М.А. Влияние ксимедона на содержание лизофосфолипидов при повреждении седалищного нерва крысы / М.А. Юданов, C.B. Мещеряков // Материалы IX научной конференции молодых ученых Мордовского государст-

венного университета им. Н.П. Огарева. - 4.2. - Саранск, 19-24 апреля 2004. - С. 25-26.

4. Ревин В.В. Изменение содержания ДАГ при возбуждении и К+-деполяризации соматических нервов кролика / В.В. Ревин, Э.С. Ревина, М.А. Юданов и др. // III Съезд биофизиков России: тез. докл. - T.I. - Воронеж, 24-29 июня 2004. - С.281-282.

5. Юданов М.А. Изменение состава липидов соматических нервов при их повреждении / М.А. Юданов, C.B. Мещеряков, Ю.В. Доронина, В.В. Ревин // III Съезд биофизиков России: тез. докл. - T.I. - Воронеж, 24-29 июня 2004. - С.307-308.

6. Юданов М.А. Влияние ламинина на липидный состав седалищного нерва крысы при повреждении / М.А. Юданов // Актуальные проблемы экологической физиологии, биохимии и генетики животных: Материалы международной научной конференции. - Саранск, 2005. - С.283-284.

7. Юданов М.А. Действие ксимедона на жирнокислотный состав липидов седалищного нерва крысы при повреждении / М.А. Юданов, Д.А. Рогожин, В.В. Ревин // XXXIII Огаревские чтения: Материалы науч. конф. - 4.2. - Саранск, декабрь 2004. - С.25-26.

8. Юданов М.А., Ревин В.В. Изменение фосфолипазной активности при повреждении седалищного нерва крысы // Материалы X научной конференции молодых ученых Мордовского государственного университета им. Н.П. Огарева. - Ч. 2. - Саранск, май 2005 - С. 16-17.

9. Ревин В.В., Юданов М.А., Максимов Г.В. Исследование состава липидов соматических нервов крысы при действии повреждающих факторов // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. В печати.

Заказ № 816 от 14 11.2005г. Тираж 100 экз Лаборатория оперативной полиграфии ВГУ

№24828

РЫБ Русский фонд

2006-4 27543

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Юданов, Максим Александрович

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1. Липиды нервной ткани, и их роль в функционировании кле- 9 ток

1.1. Лизофосфолипиды

1.2. Роль липидов в функционировании нервов

1.3. Участие фосфолипазы А2 в метаболизме нервной ткани.

ГЛАВА 2. Регенерация нервных клеток после повреждений 29 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 3. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Объект исследования и постановка опыта

3.2. Экстракция липидов из нервной ткани

3.3. Хроматографические методы анализа

3.3.1. Микротонкослойная хроматография липидов

3.3.2. Газожидкостная хроматография жирных кислот

3.4. Определение активности фосфолипазы А2 в гомогенате из нервной ткани

3.5. Количественное определение белка

3.6. Регистрация потенциала действия

3.7. Статистическая обработка результатов

ГЛАВА 4. Влияние механической травмы на липидный состав седалищного нерва крысы.

4.1. Влияние длительности перетяжки на липидный состав нерва крысы

4.2. Изменение состава липидов травмированного нерва в зависимости от времени прошедшего после механического воздействия

0 ГЛАВА 5. Действие ксимедона на липидный состав седалищного нерва крысы после повреждения

ГЛАВА 6. Влияние ламинина на липидный состав травмированного нерва крысы

ГЛАВА 7. Изменение активности фосфолипазы А2 при повреждении седалищного нерва крысы

Введение Диссертация по биологии, на тему "Исследование состава липидов соматических нервов крысы при травмировании и действии химических агентов"

Такие продукты липидного метаболизма, как 1,2-диацилглицерол, ли-зофосфолипиды участвуют в регуляции активности фосфолипазы А2, проте-инкиназы С, работы ионных каналов, способны ингибировать трансмембранную передачу сигнала через рецепторы, сопряженных с G-белком (Y. Asaoka et al., 1991; Э.В. Дятловицкая и др., 1998; Н.В. Проказова и др., 1998; W.H. Moolenaar, 1999). Проницаемость клеточной мембраны зависит от модификации жирными кислотами липидных областей за счет их ионофорных и де-тергентных способностей, а так же специфическим взаимодействием жирных кислот с мембранными белками - АТФазами, фосфолипазами и каналообра-зующими белками. Так, арахидоновая кислота способна не только непосредственно менять активность ПКС, ионных каналов, уровень Са~ , но и служит субстратом для синтеза простагландинов, тромбоксанов, лейкотриенов и других биологически активных метаболитов (A.R. Brash, 2001), меняющих возбудимость нерва и характер синаптической передачи (N.J. Rothwell et al., 1995; A. Edstrom et al., 1996).

Однако высокие концентрации ряда продуктов липидного обмена могут вызывать деструктивные изменения в мембранах. Так увеличение фосфо-липазной активности, интенсификация процессов перекисного окисления липидов приводит к нарушению состояния мембраны и транспорта ионов (М.М. Taketo et al, 2002; Е. Birgbauer et al., 2004).

Ранее, было обнаружено изменение липидного состава при проведении ритмического возбуждения, ранней дегенерации нерва, вызванной его перерезкой (Д.А. Кадималиев, 1985; В.В. Ревин и др., 1987; В.Т. Николаев, 1995). В ряде работ показано непосредственное участие фосфолиапзы А2 как на начальных этапах демиелинизации, так и при восстановлении поврежденных нервов (A. Edstrom et al., 1996; М. Hornfelt et al., 1999). Однако молекулярные механизмы протекания регенеративных процессов и в том числе, восстановления проводимости, затрагивающие качественные и количественные изменения в составе липидов нерва, раскрыты недостаточно. В литературе практически отсутствуют работы посвященные анализу взаимосвязи липидного состава с изменениями функционального состояния периферических нервов при патологиях.

Представляются интересными также изучение методических подходов для ускорения репарационных процессов в травмированных нервах, основным из которых является применение фармакологических стимуляторов регенерации. При этом механизмы действия многих из них остаются неизвестными.

Все эти данные позволяют считать, что мембранные липиды играют важную роль в долгосрочном функционировании нерва, а изменения липидного состава проявляются при некоторых патологиях.

