Вариации структуры и транскрипции митохондриального генома растений сахарной свёклы (Beta vulgaris), отличающихся по экспрессии признака ЦМС

Иванов, Михаил Константинович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Вариации структуры и транскрипции митохондриального генома растений сахарной свёклы (Beta vulgaris), отличающихся по экспрессии признака ЦМС
ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Автореферат диссертации по теме "Вариации структуры и транскрипции митохондриального генома растений сахарной свёклы (Beta vulgaris), отличающихся по экспрессии признака ЦМС"

На правах рукописи

---

/ ^ ИВАНОВ МИХАИЛ КОНСТАНТИНОВИЧ

ВАРИАЦИИ СТРУКТУРЫ И ТРАНСКРИПЦИИ МИТОХОНДРИАЛЬНОГО ГЕНОМА РАСТЕНИЙ САХАРНОЙ СВЁКЛЫ (BETA VULGARIS), ОТЛИЧАЮЩИХСЯ ПО ЭКСПРЕССИИ ПРИЗНАКА ЦМС

Гистология, цитология, клеточная биология - 03.00.25

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Новосибирск 2005

Работа выполнена в лаборатории структуры генома Института цитологам и генетики СО РАН, г. Новосибирск.

Научный руководитель: профессор, доктор биологических наук

Дымшиц Григорий Моисеевич, Институт цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

Официальные оппоненты: доктор биологических наук

Вершинин Александр Васильевич, Институт цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

кандидат химических наук Пышный Дмитрий Владимирович Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, г. Новосибирск

Ведущее учреждение: Сибирский институт физиологии и

биохимии растений СО РАН, г. Иркутск

Защита диссертации состоится 25 мая_2005 года на

утреннем заседании диссертационного совета Д-003.011.01 в Институте цитологии и генетики СО РАН в конференц-зале Института по адресу: 630090, г.Новосибирск, проспект акад. Лаврентьева 10, тел/факс: (3832)331278, е-пш1: dissov@bionet.nsc.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии и генетики СО РАН. Автореферат разослан " /£"" " 7.005 Г.

Ученый секретарь диссертационного совета

доктор биологических наук ----А.Д. Груздев

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Большая часть информации о ядерно-цитоплазматических взаимоотношениях у цветковых растений получена при изучении признака цитоплазма-тической мужской стерильности (ЦМС), выражающегося в формировании пыльников с абортивной пыльцой в результате взаимодействия генов ядра и митохондрий. У сахарной свёклы (Beta vulgaris L) Оуэновский ЦМС-фенотип реализуется при сочетании мтДНК S-типа и рецессивных аллелей как минимум двух ядерных Rf-гепов в гомозиготном состоянии. МтДНК S-типа имеет ряд отличий от мтДНК нормального (N-) типа, касающихся структуры и копийности ряда последовательностей и набора продуктов экспрессии. Показана возможность смены типа мтДНК в поколениях, однако промежуточные состояния мтДНК между N- и S-типами не охарактеризованы. Какие именно изменения мтДНК при взаимодействии с ядерными генами определяют развитие ЦМС у сахарной свеклы, остается неизвестным.

Экспрессия ЦМС у сахарной свеклы отличается нестабильностью. При опылении ЦМС-растений с полностью нарушенным микроспорогенезом и S-типом цитоплазмы (фенотип msO) пыльцой линий-закрепителей стерильности часть потомков может иметь полустерильную, полуфертильную, и даже полностью фертильную пыльцу. Это свидетельствует о дополнительных источниках изменчивости признака, не связанных с известными Rf-генами. Такая изменчивость представляет серьезную проблему при селекции с использованием ЦМС-линий. Одним из ее источников может быть гетероплазматический статус растений, при котором оба типа мтДНК одновременно присутствуют в тканях одного растения. Количественные характеристики гетероплазмии у сахарной свеклы, закономерности ее наследования и связь с ЦМС не изучены.

Цели и задачи исследования. Работа направлена на поиск у сахарной свеклы новых кандидатов на роль митохондриальных детерминант ЦМС с помощью нескольких разных подходов, а также анализ наличия и уровня гетероплазмии у растений с разным пыльцевым фенотипом. В конкретные задачи работы входило:

1) проанализировать отличия структуры и транскрипции мтДНК сахарной свеклы N-и S-типа в районах генов cob и nad 1, выявленные ранее в лаборатории структуры генома ИЦиГ. Провести поиск новых ЦМС-ассоциированных изменений в структуре мтДНК, соответствующих транскрибируемым последовательностям, для выявления потенциаль-

ных детерминант ЦМС;

2) проанализировать у растений сахарной свеклы с разным пыльцевым фенотипом различия в транскрипционных спектрах генов-кандидатов на роль детерминант ЦМС, выбранных на основе анализа литературных данных; адаптировать метод мтРНК-дисплея для поиска изменений транскрипции в митохондриях таких растений;

3) выявить наличие и оценить уровень гетероплазмии по маркерным последовательностям мтДНК у растений разных линий и сортов, отличающихся по экспрессии признака ЦМС, в том числе у апозиготических потомков пыльцестерильных растений сахарной свеклы с фенотипом msO.

Научная новизна и практическая значимость работы. В работе впервые для анализа

структуры мтДНК использован метод ПЦР в реальном времени, а для анализа ее экспрессии - метод РНК-дисплея. Предложен эффективный подход для выявления структурных полиморфизмов малых геномов, основанный на ПЦР. Получены новые данные о структуре мтДНК сахарной свеклы, рекомбиногенных вариациях в ее составе, впервые выявлены субгеномные формы в мтДНК этого вида и проведена оценка их относительного количества. Выявлен ряд молекулярных маркеров, специфичных для N- и S-типов мтДНК у сахарной свеклы, а также гетероплазмия мтДНК на уровне точечных замен. Результаты рабогы могут быть полезны генетикам, селекционерам и молекулярным биологам, работающим с сахарной свеклой.

Вклад автора. Основная часть работы выполнена автором самостоятельно. Постановку скрещиваний, выращивание растений и идентификацию пыльцевых фенотипов проводили Е.И. Малецкая и СИ. Малецкий. Приготовление геномных клонотек и рестрикцион-ное картирование района гена cob проводилось совместно с И.Б. Хворостовым (все -ИЦиГ, Новосибирск), в анализе перестроек района гена nadld принимал участие студент-дипломник Р.Н. Шарипов. Секвенирование района гена cob выполнялось при участии И.В. Морозова, а программа для анализа распределения коротких мотивов в мтДНК написана М.Р. Кабиловым (оба - ИХБиФМ, Новосибирск). Остальная часть работы выполнялась при участии студентов А.С. Ревенко и А.Г. Брагина.

Апробация работы и публикации. По теме диссертации опубликовано 5 статей. Результаты исследований были представлены на Всероссийском симпозиуме "Изучение генома и генетическая трансформация растений" (Иркутск, 1999), III съезде ВОГиС (Москва, 2004), the Third International conference on Bioinformatics of Genome Regulation and Structure (Novosibirsk, 2002), 7th International Congress of Plant Molecular Biology (Barcelona, 2003), IV

конференции молодых ученых СО РАН, посвященной академику М.А. Лаврентьеву (Новосибирск, 2004), конференции "Молекулярная генетика, геномика и биотехнология" (Минск, 2004). Объем и структура диссертации. Работа содержит разделы: введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждение, выводы, список литературы, приложение. Диссертация изложена на 147 страницах, содержит 34 рисунка, 4 таблицы и приложение. Список литературы включает 280 ссылок.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ В работе использованы растения ряда линий и сортов сахарной свеклы с N- и S-цитоплазмой, в том числе способных размножаться апозиготически, а также их гибридных комбинаций. Весь растительный материал предоставлен С.Г. Вепревым, Е.В. Левите-сом, Е.И. Малецкой, СИ. Малецким (ИЦиГ, Новосибирск). Идентификация фенотипов растений во время цветения в соответствии с классификацией Оуэна осуществлялась ими же. Клонированные последовательности митохондриальных генов предоставлены А.Э. Дикаловой (ИЦиГ). Для создания клонотек мтДНК использовали мтДНК растений линий СОАН-252 и цмсСОАН-98. Клонотеки получены в векторе pBlueScriptIISK+ после неполного гидролиза мтДНК рестриктазой MboI до фрагментов размером 12-15 тпн по (Маниатис и др., 1984). мтДНК выделяли при помощи СТАВ (Rogers and Bendich, 1985). Выделение мтРНК и Нозерн-блот гибридизацию проводили, как указано в (Dudareva et al., 1991). Обработку суммарной мтРНК ДНКазой Q1 проводили согласно рекомендациям изготовителя (Promega). Выделение суммарной ДНК проводили по (Oard and Drono-valli, 1992). Выделение плазмидной ДНК при помощи обработки клеток Тритоном Х-100 либо при помощи кипячения проводили по (Маниатис и др., 1984). Выделение фрагментов ДНК из агарозных гелей проводилось по (Vogelstein and Gillespie, 1979), а из акрила-мидных гелей согласно (Маниатис и др., 1984). ПЦР во всех вариантах проводилась в объеме 15-20 мкл. Реакционная смесь содержала от 5 до 100 нг ДНК-матрицы. ПЦР с короткими вырожденными праймерами проводили, как описано в (Иванов и др., 2002). RAPD-анализ с 10-12-звенными праймерами проводили в следующем температурном режиме: 95 °С - 2 мин; далее 30-35 циклов амплификации: 94°С - 0.5 мин; 37 °С - 1 мин; 72 °С - 2.5 мин. ПЦР с ген - специфическими праймерами проводили в следующем температурном режиме: 95 °С - 2 мин; далее 20-35 циклов амплификации: 94°С - 20 с, отжиг праймеров - 30-55 с, 72°С - 30-55 с. ПЦР в реальном времени проводили в объеме 20 мкл на амплификаторе Bio-Rad iCycler с оптическим модулем в тех же условиях, что и обыч-

ную ПЦР: исключение составляла повышенная концентрация ионов магния (4.5 мМ), присутствие SYBR Green I (конечное разведение - 1:20000) и 0.01 мкм флуоресцеина. Количество копий последовательностей в экспериментальных образцах определяли с помощью калибровочных кривых, построенных по сериям разведений целевой последовательности, клонированной в pGem-TEasy vector. Проводили 25-35 циклов: 95°С - 20 с, отжиг праймеров - 30 с, 72°С - 30 с. На каждом цикле вводился дополнительный шаг -15 с при температуре на 2-3 °С ниже температуры плавления продукта ПЦР, на котором измерялась флуоресценция. Каждое измерение проводили в 3-5 повторах, количество последовательности в образце вычисляли как арифметическое среднее между повторами, ошибка среднего значения не превышала 10%. Продукты амплификации анализировали по кривой плавления, и, дополнительно, электрофорезом в 2% агарозном геле или 6%ПААГ.

МтРНК дисплей. ПЦР на первой цепи кДНК, полученной из 0.5-1 мкг мтРНК со случайных гексамерных праймеров при помощи обратной траснкриптазы МО MLV, проводили с 5 мкМ вырожденного праймера в присутствии a[p32]dATP из расчета 10-30

на 100 мкл смеси. Продукты амплификации разделялись электрофорезом в 6% ПААГ. Гель «приклеивали» к стеклу с помощью Bind Silan (LKB, Швеция), после электрофореза сушили на стекле и экспонировали с рентгеновской пленкой с усиливающим экраном 2-5 суток при -70 °С.

Лигирование, трансформацию, скрининг рекомбинантов и рестрикционный анализ проводили по (Маниатис и др., 1984) и протоколу (Promega Corporation, 1991). Электротрансформацию компетентных клеток лигазными смесями проводили с использованием E.coli Pulser (BioRad). Электрокомпетентные клетки E.coli штамма MRF XL Blue или JM109 готовили по (Chuang et al., 1995). Лизис бактериальных колоний на мембранах проводили по (Promega Corporation, 1991). Вакуумный перенос ДНК из геля на капроновые фильтры проводили с помощью прибора Trans-Vac TE-80 (BioRad). ДНК на фильтрах иммобилизовали УФ-облучением. Блот-гибридизацию по Саузерну проводили согласно (Маниатис и др., 1984). Фильтры экспонировали с рентгеновской пленкой с усиливающим экраном при -70 °С. Радиоактивные зонды синтезировали методом статистической затравки (Маниатис и др., 1984) либо ПЦР с меченым трифосфатом. Секвенирование клонированных продуктов ПЦР и рестрикционных фрагментов проводили по методу

Сэнгера на автоматическом секвенаторе ABI Prism 310 Genetic Analyzer с использованием набора BigDye Terminator Cycle Sequencing Ready Reaction Kit ("Perkin Elmer").

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ Анализ ассоциированных с признаком ТТМС отличий структуры и транскрипции мтДНК сахарной свеклы в районах нескольких генов-кандидатов. К моменту начала работы были показаны, но не охарактеризованы отличия в структуре мтДНК N- и S-типа в районах генов cob и nadI, коррелирующие с ЦМС у этого вида, а также показано изменение транскрипции гена cob при восстановлении фертильности ядерными Rf-генами (Dudareva et al., 1991; Дикалова, 1993). Мы проанализировали перестройки в обоих указанных районах. Была построена рестрикционная карта района гена cob и прилегающих к нему областей из мтДНК S-типа общей протяжённостью «20 тпн. Ее сравнение с районом этого гена в мтДНК N- типа позволило локализовать участок перестройки длиной 2461 пн, который был секвенирован. Оказалось, что последовательность, соответствующая S- типу цитоплазмы, состоит из двух фрагментов мтДНК, находящихся в "основной хромосоме" N- типа на растоянии ~150 тпн. в противоположной ориентации. Окрестности стыка двух фрагментов в мтДНК N- и S-типа включают ряд участков от 30 до 134 пн, повторенных в мтДНК S-типа. Сравнение аналогичных районов мтДНК S- и N- типов выявило две точечные замены. Сравнение секвенированного нами участка с аналогичным фрагментом мтДНК S-типа линии TK81-MS (Satoh et al., 2004), показало 100% гомологию, за исключением повторенного участка 16 пн, приходящегося непосредственно на стык. Регуляторных мотивов в измененных участках не выявлено. Зонд, перекрывающий участок перестройки, в препаратах мтРНК из N- и S-цитоплазмы интенсивно гибридизуется с гетерогенной группой транскриптов ~1.25 тн.

Рестрикционные карты района гена nadl и прилегающих областей из мтДНК N- и S-типа около 8 и 21 тпн. соответственно были построены по сайтам трех рестриктаз. Сравнение карт позволило локализовать участок перестройки, где нами определена последовательность мтДНК S-типа длиной 2461 пн (Рис. 1). Ее анализ показал высокую гомологию с двумя фрагментами мтДНК N-типа, один из которых ограничен 5' некоди-рующей областью гена rpsl3 и содержит экзоны а^ис гена nadl, а другой ограничен 5'-областью orfl03c и содержит orfl31. В норме последовательности rps13 и orfl03c расположены на расстоянии ~ 192 тпн. Между ними в мтДНК S-типа находится фраг-

мент 711 пн, не имеющий гомологии с мтДНК N-типа, за исключением ряда коротких мотивов от 12 до 30 пн.

Рисунок 1. Структура 5'-области экзона с гена nadl мтДНК сахарной свеклы N- и S-типов. Показанный участок мтДНК S-типа секвенирован в работе. Е,НкХ- сайты гидролиза EcoRI, HindlH и Xhol.

В работе (Kubo and Mikami, 1996) область этой же перестройки выявлена по гомологии с of В. Было показано, что перестройки приводят к образованию химерной orf324, которая транскрибируется только в S-цитоплазме, но не транслируется. Мы секвенировали фрагмент в 2,5 раза большей длины. Участок перекрывания прочитанной нами последовательности и опубликованной, а также картина гибридизации зонда, гомологичного району перестройки, с препаратами мтРНК из N- и S-цитоплазм идентичны. Нозерн-гибридизация с зондами на разные участки перестроенного района мтДНК не выявила эффектов перестроек на транскрипцию перестроенных последовательностей.

Мы провели Нозерн-гибридизацию, используя мтРНК, полученные из цветоносов нормальных и ЦМС-растений, включая ревертантов к фертильности на фоне S-цитоплазмы, и меченые зонды на гены atpA, atp6, nadlc, coxI, coxII, mat-r(выбранные в качестве кандидатов на основе литературных данных). Было показано, что, по сравнению с корнями, в цветоносах ЦМС-растений накапливается два дополнительных транскрипта «4 и 5 тн, гибридизующихся с зондом на ген coxll. Никаких других новых транс-криптов, а также различий между ревертантами и ЦМС-растениями на S-цитоплазме выявлено не было. Проверка с помощью ОТ-ПЦР изменений в транскрипции гена coxI при восстановлении фертильности, показанных в работе (Kubo et al., 1999), не подтвердила эти данные.

Использование модифинированого RAPD-анализа мтДНК сахарной свеклы для поиска детерминант ЦМС. Для поиска генов и of транскрипция которых различается в N- и S-цитоплазмах, нами предложен модифицированный RAPD-анализ, основанный на использовании высоких концентраций (2.5-7.5 мкМ) 10-звенных 5'-вырожденных праймеров (гексануклеотидный мотив и четыре 5'-вырожденных основания) в сочета-

нии с нозерн-блоттингом. Мотивы подбирали компьютерным анализом последовательности мтДНК К-типа созданной нами программой, размер мотива выбрали исходя из размера анализируемой мтДНК (Иванов и др., 2002). Для анализа использовали мотивы с ОС-составом не менее 50% и представленностью в мтДНК > 150 копиями по одной цепи (т.е. выше статистической). Это позволило получить воспроизводимые и информативные ПЦР-фингерпринты (до 20 четких продуктов ПНР) при температуре отжига до 50°С с семью 5'- вырожденными праймерами: 5"ШШ<ЗСССТТЗ'; 5'ШШСОАААОЗ'; 5'№1ШСТТТССЗ'; 5'ШШСПТСОЗ'; 5'ШШААОСООЗ'; 5'ШШОСТССТЗ'; З-ЩтСТСТТСЗ'. Сравнение распределения всех 4098 возможных гексамеров в "основных хромосомах" сахарной свеклы (К-тип), арабидопсиса, маршанции и риса выявило мотивы, распределенные сходным образом во всех геномах, что делает возможным использование одних и тех же праймеров для анализа мтДНК разных видов растений, в том числе и тех, для которых мтДНК не секвенирована, например, при анализе наследования мтДНК у отдаленных гибридов. •

1 2 3 4 5 6 7 8 . -

Г=1 " Рисунок 2. Полиморфизм между мтДНК изогенных линий СОАН-

31 (N5 (1-4) и цмсСОАН-ЗЦЭ) (5-8), выявленный с помощью прай-мера 5'ХШМ;САААОЗ\ Маркер длин фрагментов - М12. Полиморфные продукты ПЦР указаны стрелками. Электрофорез прово-

■ ■ ».. ■ ■ ■ ^ ■. а«

'А- ПЦР-анализ мтДНК четырех линий с К-цитоплазмой . и четырех - с 8-цитоплазмой с этими праймерами выявил полиморфные участки (Рис. 2). ПЦР-продукты, специ-.•-1 I • фичные для всех линий с К- или 8- цитоплазмой, исполь-

зовали в качестве матрицы для синтеза меченых зондов, которые гибридизовали с мтРНК из К- и 8- цитоплазм. Продукты, гомологичные транскриптам и выявлявшие различия между К- и 8- цитоплазмами, клонировали и секвени-ровали. Были идентифицированы гены и orf, соответствующие всем таким продуктам ПЦР (atp9, orf246, ^3; orf324; ггп26; orfl24, atpa; orf215). По сравнению с классическим ИАРБ-анализом предложенный подход оказался более информативным; набор из нескольких праймеров позволил выявить больше половины всех известных на момент

исследования районов мтДНК сахарной свеклы, структура и одновременно транскрипция которых отличается у растений с разными типами цитоплазмы. Было выявлено два таких маркера К-цитоплазмы (Ш1200 и Ш2500), соответствующих не описанным структурным вариациям мтДНК. Мы провели их структурный анализ.

Структурные вариации мтДНК сахарной свеклы в районах гена гр$3 и огС215. ассоциированные с признаком ЦМС. Маркер Ш1200 содержит оу[215. Мы построили рестрикционную карту участка мтДНК 8-типа ~15 тпн вокруг фрагмента, гомологичного Ш1200, и сравнили её с картой участка мтДНК К-типа, содержащего ог[215. Оказалось, что структура этого района, кроме одного участка (~2.7 тпн.), сильно изменена в мтДНК 8-типа и, по всей вероятности, содержит повтор. Нозерн-гибридизация клонированного маркера с препаратами мтРНК растений с 8-типом цитоплазмы и разными фенотипами по пыльце не выявила различий, сцепленных с фенотипом - у всех растений выявляются по два транскрипта.

5'-концевая часть маркера ВД2500 совпадает с последовательностью гена atp9, его центральная часть содержит orf246 (единственная К-специфичная orf, согласно ^аЬоИ Ы а1., 2004)), а З'-концевая часть идентична гену ^3 (Рис. 3). В "основной хромосоме" К-типа гены ^3 и аtp9 расположены на расстоянии 168.5 тпн. рядом с повторами и могут попасть в одну молекулу в результате рекомбинации по ним. Кроме того, копия гена atp9 во фрагменте ВД2500 усечена на 77 нуклеотидов с 5'-конца.

Рисунок 3. Варианты геномного окружения гена rps3 в мтДНК К-типа (расстояние указано в тпн. от принятого первым нуклеотида мтДНК). А) Геномное окружение rps3 согласно (КиЬо е! а1., 2000). Р1 и Р2 - праймеры, позволяющие детектировать данное геномное окружение (размер ПЦР-продукта Р1-Р2 равен 689 п.н.). В) Геномное окружение ^3, выявленное ПЦР-продуктом Ш2500. Стрелкой обозначена точка перестройки. Усеченный вариант гена atp9 обозначен как atp9*. Р1 и РЗ - праймеры, позволяющие детектировать данное геномное окружение (размер ПЦР-продукта Р1-РЗ равен 276 пн.).

Нами были подобраны праймеры для амплификации обоих вариантов окружения гена ^3. ПЦР на мтДНК и тотальной ДНК разных линий показала наличие обоих вариантов окружения ^3 в мтДНК из К-цитоплазмы, и отсутствие их в мтДНК из 8-цитоплазмы. Оценка соотношения между субгеномными вариантами при помощи анализа графиков

накопления соответствующих продуктов ПЦР с радиоактивной меткой показала, что в мтДНК линии СОАН-252 субгеномная форма с усеченным геном Мр9 представлена в «10 раз меньших количествах, чем опубликованный вариант. В образцах из разных линий это соотношение несколько варьирует.

Вариации структуры и спектров транскрипции мтДНК в апозиготических потом-ствах пыльцестерильных растений сахарной свеклы. Использование апозиготических потомств при анализе изменчивости ЦМС позволяет избежать влияния на нее генотипа опылителя. В апозиготических потомствах сахарной свеклы показана высокая частота гетероплазмии (Ма1е&кд е! а1., 1999). Мы поставили своей задачей выявить сегрегацию последовательностей из альтернативных типов мтДНК в апозиготических потомствах сахарной свеклы, провести оценку их соотношения, а также проверить их ассоциацию с ЦМС-фенотипом. Анализировались апозиготические потомства инбред-ных ЦМС-линий и гибридные комбинации, полученные от переопыления в пределах отдельных апозиготических потомств (мсО-растения опыляли пыльцой от растений, имеющих 8 - цитоплазму и фертильную пыльцу) (Табл. 1).

Таблица 1. Экспрессия признака ЦМС у линий и гибридов сахарной свеклы.

Линии и гибриды Число растений мсО мс1 мс2 н фср-тнльные

(?Ш5К\У81-5А-5А х ¿пкКНВСг-ЮА) 42 20(1) 19(7) 3

<9пкК\У81-5А-5А х ¿пкК7/51-5А-5А) 46 25(1) 14(7) 7

(?1тКНВС2-10А-2А X ¿пвКНВСг-ША) 41 13 12(10) 16

(?твКНВС2-10А-2А х (?пвК1У81 -5А-14А) 19 9(8) 10

(?пв704-8хс?741-1-21) 15 8 6(4) 1

(9пв704-8 х ¿741-1-21) к -11А-18А 17 4(2) 10(4) 3

мсКНВС2-10А-2А-19А 9 5 3(1) 1

МСКНВС2-10А-4А-ЗА 8 5 2 1

мсК\У51-5А-14А-15А 5 3(2) 2

мсК1У51-5А-14А-21А 7 5(4) 2

мсК\У31-5А-11А-14А 9 5 4(1)

1-5А-14А-8А 8 1 7(5)

(мсГ-109-п-27-п) - А! - А, - А, 8 3 5(2)

(мсГ-109-п-27-п)-А1-Л,-А4 6 2 4

В скобках указано число растений, изменивших фенотип пыльцевых зерен в ходе онтогенеза (мозаичных растений). Буква А с нижними индексами обозначает поколения апозиготической репродукции семян (нижний индекс - порядковый номер растения),

У этого материала наблюдалась широкая изменчивость по признаку ЦМС (Табл. 1). При этом ИАРБ-анализ 70 образцов суммарной ДНК растений из апомиктичных по-томств выбранных для анализа линий показал их высокую изогенность.

С использованием ПЦР на альтернативные варианты районов ШрЛ, Шрб и гря3 мы проанализировали 53 растения этих линий "второго года жизни" (выращенных из корней) и 60 образцов "первого года" (выращенных из семян, фенотип определяли через год). У большинства растений "первого года", а также у многих растений "второго года" («40% от общего числа с праймерами на ген Шрб и ~20% с праймерами на ген гряЗ), были выявлены последовательности К-типа. Сравнение растений с разным пыльцевым фенотипом, а также различных частей мозаичных растений, не выявило корреляции между ЦМС-фенотипом и типом мтДНК. Такие же результаты были получены при анализе еще 80 цветущих апозиготических растений сахарной свеклы (потомков мсО-растений) линий МСК^ВД, МСКНВС2, МС704, 741-1-21 И ИХ гибридов; все растения сохраняли последовательности, соответствующие материнскому 8-плазмотипу, фрагменты К-типа регистрировались лишь в единичных случаях. Скрининг 70 потомков растений с нормальной пыльцой (линия СОАН-252 и популяция Межотнинская 70) с N цитоплазмой и разными пыльцевыми фенотипами не выявил фрагментов 8-типа ни в одном случае.

Рисунок 4. Полиморфизм спектров мтРНК дисплея растений с разными пыльцевыми фенотипами, выявленный с праймерами 5-ппппоШсо (1-6), 5'-nnnnaagggg (7-12) и 5-nnnngctgct (13-17). Дорожки: 1, 7, 13 - фер-тильные растения с К-цитоплазмой (линия СОАН-252); 2, 3, 8, 9, 14, 15 - мужскосте-рильные растения с 8-цитоплазмой. 4, 5, 10, 11, 16, 17 - фертильные растения с 8-цитоплазмой. 6, 12 - негативный контроль с праймерами 5 '-ппппсШсс (6) и 5'-nnnnaagggg (12). Полиморфные продукты ПЦР, различающие К- и 8-цитоплазмы, отмечены пустыми стрелками. Продукты ПЦР, предпочтительно амплифицирующиеся у ревертантов к фертильности, отмечены черными стрелками.

Поскольку в апозиготических по-томствах должно быть снижено влияние ядерного окружения на спектры экспрессии мтДНК, мы использовали этот материал

для поиска различий в транскрипции митохондрий, коррелирующих с фенотипом пыльцы. Для этого нами был проведен дифференциальный дисплей с 7 вырожденными прай-мерами на мтРНК из цветоносов растений сахарной свеклы с разными фенотипами по пыльце на фоне S-цитоплазмы, а также мтРНК двух линий с N-цитоплазмой в качестве контроля. Были показаны различия между спектрами транскрипции в цитоплазмах N- и S- типов. Получено три ПЦР-фрагмента, предпочтительно амплифицируемых с кДНК ревертантов к фертильности по сравнению с мсО-растениями в одной из групп (Рис. 4). Один из таких ПЦР-продуктов длиной 283 пн. клонирован и секвенирован. Его последовательность не имеет гомологии с "основной" мтДНК свеклы, практически полностью гомологична недавно секвенированному РНК-геному вируса мозаики свеклы (Nemchi-nov et al., 2004) и содержит консенсусную последовательность (11 пн.), типичную для митохондриальных промоторов двудольных растений (Рис. 5).

Рисунок 5. 1) Последовательность маркера, предпочтительно амплифици-рующегося с праймера 5 • nnnnctttcc у растений, спонтанно ревертировав-ших к фертильности. Последовательность промо-торного консенсуса подчеркнута. 2) ОТ-ПЦР на кДНК растений с S-цитоплазмой и разными пыльцевыми фенотипами с праймерами к фрагменту упомянутого маркера (160 п.н.) (б) совместно с праймерами на =730 пн. кодирующей последовательности митохондриаль-ного гена rrn26 (а). Праймеры на rrn26 добавлялись на четвертом цикле амплификации. Пыльцевые фенотипы растений указаны над дорожками; NK - негативный контроль; М12 - lkb DNA Ladder marker. N - фертильное растение с N-цитоплазмой.

Выявлено существенно больше различий между картинами РНК-дисплея мтРНК, полученных из растений с разными типами цитоплазмы и одним пыльцевым фенотипом, чем между препаратами из растений с разными фенотипами, но с одним типом цитоплазмы; последние не воспроизводились в разных выборках. Суммируя данные, полученные в этой части работы, мы можем заключить, что при апозиготической репродукции сахарной свеклы наблюдается столь же широкая изменчивость признака ЦМС Оу-эновского типа, как и при зиготической; ее источник неясен и не определяется исключи-

тельно наличием/отсутствием мтДНК S-типа, поскольку в исследованном материале как изменчивость соотношения альтернативных вариантов мтДНК, так и изменчивость спектров транскрипции митохондрий не коррелирует с пыльцевыми фенотипами. Если последовательности мтДНК N-типа, обнаруженные у потомков растений с S-цитоплазмой, и участвуют в процессе реверсии пыльцевого фенотипа, то необходимая их доля в мтДНК может быть незначительной. И, наоборот, для развития ЦМС не обязательно присутствие в зрелых тканях растения существенной доли мтДНК S-типа. Однако, нельзя исключать вероятности, что лишь отдельные сегменты мтДНК N-типа избирательно амплифицируются при конверсии и реверсии.

Оценка уровня гетероплазмии мтДНК сахарной свеклы в материалах с высокой изменчивостью признака ЦМС с помощью ПЦР в реальном времени. Проведенная нами оценка чувствительности ПЦР N- и S-специфичных участков генов atp6 и atpA (мтДНК N- и S-типов смешивались в соотношениях от 1:1 до 1:100000) в двухпраймер-ном и трехпраймерном вариантах, а также в двухпраймерном варианте на S-специфичный маркер (EMBL Z12825) для выявления гетероплазмии показала, что, когда концентрация одного из типов мтДНК превосходит другой на 3 порядка и больше, минорный продукт не регистрируется. Таким образом, мы не можем исключить возможность гетероплазмии даже у тех растений, у которых амплифицируется лишь один N-или S-специфичный участок мтДНК. Мы провели оценку количества участков, специфичных для N- и S- типов мтДНК, а также участка, присутствующего в мтДНК обоих типов в разном числе копий, в мтДНК индивидуальных растений при помощи ПЦР в реальном времени с SYBR Gleen I. Участки мтДНК, относительное количество которых измерялось в работе, равномерно распределены по кольцевой карте "основной хромосомы" (согласно Satoh et al., 2004), соответствуют последовательностям с разной копийно-стью и основным "блокам", разделяющим протяженные повторы. Оценивали количества в препаратах мтДНК и тотальной ДНК 7 маркерных последовательностей (двух N-специфичных, четырех S-специфичных и одной универсальной). Оценка чувствительности метода показала, что достоверная детекция количества последовательности может осуществляться в диапазоне 103 -108 ее копий на образец, т.е., возможна одновременная детекция последовательностей, количество которых отличается на 5 порядков. ПЦР в реальном времени позволяет выявлять минорную последовательность, когда ее содер-

жание на 5 порядков ниже мажорной (3000-5000 копий на 1 мкг ткани), а максимальная разница между копийностями сравниваемых маркеров, которую можно количественно оценить в одном образце, составляет >4 порядков, что как минимум на порядок выше чувствительности гибридизации и обычной ПЦР.

Анализ образцов мтДНК 8- и К-типа, а также тотальных Д НК растений разных линий, отличающихся по ЦМС-фенотипу, выявил присутствие "минорных" последовательностей К-типа в препаратах тотальной и мтДНК 8-типа, и наоборот, включая и те, у которых обычной ПЦР гетероплазмия не выявлялась (отличие количеств "минорных" последовательностей от "мажорных" в большинстве случаев составляю «2 порядка) Количества разных маркеров в одном образце могли значительно отличаться (до порядков) Как видно из Рис. 6а, копийность разных маркеров в мтДНК предполагаемого "чистого" К-типа существенно отличается, хотя К-специфичные последовательности, как и следует ожидать, количественно превосходят 8-специфичные Участок ofВ, содержащийся в обоих типах мтДНК, присутствует в максимальных количествах, что согласуется с ее повышенной копийностью, известной из литературы Сравнение мтДНК К- и 8-типов в пределах изогенной пары выявляет отличия количественных спектров маркерных участков (Рис. 66)

Рисунок б а) Копийность разных маркерных последовательностей в образце мтДНК линии СОАН-252 Здесь и далее запись Е+0п означает х 10п б). Сравнение копийности маркерных последовательностей в мтДНК изогенной пары СОАН 252/цмсСОАН 252 Каждый плазмотип характеризуется своим "стехио-метрическим паттерном" Буквы К и 8 обозначают специфичность маркеров для типа цитоплазмы

Рисунок 7. Сравнение экспериментальных данных с теоретическими, исходящими из предположения о существовании "основной хромосомы". Теоретическое число копий в образце рассчитывалось из представления, что вся мтДНК в образце представлена фрагментами "основной хромосомы" с сохранением стехиометрических соотношений между отдельными участками

Сравнение количеств маркерных последовательностей, оцененных экспериментально и рассчитанных теоретически (исходя из размера участка, его копийно-сти в "основной хромосоме" и размера последней) указывает на адекватное отражение нашими оценками реальных доз участков в анализируемых образцах мтДНК (пример на Рис. 7). Несоответствие теоретической и экспериментальной копийности некоторых маркеров (таких, как о^324) указывает на сложный характер организации мтДНК В vulgaris, при котором стехиометрические соотношения отдельных участков в составе генома и отражающие их количества маркерных последовательностей отличны от таковых в "основной хромосоме". Подобная же оценка проводилась для образцов мтДНК S-типа двух линий (цмсСОАН-98 и цмсСОАН-252). Соотношения между теоретическими и экспериментальными оценками оказались менее близкими, кроме того, в копийности отдельных маркеров обнаружились существенные отличия. Это свидетельствует в пользу существования мтДНК S-типа преимущественно в форме, отличной от "основной хромосомы". Участок ог/324 выделяется высокой копийностью в N- (что противоречит литературным данным) и S-цитоплазмах, которая значительно варьирует между образцами; при этом растения-ревертанты (мс1, мс2, фертильные) содержат дозы ог/324, промежуточные по отношению к "чистым" N- и S- типам. Даже если о^324 не является детерминантой ЦМС, с учетом ее положения на границах крупных повторов можно предполагать ее важную роль в рекомбинационных процессах.

Секвенирование пяти независимо клонированных продуктов ПЦР с N-специфичных праймеров atpA(N) (амплифицирующих 5' фланкирующий участок гена atp1 N варианта генома митохондрии [6]) на мтДНК растений ЦМС-линии выявило наличие замен в ряде

позиций, причем для четырех клонов замены относительно опубликованой последовательности совпадают. В то же время секвенирование пяти клонированных продуктов ПЦР с этих же праймеров на мтДНК фертильного растения с N-плазмотипом не выявило замен в этом участке. Точечные замены при амплификации из "чужой" S-цитоплазмы обнаружены нами и в других участках мтДНК ('N-специфичные" некодирующие участки atp6, coxII, одного из межгенных участков). Возможно, минорные варианты мтДНК под держиваются не в смешанном состоянии с мажорными, а в отдельных клетках или мембранных фракциях. При делении клеток эти последовательности ввиду своей малой копийности часто проходят через "бутылочное горлышко" и могут накапливать мутации, если последние не влияют на жизнеспособность клеток (обеспечиваемую "основным" вариантом мтДНК).

ВЫВОДЫ

1. Для поиска полиморфизмов мтДНК растений предложен модифицированный вариант RAPD-анализа с использованием вырожденных праймеров, подобранных компьютерным анализом. С его помощью найден ряд маркеров N- и S-типов мтДНК у сахарной свеклы.

2. Проанализированы структурные перестройки участков мтДНК сахарной свеклы в районах генов cob и nadld, реорганизованных в цитоплазме S-типа по сравнению с N-типом; выявлено, что они образованы в результате состыковок фрагментов мтДНК N-типа, не отражающихся на транскрипционных спектрах в тканях зрелых растений. Выявлены и проанализированы структурные вариации мтДНК в районах гена rps3 и orf215, ассоциированные с признаком ЦМС и отражающиеся на спектрах транскрипции.

3. Проанализированы различия в спектрах транскрипции растений сахарной свеклы, отличающихся по экспрессии признака ЦМС. Не выявлено сцепленных с фенотипом различий в транскрипционных спектрах нескольких генов-кандидатов на роль детерминант ЦМС у растений с разным пыльцевым фенотипом на фоне S-цитоплазмы (гены coxI, coxll, mat-r, atpA, atp6, nadlc). Впервые для анализа транскрипции генов митохондрий растений адаптирован метод мтРНК-дисплея; с его помощью выявлен ряд маркеров, специфичных для типа цитоплазмы и пыльцевого фенотипа в разных выборках. Клонирован и секвенирован маркер, гомологичный последовательности РНК-вируса и

предпочтительно амплифицируемый у ревертантов к фертильности в одной из групп растений.

4. Впервые у сахарной свеклы показано наличие субстехиометрических количеств некоторых субгеномных форм мтДНК и проведена оценка их относительного количества. Выявлена гетероплазмия и вариации в соотношениях N- и S-специфичных маркерных последовательностей мтДНК в апозиготических потомствах пыльцестерильных растений. Проведена оценка уровня гетероплазмии, а также стехиометрических соотношений субгеномных форм мтДНК сахарной свеклы в растениях разных линий и сортов, отличающихся по экспрессии признака ЦМС, с помощью ПЦР в реальном времени. Получены свидетельства изменчивости мтДНК на уровне точечных замен.

Работа поддержана грантами РФФИ №№ 98-04-49744 и 01-04-48971.

Список работ, опубликованных по теме диссертации:

1) Дымшиц Г.М., Хворостов И.Б., Иванов М.К., Вепрев С.Г., Малецкий СИ. Структурные изменения митохондриального генома сахарной свеклы Beta vulgaris L, ассоциированные с признаком цитоплазматической мужской стерильности // Материалы Всероссийского симпозиума "Изучение генома и генетическая трансформация растений", Иркутск, 23-27 августа 1999 г., Тезисы докладов с. 11-12.

2) Хворостов И.Б., Иванов М.К., Морозов И.В., Дымшиц Г.М. Ассоциированные с цитоплазматической мужской стерильностью перестройки митохондриального генома сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) в области гена cob II Молекулярная биология, 2001, №

5, с.824-826.

3) Хворостов И.Б., Иванов М.К., Дымшиц Г.М. Митохондриальный геном высших растений: регуляция генной экспрессии // Молекулярная биология, 2002, № 3, с.408417.

4)Ivanov М.К., Revenko A.S., Kabilov M.R., Dymshits G.M. Computer analysis of sugarbeet complete mtDNA sequence helps to select primers for effective PCR fingerprinting // Proceedings of the Third International conference on Bioinformatics of Genome Regulation and Structure. Novosibirsk, 2002. V.4. P. 55-57.

5) Иванов М.К., Ревенко А.С., Кабилов М.Р., Дымшиц Г.М. RAPD-анализ митохондри-альной ДНК сахарной свеклы: использование при поиске генов системы ЦМС // Доклады Академии Наук, 2002, т. 387, №2, с. 279-281.

6) Ivanov M.K., Revenko A.S., Dymshits G.M. The use of complete mt-genome sequence for mitochondrial DNA fingerprinting in sugarbeet // Proceedings ofthe 7th International Congress ofPlant Molecular Biology. №S23-42. Barcelona, 2003, June 23-28.

7) Иванов М.К., Ревенко А.С., Дымшиц Г.М. Структурные вариации митохондриально-го генома сахарной свеклы (Beta vulgans L.) в районах гена rps3 и о$215, ассоциированные с признаком цитоплазматической мужской стерильности // Молекулярная биология, 2004, т. 38, №3, с. 413-419.

8) Иванов М.К., Ревенко А.С., Малецкий СИ., Дымшиц Г.М. Сравнение спектров транскрипции растений сахарной свеклы с разным проявлением признака ЦМС методом РНК-дисплея // III съезд ВОГиС "Генетика в XXI веке: современное состояние и перспективы развития", Москва, 6-12 июня 2004 г., тезисы докладов, т. 2, с. 332.

9) Иванов М.К., Ревенко А.С., Брагин А.Г., Малецкий СИ., Дымшиц Г.М. Вариации структуры и транскрипции митохондриальной ДНК сахарной свеклы (Beta vulgaris) в материалах с различными феногипическими проявлениями признака ЦМС // Материалы IV конференции молодых ученых СО РАН, посвященной МА Лаврентьеву. Новосибирск, 2004,17-19 ноября. Часть II, с. 86-91.

10) Иванов М.К., Ревенко А.С, Малецкая Е.И., Малецкий СИ., Дымшиц Г.М. Вариации структуры и спектров транскрипции митохондриальной ДНК в апозиготиче-ских потомствах сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) II Международная научная конференция "Молекулярная генетика, геномика и биотехнология". Минск, 24-26 ноября 2004 г., тезисы докладов, стр. 301-302.

11) Иванов М.К., Ревенко А.С, Малецкая Е.И., Малецкий СИ., Дымшиц Г.М. Вариации структуры и спектров транскрипции митохондриальной ДНК в апозиготиче-ских потомствах сахарной свеклы (Beta vulgans L) II Генетика, 2005 (в печати)

Подписано к печати 6 апреля 2005 г.

Формат бумаги 60 х 90 1/16 Печ. л. 1. Уч. изд. л. 0,7

Тираж 100 экз. Заказ 54.

Ротапринт Института цитологии и генетики СО РАН 630090, Новосибирск, пр. ак. Лаврентьева, 10.

< л

11 ДПР 2005

I • Г ?

ч ' -; 2 '4 8 9

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Иванов, Михаил Константинович

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Митохондриальный геном высших растений: структура и репликация.

1.1.1. Физическая структура и репликация мтДНК высших растений.

1.1.2. Последовательности митохондриального генома растений.

1.2. Экспрессия митохондриальных генов высших растений и ее регуляция.

1.2.1. Регуляция на уровне транскрипции.

1.2.2. Этапы процессинга РНК в митохондриях растений. Регуляция экспрессии на этапе посттранскрипционных модификаций РНК.

1.2.3. Регуляция экспрессии, опосредованная структурой митохондриального генома.

1.2.4. Трансляция митохондриальных генов растений. Регуляция экспрессии на трансляционном и посттрансляционном уровне.

1.3. Признак ЦМС у высших растений.

1.3.1. Источники ЦМС-форм.

1.3.2. Система генетического контроля ЦМС.

1.3.2.1. Ядерные гены системы генетического контроля ЦМС.

1.3.2.2. Митохондриальные генетические факторы, вовлеченные в формирование ЦМС. J^

1.3.2.3. Митохондриальные ЦМС-ассоциированные локусы и предполагаемые молекулярные механизмы развития ЦМС.

1.3.4. ЦМС у сахарной свеклы (Beta vulgaris) и ее молекулярные основы.

1.3.4.1. Характеристика признака и система его генетической регуляции.

1.3.4.2. Митохондриальный геном сахарной свеклы и особенности его структуры и экспрессии в разных типах цитоплазмы.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Материалы.

2.1.1. Реактивы, олигонуклеотиды и клонированные последовательности.

2.1.2. Растительный материал.

2.2. Методы.

2.2.1. Конструирование клонотек мтДНК.

2.2.2. Выделение нуклеиновых кислот.

2.2.3. Полимеразная цепная реакция.

2.2.4. Лигирование, трансформация и рестрикционный анализ.

2.2.5. Гибридизационные методы.

2.2.6. Обратная транскрипция.

2.2.7. Секвенирование.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Анализ ассоциированных с признаком ЦМС отличий структуры и транскрипции мтДНК сахарной свеклы в районах нескольких генов-кандидатов.

3.2. Использование модифицированного RAPD-анализа мтДНК сахарной свеклы для поиска детерминант ЦМС.

3.3. Структурные вариации митохондриального генома сахарной свеклы в районах гена rps3 и ог/215, ассоциированные с признаком ЦМС.

3.4. Вариации структуры и спектров транскрипции мтДНК в апозиготических потомствах пыльцестерильных растений сахарной свеклы.

3.5. Оценка уровня гетероплазмии мтДНК сахарной свеклы в материалах с высокой изменчивостью признака ЦМС с помощью ПЦР в реальном времени.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Вариации структуры и транскрипции митохондриального генома растений сахарной свёклы (Beta vulgaris), отличающихся по экспрессии признака ЦМС"

Большая часть данных, касающихся ядерно-цитоплазматических взаимоотношений у цветковых растений, получена при изучении признака цитоплазматической мужской стерильности (ЦМС), выражающегося в формировании пыльников с абортивной пыльцой в результате взаимодействия генов ядра и митохондрий.

У культурной сахарной свёклы {Beta vulgaris L.) с ЦМС Оуэновского типа мужскостерильный фенотип (msO) реализуется при сочетании мтДНК S-типа и рецессивных аллелей как минимум двух ядерных #/:генов - восстановителей фертильности (Frj/fri, Fr2/fri) в гомозиготном состоянии. мтДНК S-типа характеризуется отличиями от мтДНК нормального (N-) типа в структуре и копийности ряда последовательностей, а также наборе продуктов их экспрессии. Одинаковый набор структурных отличий мтДНК выявлен у всех независимо выделенных ЦМС-форм сахарной свеклы, промежуточные состояния цитоплазмы между N- и S-типами не охарактеризованы. Какие именно изменения мтДНК при взаимодействии с ядерными генами определяют развитие признака ЦМС у сахарной свеклы, остается неизвестным, хотя первые работы по анализу этих изменений имеют более чем 20-летнюю давность.

Экспрессия ЦМС у сахарной свеклы отличается нестабильностью. При опылении ЦМС-растений с полностью нарушеным микроспорогенезом и S-типом цитоплазмы (фенотип msO) пыльцой растений-закрепителей стерильности значительная часть потомков может иметь полустерильную, полуфертильную, и даже полностью фертильную пыльцу. Это свидетельствует о дополнительных источниках изменчивости признака, не связанных с известными ^/-генами. Одним из теоретических источников этой изменчивости может быть гетероплазматическое состояние клеток сахарной свеклы, при котором оба типа мтДНК одновременно присутствуют в тканях одного растения или даже в одной клетке.

Целями настоящей работы являлись поиск неописанных молекулярных маркеров ЦМС, относящихся к транскрибируемым последовательностям мтДНК у сахарной свеклы, а также анализ наличия и уровня гетероплазмии мтДНК в растениях, расщепляющихся по пыльцевому фенотипу. В конкретные задачи работы входило:

1) проанализировать отличия структуры и транскрипции мтДНК сахарной свеклы N-и S-типа в районах генов cob и nadld, выявленные ранее в лаборатории структуры генома ИЦиГ. Провести поиск новых ЦМС-ассоциированных изменений в структуре мтДНК, соответствующих транскрибируемым последовательностям, для выявления потенциальных детерминант ЦМС; проанализировать у растений сахарной свеклы с разным пыльцевым фенотипом различия в транскрипционных спектрах генов-кандидатов на роль детерминант ЦМС, выбранных на основе анализа литературных данных; адаптировать метод мтРНК-дисплея для поиска неописанных изменений транскрипции в митохондриях таких растений; выявить наличие и оценить уровень гетероплазмии по маркерным последовательностям мтДНК у растений разных линий и сортов, отличающихся по экспрессии признака ЦМС, в том числе у апозиготических потомков пыльцестерильных растений сахарной свеклы с фенотипом msO.

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Иванов, Михаил Константинович

121 ВЫВОДЫ.

1. Для поиска полиморфизмов мтДНК растений предложена модифицированный вариант RAPD-анализа с использованием вырожденных праймеров, подобранных компьютерным анализом. С его помощью найден ряд маркеров N- и S-типов мтДНК у сахарной свеклы.

3. Проанализированы различия в спектрах транскрипции растений сахарной свеклы, отличающихся по экспрессии признака ЦМС. Не выявлено сцепленных с фенотипом различий в транскрипционных спектрах нескольких генов-кандидатов на роль детерминант ЦМС у растений с разным пыльцевым фенотипом на фоне S-цитоплазмы (гены coxl, coxll, mat-r, atpA, atp6, nadlc). Впервые для анализа транскрипции генов митохондрий растений адаптирован метод мтРНК-дисплея; с его помощью выявлен ряд маркеров, специфичных для типа цитоплазмы и пыльцевого фенотипа в разных выборках. Клонирован и секвенирован маркер, гомологичный последовательности РНК-вируса и предпочтительно амплифицируемый у ревертантов к фертильности в одной из групп растений.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Иванов, Михаил Константинович, Новосибирск

1. Анализ генома. Методы. Под редакцией К. Дейвиса. Пер. с англ. М.: Мир. 1990. 246 с.

2. Аульченко Ю.С., Вепрев С.Г., Аксенович Т.И. Изменение типа цитоплазмы у сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) при инбридинге. II Сегрегационный анализ родословной // Генетика. 1997. Т.ЗЗ. С.808-815.

3. Бузанов И. Ф. Биология и селекция сахарной свеклы. М.: Колос. 1968. 775 с.

4. Вепрев С.Г., Хворостов И.Б., Дымшиц Г.М. Изменение типа цитоплазмы у сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) при инбридинге: влияние гибридизации Н Генетика. 2003. Т. 39. С. 661-668.

5. Даниленко Н.Г., Давыденко О.Г. Миры геномов органелл. Минск: Технология. 2003. 494 с.

6. Дикалова А.Э. Структурная организация митохондриального генома сахарной свеклы и ее особенности у растений с разными типами цитоплазм. Дис. канд. биол. наук. Новосибирск: ИЦиГ, 1993. 166 с.

7. Иванов М.К., Ревенко А.С., Кабилов М.Р., Дымшиц Г.М. RAPD-анализ митохондриальной ДНК сахарной свеклы: использование при поиске генов системы ЦМС II Доклады РАН. 2002. Т. 387(2). С. 279-281.

8. Левитес Е.В., Малецкий С.И. Авто- и эписегрегация по репродуктивным признакам в агамоспермных потомствах свеклы (Beta vulgaris L.) // Генетика. 1999. Т. 35. С. 939-948.

9. Мазин А.В., Кузнеделов К.Д., Краев А.С. и др. Методы молекулярной генетики и генной инженерии. Новосибирск: Наука, 1990. 248 с.

10. И. Малецкий С.И., Вепрев С.Г., Шавруков Ю.Н., Коновалов А.А., Малецкая Е.И., Дударева Н.А., Мглинец А.В. Генетический контроль размножения сахарной свеклы. Новосибирск: Наука, 1991. 168 с.

11. Малецкая Е.И., Юданова С. С., Малецкий С. И. Экспрессия признака ЦМС в зиготических и апозиготических потомствах сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) II Генетика. 2002. Т. 38. №5. С. 647-654.

12. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. Пер. с англ. М.: Мир, 1984. 480 с.

13. Хворостов И.Б., Вепрев С.Г., Малецкий С.И., Дымшиц Г.М. ПЦР- анализ конверсии N- типа цитоплазмы в S- тип у сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) II Доклады Академии Наук. 1997. Т. 357. № 4. С. 572- 574.

14. Эльконин J1.A., Тырнов B.C. Генетический контроль цитоплазматической мужской стерильности растений: состояние, проблемы и современные подходы для ее исследования II Генетика. 2000. Т.36. № 4. С. 437-450.

15. Abad A.R., Mehrtens В.J., Mackenzie S.A. Specific expression in reproductive tissues and fate of a mitochondrial sterility- associated protein in cytoplasmic male- sterile bean II Plant Cell. 1995. N 7. P. 271- 285.

16. Abdelnoor R.V., Yule R., Elo A., Christensen A.C., Meyer-Gauen G., Mackenzie S.A. Substoichiometric shifting in the plant mitochondrial genome is influenced by a gene homologous to MutS II Proc Natl Acad Sci USA. 2003. V. 100. P. 5968-5973.

17. Adams K.L., 0.( Daley D., Whelan J., Palmer J.D. Genes for two mitochondrial ribosomal proteins in flowering plants are derived from their chloroplast or cytosolic counterparts // The Plant Cell. 2002. V. 14. P. 931-943.

18. Albert В., Godelle В., Atlan A., De Paepe R., Gouyon P.H. Dynamics of plant mitochondrial genome: Model of a three- level selection process II Genetics. 1996. N 144. P. 369- 382.

19. Alfonso A.A., Bentolila S., Hanson M.R. Evaluation of the fertility restoring ability of Rfppr592 in petunia // Philos. Agric. Scientist. 2003. V. 86. P. 303-315.

20. Allen J.F., Raven J.A. Free-radical-induced mutations vs redox regulation: costs and benefits of genes in organelles II J. Mol. Evol. 1996. V. 42. P. 482-492.

21. Andre C., Levy A., Valbot V. Small repeated sequences and the structure of plant mitochondrial genome II Trends In Genet. 1992. V. 8. N 4. P. 128- 130.

22. Arrieta-Montiel M., Lyznik A., Woloszynska M. Tracing evolutionary and developmental implications of mitochondrial stoichiometric shifting in the common bean II Genetics. 2001. V. 158. P. 851-864.

23. Atlan A., Couvet D. A model simulating the dynamics of plant mitochondrial genomes II Genetics. 1993. N 135. P. 213- 222.

24. Auger D.L., Newton K.J., Birchler J.A. Nuclear gene dosage effects upon the expression of maize mitochondrial genes /I Genetics. 2001. V. 157. P. 1711 -1721.

25. Backert S., Dorfel P., Borner T. Investigation of plant organellar DNAs by pulsed- field gel electrophoresis II Curr. Genet. 1995. V. 28. P. 390-399.

26. Backert S. Strand switching during rolling circle replication of plasmid-like DNA circles in the mitochondria of the higher plant Chenopodium album (L.) II Plasmid. 2000. V.43(2). P.166-170.

27. Backert S., Borner T. Phage T4-like intermediates of DNA replication and recombination in the mitochondria of the higher plant Chenopodium album (L.) II Curr. Genet. 2000. V.37(5).P.304-314.

28. Backert S., Lurz R., Oyarzabal O.A., Borner T. High content, size and distribution of single-stranded DNA in the mitochondria of Chenopodium album (L.) II Plant Mol Biol. 1997. V.33(6). P.1037-1050.

29. Backert S., Meissner K., Borner T. Unique features of the mitochondrial rolling circle-plasmid mpl from the higher plant Chenopodium album (L.) I I Nucleic Acids Res. 1997. V.25(3). P. 582-589.

30. Bailey-Serres J., Hanson D.K., Fox T.D., Leaver C.J. Mitochondrial genome rearrangement leads to extension and relocation of the cytochrome с oxidase subunit I gene in sorghum И Cell. 1986. V.47(4). P.567-576.

31. Bailey-Serres G., Leroy P., Jones S.S., Wahleithner J.A., Wolstenholme D.R. Size distributions of circular molecules in plant mitochondrial DNAs II Curr. Genet. 1987. V.12. P.49- 53.

32. Balk J., Leaver C.J. The PET1-CMS mitochondrial mutation in sunflower is associated with premature programmed cell death and cytochrome с release И Plant Cell. 2001. V. 13(8). P. 1803-1818.

33. Beardslee T.A., Roy-Chowdhury S., Jaiswal P., Byhot L„ Lerbs-Mache S., Stern D.B., Allison L.A. A nucleus-encoded maize protein with sigma-factor activity accumulates in mitochondria and chloroplasts H The Plant J. 2002. V. 31. N. 2. P. 199-209.

34. Bellaoui M., Pelletier G., Budar F. The steady-state level of mRNA from the Ogura cytoplasmic male sterility in Brassica cybrids is determined post-transcriptionally by its 3' region IIEMBO J. 1997. V.16. P.5057-5068.

35. Bendich A.J. Reaching for the ring: the study of mitochondrial genome structure И Curr. Genet. 1993. V. 24. P. 279- 290.

36. Bendich A.J. Structural analysis of mitochondrial DNA molecules from fungi and plants using moving pictires and pulsed-field gel electrophoresis II J. Mol. Biol. 1996. V. 255. P. 564- 588.

37. Bentolila S., Alfonso A.A., Hanson M.R. A pentatricopeptide repeat-containing gene restores fertility to cytoplasmic-male sterile plants II Proc Natl Acad Sci USA. 2002. V. 99. P. 10887-10892.

38. Bergman P., Edqvist J., Farbos I., Glimelius K. Male-sterile tobacco displays abnormal mitochondrial atpl transcript accumulation and reduced floral ATP/ADP ratio И Plant Mol. Biol. 2000. V.42. P.531-544.

39. Binder S., Hatzack F., Brennicke A. A novel pea mitochondrial in vitro transcription system recognizes homologous and heterologous mRNA and tRNA promoters II J. Biol. Chem. 1995. V.270. P.22182-22189.

40. Blanc V., Jordana X., Litvak S., Araya A. Control of gene expression by base deamination: the case of RNA editing in wheat mitochondria II Biochimie. 1996. N 78. P. 511- 517.

41. Bonnard G., Grienenberger J.M. A gene proposed to encode a transmembrane domain of an ABC transporter is expressed in wheat mitochondria II Mol Gen Gen. 1995. V. 246. P. 81-99.

42. Boutry M., Briquet M. Mitochondrial modifications associated with the cytoplasmic male sterility in Faba beans II Eur. J. Biochem. 1982. N 127. P.l 29- 135.

43. Brears Т., Curtis G J., Lonsdale D.M. A specific rearrangement of mitochondrial DNA induced by tissue culture II Theor. Appl. Genet. 1989. V. 77. P. 620- 624.

44. Brears Т., Lonsdale D.M. The sugar beet mitochondrial genome: A complex organisation generated by homologous recombination II Mol. Gen. Genet. 1988. V. 214. P. 514- 522.

45. Brennicke A., Grohmann L., Hiesel R., Knoop V., Schuster W. The mitochondrial genome on its way to the nucleus: different stages of gene transfer in higher plants II FEBS Lett. 1993. V.325. P.140-145.

46. Brennicke A., Zabaleta E., Dombrowski S., Hoffmann M., Binder S. Transcription signals of mitochondrial and nuclear genes for mitochondrial proteins in dicot plants II J. Hered. 1999. V.90. P.345-350.

47. Brown G.G., Zhang M. Mitochondrial plasmids: DNA and RNA II In: The Molecular Biology of Plant mitochondria, Levings C.S. Ill and Vasil I.K. (eds) Kluwer, 1995, pp.61-91.

48. Budar F., Touzet P., De Paepe R. The nucleo-mitochondrial conflict in cytoplasmic male sterilities revisited II Genetica. 2003. V. 117. P. 3-16.

49. Burger G., Gray M.W., Lang B.F. Mitochondrial genomes: anything goes II Trends In Gen. 2003. V.9. N.12. P. 709-716.

50. Caoile A.G.F.S., Stern D. A conserved core element is functionally important for maize mitochondrial promoter activity in vitro II Nucl. Acids Res. 1997. V.25. P.4055-4060.

51. Chang C.-C., Sheen J., Bligny M., Niwa Y., Lerbs-Mache S., Stern D.B. Functional analysis of two maize cDNA encoding T7-like RNA polymerases II The Plant Cell. 1999. V.I1. P.911-926.

52. Chang T.L., Stoike L.L., Zarka D., Schewe G., Chiu W.L., Jarrell D.C., Sears B.B. Characterization of primary lesions caused by the plastome mutator of Oenothera II Curr. Genet. 1996. V.30. P.522-530.

53. Chanut F.A., Grabau E.A., Gesteland R.F. Complex organization of the soybean mitochondrial genome: recombination repeats and multiple transcripts at the atpA loci II Curr. Genet. 1993. V.23. P.234-247.

54. Chen Z., Muthukrishnan S., Liang G.H., Schertz K.F., Hart G.E. A chloroplast deletion located in RNA polymerase gene rpoC2 in CMS lines of sorghum // Mol. Gen. Genet. 1993. N236. P. 251-259.

55. Cho Y, Mower J.P, Qiu Y.L, Palmer J.D. Mitochondrial substitution rates are extraordinarily elevated and variable in a genus of flowering plants II Proc Natl Acad Sci USA. 2004. V. 101 (51) P. 17741-17746.

56. Cho Y., Qiu Y.-L., Kuhlman P., Palmer J.D. Explosive invasion of plant mitochondria by a group I intron II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V95. P. 14244-14249.

57. Choi KR, Roh K, Kim J, Sim W. Genomic cloning and characterization of mitochondrial elongation factor Tu (EF-Tu) gene (tufM) from maize (Zea mays L.) II Gene. 2000. V. 257(2). P. 233-242.

58. Choury D., Farre J-C., Jordana X., Araya A. Different patterns in the recognition of editing sites in plant mitochondria II Nucl. Acids Res. 2004. V. 32(21). P.6397-6406.

59. Chuang C., Chen A., Chao C. Growth of E.coli at low temperature dramatically increases the transformation frequency by electroporation II Nucleic Acid Res. 1995. V. 23. N9. P. 1641- 1642.

60. Conley C.A., Hanson M.R. How do alterations in plant mitochondrial genomes disrupt pollen development? II J. Bioenerg. Biomembr. 1995. V.27. P.447-457.

61. Cui X., Hsia A-P., Liu F„ Ashlock D.A., Wise R.P., Schnable P.S. Alternative transcription initiation sites and polyadenylation sites are recruited during Mu suppression of the rf2a locus of maize // Genetics. 2003. V. 163. P. 685- 698.

62. Cui X., Wise R.P., Schnable P.S. The rf2 nuclear restorer gene of male- sterile T-cytoplasm maize // Science. 1996. N. 272. P. 1334- 1336.

63. Dale R.M.K., Duesing J.H., Keen D. Supercoiled mitochondrial DNAs from plant tissue culture cells //Nucl. Acids Res. 1981. V.9. P.4583-4593.

64. Damiano F., Ceci R.L., Siculella L., Gallerani R. Transcription of two sunflower (Helianthus annuus L.) mitochondrial tRNA genes having different genetic origins II Gene. 2002. V. 286. P. 25-32.

65. Dieterich J.-H., Braun H.-P., Schmitz U. K. Alloplasmic male sterility in Brassica napus (CMS 'Tournefortii-Stiewe') is associated with a special gene arrangement around a novel atp9 gene II Mol Gen Genomics. 2003. V. 269. P. 723-731.

66. Dikalova A.E., Dudarewa N.A., Kubalkova M., Salganik R.I. Rearrangements in sugar beet mitochondrial DNA induced by cell suspension, callus cultures and regeneration II Theor. Appl. Genet. 1993. V. 86. P. 699-704.

67. Dorfel P., Weihe A., Knosche R., Borner T. Mitochondrial DNA of Chenopodium album L.: a comparison of leaves and suspension cultures II Curr. Genet. 1989. V. 16. P. 375380.

68. Dill C.L., Wise R.P., Schnable P.S. RJ8 and Rf* mediate unique T-urfl3- transcript accumulation, revealing a conserved motif associated with RNA processing and restoration of pollen fertility in T- cytoplasm maize II Genetics. 1997. N 147. P. 13671379.

69. Dombrowski S., Hoffmann M., Guha C., Binder S. Continuous primary sequence requirements in the 18-nucleotide promoter of dicot plant mitochondria // J. Biol. Chem. 1999. V.274. P. 10094-10099.

70. Dudareva N.A., Kiseleva E.V., Boyarintseva A.E., Maystrenko A.G., Khristolyubova N. В., Salganik R. I. Structure of the mitochondrial genome of Beta vulgaris L. II Theor. Appl. Genet. 1988. N 76. P. 753- 759.

71. Ducos E., Touzet P., Boutry M. The male sterile G cytoplasm of wild beet displays modified mitochondrial respiratory complexes II Plant J. 2001. V. 26. P. 171-180.

72. Ducos E., Touzet P., Saumitou-Laprade P., Vernet P., Cuguen J. Nuclear effect on mitochondrial protein expression of the CMS Owen cytoplasm in sugar beet II Theor. Appl. Genet. 2001. V.102. P. 1299-1304.

73. Duchenne M., Lejeune В., Fouillard P., Quetier F. Comparison of the organization and expression of mtDNA of fertile and male- sterile sugar beet varieties (Beta vulgaris L.) II Theor. Appl. Genet. 1989. N 78. P. 633- 640.

74. Edqvist J., Bergman P. Nuclear identity specifies transcriptional initiation in plant mitochondria И Plant Mol Biol. 2002. V. 49. P. 59-68.

75. Engelke Т., Tatlioglu T. A PCR-marker for the CMS1 inducing cytoplasm in chives derived from recombination events affecting the mitochondrial gene atp9 II Theor Appl Genet. 2002. N 104. P. 698-702.

76. Farre J.-C., Araya A. Gene expression in isolated plant mitochondria: high fidelity of transcription, splicing and editing of a transgene product in electroporated organelles II Nucl. Acids Res. 2001. V. 29. P. 2484-2491.

77. Farre J.-C., Araya A. RNA splicing in higher plant mitochondria: determination of functional elements in group II intr on from a chimeric coxll gene in electroporated wheat mitochondria II The Plant J. 2002. V. 29(2). P. 203-213.

78. Fey J., Marechal-Drouard L. Compilation and analysis of plant mitochondrial promoter sequences: an illustration of a divergent evolution between monocot and dicot mitochondria II Biochem. Biophys. Res. Communication. 1999. V.256. P.409-414.

79. Finnegan P.M., Brown G.G. Autonomously replicating RNA in mitochondria of maize plants with S-type cytoplasm II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 8. P. 5175-5179.

80. Flamand M-C., Due G., Goblet J- P., Hong L., Louis O., Briquet M., Boutry M. Variant mitochondrial plasmids of broad bean arose by recombination and are controlled by the nuclear genome II Nucleic Acid Res. 1993. V. 21. N 23. P. 5468- 5473.

81. Forde B.G., Oliver R.J.C., Leaver C.J. Variation in mitochondrial translation products associated with male-sterile cytoplasms in maize II Proc.Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V.75. P. 3841-3845.

82. Gagliardi D., Leaver C.J. Polyadenylation accelerates the degradation of the mitochondrial mRNA associated with cytoplasmic male sterility in sunflower II EMBO J. 1999. V.18. P.3757-3766.

83. Gallagher L.J., Betz S.K., Chase C.D. Mitochondrial RNA editing truncates a chimeric open readin frame associated with S male-sterility in maize II Curr. Genet. 2002. V. 42. P. 179-184.

84. Garcia-Diaz A., Oya R., Sanchez A., Luque F. Effect of prolonged vegetative reproduction of olive tree cultivars (Olea europaea L.) in mitochondrial homoplasmy and heteroplasmy II Genome. 2003. V.46(3). P. 377-81.

85. Giege P., Hoffmann M., Binder S., Brennicke A. RNA degradation buffers asymmetries of transcription in Arabidopsis mitochondria И EMBO Reports. 2000. V.l. P.164-170.

86. Gonzalez D.H., Bonnard G., Grienenberger J.M. A gene involved in the biogenesis of c-type cytochromes is co-transcribed with a ribosomal protein gene in wheat mitochondria И Curr. Genet. 1993. V. 21. P. 248-255.

87. Gray M.W. Mass migration of a group I intron: Promiscuity on a grand scale II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. P.14003-14005.

88. Grelon M., Budar F., Bonhomme S., Pelletier G. Ogura cytoplasmic male-sterility (CMS)-associated orfl38 is translated into a mitochondrial membrane plypeptide in male-sterile Brassica cybrids И Mol. Gen. Genet. 1994. V.243. P.540-547.

89. Grosskopf D., Mulligan R.M. Developmental- and tissue-specificity of RNA editing in mitochondria of suspension-cultured maize cells and seedlings // Curr. Genet. 1996. V.29. P.556-563.

90. Hallden Т., Bryngelsson Т., Bosemark N.O. Two new types of cytoplasmic male sterility found in wild Beta beets II Theor. Appl. Genet. 1988. N 75. P. 561- 568.

91. Hallden C., Lind C., Bryngelsson T. Minicircle variation in Beta mitochondrial DNA II Theor. Appl. Genet. 1989. N 77. P. 337- 342.

92. Halperin Т., Zheng В., Itzhaki H., Clarke A.K., Adam Z. Plant mitochondria contain proteolytic and regulatory subunits of the ATP-dependent Clp protease II Plant Mol Biol. 2001. V. 45. P. 461-468.

93. Handa H., Kobayashi-Uehara A., Murayama S. Characterization of a wheatщcDNA encoding mitochondrial ribosomal protein LI I: qualitative and quantitative tissue-specific differences in its expression II Mol Genet Genomics. 2001. V. 265. P. 569575.

94. Hanic-Joyce P.J., Gray M.W. Accurate transcription of a plant mitochondrial gene in vitro H Mol. Cell. Biol. 1991. V.ll. P.2035-2039.

95. Hanson M. R. Plant mitochondrial mutations and male sterility II Annu. Rev. Genet. 1991. V. 25. P. 461- 486.

96. Hanson, M.R. and Bentolila, S. Interactions of mitochondrial and nuclear genesthat affect male gametophyte development И Plant Cell. 2004. 16 Suppl 1. P. 154-169.

97. Hanson M.R., Conde M.F. Functioning and variation of cytoplasmic genomes: Lesson from cytoplamic-nuclear interactions affecting male fertility in plants II Intern. Rev. Cytol. 1985. V.94. P.213-267.

98. Hanson M.R., Folkerts O. Structure and function of the higher plant mitochondrial genome II Int Rev Cytol. 1992. V.141. P. 129-172.

99. Hanson M.R., Wilson R.K., Bentolila S., Kohler R.H., Chen H.-C. Mitochondrial ^ gene organization and expression in petunia male fertile and sterile plants II J. Hered.1999. V.90. P.362-368.

100. Hattori N., Kitagawa K., Takumi S., Nakamura C. Mitochondrial DNA heteroplasmy in wheat, aegilops and their nucleus-cytoplasm hybrids II Genetics. 2002. V.160. P. 1619-1630.

101. Hatzack F., Dombrowski S., Brennicke A., Binder S. Characterization of DNA-binding proteins from pea mitochondria 11 Plant Physiol. 1998. V.l 16. P.519-527.

102. He S., Abad A.R., Gelvin S.B., Mackenzie S.A. A cytoplasmic male sterility-associated mitochondrial protein causes pollen disruption in transgenic tobacco И Proc.

103. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. N 93. P. 11763- 11768.

104. He S., Lyznik A., Mackenzie S. Pollen fertility restoration by nuclear gene Fr in CMS bean: nuclear- directed alteration of a mitochondrial population II Genetics. 1995. N 139. P. 955- 962.

105. Hedtke В., Borner Т., Weihe A. Mitochondrial and chloroplast phage-type RNA polymerases in Arabidopsis И Science. 1997. V.277. P.809-811.

106. Hedtke В., Borner Т., Weihe A. One RNA polymerase serving two genomes II EMBO Reports. 2000. V.l. P.435-440.

107. Hedtke В., Legen J., Weihe A., Herrmann R., Borner T. Six active phage-type RNA polymerase genes in Nicotiana tabacum II Plant J. 2002.

108. Hess W.R, Borner T. Organellar RNA polymerases of higher plants II Int Rev Cytol. 1999. V. 190. P. 1-59.

109. Hiesel R., von Haeseler A., Brennicke A. Plant mitochondrial nucleic acid sequences as a tool for phylogenetic analysis II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 634- 637.

110. Hjerdin-Panagopoulos A, Kraft T, Rading I, Tuvesson S, Nilsson N-O (2002) Three QTL regions for restoration of Owen CMS in sugar beet // Crop Sci. 2002. V. 42 P. 540-544.

111. Howad W., Kempken F. Cell type- specific loss of atp6 RNA editing in cytoplasmic male sterile Sorghum bicolor II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. N 94. P. 11090- 11095.

112. Hochholdinger F., Guo L., Schnable P.S. Cytoplasmic regulation of the accumulation of nuclear-encoded proteins in the mitochondrial proteome of maize 11 The Plant J. 2004. V. 37. P. 199-208.

113. Hoffmann M., Binder S. Functional importance of nucleotide identities within the pea atp9 mitochondrial promoter sequence II J. Mol. Biol. 2002. V. 320. P. 943-950.

114. Hoffmann M., Kuhn J., Daschner K., Binder S. The RNA world of plant mitochondria II Prog. Nucl Acid Res Mol Biol. 2001. V.70. P. 119-154.

115. Horn R., Hustedt J.E., Horstmeyer A., Hahnen J., Zetsche K., Friedt W. The CMS-associated 16 kDa protein encoded by orfH522 in the PET1 cytoplasm is also present in other male-sterile cytoplasms of sunflower II Plant Mol. Biol. 1996. V.30. P.523-538.

116. Horn R., Kusterer В., Lazarescu E., Prufe M., Friedt W. Molecular mapping of the Rfl gene restoring pollen fertility in PET1-based Fj hybrids in sunflower (Helianthus Annuus L.) U Theor Appl Genet. 2003. V. 106. P. 599-606.

117. Janska H., Sarria R., Woloszynska M., Arrieta-Montiel M, Mackenzie S.A. Stoichiometric shifts in the common bean mitochondrial genome leading to male sterility and spontaneous reversion to fertility И Plant Cell. 1998. N 10. P. 1163- 1180.

118. Ikeda T.M., Gray M.W. Identification and characterization of T3/T7 bacteriophage-like RNA polymerase sequences in wheat II Plant Mol. Biol. 1999. V.40. P.567-578.

119. Kanazawa A., Tsutsumi N., Hirai A. Reversible changes in the composition of the population of mtDNAs during differentiation and regeneration in tobacco II Genetics. 1994. V.138. P.865-870.

120. Karlin S., Brocchieri L. Heat shock protein 60 sequence comparisons; duplications, lateral transfer and mitochondrial evolution III Proc Natl Acad Sci USA. 2000. V. 97(21). P. 11348-11353.

121. Kazama Т., Toriyama K. A pentatricopeptide repeat-containing gene that promotes the processing of aberrant atp6 RNA of cytoplasmic male-sterile rice II FEBS Lett. 2003. N. 544. P. 99- 102.

122. Kempken F., Howard W., Pring D.R. Mutations at specific atp6 codons which cause human mitochondrial diseases also lead to male sterility in a plant И FEBS Lett. 1998. N. 441. P. 159- 160.

123. Khazi FR, Edmondson AC, Nielsen BL. An Arabidopsis homologue of bacterial RecA that complements an E. coli recA deletion is targeted to plant mitochondria II Mol Genet Genomics. 2003. V. 269(4). P. 454-463.

124. Kinoshita T. Genetical studies on cytoplasmic male sterility of sugar beets (Beta vulgaris L.) and its related species II J. Fac. Agric. Hokkaido Univ. 1971. V. 56. P. 435441.

125. Kitagawa K, Takumi S, Nakamura C. Evidence of paternal transmission of mitochondrial DNA in a nucleus-cytoplasm hybrid of timopheevi wheat И Genes Genet Syst. 2002. V. 77(4). P. 243-250.

126. Kitagawa K, Takumi S, Nakamura C. Selective transcription and post-transcriptional processing of the heteroplasmic mitochondrial orfl56 copies in the nucleus-cytoplasm hybrids of wheat // Plant Mol Biol. 2003. V. 53. P. 609-619.

127. Kitashiba H., Kitazawa E., Kishitani S., Toriyama K. Partial male sterility in transgenic tobacco carrying an antisens gene for alternative oxidase under the control of a tapetum-specific promoter II Mol. Breeding. 1999. V.5. P.209-218.

128. Kobayashi Y., Dokiya Y., Sugita M. Dual targeting of phage-type RNA polymerase to both mitochondria and plastids is due to alternative translation initiation in single transcripts И Biochem Biophys Res Commun. 2001. V. 289. P. 1106-1113.

129. Komori T, Ohta S, Murai N, Takakura Y, Kuraya Y, Suzuki S, Hiei Y, Imaseki H, Nitta N. Map-based cloning of a fertility restorer gene, Rf-1, in rice (Oryza sativa L.) II Plant J. 2004. V. 37(3). P.315-325.

130. Krischnasamy S., MakarofF S.A. Organ-specific reduction in the abundance of a mitochondrial protein accompanies fertility restoration in cytoplasmic male- sterile radish II Plant Mol. Biol. 1994. V. 26. P. 935- 946.

131. Kubo N., Kadowaki K. Involvement of 5' flanking sequence for specifying RNA editing sites in plant mitochondria II FEBS Lett. 1997. V. 413(1). P. 40-44.

132. Kubo Т., Satoh Y., Muro Т., Kinoshita Т., Mikami T. Physical and gene organization of mitochondrial DNA from the fertile cytoplasm of sugarbeet II Curr. Genet. 1995. V. 28. P. 235- 241.

133. Kuhn J., Tengler U., Binder S. Transcript lifetime is balanced between stabilizing stem-loop structures and degradation-promoting polyadenylation in plant mitochondria //Mol. Cell. Biol. 2001. V.21. P.731-742.

134. Kumar R., Levings C.S. RNA editing of a chimeric maize mitochondrial gene transcript is sequence specific II Curr. Genet. 1993. V. 23. P. 154-159.

135. Kunzmann A., Brennicke A., Marchfelder A. 5' end maturation and RNA editing have to precede tRNA 3'processing in plant mitochondria II Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1998. V.95. P.108-113.

136. Kuranouchi Т., Kawaguchi К., Tanaka M. Male sterility in sugar beet induced by cooling treatment and its application to cross-pollination for breeding // Breeding Science. 2000. V.50. P.283-289.

137. Kurihara-Yonemoto S., Handa H. Low temperature affects the processing pattern and RNA editing status in the mitochondrial cox2 transcripts in wheat II Curr. Genet. 2001. V. 40. P. 203-208.

138. Kuzmin E.V., Karpova O.V., Elthon Т.Е., Newton K.J. Mitochondrial respiratory deficiencies signal up-regulation of genes for heat-shock proteins // The Journal of Biol Chem. 2004. V. 279(20). P. 20672-20677.

139. Landgren M., Zetterstrand M., Sundberg E., Glimelius K. Alloplasmic male-sterile Brassica lines containing B. tournefortii mitochondria express an ORF 3' of the atp6 gene and a 32 kDaprotein II Plant Mol. Biol. 1996. V.32. P.879-890.

140. Laporte V., Viard F., Bena G., Valero M., Cuguen J. The spatial structure of sexual and cytonuclear polymorphism in the gynodioecious Beta vulgaris ssp. maritima: I/ at a local scale II Genetics. 2001. V. 157. P. 1699-1710.

141. Laser В., Mohr S., Odenbach W., Oettler G., Kuck U. Paternal and novel copies of the mitochondrial orf25 gene in the hybrid crop-plant triticale: predominant transcriptional expression of the maternal gene copy II Curr. Genet. 1997. V.32. P.337-347.

142. Leaver C.J., Gray M.W. Mitochondrial genome organization and expression in higher plants II Ann. Rev. Plant Physiol. 1982. V. 33. P. 373- 402.

143. Lee S., Warmke H.E. Organelle size and number in fertile and T-cytoplasmic male-sterile corn II Am. J. Bot. 1979. V.66. P.141-148.

144. Levings C.S. The plant mitochondrial genome and its mutants II Cell. 1983. V. 32. P. 659-661.

145. Levings C.S., Brown G.G. Molecular biology of plant mitochondria II Plant Physiol. Biochem. 1989. V. 56. P. 171- 179.

146. Lin X., Kaul S., Rounsley S. et al. Sequence and analysis of chromosome 2 of the plant Arabidopsis thaliana //Nature. 2000. V. 402. P. 761-768.

147. Linke В., Nothnagel Т., Borner T. Flower development in carrot CMS plants: mitochondria affect the expression of MADS box genes homologous to GLOBOSA and DEFICIENS//The Plant J. 2003. V. 34. P. 27-37.

148. Liu F., Cui X., Horner H.T., Weiner H., Schnable P.S. Mitochondrial aldehyde dehydrogenase activity is required for male fertility in maize II Plant Cell. 2001. V. 13. P. 1063-1078.

149. Liu J, Shono M. Characterization of mitochondria-located small heat shock protein from tomato (Lycopersicon esculentum) II Plant Cell Physiol. 1999. V. 40(12). P.1297-304.

150. Lonsdale D.M. Cytoplasmic male sterility: a molecular perspective II Plant Physiol. Biochem. 1987. V. 25. P. 265- 271.

151. Lonsdale D.M., GrienenbergerJ.M. The mitochondrial genome of plants II Cell Organelles. Plant Gene Research. Wien: Springer-Verlag. 1992. P. 183-218.

152. Lorenz M., Weihe A., Borner T. Cloning and sequencing of RAPD fragments amplified from mitochondrial DNA of male- sterile and male- fertile cytoplasm of sugar beet (Beta vulgaris L.) II Theor. Appl. Genet. 1997. V. 94. P. 273- 278.

153. Lu B.W., Hanson M.R. A single nuclear gene specifies the abundance and extent of RNA editing of a plant mitochondrial transcript II Nucl. Acids Res. 1992. V.20. P.5699-5703.

154. Lu B.W., Wilson R.K., Phreaner C.G., Mulligan R.M., Hanson M.R. Protein polymorphism generated by differential RNA editing of a plant mitochondrial rps!2 gene II Mol. Cell. Biol. 1996. V.16. P.1543-1549.

155. Lund A.A., Rhoads D.M., Lund A.L., Cerny R.L., Elthon Т.Е. In vivo modifications of the maize small heat stress protein, HSP22 II The Journal of Biol Chem. 2001. V. 276(32). P. 29924-29929.

156. Lupoid D.S., Caoile A.G.F.S., Stern D.B. Genomic context influences the activity of maize mitochondrial cox2 promoters II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V.96. P.l 1670-11675.

157. Lupoid D.S., Caoile A.G.F.S., Stern D.B. The maize mitochondrial cox2 gene has five promoters in two genomic regions, including a complex promoter consisting of seven overlapping units // J. Biol. Chem. 1999. V.247. P.3897-3903.

158. Mackenzie S., Mcintosh L. Higher plant mitochondria II The Plant Cell 1999. V.ll. P.571-585.

159. Maier R.M., Zeltz P., Kossel H., Bonnard G., Gualberto J.M., Grienenderger J.M. RNA editing in plant mitochondria and chloroplasts II Plant Mol. Biol. 1996. V.32. P.343-365.

160. Malek O., Brennicke A., Knoop V. Evolution of trans-splicing plant mitochondrial introns in pre-Permian times II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V.94. P. 553-558.

161. Maloney A.P., Traynor P.L., Levings C.S. Ill, Walbot V. Identification in maize mitochondrial 26S rRNA of a short 5'-end sequence possibly involved in transcription initiation and processing 17 Curr. Genet. 1989. V.15. P.207-212.

162. Mann V., Mcintosh L., Theurer C., Hirschberg J. A new cytoplasmic male sterile genotype in the sugar beet Beta vulgaris L.: a molecular analysis И Theor. Appl. Genet. 1989. N78. P. 293-297.

163. Marienfeld J., Unseld M., Brennicke A. The mitochondrial genome of Arabidopsis is composed of both native and immigrant information II Trends in Plant Sci. 1999. V.4. P.495-502.

164. Martinez-Zapater J.M., Gil P., Capel J., Somerville C.R. Mutations at the Arabidopsis CHM locus promote rearrangements of the mitochondrial genome И The Plant Cell. 1992. V.4. P.889-899.

165. Matsui K., Yoshida M., Ban Т., Komatsuda Т., Kawada N. Role of male-sterile cytoplasm in resistance to barley yellow mosaic virus and Fusarium head blight in barley // Plant Breeding. 2002. V. 121. P. 237-240.

166. Menassa R., L'Homme Y., Brown G.G. Post- transcriptional and developmental regulation of a CMS- associated mitochondrial gene region by a nuclear restorer gene И Plant J. 1999. N 17. P. 491- 499.

167. Meng S.W., Chen Z.D., Li D.Z., Liang H.X. Phylogeny of Saururaceae based on mitochondrial malR gene sequence data II J. Plant. Res. 2002. V. 115. P. 71-76.

168. Michaelis G., Maggouta F., Morchen M., Saumitou-Laprade P., Weber В., Weihe A. Molecular studies of CMS in Beta II Adv. In Plant Breeding. 1995. V. 18. P. 49-56.

169. Mikami Т., Harada Т., Kinoshita T. Heterogeneity of circular mitochondrial DNA molecules from sugar beet with normal and male sterile cytoplasms II Curr. Genet. 1986. V. 10. P. 695- 706.

170. Mikami Т., Kishima Y., Sugiura M., Kinoshita T. Organelle genome diversity in sugar beet with normal and different sources of male sterile cytoplasms // Theor. Appl. Genet. 1985. N71. P. 166-171.

171. Mikami Т., Sugiura H., Kinoshita T. Molecular heterogeneity of mitochondrial and chloroplast DNAs from normal and male sterile cytoplasms of sugar beets // Curr. Genet. 1984. V. 8. P. 319- 322 (short communication).

172. Mulligan R.M., Lau G.T., Walbot V. Numerous transcription initiation sites exist for the maize mitochondrial genes for submit 9 of the ATP synthase and subunit 3 of cytochrome oxidase I I Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. V.85. P.7998-8002.

173. Mulligan R.M., Walbot V. Gene expression and recombination in plant mitochondrial genomes II Trends in Genet. 1986. V.2. P.263-266.

174. Mulligan R.M., Williams M.A., Shanahan M.T. RNA editing site recognition in higher plant mitochondria II J. Hered. 1999. V.90. P.338-344.

175. Muise R.C., Hauswirth W.W. Selective DNA amplification regulates transcript levels in plant mitochondria // Curr. Genet. 1995. V. 28. P. 113- 121.

176. Nagata N., Saito C., Sakai A. et al. The selective increase or decrease of organellar DNA in generative cells just after pollen mitosis one controls cytoplasmic inheritance // Planta. 1999. V. 209(1). P. 53-65.

177. Nakajima Y., Yamamoto Т., Muranaka Т., Oeda K. A novel orfB-related gene of carrot mitochondrial genomes that is associated with homeotic cytoplasmic male sterility (CMS) II Plant Mol. Biol. 2001. V. 46. P. 99- 107.

178. Nemchinov L.G., Hammond J, Jordan R, Hammond RW. The complete nucleotide sequence, genome organization, and specific detection of Beet mosaic virus II Arch. Virol. 2004. V. 49. №6. P. 1201-1214.

179. Newton K.J., Mariano J.M., Gibson C.M., Kuzmin E., Gabay-Laughnan S. Involvement of S2 episomal sequences in the generation of NCS4 deletion mutation in maize mitochondria II Dev. Genet. 1996, V. 19. P. 277- 286.

180. Nishizawa S., Kubo Т., Mikami T. Variable number of tandem repeat loci in the mitochondrial genomes of beets II Curr. Genet. 2000. V. 37. P. 34-38.

181. Nosek J., Tomaska L. Mitochondrial genome diversity: evolution of the molecular architecture and replication strategy II Curr. Genet. 2003. V. 44. P. 73-84.

182. Oeser B. S2 plasmid from Zea mays encodes a specific RNA polymerase: an alternative alighment И Nucleic Acid Res. 1988. V. 16. P. 8729-8733.

183. Oldenburg D.J., Bendich A.J. Mitochondrial DNA from the liverwort Marchantia polymorpha: Circularly permuted linear molecules, head-to-tail concatemers, and a 5' protein IIJ Mol Biol. 2001. V. 310. P. 549-562.

184. Owen F.V. Inheritance of cross- and self- sterility and self- fertility in Beta vulgaris L. И J. Agric. Res. 1942. V. 64. P. 679- 698.

185. Owen F.V. Mendelian male sterility in sugar beets II Inbid. 1952. V. 7. P. 371376.

186. Palmer J.D., Herbon L.A. Plant mitochondrial DNA evolves rapidly in structure, but slowly in sequence II J. Mol. Evol. 1988. V. 28. P. 87- 97.

187. Palmer J.D., Adams K.L., Cho Y., Parkinson C.L., Qiu Y.-L., Song K. Dynamic evolution of plant mitochondrial genomes: Mobile genes and introns and highly variable mutation rates // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V.97. P.6960-6966.

188. Phreaner C.G., Williams M.A., Mulligan R.M. Incomplete editing of rpsl2 transcripts results in the synthesis of polymorphic polypeptides in plant mitochondria II The Plant Cell. 1996. V.8. P.107-117.

189. Powling A. Species of small DNA molecules found in mitochondria from sugarbeet with normal and sterile cytoplasms II Mol. Gen. Genet. 1981. P. 82- 84.

190. Pring D.R., Chen W., Tang H.V., Howad W., Kempken F. Interaction of mitochondrial RNA editing and nucleolytic processing in the restoration of male fertility in sorghum II Curr. Genet. 1998. V.33. P.429-436.

192. Pruitt K.D., Hanson M.R. Cytochrome oxidase subunit II sequences in Petunia mitochondria: two intron- containing genes and an intron- less pseudogene associated with cytoplasmic male sterility II Curr. Genet. 1989. N 16. P. 281- 291.

193. Pfeiffer P. Nucleotide sequence, genetic organization and expression strategy of the double- stranded RNA associated with the '447' cytoplasmic male sterility trait in Viciafaba II J. Gen. Virol. 1998. N 79. P. 2349- 2358.

194. Ran Z., Michaelis G. Mapping of a chloroplast RLFP marker associated with the CMS cytoplasm of sugar beet (Beta vulgaris) II Theor. Appl. Genet. 1995. N 91. P. 836840.

195. Rapp W.D., Stern D.B. A conserved 11 nucleotide sequence contains an essential promoter element of the maize mitochondrial atpl gene II EMBO J. 1992. Y.l 1. P. 10651073.

196. Rathburn H., Hedgcoth C. Maize SI and S2 sequences in wheat mitochondrial DNA //Plant Sci. 1992. V. 85. P. 151-160.

197. Reboud X., Zeyl C. Organelle inheritance in plants И Heredity. 1994. V. 72. P. 132-140.

198. Rhoads D.M., Levings C.S., Siedow J.N. URF13, a ligand- gated, pore- forming receptor for T- toxin in the inner membrane of cms-T mitochondria. II J. Bioenerg. Biomembr. 1995. N 27. P. 437- 445.

199. Reisner D., Gross H.J. Viroids II Annu. Rev. Biochem. 1985. V. 54. P. 531-564.

200. Richter U., Kiessling J., Hedtke В., Decker E., Reski R., Borner Т., Weihe A. Two RpoT genes of Physcomitrella patens encode phage-type RNA polymerases with dual targeting to mitochondria andplastids II Gene. 2002.

201. Rogers S.O., Bendich A.J. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues. II Plant Mol. Biol. 1985. V. 5. P. 69- 76.

202. Sakamoto W., Kondo H., Murata M., Motoyoshi F. Altered mitochondrial gene expression in a maternal distorted leaf mutant of Arabidopsis induced by chloroplast mutator И The Plant Cell. 1996. V.8. P. 1377-1390.

203. Sarria R., Lyznik A., Vallejos C.E., Mackenzie S.A. A cytoplasmic male sterility-associated mitochondrial peptide is post- translationally regulated II Plant Cell. 1998. N10. P. 1217- 1228.

204. Saumitou- Laprade P., Cuguen J., Vernet P. Cytoplasmic male sterility in plants: molecular evidence and the nucleocytoplasmic conflict II Trends In Evol. 1994. V. 9. N11. P. 431-435.

205. Schuster W., Brennicke A. Conserved sequence elements at putative processing sites in plant mitochondria I I Curr. Genet. 1989. V.15. P. 187-192.

206. Schuster W., Brennicke A. The plant mitochondrial genome: physical structure, information content, RNA editing, and gene migration to the nucleus // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1994. V.45. P.61-78.

207. Senda M., Mikami Т., Kinoshita T. The sugar beet mitochondrial gene for the ATPase alpha- subunit: sequence, transcription and rearrangements in cytoplasmic male- sterile plants II Curr. Genet. 1993. V. 24. P. 164- 170.

208. Senda M., Harada Т., Mikami Т., Sugiura M., Kinoshita T. Genomic organisation and sequence analysis of the cytochrome oxidase subunit II gene from normal and male-sterile mitochondria in sugar beet 11 Curr. Genet. 1991. V. 19. P. 175- 181.

209. Senda M., Onodera Y., Mikami T. Cytoplasmic diversity in leaf beet cultivars as revealed by mitochondrial DNA analysis II Hereditas. 1998. N 128. P. 127- 132.

210. Shirzadegan M., Palmer J.D., Christey M., Earle E.D. Patterns of mitochondrial DNA instability in Brassica campestris cultured cells II Plant Mol. Biol. 1991. V.16. P.21-37.

211. Small I.D., Isaac P.G., Leaver C.J. Stoichiometric differences in DNA molecules containing the atpA gene suggest mechanisms for the generation of mitochondrial genome diversity in maize IIEMBO J. 1987. V.6. P.865-869.

212. Small I.D., Peeters N. The PPR motif: A TPR-related motif prevalent in plant organellarproteins II Trends Biochem Sci. 2000. V. 25. P. 46-47.

213. Small I., Suffolk R., Leaver C.J. Evolution of plant mitochondrial genomes via substoichiometric intermediates // Cell. 1989. V.58. P.69-76.

214. Smart C.J., Moneger F., Leaver C.J. Cell-specific regulation of gene expression in mitochondria during anther development in sunflower II The Plant Cell. 1994. V.6. P.811-825.

215. Song J.S., Hedgcoth C. A chimeric gene (orf256) is expressed as protein only in cytoplasmic male-sterile lines of wheat II Plant Mol. Biol. 1994. V.26. P.535-539.

216. Spassova M., Moneger F., Leaver C.J. et al. Characterization and expression of the mitochondrial genome of a new type of cytoplasmic male-sterile sunflower II Plant Mol. Biol. 1994. V. 26/P. 1819-1831.

217. Spencer D.F., Schnare M.N., Coulthart M.B., Gray M.W. Sequence and organization of a 7.2 kb region of wheat mitochondrial DNA containing the large subunit (26S) rRNA gene // Plant Mol Biol. 1992. V. 20. P. 347-352.

218. Sper-Whitis G.L., Moody J.L., Vaughn J.C. Universality of mitochondrial RNA editing in cytiochrome-c oxidase subunit I (coxl) among the land plants II Biochim. Biophys. Acta. 1996. V.1307. P.301-308.

219. Stadler Т., Delph L.F. Ancient mitochondrial haplotypes and evidence for intragenic recombination in a gynodioecious plant И Proc Natl Acad Sci USA. 2002. V. 99(18). P. 11730-11735.

220. Steinhauser S., Beckert S., Capesius I. Plant mitochondrial RNA editing И J Mol Evol. 1999. V.48.N. 3. P. 303-312.

221. Stern D. В., Palmer J.D. Recombination sequences in plant mitochondrial genomes: diversity and homologies to known mitochondrial genes II Nucleic Acid Res. 1984. V. 12. P. 6141-6157.

222. Struglics A., Fredlund K.M., Konstantinov Y.M., Allen J.F., M0ller I.M. Protein phosphorylation/dephosphorylation in the inner membrane of potato tuber mitochondria II FEBS Lett. 2000. V.475. P.213-217.

223. Sutton CA, Zoubenko OV, Hanson MR, Maliga P. A plant mitochondrial sequence transcribed in transgenic tobacco chloroplasts is not edited // Mol Cell Biol. 1995. V. 15(3). P. 1377-1381.

224. Szklarczyk M., Oczkowski M., Augustyniak H., Borner Т., Linke В., Michalik B. Organisation and and expression of mitochondrial atp9 genes from CMS and fertile carrots II Theor. Appl. Genet. 2000. V. 100. P. 263-270.

225. Thomas C.M. The nucleotide sequence and transcription of minicircular mitochondrial DNAs associated with male- fertile and cytoplasmic male- sterile lines of sugarbeet II Nucleic Acid Res. 1986. V. 14. N 23. P. 9353- 9370.

226. Thomas C.M. Sugarbeet minicircular mitochondrial DNAs: high- resolution mapping, transcript abundance and copy number determination // Mol. Gen. Genet. 1992. N234. P. 457- 465.

227. Vogelstein В., Gillespie D. Preparative and analytical purification of DNA from agarose II Procl. Nat. Ac. Sci. USA. 1979. V. 76. P. 615.

228. Weihe A., Meixner M., Wolowczyk В., Melzer R., Borner T. Rapid hybridization-based assays for identification by DNA probes of male- sterile and male- fertile cytoplasms of the sugar beet Beta vulgaris L. II Theor. Appl. Genet. 1991. V. 81. P. 819824.

229. Weihe A., Hedtke В., Borner T. Cloning and characterization of a cDNA encoding a bacteriophage-type RNA polymerase from the higher plant Chenopodium

230. Щ album И Nucl. Acids Res. 1997. V.25. P.2319-2325.

231. Wen L., Chase C.D. Pleiotropic effects of a nuclear restorer-of-fertility locus on mitochondrial transcripts in male-fertile and S male-sterile maize II Curr. Genet. 1999. V.35. P.521-526.

232. Wichmann С., Schuster W. Transfer of rpslO from the mitochondrion to the nucleus in Arabidopsis thaliana: evidence for RNA-mediated transfer and exon shuffling at the integration site II FEBS Lett. 1995. V. 374. P. 152-156.

233. Wiesenberger G., Waldherr M., Schweyen R.J. The nuclear gene MRS2 is essential for the excision of group II introns from yeast mitochondrial transcripts in vivo И J. Biol. Chem. 1992. V.267. P.6963-6969.

234. Williams M.A., Tallakson W.A., Phreaner C.G., Mulligan R.M. Editing and translation of ribosomal protein S13 transcripts: unedited translation products are not detectable in maize mitochondria II Curr. Genet. 1998. V.34. P.221-226.

235. Williams M.A., Johzuka Y., Mulligan R.M. Addition of non-genomically encoded nucleotides to the 3'-terminus of maize mitochondrial mRNAs: truncated rps!2 mRNAs frequently terminate with CCA //Nucl. Acid Res. 2000. V. 28. P. 4444-4451.

236. Wise R.P., Gobelman-Werner K., Pei D., Dill C.L., Schnable P.S. Mitochondrial transcript processing and restoration of male fertility in T-cytoplasm maize II J. Hered. 1999. V.90. P.380-385.

237. Wise R.P., Pring D.R. Nuclear-mediated mitochondrial gene regulation and male fertility in higher plants: Light at the end of the tunnel? II PNAS. 2002. V. 99(16). P.10240-10242.

238. Xue Y., Collin S., Davies D. R., Thomas С. M. Differential screening of mitochondrial cDNA libraries from male- sterile and male- fertile sugar beet reveals genome rearrangements at atpA and atp6 loci II Plant Mol. Biol. 1994. V. 25. P. 91103.

239. Yui R., Iketani S., Mikami Т., Kubo T. Antisense inhibition of mitochondrial pyruvate dehydrohenase El a subunit in anther tapetum causes male sterility II The Plant J. 2003. V. 34. P. 57-66.

240. Zabala G., Gabay-Laughnan S., Laughnan J.R. The nuclear gene Rf3 affects the expression of the mitochondrial chimeric sequence R implicated in S- type male sterility in maize II Genetics. 1997. N 147. P. 847- 860.

241. Zadoch Z., Goc A., Wierzchoslawski R., Dalke L. Cytoplasmic male sterility in hybrids of sterile wild beet (Beta vulgaris ssp. Maritima) and O-type fertile sugar beet

242. Beta vulgaris L.): molecular analysis of mitochondrial and nuclear genomes 11 Molecular Breeding. 2003. V. 11. P. 137-148.

243. Zanlungo S., Quinones V., Moenne A., Holuigue L., Jordana X. Splicing and editing of rpslO transcripts in potato mitochondria II Curr. Genet. 1995. V.27. P.565-571.

244. Zeltz P, Kadowaki K, Kubo N, Maier RM, Hirai A, Kossel H. A promiscuous chloroplast DNA fragment is transcribed in plant mitochondria but the encoded RNA is not editedl/ Plant Mol Biol. 1996. V. 31(3). P. 647-656.

245. Zhao R., Dielen V., Kinet J.-M., Boutry M. Cdsuppression of a plasma membrane H -A TPase isoform impairs sucrose translocation, stomatal opening, plant growth, and male fertility // The Plant Cell. 2000. V.12. P.535-546.

Информация о работе

Иванов, Михаил Константинович
кандидата биологических наук
Новосибирск, 2005
ВАК 03.00.25

Диссертация

Вариации структуры и транскрипции митохондриального генома растений сахарной свёклы (Beta vulgaris), отличающихся по экспрессии признака ЦМС - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы