Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Влияние минисателлитной ДНК на частоту гомологичной рекомбинации ДНК в соматических клетках в культуре

ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Марченко, Борис Евгеньевич

ВВЕДЕНИЕ.

Цели и задачи исследования.

Научная новизна работы.

Глава 1. Литературный обзор.

1.1 Генетическая рекомбинация в эукариотических клетках.

1.1.1 Модели гомологичной рекомбинации.

1.1.2 Особенности гомологичной рекомбинации в соматических клетках.

1.1.3 Горячие точки рекомбинации.

1.2 Повторяющиеся последовательности в геномах эукариот. Минисателлиты.

1.3 Мутации в минисателлитах.

1.3.1 Современные подходы к выявлению мутаций.

1.3.2 Внутрилокусные мутации в минисателлитах.

1.3.3 Модели возникновения внутрилокусных мутаций в минисателлитах.

1.4 Биологическая роль минисателлитов.

1.5 Рекомбинация в прилегающих к минисателлитным локусам районах уникальной ДНК.

Глава 2. Материалы и методы.

2.1 Бактериальные штаммы и трансформация бактерий.

2.2 Генно-инженерная техника.

2.3 Минисателлитная ДНК.

2.4 Плазмиды.

2.5 Клеточные культуры и трансфекция соматических клеток.

2.6 Получение препаратов ДНК.

2.7 Детекция продуктов рекомбинации методом полимеразной цепной реакции (ПЦР).

2.8 Статистическая обработка результатов.

Глава 3. Результаты.

3.1 Конструирование тестерных плазмид.

3.2 Выбор клеточной линии и метода трансфекции.

3.3 Измерение частот экстрахромосомной межплазмидной рекомбинации в экспериментах по постоянной трансформации клеточных культур.

3.4 Подтверждение восстановления полноразмерного гена пео в клеточных клонах, устойчивых к G418, полимеразной цепной реакцией.

3.5 Измерение отношений числа копий различных фрагментов гена пео в геномной ДНК трансформированных клеток, устойчивых к антибиотику G418.

3.6 Изменения длины GVR-фрагмента (ПЦР со специфическими праймерами) в геномной ДНК клеток, устойчивых к антибиотику G418.

Глава 4. Обсуждение.

Выводы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Влияние минисателлитной ДНК на частоту гомологичной рекомбинации ДНК в соматических клетках в культуре"

Минисателлитами называют геномные локусы, образованные прямыми повторами ДНК, с длиной повторяющейся последовательности 6-100 п. н., в которой иногда содержится «коровый» мотив, сходный с Chi-последовательностью - сигналом общей рекомбинации в клетках E.coli (Chi-подобный сайт) (Jeffreys et al., 1985а). Характерной особенностью минисателлитов является высокая частота мутаций, изменяющих число повторов в локусе (гипервариабильность), что делает их уникальными по информативности генетическими маркерами при картировании генома (программа «Геном человека»), анализе родословных и в судебной медицине. Определенные мутации в некоторых минисателлитах ассоциированы с раком и наследственными болезнями (Марченко, Подгорная, 1998; Djian, 1998). Мутационная нестабильность минисателлитов основана на повышенной частоте гомологичной рекомбинации. Предполагается, что рекомбиногенная активность минисателлитов может затрагивать прилегающие к ним районы уникальной ДНК, где может происходить индукция гомологичной рекомбинации (Jeffreys et al, 1985а; Jarman, Wells, 1989).

Это предположение было подтверждено для минисателлитов, которые имеют Chi-подобные сайты. При этом использовался подход, основанный на совместном введении в клетки плазмид, содержащих неперекрывающиеся делеции в гене селективной устойчивости и последующем отборе на селективной среде клонов клеток, в которых активность гена восстанавливается (Smith, Berg, 1984). По соседству с геном устойчивости в плазмиды были встроены минисателлитные последовательности, рекомбиногенная активность которых оценивалась по изменению частоты появления клонов клеток, устойчивых к селективному агенту. В таких экспериментах было показано, что присутствие в плазмидах минисателлита с Chi-подобными сайтами повышает частоту восстановления гена селективной устойчивости (Wahls et al., 1990).

Оставался открытым вопрос, изменяется ли частота рекомбинации в районах уникальной ДНК, прилегающих к минисателлитам без Chi-подобных сайтов.

Цели и задачи исследования

Цель настоящей работы была сформулирована д.б.н. O.K. Глебовым (ЦИН РАН, Salk Inst. Biol. Studies, USA) - изучение влияния минисателлитной ДНК без Chi-подобных сайтов на частоту гомологичной рекомбинации в прилежащих районах уникальной ДНК. В качестве минисателлитного фрагмента была выбрана клонированная последовательность GVR (Genomic Variable Region) (Rogaev, 1989). Исследуемая последовательность GVR образована двумя различными минисателлитами (аро и tau) без Chi-подобных сайтов, образующими устойчивую пару в геномах различных организмов. Тестерные плазмиды конструировали на основе челночного вектора pSVltteo.

Рекомбинацию оценивали по частоте восстановления селективного гена пео из дефектных копий с неперекрывающимися делециями.

Решали последовательно следующие задачи:

1. Сконструировать тестерные плазмиды для оценки рекомбиногенной активности ранее не исследованных минисателлитных ДНК без Chi-подобных сайтов.

2. Определить с помощью сконструированных плазмид рекомбиногенную активность минисателлитов в различных клеточных линиях и отобрать те, в которых эта активность максимальна. В результате предварительных исследований была отобрана клеточная линия LM (трансформированные легочные фибробласты мыши).

3. С помощью ПЦР выявить рекомбинантные продукты в клетках устойчивых к антибиотику клонов и провести их анализ.

Научная новизна работы

Согласно данным, полученным для минисателлита с Chi-подобными сайтами, наличие минисателлитной вставки хотя бы в одной из рекомбинирующих плазмид повышает частоту восстановления тестерного гена, а в случае, когда минисателлитная последовательность находится в обеих рекомбинирующих плазмидах, частота восстановления тестерного гена еще выше (Wahls et al., 1990). Основным механизмом восстановления тестерного гена был признан соматический кроссинговер (далее в тексте кроссинговер).

Настоящая работа имеет следующие особенности: а) исследуемая последовательность GVR образована двумя различными минисателлитами (аро и tau) без Chi-подобных сайтов, образующими устойчивую пару в геномах различных организмов; б) в ПЦР анализе использовали геномную ДНК всей популяции 0418-устойчивых клеток, полученных в результате одного эксперимента.

Впервые описан «асимметричный» эффект присутствия минисателлитной вставки без Chi-подобных сайтов в одной из рекомбинирующих плазмид, проявляющийся в падении или повышении числа устойчивых к антибиотику клонов, в зависимости от комбинации плазмид при котрансфекции.

Результаты указывают на возможную роль генной конверсии в формировании продуктов рекомбинации. Недавно было показано, что генная конверсия - основной механизм мутирования минисателлитов в половых клетках человека и высших млекопитающих (Buard, Jeffreys, 1997), однако до сих пор отсутствовали подобные данные для соматических клеток, как нормальных, так и опухолевых (Jeffreys, Neumann, 1997).

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Марченко, Борис Евгеньевич

Выводы

1. Последовательность GVR содержит два негомологичных минисателлитных локуса без Chi-подобных сайтов.

2. Для оценки влияния минисателлитной последовательности на частоту рекомбинации в прилегающей уникальной ДНК в соматических клетках высших эукариот на основе челночного вектора pSV2w£0 сконструирован набор плазмид, содержащих последовательность GVR и различные делеционные варианты тестерного гена пео.

3. Частота восстановления гена пео зависит от присутствия в плазмидах последовательности GVR. В тех случаях, когда при котрансфекции последовательность GVR присутствует в сочетании только с одним из делеционных вариантов гена пео, наблюдается зависимость частоты восстановления гена пео от взаимного расположения делеции в тестерном гене пео и последовательности GVR, названная «асимметричным» эффектом.

4. Для объяснения «асимметричного» эффекта предложена гипотеза о том, что присутствие последовательности GVR в плазмидах направляет генную конверсию таким образом, что GVR-содержащая плазмида становится акцептором (реципиентом) генетической информации.

В заключение хочу выразить признательность и благодарность своему научному руководителю к.б.н. Ольге Игоревне Подгорной и зав. Отделом клеточных культур д.б.н., профессору Георгию Петровичу Пинаеву за руководство и всестороннюю поддержку; Банку клеточных культур за методическую помощь; к.б.н. Ю.В. Кураш и к.б.н. Т.В. Кисляковой за помощь в предварительных исследованиях, обсуждение результатов и плодотворную дискуссию; к.б.н. И.М. Спивак за оппонирование и рецензирование на предзащите, а также всех коллег, проявлявших интерес к этой работе.

Также выражаю свою благодарность д.б.н. Е. И. Рогаеву за предоставленный GVR-фрагмент, к.б.н. С. Р. Романову за плазмиды pSV2#i<wDL (pSV2nmiN) и pSV2«^DR (pSV2n«wiSK) и д.б.н. О. К. Глебову за идею этой работы.

Работа финансировалась грантами DOE Human Genome Program (USA) и Open Society Institute (Soros Foundation).

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Марченко, Борис Евгеньевич, Санкт-Петербург

1. Глебов ОК. (1988) В кн: Методы культивирования клеток. Л., Наука., 313 е., 205-221.

2. Глебов ОК. (1989) Генетическая трансформация соматических клеток. JL, Наука, 351 с.

3. Зайцев ГН. (1991) Математический анализ биологических данных. М. Наука, 184 с.

4. Кушев ВВ. Механизмы генетической рекомбинации. JL, 1971, 247 с.

5. Маниатис Т, Фрич Э, Сэмбрук Дж. (1984) Молекулярное клонирование. М., 479 с.

6. Марченко БЕ, Кураш ЮК. Влияние минисателлитной ДЖ на частоту гомологичной рекомбинации ДНК. (1997) Цитология, 1, 81-82.

7. Марченко БЕ, Подгорная ОИ. Мутационный процесс в минисателлитах. (1998) Цитология, 5, 455-466.

8. Марченко БЕ, Подгорная ОИ. Минисателлитные последовательности без Chi-подобных сайтов в плазмидах семейства pSV2neo направляют генную конверсию тестерного гена пео в клетках линии LM. (2000) Цитология, 7, 702-709.

9. Alberts В, Bray D, Lewis J, Raff M, Roberts К, Watson JD. Molecular Biology of the Cell. (1989) Second edition, NY, 517.

10. Armour J A, Patel I, Thein SW, Fey MF, Jeffreys AJ. Analysis of somatic mutations at human minisatellite loci in tumor and cell lines. (1989) Genomics, 4(3), 328-334.

11. Ay ares D, Chekuri L, SongK-Y, Kucherlapati R. Sequence homology requirements for intermolecular recombination in mammalian cells. (1986) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 83, 5199-5203.

12. Belmaaza A, Wallenburg JC, Brouillette S, Gusew N, Chartrand P. Genetic exchange between endogenous and exogenous LINE-1 repetitive elements in mouse cells. (1990) Nucl. As. Res., 18, 63856391.

13. Berg I; Cederberg H; Rannug U Tetrad analysis shows that gene conversion is the major mechanism involved in mutation at the human minisatellite MSI integrated in Saccharomyces cerevisiae. (2000) Genet. Res., 75(1), 1-12.

14. Biessmann H, Mason JM. Genetics and molecular biology of telomeres. (1993) Adv. Genet., 30, 185-249.lO.Blair DG, Cooper CS, Osskarsson MK et al. New method for detecting cellular transforming genes.(1982) Science, 218, 11221125.

15. Boan F, Rodriguez JM, Gomez-Marquez J. A non-hypervariable human minisatellite strongly stimulates in vitro intramolecular homologous recombination. (1998) J. Mol. Biol., 278 (3), 499-505.

16. Bois P; Jeffreys AJ. Minisatellite instability and germline mutation. (1999) Cell. Mol. Life Sci., 55(12), 1636-48.

17. Brenner DA, Kato S, Anderson RA, Smigicki AC, Camerini-Otero RD. The recombination and integration of DNA's introduced into mouse L cells. (1984) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 49, 151-160.

18. Brenner DA, Smigocki AC, Camerini-Otero RD. Effect of insertions, deletions, and double-strand breaks on homologous recombination in mouse L cells. (1985) Mol. Cell. Biol., 5, 684-691.

19. Buard J; Bourdet A; Yardley J; Dubrova Y; Jeffreys A/Influences of array size and homogeneity on minisatellite mutation. (1998) EMBO J., 17(12), 3495-502.1..Buard J, Jeffreys AJ. Big, bad minisatellites. (1997) Nature Genet., 15, 327-328.

20. Buard J, Vergnaud G. Complex recombination events at the hypermutable minisatellite CEB1 (D2S90) (1994) EMBO J., 13, 3203-3210.

21. Bullock P, Miller J, Botchan M. Effects of poly {d(pGpT) d(pApC)} and poly (d(pCpG) d(pCpG)} repeats on homologous recombination in somatic cells. (1986) Mol. Cell. Biol., 6, 3948-3953.

22. Carpenter АТС. Gene conversion, recombination nodules, and the initiation of meiotic synapsis. (1987) BioEssays, 6, 232-236.

23. Calabretta B, Robberson DL, Barrera-Saldana HA. et al. Genome instability in a region of human DNA enriched in Alu repeat sequences. (1982) Nature, 296,219-225.

24. Chandley AC, Mitchell AR. Hypervariable minisatellite regions are sites for crossing-over at meiosis in man. (1988) Cytogenet. Cell. Genet., 48, 152-155.

25. Collick A, Dunn MG, Jeffreys AJ. Minisatellite binding protein Msbp-1 is a sequence-specific single-stranded DNA-binding protein. (1991) Nucl. Acids Res., 19(23), 6399-6404.

26. Collick A, Jeffreys AJ. Detection of a novel minisatellite-specific DNA-binding protein (1990) Nucl. Acid Res., 18(13), 625-629.

27. Debrauwure H; Buard J; Tessier J; Aubert D; Vergnaud G; Nicolas A Meiotic instability of human minisatellite СЕВ 1 in yeast requires DNA double-strand breaks. (1999) Nat. Genet., 23(3), 367-71.

28. Djian P. Evolution of simple repeats in Dna and their relation to human disease. (1998) Cell, 94, 155-160.

29. Edelman W, Kroger B, Goller M, Horak I. A recombination hotspot in the LTR of a mouse retrotransposone identified in an in vitro system. (1989) Cell, 57, 937-946.

30. Folger KR, Wong EA, Wahl G, Capecchi MR. Patterns of integrated of DNA microinjected into cultured mammalian cells: evidence for homologous recombination between injected plasmid DNA molecules. (1982) Mol. Cel. Biol., 2 1372-87.

31. Gordenin DA, Kunkel ТА, Resnick MA. Repeat expansion-all in a flap? (1997) Nature Genet., 16, 116-118.

32. Gray 1С, Jeffreys AJ. Evolutionary transience of hypervariable minisatellites in man and the primates. (1991) Proc. R. Soc. Lond., 243, 241-253.

33. He Q; Cederberg H; Armour JA; May CA; Rannug U Cis-regulation of inter-allelic exchanges in mutation at human minisatellite MS205 in yeast. (1999) Gene, 232(2), 143-53.

34. A5.Holliday R. A mechanism for gene conversion in fungi. (1964) Genet. Res., 5, 282-.

35. Inone H, Nojima Д Okayama H. High efficiency transformation of E.coli with plasmids. (1990) Gene, 96, 23-28.

36. Al .Jar man AP, Wells RA. Hypervariable minisatellites: recombinators or innocent bystanders? (1989) T.I.G., 5(11), 367-371.

37. Jeffreys AJ, Allen MJ, Armour JAL, Collick A, Dubrova Y, Fretwell N, Guram T, Jobling M, May CA, Neil DL, Neumann R. Mutation process at human minisatellites. (1995) Electrophoresis, 16, 15771585.

38. Jeffreys AJ, MacLeod A, Tamaki K, Neil DL, Monckton DG. Minisatellite repeat coding as a digital approach to DNA typing. (1991) Nature, 354, 204-209.

39. Jeffreys AJ; Neil DL; Neumann R Repeat instability at human minisatellites arising from meiotic recombination. (1998) EMBO J, 17(14), 4147-57.

40. Jeffreys AJ, Neumann R. Somatic mutation processes at a human minisatellite. (1997) Hum. Mol. Genet., 6(1), 129-136.

41. Jeffreys AJ, Neumann R, Wilson V. Repeat unit sequence variation in minisatellites: a novel source of DNA polymorphism for studing variation and mutation by single molecule analysis. (1990 Cell, 60, 473-485.

42. Jeffreys AJ; Ritchie A; Neumann R High resolution analysis of haplotype diversity and meiotic crossover in the human TAP2 recombination hotspot. (2000) Hum Mol Genet, 9(5), 725-33

43. Jeffreys AJ, Royle NJ, Wilson V, Wong Z. Spontaneous mutation rates to new lenght alleles at tandem-repetitive hypervariable loci in human DNA. (1988) Nature, 332, 278-281.

44. Jeffreys AJ, Tamaki K, MacLeod A, Monckton DG, Neil DL, Armour JAL. Complex gene conversion events in germline mutation at human minisatellites. (1994) Natl. Genet., 6, 136-145.

45. Jeffreys AJ, Wilson W, Thein SL. Hypervariable 'minisatellite' regions in human DNA. (1985a) Nature, 314, 67-73.

46. Jeffreys AJ., Wilson V, Thein SL. Individual-specific "fingerprint" of foman DNA. (1985b) Nature, 316, 76-79.

47. Kelly R, Bulfield G, CollickA, Gibbs M, Jeffreys AJ. Characterization of highly unstable mouse minisatellite locus: evidence for somatic mutation during early development. (1989) Genomics, 5(4), 844-856.

48. Kelly RG, Gibbs M, Collick A, Jeffreys AJ. Spontaneous mutation at the hypervariable mouse minisatellite locus Ms6-hm: flanking DNA sequence and analysis of germline and early somatic mutation events. (1991) Proc. R. Soc. Lond. В., 245, 235-245.

49. Kennedy GC, German MS, Rutter WJ. The minisatellite in the diabetes susceptibility locus IDDM2 regulates insulin transcription. (1995) Nature Genet., 9, 293-298.

50. Kohwi Y, Kohwi-Shigematsu T. Magnesium iom-dependent triple-helix structure formed by homopurine-homopyrimidine sequences in supercoiled plasmid DNA. (1988) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85, 3781-3785.

51. Krontiris TG., Devlin B, Kapp DD, Robert NJ, Risch N. An association between the risk of cancer and mutations in the HRAS1 minisatellite locus. (1993) New Engl. J. Med., 329(8), 517-523.

52. Kucherlapati RS, Eves EM, Song K-Y et al. Homologous recombination between plasmids in mammalian cells can be enhanced by treatment of input DNA. (1984) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 81, 3153-3157.

53. Lieber MR. The FEN-1 family of strukture-specific nucleases in eukaryotic DNA replication, recombination and repair. (1997) Bioessays, 19(3), 233-240.

54. Lin F-L, Sperle K, Sternberg N. Model for homologous recombination during transfer of DNA into mouse L cells: role for DNA ends in the recombination process. (1984a) Mol. Cell. Biol., 4, 1020-1034.

55. Lin F-L, Sperle K, Sternberg N. Recombination in mouse L cells between DNA introduced into cells and homologous chromosomasequences. (1984b) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 49, 139149.

56. Liskay RM., Stachelek JL. Evidence for intrachromosomal gene conversion in cultured mouse cells. (1983) Cell, 35, 157-165.

57. Liskay RM., Stachelek JL., Letsou A. Homologous recombination between repeated chromosomal sequences in mouse cells. (1984) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 49, 183-190.

58. Litt M, Luty JA. A hypervariable microsatellite revealed by in vitro amplification of a dinucleotide repeat within the cardiac muscle actin gene. (1989) Am. J. Hum. Genet., 44, 397-401.

59. Loyter A, Scangos GA, Ruddle F. Mechanisms of DNA uptake by mammalian cells: fate of exogenously added DNA monitored by the use of fluorescent dyes. (1982) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 79, 422-426.

60. Miesfeld R, Krystal M, Arnheim N. A member of a new repeated sequence family which is conserved throughout eucariotic evolution is found between human delta- and betta-globin genes. (1981) Nucl. As. Res, 9, 5931-5947.

61. Miller CK, Temin HM. High-efficiency ligation and recombination of DNA fragments by vertebrate cells. (1983) Science, 220, 606-609.

62. Murante RS, Rust L, Bambara RA. Calf 5' to 3' exo/endonuclease must slide from a 5' end of the substrate to perform structure-specific cleavage. (1995) J. Biol. Chem, 270, 30377-30383.

63. Murray J; Buard J; Neil DL; Yeramian E; Tamaki K; Hollies C; Jeffreys AJ Comparative sequence analysis of human minisatellites showing meiotic repeat instability. (1999) Genome Res, 9(2), 130-6

64. Nakamura Y, Leppert M, O'Connell P, Wolff R, Holm T, Culver M, Martin C, Fujimoto E, Hoff M, Kumlin E, et al. Variable Number of tandem repeat (VNTR) markers for human gene mapping. (1987) Science, 235, 1616-1622.

65. Nakamura Y, Koyama K, Matsushima M. VNTR (variable number of tandem repeat) sequences as transcriptional, translational, or functional regulators. (1998) J. Hum. Genet., 43(3), 149-52.

66. Ponticelli AC, Schultz DW, Taylor AF, Smith GR. Chi-dependent DNA strand cleavage by recBCD enzyme. (1985) Cell, 41, 145-151

67. Prosser J, Frommer M, Paul C, Vincent PC. Sequence relationships of three human satellite DNAs. (1986) J. Mol. Biol., 187, 145-155.

68. Richards RI., Sutherland GR. Dinamic mutations: a new class of mutations causing human disease. (1992) Cell, 70, 709-712.

69. Royle, N, Clarkson RE., Wong Z, Jeffreys AJ. Clustering of hypervariable minisatellites in the preterminal regions of human autosomes. (1988) Genomics, 3, 552-360.

70. Rubnitz J, Subramani S. The minimum amount of homology required for homologous recombination in mammalian cells. (1984) Mol.Cel. Biol, 4, 2253-2258.

71. Saiki RK, Gelfand DH, Stoffel S, Scharf SJ, Higuchi R, Horn GT, Mullis KB, Erlich HA. Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase. (1988) Science, 239, 487-491.

72. Shapira G, Stachelek JL, Letsou A, Soodak LK, Liskay RM. Novel use of synthetic oligonucleotide insertion mutants for the study of homologous recombination in mammalian cells. (1983) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 80, 4827-4831.

73. Shultes NP., SzostakJW. A poly(dA. dT) tract is a component of the recombination initiation site at the ARG4 locus in Saccharomyces cerevisiae. (1991) Mol. Cell Biol., 11, 322-328.

74. Singh L. Biological significance of mini satellites. (1995) Electrophoresis, 16(9), 1586-1595.

75. Singleton CK, Kilpatrick MW, Wells RD. SI nuclease recognizes DNA conformational junctions between left-handed helical (dT-dG)n/(dC-dA)n and contiguous right-handed sequenses. (1984) J. Biol. Chem.,259, 1963-1967.

76. Small JA, Scangos GA. Recombination during gene transfer into mouse cells can restore the function of deleted genes. (1983), Science, 219,174-176.

77. Smith AJH. & Berg P. Homologous Recombination between defective neo genes in mouse 3T6 cells. (1984) Cold Spring Harbor Symp.Quant. Biol., 49, 171-181.

78. Smith AJH, Stahl FW. Homologous recombination promoted by Chi sites and RecBC enzyme of Esherichia coli. (1985) Bioessays, 2, 244-249.

79. Smithies O, Koralewski MA., Song K-Y. & Kucherlapati RS. Homologous recombination with DNA introduced into mammalian cells. (1984) Cold Spring Harbor Symp.Quant. Biol., 49,161-170.

80. Southern PJ, Berg P. Transformation of mammalian cells to antibiotic resistance with a bacterial gene under control of SV40 early region promoter. (1982) J. Mol. Appl. Genet., 1, 327-341.

81. Ш.Szostak JW, Orr-Weaver TL, Rothstein RJ, Stahl FW. The double-strand-break repair model for recombination. (1983) Cell, 33, 25-35.

82. Wl.Vogel F, Rathenberg R. Spontaneous mutation in man. (1975) Adv. Hum. Genet., 5, 223-318.

83. Wahls WP, Swenson G, Moore PD. Two hypervariable minisatellite DNA-binding proteins. (1991) Nucl. Acids Res, 19(12), 3269-3274.

84. WA.Wahls WP, Wallace L, Moore PD. Hypervariable minisatellite DNA is a hotspot for homologous recombination in human cells. (1990a) Cell, 60, 95-103.

85. WS.Wahls WP, Wallace L, Moore PD. The Z-DNA motif d (TG)30 promotes reception of information during gene conversion events while stimulating homologous recombination in human cells in culture. (1990b) Mol. Cell. Biol, 10, 785-793.

86. Wasmuth JJ, Vock Hall L Genetic demonstration of mitotic recombination in cultured Chinese hamster cell hybrids. (1984) Cell, 36(3), 697-707

87. Wells RD. Molecular basis of genetic instability of triplet repeats. (1996) J. Biol. Chem, 271, 2875-2878.

88. Whitehouse HLK. Genetic recombination: understanding the mechanisms. (1982) New York, 415.

89. Willard HF, Waye JS Hierarchical order in chromosome-specific human alpha satellite DNA. (1987) TIG, 3(7), 192-198.

90. Yu S, Mangelsdorf M, Hewett D, Hobson L, Baker E, Eyre HJ, Lapsys N, Paslier DL, Doggett NA, Sutherland GR., Richards RI. Human chromosomal fragile site FRA16B is an amplified AT-rich minisatellite repeat. (1997) Cell, 88, 367-374.