В связи с этим перед нами стояли следующие задачи:

1. Изучить влияние механической травмы на изменение содержания лизофосфолипидов, свободных жирных кислот, жирных кислот фосфолипидов и неполярных липидов;

2. Исследовать динамику содержания физиологически активных компонентов липидного состава в условиях нарушении возбудимости нерва при различной степени повреждения;

3. Оценить участие фосфолипазы А2 в посттравматическом изменении липидного состава нерва;

Научная новизна. Впервые исследован лизофосфолипидный и жирно-кислотный состав отдельных фракций липидов седалищного нерва крысы при их повреждении и в ходе посттравматического восстановления. Обнаружено, что в течение пяти суток в поврежденном нерве наблюдается увеличение содержания лизофосфатидилхолина и лизофосфатидилэтаноламина. С увеличением длительности посттравматической выдержки происходит восстановление их содержания до контрольных значений. Жирнокислотный состав липидных фракций при повреждении нерва также претерпевает качественные и количественные изменения: происходит накопление свободных жирных кислот, повышается доля длинноцепочечных и ненасыщенных жирных кислот. Ксимедон и ламинин ускоряют восстановление лизолипидного и жирнокислотного состава до контрольного уровня.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Юданов, Максим Александрович

ВЫВОДЫ

5. Восстановление нервной проводимости происходит на двадцатые сутки после травмы, это коррелирует с понижением фосфолипазной активности, с уменьшением количества лизофосфолипидов и свободных жирных кислот до контрольных значений.

6. Под влиянием ксимедона на десятые сутки после перетяжки нерва наблюдается снижение фосфолипазной активности на 55%, а содержание ЛФХ через 5, 10 и 15 суток понижается на 27, 26 и 20 % соответственно.

9. На основании собственных результатов исследований и данных литературы можно утверждать, что в дегенерационных процессах участвует липидная фаза соматических нервов, и наиболее активными являются лабильные компоненты индивидуальных липидных фракций. Регуляция дегенерационных и регенерационных процессов может осуществляться с щью фармакологических препаратов - таких как ксимедон и ламинин.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

С помощью методов регистрация ПД, экстракции, микротонкослойной хроматографии, газо-жидкостной хроматографии, спектрофотометрии и определения фосфолипазной активности изучено действие механической травмы и стимуляторов регенерации на липидный состав соматического нерва крысы.

Полученные нами результаты позволяют предположить существование определенной взаимосвязи между функциональным состоянием нерва и его липидным составом. Травма нерва, вызванная его перетяжкой, приводит к полной потере способности проводить потенциал действия. Восстановление проводимости происходит через 20 суток после повреждения. При этом были обнаружены значительные изменения в составе липидов. Характер изменений липидного состава зависел от силы воздействия, а так же длительности посттравматической выдержки.

Методами газожидкостной хроматографии выявлены изменения в составе жирных кислот. Показано, что происходит постепенное увеличение количества СЖК с максимумом накопления на десятые сутки, после чего их содержание резко снижается, при этом доля ненасыщенных жирных кислот сначала увеличивается, а к пятнадцатым суткам практически не отличается от уровня контроля. На начальных этапах после повреждения нерва (до 5 суток), происходит понижение коэффициента насыщенности в составе жирных кислот диацилглицерола, фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина; кроме того, происходит увеличение доли длинноцепочечных кислот, с последующим восстановлением до контрольного уровня.

Установлено, что введение прооперированным животным стимуляторов регенерации ксимедона и ламинина ускоряет восстановление липидного состава до контрольного уровня. Воздействие ксимедона привело к сокращению сроков восстановления функциональной активности нерва после повреждения на 5 суток, при этом в нерве существенно ниже содержание лизофос-фатидилхолина, ненасыщенных СЖК, во всех исследуемых фракциях понижается доля длинноцепочечных кислот. Кроме того, в группе с введением ксимедона активность фосфолипазы А? ниже. Возможно, что ксимедон усиливает восстановительные процессы, в результате чего происходит уменьшение длительности дегенерационных процессов в травмированном нерве.

Показано, что использование ламинина, внеклеточного гликопротеина с высокой биологической активностью, снижает содержание лизофосфоли-пидов, причем более активно чем ксимедон.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Юданов, Максим Александрович, Саранск

1. Айанян A.A. Выделение ФЛАг из головного мозга быка / A.A. Айанян // Нейрохимия. 1990. - Т. 9, № 1. - С. 105 -107.

2. Антонов В.Ф. Липиды и ионная проницаемость мембран / В.Ф. Антонов. -М.: Наука, 1987.- 151 с.

3. Белоконева O.C. Роль мембранных липидов в регуляции функционирования рецепторов нейромедиаторов / О.С. Белоконева, С.В. Зайцев // Биохимия. 1993. - Т. 58, вып. 11. - С. 1685-1705.

4. Биологические мембраны. Методы: пер. с англ. / Д.Б. Финдлей и др.. -М.: Мир, 1990.-424 с.

5. Биохимия липидов и их роль в обмене веществ / под ред. С.Е. Северина.-М.:Наука, 1981.-234

6. Биохимия мозга: учеб. пособие / под ред. И.П. Ашмарина. Спб.: Издательство С.-Петербургского университета, 1999. -328с.

7. Блюдзин Ю.А. Жирнокислотный состав отдельных фракций липидов опухолевой ткани при раке молочной железы / Ю.А. Блюдзин, Т.А. Липатова, Т.И. Опарина // Вопросы медицинской химии. 1994. - Т. 40, №5.-С. 50-53.

8. Болдырев A.A. Биологические мембраны и транспортионов / A.A. Болдырев. -М.: Изд-во МГУ, 1985. 151 с.

9. Болдырев A.A. Введение в биохимию мембран / A.A. Болдырев. М.: Высш. ж, 1986.- 112 с.

10. Бояринов Г.А. Изменения жирнокислотного состава фосфолипидов миокард после гипотермической ишемии / Г.А. Бояринов, H.H. Андреева // Вопросы медицинской химии. 1991. - Т. 37, вып. 9. - С. 54-56.

11. Бурлакова Е.Б. Механизмы реактивации липидозависимых ферментов при патологических состояниях / Е.Б. Бурлакова // Липиды биологических мембран. Ташкент, 1982. - С. 16-23.

12. Вафин А.Ю. Сравнительная характеристика влияния рибоксина и ноо-тропила на регенерацию периферического нерва: автореф. дис. канд. мед. наук / А.Ю. Вафин. Саранск, 2000. - 19 с.

13. Введение в биомембранологию / A.A. Болдырев и др.. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1990. - 208 с.

14. Вельтищев Ю.Е. Биологические активные метаболиты мембранных гли-церофосфолипидов в норме и при патологии / Ю.Е. Вельтищев, Э.А. Юрьева // Вопросы медицинской химии. 1987. - №2. - С. 2-9.

15. Велын У. Введение в цитологию и гистологию животных / У. Велын, Ф. Шторх. М.: Мир, 1976. - 264 с.

16. Влияние фосфатидилхолинов с простой эфирной связью на стабильность мембран и протекание воспалительных процессов / В.В. Чупин и др. // Биологические мембраны. 1992. - Т. 9, № 4. - С. 349 -357.

17. Вознесенский С.А. О характере фазового переходов в липидных бислой-ных структурах / С.А. Вознесенский, В.Ф. Антонов // Биомембраны: Межвуз. сб. науч. тр. Саранск: Изд. Мордов. ун-та, 1984. - С. 81-85.

18. Вышенская Т.В. Роль фазовых превращений липидов в функционировании биологических мембран / Т.В. Вышенская, В.Ф. Антонов // Биомембраны: Межвуз. сб. науч. тр. Саранск: Изд. Мордов. ун-та, 1984. - С. 9— 18.

19. Грибанов Г.А. Изменения фосфолипидов серого и белого веществ головного мозга крыс в динамике посмертного аутолиза / Г.А. Грибанов, Д.В. Ильяшенко // Вопросы медицинской химии. 19946. - Т. 40, №5. -С. 20-23.

20. Грибанов Г.А. О метаболических взаимоотношениях липидов / Г.А. Грибанов // Успехи современной биологии. 1979. - Т. 87, вып. 1. - С. 16-31.

21. Грибанов Г.А. Особенности структуры и биологическая роль лизофос-фолипидов / Г.А. Грибанов // Вопросы медицинской химии. 1991. - Т. 37, №4. -С. 2-10.

22. Гулиева С.А. Состав жирных кислот плазмы крови при воздействии на организм кроликов лечебной нафталановой нефти / С.А. Гулиева, С.И. Самедов // Вопросы медицинской химии. 1991. - Т. 37, №3. - С. 43-45.

23. Дятловицкая Э.В. Липиды как биоэффекторы. Введение / Э.В. Дятло-вицкая, В.В. Безуглов // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. - С. 3-5.

24. Жирнокислотный состав липидов плазмы крови и эритроцитов у больных раком легкого / Б.С.Хышиктуев и др. // Вопросы медицинской химии. 1994. - Т. 40, №5. - С. 49-50.

25. Жирнокислотный сотав липидов в липопротеинах сыворотки крови при хронических заболеваниях печени / Т.С.Брюзгина и др. // Клиническая и лабораторная диагностика. 1999. - №1. - С. 5-6.

26. Заболевания периферической нервной системы: Пер. с англ. / под ред. А. К. Эсбери-М.: Медицина, 1987.-352 с.

27. Зубер В.Л. Влияние серотонина, строфантина калия и оубаина на интенсивность обмена фосфолипидов мозга / В.Л. Зубер // Биохимические основы метаболизма: сб. статей. Л.: Изд-во Ленингр. ун-та, 1980. - С. 100-103.

28. Измайлов С.Г. Ксимедон: настоящее и будущее / С.Г. Измайлов, В.В. Паршиков // Нижегородский медицинский журнал. 2002. - №3. - С. 81-87.

29. Изменения липидного компонента серого вещества головного мозга крыс при воздействии ионов Са2+ в динамике посмертного аутолиза / Г.А. Грибанов и др. // Биомедицинская химия. 2003. - Т. 49, №3. - С. 267-272.

30. Кадималиев Д.А. Изменение липидного состава в соматических нервах при возбуждении: автореф. дис. канд. биол. наук / Д.А. Кадималиев. М, 1985.-24 с.

31. Кирхнер Ю. Тонкослойная хроматография: в 2 т. Т.2. /Ю. Кирхнер. — М.: Мир, 1981.-523 с.

32. Кисель М.А. Влияние лизофосфатидилхолина на радиационно-инициированное перекисное окисление липидов в липосомах / М.А. Кисель, О.И. Шадыро, И.Л. Юркова // Радиационная биология. Радиоэкология. 2001. - Т. 41, №1. - С. 20-23.

33. Кисель М.А. Эндогенные фосфолипазы А2: структура и функция / М.А. Кисель, Н.М. Литвинко. Минск: Наука и техника, 1991. - 272 с.

34. Когтева Г.С. Ненасыщенные жирные кислоты как эндогенные биорегуляторы / Г.С. Когтева, В.В. Безуглов // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. -С. 6-15.

35. Кожомкулов Э.Т. Влияние ионов кальция на проводимость бислойных липидных мембран из фосфатидной кислоты / Э.Т. Кожомкулов, Е.В. Шевченко, A.A. Мольнар // Биомембраны: Межвуз. сб. науч. тр. — Саранск: Изд. Мордов. ун-та, 1984. С.85-90.

36. Колье O.P. Биофизика ритмического возбуждения / О.Р.Кольс, Г.В. Максимов, Ч.Н. Раденович. М.: Издательство МГУ, 1993. - 208 с.

37. Костюк П.Г. Кальций и клеточная возбудимость / П.Г. Костюк. М.: Наука, 1981. -340с

38. Костюк П.Г. Механизмы электрической возбудимости нервной клетки / П.Г. Костюк, O.A. Крышталь. М.: Наука, 1982. - 204 с.

39. Крепе Е.М. Липиды клеточных мембран. Эволюция липидов мозга. Адаптационная функция липидов / Е.М. Крепе. Л.: Наука, 1981. - 339с.

40. Крепе Е.М. Фосфолипиды клеточных мембран нервной системы в развитии животного мира / Е.М. Крепе. — Л.: Наука, 1967. 284 с.

41. Крутецкая З.И. Арахидоновая кислота и ее продукты, пути образования и метаболизма в клетках / З.И. Крутецкая, O.E. Лебедев // Цитология. -1993. Т. 35, №11/12. - С. 3-9.

42. Кучеренко Н.Е. Биохимия / Н.Е. Кучеренко, Ю.Д. Бабенюк. Киев: Изд-во при Киевском госуд. ун-те «Выща школа», 1988. - 432 с.

43. Кучеренко Н.Е. Липиды / Н.Е. Кучеренко, А.Н. Васильев Киев: Вища школа, головное изд-во, 1985. - 247 с.

44. Левицкий Д.О. Биохимия мембран. В 8 т. Т. 7. Кальций и биологические мембраны / Д.О. Левицкий. М.: Высш. шк., 1990. - 124 с.

45. Лейтес Ф.Л. Гистохимия липолитических ферментов в норме и при патологии липоидного обмена / Ф.Л. Лейтес. М.: Медицина, 1967. - 248с.

46. Ленинджер А. Основы биохимии: в 3 т. Т. 1 / А. Ленинджер. М.: Мир, 1985.-501 с.

47. Липидные показатели кожи, мозжечка и продолговатого мозга при вод-но-имерсионном стрессе у крыс / Г.А. Грибанов и др. // Вопросы медицинской химии. 1999. - №2. - С. 8-12.

48. Марри Р. Биохимия человека: В 2 т. Т. 1. / Р. Марри и др.. М.: Мир, 1993.-435с.

49. Мусил Я. Современная биохимия в схемах / Я. Мусил, О. Новакова, К. Кунц. М.: Мир, 1988. - 216 с.

50. Николаев В.Т. Изменение жирнокислотного состава липидов в соматических нервах при возбуждении: автореф. дис. канд. биол. наук / В.Т. Николаев. Воронеж, 1995. - 23 с.

51. Новицкая Г.В. Методическое руководство по тонкослойной хроматографии фосфолипидов / Г.В. Новицкая. М.: Наука, 1972. - 64 с.

52. Питере А. Ультраструктура нервной системы / А. Питере. М.: Мир, 1972.- 175 с.

53. Проказова Н.В. Влияние лизофосфатидилхолина на передачу трансмембранного сигнала внутрь клетки / Н.В. Проказова, Н.Д. Звездина, A.A. Коротаева//Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. - С. 38 -46.

54. Рахимов М.М. О роли фосфолипаз в регуляции фосфолипидного состава мембран / М.М. Рахимов, Б.А. Ташмухомедов // Липиды биологических мембран. Ташкент, 1982.-С. 11-15.

55. Ревин В.В. Жирнокислотный состав индивидуальных фосфолипидов нерва краба при покое и проведении возбуждения /В.В. Ревин, В.П. Мокринский, O.P. Колье // Биохимия. 1987. - Т. 52, вып. 8. - С. 12701273.

56. Ревин В.В. Роль липидов в процессе проведения возбуждения по соматическим нервам: автореф. дис. докт. биол. наук / В.В. Ревин. Минск, 1990.-45 с.

57. Ревин В.В. Состав липидной фазы нервных проводников при покое и при проведении возбуждения / В.В.Ревин, Д.А. Кадималиев, В.Н. Колье // Биомембраны: Межвуз. сб. науч. тр. Саранск: Изд. Мордов. ун-та, 1984.-С. 87.

58. Ревин В.В. Физиология и биофизика мембранных процессов /В.В. Ревин, Г.В. Максимов, O.P. Колье. Саранск: Изд-во Мордовского ун-та, 1995.-96 с.

59. Рубин А.Б. Биофизика: в 2 т. Т. 2. Биофизика клеточных процессов / А.Б. Рубин. М.: Высш. шк., 1987. - 303 с.

60. Селищева A.A. Метаболизм фосфолипидов и биологические мембраны / A.A. Селищева. Иркутск: Изд-во Иркутского ун-та, 1988. - 88 с.

61. Слабнов Ю.Д. Влияние пиримидиновых производных на систему регуляции активного транспорта кальция в иммунокомпетентных клетках / Ю.Д. Слабнов, Г.В. Черепнев, А.П. Цибулькин // Экспериментальная и клиническая фармакология. 1997. - №6. - С. 44-46.

62. Справочник биохимика / Р. Досон и др.; первевод с англ. B.JI. Друцы. -М.: Мир, 1991.-544 с.

63. Степанов А.Е. Физиологически активные липиды / А.Е. Степанов, Ю.М. Краснопольская, В.И. Швец. М.: Наука, 1991. - 135 с.

64. Стимуляция регенерации периферического нерва лекарственными средствами / Ю. А. Челышев и и др. // Экспериментальная и клиническая фармакология. 2000. - Т. 63, №4. - С. 17-19.

65. Таранова Н.П. Липиды центральной нервной системы при повреждающих действиях / Н.П. Таранова. М.: Мир, 1981. - 88 с.

66. Тасаки И. Нервное возбуждение / И. Тасаки. М.: Мир, 1971. - 222 с.

67. Ташмухамедов Б.А. Биохимия мембран. В 8 т. Т. 8. Нейротоксины в исследовании биологических мембран / Б.А. Ташмухамедов, П.Б. Усманов. -М.: Высш. шк., 1991.- 112 с.

68. Тимушева Ю.Т. Роль структуры мембран в активации митохондриаль-ных фосфолипаз. 1. Активация митохондриальных фосфолипаз продуктами ПОЛ / Ю.Т. Тимушева, O.A. Маренинова, О.Н. Вагина // Биологические мембраны. 1998. - Т. 15, № 1. - С.36 - 42.

69. Титов В.Н. Транспорт в кровотоке жирных кислот как основная функция липопротеинов / В.Н. Титов // Вопросы медицинской химии. 1995. -Вып.1. - С. 195-205.

70. Ткачук В.А. Фосфоинозитидный обмен и осцилляция ионов1. Са / В.А.

71. Ткачук // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. - С. 47-56.

72. Фосфолипидный состав различных участков пораженного органа при раке легкого / Б.С. Хышиктуев и др. // Вопросы медицинской химии. -1999,-№4.-С. 20-23.

73. Ходоров Б.И. Общая физиология возбудимых мембран / Б.И. Ходоров. -М.: Мир, 1975.-407 с.

