Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Эндорибонуклеазная активность протеасом и α-РНП частиц и особенности ее регуляции в клетках К562

ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Миттенберг, Алексей Георгиевич

I. Введение

II. Обзор литературы

1. Протеасомы

1.1. 26S протеасомы

1.2. 20S протеасом ы

1.3. Регуляторные комплексы протеасом

1.3.1. 19S регуляторный комплекс

1.3.2. 11S REG (РА28) комплекс

1.4. Фосфорилирование протеасом

1.5. Локализация протеасом в клетке

2. Функции и активности протеасом

2.1. Убиквитин-зависимый протеолиз

2.2. Участие протеасом в убиквитин-независимом протеолизе

2.3. Регуляция транскрипции

2.4. Регуляция клеточного цикла

2.5. Протеасомы и рак

2.6. Протеасомы и апоптоз

2.7. Взаимодействие протеасом с вирусными белками

2.8. Роль протеасом в формировании долговременной памяти

2.9. Эндорибонуклеазная активность протеасом

3. а-РНП - рибонуклеопротеиновый комплекс, содержащий 20S просомы

III. Материалы и методы

1. Культивирование клеток

2. Выделение РНК

3. Электрофоретический анализ РНК

3.1. Электрофорез РНК в нативных условиях

3.2. Электрофорез РНК в денатурирующих условиях

4. Выделение а-РНП

5. Выделение протеасом

6. Обработка РНК с помощью протеасом и а-РНП

7. Мечение препаратов нуклеиновых кислот

7.1. Мечение ДНК с использованием случайных праймеров

7.2. Мечение РНК по З'-концам

7.3. Мечение нуклеиновых кислот по 5'-концам

8. Транскрипция in vitro

9. Блок транскрипции и импорт протеасом из культуральной жидкости

10. Нозерн-блот гибридизация ДНК-РНК

11. Иммунофлуоресцентный анализ

12. Материалы 59 IV. Результаты и обсуждение

1. Протеасомы и а-РНП проявляют зндорибонуклеазную активность

2. Индукция эритроидной дифференцировки в клетках К562 приводит к повышению активности эндонуклеазы протеасом и а-РНП

3. Продукты нуклеолиза высокомолекулярных РНК а-РНП комплексом содержат свободные ОН-группы на З'-концах

4. Активность нуклеазы протеасом и а-РНП зависит от двухвалентных катионов

5. Дефосфорилирование белковых субъединиц подавляет нуклеазу протеасом и а-РНП

6. Воздействие на протеасомы и а-РНП протеиназой К подавляет их зндорибонуклеазную активность

7. Денатурация субстрата способствует его более эффективной деградации рибонуклеазой протеасом

8. Деградация протеасомами Alu-содержащих мРНК осуществляется как in vitro, так и in vivo

9. Протеасомы и а-РНП осуществляют специфический эндонуклеолиз мРНК протоонкогена с-тус и гена опухолевого супрессора р

10. Нуклеазы протеасом и а-РНП из клеток К562 способны специфически деградировать чужеродную для этих клеток

РНК - мРНК люциферазы Renilla sp.

11. Индукция гемином дифференцировки по эритроидному пути приводит к изменению субъединичного состава протеасом в клетках К562 и выходу их в цитоплазму

Выводы

Список сокращений

Введение Диссертация по биологии, на тему "Эндорибонуклеазная активность протеасом и α-РНП частиц и особенности ее регуляции в клетках К562"

За последние несколько лет исследование протеасом стало» одной из горячих точек молекулярной биологии клетки. Протедсомы, или мультикаталитические протеиназы, - мультисубъединичные белковые комплексы, ассоциированные с малыми РНК (Schmid et al., 1984; Schuldt, Kloetzel, 1985). Они ответственны за избирательную деградацию клеточных белков и представляют собой основной аппарат нелизосомальной деградации белков в клетках эукариот. В ряде работ последних лет было показано, что наряду с белок-синтезирующей системой, в клетке функционирует система деградации белка, в основе которой лежит убиквитин-зависимый протеолиз белков протеасомами (см. обзоры: Ciechanover, Schwartz, 2002; Glickman, Ciechanover, 2002). Эта система необходима для уничтожения неправильно синтезированных и денатурированных белков, так как блокирование протеасом вызывает многократное увеличение синтеза белка теплового шока 70 (Goldberg, 1997). Функции протеасом, однако, гораздо шире: эти частицы участвуют в проведении сигнала путем изменения концентрации регуляторных клеточных молекул (Tokumoto et al., 1997; Jariel-Encontre et al., 1997) или их активации (Palombella et al., 1994; Coux, Goldberg, 1998; Shah et al., 2001), принимают участие в регуляции транскрипции, контроле фаз клеточного цикла, в иммунном ответе (Coux et al., 1996; Tanaka, Tsurumi, 1997; Tanaka, 1998; Pajonk et al., 2000; Pajonk, McBride, 2001). Предполагается также участие протеасом в регуляции экспрессии генов на уровне трансляции, так как протеасомы были впервые выделены в комплексе с нетранслируемой мРНК (Scherrer et al., 1988), и была показана способность протеасом блокировать трансляцию мРНК in vitro (Akhayat et al., 1987). Впоследствии было обнаружено, что коровая частица 26S протеасомы (20S протеасома), помимо описанных ранее протеолитических активностей, способна также и к эндонуклеолитическому расщеплению РНК вируса табачной мозаики (Pouch et al., 1995; Petit et al., 1997a; 1997b; J0rgensen, Hendil, 1999). Дальнейшие исследования показали, что данной активностью обладают и 26S протеасомы, причем в качестве субстрата для эндонуклеолитического расщепления могут выступать различные РНК эукариот, как рибосомные, так и специфические информационные (Евтеева и др., 2000; Миттенберг и др., 2002а, 20026).

Одним из уровней контроля экспрессии генов может являться регуляция скорости деградации молекул информационных РНК. Стабильность мРНК в клетках эукариот может значительно варьировать в зависимости от ряда факторов (Rajagopalan, Matter, 1997). Скорость эндонуклеолиза РНК зависит от цис-регуляторных элементов в молекуле мРНК, молекул защитных белков, связанных с РНК в этих областях и вблизи них, и активности нуклеаз, расщепляющих молекулы мРНК (Beelman, Parker, 1995; Hilleren, Parker, 1999). Однако, нуклеазы, принимающие участие в деградации информационных РНК, изучены недостаточно (Rajagopalan, Malter, 1997; Wang, Kiledjian, 2001; Rodgers et al., 2002). Скорость расщепления молекул мРНК регулируется не только активностью защитных белков, но может напрямую контролироваться изменением активности рибонуклеаз (Dompenciel et al., 1995; Gallouzi et al., 1998; Tourriere et al., 2001).

Ранее нами был описан и охарактеризован специфический класс малых РНП, прочно связанных с хроматином, и по своим физико-химическим свойствам сходных с протеасомами (Константинова и др., 1995; Константинова и др., 1996; Петухова и др., 1997; Konstantinova et al., 1999; Куличкова и др., 1999). Для этих РНП (а-РНП), выделенных из печени крысы, было показано, что они содержат 20S просомы и некоторые пока не идентифицированные белки, обнаруживают активности, сходные с таковыми у протеасом, в частности, протеолитические (трипсинового, химотрипсинового и пептидил-глютамилпептидазного типов) (Куличкова и др., 1999) и эндорибонуклеазную активность по отношению к суммарным высокомолекулярным РНК клеток печени крысы (Konstantinova et al., 1999; Куличкова и др., 1999). Получены свидетельства в пользу участия этих РНП в контроле стабильности молекул специфических информационных 7

РНК. В то же время, вопрос об участии РНКазы протеасом и а-РНП в контроле стабильности информационных РНК до настоящего времени не исследовался.

В свете вышесказанного, представляется весьма актуальным анализ эндорибонуклеазной активности 26S протеасом и а-РНП и механизмов ее регуляции, а также исследование вопроса о том, регулируется ли активность этих частиц при изменении функционального состояния клетки (индукции дифференцировки).

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Совокупность белков клетки (протеом), также как и все макромолекулярные компоненты организма, находится в динамическом равновесии между синтезом и деградацией. Разные протеолитические механизмы служат различным физиологическим потребностям и позволяют организму адаптироваться к изменяющимся окружающей среде и патофизиологическим условиям. Клетке необходимо четко разграничивать «свои» и «чужие» белки. Во избежание проявления иммунного ответа, чужие пищевые белки деградируют «вне» тела, - в полости желудочно-кишечного тракта. Каждая из двух групп «своих» белков - внеклеточные и внутриклеточные - деградирует в соответствии с присущим ей механизмом. Внеклеточные белки, такие как факторы свертывания крови, иммуноглобулины, альбумины, гормоны пептидной природы, попадают в клетку с помощью пиноцитоза или рецептор-опосредованного эндоцитоза. Затем они транспортируются через множество пузырьков, сливающихся, в конечном счете, с первичными лизосомами, где и происходит деградация внеклеточных белков. В течение этого процесса белки никогда не попадают в цитозоль, топологически оставаясь на протяжении всего процесса «внеклеточными». Деградация в лизосомах не является специфической, и все попавшие в них белки расщепляются с примерно одинаковой скоростью. Между тем, ряд наблюдений дал основания утверждать, что деградация внутриклеточных белков представляет собой высокоспецифичный процесс, а потому и осуществляться он должен посредством различных механизмов. Периоды полужизни внутриклеточных белков варьируют от считанных минут (например, опухолевый супрессор р53) до нескольких дней (например, мышечные белки, актин и миозин). Кроме того, ингибиторы лизосомной деградации не влияют на деградацию внутриклеточных белков. В ряде работ было обнаружено, что протеолитическая система и ее субстраты могут располагаться в одном и том же компартменте клетки. Открытие убиквитин-протеасомного пути деградации белков - высокоспецифичной, строго контролируемой и зависимой от энергии АТФ системы, позволило разрешить множество загадок, связанных с путями деградации внутриклеточных белков.

Однако функция протеасом в клетке не ограничивается одним лишь протеолизом. Помимо широко и всесторонне исследованных протеолитических активностей, они обладают еще и эндорибонуклеазной, в результате проявления которой расщеплению подвергаются различные типы молекул РНК - от вирусных (Pouch et al., 1995; Petit et al., 1997a; 1997b) до рибосомных и информационных РНК высших эукариот (Евтеева и др., 2000; Куличкова и др., 2001).

Настоящая работа посвящена изучению эндорибонуклеазной активности двух регуляторных комплексов клетки - протеасом и а-РНП, обладающих сходными физико-химическими и биохимическими свойствами.

1. Протеасомы

Будучи впервые обнаруженными электронно-микроскопическими методами более 30 лет назад (Harries, 1968), мультикаталитические протеиназы (20S протеасомы, просомы) в последние десятилетия привлекли к себе пристальное внимание множества исследователей во всем мире. Было обнаружено, что распространение протеасом не ограничивается клетками эукариот. Более просто организованные, но структурно поразительно похожие, аналогичные комплексы были выявлены у архебактерии Thermoplasma acidophilum (Dahlmann et al., 1989, Lowe et al., 1995). Протеасомы эукариот демонстрируют высокий эволюционный консерватизм (Glickman et al., 1999). Структура и субъединичный состав протеасом растений (Kremp et al., 1986), грибов (Arrigo et al., 1987; Groll et al., 1997), членистоногих (Mykles, 1999), амфибий (Kleinschmidt et al., 1983), птиц (Schmid et al., 1984) и млекопитающих (Cardozo et al., 1995; Coux et al., 1996) практически не отличаются, несмотря на значительные филогенетические различия организмов, в клетках которых они были выявлены. Исследования последних лет показали, что с коровыми 20S частицами, выделенными из клеток человека, могут связываться эволюционно близкие им мышиные РА700 регуляторные комплексы (НепсШ et al., 2002). Но еще более ярким подтверждением консерватизма субъединиц протеасом может являться обнаруженная несколько лет назад способность 19S комплексов человека к стимуляции протеолиза 20S протеасомами дрожжей (Seeger et al., 1996).

11. 26S протеасомы 26S протеасома представляет собой АТФ-зависимый протеиназный комплекс с молекулярной массой около 2 МДа. Коэффициент седиментации 26S был получен в результате центрифугирования комплекса в градиенте плотности глицерина, в то время как по данным аналитического ультрацентрифугирования, константа Сведберга для настоящего комплекса составляет порядка 30S (Yoshimura et al., 1993). В состав 26S протеасомы (см. схему 1) входит расположенная в центре полая цилиндрическая структура, выполняющая роль каталитической машины и называемая 20S протеасомой, а также два больших V-образных концевых модуля (198-частицы), выполняющих регуляторные функции и присоединенных к центральному элементу в противоположной ориентации (Tanaka, Tsurumi, 1997; Rivett et al., 1998; Ferrell et al., 2000).

1.2. 20S протеасомы Изначально 20S протеасома была обнаружена как многофункциональный протеазный комплекс, демонстрирующий различные пептидазные активности. Впоследствии ее стали рассматривать в качестве каталитического элемента 26S протеасомы. Молекулярный вес 20S протеасомы, по данным измерений с использованием разнообразных физических методов, составляет порядка 700-750 кДа (Tanaka, 1998). 20S протеасома образована набором субъединиц с молекулярными массами 18-35 кДа, имеющих сильно различающиеся изоэлектрические точки в диапазоне 3-9, собранных в стопку из четырех колец и образующих цилиндрическую структуру. Эти субъединицы протеасомы можно разделить на два подсемейства -аир (Coux et at., 1996; Hochstrasser, 1997). Семь гомологичных а- и р-полипептидов собраны, по данным электронной микроскопии, соответственно, в а- и р-кольца (схема 1, Б). Кольца ассоциированы в порядке арра, формируя цилиндрическую частицу (Baumeister, Lupas, 1997). N-концы а-субъединиц обращены внутрь полости 20S частицы, перекрывая тем самым доступ в протеолитическую камеру, что говорит о наличии «ворот» в канале корового комплекса (Groll et al., 1997; 2000). N-конец субъединицы аЗ несколько отличается от таковых у прочих а-субъединиц тем, что пересекает поверхность а-кольца в направлении центра симметрии, контактируя при этом со всеми остальными а-субъединицами. Для входа субстрата внутрь коровой частицы, равно как и для выхода из ее полости продуктов протеолиза, необходимо перемещение блокирующих выход N-концов а-субъединиц (Glickman, Ciechanover, 2002). Несмотря на то, что все семь а-субъединиц связаны генетически (у дрожжей они идентичны друг другу примерно на 30%), их N-концевые участки отличаются друг от друга как по последовательностям аминокислот, так и по относительной длине (Groll et al., 2000). В то же время, эти N-концевые области каждой из субъединиц высококонсервативны и практически одинаковы у множества разных видов, что говорит о важной структурной роли, которую играют N-концы а-субъединиц в коровых частицах всех эукариотических организмов (Glickman, Ciechanover, 2002).

Пептидазная активность 20S коровых частиц эукариот может стимулироваться рядом воздействий. Так, например, стимуляция происходит при ассоциации их с 19S регулятором, с образованием 26S протеасомы (Adams et al., 1998; Glickman et al., 1998b). Кроме того, эндогенным активатором протеасом служит комплекс РА28, индуцируемый интерфероном у (Rechsteiner et al., 2000; Stohwasser et al., 2000). Сходного эффекта можно достичь, используя мягкие химические воздействия,

ATP. and ubiqutin-dcpcfidert substrata dcgtacfalfon

26SFh3teasome

2GS pralcascms В а)-I FN

House-keeping proteasome

ATPase complex

26S proteascme b)+ IFN hunirraprotaasoine

PA2B

Схема 1.

A - сборка 26S протеасомы (две полупротеасомы образуют неактивную 20S частицу, к которой затем присоединяются 19S регуляторы) (по Groll et al., 2000). Б - структура 26S протеасомы (по Frueh, Yang, 1999).

В - варианты ассоциации коровой 20S просомы (а) с регуляторными частицами (с); замена субъединиц Э-типа на индуцируемые интерфероном у с образованием иммунопротеасомы (b). (по Ferrell et al., 2000) такие как додецилсульфат натрия (SDS) в низких концентрациях (Glickman et al., 1998b). В то же время, мутация, состоящая в делеции 9 аминокислотных остатков в N-концевой области субъединицы аЗ, приводит к постоянной активации пептидазного аппарата просомы (Groll et al., 2000). В то время как коровые частицы, выделенные и очищенные из дрожжей дикого типа, могут быть стимулированы добавлением небольших количеств SDS, просомы из мутантного штамма a3AN пребывают в постоянном максимально стимулированном состоянии. Эти результаты показывают, что свободные коровые частицы дикого типа пребывают в подавленном состоянии, и активация их, возможно, облегчает субстрату доступ в протеолитическую «камеру» (Groll et al., 2000).

Белки а-типа также участвуют в присоединении регуляторных комплексов, напрямую взаимодействуя с АТФазными субъединицами 19S регулятора (Davy et al., 2001; Fu et al., 2001).

Протеасомы прокариот образованы одинаковыми аир субъединицами, в то время как каждое кольцо 20S протеасомы эукариот построено из семи различных аир субъединиц.

Как следует из мутационного анализа протеасом дрожжей и млекопитающих (Chen, Hochstrasser, 1996; Schmidtke et al., 1996; Heinemeyer et al., 1997), протеолитические активности комплекса сосредоточены в субъединицах (31, р2 и 05. Характерной особенностью этих трех аю-ивных сайтов является наличие N-концевого треонина, аминогруппа которого выступает в качестве нуклеофила во время каталитического цикла (Lowe et al., 1995; Groll et al., 1997).

Протеасомы обладают не менее чем пятью различными протеолитическими активностями. Три из них соответствуют по своей специфичности химотрипсину (р5, p5i, р11), трипсину (р2, p2i) и пептидил-глютамил гидролазе (р1), в то время как оставшиеся две проявляют специфичность к разрыву пептидных связей на карбоксильном конце ветвящихся аминокислот (вероятно, р1) и перед пептидной связью между короткими и нейтральными аминокислотами (Orlowski, Wilk, 2000). Эти активности были обнаружены с использованием флюорогенных пептидов в качестве субстрата.

По меньшей мере, пять из семи субъединиц р-типа синтезируются как белки-предшественники с N-концевыми пропептидами, имеющими длину от 4 до 70 аминокислотных остатков. Удаление пропоследовательностей субъединиц активных сайтов 01, р2 и р5 происходит при сборке частицы, с помощью автокатализа (Chen, Hochstrasser, 1996; Heinemeyer et al., 1997), в то время как пропоследовательности неактивных субъединиц вырезаются их активными соседями (Chen, Hochstrasser, 1996; Jager et al., 1999). Удаление пропептидов позволяет уберечь клеточные белки от неконтролируемого протеолиза. Анализ мутантов дрожжей по активным сайтам показал, что процессинг пропоследовательностей происходит в две стадии (Schmidtke et al., 1996).

Современные данные, относящиеся к путям сборки 20S протеасом прокариот и эукариот, до сих пор весьма фрагментарны. Наиболее подробно изучен процесс сборки протеасом Thermoplasma acidophilum (Zwickl et al., 1994; Seemiiller et al., 1996). Для этих частиц показано, что ассоциация а-субъединиц в семичленные кольца происходит спонтанно, причем в отсутствие р-субъединиц. Сами же по себе, р-субъединицы, с N-концевыми пропоследовательностями или в отсутствие таковых, неспособны к сборке в правильном порядке. Для сборки протеасом Thermoplasma acidophilum необходимо участие а-субъединиц, в присутствии которых продемонстрированы процессинг и сборка р-субъединиц как in vitro, так и in vivo (Seemuller et al., 1996). Как выяснилось, сборка протеасомы не требует ни наличия у р-субъединиц N-концевой пропоследовательности, ни ее элиминации; таким образом в состав формирующегося комплекса могут быть с равным успехом включены субъединицы, как прошедшие, так и не прошедшие процессинг (Seemuller et al., 1996).

Хотя верхним пределом количества субъединиц, из которых может быть собрана индивидуальная протеасома, диктуемым соображениями симметрии комплекса, является 14 белков, у позвоночных, в дополнение к конститутивным субъединицам, обнаружено некоторое количество индуцибельных субъединиц р-типа, которые могут заменять своих конститутивных двойников, обеспечивая тем самым большие возможности в сфере модуляции специфичности протеолитической активности (Brown et al., 1993; Akiyama et al., 1994; Nandi et al., 1996). Конститутивные p-субъединицы внутренних колец протеасомы могут быть заменены интерферон у-индуцибельными субъединицами pii, p2i и p5i (Tanaka, 1995; Stohwasser, Kloetzel, 1996; Nandi et al., 1997; Schmidt, Kloetzel, 1997; Kloetzel et al., 1999). Индуцибельные субъединицы кодируются последовательностями, расположенными в области локуса главного комплекса гистосовместимости II класса (Pajonk, McBride, 2001). Включение и замена трех иммуно-субъединиц также происходит на уровне предшественников, причем согласованно (Groettrup et al., 1997; Nandi et al., 1997). Образующаяся в результате структура получила название иммунопротеасомы (Tanaka, Kasahara, 1998; Fruh, Yang, 1999).

Процессинг и сборка протеасом эукариот, вероятно, происходит несколько иначе, отражая увеличение сложности этих структур, зависящей, в частности, от роли пропоследовательностей, которые, кроме прочего, могут выполнять функции предотвращения активации субъединиц р-типа до созревания протеасомы (Baumeister, Lupas, 1997). N-концевые пропоспедовательности играют различные, неравные, роли в созревании коровой частицы, отражающие иерархию функций активных сайтов: р5»р2>р1 (Jager et al., 1999). Активный сайт субъединицы р5 является решающим для созревания протеасомы и протеолиза. У дрожжей делеция пропоспедовательности субъединицы р5 останавливает процесс созревания протеасомы и приводит к нежизнеспособности клетки. Хотя пропоследовательности р-субъединиц, очевидно, требуются для эффективного созревания протеасом, представляется, что их относительное значение для встраивания субъединиц может отличаться в пределах одного вида или между разными видами (Zuhl et al., 1997). Пропоследовательность субъединицы LMP2/p1i может быть либо заменена более длинной пропоследовательностью субъединицы LMP7/p5i, либо даже удалена без отмены правильной вставки субъединицы LMP2 (Schmidtke et al., 1996). Хотя присутствие пропоследовательности LMP7 обеспечивает правильное созревание и эффективное включение субъединицы LMP7, ее (пропоследовательности) функция представляется несущественной для присоединения субъединицы, и, в большой степени, может быть взята на себя пропоследовательностью субъединицы LMP2 (Witt et al., 2000).

Сборка протеасом эукариот представляется тонко регулируемым процессом. Она происходит через стадии промежуточных предшественников с константами седиментации порядка 13S и 16S (Frentzel et al., 1994). Имеющиеся в настоящее время модели ранних этапов сборки протеасомы предполагают спонтанную самосборку а-субъединиц в семичленные кольца, выступающие в дальнейшем в качестве матриц, на которых собираются р-субъединицы (Baumeister et al., 1998). Очередная а-субъединица связывается с определенной р-субъединицей, которая, в свою очередь, обуславливает присоединение следующего ap-димера (Gerards et al., 1998). Исследования клеток млекопитающих показали, что ассоциация р-субъединиц происходит в несколько этапов (Frentzel et al., 1994; Nandl et al., 1997). Три из семи p-субъединиц (p2 (Z), рз (СЮ), p4 (C7)) можно определить как часть 13S-предшественника. Остальные четыре р-субъединицы (р5 (МВ1), рб (С5), Р7 (N3), р1 (б)) определены как компоненты 16S комплекса. Димеризация двух комплексов-предшественников (иначе именуемых полупротеасо-мами) сопряжена с окончательным процессингом N-концевых пропептидов (Chen, Hochstrasser, 1996; Schmidtke et al., 1996; Heinemeyeretal., 1997).

Процесс созревания протеасом эукариот требует участия дополнительных вспомогательных белков, содействующих конечным стадиям созревания комплекса. К таковым можно отнести шаперон hsc73, ассоциированный с ies-предшественником, который, как показано (Schmidtke et al., 1997), поддерживает сборку предшественников с неполной укладкой, дабы обеспечить процессинг субъединиц, правильную укладку и включение поздних субъединиц протеасом. Другим фактором, играющим ключевую роль в процессе созревания протеасом, является короткоживущий белок Ump1 дрожжей (Ramos et al., 1998), для которого обнаружены гомологи в клетках млекопитающих, известные как POMP (белок созревания протеасом) (Witt et al., 2000), протеассемблин (Griffin et al., 2000) или h/mUMP (UMP человека или мыши) (Burri et al., 2000). Анализ баз данных привел к обнаружению гомологов белка Ump1 у человека, мыши, крысы, дрозофилы и нескольких других видов эукариот. Исходя из невысокого сходства между дрожжевым белком и его гомологами, обнаруженными в клетках млекопитающих, можно заключить, что эти белки не могут быть функционально взаимозаменяемыми (Burri et al., 2000). Предполагают, что белок Ump1 временно помещается внутрь формирующейся протеасомы, чтобы координировать процессинг р-субъединиц (Ramos et al., 1998).

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Миттенберг, Алексей Георгиевич

Выводы

1. 20S протеасомы, 26Э-комплексы и РНП-частицы (а-РНП), содержащие 20S просомы, из клеток К562, проявляют специфическую регулируемую эндорибонуклеазную активность по отношению к рибосомным РНК и ряду информационных РНК (с-тус, р53 человека, люциферазы Renilla sp. и Alu-содержащим мРНК). Обнаружены различия характеристик эндонуклеазной активности протеасом и а-РНП.

2. Индукция эритроидной дифференцировки в клетках К562 с помощью гемина вызывает перераспределение протеасом, заключающееся в их выходе в цитоплазму и изменении субъединичного состава как 20S протеасом, так и 19S регуляторных комплексов.

3. Действие гемина на клетки К562 приводит к изменению характеристик эндорибонуклеазной активности протеасом и а-РНП частиц.

4. Регуляция эндонуклеазной активности протеасом и а-РНП осуществляется с помощью двухвалентных катионов (Са и Мд).

5. Необходимым условием проявления исследуемыми частицами эндорибонуклеазной активности является фосфорилирование их белковых субъединиц.

6. Эффективность эндонуклеолиза РНК протеасомами зависит от вторичной струюуры РНК.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Миттенберг, Алексей Георгиевич, Санкт-Петербург

1. Галкин В.Э., Туроверова Л.В., Константинова И.М., Пинаев Г.П. 1998. Взаимодействие просом с фибриллярным актином. Цитология. 40:161-166.

2. Галкин В.Э., Туроверова Л.В., Константинова И.М., Пинаев Г.П. 1998. 268-рибонуклеопротеиновый комплекс (268-протеасома) непосредственно взаимодействует с фибриллярным актином. Цитология. 40:618-626.

3. Георгиев Г.П., Мантьева В.Л. 1962. Информационные и рибосомальные рибонуклеиновые кислоты хромосомно-ядрышкового аппарата, методы разделения и нуклеотидный состав. Биохимия 2(7):949-957.

4. Константинова И.М., Туроверова Л.В., Воробьев В.И. 1978. Исследование транскрипции и состава хроматина, изолированного из клеток печени крыс после введения кортизона. Молек. биол. 12:879-885.

5. Константинова И.М., Волкова И.В., Куличкова В.А., Туроверова Л.В., Гаузе Л.Н., Козлов Ю.В., Петухова О.А., Воробьев В.И. 1987. Исследование малого РНК-акцептора глюкокортикоидов, связанного с хроматином ядер клеток печени. Молек. биол. 21(5):1360-1366.

6. Константинова И.М., Волкова И.В., Евдонин А.Л., Ермолаева Ю.Б., Куличкова В.А., Кузьминова А.С., Медведева Н.Д. 2000. Тканеспецифичность субъединичного состава и ЭФР-зависимые изменения набора субъединиц 20S протеасом. Цитология. 42:665-668.

7. Кременецкая О.С., Логачева Н.П., Барышников А.Ю., Чумаков П.М., Копнин Б.П. 1996. Влияние опухолевого супрессора р53 и его мутантных форм на дифференцировку и жизнеспособность лейкозных клеток К562. Цитология. 38(12): 1280-1293.

8. Плескач В.А., Илькаева О.Р., Филатова Н.А., Кожухарова И.В., Туроверова Л.В., Аточина О.В., Константинова И.М. 1999. Экспорт и поглощение просомоподобных РНП (альфа-РНП) с иммуномодулирующей активностью в культурах клеток. ДАН. 365:700-703.

9. Чистохина А.В. 1993. Роль ретиноевой кислоты в процессах пролиферации и дифференцировки клеток линии К562. Автореф. канд. дис. Санкт-Петербург. 24с.

10. Adams G.M., Crotchett В., Slaughter С.А., DeMartino G.N., Gogol E.P. 1998. Formation of proteasome-PA700 complexes directly correlates with activation of peptidase activity. Biochemistry 37:12927-12932.

11. Adams J., Palombella V.J., Sausville E.A., Johnson J., Destree A., Lazarus D.D., Maas J., Pien C.S., Prakash S., Elliot P.J. 1999. Proteasome inhibitors: a novel class of potent and effective antitumor agents. Cancer Res. 59:26152622.

12. Ahrendt S.A., Brown H.M., Komorowski R.A., Zhu Yr, Wilson S.D., Erickson B.A., Ritch P.S., Pitt H.A., Demeure M.J. 2000. p21WAF1 expression is associated with improved survival after adjuvant chemoradiation for pancreatic cancer. Surgery, 128:120-130.

13. Aizawa H., Kawahara H., Tanaka K., Yokosawa H. 1996. Activation of the proteasome during Xenopus egg activation implies a link between proteasome activation and intracellular calcium release. Biochem. Biophys. Res. Commun. 218.224-228.

14. Almog N., Rotter V. 1997. Involvement of p53 in cell differentiation and development. Biochim. biophys. acta. 1333:1-27.

15. Andersson L.S., Nilsson K., Gahmberg C.G. 1979. K562, a human erythroleukaemia cell line. Int. J. Cancer 23:143-147.

16. Arrigo A.-P., Simon M., Darlix L.-J., Spahr P.-F. 1987. A 20S particle ubiquitous from yeast to human. J. Mol. Evol. 25:141-150.

17. Baarends W.M., Hoogerbrugge J.W., Roest H.P., Ooms M., Vreeburg J., Hoeijmakers J.H., Grootegoed J.A. 1999. Histone ubiquitination and chromatin remodeling in mouse spermatogenesis. Dev. Biol. 207:322-333.

18. Baboshina O.V., Haas A.L. 1996. Novel multiubiquitin chain linkages catalyzed by the conjugating enzymes E2-EPF and RAD6 are recognized by the 26S proteasome subunit 5. J. Biol. Chem. 271:2823-2831.

19. Baumeister W., Lupas A. 1997. The proteasome. Curr. Opin. Struct. Biol. 7:273-278.

20. Baumeister W., Walz J., Zuhl F., Seemuller E. 1998. The proteasome: paradigm of a self-compartmentalizing protease. Cell 92:367-380.

21. Beelman C.A., Parker R. 1995. Degradation of mRNA in eukaryotes. Cell. 81:179-183.

22. Beg A.A., Baltimore D. 1996. An essential role for NF-kB in preventing TNF-a-induced cell death. Science, 274:782-784.

23. Belich M.P., Trowsdale J. 1995. Proteasome and class I antigen processing and presentation. Mol. Biol. Rep. 21:53-56.

24. Benaroudj N., Tarcsa E., Cascio P., Goldberg A.L. 2001. The unfolding of substrates and ubiquitin-independent protein degradation by proteasomes. Biochimie. 83:311-318.

25. Beninga J., Rock K.L., Goldberg A.L. 1998. Interferon-gamma can stimulate post-proteasomal trimming of the N terminus of an antigenic peptide by inducing leucine aminopeptidase. J. Biol. Chem. 273:18734-18742.

26. Bi S., Lanza F., Goldman J.M. 1993.The abnormal p53 proteins expressed in CML cell lines are non-functional. Leukemia. 7:1840-1845.

27. Bialy L.P., Ziemba H.T., Marianowsky P., Fracki S., Bury M„ Wojcik C. 2001. Localization of a proteasomal antigen in human spermatozoa: immunohistochemical electron microscopic study. Folia Histochem. Cytobiol. 39:129-130.

28. Bose S., Mason G.G., Rivett A.J. 1999. Phosphorylation of proteasomes in mammalian cells. Mol. Biol. Rep. 26:11-14.

29. Bose S., Brooks P., Mason G.G., Rivett A.J. 2001. y-lnterferon decreases the level of 26 S proteasomes and changes the pattern of phosphorylation. Biochem. J. 353:291-297.

30. Boyd S.D., Tsai K.Y., Jacks Т. 2000. An intact HDM2 RING-finger domain is required for nuclear exclusion of p53. Nat. Cell Biol. 2:563-568.

31. Braun B.C., Glickman M., Kraft R., Dahlmann В., Kloetzel P.M., Finley D., Schmidt M. 1999. The base of the proteasome regulatory particle exhibits chaperone-like activity. Nat. Cell. Biol. 1:221-226.

32. Breitschopf K., Bengal E., Ziv Т., Admon A., Ciechanover A. 1998. A novel site for ubiquitination: the N-terminal residue, and not internal lysines of MyoD, is essential for conjugation and degradation of the protein. EMBO J. 17:59645973.

33. Brooks P., Fuertes G., Murray R.Z., Bose S., Knecht E., Rechsteiner M.C., Hendil K.B., Tanaka K., Dyson J., Rivett J. 2000. Subcellular localization of proteasomes and their regulatory complexes in mammalian cells. Biochem. J. 346:155-161.

34. Brown J., Pagano M. 1997. Mechanism of p53 degradation. Biochem. Biophys. Acta, 1332:1-6.

35. Brown M.G., Driscoll J., Monaco J.J. 1993. МНС-linked low-molecular mass polypeptide subunits define distinct subsets of proteasomes. Implications for divergent function among distinct proteasome subsets. J. Immunol. 151:11931204.

36. Bureau J.P., Henry L., Baz A., Scherrer K., Chateau M.T. 1997. Prosomes (proteasomes) changes during differentiation are related to the type of inducer. Mol. Biol. Rep. 24:57-62.

37. Burger, S.R., Zutter M M., Sturgill-Koszycki S., Santoro S.A. 1992. Induced cell surface expression of functional a2Pi integrin during megacaryocytic differentiation of K562 leukemic cells. Exp. Cell Res. 202:28-35.

38. Burri L., H6ckendorff J., Boehm U., Klamp Т., Dohmen J.R., Levy F. 2000. Identification and characterization of a mammalian protein interacting with 20S proteasome precursors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97:10348-10353.

39. Buschmann Т., Fuchs S.Y., Lee C.G., Pan Z.Q., Ronai Z. 2000. SUMO-1 modification of Mdm2 prevents its self-ubiquitination and increases Mdm2 ability to ubiquitinate p53. Cell 101:753-762.

40. Castano J.G., Mahillo E., Arizti P., Arribas J. 1996. Phosphorylation of C8 and C9 subunits of the multicatalytic proteinase by casein kinase II and identification of the C8 phosphorylation sites by direct mutagenesis. Biochemistry. 35:3782-3789.

41. Ceballos E., Delgado M.D., Gutierrez P., Richard C., Muller D., Eilers M., Ehinger M., Gullberg U., Leon J. 2000. c-Myc antagonizes the effect of p53 on apoptosis and p21WAF1 transactivation in K562 leukemia cells. Oncogene. 19:2194-2204.

42. Chandra J., Niemer I., Gilbreath J., Kliche K.O., Andreeff M., Freireich E.J., Keating M., McConkey D.J. 1998. Proteasome inhibitors induce apoptosis in glucocorticoid-resistant chronic lymphocytic leukemic lymphocytes. Blood 92:4220-4229.

43. Chen F., Chang D., Goh M., Klibanov S.A., Ljungman M. 2000. Role of p53 in Cell Cycle Regulation and Apoptosis following Exposure to Proteasome Inhibitors. Cell Growth Differ. 11:239-246.

44. Chen P., Hochstrasser M. 1996. Autocatalytic subunit processing couples active site formation in the 20S proteasome to completion of assembly. Cell 86:961-972.

45. Chiba К., Sato E., Hoshi M. 1997. Detection of in vivo proteasome activity in a starfish oocyte using nriembrane-impermeant substrate. J. Biochem. (Tokyo). 122:286-293.

46. Chowdary D., Dermody J., Jha K., Ozer H. 1994. Accumulation of p53 in a mutant cell line defective in the ubiquitin pathway. Mol. Cell Biol. 14:1997-2003.

47. Chylicki K., Ehinger M., Svedberg H., Bergh G., Olsson I., Gullberg U. 2000a. p53-mediated differentiation of the erythroleukemia cell line K562. Cell Growth Differ. 11:315-324.

48. Chylicki K., Ehinger M., Svedberg H., Gullberg U. 2000b. Characterization of the molecular mechanisms for p53-mediated differentiation. Cell Growth Differ. 11:561-571.

49. Ciechanover A., DiGiuseppe J.A., Bercovich В., Orian A., Richter J.D., Schwartz A.L., Brodeur G.M. 1991. Degradation of nuclear oncoproteins by the ubiquitin system in vitro. PNAS USA, 88:139-143.

50. Ciechanover A. 1994.The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway. Cell. 79:13-21.

51. Ciechanover A., Schwartz A.L. 2002. Ubiquitin-mediated degradation of cellular proteins in health and disease. Hepatology. 35:3-6.

52. Coffino P. 2001. Antizyme, a mediator of ubiquitin-independent proteasomal degradation. Biochimie, 83:319-323.

53. Coux O., Goldberg A.L. 1998. Enzymes catalyzing ubiquitinilation and proteolytic processing of the p105 precusor of nuclear factor kappa B1. J. Biol. Chem. 273:8820-8828.

54. Coux О., Tanaka K., Goldberg A.L. 1996. Structure and functions of the 20S and 26S proteasomes. Annu Rev Biochem, 65:801-847.

55. Covacci V., Bruzzese N., Sgambato A., Di Francesco A., Russo M.A., Wolf F.I., Cittadini A. 1998. Magnesium restriction induces granulocytic differentiation and expression of p27kip1 in human leukemic HL-60 cell. J. Cell. Biochem. 70:313-322.

56. Dahlmann В., Kopp F., Knuehl L., Niede! В., Pfeifer G., Hegerl R., Baumeister W. 1989. The multicatalic proteinase (prosome) is ubiquitous from eukaryotesto archaebacteria. FEBS Lett. 251:125-131.

57. Dahlmann В., Ruppert Т., Kloetzel P.M., Kuehn L. 2001. Subtypes of 20S proteasomes from skeletal muscle. Biochimie. 83:295-299.

58. Dahlmann В., Ruppert Т., Kuehn L., Merforth S., Kloetzel P.M. 2000. Different proteasome subtypes in a single tissue exhibit different enzymatic properties. J. Mol. Biol. 303:643-653.

59. Davy A., Bello P., Thierry-Mieg N., Vagilo P., Hitti J., Doucette-Stamm L., Thierry-Leg D„ Reboul J., Boulton S., Walhout A.J.M., Coux O., Vidal M. 2001. A protein-protein map of the C. elegans 26S proteasome. EMBO Rep. 2:821-828.

60. Dejucq N., Lienard M.O., Guillaume E., Dorval I., Jegou B. 1998. Expression of interferons-alpha and-gamma in testicular interstitial tissue and spermatogonia of the rat. Endocrinol. 139:3081-3087.

61. Desterro J.M., Rodriguez M.S., Hay R.T. 1998. SUMO-1 modification of IkBa inhibits NF-kB activation. Mol. Cell 2:233-239.

62. Deveraux Q., Jensen C., Rechsteiner M. 1995. Molecular cloning and expression of a 26 S protease subunit enriched in dileucine repeats. J. Biol. Chem. 270:23726-23729.

63. Di Francesco A., Desnoyer R.W., Covacci V., Wolf F.I., Roman! A., Cittadini A., Bond M. 1998. Changes in magnesium content and subcellular distribution during retinoic acid-induced differentiation of HL-60 cells. Arch. Biochem. Biophys. 360:149-157.

64. Dompenciel R.E., Garnepudi V.R., Schoenberg D.R. 1995. Purification and characterization of an estrogen-regulated Xenopus liver polysomal nuclease involved in the selective destabilization of albumin mRNA. J. Biol. Chem. 270:6108-6118.

65. Dou Q.P., McGuire T.F., Peng Y., An B. 1999. Proteasome inhibition leads to significant reduction of Bcr-Abl expression and subsequent induction of apoptosis in K562 human chronic myelogenous leukemia cells. J. Pharmacol. Exp. Ther. 289:781-790.

66. Drexler H.C. 1997. Activation of the cell death program by inhibition of proteasome function. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 855-860.

67. Dubiel W., Pratt G., Ferrell K., Rechsteiner M. 1992. Purification of an 11S regulator of the multicatalytic protease, J. Biol. Chem. 267:22369-22377.

68. Dulic V., Kaufmann W„ Wilson S., Tlsty Т., Lees E., Harper W., Elledge S., Reed S. 1994. p53-dependent inhibition of cyclin-dependent kinase activities in human fibroblasts during radiation-induced G1 arrest. Cell, 75:1013-1023.

69. El-Deiry W.S., Tokino Т., Velculescu V.E., Levy D.B., Parsons R., Trent J.M., Lin D„ Mercer W.E., Kinzler K.W., Vogelstein B. 1993. WAF1, a potential mediator of p53 tumor suppression. Cell, 75:817-825.

70. Fanelli M., Minucci S., Gelmetti V., Nervi C., Gambacorti-Passerini C., Pelicci P.G. 1999. Constitutive degradation of PML/RARa through the proteasome pathway mediates retinoic acid resistance. Blood 93:1477-1481.

71. Farout L., Lamare M.C., Cardozo C., Harrisson M., Briand Y., Briand M. 2000. Distribution of proteasomes and of the five proteolytic activities in rat tissues. Arch. Biochem. Biophys. 374:207-212.

72. Feinstein E., Gale R.P., Reed J., Canaani E. 1992. Expression of the normal p53 gene induces differentiation of K562 cells. Oncogene. 7:1853-1857.

73. Ferrell К., Wilkinson C.R.M., Dubiel W., Gordon C. 2000. Regulatory subunit interactions of the 26S proteasome, a complex problem. TIBS. 25:83-88.

74. Ferry A.E., Baliga S.B., Monteiro C., Pace B.S 1997. Globin gene silencing in primary erythroid cultures. An inhibitory role for interleukin-6. J. Biol. Chem. 272:20030-20037.

75. Fraser R.A., Rossignol M., Heard D.J., Egly J.-M., Chambon P. 1997. SUG1, a putative transcriptional mediator and subunit of the PA700 proteasome regulatory complex, is a DNA helicase. J. Biol. Chem. 272:7122-7126.

76. Freedman D.A., Levine A.J. 1998. Nuclear export is required for degradation of endogenous p53 by MDM2 and human papillomavirus E6. Mol. Cell. Biol. 18:7288-7293.

77. Frentzel S., Pesold-Hurt В., Seelig A., Kloetzel P.M. 1994. 20S proteasomes are assembled via distinct precursor complexes. Processing of LMP2 and LMP7 proproteins takes place in S preproteasome complexes. J. Mol. Biol. 236:975981.

78. Frisan Т., Levitsky V., Masucci M.G. 2000. Variations in proteasome subunit composition and enzymatic activity in B-lymphoma lines and normal В cells. Int. J. Cancer. 88:881-888.

79. Frueh K., Yang Y. 1999. Antigen presentation by MHC class I and its regulation by interferon gamma. Curr. Opin. Immunol. 11:76-81.

80. Fu H.Y., Reis N., Lee Y., Glickman M.H., Vierstra R. 2001. Subunit interaction maps for the regulatory particle of the 26s proteasome and the cop9 signalosome reveal a conserved core structure. EMBO J. 20:7096-7107.

81. Fujika H., Sugimura T. 1987. New classes of tumor promoters: telecidin, aplysiatoxin, and palytoxin. Adv. Cancer Res. 49:223-264.

82. Fujimuro M., Tanaka К., Yokosawa H., Toh-e A. 1998. Sonlp is a component of the 26S proteasome of the yeast Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett. 423:149-154.

83. Fujisawa M., Fujioka H., Tatsumi N. Inaba Y., Okada H., Arakawa S., Kamidono S. 1998. Levels of interferon alpha and gamma in seminal plasma of normozoospermic, oligozoospermic and azoospermic men. Arch. Androl. 40:211-214.

84. Gaczynska M., Rock K.L., Goldberg A.L. 1993. Gamma-interferon and expression of MHC genes regulate peptide hydrolysis by proteasomes. Nature, 365:264-267.

85. Gallant P., Nigg E.A. 1992. Cyclin B2 undergoes cell cycle-dependent nuclear translocation and, when expressed as a non-destructible mutant, causes mitotic arrest in HeLa cells. J. Cell Biol. 117:213-224.

86. Geier E., PfeiferG., Wilm M., Lucchiari-Hartz M., Baumeister W., Eichmann K., Niedermann G. 1999. A giant protease with potential to substitute for some functions of the proteasome. Science 283:978-981.

87. Gerards W.L.H., de Jong W.W., Bloemendal H„ Boelens W. 1998. The human proteasomal subunit HsC8 induces ring formation of other a-type subunits. J. Mol. Biol. 275:113-121.

88. Geyer R.K., Yu Z.K., Maki C.G. 2000. The MDM2 RING-finger domain is required to promote p53 nuclear export. Nat. Cell Biol. 2:569-573.

89. Glas R., Bogyo M., McMaster J.S., Gaczynska M., Ploegh H.L. 1998. A proteolytic system that compensates for loss of proteasome function. Nature 392:618-622.

90. Glickman M.H. 2000. Getting in and out of the proteasome. Semin. Cell. Dev. Biol. 11:149-158.

91. Glickman M.H., Ciechanover A. 2002. The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway: destruction for the sake of construction. Physiol. Rev. 82:373-428.

92. Glickman M.H., Rubin D.M., Fried V.A., Finley D. 1998b. The regulatory particle of the Saccharomyces cerevisiae proteasome. Mol. Ceil. Biol. 18:31493162.

93. Glickman M.H., Rubin D.M., Fu H., Larsen C.N., Coux O., Wefes I., Pfeifer

94. G., Cjeka Z., Vierstra R., Baumeister W., Fried V., Finley D. 1999. Functional analysis of the proteasome regulatory particle. Mol. Biol. Rep. 26:21-28.

95. Glotzer M., Murray A.W., Kirschner M.W. 1991. Cyclin is degraded by the ubiquitin pathway. Nature (London), 349:132-138.

96. Goldberg A.L. 1992. The mechanisms and functions of ATP-dependent proteases in bacterial and animal cells. Eur. J. Biochem. 203:9-23.

97. Goldberg A.L., Akopian T.N., Kisselev A.F., Lee D.H., Rohwild M. 1997. New insights into the mechanisms and importance of the proteasome in intracellular protein degradation. Biol. Chem. 378:131-140.

98. Griffin T.A., Slack J.P., McCluskey T.S., Monaco J.J., Colbert R.A. 2000. Identification of proteassemblin, a mammalian homologue of the yeast protein, Ump1 p, that is required for normal proteasome assembly. Mol. Cell Biol. Res. Commun. 3:212-217.

99. Grisham M.B., Palombella V.J., Elliot P.J., Conner E.M., Brand S., Wong

100. H.L., Pien C., Mazzofa L.M., Destree A., Parent L., Adams J. 1999. Inhibition of NF-кВ activation in vitro and in vivo: role of 26S proteosome. Methods Enzymol. 300:345-363.

101. Grimm L.M., Goldberg A.L., Poirier G.G., Schwartz L.M., Osborne B.A. 1996. Proteasomes play an essential role in thymocyte apoptosis. EMBO J. 15:3835-3844.

102. Grimm L.M., Osborne B.A. 1999. Apoptosis and the proteasome. Results Probl. Cell. Differ. 23:209-228.

103. Griscavage J., Wilk S., Ignarro L. 1996. Inhibitors of the proteasome pathway interfere with the induction of nitric oxide synthase in macrophages by blocking activation of transcription factor NFkB. PNAS USA, 93:3308-3312.

104. Groettrup M., Soza A., Kuckelkorn U., Kloetzel P.M. 1996. Peptide antigen production by the proteasome: Complexity provides efficiency. Immunol. Today 17:429-435.

105. Groettrup M., Standera S., Stohwasser R„ Kloetzel P.M. 1997. The subunits MECL-1 and LMP2 are mutually required for incorporation into the 20S proteasome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94:8970-8975.

106. Groll M., Ditzel L., Lowe J., Stock D., Bochtler M., Bartunik H.D., Huber R. 1997. Structure of 20S proteasome from yeast at 2.4 A resolution. Nature, 386:463-471.

107. Groll M., Bajorek M., Kohler A., Moroder L., Rubin D., Huber R., Glickman M.H., Finley D. 2000. A gated channel into the core particle of the proteasome. Nat. Struct. Biol. 7: 1062-1067.

108. Haass C., Klotzel P.M. 1989. The Drosophila proteasome undergoes changes in its subunit pattern during development. Exp. Cell Res. 180:243-252.

109. Harries J.R. 1968. Release of a macromolecular protein component from human erythrocyte ghosts. Biochem. Biophys. Acta 150:534-537.

110. Hashemolhosseini S., Nagamine Y., Morley S.J., Desrivieres S., Mercep L. Ferrari S. 1998. Rapamycin inhibition of the G1 to S transition is mediated by effects on cyclin D1 mRNA and protein stability. J. Biol. Chem. 273:1442414429.

111. Heinemeyer W., Fischer M„ KrimmerT., Stachon U., Wolf D.H. 1997. The active sites of the eukaryotic 20S proteasome and their involvement in subunit precursor processing. J. Biol. Chem. 272:25200-25209.

112. Hendil K.B., Khan S., Tanaka K. 1998. Simultaneous binding of PA28 and PA700 activators to 20S proteasomes. Biochem. J. 332:749-754.

113. Hendil K.B., Hartmann-Petersen R., Tanaka K. 2002. 26S proteasomes function as stable entities. J. Mol. Biol. 315:627-636.

114. Henke W., Ferrell K., Bech-Otschir D., Seeger M., Schade R., Jungblut P., Naumann M., Dubiel W. 1999. Comparison of human COP9 signalosome and 26S proteasome 'lid'. Mol. Biol. Rep. 26:29-34.

115. Henry L., Baz A., Chateau M.T., Scherrer K., Bureau J.P. 1996. Changes in the amount and distribution of prosomal subunits during the differentiation of U937 myeloid cells: high expression of p23K. Cell. Prolif. 29:589-607.

116. Henry L., Baz A., Chateau M.T., Caravano R., Scherrer K., Bureau J.P.1997. Proteasome (prosome) subunit variations during the differentiation of myeloid U937 cells. Anal. Cell. Pathol. 15:131-144.

117. Herrmann J.L., Briones F., Jr., Brisbay S., Logothetis C.J., McDonnell T.J.1998. Prostate carcinoma cell death resulting from inhibition of proteasome activity is independent of functional Bcl-2 and p53. Oncogene 17:2889-2899.

118. Hilleren P., Parker R. 1999. Mechanisms of mRNA surveillance in eukaryotes. Annu. Rev. Genet. 33:229-260.

119. Hilt W., Wolf D. 1996. Proteasomes: destruction as a programme. TIBS, 21:96-102.

120. Hirsch C., Ploegh H.L. 2000. Intracellular targeting of the proteasome. Trends Cell Biol. 10:268-272.

121. Hofmann K. and Bucher P. 1998. The PCI domain: a common theme in three multiprotein complexes. Trends Biochem. Sci. 23:204-205.

122. Hollstein Мм Rice К., Greenblatt M.S., Soussi Т., Fuchs R„ Sortie Т., Hovig E., Smith-Sorensen В., Montesano R., Harris C.C. 1994. Database of p53 gene somatic mutations in human tumors and cell lines. Nucl. Acids Res. 22:35513555.

123. Hough R., Pratt G., Rechsteiner M. 1987. Purification of two high molecular weight proteases from rabbit reticulocyte lysates. J. Biol. Chem. 262:8303-8313.

124. Hu Z., Zhang Z„ Doo E., Coux O., Goldberg A.L., Liang T.J. 1999. Hepatitis В virus X protein is both a substrate and a potential inhibitor of the proteasome complex. J. Virol. 73:7231-7240.

125. Hutson M.R., Rhodes M.R., Kirby M.L. 1997. Differential expression of a proteasomal subunit during chick development. Biochem. Biophys. Res. Commun. 234:216-223.

126. Inaba K., Akazome Y., Morisawa M. 1993. Purification of proteasomes from salmonid fish sperm and their localization along sperm flagella. J. Cell Sci. 104:907-915.

127. Inoue Т., Geyer R.K., Howard D., Yu Z.K., Maki C.G. 2001. MDM2 can promote the ubiquitination, nuclear export, and degradation of p53 in the absence of direct binding. J. Biol. Chem. 276:45255-45260.

128. Jariel-Encontre I., Salvat C., Steff A.-M., Pariat M., Acquaviva C., Furstoss O., Piechaczyc M. 1997. Complex mechanisms for c-fos and c-jun degradation. Mol. Biol. Rep. 24:51-56.

129. Jarrousse A.-S., Petit F., Kreutzer-Schmid C., Geadigk R. 1999. Possible involvement of proteasomes (prosomes) in AUUUA-mediated mRNA decay. J. Biol. Chem. 274: 5925-5930.

130. J0rgensen L., Hendil K.B. 1999. Proteasome subunit zeta, a putative ribonuclease, is also found as a free monomer. Mol. Biol. Rep. 26:119-123.

131. Kanayama H., Tanaka К., Aki M., Kagawa S., Miyaji H., Satoh M., Okada F., Sato S., Shimbara N. Ichihara A. 1991. Changes in expressions of proteasome and ubiquitin genes in human renal cancer cells. Cancer Res. 51:6677-6685.

132. Kastan M., Onyekwere O., Sidransky D., Vogelstein В., Craig R. 1991. Participation of p53 protein in the cellular response to DNA damage. Cancer Res. 51:6304-6311.

133. Kitagawa H., Tani E.( Ikemoto H., Ozaki I., Nakano A., Omura S. 1999. Proteasome inhibitors induce mitochondria-independent apoptosis in human glioma cells. FEBS Lett. 443:181-186.

134. Kleinschmidt J., Hugle В., Ground C., Franke W. 1983. The 22S cylinder particles of Xenopus laevis. Eur. J. Cell Biol. 32:143-156.

135. Kloetzel P.M., Soza A., Stohwasser R. 1999. The role of the proteasome system and the proteasome activator PA28 complex in the cellular immune response. Biol. Chem. 380:293-297.

136. Ко L.J., Prives C. 1996. p53: puzzle and paradigm. Genes Dev. 10:10541072.

137. Koeffler H.P., Golde D.W. 1981. Chronic myelogenous leukemia. New concepts. N. Engl. J. Med. 304:1201-1269.

138. Koegl M., Hoppe Т., Schlenker S.t Ulrich H.D., Mayer T.U., Jentsch S. 1999. A novel ubiquitination factor, E4, is involved in multiubiquitin chain assembly. Cell, 96:635-644.

139. Koehler A., Cascio P., Legget D.S., Woo K.M., Goldberg A.L., Finley D. 2001. The axial channel of the proteasome core particle is gated by the Rpt2 ATPase and controls both substrate entry and product release. Mol. Cell, 7:1143-1152.

140. Konstantinova I.M., Turoverova L.V., Petukhova O.A., Vorob'ev V.I. 1984. Cortisone-induced small RNP tightly bound to chromatin. FEBS Lett. 177:241243.

141. Konstantinova I., Kozlov Yu., Kulichkova V., Petukhova O. 1988. Small cytoplasmic RNA associated with polyadenilated RNA is involved in the hormonal regulation of gene expression. FEBS Lett. 238:320-324.

142. Konstantinova I.M., Kulichkova V.A., Evteeva I.N., Mittenberg A.G., Volkova I.V., Ermolaeva J.В., Gause L.N. 1999. The specific endoribonuclease activity of small nuclear and cytoplasmic a-RNPs. FEBS Lett. 462: 407-410.

143. Kordes U., Krappmann D., Heissmeyer V., Ludwig W.D., Scheidereit C. 2000. Transcription factor NF-kB is constitutively activated in acute lymphoblastic leukemia cells. Leukemia, 14:399-402.

144. Kremp A., Schliephacke M., Kull U., Schmid H.-P. 1986. Prosomes exist in plant cells too. Exp. Cell Res. 166:553-557.

145. Kudo Y., Takata Т., Ogawa I., Kaneda Т., Sato S., Takekoshi Т., Zhao M., Miyauchi M., Nikai H. 2000. p27Kip1 accumulation by inhibition of proteasome function induces apoptosis in oral squamous cell carcinoma cells. Clin. Cancer Res. 6:916-923.

146. Kumatori A., Tanaka K., Inamura N. Sone S., Ogura Т., Matsumoto Т., Tachikawa Т., Shin S., Ichihara A. 1990. Abnormally high expression of proteasomes in human leukemic cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87:70717075.

147. Kumeda S.I., Deguchi A., Toi M., Omura S. Umezawa K. 1999. Induction of G1 arrest and selective growth inhibition by lactacystin in human umbilical vein endothelial cells. Anticancer Res. 19:3961-3968.

148. Laemmli U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227:680-685.

149. Lam A.Y., Wei X., DeMartino G., Cohen R. 1997. Editing of ubiquitin conjugates by an isopeptidase in the 26S proteasome. Nature 385:737-740.

150. Lang D., Miknyoczki S.J., Huang L., Ruggeri B.A. 1998. Stable reintroduction of wild-type P53 (MTmp53ts) causes the induction of apoptosis and neuroendocrine-like differentiation in human ductal pancreatic carcinoma cells. Oncogene. 16:1593-1602.

151. Law J.C., Ritke M.K., Galowich J.C., Leder G.M., Ferrell R.E. 1993. Mutational inactivation of the p53 gene in the human erythroid leukemic K562 cell line. Leuk. Res. 17:1045-1050.

152. Lee C., Schwartz M.P., Prakash S., Iwakura M., Matouschek A. 2001. ATP-dependent proteases degrade their substrates by processively unraveling them from the degradation signal. Mol. Cell, 7:627-637.

153. Li J., Rechsteiner M. 2001. Molecular dissection of the 11S REG (PA28) proteasome activators. Biochimie. 83:373-383.

154. Li N., Lerea K.M., Etlinger J.D. 1996. Phosphorylation of the proteasome activator PA28 is required for proteasome activation. Biochem. Biophys. Res. Commun. 225:855-860.

155. Ljungman M. 2000. Dial 9-1-1 for p53:mechanism s of p53 activation by cellular stress. Neoplasia, 2:208-225.

156. Loda M., Cukor В., Tam S.W., Lavin P., Fiorentino M., Draetta G.F., Jessup J.M., Pagano M. 1997. Increased proteasome-dependent degradation of the cyclin-dependent kinase inhibitor p27 in aggressive colorectal carcinomas. Nature Med. 3:231-234.

157. Loening U.E. 1969. The determination of molecular weight of ribonucleic acid by polyacrylamide-gel electrophoresis. Biochem. J. 113:131-138.

158. Loflin P., Chen C.Y., Shyu A.B. 1999. Unraveling a cytoplasmic role for hnRNP D in the in vivo mRNA destabilization directed by the AU-rich element. Genes Dev. 13:1884-1897.

159. Lopez-Salon M., Alonso M., Vianna M.R.M., Viola H., Mello e Souza Т., Izquierdo I., Pasquini J.M., Medina J.H. 2001. The ubiquitin-proteasome cascade is required for mammalian long-term memory formation. Eur. J. Neurosci. 14:1820-1826.

160. Lozzio С.В., Lozzio В.В. 1975. Human chronic myelogenous leukaemia cell line with positive Philadelphia chromosome. Blood. 45:321-324.

161. Lowe J., Stock D., Jap В., Zwickl P., Baumeister W., Huber R. 1995. Crystal structure of the 20S proteasome from the archaeon T. acidophilum at 3.4 A resolution. Science, 268:533-539.

162. Luca F.C., Ruderman J.V. 1989. Control of programmed cyclin destruction in a cell-free system. J. Cell Biol. 109:1895-1909.

163. Liibbert M., Miller C.W., Crawford L., Koeffler H.P. 1988. p53 in chronic myelogenous leukemia. J. Exp. Med. 167:873-886.

164. Ma C.P., Slaughter C.A., DeMartino G.N. 1992. Identification, purification, and characterization of a protein activator (PA28) of the 20S proteasome (macropain), J. Biol. Chem. 267:10515-10523.

165. Machiels B.M., Henfling M.E., Schutte В., van Engeland M., Broers J.L., Ramaekers F.C. 1996. Subcellular localization of proteasomes in apoptotic lung tumor cells and persistence as compared to intermediate filaments. Eur. J. Cell Biol. 70:250-259.

166. Machiels B.M., Henfling M.E., Gerards W.L., Broers J.L., Bloemendal H., Ramaekers F.C. Schutte B. 1997. Detailed analysis of cell cycle kinetics upon proteasome inhibition. Cytometry 28:243-252.

167. Maki C.G., Huibregtse J.M., Howley P.M. 1996. In vivo ubiquination and proteasome-mediated degradation of p53. Cancer Res. 56:2649-2654.

168. Maltzman W., Czyzyk L. 1984. UV radiation stimulates levels of p53 cellular antigen in nontransformed mouse cells. Mol. Cell Biol. 4:1689-1694.

169. Maniatis Т., Fritsch E.F., Sambrook J. 1982. Molecular cloning: A laboratory manual. Cold Spring Harbor, NY : Cold Spring Harbor Laboratory Press. 480 p.

170. Mason G.G.F., Hendil K.B., Rivett A.J. 1996. Phosphorylation of proteasomes in mammalian cells. Identification of two phosphorylated subunits and the effect of phosphorylation on activity. Eur. J. Biochem. 238:453-462.

171. Mason G.G.F., Murray R.Z., Pappin D.( Rivett A.J. 1998. Phosphorylation of ATPase subunits of the 26S proteasome. FEBS Lett. 430:269-274.

172. Matsumura K., Aketa K. 1991. Proteasome (multicatalytic proteinase) of sea urchin sperm and its possible participation in the acrosome reaction. Mol. Reprod. Dev. 29:189-199.

173. Mayr J., Seemuller E., Muller S.A., Engel A., Baumeister W. 1998. Late events in the assembly of 20S proteasomes. J. Struct. Biol. 124:179-188.

174. McDade T.P., Perugini R.A., Vittimberga F.J., Callery M.P. 1999. Ubiquitin-proteasome inhibition enhances apoptosis of human pancreatic cancer cells. Surgery, 126:371-377.

175. McGaugh J.L. 2000. Memory a century of consolidation. Science, 287:248-251.

176. Milner В., Squire L.R., Kandel E.R. 1998. Cognitive neuroscience and the study of memory. Neuron, 20:445-468.

177. Minshull J., Pines R., Golsteyn R., Standart N., Mackie S., Colman A., Blow J., Ruderman J.V., Wu M., Hunt T. 1989. The role of cyclin synthesis, modification and destruction in the control of cell division. J. Cell Sci. 12:77-97.

178. Muller U. 2000. Prolonged activation of cAMP-dependent protein kinase during conditioning induces long-term memory in honeybees. Neuron, 27:159168.

179. Murray A., Kirschner M. 1989. Dominoes and ciocks:the union of two views of the cell cycle. Science, 246:614-621.

180. Nandi D., Jiang H.B., Monaco J J. 1996. Identification of MECL-1 (LMP-10) as the 3rd INF-inducibJe proteasome subunit. J Immunol. 156:2361-2364.

181. Nandi D., Woodward E., Ginsburg D.B., Monaco J.J. 1997. Intermediates in the formation of mouse 20S proteasomes: implications for the assembly of precursor В subunits. EMBO J. 16:5363-5375.

182. Neuwald A.F., Aravind L., Spouge J.L., Koonin E.V. 1999. AAA+: A class of chaperone-like ATPases associated with the assembly, operation, and disassembly of protein complexes. Genome Res. 9:27-43.

183. Nothwang H.-G., Coux O., Bey F., Scherrer K. 1992. Prosomes and their multicatalytic proteinase activity. Eur. J. Biochem. 207:621-630.

184. Oda H., Kumar S., Howley P.M. 1999. Regulation of the Src family tyrosine kinase Blk through E6AP-mediated ubiquitination. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96:9557-9562.

185. Olink-Coux M., Arcangeletti С., Pinardi F., Minisini R., Huesca M., Chezzi C., Scherrer K. 1994. Cytolocation of prosome antigens on intermediate filament subnetworks of cytokeratin, vimentin and desmin type. J. Cell Sci. 107:353-366.

186. Orlowski M., Wilk S. 2000. Catalytic activities of the 20S proteasome, a multicatalytic proteinase complex. Arch. Biochem. Biophys. 383:1-16.

187. Orlowski R.Z., Eswara J.R., Lafond-Walker A., Grever M.R., Orlowski M., Dang C.V. 1998. Tumor growth inhibition induced in a murine model of human Burkitt's lymphoma by a proteasome inhibitor. Cancer Res. 58:4342-4348.

188. Pagano M., Tam S.W., Theodoras A.M., Beer-Romano P., Del Sal G., Chau V., Yew P.R., Draetta G.F., Rolfe M. 1995. Role of the ubiquitin-proteasome pathway in regulating abundance of the cyclin-dependent kinase inhibitor p27. Science, 267:1022-1024.

189. Pajonk F., Pajonk K. McBride W. 2000. Apoptosis and radiosensitization of Hodgkin's cells by proteasome inhibition. Int. J. Radiat. Oncol. Biol. 47:10251032.

190. Pajonk F., McBride W.H. 2001. The proteasome in cancer biology and treatment. Radiat. Res. 156:447-459.

191. Palmer A., Rivett A.J., Thomson S., Hendil K.B., Butcher G.W., Fuertes G., Knecht E. 1996. Subpopulations of proteasomes in rat liver nuclei, microsomes and cytosol. Biochem. J. 316:401-407.

192. Palombella V.J., Rando O.J., Goldberg A.L., Maniatis T. 1994. Ubiquitin and the proteasome are required for processing the NF-kB1 precursor and the activation of NF-кВ. Cell. 78:773-785.

193. Pereira M.E., Wilk S. 1990. Phosphorylation of the multicatalytic proteinase complex from bovine pituitaries by a copurifying cAMP-dependent protein kinase. Arch. Biochem. Biophys. 283:68-74.

194. Peters J.-M., Franke W.W., Kleinschmidt J.A. 1994. Distinct 19S and 20S subcomplexes of the 26S proteasome and their distribution in the nucleus and the cytoplasm. J. Biol. Chem. 269:7709-7718.

195. Petit F., Jarrousse A.-S., Boissonnet G., Dadet M.-H., Buri J. 1997a. Proteasome (prosome) associated endonuclease activity. Mol. Biol. Rep. 24:113-117.

196. Petit F., Jarrousse A.-S., Dahlmann В., Sobek A., Hendil K.B., Buri J., Briand Y., Schmid H.-P. 1997b. Involvement of proteasomal subunits zeta and iota in RNA degradation. Biochem. J. 326:93-98.

197. Pouch M.N., Petit F., Buri J., Briand Y., Schmid H.-P. 1995. Identification and initial characterization of a specific proteasome (prosome) associated RNase activity. J. Biol. Chem. 270:22023-22028.

198. Prokocimer M„ Shaklai M., Ben Bassat H., Wolf D., Goldfinger N. Rotter V. 1986. Expression of p53 in human leukemia and lymphoma. Blood. 68:113-118.

199. Rajagopalan L.E., Malter J.S. 1997. Regulation of eukaryotic messenger RNA turnover. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 56:257-286.

200. Ramos P.C., Hockendorff J., Johnson E.S., Varshavsky A., Dohmen R.J. 1998. Umplp is required for proper maturation of the 20S proteasome and becomes its substrate upon completion of the assembly. Cell 92:489-499.

201. Rao S., Porter D.C., Chen X., Herliczek Т., Lowe M. Keyomarsi K. 1999. Lovastatin-mediated G1 arrest is through inhibition of the proteasome, independent of hydroxymethyl glutaryl-CoA reductase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96:7797-7802.

202. Realini С., Dubiel W., Pratt G„ Ferrell K., Rechsteiner M. 1994. Molecular cloning and expression of a y-interferon-inducible activator of the multicatalytic protease. J. Biol. Chem. 269:20727-20732.

203. Realini C., Jensen C.C., Zhang Z., Johnston S.C., Knowlton R., Hill C.P., Rechsteiner M. 1997. Characterization of recombinant REGa, REGB, and REGy proteasome activators. J. Biol. Chem. 272:25483-25492.

204. Rechsteiner M., Realini C., Ustrell V. 2000. The proteasome activator 11S REG (PA28) and class I antigen presentation. Biochem. J. 345:1-15.

205. Reinstein E., Scheffner M., Oren M., Ciechanover A., Schwartz A.L. 2000. Degradation of the E7 human papillomavirus oncoprotein by the ubiquitin-proteasome system: targeting via ubiquitination of the N-terminal residue. Oncogene, 19:5944-5950.

206. Reits E.A., Benham A.M., Plougastel В., Neefjes J., Trowsdale J. 1997. Dynamics of proteasome distribution in living cells. EMBO J. 16:6087-6094.

207. Rivett A.J., Palmer A., Knecht E. 1992. Electron microscopic localization of the multicatalytic proteinase complex in rat liver and in cultured cells. J. Histoch. Cytochem. 40:1165-1172.

208. Rivett A.J. 1998. Intracellular distribution of proteasomes. Curr. Opin. Immunol. 10:110-114.

209. Rodgers N.D., Wang Z., Kiledjian M. 2002. Characterization and purification of a mammalian endoribonuclease specific for the a-globin gene. J. Biol. Chem. 277:2597-2604.

210. Roest H.P., van Klaveren J., de Wit J., van Gurp C.G., Koken M.H., Vermey M. et al. 1996. Inactivation of the HR6B ubiquitin-conjugating DNA repair enzyme in mice causes male sterility associated with chromatin modification. Cell, 86:799-810.

211. Rolfe M., Chiu M.I., Pagano M. 1997. The ubiquitin-mediated pathway as a therapeutic area. J. Mol. Med. 75:5-17.

212. Rousset R., Desbois C., Bantignies F., Jalinot P. 1996. Effects on NFkB1/p105 processing of the interaction between the HTLV-1 transactivator tax and the proteasome. Nature, 381:328-331.

213. Ryabova L.V., Virtanen L, Olink-Coux M., Scherrer K., Vassetzky S.G. 1994. Distribution of prosome proteins and their relationship with the cytoskeleton in oogenesis of Xenopus laevis. Mol. Reprod. Dev. 37:195-203.

214. Sachs A.B. 1993. Messenger RNA degradation in eukaryotes. Cell. 74:413421.

215. Saitoh Y., Sawada H., Yokosawa H. 1993. High-molecular weight protease complexes (proteasomes) of sperm of the ascidian, Halocynthia roretzi: isolation, characterization, and physiological roles in fertilization. Dev. Biol. 158:238-244.

216. Savant-Bhonsale S., Cleveland D.W. 1992. Evidence for instability of mRNAs containing AUUUA motifs mediated through translation-dependent assembly of a 20S degradation complex. Genes Dev. 6:1927-1939.

217. Sawada M.T., Morinaga C., Izumi K., Sawada H. 1999. The 26S proteasome assembly is regulated by a maturation-inducing hormone in starfish oocytes. Biochem. Biophys. Res. Commun. 254:338-344.

218. Schmid H.P., Pouch M.N., Petit F„ Dadet M.H., Badaoui S„ Boissonnet G„ Buri J., Norris V., Briand Y. 1995. Relationships between proteasomes and RNA. Mol. Biol. Rep. 21:43-47.

219. Schmidt M. and Kloetzel P.M. 1997. Biogenesis of eukaryotic 20S proteasomes: the complex maturation pathway of a complex enzyme. FASEB J. 11:1235-1243.

220. Schmidtke G., Schmidt M., Kloetzel P.M. 1997. Maturation of mammalian 20S proteasomes: Purification and characterization of proteasome percursor complexes. J. Mol. Biol. 268:95-106.

221. Schuldt C., Kloetzel P.-M. 1985. Analysis of cytoplasmatic 19S ring-type particles in Drosophila which contain hsp23 at normal growth temperature. Dev. Biol. 110:65-74.

222. Schwob E., Bohm Т., Mendelhall M.D., Nasmyth K. 1994. The B-type cyclin kinase inhibitor p40 controls the G1 to S transition in S. cerevisiae. Cell, 79:233244.

223. Sears C., Olesen J., Rubin D.M., Finley D., Maniatis T. 1998. NF-kB p105 processing via the ubiquitin-proteasome pathway. J. Biol. Chem. 273:14091419.

224. Sears R., Leone G., DeGregori J., Nevins J.R. 1999. Ras enhances Мус protein stability. Mol. Cell 3:169-179.

225. Seeger M„ Gordon C., Ferrell K., Dubiel W. 1996. Characteristics of 26 S proteases from fission yeast mutants, which arrest in mitosis. J. Mol. Biol. 263:423-431.

226. Seeger M., Ferrel K., Dubiel W. 1997a. The 26S proteasome: a dynamic structure. Mol. Biol. Rep. 24:83-88.

227. Seeger M., Ferrel K., Frank R, Dubiel W. 1997b. HIV-1 Tat inhibits the 20S proteasome and its 11S regulator-mediated activation. J. Biol. Chem. 272:81458148.

228. Seemuller E., Lupas A., Baumeister W. 1996. Autocatalytic processing of the 20S proteasome. Nature, 382:468-471.

229. Shah S.A., Potter M.W., Callery M.P. 2001. Ubiquitin proteasome pathway: implications and advances in cancer therapy. Surg. Oncol. 10:43-52.

230. Shah S.A., Potter M.W., McDade T.P., Ricciardi R., Perugini R.A., Elliot P., Adams J., Callery M.P. 2001. 26S Proteasome inhibition induces apoptosis and limits growth of human pancreatic cancer. J. Cell. Biochem. 82:110-122.

231. Shattuck-Brandt R.L., Richmond A. 1997. Enhanced degradation of IkBa contributes to endogenous activation of NF-kB in Hs294 T melanoma cells. Cancer Res. 57:3032-3039.

232. Sheaff R.J., Singer J.D., Swanger J., Smitherman M., Roberts J.M., Clurman B.E. 2000. Proteasomal turnover of p21Cip1 does not require p21Cip1 ubiquitination. Mol. Cell, 5:403-410.

233. Sherr C.J. 1996. Cancer cell cycles. Science, 274:1672-1677.

234. Shinohara K., Tomioka M., Nakano H., Tone S., Ito H., Kawashima S. 1996. Apoptosis induction resulting from proteasome inhibition. Biochem. J. 317:385388.

235. Shirangi T.R., Zaika A., Moll U.M. 2002. Nuclear degradation of p53 occurs during down-regulation of the p53 response after DNA damage. FASEB J. 16:420-432.

236. Silva C.L., Portaro F.C., Bonato V.L., Decamargo A.C., Ferro E.S. 1999. Thimet oligopeptidase (EC 3.4.24.15), a novel protein on the route of MHC class I antigen presentation. Biochem. Biophys. Res. Commun. 255:591-595.

237. Singer D., Cooper M., Maniatis G.M., Marks P.A., Rifkind R.A. 1974. Erythropoietic differentiation in colonies of cells transformed by Friend virus. PNAS USA, 71:2668-2670.

238. Soddu S., Blandino G., Scardigli R., Coen S., Marchetti A., Rizzo M.G., Bossi G., Cimino L., Crescenzi M., Sacchi A. 1996. Interference with p53 protein inhibits hematopoietic and muscle differentiation. J. Cell. Biol. 134:193-204.

239. Sovak M.A., Bellas R.E., Kim D.W., Zanieski G.J., Rogers A.E., Traish A.M., Sonenshen G.E. 1997. Aberrent NF-kB/Rel expression and pathogenesis of breast cancer. J. Clin. Invest. 100:2952-2960.

240. Spence J., Sadis S., Haas A.L., Finley D. 1995. A ubiquitin mutant with specific defects in DNA repair and multiubiquitination. Mol. Cell. Biol. 15:12651273.

241. Stohwasser R., Kloetzel P.M. 1996. Cytokine induced changes in proteasome subunit composition are concentration dependent. Biol. Chem. 377:571-577.

242. Stohwasser R,, Salzmann U, Ruppert T, Kloetzel P.M., Holzhuetter HG. 2000. Kinetic evidences for facilitation of peptide channeling by the proteasomal activator PA28. Eur. J. Biochem. 267:6221-6230.

243. Stoltze L., Nussbaum A.K., Sijts A., Emmerich N.P., Kloetzel P.M., Schild H. 2000. The function of the proteasome system in MHC class I antigen processing. Immunol. Today, 21:317-319.

244. Strickland E., Hakala K., Thomas P.J., DeMartino G.N. 2000. Recognition of misfolding proteins by PA700, the regulatory subcomplex of the 26S proteasome. J. Biol. Chem. 275:5565-5572.

245. Straus G.J., Covers R. 1999. The ubiquitin-proteasome system and endocytosis. J. Cell Sci. 112:1417-1423.

246. Suganuma M., Fujika H., Suguri H., Yoshizawa H., Hirota M., Nakayasu M., Ojika M., Wakamatus K., Yamada K., Sugimura T. 1988. Okadaic acid: an additional non-phorbol-12-tetradecanoate-13-acetate-type tumor promoter. PNAS USA, 85:1768-1771.

247. Tanaka K. 1995. Molecular biology of proteasomes. Mol. Biol. Rep. 21:2126.

248. Tanaka K. 1998. Proteasomes: structure and biology. J. Biochem. 123:195 204.

249. Tanaka К., Kasahara M. 1998. The МНС class I ligand-generating system: roles of immunoproteasomes and the interferon-gamma-inducible proteasome activator PA28. Immunol. Rev. 163:161-176.

250. Tanaka K., Tsurumi C. 1997. The 26S proteasome: subunits and functions. Mol. Biol. Rep. 24:3-11.

251. Tarcsa E., Szymanska G., Lecker S., O'Connor C.M., Goldberg A.L. 2000. Ca2+-free calmodulin and calmodulin damaged by in vitro aging are selectively degraded by 26S proteasomes without ubiquitination. J. Biol. Chem. 275:2029520301

252. Tetteroo P.A., Massaro F., Mulder A., Schreuder-van Gelder R., von dem Borne A.E. 1984. Megakaryoblastic differentiation of proerythroblastic K562 cell-line cells. Leuk. Res. 8:197-206.

253. Thrower J.S., Hoffman L., Rechsteiner M„ Pickart C. 2000. Recognition of the polyubiquitin proteolytic signal. EMBO J. 19:94-102.

254. Tokumoto Т., Yamashita M., Tokumoto M., Katsu Y., Horiguchi R., Kajiura H., Nagahama Y. 1997. Initiation of cyclin В degradation by the 26S proteasome upon egg activation. J. Cell Biol. 138:1313-1322.

255. Tourriere H., Gallouzi I.E., Chebli K., Capony J.P., Mouaikel J., van der Geer P., Tazi J. 2001. RasGAP-associated endoribonuclease G3Bp: selective RNA degradation and phosphorylation-dependent localization. Mol. Cell. Biol. 21:7747-7760.

256. Touitou R., Richardson J., Bose S., Nakanishi M., Rivett J., Allday M.J. 2001. A degradation signal located in the C-terminus of p21WAF1/CIP1 is a binding site for the C8 alpha-subunit of the 20S proteasome. EMBO J. 20:23672375.

257. Toyoshima H., Hunter T. 1994. p27, a novel inhibitor of G1-cyclin-CDK protein kinase activity, is related to p21. Cell, 78:67-74.

258. Turoverova L.V., Vorob'ev V.I. 1980. A study of fractionated chromatin from rat liver and sea urchin sperm. Molek. biol. 14:338-347.

259. Umeda M., Manabe Y., Uchimiya H. 1997. Phosphorylation of the C2 subunit of the proteasome in rice (Oryza sativa L.). FEBS Lett. 403:313-317.

260. Van Antwerp D.J., Martin S.J., Kafri Т., Green D.R., Verna I.M. 1996. Suppression of TNF-a-induced apoptosis by NF-кВ. Science, 274:787-789.

261. Vidal F., Mougneau E., Glaichenhaus N., Vaigot P., Darmon M., Cuzin F. 1993. Coordinated posttranscriptional control of gene expression by modular elemens including Alu-like repetitive sequences. PNAS USA, 90:208-212.

262. Wang C.Y., Mayo M.W., Baldwin A.S. 1996. TNF- and cancer therapy induced apoptosis: potentiation by inhibition of NF-кВ. Science, 274:784-787.

263. Wang E.W., Kessler B.M., Borodovsky A., Cravatt B.F., Bogyo M., Ploegh H.L., Glas R. 2000. Integration of the ubiquitin-proteasome pathway with a cytosolic oligopeptidase activity. PNAS USA 97:9990-9995.

264. Wang W., Abbruzzese J.L., Evans D.B., Larry L., Cleary K.R., Chiao P.J. 1999. The nuclear factor kB RelA transcription factor is constitutively activated in human pancreatic adenocarcinoma cells. Clin. Cancer Res. 5:119-127.

265. Wang Z., Kiledjian M. 2000. Identification of an erythroid-enriched endoribonuclease activity involved in specific mRNA cleavage. EMBO J. 19:295305.

266. Wang Z., Kiledjian M. 2001. Functional link between the mammalian exosome and mRNA decapping. Cell, 107:751-762.

267. Wehren A., Meyer H.E., Sobek A., Klotzel P.M., Dahlmann B. 1996. Phosphoamino acids in proteasome subunits. Biol Chem. 377:497-503.

268. Whitby F.J., Masters E.I., Kramer L., Knowlton J.R., Yao Y., Wang C., Hill C.P. 2000. Structural basis for the activation of 20S proteasomes by 11S regulators. Nature, 408:115-120.

269. Willems A.R., Goh Т., Taylor L., Chernushevich I., Shevchenko A., Tyers M.1999. SCF ubiquitin protein ligases and phosphorylation-dependent proteolysis. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 354:1533-1550.

270. Witt E., Zantopf D., Schmidt M„ Kraft R„ Kloetzel P.M., Kruger E. 2000. Characterisation of the newly identified human Ump1 homologue POMP and analysis of LMP7 (B5i) incorporation into 20S proteasomes. J.Mol.Biol. 301:1-9.

271. Wojcik C., Benchaib M., Lornage J., Czyba J.C., Guerin J.F. 2000a. Proteasomes in human spermatozoa. Int. J. Androl. 23:169-177.

272. Wojcik C., Benchaib M., Lornage J., Czyba J.C., Guerin J.F. 2000b. Localisation of proteasomes in human oocytes and preimplantation embryos. Mol. Human Reprod. 6:331-336.

273. Wolf F.I., Cittadini A. 1999. Magnesium in cell proliferation and differentiation. Front. Biosci. 4:D607-617.

274. Wu L.W., Reid S., Ritchie A., Broxmeyer H.E., Donner D.B. 1999. The proteasome regulates caspase-dependent and caspase-independent protease cascades during apoptosis of M07e hematopoietic progenitor cells. Blood Cells Mol. Dis. 25:20-29.

275. Xiao S., Houser-Scott F., Engelke D.R. 2001. Eukaryotic ribonuclease P: increased complexity to cope with the nuclear pre-tRNA pathway. J. Cell. Physiol. 187:11-21.

276. Yao Т., Cohen R.E. 1999. Giant proteases: beyond the proteasome. Curr. Biol. 9:R551-R553.

277. Yoshimura Т., Kameyama K., Takagi Т., Ikai A., Tokunaga F., Koide Т., Tanahashi N., Tamura Т., Cejka ZM Baumeister W., et al. 1993. Molecular characterization of the "26S" proteasome complex from rat liver. J. Struct. Biol. 111:200-211.

278. Zhang Z., Torii N., Furusaka A., Malayaman N., Hu Z., Liang T.J. 2000. Structural and functional characterization of interaction between hepatitis В virus protein X and the proteasome complex. J. Biol. Chem. 275:15157-15165.137

279. Ziihl F., Seemuller E., Golbik R., Baumeister W. 1997. Dissecting the assembly pathway of the 20S proteasome. FEBS Lett. 418:189-194.

280. Zwickl P., Kleinz J., Baumeister W. 1994. Critical elements in proteasome assembly. Nat. Struct. Biol. 1:765-770.