Влияние психолептиков на активность основных карбоксипептидаз в тканях самцов крыс

Правосудова, Наталья Александровна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Влияние психолептиков на активность основных карбоксипептидаз в тканях самцов крыс
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Влияние психолептиков на активность основных карбоксипептидаз в тканях самцов крыс"

На правах рукописи

Правосудова Наталья Александровна

ВЛИЯНИЕ ПСИХОЛЕПТИКОВ НА АКТИВНОСТЬ ОСНОВНЫХ КАРБОКСИПЕПТИДАЗ В ТКАНЯХ САМЦОВ КРЫС

Специальность: 03.00.04 - биохимия

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва 2006

Работа выполнена на кафедре биохимии естественно-географического факультета Пензенского государственного педагогического университета

имени В.Г. Белинского

Научный руководитель: доктор биологических наук, профессор Гснгин Михаил Трофимович

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор Егорова Татьяна Алексеевна

доктор медицинских наук Балашов Александр Михайлович

Ведущая организация: Ростовский государственный университет

Защита состоится "-£9" декабря 2006 г. в /¿> часов на заседании Диссертационного Совета Д 212.154.17 при Московском педагогическом государственном университете по адресу: Москва, ул. Кибальчича, д. 6, корп. 5, ауд. 506,

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Московского педагогического государственного университета по адресу: 119992, Москва, ГСП-2, ул. М. Пироговская, д. 1.

Автореферат разослан " " _2006 года.

Ученый' секретарь Диссертационного совета

Холмогорова Н.В.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Психические заболевания занимают в современной медицине довольно обширную нишу болезней человека. Их можно отнести к группе наиболее трудно излечимых. Учитывая высокий риск возникновения психических расстройств, в том числе из-за роста в современном мире различных стрессовых воздействий, экологических факторов, актуальной является проблема профилактики и лечения патологии нервной системы.

В психофармакологии широко используются препараты, действующие на медиаторные системы (Машковский М.Д., 2002, Christopoulos А., 2002, Wang Y., 2004). Общепризнано, что галоперидол является антагонистом дофаминовых, а диазепам - агонистом бензодиазепиновых рецепторов (Машковский М.Д., 2002, Haefely W.E., 1978, Strange P.G., 1998). Однако многообразие фармакологических эффектов этих препаратов трудно объяснить только с этой позиции. В последнее время обсуждается вопрос об участии пептидергической системы в механизмах действия психолептиков (De Wied D., 2002, Holmes A., 2003, Holsboer F., 2003). Установлено при этом, что введение галоперидола и диазепама приводит к нарушению баланса ряда пептидов, участвующих в развитии стресс-реакции (АКТГ, энкефалинов, вещества Р), психических болезней (кортикотропин-рилизинг фактора, нейротензина, вещества Р,;холецистокинина) и других регуляторных пептидов (Angulo J.А., 1987, Brodin Е„ 1994, Nemeroff C.B., 1980, Pivac N.. 1993, Vargas M.A., 1998). Однако механизм влияния психолептиков на уровень биологически активных пептидов до сих пор остается неизученным.

Содержание регуляторных пептидов в организме зависит от соотношения скоростей их синтеза и распада (Hsueh W.A., 1984, Khanna A.S., 1988). Нейропептиды синтезируются в виде высокомолекулярных предшественников, которые активируются при ограниченном расщеплении пептид-гидролазами (процессинге) (Chretien M., 1984, Harmar A.J., 1987; Steiner D.F., 1991). В конечной стадии процессинга участвуют основные карбоксипептидазы — ферменты, катализирующие отщепление остатков аргинина и лизина с С-конца предшественников регуляторных пептидов (Flicker L.D., 1982, Supattapone S., 1984, Генган М.Т., 2002, Вернигора А.Н., 2003). Од ним из основных ферментов, участвующих в биосинтезе таких нейропептидов как АКТГ (Hook V.Y.H., 1984), энкефалины (Frickcr L.D., 1983), вещество Р (Chesselet M.F., 1988), гормон роста (Chen C.L., 1983), пролактин (Chen C.L., 1983) является карбоксилептидаза H (КПН) (КФ 3.4.17.10). Известно также, что в обмен энкефалинов и других нейропептидов в организме вовлекается карбоксилептидаза M (КПМ) (КФ 3.4.17.12) (Deddish P.A., 1990). Фермент участвует в инактивации или модулировании активности пептидных гормонов до или после их взаимодействия с рецепторами (Skidgel R.A., 1989). Вместе с тем предполагают, что функции недавно обнаруженной ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы (ФМСФ-КП) сходны с таковыми КП H (Генгин М.Т., 2002). Однако биологическая роль этого фермента практически остается неясной.

Таким образом, изучение активности КП Н, ФМСФ-КП и КП М в отделах мозга и органах крыс при введении психолептиков может способствовать уточнению биологаческой роли этих ферментов, а также выяснению молекулярных механизмов взаимодействия дофамин- и ГАМК-ергических систем с пептидергической.

Целью настоящей работы было выяснение роли основных карбоксипептидаз (карбоксипептидазы Н, фенилметилсульфонилфторид-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы М) в механизмах действия психолептиков на пептидергическую систему.

При выполнении работы были поставлены следующие задачи:

1. Исследование однократного введения диазепама и галоперидола на активность карбоксипептидазы Н, фенилметилсульфонилфгорид-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы М в головном мозге, надпочечниках и семенниках крыс через различные промежутки времени.

2. Изучение изменения активности исслсдусмых карбоксипептидаз в тканях самцов крыс через различные сроки после хронического введения диазепама и галоперидола.

3. Исследование активности карбоксипептидазы Н, ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы М in vitro при действии аналогичных доз данных препаратов.

Научная новизна и практическая ценность работы. Впервые изучено влияние галоперидола и диазепама на активность КПН, ФМСФ-КП и КПМ в тканях крыс. Показано, что активность ферментов различным образом изменяется в отделах мозга и органах животных при однократном и хроническом введении изучаемых психолептиков. Установлена зависимость изменения активности исследуемых ферментов от времени после введения препаратов.

Полученные результаты представляют интерес для понимания механизмов функционирования пептидергических систем и роли основных карбоксипептидаз в реализации этих механизмов при введении психолептиков. Полученные данные могут быть использованы при разработке фармакологических препаратов для коррекции деятельности пептидергических систем при психических заболеваниях.

Положения, выносимые на защиту.

1. Особенности изменения активности основных карбоксипептидаз в тканях крыс при остром и хроническом действии галоперидола и диазепама.

2. Зависимость активности КП Н, КП М и ФМСФ-КП от типа психолептика, времени после воздействия и изучаемой ткани.

3. Характеристика исследуемых карбоксипептидаз, как факторов, регулирующих уровень биологически активных пептидов, и как инструментов в механизмах действия психолептиков.

международной конференции «Нейроспецифические метаболиты и энзимологические основы деятельности центральной нервной системы» (Пенза, сентябрь 2006 г.) и па итоговых научных конференциях ПГПУ (2004, 2005 гг.). По теме диссертации опубликовано 6 работ.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 156 страницах машинописного текста и состоит из 6 разделов: введения, обзора литературы по теме диссертации (I глава), материалов и методов исследования (II глава), результатов (III глава), обсуждения (IV глава), выводов. Работа иллюстрирована 6 рисунками, 19 таблицами и 1 схемой. Список литературы содержит 336 наименований на русском и иностранных языках.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Объектом исследования служили гипоталамус, четверохолмие, мозжечок, стриатум, гиппокамп, большие' полушария, гипофиз, надпочечники и семенники самцов лабораторных белых беспородных крыс массой 200-250 г.

При изучении острого влияния психолептиков на активность КП Н, КП М и ФМСФ-КП in vivo диазепам вводили внутрибрюшинно в физрастворе в дозе 5 мг/кг веса, галоперидол — 2 мг/кг веса. Контрольные животные получали равное количество физраствора. Крыс декапитировали под наркозом через 0,5, 4, 24 и 72 часа после введения препаратов. При изучении хронического влияния психолептиков вышеуказанные дозы препаратов вводились в течение 10 дней. Через 1 и 3 суток после воздействия животных декапитировали. Для исследования влияния препаратов на КПН, КПМ и ФМСФ-КП in vitro гомогенаты тканей инкубировали с психолептиками в течение 60 мин при 4°С. Концентрации препаратов соответствовали дозам при введении in vivo.

Активность ферментов определяли флюорометрическим методом: КП Н и КП М — с использованием специфического ингибитора гуанидиноэтил-меркаптоянтарной кислоты и дансил-феи-ала-арг в качестве субстрата при рН 5,6 и 7,4 соответственно (Fricker L.D., Snyder S.H., 1983, Deddish Р.А. et al., 1990); ФМСФ-КП — с использованием фенилметилсульфонилфторида и субстрата дансил-фен-лей-арг при рН 5,6 (Вернигора А.Н. и соавт., 1995). Концентрацию белка в пробах определяли по методу Lowry (Lowry О.Н., 1951).

Экспериментальные данные обрабатывали статистически с использованием t-критерия Стьюдента. Проводили дисперсионный и корреляционный анализы.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Активность основных карбоксипептидаз в отделах мозга и органах крыс при остром воздействии лиазепама.

Введение диазспама приводило к значительному уменьшению активности КПН в гипофизе через 24 и 72 часа, гипоталамусе через 4, 24 и 72часа и надпочечниках через 72 часа (рис. 1), что согласуется с представлениями о стресс-протективном действий диазепама (Середенин С.Б., 1986) путем ингибирования гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы и уменьшения секреции и образования АКТГ при его введении (Pivac N., 1993).

ГИПОФИЗ

2 1,5 1

0,5

' ++

¡1 +

ш.

норма 0,5ч 4ч 24ч

72ч 1 3 сутки сутки

0,6 0,4 0,2

ГИПОТАЛАМУС

*** + +• + +

я.

норма 0,5ч 4ч 24ч

72ч 1 3 сутки сутки

ЧЕТВЕРОХОЛМИЕ

МОЗЖЕЧОК

0,6 г 0,4 0,2 о

0,3 0,2 0,1 0

++ *++ +

¡Си

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

СТРИАТУМ

0,4 0,3 0,2 0,1 О

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

БОЛЬШИЕ ПОЛУШАРИЯ

♦Ш

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

0,3 0,2 0,1 О

норма 0,5ч

24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ГИППОКАМП

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

НАДПОЧЕЧНИКИ

***

й++ ++

I- П да вь На Йв Г Й-Г

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

СЕМЕННИКИ

0,4 0,3 0,2 0,1 о

П яд ям

¡Л1_

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч

1 3 сутки сутки

контроль (физраствор) ЕЭ диазепам (острый) щ диазепам (хронический)

Рис. 1. Активность КПН в тканях крыс при введении диазепама (по оси У -активность фермента в нмоль субстрата образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка) (М ± т; п = 5+6; * - р < 0,05, ** - р < 0,01, *** - р < 0,001 относительно нормы; + - р < 0,05, ++ - р < 0,01, +++ - р < 0,001 относительно контроля).

ГИПОФИЗ

1,5 1

0,5

П Ш ВЬ Й9 К ¡1+

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ЧЕТВЕРОХОЛМИЕ

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

СТРИАТУМ

0,8 0,6 0,4 0,2 0 п ** *** * + Ва *** ++ ++ * + *+* т ++ [я +

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч : 1 сутки 3 сутки

БОЛЬШИЕ ПОЛУШАРИЯ

норма 0,5ч

72ч 13 сутки сутки

СЕМЕННИКИ

1 ++

0,5 * * + г-. гай гай !Ш «1

норма 0,5ч Ач 24ч 72ч 1 3

сутки сутки

МОЗЖЕЧОК

0,6 0,4 0,2 О

*** *** ++

ЛЛ

'"Г

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ГИППОКАМП

0,6 0,4 0,2 0

г* ** ***

++ ++ +н

п в

-г- ***

.и.

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч

• 1 3 сутки сутки

НАДПОЧЕЧНИКИ

норма 0,5ч

72ч 1 3 сутки сутки

контроль (физраствор) диазепам (острый) диазепам (хронический)

Рис. 2. Активность ФМСФ-КП в тканях крыс при введении диазепама (по оси У -активность фермента в нмоль субстрата образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка) (М ± т; п = 5+6; * - р < 0,05, ** - р < 0,01, *** - р < 0,001 относительно нормы; + - р < 0,05, ++ - р < 0,01, +-Н— р < 0,001 относительно контроля).

ГИПОТАЛАМУС

72ч 1 сут. ЗсуТ.

МОЗЖЕЧОК

0,3

* ** ++

0,2 ++ + й +

0,1 " П Й1 ffl9 1й [i|

0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3

сутки сутки

0,6 0,4 0,2 0

0,3 0,2 0,1 О

ЧЕТВЕРОХОЛМИЕ

П ЙЯ гЯЗ res g:

0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

СТРИАТУМ

*** ***

П ЙЙ Шт «Й ЁЯ

++ +

72ч 1 3 сутки сутки

0,4 0,3 0,2 0,1

ГИППОКАМП

гн WS9 ртД ЙЙ

ч * i +

д.

0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

БОЛЬШИЕ ПОЛУШАРИЯ

0,4 0,3 0,2 0,1

п йа ЕШ да йа

!мл

0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

контроль (физраствор) ^ диазепам (острый)

диазепам (хронический)

Рис. 3. Активность КПМ в тканях крыс при введении диазепама (по оси У -активность фермента в нмоль субстрата образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка) (М ± ш; п = 5+6; * - р < 0,05, ** - р < 0,01, *** - р < 0,001 относительно нормы; + - р < 0,05, ++ - р < 0,01, +++ - р < 0,001 относительно контроля).

Инъекция диазепама понижала активность КПН в четверохолмии, больших полушариях, мозжечке и гиппокампе через 4, 24 и 72 часа относительно соответствующих значений контроля. При этом наибольшие изменения зафиксированы в больших полушариях и гиппокампе (в 1,3-1,4 раза), в отделах с высоким содержанием холсцистокининов и вовлекающихся в развитие эмоциональных реакций и невротических состояний (Воронина Т.А., 2002). На основе полученных данных можно предположить, что уменьшение уровня холецистокининов под действием бензодиазепинов (Воронина Т.А., 2002) вызвано снижением активности КПН. Вещество Р по данным ряда

исследователей (Ebner К., 2004, Santarelli L., 2001) вовлекается в модуляцию стресса и его уровень повышен у пациентов с депрессивными расстройствами. Понижение уровня этого пептида в гиппокампе при введении диазепама (Brodin Е., 1994) можно быть связано с понижением активности КПН. В семенниках активность КПН снижалась через 72 часа после инъекции диазепама. В половых железах самцов синтезируются энкефалины, холецистокинины и другие биологически активные пептиды (Kilpatrick D.L., 1985, Persson H.,1989), в обмене которых участвует карбоксипептидаза Н, поэтому снижение активности фермента может влиять на уровень пептидов в семенниках.

Активность ФМСФ-ингибируемой КП после инъекции диазепама (рис. 2) изменялась подобно активности КПН: уменьшалась в гипофизе через 4 и 72 часа; в гипоталамусе, мозжечке, стриатуме и больших полушариях через 24 и 72часа; в гиппокампе, четверохолмии и надпочечниках через 4, 24 и 72 часа после воздействия. Обнаруженное нами снижение активности ФМСФ-ипшбируемой КП позволяет предположить ее участие в обмене регуляторных пептидов при введении диазепама.

Имеются данные о понижении уровня мет-энкефалина в стриатуме при остром воздействии диазепама (Mitchell V., 1992). В наших исследованиях изменения активности КПН в этом отделе мозга не были обнаружены, но произошло понижение активности ФМСФ-ингибируемой КП. Отсюда можно предположить, что ФМСФ-ингибируемая КП участвует в обмене энксфалинов в стриатуме, предшественники которых являются более предпочтительными субстратами для ФМСФ-ингибируемой КП (Генгин М.Т., 2002). Понижение активности фермента в семенниках через 0,5 и 72 часа после воздействия может быть связано с увеличением уровня тестостерона под действием диазепама (Салдаев Д.А., 2001, Dong Е., 2002).

Активность карбоксипептидазы M снижалась в мозжечке через 72 часа после однократного введения диазепама (рис. 3). В гипоталамусе через 4 часа после воздействия активность исследуемого фермента увеличивалась, а через 72 часа уменьшалась по сравнению с контрольными животными. Обнаруженное снижение активности фермента через 72 часа в мозжечке и гипоталамусе может быть обусловлено уменьшением числа активных молекул фермента. Снижение активности КП M в стриатуме наблюдалось через 4 часа и увеличение через 24 часа по отношению к контролю. В гиппокампе активность фермента была достоверно выше, чем у контрольной группы, через 4 часа после однократной инъекции диазепама. Таким образом, изменение активности КПМ обнаружено в тех отделах мозга, где эндогенный лиганд бензодиазепиновых рецепторов — ингибитор связывания диазепама (DBI) и бензодиазепиновые рецепторы присутствуют в высоких концентрациях (Costa Е., Guidotti А. 1991). Известно, что на С-конце DBI и его производных присутствует лизин (Corda M.G., 1984). Учитывая специфичность действия КПМ, можно предположить, что фермеит, локализованный на внешней стороне плазматической мембраны (Deddish P.A., 1990), участвует в инактивации эндозепинов путем отщепления лизина. DBI является анксиогепным пептидом, который повышает агрессивность животных (Costa Е., 1991, 1984, Deddish P.A., 1990).

Обнаруженное увеличение активности КПМ может привести к снижению уровня этого пептида путем его инактивации. Следовательно, седативное действие диазепама может проявляться через увеличение уровня седативных пептидов и понижение уровня проконфликтных за счет действия КПМ.

2. Активность КГГН. ФМСФ-КП и КПМ в отделах мозга и органах крыс при хроническом введении диазепама.

Введение диазепама в течение 10 дней вызывало снижение активности КПН в гипофизе, гипоталамусе, четверохолмии, мозжечке, стриатуме через сутки после воздействия (рис. 1). Наибольшее понижение активности фермента в этот период обнаружены в периферических тканях: в надпочечниках и семенниках относительно контрольной группы. Таким образом, хроническое введение диазепама приводило к таким же изменениям активности КП Н, как и при остром воздействии препарата. Диазепам, вводимый в течение 10 дней, вызывал ингибирование гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой и гипоталамо-гипофизарно-гонадной систем, а также отделов, отвечающих за двигательную активность животных. Через трое суток после хронического введения диазепама снижение активности КП Н обнаружено в отделах с высоким содержанием опиоидных пептидов: в гиппокампе и надпочечниках. Следовательно, хроническое введение диазепама вызывало наибольшие изменения активности карбоксипептидазы Н через сутки после воздействия.

Снижение активности ФМСФ-ингибируемой КП через сутки после хроническое введение диазепама наблюдалось в гипофизе, мозжечке, гиппокампе и больших полушариях по сравнению с контрольной группой (рис. 2). Активность фермента через сутки после воздействия повышалась в стриатуме, надпочечниках и семенниках. Хроническое введение диазепама приводило к снижению активности ФМСФ-КП через трое суток после воздействия в гипофизе, мозжечке, стриатуме и гиппокампе относительно контрольных животных. Повышение активности фермента зафиксировано в гипоталамусе, четверохолмии и надпочечниках по сравнению с контролем.

Таким образом, в отличие от действия однократной инъекции диазепама хроническое введение препарата приводило к разнонаправленным изменениям активности ФМСФ-ингибируемой КП во всех исследуемых отделах мозга и тканях относительно контрольных животных. Кроме того, диазепам, вводимый в течение 10 дней, вызывал снижение активности КПН и разнонаправленные изменения активности ФМСФ-КП. Возможно, что подобное отличие в изменении активности этих ферментов связано с разной ролью исследуемых карбоксипептидаз в различных отделах мозга и периферических органах, что согласуется с данными, полученными другими исследователями (Генгин М.Т., 2002).

Хроническое введение диазепама вызывало снижение активности КП М во всех исследуемых отделах мозга через сутки после воздействия (рис. 3). Наибольшие изменения активности фермента зафиксированы в четверохолмии и стриатуме. Через трое суток после введения диазепама активность фермента снижалась только в мозжечке и стриатуме по сравнению с контрольными животными.

В ответ на хроническое введение диазепама из клетки секретируются как пептиды, так и ферменты их обмена. Возможно, что снижение активности карбоксипептидазы М через сутки после хронического воздействия может быть связано с уменьшением количества активных молекул фермента в связи с преобладанием процессов их деградации над синтезом. Через трое суток снижение активности КП М наблюдалось только в отделах с высоким содержанием регуляторных пептидов. Можно предположить, что для восстановления пептидергической системы мозжечка и стриатума необходим более длительный промежуток времени.

3. Активность основных карбоксипептидаз в отделах мозга и органах крыс при остром воздействии галоперидола.

Галоперидол в дозе 2 мг/кг вызывал достоверные изменения активности КПП в отделах гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы (рис. 4). При этом повышение ферментативной активности в гипоталамусе наблюдалось уже через 0,5 часа, в гипофизе — через 0,5 и 4 часа, в надпочечниках — через 4 и 72 часа после инъекции. При введении галоперидола отмечалось повышение уровня ПОМК в промежуточной доле гипофиза (Chen C.L., 1983) и усиление секреции гормонов гипофиза (Canonico P.L., 1983, Сергеев П.В., 1987). Сопоставление этих данных с результатами нашей работы позволяет предположить, что КП Н участвует в реализации эффекта галоперидола.

В мозжечке активность фермента через 0,5 часа была выше, чем у контрольной группы. Известно, что при введении галоперидола крысы становятся вялыми, особенно в течение 30 минут после инъекции (Коста Е., 1981). Этот эффект может быть вызван повышением скорости образования динорфина, обладающего седативным действием, при участии КП Н.

Достоверное снижение активности КПН по отношению к контролю наблюдалось в семенниках через 24 и 72 часа после воздействия. Инъекция галоперидола вызывает повышение секреции гонадотропина (Reymond M.J., 1983, Rocca P., 1993), влияющего на уровень половых стероидов, которые в свою очередь снижают активность карбоксипептидазы Н (Салдаев Д.А., 2001).

Активность ФМСФ-ингибируемой КП значительно повышалась в стриатуме через 0,5 часа после воздействия (рис. 5), Согласно данным ряда исследователей (Pillot С., 2002, Merchant K.M., 1994) однократная инъекция галоперидола приводит к увеличению уровня мет-энкефалина и нейротензина в стриатуме. Кроме того, уровень нейротензина у больных шизофренией уменьшен, но восстанавливается после Лечения галоперидолом (Adams M.R., 1997, Breslin N.A., 1994, Sharma R.P., 1997). Поскольку изменение активности КПН в этом отделе мозга не обнаружены, то можно предположить, что в процессинг регуляторных пептидов, синтезируемых в стриатуме при введении галоперидола, вовлечена ФМСФ-ипгибируемая КП.

ГИПОФИЗ

2 1,5 1

0,5 0

++ ! +

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ЧЕТВЕРОХОЛМИЕ

0,6 0,4 0,2 О

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ГИПОТАЛАМУС

0,6 0,4 0,2 О

I + * ¡Ш.

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

МОЗЖЕЧОК

0,4 0,3 0,2 0,1 О

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

0,4 0,3 0,2 0,1

СТРИАТУМ

0,4 0,3 0,2 0,1

ЕЛ

а ++ ||

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

БОЛЬШИЕ ПОЛУШАРИЯ

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

СЕМЕННИКИ

Рт «СТ ай га™ йь.

***

МА

норма 0,5ч 4ч 24ч

72ч 1 3 сутки сутки

ГИППОКАМП

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

НДЦПОЧЕЧНИКИ

0,3 0,2 0,1

***

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

контроль (физраствор) галоперидол (острый) галоперидол (хронический)

Рис. 4. Активность КП Н в тканях крыс при введении галоперидола (по оси У -активность фермента в нмоль субстрата образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка) (М ± т; п = 5-6; * - р < 0,05, ** - р < 0,01, *** - р < 0,001 относительно нормы; + — р < 0,05, ++ - р < 0,01, ++н— р < 0,001 относительно контроля).

ГИПОФИЗ

1,5 1

0,5 0

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ЧЕТВЕРОХОЛМИЕ

0,4 0,3 0,2 0,1

***

норма 0,5ч 4ч

24ч 72ч 1 3 сутки сутки

СТРИАТУМ

0,8 0,6 0,4 0,2 0

' п ^ Да

+ ***

Я ^ 1т 81

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

0,4 0,3 0,2 0,1 0

БОЛЬШИЕ ПОЛУШАРИЯ

*** ++

1а

норма 0.5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

СЕМЕННИКИ

0,6 0,4 0,2

5й в» ва 51

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ГИПОТАЛАМУС

0,6 0,4 0,2

Л.

т.

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

0,6 0,4 0,2 О

МОЗЖЕЧОК

**+ *** *** +

++ + жк

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ГИППОКАМП

0,6 0,4 0,2 О

** *#*

** +

п йй Вя ВЯ (Ш

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

2 1,5 1

0,5 О

НАДПОЧЕЧНИКИ ++ ***

ЬД

+++

++ ^ *** *** +

Ыа и-

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

контроль (физраствор) галоперидол (острый) ■ галоперидол (хронический)

Рис. 5. Активность ФМСФ-КП в тканях крыс при введении галоперидола (по оси У — активность фермента в нмоль субстрата образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка) (М ± ш; п = 5-5-6; * - р < 0,05, ** - р < 0,01, *** - р < 0,001 относительно нормы; + - р < 0,05, ++ - р < 0,01, +++ - р < 0,001 относительно контроля).

ГИПОТАЛАМУС

о о о о э"-'"мы А ++ + ** *** +++

' п еЗ е^ ^ Я 1

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 сутки 3 сутки

МОЗЖЕЧОК

норма 0,6ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ЧЕТВЕРОХОЛМИЕ

0,6 0,4 0,2 О

++ III

п т «Я- йЯ-

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

0,6 0,4 0,2 О

СТРИАТУМ

Г-1 —ст ДСТ

норма 0,5ч 4ч 24ч 72ч 1 3 сутки сутки

ГИППОКАМП

БОЛЬШИЕ ПОЛУШАРИЯ

0,4 г 0,3 0,2 0,1 (-

* +++ * на ГРЕЗ ^

норма 0,5ч 4ч 24ч

0,4 0,3 0,2

^ЬпЖЖЖ

72ч 1 3 сутки сутки

норма 0,5ч 4ч

72ч 1 3 сутки сутки

Щ контроль (физраствор)

галоперидол ■ галоперидол (хронический)

Рис. 6. Активность КП М в тканях крыс при введении галоперидола (по оси У — активность фермента в нмоль субстрата образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка) (М ± т; п = 5+6; * - р < 0,05, ** - р < 0,01, *** - р < 0,001 относительно нормы; + - р < 0,05, ++ - р < 0,01, +++ - р < 0,001 относительно контроля).

Однако через 4 и 24 часа после внутрибрюшинного введения галоперидола наблюдалось небольшое, но достоверное снижение активности фермента по отношению к контрольной группе животных, что, возможно, является результатом действия компенсаторных механизмов, направленных на нормализацию функционального состояния пептидергических систем стриатума. Повышение активности ФМСФ-ингибируемой КП через 0,5 часа и понижение через 4 и 72 часа наблюдалось в четверохолмии. Однонаправленные изменения (повышение активности фермента через 0,5 и понижение через 4 или

24 часа) наблюдались в эмоциогенных структурах: гиппокампе и больших полушариях.

Известно, что при введении галоперидола в гиппокампе и больших полушариях повышается уровень холецистокинина и вещества Р (Shibata К., 1990, Zachrisson О., 2000). Не исключено, что ФМСФ-ингибируемая КП участвует в обмене этих пептидов. В отличие от КПН активность ФМСФ-ингибируемой КП понижалась в гипофизе, гипоталамусе и мозжечке через 4 часа после воздействия. Отмеченное понижение активности ФМСФ-КП в отделах мозга через 4 и 24 часа после введения галоперидола может быть обусловлено уменьшением числа активных молекул фермента. Активность фермента через 0,5 часа после введения галоперидола повышалась в надпочечниках, а через 24 часа понижалась. В надпочечниках синтезируется большое количество мет-энкефалина, предшественники которого являются более предпочтительными субстратами для ФМСФ-КП (Генгин М.Т., 2002), поэтому можно предположить, что этот фермент вовлечен в обмен энкефалинов в надпочечниках.

Введение галоперидола увеличивало активность КГ1М в гипоталамусе через 4 и 24 часа после воздействия (рис. 6). В четверохолмии и гиппокампе через 4 часа после инъекции, в мозжечке - через 4 и 72 часа, а в больших полушариях - через 0,5 и 24 часа активность фермента была выше, чем у контроля. Увеличение активности фермента в стриатуме наблюдалось только через 24 часа после инъекции. Поскольку под влиянием галоперидола увеличивается уровень многих нейропеитидов (Autelitano D.J., 1987, Decker К.Р., 1995, Farah J.M., 1982), то не исключено, что повышение активности фермента связано с участием его в деградации большого количества нейроттептидов, синтезированных в ответ на данное воздействие.

4. Активность основных карбоксипептидаз в отделах мозга и органах крыс при хроническом введении галоперидола.

Хроническое воздействие галоперидола вызывало снижение активности изучаемых ферментов через сутки после воздействия и разнонаправленные изменения через трое суток.

Также как и при однократном введении галоперидола хроническое воздействие вызывало снижение активности КП Н через сутки после воздействия, но данное изменение зафиксировано во всех исследованных отделах мозга и тканях за исключением больших полушарий (рис. 4). Через трое суток после хронического воздействия зафиксировано уменьшение активности КП Н в отделах мозга (четверохолмии и гиппокампе) и повышение в периферических тканях (надпочечниках и семенниках). Таким образом, хроническое введение галоперидола приводило к более выраженным изменениям активности фермента, которые сохранялись в течение трех суток в отделах с высоким содержанием регуляторных пептидов и дофаминовых рецепторов (Autelitano D.J., 1989, Cavallotti С., 2004).

В отличие от однократной инъекции галоперидола хроническое введение препарата вызывало снижение активности ФМСФ-ингибируемой КП через сутки после воздействия в гипофизе, четверохолмии, мозжечке, гиппокампе,

больших полушариях и надпочечниках относительно контроля (рис.-5). Через трое суток после введения галоперидола активность фермента снижалась в , гипофизе и стриатуме по сравнению с контрольной группой. Повышение активности ФМСФ-КП наблюдалось в гипоталамусе, четверохолмии,,, гиппокампе и надпочечниках относительно контроля через трое суток послс воздействия. Таким образом, изменения ФМСФ-ингибируемой КП носили более продолжительный характер по сравнению с КП Н. Следовательно, можно предположить, что ФМСФ-КП играет более важную роль в обеспечении долгосрочных эффектов галоперидола и его побочных действий.

" Через сутки после хронического введения галоперидола активность карбоксипептидазы М снижалась в гиппокампе, больших полушариях и стриатуме относительно контроля (рис. 6). Хроническое введение галоперидола вызывало повышение активности фермента через трое суток после воздействия в четверохолмии, гипоталамусе, стриатуме и повышение в гиппокампе по сравнению с контролем.

Таким образом, хроническое введение галоперидола вызывало сходные изменения активности ФМСФ-ингибируемой КП, КПМ и КПН: снижение через сутки после воздействия и разнонаправленные изменения через трое суток. Можно предположить, что снижение активности ферментов через сутки после воздействия связано с уменьшением числа активных молекул. Через трое суток, то есть в период отмены препарата, происходит восстановление ферментативной системы и наблюдается повышение активности исследуемых карбоксипептидаз. Но следует отметить, что изменения активности ферментов наблюдались в разных тканях. Это может быть связано с различной субстратной специфичностью карбоксипептидаз и их распределением в изученных тканях (Генгин М.Т., 2002).

j. Таким образом, введение психолептиков приводило к изменению активности ФМСФ-ингибируемой КП, КП Н и КП М в большинстве изученных органах и отделах мозга. >

Известно, что карбоксипептидаза Н участвует в процессинге предшественников АКТГ, энкефалинов, холецистокинина, вещества Р, нейротензина и многих других биологически активных пептидов (Chen C.L., 1983, Chesselet M.F., 1988, Hook V.Y.H., 1984, Fricker L.D., 1983). Анализ аминокислотной последовательности данных пептидов и субстратной специфичности ФМСФ-ингибируемой КП позволяет предположить, что данная карбоксипептидаза наряду с КП Н может вовлекаться в процессинг предшественников этих регуляторпых пептидов (Генгин М.Т., 2002). Карбоксипептидаза М, являясь мембраносвязанным экгоферментом, может принимать участие в инактивации биологически активных пептидов (Deddish P.A., 1990, Skidgel R.A., 1989). Таким образом, одним из механизмов изменения уровня биологически активных пептидов психолептиками может быть изменение активности ферментов их обмена - КП Н, ФМСФ-КП и КП М. , ,.,.

В последнее время широко обсуждаются вопросы участия нейропептидов в развитии эндогенных психических заболеваний (De Wied D., 2002, Holmes А.,. 2003, Holsboer F., 2003). Кроме того, биологически активные пептиды

участвуют в процессах формирования памяти, оказывают седативное, анксиогенное, анальгетическое, гипотермическое и ряд других действий (Ашмарин И.П., 1996). В связи с этим данные пептиды могут участвовать в проявлении основных и побочных действиях транквилизаторов и антипсихотиков. Хроническое введение обоих психолептиков приводило к более выраженным изменениям активности исследуемых карбоксипептидаз по сравнению с острым. В клинической практике при лечении психических заболеваний применяют длительную терапию психолептиками. Поэтому можно предположить, что только длительное воздействие психолептиков приводит к значительному изменению функционирования пептидергической системы мозга и реализации лечебного эффекта препаратов. Несмотря на различный механизм действия препаратов, наиболее сильное влияние обоих психолептиков на активность КПН наблюдалось в железах (гипофизе, гипоталамусе, надпочечниках и семенниках), а ФМСФ-ингибируемой КП - в отделах мозга. Исходя из распределения исследуемых ферментов в тканях крыс, можно предположить, что в железах ведущую роль в обмене регуляторных пептидов играет КП Н, а в отделах мозга - ФМСФ-КП. Различия в действии диазепама и галоперидола на активность основных карбоксипептидаз наблюдались не только характере изменений и временной динамике, но и в региональном распределении. Если изменения активности ФМСФ-КП и КП М наблюдались во всех исследуемых тканях при введении обоих психолептиков, то изменения активности КПН при введении диазепама обнаружены в большем числе отделов по сравнению с галоперидолом. Полученные результаты согласуются с представлениями об антистрессорном действии диазепама и вовлечении КП Н в развитие стрессорной реакции (Середенин С.Б., 1986).

Весьма важным является вопрос о механизмах изменения активности основных карбоксипептидаз под влиянием психолептиков. Известно, что в структуре гена КПН обнаружен целый ряд тканеспецифичных регуляторных участков, через которые осуществляется регуляция скорости транскрипции гена фермента (Jung Y.K., 1991, Smith D.R., 1992). Поскольку введение диазепама и галоперидола приводит к снижению уровня стероидных гормонов (Basta-Kaim А., 2002, Pivac N., 1993), а синтез мРНК КПН может регулироваться этими гормонами (Rodriguez С., 1989), то можно предположить, что активность фермента регулируется на уровне экспрессии гена. Аналогичные механизмы регуляции можно предположить для ФМСФ-КП и КПМ.

Известно также, что антипсихотические препараты повышают уровень Gs-белков и аденилатциклазы (Rocca Р., 1992). Поэтому, не исключено, что во влиянии психолептиков на активность исследуемых карбоксипептидаз могут быть задействованы аденилатциклазные механизмы.

Кроме того, активация дофаминовой системы приводит к понижению внутриклеточного уровня Са2+ (Ивков H.H., 1995, Tang F., 1983). Исходя из этого можно предположить, что воздействие галоперидола на активность КПН может быть опосредовано изменениями внутриклеточной концентрации ионов Са2+. Это может приводить как к изменению уровня активности фермента, так и к изменению соотношения растворимой и мембраносвязанной форм, что в свою

очередь влияет на процессинг и сортировку биологически активных пептидов (Fricker L.D., 1983, Song L.X., 1997). Возможно, что аналогичный механизм ; будет действовать и в отношении ФМСФ-КП, так как для нее также, / обнаружена мембраносвязанная форма. ,

Диазепам и галоперидол непосредственно не влияют на активность исследуемых карбоксипептидаз, так как в проведенных нами опытах in,;vitro. психолептики в концентрациях, соответствующих дозам при введении in vivo не .• влияли на активность КП Н, ФМСФ-КП и КП М.

Таким образом, вероятно, активность КПН, ФМСФ-КП и КП М регулируется на уровне экспрессии гена. Однако наличие существенных изменений в активности изучаемых ферментов уже через 0,5 часа после воздействия указывает на возможность и других способов регуляции активности фермента: на уровне процессинга проформы ферментов, который осуществляется активируемыми ионами Са2+ эндопептидазами, а также регуляция активности зрелой формы фермента за счет конформационных . изменений молекулы, и как следствие, изменение свойств активного центра фермента.

Таким образом, полученные нами данные свидетельствуют о том, что активность основных карбоксипептидаз регулируется психолептиками. Изменение активности КПН, ФМСФ-КП и КПМ может влиять на уровень регуляторных пептидов в мозге и плазме крови, а через них - на функционирование других систем организма и вовлекаться в механизмы основного и побочного действия психолептиков на организм.

ВЫВОДЫ

1. Изменение активности ФМСФ-иигибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы М обнаружены во всех изученных органах и отделах мозга при введении галоперидола и диазепама. Активность карбоксипептидазы Н изменялась в большем числе отделов при введении диазепама, чем галоперидола. Хроническое воздействие приводило к более выраженным изменениям активности исследуемых карбоксипептидаз по сравнению с острым.

2. Наибольшие изменения активности карбоксипептидазы Н при введении психолептиков обнаружены в железах, ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы — в отделах мозга.

3. Однократное введение диазепама приводило к снижению активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы Н;. (за исключением стриатума) во всех изученных тканях. Разнонаправленные изменения активности карбоксипептидазы М после инъекции диазепама отмечены в гипоталамусе, стриатуме, мозжечке и гиппокампе.

4. Острое воздействие галоперидола повышало активность карбоксипептидазы Н в гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системе и мозжечке и понижало в семенниках. Разнонаправлеппые изменения активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы после однократной инъекции галоперидола.. наблюдались во всех изученных тканях за исключением семенников. Введение,

галоперидола увеличивало активность карбоксипептидазы М во всех отделах мозга.

5. Хроническое введение диазепама приводило к снижению активности карбоксипептидазы Н (исключение: большие полушария) и карбоксипептидазы М и разнонаправленным изменениям ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы во всех изученных тканях. Галоперидол вызывал снижение активности карбоксипептидазы Н, М и ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы через сутки после хроническое воздействия и разнонаправленные изменения через трое суток в изученных тканях.

6. Активность исследуемых карбоксипептидаз не изменялась in vitro при действии психолептиков.

7. Полученные в работе данные расширяют наши представления о роли пептидергических систем организма в механизмах действия психолептиков.

Список работ, опубликованных по теме диссертации Статьи в рекомендованных ВАК изданиях

1. Вернигора А.Н., Правосудова H.A., Генгин М.Т., Сметанин В.А. Влияние диазепама на активность карбоксипептидазы Н в отделах мозга и надпочечниках крыс // Нейрохимия, 2004, том 21, № 4, с. 350-352 (0,3 п.л., доля авторского участия 50%).

Статьи в сборниках научных трудов, журналах и материалах конференций

2. Правосудова H.A., Генгин М.Т., Сметанин В.А., Петрушова О.П. Влияние галоперидола на активность карбоксипептидазы М в отделах мозга крыс // Фундаментальные исследования. Материалы научной конференции «Фундаментальные и прикладные проблемы медицины и биологии» (Тунис, 2005). М.: «Академия естествознания», 2005, № 5, с. 88-89 (0,1 п.л., доля авторского участия 90%).

3. Мазей O.A., Правосудова H.A. Влияние нейролептиков на активность карбоксипептидазы N в сыворотке крови крыс // Известия ПГПУ: научные и учебно-методические вопросы. Сектор молодых ученых. Пенза: ПГПУ, 2005, № 1(3), с. 21-22 (0,1 п.л., доля авторского участия 50%).

4. Правосудова H.A., Генгин М.Т., Сметанин В.А. Влияние галоперидола на активность карбоксипептидазы Н в тканях самцов крыс // Естествознание и гуманизм. Томск: СибГМУ, 2006, том 3, №1, с. 134-135 (0,1 п.л., доля авторского участия 90%).

5. Правосудова H.A., Генгин М.Т., Сметанин В.А. Влияние диазепама на активность карбоксипептидазы М в мозге и органах крыс // Материалы международной конференции «Нейроспецифические метаболиты и энзимологические основы деятельности центральной нервной системы» (Пенза,

ППТУ им. В.Г. Белинского, 25-27 сентября 2006 г.). Пенза: ПГПУ, 2006,'с. 107 (0,1 п.л., доля авторского участия 90%). '

Тезисы конференций

6. Правосудова Н.А., Генгин М.Т., Сметанин В.А. Влияние диазепама на активность ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы в отделах мозга крыс // Бюллетень сибирской медицины. Приложение 1. Тезисы докладов V Сибирского физиологического съезда (Томск, июнь-июль :2005 * г.). Томск: СибГМУ, 2005, том 4, с. 119 (0,1 п.л., доля авторского участия 90%). -

Подл, к печ. 09.11.2006 Объем 1.25 п.л. Заказ №. 153 Тир 100 экз.

Типография МПГУ

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Правосудова, Наталья Александровна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Влияние психолептиков на пептидергические системы.

1.1.1. Нейропептиды при действии диазепама.

1.1.2. Нейропептиды при действии галоперидола.

1.2. Основные карбоксипептидазы и их роль в процессинге регуляторных пептидов.

1.2.1. Протеолитические ферменты обмена регуляторных пептидов при действии психолептиков.

1.2.2. Карбоксипептидаза Н.

1.2.3. Карбоксипептидаза М.

1.2.4. ФМСФ-ингибируемая карбоксипептидаза.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Материалы исследования.

2.1.1. Схема эксперимента.

2.2. Методы исследования.

2.2.1. Метод определения активности карбоксипептидазы Н.

2.2.2. Метод определения активности карбоксипептидазы М.

2.2.3. Метод определения активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы.

2.2.4. Статистическая обработка результатов исследования.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс в норме и при действии психолептиков.

3.1.1. Распределение активности карбоксипептидазы Н в тканях интактных крыс.

3.1.2. Влияние физиологического раствора на активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс.

3.1.2.1. Влияние однократного введения физиологического раствора на активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс.

3.1.2.2. Влияние хронического введения физиологического раствора на активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс.

3.1.3. Активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс при введении диазепама.

3.1.3.1. Влияние однократного введения диазепама на активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс.

3.1.3.2. Влияние хронического введения диазепама на активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс.

3.1.4. Активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс при введении галоперидола.

3.1.4.1. Влияние однократного введения галоперидола на активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс.

3.1.4.2. Влияние хронического введения галоперидола на активность карбоксипептидазы Н в тканях крыс.

3.2. Активность ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы в тканях крыс в норме и при действии психолептиков.

3.2.1. Распределение активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы в тканях интактных крыс.

3.2.2. Активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс при введении физиологического раствора.

3.2.2.1. Влияние однократного введения физраствора на активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс.

3.2.2.2. Влияние хронического введения физиологического раствора на активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс.

3.2.3. Активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс при введении диазепама.

3.2.3.1. Влияние однократного введения диазепама на активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс.

3.2.3.2. Влияние хронического введения диазепама на активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс.

3.2.4. Активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс при введении галоперидола.

3.2.4.1. Влияние однократного введения галоперидола на активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс.

3.2.4.2. Влияние хронического введения галоперидола на активность ФМСФ-ингибируемой КП в тканях крыс.

3.3. Активность карбоксипептидазы М в тканях крыс в норме и при введении психолептиков.

3.3.1. Распределение активности карбоксипептидазы М в тканях интактных животных.

3.3.2. Активность карбоксипептидазы М в тканях крыс при введении физиологического раствора.

3.3.2.1. Влияние однократного введения физраствора на активность карбоксипептидазы М в тканях крыс.

3.3.2.2. Влияние хронического введения физиологического раствора на активность карбоксипептидазы М в тканях крыс.

3.3.3. Активность карбоксипептидазы М в тканях крыс при введении диазепама.

3.3.3.1. Влияние однократного введения диазепама на активность карбоксипептидазы М в тканях крыс.

3.3.3.2. Влияние хронического введения диазепама на активность карбоксипептидазы М в тканях крыс.

3.3.4. Активность карбоксипептидазы М в тканях крыс при введении галоперидола.

3.3.4.1. Влияние однократного введения галоперидола на активность карбоксипептидазы М в тканях крыс.

3.3.4.2. Влияние хронического введения галоперидола на активность карбоксипептидазы М в тканях крыс.

3.4. Активность основных карбоксипептидаз IN VITRO при действии психолептиков.

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Влияние психолептиков на активность основных карбоксипептидаз в тканях самцов крыс"

Психические заболевания занимают в современной медицине довольно обширную нишу болезней человека. Их можно отнести к группе наиболее трудно излечимых. Учитывая высокий риск возникновения психических расстройств, в том числе из-за роста в современном мире различных стрессовых воздействий, экологических факторов, актуальной является проблема профилактики и лечения патологии нервной системы.

В психофармакологии используют препараты, действующие на медиаторные системы [39, 107, 328]. Общепризнано, что галоперидол является анатгонистом дофаминовых, а диазепам - агонистом бензодиазепиновых рецепторов [39, 169, 310]. Однако многообразие фармакологических эффектов этих препаратов трудно объяснить только с этой позиции. В последнее время обсуждается вопрос об участии пептидергической системы в механизмах действия психолептиков [120, 173, 174]. Установлено при этом, что введение галоперидола и диазепама приводит к нарушению баланса ряда пептидов, участвующих в развитии стресс-реакции (АКТГ, энкефалинов, вещества Р) [95, 263], психических болезней (кортикотропин-рилизинг фактора, нейротензина, вещества Р, холецистокинина) и других регуляторных пептидов [164, 193, 228]. Однако механизм влияния психолептиков на уровень биологически активных пептидов до сих пор остается неизученным.

Содержание регуляторных пептидов в организме зависит от соотношения скоростей их синтеза и распада [184, 196]. Нейропептиды синтезируются в виде высокомолекулярных предшественников, которые активируются при ограниченном расщеплении пептид-гидролазами (процессинге) [106, 166, 184, 196, 309]. В конечной стадии процессинга участвуют основные карбоксипептидазы, катализирующие отщепление остатков аргинина и лизина с С-конца предшественников регуляторных пептидов [9, 26, 147, 311]. Одним из основных ферментов, участвующих в синтезе таких нейропептидов как АКТГ [128, 175], энкефалины [147, 148], вещество Р [104], гормон роста [103], пролактин [103] является карбоксипептидаза Н (КФ 3.4.17.10). Известно также, что в обмен энкефалинов и других нейропептидов в организме вовлекается карбоксипептидаза М (КФ 3.4.17.12) [118]. Она участвует в инактивации или модулировании активности пептидных гормонов до или после их взаимодействия с рецепторами [301]. Вместе с тем предполагают, что функции недавно обнаруженной ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы сходны с таковыми КП Н [9, 26]. Однако биологическая роль этого фермента практически остается неясной.

Таким образом, изучение активности КПН, ФМСФ-КП и КПМ в отделах мозга и органах крыс при введении психолептиков может способствовать уточнению биологической роли этих ферментов, а также выяснению молекулярных механизмов взаимодействия дофамин- и ГАМК-ергических систем с пептидергической.

При выполнении работы были поставлены следующие задачи:

1. Исследование острого введения диазепама и галоперидола на активность карбоксипептидазы Н, фенилметилсульфонилфторид-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы М в головном мозге, надпочечниках и семенниках крыс через различные промежутки времени.

2. Изучение изменения активности исследуемых карбоксипептидаз в тканях самцов крыс через различные сроки после хронического введения диазепама и галоперидола.

Научная новизна и практическая ценность работы. Впервые изучено влияние галоперидола и диазепама на активность КПН, ФМСФ-КП и КПМ в тканях крыс. Показано, что активность ферментов различным образом изменяется в отделах мозга и органах животных при остром и хроническом введении изучаемых психолептиков. Установлена зависимость изменения активности исследуемых ферментов от времени после введения препаратов.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены: на научной конференции Российской Академии Естествознания «Фундаментальные и прикладные проблемы медицины и биологии» (Тунис, июнь, 2005 г.), на V Сибирском физиологическом съезде (Томск, июнь-июль 2005 г.), на международной конференции «Нейроспецифические метаболиты и энзимологические основы деятельности центральной нервной системы» (Пенза, сентябрь 2006 г.) и на итоговых научных конференциях ПГПУ (2004, 2005 гг.). По теме диссертации опубликовано 6 работ.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 156 страницах машинописного текста и состоит из 6 разделов: введения, обзора литературы по теме диссертации (I глава), материалов и методов исследования (И глава), результатов (III глава), обсуждения (IV глава), выводов. Работа иллюстрирована 6 рисунками, 19 таблицами и 1 схемой. Список литературы содержит 336 наименований на русском и иностранных языках.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Правосудова, Наталья Александровна

ВЫВОДЫ

1. Изменение активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы М обнаружены во всех изученных органах и отделах мозга при введении галоперидола и диазепама. Активность карбоксипептидазы Н изменялась в большем числе отделов при введении диазепама, чем галоперидола. Хроническое воздействие приводило к более выраженным изменениям активности исследуемых карбоксипептидаз по сравнению с острым.

2. Наибольшие изменения активности карбоксипептидазы Н при введении психолептиков обнаружены в железах, ФМСФ-ингибируемой карбокси-пептидазы - в отделах мозга.

3. Однократное введение диазепама приводило к снижению активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы Н (за исключением стриатума) во всех изученных тканях. Разнонаправленные изменения активности карбоксипептидазы М после инъекции диазепама отмечены в гипоталамусе, стриатуме, мозжечке и гиппокампе.

4. Острое воздействие галоперидола повышало активность карбоксипептидазы Н в гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системе и мозжечке и понижало в семенниках. Разнонаправленные изменения активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы после однократной инъекции галоперидола наблюдались во всех изученных тканях за исключением семенников. Введение галоперидола увеличивало активность карбоксипептидазы М во всех отделах мозга.

5. Хроническое введение диазепама приводило к снижению активности карбоксипептидазы Н (исключение: большие полушария) и карбоксипептидазы М и разнонаправленным изменениям ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы во всех изученных тканях. Галоперидол вызывал снижение активности карбоксипептидазы Н, М и ФМСФ-ингибируемой карбокси-пептидазы через сутки после хроническое воздействия и разнонаправленные изменения через трое суток в изученных тканях.

6. Активность исследуемых карбоксипептидаз не изменялась in vitro при действии психолептиков.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Правосудова, Наталья Александровна, Москва

1. Андреева Ю.А., Кудрин B.C., Раевский К.С. Изучение влияния 17р-эстрадиола на эффекты галоперидола у крыс линии Вистар // Эксп. и клин. фарм. - 2002. - Т. 65, № 6. - С. 10-13.

2. Аничков С.В. Нейрофармакология: (Руководство) / АМН СССР. -Д.: Медицина, 1982. 384 с.

3. Арашунян Э.Б., Щетинин Е.В. Стриатные дофаминергическин механизмы и специфическая активность антидепрессантов // Эксп. и клин, фарм. 1994. - Т. 57, № 3. с. 60-64.

4. Балашов A.M. Перспективы психофармакологии: научные разработки фармацевтических компаний (анализ открытых публикаций) // Психиатрия и психофармакотерапия. 2005. - Т. 7, №1. - С. 35-36.

5. Бардинова Ж.С. Влияние стресса на активность карбоксипептидаз в тканях самок крыс на разных стадиях эстрального цикла: Автореф. дис. канд. биол. наук. СПб., 2004. - 20 с.

6. Беляев Н.А., Генгин М.Т., Годына С.В., Калихевич В.Н., Панченко Л.Ф. Активность энкефалинконвертазы в отделах мозга крыс при алкогольной интоксикации // Вопр. мед. химии. 1988. - Т. 34, № 4. - С. 118122.

7. Бондоренко Н.А. Избирательное влияние нейролептиков на дофаминзависимое нарушение поведения крыс в тесте экстраполяционного избавления // Бюл. экс. биол. 1990. - № 11. - С. 506-508.

8. Вакулина О.П. Эндогенные пептидные лиганды бензодиазепиновых рецепторов // Успехи современной биологии. 1992. - Т. 112, №4.-С. 591-599.

9. Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Выделение, частичная очистка, характеристика и тканевое распределение фенилметилсульфонилфторидингибируемой карбоксипептидазы кошки // Биохимия. 2003. - Т.68, вып 1. -С. 96-102.

10. Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Механизмы регуляции активности и биологическая роль карбоксипептидазы Н фермента процессинга нейропептидов // Биохимия. - 1995. - Т. 60, № 12. - С. 1491-1497.

11. Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Основные (Отщепляющие остатки аргинина и лизина) металлокарбоксипептидазы тканей млекопитающих: структура, свойства и функции // Укр. биохим. журн. 1998. - Т. 70, № 4. -С. 16-24.

12. Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Протеолитические ферменты: субклеточная локализация, свойства и роль в обмене нейропептидов // Биохимия. 1996. - Т. 61, № 5. - С. 771-785.

13. Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Никишин Н.Н. Влияние этанола, диазепама и резерпина на активность ангиотензинпревращающего фермента и карбоксипептидазы N в норме и при стрессе // Вопр. мед. химии. 1996. -Т. 42,№2.-С. 127-130.

14. Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Никишин Н.Н. Множественность молеку-лярных форм растворимых карбоксипептидазо-В-подобных ферментов головного мозга кошки // Укр. биохим. журн. 1993. - Т. 65, № 4. -С. 17-21.

15. Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Никишин Н.Н. Очистка и физико-химические свойства растворимой карбоксипептидазы Н из серого вещества головного мозга кошки // Биохимия. 1992. - Т. 57, № 11. - С. 1712-1719.

16. Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Салдаев Д.А., Щетинина Н.В. Распределение активности фенилметилсульфонилфторидингибируемой карбоксипептидазы в нервной ткани котов // Нейрохимия 1997. - Т. 14, № 4.-С. 423-425.

17. Вернигора А.Н., Мухина Е.С., Балыкова Н.В., Генгин М.Т. Влияние хронического потребления этанола на активность основныхкарбоксипептидаз в отделах мозга пренатально алкоголизированных крыс // Нейрохимия. 2003. - Т. 20, № 1. - С. 56-59.

18. Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Генгин М.Т. Влияние внутрибрюшинного введения физиологического раствора на поведение крыс в тесте "открытое поле" и активность ферментов обмена нейропептидов // Физиол. журн. 1995.- Т. 81, № 12.-С. 121-125.

19. Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Генгин М.Т. Влияние глюкокортикоидов на активность растворимой и мембраносвязанной форм карбоксипептидазы Н in vivo // Укр. биохим. журн. 1995. - Т. 67, № 6. - С. 99-104.

20. Вернигора А.Н, Никишин Н.Н, Генгин М.Т. Протеолитические ферменты и регуляция уровня активности нейропептидов // Биохимия. -1995. Т. 60, № 10. - С.1575-1579.

21. Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Генгин М.Т. Частичная характеристика фенилметилсульфонилфторидингибируемой карбоксипептидазы из головного мозга кошки // Биохимия. 1995. - Т. 60, № 11. - С. 1860-1866.

22. Вернигора А.Н., Щетинина Н.В., Генгин М.Т. Распределение активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы в тканях и отделах головного мозга ежа европейского (Erinaceus europaeus) // Укр. биохим. журн. -1996.- Т. 68, №5. с. 118-121.

23. Воронина Т.А., Середенин С.Б. Перспективы поиска новых анксиолитиков // Эксп. и клин, фармакология 2002. - Т. 65, № 5. - С. 4-17.

24. Генгин М.Т. Новая КП нервной ткани. Региональное распределение и некоторые физико-химические свойства // Нервная система. -Л.-ЛГУ.-1991.- С. 29-30.

25. Генгин М.Т. Особенности структурно-функциональной организации и физико-химические свойства нелизосомальных пептидгидролаз мозга животных: Дис. д-ра биол. наук. М., 2002. - 330 с.

26. Генгин М.Т., Вернигора А.Н. Ферменты процессинга опиоидных пептидов и методы определения их активности // Укр. биохим. журн. 1994. -Т.66. -№2. -С.3-17.

27. Генгин М.Т., Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Керимов В.Ю. Эффект эмоционального стресса на активность карбоксипептидазы Н в отделах головного мозга крыс с различной к нему устойчивостью // Вопр. мед. химии.- 1995- Т.41, № 4.- С.8-9.

28. Генгин М.Т., Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Щетинина Н.В. Активность карбоксипептидазы N и ангиотензинпревращающего фермента в сыворотке крови крыс в норме и при эмоциональном стрессе // Укр. биохим. журн. 1994. - Т. 66, № 2. - С. 139-142.

29. Гомазков О. А. Функциональная биохимия регуляторных пептидов. М.: Наука, 1993. - 160с.

30. Ерошенко Т.М. Физиологические свойства регуляторных пептидов // Итоги науки и техн. ВИНИТИ. Сер. физиол. чел. жив. 1989. - № 51.-С. 1-164.

31. Ивков Н.Н. Изучение механизмов нейролептического действия производных фенотиазинового ряда: Автореф. дис. . д-ра мед. наук. М., 1995.

32. Колосова Н.Г., Петракова Г.М. Влияние галоперидола на трансмембранный потенциал и вязкость липидов мембран тимоцитов // Эксп. и клин, фармакология. 2001. - Т. 64, № 5. - С. 60-62.

33. Коста Е., Фратта В., Хонг Дж.С., Морони Ф., Янг Х.-Ю.Т. Взаимодействие между энкефалинэргическими и другими нейронными системами // Эндорфины / Коста Э., Трабукки М. М.: Мир, 1981. - С.217-227.

34. Лакин Г.Ф. Биометрия. М.: Высш. шк., 1990. - 352 с.

35. Малин Д.И. Побочное действие психотропных средств. М.: Вузовская книга, 2000. - 208 с.

36. Машковский М.Д. Лекарственные средства: В 2 т. Т. 1. 14-е изд., перераб., испр. и доп. - М.: ООО «Издательство Новая волна»: Издатель С.Б. Дивов, 2002. - 540 с.

37. Механизм действия анксиолитических, противосудорожных и снотворных средств / Андронати С.А., Яворский А.С., Чепелов В.М. и др. -Киев: Наук, думка, 1988. 256 с.

38. Нейрохимия / Под ред. Ашмарина И.П., Стукалова П.В. М.: Изд-во Института биомед. химии РАМН, 1996. - 470 с.

39. Новицкий В.В., Рязанцева Н.В. Структурно-метаболитические особенности мембраны эритроцитов у больных параноидальной шизофренией в условиях психофармакотерапии // Эксп. и клин, фармакология. 2002. - Т. 65, № 6. - С. 19-22.

40. Оболенская Н.Е. Некоторые особенности образования нейропептидов // Успехи совр. биол. 1989. - Т. 108, № 3(5). - С. 337-341.

41. Позднев В.Ф., Варламов О.Л., Григорьянц О.О., Гомазков О.А. Новый флюорогенный субстрат карбоксипептидазы Н о-кумароилфенилаланил-аланил-аргинин II Биоорган, химия. 1994. - Т. 20, № 4. - С. 406-412.

42. Полтавченко Г.М. Влияние диазепама и циклогексиладенозина на уровень диазепамсвязывающего ингибитора в структурах гиппокампа на фоне иммобилизационного стресса // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 1990. - Т. 110, № 8. - С. 166-167.

43. Ростовцев А.П., Григорьянц О.О., Гомазков О.А. Субстраты для исследования энкефалинобразующей карбоксипептидазы в мозге и надпочечниках крысы // Вопр. мед. химии. 1988. - Т. 34, № 1. - С. 126-129.

44. Салдаев Д.А. Активность основных карбоксипептидаз в тканях мышей при введении тестостерона и прогестерона: Автореф. дис. . канд. биол. наук СПб., 2001. - 20 с.

45. Салиева P.M., Яновский К., Ратсак Р. и др. Пептид, вызывающий дельта-сон, как фактор, повышающий содержание вещества Р в гипоталамусе и устойчивость крыс к эмоциональному стрессу // Ж. высш. нервн. деятельность. 1991. - Т. 41, № 3. - С. 558- 563.

46. Сергеев П.В., Шимановский H.JI. Рецепторы физиологически активных веществ. М.: Медицина, 1987. - 400 с.

47. Середенин С.Б., Бледнов Ю.А. Влияние феназепама на содержание АКТГ в плазме крови инбредных мышей при стрессовых воздействиях // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1986. - Т. 102, № 12. - С. 724726.

48. Слепушкин В.Д., Золоев Г.К., Виноградов В.А., Титов М.И. Нейропептиды, их роль в физиологии и патологии / Томск.- Изд-во Томского ун-та. 1988. -143с.

49. Смулевич А.Б., Иванов С.В., Дробижев М.Ю. Бензодиазепины: история и современное состояние проблемы // Журнал неврологии и психиатрии. 1998. № 8. - С. 4-13.

50. Щетинина Н.В., Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Активность основных карбоксипептидаз у крыс разного пола // Укр. биохим. журн. -1997.-Т. 70,№3.-С. 110-113.

51. Щетинина Н.В., Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Фирстова Н.В. Тканевое и региональное распределение активности фенилметилсульфонил-фторидинигибируемой карбоксипептидазы и других карбоксипептидаз у крыс // Укр. биохим. журн. 1997. - Т. 70, № 3. - С. 23-28.

52. Физиологически активные пептиды. Справочное руководство. Сост. Гомазков О.А.- М.: ИПГМ.- 1995.- 143 с.

53. Янг Х.-Ю.Т., Хонг Дж.С., Фратта В., Коста Е. Энкефалины мозга крыс. Распределение и биосинтез // Эндорфины / Коста Э., Трабукки М. М.: Мир, 1981.-С. 155-164.

54. Adams M.R., Brandon E.P., Chartoff E.H., Idzerda R.L., Dorsa D.M., McKnight G.S. Loss of haloperidol induced gene expression and catalepsy in protein kinase A-deficient mice // Neurobiology. 1997. - V. 94. - P. 1215712161.

55. Adams M.R., Dobie D.J., Merchant K.M., Unis A., Dorsa D.M. EEDQ reduces the striatal neurotensin mRNA response to haloperidol // Peptides.- 1997. V. 18, № 4. - P. 527-535.

56. Alho H., Fremeau R.T., Tiedge H., Wilcox J., Bovolin P., Brosius J., Roberts J.L., Costa E. Diazepam binding inhibitor gene expression: location in brain and peripheral tissues of rat // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. - V. 85, № 18.-P. 7018-7022.

57. Angulo J.A. Involvement of dopamine D1 and D2 receptors in the regulation of proenkephalin mRNA abundance in the striatum and accumbens of the rat brain // J. Neurochem. 1992. - № 58. - P. 1104-1109.

58. Angulo J.A., Christoph G.R., Manning R.W., Burkhart B.A., Davis L.G. Reduction of dopamine receptor activity differentially alters striatal neuropeptide mRNA levels // Adv. Exp. Med. Biol. 1987. - № 221. - P. 385391.

59. Apiquian R., Fresan A., De La Fuente-Sandoval C., Ulloa R.E., Nicolini H. Survey on schizophrenia treatment in Mexico: perception andantipsychotic prescription patterns. I I BMC Psychiatry. 2004. - V. 4, № 1. - P. 12.

60. Autelitano D.J., Snyder L., Sealfon S.C., Roberts J.L. Dopamine D2-receptor messenger RNA is differentially regulated by dopaminergic agents in rat anterior and neurointermediate pituitary // Mol. Cell. Endocrinol. 1989. - V. 67, №1.-P. 101-105.

61. Azaryan A.V., Hook V.Y.H. Distinct properties of prohormone thiol protease compared to cathepsin B, cathepsin L, and cathepsin H evidence for Ptp as a novel cysteine protease // Arch. Biochem. Biophys. - 1994. - V. 314, № 1. -P. 171-177.

62. Ball J.A., Ghatei M.A., Sekiya K., Krausz Т., Bloom S.R. Diazepam binding inhibitor-like immunoreactivity(51-70): distribution in human brain, spinal cord and peripheral tissues // Brain. Res. 1989. - V. 479, № 2. - P. 300-305.

63. Bannon M., Lee J.-M., Giraud P., Young A., Affolter H.-U., Bonner T. Dopamine antagonist haloperidol decreases substance P, substance K, and preprotachykinin mRNAs in rat striatonigral neurons // J. Biol. Chem. 1986. - V. 261, №15.-P. 6640-6642.

64. Barnard E.A., Skolnick P., Olsen R.W. Subtypes of gamma-aminobutyric acid (A) receptors: classification on the basis of subunit structure and receptor function // Pharmacological Reviews. 1998. - № 50. - P. 291-313.

65. Beatty D.M., Morris S.J., Chronwall B.M. Heterogeneity in POMC expression among explanted melanotropes decreases with time in culture and bromocriptine treatment // Peptides. 1998. - V. 19, № 4. - P. 659-665.

66. Berrettini W.H., Rubinow D.R., Nurnberger J.I. Jr., Simmons-Ailing S., Post R.M., Gershon E.S. CSF substance P immunoreactivity in affective disorders // Biol. Psychiatry. 1985. - V. - 20, № 9. - P. 965-970.

67. Binder E.B., Kinkead В., Owens M.J., Nemeroffl C.B. Neurotensin and Dopamine Interactions // Pharmacological reviews. 2001. - V. 53, № 4. - P. 453-486.

68. Biologically active peptides: design, synthesis and utilization / W.V.Williams, D.B.Weiner, Eds. Lancaster: Technomic, 1993. - 360 p.

69. Blasquez C., Jegou S., Feuilloley M., Rosier A., Vandesande F., Vaudry H. Visualization of gamma-aminobutyric acid A receptors on proopiomelanocortin-producing neurons in the rat hypothalamus // Endocrinology. 1994. - V. 135, № 6. - P. 2759-2764.

70. Blum A.I. Interactions of ligands with the opiate receptors of brain membrans regulations by ions and nucleotids // Proc. Nat. Acad. Sci. US. 1978. -V.75. -P.1713-1717.

71. Bolden-Watson C., Watson M.A., Murray K.D., Isackson P.J., Richelson E. J. Haloperidol but not clozapine increases neurotensin receptor mRNA levels in rat substantia nigra // Neurochem. 1993. - V. 61, № 3. - P. 1141-1143.

72. Bondy C.A., Whitnall M.H., Brady L.S. Regulation of carboxypeptidase H gene expression in magnocellular neurons: response to osmotic stimulation // Mol. Endocrinol. 1989. - V. 3, № 12. - P. 2086-2092.

73. Bormann J. Electrophysiological characterization of diazepam binding inhibitor (DBI) on GABAA receptors // Neuropharmacology. 1991. - № 12B. -P. 1387-1389.

74. Bouras C., Schulz P., Constantinidis J., Tissot R. Differential effects of acute and chronic administration of haloperidol on substance P and enkephalins in diverse rat brain areas // Neuropsychobiology. 1986. - V. 16, № 4. - P. 169174.

75. Bourgoin S., Artaud F., Cesselin F., Glowinski J., Hamon M. Local and remote effects of intra-caudate administration of GABA-related drugs on Met-enkephalin release in the basal ganglia // Brain. Res. 1985. - V. 361, № 1-2. - P. 361-372.

76. Bovolin P., Schlichting J., Miyata M., Ferrarese C., Guidotti A., Alho H. Distribution and characterization of diazepam binding inhibitor (DBI) in peripheral tissues of rat // Regul. Pept. 1990. - V. 29, № 2-3. - P. 267-281.

77. Breslin N.A., Suddath R.L., Bissette G., Nemeroff C.B., Lowrimore P., Weinberger D.R. CSF concentrations of neurotensin in schizophrenia: aninvestigation of clinical and biochemical correlates // Schizophr. Res. 1994. - Y. 12.-P. 35-41.

78. Britton K.T., Akwa Y., Spina M.G., Koob G.F. Neuropeptide Y blocks anxiogenic-like behavioral action of corticotropin-releasing factor in an operant conflict test and elevated plus maze // Peptides. 2000. - V. 21, № 1. - P. 37-44.

79. Britton K.T., Southerland S. Naloxone blocks 'anxiolytic' effects of neuropeptide Y // Peptides. 2001. - V. 22, № 4. - P. 607-612.

80. Caboche J., Vernier P., Rogard M., Besson M J. Haloperidol increases PPE mRNA levels in the caudal part of the nucleus accumbens in the rat // Neuroreport. 1993. - V. 4, № 5. - P. 551-554.

81. Canonico P.L., Valdenegro C.A., Macleod R.M. The inhibition of phosphatidylinositol turnover: a possible postreceptor mechanism for the prolactin secretion-inhibiting effect of dopamine // Endocrinology. 1983. - № 113. - P. 714.

82. Carter R.B. Differentiating Analgesic and Non-Analgesic Drug Activities on Rat Hot Plate Effect of Behavioral End-Point // PAIN. - 1991. - V. 47, №2.-P. 211-220.

83. Cavallotti С., Frati A., Cavallotti D., Tranquilli Leali F.M. Dopaminergic receptors in rat dura mater: pharmacological characteristics // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2004. - V. 31, № 3. - P. 190-194.

84. Che F.Y., Yan L., Li H., Mzhavia N., Devi L.A., Fricker L.D. Identification of peptides from brain and pituitary of Cpe(fat)/Cpe(fat) mice // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. - V. 98, № 17. - P. 9971-9976.

85. Chen C.L., Dionne F.T., Roberts J.L. Regulation of the proopiomelanocortin mRNA levels in rat pituitary by dopaminergic compounds // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. -V. 80, № 8. - P. 2211-2215.

86. Chesselet M.F., Hook V.Y. Carboxypeptidase H-like immunoreactivity in the striatum of cats and monkeys // Regul. Pept. 1988. - V. 20, №2.-P. 151-159.

87. Chowdrey H.S., Larsen P.J., Harbuz M.S., Lightman S.L., Jessop D.S. Endogenous substance P inhibits the expression of corticotropin-releasing hormone during a chronic inflammatory stress // Life Sci. 1995. - V. 57, № 22. - P. 20212029.

88. Chretien M., Seidah N.G. Precursor polyproteins in endocrine and neuroendo-crine systems // Int. J. Peptide Protein Res. 1984. - N 23. - P. 335341.

89. Christopoulos A. Allosteric binding sites on cell-surface receptors: Novel target for drug discovery // Nat. Rev. Drug. Discov. 2002. - V. 1. - P. 198-210.

90. Compere V., Li S., Leprince J., Tonon M.C., Vaudry H., Pelletier G. In vivo action of a new octadecaneuropeptide (ODN) antagonist on gonadotropinreleasing hormone gene expression in the male rat brain I I Neuroscience. 2004. -V. 125, №2.-P. 411-415.

91. Cool D.R., Normant E., Shen F.S., Chen H.C., Pannell L., Zhang Y., Loh Y.P. Carboxypeptidase E is a regulated secretory pathway sorting receptor: genetic obliteration leads to endocrine disorders in Cpe(Fat) mice // Cell. 1997. -V. 88, №1. P. 73-83.

92. Copland A.M., Balfour D.J. The effects of diazepam on brain 5-HT and 5-HIAA in stressed and unstressed rats // Pharmacol. Biochem. Behav. 1987. -№27.-P. 619-624.

93. Costa E., Guidotti A. Diazepam binding inhibitor (DBI): a peptide with multiple biological actions // Life Sci. - 1991. - V. 49, № 5. - P. 325-344.

94. Davidson H.W., Hutton J.C. The insulin-secretory-granule carboxypeptidase H. Purification and demonstration of involvement in proinsulin processing // Biochem. J. 1987. - V. 245, № 2. - P. 575-582.

95. De Gandarias J.M., Ramirez M., Zulaica J., Casis L. Aminopeptidase (arylamidase) activity in discrete areas of the rat brain: sex differences // Horm. Metab. Res. 1989. - V. 5, № 21. - P. 285-286.

96. Decker K.P., Roy-Byrne P.P., Merchant K.M. Effect of muscimol on haloperidol-induced alteration of neurotensin gene expression in the striatum and nucleus accumbens in the rat // Brain. Res. 1995. - V. 691, № 1-2. - P. 9-17.

97. De Wied D., Sigling H.O. Neuropeptides involved in the pathophysiology of schizophrenia and major depression // Neurotox. Res. 2002. -V. 4, №5-6.-P. 453-468.

98. Doble A. New insights into the mechanism of action of hypnotics // Journal of Psychopharmacology. 1999. - V. 13, № 1. - P. 11-20.

99. Dochetry K., Hutton J.C. Carboxypeptidase activity in the insulin secretory granule // FEBS Lett. 1983. - V. 162, № 1. - P. 137-141.

100. Dong E., Matsumoto K., Watanabe H. Diazepam binding inhibitor (DBI) reduces testosterone and estradiol levels in vivo // Life Sci. 2002. - V. 70, № 11.-P. 1317-1323.

101. Duka Т., Wuster M., Herz A. Rapid changes in enkephalin levels in rat striatum and hypothalamus induced by diazepam // Naunyn. Schmiedebergs. Arch. Pharmacol. 1979. - V. 309, № 1. - P. 1-5.

102. Ebner K., Rupniak N.M., Saria A., Singewald N. Substance P in the medial amygdala: Emotional stress-sensitive release and modulation of anxiety-related behavior in rats // PNAS. 2004. -V. 101, № 12. -P. 4280-4285.

103. Eipper В.A, Green C.B, Mains R.E. Expression of prohormone processing enzymes in neuroendocrine and non neuroendocrine cells // Monogr. Natl. Cancer. Inst. 1992. -№ 13, P. 163-168.

104. Farah J.M., Malcolm D.S., Mueller G.P. Dopaminergic inhibition of pituitary beta-endorphin-like immunoreactivity secretion in the rat // Endocrinology. 1982. - V. 110, № 2. - P. 657-659.

105. Fass D.M., Takimoto K., Mains R.E., Levitan E.S. Tonic Dopamine Inhibition of L-Type Ca2+ Channel Activity Reduces ID Ca2+ Channel Gene Expression // The Journal of Neuroscience. 1999. - V. 19, № 9. - P. 3345-3352.

106. Ferrarese C., Mennini Т., Pecora N., Pierpaoli C., Frigo M., Marzorati C., Gobbi M., Bizzi A., Codegoni A., Garattini S., Frattola L. Diazepam binding inhibitor (DBI) increases after acute stress in rat // Neuropharmacology. 1991. -№30.-P. 1445-1452.

107. Ferrarese C., Vaccarino F., Alho H., Mellstrom В., Costa E., Guidotti A. Subcellular location and neuronal release of diazepam binding inhibitor // J. Neurochem. 1987. - V. 48, № 4. - P. 1093-1102.

108. Ferrero P., Costa E., Conti-Tronconi В., Guidotti A. A diazepam binding inhibitor (DBI)-like neuropeptide is detected in human brain // Brain. Res. 1986. - V. 399, № 1. -P. 136-142.

109. Fiedorek F.T., Parkinson D. Carboxypeptidase H processing and secretion in rat clonal beta-cell lines // Endocrinology. 1992. -V. 131, № 3. - P. 1054-1062.

110. Fox C.A., Mansour A., Watson S.J. The effects of haloperidol on dopamine receptor gene expression // Jr. Exp. Neurol. 1994. - V. 130, № 2. - P. 288-303.

111. Fricker L.D. Activation and membrane binding of carboxypeptidase E // J. Cell. Biochem. 1988. - № 38. - P. 279-289.

112. Fricker L.D. Carboxypeptidase E // Ann. Rev. Physiol. 1988. - № 50.-P. 309-321.

113. Fricker L.D., Adelman J.P., Douglass J., Thompson R.C., Strandmann R.P., Hutton J. Isolation and sequence analysis of cDNA for rat carboxypeptidase E EC 3.4.17.10., a neuropeptide processing enzyme // Mol. Endocrinol. 1989. -V. 3, № 4. - P. 666-673.

114. Fricker L.D., Berman Y.L., Leiter E.H., Devi L.A. Carboxypeptidase E activity is deficient in mice with the fat mutation. Effect on peptide processing // J. Biol. Chem. 1996. - V. 271, № 48. - P. 30619-30624.

115. Fricker L.D., Das В., Angeletti R.H. Identification of the pH-dependent membrane anchor of carboxypeptidase E (EC 3.4.17.10) // J. Biol. Chem. 1990. - V. 265, № 5. - P. 2476-2482.

116. Fricker L.D., Das В., Klein R.S., Greene D., Jung Y.K. Regulation of carboxypeptidase E (enkephalin convertase) // NIDA Res. Monogr. 1991. -№ 111.-P. 171-187.

117. Fricker L.D., Devi L. Comparison of a spectrophotometric, a fluorometric, and a novel radiometric assay for carboxypeptidase E (EC 3.4.17.10) and other carboxypeptidase B-like enzymes // Anal. Biochem. 1990. -V. 184, № 1.-P. 21-27.

118. Fricker L.D., Herwert E. Comparision of a carboxypeptidase E-like enzyme in human, mouse, Xenopus, shark and Aplysia neural tissue // Brain Res. -1988. V. 453, № 1-2. - P. 281-286.

119. Fricker L.D., Plummer Т.Н.Jr., Snyder S.H. Enkephalin convertase: potent, selective and irreversible inhibitors // Biochem. Biophys. Res. Commun. -1983.-V. 11, №3.-P. 994-1000.

120. Fricker L.D., Reaves B.J., Das В., Dannies P.S. Comparison of the regulation of carboxypeptidase E and prolactin in GH4C1 cells, a rat pituitary cell line // Neuroendocrinology. 1990. - V. 51, № 6. - P. 658-663.

121. Flicker L.D., Rigual R.J., Diliberto E.J.Jr., Viveros O.H. Reflex splanchnic nerve stimulation increases levels of carboxypeptidase E mRNA and enzy-matic activity in the rat adrenal medulla // J. Neurochem. 1990. - V. 55, N 2.-P. 461-467.

122. Fricker L.D., Snyder S.H. Enkephalin convertase: purification and charasterization of a specific enkephalin-synthesizing carboxypeptidase localized to adrenall chromaffin granules // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1982. - № 79. - P. 3886-3890.

123. Fricker L.D., Snyder S.H. Purification and characterization of enkephalin convertase, an enkephaline-synthesizing carboxypeptidase // J. Biol. Chem. 1983. -V. 258, № 18.-P. 10950-10955.

124. Fricker L.D., Supattapone S., Snyder S.H. Enkephalin convertase: a specific enkephalin synthesizing carboxypeptidase in adrenal chromaffin granules, brain and pituitary gland//Life Sci.-1982.-№31.-P. 1841- 1844.

125. Gandolfo P., Patte C., Thoumas J.L., Leprince J., Vaudry H., Tonon M.C. The endozepine ODN stimulates 3H.thymidine incorporation in cultured rat astrocytes // Neuropharmacology. 1999. - V. 38, № 5. - P. 725-732.

126. Gavish M., Bachman I., Shoukrun R., Katz Y., Veenman L., Weisinger G., Weizman A. Enigma of the Peripheral Benzodiazepine Receptor // PHARMACOLOGICAL REVIEWS. 1999. -V. 51, № 4. -P. 629-650.

127. George S.R., Kertesz M. Dopamine receptors regulate Met-enkephalin content in pituitary // Brain. Res. 1985. - V. 334, № 1. - P. 187-189.

128. George S.R., Kertesz M. Met-enkephalin concentrations in striatum respond reciprocally to alterations in dopamine neurotransmission // Peptides. -1987. V. 8, № 3. - P. 487-492.

129. Gregg D., Goedken E., Gaikin M., Wendell D., Gorski J. Decreased expression of carboxypeptidase E protein is correlated to estrogen-induction of rat pituitary tumors // Mol. Cell. Endocrinol. 1996. - V. 117, N 2. - P. 219-225.

130. Grigoriants O., Devi L., Flicker L.D. Dopamine antagonist haloperidol increases carboxypeptidase E mRNA in rat neurointermediate pituitary but not in various other rat tissues. // Molecular brain research. 1993. - V. 19, № 1-2.-P. 161-164.

131. Guest P.C., Arden S.D., Rutherford N.G., Hutton J.C. The posttranslational processing and intracellular sorting of carboxypeptidase H in the islets of Langerhans // Mol. Cell. Endocrinol. 1995. - 113, № 1, P. 99-108.

132. Guest P.C., Ravazzola M., Davidson H.W., Orci L., Hutton J.C. Molecular heterogeneity and cellular localization of carboxypeptidase H in the islets of Langerhans // Endocrinology. 1991. - V. 129, № 2. - P. 734-740.

133. Guest P.C., Rhodes С J., Hutton J.C. Regulation of the biosynthesis of insulin secretory granule proteins. Coordinate translational control is exerted on some, but not all, granule K. matrix constituents // Biochem. J. 1989. - 257, № 2. -P. 431-437.

134. Guimaraes V.M., Zuardi A.W., Del Bel E.A., Guimaraes F.S. Cannabidiol increases Fos expression in the nucleus accumbens but not in the dorsal striatum // Life Sci. 2004. - V. 75, № 5. - P. 633-638.

135. Haefely W.E. Central action of benzodiazepines: general introduction // British Journal of Psychiatry. 1978. - № 133. - P. 231-238.

136. Ham J., Smyth D.G. Beta-endorphin processing in pituitary and brain is sensitive to haloperidol stimulation // Neuropeptides. 1985. - V. 5, № 4-6. - P. 497-500.

137. Harmar A. J. Neuropeptides // Transm. Mol. In the brain. 1987. - N 2.-P. 17-26.

138. Heimer L., Alheid G.F., Zaborsky L. Basal ganglia / Paxinos G, ed // The rat nervous system, V. 1, Forebrain and midbrain. New York, 1985. - P. 3786.

139. Herman Z.S., Huzarska M., Kmieciak-Kolada K., Kowalski J. Chronic treatment with chlorpromazine, thioridazine or haloperidol increases striatal enkephalins and their release from rat brain // Psychopharmacology (Berl). 1991. -V. 104, №1.-P. 106-112.

140. Herpfer I, Lieb K. Substance P and Substance P receptor antagonists in the pathogenesis and treatment of affective disorders // World J. Biol. Psychiatry. 2003. - V. 4, № 2. - P. 56-63.

141. Hollt V., Bergmann M. Effects of acute and chronic haloperidol treatment on the concentrations of immunoreactive beta-endorphin in plasma, pituitary and brain of rats // Neuropharmacology. 1982. - V. 21, № 2. - P. 147154.

142. Holmes A., Heilig M., Rupniak N.M., Steckler Т., Griebel G. Neuropeptide systems as novel therapeutic targets for depression and anxiety disorders // Trends. Pharmacol. Sci. 2003. - V. 24, № 11. - P. 580-588.

143. Holsboer F. The role of peptides in treatment of psychiatric disorders // J. Neural. Transm. Suppl. 2003. - V. 64. - P. 17-34.

144. Hook V.Y.H. Carboxypeptidase B-like activity for the processing of enkephalin precursors in the membrane component of bovine adrenomedullary chromaffin granules // Neuropeptides. 1984. - V. 4, № 2. - P. 117-126.

145. Hook V.Y.H., Affolter H.U. Identification of zymogen and mature forms of human carboxypeptidase H. A processing enzyme for the synthesis of peptide hormones // FEBS Lett. 1988. -V. 238, № 2. - P. 338-342.

146. Hook V.Y.H., Affolter H.U., Palkovits M. Carboxypeptidase H in the hypothalamo-neurohypophysal system: evidence for processing of a prohormone-processing enzyme during axonal transport // J. Neurosci. 1990. - V. 10, № 10. -P. 3219-3226.

147. Hook V.Y.H., Eiden L.E. (Met)-enkephalin and carboxypeptidase processing enzyme are co-released from chromaffin cells by cholinergic stimulation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1985. - № 128. - P. 563-570.

148. Hook V.Y.H., Eiden L.E. Two peptidases that convert 125J-Lys-Arg-(Met)-enkephalin and 125J-enkephalin-Arg6, respectively, to 125J-(Met)-enkephalin in bovine adrenal medullary chromaffin granules // FEBS Lett 1984. - V. 172, № 2.-P. 212-218.

149. Hook V.Y.H., LaGamma E.F. Product inhibit of carboxypeptidase H // J. Biol. Chem. 1987. - V. 262, № 26. -P. 12583-12588.

150. Hook V.Y.H., Loh Y.P. Carboxypeptidase B-Iike converting enzyme activity in secretory granules of rat pituitary // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. - N 81. - P. 2776-2780.

151. Hooper N.M. Angiotensin converting enzyme: implications from molecular biology for its physiological functions // Int. J. Biochem. 1991. - V. 23,№7-8.-P. 641-647.

152. Houdi A.A., Van Loon G.R. Haloperidol-induced increase in striatal concentration of the tripeptide, Tyr-Gly-Gly, provides an index of increased enkephalin release in vivo // J. Neurochem. 1990. - V. 54, № 4. - P. 1360-1366.

153. Hsueh W.A. Proteases in hormon production and metabolism // Int. Symp. "Proteases: Potent Role in Health and Disease" (Wursburg, 1982): Proc. -New York, London, 1984.-P. 141-151

154. Irminger J.C., Verchere C.B., Halban P.A. Carboxypeptidase E is not a sorting receptor for proinsulin // Mol. Biol. Cell. 1997. - № 8. - P. 1786-1786.

155. Jaber M., Tison F., Fournier M., Bloch B. Differential influence of haloperidol and sulpiride on dopamine-receptors and peptide messenger-RNA levels in the rat striatum and pituitary // Brain. Res. Mol. Brain Res. 1994. - V. 23, №1-2.-P. 14-20.

156. Jacobi J.M., Lloyd H.M., Meares J.D. Nuclear diameter in the anterior pituitary gland of the rat: effects of estrogen, bromocriptine, and haloperidol // J. Histochem. Cytochem. 1982. - V. 30, № 7. - P. 677-681.

157. Johansson G.B., Skidgel R.A. Carboxypeptidase M (cpm) converts epidermal growthfactor (EGF) to Des-Arg53-EGF // FASEB J. 1994. - V. 8, № 5.-P. 930-935.

158. Jung Y.K., Kunczt С.J., Pearson R.K., Dixon J.E., Fricker L.D. Structural characterization of the rat carboxypeptidase-E gene // Mol. Endocrinol. 1991. -V. 5, №9.-P. 1257-1268.

159. Jung Y.K., Kunczt C.J., Pearson R.K., Fricker L.D., Dixon J.E. Expression of the rat carboxypeptidase-E gene in neuroendocrine and nonneuroendocrine cell lines // Mol. Endocrinol. 1992. - V. 6, № 12. - P. 20272037.

160. Khalil R.H., Soliman M.R. Diazepam alters caffeine-induced effects on beta-endorphin levels in specific rat brain regions // Life Sci. 1997. - V. 61, №25.-P. 2485-2490.

161. Khan R.M., Soliman M.R. Effects of benzodiazepine agonist, antagonist and inverse agonist on ethanol-induced changes in beta-endorphin levels in specific rat brain regions // Pharmacology. 1993. - V. 47, № 6. - P. 337-343.

162. Kilpatrick D.L., Howells R.D., Noe M., Bailey L.C., Udenfriend S. Expression of preproenkephalin-Iike mRNA and its peptide products in mammalian testis and ovary // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. - V. 82, № 21. -P. 7467-7469.

163. Khanna A.S., Waisman D.M. Metabolism and intracellular processing of pro-tein hormones // Hormon. Act. 1988. - N 1. - P. 117-132.

164. Klein R.S., Das В., Fricker L.D. Secretion of carboxypeptidase E from cultured astrocytes and from AtT-20 cells, a neuroendocrine cell line: implications for neuropeptide biosynthesis // J. Neurochem. 1992 - V. 58, № 6. - P. 20112018.

165. Klein R.S., Fricker L.D. Heterogeneous expression of carboxypeptidase E and proenkephalin mRNAs by cultured astrocytes // Brain. Res. 1992. - V. 569, № 2. - P. 300-310.

166. Konkoy C.S., Oakes M.G., Davis T.P. Chronic treatment with neuroleptics alters neutral endopeptidase 24.11 activity in rat brain regions // Peptides.-1993.-V. 14, №5.-P. 1017-1020.

167. Konkoy C.S., Waters S.M., Davis T.P. Subchronic haloperidol administration decreases aminopeptidase N activity and Met5.enkephalin metabolism in rat striatum and cortex // Eur. J. Pharmacol. 1996. - V. 297, № 1-2.-P. 47-51.

168. Krieger D.T. Brain peptides: what, where, and why? // Science. -1983. V. 222, № 4627. - P. 971-985.

169. Krueger K.E., Papadopoulos V. Peripheral-type benzodiazepine receptors mediate translocation of cholesterol from outer to inner mitochondrial membranes in adrenocortical cells // J. Biol. Chem. 1990. - № 265. - P. 1501515022.

170. Lacourse K.A., Friis-Hansen L., Samuelson L.C., Rehfeld J.F. Altered processing of procholecystokinin in carboxypeptidase E-deficient fat mice: differential synthesis in neurons and endocrine cells // FEBS Lett. 1998. - V. 436, № 1.-P. 61-66.

171. Laslop A., Tschernitz C. Effects of nerve growth factor on the biosynthesis of chromogranin A and B, secretogranin II and carboxypeptidase H in rat PC12 cells // Neuroscience. 1992. - V. 49, N 2. - P. 443-450.

172. Law A.J., Hutchinson L.J., Burnet P.W., Harrison P.J. Antipsychotics increase microtubule-associated protein 2 mRNA but not spinophilin mRNA in rat hippocampus and cortex. // J. Neurosci. Res. 2004. - V. 76, № 3. - P. 376-382.

173. Li S., Givalois L., Pelletier G. Involvement of neurosteroids in the effect of the endogenous benzodiazepine receptor ligand octadecaneuropeptide

174. ODN) on gonadotropin-releasing hormone gene expression in rat brain // J. Neuroendocrinol. 1997. - V. 9, № 3. - P. 229-233.

175. Li S., Pelletier G. Dopamine regulation of gonadotropin-releasing hormone (GnRH) gene expression in the female rat brain // Neurosci. Lett. 1992. -V. 146, №2.-P. 207-210.

176. Lindefors N. Amphetamine and haloperidol modulate preprotachykinin A mRNA expression in rat nucleus accumbens and caudate-putamen // Brain. Res. Mol. Brain. Res. 1992. - V. 13, № 1-2. P. 151-154.

177. Llorens-Cortes C., Zini S., Gros C., Schwartz J.C. Dopaminergic regulation of enkephalin release // J. Neurochem. 1991. - V. 56, № 4. - P 13681375.

178. Loeffler J.P., Demeneix B.A., Pittius C.W., Kley N., Haegele K.D., Hollt V. GABA differentially regulates the gene expression of proopiomelanocortin in rat intermediate and anterior pituitary // Peptides. 1986. -V. 7, №2.-P. 253-258.

179. Loeffler J.P., Kley N., Pittius C.W., Almeida O.F., Hollt V. In vivo and in vitro studies of GABAergic inhibition of prolactin biosynthesis // Neuroendocrinology. 1986. - V. 43, № 4. - P. 504-510.

180. Loh Y.P., Birch N.P., Castro M.G. Pro-opiomelanocortin and pro-vasopressin converting enzyme in pituitary secretory vesicles // Biochimie. 1988 .-V. 70, № l.-P. 11-16.

181. Loh Y.P., Snell C.R., Cool D.R. Receptor mediated targeting of hormones to secretory granules, role of carboxypeptidase E // Trends Endocrinol. Met. 1997. - V. 8, № 4. P. 130-137.

182. Lowry O.H., Rosebrought N.J., Farr A.G., Randall RJ. Protein measurement with Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. - V. 193, № 1. -P. 265-275.

183. Luddens H., Korpi E.R. Biological function of GABAA/benzodiazepine receptor heterogeneity // J. Psychiatr. Res. 1995. - V. 29, №2.-P. 77-79.

184. Lynch D.R., Braas K.M., Hutton J.C., Snyder S.H. Carboxypeptidase E (CPE) immunocytochemical localization in the rat central nervous system and pituitary gland // J. Neurosci. 1990. - V. 10, № 5. - P. 1592-1599.

185. Lynch D.R., Venable J.C., Snyder S.H. Enkephalin convertase in the heart: similar disposition to atrial natriuretic factor // Endocrinology. 1990. -V. 122, №6.-P. 2683-2691.

186. MacCumber M.W., Snyder S.H., Ross C.A. Carboxypeptidase E (enkephalin convertase): mRNA distribution in rat brain by in situ hybridization // J. Neurosci. 1990. -V. 10, № 8. - P. 2850-2860.

187. Maddalena D.J., Johnston G.A. Prediction of receptor peoperties and binding affinity of ligands to benzodiazepine-GABAA receptors using artificial neural networks // J. Med. Chem. 1995. - V. 38, № 4. - P. 715-724.

188. Mains R.E., Eipper B.A. Secretion and regulation of two biosyntetic enzyme activities, peptidyl-glycine a-amidating monooxygenase and a carboxypeptidase, by mouse pituitary corticotropic tumor cells // Endocrinology. -1984.-V. 115, N5.-P. 1683-1690.

189. Mannisto P.T., Laakso M.L., Jarvinen A., Rago L. Effects of Central and Peripheral Type Benzodiazepine Ligands on Growth-Hormone and Gonadotropin-Secretion in Male-Rats // Pharmacology s toxicology. 1992. - V. 71, № l.-P. 75-80.

190. Manser E., Fernandez D., Loo L., Goh P.Y., Monfries C., Hall C., Lim L. Human carboxypeptidase E. Isolation and characterization of the cDNA, sequence conservation, expression and processing in vitro // Biochem. J. 1990. -V. 267,№2.-P. 517-525.

191. Marksteiner J., Saria A., Miller C.H., Krause J.E. Differential increases of neurokinin B- and enkephalin-like immunoreactivities and their mRNAs after chronic haloperidol treatment in the rat // Neurosci Lett. 1992. - V. 148, №1-2.-P. 55-59.

192. Merchant K.M. c-fos antisense oligonucleotide specifically attenuates haloperidol-induced increases in neurotensin/neuromedin N mRNA expression in rat dorsal striatum // Mol. Cell. Neurosci. 1994. - V. 5, № 4. - P. 336-344.

193. Merchant K.M., Dobner P.R., Dorsa D.M. Differential effects of haloperidol and clozapine on neurotensin gene transcription in rat neostriatum // J. Neurosci. 1992. -V. 12, № 2. - P. 652-663.

194. Merchant K.M., Miller M.A. Coexpression of neurotensin and c-fos mRNAs in rat neostriatal neurons following acute haloperidol // Brain. Res. Mol. Brain. Res. 1994. - V. 23, № 3. - P. 271-277.

195. Merchant K.M., Miller M.A., Ashleigh E.A., Dorsa D.M. Haloperidol rapidly increases the number of neurotensin mRNA-expressing neurons in neostriatum of the rat brain // Brain. Res. 1991. - V. 540, № 1-2. - P. 311-314.

196. Mijnster M.J., Schotte A., Docter G.J., Voorn P. Effects of risperidone and haloperidol on tachykinin and opioid precursor peptide mRNA levels in the caudate-putamen and nucleus accumbens of the rat // Synapse. 1998. - V. 28, № 4.-P. 302-312.

197. Mikkelsen J.D. The KCNQ channel activator retigabine blocks haloperidol-induced c-Fos expression in the striatum of the rat // Neurosci. Lett. -2004. V. 362, № 3. - P. 240-243.

198. Millington W.R., O'Donohue T.L., Mueller G.P. Dopaminergic agents selectively alter the post-translational processing of beta-endorphin in the intermediate pituitary of the rat // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1987. - V. 243, № 1. -P. 160-170.

199. Mitchell V., Beauvillain J.C., Mazzuca M. GABAergic afferents modulate proenkephalin mRNA expression in the guinea pig hypothalamic magnocellular dorsal nucleus // Neurosci. Lett. 1992. - V. 144, № 1-2. - P. 189194.

200. Mori F., Groschel M., Leemhuis J., Meyer D.K. Intrinsic GABA neurons inhibit proenkephalin gene expression in slice cultures of rat neostriatum // Eur. J. Neurosci. 2002. - V. 15, № 7. - P. 1115-1124.

201. Morris В., Hollt V., Herz A. Dopaminergic regulation of striatal proenkephalin mRNA and prodynorphin mRNA: contrasting effects of Dj and D2 antagonists // Neuroscience. 1988. - № 25. - P. 525-532.

202. Morton D.B. The occurrence and function of proteolytic enzymes in the reproductive tract of mammals // Proteinases in Mammalian Cells and Tissue/Barrett A.J. (ed.). Amsterdam: Elsevier/North Holland Biomedical Press, 1977.-P. 445-500.

203. Nagae A., Deddish P.A., Becker R.P., Anderson C.H., Abe M., Tan F., Skidgel R.A., Erdos E.G. Carboxypeptidase M in brain and peripheral nerves // J. Neurochem. 1992. - V. 59, № 6. - P. 2201-2212.

204. Nalamachu S.R., Song L.X., Fricker L.D. Regulation ofу Icarboxypeptidase E effect of Ca on enzyme-activity and stability // J. Biol. Chem.-1994.-269, № 15.-P. 11192-11195.

205. Nemeroff C.B. Neurotensin: perchance an endogenous neuroleptic? // Biol. Psychiatry. 1980. - V. 15. - P. 283-302.

206. Nickells R.W., Schlamp C.L., Newton A.C., Williams D.S. Gene expression of the neuropeptide-processing enzyme carboxypeptidase E in rat photoreceptor cells // J. Neurochem. 1993. - V. 61, № 5. -P. 1891-1900.

207. Nillni E.A., Xie W., Mulcahy L., Sanchez V.C., Wetsel W.C. Deficiencies in pro-thyrotropin-releasing hormone processing and abnormalities in thermoregulation in Cpefat/fat mice // J. Biol. Chem. 2002. - V. 277, № 50. - P. 48587-48595.

208. Norenberg U., Richter D. Processing of the oxytocin precursor: isolation of an exopeptidase from neurosecretory granules of bovine pituitaries // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1988. - V. 156, № 2. - P. 898-904.

209. Novas M.L., Medina J.H., Calvo D., De Robertis E. Increase of peripheral type benzodiazepine binding sites in kidney and olfactory bulb in acutely stressed rats // Eur. J. Pharmacol. 1987. - № 135. - P. 243-246.

210. Nutt D.J., Malizia A.L. New insights into the role of the GABAA— benzodiazepine receptor in psychiatric disorder // The British Journal of Psychiatry. 2001. - № 179. - P. 390-396.

211. Obuchowicz E., Turchan J. Influence of typical and atypical antipsychotics on neuropeptide Y-like immunoreactivity and NPY mRNA expression in rat striatum // Neuropeptides. 1998. - V. 32, № 5. - P. 473-480.

212. Owens G.P., Sinha A.K., Sikela J.M., Hahn W.E. Sequence and expression of the murine diazepam binding inhibitor // Brain. Res. Mol. Brain. Res.-1989.-V. 6,№2-3.-P. 101-108.

213. Oyarce A.M., Hand T.A., Mains R.E., Eipper B.A. Dopaminergic regulation of secretory granule associated proteins in rat intermediate pituitary // J. Neurochem. 1996. - V. 67, № 1. - P. 229-241.

214. Parkinson D. Carboxypeptidase H in bovine pituitary gland: soluble forms are not processed at the C-terminus // Mol. Cell. Endocrinol. 1992. - V. 86, №3.-P. 221-233.

215. Parlow J.L., Costache I., Avery N., Turner K. Single-dose haloperidol for the prophylaxis of postoperative nausea and vomiting after intrathecal morphine // Anesth. Analg. 2004. - V. 98, № 4. - P. 1072-1076.

216. Patterson T.A., Schulteins G., Alvarado M.C., Martinez J.L.-J.R., Bennet E.L., Rossenzweig M.R., Hruby V.Y. Influence of opioid peptides on learningand memory process in the chick // Behav.-Neurosci. 1989. - V. 103, № 2.-P. 429-437.

217. Pelletier G. Regulation of proopiomelanocortin gene expression in rat brain and pituitary as studied by in situ hybridization // Ann NY Acad. Sci. 1993. -№680.-P. 246-259.

218. Perloff M.D., Kream R.M., Beinfeld M.C. Reduced levels of substance P in the brains of Cpe(Fat)/Cpe(Fat) Mice // Peptides. 1998. - V. 19, №6.-P. 1115-1117.

219. Pilowsky L.S., Ring H., Shine P.J., Battersby M., Lader M. Rapid Tranquilization A Survey of Emergency Prescribing in a General Psychiatric-Hospital // British journal of psychiatry. - 1992. - V. 160, № 6. - P. 831-835.

220. Pivac N., Fericic D. Inhibitory Effect of Diazepam on the Activity of the Hypothalamic-Pituitary-Adrenal Axis in Female Rats // Journal of neural transmission-general section. 1993. - V. 92, № 2-3. - P. 173-186.

221. Pole P. Involvement of endogenous benzodiazepine receptor Iigands in brain disorders: therapeutic for benzodiazepine antagonists? // Med. Hypotheses. 1995. V. 44, № 6. - P. 439-446.

222. Porcelli G., Raffaelli R., Sacchi A., Volpe A.R., Miani C. Localization and characterization of human salivary kininases // Agents Actions Suppl. -1992.- V. 38, № l.-P. 401-406.

223. Powers C.A. Dopamine receptor blockade increases glandular kallikrein-like activity in the neurointermediate lobe of the rat pituitary // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1985. - V. 127, № 2. - P. 668-672.

224. Prevett M.C., Lammartsma A.A., Brooks D.J., CunnighamV.I. et al. Benzodiazepine- GABAA receptor binding during absence seizures // Epilepsia. -1995. V. 36, №6.-P. 592-599.

225. Pritchett D.B., Roberts J.L. Dopamine regulates expression of the glandular-type kallikrein gene at the transcriptional level in the pituitary // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. - V. 84, № 16. - P. 5545-5549.

226. Radke J.M., Owens M.J., Ritchie J.C., Nemeroff C.B. Atypical antipsychotic drugs selectively increase neurotensin efflux in dopamine terminal regions // Neurobiology. 1998. - V. 95, № 19. - P. 11462-11464.

227. Rago L., Adojaan A., Pokk P. The effect of stress on 3 benzodiazepine receptor in rat blood platelets and lymphocytes: The effect of non-benzodiazepine tranquilizers // Molecular. Pharmacology of Receptors. 1989. - V. 3. - P. 4-16.

228. Regoli D. Toward a new anti-inflammatory and analgesic agent // PNAS. 2000. - V. 97, № 14. - P. 7676-7677.

229. Reimer S., Hollt V. GABAergic regulation of striatal opioid gene expression // Brain. Res. Mol. Brain. Res. 1991. - № 1. - P. 49-54.

230. Reznika S., Salafiaa C., Lageb J., Frickerc L. Localization of Carboxypeptidases E and D in the Human Placenta and Umbilical Cord // Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 1998. - V. 46. - P. 1359-1368.

231. Rivier C., Rivier J., Vale W. Stress-induced inhibition of reproductive func-tions: role of endogenous CRF // Science. -1986. -N 231. P. 607-610.

232. Rodriguez C., Brayton K.A., Brownstein M., Dixon J.E. Rat preprocarboxypeptidase H. Cloning, characterization, and sequence of the cDNA and regulation of the mRNA by corticotropin releasing factor // J. Biol. Chem. -1989. V. 264, № 10. - P. 5988-5995.

233. Rossier J., Barres E., Hutton J.C., Ricknell R.J. Radiometric assay for carboxypeptidase H (EC 3.4.17.10) and other carboxypeptidase B-like enzymes // Anal. Biochem. 1989. - V. 178, № 1. p. 27-31.

234. Rossier J., Battenberg Ё., Piffman Q. et al. Hypothalamic enkephalin neurons may regulate the neurohypophysis // Nature. 1979. - V.277. - P.653-655.

235. Roth W.W., Mackin R.B., Spiess J., Goodman R.H., Noe B.D. Primary structure and tissue distribution of anglerfish carboxypeptidase H // Mol. Cell. Endocrinol. 1991. -V. 78, № 3. p. 171-178.

236. Roubert C., Spielewoy C., Soubrie P., Hamon M., Giros В., Betancur C. Altered neurotensin mrna expression in mice lacking the dopamine transporter // Neuroscience. 2004. - V. 123, № 2. - P. 537-546.

237. Rovere C., Viale A., Nahon J., Kitabgi P. Impaired processing of brain proneurotensin and promelanin concentrating hormone in obese fat/fat mice // Endocrinology. 1996. - V. 137, № 7. - P. 2954-2958.

238. Sands S.A., Dickerson D.S., Morris S.J., Chronwall B.M. Dopamine D2 receptor stimulation alters G-protein expression in rat pituitary intermediate lobe melanotropes // Endocrine. 1997. - V. 6, № 3. - P. 325-333.

239. Schalling M., Friberg K., Riederert P. et al. Analysis of expression of cholecystokinin in dopamine cells in the ventral mesencephalon of several species and in humans with schizophrenia // Neurobiology. 1991. - V. 87. - P. 84278431.

240. Schlamp C.L., Nickells R.W. Light and dark cause a shift in the spatial ex-pression of a neuropeptide processing enzyme in the rat retina // J. Neurosci. 1996. - V. 16, N 7. - P. 2164-2171.

241. Schuckit M.A., Hauger R., Klein J.L. Adrenocorticotropic Hormone Response to Diazepam in Healthy-Young Men // Biological psychiatry. 1992. -V. 31, № 7. - P. 661-669.

242. Seidah N.G., Chretien M. Proprotein and prohormone convertases of the subtilisin family recent developments and future perspectives // Trends Endocrinol. Met. - 1992. - 3, № 4. - p. 133-140.

243. Sharma R.P., Janicak P.G., Bissette G., Nemeroff C.B. CSF neurotensin concentrations and antipsychotic treatment in schizophrenia and schizoaffective disorders // Am. J. Psychiatry. 1997. - V. 154. - P. 1019-1021.

244. Shen F.S., Loh Y.P. Intracellular Misrouting and Abnormal Secretion of Adrenocorticotropin and Growth Hormone in Cpe (Fat) Mice Associated with a Carboxypeptidase E Mutation // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1997. - V. 94, № 10. -P. 5314-5319.

245. Shibata K., Haverstick D.M., Bannon M.J. Tachykinin gene expression in rat limbic nuclei: modulation by dopamine antagonists // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1990. - V. 255, № 1. - P. 388-392.

246. Shimamori Y., Kumagai Y., Watanabe Y., Fujimoto Y. Human placental carboxypeptidase M is anchored by a glycosyl-phosphatidylinositol moiety // Biochem. Int. 1990. - V. 20, № 3. - P. 607-613.

247. Shin C.J., Kim Y.S., Park J.B., Juhnn Y.S. Changes in G protein levels in the hippocampus and the striatum of rat brain after chronic treatment with haloperidol and sulpiride // Neuropharmacology. 1995. - V. 34, № 10. - P. 13351338.

248. Silberring J., Lason W., Przewlocka В., Przewlocki R. Enkephalin convertase in the rat spinal cord // Neuropeptides. 1986. - V. 8, № 4. - P. 367376.

249. Sivam S.P., Hong J.S. GABAergic regulation of enkephalin in rat striatum: alterations in Met5-enkephalin level, precursor content and preproenkephalin messenger RNA abundance // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1986. -V. 237, №1.-P. 326-331.

250. Sivam S.P., Strunk C., Smith D.R., Hong J.S. Proenkephalin-A gene regulation in the rat striatum: influence of lithium and haloperidol // Mol. Pharmacol. 1986. - V. 30, № 2. - P. 186-191.

251. Skidgel R., McGwire G., Li X. Membrane anchoring and release of carboxypeptidase M: implications for extracellular hydrolysis of peptide hormones. // Immunopharmacology 1996. - V. 32, № 1-3. - P. 48-52.

252. Skidgel R.A., Davis R.M., Tan F. Human carboxypeptidase M. Purification and characterization of a membrane-bound carboxypeptidase that cleaves peptide hormones // J. Biol. Chem. 1989. - V. 264, № 4. - P. 2236-2241.

253. Skidgel R.A., Johnson A.R., Erdos E.G. Hydrolisys of opioid hexapeptides by carboxypeptidase N. Presence of carboxypeptidase in cell membranes // Biochem. Pharmacol. 1984. - V. 33, № 21. - P. 3471-3478.

254. Skidgel R.A., Tan F.L., Deddish P.A., Li X.Y. Structure, function and membrane anchoring of carboxypeptidase M // Biomed. Biochim. Acta. — 1991. — V. 50, №4-6.-P. 815-820.

255. Smith D.R., Pallen С.J., Murphy D., Lim L. Pituitary-specific transcriptional initiation sites of the rat carboxypeptidase-H gene and the influence of thyroid hormone status // Mol. Endocrinol. 1992. - V. 6, № 5. - P. 713-722.

256. Song L.X., Fricker L.D. Calcium and pH dependent aggregation of carboxypeptidase E // J. Biol. Chem. 1995. - 270, № 14. - P. 7963-7967.

257. Song L.X., Fricker L.D. The pro region is not required for the expression or intracellular routeing of carboxypeptidase E // Biochemical Journal. 1997. - V. 323, № 4. - P. 265-271.

258. Stack G., Fricker L.D., Snyder S.H. A sensitive radiometric assay for enkephalin convertase and for carboxypeptidase B-like enzymes // Life Sci. -1984. -№ 34. P. 113-121.

259. Steiner D.F. The biosynthesis of biologically active peptides: a perspective // Peptide Biosynthesis and Processing (Fricker L.D., ed.).- CRC Press, Boca Raton, Florida, 1991.-P. 1-16.

260. Strange P.G. Pathology and drug action in schizophrenia: insights from molecular biology // Essays Biochem. 1998. - V. 33. - P. 105-116.

261. Supattapone S., Fricker L.D., Snyder S.H. Purification and characterization of membrane-bound enkephalin-forming carboxypeptidase, "enkephalin convertase" // J. Neurochem. 1984. - V. 42, № 4. - P. 1017-1023.

262. Svensson A., Carlsson M.L., Carlsson A. Crucial role of the accumbens nucleus in the neurotransmitter interactions regulating motor control in mice//J. Neural. Transm. Gen. Sect. 1995.-№ 101.-P. 127-148.

263. Tang F., Costa E., Schwartz J.P. Increase of proenkephalin mRNA and enkephalin content of rat striatum after daily injection of haloperidol for 2 to 3 weeks // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. - V. 80, № 12. - P. 3841-3844.

264. Thiele E.A, Eipper B.A. Effect of secretagogues on components of the secretory system in AtT 20 cells // Endocrinology. 1990. - V. 126, N 2. - P. 809817.

265. Tong Y., Toranzo D., Pelletier G. Localization of Diazepam-Binding Inhibitor (Dbi) Messenger-RNA in the Rat-Brain by High-Resolution Insitu Hybridization//Neuropeptides. 1991. -V. 20, № 1. - P. 33-40.

266. Vallar L., Meldolesi J. Mechanisms of signal transduction at the dopamine D2 receptor // Trends. Pharmacol. Sci. 1989. - V. 10, № 2. - P. 74-77.

267. Van Ree J.M., Gaffori O., De Wied D. In rats, the behavioral profile of CCK-8 related peptides resembles that of antipsychotic agents // Eur. J. Pharmacol. 1983. -V. 93, № 1-2. - P. 63-78.18-21

268. Vetulani J. Pharmacological receptors: the membrane receptors for neurotransmitters and drugs // Acta. Physiol. Pol. 1988. - V. 39, № 2. - P. 81-97.

269. Wallace E.F., Evans C.J., Jurik, S.M., Mettord I.N., Barchas J.D. Carboxypeptidase В activity from adrenal medulla is it involved in the processing of proenkephalin // Life Sci. - 1982. - 31, № 16-17. - P. 1793-1796.

270. Wang Y., Goldman-Rakic P.S. D2 receptor regulation of synaptic burst firing in prefrontal cortical pyramidal neurons // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2004.- V. 101,№ 14.-P. 5093-5098.

271. Waters S.M., Rounseville M.P., Davis T.P. Effect of dopaminergic drugs on processing and degradative neuropeptidase mRNA in rat frontal cortex and caudate-putamen // Brain. Res. 1997. - V. 754, № 1-2. - P. 28-34.

272. Xu J.H., Liu H.C., Zhang Y.P. 4-Aminopyridine Induced Rage Reaction in Mice // ACTA PHARMACOLOGICA SINICA. 1991. - V. 12, № 2. -P. 155-159.

273. Yoshikawa K., Hong J.S. The enkephalin system in the rat anterior pituitary: regulation by gonadal steroid hormones and psychotropic drugs // Endocrinology.- 1983.-V. 113, №4.-P. 1218-1227.

274. Zetler G. Analgesia and ptosis caused by caerulein and cholecystokinin octapeptide (CCK-8) // Neuropharmacology. 1980. - V. 19, № 5.-P. 415-422.

Информация о работе

Правосудова, Наталья Александровна
кандидата биологических наук
Москва, 2006
ВАК 03.00.04

Диссертация

Влияние психолептиков на активность основных карбоксипептидаз в тканях самцов крыс - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы