Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Исследование физико-химических свойств кальцийсвязывающих белков с помощью комбинированного применения генноинженерных, спектральных и калориметрического методов
ВАК РФ 03.00.02, Биофизика
Содержание диссертации, кандидата физико-математических наук, Пермяков, Сергей Евгеньевич
ВВЕДЕНИЕ.
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.
Исследование кальцийсвязывающих белков методами белковой инженерии.
Предмет рассмотрения.
Классификация работ по исследованию кальцийсвязывающих белков методами белковой инженерии.
Мутации с целью введения репортёрных групп.
Мутации в кальцийсвязывающих центрах.
Создание искусственных кальцийсвязывающих центров в белках.:.
Мутации вне кальциевых центров белков, химерные белки.
Структурные и функциональные свойства а-ЛАКтАЛьвуминА.
Структурные и функциональные свойства рековерина.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.
Использованные реактивы.
Общие процедуры.
Генноинженерные и биохимические методы.
Приготовление апо-формы рековерина.
Сайт-направленный мутагенез а-лактальбумина.
Проверка фолдинга рекомбинатного а-лакталъбумина.
Удаление N-концевого метионина у мутантов а-лакталъбумина.
Физические методы исследования.
Измерение спектров кругового дихроизма.
Дифференциальная сканирующая микрокалориметрия.
Измерение и анализ спектров стационарной флуоресценции.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.
Исследование факторов, обуславливающих отличие свойств рекомбинантного а-ЛА отнативного.
Исследование структурно-функциональной роли Са2+-связывающего остатка Азр в а-ЛА.
Изучение механизма связывания ионов Са2+рековерином.
Локализация сильного 2ы2+-связывающего центра а-ллктальбумина.
Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Пермяков, Сергей Евгеньевич
выводы
1. Генно-инженерные, спектральные и микрокалориметрический методы применены для исследования центров связывания Со2* в а-лакталъбумине и рековерине: а. Обнаружено, что энергетический вклад заряда Asp87 а-ЛА в связывание Са2+ составляет от 1/6 до 1/4 величины свободной энергии связывания, что соответствует доле заряда аспартата от суммарного заряда, координирующего ион Са2+. Показано, что Са2+-связывающие свойства и способность а-ЛА к сворачиванию очень чувствительны к геометрии/объёму боковой цепи остатка 87. б. Показано, что заполнение центров связывания кальция в рековерине происходит последовательно, причём заполнение 2-го центра становится возможным только после связывания по 3-му центру (константы связывания для центров 3 и 2 составляют 3,7x106 М"1 и 3,1х105 М"1, соответственно). в. Показано, что широко используемый подход "Ala-screening" не оптимален для исследования кальцийсвязывающих центров. Продемонстрирована эффективность замен остатков Glu и Asp на Gin и Asn, соответственно.
2. Исследовано влияние изменений в различных частях а-лакталъбумина и рековерина на их свойства: а. Обнаружено, что изменение зарядового состояния N-концевой части а-ЛА позволяет переводить белок из состояния, близкого к состоянию расплавленной глобулы, обладающего пониженным сродством к Са2+, в высококомпактное состояние с повышенным сродством к Са2+. б. Показано, что аминокислотные замены в нефункционирующей 4-ой «EF-руке» рековерина, направленные на её восстановление, приводят к увеличению его кальциевой ёмкости, а также к сильной дестабилизации структуры белка.
3. Генно-инженерные и спектральные методы применены для установления локализации у « сильного центра связывания Zn в а-лакталъбумине. а. Обнаружено, что центр связывания цинка, найденный рентгеноструктурным методом в человеческом a-JIA, не является сильнейшим. Показано, что сильный цинковый центр расположен, скорее всего, в N-концевой части молекулы, включая в себя боковую цепь Glul, а также, предположительно, Glu7, Glul 1 и Asp37, либо часть из них. б. Обнаружено изменение характера связывания ионов цинка Са2+-загруженным <х-ЛА при увеличении концентрации белка: одноцентровое связывание переходит в связывание со стехиометрией 3-5 молекул белка на ион Zn2+.
4. Предложен простой метод соотнесения изменения сродства белка к кальцию в результате введения мутации с изменением термостабильности Со2*-загруженной формы белка.
БЛАГОДАРНОСТИ
Прежде всего, мне хочется поблагодарить моего отца, первоначально увлёкшего меня в область молекулярной биофизики, и в лаборатории которого мне посчастливилось работать. Особую признательность мне хочется также выразить руководителю моей дипломной практики Дмитрию Борисовичу Вепринцеву и научному руководителю диссертации Владимиру Николаевичу Уверскому.
Я очень благодарен за поддержку при выполнении работы всему составу лабораторий Новых методов в биологии ИБП РАН и Функциональной биофизики белка ИТЭБ РАН, в которых в основном проводились измерения. Особенно хочется поблагодарить Эдуарда Ароновича Бурштейна, Гинтараса Дейкуса, Валерия Мефодиевича Грищенко, Лину Петровну Калиниченко, Татьяну Георгиевну и Николая Яковлевича Орловых. Отдельно хочется поблагодарить Виктора Ивановича Емельяненко, постоянные научные беседы с которым способствовали появлению настоящего труда.
Часть работы была выполнена в Университете штата Огайо, США, в связи с чем выражаю признательность профессору Чарльзу Бруксу и профессору Лоренсу Берлинеру, предоставившим мне такую замечательную возможность, а также Кэрон Дуда, вложившей немало усилий в обучение меня методикам белковой инженерии.
Кроме того, невозможно представить себе мою работу без вклада наших коллег из Филиала ИБХ РАН (г.Пущино) и НИИ физико-химической биологии при МГУ - Амина Заргарова, Сергея Шульги-Морского, Дмитрия Зинченко, Павла Павловича Филиппова, Ивана Сенина, - которым я также глубоко багодарен за плодотворное сотрудничество и помощь.
И конечно же, я признателен своим родным и близким, оказавшим мне неоценимую помощь своим пониманием и неизменной под держкой.
Библиография Диссертация по биологии, кандидата физико-математических наук, Пермяков, Сергей Евгеньевич, Пущино
1. Acharya, K. R., Stuart, D. I., Walker, N. P., Lewis, M., and Phillips, D. C. Refined structure of baboon a-lactalbuxnin at 1.7 A resolution. Comparison with C-type lysozyme. J. Mol. Biol. 1989, 208(1): 99-127.
2. Ames, J. B., Ishima, R., Tanaka, T., Gordon, J. I., Stryer, L., and Ikura, M. Molecular mechanics of calcium-myristoyl switches. Nature. 1997, 389(6647): 198-202.
3. Ames, J. B., Porumb, T., Tanaka, T., Ikura, M., and Stryer, L. Amino-terminal myristoylation induces cooperative calcium binding to recoverin. J. Biol. Chem. 1995, 270(9): 4526-4533.
4. Anderson, P. J., Brooks, C. L., and Berliner, L. J. Functional identification of calcium binding residues in bovine a-lactalbumin. Biochemistry. 1997, 36(39): 11648-11654.
5. Ausubel, F. M., Brent, R., Kingston, R. E., Moore, D. D., Seidman, J. G., Smith, J. A., and Struhl, K. Current Protocols in Molecular Biology. 1994, (I,II,III):
6. Babu, Y. S., Sack, J. S., Greenhough, T. J., Bugg, C. E., Means, A. R., and Cook, W. J. Three-dimensional structure of calmodulin. Nature. 1985,315(6014): 37-40.
7. Baldwin, A. N. and Ames, J. B. Core mutations that promote the calcium-induced allosteric transition of bovine recoverin. Biochemistry. 1998,37(50): 17408-17419.
8. Blum, H. E., Lehky, P., Kohler, L., Stein, E. A., and Fischer, E. H. Comparative properties of vertebrate parvalbumins. J. Biol. Chem. 1977,252(9): 2834-2838.
9. Boyne, A. F. and Ellman, G. L. A methodology for analysis of tissue sulfhydryl components. Anal. Biochem. 1972,46(2): 639-653!
10. Brew, K., Vanaman, T. C., and Hill, R. L. Comparison of the amino acid sequence of bovine a-lactalbumin and hens egg white lysozyme. J. Biol. Chem. 1967,242(16): 3747-3749.
11. Browne, J. P., Strom, M., Martin, S. R., and Bayley, P. M. The role of beta-sheet interactions in domain stability, folding, and target recognition reactions of calmodulin. Biochemistry. 1997, 36(31): 9550-9561.
12. Calvert, P. D., Klenchin, V. A., and Bownds, M. D. Rhodopsin kinase inhibition by recoverin. Function of recoverin myristoylation. J. Biol. Chem.-1995, 270(41): 2412724129.
13. Chandra, N., Brew, K., and Acharya, K. R. Structural evidence for the presence of a secondary calcium binding site in human a-lactalbumin. Biochemistry. 1998, 37(14): 47674772.
14. Chen, C. K., Inglese, J., Lefkowitz, R. J., and Hurley, J. B. Ca2+-dependent interaction of recoverin with rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 1995,270(30): 18060-18066.
15. Chrysina, E. D., Brew, K., and Acharya, K. R. Crystal structures of apo- and holo-bovine a-lactalbumin at 2. 2-A resolution reveal an effect of calcium on inter-lobe interactions In Process Citation. J. Biol. Chem. 2000,275(47): 37021-37029.
16. Coffee, C. J., Bradshaw, R. A., and Kretsinger, R. H. The coordination of calcium ions by carp muscle calcium binding proteins A, B and C. Adv. Exp. Med. Biol. 1974,48(0): 211233.
17. Cox, J. A., Durussel, I., Scott, D. J., and Berchtold, M. W. Remodeling of the AB site of rat parvalbumin and oncomodulin into a canonical EF-hand. Eur. J. Biochem. 1999,264(3): 790-799.
18. Dizhoor, A. M., Chen, C. K., Olshevskaya, E., Sinelnikova, V. V., Phillipov, P., and Hurley, J. B. Role of the acylated amino terminus of recoverin in Ca2+-dependent membrane interaction. Science. 1993,259(5096): 829-832.
19. Dolgikh, D. A., Gilmanshin, R. I., Brazhnikov, E. V., Bychkova, V. E., Semisotnov, G. V., Venyaminov, S. Y., and Ptitsyn, O. B. a-Lactalbumin: compact state with fluctuating tertiary structure? FEBS Lett. 1981,136(2): 311-315.
20. Dolgikh, D. A., Kolomiets, A. P., Bolotina, I. A., and Ptitsyn, O. B. 'Molten-globule' state accumulates in carbonic anhydrase folding. FEBS Lett. 1984,165(1): 88-92.
21. Evenas, J., Malmendal, A., Thulin, E., Carlstrom, G., and Forsen, S. Ca2+ binding and conformational changes in a calmodulin domain. Biochemistry. 1998, 37(39): 13744-13754.
22. Evenas, J., Thulin, E., Malmendal, A., Forsen, S., and Carlstrom, G. NMR studies of the E140Q mutant of the carboxy-terminal domain of calmodulin reveal global conformational exchange in the Ca2+-saturated state. Biochemistry. 1997, 36(12): 3448-3457.
23. Farris, F. J., Weber, G., Chiang, C. C., and Paul, I. C. J. Am. Chem. Soc. 1978,10044694474.
24. Flaherty, K. M., Zozulya, S., Stryer, L., and McKay, D. B. Three-dimensional structure ofrecoverin, a calcium sensor in vision. Cell. 1993, 75(4): 709-716.t
25. Gagne, S. M., Li, M. X., and Sykes, B. D. Mechanism of direct coupling between binding and induced structural change in regulatory calcium binding proteins. Biochemistry. 1997, 36(15): 4386-4392.
26. Genny Trigo-Gonzalez, Racher, K., Burtnik, L., and Borgford, T. A comparative spectroscopic study of tryptophan probes engineered into high- and low-affinity domains of recombinant chicken troponin C. Biochemistry. 1992, 31(31): 7009-7015.
27. Gorczyca, W. A., Gray-Keller, M. P., Detwiler, P. B., and Palczewski, K. Purification and physiological evaluation of a guanylate cyclase activating protein from retinal rods. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1994, 91(9): 4014-4018.
28. Gordon, J. I., Duronio, R. J., Rudnick, D. A., Adams, S. P., and Gokel, G. W. Protein N-myristoylation. J. Biol. Chem. 1991,266(14): 8647-8650.
29. Gorodovikova, E. N., Gimelbrant, A. A., Senin, 1.1., and Philippov, P. P. Recoverin mediates the calcium effect upon rhodopsin phosphorylation and cGMP hydrolysis in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 1994,349(2): 187-190.
30. Gorodovikova, E. N. and Philippov, P. P. The presence of a calcium-sensitive p26-containing complex in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 1993, 335(2): 277-279.
31. Gray-Keller, M. P., Polans, A. S., Palczewski, K., and Detwiler, P. B. The effect of recoverin-like calcium-binding proteins on the photoresponse of retinal rods. Neuron. 1993, 10(3): 523-531.
32. Greene, L. H., Grobler, J. A., Malinovskii, V. A., Tian, J., Acharya, K. R., and Brew, K. Stability, activity and flexibility in a-lactalbumin. Protein Eng. 1999,12(7): 581-587.
33. Griko, Y. V. and Remeta, D. P. Energetics of solvent and ligand-induced conformational changes in a-lactalbumin. Protein Sci. 1999, 8(3): 554-561.
34. Gulati, J., Akella, A. B., Su, H., Mehler, E. L., and Weinstein, H. Functional role of arginine-11 in the N-terminal helix of skeletal troponin C: combined mutagenesis and molecular dynamics investigation. Biochemistry. 1995, 34(22): 7348-7355.
35. Henzl, M. T., Hapak, R. C., and Goodpasture, E. A. Introduction of a fifth carboxylate ligand heightens the affinity of the oncomodulin CD and EF sites for Ca2+. Biochemistry. 1996, 35(18): 5856-5869.
36. Henzl, M. T., Hapak, R. C., and Likos, J. J. Interconversion of the ligand arrays in the CD and EF sites of oncomodulin. Influence on Ca2+-binding affinity. Biochemistry. 1998, 37(25): 9101-9111.
37. Herzberg, O. and James, M. N. Structure of the calcium regulatory muscle protein troponin-C at 2.8 A resolution. Nature. 1985,313(6004): 653-659.
38. Hill, R. L. and Brew, K. Lactose synthetase. Adv. Enzymol. Relat Areas Mol. Biol. 1975, 43411-490.
39. Hiraoka, Y., Segawa, T., Kuwajima, K., Sugai, S., and Murai, N. a-Lactalbumin: a calcium metalloprotein. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1980, 95(3): 1098-1104.
40. Hughes, R. E., Brzovic, P. S., Klevit, R. E., and Hurley, J. B. Calcium-dependent solvation of the myristoyl group of recoverin. Biochemistry. 1995, 34(36): 11410-11416.
41. Julenius, K., Thulin, E., Linse, S., and Finn, B. E. Hydrophobic core substitutions in calbindin D9k: effects on stability and structure. Biochemistry. 1998,37(25): 8915-8925.
42. Kaplanas, R. I. and Antanavichius, A. I. Biokhimia (Moscow). 1975,40584-590.
43. Kataoka, M., Mihara, K., and Tokunaga, F. Recoverin alters its surface properties depending on both calcium- binding and N-terminal myristoylation. J. Biochem. (Tokyo). 1993, 114(4): 535-540.
44. Kawamura, S., Hisatomi, O., Kayada, S., Tokunaga, F., and Kuo, C. H. Recoverin has S-modulin activity in frog rods. J. Biol. Chem. 1993,268(20): 14579-14582.
45. Kawamura, S., Takamatsu, K., and Kitamura, K. Purification and,characterization of S-modulin, a calcium-dependent regulator on cGMP phosphodiesterase in frog rodphotoreceptors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992,186(1): 411-417.
46. Kawasaki, H., Nakayama, S., and Kretsinger, R. H. Classification and evolution of EF-hand proteins. Biometals. 1998,11(4): 277-295.
47. Klenchin, V. A., Calvert, P. D., and Bownds, M. D. Inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. Further evidence for a negative feedback system in phototransduction. J. Biol. Chem. 1995,270(27): 16147-16152.
48. Kordel, J., Forsen, S., and Chazin, W. J. 1H NMR sequential resonance assignments, secondary structure, and global fold in solution of the major (trans-Pro43) form of bovine calbindin D9k. Biochemistry. 1989,28(17): 7065-7074.
49. Kragelund, B. B., Jonsson, M., Bifulco, G., Chazin, W. J., Nilsson, H., Finn, B. E., and Linse, S. Hydrophobic core substitutions in calbindin D9k: effects on Ca2+ binding and dissociation. Biochemistry. 1998, 37(25): 8926-8937.
50. Kretsinger, R. H., Rudnick, S. E., and Weissman, L. J. Crystal structure of calmodulin. J. Inorg. Biochem. 1986,28(2-3): 289-302.
51. Kronman, M. J., Andreotti, R. E., and Vitols, R. Biochemistry. 1964, 31152-1160.
52. Kunkel, T. A. Rapid and efficient site-specific mutagenesis without phenotypic selection. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1985, 82(2): 488-492.
53. Kuno, T., Kajimoto, Y., Hashimoto, T., Mukai, H., Shirai, Y., Saheki, S., and Tanaka, C. cDNA cloning of a neural visinin-like Ca2+-binding protein. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992,184(3): 1219-1225.
54. Kuwajima, K. A folding model of a-lactalbumin deduced from the three-state denaturation mechanism. J. Mol. Biol. 1977,114(2): 241-258.
55. Kuwajima, K., Mitani, M., and Sugai, S. Characterization of the critical state in protein folding. Effects of guanidine hydrochloride and specific Ca2+ binding on the folding kinetics of a-lactalbumin. J. Mol. Biol. 1989,206(3): 547-561.
56. Landar, A., Hall, T. L., Cornwall, E. H., Correia, J. J., Drohat, A. C., Weber, D. J., and Zimmer, D. B. The role of cysteine residues in S100B dimerization and regulation of target protein activity. Biochim. Biophys. Acta. 1997,1343(1): 117-129.
57. Leontiev, V. V., Uversky, V. N., Permyakov, E. A., and Murzin, A. G. Introduction of Ca2+-binding amino-acid sequence into the T4 lysozyme. Biochim. Biophys. Acta. 1993, 1162(1-2): 84-88.
58. Li, M. X., Chandra, M., Pearlstone, J. R., Racher, K. I., Trigo-Gonzalez, G., Borgford, T., Kay, C. M., and Smillie, L. B. Properties of isolated recombinant N and C domains of chicken troponin C. Biochemistry. 1994, 33(4): 917-925.
59. MacManus, J. P. and Whitfield, J. F. //. Calcium Cell Funct. 1983,4411.
60. Makhatadze, G. I., Medvedkin, V. N., and Privalov, P. L. Partial molar volumes of polypeptides and their constituent groups in aqueous solution over a broad temperature range. Biopolymers. 1990, 30(11-12): 1001-1010.
61. Marquardt, D. W. An algorithm for least-squares estimation of nonlinear parameters. J. Soc. Indust. Appl. Math. 1963, 11(2): 431-441.
62. Masaki, K., Masuda, R., Takase, K., Kawano, K., and Nitta, K. Stability of the molten globule state of a domain-exchanged chimeric protein between human and bovine a-lactalbumins. Protein Eng. 2000,13(1): 1-4.
63. Matsuda, S., Hisatomi, O., Ishino, T., Kobayashi, Y., and Tokunaga, F. The role of calcium-binding sites in S-modulin function. J. Biol. Chem. 1998,273(32): 20223-20227.
64. Maune, J. F., Beckingham, K., Martin, S. R., and Bayley, P. M. Circular dichroism studieson calcium binding to two series of Ca2+ binding site mutants of Drosophila melanogastercalmodulin. Biochemistry. 1992, 31(34): 7779-7786.
65. McKenzie, H. A. and White, F. H., Jr. Studies on a trace cell lytic activity associated with a-lactalbumin. Biochem. Int. 1987,14(2): 347-356.
66. Meyer, D. F., Mabuchi, Y., and Grabarek, Z. The role of Phe-92 in the Ca2+-induced conformational transition in the C-terminal domain of calmodulin. J. Biol. Chem. 1996, 271(19): 11284-11290.
67. Minks, C., Huber, R., Moroder, L., and Budisa, N. Atomic mutations at the single tryptophan residue of human recombinant annexin V: effects on structure, stability, and activity. Biochemistry. 1999, 38(33): 10649-10659.
68. Mizuguchi, M., Masaki, K., and Nitta, K. The molten globule state of a chimera of human a-lactalbumin and equine lysozyme. J. Mol. Biol. 1999, 292(5): 1137-1148.
69. Murakami, K. and Berliner, L. J. A distinct zinc binding site in the a-lactalbumins regulates calcium binding. Is there a physiological role for this control? Biochemistry. 1983,22(14): 3370-3374.
70. Nakashima, K., Maekawa, H., and Yazawa, M. Chimeras of yeast and chicken calmodulin demonstrate differences in activation mechanisms of target enzymes. Biochemistry. 1996, 35(17): 5602-5610.
71. Nitta, K. and Sugai, S. The evolution of lysozyme and a-lactalbumin. Eur. J. Biochem. 1989,182(1): 111-118.
72. Nockolds, C. E., Kretsinger, R. H., Coffee, C. J., and Bradshaw, R. A. Structure of a calcium-binding carp myogen. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1972, 69(3): 581-584.
73. Pauls, T. L., Durussel, I., Berchtold, M. W., and Cox, J. A. Inactivation of individual Ca2+-binding sites in the paired EF-hand sites of parvalbumin reveals asymmetrical metal-binding properties. Biochemistry. 1994, 33(34): 10393-10400.
74. Pauls, T. L., Durussel, I., Cox, J. A., Clark, I. D., Szabo, A. G., Gagne, S. M., Sykes, B. D., and Berchtold, M. W. Metal binding properties of recombinant rat parvalbumin wild-type and F102W mutant. J. Biol. Chem. 1993, 268(28): 20897-20903.
75. Pearlstone, J. R., McCubbin, W. D., Kay, C. M., Sykes, B. D., and Smillie, L. B. Spectroscopic analysis of a methionine-48 to tyrosine mutant of chicken troponin C. Biochemistry. 1992b, 31(40): 9703-9708.
76. Pearlstone, J. R. and Smillie, L. B. Evidence for two-site binding of troponin I inhibitory peptides to the N and C domains of troponin C. Biochemistry. 1995, 34(21): 6932-6940.
77. Pearlstone, J. R., Sykes, B. D., and Smillie, L. B. Interactions of structural C and regulatory N domains of troponin C with repeated sequence motifs in troponin I. Biochemistry. 1997, 36(24): 7601-7606.
78. Permyakov, E. A. and Berliner, L. J. Co2+ binding to a-lactalbumin. J. Protein Chem. 1994, 13(3): 277-281.
79. Permyakov, E. A. and Berliner, L. J. a-Lactalbumin: structure and function. FEBS Lett. 2000, 473(3): 269-274.
80. Permyakov, E. A. and Burstein, E. A. Some aspects of studies of thermal transitions in proteins by means of their intrinsic fluorescence. Biophys. Chem. 1984,19(3): 265-271.
81. Permyakov, E. A., Burstein, E. A., Sawada, Y., and Yamazaki, I. Luminescence of phenylalanine residues in superoxide dismutase from green pea. Biochim. Biophys. Acta. 1977,491(1): 149-154.
82. Permyakov, E. A., Kalinichenko, L. P., Morozova, L. A., Yarmolenko, V. V., and Burstein, E. A. a-Lactalbumin binds magnesium ions: study by means of intrinsic fluorescence technique. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1981b, 102(1): 1-7.
83. Permyakov, E. A., Morozova, L. A., and Burstein, E. A. Cation binding effects on the pH, thermal and urea denaturation transitions in a-lactalbumin. Biophys. Chem. 1985, 21(1): 2131.
84. Permyakov, E. A., Reyzer, I. L., and Berliner, L. J. Effects of Zn(II) on galactosyltransferase activity. J. Protein Chem. 1993, 12(5): 633-638.
85. Permyakov, E. A., Shnyrov, V. L., Kalinichenko, L. P., Kuchar, A., Reyzer, I. L., and Berliner, L. J. Binding of Zn(II) ions to a-lactalbumin. J. Protein Chem. 1991, 10(6): 577584.
86. Permyakov, E. A., Yarmolenko, V. V., Emelyanenko, V. I., Burstein, E. A., Closset, J., and Gerday, C. Fluorescence studies of the calcium binding to whiting (Gadus merlangus) parvalbumin. Eur. J. Biochem. 1980,109(1): 307-315.
87. Prescott, J. M. and Wilkes, S. H. Aeromonas aminopeptidase. Methods Enzymol. 1976, 45530-543.
88. Privalov, P. L. and Potekhin, S. A. Scanning microcalorimetry in studying temperature-induced changes in proteins. Methods Enzymol. 1986,1314-51.
89. Ptitsyn, O. B. and Uversky, V. N. The molten globule is a third thermodynamical state of protein molecules. FEBS Lett. 1994,341(1): 15-18.
90. Ramakrishnan, S. and Hitchcock-DeGregori, S. E. Structural and functional significance of aspartic acid 89 of the troponin C central helix in Ca2+ signaling. Biochemistry. 1996, 35(48): 15515-15521.
91. Rao, K. R. and Brew, K. Calcium regulates folding and disulfide-bond formation in a-lactalbumin. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1989,163(3): 1390-1396.
92. Reid, R. E. and Hodges, R. S. Co-operativity and calcium/magnesium binding to troponin C and muscle calcium binding parvalbumin: an hypothesis. J. Theor. Biol. 1980, 84(3): 401444.
93. Ren, J., Stuart, D. I., and Acharya, K. R. a-lactalbumin possesses a distinct zinc binding site. J. Biol. Chem. 1993, 268(26): 19292-19298.
94. Riddles, P. W., Blakeley, R. L., and Zerner, B. Reassessment of Ellman's reagent. Methods Enzymol. 1983, 9149-60.
95. Satyshur, K. A., Rao, S. T., Pyzalska, D., Drendel, W., Greaser, M., and Sundaralingam, M. Refined structure of chicken skeletal muscle troponin C in the two- calcium state at 2-A resolution. J. Biol. Chem. 1988, 263(4): 1628-1647.
96. Schwarzenbach, G. and Flaschka, H. Die komplexometrische titration. 1965,
97. She, M., Dong, W. J., Umeda, P. K., and Cheung, H. C. Tryptophan mutants of troponin C from skeletal muscle—an optical probe of the regulatory domain. Eur. J. Biochem. 1998a, 252(3): 600-607.
98. She, M., Xing, J., Dong, W. J., Umeda, P. K., and Cheung, H. C. Calcium binding to the regulatory domain of skeletal muscle troponin C induces a highly constrained open conformation. J. Mol. Biol. 1998b, 281(3): 445-452.
99. Smith, L., Greenfield, N. J., and Hitchcock-DeGregori, S. E. Mutations in t. Biophys. J. 1999, 76(1 Pt 1): 400-408.
100. Stuart, D. I., Acharya, K. R., Walker, N. P., Smith, S. G., Lewis, M., and Phillips, D. C. a-lactalbumin possesses a novel calcium binding loop. Nature. 1986, 324(6092): 84-87.
101. Svensson, M., Hakansson, A., Mossberg, A. K., Linse, S., and Svanborg, C. Conversion of a-lactalbumin to a protein inducing apoptosis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2000, 97(8): 4221-4226.
102. Szczesna, D., Guzman, G., Miller, T., Zhao, J., Farokhi, K., Ellemberger, H., and Potter, J. D. The role of the four Ca2+ binding sites of troponin C in the regulation of skeletal muscle contraction. J. Biol. Chem. 1996,271(14): 8381-8386.
103. Tan, R. Y., Mabuchi, Y., and Grabarek, Z. Blocking the Ca2+-induced conformational transitions in calmodulin with disulfide bonds. J. Biol. Chem. 1996, 271(13): 7479-7483.
104. Tanaka, T., Ames, J. B., Harvey, T. S., Stryer, L., and Ikura, M. Sequestration of the membrane-targeting myristoyl group of recoverin in the calcium-free state. Nature. 1995, 376(6539): 444-447.
105. Uchiyama, H., Perez-Prat, E. M., Watanabe, K., Kumagai, I., and Kuwajima, K. Effects of amino acid substitutions in the hydrophobic core of a- lactalbumin on the stability of the molten globule state. Protein Eng. 1995, 8(11): 1153-1161.
106. Uversky, V. N., Semisotnov, G. V., Pain, R. H., and Ptitsyn, O. B. 'All-or-none' mechanism of the molten globule unfolding. FEBS Lett. 1992, 314(1): 89-92.
107. Vogel, H. J. and Zhang, M. Protein engineering and NMR studies of calmodulin. Mol. Cell Biochem. 1995,149-1503-15.
108. Waltersson, Y., Linse, S., Brodin, P., and Grundstrom, T. Mutational effects on the cooperativity of Ca2+ binding in calmodulin. Biochemistry. 1993, 32(31): 7866-7871.
109. Wang, S., George, S. E., Davis, J. P., and Johnson, J. D. Structural determinants of Ca2+ exchange and affinity in the C terminal of cardiac troponin C. Biochemistry. 1998, 37(41): 14539-14544.
110. Wilson, G., Hecht, L., and Barron, L. D. The native-like tertiary fold in molten globule a-lactalbumin appears to be controlled by a continuous phase transition. J. Mol. Biol. 1996, 261(3): 341-347.
111. Wong, K. P. and Tanford, C. Denaturation of bovine carbonic anhydrase B by guanidine hydrochloride. A process involving separable sequential conformational transitions. J. Biol. Chem. 1973,248(24): 8518-8523.
112. Wu, L. С. and Kim, P. S. Hydrophobic sequence minimization of the a-lactalbumin molten globule. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1997, 94(26): 14314-14319.
113. Wu, L. C. and Kim, P. S. A specific hydrophobic core in the a-lactalbumin molten globule. J. Mol. Biol. 1998, 280(1): 175-182.
114. Wu, X. and Reid, R. E. Conservative D133E mutation of calmodulin site IV drastically alters calcium binding and phosphodiesterase regulation. Biochemistry. 1997a, 36(12): 3608-3616.
115. Wu, X. and Reid, R. E. Structure/calcium affinity relationships of site III of calmodulin: testing the acid pair hypothesis using calmodulin mutants. Biochemistry. 1997b, 36(28): 8649-8656.
116. Yamagata, K., Goto, K., Kuo, С. H., Kondo, H., and Miki, N. Visinin: a novel calcium binding protein expressed in retinal cone cells. Neuron. 1990, 4(3): 469-476.
117. Yap, K. L., Ames, J. В., Swindells, M. В., and Ikura, M. Diversity of conformational states and changes within the EF-hand protein superfamily. Proteins. 1999, 37(3): 499-507.
118. Вепринцев, Д. Б. Термодинамические и структурные аспекты связывания белками ионов металлов. ИБП РАН 1997, стр. 1-91.
119. Емельяненко, В. И. Аналитическое представление формы спектров флуоресцентных стандартов. Калибровка спектрофлуориметра на спектральную чувствительность в УФ области. Журнал прикладной спектроскопии. 1991, 55(4): 587-593.
120. Пермяков, С. Е. Исследование тепловой денатурации апо-а-лактальбумина. Свидетельство существования интермедиата. ИБП РАН 1998, стр. 1-69.
121. Пермяков, Е. А. Парвальбумин и родственные кальцийсвязывающие белки. «Наука» 1985,стр. 1-192.
122. Пермяков, Е. А. Кальцийсвязывающие белки. «Наука» 1993, стр. 1-192.
- Пермяков, Сергей Евгеньевич
- кандидата физико-математических наук
- Пущино, 2001
- ВАК 03.00.02
- Полусинтетические эксперименты с фрагментами парвальбумина
- Регуляция экспрессии белков-предшественников нейропептидов пищевого и оборонительного поведения виноградной улитки
- Переходные состояния и доменная организация белков
- Взаимодействие кальцийсвязывающих белков с катионами цинка и меди
- Определение последовательности разрушения элементов структуры зеленого флуоресцентного белка при его тепловой денатурации