Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Структурно-функциональная организация промоторной области межгенного спейсера генов p РНК у диплоидных пшениц

ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Ахунов, Эдуард Диргатович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Рибосомные РНК и структурные гены, кодирующие их

1.2. Структурно-функциональная организация межгенного спейсера

1.2.1. Субповторы МГС

1.2.2. Промоторы генов рРНК

1.2.3. Другие цис-активные элементы транскрипции генов рРНК 1.2.3.1 Энхансеры

1.2.3.2. Терминаторы транскрипции генов рРНК

1.3. Транс-активные факторы транскрипции генов рРНК

1.3.1. РНК полимераза I

1.3.2. Фактор селективности промотора БЫ

1.3.3. Фактор ШБ

1.4. Регуляция транскрипции генов рРНК и ядрышковое доминирование

Глава 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1. Краткая характеристика объектов исследований

2.2. Выделение и очистка ДНК растений

2.3. Выделение и очистка плазмидной ДНК

2.4. Выделение и очистка одноцепочечной фагмидной ДНК

2.5. Расщепление ДНК рестрикционными эндонуклеазами

2.6. Аналитический гель-электрофорез ДНК в неденатурирующих условиях

2.7. Препаративный гель-электрофорез ДНК в неденатурирующих условиях

2.8. Элюция ДНК из агарозных гелей

2.9. Перенос ДНК из агарозных гелей на мембранные фильтры (блоттинг)

2.10. Радиоактивное мечение препаратов ДНК

2.11. Б лот-гибридизация ДНК

2.12. Амплификация участков межгенного спейсера рДНК методом полимеразной цепной реакции.

2.13. Олигонуклеотидные праймеры, использованные в ПЦР

2.14. Клонирование амплифицированных участков межгенного спейсера рДНК

2.15. Подготовка компетентных клеток

2.16. Трансформация компетентных клеток Е.соИ плазмидной ДНК

2.17. Секвенирование ДНК ферментативным методом

2.18. Электрофоретическое фракционирование ДНК в денатурирующих условиях (секвенирующий гель-электрофорез)

2.19. Компьютерный анализ нуклеотидных последовательностей

2.20. Бактериальные штаммы, плазмидные и фагмидные вектора, рекомбинантные плазмиды

2.21. Выделение и очистка РНК растений.

2.22. Определение сайта инициации транскрипции генов рРНК методом удлинения праймера.

2.23. Приготовление протопластов из проростков диплоидной пшеницы Т.ЬоеоНсит

2.24. Трансформация протопластов Т.Ъоеойсит методом химически индуцированного эндоцитоза

2.25. Реактивы и материалы

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Нуклеотидные последовательности отдельных участков МТС рДНК диплоидных пшениц и эгилопсов

3.2. Определение СИТ генов рРНК у диплоидных пшениц

3.3. Инициация транскрипции с промотора генов рРНК в системе транзиентной экспрессии в трансформированных протопластах

3.4. Определение наличия промоторов генов рДНК, присущих геному А, в составе сложного гексаплоидного генома Т.аеяНуит

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЯ

4.1. Промоторный участок МГС рДНК диплоиных пшениц

4.2. Сайт инициации транскрипции генов рРНК диплоидных пшениц

4.3. Транзиентная экспрессия в трансформированных протопластах

4.4. Диплоидные пшеницы как доноры генома А со слабым ядрышковым организатором

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структурно-функциональная организация промоторной области межгенного спейсера генов p РНК у диплоидных пшениц"

Актуальность проблемы. Изучению структурной организации и особенностей регуляции транскрипции генов рРНК, являющихся одними из важнейших компонентов рибосомы, в течение уже долгого времени уделяется особое внимание. Большой интерес представляет организация этих генов, которые локализованы в определенных участках хромосом, называемых ядрышковыми организаторами, в виде расположенных «голова к хвосту» тандемных повторов, где кодирующие участки генов разделены некодируюгцими последовательностями спейсеров. Межгенный спейсер, отделяющий один повтор рДНК от другого, включает в себя все элементы, необходимые для инициации, терминации и регуляции транскрипции генов рРНК, и вместе с тем, характеризуется вариабельностью, проявляющейся как на внутри-, так и на межвидовом уровне. Основными причинами обнаруженной вариабельности являются изменения в количестве субповторов, которые составляют основную часть межгенного спейсера, вариации числа нуклеотидных последовательностей более коротких, чем субповторы, а также изменения, возникающие за счет инсерций, делеций и замен единичных нуклеотидов. Считается, что именно быстрая эволюция межгенного спейсера и взаимодействующих с ним белковых факторов, объясняет видоспецифичность транскрипции генов рРНК, осуществляемой РНК полимеразой I (Dover, Flavell, 1984). Возможно, что характер взаимодействия цис- и транс-активных элементов транскрипции, осуществляемый на видоспецифичной основе, лежит в корне возникновения так называемого феномена ядрышкового доминирования, обнаруживаемого в межвидовых гибридах как растений, так и животных, и проявляющийся в транскрипционном доминировании локуса рДНК одного из родительских организмов над другим (Keep, 1960; Cassidy, Backler, 1974). Особенно широко этот феномен распространен в царстве растений, 8 где полиплоидия сыграла важную роль в возникновении и эволюции многих таксономических групп и, в частности, видов имеющих хозяйственное значение. Механизмы установления транскрипционного статуса конкретного локуса рДНК в аллополиплоидах пока изучены недостаточно полно. Одна из гипотез объясняет ядрышковое доминирование дисбалансом энхансеров, конкурирующих за ограниченное количество факторов транскрипции, в то время как другая гипотеза предполагает, что быстрая эволюция цис- и транс-активных факторов транскрипции генов рРНК у родительских организмов делает их несовместимыми в межвидовых гибридах (Reeder, Roan, 1984; Flavell, 1986). Однако существуют данные, не укладывающиеся в рамки как первой, так и второй гипотезы (Chen, Pikaard, 1997; Neves et al., 1997). Цель работы. Цель работы заключалась в изучении особенностей структурной и функциональной организации межгенных спейсеров генов рРНК диплоидных видов пшениц, являющихся донорами геномов А со слабым ядрышковым организатором среди трибы пшенициевых, и их сравнении с аналогичными участками рДНК других родственных геномов, обладающих сильными ядрышковыми организаторами. Задачи исследования.

Для решения намеченной цели были поставлены следующие задачи:

- определить первичную структуру промоторных областей межгенных спейсеров рДНК диплоидных пшениц Triticum boeoticum, Т.топососсит и диплоидного эгилопса Aegilops speltoides;

- провести сравнительный анализ промоторных областей рДНК диплоидных пшениц с аналогичными участками межгенных спейсеров рДНК других растений, включая представителей трибы пшенициевых;

- определить сайт инициации транскрипции генов рРНК у диплоидных пшениц Т.boeoticum, Т.топососсит и T.urartu; 9 в системе траизиентной экспрессии в трансформированных протопластах идентифицировать участок МГС, выполняющий функцию промотора генов рРНК у диплоидной пшеницы Т.Ъоеойсит. Научная новизна исследования. Впервые у диплоидных пшениц Т.ЬоеоИсит, Т.топососсит и Т.игаПи в высоконсервативной промоторной области МГС, прилегающей к СИТ генов рРНК, обнаружены необычные мотивы нуклеотидных последовательностей отличающие их как от представителей однодольных, так и двудольных растений. Эти мотивы у Т.игаНи и Т.ЪоеоИсит представлены нуклеотидной последовательностью ТАСТАТООООО, а у Т.топососсит -последовательностью ТАТТАТООООО, в то время для остальных однодольных растений характерен мотив ТАТЛОТАСвОА, а для двудольных - мотив ТАТАТА(А/0)000. У всех трех представителей диплоидных пшениц был определен стартовый нуклеотид транскрипции генов рРНК, который соответствует О, расположенному за последовательностью ТА(С/Т)ТАТ, что является первым экспериментальным подтверждением того, что у растений инициация транскрипции генов рРНК может происходить с гуанинового нуклеотида, на месте которого у большинства других растений располагается аденин. Функциональная активность промотора генов рРНК Т.ЬоеоИсит была исследована в системе траизиентной экспрессии в трансформированных протопластах. Впервые показано наличие мотива ТАСТАТ, прилегающего к СИТ генов рРНК, принадлежащих геному А гексаплоидной пшеницы Т.аеяНуит. На основании полученных данных предложена модель, объясняющая различную транскрипционную активность локусов рДНК Т.аеяйуит.

Практическая значимость работы. Знание молекулярных основ ядрышкового доминирования может помочь яснее понять механизмы подавления транскрипционной активности генов, обуславливающих хозяйственно-полезные признаки, в межвидовых гибридах как ю культивируемых сортов растений, так и их диких сородичей. Необходимо отметить, что познание тонких механизмов регуляции транскрипции полиплоидного генома, в том числе, и такой его важной части как рДНК, может позволить в будущем, используя эти сведения, рационально подбирать доноры пшениц и эгилопсов для создания новых форм с наиболее полезными для человека признаками, поскольку этот процесс требует предварительной детальной оценки геномного материала и определения эффективности его функционирования в синтетических гибридах.

Апробация работы. Материалы диссертации были доложены на Международной конференции " Transcriptional mechanisms" (New Mexico, США, 1998), Девятом международном симпозиуме по генетике пшеницы (Saskatoon, Канада, 1998) и на Втором съезде биохимического общества РАН (Москва, 1997).

Публикации. Основные результаты диссертации изложены в четырех печатных работах, а также депонированы в международных банках данных DDBJ/EMBL/GenBank.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы (глава 1), описания объектов и методов исследования (глава 2), результатов исследования (глава 3) и их обсуждения (глава 4), заключения, выводов и списка цитированной литературы, включающей 207 работ отечественных и зарубежных авторов. Работа изложена на 148 страницах и содержит 18 рисунков.

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Ахунов, Эдуард Диргатович

ВЫВОДЫ

1. У трех видов диплоидных пшениц Т. игагШ, Т.Ъоеойсит, Т.топососсит и диплоидного эгилопса А.8ре1Шйв8 клонирован и секвенирован участок межгенного спейсера (МГС), разделяющего повторы генов рРНК, который соответствует промоторной области, необходимой для инициации транскрипции генов рРНК РНК полимеразой I.

2. Обнаружены необычные мотивы нуклеотидных последовательностей в высококонсервативном, прилегающем к старту транскрипции, участке промотора генов рРНК диплоидных пшениц, которые отсутствуют у всех остальных злаков и у большинства двудольных растений. Эти мотивы у Т.игагШ и Т.ЪоеоИсит представлены нуклеотидной последовательностью ТАСТАТССЮОО, а у Т.топососсит последовательностью ТАТТАТСЮООО (стартовый нуклеотид подчеркнут), в то время как для всех злаков, включая диплоидный эгилопс АлрекогЛея, характерен мотив ТАТАСТАСКдОА, а для двудольных растений -ТАТАТА(А/0)00а

3. Определен сайт инициации транскрипции генов рРНК диплоидных пшениц, который приходится на пурин (в), расположенный сразу за мотивом ТА(С/Т)ТАТ, что является первым экспериментальным подтверждением возможности инициации транскрипции генов рРНК у растений с гуанинового нуклеотида.

4. Исследована функциональная активность промотора генов рРНК в протопластах диплоидных пшениц, трансформированных клонированным в плазмиде промоторным участком МГС рДНК Т.ЬоеоИсит, который в этой системе демонстрирует способность корректно инициировать транскрипцию.

5. На основании сравнения нуклеотидных последовательностей промоторных и субповторных областей рДНК диплоидных пшениц друг с другом и с остальными представителями трибы пшенициевых показана

127 высокая степень дивергенции этих участков у диплоидных пшениц от аналогичных участков локусов рДНК пшениц, имеющих другое филетическое происхождение, а также подтверждена обособленность генома T.urartu от геномов T.boeoticum и Т.топососиит.

6. Впервые в геноме гексаплоидной пшеницы T.aestivum показано наличие генов рРНК, промоторная область которых включает мотив ТАСТАТ, прилегающий к старту транскрипции.

7. На основании полученных данных о структурных особенностях МТС повторов рДНК предложена модель, объясняющая слабость ядрышкового организатора генома А диплоидных пшениц.

128

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

При секвенировании промоторных областей рДНК диплоидных пшениц в области, окружающей СИТ, были обнаружены необычные мотивы, которые у Т.игагШ и Т.ЪоеоИсит были представлены последовательностью ТАСТАТООООО, а у Т.топососсит ТАТТАТООООО, в то время как консенсусная последовательность этого консервативного элемента для остальных однодольных имеет вид ТАТАОТАОООА, а для двудольных - ТАТАТА(А/0)000. Необычность этих нуклеотидных последовательностей, обнаруженных у диплоидных пшениц, заключается в том, что в них отсутствует мотив ТАТА, который является неотъемлемым компонентом промоторов рДНК в области СИТ практически всех исследованных видов растений, а также некоторых животных организмов. Обнаружение промоторов рДНК, лишенных ТАТА-элемента, дополнительно подтверждает независимость транскрипции генов рРНК от прямого взаимодействия ТАТА-бокса с ТВР.

Эксперименты по удлинению праймера показали, что у диплоидных пшениц стартовый нуклеотид располагается непосредственно за мотивом ТА(С/Т)ТАТ и приходится на пурин (в), что является одним из немногих экспериментально подтвержденных случаев, когда стартовым нуклеотидом генов рРНК является в, причем у растений это ранее не было продемонстрировано. Кроме того наличие гуанина в этой позиции МТС рДНК у диплоидных пшениц Т.игагШ и Т.ЬоеоНсит, увеличивает количество ОС-связей в области от -7 до +2, по сравнению с промоторами рДНК остальных злаков, в том числе и гексаплоидной пшеницы, у которой в этой области МТС присутствует лишь одна ОС-связь (УЫсе^г, Р1ауе11, 1992). Следовательно, энергия, необходимая для превращения двуцепочечной молекулы ДНК в этом участке промотора в одноцепочечную (что является необходимом этапом при инициации транскрипции) у диплоидных пшениц выше, чем у КЮЯ-В2 и ЖЖ-БЗ

124 локусов гексаплоидной пшеницы. Между тем, данные литературы свидетельствуют о функциональной важности участков промотора, прилегающих к СИТ, для инициации транскрипции генов рРНК.

Функциональная активность клонированного промотора рДНК диплоидной пшеницы T.boeoticum была подтверждена в системе транзиентной экспрессии в трансформированных протопластах. Для трансформации были использованы два клонированных в плазмиде укороченных варианта промотора, 5'-границы которых приходились на -284 и -112, а 3'-граница на +14 относительно СИТ. Обе конструкции были способны инициировать транскрипцию со стартового нуклеотида, определенного для генов рРНК in vivo. Эти результаты согласуются с данными полученными многими авторами, из которых следует, что границы корового промотора располагаются приблизительно между -40 и +10, а границы UCE, также участвующего в инициации транскрипции, простираются до -140.

Сравнение нуклеотидных последовательностей промоторов рДНК диплоидных пшениц, позволяет предположить, что Т.топососсит и T.boeoticum представляют собой подвиды одного и того же вида пшениц, в то время как T.urartu можно выделить в самостоятельный вид. Степень дивергенции нуклеотидных последовательностей субповторов и более консервативной промоторной области рДНК у T.urartu и Т.топососсит, T.urartu и T.boeoticum достигает 9% и 6%, соответственно. Предполагается, что такой степени дивергенции достаточно, чтобы рекомбинация рДНК у пшенициевых стала невозможной. Дивергенция субповторов и промоторной области в геноме А диплоидных пшениц от аналогичных областей геномов В и D выражена в еще большей степени и достигает 20%, а следовательно, можно предположить, что вероятность рекомбинационных событий между этими геномами должна быть довольно низкой. Это подтверждается обнаружением в локусах рДНК гексаплоидной

125 пшеницы необычного мотива ТАСТАТ, присущего промоторам рДНК диплоидных пшениц, являющихся донорами генома А полиплоидных пшениц ряда Ш^ёит-аеБЙУШп. Таким образом, информация о нуклеотидных последовательностях как вариабельных субповторов, так и более консервативных промоторных участков рДНК может быть использована для изучения филогенетических взаимоотношений геномов у пшениц. Дополнительно это было подтверждено секвенированием промоторной области рДНК диплоидного эгилопса Ая/зе/Гш'с/ея, являющегося предполагаемым донором генома В у пшениц ряда йшорЬееуН, который, при сравнении промоторных областей рДНК из разных геномов, показал наиболее высокую степень гомологии с рДНК локуса ЖЖ-В2 гексаплоидной пшеницы, принадлежащую, как считается, близкому виду А. \ongissima.

Особенности структуры промоторов рДНК диплоидных пшениц и диплоидного эгилопса А.$ре1Ыс1ез также проливают некоторый свет на возникновение феномена ядрышкового доминирования, широко распространенного в царстве растений. Считается, что диплоидные пшеницы и диплоидный эгилопс А.яре1Шс1ез являются, соответственно, донорами геномов А и В у пшенициевых, из которых локус рДНК генома В доминирует над таковым у генома А. Возможно, что причина доминирования заключена в различиях нуклеотидных последовательностей промоторов рДНК этих локусов. Использование метода ПЦР позволило обнаружить в рДНК генома А гексаплоидной пшеницы тот же мотив ТАСТАТ, который был обнаружен в области СИТ генов рРНК у диплоидных пшениц. Расположение этих мотивов в ключевом для инициации транскрипции генов рРНК участке промотора предполагает, что различия, существующие в этой области МТС между геномами А и В, могут оказывать заметное влияние на эффективность транскрипции этих генов.

126

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Ахунов, Эдуард Диргатович, Уфа

1. Вахитов В.А., Чемерис А.В., Ахметзянов А.А. Нуклеотидная последовательность межгенного и внешнего транскрибируемого спесеров рДНК диплоидной пшеницы Triticum urartu Thum. Ex Gandil. // Молекуляр. биология. 1989. - T.23. - С. 336-342.

2. Конарев В.Г. Молекулярно-генетические аспекты оценки исходного материала на белок // Тр. по прикл. ботанике, генетике и селекции. 1975. -Т.54. - С.163-172

3. Конарев В.Г. Белки пшеницы. М.: Колос, 1980. 351 с. Куликов A.M., Вахитов В.А., Новый класс повторяющихся элементов в межгенном спейсере рДНК диплоидного эгилопса Aegilops umbellulata П Молекуляр. биология. - 1995. - Т.29 - С. 1155-1160

4. Навашин М.С. Проблемы кариологии и цитогенетики в исследованиях на видах рода Crepis. М.: Наука, 1985. 349 с.

5. Appels, R., Dvorak, J. The wheat ribosomal spacer DNA region: Its structure and variation in population and among species // Theor. Appl. Genet. 1982a. - V.63. - P.337-348

6. Appels R., Moran L.B., Gustafson J.P. The structure of DNA from the rye {Secale cereale) nor rl locus and its behaviour in wheat backgrounds // Can. J. Genet. Cytol. 1986. - V.28. - P.673-685

7. Ashapkin, V.V., Antoniv, T.T., Vanyushin, B.F. Multiple nuclear protein binding to 135 bp subrepeat element of wheat ribosomal DNA intergenic spacer // Biochem. Mol. Biol. Int. 1993. - V.30. - P.755-761

8. Ashapkin, V.V., Antoniv, T.T., Vanyushin, B.F. Methylation-dependent binding of wheat nuclear proteins to the promoter region of ribosomal RNA genes // Gene. 1995. - V.157. - P.273-277

9. Bachvarov, D., Moss, T. The RNA polymerase I transcription factor xUBF contains 5 tandemly repeated HMG homology boxes // Nucleic Acids Res. -1991.- V. 19.-P.2331-2335

10. Barker,R.F., Harberd,N.P., Jarvis,M.G., Flavell,R.B. Structure and evolution of the intergenic region in a ribosomal DNArepeat unit of wheat // J. Mol. Biol. -1988.-V.201.-P.1-17

11. Beech, R.N., Strobeck, C. Structure of the intergenic spacer region from the ribosomal RNA gene family of white spruce (Picea glauca) // Plant Mol. Biol. -1993. V.22. - P.887-892

12. Bell, S.P., Learned, R.M., Jantzen, H.M., Tjian, R. Functional cooperativity between transcription factors UBF1 and SL1 mediates human ribosomal RNA synthesis // Science. 1988. - V.241. - P.l 192-1197130

13. Bell, P., Mais, C., McStay, B., Scheer, U. Association of the nucleolar transcription factor UBF with the transcriptionally inactive rRNA genes of pronuclei and early Xenopus embryos // J. Cell. Sci. 1997. - V.110. - P.2053-2063

14. Bell, S.P., Pikaard, C.S., Reeder, R.H., Tjian, R., Molecular mechanisms governing species-specific transcription of ribosomal RNA // Cell. 1989. -V.59. - P.489-497

15. Bell, S.P., Jantzen, H.-M., Tjian, R. Assembly of alternative multiprotein complexes directs rRNA promoter selectivity // Genes Dev. 1990. - V.4. -P.943-954

16. Borisjuk N., Hemleben V. Nucleotide sequence of the potato rDNA intergenic spacer // Plant Mol. Biol. 1993. - V.21. - P.381-384.

17. Brown, J.W.S., Shaw, P.J. Small nuleolar RNAs and pre-rRNA processing in plants // Plant Cell. 1998. - V.10. - P.649-657

18. Burke, T.W., Kadonaga, J.T. Drosophila TFIID binds to a conserved downstream basal promoter element that is present in many TATA-box-deficient promoters // Genes Dev. 1996. - V.10. - P.711-724131

19. Burke, T.W., Kadonaga J.T. The downstream core promoter element, DPE, is conserved from Drosophila to humans and is recognized by TAFII60 of Drosophila // Genes Dev. 1997. V. 11. - P.3020-3031

20. Cassidy, B.G., Yang, Y.H., Rothblum, L.I. Additional RNA polymerase I initiation site within the nontranscribed spacer region of the rat rRNA gene // Mol. Cell. Biol. 1987. - V.7. - P.2388-2396

21. Chen, Z.J., Pikaard, C.S. Transcriptional analysis of nucleolar dominance in polyploid plants: Biased expression/silencing of progenitor rRNA genes is developmentally regulated in Brassica II Proc. Natl. Acad. Sci. 1997. - V.94. -P.3442-3447

22. Comai, L., Tanese, N., Tjian,R. The TATA-binding protein and associated factors are integral components of the RNA polymerase I transcription factor, SL1 // Cell. 1992. - V.68. - P.965-976

23. Cormack, B. P., Struhl, K. The TATA-binding protein is required for transcription by all three nuclear RNA polymerases in yeast cells // Cell. 1992. - V.69. - P.685-696

24. Dixit, A., Garg, L., Chao, W., Jakob, S.T. An enhancer element in the far upstream spacer region of rat ribosomal RNA gene // J. Biol. Chem. 1987. -V.262.-P.11616-11622

25. Doelling, J.H., Pikaard, C.S. Transient expression in Arabidopsis thaliana protoplasts derived from rapidly established cell suspension culture // Plant Cell Rep. 1993. - V.12. - P.241-244

26. Doelling, J.H.,. Pikaard, C.S. The minimal ribosomal RNA gene promoter of Arabidopsis thaliana includes a critical element at the transcription initiation site // Plant J. 1995. - V.8. - P.683-692

27. Doelling, J.H., Pikaard, C.S. Species-specificity of rRNA gene transcription in plants manifested as a switch in polymerase specificity // Nucleic Acids Res. -1996. V.24. - P.4725-4732

28. Doelling, J.H., Gaudino, R., Pikaard, C.S. Functional analysis of Arabidopsis thaliana rRNA gene and spacer promoters by transient expression // Proc. Natl. Acad. Sci. 1993. - Y.90. - P.7528-7532

29. Dover G.A., Molecular drive: a cohesive mode of species evolution // Nature. -1982.-V.299.-P.111-117

30. Dover, G.A., Flavell, R.B. Molecular co-evolution: rDNA divergence and themaintenance of function // Cell. 1984. - V.38. - P.622-623

31. Dvorak, J., Appels, R. Chromosome and nucleotide sequence differentiation ingenomes of polyploid Triticum species // Theor. Appl. Genet. 1982. - V.63. 1. P.349-360

32. Dvorak, J., Zhang, H.-B. Reconstruction of the phylogeny of the genus Triticum from variation in repeated nucleotide sequences // Theor. Appl. Genet. 1992b. -V.84.-P.419-429

33. Durica, D.S., Krider, H.M. Studies on the ribosomal RNA cistrons in interspecific Drosophila hybrids // Dev. Biol. 1977. - V.59. - P.62-74134

34. Echeverría, M., Delcasso-Tremousaygue, D., Delseny, M. A nuclear protein binding to dA/dT-rich sequences upstream from the radish DNA promoter // Plant J. 1992. - V.2. - P.211-219

35. Filipowicz, W., Kiss, T., Marshallsay, C., Waibel, F. U-snRNA genes, U-snRNAs and U-snRNPs of higher plants // Mol. Biol. Rep. 1990. - V.14. -P.125-129

36. Gerbi, S.A. Evolution of ribosomal DNA // In: Molecular evolutionary geneticsed. RJ. Mclntyre). Plenum Press, New York, NY, 1985. - P.419-517

37. Flavell R.B. The structure and control of expression of ribosomal RNA genes //

38. Oxford Surv. Plant Mol. Cell Biol. 1986. - V.3. - P.252-274

39. Flavell, R.B., O'Dell, M., Thomson, W.F. Regulation of cytosine methylation inribosomal DNA and nucleolus organizer expression in wheat // J. Mol. Biol. 1988. V.204. - P.523-534

40. Glass, C.K., Rosenfeld, M.G. A complex containing N-CoR, mSin3 and histone deacetilase mediates transcriptional repression // Nature. 1997. - V.387. - P.43-48

41. Ghosh, A.K., Kermekchiev, M., Jakob, S.T. Effects of repetitive and non-repetitive rat rDNA enhancer elements on in vivo transcription by RNA polymerases I and II // Gene. 1994. - V.141. - P.271-275135

42. Grimaldi, G., Fiorentini, P., Di Nocera, P. Spacer promoters are orientation-dependent activators of pre-rRNA transcription in Drosophila melanogaster // Mol. Cell. Biol. 1990. - V.10. - P.4667-4677

43. Grummt, I., Roth, E., Paule, M.R. rRNA transcription in vitro is species-specific //Nature. 1982. - V.296. - P.173-174

44. Haass, M., Griess, E., Goddemeier, M., Egly, J.-M., Feix, G. The TATA box binding protein 1 (TBP1) of maize displays promoter specific DNA binding affinities // Plant Sci. 1994. - V.100. - P.187-194

45. Houchins, K., O'Dell, M., Flavell, R.B., Gustafson, J.P. Cytosine methylation and nucleolar dominance in cereals hybrids // Mol. Gen. Genet. 1997. - V.255. -P.294-301

46. Hozak, P., Cook, P.R., Schofer, C., Mosgoller, W., Wachtler, F. Site of transcription of ribosomal RNA and intranucleolar structure in HeLa cells // J. Cell Sci. 1994. - V.107. - P.639-648

47. Hsiao, C., Chatterton, N.J., Asay, K.H., Jensen, K.B. Phylogenetic relationships of the monogenomic species of the wheat tribe, Triticeae (Poaceae), inferred from nuclear rDNA (internal transcribed spacer) sequences // Genome. 1995. -V.38.-P.211-223

48. Jackson, S.D., Flavell, R.B. Protein-binding to reiterated motifs within the wheat rRNA gene promoter and upstream repeats // Plant Mol. Biol. 1992. - V.20. -P.911-919137

49. Jacob, S.T. Regulation of ribosomal gene transcription // Biochem. J. 1995. -V.306. - P.617-626

50. Jones, P. L., Veenstra, G.J.C., Wade , P.A., Vermaak, D., Kass, S.U., Landsberger, N., Strouboulis, J., Wolffe, A.P. Methylated DNA and MeCP2 recruit histone deacetylase to repress transcription // Nature Genet. 1998. -V.19. - P.187-191

51. Jones, M.H., Learned, R.M., Tjian, R. Analysis of clustered point mutations in the human ribosomal RNA gene promoter by transient expression in vivo. II Proc. Natl. Acad. Sci. 1988. - V.85. - P.669-673

52. Jordan, E.G. Nucleolar nomenclature // J. Cell Sci. 1984. - V.67. - P.217-220 Katayama S., Hirano H.-Y., Tsukaya H., Naito S., Komeda Y. Analysis of intergenic spacer region in the nuclear rDNA of Pharbitis nil II Genome. 1992. -V.35. - P. 92-97.

53. Kato A., Nakajima T., Yamashita J., Yakura K., Tanifuji S. The structure of the large spacer region of the rDNA in Vicia faba and Pisum sativum 11 Plant Mol. Biol. 1990. - V.14. - P.983-993.

54. Keep, E. Amphiplasty in Ribes // Nature. 1960. - V.188. - P.339

55. Kelly R.J., Siegel A. The Cucurbita maxima ribosomal DNA intergenic spacerhas a complex structure // Gene. 1989. - V. 80. - P. 239-248.

56. Kermekchiev, M., Workman, J.L., Pikaard, C.S. Nucleosome binding by thepolymerase I transactivator upstream binding factor displaces linker histone HI.

57. Mol. Cell. Biol. 1997. - V.17. - P.5833-5842

58. Klein, C., Struhl, K. Increased recruitment of TATA-binding protein to the promoter by transcriptional activation domains in vivo II Science. 1994. -V.266. - P.280-282

59. Kohorn B. D., Rae P. M. M. A component of Drosophila RNA polymerase I lies within the rRNA transcripton unit // Nature. 1983. V. 304. P. 179-181. Kohorn, B.D., Rae, P.M.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. 1982. - V.79. - P. 1501 -1505138

60. Kominami, R., Urano, Y., Mishima, Y., Muramatsu, M. // Nucleic Acids Res. -1981. V.9. - P.3219-3233

61. Kovarik, A., Fajkus, J., Koukalov, B., Bezdek, M. Species-specific evolution of telomeric and rDNA repeats in the tobacco composite genome // Theor. Appl. Genet. 1996.- V.92. - P. 1108-1 111

62. Krens, F.A., Molendijk, L., Wullems, G.J., Schilperoort, R.A. In vitro transformation of plant protoplasts with Ti-plasmid DNA // Nature. 1982. -V.296. - P.72-74

63. Maldonado, E., Shiekhattar, R., Sheldon, M., Cho, H., Drapkin, R., Rickert, P.,1.es, E., Anderson, S.W., Linn, S., Reinberg, D. A human RNA polymerase IIcomplex associated with SRB and DNA-repair proteins // Nature. 1996. 1. V.381. P.86-89140

64. Martienssen, R.A., Richards, E.J. DNA methylation in eukaryotes // Curr. Opin. Genet. Dev. 1995. - V.5. - P.234-242

65. May, C.E. Selection for ribosomal-RNA gene numbers in commercial wheats // Proceedings of the 9 International Wheat Genetics Symposium, Saskatoon, Canada, 1998. V.l. - P.95-98.

66. Meincoth, J., Wahl, G. Hybridization of nucleic acids immobilized on solid supports // Anal. Biochem. 1984. - V.138. - P.267-284

67. Miller, K.G., Tower, J., Sollner-Webb, B. A complex control region of the mouse rRNA gene directs accurate initiation by RNA polymerase I // Mol. Cell. Biol. -1985.-V.5.-P.554-562141

68. Moss, T. Transcription of cloned Xenopus laevis ribosomal DNA microinjected into Xenopus oocytes, and the identification of an RNA polymerase I promoter // Cell. 1982. - V.30. - P.835-842

69. Moss, T. A transcriptional function for the repetitive ribosomal spacer in Xenopus leavis //Nature. 1983. - V.302. - P.223-230

70. Owen-Hughes, T., Workman, J.L. Experimental analysis of chromatin function in transcription control // Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr. 1994. - V.4. - P.403-441142

71. Pape, L.K., Windle,J.J., Sollner-Webb, B. Half helical turn spacing changes convert a frog into a mouse rRNA promoter: a distant upstream domain determines the helix face of the initiation site // Genes Dev. 1990. - V.4. - P.52-62

72. Paule, M.R. Polymerase I transcription, termination, and processing // Gene Expr.- 1993. -V.3. -P.l-9

73. Pennok, D.G., Reeder, R.H. In vitro methylation of Hpall sites in Xenopus laevis rDNA does not affect its transcription in oocytes // Nucleic Acids Res. 1984. -V.12. - P.2225-2232

74. Perry K. L., Palakaltis P. Transcription of tomato ribosomal DNA and the organisation of the intergenic spacer // Mol. Gen. Genet. 1990. - V. 221. -P.102-112.

75. Polanco C., Perez de la Vega M. The structure of the rDNA intergenic spacer of Avena sativa L.: comparative study // Plant Mol. Biol. 1994. - V.25. - P.751-756.

76. Pikaard, C.S., Chen, Z.J. Nucleolar dominance // In: Transcription of ribosomal RNA genes by eukaryotic RNA polymerase I (ed. Paule, M.R.). R.G. Landes, Austin, TX. 1998. - P.277-294

77. Pugh, B.F., Tjian, R. Transcription from a TATA-less promoter requires a multisubunit TFIID complex // Genes Dev. 1991. - V.5. - P. 1935-1945143

78. Rafalski, J.A., Wiewiorowski, M., Soil, D. Organization of ribosomal DNA in yellow lupine (.Lupineus lutens) and sequence of the 48S RNA gene // FEBS Lett. 1983. - V.152. - P.241-246

79. Reeder, R.H. Enhancers and ribosomal gene spacers // Cell. 1984. - V.38. -P.349-351

80. Reeder, R.H., Pennock, D., McStay, B., Roan, J., Tolentino, E., Walker, P. Linker scanner mutagenesis of the Xenopus laevis ribosomal gene promoter // Nucl. Acids Res. 1987. - V.15. - P.7429-7441

81. Reeder, R.H., Roan, J.G. The mechnism of nucleolar dominance in Xenopus hybrids // Cell. 1984. - V.38. - P.39-44

82. Sallares, R., Allaby, R.G., Brown, T.A. PCR-based identification of wheat genomes // Mol. Ecol. 1995. - V.4. - P.509-514

83. Sallares, R., Brown, T.A. PCR-based analysis of the intergenic spacers of the NOR loci on the A genomes of Triticum diploids and polyploids // Genome. -1999.-V.42.-P.116-128

84. Schiebel, K., Waldburg, G., Gerstner, J., Hemleben, V. Termination of transcription of ribosomal RNA genes of mung bean occurs within a 175 bp repetitive element of the spacer region // Mol. Gen. Genet. 1989. - V.218. -P.302-307

85. Schnapp, A., Rosenbauer, H., Grummt, I. Trans-acting factors involved in species-specificity and control of mouse ribosomal gene transcription // Mol. Cell. Biochem. 1991. - V.104. - P.137-147

86. Schmidt-Puchta, W., Gunter, I., Sanger, L.H. Nucleotide sequence of the intergenic spacer (IGS) of the tomato ribosomal DNA // Plant Mol. Biol. 1989. - V. 13.-P.251-253

87. Schmitz, M.L., Maier, U.G., Brown, J.W.S., Feix, G. Specific binding of nuclear proteins to the promoter region of a maize nuclear rRNA gene unit // J. Biol. Chem. 1989. - V.264. - P.1467-1472145

88. Sealey, P.G., Southern, E.M. Gel electrophoresis of DNA // In: Gel electrophoresis of nucleic acids. A practical approach. IRL press; Oxford, 1982. - P.39-76

89. Shaw, P.J., Highett, M.I., Beven, A.F., Jordan, E.G. The nucleolar architecture of polymerase I transcription and processing // EMBO J. 1995. - V.14. - P.2896-2906

90. Seither P, Iben S, Grummt I. Mammalian RNA polymerase I exists as a holoenzyme with associated basal transcription factors // J. Mol. Biol. 1998. -V.275. - P.43-53

91. Simovic N., Wolyn D., Jelenkovic G. Sequence analysis of 18S ribosomal RNA gene in Fragaria x Ananassa Duch. cultivated octoploid strawberry // Plant Mol. Biol. 1992. - V.18. - P.1217-1220

92. Tanese, N., Pugh, B.F., Tjian, R. Coactivators for proline-rich activator purified from the multisubunit human TFIID complex // Genes Dev. 1991. - V.5. -P.2212-2224

93. Struhl, K. Yeast transcriptional regulatory mechanisms // Annu. Rev. Genet. -1995.-V.29.-P.651-674.

94. Suzuki, A., Tanifuji, S., Komeda, Y., Kato, A. Structural and functional characterization of the intergenic spacer region of the rDNA in Daucus carota II Plant Cell. Physiol. 1996. - V.37. - P.233-238146

95. Takaiwa F., Kikushi S., Oono K. The complete nucleotide sequence of the intergenic spacer between 25S and 17S rDNAs in rice // Plant Mol. Biol. 1990. - V.15. - P.933-935.

96. Tautz, D., Trick, M., Dover, G.A. Cryptic simplicity in DNA is a major source of genetic variation //Nature. 1986. - V.322. - P.652-656

97. Thiellement, H., Seguin, M., Bahrman, N., Zivy, M. Homoeology and phylogeny of the A, S and D genomes of the Triticinae II J. Mol. Evol. 1989. - V.29. -P.89-94

98. Thomson, W.F., Flavell, R.B. DNase I sensitivity of ribosomal RNA genes in chromatin and nucleolar dominance in wheat // J. Mol. Biol. 1988. - V.204. -P.535-548

99. Toloczyki C., Feix G. Occurrence of 9 homologous repeat unit in the external spacer region of a nuclear maize rRNA gene unit // Nucleic Acids Res. 1986. -V.14. - P.4969-4985.

100. Ueki M., Uchizawa E., Yakura K. The nucleotide sequence of the rDNA intergenic spacer region in a wild species of the genus Vicia, V.angustifolia II Plant Mol. Biol. 1992. - V.18. - P.175-178147

101. Vance, V.B., Thompson, E.A., Bowman, L.H. Transfection of mouse ribosomal DNA into rat cells: faithful transcription and processing // Nucleic Acids Res. -1985. V.13. - P.7499-513

102. Vincentz,M., Flavell, R.B. Mapping of ribosomal RNA transcripts in wheat // Plant Cell. 1989. - V.l. - P.579-589

103. Voit, R., Schafer, K., Grummt, I. Mechnism of repression of RNA polymerase I transcription by the retinoblastoma protein // Mol. Cell. Biol. 1997. - V.l7. -P.4230-4237

104. Wilkinson, J.K., Sollner-Web, B. Transcription of Xenopus ribosomal RNA genes by RNA polymerase I in vitro U J. Biol. Chem. 1982. - V.257. - P. 1437514383

105. Wood, K.M., Bowman, L.H., Thompsom, A. Transcription of the mouse ribosomal spacer region // Mol. Cell. Biol. 1984. - V.4. - P.822-828

106. Yakura, K., Kato, A., Tanifuji, S. Structural organization of ribosomal DNA in four Trillium species and Paris verticillata II Plant Cell. Physiol. 1983. - V.24. -P.1231-1240

107. Yakura K., Nishikawa K. The nucleotide sequence of the rDNA spacer region between the 25S and 18S rRNA genes in a species of the genus Vicia, V.hirsuta II Plant Mol. Biol. 1992. V. 19. P. 537-539.

108. Yamashita, J., Nakajima, T., Tanifuji, S., Kato, A. Accurate transcription initiation of Vicia faba rDNA in a whole extract from embryonic axes // Plant J. -1993.- V.3.-P.187-190

109. Zentgraf, U., Hemleben, V. Complex formation of nuclear proteins with the RNA polymerase I promoter and repeated elements in the external transcribed spacer of Cucumis sativus ribosomal DNA // Nucleic Acids Res. 1992. - V.20. -P.3685-3691

110. Zentgraf U., Ganal M., Hemleben V. Length heterogeneity of the rRNA precursor in cucumber (Cucumis sativus) // Plant Mol. Biol. 1990. - V.15. -P.465-474.

111. Zomerdijk, J.S.B.M., Beckmann, H., Comai, L., Tjian, R. Assembly of transcriptionally active RNA polymerase I initiation factor SL1 from recombinant subunits // Science. 1994. - V.266. - P.2015-2018