Значение латеральной гетерогенности PIP-аквапоринов для транспорта воды через плазмалемму растительных клеток

Белугин, Борис Владимирович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Значение латеральной гетерогенности PIP-аквапоринов для транспорта воды через плазмалемму растительных клеток
ВАК РФ 03.01.05, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Значение латеральной гетерогенности PIP-аквапоринов для транспорта воды через плазмалемму растительных клеток"

ООЫЛ

На правах рукописи

БЕЛУГИН Борис Владимирович

Значение латеральной гетерогенности Р1Р-аквапоринов для транспорта воды через плазмалемму растительных клеток

03.01.05 - Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва-2011

005011699

Работа выполнена в лаборатории мембран растительных клеток Учреждения Российской академии наук Института физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН, г. Москва.

Научный руководитель:

доктор биологических наук

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор

Ведущее учреждение:

Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского, биологический факультет.

Защита диссертации состоится «15» ноября 2011 г. в «13» часов на заседании диссертационного совета Д 002.210.01 при Учреждении Российской академии наук Институте физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН по адресу: 127276, Москва, Ботаническая ул., 35.

Факс: (499) 977 80-18, e-mail: m-azarkovich@ippras.ru, ifr@ippras.ru .

Автореферат размещен на сайте ИФР РАН по адресу www.ippras.ru С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения Российской академии наук Института физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН.

Автореферат разослан «13» октября 2011 г.

Ученый секретарь совета по защите докторских и кандидатских диссертаций, кандидат биологических наук

Трофимова Марина Сергеевна

Балнокин Юрий Владимирович Булычев Александр Александрович

М.И. Азаркович

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Согласно современным представлениям транспорт воды через биологические мембраны осуществляется по двум путям: через липидный бислой и с участием аквапоринов - белков, формирующих водные каналы в мембранах. Однако до настоящего времени нет определенного ответа на вопрос о том, каков вклад того или иного пути транспорта воды через мембрану в ее осмотическую водную проницаемость и какими факторами он контролируется (Carvajal et al, 1998; Verkman and Mitra, 2000; Hill et al, 2004). Эти исследования должны базироваться на фундаментальном свойстве мембран - неравномерном распределении компонентов в латеральной плоскости, т.е. доменной организации. Доменами называют области мембран, отличающиеся по составу от остальной части мембраны вследствие ограничений в диффузионном обмене их компонентов (Геннис, 1997). Сравнительно недавно в плазматических мембранах эукариот обнаружены специфические домены, смысл существования которых интенсивно изучается. Особенностью таких доменов, получивших название «рафты», является уникальный липидный состав, представленный гликосфинголипидами, фосфолипидами с преимущественно насыщенными жирными кислотами и стеринами, количество которых значительно выше, чем в других доменах (Simons and Ikonen, 1997; Pike, 2003). Эти типы липидов обладают высоким сродством друг к другу, и бислой в зоне рафтов находится в плотном высокоупорядоченном состоянии (London and Brown, 2000). Кроме липидов рафты включают белковые комплексы, для которых, по данным протеомики, характерна высокая степень обогащения компонентами, необходимыми для передачи и восприятия внешних сигналов, защиты от стрессов и патогенов, везикулярного транспорта, а также белками канального типа и транспортерами (Brown and London, 2000; Foster et al, 2003; Borner et al, 2005). Неординарность свойств рафтов вызывает большой интерес к выяснению их роли в функционировании биологических мембран, однако вопрос по-прежнему остается неясным, несмотря на значительный объем информации, полученной к настоящему времени. Поэтому для выяснения роли, а также структуры и функций рафтов, разрабатываются новые экспериментальные подходы. До сих пор метода, гарантирующего выделения чистой фракции «рафтов» не найдено. Поэтому для исследований используют детергент-резистентные мембраны (ДРМ), т.е. мембраны, устойчивые к солюбилизации неионными детергентами (Lingwood and Simons, 2007). Одним из характерных белков детергент-устойчивых фракций плазмалеммы клеток растений оказываются PIP-аквапорины (Mongrand et al, 2004; Borner et al, 2005; Morel et al, 2006; Lefebvre et al, 2007). Локализация аквапоринов в рафтах может указывать на существенную роль таких доменов в ответных реакциях клетки и растения в целом на изменение водного потенциала среды. Известно, что водная проницаемость липидного бислоя определяется его фазовым состоянием, которое в

значительной степени зависит от присутствия стеринов (Lande et al, 1995; Mathai et al., 2008). Если относительное содержание стеринов в рафтах выше, чем в соседних фосфолипидных доменах, то очевидно, что бислой в области рафтов будет более плотно упакован, и скорость осмотического транспорта воды через эти участки будет снижена, а степень такого снижения будет определяться количеством и площадью рафтов в мембране. Ограничение скорости трансмембранного транспорта воды потенциально может создать для клетки проблему со временем достижения осмотического равновесия (Liu et al., 2006). Однако эта проблема может и не возникнуть, так как «внутрирафтовые» аквапорины в результате их активации скомпенсируют снижение осмотической водной проницаемости. При этом допускается, что их концентрация в рафтах подобно стеринам выше. В рамках изложенной схемы рафтовьге домены могли бы детерминировать кинетику трансмембранного транспорта воды. В литературе подобные предположения пока не высказывались, хотя некоторые полученные результаты прямо или косвенно свидетельствуют в пользу этого.

Цель и задачи исследования. Основной целью работы стало исследование возможного механизма регулирования кинетики транспорта воды через плазмалемму, основанного на неравномерном распределении стеринов и PIP-аквапоринов между ее доменами.

Были поставлены следующие задачи:

1. Получить фракции детергент-резистентных мембран из плазмалеммы корней и побегов 5-дневных этиолированных проростков гороха.

2. Сравнить содержание стеринов и PIP-аквапоринов в изолированной плазмалемме, ее детергент-устойчивой и детергент-солюбилизируемой фракциях.

3. Разделить плазмалемму на фракции разной плотности, установить степень обогащения этих фракций стеринами и аквапоринами, а также оценить их осмотическую водную проницаемость.

4. Проверить возможность миграции PIP-аквапоринов из фосфолипидных доменов в детергент-резистентные мембраны при обработке плазмалеммы холодным Тритоном Х-100.

5. Исследовать, зависимость осмотической водной проницаемости и фазового состояния плазмалеммы от степени ее обогащения стеринами.

Научная новизна. Впервые показано, что высокоочшценная плазмалемма, полученная методом разделения микросомальных мембран в водной двухфазной полимерной системе, представлена популяциями везикул, мембраны которых различаются по плотности. Установлено, что мембраны «легких» фракций с плотностью меньше 1.146 г/см3 обогащены стеринами и обладают высокой упорядоченностью липидного матрикса в отличие от «тяжелых», что подтверждает доменную организацию плазмалеммы. В стерин-обогащенных фракциях

плазмалеммы обнаружено высокое по сравнению со стерин-обедненными содержание PIP-аквапоринов, но низкая величина осмотической водной проницаемости. При частичном извлечении стеринов из плазмалеммы содержание PIP-аквапоринов сохраняется на прежнем уровне, а скорость осмотического транспорта воды заметно возрастает. После солюбилизации мембран холодным Тритоном Х-100, когда отношение детергент/белок возрастает, происходит концентрирование PIP-аквапоринов в детергент-резистентной фракции плазмалеммы, отождествляемой с «рафтами». Это указывает на высокую степень сродства PIP-аквапоринов и стеринов и предполагает существование механизма, регулирующего транспорт воды с участием этих компонентов.

Теоретическая и практическая значимость работы. Полученные результаты имеют фундаментальный характер и вносят вклад в понимание молекулярных механизмов эндогенной регуляции трансмембранного транспорта воды. Экспериментальные данные и теоретические обобщения работы могут быть использованы для продолжения исследований, а также в курсах лекций по физиологии и биохимии растений для студентов биологических факультетов.

Апробация работы. Основные результаты работы были представлены на: Международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов» (Москва, 2009), Годичном собрании Общества физиологов растений России «Физико-химические механизмы адаптации растений к антропогенному загрязнению в условиях Крайнего Севера» (Апатиты, 2009), Международной конференции по биоорганической химии, биотехнологии и нанотехнологии, посвященной 75-летию со дня рождения академика Юрия Анатольевича Овчинникова (Москва-Пущино, 2010), Международной конференции «Рецепторы и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, 2011), VII Съезде Общества физиологов растений России (Нижний Новгород, 2011), институтских семинарах.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 7 работ.

Структура и объем работы. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, изложения полученных результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 111 страницах, включает 20 рисунков. Список литературы содержит 197 источников, из которых 192 на иностранном языке.

ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Объекты исследования - плазмалемма, изолированная из корней и побегов 5-дневных этиолированных проростков гороха (Pisum sativum L.). Проростки выращивали в термостатируемой камере при 25°С на отфильтрованной водопроводной воде.

Для получения микросомальных мембран растительный материал гомогенизировали в среде, содержащей 300 мМ сахарозу, 100 мМ Трис-HCl (рН 8.0),

10 мМ ЭДТА, 5 мМ метабисульфит калия, 5 мМ дитиотреитол, 1 мМ фенилметилсульфонилфторид и 0.6% поливинилпирролидон. Микросомальные мембраны осаждали центрифугированием гомогената 30 мин при 100000 g. Плазматические мембраны получали путем разделения микросомальных мембран в водной двухфазной полимерной системе 6.2% ПЭГ3500 - 6.2% Декстран Т500 (Larsson el al., 1994). Плазмалемму собирали из верхней фазы, осаждали центрифугированием (30 мин при 100000 g) и переводили в среду суспендирования, содержащую 0.3 М сахарозу, 5 мМ дитиотреитол, 0.5 мМ ЭДТА и 5 мМ бис трис пропан-MES (рН 7.2), замораживали и хранили до использования при -70°С. Чистоту мембранных препаратов оценивали по активности маркерных ферментов (Briskin et al., 1987).

Фракции плазмалеммы разной плотности и детергент-устойчивые мембраны получали флотацией исходной плазмалеммы или солюбилизированной 1% Тритоном Х-100 в течение 30 мин при 4°С после центрифугирования в ступенчатом градиенте плотности OptiPrep («Sigma», США). 50% OptiPrep, приготовленный на среде суспендирования, смешивали с мембранным материалом до конечной концентрации 30% и помещали на дно центрифужной пробирки. Сверху последовательно наслаивали 20 и 10% растворы OptiPrep в той же среде. После центрифугирования 2 ч при 100000 g фракции отбирали в направлении сверху вниз.

Содержание белка определяли при помощи бицинхониновой кислоты или по Bradford (1976) с использованием 0.05% (в/о) Тритона Х-100 для солюбилизации мембранных белков н БСА в качестве стандарта.

Содержание стеринов оценивали при помощи набора ферментов Amplex Red Cholesterol Assay Kit («Invitrogen», США) по протоколу изготовителя. В качестве стандарта использовали холестерин.

Электрофоретическое разделение мембранных белков проводили в 12.5% ПАА-геле по методу Laemmli (1970). Белки переносили на нитроцеллюлозную мембрану Hybond-C Super («GE Healthcare», США) по Towbin (1979). Мембрану блокировали в буфере PBS, содержащем 0.05% (в/о) Tween 20 и 2% (в/о) сухое молоко. Для иммунодетекции аквапоринов использовали первичные кроличьи антитела, полученные против конъюгата БСА с пептидом, соответствующим консервативной аминокислотной последовательности аквапоринов Р1Р-типа (DYKEPPPAPLFEPGELSSWS), и вторичные козьи антитела, меченные флуоресцеином или конъюгированные с пероксидазой («Медгамал», Россия), используя цветную реакцию на пероксидазу с 4-хлор-1-нафтолом в качестве субстрата. Для визуализации белковых полос гели и блоты сканировали на Epson V700 или Typhoon Trio Plus («GE Healthcare», США).

Осмотическую водную проницаемость плазмалеммы оценивали по величине константы скорости осмотического сжатия везикул. В экспериментах методом остановленного потока регистрировали кинетику изменений светорассеяния

суспензии везикул, вызванных осмотическим сжатием после увеличения концентрации сахарозы в среде с 0.1 до 0.3 М (Трофимова и др., 2001).

Для «обеднения» плазмалеммы по стеринам суспензию везикул (2 мг белка/мл) инкубировали с метил-р-циклодекстрином в течение 30 мин при 4°С и переосаждали (30 мин, 100000 g).

Фазовое состояние липидного бислоя оценивали по величине генерализованной поляризации возбуждения флуоресценции липофильного зонда лаурдана (Fluka), встроенного в мембраны в (50 мкг белка/мл) в конечной концентрации 0.3 мкМ. Значения генерализованной поляризации возбуждения рассчитывали по формуле: GPEX = (I«o_i490)/(I440+I490), где I440 и I490 - интенсивность флуоресценции при соответствующих длинах волн и возбуждении 380 им.

Полученные данные обрабатывали стандартными статистическими методами.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Содержание PIP-аквапоринов в детергент-устойчивых и детергент-солюбилизируемых мембранах

Метод получения липидных «рафтов» для анализа основан на их устойчивости к солюбилизации неионными детергентами и низкой плавучей плотности (Lingwood and Simons, 2007). Для выделения детергент-устойчивой фракции мембраны обрабатывали Тритоном Х-100 в соотношении детергент/белок 15:1 на холоду в течение 30 мин и центрифугировали в градиенте плотности OptiPrep. После этого с градиента было собрано шесть фракций.

На рис. 1 показано, что детергент-устойчивая фракция мембран всплывает в среднюю зону градиента, которая имеет плотность <1.175 г/см3. Такая плотность фракций согласуется с литературными данными о плотности детергент-устойчивых мембран плазмалеммы растительных клеток (Mongrand et al., 2004; Morel et al., 2006).

Рис. 1. Характерная картина распределения мембранного материала после центрифугирования в градиенте плотности Ор^Ргер

солюбилизированной 1% Тритоном Х-100 плазмалеммы побегов. Цифрами обозначены номера фракций, указаны концентрации и плотности растворов ОрПРтер. ДРМ - фракции 3 и 4. Солюбилизированные белки - фракции 5 и 6.

Две верхние фракции градиента (рис. 2а) содержали следовое количество белка, в то время как фракции 3 и 4 - около 20%, а основная его часть была распределена между5 и 6 фракциями. Детергент-устойчивые мембраны оказались в 3 и 4 фракциях. Тотальное содержание белка в пробирке составляло обычно 250-500 мкг, и это количество принимали за 100%.

Высокое обогащение мембран стеринами считается основным признаком присутствия рафтов в мембране. Нами было проанализировано содержание стеринов во фракциях градиента. Как видно из рис. 26, наибольшая величина отношения стерин/белок приходится на фракции 3 и 4, хотя стерины содержатся и в солюбилизированной Тритоном Х-100 части плазмалеммы (фракции 5 и 6). Это может означать, что не все стерины входят в состав рафтов. Высокое содержание стеринов во фракциях 3 и 4 позволяет оценить их как детергент-устойчивые мембраны.

0) S X

пз

I ф

ч: о О

_сп_

500

400

с.

Ч)

а.

200

100

[Ь

гЬ

Фракции

Рис. 2. Распределение мембранного белка (а) и отношение стерин/белок (б) во фракциях, собранных после центрифугирования солюбилизированной 1 % Тритоном Х-100 плазмалеммы побегов в градиенте плотности OptiPrep. Детергент-устойчивые мембраны - фракции 3 и 4. За 100% принимали содержание белка плазмалеммы, которое обычно составляло от 250 до 500 мкг на центрифужную пробирку.

Далее нами был проанализирован белковый спектр и содержание PIP-аквапоринов детергент-устойчивых и детергент-солюбилизируемых фракций плазмалеммы (рис. 3). Видно, что белки фракций 3 и 4, отличаются от состава фракций 5 и 6, содержащих солюбилизированные мембраны, тогда, как и те и другие в сумме сходны с белковым спектром плазмалеммы до солюбилизации ее Тритоном Х-100 (рис. За). Согласно данным иммунодетекции PiP-аквапоринов эти белки были обнаружены во всех фракциях градиента, причем их содержание в детергент-устойчивых фракциях было существенно выше, чем в детергент-солюбилизированной части плазмалеммы (рис. 36).

Как известно, солюбилизация мембран Тритоном Х-100 нарушает естественное взаимодействие мембранных белков и липидов между собой. Тритон Х-100 действует

Рис. 3. Электрофоретическое разделение белков (а) и иммунодетекция (б) PIP-аквапоринов в плазмалемме (ПМ) и во фракциях 2-6 градиента плотности OptiPrep, собранных после центрифугирования солюбилизированной 1% Тритоном Х-100 плазмалеммы побегов. Отношение детергент/белок - 15:1. На дорожку наносили по 3 мкг белка. Белки в гелях окрашивали SYPRO Ruby. Для визуализации блотов использованы вторичные козьи антитела, меченые флуоресцеином. Стрелками указаны димерные и мономерные формы аквапоринов.

избирательно, не подвергая солюбилизации стерин-обогащенные участки мембран (London and Brown, 2000). При этом мембранные белки, имеющие высокую гидрофобность, могут мигрировать в эти участки и, наоборот, белки, локализованные в рафтах, могут перемещаться в другие домены. Поэтому белковый состав ДРМ может не соответствовать белковому составу рафтов. Чтобы доказать возможность перераспределения PIP-аквапоринов между рафтами и иными доменами в результате обработки плазмалеммы Тритоном Х-100, плазмалемму солюбилизировали при разных соотношениях детергент/белок и выделяли детергент-устойчивые мембраны. Поскольку фракции градиента, собранные в пределах одной ступени между собой практически не отличались по количеству белка, стеринов и аквапоринов, то они были объединены и проанализированы на содержание в них аквапоринов. На рис. 4 приведены данные этого эксперимента. Видно, что с увеличением отношения детергент/белок повышается содержание аквапоринов в детергент-устойчивых мембранах. Исходя из этих данных, можно сказать, что PIP-аквапорины не обязательно являются резидентными белками стерин-обогащенных доменов плазмалеммы, а обработка Тритоном Х-100 «затягивает» эти белки в такие структуры.

Х-100 : белок 10:1 20:1 1+2 3+4 5+6 1+2 3+4 5+6

66 45

Рис. 4. Иммунодетекция аквапоринов во фракциях 1-6 градиента плотности, собранных после флотации плазмалеммы побегов солюбилизированной Тритоном Х-100 при разном соотношении детергент: белок. На дорожки наносили по 3 мкг белка, кроме фракций 1 и 2, которые наносили в максимальном объеме. Блоты визуализировали при помощи вторичных козьих антител, меченых флуоресцеином. Стрелками указаны димерные и мономерные формы аквапоринов.

Характеристика фракций плазмалеммы разной плотности

С учетом того, что обработка детергентами может вызывать изменение взаимодействий между компонентами мембраны, был проведен эксперимент по разделению плазмалеммы на фракции различной плотности без предварительной обработки детергентами. Такой метод был разработан Macdonald и Pike (2005) для быстрого и эффективного выделения липидных рафтов без использования детергентов, основой которого является разделение мембран по плотности. В качестве критерия обогащения рафтами фракций плазмалеммы использовали величину отношения стерин/белок и плотность упаковки липидного бислоя.

На рис. 5 приведена характерная картина распределения мембранного материала плазмалеммы после центрифугирования в трехступенчатом градиенте плотности OptiPrep. В этом случае три фракции плазмалеммы разной плотности распределились на интерфазах ступеней градиента. Они были собраны и

Рис. 5. Фракционирование плазмалеммы побегов флотацией в градиенте плотности ОрйРгер. Фракции плазмалеммы разной плотности собирали на границах ступеней градиента. Цифрами указаны номера фракций, концентрация и плотность ОрйРгер.

к. « «Иг

(ьййг

НИ

OptiPrep % г/см3

10 1.098 20 1.146 30 1.175

проанализированы на содержание белка, стеринов и аквапоринов. Как оказалось две верхние ступени градиента содержали по 40-50% от общего количества белка, загруженного в градиент, при этом количество белка в самой нижней фракции было минимальным (рис. 6а). Это было характерно для плазмалеммы и корней, и побегов. Если судить по величине отношения стерин/белок (рис. 66), то только во фракциях 3 корней и побегов наблюдалось низкое содержание стеринов. При этом отношение стерин/белок в исходной плазмалемме из корней было выше, чем в плазмалемме из побегов. Следует отметить, что в детергент-устойчивых мембранах из плазмалеммы побегов отношение стерин/белок (рис. 26) достигало 400 мкг/мг, т.е. заметно превышало этот показатель для плазмалеммы, фракционированной по плотности в градиенте ОриРгер (рис. 66).

ПК __

№

400

0 Ц

1 ^

о.

I-

П К

пм

Фракции Фракции

Рис. 6. Распределение мембранного белка (о), и отношение стерин/белок (б) в плазмалемме (ПМ) побегов (П) и корней (К) и во фракциях (1-3) разной плавучей плотности, собранных после разделения мембран флотацией в градиенте плотности ОрНРгер. За 100% принимали содержание мембранного белка (500-750 мкг), вносимого в каждую пробирку перед центрифугированием.

По результатам иммунодетекции Р1Р-аквапоринов во фракциях разной плотности (рис. 7) можно заключить, что доля этих белков в «легких» мембранах выше, по сравнению с «тяжелыми» фракциями и с исходной плазмалеммой, что справедливо для плазмалеммы и побегов, и корней. В распределении аквапоринов по фракциям наблюдалась корреляция с содержанием в них стеринов.

Совокупность приведенных результатов можно интерпретировать как свидетельство в пользу того, что Р1Р-аквапорины обладают высоким сродством к стерин-богатым доменам, но не обязательно являются их резидентами.

Фазовое состояние липидного бислоя и осмотическая водная проницаемость фракций плазмалеммы разной плотности

Поскольку во фракциях плазмалеммы была обнаружена неодинаковая степень обогащения стеринами, мы предположили, что бислой в этих фракциях обладает разной степенью упорядоченности, что, как известно из работ на модельных

Побеги Корни кДа ПМ 1 2 ЗПМ 1 2 3

Рис. 7. Электрофоретическое разделение белков (а) и иммунодетекция (б) Р1Р-аквапоринов в плазмалемме (ПМ) и во фракциях разной плотности (1, 2, 3) из побегов и корней. На дорожку наносили по 10 мкг белка. Для визуализации использовали вторичные козьи антитела, меченные пероксидазой, и 4-хлор-1-нафтол в качестве хромогенного субстрата. Стрелками указаны мономерные и димерные формы аквапоринов.

мембранах, влияет на осмотическую водную проницаемость липидного бислоя (Lande etal., 1995; Schuler et al., 1991).

Для проверки такого предположения оценили фазовое состояние мембранных липидов этих фракций с использованием флуоресцентного зонда лаурдана, который также хорошо подходит и для исследования степени оводненности липидного матрикса мембран (Parasassi et al., 1995). О фазовом состоянии бислоя мембран судили по величине генерализованной поляризации возбуждения флуоресценции (GPEX) лаурдана, значения которой могут принимать значения от -1 до +1, при этом величины ниже +0.25 соответствуют неупорядоченным жидкофазным доменам с высоким содержанием воды, а выше +0.5 - упорядоченным твердофазным.

На рис. 8 представлена температурная зависимость спектров генерализованной поляризации возбуждения флуоресценции лаурдана, встроенного в мембраны фракций разной плотности плазмалеммы побегов. Как видно, при увеличении температуры значения GPEX лаурдана изменяются от значений, превышающих 0.5 при 10°С, до величин меньше 0.25 при 40°С. Это подтверждает, что в физиологическом диапазоне температур в плазмалемме сосуществуют твердо- и жидкофазные домены. На этом же рис. можно видеть, что спектры GPEX лаурдана в плазмалемме с низкой плотностью, располагаются по оси ординат выше по сравнению с фракциями высокой плотности. Это указывает на преобладание доли твердофазных доменов в липидном бислое мембран с высоким содержанием стеринов. На основании этих результатов можно ожидать, что осмотическая водная проницаемость бислоя таких мембран будет снижена, и для проверки этого была оценена осмотическая водная проницаемость мембран фракций разной плотности, показателем которой служила константа скорости сжатия везикул, полученная аппроксимацией экспериментальных данных изменения кинетики светорассеяния при генерации осмотического градиента.

Поскольку фракции с низкой плотностью мало отличались друг от друга по содержанию белка, стеринов и аквапоринов (рис. 6 и 7), а также по фазовому состоянию липидного бислоя (рис. 8), то было решено объединить их. Результаты эксперимента по оценке водной проницаемости плазмалеммы и везикул «легких» (1+2) и «тяжелых» (3) мембран приведены на рис. 9. Видно, что в мембранах с высоким отношением стерин/белок осмотическая водная проницаемость ниже и, наоборот, - при низкой величине отношения проницаемость выше. Таким образом, фракция «тяжелых» мембран, получаемая с градиента OptiPrep, может соответствовать in situ участкам плазмалеммы со слабо упорядоченным бислоем, высокой осмотической водной проницаемостью и низким содержанием PIP-аквапоринов. Основная же часть пула этих белков локализуется в стерин-богатых доменах, причем именно этими участками мембраны определяется интенсивность транспорта воды через плазмалемму.

Длина волны, нм

Рис. 8. Температурная зависимость спектров генерализованной

поляризации возбуждения

флуоресценции лаурдана,

встроенного во фракции

плазмалеммы разной плавучей плотности. Спектры возбуждения флуоресценции регистрировали при Х,™ = 440 и = 490 нм, далее рассчитывали значения по формуле: ОРЕХ = (I440 - 1490) / (I440 + 1490).

Влияние стеринов на скорость транспорта воды через плазмалемму растительных клеток

Плазмалемма растительных клеток характеризуется не только высоким содержанием стеринов, но и большим разнообразием этих липидов в мембранах (Hartmann, 2004). Существует точка зрения, основанная на результатах исследований с модельными мембранами, что внедрение в бислой стеринов позволяет расширить

о ^

4) Ю

"г

О.

200

15 О 400

т >

10 о ч й) 0) 5 ^ 300 ■

о о с 200

о ф

5 -о о ю > 100 Д-

ч о.

П о ф I- о 0

лА

15 О

ш «1

"О

о о

1+2

Рис. 9. Соотношение стерин/белок и значения константы скорости осмотической водной проницаемости в плазмалемме (ПМ) из корней (о) и побегов (б) гороха и ее фракциях с плотностью<1.14 г/см3 (1+2) и>1.14 г/см3 (3).

температурный оптимум для протекания мембраносвязанных процессов. Считается, что само присутствие стеринов в мембране служит одним из механизмов адаптации растений к резким перепадам температур (Веек й а1., 2007).

На рис. 10 представлены результаты экспериментов по экстракции стеринов из плазмалеммы корней и побегов при обработке мембран метил-Р-циклодекстрином в различных концентрациях. Видно, что при 30 мМ концентрации этого агента в среде достигается извлечение более 50% стеринов из мембраны.

с>

СП

О 100

о. 80

о 60

I 40

го

£ о. 20

ч: 0

гЬь

п к Рис. 10. Содержание стеринов в

плазмалемме корней (К) и побегов (П) гороха в зависимости от используемой концентрации метил-(3-циклодекстрина (МрСЭ) для экстракции стеринов. Суспензию плазмалеммы инкубировали с циклодекстрином 30 минут, переосаждали полчаса при 100000 g, осадки ресуспендировали и определяли в них содержание стеринов.

МрСО, мМ

На контрольных и модифицированных метил-Р-циклодекстрином мембранах получены температурные зависимости генерализованной поляризации возбуждения флуоресценции лаурдана (рис. 11).

По характеру изменений величины ОРЕХ, можно сказать, что изменение фазового состояния липидов в мембране побегов и корней в контрольных вариантах не имеет сколько-нибудь заметных различий. На обработанной метил-Р-циклодекстрином плазмалемме корней и побегов у кривых температурной зависимости ОРЕХ лаурдана увеличился наклон, но средняя температура фазового

были

0.6

Температура, °С

Рис. 11. Температурная зависимость генерализованной поляризации возбуждения флуоресценции лаурдана, встроенного в контрольные (1) и обработанные (2) метил-Р-циклодекстрином везикулы плазмалеммы корней (а) и побегов (б) гороха. Значения генерализованной поляризации рассчитывали по интенсивности возбуждения флуоресценции при длине волны 380 нм. Приведены: Т] и Тг - средние температуры фазового перехода, соответствующие точке изгиба кривой, и р1 и рг -коэффициенты наклона кривых, характеризующие! кооперативность фазового перехода.

перехода понизилась только в плазмалемме побегов. Различия в температуре и коэффициентах наклона свидетельствуют о различной чувствительности плазмалеммы корней и побегов к перепадам температуры.

В последующих экспериментах предполагалось выяснить, изменяется ли осмотическая водная проницаемость при изменении количества стеринов в плазмалемме. Для этого плазмалемма из корней и побегов была обработана метил-(3-циклодекстрином в концентрации 10 мМ.

На везикулах плазмалеммы после создания осмотического градиента были получены кривые осмотического сжатия и на их основе рассчитывали константы скорости, характеризующие совокупный трансмембранный поток воды через водные каналы и липидный бислой (рис. 12). Их значения составили 2.9±1.2 и 6.0±1.4 с"1 для корней и побегов соответственно. Обнаруженные различия в гидравлической проводимости можно объяснить, например, более высоким по сравнению с побегами содержанием стеринов в плазмалемме корней (рис. 66), а с другой стороны, тем, что доли активных аквапоринов в мембранах этих органов различны, хотя само содержание белков примерно одинаково (рис. 7).

Время, с

Рис. 12. Кинетика изменения интенсивности светорассеяния суспензий везикул контрольной (/) и обработанной 10 мМ метил-Р-циклодекстрином (2) плазмапеммы корней (а) и побегов {б) гороха в ответ на генерацию осмотического градиента (ДС=0.3 М сахарозы). Представлены характерные экспериментальные данные (точки) и их аппроксимация экспоненциальной зависимостью (линия), к| и кг -соответствующие константы скорости. Перед осмотическим сжатием суспензию везикул плазмапеммы (150 мкг белка/мл) в среде с 0.1 М сахарозой предынкубировали в течение 30 мин в присутствии 10 мМ метил-Р-циклодекстрина. Представлены данные типичного эксперимента.

После обработки метил-р-циклодекстрином константа скорости осмотического сжатия везикул возрастала в 1.5 раза для плазмалеммы корней и в 3-4 раза для побегов (рис. 12). Эти данные подтверждают ранее высказанную точку зрения (Mathai et al., 2008), а также наше предположение о том, что стерины являются одним из факторов, лимитирующих осмотическую водную проницаемость липидного бислоя мембран.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Лимитирующее действие стеринов может быть обусловлено свойствами молекулы стеринов, которые имеют сродство к липидам с насыщенными жирными кислотами и, взаимодействуя с ними, могут инициировать формирование в мембране участков с высокой степенью упорядоченности бислоя. При этом в таких участках стерины вытесняют молекулы воды из полярной области липидного матрикса. Наши эксперименты по исследованию свойств упаковки и оводненности липидного бислоя двух популяций везикул при помощи лаурдана выявили преобладание доли твердофазных доменов в липидном бислое во фракции мембран с высоким содержанием стеринов (рис. 8). Кроме того, в этих же фракциях зарегистрирована низкая осмотическая проницаемость (рис. 9).

В силу отсутствия методических подходов для определения активности аквапоринов в различных доменах плазмалеммы вопрос об их способности компенсировать снижение скорости трансмембранного водного потока в пунктах локализации стеринов остался не ясным. Косвенным подтверждением такой способности аквапоринов контролировать водную проницаемость является тот факт, что основная часть пула этих белков сосредоточена в стерин-обогащенных доменах, которые и определяют интенсивность транспорта воды через плазмалемму.

Вместе с тем просматривается элемент специфичности участия стеринов в транспорте воды, суть которого пока сложно сформулировать. Одно из предположений о такой специфичности может состоять в следующем: локализация аквапоринов в окружении стеринов может обеспечивать поддержание олигомерной структуры аквапоринов в плазмалемме, а также увеличивать время жизни этих белков в мембране за счет ограниченной рециркуляции стерин-обогащенных доменов в везикулярном трафике.

ВЫВОДЫ

1. Плазмалемма, изолированная из корней и побегов 5-дневных этиолированных проростков гороха с применением водной полимерной двухфазной системы, при центрифугировании в градиенте плотности Орйргер разделяется на фракции мембран, различающихся по плавучей плотности.

2. Фракции плазмалеммы с низкой плавучей плотностью обогащены стершими и обладают более упорядоченной структурой липидного матрикса по сравнению с мембранами высокой плотности.

3. Содержание Р1Р-аквапоринов выше в стерин-обогащенных фракциях плазмалеммы, как корней, так и побегов.

4. При солюбилизации плазмалеммы корней и побегов холодным Тритоном X-100 Р1Р-аквапорины концентрируются в детергент-резистентных мембранах.

5. После извлечения стеринов из плазмалеммы корней и побегов скорость трансмембранного транспорта воды возрастает, тем самым, свидетельствуя о том, что сгерины являются одним из факторов, определяющих кинетику этого процесса.

6. Фазовое состояние липидного матрикса мембран с низким содержанием стеринов резко изменяется в ответ на изменения температуры.

7. Скорость трансмембранного транспорта воды через домены, содержащие стерины, ниже по сравнению с участками мембраны, образованными фосфолипидами. Не исключено, что относительно низкая водная проводимость стерин-обогащенных доменов плазмалеммы компенсируется высоким содержанием и/или активностью PIP-аквапоринов в этих доменах.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ

1. Белугин Б.В. (2009) Анализ содержания аквапоринов PIP-типа в стерин-обогащенных фракциях плазмалеммы корней и побегов этиолированных проростков гороха. В сб.: Международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов». Москва, с.224-225.

2. Шевырева Т.А., Белугин Б.В., Жесткова И.М., Трофимова М.С. (2009) Исследование аквапорин-содержащих доменов плазмалеммы с помощью неионных детергентов. В сб.: Физико-химические механизмы адаптации растений к антропогенному загрязнению в условиях Крайнего Севера. Годичное собрание ОФРР, Апатиты, с.361-363.

3. Белугин Б.В. (2009) Локализация PIP-аквапоринов в стерин-обогащенных доменах плазмалеммы. В сб.: Международная научная конференции по биоорганической химии, биотехнологии и нанотехнологии, посвященная 75-летию со дня рождения академика Юрия Анатольевича Овчинникова. Москва-Пущино, том 2, с. 23-26.

4. Белугин Б.В., Жесткова И.М., Трофимова М.С. (2010) Сродство PIP-аквапоринов к стерин-обогащенным доменам плазмалеммы клеток этиолированных проростков гороха. Биологические мембраны, том 27, № 5, с. 394-403.

5. Шевырева Т.А., Белугин Б.В., Трофимова М.С. (2010) Мультибелковые комплексы плазмалеммы, содержащие PIP-аквапорины. В сб.: Всероссийский симпозиум Растение и стресс (Plants under Environmental Stress). Москва, с. 391-392.

6. Белугин Б.В., Жесткова И.М., Трофимова М.С. (2011) Изменение соотношения стеринов и аквапоринов в плазмалемме растительных клеток как способ регуляции трансмембранного транспорта воды. В сб.: Рецепторы и внутриклеточная сигнализация. Пущино, том 2, с. 758-763.

7. Белугин Б.В., Жесткова И.М., Трофимова М.С. (2011) Латеральная гетерогенность Р1Р-аквапоринов и водная проницаемость плазмалеммы растительных клеток. В сб.: Физиология растений - фундаментальная основа экологии и инноваг^онных биотехнологий. Годичное собрание ОФРР, Нижний Новгород, том 2, с. 91-92.

Подписано в печать: 04.10.11

Объем: 1,5 усл.п.л. Тираж: 100 экз. Заказ № 500 Отпечатано в типографии «Реглет» 119526, г. Москва, Страстной бульвар, 6/1 (495) 978-43-34; www.reglet.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Белугин, Борис Владимирович

Введение.

Цель и задачи исследования.

Глава 1. Обзор литературы.

1.1. Латеральная гетерогенность мембран.

1.1.1. Белковые комплексы мембран. 1.1.2. Концепция липидных доменов.

1.1.3. Липидные домены - рафты.

1.1.4. Белки липидных рафтов.

1.1.5. Липидные рафты и детергент-устойчивые мембраны.

1.1.6. Липидные рафты в плазмалемме клеток растений.

1.2. Фазовое состояние мембран и стерины.

1.2.1. Стерины и их роль в растениях.

1.2.2. Фазовое состояние мембран.

1.2.3. Влияние стеринов на фазовое состояние бислоя.

1.3. Липид-белковые взаимодействия в мембране.

1.3.1. Типы липид-белковых взаимодействий.

1.3.2. Влияние стеринов на белки-транспортеры.

1.4. Трансмембранный транспорт воды.

1.4.1. Транспорт воды через липидную фазу мембран.

1.4.2. Аквапорин-опосредованный путь транспорта воды.

Глава 2. Материалы и методы исследования.

2.1. Выращивание этиолированных проростков гороха.

2.2. Выделение плазмалеммы.

2.3. Определение активности маркерных ферментов.

2.4. Выделение фракции детергент-устойчивых мембран из плазмалеммы флотацией в градиенте плотности ОрИРгер.

2.5. Разделение плазмалеммы на фракции разной плотности.

2.6. Определение содержания белка.

2.7. Денатурирующий электрофорез мембранных белков в полиакриламидном геле.

2.8. Вестерн блот анализ Р1Р-аквапоринов.

2.9. Оценка фазового состояния липидного бислоя.

2.10. Определение содержания стеринов.

2.11. Извлечение стеринов из плазмалеммы.

2.12. Экстракция липидов из плазмалеммы для хроматографии.

2.13. Двумерная тонкослойная хроматография липидов плазмалеммы.

2.14. Оценка осмотической водной проницаемости мембран.

Глава 3. Результаты и обсуждение.

3.1. Содержание Р1Р-аквапоринов в детергент-устойчивых и детергент-солюбилизируемых мембранах.

3.2. Характеристика фракций плазмалеммы разной плотности.

3.3. Фазовое состояние липидного бислоя и осмотическая водная проницаемость фракций плазмалеммы разной плотности.

3.4. Влияние стеринов на скорость транспорта воды через плазмалемму растительных клеток.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Значение латеральной гетерогенности PIP-аквапоринов для транспорта воды через плазмалемму растительных клеток"

Согласно современным представлениям транспорт воды через биологические мембраны осуществляется по двум путям: через липидный бислой и с участием аквапоринов - белков, формирующих водные каналы в мембранах. Однако до настоящего времени нет определенного ответа на вопрос о том, каков вклад того или иного пути транспорта воды через мембрану в ее осмотическую водную проницаемость и какими факторами он контролируется (Carvajal et al., 1998; Verkman and Mitra, 2000; Hill et al., 2004). Эти исследования должны базироваться на фундаментальном свойстве мембран - неравномерном распределении компонентов в латеральной плоскости, т.е. доменной организации. Доменами» называют области мембран, отличающиеся по составу от остальной части мембраны вследствие ограничений в диффузионном обмене их компонентов (Геннис, 1997). Сравнительно недавно в плазматических мембранах эукариот обнаружены, специфические домены, смысл существования которых интенсивно изучается. Особенностью таких доменов, получивших название «рафты», является уникальный липидный состав, представленный гликосфинголипидами, фосфолипидами с преимущественно насыщенными жирными кислотами» и стеринами, количество которых значительно» выше, чем в других доменах- (Simons and Ikonen; 1997; Pike, 2003). Эти типы липидов обладают высоким сродством друг к другу, и бислой. в зоне рафтов находится в плотном высокоупорядоченном состоянии (London and Brown, 2000). Кроме липидов рафты включают белковые комплексы, для которых, по данным протеомики, характерна высокая степень обогащения компонентами, необходимыми для передачи и восприятия внешних сигналов; защиты от стрессов и патогенов, везикулярного транспорта, а также белками канального типа и транспортерами (Brown and London, 2000; Foster et al., 2003; Borner et al., 2005). Неординарность свойств рафтов вызывает большой интерес к выяснению их роли в функционировании биологических мембран, однако вопрос по-прежнему остается неясным, несмотря на значительный объем информации, полученной к настоящему времени. Поэтому для выяснения роли, а также структуры и функций рафтов, разрабатываются новые экспериментальные подходы. До сих пор метода, гарантирующего выделения чистой фракции «рафтов» не найдено. Поэтому для исследований используют детергент-резистентные мембраны (ДРМ), т.е. мембраны, устойчивые к солюбилизации неионными детергентами (Lingwood and Simons, 2007). Одним из характерных белков детергент-устойчивых фракций плазмалеммы клеток растений оказываются PIP-аквапорины (Mongrand et al., 2004; Borner et al., 2005; Morel et al., 2006; Lefebvre et al., 2007). Локализация аквапоринов в рафтах может указывать на существенную роль таких доменов в ответных реакциях клетки и растения в целом на изменение водного потенциала среды. Известно, что водная проницаемость липидного бислоя определяется его фазовым состоянием, которое в значительной степени зависит от присутствия стеринов (Lande et al., 1995; Mathai et al., 2008). Если относительное содержание стеринов в рафтах выше, чем в соседних фосфолипидных доменах, то очевидно, что бислой в области рафтов будет более плотно упакован, и скорость осмотического транспорта воды через эти участки будет снижена, а степень такого снижения будет определяться количеством и площадью рафтов в мембране. Ограничение скорости трансмембранного транспорта воды потенциально может создать для клетки проблему со временем достижения осмотического равновесия (Liu et al., 2006). Однако эта проблема может и не возникнуть, так как «внутрирафтовые» аквапорины в. результате их активации скомпенсируют снижение осмотической водной проницаемости. При этом допускается, что их концентрация в рафтах подобно стеринам выше. В рамках изложенной схемы рафтовые домены могли бы детерминировать кинетику трансмембранного транспорта воды. В литературе подобные предположения пока не высказывались, хотя некоторые полученные результаты прямо или косвенно свидетельствуют в пользу этого.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

Основной целью работы стало исследование возможного механизма регулирования кинетики транспорта воды через плазмалемму, основанного на неравномерном распределении стеринов и Р1Р-аквапоринов между ее доменами.

Были поставлены следующие задачи:

2. Сравнить содержание стеринов и Р1Р-аквапоринов в изолированной плазмалемме, ее детергент-устойчивой и детергент-солюбилизируемой фракциях.

4. Проверить возможность миграции Р1Р-аквапоринов из фосфолипидных доменов в детергент-резистентные мембраны при обработке плазмалеммы холодным Тритоном Х-100.

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Белугин, Борис Владимирович

выводы

2. Фракции плазмалеммы с низкой плавучей плотностью обогащены стеринами и обладают более упорядоченной структурой липидного матрикса по сравнению с мембранами высокой плотности.

3. Содержание Р1Р-аквапоринов выше в стерин-обогащенных фракциях плазмалеммы, как корней, так и побегов.

5. После извлечения стеринов из плазмалеммы корней и побегов скорость трансмембранного транспорта воды возрастает, тем самым, свидетельствуя о том, что стерины являются одним из факторов, определяющих кинетику этого процесса.

7. Скорость трансмембранного транспорта воды через домены, содержащие стерины, ниже по сравнению с участками мембраны, образованными фосфолипидами. Не исключено, что относительно низкая водная проводимость стерин-обогащенных доменов плазмалеммы компенсируется высоким содержанием и/или активностью Р1Р-аквапоринов в этих доменах.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Белугин, Борис Владимирович, Москва

1. Ампилогова Я.Н., Жесткова И.М., Трофимова М.С. (2006) Редокс-модуляция осмотической водной проницаемости плазмалеммы, изолированной из корней и стеблей проростков гороха. Физиол. растений, 53, 703-710.

2. Геннис Р. (1997) Биомембраны. Молекулярная структура и функции. М.: Мир, 624 с.

3. Нобел^П. (1973) Физиология растительной клетки. М.: Мир, 288 с.

4. Трофимова М.С., Жесткова И.М., Андреев И.М., Свинов М.И., Бобылев Ю.С., Сорокин Е.М. (2001) Осмотическая водная проницаемость вакуолярных и плазматических мембран, изолированных из корней кукурузы. Физиология растений, 48, 341-348.

5. Финдлей Д., Эванз У. (1990) Биологические мембраны. Методы. М.: Мир, 424 с.

6. AI-Awqati Q. (1999) One hundred years of membrane permeability: does Overton still rule? Nat. Cell Biol., 1, 201-202.

7. Alexandersson E., Fraysse L., Sjovall-Larsen S., Gustavsson S., Fellert M., Karlsson M., Johanson U., Kjellbom P. (2005) Whole gene family expression and-drought stress regulation of aquaporins. Plant Mol. Biol., 59, 469-484.

8. Alleva K., Chara O., Moira R. Sutka M.R., Amodeo G. (2009) Analysis of the source of heterogeneity in* the osmotic response of plant membrane vesicles. Eur. Biophys. J., 38, 175-184.

9. Anderson R. G. (1998) The caveolae membrane system. Annu. Rev. Biochem., 67, 199-225.

10. Babiychuk E.B., Draeger A. (2000) Annexins in cell membrane dynamics. Ca -regulated association of lipid microdomains. J. Cell Biol., 150, 1113-1124.

11. Babiychuk E.B., Draeger A. (2006) Biochemical characterization of detergent-resistant membranes: a systematic approach. Biochem. J., 297, 407-416.

12. Beck J.G., Mathieu D., Loudet C., Buchoux S., Dufourc E.J. (2007) Plant sterols in "rafts": a better way to regulate membrane thermal shocks. FASEB J., 21, 17141723.

13. Bergenstrahle A., Borga P., Jonsson L. (1996) Sterol composition and synthesis in potato tuber discs in relation to glycoalkaloid synthesis. Phytochemistry, 41, 155161.

14. Bernstein L. (1975) Effects of salinity and sodicity on plant growth. Annn. Rev. Phytopathol., 13, 295-312.

15. Bhat R.A., Milkis M., Schmelzer E., Schulze-Lefert P., Panstruga R. (2005) Recritment and interaction dynamics of plant penetration resistance components in a plasma membrane microdomain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 102, 3135-3140.

16. Bhat R.A., Panstruga R. (2005) Lipid rafts in plants. Planta, 223, 5-19.18; Bligh E.G., Dyer W.J. (1959) A rapid method for total lipid extraction* and purification. Canad. J. Biochem. Physiol., 37, 911-917.

17. Bogdanov M., Dowhan W. (1998) Phospholipid-assisted protein folding: Phosphatidylethanolamine is required at a late step of the conformational maturation of the polytopic membrane protein lactose permease. Embo J., 17, 52555264.

18. Bogdanov M., Dowhan W. (1999) Lipid-assisted protein folding. J. Biol. Chem., 21 A, 36827-36830.

19. Borgnia M., Nielsen S., Engel A., Agre P. (1999) Cellular and molecular biology of the aquaporin water channels. Annu. Rev. Biochem., 68, 425-458.

20. Bradford M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principles of protein-dye binding. Anal. Biochem., 72, 248-254.

21. Briggs J.A., Wilk T., Fuller S.D. (2003) Do lipid rafts mediate virus assembly and pseudotyping? J. Gen. Virol. 84, 757-68:

22. Briskin D.P., Leonard R.T., Hodges T.KÍ. (1987) Isolation of the plasma . membrane: membrane markersand;generahprinciples. In: Methods in Enzymology,

23. Packer L., Douce R. (ed.) Academic Press, 148, pp. 542-558.

24. Brown D.A., London E. (2000) Structure and function« of sphingolipi- and cholesterol-rich membrane rafts. J. Biol. Chem., 275, 17221-17224.

25. Brown D.A., Rose J.K. (1992) Sorting of GPI-anchored proteins to glycolipid-enriched membrane subdomians during transport to the apical cell surface. .Ce//, 68,. 533-544.

26. Campbell E., Ball A., Iloppler S., Bowman A. (2008) Invertebrate aquaporins: a review. J. Compar. Physiol., 178, 935-955.

27. Carvajal M., Cooke D.T., Clarkson D.T. (1998) The lipid bilayer and»aquaporins: parallel pathways for water movement into plant cells. Plant Growth RéguL, 25, 89-95.

28. Chaumont F., Moshelion, M., Daniels M.J. (2005) Regulation of plant aquaporin activity. Biol. Cell, 97, 749-764.

29. Daniels M.J., Chrispeels M.J., Yeager M. (1999). Projection structure of a plant vacuole membrane aquaporin by electron-cryo-crystallography. J. Mol. Biol., 294, 1337-1349.

30. Eisele J.L., Rosenbusch J.P. (1990) In vitro folding and- oligomerization of a membrane protein. Transition of bacterial'porinc from random coil to native conformation. J. Biol. Chem., 265, 10217-10220.

31. Elortza F., Nuhse T.S., Foster L.J., Stensballe A., Peck S.C., Jensen O.N. (2003) Proteomic analysis of glycosylphosphatidylinositol-anchored membrane proteins. Mol. Cell. Proteomics, 2, 1261-1270.

32. Epand R.M., Maekawa S., Yip C.M., Epand R.F. (2001) Protein induced formation of cholesterol-rich domains. Biochemistry, 40, 10514-10521.

33. Ferguson A.D., Welte W., Hoffmann E., Lindner B., Holst O., Coulton J.W., Diederichs K. (2000) A conserved structural motif for lipopolysaccaride recognition by procaryotic and eucaryotic proteins. Structure Fold. Des., 8, 585592.

34. Finkelstein A. (1987) Water movement through lipid bilayers, pores, and plasma membranes. Theory and reality. New York: John Wiley & Sons, 228 p.

35. Foster L.J., de Hoog C.L., Mann M. (2003) Unbiased quantitative proteomics of lipid rafts reveals high specificity for signalling factors. PNAS, 100; 5813-5818.

36. Fotiadis, D., Jenö P., Mini T., Wirtz S., Müller S.A., Fraysse L., Kjellbom P., Engel A. (2001) Structural characterization of two aquaporins isolated from native spinach leaf plasma membranes. J. Biol. Chem., 276, 1707-1714.

37. Freudl R., Schwarz H., Stierhof Y.D. Gamon K., Hindennach I., Henning U. (1986) An outer membrane protein (OmpA) of Escherichia coli K-12 undergoes a conformational change during export. J. Biol. Chem., 261', 11355-11361'.

38. Fujiyoshi Y., Mitsuoka K., de Groot B.L., Philippsen A., Grubmüller H., Agre P., Engel A. (2002) Structure and function of water channels. Curr. Opin. Struct. Biol., 12, 509-515.

39. Fyfe P.K., McAuley K.E., Roszak A.W., Isaacs N.W., Cogdell R.J., Jones M.R.2001) Probing the interface between membrane proteins and lipids by X-ray crystallography. TrendsBiochem. Sei., 26, 106-112.

40. Garavito R.M., Ferguson-Miller S. (2001) Detergents as tools in membrane biochemistry. J. Biol. Chem., 276, 32403-32406.

41. Garner A.E., Alastair S.D., Hooper N.M. (2007) Sphingomyelin chain length influences the distribution of GPI-anchored'proteins in rafts in supported lipid bilayers. Mol. Membr. Biol., 24, 233-242.

42. Gensure R.H., Zeidel M.L., Hill W.G. (2006) Lipid raft components cholesterol and sphingomyelin increase H1" /OH- permeability of phosphatidylcholine membranes. Biochem. J., 398, 485-495.

43. Gluck S., Al-Awqati Q. (1980) Vasopressin" increases water permeability by inducing pores. Nature, 284, 631-632.

44. Good M.C., Zalatan J.G., Lim W.A. (2011) Scaffold Proteins: Hubs for Controlling the Flow of Cellular Information. Science, 332, 680-686.

45. Gorodinsky A., Harris D.A. (1995) Glycolipid-anchored protein in neuroblastoma cells form detergent-resistant complexes without caveolin. J. Cell. Biol., 129, 619627.

46. Grandmougin-Ferjani A., Schuler-Muller I., Hartmann M.A. (1997), Sterol modulation^ of the plasma membrane H+-ATPase activity from corn roots reconstituted into soybean lipids. Plant Physiol, 113, 163-174. N

47. Guo D., Venkatramesh M., Nes W.D. (1995) Developmental regulation of sterol biosynthesis in Zea mays. Lipids, 30, 203:219:

48. Guo L., Wang Z.Y., Lin H., Cui W.E., Chen J., Liu M., Chen Z.L., Qu L.J., Gu H. (2006) Expression and functional analysis of the rice plasma-membrane intrinsic protein gene family. Cell Res., 16, 277-286.

49. Hachez, C., Chaumont F. (2010) Aquaporins: a family of highly regulated multifunctional channels. Adv. Exp. Med. Biol., 679, 1-17.

50. Haines T.H. (2001) Do sterols reduce proton and sodium- leaks through lipid bilayers? Prog. Lipid Res., 40, 299-324.

51. Hailing K.K., Slotte J.P. (2004) Membrane properties of plant sterols in phospholipid bilayers as determined by differential scanning calorimetry, resonance enegry transfer and detergent-induced solubilization. Biochim. Biophys. Acta, 1664, 161-171.

52. Harder T., Scheiffele P., Verkade P., Simons K. (1998) Lipid domain structure of the plasma membrane revealed by patching of membrane components. J. Cell Biol., 141, 929-942.

53. Hays R.M., Leaf A. (1962) Studies on the movement of water through the isolated toad bladder and its modification by vasopressin. J. Gen. Physiol., 45, 905-919.

54. Heerklotz H. (2002) Triton Promotes Domain Formation in Lipid Raft Mixtures. Biophys. J., 83, 2693-2701.

55. Hellgren L.I., Sandelius A.S. (2001) The impact of different phytosterols on the molecular dynamics in the hydrophobic/hydrophilic interface phosphatidylcholine-liposomes. Physiol. Plantarum, 113, 23—32.

56. Hellgren L.I., Sellden G., Sandelius A.S. (2001) Effects of moderately enhanced levels of ozone on the acyl lipid composition and dynamical properties of plasma membranes isolated from garden pea (Pisum sativum). Physiol. Plantarum, 111, 165-171.

57. Henzler T., Ye Q., Steudle E. (2004) Oxidative gating of water channels (aquaporins) in Char a by hydroxy 1 radicals. Plant Cell Environ., 27, 1184-1195.

58. Hill A.E., Shachar-Hill B., Shachar-Hill Y. (2004) What are aquaporins for? J. Membr. Biol., 197, 1-32.

59. Hill W.G., Almastri E., Ruiz W.G., Garard Apodaca, Zeidel M.L. (2005) Water and solute permeability of rat lung caveolae: high permeability explained by acyl chain unsaturation. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 289, 33-41.

60. Holzenburg A., Engel A., Kessler R., Manz H.J., Lustig A., Aebi U. (1989) Rapid isolation of OmpF porin-LPS complexes suitable for structure-function studies. Biochemistry, 28, 4187-4193.

61. Hooper N.M., Turner A.J. (1988) Etcoenzymes of the kidney microvillar membrane. Differential solubilization by detergents can predict a glycosyl-phosphatidylinositol membrane anchor. Biochem. J., 250, 865-869.

62. Huang J., Buboltz J.T., Feigenson G.W. (1999) Maximum solubility of cholesterol in phosphatidylcholine and phosphatidylethanolamine bilayers. Biochim. Biophys. Acta, 1417, 89-100.

63. Huang J., Feigenson G.W. (1999) A microscopic interaction model of maximum solubility of cholesterol in lipid bilayers. Biophys. J., 76, 2142-2157.

64. Ipsen J.H., Karlstrom G., Mouritsen O.G., Wennerstrom H., Zuckermann M.J. (1987) Phase equilibria in the phosphatidilcholine-cholesterol system. Biochim. Biophys. Acta., 905, 162-172.

65. Jahn T.P., Maller A.L., Zeuthen T., Holm L.M., Klaerke D.A., Mohsin B., Kühlbrandt W., Schjoerring J.K. (2004) Aquaporin homologues in plants and mammals transport ammonia. FEBSLett., 574, 31-36.

66. Karnovsky M.J., Kleinfeld A.M., Hoover R.L., Klausner R.D. (1982) The concept of lipid domains in membranes. J. Cell Biol., 94, 1-6.

67. Kierszniowska S., Seiwert B., Schulze W.X. (2009) Definition of Arabidopsis sterol-rich membrane microdomains by differential treatment with methyl-ß-cyclodextrin and quantitative proteomics. Mol. Cell. Proteomics, 8, 612-623.

68. Krügel U., He H.-X., Gier K. Reins J., Chincinska C., Grimm B., Schulze W.X.,i

69. Kühn C. (2011) The potato sucrose transporter StSUTl interacts with a drm-associated protein disulfide isomerase. Mol. Plant, epub, 1-20.

70. Kusumi A., Suzuki K. 2005. Toward understanding the dynamics of membrane-raft-based molecular interactions. Biochim. Biophys. Acta, 1746, 234-251.i

71. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins, during assembly of head ofbacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.

72. Lajoie P., Goetz J.G., Dennis J.W., Nabi I.R. (2009) Lattices, rafts, and scaffolds: domain regulation of receptor signaling at the plasma membrane. J. Cell Biol, 185, 381-385.

73. Lande M.B., Donovan J.M., Zeidel M.L. (1995) The relationship between membrane fluidity and permeabilities to water, solutes, ammonia, and protons. J. Gen. Physiol., 106, 67-84.

74. Larsson C., Sommarin.M., Widell S. (1994) Isolation of highly purified plant plasma membranes and separation of inside-out and right-side-out vesicles. In: Methods in Enzymology, Walter H., Johansson G. (ed.), Academic Press, 228, pp. 451-469.

75. Lee A.G., Birdsal N.J.M., Metcalfe J.C., Toon P.A., Warren G.B. (1974) Clusters in lipid bilayers and* the interpretation- of thermal effects in- biological membranes. Biochemistry, 13, 3699-3705.

76. Levitan I., Fang Y., Rosenhouse-Dantsker A., Romanenko V. (2010) Cholesterol and-ion channels. In: Cholesterol binding and cholesterol transport proteins, Harris J.R. (ed.), Netherlands: Springer, pp. 509-549.

77. Levy A., Erlanger M., Rosenthal M., Epel B.L. (2007) A plasmodesmata-associated beta-l,3-glucanase in Arabidopsis. Plant J., 49, 669-682.

78. Lewis B.A., Engelman D.M. (1983) Lipid bilayer thickness varies linearly with acyl chain length in fluid phosphatidylcholine vesicles. J. Mol. Biol., 166, 211-217.

79. Lichtenberg D., Goni F.M., Heerklotz H. (2005) Detergent-resistant membranes should not be identified with membrane rafts. TRENDS in biochemical sciences, 30, 430-436.

80. Lindner R., Nairn H.Y. (2009) Domains in biological membranes. Exp. Cell Res., 315,2871-2878.

81. Lingwood D., Simons K. (2007) Detergent resistance as tool in membrane research. Nature Protocols, 2, 2159-2165.

82. Lingwood D., Simons K. (2010) Lipid rafts as a membrane-organizing principle. Science, 327, 46-50.

83. Liu P., Li R.-L., Zhang L., Wang Q.-L., Niehaus K., Baluska F., Samaj J., Lin

84. J.-X. (2009) Lipid microdomain polarization is required for NADPH oxidase-dependent ROS signaling in Picea meyeri pollen tube tip growth. Plant J., 60, 303313.

85. Liu X., Bandyopadhyay B., Nakamoto T., Singh B., Liedtke W., Melvin J.E., Ambudkar I. (2006) A role for AQP5 in activation of TRPV4 by hypotonicity. J. Biol. Chem., 281, 15485-15495.

86. London E., Brown D.A. (2000) Insolubility of lipids in tritón X-100: physical origin and relationships to sphingolipid/cholesterol membrane domains (rafts). Biochim. Biophys. Acta, 1508, 182-195.

87. Loqué D., Ludewig U., Yuan L., von Wirén N. (2005) Tonoplast intrinsic proteins AtTIP2;l and AtTIP2;3 facilitate NH3 transport into the vacuole. Plant Physiol., 137, 671-80.

88. Lundbaek J.A., Andersen O.S. (1999) Spring constants for channel-induced lipid bilayer deformations estimates using gramicidin channels. Biophys. J., 76, 889-895.

89. Macdonald J.L., Pike L.J. (2005) A simplified method for the preparation of detergent-free lipid rafts. J. Lipid Res., 46, 1061-1067.

90. Madey E., Nowack L.M., Su L., Hong, Y., Hudak K.A., Thompson J.E. (2001) Characterization of plasma membrane domains enriched in lipid metabolites. J. Exp. Bot., 52, 669 679.

91. Maeda Y., Tashima Y., Houjou T., Fujita M., Yoko-o T., Jigami Y., Taguchi R., Kinoshita T. (2007) Fatty acid remodeling of GPI-anchored proteins is required for their raft association. Mol. Cell Biol, 18, 1497-1506.

92. Marsan M.P., Muller I., Ramos C., Rodriguez F., Dufourc E.J., Czaplicki J., Milon A. (1999) Cholesterol orientation and dynamics in dimyristoylphosphatidylcholine bilayers: a solid state deuterium NMR analysis. BiophysJ., 76, 351-359.

93. Marsh D., Barrantes F.J. (1978) Immobilized lipid in acetylcholine receptor-rich membranes from Torpedo marmorata. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 75, 43294333.

94. Mathai J.C., Tristram-Nagle S., Nagle J.F., Zeidel M.L. (2008) Structural determinants of water permeability through the lipid membrane. J. Gen. Physiol, 31, 69-76.

95. Maurel C. (2007) Plant aquaporins: novel functions and regulation properties. FEBSLett., 581, 2227-2236.

96. Maurel C., Verdoucq L., Luu D.-T., Santoni V. (2008) Plant aquaporins: membrane channels with multiple integrated functions. Annu. Rev. Plant Biol, 59, 595-624.

97. McConnell H.M., Radhakrishnan A. (2003) Condensed complexes of cholesterol and phospholipids. Biochim. Biophys. Acta, 1610, 159-73.

98. McConnell H.M., Vrljic M. (2003) Liquid-liquid immiscibility in membranes. Annu.Rev. Biophys. Biomol. Struct., 32, 469-92.

99. Meder D:, Simons K. (2006) Lipid rafts, caveolae, and membrane traffic. In: Lipid Rafts and Caveolae: From Membrane Biophysics to Cell Biology. Fielding C.J. (ed.) Wiley-VCI-I Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim, FRG., pp. 1-24.

100. Minami A., Fujiwara M., Furuto A., Fukao Y., Yamashita T., Kamo M., Kawamura Y., Uemura M. (2009) Alterations in detergent-resistant plasma membrane microdomains in Arabidopsis thaliana during cold acclimation. Plant Cell Physiol., 50, 341-359.

101. Mongrand S., Morel J:, Laroche J., Claverol S., Carde J.-P., Hartmann M.-A., Bonneu M;, Simon-Plas F., Lessire R., Bessoule J.-J. (2004) Lipid rafts in higher plant cells. J. Biol. Chem., 279, 36277-36286.

102. MongrandS., Stanislas T., Bayer E.MiF., Lherminier J., Simon-Plas F. (2010) Membrane rafts in plant cells. Trend Plant Sci., 15; 656-663.

103. Monier S., Parton R.G., Vogel F., Behike J., Henske A., Kurzchalia T.V. (1995) VIP21-caveolin, a membrane protein constituent of the caveolar coat, oligomerises in vivo and-,/« vitro. Moll Biol. Cell, 1995, 6, 911-927.

104. Morel J., Claverol S., Mongrand S., Furt F., Fromentin Ji, Bessoule J.J:, Blein J.P., Simon-Plas F. (2006) Proteomics of plant detergent-resistant membranes. Mol. Cell. Proteomics, 5, 1396-1411.

105. Morenilla-Palao C., Pertusa M., Meseguer V., Cabedo H., Viana F. (2009) Lipid raft segregation modulates TRPM8 channel activity. J. Biol. Chem., 284, 9215-9224.

106. Morrow I.C., Parton R.G. (2005) Flotillins and the PHB domain protein family: rafts, worms and anaesthetics. Traffic, 6, 725-740.

107. Munns R. (2002) Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell Environ., 25, 239-250.

108. Murata K., Mitsuoka K., Hirai T., Walz T., Agre P., Heymann J.B., Engel A., Fujiyoshi Y. (2000) Structural determinants of water permeation through aquaporin-1. Nature, 407, 599-605.

109. Nadimpali R., Yalpani N., Johal G.S., Simmons C.R. (2000) Prohibitins, stomatins and plant disease response genes compose a protein superfamily that controls cell proliferation, ion channel regulation and death. J. Biol. Chem., 275, 29579-29586.

110. Nemeth-Cahalan K.L., Kalman K., Froger A., Hall J.E. (2007) Zinc modulation of water permeability reveals that Aquaporin 0 functions as a cooperative tetramer. J. Gen. Physiol., 130, 457-464.

111. Olbrich K., Rawicz W., Needham D., Evans E. (2000) Water permeability and mechanical strength of polyunsaturated lipid bilayers. Biophys. J., 79, 321-327.

112. Orbach E, Finkelstein A. (1980) The nonelectrolyte permeability of planar lipid bilayer membranes. J. Gen: Physiol., 75, 427-36.

113. Orlean P., MenonA.K. (2007) GPI anchoring of protein in yeast and mammalian cells, or: how we learned to stop worrying and love glycophospholipids. J. Lipid Res., 48, 993-1011.

114. Parasassi T., Giusti AM, Raimondi M, Gratton E. (1995) Abrupt modifications of the phospholipid bilayer properties at critical cholesterol concentrations. Biophys. J., 68, 1895-1902.

115. Parasassi T, Krasnowska EK, Bagatolli L, Gratton E. (1998) Laurdan and Prodan as polarity-sensitive fluorescent membrane probes. J. Fluoresc., 8, 365-737.

116. Parasassi T., Stasio G.D., d'Ubaldo A., Gratton E. (1990) Phase fluctuation in phospholipid membranes revealed by Laurdan fluorescence. Biophys. J., 57, 11791186.

117. V. Pescan T.,, Westermann M., Oelmiiller R. (2000) Identification of. low-density Triton X-100-insoliible plasma^ membrane microdomains in higher plants. Eur. J. Biochem., 267, 6989-6995.

118. Pietras, R.J., Wright E.M. (1974) Non-electrolyte probes of membrane structure in ADI-I-treated toad urinary bladder. Nature, 247, 222-224.

119. Pike E.J: (2003) Lipid^rafts: bringing order to chaos; J. Lipid Res., 44, 655-667.

120. Pike L.J. (2006) Rafts defined: a report on the Keystone symposium on lipid rafts and cell function. J. Lipid Res., 41, 1597-1598.

121. Pike L.J. (2009) The challenge of lipid rafts. J. Lipid Res., 50, 323-328.

122. Preston G.M., Carroll T.P., Guggino W.B;, Agre P. (1992) Appearance of water channels in Xenopus oocytes expressing red cell CIIIP28 protein. Science, 256, 385-387.

123. Quinn P.J. (2010) A lipid matrix model of membrane raft structure. Prog. Lipid Res., 49, 390-406.148: Quinn P.J., WolfC. (2009) The liquid-ordered phase, in membranes. Biochim. Biophys. Acta, 1788, 33-46.

124. Rawicz W., Smith B.A., Mcintosh T.J;, Simon S.A., Evans E. (2008) Elasticity, strength, and water permeability of bilayers that contain raft microdomain-forming lipids. Biophys. J., 94\ 4725-4736.

125. RodaHiS;K., Skretting G:, Garred O:, Vilhardt F;, vamDeurssBi, Sandvig K. (1999) Extraction of cholesterol with methyl-P-cyclodextrin perturbs formation of clathrin-coated endocytic vesicles. Mol. Biol. Ce//, 10, 961-974.

126. Sankram M.B. Thompson T.E. (1990) Modulation of phospholipid acyl chain order by cholesterol: A solid-state: H nuclear magnetic resonance study. Biochemistry, 29,s 211 -217.

127. Sargiacomo M., Scherer P.E., Tang Z., Kubler E., Song K.S., Sanders M.C., Lisanti M.P. (1995) Oligomeric structure of caveolin: implications for caveolae membrane organization PNAS, 92, 9407-9411.

128. Schiffer M., Chang C.H., Stevens F.J. (1992) The functions of tryptophan residues in membrane proteins. Protein Eng. ,5,213-214.

129. Schulte T., Paschke K.A., Laessing U., Lottspeich F., Stuermer C.A. (1997) Reggie-1 and reggie-2, two cell surface proteins expressed by retinal ganglion'cells during axon regeneration. Development, 124, 577-587.

130. Seddon A.M., Curnow P., Booth P.J. (2004) Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera. Biochim. Biophys. Acta, 1666, 105-117.

131. Shaller H. (2003) The role of sterols in plant growth and development. Prog. Lipid Res., 42, 163-175.

132. Shuck S., Honso M., Ekroos K., Shevchenko A., Simons K. (2003) Resistance of cell membranes to different detergents. PNAS, 100, 5795-5800.

133. Silvius J.R., del Giudice D., Lafleur M. (1996) Cholesterol at different bilayer concentrations can promote or antagonize lateral segregation of phospholipids of differing acyl chain length. Biochemistry, 35, 15198-15208.

134. Simons K., Gerl M.J. (2010) Revitalizing membrane rafts: new tools and insights. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 11, 688-699.

135. Simons K., Ikonen E. (1997) Functional rafts in cell membranes. Nature, 387, 569572.

136. Simons K., Toomre D. (2000) Lipid rafts and signal transduction. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 1, 31-39.

137. Simons K., Vaz W.L.C. (2004) Model systems, lipid rafts and cell membranes. AnnuRev. Biophys. Biol. Struct., 33, 269-295.

138. Simpson C., Thomas C., Findlay K., Bayer E., Maule A.J. (2009) An Arabidopsis GPI-anchor plasmodesmal neck protein with callose binding activity and potential to regulate cell-to-cell trafficking. Plant Cell, 21, 581-594, 66.

139. Singer S.J., Nicolson G.L. (1972) The fluid mosaic model of the structure of cell membranes. Science, 175, 720-731.

140. Smart E.J., Ying Y., Mineo C., Anderson R.G.W. (1995) A detergent-free method for purifying caveolae membrane from tissue culture cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 10104-10108.

141. Song K.S., Shegwen L., Okamoto T., Quilliamo L.A., Sargiacomo M., Lisanti M.P. (1996) Copurification and direct interaction of Ras with caveolin, an integral membrane protein of Caveolae microdomains. J. Biol. Chem., 271, 9690-9697.

142. Sonnino S., Prinetti A1. (2010) Lipids and membrane lateral organization. Front. Phys., 1, 1-9'

143. Sowa G., Pypaert M., Sessa W.C. (2001) Distinction between signaling mechanisms in* lipid rafts vs. caveolae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 1407214077.

144. Stroh A., Anderka O., Pfeiffer K, Finel M., Ludwig B., Schagger H. (2004) Assembly of respiratory complexes I, III, and IV into NADH oxidase supercomplex stabilizes complex I in Paracoccus denitrificans. J. Biol. Chem., 279, 5000-5007.

145. Thomas C.M., Smart E.J. (2008) Caveolae structure and- function. J. Cell Mol. Medicine, 12, 796-809.

146. Tillman T., Cascio M. (2003) Effects of membrane lipids on ion channel structure and function. Cell Biochem. Biophys., 38, 161-190.

147. Tornroth-Horsefield S., Wang Y., Hedfalk K., Johanson U., Karlsson M., Tajkhorshid E., Neutze R., Kjellbom P. (2006) Structural mechanism of plant aquaporin gating. Nature, 439, 688-694.

148. Tournaire-Roux C., Sutka M., Javot H., Gout E., Gerbeau P., Luu D.-T., Bligny R., Maurel C. (2003) Cytosolic pH regulates root water transport during anoxic stress through gating of aquaporins Nature, 425, 393-397

149. Van Wilder, V., Miecielica U., Degand H.', Derua R., Waelkens E., Chaumont F. (2008) Maize plasma membrane aquaporins belonging to the PIPI and PIP2 subgroups are in vivo phosphorylated. Plant Cell Physiol., 49, 1364-1377

150. Vera-Estrella R., Barkla B.J., Bohnert H.J., Pantoja O; (2004) Novel regulation of aquaporins during osmotic stress. Plant Physiol., 135, 2318-2329.

151. Verkman-A.S., Mitra A.K. (2000) Structure and» function of aquaporin water channels. Am. J. Physiol. Renal. Physiol., 278, F13-28.

152. Vist M.R., Davis J.H. (1990) Phase equilibria of cholesterol dipalmitoylphosphatidylcholine mixtures: 2H-nuclear magnetic resonance and differential scanning calorimetry. Biochemistry, 29, 451-464.

153. Wudick M.M., Luu D.-T., MaurelC. (2009) A look inside: localization patterns and functions of intracellular plant aquaporins. New Phytol., 184; 289-302.

154. Wunderlich F., Kreutz W., Mahler P., Ronai A., Heppler (1978) Thermotropic fluid- ordered "discontinuous" phase separation'in microsomal'lipids of tetrahymena. An X-ray diffraction study. Biochemistry, 17, 2005-2010.

155. Wunderlich F., Ronai A., Speth V., Seelig J., Blume A. (1975) Thermotropic lipid clustering in tetrahymena membranes. Biochemistry, 14, 3730-3775.

156. Xu X., Bittman R., Duportail G., Heissler D., Yilcheze C., London E. (2001) Efferct of the structure of natural sterols and sphingolipids on the formation of ordered sphingolipid/sterol domains (rafts). J. Biol. Chem., 276, 33540-33546.

157. Yamada E. (1955) The fine structure of the gall bladder epithelium of the mouse. J. Biophys. Biochem. Cytol., 1, 445-458.

158. Yau W.M., Wimley W.C., Gawrisch K., White S.H. (1998) The preference of tryptophan for membrane interfaces. Biochemistry, 37, 14713-14718.

159. Yu J., Fischman D.A., Steck T.L. (1973) Selective solubilization of proteins and phospholipids from red blood cell membranes by nonionic detergents. J. Supramol. Struct., 1, 233-248.

160. Zardoya R. (2005) Phylogeny and evolution of the major intrinsic protein family. Biol. Cell, 97, 397-414.

161. Zeidel M.L., Ambudkar S.V., Smith B.L., Agre P. (1992) Reconstitution of functional water channels in liposomes containing purified red cell CHIP28 protein. Biochemistry, 31, 7436-7440.

162. Zidovetzki R., Levitan I. (2007) Use of cyclodextrins to manipulate plasma membrane cholesterol content: evidence, miscoceptions and control strategies. Biochim. Biophys. Acta, 1768, 1311-1324.1. БЛАГОДАРНОСТИ

Информация о работе

Белугин, Борис Владимирович
кандидата биологических наук
Москва, 2011
ВАК 03.01.05

Диссертация

Значение латеральной гетерогенности PIP-аквапоринов для транспорта воды через плазмалемму растительных клеток - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы