Антиокислительные системы лишайников

Котлова, Екатерина Робертовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Антиокислительные системы лишайников
ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Антиокислительные системы лишайников"

РГо ОД

2 9 ¿яг 71Р.1

На правах рукописи

КОТЛОВА Екатерина Робертовна

АНТИОКИСЛИТЕЛЬНЫЕ СИСТЕМЫ ЛИШАЙНИКОВ

03.00.12 - физиология растений 03.00.24 - микология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Санкт-Петербург - 2000

Работа выполнена в Ботаническом институте им. В. Л. Комарова РАН, Институте экологии Волжского бассейна РАН и-Биологическом НИИ Санкт-Петербургского государственного университета.

Научные руководители: доктор биологических наук,

старший научный сотрудник Шапиро И. А.

кандидат биологических наук, старший научный сотрудник Синютина Н. Ф.

Официальные оппоненты:

Ведущая организация:

доктор биологических наук, профессор Феофилова Е. П.

доктор биологических наук, профессор Чиркова Т. В.

Институт физиологии растений им. К. А. Тимирязева РАН

/У/г

Защита состоится « » 2000 г. на заседании диссерта-

ционного совета К 002.46.01 по защите диссертаций на соискание ученой степени кандидата биологических наук при Ботаническом институте им. В. Л. Комарова РАН по адресу: 197376 Санкт-Петербург, ул. Проф. Попова, 2.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Ботанического института им. В. Л. Комарова РАН.

Автореферат разослан « » 2000 г.

Ученый секретарь диссертационного совета, кандидат биологических наук МЧЬ^ХлЯ Юдина О. С.

ЕШС -41 0

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы. Известно, что защитные механизмы древних групп организмов (бактерий, грибов, водорослей и др.) не уступают по сложности защитным системам цветковых растений (Каратыгин, 1993). В то же время для них характерно наличие целого ряда многообразных специфических элементов, позволяющих им адаптироваться и успешно конкурировать с более продвинутыми в эволюционном плане организмами (Телитченко, Остроумов, 1990; Таке(1а е1 а1., 1998). Однако современные знания в области биохимической экологии низших растений и грибов весьма фрагментарны. До сих пор остается много вопросов в понимании механизмов регуляции, обеспечивающих взаимодействие этих групп живых организмов друг с другом, а также с высшими растениями и животными. Недостаточно известно, насколько велик и многообразен потенциал их влияния (за счет разнообразных экзогенных метаболитов) на состояние воды и почвы. Весьма ограничены знания о функциональной активности многих конкретных классов соединений, найденных в составе водорослей и грибов.

Особый интерес в плане изучения данной проблемы представляют симбиотические организмы, сохраняющие стабильность на протяжении многих лет. Длительное сосуществование в единой ассоциации свидетельствует об эффективности их защитных систем. С этой точки зрения изучение антиокислительных систем лишайников - древнего симбиоза между аскомицетами (реже базидиомицетами), зелеными водорослями и/или цианобактериями, представляет несомненный теоретический и практический интерес. Однако трудности, связанные с получением изолированных лишайниковых симбионтов, до настоящего времени тормозили развитие исследований в этой области.

В настоящее время достигнуты значительные успехи в области экспериментальной лихенологии. Однако биохимические основы взаимодействия симбионтов в талломе лишайника остаются не выясненными. Предполагают, что для лишайниковой ассоциации, в которой микобионт постоянно контактирует со многими особями одноклеточных водорослей-хозяев, характерны те же неспецифические реакции, что и для типичной паразитарной системы (Голубкова, 1993; АЬтаёрап, 1993). В частности, взаимодействие организмов в такой системе сопровождается генерацией

активированных кислородных метаболитов (АКМ),* которые образуются в результате действия ряда веществ, продуцируемых патогеном (Goodman, 1994; Hippeli et al., 1999), а также в ходе защитных реакций хозяина (Elstner, Osswald, 1994; Mechdy, 1994). В связи с этим нами была выдвинута гипотеза о том, что эволюционный успех лишайникового симбиоза объясняется еще и тем, что в этой высокоспециализированной ассоциации сформировались надежные и эффективные системы детоксикации АКМ.

У живых организмов существуют две принципиальные стратегии (действующие независимо или в комбинации), обеспечивающие защиту от окислительного повреждения, вызванного действием АКМ (Cumming, Taylor, 1990). Первая включает изменение молекулярного состава мембран, что влечет за собой изменение проницаемости и, соответственно, доступности клеточных компонентов для токсичных продуктов. Вторая основана на активации систем, обеспечивающих химическую детоксикацию АКМ и свободных органических радикалов. Изучению реализации данных стратегий у симбионтов лишайников и посвящено наше исследование.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы являлось выяснение состава и функциональных особенностей антиокислительных систем лишайниковых симбионтов в норме и в условиях АКМ-индуцированного свободнорадикального окисления. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Получить фракции изолированных лишайниковых бионтов, максимально обогащенные интактными клетками.

2. Исследовать действие АКМ на состав и содержание мембранных глицеролипидов (ФЛ, ГЛ и ДГТС). В частности, изучить изменения в жирнокислотном составе липидов в ответ на действие прооксиданта.

3. Выявить основные типы адаптивных перестроек в липидном компоненте мембран лишайниковых симбионтов. Определить их значение в общей устойчивости данных организмов к окислительному стрессу.

* Принятые сокращения: АКМ - активированные кислородные метаболиты, АО - антиокси-дант, ВЭТСХ - высокоэффективная тонкослойная хроматография, ГЛ - гликолипиды, ДГДГ - дигалактозилдиглицерид, ДГТС - диацилглицерилтриметилгомосерин, ДФГ - дифосфати-дилглицерин, ЖК - жирные кислоты, ИН - индекс ненасыщенности, МГДГ - моногалакто-зилдиглицерид, ПОЛ - перекисное окисление липидов, с.м. - сухая масса, СОД - суперок-сиддисмутаза, СХДГ - сульфохиновозилдиглицерид, ТСХ - тонкослойная хроматография, у.е. - условные единицы, ФГ - фосфатидилглицерин, ФИ - фосфатидшшнозит, ФК - фосфа-тидная кислота, ФЛ - фосфолипиды, ФС - фосфатидилсерин, ФХ - фосфатидилхолнн, ФЭ -фосфатидилэтаноламин.

4. Составить представление о составе антиокислителышй системы низкомолекулярных веществ липидной фазы - карогиноидах и токоферолах. Оценить вклад данных соединений в устойчивость фото- и микобионтов к стрессовому воздействию.

5. Изучить, в сравнительном аспекте, действие АКМ на активность ферментов антиокислительной защиты.

6. В модельных экспериментах провести тестирование потенциальной антиокислительной активности наиболее распространенных лишайниковых веществ фенольной природы.

Научная новизна. В настоящей работе впервые осуществлен качественный и количественный анализ полярных липидов, токоферолов и каротиноидов изолированных лишайниковых симбионтов. Выявлены особенности в распределении данных соединений у симбиотических организмов.

В условиях окислительного стресса впервые изучен индивидуальный ответ каждого партнера лишайниковой ассоциации. Показано, что биохимическая адаптация мембранных структур у лишайниковых фотобионтов связана с поддержанием исходного состава липидов (в большей степени это характерно для зеленой водоросли), в то время как у микобионтов - с изменением липидного профиля.

Во всех лишайниковых симбионтах, как неспецифическая реакция на окислительный стресс, обнаружено увеличение содержания бетаинового липида - ДГТС. По-видимому, в условиях, когда образование ФХ ограничено, усиление синтеза ДГТС является компенсаторной реакцией, представляющей своеобразное приспособление древних групп живых организмов к существованию в стрессовых условиях.

Показано, что одной из адаптивных реакций цианобионта в ответ на окислительный стресс является дополнительный синтез кето-каротиноидов.

Впервые проведен сравнительный анализ потенциальной антиокислительной активности лишайниковых веществ. Показано, что наиболее эффективным АО является физодовая кислота.

Практическая значимость. Многие соединения растительного и грибного происхождения, в том числе препараты ферментов и их ингибиторов, физиологически активных липидов, полифункциональных веществ фенольной природы и др., находят широкое применение в различных отраслях промышленности и медицины. Полученные в ходе выполнения работы новые

сведения о липидах бетаинового типа, кето-каротиноидах, а также вторичных фенольных соединениях (депсидах и депсидонах) существенно расширяют наше представление о них, как о биологически активных веществах. Результаты исследования имеют практическую ценность для определения оптимальных условий культивирования бионтов с целью обеспечения максимального выхода данных соединений, что может быть полезно при решении ряда биотехнологических задач.

Данные по составу липидов и каротиноидов лишайниковых фотобионтов, характеризующихся относительной толерантностью к действию паразитических грибов, могут быть полезны при изучении проблем, связанных с устойчивостью растений к патогенам различной природы. В частности, обнаруженное нами высокое содержание зеаксантина, а также а-линоленовой кислоты в составе фосфолипидов лихенизированных водорослей может обуславливать их конституционную (или индуцированную) устойчивость.

Апробация работы. Результаты и основные положения диссертации доложены на 9-ом Баховском коллоквиуме по азотфиксации (Пущино, 1995), V и VI Молодежных конференциях ботаников в Санкт-Петербурге (Санкт-Петербург, 1995, 1997), Международной лихенологической школе «Биология и систематика лишайников и лихенофильных грибов» (Швеция, Уппсала, 1996), III Симпозиуме Международного лихенологического общества (Австрия, Зальцбург, 1996), IV Международном симпозиуме «Метаболизм растений в условиях глобального изменения и загрязнения окружающей среды» (Нидерланды, Эгмонд -аан-Зее, 1997), И(Х) Делегатском съезде Русского ботанического общества (Санкт-Петербург, 1998), IV Съезде Общества физиологов растений России (Москва, 1999), Международной конференции, посвященной 100-летию организации исследований по микологии и криптогамной ботанике в Ботаническом институте им. В. Л. Комарова РАН (Санкт-Петербург, 2000), а также на заседаниях Лихенологической секции РБО и научных семинарах лаборатории лихенологии и бриологии Ботанического института им. В. Л. Комарова РАН.

Работа была поддержана РФФИ (грант № 96-04-49783), ЮТАЯ (грант Лг° 97-30778) и грантами Администрации Санкт-Петербурга для студентов, аспирантов и молодых ученых в 1997 и 1999 гг.

Публикации. Основные положения диссертации опубликованы в 11 работах, в том числе 4 статьях.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из следующих разделов: введение, обзор литературы, материалы и методы исследования, результаты и обсуждение, заключение, выводы. Список литературы включает 613 наименований. Работа изложена на 199 страницах и иллюстрирована 50 рисунками и 17 таблицами.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ Материалы и методы.

Объекты исследования и постановка эксперимента.

Объекты исследования. Свежеизолированные симбионты лишайников Peltigera aphthosa (L.) Willd. - микобионт и фотобионт (зеленая одноклеточная водоросль Соссотуха sp.), и Р. canina (L.) Willd. - микобионт и фотобионт (цианобактерия Nostoc sp.). Данные виды лишайников являются наиболее удобным объектом и часто используются в экспериментальной лихенологии по следующим причинам: 1) относительно высокое содержание водорослевого (цианобактериального) компонента; 2) высокое, по сравнению с другими видами, содержание липидов, белков, пигментов; 3) относительно высокая скорость метаболических процессов, что дает возможность в лабораторных условиях проследить ход ответной реакции на то или иное воздействие. Образцы лишайников были собраны в экологически чистых районах Ленинградской и Новгородской областей в 1997—1999 гг.

Постановка эксперимента. Перед обработкой раствором АКМ-индуцирующего агента (FeS04-acKop6aT) проводили прединкубацию лишайников в небольшом объеме фосфатного буфера (pH 6.8) в климатической камере при температуре 10±1°С и постоянном освещении с целью восстановления физиологической активности. Затем буферный раствор заменяли на раствор окисляющего агента, содержащего 10 мМ FeS04 и 20 мМ аскорбиновой кислоты в соотношении 1:1 по объему (McKersie et al., 1990). Время инкубации в растворе FeS04-acKop6aTa (2 и 20 часов) было подобрано экспериментально. Контрольный и опытные образцы находились в климатической камере во влажном состоянии одно и то же время - 24 часа (контрольный - 24 часа в буферном растворе; опытные - 22 часа в буферном растворе и 2 часа в растворе окислителя, или 4 часа в буферном растворе и 20 часов в растворе окислителя). После инкубации сразу же проводили изоляцию симбионтов.

Изоляция лишайниковых симбионтов выполнялась с помощью центрифугирования в градиенте плотности сахарозы по методу Е.А. Вайнштейн (1988) с некоторыми модификациями.

Методы исследования.

Анализ липидов и продуктов их окисления. Липиды экстрагировали из отмытых от сахарозы фракций лишайниковых симбионтов по методу Блайя и Дайера (Bligh, Dyer, 1959).

Для выделения фракций ФЛ, ГЛ и ДГТС применяли адсорбционную колоночную хроматографию (Кейтс, 1975). Индивидуальные компоненты фракций полярных липидов анализировали методом ВЭТСХ на пластинах со слоем микрофракционированного силикагеля, закрепленного золем кремневой кислоты (Беленький и др., 1984). Разделение ФЛ проводили по методу Васьковского (Vaskovsky, Terekhova, 1979) с модификациями в двух системах растворителей: хлороформ-метанол-толуол-28% аммиак (65:30:10:6 по объему) - первое направление, и хлороформ-метанол-толуол-ацетон-уксусная кислота-вода (70:30:10:5:4:1 по объему) - второе направление. ГЛ разделяли, используя одномерную ВЭТСХ в системе растворителей ацетон-бензол-вода (90:30:8 по объему) (Бычек, 1995). Липиды идентифицировали, используя стандартные свидетели и специфические реагенты на отдельные функциональные группы. Содержание ФЛ определяли по методу Васьковского (Vaskovsky et al., 1975), ГЛ - по методу Радина (Radin et al., 1955) с модификациями (Бычек, 1995), ДГТС - по методу Кабары и Чена (Kabara, Chen, 1976).

Определение относительного содержания гидроперекисей в липидных препаратах проводили с использованием УФ-спекгрофотометрии (Klein, 1970). Модификация метода заключалась в проведении дополнительной очистки липидных препаратов с использованием колоночной хроматографии и двумерной ВЭТСХ.

Метанолиз ЖК проводили по методу Конкони (Conconi et al., 1996). Полученные растворы метиловых эфиров ЖК в гексане подвергали дополнительной очистке с помощью одномерной ТСХ в системе растворителей гексан-диэтиловый эфир-уксусная кислота (80:20:1 по объему). Разделение метиловых эфиров ЖК проводили на хроматографе Chrom-5 (Чехия) с пламенно-ионизационным детектором в металлических колонках длиной 3.5 м с внутренним диаметром 3 мм. В качестве стационарной фазы использовали 15% карбовакс 1500 на хроматоне (N-AW-DMCS) с размером частиц 0.20—0.25

мм (Chemapol). Скорость потока газа-носителя (гелия) - 40 мл мин1. Разделение проводили в изотермическом режиме при температуре термостата колонок 180°С. ЖК идентифицировали, сравнивая относительное время удерживания полученных пиков со стандартами, а также на основе графиков зависимости логарифма относительного времени удерживания ЖК от числа атомов углерода в их молекулах (Кейтс, 1975). Для уточнения результатов по содержанию двойных связей в молекуле ЖК, газо-жидкостную хроматографию комбинировали с AgNC^-TCX разделением метиловых эфиров ЖК. Относительное содержание ЖК в пробе (в % от общего количества ЖК) рассчитывалось автоматически на интеграторе CI-100. Индекс ненасыщенности вычисляли по формуле:

„„ +(5>Си)х2 + (5>Сот)ХЗ + (5>С№4)Х4

tin =-- --------------- -------

100%

Анализ токоферолов. Экстракцию токоферолов из фракций, обогащенных водорослями, цианобактериями и грибами, проводили по единой методике (DaSilva, Englund, 1974). Разделение токоферолов осуществляли методом ВЭТСХ на пластинах Merck 10x10 (F254 с флуоресцентным слоем) в системе растворителей диэтиловый эфир-петролейный эфир (40—70°С) (1:4 по объему) (Whittle, Pennock, 1967). Для определения содержания токоферолов в образцах использовали метод K.J. Whittle и J.F. Pennock (1967) с модификациями (Aratani etal., 1973).

Анализ каротиноидов. Экстракцию пигментов из фракций, обогащенных водорослями, грибами и цианобактериями, проводили по единой методике (Корнюшенко, 1970). Для фракций микобионтов и цианобактерий, анализируемых методом ВЭТСХ, применяли дополнительную процедуру омыления пигментного экстракта по методу Гудвина (Goodwin, 1955) с модификациями (Layug et al., 1995). Разделение каротиноидов зеленой водоросли Соссотуха sp. выполняли с помощью ТСХ в системе растворителей: бензин-ацетон-хлороформ (10:10:8 по объему) (Корнюшенко, 1970). Разделение пигментов микобионтов и цианобактерии Nostoc sp., в состав которой входят кето-каротиноиды, проводили методом ВЭТСХ в системе растворителей: толуол-петролейный эфир-ацетон (20:5:4 по объему). Идентификацию пигментов осуществляли с учетом спектров поглощения в различных растворителях, сравнения Rf и кохроматографирования с имеющимися стандартами. Количественное определение каротиноидов проводили спектрофотометрическим методом (Бажанова и др., 1964).

Определение активности ферментов антиокислителыюй защиты. Определение активности СОД проводили с использованием нитросинего тетразолия (Giannopolitis, Ries, 1977), гваяколпероксидазы - по методу Амако (Amako et al., 1994) с модификациями. Белок определяли по методу Лоури (Lowry et al., 1951).

Антиокислительную активность лишайниковых веществ определяли на модели сопряженного окисления ß-каротина и смеси ЖК льняного масла в диффузионной области (Mehla, Zayas, 1995).

Статистическую обработку результатов проводили ло стандартным методикам (Зайцев, 1984). Количество независимых биологических повторностей - от 3 до 5. Полученные данные выражали в виде средней арифметической и ошибки средней арифметической. Достоверность различий между результатами серий опытов оценивали по критерию Стьюдента t при доверительном уровне Pj = 95%.

Результаты и обсуждение

Результаты разделения симбионтов лишайников. Получение

фракций, обогащенных грибами, водорослями и цианобактериями.

Попытки получить фракции отдельных симбионтов предпринимались неоднократно (Marti, 1985; Yamamoto et al., 1987; Ahmadjian, 1993 и др.). Однако большая часть методов, используемых в практике лихенологических исследований, предложена для получения отдельных особей одноклеточных водорослей или фрагментов грибных гиф для последующего выращивания на питательной среде. Учитывая тот факт, что перевод клеток в культуру и последующий питательный стресс резко меняет активность и направленность метаболических процессов симбионтов (Smith, Douglas, 1987; Вайнштейн, 1990), данный метод не мог быть использован для решения поставленных в нашем исследовании задач. Достоверно оценить ответ каждого из бионтов на окислительный стресс, которому он был подвергнут будучи членом ассоциации (как это происходит в естественных условиях), возможно только с использованием свежеизолированных фракций бионтов.

В данном исследовании для получения свежеизолированных фракций бионтов был использован метод центрифугирования в градиенте плотности сахарозы (Вайнштейн, 1988). Введение ряда модификаций позволило усовершенствовать данный метод и получить фракции бионтов с большим числом интактных клеток. Так, фракция, обогащенная фотобионтом Соссотуха

sp., содержала 98—99% неповрежденных водорослевых клеток. Фракция микобионта Peltigera aphthosa включала 42—46% пигментированных гиф и 50—54% бесцветных гиф, Р. canina - соответственно 36—40% и 58—62%. Примесь фотобионта составляла не более 1 % в обоих случаях.

В настоящее время еще не разработан эффективный метод количественного выделения цианобионтов из талломов лишайников. Трудности, возникающие при выделении цианобактерий, связаны с особенностями их анатомического строения (например, отсутствие прочной клеточной стенки). Поэтому при гомогенизации лишайникового таллома происходит не только дезинтеграция многоклеточного Nostoc sp. на отдельные клетки, но и разрушение большей их части. Во фракции Nostoc sp., используемой в данном исследовании, интактные клетки цианобактерий составляли 30—34% от суммы всего выделенного материала, примесь грибных гиф - 8—10%, неидентифицированный материал (субклеточные элементы обоих симбионтов) - 60—65%.

Таким образом, анализ фракций, обогащенных лишайниковыми бионтами, показал, что препараты Соссотуха sp. и микобионтов лишайников Peltigera aphthosa и Р. canina - сравнительно чистые и могут быть использованы в биохимических исследованиях без каких-либо ограничений. Что касается препарата Nostoc sp., то он является фракцией лишь частично обогащенной цианобионтом. Данный факт учитывался при интерпретации результатов биохимических исследований.

Мембранные липиды симбионтов лишайников в норме и в условиях

окислительного стресса.

Состав индивидуальных ФЛ Анализ количественного содержания ФЛ во фракции, обогащенной Соссотуха sp. показал, что в клетках этой зеленой водоросли доминирует ФГ (табл. 1). Затем, в порядке убывания, следуют ФХ и ФЭ. К минорной фракции относятся ФИ и ФС (присутствие ФС у зеленых водорослей некоторые авторы предлагают рассматривать в качестве хемотаксономического признака). Кроме вышеперечисленных ФЛ в контрольных образцах Соссотуха sp. были обнаружены следовые количества ДФГ и ФК, а также неидентифицированный липид (при хроматографическом разделении обладал наименьшей подвижностью в первом направлении и не давал реакции на фосфор, холин, сахара и первичную аминогруппу). Наряду с

ФЛ в клетках Соссотуха sp. присутствует бесфосфорный полярный бетаиновый липид ДГТС.

Анализ ФЛ во фракции, обогащенной Nostoc sp., выявил наличие не только типичного для полярных липидов цианобактерий ФГ, но также ФХ и ФЭ (табл. 1). Согласно литературным данным, основными полярными липидами мембран цианобактерий являются МГДГ, ДГДГ, СХДГ, а также ФГ (Nichols, 1970; Murata et al., 1992 и др.). В то же время у некоторых видов, наряду с вышеперечисленными липидами, были обнаружены ФХ и ФЭ, причем содержание этих соединений возрастало при недостатке света (Sallal et al., 1987; Taranto et al., 1993). Относительно высокое содержание ФХ и ФЭ, обнаруженное нами во фракции цианобионта, также может быть обусловлено недостатком света, который испытывает популяция Nostoc sp. в талломе лишайника. Другое возможное объяснение присутствия ФХ и ФЭ - загрязнение препарата Nostoc sp. микобионтом.

Анализ ФЛ двух различных микобионтов, выделенных из лишайников Р. aphthosa и Р. canina выявил высокую степень сходства в распределении индивидуальных классов ФЛ (табл. 1). У обоих микобионтов доминирующая фракция представлена ФЭ. Кроме того, в клетках грибных компонентов присутствовуют ФХ, ФИ, ДФГ, а также, в качестве минорных компонентов, ФС, ФГ и ФК. Согласно литературным данным, многие свободноживущие грибы кроме вышеперечисленных ФЛ часто содержат сфингозинфосфатиды, в частности сфингомиелин (Капич, Шишкина, 1993; Феофилова, Кузнецова, 1996). Однако в исследованных нами микобионтах сфингомиелин не был обнаружен.

Изменения в составе индивидуальных ФЛ в ходе АКМ-индуцированного окислительного стресса. Одной из основных задач исследования являлось выяснение особенностей ответных реакций симбионтов на воздействие прооксиданта. В частности, имеют ли место адаптивные перестройки липидного компонента мембран в ходе развития АКМ-индуцированного свободнорадикального окисления.

Было установлено, что лишайниковые бионты проявляют определенную специфичность ответа на действие стрессора (табл. 1). В клетках зеленой водоросли Соссотуха sp. происходит статистически значимое увеличение содержания фракций ФЭ и ФГ. Увеличение количества ФГ может иметь адаптивное значение. Предполагают, что ФГ выполняет в клетке роль функционального эффектора, обеспечивающего оптимальную конформацию

полипептида Dl в фотосистеме II (Kruse, Schmid, 1995). Возможно, дополнительный синтез ФГ - необходимый этап в формировании новых комплексов фотосистемы И, активность которой имеет особое значение в стрессовых условиях.

Таблица 1. Влияние АКМ, индуцированных FeS04-aCK0p6aT0M, на содержание основных ФЛ у симбионтов лишайников Peltigera aphthosa и Р. canina.

Объект Лппид Время ннкубации в растворе FcSO,i-acKop6aTa

0(контроль) 2 часа 20 часов

Фракция, ФХ 23.0+2,2 а 19.8+2.4 а 33.1+4.4 а

обогащенная (647.6+61.1) (559.1+66.2) (934.3+124.4)

Соссотуха sp. ФЭ 15.6±1.3 а 18.0+1.5 а 27.9+2.0 б

(410.0+33.9) (473.1+39.5) (731.9+52.9)

ФГ 26.5±0.4 а 26.0+2.3 а 42.2+3.6 6

(721.0+11.3) (708.8+62.1) (1149.0+97.5)

ФИ+ФС 10.4+0.8 а 7.6+0.9 а 10.0+1.3 а

(298.9±22.5) (219.7+26.5) (288.1+38.1)

Фракция, ФХ 6.5±0.5 а 5.0+0.7 а 5.6+0.8 а

обогащенная (180.0+14.7) (139.0+20.3) (152.1+21.3)

Nostoc sp. ФЭ 9.2+0.6 а 7.1+0.6 а 7.1+0.5 а

(238.6+15.8) (181.4+16.6) (179.6+11.9)

ФГ 16.2+0.8 а 11.0+0.7 6 9.2+0.5 б

(436.5+20.8) (294.8+18.6) (241.6+12.7)

Фракция, ФХ 2.4+0.1 а 1.8+0.1 б 3.1+0.2 в

обогащенная (67.6+2.7) (51.5+2.1) (84.7+4.5)

микобионтом ФЭ 3.4+0.3 а 2.1+0.1 б 1.9+0.1 в

Р. aphthosa (88.2+7.0) (55.5+1.1) (48.1+1.3)

ДФГ 0.9+0.1 а 1.0+0.1 а 1.3+0.1 б

(31.4+1.6) (31.7+1.2) (42.4+2.4)

ФИ+ФС 1.6+0.1 а 1.1+0.1 б 1.5+0.1 а

(46.8+3.0) (32.0+0.9) (42.7+2.5)

Фракция, ФХ 2.7+0.2 а 2.2+0.1 а 2.4+0.1 а

обогащенная (75.1+4.6) (60.2+1.5) (66.2+1.7)

микобионтом ФЭ 3.6+0.2 а 2.7+0.2 б 2.7+0.2 б

Р. canina (93.9+4.3) (69.6+4.3) (71.2+3.8)

ДФГ 0.8+0.1 а 0.9+0.1 а 0.9+0.1 а

(25.4+1.2) (28.7+1.2) (30.3+1.6)

ФИ+ФС 1.4+0.1 а 1.2+0.1 а 1.1+0.1 а

(39.3+3.0) (33.3+1.6) (32.6+1.3)

Примечание: данные выражены в мкг липидного Р г 1 с.м. и в мкг г 1 с.м. (в круглых скобках); достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

Во фракции, обогащенной Л'оя/ос эр., только изменения ФГ достоверно отражают действие окислительного стресса на ФЛ цианобионта (наличие ФХ и ФЭ, возможно, связано с загрязнением фракции микобионтом). Согласно

полученным результатам, количество ФГ уменьшается в ходе свободнорадикального окисления.

3000

2000 ,

1000

40 400

300

20 200

К 2 ч 20 ч

2 ч 20 ч

20 80

б : 10

К 2 ч 20 ч в

К 2 ч 20 ч

Рис. 1. Изменение содержания ДГТС, мкг г-1 с.м. (левая шкала) и % от суммы полярных липидов - ФЛ и ДГТС (правая шкала), в ходе окислительного стресса, индуцированного FeSCU-acKopöaTo.w. А. Фракция, обогащенная Соссотуха sp. Б. Фракция, обогащенная Nostoc sp. В. Фракция, обогащенная микобионтом Peltigera aphthosa. Г. Фракция, обогащенная микобионтом Р. canina. Достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

Действие АКМ на содержание ФЛ в грибных компонентах выразилось в изменении липидного профиля. На фоне снижения содержания ФЭ увеличивается относительный вклад ФХ. В наибольшей степени эта тенденция характерна для микобионта Р. aphthosa. Поскольку ФХ является не только субстратом окисления, но и, в определенных случаях, проявляет

антиокислительную активность (Бурлакова, Храпова, 1985; Сторожок, 1997), постепенная замена легкоокисляемого ФЭ на ФХ может создавать условия для торможения свободнорадикальпых окислительных процессов. Подобные перестройки в составе ФЛ в ответ на действие различных стрессовых факторов неоднократно отмечались и у свободноживущих мицелиальных грибов, что, по-видимому, является одной из важнейших адаптивных реакций этих организмов (Феофилова и др., 1987).

Было установлено, что у всех изученных лишайниковых симбионтов свободнорадикальное окисление индуцирует неспецифическое увеличение содержания ДГТС (рис. 1). Согласно литературным данным, образование ДГТС, являющегося «древним» бесфосфорным аналогом ФХ, идет независимо от синтеза основных ФЛ (Нобпапп, ЕкИепЬе^ег, 1996). Поэтому в стрессовых условиях, когда синтез ФЛ, в том числе процесс метилирования ФЭ до ФХ, ограничен, образование ДГТС может являться своеобразной компенсаторной реакцией. Кроме того значение ДГТС может возрастать при недостатке фосфора, что также важно в стрессовых условиях, когда расход этого элемента резко увеличивается. Данные нашего исследования, свидетельствующие об активации синтеза ДГТС в ответ на действие прооксиданта, позволяют высказать предположение о наличии у грибов и криптогамных растений специфического механизма адаптации - увеличение роли «древних» путей синтеза полярных липидов в условиях стресса.

Состав ЖК фракции ФЛ и ДГТС. Интенсивность процесса ПОЛ во многом связана с составом ЖК мембранных липидов - основного субстрата свободнорадикального окисления. В этой связи изучение особенностей состава ЖК симбионтов представляет особый интерес.

В составе ЖК суммарной фракции ФЛ и ДГТС Соссотуха эр. обнаружены насыщенные, мононенасыщенные и полиненасыщенные ЖК, содержащие от 12 до 20 атомов углерода (табл. 2). Идентифицированы ЖК с нечетным числом атомов углерода. Определение относительного содержания ЖК показало, что во фракции ФЛ и ДГТС преобладают полиненасыщенные кислоты С]8 ряда. Характерной особенностью является высокое содержание С]8:з кислоты. Возможно, высокий уровень а-линоленовой кислоты в составе ФЛ и ДГТС Соссотуха Бр. является проявлением изменений в метаболизме ЖК в ответ на действие микобионта. Отмеченная закономерность может объясняться участием а-линоленовой кислоты в образовании жасмоната -

сигнального соединения, играющего ключевую роль в патоген-индуцированной защитной реакции (Murphy, Piffanelli, 1998; Nishiuchi, Iba, 1998).

Таблица 2. Влияние АКМ, индуцированных FeS04-acKop6aTOM, на относительное содержание ЖК (% от суммы ЖК фракции ФЛ и ДГТС) у фотобионтов Peltigera aphthosa и Р. canina.

ЖК Фракция, обогащенная Соссомуха sp. Фракция, обогащенная Nostoc sp.

Контроль 2 часа 20 часов Контроль 2 часа 20 часов

12:0 следы следы следы следы 1.810.1 а 3.610.1 6

14:0 0.8+0.1 а 0.7+0.1 а 0.810.1 а 2.110.1 а 3.9+0.2 б 7.610.1 в

14:1 следы следы следы следы следы следы

15:0 0.8+0.1 а 0.510.1 а 0.610.1 а 0.7+0.1 а 3.8+0.2 6 4.110.4 6

X, следы следы - 1.4+0.1 а 3.3+0.2 б 2.710.2 б

16:0 24.6+1.5 а 23.5+1.5 а 23.910.8 а 34.810.8 а 33.711.4 а 34.8+1.2 а

16:1 2.2±0.1 а 2.4+0.2 а 2.6+0.2 а 12.010.8 а 12.310.3 а 14.7+1.1 а

х2 3.1+0.3 а 3.4+0.2 а 2.4±0.3 а - - -

Х3 1.210.1 а 1.0+0.1 а 1.210.1 а - - -

17:1 3.410.3 а 3.010.1 а 4.010.3 а - - -

18:0 2.110.1 а 1.510.2 а 2.1+0.3 а 3.1+0.2 а 2.410.2 а 1.110.1 б

18:1 10.9+0.5 а 8.3+0.5 б 7.910.6 б 15.410.9 а 11.4+0.2 6 8.710.7 в

18:2 18.1+0.7 а 21.3+0.6 6 17.310.9 а 12.2Ю.6 а 10.5+0.4 а 7.710.3 6

18:3 29.711.1 а 30.710.6 а 35.011.1 б 15.3+1.0 а 14.510.7 а 14.0+0.3 а

20:0 следы следы следы следы следы следы

20:2 следы следы следы следы следы следы

20:3 следы следы следы - - -

20:4 0.810.1 а 1.210.1 а 1.910.2 6 1.710.2 а 1.2+0.1 а следы

Х4 следы следы следы - - -

ИН 1.4510.04 а 1.53+0.03 а 1.6210.05 а 1.0510.05 а 0.9310.02 а 0.82+0.01 б

Примечание: Хм - неидентифицированные ЖК; следы - значение меньше 0.5%; достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

Среди ЖК, идентифицированных во фракции, обогащенной Nos toc sp., преобладают кислоты С1б ряда - пальмитиновая и пальмитолеиновая (табл. 2). Кроме того были обнаружены C]S:0, C!S:¡, C¡^.2 и С18:3 кислоты, а также минорные короткоцепочечные (Ci2:0, Ci4:0> Сын) и длинноцепочечные (С2о:о, С2о:2, С2о:4) ЖК. Согласно многочисленным литературным данным, свободноживущие цианобактерии не содержат ЖК с длиной цепи выше 18 атомов углерода, поэтому присутствие длинноцепочечных ЖК во фракции, обогащенной Nostoc sp., может объясняться загрязнением препарата цианобионта фрагментами грибных гиф. В то же время, следует отметить, что в ряде симбиотических цианобактерий длинноцепочечные кислоты были обнаружены. Например, было показано, что цианобактериальные симбионты водного папоротника Azolla содержат С20:0, С20:2 и С2сы кислоты (Caudales et al., 1992, 1995), а цианобионты

беспозвоночных животных - С20А кислоту (Zimmerman et al., 1989). Таким образом, цианобионт лишайника имеет тот же состав ЖК, что и свободноживущие цианобактерии, однако вопрос о принадлежности длинноцепочечных ЖК остается открытым и требует дальнейших исследований.

Таблица 3. Влияние АКМ, индуцированных FeSC>4-acK0p6aT0M, на относительное содержание ЖК (% от суммы ЖК фракции ФЛ и ДГТС) у микобионтов Peltigera aphlhosa и Р. canina.

Фракция, обогащенная микобиоитом Фракция, обогащенная микобионтом

ЖК Р. aphthosa Р. canina

Контроль 2 часа 20 часов Контроль 2 часа 20 часов

12:0 следы 0.6+0.1 а 0.8+0.1 а следы следы 1.010.1

13:0 1.2±0.1 а 0.6+0.1 б 1.1+0.1 а следы следы следы

14:0 2.4±0.2 а 1.7±0.1 а 3.7±0.3 б 2.6+0.2 а 1.910.1 а 2.810.2 а

15:0 1.1+0.1 а 0,6+0.1 б 1.2+0.1 а 2.1+0.1 а 1.1±0.1 б 1.5+0.1 б

15:1 следы - - 1.4+0.1 а 1.2+0.1 а следы

X] следы следы следы следы следы следы

х2 следы следы следы 1.5+0.1 а 0.9+0.1 б 1.3+0.1 а

16:0 26.0+1.1 а 31.4+1.1 б 42.7±2.4 в 27.9+1.7 а 32.7±2.3 а 27.5+1.4 а

16:1 9.7±0.7 а 6.5±0.4 б 5.9+0.6 б 9.2+0.8 а 8.5±0.6 а 11.010.9 а

Х3 следы следы следы 1.4+0.1 следы следы

Х4 следы следы следы - - -

17:0 0.8+0.1 а следы 2.5±0.3 б следы 1.8+0.1 следы

17:1 2.0±0.3 а 0.6+0.1 б 0.7+0.1 б - - -

18:0 9.8+1.0 а 24.2+2.2 б 10.0±1.2а 10.8±0.6 а 8.1±0.5 б 7.8+0.7 б

18:1 11.2+1.3 а 8.3+0.8 а 12.4±1.4 а 12.2+1.2 а 15.8±1.2 а 23.711.9 6

18:2 17.0±1.7 а 10.5±0.8 б 8.5±0.6 б 18.1+0.8 а 14.5±0.7 б 14.0+0.9 б

18:3 12.3+1.1 а 8.3+0.5 б 1.7+0.2 в 5.7+0.4 а 8.9+0.5 б 6.510.3 а

20:0 следы 1.4+0.2 а 0.9+0.1 а 0.7+0.1 следы следы

20:1 следы следы 0.8±0.1 следы следы следы

Х5 - следы 1.8+0.2 - - -

20:2 1.1+0.2 а 1.0+0.1 а следы 1.2+0.1 а 1.5±0.1 а следы

20:4 2.4+0.2 а 1.5+0.1 б 1.8+0.1 б 2.8+0.2 а 2.410.2 а следы

ИН 1.05±0.05 а 0.69±0.04 б 0.49+0.02 в 0.90±0.02 а 0.9410.02 а 0.8210.02 б

Примечание: см. примечание к табл. 2.

По составу жирных кислот микобионты лишайников Р. aphthosa и Р. canina, как и в случае индивидуальных ФЛ, отличаются друг от друга незначительно (табл. 3). Их основными ЖК являются Ci6:0,Ci8;0, Ci8:i, C¡8:2 и С18:3. В качестве минорных компонентов содержатся короткоцепочечные ЖК (С 12:0 и С]4;о), КИСЛОТЫ С НеЧеТНЫМ ЧИСЛОМ атомов углерода (Ci3:0, Cl5:0> С 17:0 и др.) и длинноцепочечные ЖК, в частности, 2—3% арахидоновой кислоты.

Анализ ЖК фосфолипидов (вместе с ДГТС) выявил также одну характерную особенность, отличающую лишайниковые микобионты от других грибов. В составе грибных компонентов лишайников было обнаружено высокое содержание Сш кислот (около 9% для обоих микобионтов). Известно, что у нелихенизированных грибов их содержание не превышает 1—3% (Weete, 1980; Кузнецова, 1990; Дембицкий, Печенкина, 1991). В связи с этим необходимо отметить, что, согласно литературным данным, симбиотические грибы (например, микоризные) характеризуются рядом особенностей липидного метаболизма. Синтез липидов у этих организмов протекает лишь в клетках, контактирующих с корнями растений-хозяев. Возможно, часть ЖК транспортируется в мицелий непосредственно из клеток растений. При этом было показано, что доминирующей ЖК мицелия корневой зоны является Ci6;i кислота, содержание которой может достигать 80% от суммы всех жирных кислот (Bago et al., 1999; Pfeffer et al., 1999). Таким образом, можно предположить, что высокая концентрация пальмитолеиновой кислоты, зарегистрированная нами во фракциях, обогащенных микобионтами, обусловлена особенностями метаболизма липидов лихенизированных грибов, в частности возможным транспортом Ci6:i кислот из клеток фотобионтов.

Действие А КМ на состав ЖК фосфолипидов и ДГТС. Анализ действия АКМ на состав ЖК фосфолипидов и ДГТС фракции, обогащенной Соссотуха sp., выявил отсутствие каких-либо значительных изменений в составе ЖК этой симбиотической водоросли. Для выяснения сути процессов, протекающих в клетках Соссотуха sp. в ответ на действие прооксиданта, параллельно с исследованием изменения относительного содержания индивидуальных ЖК был проведен анализ продуктов их окисления (табл. 4). Согласно полученным данным, в первые часы воздействия АКМ относительное содержание гидропероксидов ЖК у водорослевого симбионта увеличивается на 14% по сравнению с контролем. Дальнейшая инкубация в растворе окислителя приводит к восстановлению исходного содержание ЖК с коньюгированными двойными связями. Учитывая характер воздействия АКМ на мембранные ФЛ и их ЖК, а также наблюдаемое к концу инкубации восстановление исходного уровня продуктов окисления ЖК, можно предположить, что в клетках Соссотуха sp. функционируют достаточно эффективные системы антиокислительной защиты и репарации поврежденных молекул. Однако имеющая место «стратегия поддержания исходного состояния», которое характеризуется высоким содержанием легкоокисляемых полиненасыщенных

ЖК, может оказаться неадекватной более продолжительному стрессовому воздействию и в дальнейшем привести к истощению ресурсов защитных систем с последующим необратимым повреждением мембранных липидов.

Таблица 4. Влияние АКМ, индуцированных FeSCVacKopöaTOM, на изменение индексов окисленности (7 и Г) ЖК фосфолипидов и ДГТС у симбионтов лишайников Peltigera aphthosa и Р. canina.

Объект Время инкубации в растворе FeSC>4-acKop6aTa

0 (контроль) 2 часа 20 часов

Фракция, обогащенная Соссотуха sp. 0.38±0.01 а (0.12±0.01 а) 0.45*0.01 б (0.14±0.01 а) 0.40±0.01 а (0.12±0.02 а)

Фракция, обогащенная Nostoc sp. 0.29±0.01 а (0.11±0.01 а) 0.38±0.01 б (0.12±0.01 а) 0.57±0.02 в (0.20±0.02 б)

Фракция, обогащенная микобионтом Р. aphthosa 0.26±0.02 а 0.37±0.01 б 0.51±0.03 в

Фракция, обогащенная микобионтом Р. canina 0.30±0.01 а 0.35±0.01 а 0.31±0.01 а

Примечание: / = ; в круглых скобках приводятся значения I' = 26 (284)"л' ; достоверно

^220и.ч ^220/ш

различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

В отличие от зеленой водоросли, изменения в составе ЖК во фракции, обогащенной Nostoc sp., носят гораздо более выраженный характер. В процессе инкубации в растворе окислителя происходит постепенное снижение уровня Ci8:i и Сi g-2 кислот (ИН уменьшается с 1.05 до 0.82) (табл. 2). Кроме того наблюдалось резкое увеличение относительного содержания короткоцепочечных ЖК (С^о.Си.о и С^о), что может быть связано с модификациями ЖК-синтазной системы в условиях окислительного стресса. Поскольку снижение степени ненасыщенности коррелирует с постепенным снижением абсолютного количества основного цианобактериального фосфолипида - ФГ (табл. 1), а также с увеличением уровня окисленности ЖК (табл. 4) можно утверждать, что в клетках Nostoc sp. происходит окислительная деградация части мембранных липидов.

Значительные изменения в составе ЖК мембранных ФЛ были отмечены у грибных компонентов лишайникового симбиоза. После 2 часов инкубации в растворе окислителя у микобионта Р. aphthosa наблюдалось снижение уровня большинства ненасыщенных ЖК, в том числе С^ь Cig:2 и Ci8:3. Поскольку этим данным соответствует уменьшение содержания липидного фосфора (табл. 1), а также увеличение концентрации продуктов окисления липидов (табл. 4), можно предположить, что снижение относительного содержания ненасыщенных ЖК

связано, в основном, с усилением процессов катаболизма, вызванных действием АКМ. С другой стороны, процессу деградации мембранных липидов может сопутствовать торможение синтеза ненасыщенных ацильных компонентов (например, вследствие ингибирования десатурации олеиновой и линолевой кислот). К концу инкубации у микобионта Р. aphthosa, несмотря на наметившееся восстановление исходного уровня большей части ФЛ (за исключением ФЭ), тенденция к уменьшение степени ненасыщенности ЖК сохраняется. Суммируя полученные данные, можно заключить, что антиокислительные системы микобионта Р. aphthosa менее эффективны по сравнению с системами, обеспечивающими защиту его фотобионта. Однако наблюдаемое к концу инкубации частичное восстановление большей части индивидуальных ФЛ, позволяет говорить о возможном усилении антиокислительного потенциала грибного компонента в ходе эксперимента.

У микобионта Р. canina изменения в составе ЖК носят иной характер. Несмотря на то, что в результате уменьшения относительного содержания линолевой и арахидоновой кислот у грибного компонента этого лишайника также снижается ИН, уровень насыщенных кислот меняется незначительно. В данном случае падение уровня полиненасыщенных ЖК происходит на фоне увеличения относительного содержания Ci8:i кислот. По нашему мнению, ответная реакция микобионта Р. canina имеет ряд преимуществ. С одной стороны, как и в случае Р. aphthosa, снижается относительное содержание легкоокисляемых ЖК, что замедляет процесс пероксидации. С другой стороны, физические характеристики мембран, ключевую роль в определении которых играет олеиновая кислота, изменяются в меньшей степени.

Таким образом, наблюдаемая в ходе эксперимента относительная стабильность состава ЖК, а также меньший, по сравнению с микобионтом Р. aphthosa, уровень деградации и пероксидации липидов, позволяют констатировать, что у грибного компонента Р. canina функционируют достаточно эффективные системы защиты от свободнорадикального окисления. Кроме того, поддержание уровня ПОЛ, близкого к стационарному, может быть связано со структурными перестройками ЖК фосфолипидов, в частности с увеличением относительного содержания моноеновых кислот на фоне уменьшения полиеновых (регуляция субстратом).

Состав индивидуальных ГЛ лишайниковых фотобионтов. Среди известных соединений этой группы у зеленой водоросли Соссотуха sp. были обнаружены МГДГ, ДГДГ, а также серосодержащий гликолипид - СХДГ (табл.

5). У цианобактериального бионта Nostoc sp. помимо вышеперечисленных ГЛ обнаружено еще одно соединение гликолипидной природы, при хроматографическом разделении локализующееся между МГДГ и ДГДГ. Наличие подобных соединений, принадлежащих большей частью к гетероцистным ГЛ, не раз отмечалось у свободноживущих цианобактерий (Nichols, Wood, 1968; Winkenbach et al., 1972).

Изменения в составе индивидуальных ГЛ в ходе АКМ-индуцированного окислительного стресса. Действие АКМ, индуцированных FeSO4-acKop6aT0M, проявляется в снижении содержания ДГДГ у обоих лишайниковых фотобионтов (табл. 5). Поскольку этот процесс идет параллельно с увеличением концентрации гидропероксидов ЖК (табл. 6) можно предположить, что одной из причин падения уровня ДГДГ является свободнорадикальное окисление. Кроме того, снижение содержания ДГДГ может быть обусловлено частичным подавлением его синтеза. По мнению J.L. Harwood (1998), эта реакция в первую очередь связана с ингибированием галактозадиацилглицерингалактозилтрансферазы, осуществляющей перенос галактозы на молекулу МГДГ.

Таблица 5. Влияние АКМ, индуцированных РеЭОд-аскорбатом, на содержание основных ГЛ у фотобионтов лишайников Peltigera aphthosa и Р. canina.

Объект Липид Время инкубации в растворе FcSOj-acKopúa ia

0 (контроль) 2 часа 20 часов

Фракция, обогащенная МГДГ 2.28±0.14 а 2.05±0.0б а 1.98±0.12 а

Соссотуха sp. (10.89±0.68) (9.77±0.26) (9.43±0.58)

ДГДГ 2.01±0.0б а 2.21±0.03 а 1.70±0.08 б

(5.69±0.16) (6.27±0.09) (4.81 ±0.21)

схдг 1.38±0.07 а 1.22±0.08 а 1.08±0.11 а

(7.08±0.36) (6.26±0.38) (5.53±0.54)

Фракция, обогащенная МГДГ 1.04±0.01 а 1.12±0.11 а 1.07±0.06 а

Nostoc sp. (4.86±0.04) (5.23±0.53) (4.99±0.28)

ДГДГ 0.69±0.03 а 0.51±0.04 б 0.47±0.04 б

(1.93±0.08) (1.43±0.12) (1.32±0.10)

схдг 0.37±0.03 а 0.39±0.02 а 0.41±0.04 а

(1.86±0.14) (1.96±0.12) (2.04±0.19)

Примечание: данные выражены в мг галактозы г 1 с.м. и в мг г 1 с.м. (в круглых скобках); достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

Необходимо отметить, что концентрация продуктов пероксидации ГЛ у эр. оставалась практически постоянной в течение всего эксперимента. Отсутствие неконтролируемого свободнорадикального окисления свидетельствует о том, что антиокислительные системы N05100 5р. достаточно

активны на данной стадии окислительного процесса. Можно сказать, что ЫозЮс ер. обладает определенным ресурсом АО, чтобы противостоять развитию ПОЛ на начальных этапах воздействия.

Таблица 6. Влияние АКМ, индуцированных ГеЬОгаскорбатом, на изменение индексов окисленности (/ и Г) жирных кислот гликолипидов у фотобионтов лишайников Peltigera aphthosa и Р. canina.

Объект Время инкубации в растворе FeS04-acKop6aTa

0 (контроль) 2 часа 20 часов

Фракция, обогащенная Соссотуха sp. 0.29+0.01 а (0.12±0.01 а) Q.31±0.01 а (0.13+0.01 а) 0.45±0.02б (0.19+0.01 б)

Фракция, обогащенная Nostoc sp. 0.40±0.01 а (0.12+0.01 а) 0.39±0.01 а (0.19+0.01 б) 0.41+0.02 а (0.23+0.01 б)

Примечание: см. примечание к табл. 4.

В ходе исследования было установлено, что основной ГЛ фотобионтов -МГДГ, относительно устойчив к действию прооксиданта. Подобная стабильность может объясняться особым положением этого липида в составе светособирающих комплексов фотосистемы II, где МГДГ непосредственно связан с пигментами виолаксантинового цикла, обладающими высокой антиокислительной активностью. По мнению ряда авторов, в условиях окислительного стресса пигменты виолаксантинового цикла защищают МГДГ и, опосредованно, связанные с ним хлорофилл-белковые комплексы от свободнорадикального окисления (Tardy, Havaux, 1997 и др.). Имеют ли место подобные реакции у лишайниковых фотобионтов было выяснено на следующем этапе исследования.

Антиокислительная система низкомолекулярных веществ липидной

фазы у симбионтов лишайников.

Каротиноиды лишайниковых симбионтов в норме и в условиях окислительного стресса. Было установлено, что симбиотическая зеленая водоросль Соссотуха sp. содержит комплекс каротиноидов, характерных для свободноживущих представителей отдела Chlorophyta (Thompson, 1996). Среди них: Р-каротин, лютеин, неоксантин и компоненты виолаксантинового цикла -виолаксантин и зеаксантин.

Во фракции, обогащенной Nostoc sp., были обнаружены пигменты, типичные для цианобактерий (Hirschberg, Chamovitz, 1994), в том числе ¡3-каротин, зеаксантин, а также кето-каротиноиды - эхиненон и кантаксантин.

Основной каротиноид этой симбиотической цианобактерии - эхиненон, составлял 57% от суммы идентифицированных нами каротиноидов, что согласуется с данными других исследователей, отмечавших высокое содержание этого пигмента в цианолишайниках из рода Peltigera (Leisner et al., 1994). Кроме того, во фракции Nostoc sp. присутствовали каротиноиды, близкие по своим хроматографическим характеристикам зеаксантину, но обладающие большей полярностью (о полярности каротиноидов судили по величине Rf). Поскольку их содержание было незначительным (около 3% от суммы каротиноидов), нам не удалось получить отчетливые спектры поглощения этих пигментов для идентификации.

Анализ состава каротиноидов микобионтов показал, что основным синтезируемым лихенизированными грибами соединением этой группы является ß-каротин.

У зеленой симбиотической водоросли Соссотуха sp. АКМ-индуцированное свободнорадикальное окисление вызывает значительное снижение и последующее восстановление содержания ß-каротина и, частично, неоксантина, при этом концентрация лютеина достоверно не изменяется (рис. 2). Кроме того, в ходе стрессовой реакции, происходит постепенное накопление зеаксантина. Увеличение содержания зеаксантина может свидетельствовать о превышении скорости прямой реакции виолаксантинового цикла (виолаксантин антераксантин —> зеаксантин), катализируемой дезэпоксидазой, над обратной, осуществляющейся при участии эпоксидазы (Маслова и др., 1996). Подобная картина наблюдается у фотосинтезирующих организмов, находящихся в условиях избыточного освещения, когда поглощение световой энергии хлорофиллом превышает ее использование при электронном транспорте в фотосистеме I ( Demmig-Adams et al., 1990b,с; Schubert et al., 1994). Необходимо отметить, что зеаксантин образуется не только в результате дезэпоксидации виолаксантина. Второй путь образования этого соединения -прямое гидроксилирование ß-каротина. Согласно литературным данным, в условиях избыточного освещения индукция синтеза зеаксантина непосредственно через ß-каротин резко усиливается (Depka et al., 1998). Возможно, подобная реакция имеет место и в случае индуцированного окисления у Соссотуха sp.

На основании данных, продемонстрировавших относительную устойчивость мембранных липидов (МГДГ, ФЛ и ДГТС) Соссотуха sp. к действию прооксиданта, было сделано предположение, что эта симбиотическая

водоросль обладает достаточно эффективными системами детоксикации АКМ. Накопление зеаксантина можно расценивать как важную составляющую таких систем.

зоо

200

100

300

а а Ю0 -

зоо

200

100

(З-каротин

неоксантин

300

200

100

виопаксантин

ЗОО

200

100

□ контроль В 2 часа ■ 20 часов

гГ1

зеаксантин

Рис. 2. Изменение содержания каротиноидов (мкг г"1 с.м.) во фракдии, обогащенной Соссотуха ер., в ходе окислительного стресса, индуцированного РевОд-аскорбатом. Планки погрешностей - ошибка средней арифметической. Достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

Действие прооксиданта на цианобионт Мол^ос ер. выразилось в снижении содержания Р-каротина (рис. 3). Резкое падение уровня ^-каротина может быть связано с его дальнейшими превращениями при участии гидроксилаз, катализирующих образование зеаксантина, и кетолаз, ответственных за образование кето-каротиноидов. В работах последних лет было показано, что эти ферменты играют важную роль в метаболизме каротиноидов у

цианобактерий (Depka et al., 1998; Lagarde, Vermaas, 1999). Действительно, редукция ß-каротина в клетках Nostoc sp. сопровождалась увеличением содержания зеаксантина и кантаксантина- соединения с двумя кето-группами в составе молекулы, при этом количество эхиненона (с одной кето-группой) достоверно не изменялось. По мнению Т. Götz с соавторами (1999), свободные и связанные кето-каротиноиды, локализованные большей частью в клеточной стенке, обеспечивают эффективную детоксикацию АКМ. Действующие совместно с зеаксантином, находящимся в мембранах тилакоидов, они являются важной составляющей антиокислительных систем цианобактерий.

ß-каротин зеаксантин эхиненон кантаксантин

Рис. 3. Изменение содержания каротиноидов (мкг г"1 с.м.) во фракции, обогащенной Л'оу/ос 8р., в ходе окислительного стресса, индуцированного Ре8С>4-аскорбатом. Планки погрешностей - ошибка средней арифметической. Достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

Было показано, что у лишайниковых микобионтов окислительный стресс не вызывает каких-либо статистически значимых изменений в содержании каротиноидов (р-каротина). Отсутствие корреляции между чувствительностью микобионтов к воздействию прооксиданта и содержанием р-каротина позволяет предположить, что функция грибных каротиноидов не связана с активной детоксикацией АКМ, как это имеет место в клетках фотосинтезирующих организмов. В то же время [^-каротин может активно вовлекаться в процесс цитодифференциации и спорообразования (Бау1е5, 1991). В конечном итоге, активация или, наоборот, подавление этих физиологических процессов может иметь важное значение в адаптации грибных компонентов лишайников к окислительному стрессу.

Содержание токоферолов у лишайниковых симбионтов в норме и в условиях окислительного стресса. Анализ состава токоферолов лишайниковых симбионтов показал, что лихенизированные грибы, водоросли и дианобактерии содержат только а-форму токоферола. Наши результаты подтверждаются литературными данными, согласно которым свободноживущие водоросли и дианобактерии также, в основном, содержат лишь а-токоферол (DaSilva, Jensen, 1971b; Hughes, Tove, 1982; Ogbonna et al., 1999 и др.).

В отличие от фотосинтезирующих организмов, гетеротрофы, в том числе грибы, как правило, не способны синтезировать токоферолы. В то же время, было показано, что дрожжеподобные грибы, среди которых есть и представители аскомицетов, продуцируют некоторое количество токоферолов (Hughes, Tove, 1982; Gupta et al, 1994). Таким образом, присутствие ct-токоферола во фракциях, обогащенных микобионтами, можно объяснить тем, что: 1) лихенизированные аскомицеты, как некоторые свободноживущие представители этого класса грибов, способны сами синтезировать токоферол; 2) они получают а-токоферол (или его предшественники) непосредственно из клеток водорослей.

Таблица 7, Влияние АКМ, индуцированных FeSC>4-acK0p6aT0M, на изменение содержания а-токоферола (мкг г"1 с.м.) у симбионтов лишайников Peltigera aphthosa и Р. canina.

Объект Время инкубации в растворе FeSO,f-acKop6aTa

0 (контроль) 2 часа 20 часов

Фракция, обогащенная Соссотуха sp. 195.7±И.О а 71.0±4.4 б 33.4±2.1 в

Фракция, обогащенная Nostoc sp. 24.1±0.7 а б.4±0.6 б 9.0±0.5 б

Фракция, обогащенная микобионтом Р. aphthosa 14.9±0.8 а 7.3±0.1 б 18.0±0.8 а

Фракция, обогащенная микобионтом Р. canina 15.3±1.0 а 6.5±0.6 б 10.0±0.5 в

Примечание: достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

В ходе АКМ-индуцированного окислительного стресса содержание а-токоферола у симбионтов лишайников резко меняется (табл. 7). Так, во фракции, обогащенной Соссотуха эр., отмечено значительное снижение уровня токоферола. Аналогичные результаты получены для фракции, обогащенной А'охЮс эр. Подобное снижение содержания токоферола у лишайниковых фотобионтов может свидетельствовать о нехватке редуцирующих соединений

(глутатиона, аскорбиновой кислоты, кофермента Q и др.), восстанавливающих исходный уровень токоферолов в клетке.

Во фракциях, обогащенных грибными компонентами, после 2 ч воздействия АКМ, как и в клетках фотобионтов, наблюдалась значительная редукция а-токоферола. После 20 часов инкубации в растворе окислителя содержание токоферолов у микобионтов вновь увеличивалось. Это может быть связано с более высоким уровнем соединений, способствующих быстрому восстановлению окисленных токофероксильных радикалов у лихенизированных грибов. Теоретически, функцию восстановителей у микобионтов могут выполнять многочисленные фенольные соединения, локализованные в мембранных структурах грибных клеток. Однако более вероятным компонентом редокс-цикла с участием токоферолов у гетеротрофов является кофермент Q (Wang, Quinn, 1999).

Ферменты антиокислитсльной защиты лишайниковых симбионтов в

норме и в условиях действия АКМ.

При индукции свободнорадикального окисления в клетках лишайниковых симбионтов наблюдались значительные изменения в активности СОД (рис. 4) и гваяколпероксидазы (рис. 5). Результаты исследования позволяют предположить, что у фотобионтов ведущая роль в ферментативной детоксикации АКМ принадлежит СОД, в то время как у лихенизированных грибов, по-видимому, наибольшее значение имеет гваяколпероксидаза, конститутивный уровень которой в 10 и более раз превышает активность, обнаруженную у фотобионтов.

Изучение влияния АКМ на работу ферментативных систем у лишайниковых симбионтов выявило два типа ответа на стрессовое воздействие: 1) скоординированная работа ферментов, активность которых в ходе эксперимента не опускается ниже контрольных значений (Соссотуха sp., микобионт Р. canina)-, 2) попеременная активация ферментных систем антиокислительной защиты, сопровождающаяся частичным ингибированием того или иного энзима (Nostoc sp., микобионт Р. aphthosa). Необходимо отметить, что бионты лишайников, характеризующиеся первым типом ответа на действие АКМ, проявляют достаточную устойчивость к окислительному стрессу, что выражается в отсутствии резкого усиления пероксидации липидов и заметного снижения индекса ненасыщенности ЖК. Напротив, бионты, в клетках которых реализуется второй тип ответа ферментативных систем,

обнаруживают большую чувствительность к действию АКМ, судить о которой позволяет увеличение уровня гидропероксидов и короткоцепочечных ЖК в составе липидов, а также резкое снижение степени ненасыщенности ЖК.

® ю

О контроль В 2 часа ■ 20 часов

Рис. 4. Изменение активности СОД (у.е. мг"1 белка) в ходе окислительного стресса, индуцированного FeSCU-acKopöaTOM. А. Фракция, обогащенная Соссотуха sp. Б. Фракция, обогащенная Nostoc sp. В. Фракция, обогащенная микобионтом Peltigera aphthosa. Г. Фракция, обогащенная микобионтом Р. canina. Планки погрешностей -ошибка средней арифметической. Достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

□ контроль Q2 часа ■ 20 часов

£j

Рис. 5. Изменение активности гваяколпероксидазы (мкмоль мг"1 белка мин"1) в ходе окислительного стресса, индуцированного FeSCU-acKopöaTOM. А. Фракция, обогащенная Соссотуха sp. Б. Фракция, обогащенная Nostoc sp. В. Фракция, обогащенная микобионтом Peltigera aphthosa. Г. Фракция, обогащенная микобионтом Р. canina. Планки погрешностей - ошибка средней арифметической. Достоверно различающиеся средние значения отмечены разными буквами.

Антиокислительная активность лишайниковых веществ.

Наряду с многочисленными универсальными АО, такими как токоферолы, каротиноиды, глутатион и др., в клетках живых организмов имеется целый ряд специфических соединений, способных в той или иной мере проявлять антиокислительную активность. Среди подобных веществ наибольшей эффективностью обладают разнообразные фенольные соединения, выделенные из многих видов грибов и растений (Larson, 1988; Elstner, Osswald, 1994; Rice-Evans et al., 1997 и др.). Поскольку эти вещества чрезвычайно широко распространены в лишайниках, изучение их потенциальной антиокислительной активности представляет особый интерес.

В настоящее время в литературе описано около 500 характерных для лишайников фенольных соединений, так называемых «лишайниковых веществ» (Вайнштейн и др., 1990). Некоторые из них свойственны только лишайникам, другие найдены также у свободноживущих грибов и водорослей.

Отбор лишайниковых веществ для анализа их потенциальной антиокислительной активности производился с учетом следующих особенностей химической структуры: 1) общее количество гидроксильных групп; 2) количество фенольных единиц; 3) наличие углеводородной цепи в составе молекулы. Согласно литературным данным, количество фенольных единиц определяет восстановительный потенциал молекулы АО (Lien et al., 1999). Наличие углеводородной цепи в молекуле обеспечивает лучшую растворимость вещества в липидном слое и, таким образом, повышает степень сопряжения пероксильного радикала ЖК и фенолыюй единицы АО (Rice-Evans et al., 1997).

Учитывая индивидуальные структурные особенности, среди огромного многообразия лишайниковых веществ для изучения их антиокислительной активности были отобраны 3 соединения класса депсидонов (стиктовая, норстиктовая и физодовая кислоты), а также характерный для видов рода Peltigera тридепсид тенуиорин. Сравнительна характеристика данных соединений приведена в табл. 8.

Наиболее эффективным АО оказалась физодовая кислота, антиокислительная активность которой после 1 суток инкубации раствора составила 74% от активности а-токоферола (рис. 6). Необходимо отметить, что в интактной биологической системе антиокислительная активность физодовой кислоты, по-видимому, не ограничивается химической реакцией элиминирования свободных радикалов. Вероятно, по аналогии с другими

лишайниковыми депсидонами (Ггщо^сЬип е1 а1., 1996, 1997; Изэигагзоп сх а1., 1997), она также способна ингибировать ферментативное, липоксигеназное окисление полиненасыщенных ЖК.

Таблица 8. Сравнительная характеристика химической структуры лишайниковых веществ и а-токоферола по функциональным группам.

Соединение -ОН -(СН2)п- А

Стиктовая к-та 2 1 п - 0.18

Норстиктовая к-та 3 2 - 0.42

Физодовая кислота 3 2 2 0.74

Тенуиорин 3 3 - - 0.39

а-Токоферол 1 1 1 1 1.00

Примечание: А - антиокислительная активность, выраженная относительно антиокислительной активности а-токоферола.

Можно предположить, что в клетках лишайниковых бионтов вещества, подобные физодовой кислоте, способны обрывать цепь свободнорадикальных реакций на двух стадиях: 1) на стадии продолжения цепи, реагируя с пероксильными радикалами ЖК; 2) на стадии зарождения цепи, оказывая ингибирующий эффект на ферменты группы липоксигеназ.

1.6

012345678 время инкубации (дни)

Рис. 6. Антиокислительная активность лишайниковых веществ, определенная на модели сопряженного окисления линоленовой кислоты и [5-каротина. 1 -контроль, 2 - стиктовая кислота, 3 - норстиктовая кислота, 4 - физодовая кислота, 5 - тенуиорин, 6 - а-токоферол. Концентрация лишайниковых веществ и а-токоферола - 20 мкМ. Снижение оптической плотности свидетельствует об интенсификации процесса свободнорадикального окисления.

Антиокислительная активность норстиктовой кислоты и тенуиорина, вычисленная после 1 суток инкубации растворов, оказалась приблизительно одинаковой и составила 42 и 39% от активности а-токоферола, соответственно. Наименьшую эффективность в торможении ПОЛ проявила стиктовая кислота (18% от активности а-токоферола).

Таким образом, подводя итог результатам, полученным в опытах in vitro можно сказать, что лишайниковые вещества обладают антиокислителыюй активностью и, соответственно, должны быть рассмотрены в контексте функционирующих у лишайников антиокислительных систем. Однако при описании их роли в интактной биологической системе, кроме потенциальной способности тормозить ПОЛ, важной характеристикой АО становится внутриклеточная локализация, наличие синергистов, усиливающих их эффект, а также редуцирующих соединений, способных быстро восстанавливать окисленные молекулы АО.

Выводы

1. Из талломов лишайников Peltigera aphthosa и Р. canina выделены и охарактеризованы четыре фракции симбионтов: фракция, обогащенная зелеными водорослями Соссотуха sp. (содержание интактных клеток водорослей 98—99%); фракция, обогащенная цианобактериями Nostoc sp. (содержание интактных клеток цианобактерий 30—34%); фракция, обогащенная микобионтом Р. aphthosa (содержание бесцветных тонкостенных гиф 50—54%, пигментированных толстостенных - 42— 46%); фракция, обогащенная микобионтом Р. canina (содержание бесцветных тонкостенных гиф 58—62%, пигментированных толстостенных - 36—40%).

которых выявлены ФЭ (доминирующий компонент), ФХ, ФИ, ДФГ, а также минорные фракции - ФС, ФК и ФГ; г) в состав ГЛ фотобионтов, входят МГДГ (основной компонент), ДГДГ, СХДГ, а также неидентифицированный ГЛ (у Nostoc sp.), являющийся, по-видимому, гетероцистным ГЛ.

3. Для симбионтов лишайников показана определенная специфичность ответной реакции на окислительный стресс. В условиях действия прооксиданта происходят следующие изменения в содержании полярных липидов: а) во фракции, обогащенной Соссотуха sp. - увеличение содержания основных групп ФЛ при сохранении исходной пропорции липидных классов, снижение содержания ДГДГ; б) во фракции, обогащенной Nostoc sp. - снижение содержания ФГ и ДГДГ; в) во фракциях, обогащенных микобионтами - изменение соотношения индивидуальных ФЛ (увеличение относительного содержания ФХ).

4. Для всех симбионтов показано неспецифическое увеличение содержания ДГТС. Высказано предположение о возможной адаптивной роли этого бетаинового липида.

5. Состояние окислительного стресса сопровождается следующими изменениями в жирнокислотном компоненте ФЛ и ДГТС: а) незначительное увеличение степени ненасыщенности во фракции, обогащенной Соссотуха sp.; б) снижение степени ненасыщенности, увеличение относительного содержания короткоцепочечных ЖК во фракции, обогащенной Nostoc sp.; в) снижение степени ненасыщенности во фракциях, обогащенных микобионтами (за счет увеличения относительного содержания насыщенных ЖК - у микобионта Р. aphthosa, за счет увеличения относительного содержания моноеновых ЖК - у микобионта Р. canina).

6. На основании данных по увеличению относительного содержания гидропероксидов ЖК, а также изменению состава ЖК установлено, что: а) в клетках Соссотуха sp. функционируют достаточно эффективные системы антиокислительной защиты и репарации поврежденных липидных молекул; б) в клетках Nostoc sp. на фоне достаточно стабильного состояния большей части ГЛ происходит интенсивное окисление ФЛ; в) антиокислительные системы микобионта Р. aphthosa менее эффективны по сравнению с Р. canina, низкий уровень ПОЛ в клетках которого может

быть связан со структурными перестройками ЖК фосфолипидов («регуляция субстратом»).

7. Изучен состав низкомолекулярных АО липидной фазы - каротиноидов и токоферолов. Показано, что все симбионты содержат ß-каротин. У Соссотуха sp. также обнаружены лютеин (доминирующий компонент), неоксантин, виолаксантин и зеаксантин. У Nostoc sp. идентифицированы эхиненон (основной компонент), кантаксантин, зеаксантин. Среди токоферолов у симбионтов лишайников обнаружена только а-форма.

5. Показано, что окислительный стресс вызывает накопление зеаксантина у зеленой симбиотической водоросли Соссотуха sp. и зеаксантина с кантаксантином у цианобионта Nostoc sp. Возможно, дополнительный синтез этих соединений, известных своей высокой антиокислительной активностью, является одной из адаптивных реакций лишайниковых фотобионтов. Действие АКМ сопровождается постепенным снижением содержания а-токоферола в клетках фотобионтов, что указывает на активное участие этого соединения в процессе торможения ПОЛ. Изучение влияния АКМ на работу ферментативных систем антиокислительной защиты выявило два типа ответа на стрессовое воздействие: а) скоординированная работа ферментов, активность которых в ходе эксперимента не опускается ниже контрольных значений (Соссотуха sp., микобионт Р. canina)-, б) попеременная активация ферментных систем антиокислительной защиты, сопровождающаяся частичным ингибированием того или иного энзима (Nostoc sp., микобионт Р. aphthosa).

10. В опытах in vitro протестирована потенциальная антиокислительная активность лишайниковых вещества фенольной природы (депсидов и депсидонов). Максимальная активность обнаружена у депсидона физодовой кислоты. Сделано предположение, что соединения класса фенолов в составе редокс-системы гваяколпероксидаза/фенолы/ аскорбиновая кислота играют главную роль в защите грибных компонентов от окислительного стресса.

РАБОТЫ, ОПУБЛИКОВАННЫЕ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Котлова Е.Р. Влияние сернистого ангидрида на активность терминальных оксидаз у лишайников Peltigera aphthosa и Hypogymnia physodes II Труды V

Молодежной конференции ботаников в Санкт-Петербурге. Санкт-Петербург, 1995. С. 65—67.

2. Шапиро И.А., Котлова Е.Р. Влияние сернистого ангидрида на окислительные ферменты и дыхание у циано- и хлоробионтного лишайников / Тез. докл. 9-го Баховского коллоквиума по азотфиксации. Пущино, 1995. С. 114.

3. Котлова Е.Р., Бычек И.А., Хейпиепер X. Цис/транс изомеризация ненасыщенных жирных кислот у представителей рода Peltigera // Тезисы VI Молодежной конференции ботаников в Санкт-Петербурге. Санкт-Петербург, 1997. С. 45.

4. Котлова Е.Р., Бычек-Гущина И.А. Жирные кислоты фосфолипидов лишайниковых симбионтов в норме и в условиях действия стресса II Проблемы ботаники на рубеже XX—XXI веков. Тез. докл. И(Х) Делегатского съезда Русского ботанического общества. СПб, 1998. Т. 2. С. 68—69.

5. Равинская А.П., Котлова Е.Р., Шапиро И.А. Хемотаксономическое изучение рода ParmeJia Ach. с территории России // Новости систематики низших растений. 1999. Т. 33. С. 158—161.

6. Бычек-Гущина И.А., Котлова Е.Р., Хейпиепер X. Влияние сернистого ангидрида на липидный и жирнокислотный состав лишайников // Биохимия. 1999. Т. 64. Вып. 1. С. 76—82.

7. Котлова Е.Р., Бычек-Гущина И.А. Накопление диацилглицерилтриметил-гомосерина в ходе окислительного стресса у симбионтов лишайника Peltigera aphthosa как возможный фактор адаптации липидного компонента мембран // Физиология растений - наука III тысячелетия. Тез. докл. IV съезда Общества физиологов растений России. Москва, 1999. Т. 1. С. 390.

8. Котлова Е.Р. Особенности функционирования антиокислительной системы низкомолекулярных веществ липидной фазы у симбионтов лишайников // Микология и криптогамная ботаника в России: традиции и современность. Труды Международной конференции, посвященной 100-летию организации исследований по микологии и криптогамной ботанике в Ботаническом институте им. В.Л. Комарова РАН. СПб.: Изд-во СПб гос. хим.-фарм. акад., 2000. С. 332—336.

9. Bychek I., Kotlova Е. Effect of sulfur dioxide on lipids of Peltigera aphthosa and its isolated photobiont // Progress and problems in lichenology in the nineties. Abstracts of IAL3, Salzburg, 1996. P. 217.

10. Bychek I.A., Kotlova E.R. Role of lipids and fatty acids in adaptation of lichen species Cetraria islándico (L.) Ach. to sulfur dioxide effect // The program and abstracts of the Fourth International Symposium on Responses of Plant Metabolism to Air Pollution and Global Change. Egmond aan Zee, 1997. P. 79.

11. Kotlova E. Differences in the sensitivity of lichen phospholipids to peroxidation // Abstracts of the XVI International Botanical Congress. St. Louis. 1999. P. 621.

В печати:

1. Котлова E.P. Изменение состава каротиноидов лишайниковых фото-бионтов как один из факторов адаптации к существованию в условиях симбиоза//Бот. журн. 2000. Т. 85. № 9.

2. Kotlova Е. Oxidative stress protection in lichen symbionts: changes of membrane lipid composition and lipid phase antioxidative potential // Progress and problems in lichenology at the turn of the millennium. Abstracts of IAL4. Barcelona, 2000.

J1P № 021251 от 23.10.97. Подписано к печати 12.05.2000. Формат 60 х 90/16. _Бумага тип. Печать ризограф. Тираж 100. Заказ 273._

Санкт-Петербургская государственная химико-фармацевтическая академия 197376, Санкт-Петербург, ул. Профессора Попова, 14

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Котлова, Екатерина Робертовна

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Основы взаимодействия партнеров в симбиотических ассоциациях

1.1. Природа лишайникового симбиоза.

1.2. Биохимические системы регуляции взаимодействия между лишайниковыми симбионтами.

1.3. Взаимодействия в системе «хозяин-патоген»

Глава 2. Активированные кислородные метаболиты в биологических системах.

2.1. Молекулярные механизмы генерации активированных кислородных метаболитов.

2.2. Общая характеристика основных форм активированных кислородных метаболитов.

Глава 3. Деструктивные процессы, индуцированные активированными кислородными метаболитами.

3.1. Модификация ДНК.

3.2. Окисление белков.

3.3. Окисление хлорофиллов.

3.4. Окисление липидов.

Глава 4. Особенности состава мембранных липидов лишайников.

4.1. Состав индивидуальных фосфолипидов.

4.2. Состав индивидуальных гликолипидов.

Глава 5. Системы защиты от окислительных повреждений.

5.1. Низкомолекулярные соединения

5.1.1. Токоферолы.

5.1.2. Другие фенольные соединения.

5.1.3. Глутатион.

5.1.4. Каротиноиды.

5.2. В ысокомолекулярные соединения.

5.2.1. Супероксидцисмутазы.

5.2.2. Пероксидазы.

5.2.3. Катал аза.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

Глава 1. Объекты исследования и постановка эксперимента.

1.1. Объекты исследования.

1.2. Постановка эксперимента.

1.3. Изоляция лишайниковых симбионтов.

Глава 2. Методы исследования.

2.1. Анализ липидов и продуктов их окисления.

2.1.1. Экстракция общих липидов.

2.1.2. Выделение фракции гликолипидов, фосфолипидов и ДГТС.

2.1.3. Разделение индивидуальных классов полярных липидов.

2.1.4. Количественное определение фосфолипидов.

2.1.5. Количественное определение гликолипидов.

2.1.6. Количественное определение ДГТС.

2.1.7. Определение относительного количества ц гидроперекисей жирных кислот в составе полярных липидов.

2.1.8. Получение метиловых эфиров жирных кислот.

2.1.9. Газо-жидкостная хроматография метиловых эфиров жирных кислот.

2.2. Анализ токбферолов.

2.2.1. Экстракция токоферола.

2.2.2. Выделение фракции токоферола.

2.2.3. Количественное определение токоферола.

2.3. Анализ каротиноидов.

2.3.1. Экстракция каротиноидов.

2.3.2. Разделение каротиноидов.

2.3.3. Количественное определение каротиноидов.

2.4. Определение активности ферментов антиокислительной защиты.

2.4.1. Приготовление ферментной вытяжки.

2.4.2. Определение активности супероксиддисмутазы.

2.4.3. Определение активности гваяколпероксидазы.

2.4.4. Определение количества белка.

2.5. Определение антиокислительной активности лишайниковых веществ в опытах in vitro.

2.6. Статистическая обработка результатов.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Глава 1. Результаты разделения симбионтов лишайников. Получение фракций, обогащенных грибами, водорослями и цианобактериями

Глава 2. Мембранные липиды лишайниковых симбионтов в норме и в условиях окислительного стресса.

2.1. Состав индивидуальных фосфолипидов.

2.2. Изменения в составе индивидуальных фосфолипидов лишайниковых симбионтов в ходе АКМ-индуцированного окислительного стресса.

2.3. Состав жирных кислот фосфолипидов.

2.4. Действие АКМ на состав жирных кислот фосфолипидов.

2.5. Состав индивидуальных гликолипидов лишайниковых фотобионтов.

2.6. Изменения в составе индивидуальных гликолипидов в ходе АКМ-индуцированного окислительного стресса.

Глава 3. Антиокислительная система низкомолекулярных веществ липидной фазы у симбионтов лишайников.

3.1. Каротиноиды лишайниковых симбионтов в норме и в условиях окислительного стресса.

3.1.1. Состав каротиноидов.

3.1.2. Изменение содержания каротиноидов как одна из реакций адаптации к воздействию АКМ.

3.2. Содержание токоферолов у лишайниковых симбионтов в норме и в условиях окислительного стресса.

Глава 4. Ферменты антиокислительной защиты лишайниковых симбионтов в норме и в условиях действия АКМ.

4.1. Супероксиддисмутаза.

4.2. Гваяколпероксидаза.

Глава 5. Антиокислительная активность лишайниковых веществ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Антиокислительные системы лишайников"

Полученные за последние годы многочисленные данные по анатомии, цитологии и физиологии лишайников дают основание рассматривать их как высокоспециализированную паразитическую ассоциацию (Ahmadjian, 1993) с элементами мутуалистических отношений (Hawksworth, 1988). Ее высокая стабильность по сравнению с большинством паразитарных систем связана с физиологическими особенностями симбионтов. Так, в качестве фотобионта (хозяина) в лишайниковом симбиозе могут существовать только самые неприхотливые виды водорослей, способные противостоять механическому и химическому воздействию грибного компонента. С другой стороны, способность водорослей нормально развиваться в талломе лишайника может быть обусловлена умеренностью паразитизма ^ самого гриба, который, как известно, отличается от других паразитических видов более медленным ростом и низкой активностью физиологических процессов (Голлербах, Седова, 1974; Голубкова, 1977, 1993).

В настоящее время достигнуты большие успехи в области экспериментальной лихенологии. Однако биохимические основы взаимодействия симбионтов в талломе лишайника до сих пор остаются не выясненными. Предполагают, что для лишайниковой ассоциации, в которой микобионт постоянно контактирует со многими особями одноклеточных водорослей-хозяев, характерны те же неспецифические биохимические реакции, что и для типичной паразитарной системы. В частности, взаимодействие организмов в такой системе сопровождается генерацией активированных кислородных метаболитов (АКМ), которые образуются в результате ♦ действия ряда веществ, продуцируемых патогеном, а также в ходе защитных реакций хозяина. В связи с этим нами была выдвинута гипотеза о том, что эволюционный успех лишайникового симбиоза объясняться еще и тем, что в этой высокоспециализированной ассоциации сформировались надежные и эффективные системы детоксикации АКМ, обеспечивающие защиту симбионтов от окислительного повреждения.

Защитные механизмы древних групп организмов (грибы, водоросли, мохообразные, папоротники, хвощи и плауны) не уступают по сложности защитным системам цветковых растений (Heath, 1987; Каратыгин, 1993). Лишайниковые симбионты, прошедшие долгий путь совместного существования, по-видимому, не являются исключением.

I У живых организмов существуют две принципиальные стратегии (действующие независимо или в комбинации), обеспечивающие защиту от окислительного повреждения, вызванного действием АКМ (Cumming, Taylor, 1990). Первая включает изменение молекулярного состава мембран, что влечет за собой изменение проницаемости и, соответственно, доступности клеточных компонентов для токсичных продуктов. Вторая основана на активации систем, обеспечивающих химическую детоксикацию АКМ и свободных органических радикалов. Изучению реализации данных стратегий у симбионтов лишайников и посвящено наше исследование.

На первом этапе оценивалось действие АКМ на основной субстрат окисления -мембранные липиды. Прежде всего необходимо было ответить на следующие вопросы: 1) как влияет окислитель на фосфо- и гликолипиды (имеют место синхронные изменения в составе индивидуальных липидов или существуют различия в их ♦ чувствительности); 2) происходят ли в ходе окислительного стресса какие-либо адаптивные перестройки в липидном компоненте мембран; 3) изменяется ли состав ЖК липидов? Для того чтобы выяснить, как реагирует лишайник на экзогенное воздействие - как единый организм или же антагонизм в отношениях бионтов в условиях окислительного стресса еще более усиливается - исследования были проведены отдельно на фракциях, обогащенных тем или иным симбионтом (грибами, зелеными водорослями или цианобактериями). Индуктором АКМ служила смесь - Ре2+-аскорбат, которую часто используют в подобных исследованиях (Kunimoto et al., 1981; McKersie et al., 1990 и др.), в частности при моделировании окислительного действия элиситоров в паразитарной системе (Rogers et al., 1988; Degousee et al., 1994).

На втором этапе исследований планировалось изучение ряда систем, способных в той или иной мере осуществлять антиокислительную защиту. В норме и в условиях окислительного стресса на фракциях, обогащенных различными симбионтами, были изучены изменения в составе низкомолекулярных липофильных соединений (токоферолы и каротиноиды), а также оценена активность ферментов антиокислительной защиты (супероксиддисмутазы, гваяколпероксидазы). Кроме того на модели сопряженного окисления (3-каротина и ненасыщенных ЖК было проведено сравнительное исследование потенциальной антиокислительной активности наиболее распространенных лишайниковых веществ фенольной природы.

Изучение особенностей функционирования антиокислительных систем лишайников имеет большое значение для разрешения многочисленных вопросов, касающихся взаимоотношений организмов в симбиотических ассоциациях. Кроме того, Щ установленные в этом направлении закономерности помогут на новом уровне взглянуть на проблему адаптации лишайников к стрессовым воздействиям окружающей среды.

Помимо теоретического значения, полученные результаты могут быть полезны и для решения ряда практических задач. Многие соединения растительного и грибного происхождения, обладающие антиокислительной активностью, находят широкое применение в различных отраслях промышленности и медицины. Углубленное изучение свойств этих веществ, а также их роли в устойчивости живых организмов к изменяющимся факторам внешней среды является научной основой дальнейшего направленного поиска новых биологически активных соединений. 0 Ф

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Котлова, Екатерина Робертовна

выводы

1. Из талломов лишайников Peltigera aphthosa и P. canina выделены и охарактеризованы четыре фракции симбионтов: фракция, обогащенная зелеными водорослями Соссотуха sp. (содержание интактных клеток водорослей 98—99%); фракция, обогащенная цианобактериями Nostoc sp. (содержание интактных клеток цианобактерий 30—34%); фракция, обогащенная микобионтом P. aphthosa (содержание бесцветных тонкостенных гиф 50—54%, пигментированных толстостенных - 42—46%); фракция, обогащенная микобионтом P. canina (содержание бесцветных тонкостенных гиф 58—62%, пигментированных толстостенных - 36—40%).

2. Во фракциях, обогащенных лишайниковыми симбионтами, проведен качественный и количественный анализ полярных липидов. Показано, что состав полярных липидов симбиотических организмов и свободноживущих представителей тех же таксономических групп не имеет принципиальных различий. Установлено, что: а) в состав фосфолипидов фракции, обогащенной Соссотуха sp. входят ФГ (доминирующий компонент), ФХ, ФЭ, ДФГ, ФИ, ФС, ФК; б) фосфолипиды фракции, обогащенной Nostoc sp. представлены ФГ (доминирующий компонент), а также ФХ и ФЭ (наличие этих липидов может быть связано с присутствием микобионта); в) микобионты двух видов лишайников характеризуются высокой степенью сходства в распределении индивидуальных липидных классов, среди которых выявлены ФЭ (доминирующий компонент), ФХ, ФИ, ДФГ, а также минорные фракции - ФС, ФК, ФГ; г) в состав гликолипидов фракций, обогащенных фотобионтами, входят МГДГ (основной компонент), ДГДГ, СХДГ, а также неидентифицированный гликолипид (у Nostoc sp.), являющийся, по-видимому, гетероцистным гликолипидом.

3. Для симбионтов лишайников показана определенная специфичность ответной реакции на окислительный стресс. В условиях действия прооксиданта происходят следующие изменения в содержании полярных липидов: а) во фракции, обогащенной Соссотуха sp. - увеличение содержания основных групп фосфолипидов при сохранении исходной пропорции липидных классов, снижение содержания ДГДГ; б) во фракции, обогащенной Nostoc sp. - снижение содержания

ФГ и ДГДГ; в) во фракциях, обогащенных микобионтами - изменение соотношения индивидуальных фосфолипидов (увеличение относительного содержания ФХ).

4. Для всех симбионтов показано неспецифическое увеличение содержания ДГТС -бесфосфорного бетаинового липида. Высказано предположение о возможной адаптивной роли этого процесса.

5. Состояние окислительного стресса сопровождается следующими изменениями в жирнокислотном компоненте ФЛ и ДГТС: а) незначительное увеличение степени ненасыщенности во фракции, обогащенной Соссотуха sp.; б) снижение степени ненасыщенности, увеличение относительного содержания короткоцепочечных ЖК во фракции, обогащенной Nostoc sp.; в) снижение степени ненасыщенности во фракциях, обогащенных микобионтами (за счет увеличения относительного содержания насыщенных ЖК - у микобионта P. aphthosa, за счет увеличения относительного содержания моноеновых ЖК - у микобионта P. canina).

6. На основании данных по увеличению относительного содержания гидропероксидов ЖК, а также изменению состава ЖК установлено, что: а) в клетках Соссотуха sp. функционируют достаточно эффективные системы антиокислительной защиты и репарации поврежденных липидных молекул; б) в клетках Nostoc sp. на фоне достаточно стабильного состояния большей части ГЛ происходит интенсивное окисление ФЛ; в) антиокислительные системы микобионта P. aphthosa менее эффективны по сравнению с P. canina, низкий уровень ПОЛ в клетках которого может быть связан со структурными перестройками ЖК фосфолипидов («регуляция субстратом»),

7. Изучен состав низкомолекулярных АО липидной фазы - каротиноидов и токоферолов. Показано, что все симбионты содержат (3-каротин. У Соссотуха sp. идентифицированы также лютеин (доминирующий компонент), неоксантин, виолаксантин и зеаксантин. У Nostoc sp. обнаружены эхиненон (основной компонент), кантаксантин, зеаксантин. Среди токоферолов у симбионтов лишайников обнаружена только а-форма.

8. Показано, что окислительный стресс вызывает накопление зеаксантина у зеленой симбиотической водоросли Соссотуха sp. и зеаксантина с кантаксантином у цианобионта Nostoc sp. Возможно, дополнительный синтез этих соединений, известных своей высокой антиокислительной активностью, является одной из адаптивных реакций лишайниковых фотобионтов, позволяющих им сохранять жизнеспособность в стрессовых условиях. Действие АКМ сопровождается постепенным снижением содержания а-токоферола в клетках фотобионтов, что указывает на активное участие этого соединения в процессе торможения ПОЛ.

9. Изучение влияния АКМ на работу ферментативных систем антиокислительной защиты выявило два типа ответа на стрессовое воздействие: а) скоординированная работа ферментов, активность которых в ходе эксперимента не опускается ниже контрольных значений (Соссотуха sp., микобионт P. canina); б) попеременная активация ферментных систем антиокислительной защиты, сопровождающаяся частичным ингибированием того или иного энзима (Nostoc sp., микобионт Р. aphthosa).

10. В опытах in vitro протестирована потенциальная антиокислительная активность лишайниковых вещества фенольной природы (депсидов и депсидонов). Максимальная активность обнаружена у депсидона физодовой кислоты. Сделано предположение, что соединения класса фенолов в составе редокс-системы гваяколпероксидаза/фенолы/аскорбиновая кислота играют главную роль в защите грибных компонентов от окислительного стресса.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В ходе эволюции в различных группах живых организмов параллельно возникали и совершенствовались многоуровневые системы антиокислительной защиты. Процесс становления и развития этих систем особенно быстро протекал в паразитических ассоциациях, где паразит стимулировал развитие защитных систем хозяев и одновременно приобретал новые формы устойчивости к ним. Существует мнение, что коадаптация паразитов и их хозяев является одним из важнейших факторов развития новых форм защитных систем (Астафьев, Петров, 1992: Каратыгин, 1993).

В этой связи особый интерес представляют устойчивые паразитические ассоциации, сохраняющие стабильность на протяжении многих лет. Длительное сосуществование организмов в такой ассоциации является свидетельством эффективности их защитных систем, в том числе систем антиокислительной защиты. Ярким примером подобных ассоциаций являются лишайники - древний симбиоз между паразитическими грибами, водорослями и цианобактериями.

Защита от повреждающего действия продуктов свободнорадикального окисления (АКМ, органические радикалы) происходит на различных уровнях. Например, у многих грибов и микроорганизмов детоксикация этих токсичных веществ происходит экстрацеллюлярно за счет выделяющихся в среду ферментов антиокислительной защиты (преимущественно пероксидаз), низкомолекулярных АО, соединений, участвующих в хелатировании ионов металлов - катализаторов ПОЛ. В ходе исследования было показано, что подобные явления, по-видимому, имеют место и у микобионтов лишайников, обладающих чрезвычайно высокой активностью гваяколпероксидазы и содержащих многочисленные АО на поверхности клеточных стенок. Возможно, у лишайниковых грибов функционирует своеобразный внеклеточный редокс-цикл, включающий гваяколпероксидазу и лишайниковые вещества фенольной природы. Кроме гипотетического участия в составе редокс-цикла, лишайниковые вещества обладают собственной антиокислительной активностью. Они активно элиминируют свободные радикалы (доказано в модельных опытах in vitro) и участвуют в подавлении ферментативного липоксигенирования. Таким образом, лишайниковые вещества способны обрывать развитие свободнорадикального процесса как на стадии инициации, так и на стадии продолжения цепи. Учитывая высокую активность и полифункциональность данной группы веществ, можно предположить, что они и связанные с ними соединения составляют основу антиокислительных систем лихенизированных грибов.

Избежавшие экетрацеллюлярного распада АКМ легко попадают в клетку. На этой стадии, одной из важнейших стратегий, обеспечивающих защиту организма от окислительного стресса, является биохимическая адаптация мембранных структур. Ведущую роль в поддержании определенных физико-химических характеристик мембран играют липиды, при этом наибольшей пластичностью обладает их жирнокислотный компонент. В работе показано, что реализация данной стратегии у симбионтов лишайников происходит двумя путями - за счет поддержания исходного состава липидов (данная стратегия с большей или меньшей эффективностью осуществляется у фотобионтов) либо за счет изменений липидного профиля. Последнее особенно характерно для лишайниковых грибов. Причем, у микобионта P. canina реализация данной программы происходит в первую очередь на уровне жирнокислотного компонента (замена легкоокисляемых полиненасыщенных ЖК на более устойчивые моноеновые ЖК), в то время как у микобионта P. aphthosa - на уровне полярных групп (замена ФЭ на ФХ).

В условиях свободнорадикального окисления параллельно с адаптацией липидного компонента мембран, усиливается синтез многочисленных низкомолекулярных АО, а также комплексов, ответственных за их регенерацию. Активируются ферменты антиокислительной защиты - супероксиддисмутазы, пероксидазы, каталаза. Было показано, что у лишайниковых фотобионтов в процесс торможения свободнорадикального окисления активно вовлекаются каротиноиды, токоферолы и локализованная в хлоропласте (в межтилакоидном матриксе у цианофит) СОД. Таким образом, в клетках фотобионтов большая часть реакций антиокислительной защиты протекает на уровне хлоропласта, в состав мембранных структур которого входят наиболее уязвимые для АКМ легкоокисляемые полиненасыщенные ЖК.

Относительное содержание субклеточных мембранных структур, а соответственно и содержание входящих в них полярных липидов, в клетках лихенизированных грибов не велико. Поэтому кроме плазматической мембраны, в полной мере испытывающей окислительную нагрузку, основной мишенью действия АКМ у этих организмов являются цитоплазма и многочисленные «пищеварительные» вакуоли, содержащие ненасыщенные нейтральные липиды, в состав которых входит легкоокисляемая арахидоновая кислота. Эти особенности ультраструктуры грибов определяют распространение иных систем детоксикации АКМ , приуроченных в первую очередь к цитоплазме и вакуолям. Среди таких систем наибольшей эффективностью обладают пероксидазы. Высокая активность этого фермента антиокислительной защиты была обнаружена у лишайниковых микобионтов. Гипотетическая схема взаимодействия антиокислительных систем лишайниковых симбионтов приведена на рис. 50.

Рис. 50. Гипотетическая схема взаимодействия антиокислительных систем лишайниковых симбионтов. 1 - супероксиддисмутаза, 2 - гваяколпероксидаза, 3 - каротиноиды, 4 - токоферолы, 5 - лишайниковые вещества фенольной природы.

В заключение необходимо отметить, что выявление всего комплекса систем антиокислительной защиты, с учетом многоуровневых связей между АО, компенсаторных путей адаптации и т.п., в такой сложной симбиотической системе как лишайник невозможно осуществить в рамках одной работы. В связи с этим, можно предложить некоторые перспективные направления дальнейших исследований в этой области.

1. Приводимые в настоящем исследовании доказательства паразитической природы лишайникового симбиоза основаны, большей частью, на анатомических и цитологических данных. Серьезным доводом в пользу паразитической активности микобионта могут стать данные цитохимических исследований. Например, выявление АКМ, образующихся при взаимодействии хозяина и патогена, в местах контактов фото-и микобионтов, позволило бы с большей уверенностью говорить о паразитической природе лишайников.

2. Данные о потоке органических веществ в виде моносахаров от фото- к микобионту, полученные в 60—70-х годах, по всей вероятности, являются неполными.

Необходимо продолжать исследования в этом направлении с использованием мечен ых предшественников, ингибиторов метаболизма и др. Неожиданная находка а-токоферола у микобионтов, по-видимому, указывает на то, что это соединение (или его предшественники), также транспортируется из клеток фотобионта. Кроме того, по аналогии с микоризными грибами, существует вероятность переноса органических веществ в виде ЖК.

3. Синтез бесфосфорного полярного липида ДГТС, вероятно, играет важную роль в симбиотических (паразитарных) ассоциациях древних групп живых организмов. В условиях дефицита фосфора, характерного для подобных систем, построение мембран из ДГТС является своеобразной адаптацией для успешного сосуществования. Вероятно, способность к синтезу ДГТС становится особенно актуальной в период выхода из состояния анабиоза, при стрессовых воздействиях и других состояниях, характеризующихся активацией АТФ-зависимых процессов.

4. Изучение антиокислительных систем в дальнейшем должно проводиться с учетом всего комплекса низкомолекулярных соединений и ферментов, обеспечивающих бесперебойную работу редокс-циклов. Например, особое внимание необходимо уделить взаимосвязи токоферола и пигментов виолаксантинового цикла с аскорбиновой кислотой, а также ферментами, обеспечивающими оптимальное содержание аскорбата в клетке.

5. Более тщательного изучения заслуживают экзогенные системы детоксикации АКМ. Например, важным компонентом таких систем может быть комплекс гваяколпероксидаза/лишайниковые вещества фенольной природы. В связи с этим возникают новые вопросы о роли и возможных путях синтеза этих веществ. Например, процесс этерификации карбоксифенольных предшественников с образованием типичных лишайниковых депсидов и депсидонов может быть своеобразной реакцией, протекающей у микобионта гриба в ответ на действие АКМ, продуцируемых симбиотической водорослью. Возможная последовательность событий такова: воздействие микобионта приводит к активации ферментных систем фотобионта, участвующих в образовании АКМ (в частности, Н2О2); выделяемая во внешнюю среду перекись водорода активирует экстрацеллюлярную пероксидазную систему микобионта; пероксидаза начинает восстанавливать Н2О2, что сопровождается полимеризацией монофенолов с образованием депсидов и депсидонов.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Котлова, Екатерина Робертовна, Санкт-Петербург

1. Антиоксидаитные свойства антибиотиков // Биоантиоксидант. Материалы международного симпозиума в рамках международной выставки «Медицина и охрана здоровья. Медтехника и аптека». Тюмень: Изд-во Тюменского государственного ун-та, 1997. С. 114—115.

2. Астафьев Б.А., Петров О.Е. Эволюционно-генетическая теория паразитизма // Успехи соврем, биол. 1992. Т. 112. Вып. 2. С. 163—175.

3. Бажанова Н.В., Маслова Т.Г., Попова И.А., Попова О.Ф., Сапожников Д.И., Эйдельман З.М., Черноморский С.М., Меницкая И.М. Пигменты пластид зеленых растений и методика их исследования. М.-Л.: Наука, 1964. 122 с.

4. Бергельсон Л.Д., Дятловицкая Э.В., Молотковский Ю.Г., Батраков С.Г., Барсуков Л.И.,• Проказова Н.В. Препаративная биохимия липидов. М.: Наука, 1981. 256 с.

5. Болдырев А.А. Введение в биохимию мембран. М.: Высшая школа, 1986. 112 с.

6. Бородин Е.А., Доровских В.А., Егоров К.Е., Штарберг М.А. Антиоксидантный ипрооксидантный эффекты фосфолипидов. Есть ли здесь противоречие? // Тез. стенд, сообщ. II съезд биохимического общества РАН. Пущино, 1997. Ч. 2. С. 406.

7. Бурлакова Е.Б., Храпова Н.Г. Перекисное окисление липидов мембран и природные антиоксиданты // Успехи хим. 1985. Т. 54. Вып. 9. С. 1540—1558.

8. Бычек И.А. Влияние температурных особенностей и уровня освещенности в средеобитания на состав липидов лишайников и бриофитов: Автореф. дис. . канд. биол. наук. СПб, 1995.20 с.

9. Бычек И.А., Бычек Е.А. Влияние условий освещенности на состав липидов и жирных кислот у лишайника Parmelia tinctina II Биохимия. 1996. Т. 61. Вып. 4. С. 629— 634.

10. Бычек И.А., Бычек Е.А., Байбулатова Н.Э. Липиды и жирные кислоты лишайника

11. Umbilicaria virginis Schaer. на различных стадиях онтогенеза // Биохимия. 1996.• Т. 61. Вып. 5. С. 821—825.

12. Бычек-Гущина И.А. Изучение биохимических аспектов лишайникового симбиоза. I. Липиды и жирные кислоты культивируемых симбионтов лишайников // Биохимия. 1997. Т. 62. Вып. 5. С. 574—580.

13. Бычек-Гущина И.А., Котлова Е.Р., Хейпиепер X. Влияние сернистого ангидрида налипидный и жирнокислотный состав лишайников // Биохимия. 1999. Т. 64. Вып. 1. С. 76—82.

14. Вайнштейн Е.А. Лишайниковые кислоты и проницаемость клеток водоросли Trebouxia ericill Физиол. раст. 1985. Т. 32. №6. С. 1153—1157.

15. Вайнштейн Е.А. Лишайниковый симбиоз и физиолого-биохимическая регуляциявзаимоотношений грибного и водорослевого компонентов: Автореф. дис. . д-ра биол. наук. Л., 1988. 45 с.

16. Вайнштейн Е.А. Регуляторные механизмы лишайникового симбиоза II Успехи соврем, биол. 1990. Т. 109. Вып. 2. С. 311—320.

17. Вайнштейн Е.А. О лишайниковых углеводах // Новости систематики низших растений. 1993. Т. 28. С. 73—83.

18. Веселова T.B., Веселовский В.А., Чернавский Д.С. Стресс у растений (биофизическийподход). М.: Изд-во Московского государственного ун-та, 1993. 144 с.

19. Годнев Т.Н., Ходасевич Э.В., Арнаутова А.И. О биосинтезе пигментов приотрицательной температуре у лишайников и зимующих растений // Докл. Акад. Наук СССР, сер. биол. 1966. Т. 167. № 2. С. 451—453.

20. Голлербах М.М., Седова Т.В. Симбиоз у водорослей // Бот. журн. 1974. Т. 59. № 9. С.1359—1374.

21. Голубкова Н.С. Компоненты лишайников и их взаимоотношения // Жизнь растений. Т. 3. Водоросли. Лишайники. Голлербах М.М. (ред.). М.: Просвещение, 1977. С. 380—389.

22. Голубкова Н.С. К вопросу о происхождении и путях эволюции лишайниковогосимбиоза // Новости систематики низших растений. 1993. Т. 28. С. 84—104.

23. Гомбоева С.Б., Гесслер Н.Н., Шумаев К.Б., Хомич Т.Н., Мойсеенок А.Г., Быховский

24. В.Я. Некоторые природные и синтетические антиоксиданты как стабилизаторы превращения p-каротина в витамин А // Биохимия. 1998. Т. 63. Вып. 2. С. 224— 229.

25. Гудвин Т. Сравнительная биохимия каротиноидов. М.: Изд-во иностраннойлитературы, 1954. 396 с.

26. Дембицкий В.М., Печенкина Е.Е. Фосфолипидный и жирнокислотный состав высших грибов // Хим. прир. соедин. 1991. № 2. С. 182—184.

27. Денисова Н.П. Протеолитические ферменты базидиальных грибов, таксономические и экологические аспекты их изучения. Автореф. дис. . д-ра биол. наук. Л., 1991. 31 с.

28. Дикарев В.П. Полярные липиды и жирные кислоты морских микроводорослей: Автореф. дис. . канд. биол. наук. Владивосток, 1987. 22 с.

29. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир., 1991. 544 с.

30. Ерошин В.К., Дедюхина Э.Г., Чистякова Т.И., Желифонова В.П., Ботаст РДж. Исследование синтеза арахидоновой кислоты грибами рода Mortierella: микробиологический метод селекции продуцентов арахидоновой кислоты // Микробиология. 1996. Т. 65. № 1. С. 31—36.

31. Журавлев А.И. Развитие идей Б.Н. Тарусова о роли цепных процессов в биологии // ^ Биоантиокислители в регуляции метаболизма в норме и патологии. Журавлев

32. А.И. (ред.). // Труды Московск. общ. исп. прир., отд. биол. 1982. Т. 57. С. 3—37.

33. Зайцев Г.Н. Математическая статистика в экспериментальной ботанике. М.: Наука, 1984. 424 с.

34. Зайцев Г.Н. Математический анализ биологических данных. М.". Наука, 1991. 184 с.

35. Зверева С.Б. Влияние недостатка цинка на состав фосфолипидов и их жирных кислот гетеротрофной эвглены (Euglena gracilis): Автореф. дис. . канд. биол. наук. Л., 1983. 16 с.

36. Зенков Н.К., Меныцикова Е.Б. Активированные кислородные метаболиты вбиологических системах // Успехи соврем, биол. 1993. Т. 113. Вып. 3. С. 286— 296.

37. Зинченко Г.А., Фунтикова Н.С., Белов А.П. Изучение элонгации жирных кислот вмикросомах грибов Mucor lusitanicus II Микробиология. 1993. Т. 62. Вып. 2. С. 238—241.

38. Ильинская Л.И., Озерецковская О.Л. Продукты липоксигеназного окисления жирных ^ кислот как сигнальные молекулы в индуцировании устойчивости растенийобзор) // Прикл. биохим. и микробиол. 1998. Т. 34. № 5. С. 467—479.

39. Ильинская Jl.И., Васюкова Н.И., Озерецковская О.Л. Биохимические аспектыиндуцированной устойчивости и восприимчивости растений // Итоги науки и техн., сер. защ. раст. 1991. Т. 7. С. 1—196.

40. Каган В.Е., Орлов О.Н., Прилипко Л.Л. Проблема анализа эндогенных продуктовперекисного окисления липидов // Итоги науки и техн., сер. биофиз. 1986. Т. 18. С. 5—135.

41. Капич А.Н., Шишкина Л.Н. Фосфолипиды мицелия дереворазрушающихбазидиомицетов // Микол. и фитопатол. 1993. Т. 27. Вып. 3. С. 32—37.

42. Капич А.Н., Шишкина Л.Н. Перекисное окисление липидов и его регуляция в мицелии ксилотрофных базидиомицетов //Микробиология. 1995. Т. 64. № 3. С. 320—326.

43. Капич А.Н., Романовен Е.С., Войт С.П. Содержание и жирнокислотный состав липидов дереворазрушающих базидиомицетов // Микол. и фитопатол. 1990. Т. 24. № 1. С. 51—56.

44. Каратыгин И.В. Коэволюция грибов и растений. СПб: Гидрометеоиздат, 1993. 118 с.

45. Кейтс М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. М.: Мир, 1975.322 с.

46. Кения М.В., Лукаш А.И., Гуськов Е.П. Роль низкомолекулярных антиоксидантов при % окислительном стрессе // Успехи соврем, биол. 1993. Т. 113. Вып. 4. С. 456—470.

47. Кирхнер Ю. Тонкослойная хроматография. М.: Мир, 1981. Т. 1.616 с.

48. Климов А.Н., Никульчева Н.Г. Липиды, липопротеиды и атеросклероз. СПб: Питер Пресс, 1995.304 с.

49. Клячко-Гурвич Г.Л., Семененко В.Е. О количественной экстракции нативных липидов из клеток хлореллы // Физиол. раст. 1978. Т. 25. Вып. 2. С. 412—417.

50. Конова И.В., Волкова О.В. Лабильность полярных липидов у фикомицетов // Микробиология. 1982. Т. 51. Вып. 6. С. 1010—1013.

51. Конова И.В., Гончарова О.В., Бирюзова В.И. Влияние концентрации фосфора напроцессы цитодифференциации гриба Blakeslea trispora II Микробиология. 1987. Т. 56. Вып. 6. С. 1006—1009.

52. Корнюшенко Г.А. Исследование гетерогенности виолаксантина с помощью * "физиологической метки": Автореф. дис. . канд. биол. наук. Л., 1970. 20 с.

53. Кузнецова Л.С. Влияние антиоксидантов на состав липидов Cunninghamella japonica в норме и в состоянии стресса: : Автореф. дис. . канд. биол. наук. М., 1990. 25 с.

54. Кухтина Е.Н., Храпова Н.Г., Бурлакова Е.Б., Сарычева И.К., Евстигнеева Р.П.

55. Лавриненко И.А., Лавриненко О.В., Елсаков В.В. Использование методовпопуляционной генетики при исследовании лишайников // Биоиндикация состояния природной среды Воркутинской тундры. Сыктывкар, 1996. С. 103— 114.

56. Лось Д.А. Регуляция экспрессии генов десатураз жирных кислот: молекулярныемеханизмы низкотемпературной адаптации: Автореф. дис. . д-ра биол. наук. М., 1996.48 с.

57. Лось Д.А. Десатуразы жирных кислот: адаптивная экспрессия и принципы регуляции // Физиол. раст. 1997. Т. 44. № 4. С. 528—540.

58. Марголис Л.Б., Бергельсон Л.Г. Липосомы и их взаимодействия с клетками. М.: Наука, 1986. 240 с.

59. Маслова Т.Г., Попова И.А., Корнюшенко Г.А., Королева О.Я. Развитие представлений о функциях виолаксантинового цикла в фотосинтезе // Физиол. раст. 1996. Т. 43. № 3. С. 437—449.

60. Матвиенко A.M. Класс протококковые (Protococcophyceae) // Жизнь растений. Т. 3.

61. Водоросли. Лишайники. Голлербах М.М. (ред.). М.: Просвещение, 1977. С. 273—281.

62. Меньшов В.А., Шишкина Л.Н., Бурлакова Е.Б., Кишковский З.Н. Биофизические и биохимические аспекты регуляции перекисного окисления липидов клеток винных дрожжей // Биофизика. 1996. Т. 41. Вып. 6. С. 1239—1246.

63. Мерзляк М.Н. Активированный кислород и окислительные процессы в мембранахрастительной клетки // Итоги науки и техн., сер. физиол. раст. 1989. Т. 6. С. 5— 167.

64. Новицкая Г.В. Методическое руководство по тонкослойной хроматографии фосфолипидов. М.: Наука, 1972. 64 с.

65. Окснер А.Н. Морфология, систематика и географическое распространение // Определитель лишайников СССР. Л.: Наука, 1974. Вып. 2. С. 1—284.

66. Осипов А.Н., Азизова О.А., Владимиров Ю.А. Активные формы кислорода и их роль в организме //Успехи биол. хим. 1990. Т. 31. С. 180—208.

67. Поберезкина Н.Б., Осинская Л.Ф. Биологическая роль супероксиддисмутазы // * Украшськ. 6ioxiM. журн. 1989. Т. 61. № 2. С. 14—27.

68. Равинская А.П. Лишайниковые кислоты и их биологическая роль // Новости систематики низших растений. 1984. Т. 21. С. 160—178.

69. Равинская А.П., Вайнштейн Е.А. Влияние экстрактов из лишайников и лишайниковых кислот на водоросли // Бот. журн. 1976. Т. 61. № 10. С. 1410—1416.

70. Самуилов В.Д., Безряднов Д.В., Гусев М.В., Киташов А.В., Федоренко Т.А. Н202 ингибирует рост цианобактерий // Биохимия. 1999. Т. 64. Вып. 1. С. 60—67.

71. Медтехника и аптека". Тюмень: Изд-во Тюменского государственного ун-та,1997. С. 26—28.

72. Тарчевский И.А. Катаболизм и стресс у растений. М.: Наука, 1993. 80 с. Телитченко М.М., Остроумов С.А. Введение в проблемы биохимической экологии:

73. Биотехнология, сельское хозяйство, охрана среды. М.: Наука, 1990. 288 с. Терешина В.М., Меморская А.С., Феофилова Е.П. Экспресс-метод определениясодержания ликопина и |3-каротина// Микробиология. 1994. Т. 63. Вып. 6. С. 1111—1116.

74. Титов В.Н. Транспорт липопротеидами насыщенных и полиеновых жирных кислот //

75. Микробиология. 1994. Т. 63. Вып. 5. С. 757—776. Феофилова Е.П. Прогресс в области экспериментальной микологии как основа для создания современных биотехнологий // Микробиология. 1997. Т. 66. № 3. С. * 302—309.

76. Феофилова Е.П., Кузнецова J1.C. Влияние антиоксидантов на рост и состав липидов Cunninghamella japonica в норме и под действием стрессора // Микробиология.1996. Т. 65. №4. С. 467—473.

77. Чиркова Т.В. Пути адаптации растений к гипоксии и аноксии: Л.: Изд-во ЛГУ, 1988.244 с.

78. Чиркова Т.В., Синютина Н.Ф., Блюдзин Ю.А., Барский И.Э., Сметанникова С.В.

79. Жирные кислоты фосфолипидов митохондрий и микросом корней проростков пшеницы и риса при аэрации и анаэробиозе // Физиол. раст. 1989. Т. 36. Вып. 1. С. 126—133.

80. Шапиро И.А. Физиолого-биохимические изменения у лишайников под влияниематмосферного загрязнения // Успехи соврем, биол. 1996. Т. 116. Вып. 2. С. 159— 171.

81. Шишкина Л.Н., Меньшов В.А., Брин Э.Ф. Перспективы использования модельной реакции окисления метилолеата для исследования кинетических свойств липидов // Известия Российской Академии Наук, сер. биол. 1996. № 3. С. 292— 297.

82. Abumrad N., Harmon С., Ibrahimi A. Membrane transport of long-chain fatty acids: evidence for facilitated process // J. Lipid Res. 1998. Vol. 39. No. 12. P. 2309—2318.

83. Adams III W.W. Demmig-Adams В., Lange O.L. Carotenoid composition and metabolism ingreen and blue-green algal lichens in the field // Oecologia. 1993. Vol. 94. P. 576— 584.

84. Aebi H.E. Catalase // Methods of enzymatic analysis. Vol. III. Enzymes 1: Oxidoreductases, transferases. Bergmeyer I., Grassl M. (eds.). Weinheim etc., 1983. P. 271—286.

85. Aebi H. Catalase in vitro II Methods in enzymology. Vol. 105. Oxygen radicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 121 —126.

86. Ahmadjian V. Algal/fungal symbiosis // Progress in physiological research. Round F.E.,

87. Chapman D.J. (eds.). Amsterdam: Elsevier Biomedical Press, 1982. Vol. 1. P. 179— 233.

88. Ahmadjian V. The lichen symbiosis. New York: John Wiley & Sons, 1993. 250 p.

89. Ahmadjian V., Jacobs J.B. Algal-fungal relationships in lichens: recognition, synthesis and development// Algal symbiosis. Goff L.J. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1983. P. 147—172.

90. Alscher R.G., Donahue J.L., Cramer C.L. Reactive oxygen species and antioxidants: relationships in green cells // Physiol. Plant. 1997. Vol. 100. P. 224—233.

91. Amako K., Chen G.-X., Asada K. Separate assays specific for ascorbate peroxidase and ^ guaiacol peroxidase and for the chloroplastic and cytosolic isozymes of ascorbateperoxidase in plants // Plant Cell Physiol. 1994. Vol. 35. No. 3. P. 497—504.

92. Aoyama Т., Nakakita Y., Nakagawa M., Sakai H. Screening for antioxidants of microbial origin // Agric. Biol. Chem. 1982. Vol. 46. No. 9. P. 2369—2371.

93. Apostol I., Heinstein P.F., Low P.S. Rapid stimulation of a oxidative burst during elicitation of cultured plant cells. Role in defense and signal transduction // Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 109—116.

94. Aratani Т., Mita K., Mizui F. Application of direct spectrophotometry to the analysis ofchromatograms. III. A new micro thin-layer chromatoplate and its application to the analysis of tocopherols // J. Chromatogr. 1973. Vol. 79. P. 179—185.

95. Physiol. 1998. Vol. 117. P. 565—574.

96. Arisz S.A., van Himbergen J.A.J., Musgrave A., van den Ende H., Munnik T. Polarglycerolipids of Chlamidomonas moewusii II Phytochemistry. 2000. Vol. 53. No. 2. P. 265—270.

97. Ascaso C. A rapid method for the quantitative isolation of green algae from lichens // Ann. Bot. 1980. Vol. 45. P. 483.

98. Asada K. Ascorbate peroxidase a hydrogen peroxide-scavenging enzyme in plants. // Physiol. Plant. 1992. Vol. 85. P. 235—241.

99. Asada K., Kanematsu S., UchidaK. Superoxide dismutases in photosynthetic organisms:absence of the cuprozinc enzyme in eukaryotic algae // Arch. Biochem. Biophys. 1977. Vol. 179. No. l.P. 243—256.

100. Ascaso C. A rapid method for the quantitative isolation of green algae from lichens // Ann. Bot. 1980. Vol. 45. P. 483.

101. Askerlund P., Larsson C., Widell S., Moller I.M. NAD(P)H oxidase and peroxidase activity in . purified plasma membranes from cauliflower inflorescence // Physiol. Plant. 1987.1. Vol. 71. P. 8—19.

102. Aust S.D., Morehouse L.A., Thomas C.E. Role of metals in oxygen radical reactions // Free

103. D.J., LaMorte R.L., Wall G.W. Seasonal variations of antioxidants in wheat (Triticum aestivum) leaves grown under field conditions // Austral. J. Plant Physiol. 1996. Vol. 23. P. 687—698.

104. Bouaid K., Vicente C. Chlorophyll degradation effected by lichen substances // Ann. Bot.

105. Fenn. 1998. Vol. 35. No. 1. P. 71—74. Bowler C., Van Montagu M., Inze D. Superoxide dismutase and stress tolerance // Annul Rev.

106. Plant Physiol. Plant Molec. Biol. 1992. Vol. 43. P. 83—116. Brandt P., Eichenberger W. Developmental heterogeneity of the lipid distribution in thethylakoid membranes of Euglena gracilis II Physiol. Plant. 1991. Vol. 82. P. 594— 598.

107. Brash A.R., Ingram C.D., Harris T.M. Analysis of a specific oxygenation reaction of soybean lipoxygenase-1 with fatty acids esterified in phospholipids // Biochemistry. 1987. Vol. 26. No. 17. P. 5465—5471.

108. Brenner R.R. Effect of unsaturated acids on membrane structure and enzyme kinetics // Progr.1.pid Res. 1984. Vol. 23. P. 69—96.

109. Brigelius-Flohe R., Traber M.G. Vitamin E: function and metabolism // F.A.S.E.B. J. 1999. Vol. 13. No. 10. P. 1145—1155.

110. Brown D.J., DuPont F.M. Lipid composition of plasma membranes and endomembranesprepared from roots of barley (Hordeum vulgare L.). Effects of salt. // Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 955—961.

111. Brown D., Kershaw K.A. Electrophoretic and gas exchange patterns of two populations of Peltigera rufescens // Lichen physiology and cell biology. Brown D.H. (ed.). New York, London: Plenum Press, 1985. P. 111—128.

112. Brown J.H., Chambers J.A., Thompson J.E. Acyl chain and head group regulation ofphospholipid catabolism in senescing carnation flowers // Plant Physiol 1991. Vol. 95. P. 909—916.

113. Brash A.R., Ingram C.D., Harris T.M. Analysis of a specific oxygenation reaction of soybean lipoxygenase-1 with fatty acids esterified in phospholipids // Biochemistry. 1987. Vol. 26. No. 17. P. 5465—5471.

114. Bueno P., Varela J., Gimeenez-Gallego G., del Rio L.A. Peroxisomal copper, zinc superoxide fc dismutase. Characterization of the isoenzyme from watermelon cotyledons // Plant

115. Physiol. 1995. Vol. 108. P. 1151—1160.

116. Buettner G.R. Activation of oxygen by metal complexes and its relevance to autoxidative process in living systems // Bioelectrochem. Bioenerget. 1987. Vol. 18. P. 29—36.

117. Buettner G.R. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, atocopherol, and ascorbate // Arch. Biochem. Biophys. 1993. Vol. 300. No. 2. P. 535— 543.

118. Burczyk J., Szkawran H., Zontek I., Czygan F.-C. Carotenoids in the outer cell-wall layer of Scenedesmus (Chlorophyceae) II Planta. 1981. Vol. 151. No. 3. P. 247—250.

119. Burton G.W., Ingold K.U. p-carotene: an unusual type of lipid antioxidant // Science. 1984. Vol. 224. P. 569—573.

120. Burton G.W., Ingold K.U. Mechanisms of antioxidant action: preventive and chain-breaking antioxidants // Handbook of free radicals and antioxidants in biomedicine. Miquel J. (ed.). Boca Raton: CRC Press, 1988. Vol. 2. P. 29—43.

121. Burton G.W., LaPage Y., Fabe E.J., Ingold K.U. Antioxidant activity of vitamin E and related phenols: importance of stereoelectronic factors // J. Amer. Chem. Soc. 1980. Vol. 102. • P. 7791—7792.

122. Burton G.W., Doba Т., Gabe E.J., Hughes L., Lee F.L., Prasad L., Ingold K.U. Autooxidation of biological molecules. 4. Maximizing the antioxidant activity of phenols // J. Amer. Chem. Soc. 1985. Vol. 107. P. 7053—7065.

123. Bychek I.A., Bychek E.A. Comparison of lipids and fatty acids of the lichen Rhizoplaca peltata collected from foothill and high mountain habitats in the same region // Lichenologist. 1996. Vol. 28. No. 5. P. 465—469.

124. Bychek I.A., Kotlova E.R. Role of lipids and fatty acids in adaptation of lichen species

125. Cetraria islandica (L.) Ach. to sulfur dioxide effect // Programme and abstracts of the Fourth International Symposium on Responses of Plant Metabolism to Air Pollution and Global Change. Egmond aan Zee, 1997. P. 79.

126. Bychek I. A., Kotlova E.R. Effect of sulfur dioxide on lipids of Peltigera aphthosa and itsisolated photobiont // Progress and problems in lichenology in nineties. Abstract of the Third Symposium IAL3. Salzburg, 1996. P. 217.

127. Bychek I.A., Bychek E.A., Baybulatova N.E. Polar and neutral lipids in some lichens from , Issyk-Kul and Baikal regions // J. Hattori Bot. Lab. 1996. No. 79. P. 99—106.

128. Cakmak I., Horst W.J., Effect of aluminium on lipid peroxidation, superoxide dismutase,catalase, and peroxidase activities in root tips of soybean (Glycine max) II Physiol. Plant. 1991. Vol. 83. P. 463—468.

129. Canas M.S., Orellana L., Pignata M.L. Chemical response of the lichens Parmotrema austrosinense and P. conferendum transplanted to urban and non-polluted environments // Ann. Bot. Fenn. 1997. Vol. 34. P. 27—34.

130. Castelluccio C., Paganga G., MelikianN., Bolwell G.P., Pridham J., Sampson J., Rice-Evans C. Antioxidant potential of intermediates in phenylpropanoid metabolism in higher plants // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1995. Vol. 368. P. 188—192.

131. Caudales R., Wells J.M. Differentiation of free-living Anabaena and Nostoc cyanobacteria on the basis of fatty acid composition // Int. J. Syst. Bacteriol. 1992. Vol. 42. No. 2. P. 246—251.

132. Caudales R., Wells J.M., Antoine A.D. Cellular fatty acid composition of symbiotic ^ cyanobacteria isolated from the aquatic fern Azolla II J. Gen. Microbiol. 1992. Vol.138. P. 1489—1494.

133. Cerda-Olmedo E., Avalos J. Oleaginous fungi: carotene-rich oil from Phycomyces II Progr. Lipid Res. 1994. Vol. 33. No. 1—2. P. 185—192.

134. Certik M., Andrasi P., Sajbidor J. Effect of extraction methods on lipid yield and fatty acid composition of lipid classes containing y-linolenic acid extracted from fungi // J. Amer. Oil Chem. Soc. 1996. Vol. 73. No. 3. P. 357—365.

135. Chandlee J.M., Tsaftaris A.S., Scandalios J.G. Purification and partial characterization ofthree genetically defined catalases of maize // Plant Sci. Lett. 1983. Vol. 29. P. 117— 131.

136. Chen G.-X., Asada K. Inactivation of ascorbate peroxidase by thiols requires hydrogen peroxide // Plant Cell Physiol. 1992. Vol. 33. P. 117—123.

137. Chen J., Goldsborough P.B. Increased activity of y-glutamylcysteine synthetase in tomato cells selected for cadmium tolerance // Plant Physiol. 1994. Vol. 106. P. 233—239.

138. Cheng W.-H., Fu Y.X., Porres J.M., Ross D.A., Lei X.G. Selenium-dependent cellular glutathione peroxidase protects mice against a pro-oxidant-induced oxidation of NADPH, NADH, lipids, and protein//F.A.S.E.B. J. 1999. Vol. 13. P. 1467—1475.

139. Cifuentes B. Regulation of urease activity by lichen phenols // Surface physiology of lichens. Vicente C., Brown D.H., Legaz M.E. (eds.). Madrid: Universidad Complutense, 1985. P. 73—85.

140. Conconi A., Miquel М., Browse J.A., Ryan С.A. Intracellular levels of free linolenic andlinoleic acids increase in tomato leaves in response to wounding // Plant Physiol. 1996. Vol. 111. P. 797—803.

141. Cooney R.W., France A.A., Harwood P.J., Hatch-Pigott V., Custer L.J., Mordan L.J. y-Tocopherol detoxification of nitrogen dioxide: superiority to a-tocopherol // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1993. Vol. 90. P. 1771—1775.

142. Cooke R. The biology of symbiotic fungi. Chichester etc.: John Wiley & Sons, 1978. 282 p.

143. Costa V., Reis E., Quintanilha A., Moradas-Ferreira P. Acquisition of ethanol tolerance in Saccharomyces cerevisiae: the key role of the mitochondrial superoxide dismutase // Arch. Biochem. Biophys. 1993. Vol. 300. No. 2. P. 608—614.

144. Croft K.P.C. Voisey C.R., Slusarenko A.J. Mechanism of hypersensitive cell collapse: fc correlation of increased lipoxygenase activity with membrane damage in leaves of

145. Phaseolus vulgaris L. inoculated with an avirulent race of Pseudomonas syringae pv. phaseolicola II Physiol. Molec. Plant Pathol. 1990. Vol. 36. P. 49—62.

146. Cuello J. Differential effects of linolenic acid and methyl jasmonate on the degradation ofchlorophylls and carotenoids of senescing barley leaves // Acta Bot. Neerl. 1997. Vol. 46. No. 3. P. 303—314.

147. Culberson C.F. Chemical and botanical guide to lichen products. Chapel Hill: University of North Carolina Press, 1969. 628 p.

148. Culberson C.F., Ahmadjian V. Artificial reestablishment of lichens. II. Secondary products of resynthesized Cladonia cristatella and Lecanora chrysoleuca II Mycologia. 1980. Vol. 72. No. LP. 90—109.

149. Culberson C.F., Culberson W.L., Johnson A. Second supplement to "Chemical and botanical guide to lichen products". St. Louis: Missouri Botanical Garden, 1977. 400 p.

150. Czeczuga B. Investigations on carotenoids in lichens. I. The presence of carotenoids in representatives of certain families // Nova Hedwigia. 1979. Vol. 31. P. 337—347.

151. Czeczuga B. Investigations on carotenoids in lichens. III. Species of Peltigera Willd. // Cryptog. Bryol. Lichenol. 1980. Vol. 1. No. 2. P. 189—196.

152. Czeczuga В., Olech M. Investigations on carotenoids in lichens. XXV. Studies of carotenoids in lichens from Spitsbergen. Phyton. 1990. Vol. 30. P. 235—245.

153. Czeczuga В., Stenroos S., Christensen S.N., Ahti T. Variability of carotenoid composition in some species of the lichen genera Cladonia and Cladina II Ann. Bot. Fenn. 1991. Vol. 28. P. 123—130.

154. Czeczuga В., Kudratov I., Baibulatova N.E. Carotenoids in certain lichens from Pamir-Alai and Tien-Shan mountains // Feddes Repert. 1993. Vol. 104. No. 1—2. P. 59—66.

155. Czeczuga В., Etayo J., Giralt M,, Casares M., Lumbsch H.T., Salema R. Carotenoids in the thalli of lichen species on the Iberian Peninsula // Feddes Repert. 1996. Vol. 107. No. 1—2. P. 89—97.

156. DeLong J.M., Steffen K.L. Lipid peroxidation and a-tocopherol content in a-tocopherol-supplemented thylakoid membranes during UV-B exposure // Environm. Exp. Bot.1998. Vol. 39.No. 2. P. 177-185.

157. Dembitsky V.M. Betaine ether-linked glycerolipids: chemistry and biology // Progr. Lipid

158. Dembitsky V.M., Rezanka Т., Bychek I.A., Shustov M.V. Identification of fatty acids from

159. Cladonia lichens // Phytochemistry. 1991b. Vol. 30. No. 12. P. 4015—4018. Dembitsky V.M., Bychek I.A., Kashin A.G. Chemical constituents of some lichen species // J.

160. Hattori Bot. Lab. 1992a. No. 71. P. 255—262. Dembitsky V.M., Rezanka Т., Bychek I. A. Lipid composition of some lichens // Phytochemistry. 1992b. Vol. 31. No. 5. P. 1617—1620.

161. Demmig В., Winter К., Kriiger A., Cygan F.-C. Photoinhibition and zeaxanthin formation inintact leaves. A possible role of the xanthophyll cycle in the dissipation of excess light energy // Plant Physiol. 1987. Vol. 84. P. 218—224.

162. Demmig-Adams B. Carotenoids and photoprotection in plants: a role for the xanthophyll zeaxanthin//Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1020. P. 1—24.

163. Depka В., Jahns P., Trebst A. p-Carotene to zeaxanthin conversion in the rapid turnover of the ¥ D1 protein of photosystem II // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1998. Vol. 424. P.267—270.

164. DePriest P.T. Molecular innovations in the lichen systematics: the use of ribosomal and intron nucleotide sequences in the Cladonia chlorophaea complex // Bryologist. 1993. Vol. 96. P. 314—325.

165. Dertien B.K., de Kok L.J., Kuiper J.C. Lipid and fatty acid composition of tree-growing and terrestrial lichens // Physiol. Plant. 1977. Vol. 40. P. 175—180.

166. Devlin W.S., Gustine D.L. Involvement of the oxidative burst in phytoalexin accumulationand the hypersensitive reaction // Plant Physiol. 1992. Vol. 100. No. 3. P. 1189—1195.

167. Dhindsa R.S. Drought stress, enzymes of glutathione metabolism, oxidation injury, and protein synthesis in Tortula ruralis II Plant Physiol. 1991. Vol. 95. P. 648—651.

168. Dillard C.J., Gavino V.C., Tappel A.L. Relative antioxidant effectiveness of a-tocopherol and y-tocopherol in iron-loaded rats // J. Nutr. 1983. Vol. 113. P. 2266—2273.

169. Di Mascio P., Kaiser S., Sies H. Lycopene as the most efficient biological carotenoid singlet oxygen quencher // Arch. Biochem. Biophys. 1989. Vol. 274. No. 2. P. 532—538.

170. Di Mascio P., Sundquist A.R., Devasagayam T.P.A., Sies H. Assay of lycopene and other ^ carotenoids as singlet oxygen quenchers // Methods in enzymology. Vol. 213.

171. Carotenoids. Packer L. (ed.). Part A. Chemistry, separation, quantitation, and antioxidation. San Diego etc.: Academic Press, 1992. P. 429—438.

172. Dionisio-Sese M.L., Tobita S. Antioxidant responses of rice seedlings to salinity stress // Plant Sci. 1998. Vol. 135. No. l.P. 1—9.

173. Dixon R.A. The phytoalexin response: elicitation, signalling and control of host gene expression//Biol. Rev. 1986. Vol. 61. P. 239—291.

174. Dixon R.A., Lamb C.J. Molecular communication in interactions between plants andmicrobial pathogens // Annul Rev. Plant Physiol. Plant Molec. Biol. 1990. Vol. 41. P. 339—367.

175. Doke N. NADPH-dependent 02 generation in membrane fractions isolated from wounded ^ potato tubers inoculated with Phytophthora infestans II Physiol. Plant Pathol. 1985.1. Vol. 27. P. 311—322.

176. Doke N., Ohashi Y. Involvement of an 02 generating system in the induction of necroticlesions on tobacco leaves infected with tobacco mosaic virus // Physiol. Molec. Plant Pathol. 1988. Vol. 32. P. 163—175.

177. Drew E.A., Smith D.C. Studies in the physiology of lichens. VII. The physiology of the Nostoc symbiont of Peltigera polydactyla compared with cultured and free-living forms. New Phytol. 1967. Vol. 66. No. 3. P. 379—388.

178. Duke M.V., Salin M.L. Purification and characterization of an iron-containing superoxidedismutase from a eukaryote, Ginko biloba II Arch. Biochem. Biophys. 1985. Vol. 243. P. 305—314.

179. Egger R., Schlee D., Turk R. Changes of physiological and biochemical parameters in thelichen Hypogimnia physodes (L.) Nyl. Due to the action of air pollutans a field study // Phyton. 1994. Vol. 34. No. 2. P. 229—242.

180. Eichenberger W., Araki S., Miiller D.G. Betaine lipids and phospholipids in brown algae // Phytochemistry. 1993. Vol. 34. No. 5. P. 1323—1333.

181. Eichenberger W., Gfeller H., Grey P., Gribi C., Henderson R.J. Gas chromatographic-massspectrometric identification of betaine lipids in Chroomonas salina II Phytochemistry. 1996. Vol. 42. No. 4. P. 967—972.

182. Elix J.A. Biochemistry and secondary metabolites // Lichen biology. Nash III T.A. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1996. P. 154—180.

183. Elix J. A., Whitton A. A. Recent progress in the chemistry of lichen substances // Progress in the chemistry of organic natural products. Herz W., Griseback H., Kirby G.W. (eds.). Vienna: Springer-Verlag, 1984. P. 103—234.

184. El-Sheek M.M., Rady A. A. Effect of phosphorus starvation on growth, photosynthesis and some metabolic processes in the unicellular green alga Chlorella kessleri II Phyton. 1995. Vol. 35. No. l.P. 139—151.

185. Elstner E.F. Comparison of "inflammation" of pine tree and humans // Oxygen radicals inchemistry and biology. Bors W., Saran M., Tait D. (eds.). Berlin etc.: Walter de Gruyter, 1984. P. 369—381.

186. Elstner E.F. Metabolism of activated oxygen species // Biochemistry of plants. Vol. 11. Biochemistry of metabolism. Davies D.D. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1987. P. 253—315.

187. Elstner E.F., Youngman R.J., OBwald W. Superoxide dismutase // Methods of enzymaticanalysis. Vol. III. Enzymes 1: Oxidoreductases, transferases. Bergmeyer I., Grassl M. (eds.). Weinheim etc., 1983. P. 293—302.

188. Emmerich R., Giez I., Lange O.L., Proksch P. Toxicity and antifeedant activity of lichen compounds against the polyphagous herbivorous insect Spodoptera littoralis II . Phytochemistry. 1993. Vol. 33. No. 6. P. 1389—1394.

189. C. (ed.). Boca Raton: CRC Press, 1990. P. 240—268.

190. D.H. (ed.). New York, London: Plenum Press, 1985. P. 129—143.

191. Falch B.S., Konig G.M., Sticher O., Wright A.D. Studies on the glycolipid content of the cyanobacterium Fischerella ambigua 11 Planta Med. 1995. Vol. 61. P. 540—543. Farrar J.F The uptake and metabolism of phosphate by the lichen Hypogymnia physodes II

192. Cladonia furcata (Huds.) Schrad. //Naturwissenschaften. 1960. Bd. 47. S. 405—406. Follmann G., Peters R. Flechtenstoffe und Bodenbildung // Z. Naturf. 1966. Bd. 21. S. 386— 387.

193. Foote C.S., Denny R.W. Chemistry of singlet oxygen. VIII. Quenching by (3-carotene // J.

194. Friedl T. Systematik und Biologie von Trebouxia (Microthamniales, Clorophyta) als

195. Phycobiont der Parmeliaceae (lichenisierte Ascomyceten): Ph.D. thesis. Bayreuth: Universitat Bayreuth, 1989. Fryer M.J. The antioxidant effects of thylakoid vitamin E (a-tocopherol) // Plant Cell

196. Biophys. Acta. 1991. Vol. 1084. P. 221—239. Gaspar Т., Penel C., Thorpe Т., Greppin H. Peroxidases 1970—1980. Geneve: Universite de Geneve, 1982. 324 p.

197. Giannopolitis C.N., Ries S.K. Superoxide dismutase. I. Occurrence in higher plants // Plant

198. Girotti A.W. Mechanisms of lipid peroxidation // Free Radic. Biol. Med. 1985. Vol. 1. P. 8795.

199. Gissurarson S.R., Sigurdsson S.B., Wagner H., Ingolfsdottir K. Effect of lobaric acid on %> cysteinyl-leukotriene formation and contractile activity of Guinea pig taenia coli // J.

200. Grechkin A.N., Kuramshin R.A., Latypov S.K., Safonova Y.Y., Gafarova Т.Е., Ilyasov A.V.

201. Hydroperoxides of a-ketols. Novel products of the plant lipoxygenase pathway// Eur. J. Biochem. 1991a. Vol. 199. No. 2. P. 451—457.

202. Grechkin A.N., Kuramshin R.A., Safonova E.Y., Yefremov Y.J., Latypov S.K., Ilyasov A.V., Tarchevsky I.A. Double hydroperoxidation of a-linolenic acid by potato tuber lipoxygenase//Biochim. Biophys. Acta. 1991b. Vol. 1081. No. 1. P. 79—84.

203. Guckert J.В., Cooksey K.E., Jackson L.L. Lipid solvent systems are not equivalent foranalysis of lipid classes in the microeukaryotic green alga, Chlorella // J. Microbiol. Meth. 1988. Vol. 8. P. 139—149.

204. Gueta-Dahan Y., Yaniv Z., Zilinskas B.A., Ben-Hayyim G. Salt and oxidative stress: similar and specific responses and their relation to salt tolerance in citrus // Planta. 1997. Vol. 203. No. 4. P. 460—469.

205. Gupta S., Sharma S.C., Singh B. Changes in the composition and peroxidation of yeast % membrane lipids during ethanol stress // Acta Microbiol. Immunol. Hung. 1994. Vol.41. No. 2. P. 197—204.

206. Gustine D.L. Induction of medicarpin biosynthesis in Landino clover by pchloromercuribenzoic acid is reversed by dithiothreitol // Plant Physiol. 1987. Vol. 84. P. 3—6.

207. Gutteridge J.M.C. Lipid peroxidation initiated by superoxide-dependent hydroxyl radicals using complexed iron and hydrogen peroxide // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1984. Vol. 172. P. 245—249.

208. Haberland M.E., Fong D., Cheng L. Malondialdehyde-altered protein occurs atheroma of Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits // Science. 1988. Vol. 241. P. 215—218.

209. Haigh W.G., Yoder T.F., Ericson L., Pratum P., Winget R.R. The characterization and cyclic production of a highly unsaturated homoserine lipid in Chlorella minutissima II Biochim. Biophys. Acta. 1996. Vol. 1299. P. 183—190.

210. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Oxygen toxicity, oxygen radicals, transition metals and decease//Biochem. J. 1984. Vol. 219. No. l.P. 1—14.

211. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Iron and free radical reactions: two aspects of antioxidant * protection// Trends Biochem. Sci., Ref. Ed. 1986. Vol. 11. P. 372—375.

212. Hammond-Kosack K.E., Jones J.D.G. Resistance gene-dependent plant defense responses // Plant Cell. 1996. Vol. 8. P. 1773—1791.

213. Hamzawi L.F. Role of phospholipids and a-tocopherol as natural antioxidants in buffalo batter fat // Milchwissenschaft. 1990. Vol. 45. P. 95—97.

214. Harker M., Hirschberg J. Biosynthesis of ketocarotenoids in transgenic cyanobacteriaexpressing the algal gene for З-С-4-oxigenase, crtO // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1997. Vol. 404. No. 2—3. P. 129—134.

215. Hartman P.E., Dixon W.J., Dahl T.A, Daub M.E. Multiple modes of photodynamic action of cercosporin//Photochem. Photobiol. 1988. Vol. 47. No. 5. P. 699—703.

216. Hassan H.M., Scandalios J.G. Superoxide dismutase in aerobic organisms // Stress responses in plants: adaptation to acclimation mechanisms. Alscher R., Cumming J. (eds.). New York: Wiley-Liss, 1990. P. 175—179.

217. Hassett D.J., Cohen M.S. Bacterial adaptation to oxidative stress: implications forpathogenesis and interaction with phagocytic cells // F.A.S.E.B. J. 1989. Vol. 3. P. 2574—2582.

218. Hatcher P.E. Three-way interactions between plant pathogenic fungi, herbivorous insects and their host plants // Biol. Rev. Biol. Proc. Cambridge Philos. Soc. 1995. Vol. 70. P. 639—694.

219. Havaux M., Niyogi K. The violaxanthin cycle protects plants from photooxidative damage by more than one mechanism // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1999. Vol. 96. P. 8762— 8767.

220. Heath M.C. Evolution of plant resistance and susceptibility to fungal invaders //J. Plant Pathol. 1987. Vol. 9. No. 4. P. 389—397.

221. Heinfling A., Martinez M.J., Martinez А.Т., Bergbauer M., Szewzyk U. Purification andcharacterization of peroxidases from the dye-decolorizing fungus Bjerkandera adusta II F.E.M.S. Microbiol. Lett. 1998. Vol. 165. No. 1. P. 43—50.

222. Heipieper H.J., Loffeld В., Keweloh H., de Bont J.A.M. The cis/trans isomerisation ofunsaturated fatty acids in Pseudomonas putida S12: an indicator for environmental stress due to organic compounds // Chemosphere. 1995. Vol. 30. No. 6. P. 1041— 1051.

223. Hernandez J.A., Olmos E., Corpas F.J., Sevilla F., del Rio L.A. Salt-induced oxidative stress in chloroplasts of pea plants // Plant Sci. 1995. Vol. 105. No. 2. P. 151—167.

224. Hirschberg J., Chamovitz D. Carotenoids in cyanobacteria // The molecular biology of cyanobacteria. Bryant D.A. (ed.). The Netherlands: Kluwer Academic Publishers, 1994. P. 559—579.

225. Hofmann M., Eichenberger W. Biosynthesis of diacylglyceryl-N, A^-trimethylhomoserine in Rhodobacter sphaeroides and evidence for lipid-linked N methylation // J. Bacteriol. 1996. Vol. 178. No. 21. P. 6140—6144.

226. Hofrichter M., Scheibner K., SchneegaB I., Ziegenhagen D., Fritsche W. Mineralization of synthetic humic substances by manganese peroxidase from the white-rot fungus Nematolomafrowardii II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1998. Vol. 49. No. 5. P. 584— 588.

227. Hoglen N.C., Waller S.C., Sipes I.G., Liebler D.C. Reaction of peroxynitrite with y-tocopherol // Chem. Res. Toxicol. 1997. Vol. 10. P. 401-^07.

228. Honneger R. Ultrastructural studies in lichens. I. Haustorial types and their frequencies in arange of lichens with trebouxioid photobionts // New Phytol. 1986. Vol. 103. P. 785— 795.

229. Honneger R. Functional aspects of the lichen symbiosis // Annul Rev. Plant Physiol. Plant Molec. Biol. 1991. Vol. 42. P. 553—578.

230. Honneger R. Morphogenesis // Lichen biology. Nash III Т.Н. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, \996a. P. 65—87.

231. Honneger R. Mycobionts // Lichen biology. Nash III Т.Н. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1996b. P. 24—36.

232. Honneger R., Brunner U. Sporopollenin in the cell walls of Соссотуха and Myrmeciaphycobionts of various lichens: an ultrastructural and chemical investigations // Canad.

233. J. Bot. 1981. Vol. 59. P. 2713—2734.

234. Hoshino Т., Ohta V., Ishigino I. The effect of sulfhydryl compounds on the catalytic activity of Cu,Zn-superoxide dismutase purified from rat liver // Experientia. 1985. Vol. 41. No. 11. P. 1416—1419.

235. Jackson P., Ricardo C.P.P. The changing peroxidase polymorphism in Lupinus albus during vegetative development // Austral. J. Plant Physiol. 1998. Vol. 25. P. 261—269.

236. Jahns H.M. Morphology, reproduction and water relations a system of morphogenetic interactions in Parmelia saxatilis II Nova Hedwigia. 1984. Vol. 79. P. 715—737.

237. Jones A.M., Dangl J.L. Logjam at the Styx: programmed cell death in plants // Trends Plant . Sci. 1996. Vol. 1. P. 114—119.

238. Jurgens U. J., Golecki J.R., Weckesser J. Characterization of the cell wall of the unicellularcyanobacterium Synechocystis PCC 6714 // Arch. Microbiol. 1985. Vol. 142. P. 168— 174.

239. Kabara J. J., Chen J.S. Microdetermination of lipid classes of thin-layer chromatography // Anal. Chem. 1976. Vol. 48. P. 814—817.

240. Kamal-Eldin A., Appelqvist L.-A. The chemistry and antioxidant properties of tocopherols and tocotrienols // Lipids. 1996. Vol. 31. No. 7. P. 671—701.

241. Kampfenkel K., Van Montagu M., Inze D. Effects of iron excess on Nicotianaplumbaginifolia plants. Implications to oxidative stress // Plant Physiol. 1995. Vol. 107. P. 725—735.

242. Kardish N., Silberstein L., Fleminger G., Galun M. Lectin from the lichen Nephromalaevigatum Ach. localization and function // Symbiosis. 1991. Vol. 11. No. 1. P. 47— 62.

243. Kasai H., Crain P.F., Kuchino Y., Nishimura S., Ootsuyama A., Tanoaka H. Formation of 8-hydroxyguanine moiety in cellular DNA by agents producing oxygen radical and evidence for its repair// Carcinogenesis. 1986. Vol. 7. P. 1849—1851.

244. Kato Т., Maeda Y., Hirukawa T. Lipoxigenase activity increment in infected tomato leaves tr and oxidation product of linolenic acid by its in vitro enzyme reaction // Biosci.

245. Biotech. Biochem. 1992. Vol. 56. No. 3. P. 373—375.

246. Kato M., Sakai M., Adachi K., Ikemoto H., Sano H. Distribution of betaine lipids in marine algae // Phytochemistry. 1996. Vol. 42. No. 5. P. 1341—1345.

247. Kennedy T.A., Leibler D.C. Peroxy radical scavenging by (3-carotene in lipid bilayers: effect of oxygen partial pressure // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 4658^1663.

248. Keppler D.L., Baker C.J., Atkinson M.M. Active oxygen production during a bacteria-induced hypersensitive reaction in tobacco suspension cells // Phytopathology. 1989. Vol. 79. P. 974—978.

249. Kershaw K.A. Physiological ecology of lichens. Cambridge etc.: Cambridge University Press, 1985. 293 p.

250. Kershaw K.A., Millbank J.W. Nitrogen metabolism in lichens . II. The partition ofcephalodial-fixed nitrogen between the mycobiont and photobionts of Peltigera aphthosa // New Phytol. 1970. Vol. 69. No. 1. P. 75—79.

251. Keweloh H., Heipieper H.J. Trans unsaturated fatty acids in bacteria // Lipids. 1996. Vol. 31. No. 2. P. 129—137.

252. Khotimchenko S.V., Titlyanova T.V. Distribution of an amino acid-containing phospholipidin brown algae // Phytochemistry. 1996. Vol. 41. No. 6. P. 1535—1537.

253. Kim M.-K., Dubacq J.-P., Thomas J.-C., Giraud G. Seasonal variations of triacylglycerols and fatty acids in Fucus serratus II Phytochemistry. 1996. Vol. 43. No. 1. P. 49—55.

254. Kinraide W.T.B., Ahmadjian V. The effects of usnic acid on the physiology of two cultured species of the lichen alga Trebouxia Puym. // Lichenologist. 1970. Vol. 4. No. 3. P. 234—247.

255. Kiseleva L.L., Horvath I., Vigh L., Los D.A. Temperature-induced specific lipid desaturation in the thermophilic cyanobacterium Synechococcus vulcanus // F.E.M.S. Microbiol. Lett. 1999. Vol. 175. P. 179—183.

256. Klapheck S., Chrost В., Starke J., Zimmerman H. y-glutamylcysteinylserine a new Ф homologue of glutathion in plants of family Poaceae // Bot. Acta. 1992. Vol. 105. P.174—179.

257. Krinsky N.I. Function // Carotenoids. Isler O. (ed.). Basel: Birkhauser Verlag, 1971. P. 669— 716.

258. Krinsky N.I. Carotenoid protection against oxidation // Pure Appl. Chem. 1979. Vol. 51. P. 649—660.

259. Krinsky N.I. Antioxidant functions of carotenoids // Free Radic. Biol. Med. 1989. Vol. 7. P. 617—635.

260. Krinsky N.I., Deneke S.M. Interaction of oxygen and oxy-radicals with carotenoid // J. Natl.

261. Kiinzler K., Eichenberger W. Betaine lipids and zwitterionic phospholipids in plants and fungi

262. Malhotra S.S., Khan A.A. Sensitivity to SO, of various metabolic processes in an epiphytic lichen, Evernia mesomorpha II Biochem. Physiol. Pflanzen. Vol. 178. P. 121—130.

263. Malinowski D.P., Fridovich I. Bovine erythrocyte superoxide dismutase: diazo coupling,subunit interactions, and electrophoretic variants // Biochemistry. 1979. Vol. 18. No. 1. P. 237—244.

264. Marklund S.L. Extracellular superoxide dismutase and other superoxide dismutase isozymes ^ in tissues from nine mammalian species // Biochem. J. 1984. Vol. 222. P. 649—655.

265. Margalith P.Z. Pigment microbiology. London: Chapman & Hall, 1992. 156 p.

266. Margalith P., Meydav S. Some observations on the carotenogenesis in the yeast Rhodotorulamucilaginosa // Phytochemistry. 1968. Vol. 7. No. 5. P. 765—768.

267. Marti J. Die Toxizitat von Zink, Schwefel- und Stickstoffverbindungen auf Flechten-Symbionten // Biblioth. Lichenol. 1985. Bd. 21. P. 3—130.

268. Martin B.A., Schoper J.B., Rinne R.W. Change in soybean (Glycine max (L.) Merr.)glycerolipids in response to water stress // Plant Physiol. 1986. Vol. 81. P. 798—801.

269. Masamoto K., Riethman H.C., Sherman L.A. Isolation and characterization of a carotenoid-associated thylakoid protein from the cyanobacterium Anacystis nidulans R2 // Plant Physiol. 1987. Vol. 84. P. 633—639.

270. Mato J.M., Alemany S. What is the function of phospholipid V-methylation? // Biochem. J. 1983. Vol. 213. P. 1—10.

271. Matta J.L., Trench R.K. The enzymatic response of the symbiotic dinoflagellate

272. Symbiodinium microadriaticum (Freudenthal) to growth in vitro under varied oxygen tensions// Symbiosis. 1991. Vol. 11. No. 1. P. 31—45.

273. Maunders M.J., Braun S.B., Woolhouse H.W. The appearance of chlorophyll derivatives in senescing tissues // Phytochemistry. 1983. Vol. 22. No. 11. P. 2443—2446.

274. May M.J., Leaver C.J. Oxidative stimulation of glutathion synthesis in Arabidopsis thaliana f suspension cultures // Plant Physiol. 1993. Vol. 103. P. 621—627.

275. McKersie B.D., Hoekstra F.A., Krieg L.C. Differences in the susceptibility of plant membrane lipids to peroxidation // Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1030. P. 119—126.

276. Mechdy M.C. Active oxygen species in plant defence against pathogens // Plant Physiol. 1994. Vol. 105. P. 467—472.

277. Mehta R.L., Zayas J.F. Antioxidative effect of ajowan in a model system // J. Amer. Oil Chem. Soc. 1995. Vol. 72. No. 10. P. 1215—1218.

278. Merzlyak M.N., Kovrizhnikh V.A. Allomerization of chlorophyll in pea plants treated with diquat and fumigated with sulfur dioxide: possible participation of free-radical reactions in pigment degradation // J. Plant Physiol. 1986. Vol. 123. P. 503—506.

279. Plant lipid metabolism. Kader J.-C., Mazliak P. (eds.). The Netherlands: Kluwer Academic Publishers, 1995. 423^25.

280. Minn J., Daly W.H., Negulescu I.I., McMurtrey K.D., Schultz T.P. Antioxidant properties of the hydrophobic stilbenol chlorophorin//J. Agric. Food Chem. 1996. Vol. 44. No. 10. P. 2946—2947.

281. Minotti G., Aust S.D. Redox cycling of iron and lipid peroxidation // Lipids. 1992. Vol. 27. No. 3. P. 219—226.

282. Mittler R., Lam E. Sacrifice in the face of foes : pathogen-induced programmed cell death in higher plants // Trends Microbiol. 1996. Vol. 4. P. 10—15.

283. Mittler R., Zilinskas B.A. Molecular cloning and characterization of a gene encoding pea cytosolic ascorbate peroxidase // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 21802—21807.

284. Mittler R., Feng X., Cohen M. Post-transcriptional suppression of cytosolic ascorbateperoxidase expression during pathogen-induced programmed cell death in tobacco // Plant Cell. 1998. Vol. 10. P. 461—474.

285. Miyake С., Asada К. Inactivation mechanism of ascorbate peroxidase at low concentrations ofascorbate; hydrogen peroxide decomposes compound I of ascorbate peroxidase // Plant Cell Physiol. 1996. Vol. 37. No. 4. P. 423^30.

286. Moran P.J. Plant-mediated interaction between insects and a fungal plant pathogen and the role of plant chemical responses to infection // Oecologia. 1998. Vol. 115. No. 4. P. 523—530.

287. Moreau P., Bessoule J.J., Mongrand S., Testet E., Vincent P., Cassagne C. Lipid trafficking in plant cells // Progr. Lipid Res. 1998. Vol. 37. No. 9. P. 371—391.

288. Moreau S., Day D.A., Puppo A. Ferrous iron is transported across the peribacteroid membrane of soybean nodules // Planta. 1998b. Vol. 207. P. 83—87.

289. Mortensen A., Skibsted L.H. Relative stability of carotenoid radical cations and homologue tocopheroxyl radicals. A real time kinetic study of antioxidant hierarchy // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1997. Vol. 417. No. 3. P. 261—266.

290. Murata N., Wada H., Gombos Z. Modes of fatty-acid desaturation in cyanobacteria // Plant Cell Physiol. 1992. Vol. 33. No. 7. P. 933—941.

291. Murphy D.J., Piffanelli P. Fatty acid desaturases: structure, mechanism and regulation // Plant lipid biosynthesis. Fundamentals and agricultural applications. Harwood J.L. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1998. P. 95—130.

292. Murphy M.E., Scholich H., Sies H. Protection by glutathione and other thiol compounds against the loss of protein thiols and tocopherol homologs during microsomal lipid peroxidation//Eur. J. Biochem. 1992. Vol. 210. P. 139—146.

293. Murphy T.M., Vu H., Nguyen T. The superoxide synthases of rose cells // Plant Physiol. 1998. Vol. 117. P. 1301—1305.

294. Nagatsu A., Tenmaru K., Matsuura H., Murakami N., Kobayashi Т., Okuyama H., Sakakibara J. Novel antioxidants from roasted perilla seed // Chem. Pharm. Bull. 1995. Vol. 43. No. 5. P. 887—889.

295. Nakano Y., Asada K. Hydrogen peroxide in scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts // Plant Cell Physiol. 1981. Vol. 22. No. 5. P. 867—880.

296. Nakayama Т., Amachi T. Fungal peroxidase: its structure, function, and application // J. * Molec. Catalysis. 1999. Vol. 6. No. 3. P. 185—198.

297. Nakayama Т., Kaneko M., Kodama M., Nagata C. Cigarette smoke induces DNA single-strand breaks in human cell // Nature. 1985. Vol. 314. No. 6010. P. 462^64.

298. Nash III Т.Н. Introduction // Lichen biology. Nash III Т.Н. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1996. P. 1—7.

299. Navari-Izzo F., Quartacci M.F., Izzo R. Free fatty acids, neutral and polar lipids in Hordeum vulgare exposed to long-term fumigation with S02 // Physiol. Plant. 1991. Vol. 81. P. 467—472.

300. Navari-Izzo F., Quartacci M.F., Izzo R., Pinzino C. Degradation of membrane lipid components and antioxidant levels in Hordeum vulgare exposed to long-term fumigation with S02 // Physiol. Plant. 1992. Vol. 84. P. 73—79.

301. Navari-Izzo F., Quartacci M.F., Sgherri C.M.L. Superoxide generation in relation todehydratation and rehydratation // Biochem. Soc. Trans. 1996. Vol. 24. No. 2. P. 447—451.

302. Neubauer C., Yamamoto H.Y. Mehler-peroxidase reaction mediates zeaxanthin formation and ^ zeaxanthin-related fluorescence quenching in intact chloroplasts // Plant Physiol. 1992.

303. Vol. 99. No. 4. P. 1354—1361.ж Newton R.P., Walton T.J., Moyse C.D. Non-a-tocopherols in the unicellular blue-green alga

304. Gloeocapsa // Biochem. Soc. Trans. 1977. Vol. 5. No. 5. P. 1486—1489.

305. Nichols B.W. Comparative lipid biochemistry of photosynthetic organisms // Phytochemical phylogeny. Harborne J.B. (ed.). London, New York: Academic Press, 1970. P. 105— 118.

306. Nichols B.W., Wood B.J.B. New glycolipid specific to nitrogen-fixing blue-green algae // Nature. 1968. Vol. 217. P. 767—768.

307. Nifontova M.G., Ravinskaya A.P., Shapiro I.A. Effect of acute gamma radiation on somephysiological features of lichens // Lichenologist. 1995. Vol. 27. No. 3. P. 215—224.

308. Nishiuchi Т., Iba K. Roles of plastid co-3 fatty acid desaturases in defense response of higher plants//J. Plant Res. 1998. Vol. 111. No. 1104. P. 481—486.

309. Niyogi K.K., Grossman A.R., Bjorkman O. Arabidopsis mutants define a central role for the xanthophyll cycle in the regulation of photosynthetic energy conversion // Plant Cell. 1998. Vol. 10. No. 7. P. 1121—1134.

310. Okeke B.C., Paterson A., Smith J.E., Watson-Craik I.A. Comparative biotransformation of pentachlorophenol in soils by solid substrate cultures of Lentinula edodes 11 Appl. Microbiol. Biotechnol. 1997. Vol. 48. No. 4. P. 563—569.

311. Olie J., Potts M. Purification and biochemical analysis of the cytoplasmic membrane from the desiccation-tolerant cyanobacterium Nostoc commune UTEX 584 // Appl. Environm. Microbiol. 1986. Vol. 52. P. 706—710.

312. Olsson M. Alterations in lipid composition, lipid peroxidation and anti-oxidative protection during senescence in drought stressed plants and non-drought stressed plants of Pisum sativum II Plant Physiol. Biochem. 1995. Vol. 33. No. 5. P. 547—553.

313. Nerium oleander L. in relation to chilling sensitivity // Plant Physiol. 1987. Vol. 84. P. 88—92.

314. Osman R., Basch H. // J. Amer. Chem. Soc. 1984. Vol. 106. P. 5710—5714.

315. Ott S., Zwoch I. Ethylene production by lichens // Lichenologist. 1992. Vol. 24. No. 1. P. 73—80.

316. Parkhurst R.M., Skinner W.A., Strum P.A. The effect of various concentrations of tocopherolsand tocopherol mixtures on the oxidative stabilities of a sample of lard // J. Amer. Oil Chem. Soc. 1968. Vol. 45. P. 641—642.

317. Parkin K.L., Kuo S.-J. Chiling-induced lipid degradation in cucumber (Cucumis sativa L. cv hybrid C) fruit // Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 1049—1056.

318. Parthier B. Jasmonates: hormonal regulators of stress factors in leaf senescence? //J, Plant Growth Regulat. 1990. Vol. 9. No. 1. P. 57—63.

319. Patzelt H., Kefiler В., Oschkinat H., Oesterhelt D. The entire metabolite spectrum of the green alga Scenedesmus obliquus in isotope-labelled form // Phytochemistry. 1999. Vol. 50. P. 215—217.

320. Peever T.L., Higgins V.J. Electrolyte leakage, lipoxygenase, and lipid peroxidation induced in tomato leaf tissue by specific and nonspecific elicitors from Cladosporium fulvum II Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 867—875.

321. Pfander H. Carotenoids: an overview // Methods in enzymology. San Diego etc.: Academic Press, 1992. Vol. 213. Carotenoids. Packer L. (ed.). Part A. Chemistry, separation, quantitation, and antioxidation. P. 3—13.

322. Pfeffer P.E., Douds Jr. D.D., Becard G., Shachar-Hill Y. Carbon uptake and the metabolism and transport of lipids in an arbuscular mycorrhiza // Plant Physiol. 1999. Vol. 120. P. 587—598.

323. Piervittori R., Alessio F., Usai L., Maffei M. Seasonal variations in lipids ofXanthoriaparietina growing at high elevations // Phytochemistry. 1995. Vol. 40. No. 3. P. 717— 723.

324. Polle A., Morawe B. Seasonal changes of antioxidative systems in foliar buds and leaves of field-grown beech trees (Fagus sylvatica, L.) in a stressful climate // Bot. Acta. 1995. Vol. 108. P. 314—320.

325. Porter N.A. Chemistry of lipid peroxidation // Methods in enzymology. Vol. 105. Oxygenradicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 283—282.

326. Porter N.A., Weber B.A., Weenen H., Khan J. Autoxidation of polyunsaturated lipids. Factor ^ controlling the stereochemistry of product hydroperoxides // J. Amer. Chem. Soc.1980. Vol. 102. P. 5597—5601.

327. Powls R., Redfearn E.R. The tocopherols of the blue-green algae // Biochem. J. 1967. Vol. 104. No. 2. P. 24c—26c.

328. Prasad Т.К., Anderson M.D., Stewart C.R. Acclimation, hydrogen peroxidase, and abscisic acid protect mitochondria against irreversible chilling injury on maize seedlings // Plant Physiol. 1994. Vol. 105. P. 619—627.

329. Prasad K.V.S.K., Saradhi P.P., Sharmila P. Concerted action of antioxidant enzymes andcurtailed growth under zinc toxicity in Brassica juncea II Environm. Exp. Bot. 1999. Vol. 42. No. 1. P. 1—10.

330. Pryor W.A. Why is the hydroxyl radical the only radical that commonly adds to DNA.

331. Hypothesis: it has a rare combination of high electrophycility, high termochemicalreactivity, and a mode of production that can occur near DNA // Free Radic. Biol.

332. Med. 1988. Vol. 4. No. 4. P. 219—223.

333. Pryor W.A., CastleL. Chemical methods for the detection of lipid hydroperoxides // Methods in enzymology. Vol. 105. Oxygen radicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 293—299.

334. Putter J., Becker R. Peroxidases // Methods of enzymatic analysis. Vol. III. Enzymes 1:

335. Oxidoreductases, transferases. Bergmeyer I., Grassl M. (eds.). Weinheim etc., 1983. P. 286—293.

336. Quartacci M.F., Pinzino C., Sgherri C.L.M., Navari-Izzo F. Lipid composition and proteindynamics in thylakoids of two wheat cultivars differently sensitive to drought // Plant Physiol. 1995. Vol. 108. P. 191—197.

337. Rabinowitch H.D., Clare D.A., Crapo J.D., Fridovich I. Positive correlation betweensuperoxide dismutase and resistance to paraquat toxicity in the green alga Chlorella sorokiniana // Arch. Biochem. Biophys. 1983. Vol. 225. No. 2. P. 640—648.

338. Radin N.S., Lavin F.B., Brown J.R. Determination of cerebrosides // J. Biol. Chem. 1955. V. 217. No. 2. P. 789—796.

339. Rao M.V., Paliyath G., Ormrod D.P. Ultraviolet-B- and ozone-induced biochemical changes ^ in antioxidant enzymes of Arabidopsis thaliana // Plant Physiol. 1996. Vol. 110. No.1. P. 125—136.

340. Rau W. Functions of carotenoids other than in photosynthesis // Plant pigments. Goodwin T.W. (ed.). London etc.: Academic Press, 1988. P. 231—255.

341. Recknagel R.O., Glende E.A. Spectrophotometric detection of lipid conjugated dienes //

342. Methods in enzymology. Vol. 105. Oxygen radicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 331—337.

343. Redman R.S., Freeman S., Clifton D.R., Morrel J., Brown G., Rodriguez J. Biochemical analysis of plant protection afforded by a nonpathogenic endophytic mutant of Colletotrichum magna // Plant Physiol. 1999. Vol. 119. P. 795—804.

344. Regnault A., Chervin D., Chammal A., Piton F., Calvayrac R., Mazliak P. Lipid composition of Euglena gracilis in relation to carbon-nitrogen balance // Phytochemistry. 1995. * Vol. 40. No. 3. P. 725—733.

345. Remmer S.B., Ahmadjian V., Livdahl T.P. Effects of IAA (indole-3-acetic acid) and kinetin (6-furfurylamino-purine) on synthetic lichen Cladonia cristatella and its isolated symbionts // Lichen Physiol. Biochem. 1986. Vol. 1. P. 1—25.

346. Renaud S., de Lorgeril M. Wine, alcohol, platelets and the French paradox for coronary heart disease // Lancet. 1992. Vol. 339. P. 1523—1526.

347. Rezanka Т., Vyhnalek O., Podojil M. Separation and identification of lipids and fatty acids of the marine alga Fucus vesiculosus by TLC and GC—MS // Folia Microbiol. 1988. Vol. 33. P. 309—313.

348. Rice-Evans C.A., Miller N.J., Paganga J. Structure-antioxidant activity relationships offlavonoids and phenolic acids // Free Radic. Biol. Med. 1996. Vol. 20. P. 933—956.

349. Rice-Evans C.A., Miller N.J., Paganga J. Antioxidant properties of phenolic compounds // Trends Plant Sci. 1997. Vol. 2. No. 4. P. 152—159.

350. Trebouxia symbiont of Xanthoria aureola to the fungus // New Phytol. 1968. Vol. 67. No. 1. P. 61—68.

351. Richardson D.H.S., Hill D.J., Smith D.H. Lichen physiology. XI. The role of the alga indetermining the pattern of carbohydrate movement between lichen symbionts // New Phytol. 1968. Vol. 67. No 3. P. 469—486.

352. Rikkinen J. What's behind the pretty colours? A study on the photobiology of lichens // Bryobrothera. 1995. Vol. 4. P. 1—239.

353. Rogers K.R., Albert F., Anderson A.J. Lipid peroxidation is a consequence of elicitor activity // Plant Physiol. 1988. Vol. 86. P. 547—553.

354. Rucinska R., Waplak S., Gwozdz E.A. Free radical formation and activity of antioxidantenzymes in lupin roots exposed to lead // Plant Physiol. Biochem. 1999. Vol. 37. No. 3. P. 187—194.

355. Rundel P.W. The ecological role of secondary lichen substances // Biochem. Syst. Ecol. 1978. Vol. 66. P. 157—170.

356. Sallal A.-K., Ghannoum M.A., Al-Hasan R.H., Nimer N.A., Radwan S.S. Lanosterol and diacylglycerophosphocholines in lipids from whole cells and thylakoids of the cyanobacterium Chlorogloeopsis fritschii II Arch. Microbiol. 1987. Vol. 148. P. 1—7.

357. SatoN. Betaine lipids//Bot. Mag. 1992. Vol. 105. P. 185—197.

358. Sato N., Furuya M. Distribution of diacylglyceryltrimethylhomoserine andphosphatidylcholine in non-vascular green plants // Plant Sci. 1985. Vol. 38. P. 81 — 85.

359. Sato N., Murata N. Studies on the temperature shift-induced desaturation of fatty acids in monogalactosyl diacylglycerol in the blue-green alga (cyanobacterium) Anabaena variabilis II Plant Cell Physiol. 1981. Vol. 22. No. 6. P. 1043—1050.

360. Saul R.L., Gee D., Ames B.N. Free radicals, DNA damage and aging //Modern biological theories of aging. Warner H.R., Butler R.N., Sprott R.L., Schneider E.L. (eds.). New York: Raven Press, 1987. P. 113—129.

361. Scandalios J.G. Oxygen stress and superoxide dismutases // Plant Physiol. 1993. Vol. 101. P. 7—12.

362. Schaich K.M. Metals and lipid oxidation. Contemporary issues // Lipids. 1992. Vol. 27. No. 3. P. 209—218.

363. Schlarmann G. Cytochemical investigation in all walls of two ascomycetous mycobionts // ^ Progress and problems in lichenology in the eighties. Peveling E. (ed.) // Biblioth.1.chenol. 1987. Vol. 25. P. 133—135.

364. Schlee D., Kandzia R., Tintemann H., Turk R. Activity of superoxide dismutase andmalondialdehyde content in lichens along an altitude profile // Phyton. 1995. Vol. 35. No. 2. P. 233—242.

365. Schmid C.E., Miiller D.G., Eichenberger W. Isolation and characterization of a newphospholipid from brown algae. Intracellular localization and site of biosynthesis // J. Plant Physiol. 1994. Vol. 143. P. 570—574.

366. Schubert H., Kroon B.M.A., Matthijs H.C.P. In vivo manipulation of the xanthophyll cycle and the role of zeaxanthin in the protection against photodamage in the green alga Chlorella pyrenoidosa // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269. No. 10. P. 7267—7272.

367. Schultz J., Mosbach K. Studies on lichen enzymes. Purification and properties of anorsellinate depside hydrolase obtained from Lasallia pustulata II Eur. J. Biochem. 1971. Vol. 22. No. 2. P. 153—157.

368. Schwacke R., Hager A. Fungal elicitors induce a transient release of active oxygen species j from cultured spruce cells that is dependent on Ca2+ and protein-kinase activity //

369. Planta. 1992. Vol. 187. P. 136—141.ф Selstam Е., Campbell D. Membrane lipid composition of the unusual cyanobacterium

370. Gleobacter violaceus sp. PCC 7421, which lacks sulfoquinovosyl diacylglycerol // Arch. Microbiol. 1996. Vol. 166. P. 132—135.

371. Senaratna Т., Stinson R.H. The association between membrane phase properties anddehydration injury in soybean axes // Plant Physiol. 1984. Vol. 76. P. 759—762.

372. Senaratna Т., McKersie B.D., Borochov A. Desiccation and free radical mediated changes in plant membranes // J. Exp. Bot. 1987. Vol. 38. No. 197. P. 2005—2014.

373. Shapiro I.A., Ravinskaya A.P., Bychek I.A. Physiological and lipid composition changes in lichens due to acute gamma radiation // J. Hattori Bot. Lab. 1998. No. 84. P. 315— 324.

374. Shertzer H.G., Tabor M.W., Hogan I.T.D., Brown S.J., Sainsbury M. Molecular modeling parameters predict antioxidant efficacy of 3-indolyl compounds // Arch. Toxicol. 1996. Vol. 70. P. 830—834.

375. Shewfelt R.L., Purvis A.C. Toward a comprehensive model for lipid peroxidation in plant tissue disorders // HortScience. 1995. Vol. 30. No. 2. P. 213—218.

376. Silberstein L., Siegel B.Z., Siegel S.M., Mukhtar A., Galun M. Comparative studies on

377. Xanthoria parietina, a pollution-resistant lichen, and Ramalina duriaei, a sensitive species. II. Evolution of possible air pollution-protection mechanisms // Lichenologist. 1996. Vol. 28. No. 4. P. 367—383.

378. Siu G.M., Draper H.H. Metabolism of malondialdehyde in vivo and in vitro // Lipids. 1982. Vol. 17. P. 349—355.

379. Slater T.F. Overview of methods used for detecting lipid peroxidation // Methods inenzymology. Vol. 105. Oxygen radicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 283—293.

380. Smith D.H., Douglas A.E. The biology of symbiosis. London: Edward Arnold Press, 1987. 302 p.

381. Smith I.K. Stimulation of glutathion synthesis in photorespiring plants by catalase inhibitors // Plant Physiol. 1985. Vol. 79. P. 1044—1047.

382. Smith K.L., Bryan G.W., Harwood J.L. Changes in endogenous fatty acids and lipid synthesis associated with copper pollution in Fucus spp. // J. Exp. Bot. 1985. Vol. 36. No. 165. P. 663—669.

383. Solberg Y. Studies on the chemistry of lichens. XI. Chemical investigations of five

384. Norwegian Alec tor ia species // Acta Chem. Scand. 1975. Vol. 29. No. 2. P. 145—153.

385. Solberg Y. A literature review of the lipid constituents of higher fungi. New investigations of Agaricales species // Int. J. Mycol. Lichenol. 1989. Vol. 4. No. 1—2. P. 137—154.

386. Soni M.J. Antioxidants: helpful or harmful? // Curr. Sci. 1995. Vol. 68. No. 8. P. 783—784.j Soriente A., Bisogno Т., Gambacorta A., Romano I., Sili C., Trincone A., Sodano G.

387. Reinvestigation of heterocyst glycolipids from the cyanobacterium, Anabaena cylindrica II Phytochemistry. 1995. Vol. 38. No. 3. P. 641—645.

388. Sroka Z., Rz^dkowska-Bodalska H., Mazol I. Antioxidative effect of extract from Erodium cicutarium L. // Z. Naturf., C. 1994. Vol. 49. P. 881—884.

389. Stahl U., Banas A., Stymne S. Plant microsomal phospholipid acyl hydrolases haveselectivities for uncommon fatty acids // Plant Physiol. 1995. Vol. 107. P. 953—962.

390. Starr M.P. A generalised scheme for classifying organismic associations // Symp. Soc. Exp. Biol. 1975. Vol. 29. P. 1—20.

391. Steels E.L., Learmonth R.P., Watson K. Stress tolerance and membrane lipid unsaturation in Saccharomyces cerevisiae grown aerobically or anaerobically // Microbiology. 1994. Vol. 140. P. 569—576.

392. Stacker R., Yamamoto Y., McDonagh A.F., Glazer A.N., Ames B.N. Bilirubin is anantioxidant of possible physiological importance // Science. 1987. Vol. 235. No. 4792. P. 1043—1046.

393. Streb P., Feierabend J. Oxidative stress responses accompanying photoinactivation of catalase in NaCl-treated rye leaves // Bot. Acta. 1996. Vol. 109. P. 125—132.

394. Suarna C., Baca M., Craig D.C., Scudder M., Southwell-Keely P.T. Further oxidationproducts of 2.2,5,7,8-pentamethy 1-6-chromanol // Lipids. 1991. Vol. 26. No. 10. P. 847—852.

395. Sukenik A., Carmeli Y., Berner T. Regulation of fatty acid composition by irradiance level in the eustigmatophyte Nannochloropsis sp. // J. Phycol. 1989. Vol. 25. No. 4. P. 686— 692.

396. Sutherland M. W. The generation of oxygen radicals during host plant responses to infection // Physiol. Molec. Plant Pathol. 1991. Vol. 39. P. 79—93.

397. Swanson A., Fahselt D. Effects of ultraviolet on polyphenolics of Umbilicaria americana II Canad. J. Bot. 1997. Vol. 75. P. 284—289.

398. Takeda Т., Yoshimura K., Ishikawa Т., Shigeoka S. Purification and characterization of ascorbate peroxidase in Chlorella vulgaris II Biochimie. 1998. Vol. 80. No. 4. P. 295—301.

399. Tampo Y., Yonaha M. Effects of membrane charges and hydroperoxides on Fe(II)-supported lipid peroxidation in liposomes//Lipids. 1996. Vol. 31. No. 10. P. 1029—1038.

400. Taranto P.A., Keenan T. W., Potts M. Rehydration induces rapid onset of lipid biosynthesis in desiccated Nostoc commune (Cyanobacteria) II Biochim. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1168. No. 2. P. 228—237.

401. Tel-Or E., Huflejt M., Packer L. The role of glutathione and ascorbate in hydroperoxideremoval in cyanobacteria // Biochem. Biophys. Res. Communicat. 1985. Vol. 132. No. 2. P. 533—539.

402. Terao J. Antioxidant activity of (3-carotene-related carotenoids in solution // Lipids. 1989. Vol. 24. No. 7. P. 659—661.

403. Terao J., Piskuli M., Yao Q. Protective effect of epicatechin, epicatechin gallate and quercitin on lipid peroxidation in phospholipid bilayers // Arch. Biochem. Biophys. 1994. Vol. 308. P. 278—284.

404. Thomas D.J., Thomas J.В., Prier S.D., Nasso N.E., Herbert S.K. Iron superoxide dismutase protects against chilling damage in the cyanobacterium Synechococcus species PCC7942 // Plant Physiol. 1999. Vol. 120. P. 275—282.

405. Thompson G.A. Lipids and membrane function in green algae // Biochim. Biophys. Acta. 1996. Vol. 1302. P. 17—45.

406. Thompson J.E., Legge R.L., Barber R.F. The role of free radical in senescence and wounding // New Phytol. 1987. Vol. 105. P. 317—344.

407. Tensberg Т., Holtan-Hartwig J. Phycotypes pairs in Nephroma, Peltigera and Lobaria in Norway//Nordic J. Bot. 1983. Vol. 3. P. 681—688.

408. Tokumura A., Miyake M., Yoshimoto O. Metal-ion stimulation and inhibition oflysophospholipase D which generates bioactive lysophosphatidic acid in rat plasma // Lipids. 1998. Vol. 33. No. 10. P. 1009—1015.

409. Torzilli A.P., Lawrey J.D. Lichen metabolites inhibit cell wall-degrading enzymes produced by the lichen parasite Nectraparmeliae II Mycologia. 1995. Vol. 87. No. 6. P. 841— 845.

410. Ф Tran K., Wong J.T., Lee E., Chan A.C., Choy P.C. Vitamin E potentiates arachidonate releaseand phospholipase A2 activity in rat heart myoblastic cells // Biochem. J. 1996. Vol. 319. P. 385—391.

411. Tsang E.W., Bowler C., Herouart D., Van Camp W., Villarroel R., Genetello C., Van Montagu M., Inze D. Differential regulation of superoxide dismutases in plants exposed to environmental stress // Plant Cell. 1991. Vol. 3. P. 783—792.

412. Valadon I.R.G. Carotenoids as additional taxonomic characters in fungi: a review // Trans. Brit. Mycol. Soc. 1976. Vol. 67. P. 1—15.

413. Vargas M.A., Rodriguez H., Moreno J., Olivares H., Del Campo J.A., Rivas J., Guerrero M.G. Biochemical composition and fatty acid content of filamentous nitrogen-fixing cyanobacteria // J. Phycol. 1998. Vol. 34. P. 812—817.

414. Vaskovsky V.E., Latyshev N.A. Modified Jungnickel's reagent for detecting phospholipids and other phosphorus compounds on thin-layer chromatograms // J. Cromatogr. 1975. Vol. 115. No. l.P. 246—249.

415. Vaskovsky V.E., Terekhova T.A. HPTLC of phospholipid mixtures containingphosphatidylglycerol//J. High Resol. Chromatogr. Chromatogr. Communicat. 1979. Vol. 2. No. 11. P. 671-672.

416. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y., Vasendin I.M. A universal reagent for phospholipid analysis // J. Chromatogr. 1975. Vol. 114. No. 1. P. 129—141.

417. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S.V., Xia В., Hefang L. Polar lipids and fatty acids of some marine macrophytes from the Yellow Sea // Phytochemistry. 1996. Vol. 42. No. 5. P. 1347—1356.

418. Velasco L., Goffman F.D. Chemotaxonomic significance of fatty acids and tocopherols in Boraginaceae H Phytochemistry. 1999. Vol. 52. No. 3. P. 423—426.

419. Velikova V., Yordanov I., Edreva A. Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants. Protective role of exogenous polyamines // Plant Sci. 2000. Vol. 151.No. l.P. 59—66.

420. Vera-Estrella R., Blumwald E., Higgins V.J. Effect of specific elicitors of Cladosporium fulvum on tomato suspension cells. Evidence for the involvement of active oxygen species//Plant Physiol. 1992. Vol. 99. No. 3. P. 1208—1215.

421. Vicente C., Palasi M., Estevez M.P. Urease regulation mechanisms in Lobariapulmonaria (L.) Hoffm. // Rev. Bryol. Liclrenol. 1978. Vol. 44. P. 83—89.

422. Vick B.A. Oxygenated fatty acids of the lipoxygenase pathway // Lipid metabolism in plants. * Moore T.S. (ed.). Boca Raton: CRC Press, 1993. P. 167—191.

423. Vitikainen O. Taxonomic revision of Peltigera (lichenized Ascomycotina) in Europe // Acta Bot. Fenn. 1994. Vol. 152. P. 1—96.

424. Vogel G., Eichenberger W. Betaine lipids in lower plants. Biosynthesis of DGTS and DGTA in Ochromonas danica (Chrysophyceae) and the possible role of DGTS in lipid metabolism // Plant Cell Physiol. 1992. Vol. 33. No. 4. P. 427—436.

425. Wang X.M., Hildebrand D.F. Biosynthesis and regulation of linolenic acid in higher plants // Plant Physiol. Biochem. 1988. Vol. 26. No. 6. P. 777—792.

426. Webber M.M., Webber P.J. Ultrastructure of lichen haustoria symbiosis in Parmelia sulcata II Canad. J. Bot. 1970. Vol. 48. P. 1521—1524.

427. Weete J.D. Lipid biochemistry of fungi and other organisms. New York, London: Plenum Press, 1980. 388 p.

428. Wendel A., Cikryt P. The level and half-life of glutathione in human plasma // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1980. Vol. 120. P. 209—211.

429. Whittle K.J., Pennock J.F. The examination of tocopherols by two-dimensional thin-layerchromatography and subsequent colorimetric determination // Analyst. 1967. Vol. 92. P. 423—430.

430. Winkenbach F., Wolk C.P., Jost M. Lipids of membranes and of the cell envelope in heterocysts of a blue-green alga // Planta. 1972. Vol. 107. P. 69—80.

431. Wingate V.P.M., Lawton M.A., Lamb C.J. Glutathione causes a massive and selective induction of plant defense genes // Plant Physiol. 1988. Vol. 87. P. 206—210.

432. Wolff S.P., Garner A., Dean R.T. Free radicals, lipids and protein degradation // Trends Biochem. Sci., Ref. Ed. 1986. Vol. 11. P. 27—31.

433. Yamamoto Y., Watanabe A. Fatty acid composition of lichens and their phyco- and mycobionts // J. Gen. Appl. Microbiol. 1974. Vol. 20. P. 83—86.

434. Yamamoto Y., Yoshimura I., Yamada Y. Cultures of Usneaceae species and growth factor in their cultured tissues // Progress and problems in lichenology in the eighties. Peveling E. (ed.) // Biblioth. Lichenol. 1987. Vol. 25. P. 163—165.

435. Yamamoto H., Miyake C., Dietz K.-J., Tomizawa K.-I., Murata N., Yokota A. Thioredoxin peroxidase in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1999. Vol. 447. P. 269—273.

436. Yamasaki H., Grace S.C. EPR detection of phytophenoxyl radicals stabilized by zinc ions: evidence for the redox coupling of plant phenolics with ascorbate in the H2Or peroxidase system // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1998. Vol. 422. P. 377—380.

437. Yamauchi R., Matsui Т., Satake Y., Kato K., Ueno Y. Reaction products of a-tocopherol with a free radical initiator, 2,2'-а2оЫ.у(2,4ч1т1еЙ1у1уа1егопип1е) // Lipids. 1989. Vol. 24. No. 3. P. 204—209.

438. Yu B.P. Cellular defenses against damage from reactive oxygen species // Physiol. Rev. 1994. Vol. 74. No. 1. P. 139—162.

439. Yu Q., Rengel Z. Drought and salinity differentially influence activities of superoxide dismutases in narrow-leafed lupins//Plant Sci. 1999. Vol. 142. No. 1. P. 1—12.

440. Zacheo G., Bleve-Zacheo T. Involvement of superoxide dismutases and superoxide radicals in # the susceptibility and resistance of tomato plants to Meloidogyne incognita attack //

441. Zhu H., He M., Bannenberg G.L., Moldeus P., Shertzer H.G. Effects of glutathione and pH on the oxidation of biomarkers of cellular oxidative stress // Arch. Toxicol. 1996. Vol. 70. No. 10. P. 628—634.

442. Zimmerman M.P., Thomas F.C., Thompson J.E., Djerassi C., Steiner H., Evans E., Murphy P.T. The distribution of lipids and sterols in cell types from the marine sponge Pseudaxinyssa sp. // Lipids. 1989. Vol. 24. No. 3. P. 210—216.

443. Zopes H., Klapheck S., Bergmann L. The function of homoglutathione andhydroxymethylglutathione for the scavenging of hydrogen-peroxide // Plant Cell Physiol. 1993. Vol. 34. P. 515—521.V

Информация о работе

Котлова, Екатерина Робертовна
кандидата биологических наук
Санкт-Петербург, 2000
ВАК 03.00.12

Диссертация

Антиокислительные системы лишайников - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему Антиокислительные системы лишайников ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Антиокислительные системы лишайников"

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Котлова, Екатерина Робертовна

Введение Диссертация по биологии, на тему "Антиокислительные системы лишайников"

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Котлова, Екатерина Робертовна

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Котлова, Екатерина Робертовна, Санкт-Петербург

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Антиокислительные системы лишайников
ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений