Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Репаративная регенерация периферических нервов крыс после механической альтерации и фармакологической модификации

ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Репаративная регенерация периферических нервов крыс после механической альтерации и фармакологической модификации"

Архипова Елана Геннадиевна

На правах рукописи

Жгки.

РЕПАРАТИВНАЯ РЕГЕНЕРАЦИЯ ПЕРИФЕРИЧЕСКИХ НЕРВОВ КРЫС ПОСЛЕ МЕХАНИЧЕСКОЙ АЛЬТЕРАЦИИ И ФАРМАКОЛОГИЧЕСКОЙ МОДИФИКАЦИИ

03.00.13-физиология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Нижний Новгород 2007

003066837

Работа выполнена в Нижегородском государственном университете им НИ Лобачевского и в Нижегородской государственной медицинской академии

Научные руководители:

Заслуженный деятель науки РФ, доктор биологических наук, профессор Крылов Василий Николаевич

Доктор медицинских наук, профессор |Гретен Александр Гугович)

Официальные оппоненты:

Доктор биологических наук, профессор Гелашвили Давид Бежанович

Доктор медицинских наук, профессор Смирнов Владимир Павлович

Ведущая организация: ФГУ «Нижегородский научно-исследовательский институт травматологии и ортопедии Росмедтехнологий»

Защита состоится «II? » OiTót^p-x 2007 г в { !Г час на заседании диссертационного совета Д21216615 при Нижегородском Государственного университете им НИ Лобачевского по адресу 603950, Нижний Новгород, пр Гагарина, 23, корп 1

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ННГУ им Н И Лобачевского Автореферат разослан « )7 » С€КТЛ^рД2007 г

Ученый секретарь

диссертационного совета, к б н, доц

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность проблемы. Проблема восстановления функций при повреждении периферических нервов в клинической медицине определяется стойким характером расстройства движений, чувствительности и вегетативно-трофических нарушений, развивающихся вслед за поражением нервного ствола, длительными сроками и не всегда удовлетворительными результатами лечения больных (Ратинов, 2006, Fugleholm, Schmalburg, Krarup, 2000) Наиболее частыми формами травматического повреждения нервов, возникающими вследствие техногенного травматизма на производстве, при дорожно-транспортных происшествиях, в ходе военных действий, являются размозжение, ушиб, растяжение, а также сдавление с наличием или отсутствием разрыва нервного ствола Однако, эффективность репарации структуры и функции поврежденной ткани с применением лечебных мероприятий и лекарственных средств остается относительно низкой Это во многом связано с малой изученностью динамики регенерации нервов после травмы Для исследования воздействия модулирующих средств на посттравматический процесс необходимы более полные данные о динамике репаративной регенерации поврежденного нерва Клиницистов интересует полнота морфологического и функционального восстановления нервов (Сотников, 1995) Количественные параметры регенеративных и дегенеративных процессов, происходящих в периферических нервах после альтерации пережатием, представленные в литературе, весьма противоречивы (Hamilton, Fredman, 1998, Swett, Hong, Miller, 1995, Olivera, Mazzer, Baibieri et al, 2001, Kamyo, Kojama, Oikawa et al, 2003; Ратинов, 2006, и др ) Это может быть связано с различием в условиях осуществления альтерации нерва (время воздействия на нерв, площадь травмы, сила пережатия, вызывающая разрыв всех осевых цилиндров нервных волокон - полное пережатие или только части - неполное пережатие) Актуальным является вопрос о темпах и характере репаративной регенерации периферических нервов в зависимости от степени тяжести травмы

Учитывая важность проблемы, в современной медицине ведется активный поиск эффективных терапевтических средств для стимуляции регенеративных процессов после травмы Среди различных классов физиологически активных веществ в этом плане представляют интерес природные соединения Широко известны терапевтические эффекты пчелиного яда в отношении нервной, сердечно-сосудистой и иммунной систем (Крылов, 1995, Кривцов и др, 2004) При этом вводимая доза яда во многом может определять физиологический эффект Так, нейротропные эффекты яда могут проявляться не только поражением миелиновой оболочки от токсических доз (Орлов, 1972), но и, наоборот, в малых дозах стимулировать миелинизацию нервных волокон мозга крыс в модельных опытах с их демиелинизацией (Кочеткова, 1998, Кривопалов, 1998)

При травмировании нерва его регенерация осложняется развитием ишемии и гипоксии из-за повреждения мелких сосудов в месте травмы Известно, что гипоксические состояния сопутствуют практически любой патологии (Лукьянова,1991) В последнее время экспериментально и клинически обоснована возможность использования в качестве антигипоксического средства при ишемических состояниях организма компонента дыхательной цепи митохондрий - убихинона-10 (СоС>) (Донченко, 1988; Лукьянова, 1997, Крылов, Лукьянова, 2004) Таким образом, применение пчелиного яда и убихинона-10 в качестве терапевтических средств при травме периферических нервов может способствовать процессу регенерации

Дель и задачи исследования. Целью работы было исследование динамики репаративной регенерации периферических нервов1 кожного (п варЬепш) и седалищного (п ^сЫасЬсш) у крыс при неполном пережатии и полном пережатии на участках длиной 2 мм или 4 мм, и ее модификации пчелиным ядом и убихиноном-10

В задачи работы входило

1 Исследовать восстановление характеристик вызванных потенциалов (скорости, амплитуды, формы ВП) в седалищном нерве у крыс и лягушек после неполного пережатия нерва

2 Изучить восстановление характеристик вызванных потенциалов (скорости, амплитуды, формы) кожного нерва крыс после полного пережатия на участках различной длины, и восстановление активности нерва при раздражении механорецепюров кожи

3 Исследовать динамику изменения количества нервных волокон в дистальном участке кожного нерва крыс после альтерации на участках различной длины

4. Дать количественную и качественную характеристику нейронов спинномозговых узлов (СМУ) ЬЗ и Ь4 крыс после полного пережатия кожного нерва на участках различной длины в динамике регенерации 5 Изучить модифицирующее воздействие пчелиного яда и убихинона на репаративную регенерацию кожного нерва крыс

Научная новизна. Впервые проведено исследование деструктивных и регенеративных процессов, происходящих в периферических нервах и СМУ у крыс после альтерации нервов полным пережатием на участках различной длины Обнаружено влияние степени тяжести травмы на восстановление миелиновых оболочек в период до 30 суток после травмы и отсутствие различий в динамике деструктивных процессов в СМУ ЬЗ и Ь4, восстановления количества нервных волокон в альтерированном нерве после травм различной степени тяжести. Показано уменьшение количества нейронов СМУ ЬЗ и Ь4 до 10 суток после альтерации нерва и отсутствие изменения количества нейронов в последующий период до 50 суток после травмы Установлено стимулирующее воздействие пчелиного яда и убихинона-10 на восстановление миелиновых оболочек регенерирующих волокон

Научно-практическая значимость. Выявленные закономерности протекания регенеративных и деструктивных процессов в кожном нерве и СМУ ЬЗ и Ь4 после полного пережатия нерва на участках различной длины в дальнейшем могут быть применены для моделирования травм периферических нервов в исследовательских работах медико-биологических отраслей науки, а также в учебной работе - при изучении соответствующих разделов учебных дисциплин физиологии человека и животных, патофизиологии, гистологии, в учебных программах биологических, сельскохозяйственных и медицинских вузов Использованная модель репаративной регенерации кожного нерва, выполненная в стандартизированных условиях, может быть применена для оценки эффективности репаративного процесса с помощью различных терапевтических воздействий.

Полученные результаты позволяют обосновать применение пчелиного яда и убихинона-10 в медицинской практике при терапии травм периферических нервов

Основные положения, выносимые на защиту:

1 Механическое пережатие седалищного нерва крыс и лягушек и кожного нерва крыс, вызывающее полный разрыв осевых цилиндров нервных волокон на участке альтерации, приводит к дегенеративным изменениям в нейронах и спинномозговых узлах, выражающихся на 10-е сутки после альтерации в максимальном снижении количества миелиновых волокон дистального участка травмированного нерва, а также снижением амплитуды и скорости вызванных потенциалов в нерве

2 При полном пережатии различной степени тяжести (на участках различной длины) кожного нерва крыс различия в регенеративных процессах обнаружены в динамике восстановления миелиновых оболочек нервных волокон до 30 суток после травмы

3 Увеличение количества миелинизированных волокон в участке нерва, расположенном дистальнее места травмы, скорости прорастания поврежденных нервных волокон к коже после альтерации нерва на участках различной длины, регистрируемые в период 10-50 суток, не зависят от степени тяжести травмы (2 или 4 мм).

4 Применение пчелиного яда и убихинона-10 стимулирует процесс миелинизации травмированных волокон кожного нерва крыс

Апробация работы. Материалы, представленные в диссертации, доложены на XIII Международном совещании и VI школе по эволюционной физиологии, посвященным памяти академика JIА Орбели и 50-летию Института эволюционной физиологии и биохимии им ИМ. Сеченова (Санкт-Петербург, 2006); на Научно-практической конференции с международным участием «Актуальные вопросы эволюционной, возрастной и экологической морфологии» (Белгород, 2006), на расширенном заседании кафедры физиологии и биохимии человека и животных, 2007

Структура и объем диссертации. Материалы диссертации изложены на 101 страницах машинописного текста, иллюстрированы_ г- таблицами и Jl^ рисунками Работа состоит из введения, обзора литературы, характеристики материалов и методов исследования, результатов исследований и их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы, содержащего -f é/"источника, их них на иностранных языках

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Работа выполнена на 185 беспородных белых крысах обоего пола, массой 200-300 г, и лягушках У крыс под нембуталовым наркозом (40 мг/кг, внутрибрюшинно) выделяли седалищный или кожный нерв и на уровне средней трети бедра пережимали хирургическим зажимом Затем рану обрабатывали раствором пенициллина натрия (100000 ЕД/мл) и зашивали послойно

Электрофизиологические эксперименты на крысах проводили под уретановым наркозом (83 мг/100 г массы тела) При заборе материала животных умерщвляли парами эфира, в случае забора СМУ производили декапитацию. У лягушек седалищный нерв отпрепаровывали на уровне бедра, помещали в камеру, участки, свободные от электродов, покрывали вазелином, среднее расстояние между электродами составляло 34 мм

В ходе работы было проведено 3 серии экспериментов В первой серии рассматривалось восстановление вызванных потенциалов (ВП) седалищного нерва крыс и лягушек в течение 2 часов после пережатия хирургическим зажимом на участке 2,5 мм в течение 10 сек Во второй серии, для стандартизации условий эксперимента при моделировании травмы нерва полным пережатием, вызывающим разрыв всех миелинизированных нервных волокон периферического нерва, были использованы модифицированные зажимы, повреждающие нерв на участках длиной 2 мм или 4 мм, воздействующие на нерв с силой 5*106 Па Пережатие производилось в течение 10 с В этой серии были рассмотрены регенеративные и деструктивные процессы, происходящие в стволе кожного нерва и СМУ ЬЗ и 1А после пережатия на ранних сроках после травмы (до 50 суток) В третьей серии изучалось терапевтическое воздействие пчелиного яда и убихинона-10 на динамику репаративной регенерации, в период до 10 суток после травмы кожного нерва после полного пережатия на участке длиной 2 мм

ВП с седалищного нерва крыс и лягушек регистрировались в течение 2 часов после пережатия ВП с кожного нерва крыс регистрировались на 10, 20, 30, 40, 50 сутки после пережатия На седалищном и кожном нервах крыс раздражающие электроды располагались на 10 мм проксимальнее места травмы, отводящие - на 13 мм дистальнее места травмы Измерялись скорости проведения и амплитуда вызванных потенциалов Фиксировалось также наличие афферентной импульсации в участке кожного нерва, расположенном дистальнее места травмы

При этом отводящие электроды располагались на 2 мм дистальнее места травмы, кожу стопы травмированной лапы раздражали с помощью кисточки

Для регистрации ВП нерв раздражали прямоугольными электрическими импульсами амплитудой 200 mV и длительностью 0,1-0,2 тс, при этом регистрировали потенциал А-волокон. Для генерации вызванных потенциалов использовали электрический стимулятор типа ЭСУ-1 ВП нерва отводили одной парой биполярных платиновых электродов и через один канал усилителя типа УБФ4-03 подавали на 12-битовый 16-ти канальный АЦП компьютера ШМ PC486DX2 Для регистрации вызванных потенциалов выбирали режим с полосой пропускания частот усилителя 10 Гц-10 кГц Параллельно, для визуального контроля, вызванные потенциалы подавали на двулучевой осциллограф С1-18 Квантование вызванных потенциалов производили с частотой 40 кГц Поэтому вызванные потенциалы регистрировались точками, временное расстояние между которыми равно 0,000025 с

На 10, 20, 30, 40, 50 сутки после травмы кожного нерва у крыс были забраны СМУ L3 и L4 и участки нерва, расположенные дистальнее места травмы. Из СМУ были изготовлены препараты, которые окрашивались по Нисслю Под оптическим микроскопом был произведен подсчет нейронов средней, малой и большой популяций. Клетки относили к популяции больших нейронов при диаметре перикариона d>30 мкм, средних 20<d<30 мкм, малых d<20 мкм

Приготовление серийных срезов производилось на санном микротоме фирмы «Reichert» (Austria) Подсчет нейронов производился тотально по следующему принципу на каждом из срезов считались все нервные клетки, где четко обрисовывались ядро с ядрышком Для подсчета использовалась линейка окуляр-микрометра с окуляром X 15 Увеличение объектива (X 20) было подобрано таким образом, чтобы при перемещении линейки по продольной оси ганглия в поле зрения всегда находились края среза, и были четко видны ядра с ядрышками

Участок нерва длиной 2 мм, расположенный на 5 мм дистальнее места травмы, фиксировали в глутаральдегиде и в 2% растворе четырехокиси осмия на фосфатном буфере, обезвоживали и заключали в эпон-аралдит, поперечные полутонкие срезы нерва окрашивали метиленовым синим Затем на срезах был произведен подсчет миелинизированных волокон Просмотр материала осуществлялся на световом микроскопе «Micros» (Austria)

При выполнении экспериментов третьей серии первой опытной группе животных вводили раствор пчелиного яда в объеме 0,2 мл внутрибрюшинно, в дозе 0,5 мг/кг, в течение 9 дней после травмы, ежедневно Выбор дозы был обусловлен данными литературы об ее эффективности при терапии и профилактике модельных патологических процессов у животных (Артемов, 1969, Орлов, Гелашвили, 1992, Крылов, 1995) Животным контрольной группы вводили соответствующий растворитель пчелиного яда - физиологический раствор. Животным второй опытной группы скармливали убихинон-10 в течение 9 дней после травмы, ежедневно, в дозе 25 мг/кг, растворяя его в оливковом масле и вводя в желудок через зонд в объеме 0,5 мл Животным контрольной группы вводили оливковое масло В работе был использован препарат убихинона-10, полученный методом микробиологического синтеза на заводе БВК (г Кстово) по технологии, разработанной в НИИ «Синтезбелок» АН РФ и НПО «Витамины».

В третьей серии экспериментов на 10 сутки после травмы у животных опытной и контрольной групп были забраны СМУ L3 и L4, участки кожного нерва, расположенные дистальнее места травмы, с травмированного нерва были сняты ВП

Статистический анализ полученных результатов проведен с помощью компьютерной программы Statistica 6 0 Для статистической оценки полученных результатов использовался Mann-Whitney test Различия считали достоверными при уровне значимости Р<0,05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ

При проведении электрофизиологических экспериментов на седалищном нерве крыс и лягушек ВП нерва исчезал сразу после пережатия, через 20 минут происходило восстановление вызванного потенциала он отличался от нормального большой задержкой времени проведения возбуждения, (что видно по увеличению времени его регистрации), уменьшением амплитуды потенциала (рис 1)

Через 40 минут характеристики потенциала еще больше приближались к норме Позднее, с течением времени характеристики потенциала не менялись

После травмы изменялась форма потенциала, на нейрограммах, сделанных через 20 и 40 минут после пережатия отсутствуют пики, имеющиеся на нейрограммах, сделанных до пережатия По-видимому, в нерве при нарушении целостности миелиновых оболочек и осевых цилиндров в месте травмы происходит передача возбуждения типа эфаптической с одного волокна на другое В месте травмы потенциалы более толстых волокон возбуждают более тонкие, и к отводящим электродам потенциалы от разных групп волокон приходят с меньшей задержкой по времени, чем в не травмированном нерве

Это предположение подтверждается данными Вилфрида (Wilfrid, 1988), согласно которым в поврежденном участке возникают электрические взаимодействия между нервными волокнами в связи с тесным примыканием аксонов, не разделенных шванновскими клетками и миелиновыми оболочками, что создает условия для умножения активности

Таким образом, можно сделать вывод, что при пережатии нарушилось проведение возбуждения в части волокон седалищного нерва, осевые цилиндры которых в результате пережатия оказались разорванными В последующее время в течение 40 минут происходит восстановление способности волокон, осевые цилиндры которых не разорвались, проводить возбуждение

Возможно, временное прекращение проведения возбуждения в этих случаях вызвано сжатием нервных волокон в месте пережатия без нарушения целостности мембраны и выталкиванием аксоплазмы из травмированного участка В последующее время, по-видимому, происходит частичное заполнение волокон аксоплазмой и восстановление возбудимости мембраны Задержку времени проведения возбуждения можно объяснить нарушением миелиновых оболочек в области пережатия нерва

Ни в одном из экспериментов не происходило полного восстановления формы потенциала, что свидетельствует о полном разрыве части миелинизированных нервных волокон

Так как при пережатии седалищного нерва крыс и лягушек хирургическим зажимом оказывалась разорванной только часть осевых цилиндров нервных волокон, то есть пережатие оказывалось неполным, для полного пережатия был изготовлен модифицированный зажим

После альтерации седалищного нерва крыс и лягушек и кожного нерва крыс модифицированным хирургическим зажимом все нервные волокна оказывались разорванными, об этом свидетельствовало отсутствие ВП сразу после пережатия и через 2 часа после травмы

После альтерации кожного нерва полным пережатием для определения реиннервации кожи стопы травмированной лапы фиксировалась афферентная импульсация нерва При раздражении кисточкой внутренней части стопы и всей поверхности кожи пальцев крысы в интактном кожном нерве была зарегистрирована стандартная афферентная импульсация в виде высокочастотного шума На 10 и 20 сутки после травмы афферентная импульсация в нерве при раздражении кожи стопы и пальцев отсутствовала На 30 сутки была зафиксирована афферентная импульсация только с кожи внутренней части стопы На 40 сутки наблюдалась афферентная импульсация при раздражении кожи стопы и основания пальцев На 50 сутки зафиксирована афферентная импульсация при

раздражении кожи всей поверхности пальцев и внутренней части стопы, что свидетельствует о прорастании значительной части волокон травмированного нерва к коже

* А

1,5 ткУ

Норма

11

500ткУ

20 мин после пережатия

"Х-

1тУ

40 мин после пережатия

/ \

V

1шУ

60 мин после пережатия

Рис 1 Нейрограммы ВП седалищного нерва крыс, альтерированного неполным пережатием, зарегистрированные в течение часа после травмы

Полученный ВП интактного кожного нерва имеет компактную форму, группа Ар-волокон, имеющих близкую скорость, образует крупный пик, Аб-

волокна имеют меньшую скорость и амплитуду и их пики на нейрограмме располагаются правее На 10 сутки после полного пережатия ВП кожного нерва имел сглаженную растянутую форму, так как образован проросшими волокнами с близкой скоростью проведения и амплитудой Вероятно, ВП состоял из суммарных потенциалов как Ар-, так и А8-волокон, но скорости проведения в них одинаковы из-за неполной миелинизации У ВП, полученных на 20 сутки форма оставалась сглаженной, дифференциации ВП нервных волокон по скоростям не наблюдалось К 40 суткам после травмы была зафиксирована дифференциация на группы АЗ-волокон, образующих на нейрограмме пики На 50 сутки дифференцируются группы волокон близких по скорости, которые проявляются на нейрограммах в виде компактных пиков (рис 2)

По нейрограммам ВП, снятым с кожного нерва крыс после полного передавливания была определена скорость проведения вызванных потенциалов на 10, 20, 30, 40, 50 сутки после травмы (рисЗ). Поскольку скорость проведения вызванных потенциалов зависит от степени миелинизации прорастающих нервных волокон (ТгщЫюЬп, 8сЬта1ЪгисЬ, Кгагир, 2000), можно заключить, что этот процесс в течение 30 суток после травмы шел активнее в нервах, травмированных на участке длиной в 2 мм Однако, в более поздние сроки темп миелинизации не зависел от длины травмированного участка

Известно, что амплитуда ВП зависит от количества нервных волокон в нерве В проведенных экспериментах амплшуда одинаково возрастала после обоих видов травмы к 30 суткам и далее до 50 оставалась неизменной (рис 4) Следовательно, количество прорастающих нервных волокон в опытах восстанавливалось только до 30 суток

10 сутки

../л

20 сутки

Л

\ г^

30 сутки

I /

40 сутки

л

50 сутки

200 тку

200 тку

500 тку

500 тку

500 тку

норма

1,5 тУ

Рис 2 Восстановление ВП кожного нерва крыс, альтерированного полным пережатием

10 20 30 40 50 норма

□ После травмы 2 мм в После травмы 4 мм

Рнс.З. Изменение скорости проведения ВП регенерирующих миелшианрованных нерв т.]х поло кон в кожном нерве крысы. По оси абсцисс - сроки после операции (суг.); но оси ординат - скорость В11 (м/с), * - Различия травмы 2 мм по сравнению с травмой 4 мм значимы при Р<0,05.

10 20 30 40 50 норма

□ После травмы 2 мм □ После травмы 4 мм

Рис.4. Изменение амплитуды ВП регенерирующих миел имитированных нервных волокон в кожном нерве крысы. По оси абсцисс - сроки после операции (сут.); по оси ординат -амплитуда ВИ (тк\').

В кожном нерве присутствуют как миелиновые, гак и безмиелиновые нервные волокна. В ходе злектрофизиологических экспериментов потенциал безмиелиновых волокон зафиксирован не был, поэтому в данной работе, для сопоставления данных, полученных при использовании гистологических и

злектро физиологических методик, из кожного нерва изготавливались препараты на которых возможно изучение только миелинизированных волокон.

Подсчет миелинизированных нервных волокон показал, что общее среднее количество, входящих в состав интактного кожного нерва крыс волокон составляет 718,33±1 8,78. На )0 сутки после полного пережатия кожного нерва в участке, расположенном дистапьнее места травмы количество нервных волокон составило около 36% от нормы после 2 мм пережатия и 32% от нормы после 4 мм пережатия (рис.5). Далее до 30 суток после альтерации наблюдалось постепенное увеличение количества миелин тированных нервных волокон, статистически достоверной разницы данных между количеством вплокон после обоих видов травм пе обнаружено.

На 30 сутки после обоих видов 1равм количество миелинизированных волокон в исследуемом участке нерва достигло 70% от нормы и далее до 50 суток не изменялось.

' 800 700 600 500 400 300 200 100 0

10 20 30 40 50 норма

О После травмы 2 мм □ После травмы А мм

Рис.5. Изменение количества миелин и жированных нервных волокон в кожном нерве крысы. По оси абсцисс - сроки после операции (сут.); по оси ординат - количество волокон.

Согласно современным представке киям нейроны СМУ делятся на популяции согласно функциональным и морфологическим признакам. Нейроны различных популяций по-разному реагируют на травму их отростков. В связи с

противоречивостью литературных данных о динамике деструктивных и регенеративных процессов в СМУ после пережатия периферических нервов в данной работе были рассмотрены изменения произошедшие в нейронах СМУ ЬЗ и Ь4 после полного пережатия кожного нерва на различных по длине участках

В интактном ганглии ЬЗ количество больших нейронов составило 537,25±58,85, количество средних нейронов 3297,6±250,34 количество малых 1592,75±85,54 В интактном ганглии Ь4 количество больших нейронов составило 808,75±53,88, количество средних нейронов 4252,3±339,22, количество малых 3188,25±293,6

Световая микроскопия выявила, что в течение всего наблюдаемого периода (от 19 до 50 суток после травмы) после полного пережатия нерва на участке длинной 2 мм или 4 мм во всех популяциях есть нейроны с аксональной реакцией, то есть с центральным хроматолизом и эктопией ядра Встречаются нервные клетки имеющие гомогенизацию, вакуолизацию или фрагментацию цитоплазмы Обнаружены нервные клетки цитоплазма которых имеет гиперхромную окраску, хроматофильная субстанция зернисто-пылевидной формы

Подсчет нейронов большой, средней и малой популяций СМУ ЬЗ и Ь4 после полного пережатия кожного нерва на разных по длине участках показал, что их количество сократилось по отношению к количеству нейронов в интактных СМУ к 10 суткам после травмы (рис.6). Причем наибольшее сокращение численности наблюдалось в популяции малых нейронов

При подсчете количества нейронов большой, средней и малой популяций не была установлена статистически достоверная разница в количестве нейронов на 10, 20, 30, 40 и 50 сутки после травмы

Исходя из полученных данных можно заключить, что различие б стспсни тяжести травмы не повлияло на степень и динамику дегенеративных процессов СМУ.

5000 4000 3000 2000 1000 0

Бол. 13 Бол. 14 Ср. 1-3 ср. 1_4 Мал 13 Мал.14

Рис. 6. Изменение количества (по оси ординат) больших (бол.), средних (ср.) и малых (мал.) нейронов в ганглиях ЬЗ и крыс на 10-е сутки после пережатия.

Обозначения: темные -норма, светлые -пережатие 2 мм, полосатые-4 мм.

В ходе проведения мектро физиологических опытов с травмированными крысами, подвергшимися терапевтическому воздействию пчелиным ядом и убихивоном-10 ОЭ располагались на 13 мм дистальнее места травмы. ВП, снятые с нерва крыс, получавших пчелиный яд и убихинон имели более компактную форму по сравнению с контролем, что указывает на большую скорость проведения ВП. При перемещении ОЭ еще на 3 мм дистальнее ВП исчезал. Это может быть объяснено тем, что волокна в данном случае прорастают единым массивом и активно миелин и зируются.

Согласно полученным данным, скорость проведения ВП на 10 сутки после травмы в контрольных группах составляла 30-35% от- уровня скорости проведения по нерву у интактных крыс. В отличие от контроля, скорость проведения ВП в альтерированном нерве после введения пчелиного яда и убихинона уменьшалась менее значимо и составляла 90-92% от уровня интактных животиых после

введения пчелиного яда и 75-78% после ¡¡ведения убихинона (рис. 7). Так как скорость проведения ВП определяется степенью мислинизации нервных волокон можно сделать вывод, что применение пчелиного яда и убихинона стимулировало мвелинизацию волокон травмированною нерва.

Рис. 7. Скорости проведения ВП к м иелинизирован ных нервных волокнах кожного нерва крысы. II» оси ординат скорость ВП (м/с).

Модифицирующего воздействия пчелиного яда и убихинона-10 на постгравматическин процесс в СМУ не обнаружено.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

После альтерации периферических нервов крыс и лягушек неполным и полным пережатием проведение ВП по миелинизирован ным нервным волокнам через травмированный участок прекращается. После неполного пережатия проведение ВП восстанавливается в течение часа, так как в гравмированиом нерве разрывается только часть осевых цилиндров нервных волокон; после полного пережатия проведение ВП отсутствует до 5 суток после травмы и восстанавливается к 10 суткам, когда регенерирующие нервные волокна прорастают через место травмы в дистальный участок нерва.

Было установлено, что после полного пережатия кожного нерва на участках различной длины степень тяжести травмы не повлияла на динамику элиминации нейронов в СМУ ЬЗ и Ь4 (к 10 суткам после травмы количество тел нейронов сократилось и далее в период до 50 суток не изменялось) Из-за элиминации части нейронов СМУ полного восстановления количества нервных волокон в травмированном нерве не происходит На 30 сутки после травмы количество нервных волокон в исследуемом участке нерва достигало максимума (70% от нормы), без дальнейших изменений Использование пчелиного яда и убихинона-10 в качестве терапевтических средств после альтерации нерва пережатием способствовало ускорению миелинизации нервных волокон Модификация регенерации оказалась более эффективной при применении пчелиного яда и менее эффективной при применении убихинона

ВЫВОДЫ

1 Механическое пережатие седалищного нерва крыс и лягушек и кожного нерва крыс с силой 5* 10б Па вызывает полный разрыв всех осевых цилиндров нервных волокон на участке альтерации

2 Альтерация кожного нерва крыс путем его пережатия приводит к дегенеративным изменениям в нейронах, выражающимся на 10-е сутки после альтерации в максимальном снижении количества миелиновых волокон дистального участка травмированного нерва и тел нейронов в ганглиях ЬЗ и Ь4, а также снижением амплитуды и скорости вызванных потенциалов в нерве

3 Репаративная регенерация миелиновых оболочек нервных волокон после альтерации пережатием наиболее активно протекает до 30-х суток после альтерации и выражается относительным восстановлением скорости проведения вызванных потенциалов по кожному нерву Скорость миелинизации регенерирующих волокон после пережатия нерва на участке длиной 2 мм выше, чем после пережатия на участке 4 мм только в период до 30 суток после травмы

4 Увеличение количества миелинизированных волокон в участке нерва, расположенном дистальнее места травмы, скорости прорастания поврежденных нервных волокон к коже после альтерации нерва на участках различной длины, регистрируемые в период 10-50 суток, не зависят от степени тяжести травмы (2 или 4 мм)

5 Терапевтическое введение пчелиного яда или убихинона-10 повышало скорость репаративной регенерации альтерированных нервов крыс, приводя на 10-е сутки к восстановлению скорости проведения ВП в них до 92% (пчелиный яд) и 78% (убихинон-10) от уровня скорости ВП интактных животных

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1 Архипова Е Г, Гретен А Г, Зевеке А В , Крылов В Н Репаративная регенерация периферических нервов при травме нервного ствола крыс «Вестник Нижегородского университета им НИ Лобачевского» ННовгород Изд-во ННГУ, 2005 Серия биология, вып 2 (10) С 163-168.

2 Архипова Е Г, Гретен А.Г., Крылов В Н Динамика повреждения ганглионарных нейронов после травмирования периферических нервов //Тез. XIII Международного совещании и VI школы по эволюционной физиологии, посвященных памяти академика Л А Орбели и 50-летию Института эволюционной физиологии и биохимии им ИМ Сеченова Санкт-Петербург, 2006 С 11

3 Архипова ЕГ., Крылов ВН Динамика репаративной регенерации волокон кожного нерва крыс после альтерации передавливанием // Тез научно-практической конференции с международным участием «Актуальные вопросы эволюционной, возрастной и экологической морфологии» сб науч работ-Белгород, 2006 - С 9

4 Крылов В Н, Архипова Е Г, Регенерация нервов крыс под влиянием пчелиного яда // Пчеловодство, 2007 № 4 С 50

5 Архипова Е Г , Гретен А Г, Крылов В Н Динамика репаративной регенерации при разной степени травмирования кожного нерва крыс // Морфология, 2007 Т 131 ,№3 С 30-32

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Архипова, Елана Геннадиевна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Физиология процессов дегенерации и регенерации травмированного нерва.

1.1.1. Валлеровская дегенерация.

1.1.2. Состояние нейронов спинномозгового узла после травмы.

1.1.3. Скорость процессов дегенерации в травмированных нервах.

1.1.4. Регенерация нервных волокон.

1.2. Применение пчелиного яда и экзогенных убихинонов в биологии и медицине.

1.2.1. Экзогенные убихиноны.

1.2.2. Пчелиный яд.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ

ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Исследование восстановления характеристик вызванных потенциалов после пережатия нерва.

3.2. Исследование регенерации нервных волокон пережатого нерва гистологическими методами.

3.3. Исследование динамики посттравматических процессов в спинномозговых узлах L3 и L4.

3.4. Модификация процесса репаративной регенерации кожного нерва при воздействиеи убихинона Q-10 и пчелиного яда.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Репаративная регенерация периферических нервов крыс после механической альтерации и фармакологической модификации"

Актуальность проблемы. Проблема восстановления функций при повреждении периферических нервов в клинической медицине определяется стойким характером расстройства движений, чувствительности и вегетативно-трофических нарушений, развивающихся вслед за поражением нервного ствола, длительными сроками и не всегда удовлетворительными результатами лечения больных (Челышев, 2006; Fugleholm, Schmalburg, Krarup, 2000). Наиболее частыми формами травматического повреждения нервов, возникающими вследствие техногенного травматизма на производстве, при дорожно-транспортных происшествиях, в ходе военных действий, являются размозжение, ушиб, растяжение, а также сдавление с наличием или отсутствием разрыва нервного ствола. Однако эффективность репарации структуры и функции поврежденной ткани с применением лечебных мероприятий и лекарственных средств остается относительно низкой. Это во многом связано с малой изученностью динамики регенерации нервов после травмы. Для исследования воздействия модулирующих средств на посттравматический процесс необходимы более полные данные о динамике репаративной регенерации поврежденного нерва. Клиницистов интересует полнота морфологического и функционального восстановления нервов (Сотников, 1995). Количественные параметры регенеративных и дегенеративных процессов, происходящих в периферических нервах после альтерации пережатием, представленные в литературе, весьма противоречивы (Hamilton, Fredman, 1998; Swett, Hong, Miller, 1995; Olivera, Mazzer, Barbieri et al., 2001; Kamijo, Kojama, Oikawa et al., 2003; Рагинов, 2006; и др.). Это может быть связано с различием в условиях осуществления альтерации нерва. В литературе, посвященной исследованию деструктивных и регенеративных процессов, идущих в периферических нервах после пережатия практически нет точных указаний на условия осуществления травмы нерва, хотя вероятно, динамика этих процессов зависят от таких факторов как длительность осуществления пережатия, сила давления, размер травмы. В последнее время некоторые исследователи осуществляют стандартизацию условий проведения пережатия. А именно, Beer G. М., Steurer J., Meyer V.E. (2001) сконструировали и описали в статье «Standardizing nerve crushes with a non-serrated clamp» зажим для осуществления дозированного пережатия нерва, позволяющий воздействовать на нерв с определенной силой.

Olivera Е. F., Mazzer N., Barbieri С. N., Selli М. (2001) провели исследование посттравматических процессов в седалищном нерве крыс после пережатия с различной силой давления (100 г., 500 г., 15000 г.) и при стандартных размерах травмы (5 мм) и времени воздействия (10 мин.).

Актуальным является вопрос о темпах и характере репаративной регенерации периферических нервов в зависимости от степени тяжести травмы.

Учитывая важность проблемы, в современной медицине ведется активный поиск эффективных терапевтических средств для стимуляции регенеративных процессов после травмы. Среди различных классов физиологически активных веществ в этом плане представляют интерес природные соединения. Широко известны терапевтические эффекты пчелиного яда в отношении нервной, сердечно-сосудистой и иммунной систем (Крылов, 1995; Кривцов и др., 2004). При этом вводимая доза яда во многом может определять физиологический эффект. Так, нейротропные эффекты яда могут проявляться не только поражением миелиновой оболочки от токсических доз (Орлов, 1972), но и, наоборот, в малых дозах стимулировать миелинизацию нервных волокон мозга крыс в модельных опытах с их демиелинизацией (Кочеткова, 1998; Кривопалов, 1998).

При травмировании нерва его регенерация осложняется развитием ишемии и гипоксии из-за повреждения мелких сосудов в месте травмы. Известно, что гипоксические состояния сопутствуют практически любой патологии (Лукьянова, 1991). В последнее время экспериментально и клинически обоснована возможность использования в качестве антигипоксического средства при ишемических состояниях организма компонента дыхательной цепи митохондрий - убихинона (CoQ) (Донченко, 1988; Лукьянова, 1997; Крылов, Лукьянова, 2004). Таким образом, применение пчелиного яда и убихинона-10 в качестве терапевтических средств при травме периферических нервов может способствовать процессу регенерации.

Цель и задачи исследования. Целью работы было исследование динамики репаративной регенерации периферических нервов: кожного (п. saphenus) и седалищного (п. ischiadicus) у крыс при неполном и полном передавливании на участках длиной 2 мм или 4 мм, и ее модификации пчелиным ядом и убихиноном-10.

В задачи работы входило:

1. Исследовать восстановление характеристик вызванных потенциалов (скорости, амплитуды, формы ВП) в седалищном нерве у крыс и лягушек после неполного пережатия нерва.

2. Изучить восстановление характеристик вызванных потенциалов (скорости, амплитуды, формы) кожного нерва крыс после полного пережатия на участках различной длины, и восстановление активности нерва при раздражении механорецепторов кожи.

3. Исследовать динамику изменения количества нервных волокон в дистальном участке кожного нерва крыс после альтерации на участках различной длины.

4. Дать количественную и качественную характеристику нейронов спинномозговых узлов (СМУ) L3 и L4 крыс после полного пережатия кожного нерва на участках различной длины в динамике регенерации.

5. Изучить модифицирующее воздействие пчелиного яда и убихинона на репаративную регенерацию кожного нерва крыс.

Научная новизна. Впервые проведено исследование деструктивных и регенеративных процессов, происходящих в периферических нервах и СМУ у крыс после альтерации нервов полным пережатием на участках различной длины. Обнаружено влияние степени тяжести травмы на восстановление миелиновых оболочек в период до 30 суток после травмы и отсутствие различий в динамике деструктивных процессов в СМУ L3 и L4, восстановления количества нервных волокон в альтерированном нерве после травм различной степени тяжести. Показано уменьшение количества нейронов СМУ L3 и L4 до 10 суток после альтерации нерва и отсутствие изменения количества нейронов в последующий период до 50 суток после травмы. Установлено стимулирующее воздействие пчелиного яда и убихинона-10 на восстановление миелиновых оболочек регенерирующих волокон.

Научно-практическая значимость. Выявленные закономерности протекания регенеративных и деструктивных процессов в кожном нерве и СМУ L3 и L4 после полного пережатия нерва на участках различной длины в дальнейшем могут быть применены для моделирования травм периферических нервов в исследовательских работах медико-биологических отраслей науки, а также в учебной работе - при изучении соответствующих разделов учебных дисциплин физиологии, патофизиологии, гистологии, человека и животных в учебных программах биологических, сельскохозяйственных и медицинских вузов. Использованная модель репаративной регенерации кожного нерва, выполненная в стандартизированных условиях, может быть применена для оценки эффективности репаративного процесса с помощью различных терапевтических воздействий.

Полученные результаты позволяют обосновать применение пчелиного яда и убихинона-10 в медицинской практике при терапии травм периферических нервов.

Основные положения, выносимые на защиту:

Механическое пережатие седалищного нерва крыс и лягушек и кожного нерва крыс, вызывающее полный разрыв осевых цилиндров нервных волокон на участке альтерации, приводит к дегенеративным изменениям в нейронах и спинномозговых узлах, выражающихся на 10-е сутки после альтерации в максимальном снижении количества миелиновых волокон дистального участка травмированного нерва, а также снижением амплитуды и скорости вызванных потенциалов в нерве.

При полном пережатии различной степени тяжести (на участках различной длины) кожного нерва крыс различия в регенеративных процессах обнаружены в динамике восстановления миелиновых оболочек нервных волокон до 30 суток после травмы.

Увеличение количества миелинизированных волокон в участке нерва, расположенном дистальнее места травмы, скорости прорастания поврежденных нервных волокон к коже после альтерации нерва на участках различной длины, регистрируемые в период 10-50 суток, не зависят от степени тяжести травмы (2 или 4 мм).

Применение пчелиного яда и убихинона-10 стимулирует процесс миелинизации травмированных волокон кожного нерва крыс.

Апробация работы. Материалы, представленные в диссертации, доложены на XIII Международном совещании и VI школе по эволюционной физиологии, посвященным памяти академика JI.A. Орбели и 50-летию Института эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова (Санкт-Петербург, 2006); на Научно-практической конференции с международным участием «Актуальные вопросы эволюционной, возрастной и экологической морфологии» (Белгород, 2006); на расширенном заседании кафедры физиологии и биохимии человека и животных, 2007,

Структура и объем диссертации. Материалы диссертации изложены на 101 странице машинописного текста, иллюстрированы 2 таблицами и 29 рисунками. Работа состоит из введения, обзора литературы, характеристики материалов и методов исследования, результатов исследования, обсуждения, заключения, выводов и списка литературы, содержащего 165 источников, их них 77 на иностранных языках.

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Архипова, Елана Геннадиевна

ВЫВОДЫ

1. Механическое пережатие седалищного нерва крыс и лягушек и кожного нерва крыс с силой 5*106 Па вызывает полный разрыв всех осевых цилиндров нервных волокон на участке альтерации.

2. Альтерация кожного нерва крыс путем его передавливания приводит к дегенеративным изменениям в нейронах, выражающимся на 10-е сутки после альтерации в максимальном снижении количества миелиновых волокон дистального участка травмированного нерва и тел нейронов в ганглиях L3 и L4, а также снижением амплитуды и скорости вызванных потенциалов в нерве.

3. Репаративная регенерация миелиновых оболочек нервных волокон после альтерации передавливанием наиболее активно протекает до 30-х суток после альтерации и выражается относительным восстановлением скорости проведения вызванных потенциалов по кожному нерву. Скорость миелинизации регенерирующих волокон после передавливания нерва на участке длиной 2 мм выше, чем после передавливания на участке 4 мм только в период до 30 суток после травмы.

4. Увеличение количества миелинизированных волокон в участке нерва, расположенном дистальнее места травмы, скорости прорастания поврежденных нервных волокон к коже после альтерации нерва на участках различной длины, регистрируемые в период 10-50 суток, не зависят от степени тяжести травмы (2 или 4 мм).

5. Терапевтическое введение пчелиного яда или убихинона-10 повышало скорость репаративной регенерации альтерированных нервов крыс, приводя на 10-е сутки к восстановлению скорости проведения ВП в них до 92% (пчелиный яд) и 78% (убихинон-10) от уровня скорости ВП интактных животных.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

После альтерации периферических нервов крыс и лягушек неполным и полным пережатием проведение ВП по миелинизированным нервным волокнам через травмированный участок прекращается. После неполного пережатия проведение ВП восстанавливается в течение часа, так как в травмированном нерве разрывается только часть осевых цилиндров нервных волокон; после полного пережатия проведение ВП отсутствует до 5 суток после травмы и восстанавливается к 10 суткам, когда регенерирующие нервные волокна прорастают через место травмы в дистальный участок нерва.

Было установлено, что после полного пережатия кожного нерва на участках различной длины степень тяжести травмы не повлияла на динамику элиминации нейронов в СМУ L3 и L4 (к 10 суткам после травмы количество тел нейронов сократилось и далее в период до 50 суток не изменялось). Из-за элиминации части нейронов СМУ полного восстановления количества нервных волокон в травмированном нерве не происходит. На 30 сутки после травмы количество нервных волокон в исследуемом участке нерва достигало максимума (70% от нормы), без дальнейших изменений. Использование пчелиного яда и убихинона-10 в качестве терапевтических средств после альтерации нерва пережатием способствовало ускорению миелинизации нервных волокон. Модификация регенерации оказалась более эффективной при применении пчелиного яда и менее эффективной при применении убихииопа-10.

86

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Архипова, Елана Геннадиевна, Нижний Новгород

1. Антонов И.П. Вопросы классификации и формулировка диагноза заболеваний периферической нервной системы // Журнал невропатологии и психиатрии, 1986. №4. С.498-502.

2. Артемов Н.М., Орлов Б.Н., Корнева Н.В., Крылов В.Н. Физиологический анализ кардиотоксического действия пчелиного яда // Резюме работ 24 Межд. конгр. по пчеловодству. Буэнос-Айрес: Апимондия, 1973. С. 3-4.

3. Артемов Н. М., Зевеке А. В. Физиологический анализ гипотензивного действия пчелиного яда // Уч. зап. Горьк. ун-та. Сер. Биол. Горький, 1967. Вып. 82. С.25-47.

4. Байдан Л. В., Жолос А. В. Апамин высокоспецифический и эффективный блокатор некоторых кальцийзависимых калиевых проводимостей // Нейрофизиология. 1988. Т. 20, № 6. С. 833-846.

5. Берзиньш Ю.Э., Ципарсоне Р.Т. Тоннельные невропатии лучевого нерва в локтевой области // Журнал невропатол. и психиатр. 1981, №12 С.1813-1817.

6. Болдина Н.А. Применение пчелиного яда при некоторых заболеваниях нерв ной системы // Матер, межд. симп. по применению продуктов пчеловодства в медицине и ветеринарии в Москве. Бухарест: Апимондия, 1972. С. 44-47.

7. Бородаевская, Г. И. Сравнительное морфометрическое исследование чувствительных нейронов черепно- и спинномозговых узлов при перерезке их отростков / Г.И. Бородаевская, А.Ф. Никифоров // Архив анат., гист. и эмбр.- 1976.- т. 71, №8.-С. 52-55.

8. Бурлакова Е. Б., Храпова Н. Г. // Успехи химии. 1985. Т. 54. С. 1540-1558.

9. Волкова О.В., Елецкий Ю.К. Основы гистологии с гистологической техникой. М., 1982. 304 с.

10. Ю.Гелашвили Д. Б., Егоров В. В., Савинов Г. М. Сравнительный анализ действия апамина и токсинов скорпиона на ЦНС // Механизмы действия зоотоксинов. Горький, 1981. С. 17-24.

11. Голу б В.Ф. Периферический отрезок поврежденного нерва в развитии нервных дистрофий. Саранск, 1954. 76с.

12. Гретен, А.Г. Проблемные вопросы стимуляции репаративных процессов и организации синаптической зоны в поврежденной области мозга // Восстановительные процессы в нервной системе и их коррекция.- Горький, 1990.- С. 6-12.

13. З.Дерюгина А. В. Исследование электрофоретической подвижности и агрегационных свойств эритроцитов при действии пчелиного яда и его препаратов: Автореф. канд. дис. Н. Новгород, 1998. 20 с.

14. Дойников Б.С. Общая гистология и гистопатология периферической соматической нервной системы. М.,1965. 340с.

15. Донченко Г. В, Биохимия убихинона (Q). Киев, 1988. 153с.

16. Ермолин И.Л. Количественная оценка нейронов и афферентные связи узлов Т12, Т13 и L1 в норме у взрослых крыс // Нижегородский медицинский журнал.-2005.-№2.-С.30-34.

17. Жаботинский Ю.М., Костенецкий А.С. Регенерация поврежденных периферических нервов при ишемии. М.,1953. 280с.

18. Жаботинский Ю.М. Нормальная и патологическая морфология нейрона. Л., 1965.215с.

19. Живолупов С.А., Загрядский П.В. Трудности и перспективы повышения эффективности лечения травматических невропатий. Ставрополь, 1987. 177с.

20. Зайцев Р.З. Лечение травм нервных стволов конечностей. Л., 1986. 65 с.21.3яблов В.И. Проблемные вопросы регенерации нервной системы. Симферополь, 1986. 120 с.

21. Илизаров Г.А., Кузнецова А.В., Шудло Н. А. Нейрогистологическая характеристика регенерирующих концов поврежденного нерва в условиях дозированного растяжения// Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 1992. №4 с. 439-442

22. Ионов А.С. Морфология путей и связей центральной нервной системы. М.,1965. 142 с.

23. Каверина В.В. Регенерация нейронов при нейропластических операциях. JL, 1975.200 с.

24. Карлсон Б.М. Регенерация. М., 1986. 245 с.

25. Киреева В. Ф. Влияние пчелиного яда на белковый состав сыворотки крови и проницаемость кровеносных сосудов: Автореф. канд. дис. Горький, 1968. 18с.

26. Клишов А.А. Гистогенез и регенерация тканей. JL, 1984. 232 с.

27. Коган J1.M. Обольникова Е.А. Самохвалов Г.И. // Хим.-.фармакол. журн.1983. 17, № 4. С. 410 420.

28. Комахидзе М.Э. Капиллярные сети некоторых органов // 5-й Всесоюзный съезд анатомов, гистологов и эмбриологов / Труды. М., 1951. - С. 178-180.

29. Конькова J1. Г. Реакция организма на лучевое воздействие в условиях гипотермии: Автореф. канд. дис. Горький, 1968. 21с.

30. ЗЬКорнева Н. В. Физиологический анализ рефлекторного действия некоторых животых ядов: Автореф. канд. дис. Горький, 1970. 20с.

31. Корягин А. С., Ястребова Е. В., Крылов В. Н. Терапия лучевой болезни пчелиным ядом и солапивеном // Апитерапия сегодня: Сб. матер. 5-й конф. по апитерапии. Рыбное. 1997. С. 90-92.

32. Кочеткова Н. Г. Воздействие апитоксина на некоторые показатели системы иммунитета в норме и при экспериментальном аллергическом энцефаломиелите Автореф. канд. дис. Челябинск, 1998. 19 с.

33. Кривицкая Г.Н., Гельфанд В.Б., Попова Э.Н. Деструктивные и репаративные процессы при очаговых поражениях головного мозга. М., 1980. 214 с.

34. Кривопалов И. В. Система крови при экспериментальном аллергическом энцефаломиелите и лечении его апитоксином: Автореф. канд. дис. Челябинск, 1998. 18с.

35. Крэчун Э.К. Регенерация / В кн.: Патоморфология нервной системы/ ред. И.Т.Никулеску. Бухарест, 1963. 986 с.

36. Крюков, М.А. Реакция чувствительных нейронов спинномозгового узла на перерезку их периферических и центральных отростков / М.А. Крюков, А.Г. Гретен, П.В. Беличенко // Архив анат., гист. и эмбр.-1990.№11.-С.21-28.

37. Крылов В. Н., Дерюгина А. В. Влияние пчелиного яда и его компонентов на электрофоретическую подвижность эритроцитов // Украинский биох. журн. 1998. Т. 70. № 2. С.32-37.

38. Крылов В. Н. Действие пчелиного яда на коронарное кровообращение // Механизмы действия зоотоксинов. Горький, 1974. Т. 3. С. 125-129.

39. Крылов В.Н. Пчелиный яд. Свойства, получение, применение. Н.Новгород, 1995.224с.

40. Ласков В.Б. Определение скорости регенерации нерва в эксперименте// Пат.физиологич. и эксперим. терапия. 1986 №3 с.73-77.

41. Лашина В. Л. Функциональное состояние эритроцитов в условиях действия на организм природных биологически актвиных веществ (зоотоксинов): Автореф. дис. канд. биол. наук. Ашхабад, 1985. 22 с.

42. Левинсон В.И. К вопросу о кровоснабжении поясничного сплетения // Избранные вопросы морфологии нервной системы и кровоснабжениянервов: Труды кафедры нормальной анатомии человека / Челябинский медицинский институт. Челябинск,1958.-С. 86-93.

43. Лиознер Л.Д. Основные проблемы учения о регенерации. М.,1975. 103с.

44. Лобзин B.C., Ласков В.Б., Жулев Н.М. Травмы нервов. Воронеж, 1989. 190с.

45. Лудянский Э.А. Лечение пчелиным ядом травматических заболеваний нервной системы // Межвуз. сб.: Механизмыдействия зоотоксинов. Горький, 1980. С.58-62.

46. Лудянский Э.А. Исследование акупунктурных точек для введения продуктов пчеловодства//Сб. науч. трудов НИИП. Рыбное, 1993.51 .Лудянский Э. А. Апитерапия. Вологда, 1994. 364 с.

47. Лукьянова Л. Д. // В кн.: Итоги науки и техники. Сер. "Фармакология. Химиотерапевтические средства". М., 1991. Т. 27. С. 11-44.

48. Лукьянова Л. Д. // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1997. Т. 124, № 9. С. 244-254

49. Манина А.А. Ультраструктурные изменения и репаративные процессы в нервной системе при различных воздействиях. Л., 1991. 245с.

50. Мирошникова М.Е., Чумасов Е.И. Регенерация седалищного нерва крысы после его различных экспериментальных повреждений// Архив анатомии гистологии и эмбриологии. 1988. №10 с.30-35.

51. Никифоров А.Ф. Афферентный нейрон и нейродистрофические процессы. М., 1973. 168с.

52. Николаев И. Н. Поведенческие аспекты действия пчелиного яда на центральную нервную систему // Вести. Нижегородск. гос. ун-та: Сб. научн. тр. асп. Н. Новгород, 1995. С. 15-16.

53. Огнев Б.В. О кровоснабжении периферических нервов // Кровоснабжение центральной и периферической нервной системы человека. М., 1950. -С,-258-276.

54. Орлов Б.Н., Гелашвили Д.Б. Зоотоксикология (ядовитые животные и их яды). М.: Высшая школа, 1985. 280 с.

55. Печатникова Е.А. О регенерации блуждающих нервов у человека. М., 1974. 86с.

56. Попов А.К. Травмы нервных стволов конечностей и их осложнения. Jl.,1982. 178с.

57. Приходько В. И. Применение пчелиного яда как лечебного и противовоспалительного средства при пояснично-крестцовых радикулитах // Автореф. дисс. канд. биол. наук. Харьков, 1968.

58. Рагинов И.С. Регенерация нейронов чувствительного узла спинномозгового нерва: Автореферат дисс. докт. мед. наук: 03.00.25/ И.С. Рагинов.-Саранск, 2006.-26с.

59. Рагинов И.С., Челышев Ю.А., Шагидулин Г.Ф. Выживание в системе «чувствительный нейрон-шванновская клетка» при стимиуляции регенерации нерва ксимедоном// Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 2001. № 3 с.275-278.

60. Рагинов, И. С. Взаимодействие чувствительных нейронов и клеток-сателлитов при стимуляции регенерации нерва / И.С. Рагинов, Ю.А. Челышев, Т.Ф. Шагидуллин // Морфология. -2002,-т. 122, №4.- с. 37-39.

61. Сабурцев С. А., Бобылева О. А., Крылов В. Н. Анализ гипертензивного эффекта пчелиного яда // Вести. Нижегородск. гос. ун-та: Сб. научн. тр. асп. Н.Новгород, 1995. С.12-14.

62. Сайткулов К.И., Шаймардаова Г.Ф., Челышев Ю.А. Регенерация нервных волокон при лазерном облучении проекции спинномозговых нервов// Бюлл. эксперим. биологии и медицины 1998. №3 с. 348-350.

63. Самотокин Б.А., Соломин А.Н. Осложнения при лечении травм нервов конечностей. JL, 1987. 96 с.

64. Сараджишвили П.М. Травматические повреждения нервов.// Руководство по нейротравматологии. М.,1962. Т.6 с.611-677.

65. Сванидзе И.К., Мусеридзе Д.П. Рост аксонов в органотипической культуре спинного мозга// Бюлл. эксперим биологии и медицины 1990. №2 с.186-188.

66. Сванидзе И.К., Мусеридзе Д.П. Стимуляция роста и дифференциация аксонов и дендритов нейронов спинного мозга в тканевой культуре// Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 1993. №12 с. 650-652.

67. Солодухо И. Г., Киреева В. Ф., Полетаева Н. А. Количественные методы определения активности пчелиного яда. Сообщение 1. Гемолитический метод //Яды пчел и змей в биологии и медицине. Горький, 1976. С. 169-179.

68. Сотников О.С., Ястрембски М.Я., Инсежарова Г.М. Морфологический анализ обработки протеазами поврежденных нервов// Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 1995. №4 с.439-443.

69. Степанов П.Ф. Кровоснабжение периферических нервов в связи с их пучковым строением // Сборник работ по изучению нервной системы: Труды института / Воронежский медицинский институт. Воронеж, 1957. - Т.32. -С. 107-116.

70. Хомутов А. Е., Пурсанов К. А., Калашникова Jl. М. Пчелы, пчелиный яд, апитоксинотерапия. Н. Новгород., 2006. 388с.

71. Челышев, Ю.А. Факторы поддержания регенерации периферических нервов /Ю.А. Челышев // Успехи физиологических наук.- 1995.- т. 26.- с. 57 77.

72. Челышев, Ю.А. Выживание и фенотипическая характеристика аксотомированных нейронов спинальных ганглиев / Ю.А. Челышев, И.С. Рагинов, Д.С. Гусева, Р.Ф. Масгутов // Морфология.- 2004,- т. 125, №3.- С. 45.

73. Чумасов, Е.И. Динамика восстановления структуры и функции седалищного нерва и рецепторов кожи при реиннервации задней конечности белой крысы / Е.И. Чумасов, Л.Д. Енин, К.М. Светикова, М.Е. Мирошникова // Бюл. Эксп. Биол.-1988.-т. 106, № 12. С. 728-732.

74. Эсбери А.К., Джиллиатт Р.У. Заболевания периферической нервной системы. Перевод с англ. М., 1987. 352с. biol. 1996. №5 р.42-54.

75. Янгиров Б. С. Пчелиный яд и мед в комплексном лечении ряда заболеваний // Матер. Всесоюзн. конф. «Апитерапия. Биология и технология продуктов пчеловодства». Днепропетровск, 1988. С. 115-117.

76. Aldskogius, Н The reaction of primary sensory neurons to peripheral nerve injury with particular emphasis on transganglionic changes / H. Aldskogius, J.

77. Aldskogius, H. Effect of sciatic neurectomy on neuronal number and size distribution in the L7 ganglion of kittens / H. Aldskogius, M. Risling // Exp Neurol. 1981.-Vol. 74.-P. 597-604.

78. Arvidsson, J. A quantitative study of effects of neonatal capsaicin treatment and of subsequent peripheral nerve transection in the adult rat / J. Arvidsson, J. Ygge // BrainRes.-1986.-Vol. 397, N1.-P. 10-16.

79. Arvidsson, J. Cell loss in lumbar dorsal root ganglia and transganglionic degeneration after sciatic nerve resection in the rat / J. Arvidsson, J. Yagge, G. Grant//Brain Res. 1986.-Vol. 373, N 1-2.-P. 15-21.

80. Barbiroli В., Lotti S., Lodi R. // Biochimie. 1998. № 80(10). P. 847-853.

81. Battista A.F., Alban E. Effect of graded ligature compression on nerve conduction. Exp. Neurol. 1983, 80, № 1, 186-194.

82. Beer G. M., Steurer J., Meyer V.E. Standardizing nerve crushes with a non-serrated clamp. J. Reconstr. Microsurg. 2001 Oct; 17(7): p. 531-534.

83. Bontioti, E.N. Regeneration and functional recjvery in the upper extremity of rats after various types of nerve injuries / E.N. Bontioti, M. Kanje, L.B. Dahlin // J. Peripher. Nerv. Syst- 2003.- Vol. 8, N3.- P. 159 168.

84. Busse R., Trogish G., Bassenge E. The role of endotelium in the control of vaskular tone//Basic Res. Cardiol. 1985. V. 80. P. 250-251.

85. Carbonetto, S. Nerve fiber growth and the cellular response to axotomy / S. "Carbonetto, K. Miller// Current tropics in developmental, biology ,1983.-Chicago: Naples. P. 33 - 76.

86. Cavanaugh, M.W. Quantitative effect of the peripheral innervation on nerves and spinal ganglion cells / M.W. Cavanaugh // J. Сотр. NeuroL- 1951.- Vol. 94.- P. 181 -219.

87. Chan A., Reichmann H., Kogel A. et al. // J. Neurol. 1998. №10. P. 681-685.

88. Coggeshall, R.E. Central changes in primary afferent fibers following perifheral nerve lesions / R.E. Coggeshall, H.A. Lekan, T.P. Doubell, A. Auchorne et al. // Neuroscience. -1997. -Vol. 77, N 4. -P. 1115-1122.

89. Devor, M. Proliferation of primary sensory neurons in adult rat dorsal ganglion and the kinetics of retrograde cell loss after sciatic section / M. Devor, R. Gorvin-Lippmann, I. Frank, P. Raber // Somatosens Res. 1985. - Vol 3, N 2. - P. 139167.

90. Devor, M. Neurogenesis in adult rat dorsal root ganglia / M. Devor, R. Gorvin-Lippman, I. Frank//Neurosci. Left. 1985.-Vol. 61.-P. 1-2.

91. Dong Z., Cheng X., Gu Y. Effect of crushing of sciatic nerve on neuron of lumbar spinal cord. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 1998 Mar; 12(2): 113-116.

92. Donnerer, J. Regeneration of primary sensory neurons // Pharmacology. -2003.-Vol. 67.-P. 169-181.

93. Fu, S.Y. The cellular and molecular basis of peripheral nerve regeneration / S.Y. Fu, T. Gordon // Mol Neurobiol. 1997. - Vol. 14. -P. 67 - 116.

94. Fugleholm, K. Early peripheral nerve regeneration after crushing, sectioning, and freeze studied by implanted electrodes in the cat / K. Fugleholm, H. Schmalbruch, C. Krarup //J Neurosci. 1994. - Vol.14, N 5 Ptl. - P. 2659-2673.

95. Fugleholm K., Schmalburch H., Krarup C. Post reinnervation maturation of myelinated nerve fibers in the cat tibial nerve: chronic electrophysiological and morphometric studies// Peripher nerv sysnem.2000.№ 5(2).p. 82-95.

96. Ge X., Spector G.J., Carr C. The pathophysiology of compression injuries of the peripheral facial nerve. Laryngoscope 1982 Oct.; 92, p. 1-15.

97. Gordon, T. Long-term response to nerve injury / T. Gordon, S.Y. Fu // Adv. Neurol. 1997. - Vol. 72.-P. 185-199.

98. Groves, M.J. Profile of adult rat sensory neuron loss, apoptpsis and replacement after sciatic nerve crush / M.J. Groves, A. Schanzer, A.J. Simpson et al. II]. Neurocytol.-2003.-Vol. 32, N2.- P. 113-122.

99. Groves, M.J. Axotomy-induced apoptosis in rat primary sensory neurons / M.J. Groves, T. Christopherson, B. Giometto, F. Scaravilli // Journal of Neurocytology. -1997.-Vol. 26. -P.615-624.

100. Hallas B.H. Transplantation into the mammalian spinal cord//Expereientia. 1982. v.38 №6 P.699-701.

101. Habermann E., Reiz G. Ein Neues Vor fahren zur Gewinnung der kompenenten von Bienengift Jnslesodere des Zentralwirk Samen Peptides Apamin // Biochem.Z., 1965. 341. №7. P.451.

102. Hare, W. Reaction of dorsal root ganglion cells to section of peripheral and central processes / W. Hare, J. Hinsey//J. Сотр. Neurol.- 1940.-Vol.73.-P. 489 -502.

103. Hart, M. A. Primary sensory neurons and satellite cells after peripheral axotomy in the adult rat: timecourse of cell death and elimination / A. Mckay Hart, T. Brannstrom, M. Wiberg, G. Terenghi // Exp. Brain Res. 2002.- Vol. 142, N3,- P. 308-318.

104. Himes, B.T. Death of some) dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in aduit and neonatal rats / B.T. Himes, A. Tessler // J Comp Neurol. 1989. - Vol. 284, N 2. -P. 215-230.

105. Hirt, A. Uder den Aufbau des Spinalganglions und seine Beziehungen zum sympathicus / A. Hirt // Z. ges. Anat. 1928.- Bd 87.- S. 275 - 318.

106. Horch K. Guidance of regrowing sensory axons after cutaneous nerve lesions in the cat//Neurophysiology. 1979.42 №5,1437-1449.

107. Horch K., Linsey S. J.W. On the number and nature of regeneration myelinated axons after lesions of cutaneous nervs in the cat//Physiology,1981.313,275-286.

108. Houenou L., Li L., Lei M., Kent C., Tytell M. Exogenous heat shock cognate protein Hsc 70 prevents axotomy-induced death of spinal sensory neurons.// Cell. Stress. Chaperones.-1996.- V.I.- P.161- 166.

109. Ide, С. Peripheral nerve regeneration I I Neurosci Res. 1996. - Vol. 25. - P. 101-121.

110. Kamijo Y., Koyama J., Oikawa S. ,Koizumi Y. Regenerative process of the facial nerve: rate of regeneration of fibers and their bifurcations// Neurosci. Res. 2003 №46(2). P. 135-143.

111. Lee, K.H. Correlation of cell body size, axon size, and signal conduction velocity for individually labelled dorsal root ganglion cells in the cat / K.H. Lee, K. Chung, J.M. Chung, R.E. Coggeshall // J. Сотр. Neurol. 1986.- Vol. 243, N 3,- P. 335-346.

112. Lekan, HA. Loss of dorsal root ganglion cells concominant with dorsal root axon sprouting following segmental nerve lesions / H.A. Lekan, K. Chung, Y.W. Yoon, J.M. Chung et al. //Neuroscience. 1997. - Vol. 81, N 2. - P. 527-534.

113. Liss, A.G. Cell loss in sensory ganglia after peripheral nerve injury / A.G. Liss, F.W. af Ekenstam, M. Widerg // Scand J Reconstr Hand Surg. 1994. - Vol. 28. -P. 177-187.

114. Lozeron, P. Regeneration of unmyelinated and myelinated sensory nerve fibres studied by a retrograde tracer method / P. Lozeron, C. Krarup, H. Schmalbruch // J. Neurosci Methods. 2004. - Vol. 138, N 1 - 2. - P. 225 - 232.

115. Lundborg G. Structure and function of the intraneural microvessels as related to trauma, edema formation and nerve function // J. Bone Joint Surg. 1975. -Vol. 57a, № 7. p.938-948.

116. Mackel R., Kunesch E., Waldhoz F. Reinervation of mechanoreceptors in the human glabrous skin// Brain Research. 1983.№2. P.49-65.

117. Marx J.Z. Regeneration in the nervous system// Sciens 1980. v.209 № 4454 P.378-380.

118. Milner Т., Stein R. The effects of axotomy on the conduction of action potentials in peripheral sensory and motor nerve fibres// J. Neurol., Neurosurg. And Psychiat.l981.№6. P.485-496.

119. Mira J.C. Quantitativ studies of regeneration of rat myelinated nerve fibres: variations in the number and size of regenereting fibres after repeated localized freezing // J.Anatomy. 1979. v. 129. №1 P. 77-99.

120. Mira J. C., Pecot-Dechavassine M. Effets d'une congelation localisee d'une nerf peripherique sur la conduction de l'influx nerveux, au cours de la degenerescence et de la regeneration. Pflugers Arch., 1971, 330, №1, P. 5-14.

121. Oliveira E.F., Mazzer N., Barbieri C.H., Selli M. Correlation between functional index and morphometry to evaluate recovery of the rat sciatic nerve following crush injury: experimental study// Reconstr. Microsurg. 2001 №17(1). P. 69-75.

122. Oh, E.J. Changes in nerve growth factor levels in dorsal root ganglia and spinal nerves in a rat neuropathic pain model / E.J. Oh, YAV. Yoon, S.E. Lee, S.K. Hong // Exp. Brain Res. 2000. - Vol. 130. - P. 93-99.

123. Ohara H., Kanaide H., Nakamura M.,A. // J. mol.cell. Cardiol, 1981. V. 138. P. 741-753.

124. Ochs G., Schenk M., Struppler A. Painful dysaesthesias following peripheral nerve injury: a clinical and electrophysiological study// Brain Research. 1989. №1. P.228-240.

125. Olivera E. F., Mazzer N., Barbieri C. N., Selli M. Correlation between functional index and morphometry to evaluate recovery of the rat sciatic nerve following crush injury: experimental study. J. Reconstr. Microsurg. 2001 Jan; 17(1): P. 69-75.

126. Ohara H., Kanaide H., Nakamura M.//j. Mol. Cell. Cardiol.,1981. V.13, №8, P. 741-753.

127. Ranson, S.W. Retrograde degeneration in the spinal nerves / S.W. Ranson // J. Сотр. Neurol. 1906. - Vol. 14.- P. 265-293.

128. Risling, M. Effects of sciatic nerve crush on the L7 spinal roots and dorsal root ganglia in kittens / M. Risling, H. Aldskogius, С Hildebrand // Exp Neurol. -1983.- Vol. 79, N1.- P. 176-187.

129. Robinson P. The effect of injury on the properties of afferent fibres in the lingual nerve. J. Oral Maxillofac Surg. 1992 Feb; 30 (1): P. 39-45.

130. Schmalbruch, H. Loss of sensoiy neurons after sciatic nerve section in the rat // Anat Rec. 1987. - Vol. 219, N 3. - P. 323-329.

131. Shen, H. Changes in trkA expression in the dorsal root ganglion after peripheral nerve injury / H. Shen, J.M. Chung, RE. Coggeshall, K.S. Chung // Exp Brain Res.-1999.-Vol. 127.-P. 141-146.

132. Singh R.B., Niaz M.A. // Int. J. Cardiol. 1999. № 68(1). P. 23-29.

133. Sorensen, B. No further loss of dorsal root ganglion cells after axotomy in p75 neurotrophin receptor knockout mice / B. Sorensen, T. Tandrup, M. Koltzenburg et al. // J. Com. Neurology.-2003.-Vol. 459.-P. 242 250.

134. Sugavara H., Yamamoto T. et. al. // J. Biochem. 1990. V. 22. P. 477 -480.

135. Swett ., Hong C., Miller P. Most dorsal root ganglion neurons of the adult rat survive nerve crush injury.// Somatosens. Motor Res.-1995.-V.12.-P.177-189.

136. Tackmann W., Brennwald J., Nigst H. Sensory electroneurographic parameters and clinical recovery of sensibility in sutured human nerves// J. Neurol. 1983.№3.p. 195-206.

137. Tandrup, T. Delayed loss of small dorsal root ganglion cells after transection of the rat sciatic nerve / T. Tandrup, C.J. Woolf, R.E. Coggeshalt // J Comp Neurol. -2000.-Vol. 422, N2.-P. 172-180.

138. Terenghi, G. Peripheral nerve regeneration and neurotrophic factors. J Anat. -1999.-Vol. 194.-P. 1 -14.

139. Toft, P.B. Axonal draching following crush lesions of peripheral nerves of rat / P,B. Toft, K. Fugleholm, H. Schmalbruch // Muscle Nerve. 1988.-Vol. 11, N8. -P. 880-889.

140. Tohill, M. Stem-cell plasticity and therapy for injuries of the peripheral nervous system / M. Tohill, G. Terenghi // Biotechnol Appl Biochem. 2004. -Vol. 40,N1.-P. 17-24.

141. Tyndall, D.A. Evaluation of peripheral nerve regeneration following crushing or transection injuries / D.A. Tundall, J.M. Gregg, J.S. Hanker // J. Oral Maxillofac Surg.-1984,- Vol. 42, N5.- P. 314-318.

142. Verdu, E. Influence of aging on peripheral nerve function and regeneration / E. Verdu, D. Ceballos, J.J. Vilches et al. // J Periph Nerv Syst. 2000. - Vol. 5. - P. 191-208.

143. Vestergaard, S. Effect of permanent axotomy on number and volume of dorsal root ganglion cell bodies / S. Vestergaard, T. Tandrup, J. Jakobsen // J. Comp Neurol. 1997.-Vol. 388,N2.-P. 307-312.

144. Wilfrid J. Pathophysiology of nerve following mechanical injury// Amsterdam efc.l988.№7. P. 89-108.

145. Ygge, J. Intercostal nerve transection and its effect on the dorsal root ganglion. A quantitative study on thoracic ganglion cell numbers and sizes in the rat / J. Ygge, H. Aldskogius // Exp Brain Res. 1984. - Vol. 55, N 3. - P. 402 - 408.