Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Морфология спинномозгового узла в норме и после перерезки седалищного нерва у взрослой крысы

ВАК РФ 03.03.04, Клеточная биология, цитология, гистология

Автореферат диссертации по теме "Морфология спинномозгового узла в норме и после перерезки седалищного нерва у взрослой крысы"



005000804

Тимофеева Лидия Борисовна

Морфология спинномозгового узла в норме и после перерезки седалищного нерва у взрослой крысы

(Экспериментально-морфологическое исследование) 03.03.04 - клеточная биология, цитология, гистология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

1 / НОЯ 2011

Саранск - 2011

005000804

Работа выполнена в Государственном бюджетном образовательном учреждении высшего профессионального образования Министерства по здравоохранению и социальному развитию Российской Федерации «Нижегородская государственная медицинская академия»

Научный руководитель:

доктор биологических наук Ермолин Игорь Леонидович Официальные оппоненты:

доктор медицинских наук, профессор Челышев Юрий Александрович доктор медицинских наук, профессор Яцковский Александр Никодимович

Ведущая организация:

Учреждение российской академии медицинских наук НИИ Морфологии человека РАМН

Защита диссертации состоится 2011 года в 10 °°часов на

заседании диссертационного совета Д 212.117.01 при ФГБОУ ВПО «Мордовский государственный университет имени Н.П. Огарева» (430000, Республика Мордовия, г. Саранск, ул. Большевистская, 68).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ФГБОУ ВПО «Мордовский государственный университет имени Н.П. Огарева» (430000, Республика Мордовия, г. Саранск, ул. Большевистская, 68).

Автореферат разослан « 2011 года

Ученый секретарь диссертационного совета доктор биологических наук, профессор

В.П.Балашов

Актуальность исследовании

Вопрос о возможности регенерации периферических нервов является одним из наиболее актуальных в современной медицине. Повреждения нервного ствола вызывают расстройства движений, чувствительности и вегетативно - трофические нарушения. Высокая частота травм сочетается с недостаточной эффективностью методов лечения. Эффективность хирургических, физиотерапевтических и медикаментозных методов лечения остаётся низкой (Берснев В.П., 1987; Золотник Э.И. с соавт., 1982; Хамзаев Р.И. с соавт., 2009). Во многом это связано с недостатком сведений о динамике регенерации повреждённого нерва. Успех восстановления периферического нерва в значительной мере определяется выживаемостью после травмы нейронов, задействованных в его формировании. Так, часто для оценки регенерации нерва используется такой показатель, как количество нейронов в спинномозговых узлах (СМУ). Однако для корректной оценки количества нейронов, выживающих после травмы нерва, и способных принимать участие в процессах его восстановления, необходимо оценить популяцию нейронов данного нерва в норме.

Для изучения регенерации периферического нерва в эксперименте часто используется модель травмы седалищного нерва крысы. Оценивая эффективность регенерации нерва, многие исследователи изучают СМУ L4 и/или L5 (Hirnes В. et al., 1989; Рагинов И.С. с соавт., 2001; McKay Hart А. et al., 2002; Алексеева Е.Б., 2003; Groves MJ. et al., 2003; Рагинов И.С., 2006 и др.), поскольку доказано преимущественное участие этих СМУ в наполнении седалищного нерва (Swett J.E. et al., 1991; Asato, F. et al., 2000; Rigaud M. et al., 2008). В то же время сведения об участии СМУ L3 и L6 противоречивы (Swett J.E. et al., 1991; Asato, F. et al., 2000; Gupta M. et al., 2000; Rigaud M. et al., 2008). Многие исследователи при одностороннем экспериментальном воздействии на нерв в качестве контроля используют контрлатеральные СМУ исследуемых животных (Devor М. et al., 1985; Vestergraad S. et al., 1997; Degn J. et al., 1999; Рагинов И.С. с соавт., 2001; Алексеева Е.Б., 2003; Челышев Ю.А. с соавт., 2004 и др.). Правомерность этого вызывает сомнения, поскольку на различных сегментарных уровнях разных видов животных показана асимметрия количества нейронов в индивидуальных парах СМУ (Chung К. et al., 1984). Билатеральная симметрия количества нейронов продемонстрирована лишь для СМУ L5 (Hirnes В. et al., 1989). Однако эти данные касаются общего количества нейронов в СМУ, в то время как в формировании седалищного нерва принимают участие лишь часть из них. На данный момент работ, направленных на исследование билатеральной симметрии популяции нейронов СМУ, дендриты которых принимают участие в наполнении седалищного нерва, не существует.

Метод, использованный в данном исследовании позволяет оценить популяцию афферентных нейронов, формирующих седалищный нерв крысы в норме, что имеет важное значение для оценки возможностей регенерации периферических нервов. Выявленная динамика изменения количества

нейронов СМУ важна для правильной коррекции тактики лечения повреждённого периферического нерва.

Цель исследования: Изучить популяцию нейронов спинномозговых узлов, формирующих седалищный нерв взрослой крысы в норме и закономерности посттравматических изменений в ней на отдалённых сроках после перерезки нерва.

Задачи исследования:

1. Выявить сегментарные уровни СМУ, нейроны которых задействованы в формировании седалищного нерва крысы на уровне верхней трети бедра.

2. Определить общее количество и размерные группы нейронов СМУ, формирующих седалищный нерв взрослой крысы в норме.

3. Установить количественно степень участия билатеральных спинномозговых узлов поясничного отдела в формировании седалищного нерва для выявления симметрии или асимметрии в норме.

4. Определить динамику изменения в популяции общего количества нейронов и соотношение их размерных групп с 30 по 300 сутки после перерезки седалищного нерва.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Популяция афферентных нейронов формирующих седалищный нерв локализуется в СМУ ЬЗ - Ь6.

2. Популяция афферентных нейронов формирующих седалищный нерв имеет симметричное распределение в билатеральных СМУ ЬЗ - Ь6.

3. Посттравматические изменения в популяции СМУ ЬЗ - Ь6 сопровождаются частичной их элиминацией, продолжающейся до 300 суток после перерезки седалищного нерва.

Научная новизна.

- Впервые установлено количество и размерные группы афферентных нейронов, участвующих в формировании седалищного нерва у нелинейных половозрелых крыс в норме.

- Показана количественно посегментарная симметрия распределения афферентных нейронов в билатеральных СМУ ЬЗ - Ь6 в норме.

- Установлена динамика гибели нейронов различных размерных групп в популяции на сроках от 30-ти до 300 суток после перерезки седалищного нерва.

- Определено количество "переживающих" и "регенерирующих" нейронов популяции на сроках от 30-ти до 300 суток после перерезки седалищного нерва.

Научно-практическая значимость работы. В работе количественно определена популяция афферентных нейронов, участвующих в

формировании седалищного нерва белой нелинейной крысы, их распределение в билатеральных СМУ и посегменгарная билатеральная симметрия. Полученные сведения имеют фундаментальное значение и могут быть применены при моделировании различных патологических процессов в СМУ крысы, в преподавательской работе при изучении соответствующих разделов учебных дисциплин гистологии и патоморфологии животных, в учебных программах биологических, сельскохозяйственных и медицинских вузов. Полученные сведения о динамике гибели и регенерации нейронов при перерезке их периферических отростков возможно использовать для разработки вопросов посттравматического восстановления периферических нервов.

Апробация материалов диссертации. Материалы диссертации представлены и обсуждены на Научной конференции, посвященной 100-летию со дня рождения Заслуженного деятеля науки РСФСР, академика АМН СССР, Жданова Д.А. (С-петербург, 2008); Научно-практической конференции с международным участием посвященной научной сессии молодых учёных и студентов «Современное решение актуальных научных проблем в медицине» (Нижний Новгород, 2010); X Конгрессе Международной Ассоциации морфологов (Ярославль, 2010).

Публикации. По теме работы опубликовано 8 печатных работ, из них 3 статьи в рецензируемых изданиях.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 107 страницах машинописного текста, состоит из введения, обзора литературы, описания материала и методов исследования, главы собственных исследований, обсуждения полученных данных, выводов, приложения и списка литературы. Работа иллюстрирована 45 рисунками, которые включают микрофотографии световой и флуоресцентной микроскопии, диаграммы. Библиографический список содержит 165 источника, из них 134 иностранных.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Работа представляет собой экспериментально-морфологическое исследование и выполнена на 54 белых беспородных крысах весом 200 -300г.

Характеристика экспериментальных групп

Контрольные животные. У пяти животных было проведено билатеральное ретроградное маркирование нейронов люминесцентным красителем Mini-Ruby с последующим количественным анализом в СМУ L3,

L4, L5 и L6. Введение красителя осуществлялось через проксимальную культю седалищного нерва на уровне верхней трети бедра для выявления в этих узлах нервных клеток, дендриты которых участвуют в формировании данного нерва.

Для выявления размерных групп нейронов СМУ у трёх интактных крыс были взяты билатеральные СМУ L3, L4, L5 и L6. Определение размеров нервных клеток производилось на препаратах, окрашенных по методу Ниссля.

Экспериментальные животные. В качестве экспериментальной модели травмы периферического нерва, которая позволяет оценить ретроградные изменения в СМУ (нейронную гибель и регенераторные процессы) применена перерезка седалищного нерва. Через 30, 90, 150 и 300 суток проведено ретроградное маркирование выживших нейронов через проксимальную и дистальную культи для выявления переживающих нейронов и нейронов, преодолевших зону рубца.

Кроме того, морфологические изменения нейронов СМУ через 30 и 300 суток после экспериментального воздействия производилось на препаратах, окрашенных по Нисслю.

Таблица 1. Количество экспериментальных животных и их распределение по видам и срокам эксперимента. _

-ЛЗродолжительность эксперимента, сут. Методы и вид эксперимента — 30 90 150 300 Всего животных

Окраска по методу Ниссля Норма 3

Перерезка седалищного нерва 3 3 6

Маркирование нейронов Mini-Ruby Норма 5

Перерезка седалищного нерва Маркирование через проксимальную культю 5 5 5 5 20

Маркирование через дистальную культю 5 5 5 5 20

ИТОГО 54

Техника проведения эксперимента

Эксперименты на животных выполнены под нембуталовым наркозом (40 мг/кг) в стерильных условиях экспериментальной операционной. Все манипуляции с животными осуществлялись в соответствии с «Правилами проведения работы с использованием экспериментальных животных» (приказ Минвуза от 13.11.1984г. № 724). Путём препаровки выделялся правый седалищный нерв и пересекался на уровне верхней трети бедра.

Фиксация гистологического материала проводилась прижизненно под общим нембуталовым наркозом в летальной дозе (60 мг/кг) через брюшную аорту тёплым (37°С) 4% парафармальдегидом на 0,1М фосфатном буфере, после чего производилось взятие материала. Для этого в области позвонков LI - S1 производилась ламинэктомия. СМУ, лежащие в межпозвонковых отверстиях по ходу спинномозговых нервов были взяты и подвержены дальнейшей гистологической обработке.

Методы гистологического исследования

Для проведения ретроградного маркирования нейронов СМУ у животных контрольной группы билатеральные седалищные нервы пересекались на уровне верхней трети бедра. У экспериментальных животных пересечение оперированного нерва производилось на 5 мм проксимальнее или дистальнее рубца. Контрлатеральный нерв пересекался на уровне верхней трети бедра. Затем нервы помещались в силиконовые катетеры, предварительно заполненные 10,0% флуоресцентным красителем Mini-Ruby (10000, dextran, tetramethylrhodamine and lysine; Molecular Probes).

Ретроградное введение красителя производилось в течение двух часов, после этого рана промывалась нормальным физиологическим раствором и послойно ушивалась. Через 7 дней животное перфузировалось 4,0% параформальдегидом на 0ДМ фосфатном буфере с РН = 7,2 - 7,4. Ганглии помещались дополнительно в указанный фиксатор на 24 часа (при комнатной температуре), затем материал переносился в 10,0% сахарозу на фосфатном буфере на 24 часа и в 30,0% сахарозу на 72 часа в холодильник. После этого, ганглии заключались в 1,0% желатину на 0,1М фосфатном буфере с РН = 7,2 - 7,4, и в криостате (-25°С) приготавливались продольные срезы толщиной 25 мкм. Срезы помещались на предметные стёкла, покрытые желатиной на фосфатном буфере, и сушились 2-3 часа, ополаскивались дистиллированной водой и сушились в темноте при комнатной температуре 24 часа. Срезы заключались в равную смесь глицерина с фосфатным буфером и накрывались покровными стёклами.

Препараты просматривались на флуоресцентном микроскопе "Micros" МС 200 F (Austria) при длине волны возбуждения флуоресценции 420 - 650 нм. На серийных срезах СМУ L3 - L6 осуществлялась

идентификация маркированных нейронов в норме и в эксперименте. Подсчёт количества нейронов с одновременным определением их размерных групп производился с помощью окулярной сетки имеющей 256 квадратов при увеличении Х400. Площадь квадрата составляла 1,18 мм. Фоторегистрация производилась на флуоресцентном микроскопе Carl Zeiss Axiovert 200 камерой Carl Zeiss AxioCam MRc.

Для определения размерных групп нейронов СМУ был использован метод Ниссля, который позволяет получить чёткую морфологическую картину состояния тела и ядра клетки, особенно нисслевского вещества, представляющего наиболее лабильную структуру нейрона (Жаботинский,' 1965). Было проведено окрашивание серийных парафиновых срезов толщиной 15 мкм крезиловым фиолетовым по Нисслю в модификации И.В. Викторова (1969). Исходные размеры больших, средних и мелких нейронов были определены с помощью окуляр-микрометра с окуляром х15 и объективом х40. Площади профильных тел нейронов определялись по формуле (Атлер В.М., 1965): S тела нейрона = frxd,xd2)/4; где d, - большой диаметр нейрона; d2 - малый диаметр нейрона.

Статистический анализ

Статистический анализ проведён с помощью компьютерной программы Statistica 6.0. Результаты подсчёта представлены в виде М ± о, где М - среднее количество нейронов при п = 3, п - количество животных в каждой группе, ст - стандартное отклонение. Для выявления достоверности различий между группами использовались Wilcoxon test и непараметрический критерий Манна - Уитни. Достоверными считались результаты при Р < 0,05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Анализ популяции афферентных нейронов седалищного нерва в норме

В исследованиях регенерации периферической нервной системы часто используется модель деафферентации седалищного нерва. При этом количественная оценка гибели нейронов производится в одном или двух смежных поясничных СМУ. Это не даёт представления о регенерации нерва вцелом, поскольку каждая из ветвей седалищного нерва, входящих в его состав на уровне середины бедра, занимает 2-3 смежных ганглия (Бшей 1.Е. й а1., 1991). Для корректной оценки возможности регенерации данного нерва необходимо произвести количественную оценку всей популяции нейронов, задействованных в его формировании. Сегментарные уровни СМУ, являющиеся источниками формирования нерва выявлены (Б\уе« 1Е. е1 а1., 1991; А^о Р. еь а!., 2000; М. е1 а1., 2008), однако отмечено, что

пропорции распределения в седалищный нерв каждого из этих уровней имеют достоверные различия не только между породами крыс (Rigaud М. et al., 2008), но и среди животных одной породы (Asato F. et al., 2000). Не существует исследований, показывающих билатеральную симметрию в распределении нейронов данной популяции. Между тем, многие исследователи, оценивая выживаемость нейронов при одностороннем экспериментальном воздействии, часто используют контрлатеральную сторону в качестве контрольной (Рагинов И.С. с соавт., 2001; Челышев Ю.А. с соавт., 2004; Ygge J. et al., 1984; Himes B.T.et al., 1989; Vestergaard S. et al, 1997; Degn J. et al, 1999 и др.). В связи с этим, для выявления популяции чувствительных нервных клеток, посылающих дендриты в седалищный нерв, нами был применён метод ретроградного транспорта флуоресцентного красителя Mini-Ruby. Проведён количественный анализ нейронов СМУ данной популяции, их билатеральное посегментарное распределение, выделены и количественно определены размерные группы нейронов. Полученные данные использовались как контрольные для оценки экспериментальных данных.

При анализе СМУ была выделена популяция нейронов, участвующих в наполнении седалищного нерва. Подсчёт маркированных нейронов производился по ядрам, поскольку в литературе имеются основания для использования этого метода наравне с методом объёмной реконструкции перикарионов, который позволяет более точно определить количество нейронов, но является трудоёмким (Ma J. et al, 2001).

У всех исследованных животных СМУ L4 и L5 обеих сторон содержали большое количество маркированных нейронов, что свидетельствует о значительной степени участия этих ганглиев в формировании седалищного нерва. СМУ L6 четырёх животных содержали меньшее количество маркированных клеток как с левой, так и с правой стороны, в то время как в билатеральных СМУ L6 одного животного маркированных клеток обнаружено не было. В СМУ L3 левой стороны у всех животных маркированные клетки отсутствовали, но на правой стороне у двух животных было обнаружено небольшое количество. Правые СМУ трёх крыс не содержали маркированных нейронов (таблица 2).

Таблица 2. Количество животных, в СМУ ЬЗ, Ь4, Ь5 и Ь6 которых выявлены маркированные нейроны._______

СМУ Левая сторона Правая сторона

L3 0 2

L4 5 5

L5 5 5

L6 4 4

Существуют работы, демонстрирующие билатеральную асимметрию количества нервных клеток в парах грудных ганглиев крысы (Ермолин И.Л.,2006; Ygge J. et al., 1981). Билатеральная симметрия количества нейронов показана для СМУ L5 (Hirnes B.T.et al., 1989; Groves M.G. et al., 1997; Tandrup T. Et al., 2000; Hart A.M. et al., 2002; Groves M.G. et al., 2003; Козлова M.B. с соавт., 2006). Однако эти работы проводились с тотальным количеством нервных клеток ганглия, а не с конкретной популяцией нейронов. В настоящем исследовании проведено сравнение количества нейронов исследованной популяции в билатеральных СМУ L3 - L6.

Общее количество нейронов в выявленной популяции отличалось между левой и правой сторонами в каждом индивидуальном случае. У одного из животных разница достигала более чем 30%. При этом не было замечено закономерного увеличения количества нейронов на какой-либо из сторон. При статистической обработке полученных данных достоверных различий в количестве маркированных нейронов между левой и правой сторонами обнаружено не было. Количество маркированных нейронов составило 1851,4 ± 252,99 на левой и 2041,6 ± 445,2 на правой стороне (таблица 3).

Таблица 3. Количество нейронов седалищного нерва в билатеральных СМУ в норме.

СМУ Левая сторона Правая сторона

L3 0 1,2±2,17

0% 0,06%

L4 579,2±330,62 713,4±399,52

31,28% 34,94%

L5 1101,6±197,83 1142,4±498,99

59,5% 55,96%

L6 170,6±141,44 184,6±134,63

9,22% 9,04%

ИТОГО 1851,4±252,99 2041±445,2

100% 100%

В индивидуальных парах СМУ каждого из исследованных уровней достоверных различий количества нейронов популяции между правой и левой сторонами так же не обнаружено (таблица 4). Полученные результаты, свидетельствующие о билатеральной симметрии общего количества нейронов в популяции, позволяют при проведении одностороннего экспериментального воздействия на седалищный нерв в качестве контроля использовать контрлатеральные СМУ.

Таким образом, установлено, что в формировании седалищного нерва крысы принимают участие нейроны СМУ ЬЗ - Ь6. При этом СМУ Ь4 и Ь5 являются основными источниками формирования нерва, их вклад наиболее существенен. На левой стороне он составляет 90,78%, а на правой 90,90%.

Нейроны СМУ Ь6 составляют 9,22% общего количества афферентных нейронов седалищного нерва слева и 9,04% справа. Участие СМУ ЬЗ в формировании нерва незначительно.

Таблица 4. Размерные группы маркированных нейронов СМУ в

норме

СМУ Левая сторона Правая сторона

Больш. Средн. Мелкие Всего Больш. Средн. Мелкие Всего

L3 0 0 0 0 0,4± 0,4± 0,4± 1,2±2,17

0% 0% 0% 0% 0,55 3,33% 0,89 3,33% 0,89 3,33% 100%

L4 117,4± 360,8± 101,0± 579,2± 223,2± 449,6± 40,6± 713,4±

90,17 175,16 74,96 330,62 166,52 211,37 27,69 399,52

20,27% 62,29% 17,44% 100% 31,29% 63,02% 5,69% 100%

L5 283,б± 681,4± 136,6± 1101,6± 366,2± 687,2± 89,0± 1142,4±

72,59 180,4 69,18 197,83 177,73 319,79 35,23 498,99

25,74% 61,86% 12,40% 100% 32,06% 60,15% 7,79% 100%

L 6 40,8± П6,6± 13,2± 170,6± 49,0± 108,6± 27,0± ■ 184,6±

37,72 100,78 10,03 141,44 41,10 91,8 24,78 134,63

23,91% 68,35% 7,74% 100% 26,54% 58,83% 14,63% 100%

Итого 441,8±1 1158,8 250,8± 1851,4± 638,8± 1245,8 157,0± 2041,6±

27,89 ± 173,84 119,61 252,99 209,7 ± 272,25 34,5 445,2

23,86% 62,59% 13,55% 100% 31,29% 61,02% 7,69% 100%

Полученные данные соответствуют результатам исследователей, указывающих на СМУ L4 и L5 как на основные источники формирования седалищного нерва (Swett J.E. et al., 1991; Asato F. et al., 2000; Rigaud M. et al., 2008). Однако количество нейронов и пропорции вклада СМУ в нерв различны. Так, Swett J.E. et al. (1991) при аппликации пероксидазой хрена отдельных ветвей седалищного нерва выявили, что на уровне середины бедра седалищный нерв содержит дендриты приблизительно 10500 нейронов, 9899% из них располагаются в СМУ L4 и L5, в L6 - 0,4%, а в L3 - 1,2%.

Многие авторы при классификации нейронов СМУ подразделяют их на три размерные группы: крупные, средние и мелкие. Однако размеры нейронов СМУ и соотношение их размерных групп у разных авторов имеют большие различия. По-видимому, это связано, во-первых, с использованием различных животных и объектов (шейные, грудные, поясничные СМУ), во-вторых, с методикой окраски препаратов, неодинаковой толщиной срезов и, в-третьих, с различными морфологическими критериями, которые были использованы авторами при подсчёте Нервных клеток. Нами в данной популяции были выделены три размерные группы нейронов: большие (d >35 мкм), средние (20<d<35 мкм) и мелкие (d<20 мкм). Наиболее малочисленной оказалась группа мелких нейронов, на их долю приходится в среднем 13,55% нейронов слева и 7,69% справа, на долю средних приходится 62,59% клеток слева и 61,02% справа, больших - 23,86% слева и 31,29% справа (таблица 4).

Посттравматические изменения в популяции нейронов после перерезки седалищного нерва

В литературе приводятся противоречивые количественные данные о гибели нейронов в СМУ после перерезки седалищного нерва (Ygge J. et al., 1986; Ygge J., 1989; Lekan H.A.et. al., 1997; Vestergaard S. et al., 1997; Groves M.J. et. al., 1997, 2003; Tandrup T. et. al., 2000; Hart A.M. et al., 2002; Sorensen B. et. al., 2003 и др.), поскольку постановка опытов, временные параметры, способы подсчёта и статистическая обработка полученных данных имеют большие различия. Следует отметить, что данные о гибели нейронов часто не отражают истинных последствий ретроградных изменений в повреждённых популяциях СМУ, поскольку гибель нейронов оценивается исходя из общего количества нейронов в СМУ, а это приводит к занижению её показателей. В связи с этим, для установления истинных показателей ретроградной гибели аксотомированных нейронов СМУ, нами был проведён количественный анализ в исследуемой популяции клеток, выявленный путём их ретроградного маркирования.

Результаты исследования показали, что перерезка седалищного нерва вызывает гибель нейронов в исследуемой популяции. Изучение динамики количества нейронов, переживающих травму (рис.1), позволило выделить следующие периоды гибели клеток:

1 - «острый период» до 30 суток;

2 - «вялотекущий период» от 30 до 90 суток;

3 - «период стабилизации» от 90 до 150 суток;

4 - «период отсроченной дегенерации» от 150 до 300 суток.

. В «острый период» происходит наиболее существенная гибель нейронов (29,58%). «Вялотекущий период» характеризуется незначительной гибелью нейронов, которая составляет дополнительно 10,55%. Общий показатель гибели достигает 40,13%. В течение «периода стабилизации» гибели нейронов не наблюдается, и через 150 суток после перерезки нерва количество погибших нейронов почти не отличается от предыдущего срока, составляя 36,77%. В «период отсроченной дегенерации», который наблюдается после 150 суток, гибель нейронов возобновляется, и к 300 суткам она достигает 68,59%, что достоверно отличается от предыдущих сроков (рис.1).

2500 f

g 2000 x о а.

о 1500 x

о a

g 1000 X

s

* 500

норма ЗОсут 90сут 150сут Срок эксперимента

0 всего В большие □ средние

* - достоверно отличается от нормы (р<0,05)

# - достоверно отличается от предыдущих сроков (р<0,05)

ЗООсут

Рис. 1. Динамика общего количества нейронов и их размерных групп после перерезки седалищного нерва

Оценка гибели нейронов в конкретных популяциях при использовании методов ретроградного маркирования была произведена некоторыми авторами (Ермолин И.Л., 2006; Hirnes В.Т. et al., 1989; Ljungberg С. et al., 1999; Ma J. étal, 2001).

Так С. Ljungberg et al. (1999) через 4 недели после перерезки вентральной ветви спинномозгового нерва Т13 крысы установили гибель 46% нейронов СМУ в популяции, участвующей в формировании нерва.

И. Л. Ермолин (2006) производил перерезку ветвей спинномозгового нерва Т13 крысы и выявил, что на 90 сутки эксперимента в популяции дорсальной ветви при её перерезке погибает 55,27% нейронов, а вентральной ветви - 67,64%.

По данным J. Ma et al. (2001), через 16 недель после пересечения спинномозгового нерва С7 крысы и гибель нейронов, участвующих в формировании нерва, составляет 51 %.

В указанных выше работах пересечение нервов производилось значительно ближе к телам нейронов, чем в данном исследовании, что приводит к увеличению показателей их гибели.

Нами установлено, что после травмы периферического нерва гибель нейронов СМУ сочетается с их переживанием. Среди "переживающих" клеток можно выделить категорию "резервных" нейронов, дендриты которых

образуют регенерационную неврому в проксимальной культе (Крыжановский Г.Н, 1997), и категорию "регенерирующих" нейронов, дендриты которых проросли в дистальную культю (Ермолин И.Л, 2006).

Для выявления "регенерирующих" нейронов была произведена аппликация красителем участка нерва дистальнее рубца, образовавшегося на месте его повреждения. Анализ популяции показал, что к 30-м суткам количество "регенерирующих" нейронов составило 20,47% от нормы, и к 90-м суткам достоверного изменения количества нейронов данной категории не наблюдалось (рис. 2).

2500

ш 2000

0

1

0 О® 1500

1

0 ш

| 1000 т

1

5 500

норма ЗОсут ЭОсут 150сут

Срок эксперимента

Н всего И большие Э средние Ш мелкие

ЗООсут

* - достоверно отличается от нормы (р<0,05)

# - достоверно отличается от сроков 30,90 и 300 суток (р<0,05)

Рис. 2. Динамика общего количества и размерных групп "регенерировавших" нейронов после перерезки седалищного нерва

Существуют данные о регенерации ветвей спинномозгового нерва на уровне Т13 (Ермолин И.Л, 2006), согласно которым в популяциях, участвующих в формировании данных ветвей на сроке 90 суток место травмы преодолевают дендриты только 4% нейронов. В работе И.Л.Ермолина пересечение нерва производилось значительно ближе к телам нейронов, и это могло оказать влияние на их способность к регенерации.

К 150-м суткам количество "регенерирующих" нейронов существенно увеличивается, достигая 41,72%, но к 300-м суткам вновь уменьшается и составляет 17,94%.

Показатели общего количества "регенерирующих" нейронов на 30-е и на 300-е сутки достоверно не различаются, однако изменяется количественный состав размерных групп нейронов. На всех сроках наибольшую потенцию к регенерации демонстрируют средние нейроны. Наименьшая же потенция к регенерации к 30-ти суткам выявлена у больших, а к 300-м суткам - у мелких нейронов. Так, количество "регенерирующих" больших нейронов через 30 суток составляет 35,67 ± 16,92, а через 300 суток - 103,00 ± 56,93. Количество "регенерирующих" мелких нейронов через 30-ть суток составляет 18,33 ± 16,92, а через 300 суток - 6,00 ± 5,29. Вероятно, небольшое количество "регенерирующих" больших нейронов на начальных сроках связано с уменьшением размеров перикарионов данной группы нейронов.

В литературе имеются сведения о высокой потенции к регенерации мелких нейронов (Ермолин И.Л, 2006; Negredo P. et all., 2004), однако сроки наблюдения ограничены 90 сутками.

Таким образом, после перерезки седалищного нерва значительная часть аксотомированных нейронов подвергается гибели. Количество погибающих нейронов увеличивается на протяжении всех сроков наблюдения. Нейроны, выживающие после травмы ("переживающие"), можно подразделить на две категории: "резервные" и "регенерирующие". Через 30 и 90 суток после перерезки седалищного нерва среди "переживающих" нейронов преобладают "резервные", а через 150 и 300 суток - "регенерирующие" нейроны. Поскольку количество "регенерирующих" нейронов через 30 и 300 суток достоверно не различается, можно предположить, что гибель происходит в основном среди "резервных" нейронов.

ВЫВОДЫ

1. Общее количество афферентных нейронов, принимающих участие в формировании седалищного нерва белой нелинейной крысы в норме составляет 1851,4±252,99 на левой и 2041,60± 445,20 на правой стороне. В формировании нерва принимают участие нейроны спинномозговых узлов (СМУ) L3, L4, L5 и L6. Основными источниками формирования нерва являются СМУ L4 и L5. Участие СМУ L3 в формировании нерва незначительно. Количество нейронов, формирующих седалищный нерв, не имеет достоверных различий между правой и левой сторонами. В распределении данной популяции нейронов по сегментарным уровням СМУ нет достоверных различий.

2. В популяции нейронов СМУ L3 - L6, принимающих участие в формировании седалищного нерва крысы в норме, выделены три размерные группы: малые (d < 20 мкм), средние (20 < d < 20 мкм) и большие (d > 35 мкм). На долю малых нейронов в норме приходится 13,55% на левой и 7,69% на правой стороне; на долю средних нейронов - 62,59% на левой и 61,02% на правой стороне; на долю больших нейронов - 23,86% на левой и 31,29% на правой стороне.

3. Гибель нейронов, вызванная перерезкой седалищного нерва, характеризуется периодичностью:

- «острый период» до 30 суток, гибель нейронов составляет 29,58%;

- «вялотекущий период» от 30 до 90 суток, дополнительная гибель клеток составляет 10,55%;

- «период стабилизации» от 90 до 150 суток, гибели нейронов не

наблюдается;

- «период отсроченной дегенерации» после 150 суток, дополнительная гибель нейронов составляет 28, 46%.

К 300-м суткам гибель нейронов имеет незавершённый характер.

4. Среди нейронов, переживающих перерезку нерва, выделены две группы клеток: "регенерирующие" - дендриты которых проросли в дистальную культю, и "резервные" - дендриты которых не преодолели область рубца. Количество переживающих нейронов к 30 суткам составляет 70,42% от количества нейронов в норме. На протяжении всего эксперимента их количество постепенно уменьшается, и к 300 суткам составляет 31,41%. Показатели количества регенерирующих нейронов на 30-е и 300-е сутки эксперимента существенно не различаются, и составляют соответственно 20,47% и 17,94%. На 150-е сутки эксперимента наблюдается значительное увеличение количества регенерирующих нейронов до 41,72% от нормы. Количество резервных нейронов на протяжении всего эксперимента уменьшается, и составляет через 30 суток 49,94%, а через 300 суток 13,47% от количества нейронов в норме.

Список работ, опубликованных по теме диссертации:

1. Тимофеева Л.Б. Выживаемость нейронов после повреждения их отростков у взрослой крысы / Ермолин И.Л., Величанская А.Г., Тимофеева Л.Б., Благова Н.В., Ермолина Е.А. // Морфология, 2008, №5, с.68.

2. Тимофеева Л.Б. Количественный анализ нейронов билатеральных поясничных спинномозговых узлов в норме у взрослых крыс / Тимофеева Л.Б., Ермолин И.Л., Величанская А.Г., Бугрова М.Л. // Научно-практическая конференция с международным участием посвящённая 85-летию д.м.н. Степанова П.Ф., 2009., с.106.

3. Тимофеева Л.Б. Количественная оценка сенсорных нейронов в отдалённые сроки после перерезки седалищного нерва у взрослой крысы / Тимофеева Л.Б., Ермолин И.Л. // Современное решение актуальных научных проблем в медицине, 2010, с.174-175.

4. Тимофеева Л.Б. Афференты седалищного нерва взрослой крысы / Тимофеева Л.Б., Ермолин И.Л. // Журнал теоретической и практической медицины, 2010, Т.8, с. 219-220.

5. Тимофеева Л.Б. Морфология популяций чувствительных и моторных нейронов, формирующих седалищный нерв в норме и при его перерезке у взрослых крыс / Тимофеева Л.Б., Благова Н.В.,

Величанская А.Г., Балалаева И.В., Ермолин И.Л. // Современные технологии в медицине, 2010, №3, с.18-23.

6. Тимофеева Л.Б. Соотношение размерных групп в популяции афферентных нейронов после перерезки седалищного нерва / Тимофеева Л.Б. // Морфология, 2010, №4, с.188-189.

7. Тимофеева Л.Б. Динамика количества чувствительных и моторных нейронов,участвующих в регенерации седалищного нерва крысы после его перерезки / Тимофеева Л.Б., Благова Н.В., Величанская А.Г., Ермолин И.Л. // Морфологические ведомости, 2011, №1, с.52-57.

8. Тимофеева Л.Б. Устойчивость чувствительных и моторных нейронов в ответ на перерезку их периферических отростков / Тимофеева Л.Б., Благова Н.В., Величанская А.Г., Ермолин И.Л. // Современные технологии в медицине, 2011, №2, с. 114-117.

Подписано к печати 13.10.11. Формат 60x84 V16 Бумага писчая. Печать офсетная. Гарнитура «Тайме» Усл. печ. л. 1. Тираж 100 экз. Заказ 86.

Полиграфический участок НГМА 603005, Н. Новгород, ул. Алексеевская, 1

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Тимофеева, Лидия Борисовна

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. СМУ в норме.

1.1.1. Классификация нейронов СМУ.

1.1.2. Количество нейронов в СМУ.

1.1.3. Билатеральная симметрия СМУ.

1.1.4. Количественный состав популяции нейронов, формирующих седалищный нерв и их распределение по сегментарным уровням СМУ.

1.2. Реакция нейронов СМУ на травму периферического нерва.

1.3. Гибель нейронов СМУ после повреждения седалищного нерва.

2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ.

2.1. Характеристика экспериментальных групп животных.

2.2. Техника проведения экспериментов.

2.3. Методы гистологического исследования.

2.4. Статистический анализ.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ НАБЛЮДЕНИЙ.

3.1. Анализ популяции СМУ в норме.

3.2. Посттравматические изменения в популяции нейронов после перерезки седалищного нерва.

4. ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ ДАННЫХ.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Морфология спинномозгового узла в норме и после перерезки седалищного нерва у взрослой крысы"

Актуальность исследования

Вопрос о возможности регенерации периферических нервов является одним из актуальных в современной медицине. Повреждения нервного ствола вызывают расстройства движений, чувствительности и вегетативно — трофические нарушения. Высокая частота травм сочетается с недостаточной эффективностью методов лечения. Эффективность хирургических, физиотерапевтических и медикаментозных методов лечения остаётся низкой (Берснев В.П., 1987; Золотник Э.И. с соавт., 1982; Хамзаев Р.И. с соавт., 2009). Во многом это связано с недостатком сведений о динамике регенерации повреждённого нерва. Успех восстановления периферического нерва в значительной мере определяется выживаемостью после травмы нейронов, задействованных в его формировании. Так, часто для оценки регенерации нерва используется такой показатель, как количество выживших нейронов в спинномозговых узлах (СМУ). Однако для корректной оценки количества афферентных нейронов, выживающих после травмы нерва, и способных принимать участие в процессах его восстановления, необходимо оценить популяцию нейронов, задействованных в формировании данного нерва в норме.

Для изучения регенерации периферического нерва в эксперименте часто используется модель травмы седалищного нерва крысы (Devor М. et al., 1985; Arvidsson J. et al., 1986; Otto D. et al., 1987; Rich K.M. et al., 1987, 1989; Melville S. et al., 1989; Negredo P. et al., 2004 и др.). Многие исследователи, оценивая эффективность регенерации нерва, изучают СМУ L4 и/или L5 (Рагинов И.С. с соавт., 2001; Алексеева Е.Б., 2003; Рагинов И.С., 2006; Сергеев С.М., 2009; Himes В. et al., 1989; Hart М.А. et al., 2002; Groves M.J. et al., 2003 и др.), поскольку доказано преимущественное участие этих СМУ в формировании седалищного нерва (Swett J.E. et al., 1991; Asato F. et al., 2000; Rigaud M. et al., 2008). В то же время сведения об участии СМУ L3 и L6 противоречивы (Swett J.E. et al., 1991; Asato F. et al., 2000; Gupta M. et al.,

2000; Rigaud M. et al., 2008). Часто исследователи при одностороннем экспериментальном воздействии на нерв в качестве контроля используют контрлатеральные СМУ исследуемых животных (Рагинов И.С. с соавт., 2001; Алексеева Е.Б., 2003; Челышев Ю.А. с соавт., 2004; Ranson S.W., 1906, 1909; Devor М. et al., 1985; Suzuki Н. et al., 1993; Vestergraad S. et al., 1997; Degn J. et al., 1999 и др.). Правомерность этого вызывает сомнения, поскольку на различных сегментарных уровнях разных видов животных показана асимметрия количества нейронов в индивидуальных парах СМУ (Ермолин И.Л., 2006; Ygge J. et al., 1981; Chung К., Coggeshall R.E., 1984). Билатеральная симметрия количества нейронов продемонстрирована лишь для СМУ L5 (М. В. Козлова с соавт., 2006; Hirnes В., Tessler А., 1989; Groves М. G. et al., 1997; Tandrup Т. et al., 2000). Однако эти данные касаются общего количества нейронов в СМУ, в то время как в формировании седалищного нерва принимают участие лишь часть из них. На данный момент работ, направленных на исследование билатеральной симметрии популяции нейронов СМУ, дендриты которых принимают участие в формировании седалищного нерва, не существует.

Использованный в настоящем исследовании метод позволяет оценить популяцию нейронов, формирующих седалищный нерв крысы в норме, что важно для объективной оценки возможностей регенерации периферических нервов. Выявленная динамика изменения количества нейронов СМУ и их потенциальных возможностей на разные сроки в эксперименте необходима для правильной коррекции тактики лечения повреждённого периферического нерва.

Цель исследования: Изучить популяцию нейронов спинномозговых узлов, формирующих седалищный нерв взрослой крысы в норме и закономерности посттравматических изменений в ней на отдалённых сроках после перерезки нерва.

Задачи исследования:

1. Выявить сегментарные уровни СМУ, нейроны которых задействованы в формировании седалищного нерва крысы на уровне верхней трети бедра.

2. Определить общее количество и размерные группы нейронов СМУ, формирующих седалищный нерв взрослой крысы в норме.

3. Установить количественно степень участия билатеральных спинномозговых узлов поясничного отдела в формировании седалищного нерва для выявления симметрии или асимметрии в норме.

4. Определить динамику изменения в популяции общего количества нейронов и соотношение их размерных групп с 30 по 300 сутки после перерезки седалищного нерва.

Научная новизна результатов

- Впервые установлено количество и размерные группы афферентных нейронов, участвующих в формировании седалищного нерва у нелинейных половозрелых крыс в норме.

- Показана количественно посегментарная симметрия распределения афферентных нейронов в билатеральных СМУ ЬЗ - Ь6 в норме.

- Установлена динамика гибели нейронов различных размерных групп в популяции на сроках от 30 до 300 суток после перерезки седалищного нерва.

- Определено количество "переживающих" и "регенерирующих" нейронов популяции на сроках от 30 до 300 суток после перерезки седалищного нерва.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Популяция афферентных нейронов формирующих седалищный нерв локализуется в СМУ ЬЗ - Ь6.

2. Популяция афферентных нейронов формирующих седалищный нерв имеет симметричное распределение в билатеральных СМУ ЬЗ - Ь6.

3. Посттравматические изменения в популяции СМУ ЬЗ - Ь6 сопровождаются частичной их элиминацией, продолжающейся до 300 суток после перерезки седалищного нерва.

Научно-практическая значимость работы

В работе количественно определена популяция афферентных нейронов, участвующих в формировании седалищного нерва белой нелинейной крысы, их распределение в билатеральных СМУ и посегментарная билатеральная симметрия. Определена динамика гибели нейронов при перерезке их периферических отростков. Полученные сведения имеют фундаментальное значение и могут быть применены при моделировании различных патологических процессов в СМУ крысы, в преподавательской работе при изучении соответствующих разделов учебных дисциплин гистологии и патоморфологии животных, в учебных программах биологических, сельскохозяйственных и медицинских вузов. Результаты настоящего исследования возможно использовать для разработки вопросов посттравматической регенерации периферических нервов.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Нейронный состав СМУ в норме

Заключение Диссертация по теме "Клеточная биология, цитология, гистология", Тимофеева, Лидия Борисовна

выводы

1. Общее количество афферентных нейронов, принимающих участие в формировании седалищного нерва белой нелинейной крысы в норме составляет 1851,4±252,99 на левой и 2041,60± 445,20 на правой стороне. В формировании нерва принимают участие нейроны спинномозговых узлов (СМУ) L3, L4, L5 и L6. Основными источниками формирования нерва являются СМУ L4 и L5. Участие СМУ L3 в формировании нерва незначительно. Количество нейронов, формирующих седалищный нерв, не имеет достоверных различий между правой и левой сторонами. В распределении данной популяции нейронов по сегментарным уровням СМУ нет достоверных различий.

2. В популяции нейронов СМУ L3 — L6, принимающих участие в формировании седалищного нерва крысы в норме, выделены три размерные группы: мелкие (d < 20 мкм), средние (20 < d < 35 мкм) и большие (d > 35 мкм). На долю мелких нейронов в норме приходится 13,55% на левой и 7,69% на правой стороне; на долю средних нейронов - 62,59% на левой и 61,02% на правой стороне; на долю больших нейронов — 23,86% на левой и 31,29% на правой стороне.

3. Гибель нейронов, вызванная перерезкой седалищного нерва, характеризуется периодичностью:

- «острый период» до 30 суток, гибель нейронов составляет 29,58%;

- «вялотекущий период» от 30 до 90 суток, дополнительная гибель клеток составляет 10,55%;

- «период стабилизации» от 90 до 150 суток, гибели нейронов не наблюдается;

- «период отсроченной дегенерации» после 150 суток, дополнительная гибель нейронов составляет 28, 46%.

К 300-м суткам гибель нейронов имеет незавершённый характер.

4. Среди нейронов, переживающих перерезку нерва, выделены две группы клеток: "регенерирующие" - дендриты которых проросли в дистальную культю, и "резервные" - дендриты которых не преодолели область рубца. Количество переживающих нейронов к 30 суткам составляет 70,42% от количества нейронов в норме. На протяжении всего эксперимента их количество постепенно уменьшается, и к 300 суткам составляет 31,41%. Показатели количества регенерирующих нейронов на 30-е и 300-е сутки эксперимента существенно не различаются, и составляют соответственно 20,47% и 17,94%. На 150-е сутки эксперимента наблюдается значительное увеличение количества регенерирующих нейронов до 41,72% от нормы. Количество резервных нейронов на протяжении всего эксперимента уменьшается, и составляет через 30 суток 49,94%, а через 300 суток 13,47% от количества нейронов в норме.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Тимофеева, Лидия Борисовна, Нижний Новгород

1. Алексеева, Е.Б. Регенерация седалищного нерва крысы после кратковременного дозированного вытяжения его центрального отрезка: автореф. дис. . канд. биол. наук: 03.00.25. / Алексеева Елена Борисовна. Саранск, 2003 . — 18с.

2. Архипова, Е.Г. Репаративная регенерация периферических нервов крыс после механической альтерации и фармакологической модификации: автореф. дис. . канд. биол. наук: 03.00.13. / Архипова Елана Геннадиевна. Нижний Новгород, 2007. - 23 с.

3. Атлер, В.М. О гистологических особенностях строения интраспинальных сосудов миокарда / В.М. Атлер // Арх. Патол. -1965.- вып. 12.- С. 22- 28.

4. Берснев, В.П. Исходы микрохирургических операций при повреждении нервов / В.П. Берснев // Ортопедия, травматология. — 1987.-№6.-С. 19-23.

5. Викторов, И.В. Современные методы морфологических исследований мозга // доклады на научно методической конференции Института мозга АМН СССР (Москва, 24 - 26 ноября 1969г.) / М.: ХОЗУ Минавтопрома, 1969. - с. 6 - 13.

6. Григорович, К.А. Хирургическое лечение повреждений нервов. / К.А. Григорович. Л.: Медицина, 1981. - 304с.

7. Гущина, C.B. Сигнальные пути ядерного транскрипционного фактора каппа В (NF-кВ) в чувствительных нейронах: дис. . д-ра биол. наук: 03.03.04 / Гущина Светлана Валентиновна. Саранск, 2010. — 253 с.

8. Ермолин, И.Л. Количественная оценка нейронов и афферентные связи узлов Т12, Т13, L1 в норме у взрослых крыс (сообщение №2) / И.Л. Ермолин // Нижегородский медицинский журнал. 2005. - №2, стр. 30-34.

9. Ермолин, И.Л. Деафферентация сенсорных нейронов при перерезке периферического нерва у взрослой крысы / И.Л. Ермолин //

10. Российские морфологические ведомости. 2005. — №3 - 4, стр. 27 — 29.

11. Ермолин, И.Л. Количественная оценка маркированных нейронов спинномозгового узла Т13 в условиях регенерации периферического нерва у взрослой крысы / И.Л. Ермолин // Нижегородский медицинский журнал. 2006. — №2, стр. 24 - 29.

12. Ермолин, И.Л. Размерные группы нейронов спинномозгового узла Т13 в норме и в условиях периферической деафферентации / И.Л. Ермолин // Нижегородский медицинский журнал. — 2006. №2, стр. 29 - 34.

13. Ермолин, И.Л. Морфология спинномозгового узла в норме и в условиях деафферентации у взрослой крысы: дис. . д-ра биол. наук: 03.00.25/ Ермолин Игорь Леонидович. Саранск, 2006 - 42с.

14. Жаботинский, Ю.М. О ретроградных изменениях в нервных клетках чувствительных ганглиев / Ю.М. Жаботинский // ДАН СССР. 1951. -т.80, №1. - С. 101 - 104.

15. Жаботинский, Ю.М. О делении нервных клеток в центральной нервной системе человека и млекопитающих / Ю.М. Жаботинский // Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. 1958. - т. 35, № 3. - С. 48-53.

16. Жаботинский, Ю.М. Нормальная и патологическая морфология нейрона / Ю.М. Жаботинский. Л.: Медицина, 1965. — 323 с.

17. Крыжановский Г.Н. Общая патофизиология нервной системы. Руководство / Г.Н. Крыжановский,- М.: Медицина, 1997. 352с.

18. Лушников, Е.Ф. Гибель клетки (апоптоз) / Е.Ф. Лушников, А.Ю. Абросимов. М.: Медицина, 2001. 192 с.

19. Пилипенко, В.И. Материалы к функциональной морфологии периферической нервной системы. Распределение чувствительных нейронов в организме позвоночных животных и человека / В.И. Пилипенко // Арх. Анатомии, гистологии и эмбриологии. 1958. -№1. - С. 28-33.

20. Рагинов, И.С. Регенерация нейронов чувствительного узла спинномозгового нерва : автореф. дис. . д-ра мед. наук: 03.00.25 / Рагинов Иван Сергеевич. — Саранск, 2006 26с.

21. Сергеев, С.М. Стимуляция посттравматической регенерации периферического нерва в зоне диастаза: автореф. дис. . канд. мед. наук: 14.00.02, 03.00.25 / Сергеев Сергей Михайлович. Саранск, 2009. - 24 с.

22. Соколов, Б.М. Общая ганглиология / Б.М. Соколов. Молотовск, 1943.-325с.

23. Тимофеева, Л.Б. Афференты седалищного нерва взрослой крысы / Л.Б. Тимофеева, И.Л. Ермолин // Журнал теоретической и практической медицины. 2010. - Т.8. - С. 219 - 220.

24. Тимофеева, Л.Б. Устойчивость чувствительных и моторных нейронов при перерезке их периферических отростков в седалищном нерве /

25. JI.Б. Тимофеева, Н.В. Благова, А.Г. Величанская, И.Л. Ермолин // Современные технологии в медицине. 2011. - №2. — С. 114—117.

26. Хамзаев, Р.И. Оценка результатов хирургического лечения повреждений седалищного нерва / Р.И. Хамзаев, В.П. Берснев, Ю.И. Борода // Травматология и ортопедия России. 2009. - № 1. - С. 96 — 98.

27. Чайковский, Ю.Б. Некоторые ультраструктурные особенности нервных клеток спинальных ганнглиев / Ю.Б. Чайковский, Б.В. Втюрин // Архив анатомии. 1973. - т. 64, №4, — С. 5 — 9.

28. Чайковский, Ю.Б. Регенерационная неврома / Ю.Б. Чайковский // Морфология. 1999.- т. 115, №1. - 55 - 67.

29. Челышев, Ю.А. Посттравматическое выживание нейронов спинальных ганглиев при стимуляции регенерации нерва / Ю.А. Челышев, И.С. Рагинов // Бюл. экспер. биол, 2002. - т. 134, №6, - с. 597-599.

30. Челышев, Ю.А. Выживание и фенотипическая характеристика аксотомированных нейронов спинальных ганглиев / Ю.А. Челышев, И.С. Рагинов, Д.С. Гусева, Р.Ф. Масгутов // Морфология. 2004. - т. 125, №3.- С. 45-49.

31. Aldskogius Н. Nerve cell degeneration and death in the trigeminal ganglion of the adult rat following peripheral nerve transection/ H.Aldskogius, J.Arvidson // J Neurocitol. 1978. - Vol. 7. - P. 229 - 250.

32. Aldskogius H. The reaction of primary sensory neurons to peripheral nerve injury with particular emphasis on transgsnglionic changes / H. Aldskogius, J. Arvidson, G. Grant //, Brain Res. 1985. - Vol. 357. - P. 27 -46.

33. Aldskogius H. Number of dorsal root ganglion neurons in cats of different ages / H.Aldskogius, M.Risling // Exp Neurol. 1989. - Vol. 106, N 1. -P. 70-73.

34. Ambron, R.T. Priming events and retrograde injury signals. A new perspective on the cellular and molecular biology of nerve regeneration / R.T. Ambron, E.T. Waiters // Mol Neurobiol. 1996. - Vol. 13, N 1. - P. 61-79.

35. Andre, S. Axotomy-inducer expression of calcium-activated chlorid current in subpopulations of mouse dorsal root ganglion neurons / S. Andre, B. Boukhaddaoui, B. Campo // J Neurophysiol. 2003. - Vol. 90, N6.-P. 3764-3773.

36. Andres K.H. Untersuchungen uber den Feinban von Spinal gunglien / K.H. Andres // Z. Zellforsch. - 1961. -Vol. 55, N 1.- P. 1-48.

37. Arvidson, J. Cell loss in lumbar dorsal root ganglia and transganglionic degeneration after sciatic nerve resection in the rat / J. Arvidson, J. Ygge, G. Grant // Brain Res. 1986. - Vol. 373. - P. 15 - 21.

38. Asato, F. Variation in rat sciatic nerve anatomy: implications for a rat model of neuropathic pain / F. Asato, M. Butler, H. Blomberg, T. Gordh // J Peripher Nerv Syst. 2000. - Vol. 5,N l.-P. 19-21.

39. Atlasi, M.A. Morphometric study of primary sensory neurons following surgical repair of sciatic nerve / M.A. Atlasi, M. Mehdizadeh, M.H. Bahadori, M.T. Joghataei // Pak J Med SCI. 2007. - Vol. 23, N 3. - P. 366-369.

40. Bennett, D.L.H. A distinct subgroup of small DRG cells express GDNF receptor components and GDNF is protective for these neurons after nerve injury / D.L.H. Bennett, G.J. Michael, N. Ramachandran, J.B. Munson, S.

41. Averill, Q. Yan, S.B. McMahon, J.V. // Priestley Journal of Neuroscience. 1998. - Vol. 18. - P. 3059 - 3072.

42. Bergman, E. Loss of primary sensory neurons in the very old rat: neuron number estimates using the disector method and confocal optical sectioning / E. Bergman, B. Ulfhake // J Comp Neurol. 1998. - Vol. 396, N 2. - P. 211-222.

43. Boyd, J.G. Neurotrophic factors and their receptors in axonal regeneration and functional recovery after peripheral nerve injury / J.G. Boyd, T. Gordon // Mol Neurobiol. 2003. - Vol. 27. - P. 277 - 324.

44. Cameron, A.A. The electrophysiological and morphological characteristics of feline dorsal root ganglion cells / A.A. Cameron, J.D. Leah, P.J. Snow // Brain Res. 1986. - Vol. 362. - P. 1 - 6.

45. Carlson, J. Axonal atrophy from permanent peripheral axotomy in adult cat / J. Carlson, A.C. Lais, P.J. Dyck // J Neuropathol Exp Neurol. 1979. -Vol. 38.-P. 579-585.

46. Cavanaugh, M.W. Quantitative effects of the peripheral innervation area on nerves and spinal ganglion cells / M.W. Cavanaugh // J Comp Neurol. -1951.-Vol. 94.-P. 181-218.

47. Ceccini, T. Changes in the number of primary sensory neurons in normal and vitamin-E-deficient rats during aging / T. Ceccini, R. Cuppini, S. Ciaroni et al. // Somatosens Mot Res. 1995. - Vol. 12. - P. 317 - 327.

48. Cherkes, P. The effects of axotomy on neurons and satellite glial cells in mouse trigeminal ganglion / P. Cherkes, T. Hueng, T. Pannicke et al. // Pain. 2003. - Vol. 110. - P. 290 - 298.

49. Chung, K. The ratio of dorsal root ganglion cells to dorsal root axons in sacral segments of the cat / K. Chung, R. E. Coggeshall // J Comp Neurol. 1984. - Vol. 225, N 1. - P. 24 - 30.

50. Ciaroni, S. Are there proliferating neuronal precursors in adult rat dorsal root ganglia? / S. Ciaroni, T. Cecchini, R. Cuppini et al. // Neurosci Lett. -2000.- Vol. 281.-P. 69-71.

51. Coggeshall, R. E. Central changes in primary afferent fibers following peripheral nerve lesions/ R. E. Coggeshall, H. A. Lekan, T. P. Doubell et al. // Neuroscience. 1997. - Vol. 77, N 4. - P. 1115 - 1122.

52. Degn, J. Effekt of nerve crush on perikaryal number and volume of neurons in adult rat dorsal root ganglion / J. Degn, T. Tandrup, J. Jakobsen //J Comp Neurol. 1999.-Vol. 412, N 1.-P. 186 - 192.

53. Devor, M. Neurogenesis in adult rat dorsal root ganglia / M. Devor, R. Govrin-Lippmann // Neurosci Lett. 1985. Vol. 61, № 1 - 2. - P. 189 -94.

54. Devor, M. Neurogenesis in adult rat dorsal root ganglia: on counting and the count / M. Devor, R. Govrin-Lippmann // Somatosens Mot Res. -1991.-Vol. 8,N1.-P. 9-12.

55. Donnerer, J. Regeneration of primary sensory neurons / J. Donnerer // Pharmacology. 2003. - Vol. 67. - P. 169 - 181.

56. Duce, I.R. An ultrastructural classification of the neuronal cell bodies of the rat dorsal ganglion using Zinc iodine-osmium impregnation / I.R. Duce, P. Keen // Cell and Tissue Research. 1977. - Vol. 185. - P. 263 - 277.

57. Farel, P.B. Sensory neuron addition in juvenile rat: Time course and specificity / P.B. Farel // J Comp Neurol. 2002. - Vol. 449. - P. 158

58. Farel, P.B. Late differentiation contributes to the apparent increase in sensory neuron number in juvenile rat / P.B. Farel // Developmental Brain Research. 2003. - Vol. 144. - P. 91 - 98.

59. Fawcett, J.W. Peripheral nerve regeneration / J.W. Fawcett, R.J. Keynes // Annu Rev Neurosci. 1990. - Vol. 13. - P. 43 - 60.

60. Feringa, E.R. Cell death in the adult rat dorsal root ganglion after hind limb amputation, spinal cord transection, or both operations // E.R. Feringa, G.W. Lee, H.L. Vahlsing, W.J. Gilbertie // Exp Neurol. 1985. - Vol. 87. -P. 349-357.

61. Fink, D.J. Retrograde axonal transport in rat sciatic nerve after nerve crush injury / D.J. Fink, D. Purkiss, M. Mata // Brain Res Bull. 1987. - Vol. 19, N l.-P. 29-34.

62. Frostick, SP. Schwann cells, neurotrophic factors, and peripheral nerve regeneration / SP. Frostick, Q. Yin, G.J. Kemp // Microsurgery. 1998. — Vol. 18.-P. 397-405.

63. Fu, S.Y. The cellular and molecular basis of peripheral nerve regeneration / S.Y. Fu, T. Gordon // Mol Neurobiol. 1997. - Vol. 14. - P. 67 - 116.

64. Gehrmann, J. Spinal cord microglial satellite cells and DRG satellite cells rapidly respond to transaction of the rat sciatic nerve / J. Gehrmann, S. Monaco, G.W. Kreutzberg // Restorative Neurology and Neuroscience. -1991.-Vol. 2.-P. 181-198.

65. Glover, R.A. Sequential cellular changes in the nodose ganglion following section of the vagus nerve at two levels / R.A. Glover // Anat Rec. 1967. -Vol. 157.-P. 248.

66. Greenberg, S.G. Neurofilament protein synthesis in DRG neurons decreases more after peripheral axotomy than after central axotomy / S.G. Greenberg, R.J. Lasek // J Neurosci. 1988. - Vol. 8. - P. 1739 - 1746.

67. Groves, M.J. Axotomy-induced apoptosis in adult rat primary sensory neurons / M.J. Groves, T. Christopherson, B. Giometto, F. Scaravilli // J Neurocytol. 1997. - Vol. 26, N 9. - P. 615 - 24.

68. Groves, M.J. Inhibition of sensory neuron apoptosis and prevention of loss by NT-3 administration following axotomy / M.J. Groves, S.-F. An, B. Giometto, F. Scaravilli // Exp Neurol. 1999. - Vol. 155. - P. 284 - 294.

69. Groves, M.J. Profile of adult rat sensory neuron loss, apoptosis and replacement after sciatic nerve crush / M.J. Groves, A. Schanzer, A.J. Simpson et al. // J Neurocytol. 2003. - Vol. 32, N 2. - P. 113 - 122.

70. Gupta, M. JB4 an embedding medium for flourescent tracer technigue / M. Gupta, S. Mishra, P. Sengupta // Journal of Anatomical Society of India. -2000.-Vol. 49, N.2. P. 169-171.

71. Hall, S. Nerve repair: a neurobiologist's view / S. Hall // J Hand Surg Br .- 2001.-Vol. 26.-P. 129-136.

72. Harper, A.A. Conduction velocity is related to morphological cell type in rat dorsal root ganglia / A.A. Harper, S.N. Lawson // Journal of Physiology. 1985. - Vol. 359. - P. 31 - 46.

73. Hart, A.M. Primary sensory neurons and satellite cells after peripheral axotomy in the adult rat: timecourse of cell death and elimination / A.M. Hart, T. Brannstrom, M. Wiberg, G. Terenghi // Exp Brain Res. 2002. -Vol. 142, N3.-P. 308-318.

74. Himes, B. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats / B. Himes, A. Tessler // J Comp Neurol 1989. - Vol. 284, № 2. - P. 215 - 230.

75. Hu, P. Selective reactions of cutaneous and muscle afferent neurons to peripheral nerve transection in rats / P. Hu, E.M. McLachlan // J Neurosci.- 2003. Vol. 23. - P. 10559 - 10567.

76. Humbertson, A. A chronological study of the degenerative phenomena of dorsal root ganglia cells following section of the sciatic nerve / A. Humbertson // Anat Rec. 1963. - Vol. 145. - P. 244.

77. Humbertson, A. A chronological study of mitotic activity in satellite cell hyperplasia associated with chromatolytic neurons / A. Humbertson, E.

78. Zimmerman, M. Leedy // Zeitschrift für Zellforschung und mikroskopische Anatomie. 1969.-Vol. 61.-P. 507-515.

79. Ide, C. Peripheral nerve regeneration / C. Ide // Neurosci Res. 1996. — Vol. 25.-P. 101-121.

80. Jabar, A. Sciatic nerve; motor and sensory neurons of the rat. A horseradish peroxidase study / A. Jabar, M. Haider, A. Naqvi // Professional Med J. -2007. Vol. 14, N 2. - P. 328 - 336.

81. Kamiya, H. Degeneration of the Golgi and neuronal loss in dorsal root ganglia in diabetic BioBreeding/Worcestr rats / H. Kamiya, W. Zhang, A. Sima // Diabetologia. 2006. - Vol. 49. - P. 2763 - 2774.

82. Kishi, M. Morphometry of dorsal root ganglion in chronic experimental diabetic neuropathy / M. Kishi, J. Tanabe, J.D. Schmelzer, P.A. Low // Diabetes. 2002. - Vol. 51. - P. 819 - 824.

83. Kiss, F. Sympathetic elements in cranial and spinal ganglia / F. Kiss // J Anat. 1932. - Vol. 66. - P. 488 - 498.

84. Knyihar, E. Effects of peripheral axotomy on the fine structure and histochemistry of the Rolando substance: degenerative atrophy of central proctsses of pseudounipolar cells / E.Knyihar, B.Csillik // Exp Brain Res. -1976.-Vol. 26. P.73 - 87.

85. Koliatsos, V.E. Axotomy as an experimental model of neuronal injuiy and cell death / V.E. Koliatsos, D.L. Price // Brain Pathol. 1996. - Vol. 6, N 4.-P. 447-465.

86. Kreutzberg, G.W. Principles of neuronal regeneration / G.W. Kreutzberg // ActaNeurochir. 1996. - Vol. 66. - P. 103 - 106.

87. La Forte, R.A. Absence of neurogenesis of adult rat dorsal root ganglion cells / R.A. La Forte, S. Melville, K. Chung, R.E. Coggeshall // Somatosens Mot Res. 1991. -Vol. 8,N l.-P. 3-7.

88. Lagares, A. Lateral asymmetries in the trigeminal ganglion of the male rat / A. Lagares, C. Avendano // Brain Res. 2000. - Vol. 865, N 2. - P. 202 -210.

89. Lawson, S.N. The postnatal development of large light and small dark neurons in mouse dorsal root ganglia: a statistical analysis of cell numbers and size / S.N. Lawson // J Neurocytol. 1979. - Vol. 8. - P. 275 - 294.

90. Lawson, S.N. Soma neurofilament immunoreactivity is related to cell size and fibre conduction velocity in rat primary sensory neurons / S.N. Lawson, P.J. Waddell // Journal of Physiology. 1991. - Vol. 435. - P. 41 -63.

91. Lee, K.H. Correlation of cell body size, axon size, and signal conduction velocity for individually labelled dorsal root ganglion cells in the cat / K.H. Lee, K. Chung, J.M. Chung, R.E. Coggeshall // J Comp Neurol. 1986. -Vol. 243.-P. 335-346.

92. Lekan, H. Loss of dorsal root ganglion cells concomitant with dorsal root axon sprouting following segmental nerve lesions / H. Lekan, K. Chung, Y. Yoon, et al. // Neuroscience. 1997. - Vol. 81, N 2. - P. 527 - 534.

93. Liss, A.G. Cell loss in sensory ganglia after peripheral nerve injury / A.G. Liss, F.W. af Ekenstam, M. Wiberg // Scand J Plast Reconstr Hand Surg. -1994.-Vol. 28.-P. 177- 187.

94. Liu, W. The occurrence of nitric oxide sinthase-containing axonal baskets surrounding large neurons in rat dorsal root ganglia after sciatic nerve ligation / W. Liu, K. Hirata, M. Kawabuchi //Arch Histol Cytol. 2005. -Vol. 68, N 1. — P. 29-40.

95. Ljungberg, C. The neurotrophins NGF and NT-3 reduce sensory neuronal loss in adult rat after peripheral nerve lesion / C. Ljungberg, L.Novikov, J.-O. Kellerth et al. // Neurosci Lett. 1999. - Vol. 262. - P. 29 - 32.

96. Lozeron, P. Regeneration of unmyelinated and myelinated sensory nerve fibres studied by a retrograde tracer method / P. Lozeron, C. Krarup, H. Schmalbruch //J Neurosci Metods. 2004. - Vol. 138, N 1 - 2. - P. 225 -232.

97. Ma, J. Delayed loss of spinal motoneurons after peripheral nerve injury in adult rats: a quantitative morphological study / J. Ma, L.N. Novicov, J.-O. Kellerth, M. Widerg // Exp Brain Res. 2001. - Vol. 139. - P. 216 - 223.

98. Melville, S. Preservation of sensory cell by placing stumps of transected nerve in an impermeable tube / S. Melville, T.E. Sherburn, R. Coggeshall // Exp Neurol. 1989.- Vol. 105.-P. 311 -315.

99. Mohammed, H.A. Total neuronal numbers of rat lumbosacral primary afferent neurons do not change with age / H.A. Mohammed, R.M. Santer // Neurosci Lett.-2001.-Vol. 304, N3.-P. 149-152.

100. Namaka, M.N. Neurogenesis in postnatal mouse dorsal root ganglia / M.N. Namaka, M. Sawchuk, S.C. MacDonald et al. // Exp Neurol. 2001. -Vol. 172.-P. 60-69.

101. Norsio, R. The organization of neuronal sonata in the first sacral spinal ganglion of the cat / R. Norsio, D. Santis // Experim. neurology. 1976. -Vol. 50.-P. 246-558.

102. Perry, G.W. Protein synthesis and fast axonal transport during regeneration of dorsal roots / G.W. Perry, S.R. Kryanek, D.L. Wilson // J Neurochem. -1983.-Vol. 40.-P. 1590- 1598.

103. Popken, G.J. Sensory neuron number in neonatal and adult rats estimated by means of stereologic and profile-based methods / G.T. Popken, P.B. Farel // J Comp Neurol. 1997. - Vol. 386. - P. 8 - 15.

104. Pover, C.M. Do primary afferent cell numbers change in relation to increasing weight and surface area in adult rats? / C.M. Pover, M.C. Barnes, R.E. Coggeshall // Somatosens Mot Res. 1994. - Vol. 11, N 2. -P. 163 - 167.

105. Rambourg, A. Ultrastructural features of six types of neurons in rat dorsal root ganglion / A. Rambourg, Y. Clermont, A. Beaudet // J Neurocytol. — 1983. Vol. 12, N 1. - P. 47 - 66.

106. Ramon y Cajal, S. Degeneration and regeneration of the nervous-system / S. Ramon y Cajal.; ed. R. Mays. Reprint. New York: Hafner, 1968. - 750 P

107. Ranson, S.W. Retrograde degeneration in the spinal nerves / S.W.Ranson // J Comp Neurol Psychol. 1906. - Vol. 16. - P. 265 - 293.

108. Ranson, S.W. Alterations in the spinal ganglion cell following axotomy / S.W. Ranson//J Comp Neurol.-1909.-Vol. 19.-P. 125-153.

109. Rich, K.M. Nerve growth factor protects adult sensory neurons from cell' death and atrophy caused by nerve injury / K.M. Rich, J.R. Luszcynski, P.A. Osborne, E.M.J. Johnson // J Neurocytol. 1987. - Vol. 16. - P. 261 -268.

110. Rich, K.M. The influence of regeneration and nerve growth factor on the neuronal cell body reaction to injury / K.M. Rich, S.P. Disch; M.E. Eichler // J Neurocytol. 1989. - Vol. 18. - P. 569 - 576.

111. Rigaud, M. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: implications for studies of neuropathic pain / M. Rigaud, G. Gemes, M.-E. Barabas et al.//Pain. 2008. - Vol. 136,Nl-2.-P. 188-201.

112. Risling, M. Effects of sciatic nerve crush on the L7 spinal roots and dorsal root ganglia in kittens / M. Risling, H. Aldskogius, C. Hildebrand // Exp Neurol.- 1983.-Vol. 79, N1,-P. 176- 187.1