Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Вирусолого-эпизоотологическое обоснование воздушно-пылевого пути заражения хантавирусом

ВАК РФ 03.02.02, Вирусология

Автореферат диссертации по теме "Вирусолого-эпизоотологическое обоснование воздушно-пылевого пути заражения хантавирусом"

1 004618711

ИУНИХИНА Ольга Викторовна

ВИРУСОЛОГО-ЭПИЗООТОЛОГИЧЕСКОЕ ОБОСНОВАНИЕ ВОЗДУШНО-ПЫЛЕВОГО ПУТИ ЗАРАЖЕНИЯ ХАНТАВИРУСОМ

03.02.02. - вирусология

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата медицинских наук

23 ЛЕИ 2010

Москва-2010

004618711

Работа выполнена в Учреждении Российской академии медицинских наук Научно-исследовательском институте эпидемиологии и микробиологии Сибирского отделения Российской академии медицинских наук

Научный руководитель:

доктор медицинских наук, профессор Слонова Раиса Александровна

Официальные оппоненты:

доктор медицинских наук, профессор Ткаченко Евгений Александрович

доктор биологических наук Якименко Валерий Викторович

Ведущая организация: Федеральное государственное бюджетное учреждение «Научно-исследовательский институт вирусологии им. Д.И. Ивановского» Министерства здравоохранения и социального развития РФ

Защита диссертации состоится 1 часов на

заседании Диссертационного Совета Д 001.026.01 при Институте полиомиелита и вирусных энцефалитов им. М.П. Чумакова РАМН (142782, Московская область)

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке в библиотеке Учреждении Российской академии медицинских наук Институт полиомиелита и вирусных энцефалитов им. М.П. Чумакова РАМН

Автореферат разослан « ^»

^СусО^^ 2010г

Ученый секретарь Диссертационного Совета,

кандидат биологических наук ¿^^р.А. Медведкина

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность проблемы

Известно, что реализация естественного механизма передачи инфекции от источника к восприимчивому организму обеспечивается при сохранении жизнеспособности возбудителя в конкретных элементах внешней среды. Для ряда возбудителей вирусных инфекций (оспы, энтеровирусной и ротавирус-ной инфекций, гепатита А, гриппа, геморрагических лихорадок: JIacca, Ма-чупо, Эбола, Марбург) установлена способность при попадании их во внешнюю среду (почва, вода, солома, сено, растительный мусор, овощи) сохранять жизнеспособность от нескольких часов до месяцев и даже лет. Устойчивость патогена с сохранением его жизнеспособности при разных условиях среды обитания зависит от свойств штаммов и частиц, на которые адсорбируется патоген (В. Рао и соав., 1986; Е. Ф. Беланов и соав., 1996; А. А. Че-пурнов и соав., 1997; Е. Kallio et al., 2006).

Заражение субстратов внешней среды возбудителями инфекционных заболеваний является важным фактором в развитии эпидемического процесса.

Для хантавирусов, в отличие от других представителей семейства Ви-nyaviridae, передача вируса человеку членистоногими достоверно не установлена, хотя имеются данные о возможной трансмиссии хантавируса среди грызунов гамазовыми клещами (В.В. Якименко 2004; J. Song et al., 1998). В настоящее время общепризнан воздушно-пылевой путь заражения хантави-русом (H.W. Lee et al., 1981; С. Schmaljohn, В. Hjelle 1997), что подтверждается фактами, полученными в экспериментальных и природных наблюдениях о периодическом выделении хантавируса грызунами во внешнюю среду с экскретами, на фоне персистентной инфекции (Н. W. Lee et al., 1981; R. Ya-nagihara et al., 1985; I. Gavrilovskaya et al., 1990; A. Bernshtein et al., 1999; D.Safronetz et al., 2006; J. Hardestam et al., 2008) и обнаружением инфекционного вируса в пробах воздуха (Z.Z. Luo et al., 1992). Представлены данные о сохранении хантавируса без потери инфекционности в течение 2-х недель при комнатной температуре в подстилке, зараженной выделениями

з

грызунов (Е. КаШо е1 а1., 2006) и зависимости срока выживания хантавируса от температуры. (1. Нагс^ат й а1., 2007).

Данные по обнаружению хантавируса во внешней среде и длительность его сохранения вне организма хозяина получены в основном экспериментально, но они указывают на возможность попадания вируса во внешнюю среду и сохранения его вне организма грызуна. Для обоснования представления о воздушно - пылевом пути заражения хантавирусом необходимо располагать данными о частоте и сроках обнаружения вируса в органах выделения и экскретах мышевидных грызунов природных популяций, присутствии и сохранении вируса на зараженных субстратах внешней среды, в первую очередь на пылевых частицах.

Цель работы состояла в получении для обоснования аэрогенного пути заражения хантавирусом данных о выделении вируса от инфицированных мышевидных грызунов, способности его адсорбироваться на почвообразующих компонентах и присутствия на субстратах внешней среды. Задачи исследования:

1. Обнаружить антиген или РНК хантавируса в органах выделения и экскретах мышей рода Аросктиэ, установить частоту и активность диссеминации вируса во внешнюю среду на разных фазах численности грызунов.

2. В эксперименте показать способность и оптимальные условия адсорбции хантавируса на почве, почвообразующих компонентах и сохранение его жизнеспособности в комплексе «вирус + сорбент».

3. В местах обитания инфицированных мышевидных грызунов, по данным обнаружения специфической РНК, выявить наличие хантавируса в субстратах внешней среды.

4. Установить влияние условий воздушно-пылевого пути заражения хантавирусом на клинико-эпидемиологическое проявление ГЛПС.

Научная новизна:

Обосновано доказательство воздушно-пылевого пути заражения ханта-вирусом и роль почвообразующих компонентов, как фактора передачи возбудителя на основании:

- обнаружения хантавируса в органах выделения и экскретах мышевидных грызунов природных популяций и активности выделения его во внешнюю среду на разных фазах их популяционных циклов;

- выявления хантавируса на пылевых частицах воздуха, почвообразующих субстратах из внешней среды в местах обитания и концентрации инфицированных грызунов;

- способности хантавируса адсорбироваться на почве и почвообразующих компонентах в эксперименте и оптимальных условиях для успешной адсорбции и элюции хантавируса из комплекса «вирус+сорбент»;

- влияния условий воздушно-пылевого заражения хантавирусом на тяжесть клинического течения ГЛПС.

Практическая значимость:

Обнаружение РНК хантавируса на различных субстратах, собранных во внешней среде в очагах инфекции, а также способность вируса при определенных условиях, сохранять инфекционность, подтверждают необходимость для предотвращения повторных заражений хантавирусом после дератизации проводить в очагах инфекции дезинфекцию помещений и предметов, загрязненными инфицированными выделениями грызунов. Рекомендации проведения санитарно-гигиенических мероприятий в местах возможного заражения хантавирусом отражены в памятке для населения «Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом. Информация о заболевании и как его предотвратить» (2010 г.).

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Активность выделения хантавируса во внешнюю,среду из организма инфицированных мышевидных грызунов связана с динамикой их численности.

2. Хантавирус способен эффективно адсорбироваться на почвообразующих компонентах мелких размеров и при определенных условиях десорбировать-ся без потери инфекционности.

3. Доказано присутствие хантавируса вне организма мышевидного грызуна на субстратах внешней среды в природных очагах хантавирусной инфекции.

4. Тяжесть клинического проявления ГЛПС зависит от длительности пребывания заболевшего в очаге хантавирусной инфекции и выполнения работ в условиях повышенного пылеобразования.

Апробация работы

Основные положения и результаты работы были представлены на всероссийских и международных конференциях: «VII International Conference on Hemorrhagic Fever with Renal Syndrome (HFRS), Hantavirus Pulmonary Syndrome (HPS) and Hantaviruses» (Buenos-Aires, Argentina, 2007); «X International Symposium Control epidemiological of illnesses transmitted by vectors» (Buenos-Aires, Argentina, 2007); VI Всероссийская научно-практическая конференция «Генодиагностика инфекционных болезней - 2007» (Москва, 2007); «Хантавирусы и хантавирусная инфекция: к 75-летию изучения геморрагической лихорг дки с почечным синдромом на Дальнем Востоке» (Владивосток,

2008); «Актуальные проблемы природной очаговости болезней» (Омск,

2009); «1-й Ежегодный Конгресс по инфекционным болезням» (30 марта - 1 апреля 2009, Москва); «Перспективы сотрудничества государств-членов ШОС в противодействии угрозе инфекционных болезней» (14-15 мая 2009, Новосибирск); «Актуальные проблемы медицинской вирусологии» (Москва, 2009).

Публикации

Основные положения и результаты работы отражены в 13 печатных работах, в том числе 6 статьях в журналах, рекомендуемых ВАК для публикации материалов кандидатских диссертаций.

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, главы материалов и методов, 3-х глав с изложением результатов собственных исследований и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой литературы, состоящего из 52 работ отечественных и 134 зарубежных авторов. Работа изложена на 112 страницах машинописного текста, включает 9 таблиц и 21 рисунок.

Благодарность. Автор выражает благодарность сотрудникам ФГУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Приморском крае» (г. Владивосток), ФГУЗ «Приморская противочумная станция» Роспотребнадзора (г. Уссурийск, г. Владивосток) за помощь в сборе материала от диких грызунов.

СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

С целью установления инфицированности хантавирусом мышевидных грызунов и активности выделения вируса во внешнюю среду в годы разной популяционной их численности в течение 2004-2009 гг. на территории края отловлено 2743 особи мышей рода Apodemus, от серопозитивных грызунов исследовано 453 органа выделения, всего за этот период отработано 32135 ловушко/ночей (л/н). Для ретроспективного анализа взято 674 образцов органов выделения от мышей рода Apodemus, отловленных в 1986-1990 гг.

Для выяснения способности хантавируса адсорбироваться на природных сорбентах использован прототипный штамм 76-118 вируса Hantaan в титре 4,6-5,5 ФОЕ/1 мл. В качестве сорбентов после облучення под ультрафиолетом в течение 45 мин использованы частицы цеолита размером 1,5; 0,1; 0,05 мм, и бентонита - 0,05 мм, пробы почв: бурая лесная, садово-огородная, соевая солома.

На присутствие хантавируса исследованы пробы воздуха (п=42), почвы с растительной подстилкой (п=29), соломы (п=9) и фекалии грызунов (п=23), собранные в очагах хантавирусной инфекции края.

Для установления влияния условий заражения хантавирусом на тяжесть течения ГЛПС проанализированы 555 историй болезни больных (с 1986 по 2006 гг.), из районов Приморского края, которые по срокам пребывания в очаге и условиям заражения были разделены на три группы: кратковременно посещавшие природные очаги ГЛПС (п=76), длительно (неделя и более) остававшиеся в лесу в неприспособленных помещениях, где нередко отмечали присутствие грызунов и следы их жизнедеятельности (п=142), а также больные (п=337), которые по роду деятельности были связаны с условиями повышенного пылеобразования. В эту группу вошли работающие в закрытых помещениях (п=138) и работающие на эндемичной территории в условиях открытой местности (п=199).

Для сорбции хантавируса на частицах разного размера к 1 г сорбента добавляли 10 мл вируссодержащей культуральной жидкости, тщательно перемешивали периодическим встряхиванием в течение 2-х минут и оставляли для осаждения сорбента в статическом состоянии при температуре +4°С или +22°С. Для контроля адсорбции отбирали надосадочную жидкость через определенные временные интервалы: при +22°С - каждый час в течение 4 часов, при +4°С - через сутки, 3 и 7 дней.

Для пс тгверждения связи хантавируса с сорбентом и возможности сохранения его в комплексе «вирус+сорбент» была проведена процедура десорбции. К осадку, содержащему комплекс «вирус+сорбент» добавляли элюирующие растворы в объеме 10 мл, с 5-10% белка и разными значениями рН (6,3; 7,2; 9,0), смесь интенсивно встряхивали 2-3 минуты и центрифугировали при 1000 об/мин в течение 2 мин. Инфекционный титр вируса в надоса-дочной жидкости после адсорбции определяли на культуре клеток Vero Е6 методом индикации инфекционных фокусов под полужидким покрытием карбоксиметилцеллюлозы по методике Lee P.W.et al (1985 г.).

Пробы воздуха отбирали с помощью аспиратора (модель 822) отечественного производства (г. Ленинград 1987 г.) во флакон с 20 мл среды МЭМ, содержащей антибиотики (по 100 ЕД пенициллин и стрептомицин), со скоро-

стью 10 л/мин. в течение 20 мин. и аппаратом Air Port MD 8 (фирмы Sartorius Германия) на желатиновые мембранные фильтры. Объем воздуха составлял 250 л, время отбора 5 минут. Для выделения вируса на культуре клеток Vero Е6 и определения его РНК фильтры растворяли в питательной среде Игла МЭМ, содержащей антибиотики (пенициллин и стрептомицин).

Антитела к хантавирусу в крови больных и грызунов в НМФА выявляли согласно Методическим рекомендациям по серодиагностике геморрагической лихорадки с почечным синдромом (Москва 1982 г.). Определение авид-ности специфических антител в НМФА. осуществляли согласно методике К. Hedman и соав. (1991).

Выявление антигена хантавируса в 10% суспензии органов диких мышевидных грызунов проводили методом ИФА с помощью коммерческой тест-системы «Хантагност» производства Института полиомиелита и вирусных энцефалитов им. М.П. Чумакова РАМН, по инструкции производителя.

РНК хантавируса в органах и экскретах грызунов, образцах субстратов внешней среды, экспериментальных образцах определяли методом ОТ-ГЩР с последующей визуальным выявлением полученного ДНК ампликона, используя коммерческие наборы: «АмплиСенс Hantavirus» производство ФГУН ЦНИИЭ Роспотребнадзора и «ВектоРНК-экстракция», «Векто-Ханта-РНК-ампли» производства ЗАО «Вектор-Бест г. Новосибирск по инструкции производителей.

Для обработки цифровых данных, использовали общепринятые методы статистической обработки с помощью пакета программ «Биостат», для вычисления средней ошибки процентного отношения и достоверной разницы между двумя средними величинами по критерию Стьюдента (t).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Мышевидные грызуны рода Apodemus - источники выделения хантавируса во внешнюю среду

В ходе многолетних наблюдений за динамикой эпизоотического процесса в популяциях мышей рода Apodemus выявлены значительные колебания

численности и инфицированное™ грызунов, обозначены их среднегодовые показатели на разных фазах (рис. 1). Для А.ретши1ае в год подъема численности грызунов (2004) ее показатель достигал 8,2 особей на 100 л/н, инфици-рованности (по обнаружению антигена хантавируса в легких) 1,6 особи на 100 л/н. В год пика численности (2005) этот показатель вырос в 2,5 раза, и составил 20,5 особей на 100 л/н, при этом инфицированность достигла 5,6 на 100 л/н. В последующие 2006-2008 гг. показатель численности не превышал 3,6 особей на 100 л/н, а уровень инфицированности - 0,5 особей на 100 л/н, что характеризовало период спада и депрессию численности грызунов. В 2009 г. наметилась тенденция к увеличению численности вида и общей инфицированности (6,9 и 1,1 особи на 100 л/н соответственно).

В популяции А^гапш пик численности отмечался в 2007 г., среднегодовой показатель численности составил 17,5 особи на 100 л/н инфицированности 1,7 особей на 100 л/н. В годы подъема и снижения численность полевой мыши эти показатели не превышали 7,9 и 0,5 особи на 100 л/н соответственно

»246/262 1011/430 37/68 31/311 142/98 56/51 * количество особей А. решпвике/ А. анализ

■■■ инфицированное

ть А. адгалиэ 1 ■ инфицированное

ть А. регппзи1ае —численность А.

адгапиэ — -К — численность А. репюзи1ае

Рис. 1. Среднегодовые показатели численности и инфицированности ханта-вирусом мышей рода Ароёетш (на 100 л/н).

Среднегодовые показатели обнаружения хантавируса в органах выделения, полученные в течение трех популяционных циклов А. решши1ае показали (рис. 2), что присутствие хантавируса у грызунов в органах и экскретах отмечалось на всех фазах динамики их численности, но в разных соотношениях. При оценке частоты обнаружения хантавируса в органах выделения в зависимости от фазы популяционного цикла у А. решпзи1ае, как показателя острой инфекции с возможной диссеминацией вируса во знешнюю среду, установлено, что в год подъема численности грызунов доля особей потенциально способных выделять хантавирус во внешнюю среду составила 8,1%, в год массового размножения грызунов этот показатель увеличился до 11,9% и снизился в 2 раза в фазу спада численности (5,4%).

фаза популяционного цикла

11=246 п=1011 п=37

Рис. 2 Среднегодовые данные по обнаружению хантавируса в легких и органах выделения у Аросктш решши1ае на разных фазах ее популяционной численности.

Анализ сезонного распространения хантавируса в органах выделения (рис. 3) показал, что в год подъема ее численности антиген хантавируса в органах выделения присутствовал у грызунов на всем протяжении года у 0,50,7 особей на 100 л/н. В год максимальной численности весной антиген в органах выделения был обнаружен у 3,4 особей на 100 л/н, летом у 4,2 особи на 100 л/н, и заметно снизился к осени до 0,6 особей на 100 л/н. В год депрессии

п

особи с антигеном в органах выделения были обнаружены только весной (0,5 особей на 100 л/н).

весна осень лето весна осень фаза популяционного цикла

Рис. 3. Обна ружение хантавируса в органах выделения у A. peninsulae в зависимости от v 5зона на разных фазах популяционного цикла.

Адсорбция хантавируса на почве и ее структурных компонентах в экспериментальных и природных наблюдениях Установлена способность хантавируса адсорбироваться на фракциях природного цеолита разных размеров (1,5; 0,1; 0,05 мм), который является структурным компонентом почвы, при температурах +22°С и +4°С из куль-туральной вируссодержащей жидкости, что подтверждалось при титровании надосадочной жидкости на клеточной культуре Vero Е6. Эффективная адсорбция наблюдалась при использовании частиц цеолита размером 0,05 мм. Через 1 ч при +22°С и через 24 ч при +4°С в надосадочной жидкости вирус не определялся (рис. 4). Фракция бентонита 0,05 мм в также эффективно адсорбировала хантавируса в аналогичных условиях. Титр вируса в контроле при титровании через 4 часа при +22°С снизился на 0,5 lg, а через 7 дней при температуре +4°С - на 0,9 lg ФОЕ/1 мл.

■ контроль 13 цеолит 1,5 мм □ цеолит 0,05 мм В бентонит 0,05мм

1 3 7

время наблюдения, сутки

Рис. 4. Адсорбция хантавируса на частицах цеолита и бентонита разных размеров частиц при +4°С.

С целью выявления способности хантавируса адсорбироваться на субстратах внешней среды были взяты образцы почв: бурая лесная, садово-огородная, а также соевая солома. В ходе экспериментов установлено, что образцы бурой лесной почвы и соевой соломы полностью адсорбировали вирус из вируссодержащей культуральной жидкости через 24 часа контакта при +4°С (рис. 5). На образце садово-огородной почвы адсорбировалось 20% исходного титра вируса, что, возможно, связано с их разным составом.

Рис. 5. Адсорбция хантавируса на почве и органических субстратах при

и контроль в садово-огородная

□ лесная почва 1 0 лесная почва 2

□ солома

1 3 7

время наблюдения, сутки

+4°С.

Для элюции хантавируса из комплекса «вирус+сорбент» были использованы дистиллированная вода; растворы ФСБ рН 6,3 и 7,2; ББР рН.9,0; трис-буфер и 5-10% раствор БСА, приготовленный на ФСБ рН 7,2 и ББР рН 9,0. При выборе рН буферных растворов учитывалось их влияние на инфекцион-ность хантавируса и на качество роста клеток Vero Е6.

В результате проведенных опытов показано, что элюция хантавируса из комплекса происходила при использовании 5-10% БСА на ФСБ (рН 7,2) или ББР (рН 9,0). Более 3,5 Ig ФОЕ/1 мл от исходного титра (4,5-5,5 lg ФОЕ/1 мл) хантавируса из комплекса с цеолитом фракции 0,05 мм и более 2,5 lg ФОЕ/1 мл из комплекса с лесной почвой вирус было десорбировано при использовании белковых солевых растворов. Эффективность использования белоксо-держащего раствора для десорбции вируса, по всей вероятности, связана с феноменом конкуренции за специфические участки адсорбции на поверхности между молекулами белка и вирусными частицами. По данным D. A. Wait et al (1983) более мелкие по размеру протеины в сывороточном экстракте, проникая между вирионами, ослабляют электростатические связи, тем самым, снижая степень адсорбции вируса на поверхности.

Образцы элюирующих растворов были исследованы на наличие в них специфической РНК. В результате присутствие РНК хантавируса в элюатах было обнаружено при использовании солевого раствора без добавления белка (рН 7,2).

Важно, что хантавирус сохранял инфекционность при хранении комплекса «вирус+сорбент» более 7 суток при +4°С, что подтверждалось выделением вируса на культуре клеток Vero Е6 на втором пассаже из элюата после десорбции. Также при исследовании элюатов в ОТ-ПЦР было установлено наличие в них специфической РНК на цеолите (фракция 0,05 мм) и лесной почве до 7 дня при +4°С.

Таким образом, впервые представлены данные о способности хантавируса адсорбироваться на почве, соломе и почвообразующих минеральных компонентах, которые по размеру приближены к размеру пылевых частиц

(0,05 мм). Эффективность адсорбции при одной и той же массе сорбента зависела от температуры и размера его частиц. Характерно, что хантавирус довольно быстро и полностью адсорбируется на самой мелкой фракции цеолита и бентонита, а также лесной почве и соломе. Учитывая эту способность хан-тавируса, можно предположить, что в естественных условиях при попадании во внешнюю среду с экскретами грызунов вирус адсорбируется на ее различных субстратах при благоприятных условиях среды и при вдыхании пылевых частиц может привести к заражению человека.

В результате исследования проб воздуха, почв, соломы и фекалии грызунов, собранных в природных очагах хантавирусной инфекции методом ОТ-ПЦР анализа специфическая РНК была обнаружена (рис. 6) в 2-х пробах воздуха из надворных построек и 3-х образцов почвы с растительной подстилкой из лесных очагов, взятых в местах отлова мышевидных грызунов. В образцах соломы и фекалий РНК хантавируса не выявлена.

Обнаружение РНК хантавируса в субстратах внешней среды, взятых из мест с благоприятными условиями окружающей среды (низкая температура воздуха, слабая солнечная инсоляция и умеренная влажность) можно рассматривать не только как факт его присутствия во внешней среде, но и предположить возможность сохранения хантавируса какое-то время в природных условиях и участие в непрямом пути его передачи.

1-5 - пробы воздуха с пылевыми частицами; 6 - контроль «К-положительный» ПЦР; 7 - контроль «К-отрицательный» ПЦР; 8 - маркер молекулярных масс; 11 -контроль выделения тотальной РНК; 9-16 - пробы почвы с почвенной подстилкой; 3,10,16 - РНК-положительные образцы.

Рис. 6. Результаты исследования проб воздуха с пылевыми частицами и почвы с растительной подстилкой в ОТ-ПЦР на выявления РНК хантавируса.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

Эколого-эпидемиологические проявления хантавирусной инфекции в очагах сельского эпидемиологического типа

При анализе заболеваемости ГЛПС за последние 10 лет (1999-2008 гг.) в очагах сельского эпидемиологического типа, где основными источниками инфекции являются мышевидные грызуны А. а£гагш8 и А. решши1ае, установлено, что за исследуемый период зарегистрировано 420 случаев серологически подтвержденных случаев ГЛПС. Случаи ГЛПС отмечались в крае ежегодно, а показатели заболеваемости колебались от 0,8 и 7,4 на 100 тыс. населения.

Многолетние наблюдения за динамикой заболеваемости ГЛПС в очагах сельского эпидемиологического типа позволили установить территориальные и годовые различия в частоте регистрации заболеваемости в крае, что связано с асинхронной динамикой эпизоотического процесса в популяциях А. арт-пш и А. решши1ае.

Как показано на рис. 7 дважды за период 1999-2009 гг. повышение уровня заболеваемости до 4,8 и 7,4 на 100 тыс. населения в очагах сельского типа было обусловлено активностью эпизоотического процесса в популяциях А. ретши1ае - носителя вируса Ашиг. Случаи заболевания ГЛПС в этот период концентрировались среди жителей населенных пунктов обжитой лесной зоны, где этот вид грызуна является основным источником инфекции.

Роль основного источника хантавируса в 2001 и 2007 гг. принадлежала А. agrarius, доминирующей на территории освоенных земель сельскохозяйственной зоны. Показатели заболеваемости в эти годы достигали 4,4 на 100 тыс. населения.

В годы спада активности эпизоотического процесса в популяциях мышей двух видов показатель заболеваемости ГЛПС в очагах сельского эпидемиологического типа не превышал 2,2 на 100 тыс. населения.

1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009

численность A. peninsulae численность A. agrarius заболеваемость ГЛПС

инфицированностъ A. peninsulae инфицированностъ A. agrarius

Рис. 7. Связь численности и инфицированное™ мышей рода Арос1етш с показателем заболеваемости ГЛПС в сельских районах Приморского края.

У полевой мыши в год подъема и пика численности число особей с антигеном хантавируса в органах выделения нарастало от весны к осени: 4,4%, 7,2%, 19,3%- В год пика численности восточноазиатской мыши активность выделения хантавируса отмечалась весной 18,6% и снижалась к осени 4,2%. Прослеживается связь периодов активного выделения хантавируса во внешнюю среду с ростом заболеваемости и ее сезонными проявлениями (рис.8).

3 положительные пробы органов у полевой мыши

3 положительные пробы органов у

восточноазиатской мыши

■■случаи ГЛПС в очагах доминирования полевой мыши

- случаи ГЛПС в очагах доминирования восточноазиатской мыши

IV-V VI-VIII IX-XI месяцы наблюдения

Рис. 8. Связь годовой динамики заболеваемости ГЛПС с обнаружением хантавируса в органах выделения мышевидных грызунов в фазу пика их численности.

Анализ 555 случаев ГЛПС показал, что тяжелая форма ГЛПС была зарегистрирована у половины больных и составила 52,1% (табл.). Согласно обозначенным группам больных в первой группе инфекция с тяжелыми случаями была зарегистрирована в 25+5,0%, среднетяжелая форма - 68,4±5,3%, летальных случаев заболевания в этой группе не отмечалось. Во второй группе процент больных со среднетяжелым и тяжелым течением был практически одинаковым 47,2±4,2 и 44,4±4,2 соответственно, а доля лиц с легким течением инфекции составила 8,4+2,3%. Летальность в этой группе больных составила 2,8%. Тяжелая форма ГЛПС в третьей группе наблюдалась довольно часто, в 61,4+2,6% , среднетяжелые и легкие формы выявлены в 33,8+2,0% и 4,8±1,2% случаев соответственно. В этой группе тяжелые формы ГЛПС регистрировались достоверно чаще, по сравнению с первой и второй (р<0,001). Показатель летальности в третьей группе составил 8,0% (27 летальных случая), что было в 2,9 раза выше, чем во второй (р<0,001) группе больных ГЛПС.

Таблица.

Тяжесть течения ГЛПС в зависимости от условий заражения.

Группы больных по условиям заражения Легкое течение М+т % Среднетяжелое течение М±т% Тяжелое течение М±т % Летальность (%)

Кратковременное пребывание в очаге (п=76) 6,6±2,8 68,4±5,3 25,0±5,0*

Частое и длительное пребывание в очаге (п=142) 8,4±2,3 47,2+4,2 44,4+4,2* 2,8*

Пребывание в условиях повышенного пылеобразо-вания (п=337) 4,8±1,2 33,8+2,6 61,4±2,6* 8,0*

Итого (п=555) 5,9±1,0 42,0+2,1 52,1±2Д 5,6

* р<0,001

Приведенные данные свидетельствуют о влиянии пылеобразования при выполнении работ в очагах хантавирусной инфекции на тяжесть течения ГЛПС. Выводы:

1. Эпизоотический процесс в популяциях мышевидных грызунов - носителей хантавируса характеризуется периодической диссеминацией вируса во внешнюю среду, что подтверждается данными обнаружения антигена или РНК хантавируса в органах выделения и экскретах грызунов на разных фазах их популяционной численности.

2. Активное размножение хантавируса в органах выделения в год высокой численности грызунов у восточноазиатской мыши отмечалось весной, снижаясь к осени. Доля грызунов с антигеном хантавируса в органах выделения и экскретах у полевой мыши в этот период нарастала с лета к осени, что объясняет сезонную динамику заболеваемости ГЛПС.

3. Факт попадания хантавируса во внешнюю среду установлен по обнаружению РЖ хантавируса в ОТ-ПЦР в пробах воздуха с пылевыми частицами (из надворных построек) и почвы с травяной подстилкой (из лесного очага).

4. В экспериментальных исследованиях получены прямые доказательства способности хантавируса адсорбироваться на почвообразующих компонентах и зависимости активности адсорбции от величины частиц и температурных условий. Эффективная адсорбция хантавируса отмечалась при температуре +4° на почве из леса, мелких частицах (0,05 мкм) цеолита и бентонита и соломе.

5. Адсорбированный на разных субстратах хантавирус эффективно десорби-ровался при обработке солевыми растворами, содержащими 5-10% белка (рН 7,2-9,0) из комплекса вирус+сорбент не теряя инфекционности от исходного титра вируса до 50 - 80%, что подтверждалось размножением адсорбированного хантавируса при заражении культуры клеток.

6. Выявлено влияние условий заражения больных ГЛПС на клиническое проявление инфекции. Показано, что длительное пребывание в очаге хантавирусной инфекции и выполнение работ, связанных с повышенным пылеобра-

зованием, приводят к развитию тяжелых форм ГЛПС и высокому риску неблагоприятного исхода.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. Эколого-эпидемиологические особенности хантавирусной инфекции в Приморском крае / Слонова P.A., Кушнарева Т.В., Компанец Г.Г., Мак-сема И.Г., Иунихина О.В., Девятилова C.B. // Дальневосточный журнал инфекционной патологии. - 2008. - № 13. - С. 126-130.

2. Обнаружение хантавирусов - возбудителей ГЛПС в выделениях естественно инфицированных мышей рода Apodemus / Кушнарева Т.В., Компанец Г.Г. Максема И.Г., Иунихина О.В., Слонова P.A. //Дальневосточный журнал инфекционной патологии.- 2008.- № 13. -С. 130-134.

3. Иунихина О.В., Компанец Г.Г., Слонова P.A. Способность хантавируса адсорбироваться на почвообразующих минеральных частицах. //Дальневосточный журнал инфекционной патологии.- 2008.- № 13. -С.134-138.

4. Иунихина О.В., Компанец Г.Г., Слонова P.A. Клинико-эпидемиологические особенности геморрагической лихорадки с почечным синдромом при разных условиях заражения хантавирусами. //Тихоокеанск.мед.журнал. - 2008. - № 2. - С.82-85.

5. Динамика выявления хантавируса в органах выделения мышей рода Apodemus и ее связь с эпидемическими проявлениями хантавирусной инфекции / Слонова P.A., Кушнарева Т.В., Иунихина О.В., Компанец Г.Г., Максема И.Г., Кушнарев Е.Л. // Вопросы вирусологии. - 2010. -Т. 55. - № 2. - С. 38-42.

Список сокращений:

Г Л ПС - геморрагическая лихорадка с почечным синдромом

ББР - боратно-буферный раствор

БСА - белковый сывороточный альбумин

ИФА - имунноферментный анализ

НМФА - непрямой метод флюоресцирующих антител

ОТ-ПЦР - полимеразная цепная реакция с обратной транскрипцией

РНК - рибонуклеиновая кислота

ФСБ - фосфатно-солевой буфер

ФОЕ - фокус-образующие единицы

Заказ № 454. Тираж 100 экз. Отпечатано «Оперативная полиграфия», г. Владивосток, ул. Трамвайная, 146 тел.: (4232) 69-49-87

Содержание диссертации, кандидата медицинских наук, Иунихина, Ольга Викторовна

ВВЕДЕНИЕ 6

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 11

Глава 1. Экология хантавирусов в современном представлении. 11

1.1 Природные резервуары генотипов/серотипов 11-14 хантавируса среди мышевидных грызунов в Евразии

1.2 Природные резервуары генотипов/серотипов 14-15 хантавируса среди мышевидных грызунов в странах

Северной и Южной Америки

1.3 Инфицированность хантавирусом животных 16-17 других отрядов.

1.4 Значение генотипов/серотипов хантавируса 18-20 в инфекционной патологии человека

Глава 2. Хантавирусная инфекция у мышевидных грызунов — 20-25 носителей вируса в экспериментальных исследованиях и природных наблюдениях

2.1 Обнаружение хантавируса в органах инфицированных 20-22 мышевидных грызунов - природных популяций

2.2 Экспериментальные данные патогенеза хантавирусной 22-25 инфекции у мышевидных грызунов

Глава 3. Эпидемиология хантавирусной инфекции в очагах 25-33 Евразии

3.1 Характеристика эпидемиологического проявления 25-29 геморрагической лихорадки с почечным синдромом в эндемичных странах

3.2 Пути распространения и механизм заражения хантавирусом 29

СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ 34

Глава 4. Материалы и методы, используемые в работе 34

4.1. Материалы, использованные в работе 34

4.2 Методы исследования и основные этапы эксперимента 38

Глава 5. Мышевидные грызуны рода Ароёетш — источники 43-55 выделения хантавируса во внешнюю среду

5.1 Обнаружение хантавируса в органах выделения мышевидных 43-46 грызунов в годы разной их численности

5.2 Обнаружение хантавируса в органах выделения в зависимости 46-55 от возраста мышевидных грызунов, времени отлова и фазы их популяционного цикла

Глава 6. Адсорбция хантавируса на почве и ее структурных 56-70 компонентах в экспериментальных и природных наблюдениях

6.1 Адсорбция хантавируса на частицах цеолита и бентонита 56-59 разных размеров при температурах (+4°С, +22°С)

6.2 Адсорбция хантавирусов на почве разных видов 59-61, и других органических субстратах

6.3 Сохранение хантавируса в комплексе с сорбентом 61

6.4 Обнаружение хантавируса в очагах инфекции на субстратах 66-70 внешней среды

Глава 7. Эколого-эпидемиологические проявления 71хантавирусной инфекции в очагах сельского эпидемиологического

7.1 Характеристика заболеваемости ГЛПС 71 -75 в очагах сельского эпидемиологического типа

7.2 Связь заболеваемости ГЛПС с эпизоотическим процессом в 76-80 популяциях мышей рода Ароёетиз

7.3 Клинико-эпидемиологические особенности ГЛПС 81-86 при разных условиях заражения хантавирусами

Введение Диссертация по биологии, на тему "Вирусолого-эпизоотологическое обоснование воздушно-пылевого пути заражения хантавирусом"

Актуальность проблемы

Известно, что реализация естественного механизма передачи инфекции от источника к восприимчивому организму обеспечивается при сохранении жизнеспособности возбудителя в конкретных элементах внешней среды. Для ряда возбудителей вирусных инфекций (оспы, энтеровирусной и ротавирус-ной инфекций, гепатита А, гриппа, геморрагических лихорадок: Ласса, Ма-чупо, Эбола, Марбург) установлена способность при попадании их во внешнюю среду (почва, вода, солома, сено, растительный мусор, овощи) сохранять жизнеспособность от нескольких часов до нескольких месяцев и даже лет [17, 30, 36, 157].

Устойчивость патогена с сохранением его жизнеспособности в разнообразных внешних условиях среды обитания зависит от свойств штаммов и частиц, на которые адсорбируется патоген, в частности, их размера, плотности, вязкости, пористости, а также атмосферных условий (влажности, температуры окружающей среды, солнечной радиации). Заражение отдельных субстратов внешней среды возбудителями инфекционных заболеваний является важным фактором в развитии эпидемического процесса.

Для хантавирусов, в отличие от других представителей семейства Bun-yaviridae, куда включен род Hantavirus, передача вируса человеку членистоногими достоверно не установлена, хотя имеются данные о возможной трансмиссии хантавируса среди грызунов гамазовыми клещами [51, 116, 126]. В настоящее время общепризнан воздушно-пылевой путь заражения хантавирусом [121, 162], что подтверждается фактами, полученными в экспериментальных и природных наблюдениях о периодическом выделении хантавируса грызунами во внешнюю среду с мочой, калом и слюной, на фоне длительной персистентной инфекции. Активное и массивное выделение хантавируса у зараженных животных отмечается в первый месяц после инфицирования [71, 121, 150, 158, 181, 186].

Косвенные подтверждения воздушно-пылевого пути инфицирования хантавирусом были получены задолго до выделения вируса от больных и грызунов при анализе вспышки геморрагической лихорадки с почечным синдромом (ГЛПС), которая наблюдалась в 1962 г. в одном из научно-исследовательских институтов г. Москвы. Среди сотрудников лаборатории, после того, как туда была доставлена большая партия грызунов (300 особей), отловленных в очаге хантавирусной инфекции, за короткий период времени переболело 86,6% лиц, посещавших помещения, где содержались животные. При этом отмечено, что достаточно было зайти в помещение на несколько минут, где содержались грызуны, чтобы заразиться [13]. Позднее аналогичные вспышки, не исключающие воздушно-пылевой путь заражения, наблюдались среди зарубежных исследователей в лабораториях, где содержались инфицированные белые крысы [113, 131, 132]. Накоплены значительные эпидемиологические наблюдения, подтверждающие воздушно-пылевой путь заражения при ГЛПС военнослужащих, участвующих в боевых действиях или учениях на эндемичных территориях. При этом заражение отмечалось у лиц, проживающих в палатках или неприспособленных помещениях в природных очагах, занимающихся рубкой кустарника на полигонах и рытьем окопов [33, 64, 69, 99].

Впервые присутствие хантавируса в воздухе было обнаружено, исследователями из Китая при исследовании на клетках Vero Е6 проб воздуха, собранного с помощью воздушного коллектора Туре I GG в помещении, где содержались зараженные грызуны, а среди работников лаборатории отмечались случаи заболевания ГЛПС [142]. Это послужило прямым доказательством присутствия инфекционного вируса в воздухе и возможности аэрогенного пути заражения. Недавно Kallio Е. и соавт. (2006) представили данные о сохранении вируса Puumala в течение 2-х недель без потери инфекционности при комнатной температуре в подстилке, зараженной выделениями грызунов. На лабораторной линии рыжих полевок, зараженных хантавирусом, установлены сроки выживания и выделения инфекционного вируса во внешнюю среду. По данным Hardestam J. и соавт. (2007) срок сохранения инфекцион-ности вируса Hantaan при экспериментальном исследовании во влажных условиях зависел от температуры: более высокая температура окружающей среды снижала выживаемость хантавируса. Вирус сохранял инфекционность при +4°С в течение 96 дней, при +20°С этот период сокращался до 9 дней.

Исследования по обнаружению хантавируса во внешней среде, условия длительности его сохранения вне организма хозяина пока единичные и получены в основном экспериментально. В то же время они указывают на возможность попадания вируса во внешнюю среду и сохранения его вне организма грызуна. Вместе с тем для обоснования представления о воздушно — пылевом пути заражения хантавирусом необходимо располагать данными о частоте и сроках обнаружения вируса в органах выделения и экскретах мышевидных грызунов природных популяций, присутствии и сохранении вируса на зараженных субстратах внешней среды, в первую очередь на пылевых частицах.

Цель работы состояла в получении для обоснования аэрогенного пути заражения хантавирусом данных о выделении вируса от инфицированных мышевидных грызунов, способности его адсорбироваться на почвообразую-щих компонентах и присутствия на субстратах внешней среды.

Для выполнения поставленной цели предполагалось решить следующие задачи:

1. Обнаружить антиген или РНК хантавируса в органах выделения и экскретах мышей рода Apodemus, установить частоту и активность дессиминации вируса во внешнюю среду на разных фазах численности грызунов.

2. В эксперименте показать способность и оптимальные условия адсорбции хантавируса на почве, почвообразующих компонентах и сохранение его жизнеспособности в комплексе «вирус + сорбент».

3. В местах обитания инфицированных мышевидных грызунов, по данным обнаружения специфической РНК, выявить наличие хантавируса в субстратах внешней среды.

4. Установить влияние условий воздушно-пылевого пути заражения хантави-русом на клинико-эпидемиологическое проявление ГЛПС. Научная новизна:

Обосновано доказательство воздушно-пылевого пути заражения хантавиру-сом и роль почвообразующих компонентов, как фактора передачи возбудителя на основании:

- обнаружения хантавируса в органах выделения и экскретах мышевидных грызунов природных популяций и активности выделения его во внешнюю среду на разных фазах их популяционных циклов;

- выявления хантавируса на пылевых частицах воздуха, почвообразующих субстратах из внешней среды в местах обитания и концентрации инфицированных грызунов;

- способности хантавируса адсорбироваться на почве и почвообразующих компонентах в эксперименте и оптимальных условиях для успешной адсорбции и элюции хантавируса из комплекса «вирус+сорбент»;

- влияния условий воздушно-пылевого заражения хантавирусом на тяжесть клинического течения ГЛПС.

Практическая значимость результатов исследования Обнаружение РЕПС хантавируса на различных субстратах, собранных во внешней среде в очагах инфекции, а также способность вируса при определенных условиях, что показано в эксперименте, сохранять инфекционность, указывают на необходимость проводить противоэпидемические мероприятия для предотвращения повторных заражений хантавирусом с обязательной дезинфекцией в очагах инфекции после истребления мышевидных грызунов помещений и предметов, где обнаружены инфицированные грызуны и их выделения.

Рекомендации проведения санитарно-гигиенических мероприятий в местах возможного заражения хантавирусом отражены в памятке для населения «Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом. Информация о заболевании и как его предотвратить» (2010 г.).

Отдельные фрагменты работы использованы в учебном процессе при обучении студентов и на факультете повышения квалификации врачей-эпидемиологов Владивостокского Государственного Медицинского Университета.

Положения, выносимые на защиту.

1. Активность выделения хантавируса во внешнюю среду из организма мышевидных грызунов-носителей связана с фазами популяционного цикла их численности.

2. Хантавирус способен эффективно адсорбироваться на почвообразующих компонентах мелких размеров и при определенных условиях десорбировать-ся без потери инфекционности.

3. Доказано присутствие хантавируса вне организма мышевидного грызуна на субстратах внешней среды в природных очагах хантавирусной инфекции.

4. Тяжесть клинического проявления ГЛПС зависит от длительности пребывания заболевшего в очаге хантавирусной инфекции и выполнения работ в условиях повышенного пылеобразования.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Глава 1. Экология хантавирусов в современном представлении

Заключение Диссертация по теме "Вирусология", Иунихина, Ольга Викторовна

^^ Выводы:

1. Эпизоотический процесс в популяциях мышевидных грызунов — носителей хантавируса характеризуется периодической дессиминацией вируса во внешнюю среду, что подтверждается данными обнаружения антигена или РНК хантавируса в органах выделения и экскретах грызунов на разных фазах их популяционной численности.

2. Активное размножение хантавируса в органах выделения в год высокой 1 численности грызунов у восточноазиатской мыши отмечалось весной, снижаясь к осени. Доля грызунов с антигеном хантавируса в органах выделения и экскретах у полевой мыши в этот период нарастала с лета к осени, что объясняет сезонную динамику заболеваемости ГЛПС.

3. Факт попадания хантавируса во внешнюю среду установлен по обнаружению РНК хантавируса в ОТ-ПЦР в пробах воздуха с пылевыми частицами (из надворных построек) и почвы с травяной подстилкой (из лесного очага).

4. В экспериментальных исследованиях получены прямые доказательства способности хантавируса адсорбироваться на почвообразующих компонентах и зависимости активности адсорбции от величины частиц и температурных условий. Эффективная адсорбция хантавируса отмечалась при температуре +4° на почве из леса, мелких частицах (0,05 мкм) цеолита и бентонита и соломе.

5. Адсорбированный на разных субстратах хантавирус эффективно десорби-ровался при обработке солевыми растворами, содержащими 5-10% белка (рН 7,2-9,0) из комплекса «вирус+сорбент» не теряя инфекционности от исходного титра вируса до 50 - 80%, что подтверждалось размножением адсорбированного хантавируса при заражении культуры клеток.

6. Выявлено влияние условий заражения больных ГЛПС на клиническое проявление инфекции. Показано, что длительное пребывание в очаге хантави-русной инфекции и выполнение работ, связанных с повышенным пылеобра-зованием, приводят к развитию тяжелых форм ГЛПС и высокому риску неблагоприятного исхода.

Заключение

В ходе выполнения данной работы, на основании установления способности хантавируса адсорбироваться на частицах почвы и минеральных сорбентах, а также обнаружения специфической РНК в пробах воздуха и образцах субстратов внешней среды, взятых в природных очагах инфекции, впервые получено прямое доказательство, подтверждающее воздушно-пылевой путь передачи вируса.

Признанный во всем мире воздушно-пылевой путь заражения человека хантавирусом [121, 162] основан на выделении грызунами во внешнюю среду вируса с экскретами [71, 121, 158, 181, 186], обнаружении инфекционного вируса в пробах воздуха помещений, где содержались лабораторные животные, зараженные хантавирусом [142] и данных эпидемиологических наблюдений [33, 37]. Однако в обосновании возможности такого пути заражения отсутствовали данные, как часто и с какой активностью выделяется хантави-рус во внешнюю среду, о способности вируса адсорбироваться на субстратах внешней среды, а также о возможности присутствия его на загрязненных объектах в природных очагах хантавирусной инфекции.

Использование, согласно существующим санитарным правилам, показателей численности и общей инфицированности грызунов, природных носителей патогенных для человека серотипов хантавируса, не дает полной картины развития инфекционного процесса, происходящего в популяциях животных. Согласно современным данным [72, 118, 181]в период персистент-ной инфекции у инфицированных мышевидных грызунов отмечается острое проявление инфекции с активным размножением вируса и выделением его во внешнюю среду. Проявление острого периода ограничено непродолжительными временными рамками, после чего наступает хроническая стадия пер-систенции вируса в организме грызуна. В острой стадии хантавирусной инфекции, которая у грызунов наблюдается на протяжении в 2-3 недель после заражения, происходит активное размножение хантавируса в органах выделения и обнаружение его в экскретах мышевидных грызунов, что указывает на возможность выделения вируса во внешнюю среду. В крови зараженных мышевидных грызунов появляются специфические антитела низкой авидно-сти. В хронической стадии отмечается снижение активного размножения хантавируса в органах выделения.

На основании многолетних наблюдений (2004-2009 гг.) за характером эпизоотического процесса нами установлены периоды активного размножения и выделения хантавируса с экскретами грызунов природных носителей, а также выявлены особенности многолетней и сезонной динамике его выделения. В годы массового размножения А. решпзи1ае (2005 г.) количество особей с антигеном/РНК хантавируса в органах выделения было максимальным (11,8 %). Тогда как в фазу депрессии численности вида этот показатель не превышал 0,7 %. Установлено, что в годы высокой численности популяции, у полевой мыши число особей в острой стадии инфекции возрастало от весны к осени, у восточноазиатской мыши наоборот больший процент наблюдался весной и снижался к осени. Динамика развития инфекционного процесса у мышей двух видов отражается на сезонных показателях заболеваемости ГЛПС в очагах.

Отмечено влияние возрастной структуры грызунов на активность эпизоотического процесса. В годы пика численности активное участие в поддержании инфекционного процесса обеспечивают молодые особи (до 6 месяцев), составляющие большинство в популяции. Специфические антитела низкой авидности, как показатель острой стадии хантавирусной инфекции, в год массового размножения А. решшШае (2005) чаще определяли у сеголеток в весенний период. При этом их число было достоверно выше (р=0,05), чем число мышей с высокоавидными антителами.

При анализе данных, полученных в период низкой численности А. репт8и1ае (2008 г.) среднегодовые показатели численности составили 8,38 особи на 100 л/н и инфицированности - 3,45 особи на 100 л/н, только в весенних сборах присутствовало до 3,2 особи на 100 л/н среди обследованных грызунов в острой стадии инфекции. К осени грызунов с антигеном хантавируса в органах выделения обнаружено не было. Характерно, что активность процесса в весенне-летний период была обеспечена, в основном, присутствием в популяции мышевидных грызунов ^старших возрастных группах?^

В доступной отечественной и зарубежной литературе все доказательства возможного непрямого пути передачи хантавируса были получены при подсадке здоровых мышевидных грызунов в клетки, где содержались инфицированные животные, либо здоровые и инфицированные грызуны находились в одном помещении в разных клетках на определенном расстоянии [121, 150, 157, 180]. Однако до настоящего времени отсутствовали прямые доказательства способности хантавируса, попавшего с экскретами инфицированных грызунов во внешнюю среду адсорбироваться на различных субстратах.

Для экспериментального обоснования возможности воздушно-пылевого пути заражения нами первоначально в серии опытов было показано, что природные сорбенты с хорошо изученными адсорбционными свойствами (цеолит и бентонит) разных фракций способны адсорбировать хантави-рус из вируссодержащей культуральной жидкости. Эффективность адсорбции при одинаковых условиях (температуры окружающей среды, массы сорбента и сходного титра вируса) зависела от размера частиц. Наиболее полно и быстро (в течение суток при +4°С) хантавирус адсорбировался на мелких по размеру частицах (0,05 мм) цеолита и бентонита. Согласно классификациям, принятым в почвоведении частицы размером 0,05 мм относятся к так называемой крупной пыли (0,05-0,01 мм).

Использование в качестве сорбентов образцов почвы из лесного (по классификации бурая лесная) и сельскохозяйственного очагов показало такую же эффективность адсорбции хантавируса на почве из лесного очага, как и на частицах цеолита и бентонита размером 0,05 мм. Почва с сельскохозяйственных полей в тех же условиях адсорбировала не более 20 % вируса от исходного титра. Возможно такие факторы, как пониженное содержание глинистых частиц вследствие эксплуатации почвы и ее выветривание на сельскохозяйственных полях, а так же внесение минеральных удобрений повлияло на сорбционные свойства почвы. Адсорбированный на различных субстратах хантавирус не теряет своей инфекционности, что было продемонстрировано при титровании элюатов после десорбции вируса из комплекса «вирус+сорбен» с помощью солевых растворов, содержащих 5-10% белка (рН 7,2-9,0). Вирус сохраняет до 3,5 ^ РБИ/ 1ш1 от исходного титра. В комплексе «вирус+солома» присутствие инфекционного вируса не выявлено, в то же время была обнаружена РНК.

Впервые в наших исследованиях при исследовании проб субстратов внешней среды в очагах хантавирусной инфекции показано присутствие хан-тавируса во внешней среде. Специфическая РНК была обнаружена в пробах воздуха, отобранных в хозяйственных постройках, где отмечалось присутствие инфицированных хантавирусом грызунов. РНК хантавируса также была обнаружена в образцах почвы с растительной подстилкой, собранных вокруг естественных убежищ мышевидных грызунов в лесных очагах. Положительные результаты, полученные при выделении РНК хантавируса из проб воздуха и почвы, позволяют предположить, что благоприятные условия окружающей среды, которые создаются в нижнем ярусе кедрово-широколиственных лесов и кладовых помещениях (отсутствие прямых солнечных лучей, стабильный температурный режим и влажность), могут способствовать сохранению какое-то время хантавируса во внешней среде и непрямой его передачи.

В настоящее время тяжесть клинических проявлений ГЛПС связывают с разными факторами: вирулентностью отдельных серотипов/генотипов хантавируса, генетической предрасположенностью заболевшего [19, 38, 87], наличием сопутствующей патологией почек [16], экологическим состоянием внешней среды, сезонностью [28]. В то же время влияние условий заражения хантавирусом больного, в том числе характер выполняемых работ, на тяжесть течения ГЛПС до сих пор не изучена. В эпидемиологическом анамнезе больных ГЛПС, в основном, отражаются данные о пребывании их перед заболеванием в очаге инфекции с целью отдыха или по производственной необходимости [4,15, 37, 143, 160].

В результате анализа влияния условий заражения на тяжесть клинического течения ГЛПС у 555 больных на территории Приморского края было установлено, что в группе больных в эпидемиологическом анамнезе которых отмечено пребывание и выполнение работ в условиях повышенного пылеоб-разования достоверно чаще отмечали тяжелое течение заболевания, чем в группах больных кратковременно или длительно пребывавших в очаге хан-тавирусной инфекции, но не выполняющих работ, связанных с повышенным пылеобразованием. Летальности в группе больных, работающих в условиях повышенного пылеобразования, была в 2,9 раза выше, чем в группе больных, хотя и длительно пребывавших в очаге инфекции, но не работающих в условиях повышенного пылеобразования. Установлено, что легкое течение ГЛПС у больных, работа которых связанна с пылеобразованием в закрытых помещениях, отмечалась в 1,4±1,0% больных, в то же время при работе на открытой местности. ГЛПС в легкой форме протекала у 7,0±1,8% больных.

На протяжении последних лет чаще всего (п=245) жители края заражаются хантавирусом в лесных очагах, при этом треть случаев заражения (п=85) связана со сбором дикоросов, в том числе шишек кедра. Из числа анализируемых случаев заражение у 12,9% больных произошло в бытовых условиях, без посещения природных очагов, во время уборки жилых и придомовых помещений, где, как правило, отмечалось присутствие мышевидных грызунов или их экскретов.

По социально-профессиональному составу значительную группу составили работники сельского хозяйства (животноводы, полеводы, работники зернохранилищ, трактористы) - 16,5% и военнослужащие заражение которых произошло во время полевых учений - 11%. Строители линий электропередачи и дорог, работающие в лесных очагах хантавирусной инфекции, составили 7,2%, грузчики - 6,6%, работники леспромхозов и охотхозяйств - 7,2%, геологи - 1,5%, кочегары - 1,3% и шахтеры - 0,4%. Лица перечисленного состава профессий составляют в Приморском крае группу повышенного риска заражения. Однако возможность заразиться хантавирусом на эндемичной территории имеют не только профессиональные, но и другие социальные слои населения. Так, по нашим данным, в последние десятилетия высокий процент заболевших ГЛПС составляют лица временно неработающие (14,8%), пенсионеры (14,1%) и учащиеся (10,3%), заражение которых, с большей долей вероятности, происходило во время заготовки дикоросов, работы на дачных участках, отдыхе в оздоровительных лагерях.

В связи с отсутствием в настоящее время специфической профилактики, значительной тяжестью клинического течения инфекции и высокой летальностью в данных группах населения на местах должна проводиться широкая санитарно-просветительская работа с разъяснением проведения мероприятий, не только по истреблению грызунов, но влажная уборка и дезинфекция помещений и объектов, где обитают мышевидные грызуны, а также использование средств индивидуальной защиты (масок, респираторов) для предотвращения воздушно-пылевого пути заражения. Практическая значимость полученных в работе данных реализована в подготовленной памятке для населения «Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом. Информация о заболевании и как его предотвратить» (2010 г.), где отражены рекомендации проведения санитарно-гигиенических мероприятий в местах возможного заражения хантавирусом субстратов внешней среды. ^ ИГ7 г^и

1°°

Библиография Диссертация по биологии, кандидата медицинских наук, Иунихина, Ольга Викторовна, Москва

1. Астахова Т.И., Слонова P.A., Косой М.Е. Экологическая характеристика групповых заболеваний геморрагической лихорадкой с почечным синдромом на юге Дальнего Востока // Бюлл. Сибирского Отделения РАМН. 1993. - №1.- С. 75-79.

2. Башкирев Т.А. К клико-эпидемиологической характеристике лихорадки с почечным синдромом // Инфекции с природной очаговостью и заболевания вирусной этиологии. Тр. Казанского института эпидемиологии и гигиены. -1959.-вып. 4.-С. 64-74.

3. Бузолева Л.С. Бифазные бентонитовые среды для диагностики кишечных инфекций: автореф. дис. . канд. биол. наук. Владивосток, 1990. 22 с.

4. Верховцев В.Н., Спиридонов А.П. Заболеваемость геморрагической лихорадкой с почечным синдромом и меры профилактики // Природноочаговые инфекции в России: современная эпидемиология, диагностика и тактика защиты населения,- Омск. 1998. - С. 105-106.

5. Выявление нового природного очага вируса Добрава в Астраханской области / В.И. Журавлев и др. // Вопр. вирусологии 2008. - Т.53. - № 2. - С. 37-40.

6. Гаранина С.Б. Молекулярно-генетические методы и компьютерные технологии в системе эпидемиологического надзора за хантавирусной инфекцией: автореф. дис. . д-ра. биол. наук. Москва, 2009. 50 с.

7. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом / Хунафина Д.Х. и др. //Материалы Межд. евро-азиат, конгресса по инф. болезням. Витебск, 2008.-Т. 1.-С. 69.

8. Генетическая дифференциация хантавирусов с помощью полимеразной цепной реакции и секвенирования / А. Е. Деконенко и др. // Вопр. вирусологии 1996. - Т.41. - № 1. — С. 24-27.

9. Изучение генотипов хантавирусов, циркулирующих в очагах Приморского и Хабаровского краев / JT.H. Яшина и др. // Хантавирусы и хантавирусные инфекции. — Владивосток, 2003. С. 139-151.

10. Итоги изучения ГЛПС в Верхнем Приамурье / H.A. Марунич и др. // Дальневост. мед. журн. 2002. - № 1.- С. 35.

11. Итоги изучения ГЛПС в Западной Сибири / В.В. Якименко и др. // Тихоокеанский медицинский журнал. 2008. - № 2. - С. 20-26.

12. Компанец Г.Г. Распространение вируса Сеул на юге Дальнего Востока России и его роль в инфекционной патологии: автореф. дис. . канд. мед. наук. — Владивосток, 2002. 24 с.

13. Кулагин С.М., Федорова Н., Кетиладзе Е. Лабораторная вспышка геморрагической лихорадки с почечным синдромом (клинико-эпидемиологические характеристики) //Журн. микробиол. эпидемиол. — 1962. № 10. — С. 121-126.

14. Кушнарева Т.В., Слонова P.A. Роль прямого пути передачи хантавирусов возбудителей геморрагической лихорадки с почечным синдромом среди мышей рода Apodemus // Тихоокеанский медицинский журнал. - 2008. - № 2. -С. 57-61.

15. К характеристике геморрагической лихорадки с почечным синдромом в Среднем Поволжье и Предуралье / Н.И. Хатысо и др. // Природноочаго-вые инфекции в России: современная эпидемиология, диагностика, тактика защиты населения.- Омск, 1998. С. 97-98.

16. Лещева Г.Г., Кустарников Г.К. Геморрагическая лихорадка у лиц, страдающих хроническим пиелонефритом // Пятый Всерос. съезд врачей инфекционистов. Тез. докл. М., 1998. - С. 176-177.

17. Методы контроля обсемененности воздуха и поверхностей лабораторных помещений возбудителями некоторых особо опасных вирусных инфекций / A.A. Чепурнов и др. // Вопр. вирусологии. 1997. - Т.42. - № 4. - С. 181189.

18. Методы лабораторной диагностики геморрагической лихорадки с почечным синдромом // Метод. Рекомендации. М. - 1982. - 22 с.

19. Морозов В.Г. Клинико-эпидемиологическая характеристика, специфическая диагностика и лечение различных вариантов геморрагической лихорадки с почечным синдромом: автореф. дис. . д -ра мед. наук. СПб., 2002. — 42 с.

20. Нафееф A.A. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом у детей, проживающих в Ульяновской области // Педиатрия. 2006. - № 4. — С. 107108.

21. Новый генетический вариант вируса Пуумала в Приморье и его природный носитель красно-серая полевка Clethrionomys rufocanus / JI.H. Яшина и др. // Вопр. вирусологии. 2004. - № 6. - С.34 - 37.

22. Ознобихин В.И., Синельников Э. П. Характеристика основных свойств почв Приморья и пути их рационального использования // Уссурийск., Приморский сельскохозяйственный институт. 1985. - 72 с.

23. О распространении хантавирусов в Западной Сибири / В.В. Якименко и др. // Мед. паразитология и паразитарные болезни. 2000. - № 3.- С.21-28.

24. Особенности геморрагической лихорадки с почечным синдромом, вызываемой генетическими подтипами вируса Добрава/Белград в России / Е.А. Ткаченко и др. // Тихоокеанский медицинский журнал. 2008. - № 2. - С. 10-14.

25. Особенности циркуляции хантавирусов в эпидемиологии ГЛПС в Российском Приамурье / Л.И. Иванов и др. // Актуальные проблемы вирусологии. -М., 1999.-С. 66.

26. Петричко М.И. Тридцатилетний опыт лечения тяжелых форм геморрагической лихорадки с почечным синдромом // Дальневост. мед. журн. 2003. - № 3. - С. 76- 80.

27. Пшеничников Б.Ф. Курс лекций по почвоведению и географии почв // Владивосток, издательство Дальневосточного института. — 1992. — 136 с.

28. Pao В.Ч., Меткалф Т.Д., Мелник Д.Л. Вирусы человека в донных отложениях, осадке сточных вод и почве // Бюллетень ВОЗ. — Т. 64. №1.- 1986. -С. 1-13.

29. Слонова P.A. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом на юге Дальнего Востока России (вирусологические и эколого-эпидемиологические аспекты): дис. д -ра мед. наук. М., 1993. - 342 с.

30. Слонова Р. А., Астахова Т. И., Компанец Г. Г. Итоги изучения ГЛПС на юге Дальнего Востока России // Журн. микробиол., эпидемиол. и иммуноби-ол. 1997. -№5. -С. 97-101.

31. Слонова P.A., Компанец Г.Г., Образцов Ю.Г. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом среди контингента военнослужащих в Приморском > крае // Военно-медиц. журнал. 2005. - № 9. - С. 20-25.

32. Современное состояние проблемы ГЛПС / Е.А. Ткаченко и др. // При-родноочаговые болезни человека.- Омск. 2001.- С. 22-33.

33. Сокотун С. А. Иммунологическая и серотипическая характеристика природных очагов хантавирусной инфекции в Приморском крае: автореф. дис. . канд. мед. наук.- Владивосток, 2002. 20 с.

34. Сохранение инфекционности вируса Марбурга на контаминированных поверхностях и в аэрозоле / Е.Ф. Беланов и др. // Вопр. вирусологии.- 1996. -Т. 41.- № 1.-С. 32-34.

35. Сравнительный анализ эпидемических вспышек геморрагической лихорадки с почечным синдромом, вызванных вирусами Пуумала и Добрава/Белград / Е.А. Ткаченко и др. // Эпидемиол. вакцинопрофил. 2005. -№4 (23) - С. 28-34.

36. Суздальцев A.A. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом (современные критерии оценки тяжести течения, эффективности лечения и прогноза): автореф. дис. . д -ра мед. наук. СПб., 1992. - 48 с.

37. Топологическая классификация природных очагов ГЛПС и ландшафтно-эпидемиологическое районирование территории в Хабаровском крае / Л.И. Иванов и др. // Инфекционные болезни Приамурья.- Хабаровск, 1999. — С. 51-59.

38. Фигурнов В.А., Марунич H.A. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом (основные итоги изучения в Амурской области) // VI Рос. Съезд врачей инфекционистов. - СПб., 2003. - С. 405.

39. Хантавирусная инфекция в Приморском крае / P.A. Слонова и др. // Журнал микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. — 2006. — № 3. С. 74-77.

40. Хантавирусная инфекция у диких грызунов природных резервуаров. Характеристика инфекционного процесса / А.Д. Бернштейн и др. //' Мед. па-раз. - 2001.-№ 3. - С. 22-26

41. Хантавирусы, циркулирующие в полевках Microtus fortis и, Microtus Maximowiczii // Л.Н. Яшина и др. // Тихоокеанский медицинский журнал. -2008.-№ 2. -С. 47-49.

42. Характер персистенции возбудителя геморрагической лихорадки с почечным синдромом в организме природного хозяина и связь ее с эпизоотическим и эпидемиологическим процессом / P.A. Слонова и др. // Вопр. вирусологии. 1990.-№3.-С. 250-253.

43. Характер эпизоотического и эпидемического процессов в активных лесных очагах геморрагической лихорадки с почечным синдромом / А.Д. Бернштейн и др. // Актуальные проблемы медицинской вирусологии. — Москва. 1999.-С. 55.

44. Хасанова Г. М. Особенности заболеваемости, течения, осложнений и исходов геморрагической лихорадки с почечным синдромом в крупном промышленном городе // Вестник Башкирского университета. 2007. - Т.12. -№4.-С. 45-47.

45. Циркуляция хантавируса Сеул в популяциях синантропных грызунов и его значение в заболеваемости геморрагической лихорадкой с почечным синдромом в Приморском крае / Р.А. Слонова и др. // Вопр. вирусологии. -1999.-№5.-С. 213 -217.

46. Эпизоотологические и вирусологические характеристики природного очага хантавирусной инфекции в субтропической зоне Краснодарского края / Е.А. Ткаченко и др. // Вопр. вирусологии. 2005. - Т.50. - № 3. - С.14-19.

47. Эпидемиологическая ситуация и экономическая значимость геморрагической лихорадкой с почечным синдромом в Приморском крае / Р.А. Слонова и др. // Эпидемиол. и инфекц. болезни. 2002. - № 5. — С. 11-13.

48. Якименко В.В. Экологические предпосылки гетерогенности популяций хантавируса и вирусов комплекса клещевого энцефалита в Западной Сибири: автореф. дис. д -ра биол. наук. Москва, 2004. - 42 с.

49. Яшина Л.Н. Генетическая характеристика хантавирусов, циркулирующих в Приморском крае России // Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. -2006.-№3.-С. 78-81.1. Зарубежная литература:

50. A case-control study after a hantavirus infection outbreak in the South of Belgium: who is at risk? / F. Van Loock et al. // Clin. Infect. Dis. 1999. - Vol. 28. -P. 834-839.

51. An epidemiological analysis of hemorrhagic fever with renal syndrome morbidity in the Republic of Bashkortostan in 1997 / R.G. Nurgaleeva et al. // Zh. Mikrobiol. Epidemiol. Immunobiol. 1999. - Vol. 6. - P. 45-49.

52. A newly discovered variant of a hantavirus in Apodemus peninsulae, Far Eastern Russia / L. Yashina et al. // Emerg. Infect. Dis. — 2001. Vol. 7, № 5. - P. 912-913.

53. A newly recognized virus associated with a fatal case of hantavirus pulmonary syndrome in Louisiana / S.P. Morzunov et al. // J. Virol. 1995. - Vol.69. - P. 1980-1983.

54. An outbreak of hantavirus pulmonary syndrome, Chile, 1997 / J. Toro et al. // Emerg. Infect. Dis. 1998. - Vol. 4. - P. 687-694.

55. An outbreak of hantavirus pulmonary syndrome in western Paraguay / R. Williams et al. // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1997. - Vol. 57. - P. 274-282.

56. Antibodies against Hantaviruses in game and domestic oxen in the Czech Republic / L. Danes et al. // Cesk. Epidemiol. Mikrobiol. Imunol. 1992. - Vol. 41, №1. -P. 15-18.

57. Antigenic difference between Europen and East Asia viruses causing hemorrhagic fever with renal / P.W. Lee et al. // Lancet. 1982. - Vol. 2. -P. 1405.

58. An unusual hantavirus outbreak in southern Argentina: person-to-person transmission? / R.M. Wells et al. // Emerg. Infect. Dis. 1997. - Vol. 3. - P. 171-174. . ;

59. A preliminary study of the patterns of Sin Nombre viral infection and shedding in naturally infected deer mice (Peromyscus maniculatus) / D. Safronetz et al. // Vector Borne Zoonotic Dis. 2005. - Vol. 5, № 2. - P.127-132.

60. A serological survey of rural dogs and cats on the southwestern Canadian prairie for zoonotic pathogens / F.A. Leighton et al. // Can. J. Public. Health. 2001. -Vol. 92,№ l.-p. 67-71.

61. A study of nephropathia epidemica among military personnel in Sweden / B. Niklasson et al.// Res. Virol. 1992.-Vol. 143, issue 3.-P. 211-214.

62. A survey of rodent-borne pathogens carried by wild-caught Norway rats: a potential threat to laboratory rodent colonies / J.D. Easterbrook et al. // Lab. Amin. -2008.-Vol 42.-P. 92-98.

63. Avsic-Zupanc T. Hantaviruses and hemorrhagic fever with renal syndrome in Balkans// Factors in the emergence and control of rodent-born viral diseases. — Paris, 1999.-P. 93 -98.

64. Baek L .J., Lee H.W. Seroepidemiologic study of hantavirus infection of wild birds and bats in Korea // The 2nd International Conference of HFRS. Beijing (China), 1992.-P. 43.

65. Belgrade virus: a new hantavirus causing severe hemorrhagic fever with renal syndrome in Yugoslavia / A. Gligic et al. // J. Infect. Dis. 1992. - № 166. - P.l 13-120.

66. Clement J.P. Hantavirus // Antiviral. Res. 2003. - Vol. 57, № 1-2. - P. 121127.

67. Detection of Hantaan virus infection in wild animals in Korea / Y. Lee et al. // The 6th International Conference on Hemorrhagic Fever with Renal Syndrome, Hantavirus Pulmonary Syndrome and Hantaviruses. Seoul (Korea), 2004. - P. 147.

68. Dynamics of Puumala hantavirus nfection in naturally infected bank voles (Clethrionomys glareolus) / A.D. Bernshtein et al. // Arch. Virol. 1999. - Vol. 144. P. 2415-2428.

69. Easterbrook J.D., Klein S.L. Immunological mechanisms mediating hantavirus persistence in rodent reservoirs // PLos. 2008. - Vol. 4. - P. 1-8.

70. Epidemiological studies of hantavirus infection among urban rats in Japan / J. Arikawa et al. // The 1st International Conference on Hemorrhagic Fever with Renal Syndrome. Seoul (Korea), 1989. - P.29.

71. Epidemiology of hemorrhagic fever with renal syndrome in european Russia / E. Tkachenko et al. // The 7th International Conference on HFRS, HPS and Hantaviruses, Buenos Aires, Argentina. June 13-15, 2007. Abstract book, P. 17.

72. Epizootiological and epidemiological study of hantavirus infection in Japan / N. Lokugamage et al. // Microbiol. Immunol. 2004. - Vol. 48. - P. 843-851.

73. Ertek M. An outbreak caused by hantavirus in the Black Sea region of Turkey, January May 2009 //Euro Surveillance. - 2009. - Vol. 14, issue 20. - P. 1-2.

74. Evidence for the existence of Puumula-related virus among Clethrionomys ra-focanus in Hokkaido, Japan / H. Kariwa et al. // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1995. — Vol. 53, №3.-P. 222-227.

75. Experimental infection model for Sin Nombre hantavirus in the deer mouse (Peromyscus maniculatus) / J. Botten et al. // PNAS. 2000. - Vol. 97, № 19. - P. 10578-10583.

76. Experimental infection of the Sigmodon Alstoni with Cano Delgadito virus, a South American hantavirus / C.F. Fulhorst et al. // Am. J. Trop. Med. Hyg. -2002.-Vol. 67, № l.-P. 107-111.

77. Ex vivo stability of the rodent-borne Hantaan virus in comparison to that of arthropod-borne members of the Bunyaviridae family / J. Hardestam et al. // App. end environmental microbial. 2007. - Vol. 73, № 8. - P. 2547-2551.

78. Features of circulation of hemorrhagic fever with renal syndrome (HFRS) virus among small mammals in the European U.S.S.R. / I.N. Gavrilovskaya et al. // Arch, of virol.- 1983.-Vol. 75.-P. 313-316.

79. Genetic diversity and epidemiology of hantaviruses in Argentina / S!: Levis et al. //J. Infect. Dis. 1998. - Vol. 177. - P. 529-538.

80. Genetic diversity of hantaviruses associated with hemorrhagic fever with renal syndrome in the far east of Russia / L. Yashina et al. // Virus. Res. 2000. - Vol. 70. - P. 31^-4.

81. Genetic identification of a hantavirus associated with an outbreak of acute respiratory illness / S.T. Nichol et al. // Science 1993. - Vol. 262. - P. 914-917.

82. Genetic interaction between distinct Dobrava hantavirus subtypes in Apodemus agrarius and A. flavicollis in nature / B. Klempa et al. // J. Virol. 2003. - Vol. 77, № 1. - P.804-809.

83. Genetic investigation of novel hantaviruses causing fatal HPS in Brazil / A.M. Johnson et al. // J. Med. Virol. 1999. - Vol. 59. - P. 527-35.

84. Genetic susceptibility to severe course of nephropathia epidemica caused by Puumala hantavirus / J. Mustonen et al. // Kidney Int. 1996. - Vol. 49. - № 1. -P. 217-221.

85. Global survey of antibody to Hantaan-related viruses among perido-mestic rodents / J. LeDuc et al. // Bulletin of World Health Organization. — 1986.-Vol.64.-P. 139-144.

86. Hantavirus ANDV distribution in human lungs and salivary glands / M. Navar-rete et al. // In: Abstracts of the VII international conference on HFRS, HCPS and hantaviruses; 2007 Jun 13-15. Buenos Aires, Argentina, 2007. P. 10.

87. Hantavirus disease outbreak in Germany: limitations of routine serological diagnostics and clustering of virus sequences of human and rodent origin / S. Schilling et al. // Journal of clinic, microbial. 2007. - P. 3008-3014.

88. Hantaviruses: immunology, treatment and prevention / P. Maes et al. // Viral Immunol. 2004. - Vol. 17, № 4. - P.481-497.

89. Hantaviruses in Estonia /1. Golovljova et al. // J. Med. Virol. 2002. - Vol. 68.-P. 589-598.

90. Hantaviruses in Sao Paulo State, Brazil / L.T. Figueiredo et al. // Emerg. Infect. Dis. 2003. - Vol. 9. - P. 891-892.

91. Hantavirus infection hemorrhagic fever in Balkans - potential nephrological hazards in the Kosovo war / J. Bugert et al. // Nephrol. Dial Transplant. - 1999. -Vol. 14.-P. 1843-1844.

92. Hantavirus infections in Europe / O. Vapalahti et al. // The Lancet Infect. Dis. 2003. -Vol. 3. - P. 653-661.

93. Hantavirus infection in the domestic cat / N. Nowotny et al. // JAMA. 1994. -Vol. 12, № 14.-P. 1100-1101.

94. Hantavirus infections in The Netherlands: epidemiology and disease / J. Groen et al. //Epidemiol. Infec. 1995. - Vol. 114, issue 2. - P. 373-383.

95. Hantavirus in northern short-tailed shrew, United States / S. Arai et al. // Emerg. Infect. Dis. 2007. - Vol. 13. - P. 1420-1423.

96. Hantavirus outbreak during military maneuvers in Germany / J.P. Clement et al. // Lancet. 1996. - P. 346-347.

97. Hantavirus Prevalence in the IX Region of Chile / M.T. Frey et al. // Emerg. Infect. Dis. 2003. - Vol. 9, № 7. - P. 827-832.

98. Hantavirus pulmonary syndrome associated with entering or cleaning rarely used, rodent-infested structures / L. Armstrong et al. // J. Infect. Dis. 1995. — P. 1166.

99. Hantavirus pulmonary syndrome in northwestern Argentina: circulation of Laguna Negra virus associated with Calomys callosus / S. Levis et al. // Am. J. Trop. Med. Hyg. 2004. - Vol. 71. - P. 658-63.

100. Hantavirus pulmonary syndrome in the rural area of Juquitiba, Sao Paulo metropolitan area, Brazil / M.I. Vasconcelos et al. // Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo 1997. - Vol. 39. - P. 237-238.

101. Hantavirus pulmonary syndrome outbreak in Argentina: molecular evidence for person-to-person transmission of Andes virus / P.J. Padula et al. // Virology. -1998.-Vol. 241.-P. 323-330.

102. Hantavirus reservoir hosts and genotypies circulating in Uruguay / A. Delfraro et al. // The 7th International Conference on HFRS, HPS and Hantaviruses, Buenos Aires, Argentina. June 13-15, 2007. Abstract book. — P. 118.

103. Hantavirus reservoir hosts associated with peridomestic habitats in Argentina / G. Calderon et al. // Emerg. Infect. Dis. 1999. - Vol. 5. - P. 792-797.

104. Hantavirus RNA in saliva from patients with hemorrhagic fever with renal syndrome / L. Pettersson et al. // Emerg. Infect. Dis. 2008. - Vol. 14, № 3.- P. 406-411.

105. Hardestam J., Lundkvist A., Klingston J. Sensivity of Andes hantavirus to antiviral effect of human saliva // Emerg. Infect. Dis. 2009. — Vol. 15, № 7. - P. 1140-1142.

106. Hedman K., Vahery A., Brummer-Korvenkontio M. Rapid diagnosis of hantavirus disease with IgG avidity assay //Lancet. - 1991. - Vol. 338. - P. 13131356.

107. Hemorrhagic fever with renal syndrome and hantaviruses in Russia / E. Tkachenko et al. // Factors in the emergence and control of rodent-born viral diseases. Paris, 1999. - P. 63-72.

108. Hemorrhagic fever with renal syndrome in the Dolenjska region of Slovenia -a 10-year survey / T. Avsic-Zupanc et al. // Clin. Infect. Dis. — 1999. Vol. 28. -P. 860-865.

109. HFRS after a wild rodent bite in the Haute-Savoieand risk of exposure to Hantaan-like virus in a Paris laboratory / E. Dournon et al. // Lancet. 1984. -Vol. 323.-P. 676-677.

110. HFRS outbreak associated with laboratory rats in UK / G. Lloyd et al. // Lancet.- 1984.-Vol. l.-P. 1175-1176.

111. Hjelle B., Glass G.E. Outbreak of hantavirus infection in the Four Corners region of the United States in the wake of the 1997-1998 El Nino-southern oscillation//J. Infect. Dis. 2000. - Vol. 181, № 5 — P. 1569-1573.

112. Hjelle B. Hantaviruses and hantavirus cardiopulmonary syndrome in the Americas // In "Factor in the emergence and control of rodent-borne viral disease". Paris, 1999.-P. 55-62.

113. Houck M. A., Qin H., Roberts H. R. Hantavirus transmission: Potential role of ectoparasites// Vec. Born. Zoo Dis. 2001. - Vol. l.-P. 75-79.

114. Human Hantavirus Infections, Sweden / G.E. Olsson et al. // Emerg. Infect. Dis.-2003.-Vol. 9, № 11.-P. 1395.

115. Hutchinson K.L., Rollin P.E., Peters C.J. Pathogenesis of a North American hantavirus, Black Creek Canal, in experimentally infected Sigmodon Hispidus // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1998. - Vol. 59, issue l.-P. 58-65.

116. Increase of Hantavirus infections in France, 2003 / A. Mailles et al. // Med. Mal. Infect. 2005. - Vol. 35. - P. 68-72.

117. Infection with Sin Nombre hantavirus: clinical presentation and outcome in children and adolescents / M.M. Ramos et al. //Pediatrics. 2001. - Vol. 108, № 2.-P. 1-6.

118. Intraspecefic transmission of Hantaan virus, etiologic agent of Korean hemorrhagic fever in rodent Apodemus agrarius / H.W. Lee et al. // Amer. J. Trop. Med., Hyg. 1981.- Vol.30. - P. 1106-1112.

119. Isolation and characterization of Dobrava hantavirus carried by the striped field mouse (Apodemus agrarius) in Estonia / K. Nemirov et al. // J. Gen. Virol. -1999. Vol. 80.-P. 371-379.

120. Isolation and characterization of hantavirus carried by Apodemus peninsulae in Jilin, China / Y.Z. Zhang et al. //Journal of General Virology. 2007. - Vol. 88.-P. 1295-1301.

121. Isolation and propagation of nephropathia epidemica virus in bank voles / R. Yanagihara et al. // Scand. J. Infect. Dis. 1984. - Vol.16. - P.225-228

122. Isolation, characterization and geographic distribution of CanoDelgadito vims, a newly discovered South American hantavirus (family Bunyaviridae) / C.F. Fulhorst et al.//Vims. Rec. 1997. - Vol. 51.-P. 159-171.

123. Isolation of EHF related agent from Rattus norvegicus captured in patients home in endemic areas of the mild type of hemorrhagic fever / G. Song et al. // Acta Microbiol. Sinica. 1982. - Vol. 22. - P. 373-377.

124. Iversson L.B. Hantavirus pulmonary syndrome in the rural area of Juquitiba, Sao Paulo Metropolitan Area, Brazil // Rev. Inst. Trop. Sao Paulo. 1997. - Vol. 39.-P. 237-238.

125. Kim G.R., Lee Y.T., Park C.H. A new natural reservoir of hantavirus; isolation of hantaviruses from lung tissues of bats // Acta. Virol. 1994. - Vol. 36. - P. 493.

126. Klein S.L., Bird B.H., Glass G.E. Sex differences in immune responses and viral shedding following Seoul virus infection in Norway rats // Am. J. Trop. Med. Hyg. 2001. - Vol. 65. - P. 57-63.

127. Klein S.L., Calisher C.H. Emergence and persistence of hantaviruses // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2007. - Vol. 317. - P. 217-252.

128. Korean haemorrhagic fever in staff in an animal laboratory / T. Umenai et al. //Lancet.- 1979.-Vol. 1. P. 1314-1316.

129. Laboratory rat associated outbreak of haemorrhagic fever with renal syndrome due to Hantaan-like virus in Belgium / J. Desmyter et al. // Lancet. 1983. -Vol. 2.-P. 1445-1448.

130. Laguna Negra virus associated with HPS in western Paraguay and Bolivia / A. Johnson et al. // Virology 1997. - Vol. 238. - P. 115-127.

131. Larger than usual increase in cases of hantavirus infections in Belgium, France and Germany June 2005 / A. Mailles et al. // Euro Surveillance — 2005. — Vol. 10.

132. Lee H.W., Baek L., Johnson K. Isolation of hantaan virus, the etiologic agent of Korean hemorrhagic fever from wild urban rats // J. Infect. Dis. 1982. - Vol. 146.-P. 638-44.

133. Lee H.W. Epidemiology and pathogenesis of hemorrhagic fever with renal syndrome. // In: Elliott RM, editor. The Bunyaviridae. New York: Plenum Press, 1996.-P. 253-67.

134. Lee H.W. Hemorrhagic fever with renal syndrome in Korea // Rev. Infect. Dis.-1989.-Vol. 11, №4.-P. 864-876.

135. Lee H.W., Johnson K.M. Laboratory-acquired infections with Hantaan virus, the etiologic agent of Korean hemorrhagic fever // J. Infect. Dis. 1982. — Vol. 146.-P. 645-651.

136. Lee H.W., Lee P.W., Johnson K. Isolation of the etiologic agent of Korean hemorrhagic fever // J. Infect. Dis. 1978. - Vol. 137. - P. 298 - 308.

137. Lipson S.M., Stotzky G. Adsorption of reovirus to clay minerals: effect of cation exchange capacity, cation saturation, and surface area // Applied and Envi-rom. Microbiol. - 1983. - Vol. 46, № 23. - P. 673-682.

138. Liu R.H., Chen H.X. The risk and prevention of hemorrhagic fever with renal syndrome transmitted by laboratory rats // Chin. J. Vector. Bio Control. 1991. -Vol. 2.-P. 250-254.

139. Luo Z.Z., Liu Y.F. Isolation of epidemic hemorrhagic fever virus from the air of rearing experimental animal room // Proceedings of International symposium on Hemorrhagic Fever with renal syndrome. Hubei (China), 1988. - P. 34.

140. Nephropathia epidemica in metropolitan area, Germany letter. / S.S. Ess-baucr [et al] // Emerg. Infect. Dis. 2007. - Vol. 3, № 8. - P. 1271-1273.

141. Netski D., Thran B.H., St. Jeor S.C. Sin Nombre virus pathogenesis in Pero-myscus maniculatus // J. Virol. 1999. - Vol. 73, № 1. - P. 585-591.

142. Newfound hantavirus in Chinese mole shrew, Vietnam / J.W. Song et al. // Emerg. Infect. Dis. -2007. Vol. 13. - P. 1784-1787.

143. Novel hantavirus sequences in shrew, Guinea / B. Klempa et al. // Emerg. Infect. Dis. 2007. -Vol. 13. - P. 520-522.

144. Outbreak of Puumala Virus Infection, Sweden / L. Pettersson et al. // Emerg. Infect. Dis. 2008. -Vol. 14, № 5. - P. 808-810.

145. Papa A., Bojovic B., Antoniadis. Hantaviruses in Serbia and Montenegro // Emerg. Infect. Dis. -2006. -Vol. 12, № 6. P. 1015-1018.

146. Pathogenesis of experimental Hantaan virus infection in laboratory rats / P.W. Lee et al. // Arch. Virol. 1986. - Vol. 88. - P. 57-66.

147. Pathogenesis of hemorrhagic fever with renal syndrome virus infection and model of horizontal transmission of hantavirus of bank voles / I.N. Gavrilovskaya et al. // Arch, of virol. 1990. - P. 57-62.

148. Patterns of puumala virus infections in Finland / A.M. Rose et al. // Euro Surveillance-2003. -Vol. 8. P. 9-13.

149. Pejcoch M., Kriz B. Hantavirus in the Czech Republic // Emerg. Infect. Dis. -2003.-Vol. 9.-P. 756-757.

150. Person-to-person transmission of Andes virus / V.P. Martinez et al. // Emerg. Infect. Dis.-2005.-Vol. 11.-P. 1848-1853.

151. Plyusnin A., Vapalahti O., Lankinen H. Tula virus: a newly detected hantavirus carried by European common voles // J. Virol. 1994. - Vol. 68. - P. 78337839.

152. Prevalence of antibodies specific to Puumala virus among fanners in Sweden / C. Ahlm et al. // Scand. J. Work Environ. Health. 1998. - Vol. 24, issue 2. - P. 104-108.

153. Prevalence of antibody to hantavirus in some cats populations in Britain / M. Bennett et al. // Vet. Rec. 1990. - Vol. 127, № 22. - P.548-549.

154. Prolonged survival of Puumala hantavirus outside the host: evidence for indirect transmission via the environment / E.R. Kallio et al. // J. Gen.Virol. 2006. — Vol. 87.-P. 2127-2134.

155. Puumala Hantavirus Excretion Kinetics in Bank Voles (Myodes glareolus) / J. Hardestam et al. //Emerg. Infec. Dis. 2008. - Vol. 14, № 8. - P. 1209-1215.

156. Rio Mamore virus: genetic characterization of a newly recognized hantavirus of the pygmy rice rat, Oligoryzomys microtis, from Bolivia / M. Bharadwaj et al. // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1997. - Vol. 57. - P. 368-374.

157. Risk factors for hantavirus infection in Germany, 2005 / Abu Sin M. et al. // Emerg Infect Dis. 2007. - Vol. 13. - P. 1364-1366.

158. Risk factors for human hantavirus infection: Franco-Belgian collaborative case-control study during 1995-1996 epidemic / N.S. Crowcroft et al. // BMJ -1999.-Vol. 318.-P. 1737-1738.

159. Schmaljohn C., Hjelle B. Hantaviruses: a global disease problem // Emerging Infection Disease. 1997. - Vol. 3, № 2. - P. 95-104.

160. Seewis virus, a genetically distinct hantavirus in the Eurasian common shrew (Sorex araneus) / J.W. Song et al. // Virology Journal. 2007. - Vol. 4. - P. -114.

161. Seoul virus and hantavirus disease, Shenyang, People's Republic of China / Y.Z. Zhang et al. // Emerg. Infect. Dis. 2009. - Vol. 15, No. 2. - P. 200-2006.

162. Serological evidence of hantavirus infection in laboratory rats and personnel / T.W. Wong et al. // Int. J. Epidemiol. 1988. -Vol. 17. - P. 887-890.

163. Serologic survey for hantavirus infection in domestic animals and coyotes from New Mexico and northeastern Arizona / T.M. Malecki et al. // J. Am. Vet. Med. Assoc. 1998. - Vol. 212, № 7. p. 970-973.

164. Serotypic classification of hantavirus by indirect immunofluorescent antibody and plaque reduction neutralization tests / P.W. Lee et al. // J. Clin. Microbiol. -1985. Vol. 22. - P. 940-944.

165. Shedding and intracage transmission of Sin Nombre hantavirus in the deer mouse (Peromyscus maniculatus) model / J. Botten et al. // J. Virol. 2002. -Vol. 76. - P. 7587-7594.

166. Shi X., McCaughey C., Elliott R.M. Genetic characterisation of a Hantavirus isolated from a laboratory-acquired infection // J. Med. Virol. — 2003. Vol. 71. P. 105-109.

167. Soochong virus: an antigenically and genetically distinct hantavirus isolated from Apodemus peninsulae in Korea / L.J. Baek et al. // J. Med. Virol. 2006. — Vol. 78, issue 2. - P. 290-297.

168. Tao K., Zhang Y et al. Studies on the transmission of HFRS aerosol among experimental animals // The 2 International Conference of HFRS. Beijing (China), 1992.-P. 89.

169. The complex ecology of hantavirus in Paraguay / Y.K. Chu et al. // Am. J. Trop. Med. Hyg. 2003. - Vol. 69, № 3. - P. 263-268.

170. The epidemic characteristics and preventive measures of hemorrhagic feverwith renal syndrome in China / Y.Z. Zhang et al. // Chin. J. Epidemiol. 2004. — Vol. 25.-P. 466-469.

171. The first established focus of hantavirus infection in Poland, 2007 / A. Nowa-kowska et al. // Agric. Environ. Med. 2009. - Vol. 16. - P. 79-85.

172. The hantavirus load in tissues of naturally infected rodents / M. Korva et al. //Microbes. Infect.-2009.-Vol. 11, issue 3.-P. 344-351.

173. The incubation period of hantaviruses pulmonary syndrome / Young G. J. et al. //Am. J. Trop. Med. Hyg. 2000. - Vol. 62, issue 6. - P. 714-717.

174. Thottapalayam virus, a prototype shrew borne hantavirus / J.W. Song et al. // Emerg. Infect. Dis. 2007. - Vol. 13, № 7. - P. 980-985.

175. Treat of hantavirus pulmonary syndrome to field biologists working with small mammals / D.A. Kelt et al. // Emerg. Infect. Dis. 2007. - Vol. 13, № 9. -P. 1285-1287.

176. Urina-associat horizatal transmission of Seoul virus among rats / H. Kariwa et al. // Arch. Virol. 1998. № 143. - P. 365-374.

177. Use of Ig G avidity to indirectly monitor epizootic transmission of Sin Nombre virus in deer mice (Peromyscus maniculatus) / D. Safronetz et al. // Amer. J. Trop. Med., Hyg. 2006. - Vol. 75, issue 6. - P. 1135-1139.

178. Wait D.A., Sobsey M.D. Metod for recovery enteric viruses from estuarine sediment with chaotropic agents // Applied and Envirom. Microbiol. 1983. - Vol. 46, №2.-P. 379-385.

179. What is new in the epidemiologic characteristics of hemorrhagic fever with renal syndrome in Croatia? / R. Mulic et al. // Acta. Med. Croatica 2003. - Vol. 57.-P. 399-405.

180. Wu G.H. Leptotrombidium scutellare in transmission of epidemic hemorrhagic fever virus // La Chinese. 1992. - Vol. 72, № 8. - P. 481-483. :

181. Wu G.H. Progress of epidemiological studies on hemorrhagic fever with renal syndrome in China // Chin. J. Epidemiol. 2003. - Vol. 24. - P. 413-41.5.

182. Yanagihara R., Amyx H.L., Gajdusek D.C. Experimental infection with Puu-mala virus, the etiologic agent of nephropathia epidemica, in bank voles (Clethrionomys glareolus) // J. Virol. -1985. Vol. 55. - P. 34-38.