74. Челышев Ю. А. Молекулярные и клеточные аспекты фармакологической стимуляции регенерации нерва / Ю.А. Челышев, Г.В. Черепнев // Экспериментальная и клиническая фармакология. 2001. - Т. 64, №3. - С. 6771.

75. Черкасова А.Г. Обмен жиров и липидов / А.Г. Черкасова. Минск: Изд-во мин-ва высш., сред. проф. образов. БССР, 1961. -400 с.

76. Чупин В.В. Исследование методом 31Р-ЯМР структурообразования фосфатидилхолина алкильного типа и производных лизофосфатидилхо-лина /В.В. Чупин, В.Н. Клыков, Г.А. Серебренникова // Биологические мембраны.- 1993.-Т. 10, №2. С. 204-211.

77. Шеперд Г. Нейробиология / Г. Шеперд. М.: Мир, 1987. - 456 с.

78. A study of the expression of laminin in the spinal cord of the frog during development and regeneration / P.R. Gordon-Weeks et al. // Experimental Physiology. 1992. - Vol. 77,1.5. - P. 681-692.

79. Acute demyelination disrupts the molecular organization of peripheral nervous system nodes / E.J. Arroyo et al. // J. Сотр. Neurol. 2004. - Vol. 479, №4. - P. 424-434.

80. Adhesion and proliferation of human Schwann cells on adhesive coatings / C.L.A.-M. Vleggeert-Lankamp et al. // Biomaterials. 2004. - Vol. 25. - P. 2741-2751.

81. Alberghina M. Changes of phospholipid-metabolizing and lysosomal enzymes in hypoglossal nucleus and ventral horn motoneurons during regeneration of craniospinal nerves / M. Alberghina, A.M. Giuffrida // J. Neurochem. 1988. -Vol. 51.-P. 15-20.

82. Apoptosis and impaired axonal regeneration of sensory neurons after nerve crush in diabetic rats / S. Kogawa et al. // Neuroreport. 2000. - Vol. 11, №4.-P. 663-667.

83. Arachidonic acid-dependent inhibition of adipocyte differentiation requires PKA activity and is associated with sustained expression of cyclooxygenases / R.K. Petersen et al. // J. Lipid Res. 2003. - Vol. 44. - P. 2320-2330.

84. Aralci W. Control of membrane phosphatidylcholine biosynthesis by diacyl-glycerol levels in neuronal cells undergoing neurite outgrowth / W. Aralci, R.J. Wurtman // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. - Vol. 94. - P. 1194611950.

85. ATF3 upregulation in glia during Wallerian degeneration: differential expression in peripheral nerves and CNS white matter / D. Hunt et al. // BMC Neu-rosci.-2004.-Vol. 5, №1. P.9.

86. Basis for phospholipid incorporation into peripheral nerve myelin / F. Boiron et al. // J. Neurochem. 1993. - Vol 60. - P. 320-329.

87. Bazan N.G. Synaptic lipid signaling: significance of polyunsaturated fatty acids and platelet-activating factor / N.G. Bazan // J. Lipid Res. 2003. - Vol. 44,- P. 2221-2233.

88. Beta phorbol ester- and diacylglycerol-induced augmentation of transmitter release is mediated by Muncl3s and not by PKCs / J.S. Rhee et al. // Cell. -2002.-Vol. 108, №1. P.121-133.

89. Bioactive phospholipid oxidation products / G.K. Marathe et al. // Free Radic. Biol. Med.-2000.-Vol. 28,1.12.-P. 1762-1770.

90. Biosynthesis of Membrane Lipids in Rat Axons / J.E. Vance et al. // J. Cell Biol.-1991.-Vol. 115, №4.-P. 1061-1068.

91. Birgbauer E. Lysolecithin induces demyelination in vitro in a cerebellar slice culture system / E. Birgbauer, T.S. Rao, M. Webb // J. Neurosci. Res. 2004. -Vol. 78,1.2.- P. 157-166.

92. Bisby M.A. Retrograde axonal transport of phospholipid in rat sciatic nerve / M.A. Bisby // J. Neurochem. 1985. - Vol 45. - P. 1941-1947.

93. Bligh E. Rapid method of total lipid extraction and purification / E. Bligh, W. Dyer // Can. J. Biochem. Phision. 1959. - Vol. 37. - P. 911-917.

94. Bonventre J.V. Phospholipase A2 and signal transduction / J.V. Bonventre // J. Am. Soc. Nephrol. 1992. - Vol. 3. - P. 128-150.

95. Brain-derived neurotrophic factor inhibits apoptosis and dopamine-induced free radical production in striatal neurons but does not prevent cell death / A.A. Petersen et al. // Brain Res. Bull. 2001. - Vol. 56, 1.3-4. - P. 331— 335.

96. Brash A.R. Arachidonic acid as a bioactive molecule / A.R. Brash // J. Clin. Invest.-2001.-Vol. 107, №11.-P. 1339-1345.

97. Brown E. Inositol phospholipid hydrolysis in rat cerebral cortical slices: I. Receptor characterization / E. Brown, D.A. Kendall, S.R. Nahorski // J. Neuro-chem.- 1984. -Vol. 42,1.5,- P. 1379-1387.

98. Carbonetto S. Nerve fiber growth in culture on tissue substrata from central and peripheral nervous systems / S. Carbonetto, D. Evans, P. Cochard // J. Neurosci. 1987. - Vol. 7,1.2. - P. 610-620.

99. Cellular and molecular correlates of the regeneration of adult mammalian CNS axons into peripheral nerve grafts / P.N. Anderson et al. // Prog. Brain Res. 1998.-Vol.117.-P. 211-232.

100. Changes in rapid transport of phospholipids in the rat sciatic nerve during ax-onal regeneration / M. Alberghina et al. // J. Neurochem. 1983. - Vol. 40. -P. 32-38.

101. Chen Z.-L. Laminin yl is critical for Schwann cell differentiation, axon mye-lination, and regeneration in the peripheral / Z.-L. Chen, S. Strickland // J. Cell Biol.-2003.-Vol. 163, №4.-P. 889-899.

102. Colles S.M. Lysophosphatidylcholine-induced cellular injury in cultured fibroblasts involves oxidative events / S.M. Colles, G.M. Chisolm // J. Lipid Res.- 2000.-Vol. 41.-P. 1188-1198.

103. Corda D. Biological activities and metabolism of the lysophosphoinositides and glycerophosphoinositols / D. Corda, C. Iurisci, C.P. Berrie // BBA Mol. Cell Biol. L.-2002.-Vol. 1582,1.1-3,- P. 52-69.

104. Development of alginate wound dressings linked with hybrid peptides derived from laminin and elastin / T. Hashimoto et al. // Biomaterials. 2004. - Vol. 25,1.7-8.-P. 1407-1414.

105. Dorsal root ganglion neurons up-regulate the expression of laminin-associated integrins after peripheral but not central axotomy / W. Wallquist et al. // J. Comp. Neurol. 2004. - Vol. 480,1.2. - P. 162-169.

106. Edstrom A. Phospholipase A2 activity is required for regeneration of sensory axons in cultured adult sciatic nerves / A. Edstrom, M. Briggman, P. A. Ekstrom // J. Neurosci. Res. 1996. - Vol. 43, №2. - P. 183-189.

107. Effect of nerve growth factor and Schwann cells on axon regeneration of distracted inferior alveolar nerve following mandibular lengthening / Z.L. Tang et al. // Chin. J. Traumatol. 2004. - Vol. 7, №2. - P. 81-86.

108. Effects of unsaturated fatty acids and triacylglycerols on phosphatidyletha-nolamine membrane structure / J. Prades et al. // J. Lipid Res. 2003. - Vol. 44.-P. 1720-1727.

109. Endothelins regulate arachidonic acid release and mitogen-activated protein kinase activity in Schwann cells / L.N. Berti-Mattera et al. // J. Neurochem. -2000.-Vol.75, №6.-P. 2316-2326.

110. Eto Y. Lipid Composition of rat brain myelin in triethyl tin-induced edema / Y. Eto, K. Suzuki, K. Suzuki // J. Lipid Res. 1971. - Vol. 12. - P. 570-579.

111. Expression of the lysophospholipid receptor family and investigation of lyso-phospholipid-mediated responses in human macrophages / C.Q. Duong et al. // Biochim. Biophys. Acta. 2004. - Vol. 1682. - P. 112- 119.

112. Fatty Acids from Degenerating Myelin Lipids Are Conserved and Reutilized for Myelin Synthesis During Regeneration in Peripheral Nerve / J.F. Goodrum et al. // J. Neurochem . 1995. - Vol. 65, №4. - P. 1752-1759.

113. Fibroblast growth factor receptor 3 signaling regulates injury-related effects in the peripheral nervous system / J. Jungnickel et al. // Mol. Cell Neurosci. -2004. Vol. 25,1.1. - P. 21-29.

114. Free fatty acid composition of human and rat peripheral nerve / J.K. Yao et al. //J. Neurochem. 1981. - Vol. 36. - P. 1211-1218.

115. Fukami K. Structure, Regulation, and Function of Phospholipase C Isozymes / K. Fukami // J. Biochem. 2002. - Vol. 131.- P.293-299.

116. Giménez y Ribotta M. Strategies for regeneration and repair in spinal cord traumatic injury / M. Giménez y Ribotta et al. // Prog. Brain Res. 2002. -Vol. 137.-P. 191-212.

117. Glial-mediated neuroprotection: Evidence for the protective role of the NO-cGMP pathway via neuron-glial communication in the peripheral nervous system / T. Thippeswamy et al. // Glia. 2005. - Vol. 49,1.2. - P. 197-210.

118. Gould R.M. Phospholipid metabolism in mouse sciatic nerve in vivo / R.M. Gould, F. Cornell, W. Spivack // J. Neurochem. 1987. - Vol. 48. - P. 853859.

119. Homan R. Phospholipase A2 relieves phosphatidylcholine inhibition of micel-lar cholesterol absorption and transport by human intestinal cell line Caco-21 / R. Homan, K.L. Hamelehle // J. Lipid Res. 1998. - Vol. 39. - P. 1197-1209.

120. Horafelt M. Involvement of axonal phospholipase A2 activity in the outgrowth of adult mouse sensory axons in vitro / M. Hornfelt, P.A. Ekstrom, A. Ed-strom // Neuroscience. 1999b. - Vol. 91, №4. - P. 1539-1547.

121. Hornfelt M. Upregulation of cytosolic phospholipase A2 correlates with apop-tosis in mouse superior cervical and dorsal root ganglia neurons / M. Hornfelt, A. Edstroem, P.A.R. Ekstroem //Neurosc. Lett. 1999a. - Vol. 265. - P. 8790.

122. Ide C. Peripheral nerve regeneration / C. Ide // Neuroscience Research. -1996, Vol.25.-P.101-121.

123. Josefsson J.O. Possible regulation of cation-induced pinocytosis in Amoeba proteus by phospholipase A / J.O. Josefsson, G. Arvidson, P. Cobbold // Eur. J. Cell Biol. 1988.-Vol. 46, №1,- P. 200-206.

124. Jun Y. Diacylglycerol and its formation by phospholipase C regulate Rab- and SNARE-dependent yeast vacuole fusion / Y. Jun, R.A. Fratti, W. Wickner // J. Biol. Chem.-2004. Vol. 279,1.51.-P.53186-53195.

125. Kanoh H. Diacylglycerol kinases: emerging downstream regulators in cell signaling systems / H. Kanoh, K. Yamada, F. Sakane // J. Biochem. 2002. -Vol. 131,1.5.-P. 629-633.

126. Koh J.Y. Antioxidative and proapoptotic effects of riluzole on cultured cortical neurons / J.Y. Koh et al. // J. Neurochem. 1999. - Vol. 72, 1.2. - P. 716-723.

127. Labrador R.O. Influence of collagen and laminin gels concentration on nerve regeneration after resection and tube repair / R.O. Labrador, M. Buti, X. Navarro // Exp. Neurol. 1998. - Vol.149,1.1. - P. 243-252.

128. Laminin and optic nerve regeneration in the goldfish / J.M. Hopkins et al. // J. Neurosc. 1985. - Vol. 5. - P. 3030-3038.

129. Laminin promotes neuritic regeneration from cultured peripheral and central neurons / M. Manthorpe et al. // J. Cell Biol. 1983. - Vol. 97, 1.6. - P. 1882-1890.

130. Lennartz M.R. Phospholipases and phagocytosis: the role of phospholipid-derived second messengers in phagocytosis / M.R. Lennartz // Int. J. Biochem. Cell Biol.- 1999.-Vol. 31,1.3-4.- P. 415-430.

131. Liesi P. Laminin-immunoreactive glia distinguish regenerative adult CNS systems from non-regenerative ones / P. Liesi // EMBO J. 1985. - Vol. 4. - P. 2505-2511.

132. Lipid droplets in Schwann cells during tellurium neuropathy are derived from newly synthesized lipid / J.F. Goodrum et al. // J. Neurochem. 1990. - Vol 55.- P. 1928-1932.

133. Lipton P. Ischemic Cell Death in Brain Neurons / P. Lipton // Physiol. Reviews. 1999. - Vol. 79, № 4. - P. 1431-1568.

134. Liscovitch M. Lipid second messengers / M. Liscovitch, L. Canffey // Cell. -1994.-Vol. 77.- P. 329-334.

135. Love S. An experimental study of peripheral nerve regeneration after x- irradiation / S. Love // Brain. 1983. - Vol. 106,1.1. - P. 39-54.

136. Love S. Degeneration and refeneration in the nervous system / S. Love // Brain.-2003.-Vol. 126, №.4.-P. 1009-1011.

137. Lysophosphatidylcholine as a possible second messenger synergistic to dia-cylglycerol and calcium ion for T-lymphocyte activation / Y. Asaoka et al. //

138. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1991. - Vol. 178, №3. - P. 1378-1385.

139. Lysophosphatidylcholine Plays an Essential Role in the Mitogenic Effect of

140. Oxidized Low Density Lipoprotein on Murine Macrophages / M. Sakai et al. // J. Biol. Chem. 1994. - Vol. 269, № 50. - P. 31430-31435.

141. Lysophosphatidylcholine stimulates phospholipase D activity in mouse peritoneal macrophages / A. Gómez-Muñoz et al. // J. Lipid Res. 1999. - Vol.40.-P. 988-993.

142. Malinda K.M. The Laminins / K.M. Malinda, H.K. Kleinman // J. Biochem. Cell Biol. 1996. - Vol. 28, №9. - P. 957-959.

143. Marinetti G.V. New Biochemical Separations / G.V. Marinetti. Princeton, Van Norstrand, 1964. - 339 p.

144. Mead J.F. The non-eicosanoid functions of the essential fatty acids / J.F. Mead // J. Lipid Res. 1984. - Vol. 25. - P. 1517-1521.

145. Mechanism of Diacylglycerol-induced Membrane Targeting and Activation of Protein Kinase C / R.V. Stahelin et al. // J. Biol. Chem. 2004. - Vol. 279, 1.28.-P. 29501-29512.

146. Methods for the study of lipid metabolism in neurons / H. Hayashi et al. //

147. Anal. Biochem. 2004. - Vol. 331,1.1. - P. 1-16.

148. Mishima K. Effects of lysophospholipids on membrane order of phosphatidylcholine / K. Mishima, M. Nakajima, T. Ogihara // Colloid Surface B. -2004. -№33. -P. 185-189.

149. Mitchell J. Degeneration of non-myelinated axons in the rat sciatic nerve following lysolecithin injection / J. Mitchell, C.A. Caren // Acta Neuropathol (Berl).- 1982. -Vol. 56,1.3. -P. 187-93.

150. Moolenaar W.H. Bioactive Lysophospholipids and Their G Protein-Coupled Receptors / W.H. Moolenaar // Exp. Cell Res. 1999. - Vol. 253. - P. 230238.

151. Moolenaar W.H. Development of Our Current Understanding of Bioactive Lysophospholipids / W.H. Moolenaar // Ann. N. Y. Acad. Sci. 2000. - Vol. 905.-P.1-10.

152. Morrison W.R. Preparation of fatty acid methyl esters and dimethylacetals from lipids with boron fluoride-methanol / W.R. Morrison, L.M. Smith // J. Lipid Res. 1964. - Vol. 53. - P. 600-608.

153. Murakami M. Phospholipase A2 / M. Murakami, I. Kudo // J. Biochem. -2002. Vol. 131. - P. 285-292.

154. Murakami M. Secretory phospholipase A2 / M. Murakami, I. Kudo // Biol. Pharm. Bull. 2004. - Vol. 27,1.8. - P. 1158-1164.

155. Nakamura S. Effects of phospholipase A2 inhibitors on the antidepressant-induced axonal regeneration of noradrenergic locus coeruleus neurons / S. Nakamura // Microsc. Res. Tech. 1994. - Vol. 29, №3. - P. 204-210.

156. Nakamura S. Involvement of phospholipase A2 in axonal regeneration of brain noradrenergic neurons / S. Nakamura // Neuroreport. 1993. - Vol.4, №4. -P. 371-374.

157. Natarajan V. Inositol phospholipid hydrolysis by rat sciatic nerve phospholipase C / V. Natarajan, H.H. Schmid // J. Neurochem. 1987. - Vol.49, 1.6. -P. 1878-1887.

158. Paul J.A. An immunohistochemical study of phospholipase A2 in peripheral nerve during Wallerian degeneration / J.A. Paul, N.A. Gregson // J. Neuroim-munol. 1992. - Vol. 39. - P. 31-48.

159. Peripheral nerve regeneration using silicone rubber chambers filled with collagen, laminin and fibronectin / Y.-S. Chena et al. // Biomaterials. 2000. -Vol. 21,1.15,- P.1541-1547.

160. Peripheral nerve regeneration using silicone rubber chambers filled with collagen, laminin and fibronectin / C. Yueh-Sheng et al. // Biomaterials. -2000.-Vol. 21,1.15.-P. 1541-1547.

161. Perry V.H. Role of macrophages in peripheral nerve degeneration and repair / V.H. Perry, M.C. Brown // Bioessays. 1992. - Vol. 14,1.6. - P. 401-406.

162. Phosphatidylcholine deficiency upregulates enzymes of triacylglycerol metabolism in CHO cells / J.M. Caviglia et al. // J. Lipid Res. 2004. - Vol. 45.-P. 1500-1509.

163. Phospholipase A2 plays an important role in myelin breakdown and phagocytosis during wallerian degeneration / S. De et al. // Mol. Cell. Neurosci. -2003.-Vol. 24,1.3.-P. 753-765.

164. Phospholipase A2-Related Snake Venom (from Crotalus durissus terrificus) Stimulates Neuroendocrine and Immune Functions: Determination of Different Sites of Action / A. Chisari et al. // Endocrinology. 1998. - Vol. 139, №2.-P. 617-625.

165. Pococlc J.M. Microglial signalling cascades in neurodegenerative disease / J.M. Pocock, A.C. Liddle // Prog. Brain Res. 2001. - Vol. 132. - P. 555-565.

166. Proliferative and morphological effects of endothelins in Schwann cells: roles of p3 8 mitogen-activated protein kinase and Ca2+-independent phospholipase A2 / L.N. Berti-Mattera et al. // J. Neurochem. 2001. - Vol. 79, № 6. - P. 1136-1148.

167. Redox regulation of apoptosis: impact of thiol oxidation status on mitochondrial function / P. Marchetti et al. // Eur. J. Immunol. 1997. - Vol. 27, 1.1. -P. 289-296.

168. Regulation of protein kinase C by lisophospholipids. Potential role in signal transduction / K. Oishi at al. // J. Biol. Chem. 1988. - Vol. 263,1.14. - P. 6865-6871.

169. Reichert F. Deficient activation of microglia during optic nerve degeneration / F. Reichert, S. Rotshenker // J. Neuroimmunol. 1996. - Vol. 70, №2. - P. 153-161.

170. Ross B.M. Characterization of lysophospholipid metabolizing enzymes in human brain / B.M. Ross, S.J. ICish // J. Neurochem. 1994. - Vol. 63. - P. 1839-1848.

171. Schwab M.E. Degeneration and regeneration of axons in the lesioned spinal cord / M.E. Schwab, D. Bartholdi // Physiol. Rev. 1996. - Vol. 76. - P. 319370.

172. Schwann cell apoptosis in Wallerian-degenerated sciatic nerve of the rat / Z. Chen et al. // Chin. J. Traumatol. 2004. - Vol. 7, №4. - P. 220-228.

173. Sciatic nerve regeneration in mice and rats: recovery of sensory innervation is followed by a slowly retreating neuropathic pain-like syndrome / C.F. Vogelaar et al. // Brain Res. 2004. - Vol. 1027,1.1-2. - P. 67-73.

174. Secretory phospholipase A2 induces apoptosis via a mechanism involving ce-ramide generation / S. Zhao et al. // Biochim. Biophys. Acta. 2002. - Vol. 1581.-P. 75-88.

175. Secretory phospholipase A2-mediated neuronal cell death involves glutamate ionotropic receptors / M. Kollco et al. // Neuro. Report. 2002. - Vol.13, №15. -P. 1963-1966.

176. Smith K.J. Nerve conduction during peripheral demyelination and remyelina-tion / K.J. Smith, S.M. Hall // J. Neurol. Sci. 1980. - Vol. 48,1.2. - P. 201219.

177. Spector, A.A. Membrane lipid composition and cellular function / A.A. Spector, M.A. Yorek//J. Lipid Res. 1985. - Vol. 26. - P. 1015-1035.

178. Stensman H. Autophosphorylation suppresses whereas kinase inhibition augments the translocation of protein kinase C in response to diacylglycerol / H. Stensman, A. Raghunath, C. Larsson // J. Biol. Chem. 2004. - Vol. 279, 1.39.-P. 40576-40583.

179. Taketo M.M. Phospolipase A2 and apoptosis / M.M. Taketo, M. Sonoshita // BBA Mol. Cell Biol. L. - 2002. - Vol. 1585,1.2-3. - P. 72-76.

180. The effect of vitamin E on the structure of membrane lipid assemblies / A. Bradford etal.//J. of Lipid Res. 2003. - Vol. 44.-P. 1940-1945.

181. The Functions of Five Distinct Mammalian Phospholipase A2s in Regulating Arachidonic Acid Release / M. Murakami et al. // J. Biol. Chem. 1998. -Vol. 273, №23.-P. 14411-14423.

182. Tonge D. Use of explant cultures of peripheral nerves of adult vertebrates to study axonal regeneration in vitro / D. Tonge, A. Edstrom, P. Ekstrom // Prog. Neurobiol. 1998. - Vol. 54, №4. - P. 459-480.

183. Torigoe K. A newly synthesized neurotropic pyrimidine compound, MS-818, may activate migratory Schwann cells in peripheral nerve regeneration / K. Torigoe, A. Awaya // Brain Res. 1998. - Vol. 23,1.2. - P. 337-340.

184. Vance J.E. The synthesis and transport of lipids for axonal growth and nerve regeneration / J.E. Vance, R.B. Campenot, D.E. Vance // Biochim. Biophys. Acta. 2000. - Vol. 1486. - P. 84-96.

185. Vaskovsky V.E. A universal reagent for phospholipids analysis / V.E. Vaskovsky, E.Y. Kostevsky, J. Vasendin // J. Chromatogr. 1975. - Vol. 144. P. 129-141.

186. Villoslada P. Role of nerve growth factor and other trophic factors in brain inflammation / P. Villoslada, C.P. Genain // Prog. Brain Res. 2004. - Vol. 146. -P. 403-414.

187. Wender M. Myelin lipids in Wallerian degeneration of the rabbit optic nerve / M. Wender, Z. Adamczewska-Goncerzewicz, A. Goncerzewicz // Exp. Pathol. (Jena). 1979.-Vol. 17,1.6.-P. 334-339.

188. Yao J.K. Microanalysis of Complex Tissue Lipids by High-Performance Thin-Layer Chromatography / J.K. Yao, G.M. Rastetter // Anal. Biochem. -1985.-Vol. 150.-P. 111-1 16.

189. Yurchenco P.D. Basement membrane assembly, stability and activities observed through a developmental lens / P.D. Yurchenco, P.S. Amenta, B.L. Patton // Matrix Biology. 2004. - Vol. 22,1. 7. - P. 521-538.115

Информация о работе

Юданов, Максим Александрович
кандидата биологических наук
Саранск, 2005
ВАК 03.00.02

Диссертация

Исследование состава липидов соматических нервов крысы при травмировании и действии химических агентов - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы