Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Быстрый калиевый ток в гранулярных клетках гиппокампа

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Введение Диссертация по биологии, на тему "Быстрый калиевый ток в гранулярных клетках гиппокампа"

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.9

Глава 1. Классификация потенциалзависимых К* токов и их функция.9

1.1 А-ток.10

1.2. Ток задержанного выпрямления (К DRJ.11

Глава 2. Молекулярное разнообразие Kv каналов и их строение.14

2.1. Основные а-субъединицы.14

2.2. Добавочные субъединицы.18

2.3. Каналы А-типа и элементы, определяющие быструю инактивацию.20

2.4. Функциональная роль А- каналов в нейронах.22

2.5. Проблемы при идентификации основных субъединиц природных К+ каналов.24

Глава 3. Фармакологическая чувствительность и модуляция.25

3.1. Основные блокаторы Kv каналов (4-АП, ТЭА).25

3.2. Токсины.26

3.3 Модуляция.27

Глава 4. Гиппокамп.31

4.1. Схема строения и функция.32

4.2. Физиология гранулярных клеток.34

4.3. А-ток в нейронах гиппокампа.36

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.38

Глава 5. Материалы и методы.38

5.1. Методы пэтч-кламп регистрации от переживающих срезов.38

5.2. Анализ и обработка электрофизиологических данных.42

5.3. Метод RT-PCR.43

5.4. Иммуногистохимия.46

Глава 6. Результаты.47

6.1. Потенциалзависимая активация и инактивация А-тока в гранулярных клетках.47

6.2. Временные характеристики инактивации А-тока.50

6.3. Анализ активации и деактивации К+ тока.51

6.4. Чувствительность А-тока к ТЭА и 4-АП.54

6.5. Чувствительность А-тока к токсинам а-ДТХ и BDS-I.55

6.6. Кинетические свойства фармакологически изолированного А-тока.57

6.7. Функциональная роль быстроинактивирующегося К+ тока.60

6.8. Изменение инактивации К+ тока в конфигурации «outside-out» в результате процессов окисления.64

6.9. Увеличение плотности А-тока в ходе онтогенеза.67

6.10. Изменение морфологии и электрофизиологических характеристик гранулярной клетки в онтогенезе.70

6.11. А-ток в нейронах молодых животных отличается от тока во взрослых.73

6.12. Молекулярный анализ транскриптов А-каналов методом количественного real-time PCR.76

6.13. Иммуногистохимический анализ распределения Kv3.4 входе онтогенеза.76

6.14. Различия в субклеточной локализации BDS-чувствительного тока.79

6.15. Влияние ионов Zn2+ на А-ток и характер разряда гранулярных клеток.82

Глава 7. Обсуждение результатов.85

7.1. Причины противоречия с литературными данными относительно онтогенетических изменений А-тока.86

7.2. Кинетический и фармакологический анализ А-тока выявляет наличие Kv3.4-подобной компоненты.88

7.3. Быстрая ТОА/ВОв-чувствительная компонента К+ тока участвует в реполяризации потенциала действия.90

7.4. Неоднородное распределение Ку3.4-подо6ного тока и Kv3.4-6enka в клетке .91

7.5. Функциональное значение изменений субъединичного состава соматических К+ каналов в онтогенезе.93

7.6. Влияние цинка на А-ток и возбудимость нейрона.94

ВЫВОДЫ.96

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ.97

СПИСОК ОСНОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ И ОБОЗНАЧЕНИЙ возбуждающий постсинаптический потенциал

• дендротоксин кодирующая дезоксирибонуклеиновая кислота матричная рибонуклеиновая кислота потенциал действия протеинкиназа А протеинкиназа С полимеразно-цепная реакция тетраэтиламмониум 4-аминопиридин арахидоновая кислота blood depressing substance бычий сывороточный альбумин этиленгликольбис (р-аминоэтиловый эфир)-1Ч,N'-тетрауксусная к глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа

• глутатион

1\1-2-оксиэтилпиперазин-М'-2-этансульфоновая кислота концентрация антагониста, при которой достигается половина от максимального блока

- Са2+ -связывающие белки взаимодействующие с Kv каналами

- калиевый ток задержанного выпрямления

- потенциалзависимые калиевые каналы

- потенциалзависимые калиевые каналы мыши

- потенциалзависимые калиевые каналы крысы

- терт-бутил-гидроперекись

- обратная транскрипция - полимеразно цепная реакция

- тетродотоксин

ВВЕДЕНИЕ

Семейство потенциалзависимых калиевых каналов (Kv) является наиболее древней и многообразной группой ионных каналов, обладающих селективностью к определенному иону. В ответ на деполяризующий сдвиг мембранного потенциала они проводят выходящий калиевый ток (К+ ток), который стабилизирует клеточный потенциал путем противодействия деполяризации, вызываемой натриевыми и кальциевыми токами, возникающими при генерации потенциала действия. Так, реполяризуя клетки после потенциалов действия, а также определяя порог генерации потенциала действия, калиевые каналы модифицируют возбудимость и характер частоты разряда нейрона (Hille, 1992).

Исторически сложилось, что первыми в нативных клетках были описаны биофизические свойства К+ токов. По кинетике К+ токи в нейронах были первоначально разделены на два класса: быстроинактивирующийся (А-ток) и неинактивируйщийся (К+ ток задержанного выпрямления) (Johnston, Wu, 1995). Дополнительно в зависимости от биофизических характеристик и чувствительности к модуляторам было предложено несколько схем для дальнейшего разделения на подтипы. Однако такого рода классификация не всегда оправдывала себя ввиду широкого разнообразия ответов, регистрируемых от разных типов клеток, при различных экспериментальных условиях и под влиянием различных модулирующих факторов.

В начале 80-ых годов в ходе исследования мутанта дрозофилы Shaker был клонирован первый К+ канал и определена его молекулярная структура. С тех пор было идентифицировано более 100 белковых субъединиц К+ каналов и это количество продолжает расти. Комбинация методов молекулярной биологии й биофизического анализа токов в экспрессионных системах позволила выяснить структуру и молекулярные механизмы функционирования К+ каналов. В частности, была установлена тетрамерная субъединичная структура Kv каналов и на основании этого была создана их детальная и четкая классификация. Также были определены биофизические и фармакологические свойства отдельных типов субъединиц, исследована возможность модуляции внутриклеточными факторами (для обзора см. Coetzee et al., 1999).

Однако данные по функциональной экспрессии К+ каналов путем трансфекции мРНК в клетки невозможно напрямую перенести на нативные клетки, в которых экспрессируется широкий спектр субъединиц. При этом различные канальные субъединицы могут образовывать гетеромультимерные комплексы с химерными свойствами. Кроме того, помимо основных а-субъединиц, формирующих собственно канальный комплекс, в состав гетеромера могут дополнительно входить р-субъединицы, что приводит к кардинальному изменению свойств канала. Поиск таких дополнительных субъединиц еще не завершен, о чем может свидетельствовать недавнее открытие кальцийсвязывающих белков KChIP, обладающих сходным с р-субъединицами влиянием на канал (An et al., 2000). Картина еще усложняется тем, что экспрессия Kv каналов меняется в ходе онтогенеза, что является причиной изменений в возбудимости нейрона и пластичности нервной системы (Kues, Wunder, 1992; Grosse et al., 2000). Экспрессия определенных каналов зависит также от типа клеток, и более того, от субклеточной локализации, что особенно выражено в нейронах, обладающих четкой морфологичемкой поляризацией. Так, разные Kv субъединицы локализуются в соматодендритной области, аксоне и в пресинаптических терминалях, что было продемонстрировано окрашиванием специфическими антителами и техникой in situ гибридизации (Sheng et al., 1992; Vehetal., 1995).

Одним из наиболее изученных отделов ЦНС является гиппокамп. С одной стороны, гиппокамп играет ключевую роль в процессах формирования памяти и обучения. С другой стороны, благодаря ламинарной организации и четкому разделению на слои с определенными связями, он является удобным объектом для электрофизиологов и морфологов (Виноградова, 1975; Шеперд, 1987).

Основным клеточным типом собственно гиппокампа являются пирамидные клетки, которые представляют собой конечное звено в цепи передачи и обработки сигнала внутри этой структуры и формируют ее эфферентные проекции. В большом количестве работ детально описана физиология пирамидных клеток, их синаптическая пластичность и вклад отдельных типов токов в формирование характера разряда этих нейронов (Storm, 1990; Nicoll, Malenka, 1995; Magee et al., 1998).

Гранулярные клетки зубчатой фасции формируют второй, отличный от пирамидных клеток, основной слой гиппокампа и являются релейным звеном при передаче сигналов из энторинальной коры в собственно гиппокамп. В отличие от хорошо изученных пирамидных клеток, имеются единичные работы, посвященные электрофизиологическим свойствам гранулярных клеток. Недавние работы по продолжающемуся во взрослом организме образованию новых гранулярных нейронов привлекли пристальное внимание к этим клеткам, которые связывают с памятью и обучением (Shors et al., 2001; Gould et al., 1999). Кроме того, вызывает интерес роль гранулярных клеток в такой патологии как эпилепсия, когда в противоположность гибели пирамидных нейронов происходит увеличение числа гранулярных клеток. Отсутствие в гранулярных клетках склонности к генерации эпилептиформной или пачечной активности, проявляемой пирамидными клетками, свидетельствует о наличии у них развитой тормозной системы, представленной К+ каналами. Известно, что экспрессия каналов А-типа в гиппокампе изменяется в ходе онтогенеза и регулируется под влиянием повышенной активности (Grosse et al., 2000; Tsaur et al., 1992). Кроме того, сложная форма следовой гиперполяризации, характерная для гранулярных клеток, может определяться вкладом А-тока (Storm, 1990).

Несмотря на недавние работы по локализации мРНК, кодирующей различные субъединицы Kv каналов в гранулярных нейронах, в том числе каналы А-типа, информация о калиевых токах в этом типе клеток противоречива и недостаточна (Baraban, Lothman, 1994; Beck et al., 1992).

Это делает актуальным дальнейшее изучение вопроса с применением комплексного подхода, включающего сочетание методов электрофизиологии, молекулярной биологии и иммуногистохимии.

Цель и задачи работы

Основной целью диссертации явилось изучение функциональной экспрессии А-каналов в гранулярных клетках гиппокампа крыс и их роли в регуляции возбудимых свойств этих нейронов. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Описать потенциалзависимые характеристики А-тока в гранулярных нейронах переживающих срезов гиппокампа взрослых животных.

2. Определить чувствительность А-тока к блокаторам и токсинам.

3. Выявить факторы, модулирующие работу А-каналов.

4. Исследовать участие А-тока в ходе потенциала действия.

5. Охарактеризовать изменения А-тока в онтогенезе.

6. Определить молекулярную основу А-тока.

Научная новизна:

1. В представленной работе впервые продемонстрировано, что А-ток является основным выходящим током в гранулярных нейронах гиппокампа, и обнаружено увеличение плотности А-тоКа в ходе онтогенеза.

2. Показано, что увеличение плотности А-тока происходит за счет увеличения экспрессии ТЗА/ВОБ-чувствительн ых Ку3.4-подобных каналов.

3. Впервые показано неравномерное распределение Ку3.4-подобных каналов в разных участках клетки и увеличение плотности тока в начальном сегменте аксона в ходе онтогенеза, которое происходит параллельно увеличению плотности натриевых каналов.

4. Установлен вклад Ку3.4-подобных каналов в фазу реполяризации потенциала действия.

5. Обнаружена модуляция А-тока в гранулярных клетках процессами окисления.

6. Получены свидетельства модуляции А-тока физиологическими концентрациями цинка, что сопровождается увеличением возбудимости гранулярной клетки.

Научно-практическая ценность работы

Результаты работы существенно расширяют сведения о субклеточной локализации К+ тока в гранулярных нейронах гиппокампа крыс, изменениях его свойств и плотности в ходе онтогенеза. Детально описан надпороговый А-ток, который вносит вклад в регуляцию ширины потенциала действия. В методическом плане предложен новый способ определения субклеточной локализации и плотности токов с использованием конфигурации „nucleated patch". Данные по электофизиологическим параметрам и фармакологической чувствительности К+ токов могут быть использованы для дифференцирования новообразованных и взрослых нейронов в гиппокампе одного животного. Продемонстрировано, как использование различных конфигураций пэтч кламп может влиять на свойства А-тока

Аппробация работы

Результаты работы представлены на 79-ом съезде Немецкого Физиологического Общества (19-22 марта 2000, г.Ульм, Германия); на втором форуме Федерации Европейских Нейробиологических Обществ (24-28 июня 2000, г.Брайтон, Великобритания); на межлабораторном семинаре Нейроцентра Боннского университета (13 октября 2000, г.Бонн, Германия); на научном семинаре Института биофизики клетки РАН (17 октября 2000, г.Пущино, Россия).

Публикации

По теме диссертации опубликовано две статьи и тезисы двух докладов на конференциях.

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из „Введения", „Обзора литературы", „Материалов и методов", „Результатов", „Обсуждения" и „Выводов". Изложена на 96 страницах и иллюстрирована 22 рисунками и содержит 4 таблицы.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Рязанский, Владимир Дмитриевич

ВЫВОДЫ

Мы исследовали функциональную экспрессию А-каналов в гранулярных клетках гиппокампа с применением комплексного подхода, включающего сочетание методов электрофизиологии, молекулярной биологии и иммуногистохимии. При этом нам удалось установить, что:

1. В нейронах взрослых животных основным выходящим током является А-ток, плотность которого растет в ходе онтогенеза в основном за счет повышения доли ТЭА/ВОв-чувствительного тока через Ку3.4-подобные каналы.

2. Это коррелирует с параллельным увеличением уровня мРНК Kv3.4 канального белка. Одновременно увеличивается уровень других мРНК (Kv1.4 и Kv4.2), также кодирующих каналы А-типа.

3. Используя блокаторы для разделения кинетически изолированного А-тока, мы установили, что, активируясь в надпороговых для генерации потенциала действия значениях мембранного потенциала, Kv3.4-подобный ток вносит вклад в фазу реполяризации.

4. Совокупность электрофизиологических и иммуногистохимических данных указывает на неоднородность экспрессии каналов, обладающих характеристиками, сходными с Kv3.4, в разных частях нейрона. Обнаружено увеличение плотности Ку3.4-подо6ного тока от соматической области к начальному сегменту аксона, параллельное увеличению плотности натриевых каналов.

5. Установлено, что онтогенетические изменения экспрессии каналов А-тока, сопровождаются повышением чувствительности А-тока к процессам окисления и цинку, что может влиять на характер возбудимости нейрона.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Рязанский, Владимир Дмитриевич, Пущино

1. Виноградова О. С. 1975. Гиппокамп и память. М.: Наука.

2. Гелетюк В. И., Казаченко В. Н. 1990. Кластерная организация ионных каналов. М.: Наука.

3. Сакман Б., Неер Э. 1987. Регистрация одиночных каналов. М.: Мир.

4. Шеперд Г. 1987. Нейробиология. М.: Мир.

5. Alkon DL. 1984. Changes of membrane currents during learning. J Exp Biol. Sep; 112:95-112. Review.

6. An WF, Bowlby MR, Betty M, Cao J, Ling HP, Mendoza G, Hinson JW, Mattsson Kl, Strassle BW, Trimmer JS, Rhodes KJ. 2000. Modulation of A-type potassium channels by a family of calcium sensors. Nature. Feb 3;403(6769):553-6.

7. Antz C, Geyer M, Fakler B, Schott MK, Guy HR, Frank R, Ruppersberg JP, Kalbitzer HR. 1997. NMR structure of inactivation gates from mammalian voltage-dependent potassium channels. Nature. Jan 16;385(6613):272-5.

8. Armstrong CM, Hille B. 1972. The inner quaternary ammonium ion receptor in potassium channels of the node of Ranvier. J Gen Physiol. Apr;59(4):388-400.

9. Aschner M. 2000. Neuron-astrocyte interactions: implications for cellular energetics and antioxidant levels. Neurotoxicology. Dec;21(6):1101-7. Review.

10. Assaf SY, Chung SH. 1984. Release of endogenous Zn2+ from brain tissue during activity. Nature. Apr 19-25;308(5961):734-6.

11. Bahring R, Dannenberg J, Peters HC, Leicher T, Pongs O, Isbrandt D. 2001. Conserved Kv4 N-terminal domain critical for effects of Kv channel-interacting protein 2.2 on channel expression and gating. J Biol Chem. Jun 29;276(26):23888-94.

12. Baraban SC, Lothman EW. 1994. Voltage-activated potassium currents in acutely dissociated hippocampal dentate gyrus neurons from neonatal rats. Brain Res Dev Brain Res. Sep 16;81(2):309-13.

13. Bardoni R, Belluzzi O., 1994. Modifications of A-current kinetics in mammalian central neurones induced by extracellular zinc. J Physiol. Sep 15;479 ( Pt 3):389-400.

14. Bayer SA. 1985. Neuron production in the hippocampus and olfactory bulb of the adult rat brain: addition or replacement? Ann N Y Acad Sci.;457:163-72.

15. Beck H, Ficker E, Heinemann U. 1992. Properties of two voltage-activated potassium currents in acutely isolated juvenile rat dentate gyrus granule cells. J Neurophysiol. Dec;68(6):2086-99.

16. Bevan S, Wood JN. 1987. Arachidonic-acid metabolites as second messengers. Nature. Jul 2-8;328(6125):20.

17. Bixby KA, Nanao MH, Shen NV, Kreusch A, Bellamy H, Pfaffinger PJ, Choe S. Zn2+-binding and molecular determinants of tetramerization in voltage-gated K+ channels. Nat Struct Biol. 1999 Jan;6(1):38-43.

18. Bliss TV, Lomo T. 1973. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anaesthetized rabbit following stimulation of the perforant path. J Physiol. Jul;232(2):331-56

19. Bourque CW. 1988. Transient calcium-dependent potassium current in magnocellular neurosecretory cells of the rat supraoptic nucleus. J.Physiol. Mar;397:331-47.

20. Burgoyne RD, Weiss JL. 2001. The neuronal calcium sensor family of Ca2+-binding proteins. Biochem J. Jan 1;353(Pt 1):1-12. Review.

21. Chandy KG, Gutman GA. 1993. Nomenclature for mammalian potassium channel genes. Trends Pharmacol Sci. Dec;14(12):434.

22. Choi DW, Koh JY. 1998. Zinc and brain injury. Annu Rev Neurosci.;21:347-75. Review.

23. Coetzee WA, Amarillo Y, Chiu J, Chow A, Lau D, McCormack T, Moreno H, Nadal MS, Ozaita A, Pountney D, Saganich M, Vega-Saenz de Miera E, Rudy B. 1999. Molecular diversity of K+ channels. Ann N Y Acad Sci. Apr 30;868:233-85. Review.

24. Colbert CM, Pan E. 1999. Arachidonic acid reciprocally alters the availability of transient and sustained dendritic K+ channels in hippocampal CA1 pyramidal neurons. J Neurosci. Oct 1;19(19):8163-71.

25. Conley E, Brammar W.,1999. The ion channel factsbook III. Academic Press.

26. Connor JA, Stevens CF. 1971. Voltage clamp studies of a transient outward membrane current in gastropod neural somata. J Physiol. Feb;213(1):21-30.

27. Cooper EC, Milroy A, Jan YN, Jan LY, Lowenstein DH. 1998. Presynaptic localization of Kv1.4-containing A-type potassium channels near excitatory synapses in the hippocampus. J Neurosci. Feb 1;18(3):965-74.

28. Covarrubias M, Wei AA, Salkoff L. 1991. Shaker, Shal, Shab, and Shaw express independent K+ current systems. Neuron. Nov;7(5):763-73.

29. Covarrubias M, Wei A, Salkoff L, Vyas ТВ. 1994. Elimination of rapid potassium channel inactivation by phosphorylation of the inactivation gate. Neuron. Dec;13(6):1403-12.

30. Cowan TM, Siegel RW. 1984. Mutational and pharmacological alterations of neuronal membrane function disrupt conditioning in Drosophila. J Neurogenet. Dec;1(4):333-44.

31. De Biasi M, Drewe JA, Kirsch GE, Brown AM. 1993. Histidine substitution identifies a surface position and confers Cs+ selectivity on a K+ pore. Biophys J. Sep;65(3): 1235-42.

32. Diochot S, Schweitz H, Beress L, Lazdunski M. 1998. Sea anemone peptides with a specific blocking activity against the fast inactivating potassium channel Kv3. J Biol Chem. Mar 20;273(12):6744-9.

33. Diochot S, Drici MD, Moinier D, Fink M, Lazdunski M. 1999. Effects of phrixotoxins on the Kv4 family of potassium channels and implications for the role of lto1 in cardiac electrogenesis. Br J Pharmacol. Jan;126(1):251-63.

34. Drain P, Dubin AE, Aldrich RW. Regulation of Shaker K+ channel inactivation gating by the cAMP-dependent protein kinase. Neuron. 1994 May; 12(5): 1097-109.

35. Dringen R. 2000. Metabolism and functions of glutathione in brain. Prog Neurobiol. Dec;62(6):649-71. Review.

36. Doyle DA, Morais Cabral J, Pfuetzner RA, Kuo A, Gulbis JM, Cohen SL, Chait ВТ, MacKinnon R. 1998.The structure of the potassium channel: molecular basis of K+ conduction and selectivity. Science. Apr 3;280(5360):69-77.

37. Dubnau J, Tully T. 1998. Gene discovery in Drosophila: new insights for learning and memory. Annu Rev Neurosci.;21:407-44. Review.

38. Duprat F, Guillemare E, Romey G, Fink M, Lesage F, Lazdunski M, Honore E. 1995. Susceptibility of cloned K+ channels to reactive oxygen species. Proc Natl Acad Sci USA. Dec5;92(25):11796-800.

39. Eccles JC. 1964. The Physiology of Synapses. Springer-Verlag, Berlin, 316 pp.

40. Edwards FA, Konnerth A, Sakmann B, Takahashi T. 1989. A thin slice preparation for patch clamp recordings from neurones of the mammalian central nervous system. Pflugers Arch. Sep;414(5):600-12.

41. Erdelyi L, llyin VI, Lozovaya NA, Vulfius CA. 1990. Intracellular Mg2+ modulates the A-current and its blockage by catechol in isolated Lymnaea neurons. Neurosci Lett. Sep 4;117(1-2):99-104.

42. Fink L, Seeger W, Ermert L, Hanze J, Stahl U, Grimminger F, Kummer W, Bohle RM 1998. Real-time quantitative RT-PCR after laser-assisted cell picking. Nat Med. Nov;4(11): 1329-33.

43. Forsythe ID, Linsdell P, Stanfield PR. 1992. Unitary A-currents of rat locus coeruleus neurones grown in cell culture: rectification caused by internal Mg2+ and Na+. J Physiol.;451:553-83.

44. Frederickson CJ, Klitenick MA, Manton Wl, Kirkpatrick JB. 1983. Cytoarchitectonic distribution of zinc in the hippocampus of man and the rat. Brain Res. Aug 29;273(2):335-9.

45. Garcia ML, Garcia-Calvo M, Hidalgo P, Lee A, MacKinnon R. 1994. Purification and characterization of three inhibitors of voltage-dependent K+ channels from Leiurus quinquestriatus var. hebraeus venom. Biochemistry. Jun 7;33(22):6834-9

46. Geiger JR, Jonas P. 2000. Dynamic control of presynaptic Ca2+ inflow by fast-inactivating K+ channels in hippocampal mossy fiber boutons. Neuron. Dec;28(3):927-39.

47. Giese KP, Storm JF, Reuter D, Fedorov NB, Shao LR, Leicher T, Pongs O, Silva AJ. 1998. Reduced K+ channel inactivation, spike broadening, and after-hyperpolarization in Kvbeta1.1-deficient mice with impaired learning. Learn Mem. Sep-Oct;5(4-5):257-73.

48. Gilly WF, Armstrong CM. 1982. Divalent cations and the activation kinetics of potassium channels in squid giant axons. J Gen Physiol. Jun;79(6):965-96.

49. Gould E, Tanapat P, McEwen BS, Flugge G, Fuchs E. 1998. Proliferation of granule cell precursors in the dentate gyrus of adult monkeys is diminished by stress. Proc Natl Acad Sci USA. Mar 17;95(6):3168-71.

50. Gould E, Beylin A, Tanapat P, Reeves A, Shors TJ. 1999. Learning enhances adult neurogenesis in the hippocampal formation. Nat. Neurosci. Mar;2(3):260-5.

51. Grosse G, Draguhn A, Hohne L, Tapp R, Veh RW, Ahnert-Hilger G. 2000. Expression of Kv1 potassium channels in mouse hippocampal primary cultures: development and activity-dependent regulation. J Neurosci. Mar 1;20(5): 1869-82.

52. Harrison NL, Radke HK, Talukder G, Ffrench-Mullen JM. 1993. Zinc modulates transient outward current gating in hippocampal neurons. Receptors Channels.; 1(2): 153-63.

53. Heginbotham L, MacKinnon R. 1992. The aromatic binding site for tetraethylammonium ion on potassium channels. Neuron. Mar;8(3):483-91.

54. Heinemann SH, Rettig J, Graack HR, Pongs O. 1996. Functional characterization of Kv channel beta-subunits from rat brain. J Physiol. Jun 15;493 ( Pt 3):625-33.

55. Hille B. 1992. Ionic channels of excitable membranes. 2nd ed., Sinauer Assosiates Inc., Massachusetts.

56. Hodgkin AL, Huxley AF., 1952. Currents carried by sodium and potassium ions through the membrane of the giant axon of Loligo. J. Physiol. (Lond.) 116: 449-472.

57. Hoffman DA, Magee JC, Colbert CM, Johnston D. 1997. K+ channel regulation of signal propagation in dendrites of hippocampal pyramidal neurons. Nature. Jun 26;387(6636):869-75.

58. Hoffman DA, Johnston D. 1998. Downregulation of transient K+ channels in dendrites of hippocampal CA1 pyramidal neurons by activation of PKA and PKC. J Neurosci. May 15; 18(10):3521 -8.

59. Holland PM, Abramson RD, Watson R, Gelfand DH. 1991. Detection of specific polymerase chain reaction product by utilizing the 5'—3' exonuclease activity of Thermus aquaticus DNA polymerase. Proc Natl Acad Sci USA. Aug 15;88(16):7276-80.

60. Holmes TC, Fadool DA, Levitan IB. 1996. Tyrosine phosphorylation of the Kv1.3 potassium channel. J Neurosci. Mar 1;16(5): 1581 -90.

61. Holmqvist MH, Cao J, Knoppers MH, Jurman ME, Distefano PS, Rhodes KJ, Xie Y, An WF. 2001. Kinetic modulation of Kv4-mediated A-current by arachidonic acid is dependent on potassium channel interacting proteins. J Neurosci. Jun 15;21(12):4154-61.

62. Hoshi T, Zagotta WN, Aldrich RW. 1990. Biophysical and molecular mechanisms of Shaker potassium channel inactivation. Science. Oct 26;250(4980):533-8.

63. Huang XY, Morielli AD, Peralta EG. 1993. Tyrosine kinase-dependent suppression of a potassium channel by the G protein-coupled ml muscarinic acetylcholine receptor. Cell. Dec 17;75(6):1145-56.

64. Huang RC, Peng YW, Yau KW. 1993. Zinc modulation of a transient potassium current and histochemical localization of the metal in neurons of the suprachiasmatic nucleus. Proc Natl Acad Sci USA. Dec 15;90(24):11806-10.

65. Jackson MB, Konnerth A, Augustine GJ. 1991. Action potential broadening and frequency-dependent facilitation of calcium signals in pituitary nerve terminals. Proc Natl Acad Sci USA. Jan 15;88(2):380-4.

66. Johnston D. and Wu S., 1995. Foundations of Cellular Neurophysiology. MIT Press, Cambridge MA.

67. Kamb A, Iverson LE, Tanouye MA. 1987. Molecular characterization of Shaker, a Drosophila gene that encodes a potassium channel. Cell. Jul 31;50(3):405-13.

68. Keros S, McBain CJ. 1997. Arachidonic acid inhibits transient potassium currents and broadens action potentials during electrographic seizures in hippocampal pyramidal and inhibitory interneurons. J Neurosci. May 15;17(10):3476-87.

69. Keyser DO, Alger BE. 1990. Arachidonic acid modulates hippocampal calcium current via protein kinase С and oxygen radicals. Neuron. Oct;5(4):545-53.

70. Kim D, Clapham DE. 1989. Potassium channels in cardiac cells activated by arachidonic acid and phospholipids. Science. Jun 9;244(4909): 1174-6.

71. Klee R, Eder C, Ficker E, Heinemann U. 1997. Age-dependent variations in potassium sensitivity of A-currents in rat hippocampal neurons. Eur J Neurosci. Sep;9(9):1970-6.

72. Korngreen A, Sakmann B. 2000. Voltage-gated K+ channels in layer 5 neocortical pyramidal neurones from young rats: subtypes and gradients. J Physiol. Jun 15;525 Pt 3:621-39.

73. Kues W. A., Wunder F., 1992. Heterogeneous expression patterns of mammalian potassium channel genes in developing and adult rat brain. European Journal of Neuroscience 4, 1296-1308.

74. Kuhn HG, Dickinson-Anson H, Gage FH. 1996. Neurogenesis in the dentate gyrus of the adult rat: age-related decrease of neuronal progenitor proliferation. J Neurosci. Mar 15;16(6):2027-33.

75. Kuo CC, Chen FP. 1999. Zn2+ modulation of neuronal transient K+ current: fast and selective binding to the deactivated channels. Biophys J. Nov;77(5):2552-62.

76. MacKinnon R, Yellen G. 1990. Mutations affecting TEA blockade and ion permeation in voltage-activated K+ channels. Science. Oct 12;250(4978):276-9.

77. MacKinnon R. 1991. Determination of the subunit stoichiometry of a voltage-activated potassium channel. Nature. Mar 21;350(6315):232-5.

78. Magee J, Hoffman D, Colbert C, Johnston D. 1998. Electrical and calcium signaling in dendrites of hippocampal pyramidal neurons. Annu Rev Physiol.;60:327-46. Review.

79. Maletic-Savatic M, Lenn N J, Trimmer JS. 1995. Differential spatiotemporal expression of K+ channel polypeptides in rat hippocampal neurons developing in situ and in vitro. J Neurosci. May;15(5 Pt2):3840-51.

80. Malin SA, Nerbonne JM. 2000. Elimination of the fast transient in superior cervical ganglion neurons with expression of KV4.2W362F: molecular dissection of lA. J Neurosci. Jul 15;20(14):5191-9.

81. Martina M, Schultz JH, Ehmke H, Monyer H, Jonas P. 1998. Functional and molecular differences between voltage-gated K+ channels of fast-spiking interneurons and pyramidal neurons of rat hippocampus. J Neurosci. Oct 15;18(20):8111-25.

82. Meir A, Ginsburg S, Butkevich A, Kachalsky SG, Kaiserman I, Ahdut R, Demirgoren S, Rahamimoff R. 1999. Ion channels in presynaptic nerve terminals and control of transmitter release. Physiol Rev. Jul;79(3):1019-88. Review.

83. Meiri N, Sun MK, Segal Z, Alkon DL. 1998. Memory and long-term potentiation (LTP) dissociated: normal spatial memory despite CA1 LTP elimination with Kv1.4 antisense. Proc Natl Acad Sci USA. Dec 8;95(25): 15037-42.

84. Meves H. Modulation of ion channels by arachidonic acid. Prog Neurobiol. 1994 Jun;43(2): 175-86. Review.

85. Nakahira K, Matos MF, Trimmer JS. 1998. Differential interaction of voltage-gated K+ channel beta-subunits with cytoskeleton is mediated by unique amino terminal domains. J Mol Neurosci. Dec; 11(3): 199-208.

86. Neher E., 1992. Correction for liquid junction potentials in patch clamp experiments. Methods Enzymol.;207:123-31.

87. Nicoll RA, Malenka RC. 1995. Contrasting properties of two forms of long-term potentiation in the hippocampus. Nature. Sep 14;377(6545): 115-8. Review.

88. Ordway RW, Singer JJ, Walsh JV Jr. 1991. Direct regulation of ion channels by fatty acids. Trends Neurosci. Mar;14(3):96-100. Review.

89. Pan E, Stringer JL. 1996. Burst characteristics of dentate gyrus granule cells: evidence for endogenous and nonsynaptic properties. J Neurophysiol. Jan;75(1):124-32.

90. Papazian DM, Schwarz TL, Tempel BL, Jan YN, Jan LY. 1987. Cloning of genomic and complementary DNA from Shaker, a putative potassium channel gene from Drosophila. Science. Aug 14;237(4816):749-53.

91. Paxinos, G. (Ed.), 1995. The Rat Nervous System, Second Edition, Academic Press, San Diego.

92. Picciotto MR, Wickman K. 1998. Using knockout and transgenic mice to study neurophysiology and behavior. Physiol Rev. Oct;78(4): 1131-63. Review.

93. Poling JS, Vicini S, Rogawski MA, Salem N Jr. 1996. Docosahexaenoic acid block of neuronal voltage-gated K+ channels: subunit selective antagonism by zinc. Neuropharmacology.;35(7):969-82.

94. Pongs O. 1993. Receptor sites for open channel blockers of Shaker voltage-gated potassium channels-molecular approaches. J Recept Res.;13(1-4):503-12.

95. Prime G, Horn G, Sutor B. 2000. Time-related changes in connexin mRNA abundance in the rat neocortex during postnatal development. Brain Res Dev Brain Res. Jan 3;119(1):111-25.

96. Ravindran A, Schild L, Moczydlowski E. 1991. Divalent cation selectivity for external block of voltage-dependent Na+ channels prolonged by batrachotoxin. Zn2+ induces discrete substates in cardiac Na+ channels. J Gen Physiol. Jan;97(1):89-115.

97. Rehm H, Lazdunski M. 1992. Purification, affinity labeling, and reconstitution of voltage-sensitive potassium channels. Methods Enzymol.;207:556-64.

98. Rettig J, Wunder F, Stocker M, Lichtinghagen R, Mastiaux F, Beckh S, Kues W, Pedarzani P, Schroter KH, Ruppersberg JP. 1992. Characterization of a Shaw-related potassium channel family in rat brain. EMBO J. Jul;11(7):2473-86.

99. Rettig J, Heinemann SH, Wunder F, Lorra C, Parcej DN, Dolly JO, Pongs O. 1994. Inactivation properties of voltage-gated K+ channels altered by presence of beta-subunit. Nature. May 26;369(6478):289-94.

100. Rhodes KJ, Strassle BW, Monaghan MM, Bekele-Arcuri Z, Matos MF, Trimmer JS. 1997. Association and colocalization of the Kvbetal and Kvbeta2 beta-subunits with

101. Kv1 alpha-subunits in mammalian brain K+ channel complexes. J Neurosci. Nov 1;17(21):8246-58.

102. Roeper J, Lorra C, Pongs 0. 1997. Frequency-dependent inactivation of mammalian A-type K+ channel KV1.4 regulated by Ca27calmodulin-dependent protein kinase. J Neurosci. May 15;17(10):3379-91.

103. Rudy B. 1988. Diversity and ubiquity of К channels. Neuroscience. Jun;25(3):729-49. Review.

104. Rudy B, Sen K, Vega-Saenz de Miera E, Lau D, Ried T, Ward DC. 1991. Cloning of a human cDNA expressing a high voltage-activating, TEA-sensitive, type-A K+ channel which maps to chromosome 1band p21. J Neurosci Res. Jul;29(3):401-12.

105. Ruppersberg JP, Schroter KH, Sakmann B, Stocker M, Sewing S, Pongs O.1990. Heteromultimeric channels formed by rat brain potassium-channel proteins. Nature. Jun 7;345(6275):535-7.

106. Ruppersberg JP, Ermler M, Knopf M, Kues W, Jonas P, Koenen M. 1993. Properties of Shaker-Homologous Potassium Channels Expressed in the Mammalian Brain. Cell Physiol. Biochem; 3: 250-269.

107. Salinas M, de Weille J, Guillemare E, Lazdunski M, Hugnot JP. 1997. Modes of regulation of shab K+ channel activity by the Kv8.1 subunit. J Biol Chem. Mar 28;272(13):8774-80.

108. Salkoff L. 1983. Drosophila mutants reveal two components of fast outward current. Nature. Mar 17-23;302(5905):249-51.

109. Sanguinetti MC, Johnson JH, Hammerland LG, Kelbaugh PR, Volkmann RA, Saccomano NA, Mueller AL. 1997. Heteropodatoxins: peptides isolated from spider venom that block Kv4.2 potassium channels. Mol Pharmacol. Mar;51(3):491-8.

110. Schlessinger AR, Cowan WM, Gottlieb Dl. 1975. An autoradiographic study of the time of origin and the pattern of granule cell migration in the dentate gyrus of the rat. J Comp Neurol. Jan 15; 159(2): 149-75.

111. Schroter KH, Ruppersberg JP, Wunder F, Rettig J, Stacker M, Pongs O. 1991. Cloning and functional expression of a TEA-sensitive A-type potassium channel from rat brain. FEBS Lett. Jan 28;278(2):211-6.

112. Schweitz H, Vigne P, Moinier D, Frelin C, Lazdunski M. 1992. A new member of the natriuretic peptide family is present in the venom of the green mamba (Dendroaspis angusticeps). J Biol Chem. Jul 15;267(20): 13928-32.

113. Schweitz H, Bruhn T, Guillemare E, Moinier D, Lancelin JM, Beress L, Lazdunski M. 1995. Kalicludines and kaliseptine. Two different classes of sea anemone toxins for voltage sensitive K+ channels. J Biol Chem. Oct20;270(42):25121-6.

114. Schweitzer P, Madamba S, Siggins GR. 1990. Arachidonic acid metabolites as mediators of somatostatin-induced increase of neuronal M-current. Nature. Aug 2;346(6283):464-7.

115. Scoville, W. В., and B. Milner. 1957. Loss of recent memory after bilateral hippocampal lesions. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry 20:11-21.

116. Seoh SA, Sigg D, Papazian DM, Bezanilla F. 1996. Voltage-sensing residues in the S2 and S4 segments of the Shaker K+ channel. Neuron. Jun; 16(6): 1159-67.

117. Serodio P, Rudy B. 1998. Differential expression of Kv4 K+ channel subunits mediating subthreshold transient K+ (A-type) currents in rat brain. J Neurophysiol. Feb;79(2):1081-91.

118. Sewing S, Roeper J, Pongs O. 1996. Kv beta 1 subunit binding specific for shaker-related potassium channel alpha subunits. Neuron. Feb;16(2):455-63.

119. Shen NV, Chen X, Boyer MM, Pfaffinger PJ. 1993. Deletion analysis of K+ channel assembly. Neuron. Jul;11(1):67-76.

120. Shen NV, Pfaffinger PJ. 1995. Molecular recognition and assembly sequences involved in the subfamily-specific assembly of voltage-gated K+ channel subunit proteins. Neuron. Mar;14(3):625-33.

121. Sheng M, Tsaur ML, Jan YN, Jan LY. 1992. Subcellular segregation of two A-type K+ channel proteins in rat central neurons. Neuron. Aug;9(2):271-84.

122. Sheng M, Liao YJ, Jan YN, Jan LY. 1993. Presynaptic A-current based on heteromultimeric K+ channels detected in vivo. Nature. Sep 2;365(6441):72-5.

123. Shors TJ, Miesegaes G, Beylin A, Zhao M, Rydel T, Gould E. 2001. Neurogenesis in the adult is involved in the formation of trace memories. Nature. Mar 15;410(6826):372-6.

124. Sheng M, Tsaur ML, Jan YN, Jan LY. 1992. Subcellular segregation of two A-type K+ channel proteins in rat central neurons. Neuron. Aug;9(2):271-84.

125. Staley KJ, Otis TS, Mody I. 1992. Membrane properties of dentate gyrus granule cells: comparison of sharp microelectrode and whole-cell recordings. J Neurophysiol. May;67(5): 1346-58.

126. Stanfield PR. 1975. The effect of zinc ions on the gating of the delayed potassium conductance of frog sartorius muscle. J Physiol. Oct;251(3):711-35.

127. Stanfield PR. 1983. Tetraethylammonium ions and the potassium permeability of excitable cells. Rev Physiol Biochem Pharmacol.;97:1-67

128. Stephens GJ, Owen DG, Robertson B. 1996. Cysteine-modifying reagents alter the gating of the rat cloned potassium channel Kv1.4. Pflugers Arch. Jan;431(3):435-42.

129. Stocker M, Stuhmer W, Wittka R, Wang X, Muller R, Ferrus A, Pongs O. 1990. Alternative Shaker transcripts express either rapidly inactivating or noninactivating K+ channels. Proc Natl Acad Sci USA. Nov;87(22):8903-7.

130. Storm JF. 1990. Potassium currents in hippocampal pyramidal cells. Prog Brain Res.;83:161-87. Review.

131. Strecker T, Heinemann U. 1993. Redistribution of K+ channels into dendrites is unlikely to account for developmental down regulation of A-currents in rat dentate gyrus granule cells.

132. Neurosci Lett. Dec 24;164(1-2):209-12.

133. Stringer JL, Williamson JM, Lothman EW. 1989. Induction of paroxysmal discharges in the dentate gyrus: frequency dependence and relationship to afterdischarge production. J Neurophysiol. Jul;62(1): 126-35.

134. Stuart GJ, Sakmann B. 1994. Active propagation of somatic action potentials into neocortical pyramidal cell dendrites. Nature. Jan 6;367(6458):69-72.

135. Talukder G, Harrison NL. 1995. On the mechanism of modulation of transient outward current in cultured rat hippocampal neurons by di- and trivalent cations. J Neurophysiol. Jan;73(1):73-9.

136. Tkatch T, Baranauskas G, Surmeier DJ. 1999. Kv3.4 channels may be responsible for spike broadening during burst firing in globus pallidus neurons. Society for Neuroscience Abstracts 25:179.17.

137. Tsaur ML, Sheng M, Lowenstein DH, Jan YN, Jan LY. 1992. Differential expression of K+ channel mRNAs in the rat brain and down-regulation in the hippocampus following seizures. Neuron. Jun;8(6): 1055-67.

138. Tempel BL, Papazian DM, Schwarz TL, Jan YN, Jan LY. 1987. Sequence of a probable potassium channel component encoded at Shaker locus of Drosophila. Science. Aug 14;237(4816):770-5.

139. Timpe LC, Schwarz TL, Tempel BL, Papazian DM, Jan YN, Jan LY. 1988. Expression of functional potassium channels from Shaker cDNA in Xenopus oocytes. Nature. Jan 14;331(6152):143-5.

140. Trudeau MC, Warmke JW, Ganetzky B, Robertson GA. . 1995. HERG, a human inward rectifier in the voltage-gated potassium channel family. ScienceJul 7;269(5220):92-5.

141. Vega-Saenz de Miera E, Rudy B. 1992. Modulation of K+ channels by hydrogen peroxide. Biochem Biophys Res Commun. Aug 14;186(3):1681-7.

142. Vega-Saenz de Miera E, Moreno H, Fruhling D, Kentros C, Rudy B. 1992. Cloning of Shlll (Shaw-like) cDNAs encoding a novel high-voltage-activating, TEA-sensitive, type-A K+ channel. Proc R Soc Lond В Biol Sci. Apr 22;248(1321):9-18.

143. Villarroel A, Schwarz TL. 1996. Inhibition of the Kv4 (Shal) family of transient K+ currents by arachidonic acid. J Neurosci. Apr 15;16(8):2522-32.

144. Vogt W. 1995. Oxidation of methionyl residues in proteins: tools, targets, and reversal. Free Radic Biol Med. Jan;18(1):93-105. Review.

145. Wang H, Kunkel DD, Martin TM, Schwartzkroin PA, Tempel BL. 1993. Heteromultimeric K+ channels in terminal and juxtaparanodal regions of neurons. Nature. Sep 2;365(6441):75-9.

146. Wei A, Solaro C, Lingle C, Salkoff L. 1994. Calcium sensitivity of BK-type KCa channels determined by a separable domain. Neuron. Sep;13(3):671-81.

147. Weiser M, Vega-Saenz de Miera E, Kentros C, Moreno H, Franzen L, Hillman D, Baker H, Rudy B. Differential expression of Shaw-related K+ channels in the rat central nervous system. J Neurosci. 1994 Mar;14(3 Pt 1):949-72.

148. White JA, Alonso A, Kay AR. 1993. A heart-like Na+ current in the medial entorhinal cortex. Neuron. Dec; 11 (6): 1037-47.

149. Yu W, Xu J, Li M. 1996. NAB domain is essential for the subunit assembly of both alpha-alpha and alpha-beta complexes of shaker-like potassium channels. Neuron. Feb;16(2):441-53.

150. Yuste R. 1997. Potassium channels. Dendritic shock absorbers. Nature. Jun 26;387(6636):851, 853.

151. Zagotta WN, Hoshi T, Aldrich RW.1990. Restoration of inactivation in mutants of Shaker potassium channels by a peptide derived from ShB. Science. Oct 26;250(4980):568-71.

152. Zbicz KL, Weight FF. 1985. Transient voltage and calcium-dependent outward currents in hippocampal CA3 pyramidal neurons. J Neurophysiol. Apr;53(4): 1038-58.

153. Zhang L, McBain CJ. 1995. Voltage-gated potassium currents in stratum oriens-alveus inhibitory neurones of the rat CA1 hippocampus. J Physiol. Nov 1;488 ( Pt 3):647-60.