Взаимодействие генетических и фитогормональных факторов в контроле развития растений

Кавай-оол, Урана Николаевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Взаимодействие генетических и фитогормональных факторов в контроле развития растений
ВАК РФ 03.02.07, Генетика

Автореферат диссертации по теме "Взаимодействие генетических и фитогормональных факторов в контроле развития растений"

На правах рукописи

КАВАЙ-ООЛ УРАНА НИКОЛАЕВНА

ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ГЕНЕТИЧЕСКИХ И ФИТОГОРМОНАЛЬНЫХ ФАКТОРОВ В КОНТРОЛЕ РАЗВИТИЯ

РАСТЕНИЙ

03.02.07 - Генетика

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание учёной степени доктора биологических наук

15 шр тг

МОСКВА-2012

005014380

Работа выполнена на кафедре генетики биологического факультета Московского государственного университета имени М.В.Ломоносова и в Институте общей генетики им. Н.И.Вавилова РАН.

Научный консультант:

доктор биологических наук, профессор Ежова Татьяна Анатольевна,

МГУ имени М.В.Ломоносова, Москва

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Тарасов Валентин Алексеевич,

Учреждение Российской академии наук Институт аридных зон Южного научного центра РАН, Ростов-на-Дону

доктор биологических наук, профессор Соловьев Александр Александрович,

РГАУ-МСХА имени К.А.Тимирязева,

Москва

доктор биологических наук, профессор Чуб Владимир Викторович,

МГУ имени М.В. Ломоносова, Москва

Ведущая организация: Санкт-Петербургский

государственный университет

J^MMfy 2Q12 года в/і""

Защита диссертации со сто итс^7^ ^ЛМ-/^ Ч 2012 года в 7 ^ часов на заседании

Диссертационного совета Д 002.214.01 при Учреждении Российской академии наук Институте общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН по адресу: 119991, г. Москва, ГСП-1, ул. Губкина, д.З. Тел.: (499) 135-62-13, Факс: (499) 132-89-62

E-mail: iogen@vigg.ru. aspirantura@vigg.ru: Адрес в Интернете: www.vigg.ru.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН по адресу: 119991, г. Москва, ул. Губкина, д.З.

Автореферат разослан 2012 года.

Ученый секретарь диссертационного совета,

кандидат биологических наук [ J(j Синельщикова Татьяна Аркадьевна

Посвящается светлой памяти моих родителей

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы. Генетика развития растений является одним из фундаментальных направлений современной биологии, успехи которого во многом связаны с исследованиями на модельном растении АгаЫс1ор$1$ IИаНапа (Ь.) НеупЬ. В последние годы становится все более понятным, что процессы морфогенеза -результат функционирования многих генов, которые могут взаимодействовать разным образом или действовать независимо. Работа многих генов контролируется внешними и внутренними сигналами, среди которых важнейшими являются фитогормональные. Действие фитогормонов, их способность регулировать экспрессию генов опосредована функционированием сигнальных путей (Тарчевский, 2002). Гены, кодирующие компоненты сигнальных путей, также находятся под сложным генетическим контролем организма в соответствие с внешними и внутренними условиями. Синтез самих фитогормонов, которые «запускают» сигнальные пути, также регулируется многими генами (Лутова и др., 2010). Действие ауксина, одного из важнейших гормонов, управляющих развитием растений на всех стадиях онтогенеза, зависит не столько от места его синтеза в растении, сколько от его полярного транспорта, который, в свою очередь, контролируется специальными генетическими системами (Оа1\уеПег е1 а1. 1998; Рпт1, 2003; Вепко\а й а!., 2003; Медведев, 1996; Чуб, 2010).

В настоящее время становится все более ясным, что плейотропный эффект, который демонстрируют подавляющее большинство, а может быть и все гены контролирующие развитие, является результатом сложных взаимодействий между генами, контролирующими морфогенез. Под влиянием разных сигналов, включая гормональные, один ген может «включаться» на разных стадиях развития, контролируя морфогенез разных органов. Не удивительно, что у впервые описанных в конце 80-х - начале 90-х годов генов, контролирующих развитие, и после 20 - 30 лет интенсивных исследований обнаруживаются все новые функции.

управлении отдельными этапами онтогенеза (Батыгина и др., 2010). Основой для такого управления служит информация о генных и фитогормональных взаимодействиях, контролирующих разные типы репродукции.

Изучение взаимодействия генов и фитогормональных факторов в контроле развития растений является актуальным направлением исследований, поскольку позволяет объединить данные генетических и физиологических исследований, полнее исследовать функцию генов и их места в генных сетях морфогенеза, что является необходимой предпосылкой для создания моделей виртуального растения.

Анализ мутантов - эффективный инструмент генетики развития (Лутова и др., 2010). Коллекция A.thaliana кафедры генетики МГУ содержит уникальные мутанты с изменениями морфогенеза, которые были получены С.И. Янушкевичем, О.П. Солдатовой и Т.А. Ежовой. Исследования этих мутантов были начаты мной еще в 1992 году во время выполнения кандидатской диссертации на кафедре генетики МГУ, часть работы проведена в Тувинском университете и Институте общей генетики РАН, а основная часть исследований, выполнены на кафедре генетики за последние 8 лет, благодаря предоставленной возможности пребывания в докторантуре в ИОГен и стажировке на кафедре генетики МГУ и Международном учебно-научном биотехнологическом центре МГУ.

Цель исследования: изучение генетического контроля морфогенеза модельного растения Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. и выяснение роли взаимодействия генов и фитогормональных факторов в регуляции процессов развития.

Основное внимание уделено изучению функции гена ABR/PID1, контролирующего полярный транспорт ауксина, в регуляции морфогенеза побега, его взаимодействию с ключевыми генами морфогенеза, а также изучению функции ранее не исследованных генов, выявленных на основе анализа мутантов из коллекции кафедры генетики МГУ.

В связи с этим, решались следующие задачи:

1. Генетический анализ (особенности наследования, тесты на аллелизм, картирование) новых мутаций apl-20, lfy-107, lfy-109, ßpl, ßp2, fas4, er2, min2 из генетической коллекции А. thaliana кафедры генетики МГУ и изучение их влияния на морфогенез побега и цветка.

2. Анализ распределения активного ауксина в тканях растений A.thaliana дикого типа и мутантов с использованием репортерного гена ß-глюкуронидазы (GUS - ген uidA E.coli), слитого с ауксинчувствительным промотором DRS.

3. Изучение генных взаимодействий на основе анализа фенотипа двойных мутантов и сравнительного изучения экспрессии в растениях дикого типа и мутантов репортерного гена ß-глюкуронидазы, слитого с промоторными и регуляторными участками генов LFY, API и KN1.

4. Изучение влияния мутантных аллелей исследуемых генов на пролиферативную активность клеток с помощью репортерного гена ß-глюкуронидазы, слитого с промоторной и регуляторной участками гена циклина CYCB1;!.

5. Создание коллекции мутантных линий А. ШаИапа, содержащих в геноме конструкции ¿/Т.-.СОЯ АР1::Ст, КЫ1::С№, СУСВ1;!::СиБ, ОЯ5::Ои8.

6. Создание модели генетической и гормональной регуляции морфогенеза побега и цветка А. ¡ИаНапа с участием гена АВЯ/РЮ1, контролирующего полярный транспорт ауксина, и других генов, исследованных в диссертационной работе {ТАЕ, А'Л, ЛШ, Р1Р1, Р]Р2, ЕЮ. и МШ2).

Научная новизна. Выделены и охарактеризованы новые мутации, затрагивающие различные этапы развития модельного растительного объекта АлИаНапа. Идентифицированы новые ключевые гены, контролирующие важнейшие этапы развития побега и цветка. Впервые показано, что ген АВК/РЮ1, контролирующий полярный транспорт ауксина, взаимодействует с генами А.ЛаНапа, контролирующими как ранние (¿/-У и АР]), так и поздние (АР2, АРЗ, Р1, АС) этапы формирования флоральной меристемы. Кроме совместного действия с гомеозисными генами АР] и АР2 в 1-П мутовках флоральной меристемы, ген АВЯ/РЮ] вместе с генами АРЗ, Р1 и АС участвует в формировании органов II - IV мутовок цветка. Ген АВЯ/РЮ] участвует и в контроле пролиферации клеток апикальной меристемы побега и флоральной меристемы, комплементарно взаимодействуя с генами СЬУ, ТАЕ и Ав.

Впервые исследованы мутации/¡р] и/¡р2, нарушающие дифференцировку листа и цветка А. ЛаНапа и, по-видимому, затрагивающие процесс деления клеток в растениях. Установлено, что гены /7Р/ и Р1Р2 совместно с генами А81 и АБ2 участвуют в контроле пролиферации клеток органов околоцветника.

Выявлен новый ген РА84, контролирующий пролиферацию клеток апикальной меристемы побега и, совместно с генами АР1 и АР2, участвующий в регуляции развития органов околоцветника. Впервые показано, что ген МЛ участвует в контроле деления клеток в апикальной меристеме и листьях. Установлено, что ген ЬРУ и гомеозисные гены АР], АР2, АРЗ и АС, а также ген ЛМ влияют на распределение ауксина в органах растений А. ЛаИапа.

Научно-практическая значимость работы. Показано, что мутация аЬг может служить удобной моделью для анализа влияния зависимых от температуры градиентов ауксина на процессы морфогенеза Л. /ЬаИапа.

Путем скрещиваний и отборов создана новая коллекция мутантных линий, содержащих в геноме химерные гены ЬРУг.СиБ, АР!::Си8, ОК5::СиБ, КЬЧг.СИБ и СУСВ1;1::С118. Эти мутантные линии с химерными генами являются удобными моделями для изучения генетической регуляции морфогенеза растений, в том числе -и фитогормональными сигналами.

Результаты диссертационной работы интегрированы в лекции по генетике развития растений, которые читаются на кафедре генетики МГУ, и лекции по генетике растений для ТувГУ, а также используются на занятиях Большого практикума на кафедре генетики МГУ по изучению экспрессии ключевых генов морфогенеза у А. ¡ЬаНапа. Ряд мутантов с соответствующими конструкциями из новой коллекции также переданы в Тувинский государственный университет.

Апробация работы. Материалы диссертации представлены на III съезде Всероссийского общества физиологов растений (Санкт-Петербург, 1993), II Международной конференции «Биология культивируемых клеток растений и биотехнология» (Алматы, 1993), на I, II, III и IV Съезде ВОГиС (Саратов, 1994; Санкт-Петербург, 2000; Москва, 2004; Москва, 2009), Международной конференции молодых ученых по фундаментальным наукам «Ленинские горы» (Москва, 1995), Российско-Германском совещании «Plant Molecular Biology and Biotechnology» (Санкт-Петербург», 1996), III Российской конференции «Флора и растительность Сибири и Дальнего Востока» (Красноярск, 2001), Международной конференции «Генетические коллекции, изогенные и аллоплазматические линии», (Новосибирск, 2001), XIV научной школе по биологии развития (Звенигород, 2005), симпозиуме «Клеточные, молекулярные и эволюционные аспекты морфогенеза» (Москва, 2007), конференции посвященной 300-летию со дня рождения К.Линнея (Луганск, 2007), Международной научной конференции «Генетика и биотехнология XXI века -фундаментальные и прикладные аспекты» (Минск, 2008), 35 FEBS Congress «Molecules of Life» (Gothenburg, Sweden, 2010), Всероссийской научной конференции «Апомиксис и репродуктивная биология» (Саратов, 2010), Всероссийской конференции с международным участием «Проблемы изучения и сохранения растительного мира Евразии» (Иркутск, 2010), Международной научной конференции «Факторы экспериментальной эволюции организмов» (Украина, 2010), Международной научной конференции «Морфогенез в индивидуальном и историческом развитии» (Москва, 2011), III Международной научно-практической конференции «Биоразнообразие и сохранение генофонда флоры, фауны и народонаселения Центрально-Азиатского региона» (Кызыл, Тува, 2011).

Публикации. По материалам исследований опубликовано 32 работы, в том числе 16 статей в журналах из Перечня, утверждённого ВАК РФ.

Декларация личного участия автора. Автором обновлена коллекция А. thaliana кафедры генетики МГУ, выполнены морфологический, генетический, физиологический анализ диких и мутантных форм A. thaliana. Путем скрещиваний создана 32 новая линия мутантных форм содержащих в геноме химерные гены для использования в научных и учебных целях. В создании этих линий также принимали участие студенты и аспиранты Е. Полковниченко и By Чанг, которых автор диссертации обучал методам работы по созданию этих линий и их использованию для анализа экспрессии генов.

Картированы 4 новых гена (FIP1, ER2, FAS4, MIN2), сформулированы гипотезы о функции каждого из них. Автором получены данные по генетическому картированию с использованием морфологических маркёров. Эти данные и гибридные популяции растений явились основой для молекулярно-генетаческого картирования с использованием ДНК-маркёров для проведения более тонкого картирования в пределах группы сцепления другими сотрудниками, аспирантами и студентами группы генетики развития растений МГУ. Благодаря исследованиям н.с.

Е.В. Куприяновой, аспиранта Е.В. Альберта, студентов Т.Ю. Прошляковой и А.Д. Солтабаевой сегодня подтверждена и уточнена локализация генов FIP1, ER2, FAS4.

Получен фонд электронных микрофотографий диких рас и мутантов A.thaliana. Предложена модель генетической и гормональной регуляции роста и развития цветка и побега растений с участием исследованных в диссертационной работе генов А. thaliana. Проведена статистическая обработка результатов. Суммарное личное участие автора составило 90%.

Связь с государственными научными программами, участие в выполнении грантов. Работы выполнены при поддержке грантов РФФИ №07-04-01515-а и 10-04-00859-а.

Структура н объём работы. Диссертация изложена на 334 страницах, включает 26 таблиц и 144 рисунков, введение, 3 главы, включающих обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждения, а также общее заключение, выводы и список литературы ( 333 источника).

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Мутация abr является удобной моделью для анализа влияния зависимых от температуры градиентов ауксина на процессы морфогенеза. Путем изменения температуры выращивания растений мутанта можно изменять распределение и содержание активного ауксина по тканям растения A. thaliana (в цветке и листе).

2. С использованием трансгенов 35S::AP1, APL.GUS и DR5::GUS и мутаций apl-1, ар]-20 и abr впервые показано, что градиенты ауксина определяют пространственные особенности экспрессии гена API.

3. Ген LFY и гомеозисные гены API, АР2, АРЗ, AG оказывают влияние на распределение полярного транспорта ауксина в растениях A. thaliana.

4. С использованием трансгенов AP1::GUS и LFYr.GUS выявлено влияние гена ТАЕ на экспрессию генов LFY и API, контролирующих образование флоральной меристемы.

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ Глава 1. Обзор литературы

В 1-ой части обзора литературы рассматриваются особенности развития цветка A. thaliana и использование коллекции мутантов этого модельного объекта для изучения генетического контроля морфогенеза цветка. В этой части представлены стадии формирования флоральной меристемы и рассмотрена роль генов LFY, API и CAL в развитии флоральной меристемы, а также участие гомеозисных генов в регуляции типа органов цветка. A.thaliana и молекулярные механизмы их действия. Во Н-ой части уделяется внимание генетическому контролю поддержания апикальной меристемы побега (на эмбриональной и постэмбриональной стадиях развития), функции генов WUS/CLV и фитогормонов в этом процессе. III часть посвящена генетической регуляция полярного транспорта ауксина и его роли в контроле морфогенеза побега. В том числе, важное внимание уделено гену ABR/PID1, изучение которого входило в задачи данной работы.

Глава 2. Материалы и методы

Растительный материал. В работе продолжены исследования мутантов abr, па и tae из коллекции A. thaliana кафедры генетики МГУ (линии К-150, К-164 и К-122, соответственно; Янушкевич, 1985). Кроме того, исследованы 8 новых мутантов: apl-20 (К-200), Ify (К-107 и K-m),fas4 (М-21-2\flpl (M-№-\),fip2 (М-40-2), er2 (М-21-1) и mini (Т-38-26). Морфометрию проводили, сравнивая мутанты с дикими расами, на основе которых выделены мутанты: Dijon-M (Di-M, линия К-1), Enkheira-M (En-M, К-2), Blanes-M (Bl-M, К-6), Columbia-M (Col-M, K-8) и Ler. Для теста на аллелизм и/или изучения взаимодействия генов использовали мутанты: asJ (К-102), sa (К-118), vaf/ap2-14 (К-217), civ J (К-205), а также IfyS (CS6235), Ify!О (CS6279), ag-1 (CS25), арЗ-1 (CS3085),p;-/ (CS77), clv2 (CS46), clv3 (CS8066) и fasl-1 (CS265, из Arabidopsis Biological Resource Center). Для локализации мутаций использовали множественно маркированные линии: К-310 (МГУ), mmlL, mmlR, mm2, mm4 и mm5 (из Института генетики растений; г. Гатерслебен, Германия). Для изучения влияния мутаций на экспрессию генов API, LFY, KN1 исследуемые мутанты скрещивали с трансгенными линиями, содержащими регуляторные участки этих генов, слитые с репортерным геном 13-глюкуронидазы: AP1::GUS (CS8848), LFY::GUS (CS6297; оба из ABRC) и KNlr.GUS (любезно предоставленную профессором В.Б. Ивановым, ИФР им. К.А. Тимирязева РАН). Для изучения распределения активного ауксина в растении для скрещиваний использовали линию DR5::GUS, а для детекции активных делений клеток - трансгенную линию CYCBJ;1::GUS (ИФР им. К.А. Тимирязева РАН, предоставлена профессором В.Б. Ивановым).

Условия выращивания. Растения выращивали в смеси почвы и песка (2:1) в теплице и на агаризованной среде (Квитко, 1960) в лабораторных установках при температуре 26°С и фотопериоде 16 час.

Морфометрический анализ. Все морфометрические измерения проводились не менее чем на 10 растениях. Среднее число органов цветка и число дополнительных цветков рассчитывали для 10-ти цветков, расположенных базально на главном цветоносе (с 1-го по 10-й цветки). В отдельных случаях (для мутаций abr и ар1) учитывали раздельно цветки 1-5 и 6-10. Измерение размера эпидермальных клеток проводили на изображениях, полученных с помощью сканирующей электронной микроскопии. В исследованиях использовали аналитический сканирующий электронный микроскоп JSM-6380LA (фирмы "Jeol", Япония) и СЭМ S-405A ("Hitachi", Япония) с ускоряющим напряжением 15кВ. Достоверность различий между средними значениями морфометрических показателей определяли с использованием критерия Стьюдента (Лакин, 1990). В табл.6-7 указаны квадратичные отклонения от средних, а в табл. 5 - ошибки.

Метод определения активности репортерного гена GUS. Для анализа активности GUS использовали гистохимический метод (Jefferson et al., 1987). В качестве субстрата для определения использовали X-gluc (5-bromo-4chloro-3-indolyl-B-D-glucuronide) фирмы Dushefa. Перед окрашиванием отдельные части растения

помещали в раствор X-gluc (конечные концентрации 1мМ и 2мМ для оценки, соответственно, высокого или слабого уровней экспрессии трансгенов) и инкубировали в темноте в термостате при 37°С от 24 до 42 часов. Образцы помещали в 70% этанол для удаления хлорофилла, после чего ткани анализировали с помощью микроскопа. Этот метод позволяет определять место экспрессии генов и по интенсивности окрашивания качественно оценивать уровень экспрессии.

Анализ генных взаимодействий. Во всех вариантах скрещиваний в F2 анализировали расщепления. Экспериментальные данные соответствовали либо теоретическому расщеплению 9:3:3:1 (для случаев отсутствия взаимодействия и при комплементарном взаимодействии), либо расщеплению 9:3:4 (при рецессивном эпистазе). Фенотип двойных мутантов анализировали в F2-F4 поколениях по сравнению с родительскими формами.

Генетическое картирование с использованием морфологических маркеров. Для обнаружения сцепления генов использовали метод разложения %2 на компоненты (Серебровский, 1970). Частоту рекомбинации определяли методом произведений (Серебровский, 1970). Для преобразования % рекомбинации в сМ использовали функцию Косамби (Захаров, 1979). Результаты локализации 4 новых генов FIP1, ER2, MIN2 и FAS4 показаны в табл. 1.

Табл. 1. Локализация 4 новых генов (FIP1, ER2, M1N2 и FAS4) A. thaliana

Группа саеплешм и маркерные гены (положение на карте, сМ) фенотипы F2 X2

Исследуемый ген AB Ab aB аЫ£ A В L D(cM)

F1P1 1.М'(0) 208 92 6-1 5/369 7.8* 0.4 13.9*» 29.0 ±0.002

ER2 US? (85) 108 50 67 9/234 8.9* 0.17 12.5** 39.64 ± 2.53

UP J (99) 49 27 21 0/97 0.58 0.42 10.3** 21.18 ± 0.01

I.GI2(118) 71 38 37 2/148 0.14 0.32 14.0** 22.42 ±4.32

MINI I. API {99) 107 43 46 0/196 0.14 0.7 13.0** 16.58 ±4.41

FAS4 U.ER1(48) 170 70 76 9/325 0.45 3.7 12.0** 35.5 ±0.001

Примечание: А, а - аллели исследуемого гена; В, Ь - аллели маркерной мутации, Ь -связь генов А и В (Серебровский, 1970). Компоненты у\ и х2в рассчитаны для выявления отклонения расщеплений от моногенного по каждому из анализируемых генов А, В и х\ _ Для выявления независимости расщеплений по А и В (Серебровский, 1970); О - расстояние (сМ) с поправкой Косамби, X ■ всего растений; *, ** - различия достоверны при Р > 0.95 и Р > 0.99, соответственно.

Физиологические методы. Для определения чувствительности к гиббереллину растения, начиная со стадии 4-х листной розетки, опрыскивали 50цМ водным

раствором ГА3 или водой 3 раза в неделю в течение месяца. После 2-х недельного выращивания растения описывали. Содержание активного ауксина в тканях растений А. ЛаНапа определяли с помощью конструкции ОК5::Си8.

Работа с мутантами проводилась по следующей схеме (рис. 1):

Морфологический анализ

Морфометрпя

Тесты на аллелюм

Генетический —

анализ (скрещивания)

Определение положения гена на генетической карте,

Взаимодействие гена

с ф1ггогормонапъными факторами с другими J ^ генами Изучение Реакция

Сканирующее Анализ Анализ Анализ электронное наследования двойных генной микроскопирование мутантов экспрессии

влияния растении гена на на

распределение экзогенную ауксина обработку

Рис. I. Схема экспериментов по исследованию мутантов.

Глава 3. Результаты и обсуждение РАЗДЕЛ I. Роль гена ABR/PID1 в регуляции морфогенеза А. thaliana

1.1. Особенности морфологии мутанта abr и изучение влияния мутации abr на распределение активного ауксина

Показан плейотропный эффект рецессивной мутации abruptus {abr, К-150, МГУ) на развитие всех элементов побега (лист, цветонос, цветок) и температурозависимое проявление фенотипа мутанта (Ондар, Высоцкий, 1994; Ежова, Ондар и др., 1997). При пониженной температуре (21-26°С) растения мутанта формируют многолепестковые цветки, но после формирования 1-5 (при 24-26°С) или 8-12 цветков (при 21-23°С) цветонос превращается в булавковидную структуру и его развитие прекращается. При 27-29°С наблюдается высокая экспрессивность мутантного признака и булавковидный цветонос полностью лишен цветков.

Влияние мутации abr на распределение активного ауксина в растениях изучали с использованием трансгенной линии А.thaliana, в геноме которой имеется трансгенная конструкция DR5::GUS, полученная путём слияния синтетического ауксин-чувствительного промотора DR5 с репортерным геном ß-глюкуронидазы (Ulmasov et al., 1997). Наблюдения вели на всех стадиях развития растений. В растениях дикого типа, выращенных при температуре 24-26°С, активность слитого гена DR5::GUS наблюдали в локальных участках листьев розетки (в кончиках зубчатых выростов листа) ювенильных 2-х-недельных и цветущих 5-ти-недельных растений (рис. 2а), а также в стеблевых листьях, развивающихся на цветоносах (Кавай-оол, Ежова, 2010).

Наибольший уровень экспрессии DR5::GUS наблюдали в тычинках распускающихся бутонов и самых молодых цветках (рис. 26). В условиях повышенной температуры | (27-29°С) экспрессия DR5::GUS в растениях дикого типа становилась ниже, чем в растениях, которые постоянно росли при 24-26°С. Эти данные можно объяснить влиянием температуры на биосинтез ауксина (Zhao et al., 2002).

Щ to

Рис. 2. Экспрессия трансгена в растениях дикого типа (гомозиготы по

нормальному аллелю гена АВЯ/РЮ1 - а, 6) и мутанта аЬг (в-и). в, г, д - выращивание при низкой, е, ж, з - высокой температурах; и - при переносе мутанта с высокой в низкую температуры (показана верхушка булавковидного цветоноса аЬг, где видны локальные сайты накопления ауксина в местах закладки неразвившихся примордиев цветков).

В растениях мутанта аЬг экспрессия ВК5::Ои5 при 24-26°С во всех органах была выше, чем в растениях дикого типа. В листьях накопление ауксина наблюдали не только в гидатодах, но и по краю всей пластинки листа, а также по всей площади листа (рис. 2в). Основным местом экспрессии 0Я5::0118 в цветках мутанта, как и в цветках дикого типа, были тычинки (рис. 2г, е, ж). Существенный уровень экспрессии ОК5::С1/5 отмечался и в чашелистиках молодых цветков (рис. 2д), который ослабевал по мере распускания цветков мутанта аЬг. Более активная экспрессия ОЯ5::Си8 в листьях и цветках мутанта аЬг свидетельствует о более высоком уровне свободного ауксина в этих органах.

При повышенной температуре (27-29°С) уровень активности репортерного гена в растениях мутанта (рис. 2е, ж) увеличивался по сравнению с 24-26°С (рис. 2г, д), а пространственные особенности экспрессии оставались практически неизменными. Эти результаты находятся в хорошем соответствии с усилением экспрессивности фенотипического проявления мутации аЬг при выращивании растений в условиях повышенной температуры. По-видимому, повышение температуры приводит к инактивации мутантного белка и полному блоку транспорта ауксина в побеге, что вызывает усиление мутантного фенотипа и более выраженное накопление ауксина в тканях. Эти результаты подтверждают полученные ранее данные о более высоком

содержании свободной формы ауксина, определенном методом ИФА, в растениях мутанта на стадии бутонизации (~ в 2 раза) по сравнению с растениями дикого типа (Калинина и др., 2000; Ежова и др., 2000). Кроме того, выявленное с помощью анализа экспрессии ОЯ5::Си8 накопление ауксина в листьях розетки (рис. 2в) и стебля мутанта аЬг хорошо соответствуют обнаруженным ранее данным об увеличении в 1.5-3 раза содержания ауксина в листьях розетки и базальной части цветоноса (где формируются стеблевые листья) у мутанта по сравнению с растениями дикого типа (Ежова и др., 2000).

Таким образом, благодаря использованию химерного гена ОЯ5::С175 нам удалось детально исследовать влияние мутации аЬг, нарушающей транспорт ауксина в побеге, на распределение ауксина в растениях. Показано, что путем изменения температуры выращивания растений можно изменять распределение и содержание активного ауксина по тканям растения А. Лаііапа, что позволяет рассматривать мутант аЬг как модель для анализа влияния зависимых от температуры градиентов ауксина на процессы морфогенеза.

1.2. Анализ взаимодействия гена АВ1(/РЮ1 с геном ІґУи изучение влияния мутации аЬг на экспрессию трансгена /,/*Т::<7{/5' Ранее на основании изучения фенотипа двойного мутанта аЬг \fy-10, был сделан вывод об эпистазе мутантного гена аЬг над геном 1/у-Ю на самой ранней стадии формирования меристемы цветка - разметке его положения (Ежова и др., 2000). Нами установлено, что если растения выращиваются при повышенной температуре эпистаз наблюдался и в скрещиваниях аЬг с другими аллелями гена ІґУ (\fy-5,1/у-107,1Цу-109 - фенотипическое расщепление в Р2 соответствовало расщеплению 9 частей дикого типа: 3 частей Ну : 4 части аЬг).

В пользу эпистатического взаимодействия генов на ранних этапах разметки флоральной меристемы свидетельствуют и данные по изучению экспрессии гена ¿/-У в растениях мутанта аЬг. Нами показано, что мутация аЬг приводит к снижению уровня транскрипции гена ¿/Т в верхушках цветоносов (данные ПЦР-РВ, Лебедева, Ондар и др., 2005). Отсутствие экспрессии гена ¿/-У в булавковидном цветоносе подтверждено и анализом экспрессии трансгена ЬРУ::СШ у мутанта аЬг (рис. 3). Мы не обнаружили экспрессии ЬРЇу.СШ в верхушке цветоноса мутанта (рис. 36, в), где он наиболее активно экспрессируется у дикого типа (рис. За); уровень экспрессии ¿/•У/.С^® в листе - существенно выше (рис. Зг, д). Эти данные свидетельствуют о важной роли гена АВШРЮІ в определении места и уровня экспрессии гена І/7К

Продукт гена АВЕ/РЮ1 - протеинкиназа (не транскрипционный фактор), поэтому участие гена АВЯ/РЮ! в регуляции транскрипции ЬР\\ по-видимому, опосредовано влиянием гена АВЫРЮ1 на создание локальных градиентов ауксина в растении. При отсутствии продукта АВН/РЮІ у мутанта аЬг, выращенного при повышенной температуре, нарушается образование локальных градиентов ауксина, размечающих положение будущих цветковых примордиев, поэтому цветонос лишен цветков и похож на булавку. Только при перенесении мутанта в условия пониженной

температуры можно увидеть скопления ауксина в локальных участках цветоноса, которые обуславливают возможность развития отдельных цветков (рис. 2и).

По результатам анализа экспрессии DR5::GUS, основным местом накопления ауксина в растениях мутанта abr является лист (рис. 2в) и, именно в листе мы наблюдали также максимальный уровень экспрессии LFYr.GUS (рис. Зе), что свидетельствует о важной роли ауксина в регуляции транскрипции гена LFY. Недавно в промоторе гена LFY был обнаружен ауксин-регулируемый элемент AuxRE, который i узнается белками ARF (Auxin Response Factors; Bai, deMason, 2008), что подтвердило наши выводы. Таким образом, в основе эпистатического взаимодействия генов ABR/PID1 и LFY, которое детектируется при повышенной температуре, приводящей к полному нарушению остаточной функции мутантной аллели abr, лежит способность гена ABR/PID1 через создание ауксиновых градиентов влиять на уровень транскрипции гена LFY.

При выращивании больших выборок растений при пониженной температуре (2123°С) в F3 от скрещивания мутанта abr с lfy-10 наблюдали единичные растения двойного мутанта, имеющие одиночные цветки сильно измененной морфологии, что указывало на комплементарное взаимодействие генов на более поздних стадиях развития цветка. Для детального изучения этого вопроса при пониженной температуре выращивали F2 - F4 от скрещивания abr с аллелью lfy-107 из коллекции кафедры генетики МГУ, имеющей более низкую экспрессивность. В F2 наблюдали расщепление 9:3:3:1, поскольку растения двойного мутанта abr lfy-107 формировали I одиночные цветки, состоящие из единичных пестикоподобных органов (1-3 цветка на главном цветоносе). Такой же фенотип имели двойные мутанты abr lfy-10. Эти данные подтверждают предположение о комплементарном взаимодействии генов ABR/PID1 и LFY в контроле морфогенеза цветка.

Рис. 3. Экспрессия LFYr.GUS в растениях дикого типа (а, г) и мутанта abr (б, в, д). Верхушки цветоносов растений дикого типа (а) и мутанта abr (б, в) с низкой (б) и высокой (в) экспрессивностями мутантных признаков (б, в - булавковидные окончания отмечены стрелками).

По-видимому, пониженная температура, приводит к сохранению остаточной функции аллели аЬг и позволяет растениям перейти с критической стадии разметки флоральных примордиев на стадию развития цветка, где АВЯ/РЮ1 комплементарно взаимодействует с геном ¿/-У.

Таким образом, на разных стадиях морфогенеза наблюдается разный тип взаимодействия генов АВШРЮ1 и /./•У. Если на ранней стадии разметки положения примордия цветка ген АВЯ/РЮ1 эпистатичен по отношении к ¿/-Т, и через создание ауксиновых градиентов влияет на уровень экспрессии ЬРУ, то на стадии формирования органов цветка гены действуют комплементарно. Такой тип взаимодействия можно объяснить тем, что не только ген АВК/РЮ1, но и сам ген ЫФ важен для создания градиентов ауксина. Этот вывод был сделан ранее с помощью анализа транспорта ИУК в стеблях мутанта АлИаИапа Цу (Ока й а1., 1998). С помощью изучения экспрессии йЯ5::Си5 в растениях мутантов 1/у-107 и Цу-Ю9 (коллекция МГУ) мы подтвердили эти данные. Как и у мутанта аЬг мы обнаружили накопление ауксина в семядолях и листьях розетки мутантов Цу. В цветке обнаружено снижение экспрессии трансгена £>Д5::ОШ. Поскольку пыльники являются главным сайтом накопления ауксина в цветке их недоразвитие у мутантов 1/у должно влиять на транспорт гормона (Кавай-оол, 2011).

1.3. Взаимодействие гена АВЛ/РЮ1 с генами А-, В- и С-классов, контролирующими развитие органов цветка

Как известно, ген ¿/Т является активатором транскрипции гомеозисных генов, контролирующих развитие органов цветка в соответствие с генетической схемой, названной АВС-модель. Ранее мы выявили взаимодействие гена АВЯ/РЮ1 с генами А-класса АР1 и АР2 (Ежова, Ондар и др., 1997). В данной работе продолжено изучение взаимодействия гена АВЯ/РЮ1 с гомеозисными генами (АР], АР2, АРЗ, Р1 и АС). Отметим, что при выращивании популяции Р2 при повышенной температуре (более 27°С), мутация аЪг полностью эпистатична по отношению к мутациям ар1, ар2-1, арЗ-1, р1-1 и ag-l. Отличить двойные мутанты от мутантов аЬг невозможно. При температуре 21-23°С в Р2 наблюдали независимое дигенное расщепление 9:3:3:1, причём, у двойных мутантов аЬг ар1, аЬг Vа/, аЬг ар2-1, аЪг арЗ-1, аЬг р1-1 и аЬг ag-I наблюдали новые морфологические признаки, отсутствующие у единичных мутантов, что свидетельствует о взаимодействии генов.

Анализ взаимодействия гена АВЯ/РЮ1 с геном АР1 и изучение влияния мутации аЬг на экспрессию трансгена АР1::Ы1Б. Мы провели анализ взаимодействия генов АВИ/РЮ1 и АР1 с использованием аллелей АР1 с разной экспрессивностью. В исследовании использовали аллель ар1-20 (К-200, МГУ) с самой низкой экспрессивностью, несущую делецию 21 нуклеотида в области, кодирующей К-домен (Ондар, Ву, Ежова, 2008), «мягкую» аллель ар1-3, «промежуточную» аллель ар!-6 и самую «сильную» аллель ар1-1 (из коллекции АВЯС). Среди всех использованных аллелей только обнаруженная нами аллель ар1-20 сохраняет околоцветник (рис. 4а). Общими признаками для всех аллелей ар] являются

дополнительные цветки в пазухах органов I мутовки (листья и брактеи), а для аллелей ар]-3, ар]-б (табл. 2) и ар1-1 отсутствие (частичное или полное) лепестков. У ар!-20 наблюдается и существенная редукция тычинок (III мутовка; табл. 2).

Табл. 2. Число цветков на цветоножку и доля редуцированных органов (%) в I - IV мутовках нижних/верхних цветков дикого типа и мутантов ар!-6, ар1-3 и ар1-20

Линия Число цветков на цветоножку Редуцированные органы в мутовке, %

I II III IV

Di-M (50/50) 1.0/1.0 0/0 0/0 0.5/0.3 0/0

арі-6 (50/50) 2.52/2.6 82/80.5 85/83 6.7/7.0 1.0/0.5

ар1-3 (50/50) 2.94/1.2 76/85 73.5/85 13.3/10 0*/0

apl-20 (50/44) 4.2/2.6 59/73.9 79/80.7 37/48.5 0*/0

Примечание: в скобках - число проанализированных нижних/верхних цветков, *- в нижних цветках изредка наблюдали развитие дополнительных плодолистиков (менее 1 % у ар1-20 и около 2% - у ар!-3).

Общим признаком для всех двойных мутантов аЬг ар1 (рис. 4б-г) является отсутствие органов околоцветника (I и II мутовки). Обнаружено также влияние мутантных аллелей ар! на формирование органов генеративной сферы мутанта аЬг (рис. 4б-г; Кавай-оол, Куприянова, Ежова, 2011). Фенотип двойных мутантов указывает на комплементарное взаимодействие генов АВЯ/РЮ1 и АР1. Для выяснения природы взаимодействия генов проведен анализ экспрессии гена АР1 в растениях мутанта аЬг.

Рис. 4. Цветки одиночного мутанта ар1-20 (о) и двойных мутантов аЪг ар1-20 (6), аЬг ар!-6 (в) и аЬгар!-! (г).

Анализ экспрессии APlr.GUS. Экспрессия гена AP1::GUS в мутанте аЪг была существенно выше (рис. 56, г), чем в растениях трансгенной линии (рис. 5а, в). В цветках мутанта экспрессию APl::GUS наблюдали не только в органах околоцветника, но и в репродуктивных структурах (рис. 56). Более того, можно увидеть его повышенную экспрессию и в листьях (рис. 5г), чего не наблюдается в растениях дикого типа (рис. 5е).

Рис. 5. Экспрессия AP1::GUS в растениях дикого типа (а, в) и мутанта abr (б, г).

Расширение доменов экспрессии гена АР1 в растениях мутанта аЪг приводит и к увеличению общего уровня транскрипции АР1 в молодых цветках более чем в 3 раза (данные метода ПЦР-РВ, Кавай-оол и др., 2010). Следовательно, ген АВЛ/РЮ1 участвует в ограничении домена экспрессии АР1 в репродуктивных органах и подавляет его экспрессию в листьях (Кавай-оол и др., 2010). Таким образом, основой комплементарного взаимодействия генов АВЯ/РЮ1 и АР1 при развитии цветка является их совместное участие в контроле развития органов: ген АР1 участвует в определении типа органов околоцветника, а ген АВЯ/РЮ1 не только размечает положение органов, но и ограничивает домены экспрессии АР1 в цветке и вегетативных органах. Определенный вклад в это взаимодействие ген АР1, как и ген ЬРУ, вносит посредством влияния на распределение ауксина в растениях. Это показано путем анализа распределения ауксина в растениях ар1-20 1)Я5::Си$, ар1-1 0!15::Ои5 и аЬг ар1-1 [Ж5::Си$. Выявлено существенное накопление ауксина в листьях розетки ар1-20 (рис. 66) и ар1-1 (рис. 6г). В цветках одиночных мутантов ар1 ауксин накапливается в пыльниках (рис. 6а, в), как и в цветках дикого типа. У двойных мутантов аЪг ар1-20 и аЬг ар1-1 отмечается лишь следовой уровень экспрессии ОЯ5::Си5 в тычинках (рис. 6д, е), в то время как в листьях розетки (рис. 6ж) уровень экспрессии трансгена был очень высоким (выше, чем у остальных мутантов, за исключением мутанта ар1-20).

Рис. 6. Экспрессия DR5::GUS в растениях ар]-20 (а, б), apl-1 {в, г) и abr apl-20 (д), abr apl-1 (е, ж).

Анализ взаимодействия гена АВШРШ! с геном АР2. Цветки двойных мутантов аЬг уо/(уо/или ар2-14 - аллель гена АР2 с сильной экспрессивностью) и аЬг ар2-1 (ар2-1 - «мягкая» аллель) лишены околоцветника и имели частичную редукцию органов III мутовки (табл. 3), что свидетельствует о комплементарном взаимодействии доминантных аллелей дикого типа генов АР2 и АВЯ/РЮ1 в контроле развития органов околоцветника.

Табл. 3. Среднее число органов I - IV мутовок цветков мутантных растений АЛаИапа и доля органов определенного типа (%) в мутовке в цветках дикого типа, одиночных мутантов аЪг, т/, ар2-1 и двойных мутантов аЬг уа/, аЬг ар2-1

Мутовка, органы Б1-М аЬг га/ аЬг 1'с/ ар2-1 аЬг ар2-1

(50) (90) (48) (50) (47) (50)

[.Всего органов 4.0 1.8 3.1 0 3.8 2.0

Чашелистики 100 100 0 0 0 0

Листья 0 0 25 0 100 25

Плодолистики 0 0 70 0 0 59

Филаменты 0 0 5 0 0 16

[I. Всего органов 4.0 5.4 0 0 3.6 0

Лепестки 100 100 0 0 1.1 0

Пепестко-тычиикн 0 0 0 0 98.9 0

Фапаменга 0 0 0 0 0 0

Ш. Всего органов 5.6 3.0 1.3 0.2 5.1 3.7

Тычинки 100 84 95 60 100 100

Пестико-подобные

структуры 0 0 0 40 0 0

Филаменты 0 16 5 0 0 0

[V. Всего органов 2.0 0.5 2.0 0.3 2.0 0.4

Плодолистики 100 100 100 100 100 100

Примечание: здесь и в табл.4 слева под каждым генотипом показаны среднее число органов, справа - % органов разных типов. В скобках - число проанализированных цветков. ¡-IV - мутовки.

По-видимому, ген АР2 определяет типы органов I и II мутовок, а ген АВК/РЮ1 -положение и размер органов. Согласно предсказаниям математической модели, описывающей развитие цветка АЛаИапа (Скрябин и др., 2006), определение типа органов цветка предшествует разметке их будущих позиций. Можно предполагать, что отсутствие нормальных продуктов генов АР2 и АВН/РЮ1, приводящее к нарушению обоих процессов, вызывает редукцию околоцветника у двойного мутанта. Методом ПЦР-РВ показано 2-кратное увеличение уровня транскрипции гена АР2 в цветках мутанта аЬг. Возможно, что это усиление могло вызывать образование большого числа лепестков у мутанта. В цветках двойных мутантов аЪг ар2 восстановления образования лепестков не происходило, т.к. усиление транскрипции мутантных аллелей, вероятно, не может вызвать нормализацию определения типа органов (Кавай-оол и др., 2010).

Анализ взаимодействия гена АВЯ/РЮ! с генами АРЗ и Р1. У двойных мутантов аЬг р1-1 и аЪг арЗ-1 обнаружены не количественные изменения органов, а изменения их типов в III мутовке (табл. 4). Вместо тычинок, которые развивались у аЬг (рис. 76), а также тычинок и тычинко-плодолистиков, которые формировались у температурочувствительных мутантов р1-1 и арЗ-1 (рис. 7е, г), у двойных мутантов образовывались филаменты (рис. Те) или филаменты с рыльцевой тканью (рис. 1д).

Табл. 4. Среднее число органов I - IV мутовок цветков мутантных растений А. гкаИапа и доля органов определенного типа (%) в мутовке в цветках дикого типа, одиночных мутантов аЬг, арЗ-1, р1-1 и двойных мутантов аЬг арЗ-1 и аЬг р1-1

Мутовка, органы ОШ (50) аЪг (90) арЗ-1 (50) аЬг арЗ-1 (50) Р1-1 (50) аЬг рг-1 (50)

1.Всего органов Чашелистики 4.0 100 1.8 100 4.0 100 4.4 100 4.0 100 3.8 100

II. Всего органов Лепестки Чашелистики* 4.0 100 0 5.7 100 0 4.0 0 100 7.2 0 100 4.0 0 100 8.5 0 100

Ш. Всего органов Тычинки Тычинко- плодолистики** Палочковидные пестики Фнламенты 5.3 100 0 0 0 3.0 84 0 0 16 4.3 64 33 0 3 2.8 0 0 18 82 4.4 14 32 0 54 2.9 0 0 73 27

IV. Всего органов Плодолистики 2.0 100 0.5 100 2.0 100 0.01 100 2.0 100 0.06 100

Примечание: * - чашелистики II мутовки более крупные по размеру, но более тонкие, чем органы I мутовки; ** - тычинки с воронковидными плодолистиковыми тканями (рыльцевая ткань, семяпочки) в составе считали тычинко-плодолистиками.

Рис. 7. Цветки дикого типа (а), одиночных мутантов аЬг (б), р1-1 (в), арЗ-1 (г) и двойных мутантов аЪг р1-1 (д), аЬг арЗ-1

(е).

Влияние мутации abr на экспрессивность мутаций арЗ-1 и pi-1 свидетельствует о том, что ген ABR участвует в контроле развития тычинок вместе с генами АРЗ и PI. Ранее было показано, что ауксин играет важную роль в развитии тычинок. У мутантов с нарушением синтеза ауксина снижено число тычинок, и их развитие нарушено (Cheng, et al., 2006). Снижение числа тычинок характерно и для мутанта abr (Кавай-оол и др., 2010). По-видимому, нормальное распределение ауксина по клеткам флоральной меристемы, которое осуществляется под контролем гена ABR/PIDI, является важным условием реализации программы развития тычинок, которая запускается под действием генов В-класса АРЗ и PI. Среди них имеются и регулируемые ауксином, например, ген DRNL, имеющий три регулируемых ауксином элемента AREs (Nag, et al., 2007). Снижение их активности может приводить к нарушению развития тычинок, которое наблюдается у мутантов арЗ-1 и pi-1 при выращивании растений в условиях пониженной температуры (Кавай-оол и др., 2011).

Анализ взаимодействия гена ABR/PID1 с геном AG Выявлено комплементарное взаимодействие гена AG с геном ABRJP1DI. У двойного мутанта abr ag-1 наблюдается существенное усиление пролиферации клеток ФМ и образование ветвящихся побегоподобных цветков (табл. 5; рис. 8 в-д).

Табл. 5. Особенности строения цветков у двойного мутанта abr ag-1 и родительских линий

Генотип Число ярусов на главной оси цветка Число латеральных цветков

abr 1 ±0 0

ag-1 4.6 ±0.3 0.7 ±0.1

abr ag-1 8.5 ± 1.8 4.1 ±0.6

Эти данные указывают на участие гена АВР/РЮ1 в ограничении пролиферации стволовых клеток ФМ. Выявленное в цветках мутанта аЬг повышение уровня транскрипции гена №175 (3-кратное), а также нарушение распределения ауксина, позволяют предполагать, что ген АВЫРЮ!, контролируя транспорт ауксина,

Рис. 8. Цветки одиночных мутантов ag-1 (а, б), abr (е) и двойного мутанта abr ag-1 (e-д).

Таким образом, результаты изучения взаимодействия гена ABR/PID1 с генами А, В и С-классов (API, АР2, АРЗ, PI и AG) цветка свидетельствуют о глобальной роли градиентов ауксина в определении особенностей экспрессии генов, контролирующих морфогенез цветка A.thaliana. Локальные участки скопления ауксина, которые создаются благодаря активности гена ABR/PID1, через систему ауксинового сигналинга могут влиять на уровень транскрипции ауксин-зависимых генов, что, по-видимому, имеет место в случае регуляции транскрипции гена LFY, содержащего цис-элемент ARFaux в регуляторной области. Молекулярные механизмы взаимодействия гена ABR/P1D1 с генами А-, В- и С-классов пока не ясны, хотя есть данные о регуляции экспрессии генов В- и С-класса (АРЗ, PI, AG) гиббереллином (Yu et al., 2004). Поскольку ауксин влияет на синтез ГА и чувствительность к нему (Weiss, Ori, 2007), часть эффектов ауксина может быть опосредована его влиянием на гиббереллиновый гомеостаз. Кроме того, MIKC-белки, содержащие MADS-, I-, К- и С-домены, взаимодействуют с другими белками, в том числе, и не относящимися к MIKC-семейству, среди которых есть участвующие в ауксиновом ответе и ауксин-регулируемые (напр-ер, SEU). Нарушение белковых взаимодействий в результате изменения распределения ауксина в тканях растения, по-видимому, может нарушать сборку и эффективность работы таких комплексов. И, наконец, по нашим данным гены LFY, API (рис. 6), а также гены АР2, АРЗ и AG контролирующие морфогенез цветка, сами влияют на распределение ауксина, что также не может не оказывать влияние на генетические взаимодействия, отражающие взаимодействие генных продуктов. У всех мутантов наблюдается снижение содержания ауксина в цветках, но увеличение - в листьях (Кавай-оол, 2011). Эти данные свидетельствуют о том, что не только нарушение ПТА влияет на морфогенез через изменение профиля экспрессии ключевых генов развития, но и нарушение работы этих генов может вызывать изменение программы развития путем влияния на распределение ауксина в растении.

1.4. Взаимодействие гена ABR/PID1 с генами CLV1 и ТЛЕ, контролирующими меристематическую активность клеток, и изучение влияния мутации abr на экспрессию трансгенов CYCB1;1::GUS и KN1::GUS

Влияние мутации abr на экспрессию трансгенов CYCB1;I::GUS и KN1::GUS. Несмотря на преждевременную терминацию цветоноса булавковидной структурой, мутант abr показывает некоторые признаки эктопической пролиферации клеток. Это выражается в существенном увеличении продолжительности жизненного цикла, во время которого мутант способен к образованию дополнительных розеток на стебле (на коротком дне), многочисленных дополнительных розеточных побегов, а также разрастании тканей самого булавковидного цветоноса. Кроме того, органы мутанта (листья, цветки, семена) имеют более крупные размеры, чем у дикого типа. В связи с этим, нами проведен анализ экспрессии в растениях мутанта abr химерных генов CYCBl;I::GUS и KNlr.GUS, которые позволяют судить об активности клеточных

делений и уровне транскрипции гомеобоксного гена KN1/BP, поддерживающего недетерминированность и пролиферацию меристематических клеток, соответственно.

Максимальный уровень экспрессии CYCB1;J::GUS наблюдали в пыльниках, однако уровень экспрессии трансгена в растениях мутанта abr был значительно ниже, чем у дикого типа. Следовательно, увеличение размера органов у мутанта не связано с эктопическими делениями клеток. Наиболее характерными сайтами экспрессии KN1::GUS в растениях дикого типа были верхушки побегов, цветоножки и цветоложе. В молодых цветках активность гена наблюдали также в столбиках пестиков и верхушках тычиночных нитей; в зрелых цветках - в тычиночной нити и пыльниках (в пыльцевых зернах). У мутанта abr изменялись как пространственные и временные особенности экспрессии трансгена, так и его интенсивность. Мы не наблюдали экспрессии KN1::GUS в верхушках побегов, стебле и цветоножках. Единственным местом повышенной экспрессии трансгена были пыльники, причем экспрессия в этих органах была более ранней, чем у дикого типа. Выявленные нами нарушения пространственных и временных особенностей экспрессии трансгена KNlr.GUS у мутанта abr свидетельствуют о важной роли гена ABR/PID1 в поддержании нормальной работы гена ЛЖ/.

Полученные нами данные находятся в хорошем соответствии с результатами изучения влияния ауксина на пространственные характеристики экспрессии KNlr.GUS в листе (Hay et al., 2006). Таким образом, данные по экспрессии KNlr.GUS и CYCB1;1::GUS не могут объяснить наблюдаемой у мутанта abr пролиферации булавковидной структуры и более продолжительного жизненного цикла. В то же время, эти признаки могут быть результатом изменения гормонального гомеостаза у мутанта. Известно, что ген KN1 подавляет работу гена биосинтеза гиббереллина GA-20-оксидазы и активирует транскрипцию гена GA-2-гидрокеилазы, который контролирует катаболизм этого гормона. Поэтому обнаруженное снижение его транскрипции у мутанта abr может приводить к повышению уровня ГА в растениях, и, как следствие, к увеличению размера органов у мутанта. Накопление активного ауксина в листьях и цветках мутанта может вызывать те же эффекты, поскольку оба гормона контролируют растяжение клеток.

Анализ взаимодействия гена ABR/PID1 с геном CLV1. В связи с выявленным увеличением в цветках мутанта abr уровня транскрипции ключевого гена «стволовости» - гомеобоксного гена WUS, и взаимодействием гена АВР/РЮ1 с геном AG - негативным регулятором экспрессии гена WUS, нами исследовано также взаимодействие гена ABR/PID1 с геном CLV1 - еще одним негативным регулятором гена WUS, действующим как в цветке, так и в AM побега.

На самых верхушках цветоносов двойных мутантов abr elvi отмечали разрастания тканей (рис. 9е). Фасциированные формы abr elvi на верхушке побега содержали множественные скопления из пестикоподобных органов, которые или сливались или развивались в самостоятельные аномальные цветки двойных мутантов (рис. 9е). Отметим, что фасциация стебля - черта обеих родителей, как abr (рис. 8е), так и elvi (Clark et al., 1995). В НИ мутовках цветка abr elvi изменений по сравнению

с abr не наблюдали. На ранних этапах развития гинецея существенных отличий от его развития у мутанта abr также не было обнаружено. В то же время на поздних стадиях развития внутри гинецея (стручка) наблюдается пролиферация недифференцированных клеток, а также клеток рыльцеподобных тканей (рис. 9г). Усиление признаков пролиферации клеткок у двойного мутанта abr elvi по сравнению с мутантами elvi и abr свидетельствует о комплементарном характере взаимодействия генов дикого типа ABR/P1D1 и CLV1.

Анализ взаимодействия гена ABR/PID1 с геном ТАЕ. Рецессивная мутация taeniata (toe, К-122, МГУ) приводит к эктопической меристематической активности листовой меристемы - образованию дополнительных листовых лопастей (рис. 9а) и, даже побегов, развивающихся на пластинке розеточных листьев, что связано с эктопической экспрессией в листе гомеобоксных генов STM, KN1, KN2 и KN6 (Лебедева, 2005; Ву, 2009). У мутанта toe в основании и центре листовой пластинки активно транскрибируется ген KN1 (Ву, 2009), а на ее периферии наблюдается накопление ауксина, что показано с использованием трансгена DR5::GUS (Ву Хуен Чанг, Ондар, Ежова, 2007). Более активная экспрессия CYCB1; 1::GUS наблюдается и на ранних стадиях онтогенеза - в молодых проростках, где экспрессия CYCB1;1::GUS охватывает более протяженные участки в семядолях, чем у дикого типа.

Рис. 9. Мутант toe (а) и двойные мутанты abr tae (б) и abr elvi (в, г), а - молодой лист розетки мутанта toe с двумя лопастями на листовой пластинке (стрелка); б -аномальный цветок abr tae\ в - пролиферация AM abr elvi и ФМ на разных стадиях развития; г - стручок abr elvi с пролиферацией тканей на месте разрыва.

Поскольку и мутация toe, и мутация abr вызывают накопление ауксина на периферии листа и оказывают влияние на особенности экспрессии трансгена KN1::GUS, исследовали взаимодействие генов ТАЕ и ABR/PID1 с помощью анализа фенотипа двойного мутанта. Булавковидная верхушка двойного мутанта abr tae имеет существенно меньший размер, чем у мутанта abr, поскольку клетки AM цветоноса у двойного мутанта пролиферируют дольше, чем у abr. В результате abr tae имеет значительное количество цветков на цветоносе. Эти особенности могут быть связаны с вызванным мутацией toe усилением экспрессии гомеобоксных генов, поддерживающих недетерминированность клеток апикальной меристемы.

Цветки двойного мутанта abr tae имеют существенные изменения (рис. 96), которые не встречаются у их родителей. Помимо слияния органов околоцветника, характерных для мутанта abr, в цветках двойного мутанта сливаются ткани пыльников или тычиночных нитей (рис. 96). Реже встречаются отдельные тычинки

аномальной морфологии, нередко с признаками присутствия тканей гинецея, т.е. химерного строения (рис. 96). Гинецей может отсутствовать или сливаться с органами из других мутовок (рис. 96), вследствие чего abr tae не способен производить семена. Фенотип двойного мутанта свидетельствует о комплементарном взаимодействии генов ABR/PID1 и ТАЕ в контроле развития цветка.

Таким образом, ген ABR/P1DI взаимодействует не только с генами, контролирующими морфогенез цветка, но и с генами, поддерживающими пролиферацию клеток апикальной и флорапьной меристем.

Анализ взаимодействия гена ТАЕ с генами LFY и API с помощью изучения влияния мутации tae на экспрессию трансгена LFY::GUS и AP1::GUS. У мутанта tae также как и у мутанта abr наблюдается существенное снижение экспрессии LFYr.GUS в верхушках побега и бутонах (рис. 106) по сравнению с исходной линией LFYr.GUS (рис. 10я), что свидетельствует о важной роли гена ТАЕ в регуляции уровня экспрессии LFY и объясняет ранее отмеченные особенности развития цветоноса (Лебедева и др., 2005).

Рис. 10. Экспрессия LFYr.GUS (а, 6) и API::GUS (в, г) в растениях дикого типа (а, в) и мутанта tae (6, г).

Анализ экспрессии API::GUS в растениях мутанта tae выявил роль гена ТАЕ в поддержании уровня экспрессии гена API. В верхушках молодых цветоносов (0.5 - 1 см длиной) и прилегающих стеблевых листьях уровень экспрессии трансгена у tae выше, чем в диком типе на такой же стадии развития (рис. Юв). Постепенно по мере роста цветоноса экспрессия трансгена APlrGUS у дикого типа повышается, в то время как у мутанта отмечается её заметное снижение, т.е. у мутанта tae наблюдается более ранняя активация АР] и быстрое снижение его экспрессии. Следовательно, ген ТАЕ наряду с ранее описанной функцией регуляции уровня экспрессии генов KNOX I в меристеме листа, обладает дополнительной функцией контроля экспрессии генов, контролирующих развитие цветка (Кавай-оол, By, Сарыглар, 2010).

РАЗДЕЛ 2. Изучение новых мутантов из генетической коллекции A.thaliana

2.1. Изучение роли гена РАБ4 в контроле развития апикальной меристемы побега и флоральных меристем

Особенности морфологии мутанта/м4. Рецессивная мутация /азЫаШ4 (/сЫ, М-21-2, МГУ) вызывает эктопическую меристематическую активность, приводящую к существенному увеличению размеров АМ цветоноса и ФМ. Отличительной особенностью мутанта ¡а$4 является способность обеих типов меристем к бифуркациям: удваиваются не только сами стебли, но и цветки (пестики-стручки). АМ побега мутанта производит не только стеблевые листья, паракладии и цветки (как у дикого типа), но и новые меристемы соцветия (см. рис. 11а). Эти новые оси цветоноса могут находиться вместе с главной и не отщепляться (у 20% растений), приводя к фасциации, как и ранее описанные мутациии сЬ. У 80% растений такое расширение стебля в ширину постепенно угасает к верхушке в связи с отщеплением от стебля каждый раз новых осей пока весь пул клеток АМ не будет исчерпан. Кроме того, мутант /ая4 имеет карпеллоидоподобные стеблевые листья, особенно на боковых побегах (рис. 11а; стрелки). По краям таких листьев видны выросты, напоминающие недоразвившиеся семяпочки (рис. 11а). Иногда на стебле и в основании цветоножек наблюдаются группы папилл (рыльцевая ткань).

Гис. 11. Особенности морфологии мутанта /(¡54. а - развитие новых меристем соцветия на главной оси цветоноса/а^; 5, в - плодолистикоподобные чашелистики; в, г - узкие и тычинкоподобные лепестки, на рис. в виден 3-х плодолистиковый пестик, на рис. г - плодолистикоподобные тычинки.

Чашелистики мутанта в базальных цветках иногда напоминают плодолистики (закругленный верхний край и утолщения по бокам с рыльцевой тканью на верхушке, рис. 116, в), что особенно ярко проявляется в апикально расположенных цветках. Такие особенности наблюдаются у мутантов с нарушением функции генов LUG и SEU, продукты которых образуют белковый комплекс, подавляющий транскрипцию гена AG в органах околоцветника (Bao et al., 2010). Кроме того, у fas4 развиваются узкие лепестки, крупные пыльники и пестик (рис. Ile). Часто лепестки по форме напоминают тычинки, а последние могут развиваться в химерные органы (тычинко-плодолистики). Пестик состоит из 3-х плодолистиков (рис. 1 le), которые могут и не

срастаться. У мутанта нарушен филлотаксис; ромбовидной формы листья розетки, что отличает fas4 от мутантов civ и fas (коллекции МГУ и ABRC).

Отметим, что у A.thaliana известны 2 группы генов, мутации в которых приводят к развитию ярко выраженной фасциации и увеличению числа плодолистиков - FAS и CLV. Однако по результатам проведенных нами тестов на аплелизм с мутациями elvi, clv2, clv3 и fasl-1 установлено, что мутация fas4 нарушает работу другого гена. Обнаружено, что для мутанта fas4 характерны признаки, ранее не описанные для мутантов elvi, clv2, clv3 и fas I, fas2, как, например, нарушение детерминации типа органов. По всему комплексу фенотипических изменений мутация скорее проявляет сходство с ранее описанными мутациями гена LUG, имеющими плейотропное проявление: у мутантов lug изменяется форма листа (в том числе, на стеблевых листьях появляются недоразвитые семяпочки), наблюдается нарушение филлотаксиса и структуры цветка (формируются узкие лепестки и карпеллоподобные чашелистики, особенно в апикально расположенных цветках, лепестко-тычинки и т.д.). Локализованный в хромосоме IV ген LUG является репрессором гена AG и усиливает экспрессивность мутаций api и ар2 (Liu, Meyerowitz, 1995; Liu et al., 2000).

Анализ взаимодействия гена FAS4 с генами API и АР2. Для создания двойных мутантов скрещивали fas4 с делеционньш мутантом apl-20, который имеет узкие и филаментоподобные лепестки, а также мутантами apl-1 и ар2-1, у которых лепестки либо отсутствуют, либо превращаются в лепестко-тычинки (рис. 7г). Как отмечали ранее, в цветках мутантов api проявляется активность меристем в пазухах органов I мутовки (листья и брактеи) и иногда развиваются пестики из 3-х плодолистиков (Ондар, By, Ежова, 2008).

Рис. 12. Цветки двойных мутантов fas4 ар1-1 (а, г), fas4 ар!-20 (б) и fas4 ар2-1 (в).

У двойных мутантов fas4 ар1-1 (рис. 12а) и fas4 ар2-1 цветки характеризуются спиральным органотаксисом. У fas4 ар1-20 появляются междоузлия между околоцветником и внутренними мутовками (рис. 126). То есть, мутация fas4 усиливает свойства побеговости, наблюдаемые у ар1 и ар2. В отличие от листоподобных органов, которые формируются у мутанта ар1-20, у fas4 ар1-20 в I мутовке развиваются органы с рыльцевой тканью на верхушке и семяпочками по бокам, т.е. по этому признаку^-/ ар 1-20 больше напоминает мутанты ар2, чем ар1. И, наоборот, в пазухах органов I мутовки у ар2-1 развиваются дополнительные

цветки (как у мутантов api), а во II - листья или лепестко-листья (рис. 12в). Таким образом, анализ развития цветков двойных мутантов fas4 ар свидетельствует о важной роли гена FAS4 в образовании и функционировании ФМ и его влиянии на детерминацию типа органов околоцветника, которую он выполняет, комплементарно взаимодействуя с генами A-класса (API и АР2). Проявление частичной гомеозисной трансформации органов околоцветника в плодолистикоподобные органы, признаков карпеллоидности на стеблевых листьях и рыльцевой ткани на стебле и в основании цветоножек одиночного мутанта, а также усиление проявления мутаций api и ар2 у двойных мутантов fas4 api и fas4 ар2 косвенно свидетельствуют об участии гена FAS4 в негативной регуляции экспрессии гена AG, которую он может осуществлять, взаимодействуя с генами API и АР2.

Анализ развития репродуктивных органов в цветкахар выявляет ещё одну функцию гена FAS4. В отличие от одиночных мутантов пестики fas4 apl-I и fas4 ар2-1 показывают эктопическую пролиферацию (рис. 12г), характер которой отличается от той, что описан для clv3. В пестиках образовывались новые цветки, по структуре напоминающие родителей apl-1 и ар2-1 (рис. 7г). Сочетание у мутанта fas4 признаков эктопической пролиферации AM, а также выявленной пролиферации в пестиках двойных мутантов Jas4apl-1 nfas4 ар2-1 наряду с явлениями частичной гомеозисной трансформации свидетельствуют о комплексной роли гена FAS4 в контроле развития растений. Предположение об участии гена FAS4 в негативной регуляции гена AG не объясняет эффектов эктопической пролиферации AM и ФМ у мутанта/да^ и двойных мутантов fas4 apl-1 nfas4 ар2-1. Ведь, ген AG подавляет пролиферацию клеток ФМ (участвуя в непрямом подавлении транскрипции гена IVUS), поэтому усиление его экспрессии должно приводить к снижению пролиферативной активности клеток ФМ, чего мы не наблюдаем. По полученным в лаборатории предварительным данным у мутанта_/ш4 в цветоносах наблюдается усиление уровня транскрипции как гена WUS, так и гена KN1, поддерживающих недетерминированное состояние клеток и их пролиферативную активность. Следовательно, выявленная нами частичная гомеозисная трансформация у мутанта fas4 может быть результатом усиления экспрессии не самого гена AG, а его мишеней. Для окончательного выяснения функции гена FAS4 требуются дальнейшие исследования. Ген FAS4 по нашим данным сцеплен с геном ER1 (48сМ) и локализован во П-ой хромосоме (табл. 1).

2.2. Изучение роли генов FIP1 и FIP2 в контроле морфогенеза побега

Особенности морфологии мутантов fipl и ftp2. Наиболее существенные влияния мутацт fimbriata petioles 1 {fipl; М-40-1, МГУ) и fimbriata petioles2 (fip2, М-40-2, МГУ) оказывают на стадию генеративного развития растений. У мутанта fipl в дистальной области чашелистиков и лепестков наблюдается появление групп очень крупных клеток (рис. 13а, б, в, г, е), создающих бахромчатость краев этих органов (Кавай-оол, Ежова, 2011). Чашелистики и лепестки (рис. 13а, стрелка) мутанта существенно короче, чем в цветках дикого типа; их размер и форма сильно

существенно короче, чем в цветках дикого типа; их размер и форма сильно варьируют; в основном, укорочены. Развитие пестика нарушено - имеет место недоразвитие столбика, плодолистиков, аномалии рыльца (рис. 13а, стрелка). Семяпочки по краям плодолистиков не развиваются, что приводит к женской стерильности. Из-за женской стерильности мутант /¡р! поддерживается путем размножения гетерозиготных фенотипически нормальных растений. АМ цветоноса у мутантаАр1 формирует больше ФМ, чем у дикого типа.

Рис. 13. Цветки (а, ж) и органы цветков (а, б, в, г, е, з) мутантов fipl (а-е) и ßp2 (ж-з).

Некоторым изменениям подвергаются и листья fipl. Они имеют неровную бугристую поверхность. Таким образом, у мутанта fipl в органах околоцветника и листьях наблюдаются сходные нарушения деления и роста клеток. Известно, что размер клеток коррелирует с их плоидностью. Это позволило нам сделать предположение, что возникновение крупных клеток является результатом преждевременного прекращения клеточных делений и перехода клеток к эндоредупликации ДНК, которая приводит к образованию крупных полиплоидных клеток. После завершения экспериментальной работы это предположение было доказано методом стационарной цитофотометрии. Ген FIP1 локализован в левом плече 1-ой хромосомы на расстоянии 29 сМ от маркерного гена AN (табл. 1).

Мутация fip2 имеет более низкую экспрессивность (рис. 13.ж, з), по сравнению с fipl. В цветках fip2 лепестки (рис. 13з) и чашелистики имеют гофрированную поверхность и вырезки на краях (рис. 13ж, з). На адаксиальных поверхностях лепестков содержатся неровные ряды крупных клеток (рис. 13 з), что указывает на сходство функций генов FIPI и FIP2. Образование у мутантов крупных (полиплоидных) клеток позволяет предполагать, что ген FIPI и, возможно, FIP2 могут участвовать в контроле перехода клеток к эндоредупликациям. Нарушение их функции у мутантов приводит к преждевременному прекращению клеточных делений и включению процесса эндоредупликации ДНК, приводящему к появлению аномально крупных клеток в органах околоцветника.

Анализ взаимодействия генов FIP1 и FIP2 с генами ASI и AS2. Мутанты asymmetric leaves 1 (asi линия К-102, МГУ) и sagittatus (sa - аллель as2; К-118) напоминают мутант fipl. Они имеют некоторые аномалии развития цветка (укороченные зубчатые чашелистики, а у asi - и расширенные дистапьные концы лепестков и пестика) и листьев (асимметричную форму и бугристую поверхность), (Ori et al., 2000; Byrne et al., 2002: By, Ондар, Солдатова, 2008; Кавай-оол и Ежова, 2011). В органах околоцветника двойных мутантов fipl asi (рис. 14а, б), fipl as2 и fip2

asi, fiip2 as2 еще сильнее заметны бахромчатость и различия размеров клеток (рис. 14а, б, стрелка), а листья характеризуются более выраженной, чем у родителей, асимметрией и неровностью поверхности (рис. 14е).

Рис. 14. Цветки (а, б) и лист (в) двойного мутантаfipl asi.

Морфология органов цветка и листьев у двойных мутантов fipl asi (рис. 17а, б, в), fipl as2 и fip2 asl,fip2 as2 свидетельствуют о комплементарном взаимодействии FIP1 и FIP2 с генами ASI и AS2. Мы предполагаем, что гены FIP1 и F1P2 вместе с генами ASI и AS2 контролирует пролиферацию клеток, предотвращая преждевременную эндоредупликацию. Хотя мутации fip и as вызывают нарушения, как в листе (fip2, в меньшей степени), так и в цветке (as в меньшей степени), тем не менее, наиболее яркое проявление они имеют в разных органах (мутации as нарушают главным образом развитие листа, а мутации fip - органов цветка). Это указывает на специфичность действия генов AS и F1P. Гены AS имеют несколько разных функций - они ограничивают пролиферацию листовой меристемы, подавляя экспрессию генов KN в примордиях листьев (Guo et al., 2008) и, участвуют в поляризации примордия листа A.thaliana (Xu et al., 2003). Укорочение органов цветка у мутантов as можно объяснить повышением уровня экспрессии KN-гетв, которые подавляют синтез гиббереллина (Hay et al, 2002). В то же время причины наиболее яркого проявления фенотипа мутантов as (бугристый лист) не связаны с эктопической экспрессией KN, поскольку у двойных, тройных и даже четверных мутантов с одновременным нарушением активности генов AS- и KN-гетв (KN1, KN2, KN6), восстановления этой аномалии не наблюдалось (Ikezaki et al., 2010). По-видимому, гены AS могут контролировать пролиферацию клеток по дополнительному пути (не зависимому от генов KN), комплементарно взаимодействуя с генами FIP1 и FIP2.

Взаимодействие гена FIP1 с геном CLV1. Ген CLV1, как и гены AS и FIP контролируют пролиферацию клеток. Для анализа взаимодействия FIP1 с геном CLV1 получен двойной мутант fipl elvi. Растения fipl elvi сочетали особенности родительских форм, т.е. показывали аддитивный фенотип, свидетельствующий об отсутствии взаимодействия генов. Таким образом, ген FI PI не взаимодействует с геном CLV1, действующим в AM и ФМ, но комплементарно взаимодействует с генами AS, которые по нашим данным функционируют не только в листовой меристеме, но и во флоральной меристеме. Причем, гены AS участвуют как в детерминации клеток листа и органов цветка путем подавления экспрессии в них

гомеобоксных генов KN (Ву, Ондар, Ежова, 2008), так и в контроле их дифференцировки, по-видимому, путем предотвращения их преждевременной эндоредупликации, действуя на этом пути, вместе с генами FIPI и F1P2.

2.3. Изучение роли гена ER2 в контроле развития побега

Нами продолжены исследования карликовых мутантов из коллекции кафедры генетики МГУ - новых полукарликовых мутантов er2, min2 и карликового мутанта па, анализ которого нами был начат ранее (Ежова, Ондар и др., 1997).

Особенности морфологии мутанта ег2. Рецессивная мутация erecta2 (er2, М-21-1, МГУ) вызывает полукарликовый фенотип и снижение размеров всех органов побега A. thaliana (табл. 6). Укорочение корня и гипокотиля у мутанта заметно начиная со стадии 3-10 дневного проростка (рис. 15а, б, в, г). Эта особенность отличает мутант ег2 от мутанта erl, который имеет значительное увеличение длины главного корня (10 день, рис. 15ó), но делает мутант похожим на ранее описанный lepida-2 (le-2, К-156, МГУ; Ежова, Ондар и др., 1997).

Рис. 15. Общий вид проростков дикого типа (а, в), мутанта ег2 (б, г, е) и erl (д).

Цветонос у мутанта эректоидного типа (прямостоячий), что отражено в названии мутанта. В то же время, число генеративных узлов на цветоносе мутанта достоверно выше, чем у дикого типа (табл. 6). Это объясняет причину того, что при двукратном уменьшении длины междоузлий общая высота стебля ег2 уменьшена лишь на 18% по сравнению с диким типом.

Табл. 6. Влияние мутации ег2 на структуру побега

Параметры Di -М ег2

Высота растения 31.1 ±4.7 25.6 ± 4.2*

Число розеточных листьев 6.8 ±1.2 5.6 ±0.5*

Длина вегетативной, генеративной частей, см 14.8 ± 1.8, 16.3 ±5.8 7.8 ± 1.2***, 17.8 ± 3.5

Число вегетативных, генеративных узлов 2.7 ±0.5, 25.4 ±8.0 2.0 ±0.7**, 44.8 ±7.3***

Общее число узлов 28.0 ±8.0 46.0 ±7.3***

Длина междоузлий в вегетативной, генеративной частях цветоноса, см 5.6 ± 1.1, 0.6 ±0.1 2.7 ±0.5***, 0.4 ± 0.1***

Примечание: *, **, ***- средние значения для мутанта ег2 достоверно отличаются от дикого типа при уровнях значимости Р>0.95, Р>0.99, Р>0.999, соответственно.

Эректоидность стебля мутанта связана не только с укорочением междоузлий (табл. 6), но и с его утолщением (рис. 17а, б, .ж). У мутанта ег2 укорочены также длины всех органов цветка - чашелистиков, лепестков, тычинок и пестика (рис. 17е). Из-за укорочения чашелистиков бутоны мутанта всегда открыты, в отличие от закрытых бутонов дикого типа.

Ранее показано, что карликовые мутанты из коллекции МГУ отличаются между собой по чувствительности к гиббереллину. Обнаружены мутанты с повышенной чувствительностью к экзогенной гибберелловой кислоте (ГА3): это 2 аллельных мутанта по гену ЕЮ - ег1-1 и ег!-3, мутант нечувствительный к ГА3 - па и не отличающийся по чувствительности к гормону от растений дикого типа мутант -1е-2 (рис. 16а; Ондар, 1995; Ежова, Ондар и др., 1997).

т erl-l ctl-3 U-2 ег2 Кп па 1 2 3 d 5 6 7 8 9 10 її 12 13 14 15 ----- -

Рис. 16. Влияние экзогенной ГА3 (50 цМ) на рост стебля растений дикого типа и карликовых мутантов A. thaliana. а - увеличение высоты стебля erl, er2,1е-2 и па под действием ГА3 (в % от контроля); б - динамика роста стебля растений дикого типа Dj-М (I, II) и мутанта er2 (III, IV) при обработке ГА3 (I, III) и водой (II, IV - прерывистые линии), по оси Y - высота цветоноса (см), по оси X - день обработки; в - общий вид обработанных ГА3 (слева) и контрольных (справа) растений: 1 и 3 - Di-M, 2 и 4 -мутант ег2, соответственно.

При обработке экзогенной ГА3 растения дикого типа (расы Di-M для мутантов erl-l, erl-З и le-2 и En-М для мутанта па) увеличивали рост стебля на 25 - 42% по сравнению с необработанным контролем, как и мутант 1е-2. Мутанты erl увеличивали рост более чем в 2 раза, а мутант па вообще не реагировал на ГА3 (рис. 16а). Новый мутант ег2 также как 1е-2 не показал изменений в чувствительности к экзогенной ГА3 (рис. 16а, б, в).

По результатам проведенных нами тестов на аллелизм с мутациями erl-l, le-2 и dwarf 1 (dwl; МГУ и ABRC) установлено, что мутация ег2 нарушает работу другого гена.

типа. Утрата его функции у ег2 вызывает нарушение закономерностей роста клеток. Большинство особенностей морфологии мутанта (утолщение стебля, укорочение листьев, междоузлий и органов цветка), могут быть следствием этих изменений на уровне клеток.

Изучение взаимодействия гена ER2 с генами ER1 и LE/DWF5, контролирующими рост стебля. У двойного мутанта er2 erl обнаружено существенное снижение длины цветоноса и его элементов (рис. 18) и стручков по сравнению с обеими родительскими формами, что свидетельствует о комплементарном взаимодействии генов ER1 и ER2 в регуляции линейного роста органов.

а к и

Рис. 18. Высота цветоноса (а), длины вегетативных (б) и генеративных междоузлий (в) двойного мутанта er2 erl в сравнение с ег2 и tri (выборки - по 10 растений).

Как отмечали ранее мутация erl повышает чувствительность растений к экзогенной ГАз, а чувствительность к этому гормону у мутанта ег2 такая же, как у дикого типа (Ондар, 1995; Ежова, Ондар и др., 1997; Солтабаева, Кавай-оол и др., 2011). Кроме того, показано, что ген ER1 контролирует пролиферацию и растяжение клеток (Woodward et al., 2005) и их поляризацию (Shpak et al., 2005), которая связана со структурой цитоскелета. Наши данные показывают комплементарное взаимодействие гена ER1 с геном ER2. По-видимому, ген ER2 контролирует перестройку цитоскелета, которая не связана с действием гиббереллина.

Значительное отставание в росте побега в сравнение с родителями (ег2 и 1е-2), обнаружено и у двойного мутанта er2 1е-2, что указывает на комплементарное взаимодействие генов ER2 и LE/DWF5. Известно, что мутация 1е-2 приводит к дефициту эндогенных брассиностероидов и уменьшению длины клеток, поскольку ген LE/DWF5 кодирует фермент стеролредуктазу (Лебедева и др., 2004; Склярова, 2006). Гены LE/DWF5 и ER1 не взаимодействуют между собой (Ежова, 2003), хотя по нашим данным есть комплементарное взаимодействие обоих генов с геном ER2. Таким образом, ген ER2 может выполнять роль интегратора разных гормональных сигналов, возможно контролируя перестройку цитоскелета под действием разных фитогормонов. Ген ER2 показывает сцепление с генами API (99 сМ) и GL2 (118 сМ), т.е. локализован в правом плече 1-ой хромосомы, правее указанных маркерных генов (табл. 1).

высота цветоноса

длина вегетативных междоузлии

длина генератиенык междоузлии

er2 erl

2.4. Изучение роли гена MIN2 в контроле развития побега

Особенности морфологии мутанта min2. Рецессивная мутация mini2 (min2, Т-38-26, МГУ) вызывает уменьшение линейных размеров всех частей и органов побега и ускорение зацветания. Миниатюрность мутантных растений заметна уже на стадии раннего проростка (рис. 19а); конечные размеры полноценных органов у мутанта min2 в среднем в 2 раза меньше, чем у дикого типа. Уменьшены размеры листьев розетки и стебля, верхушки цветоноса и цветков (рис. 196). В цветке уменьшены

Рис. 19. Проростки (а), верхушки цветоносов (б), лепестки (в) мутанта тт2 (стрелки) и растений дикого типа (а, б, в); г - эпидермальные клетки листа тт2.

Диаметр стебля min2 (возраст - 4 недели) в 2 раза меньше, чем у дикого типа (рис. 196). Длина эпидермальной клетки стебля у мутанта в среднем снижена в 1.6 раза по сравнению с диким типом (соответственно 39.1цм и 62.5 дм), а её ширина в 1.5 раза превышает таковой дикого типа (22.5цм по сравнению с 15цм в контроле). Общая площадь лепестка тіп2 меньше и достигает всего 3570цм2 (у дикого типа 9675 цм2; рис. 19е), в котором круглые клетки имеют диаметр всего 8.9цм (у дикого типа 14.3рм). Противоположная картина наблюдается для клеток листьев, которые у мутанта имеют более вытянутую форму (рис. 19г) в сравнение с диким типом. Средние длины клеток листьев у мутанта и дикого типа составляют 129.2цм и 71.1рм соответственно. Таким образом, в отличие от выше описанных мутантов erl, ег2 и 1е-2 мутант тіп2 обнаруживает более сложные закономерности изменения размера клеток. Возможно, размер клеток - не является причиной миниатюрности мутанта, а является следствием его ускоренного развития. Ускорение развития проявляется в раннем вступлении мутанта тіп2 в фазу плодоношения (на 1.5 недели раньше, чем дикий тип). Ускорение развития видно и по уменьшению числа листьев розетки у мутанта (4.7, у дикого типа - 7.4), и по снижению числа узлов в вегетативной части цветоноса (2.3, у дикого типа - 3.4). Таким образом, миниатюрность мутанта тіп2, как и других, рано зацветающих мутантов, является следствием раннего вступления на репродуктивную стадию развития.

Еще одной яркой особенностью мутанта тіп2 является нарушение апикального доминирования. Развитие цветоноса у тіп2 прекращается вследствие остановки функционирования AM (рис. 20а), что несколько напоминает развитие цветоноса у мутанта па. Развитие мутанта min2 после замирания AM продолжается за счёт

формирования множественных паракладиев и дополнительных побегов. Мутант характеризуется также нарушением филлотаксиса (стеблевые листья и цветки часто имеют супротивное расположение).

Изучение взаимодействия гена MIN2 с генами CL VI, CL V2 и CL V3. Поскольку у min2 нарушено функционирование AM (рис. 20а), исследовали фенотип двойных мутантов тш2 elvi, min2 clv2 и min2 clv3 (рис. 206). Двойные мутанты имели признаки родителей: увеличение числа плодолистиков в гинецее (стручке), как у civ и миниатюрность органов, как у min2 (рис. 206). Обнаружено, что мутации civ не восстанавливают нормальное апикальное доминирование (АД) у мутанта min2 (рис. 206). У min2 civ, как у min2, наблюдали преждевременную терминацию развития AM (рис. 20а, 6). На верхушке цветоносов двойных мутантов min2 civ можно увидеть кластеры из недоразвившихся бутонов, которые сначала прекращают расти, а затем постепенно отмирают (рис. 2Об). Таким образом, нами не выявлено взаимодействия генов MIN2 и CLV, то есть ген MIN2 не оказывает прямого влияния на систему генов WUS-CLV.

Рис. 20. Верхушки соцветий и стручки min2 (а, в) и min2 clv3 (б, г).

Изучение взаимодействия гена MIN2 с геном ABR/PID1. В связи со снижением апикального доминирования (рис. 20а, стрелка) и «кустистой» архитектурой побега, характерных для ауксиновых мутантов (в том числе, и мутанта abr), а также преждевременным истощением верхушки цветоноса, проанализирован двойной мутант min2 abr. Двойной мутант, как и одиночный мутант min2 характеризуется миниатюрным габитусом, имеет мелкие цветки, которые по морфологии околоцветника (редуцированные чашелистики и тычинки, многолепестковость) напоминают цветки одиночного мутанта abr. Главной особенностью min2 abr является более выраженное нарушение филлотаксиса, чем у обеих родителей, а также более раннее, чем у min2, - отмирание верхушки цветоноса, поэтому увидеть характерные для мутанта abr булавковидные структуры, терминирующие цветоносы, нам не удалось. В то же время, на дополнительных розеточных цветоносах, которые развивались очень быстро, иногда можно увидеть подобие терминального цветка, состоящего из одного палочковидного пестика, что характерно для abr и является отличительной особенностью двойного мутанта abr tfl (Ежова, 2003). Их образование у мутантов abr min2 и abr tfl, по-видимому, связано с большей скоростью развития растений под влиянием мутаций min2 и tfl.

Таким образом, более ярко выраженное, чем у родителей нарушение АД и филлотаксиса у двойного мутанта аЬг тт2, позволяют говорить о комплементарном взаимодействии генов М№ и АВШРЮ1 в регуляции развития цветоноса и поддержании его апикального доминирования. Исследования мутанта тт2 пока не завершены. По предварительным данным, у этого мутанта, как и у мутанта аЬг изменено распределение ауксина в растениях (результаты по экспрессии йВ5::Си5). Возможно, что дефицит ауксина в апикальной части побега и его накопление в розетке листьев (как и у мутанта аЬг) является основой выявленного комплементарного взаимодействия и объясняет увеличение размера клеток листьев, несмотря на их уменьшенный размер в остальных органах. Ген МШ2 локализован в правом плече 1-ой хромосомы (рекомбинанты между генами тт2 и ар] отсутствовали, следовательно, расстояние между ними - при допущении наличия одного рекомбинанта, составляет менее 16 сМ; табл. 1).

2.5. Изучение роли гена NANA в контроле развития побега Особенности морфологии мутанта па. Мутант папа (па, К-164, МГУ) является суперкарликом (рис. 21а) со значительной редукцией апикального доминирования вследствие нарушения функционирования AM побега. Анализ морфологии мутанта показывает, что у гомозигот па AM имеет меньший размер (рис. 216), чем у дикого типа (раса En-М). Карликовость стебля проявляется как полудоминантный признак. Мутантные растения па показывают нечувствительность к ГА3 (рис. 16а; Ондар, 1995; Ежова, Ондар, Солдатова, Маманова, 1997). На нижней стороне черешка листьев розетки мутантных гомозигот па нами обнаружены очаги эктопической пролиферации клеток (рис. 21г), что ранее описано у мутантов кукурузы Knl, а также трансгенных растений с усиленной экспрессией генов^США^А________

Рис. 21. Гомозигота по мутации па. а - общий вид, б - AM цветоноса, замершая после формирования трех цветков; в и г - эктопическая пролиферация клеток на черешках листьев розетки па elvi (е, стрелки) и па (г).

Изучение взаимодействия гена ЛИ с геном ЕЯ2. Мутант па имеет сниженный линейный размер клеток стебля (Лебедева и др., 2004), как у ег2 (данная работа). Анализ показал, что двойной мутант па ег2 имеет аддитивный фенотип: габитус, как у па и уменьшенный размер розетки и стручка, как у ег2. Таким образом, гены ЫА и ЕЯ2 не взаимодействуют и осуществляют независимый контроль роста клеток.

Изучение взаимодействия гена NA с генами CLVl, CLV2, CLV3. Известно, что гены CLV участвуют в негативной рефляции размера AM и ФМ, поэтому у рецессивных мутантов clv наблюдается увеличение размера меристем (фенотип, противоположный мутанту па). Общим признаком для двойных мутантов па elvi, па elvi, па clv3 является увеличение количества плодолистиков (4-6), как у мутантов clv. Кроме того, как у родителя па у двойных мутантов наблюдается преждевременное прекращение пролиферации клеток AM. Даже в случае наличия ярко выраженной фасциации цветоносов, которая наблюдается у части растений двойного мутанта па clv3 (как у родителя clv3) и приводит к образованию очень крупной валикообразной меристемы, мы не наблюдали восстановления роста цветоноса из-за преждевременной остановки пролиферативной активности AM. Следовательно, мутация па приводит к остановке деления клеток, не зависимо от размера пула меристематических клеток в AM цветоноса. Эти данные указывают на более позднее действие в онтогенезе растений гена NA по сравнению с генами CLV., которые, как известно, начинают экспрессироваться уже в эмбриональный период.

По-видимому, ген NA можно отнести к генам, которые регулируют активность деления клеток в AM цветоноса. Возможно, в растениях дикого типа ген NA ограничивает скорость пролиферации пула стволовых клеток (которые, как известно, делятся очень медленно), но не влияет на образование самого пула стволовых клеток под действием системы генов WUS - CLV. Доминантная мутация па приводит к эктопической экспрессии мутантной аллели, что и приводит к остановке клеточных делений в AM, даже при наличии большого пула стволовых клеток у мутантов clv3. Эта гипотетическая функция, по-видимому, реализуется именно в AM цветоноса, но не во ФМ, поскольку развитие цветков у мутанта па не нарушается. Признаков ограничения пролиферации клеток нет и в листьях мутанта. Более того, здесь отмечен противоположный эффект эктопических клеточных делений в черешке. По-видимому, ген NA специфически влияет на пролиферацию клеток только центральной оси побега. Образование полноценных цветков и нормально развитых листьев свидетельствует о прохождении там клеточных делений, которые (возможно в силу каких-то компенсаторных механизмов) проходят там даже более активно, чем у дикого типа.

Анализ экспрессии генов CYCB1;1::GUS и DR5::GUS подтвердил наличие эктопических делений в растениях мутанта па. В семядолях проростков мутанта па выявлена усиленная экспрессия трансгена CYCB1;1::GUS. В отличие от проростков дикого типа, демонстрирующих активность CYCB1;1::GUS только в кончике корня (рис. 22а), у мутанта па активная экспрессия трансгена отмечалась как в корне, так и по всей площади семядольных листьев (рис. 226), хотя в цветоносе и цветках уровень экспрессии CYCB1;1::GUS был таким же, как у дикого типа. Лишь на кончиках стеблевых листьев мутанта обнаруживается экспрессия CYCB1;!::GUS, которая не наблюдается у дикого типа. Отметим, что стеблевые листья мутанта имеют лентовидную форму (в отличие от округлой формы у дикого типа), что может быть связано с дополнительными делениями верхушечной меристемы листа.

Рис. 22. Экспрессия трансгенов CYCB1;lr.GUS (а, б) и DR5::GUS (в, г) в растениях дикого типа (а) и мутанта па (б, г); в - проростки из семьи, гетерозиготной по мутации па.

Эктопические деления клеток сопровождаются и аномалиями экспрессии трансгена DR5::GUS в растениях мутанта (рис. 22s, г). На ранней стадии развития в семядольных листьях у мутанта па ауксин накапливается не только в гидатодах (как у дикого типа), но и в основаниях семядольных листьев, и в апикальных участках гипокотиля (рис. 22е). В молодых листьях розетки гомозиготных мутантов видны расширенные по сравнению с диким типом участки асимметричного накопления гормона в районах гидатод (рис. 22г). Неожиданно высокий уровень активного ауксина выявлен в цветках мутанта (рис. 22г, стрелка). В отличие от цветков дикого типа, в которых ауксин можно обнаружить только в пыльниках (рис. 26), у гомозигот па высокий уровень ауксина обнаружен и в тычиночных нитях. Кроме того, экспрессия DR5::GUS заметна в чашелистиках (рис. 22г) и во всех других органах цветка. Таким образом, у мутанта па наблюдается существенное увеличение активного ауксина, которое может быть результатом, как нарушений его транспорта, так и усилением синтеза в клетках.

Таким образом, мутация па нарушает не только чувствительность к гиббереллину, что показано нами ранее (Ондар, 1995; Ежова, Ондар и др., 1997), но и содержание ауксина в тканях растения. Между разными фитогормонами существуют сложные взаимодействия, обусловленные влиянием гормональных сигнальных путей на содержание гормонов и чувствительность к ним. Более того, в последние годы появились данные о влиянии фитогормональных сигналов на уровень экспрессии генов, поддерживающих функционирование AM в растениях A.thaliana (Piazza et al, 2005). По-видимому, противоречивые проявления действия мутации па на разные органы растения (подавление пролиферации клеток AM и эктопическая активность клеток листьев) обусловлены полифункциональностью действия самих фитогормонов и зависимостью функции от взаимодействия с другими гормональными сигнальными путями. Известно, что например, ауксин в сочетании с цитокининами вызывает активные клеточные деления, а при увеличении его относительного содержания -стимулирует растяжение клеток и их дифференцировку (Weiss & Ori, 2007). Ген NA пока не клонирован, поэтому можно лишь предполагать, что ген NA влияет на пролиферацию клеток, осуществляя координацию разных фитогормональных систем.

Заключение

Итак, нами дополнены представления о функции 3-х генов, исследования которых были начаты при выполнении кандидатской диссертации и продолжены другими исследователями (ABR/P1D1, ТАЕ, NA), а также охарактеризована роль 5 ранее не исследованных генов в контроле морфогенеза растений A.thaliana. Подводя итог проведенным исследованиям можно заключить, что большинство исследованных генов контролируют пролиферацию клеток, либо ограничивая клеточные деления (как FAS4 и ТАЕ), либо поддерживая их (как гены FIP1, FIP2 и MJN2, рис. 23). Ген ABR/PID1, основной функцией которого является контроль ПТА и развития цветоноса и цветков, также оказывает влияние на пролиферацию клеток, комплементарно взаимодействуя с геном AG - ранее описанным регулятором экспрессии гена WUS, инициирующим и поддерживающим пул стволовых клеток в AM и ФМ. Выявлено комплементарное взаимодействие ABR/PID1 с генами CLV и ТАЕ, которые также являются негативными регуляторами пролиферации клеток. Влияние ABR/PID1 на пролиферацию клеток обусловлено важнейшей ролью этого гена в контроле распределения ауксина в тканях растения, что согласуется с данными последних лет, свидетельствующими о том, что градиенты цитокинина и ауксина определяют уровень и место экспрессии гена WUS (Zhao et al., 2010; Su et al., 2011).

Судя по особенностям фенотипа, все гены проявляют плейотропный эффект. Например, ген NA по нашим данным контролирует скорость пролиферации клеток: он ограничивает деления клеток AM цветоноса, но активирует деления клеток междоузлий и проксимальной части листа. По данным исследований О.Лебедевой и Ч.Ву ген ТАЕ также ограничивает деления клеток листа, однако нами выявлена еще одна функция этого гена - его участие в поддержании экспрессии генов LFY и API (рис. 23), что делает этот ген похожим на ген SPLAYED, который также контролирует пролиферацию клеток и уровень экспрессии гена LFY.

Шй

Дифференцировка! ПролиферацияГ

f->. *

CLV1,2,3 Пролиферации

) "fiPS/PJ

ABR/PID1

] 1олярный транспорт

M1N2 ? Сигналинг ауксина

р^ Рис. 23. Модель генетической и (ц В гормональной регуляции

1¿G// / морфогенеза побега и цветка А. ffiy thaliana с участием гена ABR/PID1, контролирующего ПТА, генов ТАЕ, NA, FAS4, FIP1, F1P2, ER2 и MIN2. Кружками показаны локальные сайты градиентов ауксина; маленькими стрелками обозначены

направления потоков ауксина, жирными - позитивная регуляция, стрелками с тупым концом - негативная регуляция процессов морфогенеза.

Влияние гена MIN2 на развитие растений, по-видимому, связано с его влиянием на распределение ауксина или передачу ауксинового сигнала, о чем свидетельствует комплементарное взаимодействие M1N2 с геном ABR/PID1.

Гены ER2 и NA также обеспечивают взаимодействие с фитогормонами. Ген NA контролирует деления клеток и, одновременно, - чувствительность к гиббереллину, а ген ER2, по-видимому, участвует в интеграции разных фитогормональных сигналов, взаимодействуя с геном LE/DWFS, контролирующим синтез брассиностероидов и геном ER1, контролирующим чувствительность к гиббереллину или его содержание.

Таким образом, нами выявлены новые гены, контролирующие морфогенез путем влияния на пролиферацию клеток и показано, что это влияние у части генов опосредовано влиянием генов на фитогормональный статус растений. Проведенные исследования показывают, что плейотропный эффект исследованных генов является результатом взаимодействия с другими генами, контролирующими морфогенез. Причем, большинство из исследованных генов показали взаимодействие с геном ABRJPID1, контролирующим ПТА (это не только ген LFY и гомеозисные гены А-, Ви С-классов (API, АР2, АРЗ, PI и AG), но и ген M1N2, ТАЕ, FIP1). Кроме того, нами установлено, что многие из исследованных генов, основная функция которых не связана с влиянием на ПТА, также оказывают влияние на распределение ауксина в тканях растения. Эти данные подтверждают важнейшую роль ауксина в регуляции морфогенеза растений и показывают, что в основе плейотропного эффекта многих генов, контролирующих морфогенез, лежат генные взаимодействия, которые опосредованы изменениями ауксиновых градиентов.

Полученные данные по генетическому картированию с использованием морфологических маркёров (табл. 1) являются основой для молекулярно-генетического картирования с использованием ДНК-маркёров и позволяют существенно экономить средства для проведения более тонкого картирования в пределах группы сцепления. Благодаря исследованиям сотрудников и студентов группы генетики развития растений сегодня подтверждена и уточнена локализация гена FIP1 в левом плече и генов ER2 - в конце правого плеча хромосомы I, а также гена FAS4 в середине хромосомы II.

A. thaliana - идеальный объект для обучения студентов методам генетики растений (генетики развития растений), в том числе методам анализа транскрипции генов с помощью конструкций, содержащих репортерный ген слитый с промотором изучаемого гена. Это один из наиболее точных и доступных методов, позволяющих оценивать пространственные и временные особенности транскрипции генов и качественно исследовать уровень генной экспрессии. При выполнении данной диссертационной работы нами использованы полученные в исследованиях других авторов линии трансгенных растений, в геноме которых содержатся кассеты с репортерным геном В-глюкуронидазы под контролем регуляторных участков (транскрипционные слияния) генов, контролирующих морфогенез. Ген GUS позволяет выявить даже слабый уровень экспрессии гена, который трудно детектировать другими методами. На основе этих линий нами получено 32 мутантная

линия, несущая слитые гены (abr LFYr.GUS, tae LFYr.GUS, abr AP1::GUS, tae APlrGUS, tae KNlr.GUS, abr KNlrGUS, asi KNlr.GUS, sa KNlr.GUS, así DR5::GUS, sa DR5::GUS, tae DR5::GUS, abr DRSr.GUS, ljy-107DR5::GUS, lfy-109 DR5::GUS, apl-1 DR5::GUS, apl-20 DR5::GUS, ap2-l DR5::GUS, \afDR5::GUS, ap3 DR5::GUS, ag-1 DR5::GUS, er2 DR5::GUS, na DR5::GUS, fas4 DR5::GUS, min2 DR5::GUS, asl CYCB1;1::GUS, sa CYCB!;1::GUS, tae CYCBI;1::GUS, abr CYCB1;I::GUS, na CYCB1;I::GUS, er2 CYCBl::GUS, fas4 CYCBlr.GUS, min2 CYCB1;1::GUS). Созданные линии позволяют наглядно демонстрировать возможности использования репоргерных генов для решения важнейших задач генетики развития, связанных с анализом взаимодействия генов и фитогормональных факторов, детализацией функции генов и изучения их роли в контроле активности клеточных делений. Эти линии являются хорошим учебным материалом, который уже апробирован на занятиях Большого практикума по генетике растений, на кафедре генетики МГУ им. М.В. Ломоносова и кафедре общей биологии Тувинского ГУ, на занятиях со стажерами и слушателями курсов повышения квалификации. По результатам данной диссертационной работы написано учебно-методическое пособие «Репортерные гены в решении прикладных и фундаментальных вопросов генетики растений».

41 Выводы

1. Повышение температуры снижает содержание активного ауксина в цветке и листе растений дикого типа A.thaliana. Мутация abr изменяет распределение активного ауксина в тканях и является удобной моделью для анализа влияния зависимых от температуры градиентов ауксина на процессы морфогенеза.

2. На ранних стадиях развития меристемы цветка ген ABR/PIDI A.thaliana эпистатически взаимодействует с генами, инициирующими формирование флоральной меристемы морфогенеза LFY и API, а также гомеозисными генами, контролирующими развитие органов цветка АР2, АРЗ, Pl, AG. При формировании органов цветка ген ABR/PIDI комплементарно взаимодействует со всеми перечисленными генами.

3. Ген ABR/PID1 участвует в контроле пролиферации клеток апикальной меристемы побега и флоральной меристемы, комплементарно взаимодействуя с генами CLV1, TAEhAG.

4. Гены FIPI и F1P2 A. thaliana участвуют в поддержании клеточных делений в органах цветка и листьях, предотвращая их преждевременную дифференцировку.

5. Гены F1P1 и FIP2 комплементарно взаимодействуют с генами ASI и AS2 при развитии органов околоцветника.

6. Полудоминантная мутация NA приводит к остановке клеточных делений в апикальной меристеме побега, но вызывает эктопическую пролиферацию клеток в листьях. Влияние гена NA на пролиферацию клеток апикальной меристемы не связано с действием генов системы CL V.

7. Ген FAS4 предотвращает эктопическую пролиферацию апикальной меристемы побега и флоральной меристемы, а также оказывает влияние на детерминацию типа органов околоцветника, которую он выполняет, комплементарно взаимодействуя с генами A-класса API и АР2.

8. Ген ER2 определяет полярность клеток, комплементарно взаимодействуя с геном LE/DWF5, контролирующим синтез брассиностероидов и геном ER1, регулирующим чувствительность к гиббереллину. Функция гена ER2 важна и для нормального развития корня.

9. Для ранее исследованного гена ТАЕ выявлена дополнительная функция определения времени и места экспрессии генов API и LFY, контролирующих развитие меристемы цветка.

10. Выявлены изменения распределения ауксина в мутантах с нарушением развития флоральной меристемы О/у-107, lfy-109), гомеозисных мутантах с изменением типа органов цветка (apl-I, apl-20, ар2-1, vaf / ар2-14, арЗ-1, ag-1) и мутантах с нарушением развития листа и цветка (asi usa / as2), свидетельствующие о важной роли этих генов в контроле ауксинового гомеостаза.

Список опубликованных работ по теме диссертации

Статьи в журналах списка ВАК РФ. рекомендованных для публикации основных материалов докторских диссертаиий :

1. Солдатова О.П., Ежова Т.А., Ондар (Кавай-оол) У.Н., Гостимский СЛ., Конрад У., Арцаенко О. Мутанты Arabidopsis thaliana (L.) Heynh., толерантные к ингибитору биосинтеза каротиноидов норфлуразону // Генетика. 1996. Т. 32. №7. С.956-961.

2. Ежова Т.А., Ондар У.Н., Солдатова О.П., Кузнецова Т.А. Изучение роли гена ABRUPTUS в дифференцировке цветоносов у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. II Доклады Академии наук. 1997. Т. 354. № 6. С. 839-842.

3. Ежова Т.А., Солдатова О.П., Ондар У.Н., Маманова Л.Б., Радюкина Н.Л., Софьин A.B., Романов В.И., Шестаков C.B. Толерантные к норфлуразону карликовые мутанты Arabidopsis как объекты изучения резистентности к окислительному стрессу //Физиология растений. 1997. Т. 44. №5. С.665-670.

4. Ежова Т.А., Ондар У.Н., Солдатова О.П., Маманова Л.Б. Генетическое и физиологическое изучение карликовых мутантов Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. II Онтогенез. 1997. T. 28. №5. С.344-351.

5. Лебедева О.В., Ондар У.Н., Пенин A.A., Ежова Т.А. Влияние гена ABRUPTUS/PINOID Arabidopsis thaliana на экспрессию гена LEAFY// Генетика. 2005. Т. 41. №4. С. 559-565.

6. By Х.Ч., Ондар У.Н., Солдатова О.П. Особенности проявления новых аллелей генов AS 1 и AS 2, контролирующих морфогенез листа Arabidopsis thaliana II Онтогенез. Том 39. № 1.2008. С. 8-14.

7. Ондар У.Н., By Х.Ч., Ежова Т.А. Новый делеционный мутант apetalal-20 Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Онтогенез. Том 39. № 6. 2008. С. 430-436.

8. Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Анализ распределения ауксина в растениях дикого типа и мутанта abruptus Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. с использованием химерного гена DR5::GUS // Вестник Московского университета. Серия 16. Биология. 2010. № 3. С. 17-19.

9. Кавай-оол У.Н., Карпенко О.Ю., Ежова Т.А. Взаимодействие генов ABRUPTUS/PINOID и APETALA1 в регуляции развития цветоноса Arabidopsis thaliana //Генетика. 2010. Т. 46. № 3, С. 373-382.

10. Кавай-оол У.Н., Куприянова Е.В., Ежова Т.А. Различное влияние аллелей гена APETALA 1 на развитие репродуктивных органов в цветках мутанта abruptus Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Онтогенез. 2011. T. 42. № 4. С. 307-311.

И.Кавай-оол У.H. Генетическая регуляция полярного транспорта ауксина и его роль в контроле морфогенеза побега // Успехи современной биологии. 2011. Т. 131. № 3. С. 270-277.

12.Кавай-оол У.Н., Карпенко О.Ю., Ежова Т. А. Взаимодействие гена PINO ID/A BR UP TUS с геном AGAMOUS - негативным регулятором пролиферации стволовых клеток в меристеме цветка Arabidopsis thaliana // Онтогенез. 2011. Т. 42. № 2. С. 146-150.

13.Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Влияние гена ABRUPTUS/P1NOID на проявление гомеозисных мутаций apetala3-l и pistillata-1 у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Вестник Московского университета. Серия 16. Биология. 2011. № 3. С. 151-158.

14.Кавай-оол У.II., Ежова Т.А. FIMBR1ATA РETIOLES 1 - ген Arabidopsis thaliana, контролирующий процессы деления и роста клеток органов цветка // Онтогенез. 2011. Т. 42. № 2. С. 151-158.

15.Kupriyanova E.V., Kavai-ool U.N. Alleles of APETALAI gene with truncated С and К domains differently affect on the reproductive floral organ development in Arabidopsis thaliana abruptus mutant // The FEBS JOURNAL. 2010. P. 171.

16. Солтабаева А.Д, Кавай-оол У.Н., Куприянова E.B., Ежова Т.А. Изучение мутанта ег2 Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. с изменением структуры побега // Вестник ВОГИС. 2011 (в печати).

Статьи в сборниках научных конференций и симпозиумов, учебные пособия:

17. By Х.Ч., Ежова Т.А., Ондар У.Н. Генетическая и фитогормональная регуляция стволовости клеток у Arabidopsis thaliana. Материалы докладов, посвященных 300-летию со дня рождения К.Линнея. Луганск. 2007. С. 113-115.

18. Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Использование коллекции диких и мутантных форм Arabidopsis thaliana, содержащих репортёрный ген GUS, слитый с промоторами ключевых генов морфогенеза, на занятиях по генетике растений // Проблемы изучения и сохранения растительного мира Евразии. Сборник трудов Всероссийской конференции с международным участием, посвященной памяти Л.В. Бардунова. Иркутск: Изд-во Института географии им. В.Б. Сочавы СО РАН. 2010. С.701-703.

19. Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Взаимодействие генов ABRUPTUS/PINOID и APETALA2 в регуляции развития цветка Arabidopsis thaliana // Факторы экспериментальной эволюции организмов. Сборник научных трудов VI-ой Международной научной конференции. Киев: ЛОГОС. 2010. Т. 9. С. 35-39.

20.Кавай-оол У.Н., By Х.Ч., Сарыглар P.P. Взаимодействие генов TAENIATA и LEAFY в регуляции развития цветоноса Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Апомиксис и репродуктивная биология. Материалы Всероссийской научной конференции, посвященной 100-летию со дня рождения С.С. Хохлова. Саратов: Изд-во СГУ им. Н.Г. Чернышевского. 2010. С.160-163.

21. Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Репортерные гены в решении прикладных и фундаментальных вопросов генетики растений. Учебно-методическое пособие по генетике растений. Кызыл: Изд-во ТувГУ. 2011. 63 с.

Тезисы конференций и симпозиумов:

1. Ондар У.Н., Высоцкий В.А. Изучение мутации, вызывающей нарушение дифференцировки цветоносов у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Генетика. 1994. Т. 30. С. ИЗ.

2. Ezhova Т.А., Ondar U.N., Soldatova О.Р., Kof Е.М. The ABRUPTUS gene function in the differentiation of Arabidopsis inflorescence. In Program and Abstracts. German-Russian Cooperation in Biotechnology Workshop IV. Plant Molecular Biology Genetics and Biotechnology. St.-Petersburg, Russia. 1996. P. 36.

3. Ежова T.A., Ленин A.A., Ондар У.Н. Генетический контроль морфогенеза цветоноса у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Материалы II-го съезда ВОГИС. Санкт-Петербург.

2000. Т. 2. С. 245.

4. Ондар У.Н., Ежова Т.А., Сарыглар А.Д. Фенотипическое изучение мутации fasciata из линии nfz 21 Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Труды III-ей Российской конференции «Флора и растительность Сибири и Дальнего Востока». Красноярск: Изд-во КГПУ.

2001. С.211.

5. Ондар У.Н., Полковниченко Е.М. Взаимодействие генов ABRUPTUS/PINOID и APETALA1 Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Материалы III съезда ВОГИС // Генетика. 2004. Т. 1.С. 238.

6. Будаев Р.Б., Полковниченко Е.М., Ондар У.Н. Анализ взаимодействия между геном BRACTEA и генами LEAFY и APETALA1 с использованием репортёрного гена GUS. Труды XIV-ой научной школы по биологии развития // Онтогенез. 2005. Т. 36. № 5. С. 311.

7. Ондар У.Н., Солдатова О.П. ERECTA2 и FASCIATA4 - новые гены, регулирующие дифференцировку главного и боковых побегов Arabidopsis thaliana. Сборник материалов докладов симпозиума «Клеточные, молекулярные и эволюционные аспекты морфогенеза». Москва. 2007. С. 124-125.

8. Ондар У.Н., Ежова Т.А. Изучение распределения активного ауксина в растениях мутантов Arabidopsis thaliana с изменениями структуры цветоноса и цветка. Материалы Международной научной конференции «Генетика и биотехнология XXI века. Фундаментальные и прикладные аспекты». Минск. 2008. С. 140-141.

9. Кавай-оол У.Н., Зайцев А.А., Солдатова О.П. Изучение мутанта FIMBRIATA PETIOLUS1 с нарушением развития дистальных участков органов цветка Arabidopsis thaliana. Сборник трудов V съезда Вавиловского общества генетиков и селекционеров. Москва. 2009. Ч. 1. С. 147.

Ш.Альберт Е.В., Кавай-оол У.Н. Влияние мутации fasciata4 на развитие цветка Arabidopsis thaliana // Сборник тезисов конференции «Морфогенез в индивидуальном и историческом развитии». Москва. 2011. С. 3. 11. Кавай-оол У.Н.., Карпенко О.Ю. Взаимодействие генов ТАЕ и API в регуляции развития цветка Arabidopsis thaliana U Сборник материалов III-ей Международной научно-практической конференции «Биоразнообразие и сохранение генофонда флоры, фауны и народонаселения Центрально-Азиатского региона». Кызыл: ТувГУ. 2011. С. 23-24.

Благодарности

искренняя благодарность Татьяне Анатольевне Ежовой за научное руководство, консультации и внимательное отношение к моей научной работе, в течение всего периода выполнения диссертаций.

глубокая благодарность академику Сергею Васильевичу Шестакову, проф. Марлену Мкртычевичу Аслаияну, проф. Сергею Александровичу Гостимскому, проф. Владиславу Владимировичу Зинченко (ныне зав. кафедрой генетики МГУ), зам. зав. кафедрой Елене Алексеевне Карбышевой, в.н.с. Тамаре Афанасьевне Кокшаровой, доц. Вадиму Моисеевичу Глазеру и всем сотрудникам кафедры генетики, способствовавшим осуществлению и подготовке к защите данной работы.

особая благодарность своему учителю из Петербургской школы генетики, чл.-корр. РАН, проф. Илье Артемьевичу Захарову-Гезехусу за докторантуру в МГУ имени М.В.Ломоносова от Института общей генетики имени Н.И.Вавилова РАН (г. Москва), научное руководство, неоценимую помощь и поддержку тувинской школы генетики.

глубокая признательность Ольге Павловне Солдатовой за оказанную разностороннюю помощь в работе.

глубокая благодарность заведующему и сотрудникам лаборатории электронной микроскопии МГУ им. М.В. Ломоносова Г.Н.Давндовнчу, А.Г.Богданову и Ю.В.Просииои за созданные комфортные условия работы на сканирующей электронной микроскопии.

особая признательность сотрудникам, аспирантам и студентам группы генетики развития кафедры генетики МГУ А.А.Пенину, Е.В.Купрняновой, М.Г.Новокрещёновой, О.В.Лебедевой, О.А.Скляровой, Л.Помякшевой, Р.А.Будаеву, Чанг Ву, О.Ю.Карпенко, Е.Н.Полковииченко, А.С.Курбидаевой, Т.Ю.Прошляковой, Р.Ю.Сарыглар, Е.В.Альберту, А.Д.Солтабаевой и Е.А.Тармосину за сотрудничество, поддержку и помощь.

огромная благодарность своему наставнику от тувинской научной школы - Маадыру Алдын-Хереловичу Ондар за внимание к моей научной деятельности.

искренняя признательность зав. кафедрой общей биологии Тувинского университета Чечек Дембиреловне Назын, ректору ТувГУ проф. Сергею Октяевичу Ондар.

огромная признательность дорогим сестрам Баяне Алексеевне Тугур-оол, Чечене Николаевне Монгуш, Долааие Алексеевне Ензак, а также Селенге Ханды и Мергену Салчак, за безграничную поддержку и помощь.

• особое спасибо дорогим детям Андрею и Буяну Ондар, Баиру Монгуш за понимание, помощь и долготерпение.

• особая признательность коллегам и друзьям: д.и.н. Марине Монгуш и к.м.н. Айтен Сафаровой, педагогам Блиновой Наталье Владимировне, Васильевой Марине Юрьевне и Ширяевой Ольге Георгиевне, а также ученикам: к.м.н. Аясу Маады, Руслану Геворкяну и Анай-Хаак Дамба-Хуурак, курсантам Василию Стяжкину, Сергею Швец, Евгению Бородащенко и Артёму Смирнову за поддержку и помощь.

Сокращённые названия генов: ABR/PIDI - ABRUPTUS/PINOID1 AG - AGAMOUS

API, АР2 и АРЗ - APETALA1, APETALA2 и APETALA3 ASI и AS2 - ASYMMETRIC LEA VES1 и ASYMMETRIC LEA VES2 BP - ген KNAT1 (другое его название - В RE V1PED1CELL US) CLV1, CLV2 и CLV3 - CLAVATA1, CLAVATA2 и CLAVATA3 ERI и ER2 - ERECTA1 и ERECTA2 FAS4 - FASCIATA4

FIP1 и FIP2 - FIMBRIATA PETIOLES! и FIMBR1ATA PETIOLES2

GL2- GLABRA2

KN1 - KNAT1

KN1::GUS- KNAT1::GUS

LFY- LEAFY

LEJD WFS - LEPIDAJDWARF5

LUG-LEUNIG

MIN 2 - MIN 12

NA - NANA

PI- PISTILLATA

SEU-SEUSS

TAE- TAENIATA

WUS- WUSHEL

Другие сокращения:

AM - апикальная меристема

ABRC - Arabidopsis Biological Resource Center

ГА - гиббереллин

ГА3 - гибберелловая кислота

ИУК - индолилуксусная кислота

ИФА - иммунно-ферментный анализ

ПТА - полярный транспорт ауксина

ПЦР-РВ - полимеразная цепная реакция в реальном времени ФМ - флоральная меристема

Подписано в печать: 27.02.12

Объем: 1,5 усл.п.л. Тираж: 100 экз. Заказ № 7067 Отпечатано в типографии «Реглет» 119526, г. Москва, Проспект Вернадского д. (495) 363-78-90; www.reglet.ru

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Кавай-оол, Урана Николаевна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. Особенности развития цветка и использование коллекции мутантов Arabidopsis thaliana для создания генетических схем регуляции морфогенеза цветка.

1.1. Формирование флоральной меристемы.

1.2. Гомеозисные гены цветка A. thaliana.

1.3. ABC- и обновленная ABCDE-модели морфогенеза цветка A.thaliana.

1.4. Молекулярные механизмы АВСЕ-модели (модели «квартет») и транскрипционная регуляция А-, В- и С-генов с участием генов LFY и/или WUS

2. Генетический контроль поддержания АМ побега A. thaliana.

2.1. Генетический контроль образования АМ побега на эмбриональной стадии развития.

2.2. Генетический контроль поддержания АМ побега на постэмбриональной стадии развития.

2.3. Молекулярные механизмы поддержания меристемы в постэмбриональном развитии побега. Эволюционные аспекты.

3. Генетическая регуляция полярного транспорта ауксина и его роль в контроле морфогенеза побега.

3.1. Роль генов, контролирующих синтез ауксина, в создании градиентов его концентрации.

3.2. Гены притока и оттока ауксина из клетки.

3.3. Роль генов, контролирующих отток ауксина, в эмбриональном и постэмбриональном развитии растений.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Взаимодействие генетических и фитогормональных факторов в контроле развития растений"

Актуальность темы. Генетика развития растений является одним из фундаментальных направлений современной биологии. В последние годы становится все более понятным, что процессы морфогенеза - результат функционирования многих генов, которые могут взаимодействовать разным образом или действовать независимо. Работа многих генов контролируется внешними и внутренними сигналами, среди которых важнейшими являются фитогормональные. Действие фитогормонов, их способность регулировать экспрессию генов опосредована функционированием сигнальных путей (Тарчевский, 2002). Компоненты сигнальных путей - рецепторные молекулы, протеинкиназы и фосфатазы, транскрипционные факторы и другие белковые молекулы - это продукты генов, экспрессия которых также находится под сложным генетическим контролем. Синтез самих фитогормонов, которые «запускают» сигнальные пути, также регулируется многими генами (Лутова и др., 2000). Действие ауксина, одного из важнейших гормонов, управляющих развитием растений на всех стадиях онтогенеза, зависит не столько от места его синтеза в растении, сколько от его полярного транспорта, который, в свою очередь, контролируется специальными генетическими системами (Galweiler et al. 1998; Friml, 2003; Benkova et al., 2003; Медведев, 2010; Чуб, 2010).

В настоящее время становится все более ясным, что плейотропный эффект, который демонстрируют подавляющее большинство, а может быть и все гены контролирующие развитие, чаще всего является результатом сложных взаимодействий между генами, контролирующими морфогенез. Под влиянием разных сигналов, включая гормональные сигналы, активирующие или инактивирующие разные транскрипционные факторы или их кофакторы, один ген может «включаться» на разных стадиях развития, контролируя морфогенез разных органов. Не удивительно, что у впервые описанных в конце 80-х -начале 90-х годов генов, контролирующих развитие (например, гена APETALA 1

А. йклИапа), и после 20-30 лет интенсивных исследований обнаруживаются все новые функции.

Развитие растений, образование органов на протяжении всего жизненного цикла возможно благодаря функционированию апикальных меристем побега и корня, которые содержат стволовые клетки и являются источником клеток для создания органов (Батыгина, 2007; Иванов, 2011). У растений и животных существует строгий организменный контроль над клеточными делениями, причем для растений этот контроль особенно важен, поскольку растительные клетки не способны мигрировать (Иванов, 2011). Изучение взаимодействия генетических и фитогормональных факторов в контроле пролиферации клеток - важнейшая задача, решению которой сегодня уделяется особое внимание. Выявление генов, контролирующих пролиферацию клеток имеет важное практическое значение, поскольку открывает новые возможности для создания растений с новыми способами репродукции. В настоящее время благодаря исследованиям отечественных эмбриологов разработаны теоретические основы репродукции растений, позволяющие прогнозировать генотип потомства, что открывает новые перспективы в управлении отдельными этапами онтогенеза (Батыгина, 2010). Основой для такого управления служит информация о генных и фитогормональных взаимодействиях, контролирующих разные типы репродукции.

Объект исследования. Самыми плодотворными исследованиями по генетике развития являются исследования на модельном растении из семейства крестоцветных .- резуховидке (или резушке) Таля АгаЫс1ор818 ЖаПапа (Ь.)

Heynh. Приоритет открытия этого генетического объекта принадлежит отечественным ученым (Титова, 1935). Растение A. thaliana имеет неоспоримые преимущества для биологических и генетических исследований перед другими растительными модельными видами, поскольку наряду с коротким жизненным циклом и малым числом хромосом (2п=10), обладает высокой плодовитостью (до 10000 семян с одного растения), самоопыляемостью, миниатюрностью, которая дает возможность выращивать это растение в лабораторных условиях круглый год. В 2000 г. геном растения A. thaliana расы Columbia был полностью секвенирован. Размер гаплоидного ядерного генома этого вида составляет всего 125 млн.п.н. и имеет незначительное количество повторяющихся последовательностей (Arabidopsis genome initiative, 2000). Мелкий размер семян и проростков позволяет анализировать на одной чашке Петри более 1000 растений, что делает A. thaliana практически незаменимым объектом в экспериментах по выделению редких мутантов, в том числе и инсерционных (Ежова и др., 2003).

Благодаря перечисленным особенностям и, в первую очередь, наличию коллекций мутантов, A. thaliana является незаменимым в учебном процессе. В нашей стране A. thaliana впервые начал использоваться в научной работе и как учебный объект на кафедре генетики и селекции ЛГУ, где мне посчастливилось учиться. В 1960 г. мутанты, полученные в этих исследованиях (Квитко, 1960; Квитко, Мюллер, 1961), были переданы для использования в учебном процессе на кафедру генетики и селекции МГУ. Преподаватель кафедры генетики МГУ С.И. Янушкевич сделал A. thaliana основным учебным растительным объектом на большом практикуме (Янушкевич, 1977). Благодаря использованию радиационного и химического мутагенеза в научной работе и на занятиях большого практикума со студентами и стажерами С.И. Янушкевич создал на кафедре генетики и селекции МГУ самую обширную коллекцию в России, которая в 1985 г. насчитывала 389 линий (Янушкевич, 1985).

С.И. Янушкевич - основатель коллекции резушки кафедры генетики МГУ им. М.В. Ломоносова, с растущими в пробирках растениями A.thaliana (фотография из архива В.А. Высоцкого, 1972 год).

В этой коллекции преобладали летальные мутации - ценный материал для изучения генетического контроля эмбрионального развития. Однако были и жизнеспособные мутанты с изменениями морфогенеза и чувствительности к гормонам, изучение которых было начато мною при выполнении кандидатской диссертации. Я благодарна Сергею Ивановичу, с которым неоднократно беседовала в 90-е годы, знакомясь с его коллекцией, а также его ученику В.А. Высоцкому за полученные ими мутанты, с которыми мне посчастливилось работать, многие из которых остаются уникальными и сегодня.

Коллекция A. thaliana кафедры генетики МГУ продолжала пополняться новыми линиями, полученными с помощью этилметансульфоната и в последующие годы, когда поддержанием коллекции занялись сотрудники кафедры генетики О.П. Солдатова и Т.А. Ежова. В экспериментах О.П. Солдатовой и аспирантки Л.Б. Мамановой, работавшей под руководством Т.А. Ежовой, осуществлялся поиск мутантов, устойчивых к индукторам окислительного стресса. Причем, для повышения вероятности выявления мутантов для отбора мутантов в М2 поколении использовался «метод пулов» (Ежова и др., 2001), т.е. анализ на селективных средах с индукторами окислительного стресса пулов семян, которые собирались с тысяч растений Ml поколений (по 1-2 семени с растения). Эти пулы содержали также мутации, вызывающие морфологические изменения, которые были выявлены в МЗ поколении. Одной из таких мутаций является уникальная мутация bractea {bra), изучению которой были посвящены кандидатские диссертации A.A. Ленина и

P.A. Будаева, выполненные на кафедре генетики МГУ. Получены и другие мутации, изменяющие морфогенез растений, исследования которых ранее не проводилось и которые впервые исследованы в данной диссертационной работе.

Основное внимание уделено изучению функции гена ABRUPTUS/PINOID1, контролирующего полярный транспорт ауксина, в регуляции морфогенеза побега, его взаимодействию с ключевыми генами морфогенеза, а также изучению функции ранее не исследованных генов, выявленных на основе анализа мутантов из коллекции кафедры генетики МГУ.

В связи с этим, решались следующие задачи:

1. Генетический анализ (особенности наследования, тесты на аллелизм, картирование) новых мутаций apl-20, lfy-107, lfy-109, fipl, ßp2, fas4, er2, min2 из генетической коллекции А. thaliana кафедры генетики МГУ и изучение их влияния на морфогенез побега и цветка.

2. Анализ распределения активного ауксина в тканях растений A.thaliana дикого типа и мутантов с использованием репортерного гена ß-глюкуронидазы {GUS - ген uidA E.coli), слитого с ауксинчувствительным промотором DR5.

4. Изучение влияния мутантных аллелей исследуемых генов на пролиферативную активность клеток с помощью репортерного гена ßглюкуронидазы, слитого с промоторной и регуляторной участками гена циклина CYCB1;1.

5. Создание коллекции мутантных линий A. thaliana, содержащих в геноме конструкции LFY::GUS, AP1::GUS, KN1::GUS, CYCB1;1::GUS, DR5::GUS.

6. Создание модели генетической и гормональной регуляции морфогенеза побега и цветка A. thaliana с участием гена ABR/PID1, контролирующего полярный транспорт ауксина, и других генов, исследованных в диссертационной работе (ТАЕ, NA, FAS4, FIP1, FIP2, ER2 и MIN2).

Научная новизна. Выделены и охарактеризованы новые мутации, затрагивающие различные этапы развития модельного растительного объекта A. thaliana. Идентифицированы новые ключевые гены, контролирующие важнейшие этапы развития побега и цветка. Впервые показано, что ген ABR/PID1, контролирующий полярный транспорт ауксина, взаимодействует с генами A.thaliana, контролирующими как ранние (LFY и API), так и поздние (АР2, АРЗ, PI и AG) этапы формирования флоральной меристемы. Кроме совместного действия с гомеозисными генами API и АР2 в I-II-ой мутовках флоральной меристемы, ген ABR/PID1 вместе с генами АРЗ, PI и AG участвует в формировании органов II - IV-ой мутовок цветка. Ген ABR/PID1 участвует и в контроле пролиферации клеток апикальной меристемы побега и флоральной меристемы, комплементарно взаимодействуя с генами CLV, ТАЕ и AG.

Впервые исследованы мутации fipl и fip2, нарушающие дифференцировку листа и цветка A. thaliana и, по-видимому, затрагивающие процесс деления клеток в растениях. Установлено, что гены FIP1 и FIP2 совместно с генами AS1 и AS2 участвуют в контроле пролиферации клеток органов околоцветника.

Выявлен новый ген FAS4, контролирующий пролиферацию клеток апикальной меристемы побега и, совместно с генами API и АР2, участвующий в регуляции развития органов околоцветника. Впервые показано, что ген NA участвует в контроле деления клеток в апикальной меристеме и листьях.

Установлено, что ген LFY и гомеозисные гены API, АР2, АРЗ и AG, а также ген

NA влияют на распределение ауксина в органах растений A. thaliana.

Научно-практическая значимость работы. Показано, что мутация abr может служить удобной моделью для анализа влияния зависимых от температуры градиентов ауксина на процессы морфогенеза A thaliana.

Путем скрещиваний и отборов создана новая коллекция мутантных линий, содержащих в геноме химерные гены LFY::GUS, AP1::GUS, DR5::GUS, KN1::GUS и CYCB1;1::GUS. Эти мутантные линии с химерными генами являются удобными моделями для изучения генетической регуляции морфогенеза растений, в том числе - и фитогормональными сигналами.

Результаты диссертационной работы интегрированы в лекции по генетике развития растений, которые читаются на кафедре генетики МГУ, и лекции по генетике растений для ТувГУ, а также используются на занятиях Большого практикума на кафедре генетики МГУ по изучению экспрессии ключевых генов морфогенеза у A. thaliana. Ряд мутантов с соответствующими конструкциями из новой коллекции также переданы в Тувинский государственный университет.

Апробация работы. Материалы диссертации представлены на III съезде Всероссийского общества физиологов растений (Санкт-Петербург, 1993), II Международной конференции «Биология культивируемых клеток растений и биотехнология» (Алматы, 1993), на I, II, III и IV Съезде ВОГиС (Саратов, 1994; Санкт-Петербург, 2000; Москва, 2004; Москва, 2009), Международной конференции молодых ученых по фундаментальным наукам «Ленинские горы» (Москва, 1995), Российско-Германском совещании «Plant Molecular Biology and Biotechnology» (Санкт-Петербург», 1996), III Российской конференции «Флора и растительность Сибири и Дальнего Востока» (Красноярск, 2001), Международной конференции «Генетические коллекции, изогенные и аллоплазматические линии», (Новосибирск, 2001), XIV научной школе по биологии развития (Звенигород, 2005), симпозиуме «Клеточные, молекулярные и эволюционные аспекты морфогенеза» (Москва, 2007), конференции посвященной 300-летию со дня рождения К.Линнея (Луганск, 2007), Международной научной конференции «Генетика и биотехнология XXI века th фундаментальные и прикладные аспекты» (Минск, 2008), 35 FEBS Congress «Molecules of Life» (Gothenburg, Sweden, 2010), Всероссийской научной конференции «Апомиксис и репродуктивная биология» (Саратов, 2010), Всероссийской конференции с международным участием «Проблемы изучения и сохранения растительного мира Евразии» (Иркутск, 2010), Международной научной конференции «Факторы экспериментальной эволюции организмов» (Украина, 2010), Международной научной конференции «Морфогенез в индивидуальном и историческом развитии» (Москва, 2011), III Международной научно-практической конференции «Биоразнообразие и сохранение генофонда флоры, фауны и народонаселения Центрально-Азиатского региона» (Кызыл, Тува, 2011).

Декларация личного участия автора. Автором обновлена коллекция А. thaliana кафедры генетики МГУ, выполнены морфологический, генетический, физиологический анализ диких и мутантных форм A. thaliana. Путем скрещиваний созданы 32 новые линии мутантных форм содержащих в геноме химерные гены для использования в научных и учебных целях. В создании этих линий также принимали участие студенты и аспиранты Е. Полковниченко и By Чанг, которых автор диссертации обучал методам работы по созданию этих линий и их использованию для анализа экспрессии генов.

Картированы 4 новых гена (FIP1, ER2, FAS4, MIN2), сформулированы гипотезы о функции каждого из них. Автором получены данные по генетическому картированию с использованием морфологических маркёров. Эти данные и гибридные популяции растений явились основой для молекулярно-генетического картирования с использованием ДНК-маркёров для проведения более тонкого картирования в пределах группы сцепления другими сотрудниками, аспирантами и студентами группы генетики развития растений МГУ. Благодаря исследованиям н.с. Е.В. Куприяновой, аспиранта Е.В.

Альберта, студентов Т.Ю. Прошляковой и А.Д. Солтабаевой сегодня подтверждена и уточнена локализация генов FIP1, ER2 и FAS4.

Получен фонд электронных микрофотографий диких рас и мутантов A.thaliana. Предложена модель генетической и гормональной регуляции роста и развития цветка и побега растений с участием исследованных в диссертационной работе генов A. thaliana. Проведена статистическая обработка результатов. Суммарное личное участие автора составило 90%.

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Кавай-оол, Урана Николаевна

Выводы

2. На ранних стадиях развития меристемы цветка ген ABR/PID1 A.thaliana эпистатически взаимодействует с генами, инициирующими формирование флоральной меристемы морфогенеза LFYhAPI, а также гомеозисными генами, контролирующими развитие органов цветка АР2, АРЗ, PI, AG. При формировании органов цветка ген ABR/PID1 комплементарно взаимодействует со всеми перечисленными генами.

3. Ген ABR/PID1 участвует в контроле пролиферации клеток апикальной меристемы побега и флоральной меристемы, комплементарно взаимодействуя с генами CLV1, TAEuAG.

4. Гены FIP1 и FIP2 A. thaliana участвуют в поддержании клеточных делений в органах цветка и листьях, предотвращая их преждевременную дифференцировку.

5. Гены FIP1 и FIP2 комплементарно взаимодействуют с генами ASI и AS2 при развитии органов околоцветника.

10. Выявлены изменения распределения ауксина в мутантах с нарушением развития флоральной меристемы (lfy-107, lfy-109), гомеозисных мутантах с изменением типа органов цветка (apl-1, api-20, ар2-1, vaf / ар2-14, арЗ-1, ag-1) и мутантах с нарушением развития листа и цветка (asi я sa I as2), свидетельствующие о важной роли этих генов в контроле ауксинового гомеостаза.

Благодарности искренняя благодарность Татьяне Анатольевне Ежовой за консультации и внимательное отношение к моей научной работе, в течение всего периода выполнения диссертаций. глубокая благодарность академику Сергею Васильевичу Шестакову, проф. Марлену Мкртычевичу Асланяну, проф. Сергею Александровичу Гостимскому, проф. Владиславу Владимировичу Зинченко (ныне зав. кафедрой генетики МГУ), зам. зав. кафедрой Елене Алексеевне Карбышевой, в.н.с. Тамаре Афанасьевне Кокшаровой, доц. Вадиму Моисеевичу Глазеру и всем сотрудникам кафедры генетики, способствовавшим осуществлению и подготовке к защите данной работы. особая благодарность своему учителю из Петербургской школы генетики, чл.-корр. РАН, проф. Илье Артемьевичу Захарову-Гезехусу за докторантуру в МГУ имени М.В.Ломоносова от Института общей генетики имени Н.И.Вавилова РАН (г. Москва), научное руководство, неоценимую помощь и поддержку тувинской школы генетики. глубокая признательность Ольге Павловне Солдатовой за оказанную разностороннюю помощь в работе. глубокая благодарность заведующему и сотрудникам лаборатории электронной микроскопии МГУ им. М.В. Ломоносова Г.Н.Давидовичу, А.Г.Богданову и Ю.В.Просиной за созданные комфортные условия работы на сканирующей электронной микроскопии. особая признательность сотрудникам, аспирантам и студентам группы генетики развития кафедры генетики МГУ А.А.Пенину, Е.В.Куприяновой, М.Г.Новокрещёновой, О.В.Лебедевой, О.А.Скляровой, Л.Помякшевой, Р.А.Будаеву, Чанг Ву, О.Ю.Карпенко, Е.НЛолковниченко, А.С.Курбидаевой,

Т.Ю.Прошляковой, Р.Ю.Сарыглар, Е.В.Альберту, А.Д.Солтабаевой и Е.А.Тармосину за сотрудничество, поддержку и помощь. огромная благодарность своему наставнику от тувинской научной школы - Маадыру Алдын-Хереловичу Ондар за внимание к моей научной деятельности. искренняя признательность зав. кафедрой общей биологии Тувинского университета Чечек Дембиреловне Назын, ректору ТувГУ проф. Сергею Октяевичу Ондар. огромная признательность дорогим сестрам Баяне Алексеевне Тугур-оол и Чечене Николаевне Монгуш, Долаане Алексеевне Ензак, Селенге Ханды и Мергену Салчак за безграничную поддержку и помощь. особое спасибо дорогим детям Андрею и Буяну Ондар, Баиру Монгуш за понимание, помощь и долготерпение. особая признательность коллегам и друзьям: д.и.н. Марине Монгуш и к.м.н. Айтен Сафаровой, педагогам Блиновой Наталье Владимировне, Васильевой Марине Юрьевне и Ширяевой Ольге Георгиевне, а также ученикам: к.м.н. Аясу Маады, Руслану Геворкяну и Анай-Хаак Дамба-Хуурак, курсантам Василию Стяжкину, Сергею Швец, Евгению Бородащенко и Артёму Смирнову за поддержку и помощь.

Список опубликованных работ по теме диссертации

Статьи в журналах списка ВАК РФ, рекомендованных для публикации основных материалов докторских диссертаций :

1. Солдатова О.П., Ежова Т.А., Ондар (Кавай-оол) У.Н., Гостимский С.А., Конрад У., Арцаенко О. Мутанты Arabidopsis thaliana (L.) Heynh., толерантные к ингибитору биосинтеза каротиноидов норфлуразону// Генетика. 1996. Т. 32. №7. С.956-961.

2. Ежова Т.А., Ондар У.Н., Солдатова О.П., Кузнецова Т.А. Изучение роли гена ABRUPTUS в дифференцировке цветоносов у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Доклады Академии наук. 1997. Т. 354. № 6. С. 839-842.

3. Ежова Т.А., Солдатова О.П., Ондар У.Н., Маманова Л.Б., Радюкина Н.Л., Софьин A.B., Романов В.И., Шестаков C.B. Толерантные к норфлуразону карликовые мутанты Arabidopsis как объекты изучения резистентности к окислительному стрессу // Физиология растений. 1997. Т. 44. №5. С.665-670.

4. Ежова Т.А., Ондар У.Н., Солдатова О.П., Маманова Л.Б. Генетическое и физиологическое изучение карликовых мутантов Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Онтогенез. 1997. T. 28. №5. C.344-351.

5. Лебедева O.B., Ондар У.Н., Пенин A.A., Ежова Т.А. Влияние гена ABRUPTUS/PINOID Arabidopsis thaliana на экспрессию гена LEAFY// Генетика. 2005. Т. 41. №4. С. 559-565.

6. Ву Х.Ч., Ондар У.Н., Солдатова О.П. Особенности проявления новых аллелей генов AS 1 и AS 2, контролирующих морфогенез листа Arabidopsis thaliana И Онтогенез. Том 39. № 1.2008. С. 8-14.

7. Ондар У.Н., Ву Х.Ч., Ежова Т.А. Новый делеционный мутант apetalal-20 Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Онтогенез. Том 39. № 6.2008. С. 430-436.

9. Кавай-оол У.Н., Карпенко О.Ю., Ежова Т.А. Взаимодействие генов ABRUPTUS/PINOID и АРETALAI в регуляции развития цветоноса Arabidopsis thaliana II Генетика. 2010. T. 46. № 3. С. 373-382.

Ю.Кавай-оол У.Н., Куприянова Е.В., Ежова Т.А. Различное влияние аллелей гена APETALA 1 на развитие репродуктивных органов в цветках мутанта abruptus Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Онтогенез. 2011. Т. 42. № 4. С. 307-311.

11. Кавай-оол У.Н. Генетическая регуляция полярного транспорта ауксина и его роль в контроле морфогенеза побега // Успехи современной биологии. 2011. Т. 131. № 3. С. 270-277.

12. Кавай-оол У.Н., Карпенко О.Ю., Ежова Т.А. Взаимодействие гена PINOID/ABRUPTUS с геном AGAMOUS - негативным регулятором пролиферации стволовых клеток в меристеме цветка Arabidopsis thaliana // Онтогенез. 2011. Т. 42. № 2. С. 146-150.

13.Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Влияние гена ABRUPTUS/PINOID на проявление гомеозисных мутаций apetala3-l и pistillata-1 у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. II Вестник Московского университета. Серия 16. Биология. 2011. № 3. С. 151-158.

14. Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. FIMBRIATA PETIOLES1 - ген Arabidopsis thaliana, контролирующий процессы деления и роста клеток органов цветка // Онтогенез. 2011. Т. 42. №2. С. 151-158.

15.Kupriyanova E.V., Kavai-ool U.N. Alleles of APETALA1 gene with truncated С and К domains differently affect on the reproductive floral organ development in Arabidopsis thaliana abruptus mutant // The FEBS JOURNAL. 2010. P. 171.

16. Солтабаева А.Д, Кавай-оол У.Н., Куприянова E.B., Ежова Т.А. Изучение мутанта er2 Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. с изменением структуры побега // Вестник ВОГИС. 2012 (в печати).

Статьи в сборниках научных конферениий и симпозиумов, учебные пособия:

18.Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Использование коллекции диких и мутантных форм Arabidopsis thaliana, содержащих репортёрный ген GUS, слитый с промоторами ключевых генов морфогенеза, на занятиях по генетике растений // Проблемы изучения и сохранения растительного мира Евразии. Сборник трудов Всероссийской конференции с международным участием, посвященной памяти JI.B. Бардунова. Иркутск: Изд-во Института географии им. В.Б. Сочавы СО РАН. 2010. С.701-703.

19.Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Взаимодействие генов ABRUPTUS/PINOID и APETALA2 в регуляции развития цветка Arabidopsis thaliana // Факторы экспериментальной эволюции организмов. Сборник научных трудов VI-ой Международной научной конференции. Киев: ЛОГОС. 2010. Т. 9. С. 35-39.

21.Кавай-оол У.Н., Ежова Т.А. Репортерные гены в решении прикладных и фундаментальных вопросов генетики растений. Учебно-методическое пособие по генетике растений. Кызыл: Изд-во ТувГУ. 2011. 63 с.

Тезисы конференций и симпозиумов:

3. Ежова Т.А., Пенин А.А., Ондар У.Н. Генетический контроль морфогенеза цветоноса у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Материалы II-го съезда ВОГИС. Санкт-Петербург.

2000. Т. 2. С. 245.

2001. С.211.

9. Кавай-оол У.Н., Зайцев A.A., Солдатова О.П. Изучение мутанта FIMBRIATA PETIOLUS 1 с нарушением развития дистальных участков органов цветка Arabidopsis thaliana. Сборник трудов V съезда Вавиловского общества генетиков и селекционеров. Москва. 2009. Ч. 1. С. 147.

Ю.Альберт Е.В., Кавай-оол У.Н. Влияние мутации fasciata4 на развитие цветка Arabidopsis thaliana II Сборник тезисов конференции «Морфогенез в индивидуальном и историческом развитии». Москва. 2011. С. 3.

11. Кавай-оол У.Н., Карпенко О.Ю. Взаимодействие генов ТАЕ и API в регуляции развития цветка Arabidopsis thaliana II Сборник материалов III-ей Международной научно-практической конференции «Биоразнообразие и сохранение генофонда флоры, фауны и народонаселения Центрально-Азиатского региона». Кызыл: ТувГУ. 2011. С. 23-24.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Кавай-оол, Урана Николаевна, Москва

1. Батыгина Т.Б., Васильева В.Е. Размножение растений. СПб.: изд-во СПбГУ. 2002.232 с.

2. Батыгина Т.Б., Рудский И.В. Роль стволовых клеток в морфогенезе растений // Доклады Акад. наук. 2006. Т. 410. № 5. С. 1-3.

3. Батыгина Т.Б., Титова В.В., Васильева В.Е. Репродукция растений: теоретические разработки и инновационные технологии // Инновации. 2007. № 2. С. 39-46.

4. Батыгина Т.Б. От микроспоры к сорту. М.: изд-во «Наука». 2010

5. Высоцкий В.А. Особенности индукции мутаций нитрозометилмочевиной и гамма-лучами в эмбрионах Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. M.: МГУ. 1973.

6. By Х.Ч., Ежова Т.А., Ондар У.Н. Генетическая и фитогормональная регуляция стволовости клеток у Arabidopsis thaliana. Материалы докладов, посвященных 300-летию со дня рождения К.Линнея. Луганск. 2007. С. 113-115.

7. By Х.Ч., Ондар У.Н., Солдатова О.П. Особенности проявления новых аллелей генов AS 1 и AS 2, контролирующих морфогенез листа Arabidopsis thaliana. II Онтогенез. Том 39. № 1.2008. С. 8-14.

8. Ежова Т.А., Ондар У.Н., Солдатова О.П., Маманова Л.Б. Генетическое и физиологическое изучение карликовых мутантов Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. II Онтогенез. 19976. T. 28. № 5. С. 344-351.

9. Ежова Т.А., Ондар У.Н., Солдатова О.П., Кузнецова Т.А. Изучение роли гена ABRUPTUS в дифференцировке цветоносов у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. II Доклады Акад. наук. 1997в. Т. 354. № 6. С. 839-842.

10. Ежова Т. А., Солдатова О.П., Коф Э.М. Участие гена ABRUPTUS, контролирующего морфогенез Arabidopsis thaliana в регуляции роста и морфогенеза в культуре in vitro II Физиология растений. 1999а. Т. 46. № 6. С. 865-870.

11. Ежова Т.А. Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. как модельный объект для изучения генетического контроля морфогенеза // Генетика. 1999b. Т. 35. № 111. С. 1522-1537.

12. Ежова Т.А., Солдатова О.П., Калинина А.Ю., Медведев С.С. Взаимодействие генов ABRUPTUS/P1NOID и LEAFY в процессе флорального морфогенеза у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. //Генетика. 2000. T. 36. Ks 12. С. 1682-1687.

13. Ежова Т.А., Солдатова О.П., Маманова Л.Б., Мусин С.М., Гримм Б., Шестаков C.B. Коллекция мутантов Arabidopsis thaliana с измененной чувствительностью к индукторам окислительного стресса. Известия РАН. 2001. № 5. С. 533-543.

14. Ежова Т.А., Солдатова О.П., Склярова O.A. Ген NANA регулятор делений и растяжений клеток стебля Arabidopsis thaliana (L.) // Генетика. 2002. T. 39. V. 1: 63-71.

15. Ежова Т.А. Генетический контроль морфогенеза и устойчивости растений к стрессовым факторам. Диссертация на соискание учёной степени доктора биологических наук. М.: МГУ. 2003. 312 с.

16. Ежова Т.А., Лебедева О.В., Огаркова O.A., Пенин A.A., Шестаков C.B. Arabidopsis thaliana модельный объект генетики растений. М.: изд-во «Макс-пресс». 2003. 219 с.

17. Захаров И.А. Генетические карты высших растений. 1979. Л.: Наука. С. 2 -28.

18. Иванов В.Б. Проблема стволовых клеток // Онтогенез. 2002. Т. 34. № 4. С. 253261.

19. Иванов В.Б. Клеточные механизмы роста растений. 68-ое Тимирязевское чтение. ИФР им. К.А. Тимирязева РАН, 4 июня 2007 год. М.: «Наука». 2011. 104 с.

20. Калинина А.Ю., Ежова Т.А., Голубева Н.В., Донец И.С., Маркова И.В., Медведев С.С. Полярный транспорт ауксина у мутанта abruptus Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Il Вестник СпбГУ. 2000. Сер. 3. Вып. 1. № 3. С. 44-51.

21. Квитко К.В. Асептическая культура Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. и перспективы её использования в ботанических исследованиях. Вестник Ленинградского университета. 1960. Т. 15. Сер. «Биол.». № 3. С. 47-56.

22. Квитко К.В., Мюллер А. Новый объект для генетических исследований -Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. В кн.: исследования по генетике. Л.: изд-во ЛГУ. 1961. Т. 1.С. 79-91.

23. Лакин Г.Ф. Биометрия // М.: изд-во «Высшая школа». 1990. 352 с.

24. Лебедева О.В., Склярова O.A., Ежова Т.А. Роль генов NANA и LEPIDA в регуляции роста стебля Arabidopsis thaliana II Генетика. 2004. T. 40. №7. С. 940-948.

25. Лотова Л.И. Ботаника: морфология и анатомия высших растений. М.: изд-во «Комкнига». 2007. 512 с.

26. Лутова Л.А., Проворов H.A., Тиходеев О.Н., Тихонович И.А., Ходжаева Л.Т., Шишкина С.О. Генетика развития растений. Под ред. чл.-кор. РАН С.Г. Инге -Вечтомова. СПб: изд-во «Наука». 2000. 539 с.

27. Лутова Л.А., Додуева И.Е. Роль меристемоспецифичных генов растений в формировании генетических опухолей // Онтогенез. 2007. Т. 38. № 6. С. 420-433.

28. Лутова Л.А., Долгих Е.А., Додуева И.Е., Осипова М.А., Ильина Е.Л. Изучение системного контроля деления и дифференцировки клеток растений на примере опухолевого роста у редиса // Генетика. 2008. Т. 44. № 8. С. 1075-1083.

29. Лутова Л. А. Биотехнология высших растений: Учебник.— Изд. 2-е. СПб.: изд-во СПбГУ. 2010. 240 с.

30. Лутова Л.А., Ежова Т.А., Додуева И.Е., Осипова М.А. Генетика развития растений. СПб: изд-во «Н-Л». 2010. 432 с.

31. Медведев С.С., Шарова Е.И. Биология развития растений. Том 1. Начало биологии развития растений. Фитогормоны: Учебник. СПБ.: изд-во СПбГУ. 2010. 367 с.

32. Медведев С.С., Шарова Е.И. Генетическая и эпигенетическая регуляция развития растительных организмов // Журнал Сибирского федерального университета. Биология. 2010. Т. 2. № 3. С. 3-23.

33. Ондар У.Н. Изучение гормональных мутантов Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Диссертация на соискание уч. степ, к.б.н. М.: МГУ. 1996. 144 с.

34. Пенин A.A. Анализ генетического контроля и моделирование развития структуры соцветия у Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Диссертация на соискание уч. степ, к.б.н. М.: МГУ. 2003.

35. Прошлякова Т. Молекулярно-генетическое картирование гена FI PI Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. M: МГУ, 2011.

36. Серебровский A.C. Генетический анализ. M.: изд-во «Наука». 1970. С. 288-290.

37. Синюшин A.A., Гостимский С.А. Генетический контроль признака фасциации у гороха посевного (Pisum sativum L.) И Генетика. 2008. Т. 44. № 6. С. 807-814.

38. Склярова O.A. Изучение генетического контроля передачи гиббереллинового сигнала у Arabidopsis thaliana. Диссертация на соискание уч. степ, к.б.н. Москва: МГУ им. М.В. Ломоносова. 2006. 121 с.

39. Скрябин К.Г., Алексеев Д.В., Ежова Т.А. и др. Определение типа и положения органов цветка: динамическая модель развития // Известия АН. Серия биол. 2006. №6. С. 645-659.

40. Смирнов В.Г., Соснихина С.П. Генетические коллекции растений и их использование // Сборник научных трудов. Итоги Науки и Техники. Общие проблемы биологии. М.: ВИНИТИ. 1983. С. 3-27.

41. Тарчевский И.А. Сигнальные системы клеток растений. М.: изд-во «Наука». 2002.296 с.

42. Тимонин А.К. Ботаника: в 4-х томах. Т. 3. Высшие растения. М.: изд-кий центр «Академия». 2007.352 с.

43. Титова H.H. Поиски ботанической дрозофилы. Советская ботаника. 1935. Т. 2. С. 61-67.

44. Чуб В.В. Роль позиционной информации в регуляции развития органов цветка и листовых серий побегов. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний. 2010. 263 с.

45. Шевченко В.В., Гриних Л.И. Генетические коллекции арабидопсиса // Сборник научных трудов. Итоги Науки и Техники. Общие проблемы биологии. М.: ВИНИТИ. 1983. С. 28-55.

46. Эмбриология цветковых растений. Терминология и концепции. Т. 1. Генеративные органы цветка. Под ред. Батыгиной Т.Б. СПб.: изд-во «Мир и семья». 1994. 508 с.

47. Эмбриология цветковых растений. Терминология и концепции. Т. 2. Семя. Под ред. Батыгиной Т.Б. СПб.: изд-во «Мир и семья». 1997. 823 с. + 65 илл.с.

48. Эмбриология цветковых растений. Терминология и концепции. Т. 3. Системы репродукции. Под ред. Батыгиной Т.Б. СПб.: изд-во «Мир и семья». 2000. 640 с.

49. Янушкевич С.И. Химический мутагенез у растений // В кн. Большой практикум по генетике животных и растений. М.: изд-во МГУ. 1977. С. 43-64.

50. Янушкевич С.И. Использование арабидопсис в практических занятиях по общей генетике. М.: изд-во МГУ. 1985.

51. Aida M., Ishida Т., Fukaki H., Fujisawa H. & Tasaka M. Genes involved in organ separation in Arabidopsis: an analysis of the cup-shaped cotyledon mutant // Plant Cell. 1997. V. 9. P. 841-857.

52. Aida M., Ishida T. & Tasaka M. Shoot apical meristem and cotyledon formation during Arabidopsis embryogenesis: interaction among the CUP-SHAPED COTYLEDON and SHOOTMERISTEMLESS genes/ // Development. 1999. V. 126. P. 1563-1570.

53. Aloni R. In Plant hormones: biosynthesis, signal transduction, action. Kluwer Acad. Publ. 2004. 21p.

54. Aloni R., Aloni E., Langhans M. & Ullrich C.I. Role of auxin in regulating Arabidopsis flower development // Planta. 2006. V. 223. P. 315-328.

55. Alvarez J. & Smyth D.R. CRABS CLA W and SPATULA, two Arabidopsis genes that control carpel development in parallel with AGAMOUSII Development. 1999. V. 126. P. 2356-2375.

56. Alvarez-Buylla E.R., Barbara A. B-Function Expression in the Flower Center Underlies the Homeotic Phenotype of Lacandonia schismatica (Triuridaceae) // The Plant Cell. Online November 2010. V. 22. № 11. P. 3543-3559.

57. Angenent G.C., Franken J., Busscher M., Weiss D. & van Tunen A J. Co-suppression of the petunia homeotic gene jbp2 affects the identity of the generative meristem // Plant J. 1994. V. P. 33-44.

58. Angenent G.C., Franken J., Busscher M., van Dijken A., van Went J.L., Dons H J. & van Tunen A.J. A novel class of MADS box genes is involved in ovule development in petunia // Plant Cell. 1995. V. 7. P. 1569-1582.

59. Bai F. & De Mason D.A. Hormone interactions and regulation of PsPK2::GUS compared with DR5::GUS and PID::GUS in Arabidopsis thaliana II Am. J. Bot. 2008. V. 95. P.133-145.

60. Bao F., Azhakanandam S. & Franks R.G. SEUSS and SEUSSLIKE transcriptional adaptors regulate floral and embryonic development in Arabidopsis I I Plant Physiol. 2010. V. 152. P. 821-836.

61. Baurle I. & Laux T. Apical meristems: the plant's fauntion of youth // BioEssay. 2003. V. 25. P. 961-970.

62. Bell CJ. & Maher E.P. Mutants of Arabidopsis thaliana with abnormal gravitropic responses //Mol. Gen. Genet. 1990. V. 220. P. 289-293.

63. Benjamins R., Quint A., Weijers D., Hookaas P.J. & Offringa R. The PINOID protein kinase regulates organ development in Arabidopsis by enhancihg polar auxin transport //Development. 2001. V. 128. P. 4057-4067.

64. Benkova E., Michniewicz M., Sauer M., Teichmann T., Seifertova D., Jurgens G. & Friml J. Local, efflux-dependent auxin gradients as a common module for plant organ formation // Cell. 2003. V. 115. P. 591-602.

65. Bennett S.R.M., Alvarez J., Bossinger G. & Smyth D.R. Morphogenesis in pinoid mutants of Arabidopsis thaliana II Plant J. 1995. V. 8. P. 505-520.

66. Bennett M.J., Marchant A., Green H.G., May S.T., Ward S.P., Millner P.A., Walker A.R., Schulz B. & Feldmann K.A. Arabidopsis AUX1 gene: a permease-like regulator of root gravitropism// Science. 1996. V. 273. P. 948-950.

67. Bharathan G., Janssen B.J., Kellogg E.A. & Sinha N. Did homeodomain proteins duplicate before the origin of angiosperms, fungi, and metazoa? Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 1997. V. 94. P. 13749-13753.

68. Bharathan G., Goliber T.E., Moore C., Kessler S., Pham T. & Sinha N.R. Homologies in leaf form inferred from KNOXI gene expression during development // Science. 2002. 296:1858-1860.

69. Blazquez M.A., Soowal L.N., Lee I. & Weigel D. LEAFY expression and flower initiation m Arabidopsis II Development. 1997. V. 124. P. 3835-3844.

70. Blazquez M.A., Green R., Nilsson O., Sussman M.R. & Weigel D. Gibberellins promote flowering of Arabidopsis by activating the LEAFY promoter. Plant Cell. 1998. V. 10. P. 791-800.

71. Blazquez M.A. & Weigel D. Integration of floral inductive signals in Arabidopsis II Nature. 2000. V. 404. P. 889-892.

72. Bowman J.L., Smyth D.R. & Meyerowitz E.M. Genes directing flower development in Arabidopsis I I Plant Cell. 1989. V. 1. P. 37-52.

73. Bowman J.L., Smyth D.R & Meyerowitz E.M. Genetic interactions among floral homeotic genes of Arabidopsis //Development. 1991. V. 112. P. 1-20.

74. Bowman J.L., Alvarez J., Weigel D., Meyerowitz E.M. & Smyth D.R. Control of flower development in Arabidopsis thaliana by APETALA1 and interacting genes // Development. 1993. V. 119. P. 721-743.

75. Brand U., Fletcher J.C., Hobe M., Meyerowitz E.M. & Simon R. Dependence of stem cell fate in Arabidopsis on a feedback loop regulated by CLV3 activity. Science. 2000. V. 289. P. 617-619.

76. Brand U., Grunewald M., Hobe M. & Simon R. Regulation of CLV3 expression by two homeobox genes in Arabidopsis II Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 565-575.

77. Baurle I. & Laux T. Apical meristems: The plant's fountain of youth // Bioessays. 2003. V. 25. P. 961-970.

78. Busch M.A., Bomblies K. & Weigel D. Activation of a floral homeotic gene in Arabidopsis II Science. 1999. V. 285. P. 585-587.

79. Byrne M., Barley R., Curtis M., Arroyo J.M., Dunham M., Hudson A. & Martienssen R.A. Asymmetric leaves 1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis II Nature. 2000. V. 408. P. 591-602.

80. Byrne M.E., Simorowski J. & Martienssen R.A. ASYMMETRIC LEAVES 1 reveals knox gene redundancy in Arabidopsis II Development. 2002. V. 129. P. 1957-1965.

81. Carraro N., Forestan C., Canova S., Traas J. & Varotto S. ZmPINla and ZmPINlb encode two novel putative candidates for polar auxin transport and plant architecture determination of maize // Plant Physiol. 2006. V. 142. P. 254-264.

82. Cerrutti L., Mian N. & Bateman A. Domains in gene silencing and cell differentiation proteins: the novel PAZ domain and redefinition of the PIWI domain // Trends in Biochemical Sciences II2000. V. 25. P. 481-482

83. Chen R., Hilson P., Sedbrook J., Rosen E., Caspar T. & Masson P. The Arabidopsis thaliana AGRAVITROPIC1 gene encodes a component of the polar-auxin-transport efflux carrier//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 15112-15117.

84. Chen X. A MicroRNA as a translational repressor of APETALA2 in Arabidopsis flower development // Science. 2004. V. 303. P. 2022-2025.

85. Cheng Y., Dai X. & Zhao Y. Auxin biosynthesis by the YUCCA flavin monooxygenases controls the formation of floral organs and vascular tissues in Arabidopsis H Genes Dev. 2006. V. 20. P. 1790-1799.

86. Cheng J.Z., Zhu S.S., Gao Q.X. & Zhang S.X. Cytokinin and auxin regulates WUS induction and inflorescence regeneration in vitro in Arabidopsis II Plant Cell Rep. 2010. V. 29. P. 927-933.

87. Christensen S.K., Dagenais N., Chory J. & Weigel D. Regulation of auxin response by the protein kinase PINOID // Cell. 2000. V. 100. P. 469-478.

88. Clark S.E., Running M.P. & Meyerowitz E.M. CLAVATA1, a regulator of meristem and flower development in Arabidopsis //Development. 1993. V. 119. P. 397-418.

89. Clark S.E., Jacobsen S.E., Levin J.Z. & Meyerowitz E.M. The CLA VATA and SHOOT MERISTEMLESS loci competitively regulate meristem activity in Arabidopsis II Development. 1996. V. 122. P. 1567-1575.

90. Clark S.E., Williams R.W. & Meyerowitz E.M. The CLAVATA1 gene encodes a putative receptor kinase that controls shoot and floral meristem size in Arabidopsis Cell. 1997. V. 89. V. 575-585.

91. Clark S.M., Running M.P. & Meyerowitz E.M. CLAVATA3 is a specific regulator of shoot and floral meristem development affecting the same processes as CLAVATA1 II Development. 1995. V. 121. P. 2057-2067.

92. Coen E.S., Romero J.M., Doyle S., Elliot R., Murphy G. & Carpenter R. Floricula: A homeotic gene required for flower development in Antirrhinum majus II Cell. 1990. V. 63. P. 1311-1322.

93. Coen E.S. & Meyerowitz E.M. The war of the whorls: Genetic interactions controlling flower development//Nature. 1991. V. 353. P. 31-37.

94. Deruere J., Jackson K., Garbers C., Soil D. & DeLong A. The tfCiW-encoded A subunit of protein phosphatase 2A increases phosphatase activity in vivo II Plant J. 1999. V. 20. P. 389-399.

95. Dharmasiri N., Dhannasiri S., Weijers D., Lechner E., Yamada M., Hobbie L., Ehrismann J.S., Jürgens G. & Estelle M. Plant development is regulated by a family of auxin receptor F box proteins // Dev. Cell. 2005. V. 9. P. 109-119.

96. Douglas S.J., Chuck G., Dengler R.E., Pelecanda L. & Riggs CD. KNAT1 and ERECTA regulate inflorescence architecture in Arabidopsis II Plant Cell. 2002. V. 14. P. 547-58.

97. Drews G.N., Bowman J.L. & Meyerowitz E.M. Negative regulation of the Arabidopsis homeotic gene AGAMOUS by the APETALA2 product // Cell. 1991. V. 65. P. 991-1002.

98. Egea-Cortines M., Saedler H. & Sommer H. Ternary complex formation between the MADS-box proteins SQUAMOSA, DEFICIENS, and GLOBOSA is involved in the control of floral architecture in Antirrhinum majus //EMBO J. 1999. V. 18. P. 5370-5379.

99. Eriksson S., Bo"hlenius H., Moritz T. & Nilsson O. GA4 is the active gibberellin in the regulation of LEAFY transcription and Arabidopsis floral initiation // The Plant Cell. 2006. V. 18. P. 2172-2181.

100. Fan H.-Y., Hu Y., Tudor M. & Ma H. Specific interactions between K domains of AG and AGLs, members of the MADS domain family of DNA binding proteins // Plant J. 1997. V. 12. P. 999-1010.

101. Favaro R., Pinyopich A., Battaglia R., Kooiker M., Borghi L., Ditta G., Yanofsky M.F., Kater M.M. & Colombo L. MADS box protein complexes control carpel and ovule development in Arabidopsis II Plant Cell. 2003. V. 15. P. 2603-2611.

102. Ferrario S., Immink R.G., Shchennikova A., Busscher-Lange J. & Angenent G.C. The MADS box gene FBP2 is required for SEPALLATA function in petunia II Plant Cell. 2003. V. 15. P. 914-925.

103. Fletcher J.C., Brand U., Running M.P., Simon R. & Meyerowitz E.M. Signaling of cell fate decisions by CLAVATA3 in Arabidopsis shoot meristems // Science. 1999. V. 283. P. 1911-1914.

104. Friml J., Benkova E., Blilou I., Wisniewska J., Hamann T., Ljung K., Woody S., Sandberg G., Scheres B., Jürgens G. & Palme K. AtPIN4 mediates sink-driven auxin gradients and root patterning in Arabidopsis H Cell. 2002a. V. 108. P. 661-673.

105. Friml J., Wisniewska J., Benkova E., Mendgen K. & Palme K. Lateral relocation of auxin efflux regulator PIN3 mediates tropism in Arabidopsis II Nature. 2002b. V. 415. P. 806-809.

106. Friml J., Benkova E., Mayer U., Palme K. & Muster G. Automated whole mount localisation techniques for plant seedlings // Plant J. 2003a. V. 34. P. 115-124.

107. Friml J., Vieten A., Sauer M.,.Weijers D., Schwarz H., Hamann T., Offringa R. & Jurgens G. Efflux-dependent auxin gradients establish the apical-basal axis of Arabidopsis II Nature. 2003b. V. 426. P. 147-153b.

108. Furner I.J. & Pumfrey J.E. Cell fate in the shoot apical meristem of Arabidopsis thaliana II Development. 1992. V. 115. P. 755-764.

109. Gallois J.L., Woodward C., Reddy G.V. & Sablowski R. Combined SHOOT MERISTEMLESS and WUSCHEL trigger ectopic organogenesis in Arabidopsis II Development. 2002. V. 129. P. 3207-3217.

110. Galweiler L., Guan C., Muller A., Wisman E., Mendgen K., Yephremov A. & Palme K. Regulation of polar auxin transport by AtPINl in Arabidopsis vascular tissue // Science. 1998. V. 282. P. 2226-2230.

111. Gegas C.V. & Doonan H.J. Expression of Cell Cycle Genes in Shoot Apical Meristems // Plant Mol. Biol. 2006. V. 60. № 6. P. 947-961.

112. Giulini A., Wang J. & Jackson D. Control of phyllotaxy by the cytokinin-inducible response regulator homologue ABPHYL1II Nature. 2004. V. 430. P. 1031-1034.

113. Gordon S.P., Heisler M.G., Reddy G.V., Ohno C., Das P. & Meyerowitz E.M. Pattern formation during de novo assembly of the Arabidopsis shoot meristem // Development. 2007. V. 134. P. 3539-3548.

114. Goto K. & Meyerowitz E.M. Function and regulation of the Arabidopsis floral homeotic gene PISTILLATAII Genes Dev. 1994. V. 8. P. 1548-1560.

115. Goto K., Kyozuka J. & Bowman J.L. Turning floral organs into leaves, leaves into floral organs // Curr. Opin. Genet. Dev. 2001. V. 11. P. 449-456.

116. GroB-Hardt R., Lenhard M. & Laux T. WUSCHEL signaling functions in interregional communication during Arabidopsis ovule development. Genes Dev. 2002. V. 16. P. 1129-1138.

117. GroB-Hardt R. & Laux T. Stem cell regulation in the shoot meristem // J. of the cell science. 2003. V. 116. P. 1659-1666.

118. Guo M., Thomas J., Collins G. & Timmermans M.C. Direct repression of KNOX loci by the ASYMMETRIC LEAVES 1 complex of Arabidopsis II Plant Cell. 2008. V. 20. P. 4858.

119. Gustafson-Brown C., Savidge B. & Yanofsky M.F. Regulation of the Arabidopsis floral homeotic genqAPETALAI II Cell. 1994. V. 76. P. 131-143.

120. Hamann T., Benkova E., Baurle I., Kientz M. & Jurgens G. The Arabidopsis BODENLOS gene encodes an auxin response protein inhibiting MONOPTEROS-mediated embryo patterning // Genes Dev. 2002. V.16. P. 1610-1615.

121. Han P., Li Q. & Zhu Y.X. Mutation of Arabidopsis BARD1 causes meristem defects by failing to confine WUSCHEL expression to the organizing center I I Plant Cell. 2008. V. 20.P.1482-1493.

122. Hardtke C.S. & Berleth T. The Arabidopsis gene MONOPTEROS encodes a transcription factor mediating embryo axis formation and vascular development // EMBO J. 1998. V. 17. P. 1405-1411.

123. Hartmann U., Hohmann S., Nettesheim K., Wisman E., Saedler H. & Huijser P. Molecular cloning of SVP, a negative regulator of the floral transition in Arabidopsis II Plant J. 2000. V. 21. P. 351-360.

124. Hay A., Kaur H., Phillips A., Hedden P., Hake S. & Tsiantis M. The gibberellin pathway mediates KNOTTED 1-type homeobox function in plants with different body plans // Curr Biol. 2002. V. 12. P. 1557-1565.

125. Hay A., Craft J. & Tsiantis M. Plant hormones and homeoboxes: bridging the gap? // Bioessays. 2004. V. 26. P. 395-404.

126. Hay A., Barkoulas M. & Tsiantis M. ASYMMETRIC LEAVES 1 and auxin activities converge to repress BREVIPEDICELLUS expression anin d promote leaf development Arabidopsis II Development. 2006. V. 133. P. 3955-3961.

127. Hempel F.D., Weigal D., Mandel M.A., Ditta G., Zambryski P., Feldman L.J. & Yanofsky M.F. Floral determination and expression of floral regulatory genes in Arabidopsis II Development. 1997. V. 124. P. 3845-3853.

128. Hill T.A., Day C.D., Zondlo S.C., Thackeray A.G. & Irish V.F. Discrete spatial and temporal cis-acting elements regulate transcription of the Arabidopsis floral homeotic gene APETALA3II Development. 1998. V. 125. P. 1711-1721.

129. Hohm T., Zitzler E. & Simon R. A dynamic model for stem cell homeostasis and patterning in Arabidopsis meristems // PLos One. 2010. V. 5 (2). P. 1-9.

130. Honma T. & Goto K. Complexes of MADS-box proteins are sufficient to convert leaves into floral organs // Nature. 2001. V. 409. P. 525-529.

131. Hjortswang H.I., Sundas-Larsson A., Bharathan G., Bozhkov P.Y., von Arnold S. & Vahala T. KNOTTED!-like homeobox genes of gymnosperm, Norway spruce, expressed during somatic embryogenesis // Plant Physiology and Biochemistry. 2002. V. 40. P. 837843.

132. Huang H., Tudor M., Su T., Zhang Y., Hu Y. & Ma H. DNA binding properties of two Arabidopsis MADS domain proteins: Binding consensus and dimer formation // Plant Cell. 1996. V. 8. P. 81-94.

133. Immink R.G.H., Gadella T.W.J., Ferrario S.I.T., Busscher M. & Angenent G.C. Analysis of MADS box protein-protein interactions in living plant cells // Proc. Nat. Acad.Sci. USA. 2002. V. 99. P. 2416-2421.

134. Immink R.G.H. & Angenent G.C. Transcription factors do it together: The hows and whys of studying protein-protein interactions // Trends in Plant Sciences. 2002. V. 7. V. 531-534.

135. Ingrame G.C., Goodrich J., Wilkinson M.D., Simon R., Haughn G.W. & Coen E.S. Parallels between UNUSUAL FLORAL ORGANS and FIMBRIATA, genes controlling flower development in Arabidopsis and Antirrhinum II Plant Cell. 1995. V. 7. P. 15011510.

136. Irish V.F. & Sussex I.M. Function of the apetala-1 gene during Arabidopsis floral development // Plant Cell. 1990. V. 2. P. 741-753.

137. Irish V.F. & Sussex I.M. A fate map of the Arabidopsis embryonic shoot apical meristem//Development. 1992. V. 115. P. 745-753.

138. Jack T., Fox G.L. & Meyerowitz E.M. Arabidopsis homeotic gene APETALA3 ectopic expression: Transcriptional and post-transcriptional regulation determine floral organ identity // Cell. 1994. V. 76. P. 703-716.

139. Jackson D. & Hake S. Control of phyllotaxy in maize by the abphyll gene // Development 1999. V. 126. P. 315-323.

140. Jacobsen S. & Olszewski N. Mutation at the SPINDLY locus of Arabidopsis alter gibberellin signal transduction // The Plant Cell. 1993. V. 5. P. 887-896.

141. Jefferson A. R., Kavanagh' A. Tony & Bevan W. M. GUS fusions: B-glucuronidase as a sensitive and versatile gene fusion marker in higher plants // The EMBO J. 1987. V.6 (13). P.3901 -3907.

142. Jenik P.D. & Irish V.F. Regulation of cell proliferation pattern by homeotic gene during Arabidopsis floral development//Development. 2000. V. 127. P. 1267-1276.

143. Jeong S., Trotochaud A.E. & Clark S.E. The Arabidopsis CLAVATA2 gene encodes a receptor-like protein required for the stability of the CLAVATA1 receptor-like kinase // Plant Cell. 1999. V. 11. P. 1925-1934.

144. Jofuku K.D., den Boer B.G.W., Van Montagu M. & Okamuro J.K. Control of Arabidopsis flower and seed development by the homeotic gene // Plant Cell. 1994. V.6. P. 1121-1125.

145. Kempin S.A., Savidge B. & Yanofsky M.F. Molecular basis of the cauliflower phenotype in Arabidopsis II Science. 1995. V. 267. P. 522-525.

146. Kleine-Vehn J. & Friml J. Polar targeting and endocytic recycling in auxin-dependent plant development // Annu. Rev. Dev. Biol. 2008a. V. 24. P. 447-473.

147. Kleine-Vehn J., Leitner J., Zwiewka M., Sauer M., Abas L., Luschnig C. & Friml J. Differential degradation of PIN2 auxin efflux carrier by retromer-dependent vacuolar targeting // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008b. V. 105. P. 17812-17817.

148. Klucher K.M., Chow H., Reiser L. & Fischer R.L. The AINTEGUMENTA gene of Arabidopsis required for ovule and female gametophyte development is related to the floral homeotic gen&APETALA2 //Plant Cell. 1996. V. 8. P. 137-153.

149. Known C.S., Chen C. & Wagner D. WUSCHEL is a primary target for transcriptional regulation by SPLAYED in dynamic control of stem cell fate in Arabidopsis II Genes Dev. 2005. V. 19. P. 992-1003.

150. Kohler C., Hennig L., Spillane C., Pien S., Gruissem W. & Grossniklaus U. The Polycomb-group protein MEDEA regulates seed development by controlling expression of the MADSbox gene PHERES1II Genes Dev. 2003. V. 17. P. 1540-1553.

151. Kondo T., Sawa S., Kinoshita A., Mizuno S., Kakimoto T., Fukuda H. & Sakagami Y. A plant peptide encoded by CLV3 identified by in situ MALDI-TOF MS analysis // Science. 2006. V. 313. P. 845-848.

152. Kramer E.M., Dorit R.L. & Irish V.F. Molecular evolution of genes controlling petal and stamen development: duplication and divergence within the APETALA3 and PISTILLATA MADS box gene lineages // Genetics. 1998. V. 149. P. 765-783.

153. Kramer E.M. Evolution of Genetic Mechanisms Controlling Petal and Stamen Development. PhD Thesis. Yale University. New Haven. Connecticut. 2000.

154. Krizek B.A. & Meyerowitz E.M. The Arabidopsis homeotic genes APETALA3 and PISTILLATA are sufficient to provide the В class organ identity function // Development. 1996. V. 112. P. 11-22.

155. Krizek B.A. & Fletcher J.C. Molecular mechanisms of flower development: an armchair guide // Nat. Rev. Genet. 2005. V. 6. P. 688-698.

156. Krizek B.A. Arabidopsis: Flower Development and Patterning. In: Encyclopedia of Life Sciences (ELS). John Wiley & Sons Ltd. 2009. P. 1-9.

157. Kuhlemeier C. & Reinhardt D. Auxin and phyllotaxix // Trends Plant Sci. 2001. V. 6. P. 187-189.

158. Kusaba S., Kano-Murakami Y., Matsuoka M., Tamaoki M., Sakamoto Т., Yamaguchi I. & Fukumoto M. Alteration of hormone levels in transgenic tobacco plants overexpressing the rice homeobox gene OSH1II Plant Physiology. 1998. V. 116. P. 471-476.

159. Lamb R.S. & Irish V.F. Functional divergence within the APETALA3/PISTILLAТА floral homeotic gene lineages. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. P. 6558-6563.

160. Laux Т., Mayer K.F., Berger J. & Jurgens G. The WUSCHEL gene is required for shoot and floral meristem integrity in Arabidopsis II Development. 1996. V. 122. P. 87-96.

161. Leibfried A., To J.P.C., Busch W., Stehling S„ Kehle A., Demar M., Kieber J.J. & Lohmann J.U. WUSCHEL controls meristem function by direct regulation of cytokinin-inducible response regulators // Nature. 2005. V. 438. P. 1172-1175.

162. Lenhard M., Bohnert A., Ju" rgens G. & Laux T. Termination of stem cell maintenance in Arabidopsis floral meristems by interactions between WUSCHEL and AGAMOUS // Cell. 2001. V. 105. P. 805-814.

163. Lenhard M., Jurgens G. & Laux T. The WUSCHEL and SHOOTMERISTEMLESS genes fulfil complementary roles in Arabidopsis shoot meristem regulation // Development. 2002. V. 129. P. 3195-206.

164. Leyser H.L.O. & Furner I.J. Characterisation of three shoot apical meristem mutants of Arabidopsis thaliana II Development. 1992. V. 116. P. 397-403.

165. Lewis D.R., Miller N.D., Splitt B.L., Wu G.S. & Spalding E.P. Separating the roles of acropetal and basipetal auxin transport on gravitropism with mutations in two

166. Arabidopsis Multidrug Resistance-Like ABC transporter genes // Plant Cell. 2007. V. 19. P. 1838-1850.

167. Li Y., Hagen G. & Guilfoyle T.J. Altered morphology in transgenic tobacco plants that overproduce cytokinins in specific tissues and organs // Developmental Biology. 1992. V. 153. P.386-395.

168. Liljegren S.J., Ditta G.S., Eshed Y., Savidge B., Bowman J.L. & Yanofsky M.F. SHATTERPROOF MADS-box genes control seed dispersal in Arabidopsis II Nature. 2000. V. 404. P. 766-770.

169. Lin R. & Wang H. Two homologous ATP-binding cassette transporter proteins, AtMDRl and AtPGPl, regulate Arabidopsis photomorphogenesis and root development by mediating polar auxin transport I I Plant Physiol. 2005. V. 138. P. 949-964.

170. Liu C., Zhou J., Bracha-Drori K., Yalovsky S., Ito T. & Yu H. Specification of Arabidopsis floral meristem identity by repression of flowering time genes // Development. 2007. V. 134. № 10. P. 1901-1910.

171. Liu C., Thong Z. & Yu H. Coming into bloom: the specification of floral meristems // Development. 2010. V. 136. P. 3379-3391.

172. Liu Z. & Meyerowitz E.M. LEUNIG regulates AGAMOUS expression in Arabidopsis flowers. Development. 1995. V. 121. P. 975-991.

173. Liu Z., Franks R.G. & Klink V.P. Regulation of gynoecium marginal tissue formation by LEUNIG and AINTEGUMENTA // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1879-1891.

174. Lohmann J.U., Lohmann J.U., Hong R.L., Hobe M., Busch M., Parcy F., Simon R. & Weigel D. A molecular link between stem cell regulation and floral patterning in Arabidopsis II Cell. 2001. V. 105. P. 793-803.

175. Lohmann J.U. & Weigel D. Building beauty: The genetic control of floral patterning //Dev. Cell. 2002. V. 2. P. 135-142.

176. Long J.A., Moan E.I., Medford J.I. & Barton M.K. A member of the KNOTTED class of homeodomain proteins encoded by the STM gene of Arabidopsis II Nature. 1996. V. 379. P. 66-69.

177. Long J.A. & Barton M.K. The development of apical embryonic pattern in Arabidopsis II Development. 1998. V. 125. P. 3027-3035.

178. Long J. & Barton M. K. Initiation of axillary and floral meristems in Arabidopsis II Dev. Biol. 2000. V. 218. P. 341-353.

179. Luschnig C., Gaxiola R.A., Grisafi P. & Fink G.R. EIR1, a rootspecific protein involved in auxin transport, is required for gravitropism in Arabidopsis thaliana II Genes Dev. 1998. V. 12. P. 2175-2187.

180. Lyndon R.F. The shoot apical meristem: its growth and development. Cambridge: Cambridge University Press. 1998.

181. Lynn K., Fernandez A., Aida M., Sedbrook J., Tasaka M., Masson P. & Barton M.K. The PINHEAD/ZWILLE gene acts pleiotropically in Arabidopsis development and has overlapping functions with the ARGONAUTE1 gene // Development. 1999. V. 126. P. 469481.

182. Mandel M.A., Gustafson-Brown C., Savidge B. & Yanofsky M.F. Molecular characterization of the Arabidopsis floral homeotic gene APETALA1II Nature 1992. V. 360. P. 273-277.

183. Mandel M.A. & Yanofsky M.F. A gene triggering flower development in Arabidopsis. Nature. 1995. V. 377. P. 522-524.

184. Mauseth J.D. Giant shoot apical meristems in Cacti have ordinary leaf primordia but altered phyllotaxy and shoot diameter // Annals of Botany. 2004. V. 94. P. 145-153.

185. Mayer K.F.X., Schoof H., Haecker A., Lenhard M. & Ju" rgens G. Role of WUSCHEL in regulating stem cell fate in the Arabidopsis shoot meristem // Cell. 1998. V. 95. P. SOS-SIS.

186. McConnell J.R. & Barton M.K. Effect of mutations in the PINHEAD gene of Arabidopsis in the formation of shoot apical mersitems // Dev Genet. 1995. V. 16. P. 258— 366.

187. McGonigle B., Bouhidel K. & Irish V.F. Nuclear localization of the Arabidopsis APETALA3 and PISTILLATA homeotic gene products depends on their simultaneous expression//Genes Dev. 1996. V. 10. P. 1812-1821.

188. Mele G., Ori N., Sato Y., Hake S. The knotted 1-like homeobox gene BREVIPEDICELLUS regulates cell differentiation by modulating metabolic pathways. Genes & Development. 2003. V. 17. P. 2088-2093.

189. Morita Y. & Kyozuka J. Characterization of OsPID, the rice ortholog of PINOID, and its possible involvement in the control of polar auxin transport // Plant Cell Physiol. 2007. V. 48. P. 540-549.

190. Moussian B., Schoof H., Haecker A., Ju'rgens & G. Laux T. Role of the ZWILLE gene in the regulation of central shoot meristem cell fate during Arabidopsis embryogenesis //EMBO J. 1998. V. 17. P. 1799-1809.

191. Mravec J., Kubes M., Bielach A., Gaykova V., Petrasek J., Skupa P., Chand S., Benkova E., Zazimalova E. & Friml J. Interaction of PIN and PGP transport mechanisms in auxin distribution-dependent development // Development. 2008. V. 135. P. 3345-3354.

192. Muller A., Guan C., Galweiler L., Tanzler P., Huijser P., Marchant A., Parry G., Bennett M., Wisman E. & Palme K. AtPIN2 defines a locus of Arabidopsis for root gravitropism control // EMBO J. 1998. V. 17. P. 6903-6911.

193. Muller R., Borghi L., Kwiatkowska D., Laufs P. & Simon R. Dynamic and compensatory responses of Arabidopsis shoot and floral meristems to CLV3 signaling // Plant Cell. 2006. V. 18. P. 1188-1198.

194. Muller R., Bleckmann A. & Simon R. The receptor kinase CORYNE of Arabidopsis transmits the stem cell-limiting signal CLAVATA3 independently of CLAVATA1 // Plant Cell. 2008. V. 20. P. 934-946.

195. Murphy A.S., Hoogner K.R., Peer W.A. & Taiz L. Identification, purification, and molecular cloning of N-l-naphthylphthalmic acid-binding plasma membrane-associated aminopeptidases from Arabidopsis // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 935-950.

196. Nag A., Yang Y., & Jack T. DORNROSCHEN-LIKE, an AP2 gene, is necessary for stamen emergence in Arabidopsis II Plant Molecular Biology. 2007. V. 65. №. 3. P. 219-32.

197. Nemhauser J.L., Zambryski P.C. & Judith L.R. Auxin signaling in Arabidopsis flower development ? // Current Opinion in Plant Biology. 1998. V. 1. P. 531-535.

198. Newman K.L., Fernandez A.G. & Barton M.K. Regulation of axis determinacy by the Arabidopsis PINHEAD gene // Plant Cell. 2002. V. 14. P. 3029-3042.

199. Ng M. & Yanofsky M.F. Activation of the Arabidopsis B class homeotic genes by APETALA1II Plant Cell. 2001. V. 13. P. 739-753.

200. Nillsson O., Lee I., Blazques M.A. & Weigel D. Flowering time genes modulate the response to LEAFY activity. Genetics. 1998. V. 150. P. 403-410.

201. Noh B., Murphy A.S. & Spalding E.P. Multidrug resistance-like genes of Arabidopsis required for auxin transport and auxin-mediated development // Plant Cell. 2001. V. 13. P. 2441-2454.

202. Noh B., Bandyopadhyay A., Peer W.A., Spalding E.P. & Murphy A.S. Enhanced gravi- and phototropism in plant mdr mutants mislocalizing the auxin efflux protein PIN1 // Nature. 2003. V. 423. P. 999-1002.

203. Ogawa M., Shinohara H., Sakagami Y. & Matsubayashi Y. Arabidopsis CLV3 peptide directly binds CLV1 ectodomain // Science. 2008. V. 319. P. 294.

204. Oka M., Ueda J., Miyamoto K. & Okada K. Activities of auxin polar transport in inflorescence axes of flower mutants of Arabidopsis thaliana: relevance of flower formation and growth // J. Plant Res. 1998. V. 111. P. 407-410.

205. Okada K. & Shimura Y. Reversible root-tip rotation in Arabidopsis seedlings induced by obstacle-touching stimulus // Science. 1990. V. 250. P. 274-276.

206. Okada K., Ueda J., Komaki M.K., Bell C.J. & Shimura Y. Requirement of the auxin polar transport-system in early stages of Arabidopsis floral bud formation // Plant Cell. 1991. V.3.P. 677-684.

207. Okamuro J.K., den Boer B.G., Lotys-Prass C., Szeto W. & Jofuku K.D. Flowers into shoots: Photo and hormonal control of a meristem identity switch in Arabidopsis II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 13831-13836.

208. Okamuro J.K., Caster B., Villarroel R„ Van Montagu M. & Jofuku K.D. The AP2 domain of APETALA2 defines a large new family of DNA binding proteins in Arabidopsis II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997a. 94, 7076-7081.

209. Okamuro J.K., Szeto W., Lotys-Prass C. & Jofuku K.D. Photo and hormonal control of meristem identity in the Arabidopsis flower mutants apetala2 and apetalal // Plant Cell. 1997b. V. 9. P. 37-47.

210. Ori N., Eshed Y., Chuck G., Bowman J. L. & Hake S. Mechanisims that control knox genes expression in the Arabidopsis shoot // Development. 2000. V. 127. P. 55235532.

211. Parcy F., Nilsson O., Busch M.A. & Weigel D. A genetic framework for floral patterning//Nature. 1998. V. 395. P. 561-566.

212. Paponov I.A, Teale W.D., Trebar M., Blilou I. & Palme K. The PIN auxin efflux facilitators: Evolutionary and functional perspectives // Trends Plant Sci. 2005. V. 10. P. 170-177.

213. Parry G., Delbarre A., Marchant A., Swarup R., Napier R., Perrot-Rechenmann C. & Bennett M.J. Novel auxin transport inhibitors phenocopy the auxin influx carrier mutation auxl // Plant J. 2001. V. 25. P. 399-406.

214. Pelaz S., Ditta G.S., Baumann E., Wisman E. & Yanofsky M.F. B and C floral organ identity functions require SEPALLATA MADS-box genes // Nature 2000. V. 405. P. 200203.

215. Pelaz S., Gustafson-Brown C., Kohalmi S.E., Crosby W.L. & Yanofsky M.F. APETALA1 and SEPALLATA3 interact to promote flower development // Plant J. 2001a. V. 26. P. 385-394.

216. Pelaz S., Tapia-Lopez R., Alvarez-Buylla E.R. & Yanofsky M.F. Conversion of leaves into petals in Arabidopsis II Curr. Biol. 2001b. V. 11. P. 182-184.

217. Peng J., Carol P., Richards D.E., King K.E., Cowling R.J., Murphy G.P. & Harberd N.P. The Arabidopsis GAI gene defines a signaling pathway that negatively regulates gibberellin responses // Genes Dev. 1997. V. 11. P. 3194-3205.

218. Petrasek J. & Friml J. Auxin transport routes in plant development // Development. 2009. V. 136. P. 2675-2688.

219. Pham T. & Sinha N. Role of KNOX genes in shoot development of Welwitschia mirabilis // International Journal of Plant Sciences. 2003. V. 164. P. 333-343.

220. Przemeck G.K., Mattsson J., Hardtke C.S., Sung Z.R. & Berleth T. Studies on the role of the Arabidopsis gene MONOPTEROS in vascular development and plant cell axialization I I Planta. 1996. V. 200. P. 229-237.

221. Piazza P., Jasinski S. & Tsiantis M. Evolution of leaf developmental mechanism // New Phytologist. 2005. V. 167. P. 693-710.

222. Pinyopich A., Ditta G.S., Savidge B., Liljegren S.J., Baumann E., Wisman E. & Yanofsky M.F. Assessing the redundancy of MADS-box genes during carpel and ovule development //Nature. 2003. V. 424. P. 85-88.

223. Pnueli L., Hareven D., Broday L., Hurwitz C. & Lifschitz E. The TM5 MADS box gene mediates organ differentiation in the three inner whorls of tomato flowers // Plant Cell. 1994. V. 6. P. 175-186.

224. Reinhardt D., Mandel T. & Kuhlemeier C. Auxin regulates the initiation and radial position of plant lateral organs // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 507-518.

225. Reinhardt D., Pesce E.R., Stieger P., Mandel T., Baltensperger K., Bennett M., Traas J., Friml J. & Kuhlemeier C. Regulation of phyllotaxis by polar auxin transport // Nature. 2003. V. 426. P. 255-260.

226. Riechmann J.L., Krizek B.A. & Meyerowitz E.M. Dimerization specificity of Arabidopsis MADS domain homeotic proteins APETALA1, APETALA3, PISTILLATA and AGAMOUS // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996a. V. 93. P. 4793-4798.

227. Riechmann J.L., Wang,M. & Meyerowitz E.M. DNA binding properties of Arabidopsis MADS domain homeotic proteins APETALA1, APETALA3, PISTILLATA and AGAMOUS. Nucleic Acids Res. 1996b. V. 24. P. 3134-3141.

228. Riechmann J.L. & Meyerowitz E.M. MADS domain proteins in plant development // Biol. Chem. 1997. V. 378. P. 1079-1101.

229. Riechmann J.L. & Meyerowitz E.M. The AP2/EBEBP family of plant transcription factors // Biol. Chem. 1998. V. 379. P. 633-646.

230. Roeder A.H.K., Chickarmanel V., Cunha A., Obara B., Manjunath B.S. & Meyerowitz E.M. Variability in the control of cell division underlies sepal epidermal patterning in Arabidopsis thaliana II PLoS Biology. 2010. V. 8. № 5.

231. Roman G., Lubarsky B., Kieber J.J., Rothenberg M. & Ecker J.R. Genetic-analysis of ethylene signal transduction in Arabidopsis thaliana: five novel mutant loci integrated into a stress-response pathway//Genetics. 1995. V. 139. P. 1393-1409.

232. Sablowski R. The dynamic plant stem cell niches // Curr. Opin. Plant Biol. 2007. V. 10. P. 639-644.

233. Sakamoto T., Kamiya N., Ueguchi-Tanaka M., Iwahori S. & Matsuoka M. KNOX homeodomain protein directly suppresses the expression of a gibberellin biosynthetic gene in the tobacco shoot apical meristem // Genes & Development 2001. V. 15. P. 581-590.

234. Schneeberger R.G., Becraft P.W., Hake S. & Freeling M. Ectopic expression of the knox homeo box gene rough sheath 1 alters cell fate in the maize leaf // Genes & Development. 1995. V. 9. P. 2292-2304.

235. Schoof H., Lenhard M., Haecker A., Mayer K.F., Ju" rgens G. & Laux T. The stem cell population of Arabidopsis shoot meristems in maintained by a regulatory loop between the CLAVATA and WUSCHEL genes // Cell. 2000. V. 100. P. 635-644.

236. Schultz E.A. & Haughn G.W. LEAFY, a homeotic gene that regulates inflorescence development in Arabidopsis II Plant Cell. 1991. V. 3. P. 771-781.

237. Sentoku N., Sato Y. & Matsuoka M. Overexpression of rice OSH genes induces ectopic shoots on leaf sheaths of transgenic rice plants // Developmental Biology. 2000. V. 220. P. 358-364.

238. Sharma V.K., Carles C. & Fletcher J.C. Mantenance of stem cell populations in plants // PNAS. 2003. V. 100. P. 11823-11829.

239. Shpak E.D., McAbee J.M., Pillitteri L.J., Torii K.U. Stomatal patterning and differentiation by synergistic interactions of receptor kinases // Science. 2005. V. 309. P. 290-293.

240. Simon R., Carpenter R., Doyle S. & Coen E. Fimbriata controls flower development by mediating between meristem and organ identity genes // Cell. 1994. V. 78. P. 99-107.

241. Sinha N.R., Williams R.E. & Hake S. Overexpression of the maize homeo box gene, KNOTTED-1, causes a switch from determinate to indeterminate cell fates // Genes & Development. 1993. V. 7. P. 787-795.

242. Skirpan A., Culler A. H., Gallavotti A., Jackson D., Cohen J.D. & McSteen P. BARREN INFLORESCENCE2 interaction with ZmPINla suggests a role in auxin transport during maize inflorescence development // Plant Cell Physiol. 2009. V. 50. P. 652-657.

243. Sridhar V.V., Surendrarao A. & Liu Z. APETALA1 and SEPALLATA3 interact with SEUSS to mediate transcription repression during flower development // Development. 2006. V. 133. P. 3159-3166.

244. Steinmann T., Geldner N., Grebe M., Mangold S., Jackson C.L., Paris S., Galweiler L., Palme K. & Jurgens G. Coordinated localization of auxin offluxe carrier PIN1 by GNOM ARF GEF // Science. 1999. V. 286. P. 316-318.

245. Stewart R.N. & Dermen H. Determination of number and mitotic activity of shoot apical initial cells by analysis of mericlinal chimeras // Am J Bot. 1970. V. 57. P. 816-826.

246. Su Y.H., Zhao X.Y., Liu Y.B., Zhang C.L., O'Neill S.D., Zhang X.S. Auxin-induced WUS expression is essential for embryonic stem cell renewal during somatic embryogenesis in Arabidopsis II Plant J. 2009. V. 59. P. 448-460.

247. Su H.Y., Liu Y.B., Zhang X.S. Auxin-Cytokinin Interaction Regulates Meristem Development // Molecular Plant. 2011. V. 4 (4). P. 616-625.

248. Taguchi-Shiobara F., Yuan Z., Hake S. & Jackson D. The fasciated ear2 gene encodes a leucine-rich repeat receptor-like protein that regulates shoot meristem proliferation in maize // Genes & Development. 2001. V. 15. P. 2755-2766.

249. Takada S., Hibara K., Ishida T., Tasaka M. The CUP-SHAPED COTYLEDON 1 gene of Arabidopsis regulates shoot apical meristem formation // Development. 2001. V. 128. P. 1127-1135.

250. Tanaka-Ueguchi M., Itoh H., Oyama N., Koshioka M. & Matsuoka M. Overexpression of a tobacco homeobox gene, NTH15, decreases the expression of a gibberellin biosynthetic gene encoding GA 20-oxidase // Plant Journal. 1998. V. 15. P. 391-400.

251. TheiBen G., Kim J. & Saedler H. Classification and phylogeny of the MADS-box multigene family suggest defined roles of MADS-box gene subfamilies in the morphological evolution of eukaryotes // J. Mol. Evol. 1996. V. 43. P. 484-516.

252. TheiBen G., Becker A., Di Rosa A., Kanno A., Kim J.T.M., Winter K.-U. & Saedler H. A short history of MADS box genes in plants // Plant Mol. Biol. 2000. V. 42. P. 115149.

253. Theissen G. Development of floral organ identity: Stories from the MADS house // Curr. Opin. Plant Biol. 2001a. V. 4. P. 75-85.

254. Theissen G. & Saedler H. Floral quartets // Nature. 2001b. V. 409. P. 469-471.

255. Tilly J., Allen D.W. & Jack T. The CArG boxes in the promoter of the Arabidopsis floral organ identity gene APETALA3 mediate diverse regulatory effects // Development. 1998. 125. 1647-1657.

256. Timmermans M.C., Hudson A., Becraft P.W. & Nelson T. ROUGH SHEATH2: a Myb protein that represses knox homeobox genes in maize lateral organ primordial // Science. 1999. V. 284. P. 151-153.

257. Timpte C., Lincoln C.J., Pickett S.B., Turner J. & Estelle M. The AXR1 and AUX1 genes of function in separate auxin-response pathways // Plant. J. 1995. V. 8. P. 561-519.

258. Tsiantis M., Brown M.I., Skibinski G. & Langdale J.A. Disruption of auxin transport is associated with aberrant leaf development in maize // Plant Physiology. 1999a. V. 121. P. 1163-1168.

259. Tucker M.R., Hinze A., Tucker E.J., Takada S., Jurgens G. & Laux T. Vascular signalling mediated by ZWILLE potentiates WUSCHEL function during shoot meristem stem cell development in the Arabidopsis embryo // Development. 2008. V. 17. P. 28392843.

260. Ulmasov T., Murfett J., Hagen G. & Guilfoyle T.J. Aux/IAA proteins repress expression of reporter genes containing natural and highly active synthetic auxin response elements // Plant Cell. 1997. V. 9. P. 1963-1971.

261. Utsuno K., Shikanai T., Yamada Y. & Hashimoto T. AGR, an agravitropic locus of Arabidopsis thaliana, encodes a novel membrane-protein family member // Plant Cell Physiol. 1998. V. 39.1111-1118.

262. Vernoux T., Kronenberger J., Grandjean O., Laufs P. & Traas J. PIN-FORMED 1 regulates cell fate at the periphery of the shoot apical meristem // Development. 2000. V. 127. P. 5157-5165.

263. Vieten A., Vanneste S., Wisniewska J., Benkova E., Benjamins R., Beeckman T., Luschnig C. & Friml J. Functional redundancy of PIN proteins is accompanied by auxindependent cross-regulation of PIN expression // Development. 2005. V. 132. P. 45214531.

264. Vollbrecht E., Veit B., Sinha N. & Hake S. The developmental gene Knotted-1 is a member of a maize homeobox gene family // Nature. 1991. V. 350. P. 241-243.

265. Vollbrecht E., Reiser L. & Hake S. Shoot meristem size is dependent on inbred background and presence of the maize homeobox gene, knottedl H Development. 2000. V. 127. P. 3161-3172.

266. Wagner D., Sablowski R.W.M. & Meyerowitz E.M. Transcriptional activation of APETALA1 by LEAFY // Science. 1999. V. 285. P. 582-584.

267. Wagner D., Meyerowitz E.M. SPLAYED, a novel SWI/SNF ATPase homolog, controls reproductive development in Arabidopsis II Current Biology. 2002. V.12. № 2. P. 85-94.

268. Wagner D. Flower morphogenesis: timing is key // Dev. Cell. 2009. P. 621-622.

269. Weigel D., Alvarez J., Smyth D.R., Yanofsky M.F. & Meyerowitz E.M. LEAFY controls floral meristem identity in Arabidopsis II Cell. 1992. V. 69. P. 843-859.

270. Weigel D. & Meyerowitz E.M. Activation of floral homeotic genes in Arabidopsis II Science. 1993. V. 261. P. 1723-1726.

271. Weigel D. & Meyerowitz E.M. The ABCs of floral homeotic genes // Cell. 1994. V. 78. P. 203-209.

272. Weigel D. & Nilsson O. A developmental switch sufficient for flower initiation in diverse plants // Nature. 1995. V. 377. P. 495-500.

273. Weigel D. & Jurgens G. Stem cells that make stems // Nature. 2002. V. 415. P. 751754.

274. Weiss D. & Ori N. Mechanisms of cross talk between gibberellins and other hormones //Plant Physiology. 2007. V. 144. P. 1240-1246.

275. Woodward A.W. & Bartel B. Auxin: regulation, action, and interaction // Annals of Botany. 2005. V. 95. P. 707-735.

276. Wu G.S., Lewis D.R. & Spalding E.P. Mutations in Arabidopsis multidrug resistance-like ABC transporters separate the roles of acropetal and basipetal auxin transport in lateral root development // Plant Cell. 2007. V. 19. P. 1826-1837.

277. Xu B., Li Z., Zhu Y., Wang H., Ma H., Dong A. & Huang H. Arabidopsis genes AS1, AS2 and JAG negatively regulate boundary specifying genes to promote sepal and petal development//Plant Physiology. 2008. V. 146. P. 566-575.

278. Yadav K.R., Girke T., Pasala S., Xie M. & Reddy G.V. Gene expression map of the Arabidopsis shoot apical meristem stem cell niche // Plant Biol. 2009. V. 106 (№ 3). P. 4941-4946.

279. Yang Y., Fanning L. & Jack T. The K domain mediates heterodimerization of the Arabidopsis floral organ identity proteins APETALA3 and PISTILLATA // Plant J. 2003a. V. 33. P. 47-59.

280. Yang Y., Xiang H. & Jack T. Pistillata-5, an Arabidopsis B class mutant with strong defects in petal but not stamen development. Plant J. 2003b. 33. P. 177-188.

281. Yanofsky M.F., Ma H., Bowman J.L., Drews G.N., Feldmann K.A. & Meyerowitz E.M. The protein encoded by the Arabidopsis homeotic gene AGAMOUS resembles transcription factors // Nature. 1990. V. 346. P. 35-39.

282. Yanofsky M.F. Floral meristems to floral organs: Genes controlling early events in Arabidopsis flower development // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1995. V. 46. P. 167-188.

283. Yu H., Ito T., Wellmer F. & Meyerowitz E.M. Repression of AGAMOUS-LIKE 24 is a crucial step in promoting flower development //Nat. Genet. 2004. V. 36. P. 157-161.

284. Zazimalova E., Krecek P., Skupa P., Hoyerova K. & Petrasek J. Polar transport of the plant hormone auxin: the role of PIN-FORMED (PIN) proteins // Cell. Mol. Life Sci. 2007. V. 64. P. 1621-1637.

285. Zazimalova E., Murphy A.S., Haibing Y., Hoyerova K. & Hosek P. Auxin Transporters—Why So Many? // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2010. P. 1-14.

286. Zhao Y., Medrano L., Ohashi K„ Fletcher J.C., Yu H., et al. HANABA TARANU is a GATA transcription factor that regulates shoot apical meristem and flower development in Arabidopsis II Plant Cell. 2004. V. 16. P. 2586-2600.

287. Zhao Z., Andersen S.U., Ljung K., Dolezal K., Miotk A., Schultheiss SJ. & Lohmann J.U. Hormon control of the shoot stem-cell niche // Nature. 2010. V. 465. P. 10891092.

288. Zgurski J.M., Sharma R., Bolokoski D.A. & Schultz E.A. Asymmetric auxin response precedes asymmetric growth and differentiation of asymmetric leafl and asymmetric leaf2 Arabidopsis leaves // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 77-91.

Информация о работе

Кавай-оол, Урана Николаевна
доктора биологических наук
Москва, 2012
ВАК 03.02.07

Диссертация

Взаимодействие генетических и фитогормональных факторов в контроле развития растений - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы