Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Структурно-функциональная организация фотосинтетического аппарата прокариот и эукариот

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Бойченко, Владимир Алексеевич

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

СТРОЕНИЕ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИХ СИСТЕМ ПРОКАРИОТ И ЭУКАРИОТ.

Концепция фотосинтетической единицы.

Типы фотосинтетических реакционных центров.

Светособирающие антенные комплексы аноксифототрофов.

Светособирающие антенные комплексы оксифототрофов.

Фотосинтетические системы с родопсиновыми Н+-насосами.

ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЕ ОБРАЗОВАНИЕ Н2.

Практические аспекты проблемы биофотообразования Н2.

Распространение и активность фотопродуцентов Н2.

Строение и механизм катализирующих образование Н2 ферментов.

Метаболитические пути и условия образования Н2.

Квантовая и энергетическая эффективность фотообразования Н2.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Методологические аспекты работы.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Глава I. ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИЙ АППАРАТ АНОКСИФОТОТРОФОВ

L1. Световая модуляция дыхания клеток археона Halobacterium salinarum при работе Н -фотонасоса с бактериородопсином.

I.2. Функциональная организация фотосинтетических единиц пурпурных бактерий

Глава II. ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИЙ АППАРАТ ПРОКАРИОТНЫХ ОКСИФОТОТРОФОВ

II. 1. Особенности фотосинтетического обмена 02 в клетках цианобактерий и роль Mn-стабилизирующего белка 33 кДа.

11.2. Кооперативный характер сборки субъединиц ФСК в функциональный комплекс и доказательство прямого взаимодействия ФС1 с фикобилисомами.

11.3. Распределение фикобилисом между двумя фотосистемами в клетках циано-бактерии Spirulina platensis.

11.4. Организация фотосинтетического аппарата прокариота Acaryochloris marina с основным пигментом хлорофиллом d.

Глава III. ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИЙ АППАРАТ ЗЕЛЕНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ

III. 1. Эффективность сопряжения гидрогеназы с фотосинтетическим аппаратом: кинетика и энергетика фотообразования Н2.

111.2. Специфические показатели активности ФС1 и ФСП в клетках водорослей: опровержение альтернативных вариантов Z-схемы фотосинтеза

111.3. Дискретность размеров и модульный принцип построения фотосинтетических единиц зеленых водорослей.

111.4. Реорганизация единиц ФС1 зеленой водоросли Chlamydobotrys slellala при переходе от автотрофного к фотогетеротрофному питанию.

111.5. Роль световой адаптации и фотоингибирования в реорганизации единиц ФСП морских микроводорослей.

Глава IV. ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИЙ АППАРАТ ХЛОРОПЛАСТОВ ВЫСШИХ РАСТЕНИЙ

IV. 1. Взаимосвязь организации фотосинтетических единиц двух фотосистем и тилакоидных мембран хлоропластов.

IV.2. Структурно-функциональная гетерогенность ФСП в реакциях фотообразования 02 и N

IY.3. рН-зависимая световая модуляция выделения 02 в ФСП изолированных тила-коидов.

IV.4. Влияние экологических факторов на свойства фотосинтетических единиц в хлоропластах растений.

Глава V. БИОГЕНЕЗ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИХ ЕДИНИЦ ЗЕЛЕНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ И РАСТЕНИЙ

V.I. Ранние стадии биогенеза ФС1 в клетках желтого мутанта Chlorella.

V.2. Ранние стадии биогенеза ФСП в клетках желтого мутанта Chlorella.

V.3. Первичные ювенильные фотосинтетические единицы в хлоропластах растений и водорослей.

Глава VI. ТЕРМОДИНАМИКА ПЕРВИЧНЫХ РЕАКЦИЙ ФОТОСИНТЕЗА

VI. 1. Теоретические основы фотоакустических измерений термодинамических параметров переноса электронов в реакционных центрах.

VI.2. Фотоакустические исследования термодинамики первичных реакций ФС

VI.3. Фотоакустические исследования термодинамики первичных реакций ФСП

VI.4. Фотоакустические исследования термодинамики первичных реакций фотосинтеза в целых клетках цианобактерий.

ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структурно-функциональная организация фотосинтетического аппарата прокариот и эукариот"

Оксигенный фотосинтез возможно является самым значительным творением в эволюции жизни на Земле. Этот глобальный процесс обеспечивает непрерывно возобновляемую энергетическую основу феномена жизни на нашей планете, производя как питательные вещества, так и необходимый для их эффективной утилизации при дыхании кислород. Более того, продукты древнего фотосинтеза - горючие ископаемые - остаются основными энергетическими ресурсами современной цивилизации. Неизбежное истощение этих ресурсов в обозримом будущем, а также возможные негативные последствия связанного с их сжиганием парникового эффекта С02, порождают повышенный интерес к альтернативным технологиям производства энергии, включая и экологически чистое биологическое фотообразование Н2.

Первичное преобразование и запасание солнечной энергии в фогосинтезирую-щих клетках осуществляется внутримембранными пигмент-белковыми супрамоле-кулярными комплексами, которые образуют отдельные фотосинтетические единицы, включающие реакционный центр и светособирающую антенну. Структурно-функциональная организация фотосинтетических единиц фотосистем (ФС) I и II. а также их кооперативные взаимодействия определяют эффективность всего процесса фотосинтеза. Адаптация фотосинтетического аппарата к различным экологическим условиям была движущей силой его эволюции, результатом которой явилось существующее многообразие строения комплексов реакционных центров и периферических антенных комплексов в клетках прокариот и эукарнот. Именно фотосинтетические единицы были главным объектом естественного отбора в эволюции биосферы, а вспомогательная роль их клеточных "хозяев" заключалась в оптимизации несущих эти ключевые элементы мембранных структур. В итоге была достигнута глубоко интегрированная эффективная система утилизации солнечной энергии на клеточном уровне в специализированных органеллах хлоропластах, которая затем эволюционировала на уровнях листьев и фитоценозов.

Таким образом, изучение взаимосвязи структуры и функций фотосинтетических единиц и механизмов регуляции фотосинтеза представляют фундаментальную научную проблему, на решение многих важных аспектов которой была направлена данная работа. К началу наших исследований (1982 г.) были разработаны и в дальнейшем усовершенствованы препаративные биохимические методы выделения отдельных фотосинтетических мембранных фракций и очищенных пигмент-белковых комплексов. Тогда же начали успешно использоваться генетические подходы к изучению структуры и функций фотосинтеза. В последние годы вершиной и триумфом структурных исследований стали результаты рентгеновского анализа кристаллизованных комплексов реакционных центров бактерий (Deisenhofer et al.„ 1985), ФС1 (Jordan et al., 2001) и ФСП (Zouni et al„ 2001). Значение этих методов и полученных результатов трудно переоценить. Однако структурный подход в методологии исследований имеет свои естественные ограничения и не может быть эффективно использован в изучении динамики взаимодействий компонентов фотосинтетического аппарата в целой клетке. В этом случае первостепенное значение имеют функциональные методы анализа интегрированной системы. Функциональные методы дают возможность получить информацию непосредственно о структуре исследуемого объекта, точно также же, как структурные методы позволяют судить о его потенциальных функциях.

Функциональные исследования организации фотосинтетического аппарата в интактпых клетках фактически были введены в практику, начиная с измерений спектра действия фотосинтеза К.А. Тимирязевым. Позднее измерения фотосинтетического газообмена заложили фундамент современных представлений о механизме этого важнейшего биологического процесса в ходе знаменитой многолетней полемики О. Варбурга и Р. Эмерсона, финальным аккордом которой стала формулировка Z-схемы с участием двух пигментных фотосистем. Значительный вклад в эти исследования внесли и другие выдающиеся ученые, среди которых необходимо отметить Б. Кока, Г. Гаффрона, Дж. Майерса, П. Джолио.

В последнее время, особенно широкое распространение в функциональных исследованиях фотосинтеза у физиологов и биофизиков получил метод анализа индукции флуоресценции хлорофилла, в частности на портативных приборах с фа-зо-амплитудной модуляцией, которые используются как в лабораториях, так и в полевых условиях. Несмотря на такие очевидные достоинства, как высокая чувствительность и быстродействие, этот метод имеет ограничения по измерению характеристик в основном одной ФСП, и такие недостатки, как недостаточную специфичность, сложность интерпретации измеряемых параметров и полуколичественный характер данных. Для измерений характеристик ФС1 и фотосинтетических единиц бактерий в интактных клетках, очевидно, требуются уже совершенно иные методы. Кроме того, клетка фототрофов, в которой соседствуют внутримембран-ные системы фотосинтеза и дыхания (а у эукариотов даже их специализированные органеллы - хлоропласты и митохондрии), по существу являются миниатюрной моделью биосферы. Исследования взаимодействия двух этих биоэнергетических процессов представляет отдельную проблему со своими методами решения.

Главной целью работы была разработка и применение единого комплексного методологического подхода в качественном и количественном анализе структурно-функциональной организации всех известных типов фотосинтетических единиц в клетках прокариотных и эукариотных фототрофных организмов. Особое внимание уделялось строгой специфичности методов идентификации единиц ФС1 и ФСП, кооперативно осуществляющих парциальные реакции оксигенного фотосинтеза. В этой связи были поставлены следующие задачи исследований:

1. Выявить и изучить механизмы реакций, характеризующих специфическую функциональную активность разных типов фотосинтетических реакционных центров, а также разработать методы анализа пигментного состава их антенных комплексов непосредственно в целых клетках.

2. Исследовать качественный и количественный состав фотосинтетических единиц фототрофных организмов различных систематических групп, а также мутантов с нарушениями синтеза отдельных компонентов фотосинтетического аппарата.

3. Исследовать механизмы биогенеза комплексов фотосистем I и II, регуляции их взаимодействия и структурных адаптивных изменений под воздействием различных внешних и внутренних факторов.

4. Исследовать термодинамические параметры первичных реакций фотосистем I и II в целых клетках и изолированных комплексах реакционных центров.

Диссертация написана лично автором с использованием собственных экспериментальных результатов и их интерпретации. Экспериментальные данные, полученные соавторами, а также их существенный вклад в постановку отдельных задач исследований или интерпретацию совместно полученной информации специально оговариваются в тексте. Автор глубоко признателен своим старшим коллегам и соавторам профессорам Ф.Ф. Литвину, В.В. Климову, Ш. Деметеру, Г. Шмидту и Д. Мозеролу, в лабораториях которых проводились исследования и обсуждались общие планы и результаты работы (их организационный вклад обычно подразумевается без прямого упоминания в тексте за исключением особых случаев непосредственного участия в конкретном исследовании).

Отдельные разделы работы поддерживались РФФИ (проекты 97-04-48070 и 01-04-48387).

Принятые сокращения: БР - бактериородопсин, Бхл - бактериохлорофилл, Пхд - протохлорофиллид, РЦ - реакционный центр, TJ1 - термолюминесценция, ФБС -фикобилисома, ФИД - фотоингибирование дыхания, ФС I (II) - фотосистема I (II), ФСБ - фотосинтетическая единица, ФСД - фотостимуляция дыхания, Фф - феофи-тин, Хл - хлорофилл, LH(C) - светособирающий комплекс.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

СТРОЕНИЕ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИХ КОМПЛЕКСОВ ПРОКАРИОТ И

ЭУКАРИОТ

Концепция фотосинтетической единицы

В начале 20 века, благодаря работам К.А. Тимирязева по измерениям спектра действия фотосинтеза, была установлена ключевая роль хлорофилла как посредника в фотохимических реакциях биосинтеза органического вещества. В дальнейшем развитии представлений об организации фотосинтетического аппарата особую роль сыграла концепция фотосинтетической единицы (ФСЕ). Впервые она была теоретически сформулирована Гаффроном и Волем (Gaffron, Wohl, 1936) на основе результатов выдающихся экспериментов Эмерсона и Арнольда (Emerson, Arnold, 1932) по исследованию скорости фотосинтеза при импульсном освещении. Было установлено, что максимальный выход продукта фотосинтеза 02 достигается при освещении клеток зеленых водорослей короткими (<10 мкс) вспышками света насыщающей интенсивности с темновыми интервалами >20 мс, однако этот выход не превышает 1 молекулы 02 на -2500 молекулы хлорофилла. Расчеты показывали, что стационарный уровень образования 02 устанавливается задолго до того, как интенсивность постоянного света достигает величины, когда каждая молекула хлорофилла в клетках может поглотить фотон. Все эти данные свидетельствовали о том, что большинство молекул хлорофилла передают пог лощенную энергию на некий реакционный центр (РЦ), где осуществляется фотохимическая реакция.

Величина ФСЕ Эмерсона-Арнольда по соотношению Хл/02 долгое время служила одним из основных параметров в количественных оценках изменений пигментного аппарата фотосинтеза при адаптации или развитии. Однако, поскольку этот параметр не содержит информации о функциональном распределении хлорофилла между открытыми позднее двумя фотосистемами (ФС1 и ФС11) (Hill, Bendall, 1960), термин "размеры ФСЕ" в последние годы применяется к числу молекул пигментов, непосредственно доставляющих энергию для одной определенной фотохимической реакции (Mauzerall, Greenbaura, 1989). Необходимо четко отличать эту величину физических размеров ФСЕ от используемой иногда под таким же названием величины стехиометрического соотношения общего хлорофилла в образце к содержанию реакционных центров одной из двух фотосистем (Бухов и др., 1984, 1986). В этой связи, следует также полагать неправомерным принятое в отдельных публикациях (Zonneveld 1997) расширительное толкование понятия ФСБ как ансамбля комплексов двух фотосистем и электрон-транспортной цепи. Такая модель несовместима с данными о латеральной гетерогенности распределения комплексов двух фотосистем в тилакоидных мембранах и переменной стехиометрии двух типов РЦ у разных видов при адаптации и развитии (Andersson, Anderson, 1980; Anderson, Melis, 1983; Melis, 1991). Поэтому реальный физический смысл имеет только представление о ФСБ как ансамбле данного типа РЦ с сопряженной светособирающей антенной. Ранее теоретический анализ первичных фотофизических стадий процесса фотосинтеза показал (Фетисова и др., 1983; Фетисова, Фок, 1984), что для максимальной эффективности фотохимической реакции требуется высокоорганизованная гетерогенная структура антенных комплексов и их оптимальное взаимодействие с реакционными центрами. Постулированные в этих работах принципы оптимизации строения ФСБ впоследствии получили подтверждение в прямых исследованиях детальной структуры пигмент-белковых комплексов.

Типы фотосинтетических реакционных центров

Фототрофия - способность преобразовывать световую энергию в физиологически доступную химическую энергию - помимо растений характерна для многих групп бактерий (Woese et al., 1990), к эволюции которых относится происхождение всех известных типов фотосинтетических РЦ (Blankenship, 1992; Xiong et al., 2000; Baymann et al., 2001). Согласно классификации, основанной на данных молекулярной биологии белковых субъединиц (Schubert et al., 1998), два основных типа комплексов РЦ включают не менее 5 их разных видов. Эти два типа РЦ различают по конечному электронному акцептору в цепи переноса электронов данного комплекса. РЦ типа I (или Fe-S типа) гелиобактерий, зеленых серных бактерий и ФС1 окси-фототрофов содержат в качестве такого конечного акцептора электронов низкопотенциальные кластеры Fe4S4. РЦ типа II зеленых нитчатых бактерий и пурпурных бактерий, а также ФСП оксифототрофов содержат в качестве конечного акцептора электронов хинон. Кроме того, эти тины РЦ отличаются тем, что функции промежуточного акцептора электронов у всех комплексов типа I выполняет хлорофилл или его производные (Amesz, 1995; Feiler, Hauska, 1995; Neerken, Amesz, 2001; Hauska, 2001), а в комплексах типа II - (бактерио)феофитин.

Другим отличительным свойством разных фотосинтетических РЦ служит их взаимоотношение с ближайшей антенной системой. ФС1 и аналогичные фотосистемы гелиобактерий и зеленых серных бактерий представляют собой димеры белковых субъединиц (соответственно PsaA/'PsaB, (PshA)2 и (PscA)2), которые связывают не только участвующие в переносе электронов пигменты РЦ, но и -20-100 молекул пигментов ядровой (core) антенны. В отличие от предыдущего типа, гете-родимеры белковых субъединиц РЦ типа II зеленых нитчатых бактерий и пурпурных бактерий (L/M) и ФС11 (D1/D2) содержат только молекулы пигментов - участников фотопереноса электронов, а ядровая антенна есть только в комплексах ФСП, причем ее пигменты связываются с отдельными белковыми субъединицами СР43 и СР47 (табл. 1).

Конечно, существуют и значительные различия первичной и вторичной структуры белков, а также расстояний и ориентации отдельных кофакторов в пределах каждого типа и вида РЦ. Следует также отметить разнообразие химической природы и оптических свойств специальной пары пигментов первичного донора электронов разных РЦ. В настоящее время известно не менее 8 видов таких фотоактивных пигментов (табл. 1). Все известные 02-выделяющие фототрофы, к которым относятся прокариотные микроорганизмы цианобактерии, прохлорофиты и Acaryochloris marina, а также эукариотные водоросли и растения, содержат две функционально связанные фотосистемы I и II. Разные группы фотосинтетических бактерий содержат только один из комплексов РЦ, имеющих эволюционное родство или с ФС1 или ФСП. Общее подобие строения и функционирования двух типов РЦ свидетельствует об их родственных взаимоотношениях и происхождении от общего молекулярного предка (Blankenship, 1992; Baymann et al., 2001). Последние данные филогенетического анализа апобелков как будто указывают на большую древность РЦ типа I (Baymann et al., 2001). Однако, филогенетическое древо, основанное на анализе эволюции генов биосинтеза Mg-тетрапирролов (Xiong et al., 2000), свидетельствует о линейном происхождении всех групп фототрофов от предка близкого к пурпурным бактериям, которые имеют РЦ типа II. Наиболее загадочной остается эволюция непосредственных предшественников 0?-выделяющей ФСП (Blankenship, Hartman, 1998; Dismukes, 2001).

Таблица 1. Классификация известных типов фотосинтетических реакционных центров

Таксономическая группа Комплекс РЦ Первичный донор электронов Состав комплекса ядра Состав антенных комплексов

Реакционные центры типа I

Гелиобактерии (PshA)2 Р798 (Бхл g/Бхл g') (PshA)2 35 Бхл g+2 Хл а Нет

Зеленые серные бактерии (PscA)2 Р840 (Бхл а/Бхл а') (PshA)2 16 Бхл а+4 Хл а хлоросомы (<5000 Бхл a,c,d,e) + 2 FMO (42 Бхл а)

ФС1 оксифототрофов PsaA/PsaB Р700 (Хл а/Хл а') PsaA/PsaB >90Хл<?,6* фикобилисомы (250-1400 хромофоров) LHC а, Ъ, с, Саг (100-500 молекул)

ФС1 Acaryochloris marina PsaA/PsaB Р740 (Хл d/Хл d') PsaA/PsaB >90 Хл d фикобилины (<24 хромофоров)

Реакционные центры типа II

Зеленые нитчатые бактерии T/M Р870 (2 Бхл а) нет хлоросомы (-800 Бхл а, с, d,e) + LH808-866 (36 Бхл а)

Пурпурные бактерии L/M Р870 (2 Бхл а) нет LH1 (<32 Бхл a), LH2 (27 Бхл а)

Rhodopseudomonas viridis L/M Р980 (2 Бхл Ь) нет LH1 (>24 Бхл Ъ)

Acidiphilium rubritm L/M Р850 (2 Zn-Бхл а) нет LH1 (<32 Бхл а)

ФСП оксифототрофов D1/D2 Р680 (2 Хл а) СР43/СР47 >26 Хл a, d** фикобилисомы (250-1400 хромофоров) LHC а, Ъ, с, Саг (100-500 молекул) Prochlorophyta ** Acaryochloris marina

Еще большим разнообразием отличается строение светособирающих комплексов фотосинтетических организмов. Есть основания полагать, что их эволюция протекала относительно независимо от комплексов РЦ, а у оксифототрофов продолжалась и после эндосимбиотической инсталляции цианобактериального предка с уже консервативными ядрами двух фотосистем в эукариотные клетки (Toraitani et al., 1999; Green, 2001).

Светособирающие антенные комплексы аноксифототрофов

Наиболее просто устроена ФСЕ гелиобактерий, которая представляет собой единственный неразделимый комплекс РЦ и ядровой антенны - гомодимер (PshA)2, содержащий 35 Бхл g и 2 Chi а-670, в том числе специальную пару Р798 (Neerken, Amesz, 2001). У всех остальных групп фототрофов в состав ФСЕ входит один или несколько независимых светособирающих комплексов (в дальнейшем для краткого обозначения внутримембранных комплексов используется аббревиатура LH(C) - light harvesting (complex)). Эти антенные комплексы прежде всего можно разделить на внутримембранные (LH1, LH2, LHC Хл а, а/Ъ, а!с) и внемембранпые (хлоросомы, фикобилисомы).

К первой группе принадлежат белки, которые по своему строению (обычно это димеры или тримеры, реже мономеры полипептидов, прошивающих один или несколько раз билипидный слой мембраны) и типу взаимодействия с пигментами (нековалентная связь преимущественно с лигандированием через His цетрального атома Mg (бактерио)хлорофиллов) весьма близки белкам РЦ.

У пурпурных бактерий роль ближайшей антенны комплекса РЦ (L/M) выполняет окружающий его кольцом LH1 (В875), а периферической - подобные кольцевые комплексы LH2 (В800-850) (Cogdell et al., 1999) или LH3 (В800-820) (McLuskey et al., 2001). Использование биохимических и молекулярно-биологических методов в сочетании с направленным мутагенезом позволило установить, что комплексы LH1 и LH2 устроены по одинаковому модульному принципу (Zuber, Cogdell 1995; Hunter, 1995). Каждый комплекс представляет собой оли-гомер основной субъединицы, состоящей из пары небольших гидрофобных полипептидов (а и Р), связывающих 2-3 молекулы Бхл. Установлено, что LH2 и LH3 являются наномером (у некоторых видов октомер) а/р субъединицы, образующих два кольца из 27 (18+9) Бхл a (Cogdell et al., 1999). Исследования дифракции электронов на кристаллах LH1 Rhodospirillum rubrum показали, что этот комплекс 16-мер (Karrasch et al., 1995) и связывает 32 Бхл в одном кольце. Однако, некоторые данные указывают на возможность существования у LH2 мутанта Rhodobacter sphaeroides незамкнутых колец LH1 из 12 субъединиц и образование суперкомплексов из окруженных такими структурами двух РЦ в ассоциации с одним комплексом цитохромов bej (Westerhuis et al., 1998; Jungas et al., 1999). Другая модель предполагает замкнутые кольца LHl-РЦ, но также попарно связанные через цито-хром bei (Frese et al., 2000). Предполагается зависимость такой структуры LHl-РЦ от наличия белка PufX, инсталлированного в кольцо LH1 и обеспечивающего в нем проход для диффузионного переноса убихинона (Cogdell et al., 1999; Francia et al.,

1999). Однако, остается открытым вопрос об универсальности такой организации ФСЕ пурпурных бактерий, так как белок PufX пе обнаружен у Rhodospirillum rubrum и Rhodopseudomonas viridis. Кроме того, некоторые авторы оспаривают достоверность гипотезы о существовании суперкомплексов цитохромов ЬсгРЦ (Crofts,

2000).

Еигантские внемембранные светособирающие комплексы - хлоросомы - служат антенной для РЦ типа I зеленых серных бактерий и РЦ типа II зеленых нитчатых бактерий (Blankenship et al., 1995; Oelze, Golecki, 1995; Olson, 1998; Schmidt, Trissl, 1998). Морфологически они представляют собой расположенные на внутренней поверхности цитоплазматической мембраны эллипсоидные тельца с размерами 100-200x30-100x15-30 нм в зависимости от вида и условий выращивания (Golecki, Oelze, 1987; Martinez-Planells et al., 2002). Однослойная белково-липидная оболочка хлоросом окружает 10-30 продольно расположенных в 1-3 гексагонально упакованных слоях (Fetisova et al., 1996) цилиндрических субъединиц диаметром 5,2 нм у нитчатых зеленых бактерий и 10 нм у зеленых серных бактерий. Эти водорастворимые субъединицы состоят из самособирающихся пигментных агрегатов бактериохлорофиллов с, d или е и их смеси с максимумом поглощения 720-760 нм. В отличие от всех других светособирающих комплексов, эти пигментные агрегаты не содержат белков и, в зависимости от диаметра субъединиц, организованы в двухслойные или однослойные тубулярные макроциклы цепочек молекул Бхл (Prokhorenko et al., 2000; van Rossum et al., 2001). Строение агрегатов Бхл в цилиндрических субъединицах остается предметом дискуссий. Анализ спектроскопических данных по мнению одних авторов свидетельствует в пользу модели тесной упаковки пигментов (Prokhorenko et al., 2000; van Rossum et al., 2001), однако в работах другой группы обосновывается модель низкой плотности упаковки цилиндрических субъединиц, состоящих из блоков, которые включают по 6 цепочек из 4-8 молекул Бхл (Fetisova et al., 1996; Yakovlev et al., 2002a,b). В зависимости от принимаемой модели, отдельная хлоросома может включать от 3000 до 200000 молекул Бхл с, d или е (Yakovlev et al., 2002а,b; Schmidt, Trissl, 1998; Hauska et al., 2001). В содержащих смесь Бхл c+d хлоросомах каждый из пигментов образует отдельные цилиндрические субъединицы, причем таковые для Бхл d располагаются дис-тально по отношению к лежащему на цитоплазматической мембране основанию хлоросомы (Steensgaard et al., 2000).

Именно в этом основании в оболочке хлоросомы локализовано небольшое по отношению к основному светособирающему пигменту количество Бхл а с максимумом поглощения 795 нм (типичное соотношение Бхл с/Бхл а-795 составляет -25 : 1 у нитчатых зеленых бактерий и 300-500 : 1 у зеленых серных бактерий). Недавно установлено, что Бхл а связан с присутствующим в липидной оболочке хлоросомы 5.7 кД белком CsmA в молярном соотношении 1-3 : 1 (Sakuragi et al., 1999). Предполагается, что базальная минорная антенна Бхл а-795 обеспечивает перенос энергии возбуждения с хлоросомы на внутримембранные комплексы РЦ. У нитчатых серных бактерий промежуточными посредниками этого переноса энергии служат окружающие РЦ типа II внутримембранные комплексы В808-866, которые структурно близки LH1 и LH2 и вероятно представляют собой олигомер а(3-субъединиц, несущих 36-48 Бхл a (Schmidt, Trissl, 1998; Novoderezhkin, Fetisova, 1999). У зеленых серных бактерий основание хлоросомы с базальной антенной возвышается на внемебранных комплексах Бхл ^-содержащего белка FMO (по имени первооткрывателей Fenna-Mathews-Olson) с максимумом поглощения 808 нм. Два тримера субъединиц этого белка, связывающих каждая по 7 молекул Бхл а (т.е. всего 42 Бхл а), ассоциированы на цитоплазматической стороне мембраны с ядровым комплексом РЦ типа I, содержащим 16 молекул Бхл а и 4 Хл a (Hauska et al., 2001; Remigy et al., 2002). Каждая хлоросома служит коллективной светособи-рающей антенной десятков РЦ. У нитчатых зеленых бактерий по оценке их -20, и на ФСБ из 52 Бхл а (РЦ+В808-866) в среднем дополнительно приходится -800 Бхл с (Schmidt, Trissl, 1998). У серных зеленых бактерий хлоросома обслуживает > 40 РЦ, а на ФСБ из 58 Бхл а (ядро РЦ+6 FMO) в среднем может приходиться до -5000 Бхл с (Hauska et al., 2001). Следует, однако, о тметить, что столь большие размеры антенны у отдельной ФСБ никогда не были измерены экспериментально, а представляют собой расчетную величину по модели тесной упаковки Бхл с, которая принимается не всеми исследователями.

Светособирающие антенные комплексы оксифототрофов

Доминирующие в земной биосфере 02-выделяющие фототрофные организмы характеризуются большим генетическим разнообразием, образуя десятки таксономических классов в водных экосистемах, тогда как все наземные растения происходят из одного класса. Это разнообразие выражается и в строении фотосинтетического аппарата, главным образом светособирающих антенных комплексов ФСБ. Наиболее консервативная часть внутренней антенны каждой ФСБ - собственно ядровые комплексы ФС1 и ФСП. По данным рентгеноструктурного анализа этих комплексов из термофильной цианобактерии Synechococcus elongatus, каждый мономер тримера ФС1 несет 96 Хл а (85 Хл на PsaA/PsaB и 11 Хл на малых субъединицах PsaJ,K,E,M,X) (Jordan et al., 2001), а каждый мономер димера ФСП - 32 Хл а + 2 Фео а (6 Хл + 2 Фео на D1/D2, 14 Хл на СР47 и 12 Хл на СР43) (Zouni et al., 2001). Долгое время было общепринято мнение, что единственным светособираю-щим пигментом этих комплексов может служить только Хл a (Green, Durnford, 1996; Gannt, 1996). Однако, совсем недавно обнаружилось, что прокариотные на-нопланктонные микроорганизмы Prochloro-coccus (одни из основных фотопродуцентов биосферы) содержат в ядрах фотосистем вместо Хл а его дивинил-форму Хл а2 (Post, Bullerjahn, 1994; Partensky et al., 1999), а ФС1 к тому же до 20% Хл b2 (Garczarek et al., 1998). Еще большей сенсацией было открытие прокариотного симбионта асцидий Acaryochlorois marina, содержащего в качестве основного све-тособирающего пигмента ФС1 и ФСП Хл d (Miyashita et al., 1996, 1997; Hu et al., 1999). Кроме того, ген Хл я-оксидазы, ответственной за синтез Хл b у высших растений (Tanaka et al., 1998), был введен и экспрессирован методами генной инженерии в клетках цианобактерий Synechocystis 6803 (Satoh et al., 2001; Xu et al., 2001), в результате чего у них происходило замещение существенной части Хл а на Хл b в комплексах ФС1 и ФСП, причем у последних вероятно также происходило замещение Фео а на Фео Ъ в РЦ (Xu et al., 2001). В работе Satoh et al. (2001) даже утверждается, что в изолированных комплексах ядра ФС1 дикого типа зеленых водорослей Chlamydomonas reinhardtii в норме содержится ~4% Хл Ь, однако этот вывод требуют более тщательной проверки. Тем не менее, все эти данные ясно свидетельствует о неожиданно низкой видоспецифичности мест связывания Хл в комплексах ядер двух фотосистем. В составе внутренней антенны оксифототрофов обращает на себя внимание присутствие не менее 11 мест связывания Хл на нескольких малых внутримембранных субъединицах, тесно ассоциированных с димером PsaA/PsaB ФС1 прокариот и эукариот (Jordan et al., 2001; Fromme et al., 2001; Chitnis, 2001; Xu et al., 2001; Scheller et al., 2001). У эукариот есть еще две дополнительные субъединицы PsaH и PsaG, которые потенциально могут связывать Хл (Scheller et al., 2001). Функциональное значение светособирающей способности всех этих субъединиц остается загадочным. Возможно, некоторые из этих пигментов обеспечивают перенос энергии возбуждения между мономерами тримеров ФС1 (Karapetyan et al., 1999), так как, в частности, хорошо известна структурная роль белка psaL в образовании этих тримеров у прокариот. Аналогично, кластер субъединиц PsaH/L может быть специфическим местом связывания для LHCII (Lunde et al, 2000), a PsaJ/F, PsaG и PsaK - для различных субкомплексов LHCI (Scheller et al., 2001) в переносе энергии возбуждения с периферических светособирающих комплексов к мономерному ядру эукариотной ФС1.

Цианобактерии и красные водоросли в качестве светособирающей антенны используют расположенные на стромальной стороне тилакоидов гигантские вне-мембранные комплексы фикобилисом (ФБС) (Стадничук, 1991; Sidler, 1994; Bald et al., 1996). Основную часть ФБС составляют водорастворимые белки фикобилипро-теины: фикоэритрины, фикоцианины, фикоэритроцианины и аллофикоцианины. С этими белками в качестве хромофоров ковалентно связаны тетрапирролы с раскрытыми цепями - фикоцианобилин, фикоэритробилин и фикоуробилин. Каждый фи-кобилипротеин состоит из дисковидных субъединиц тримеров а- и Р-полипептидов (аР)з, образующих посредством различных связывающих полипептидов (линкеров - L) гексамеры (оф)6Ь из стопки двух тримеров одного типа и цилиндрические агрегаты нескольких тримеров или гексамеров, в том числе из нескольких типов попоследних. Собственно ФБС формируются этими палочковидными элементами, которые образуют в этом комплексе две субструктуры: 1) ядро из лежащих на мембране пучков 3 (реже 2 или 5) тесно упакованных цилиндров, состоящих из 4 три-меров аллофикоцианина; 2) радиально расходящиеся веером от ядра периферические цилиндры (обычно 6, но иногда 8 или 10), состоящие из 2-4 гексамеров одного фикоцианина или фикоцианина с дистальными по отношению к ядру дисками гексамеров фикоэритрина. Так как а(3-мономеры разных билинов содержат 2-6 хромофоров, то их общее число в ФБС цианобактерий варьирует в пределах 2501400, а в ФБС красных водорослей может достигать -2500 (Gantt, 1996). Морфологически различают несколько типов ФБС, из которых наиболее распространены полудискоидные (диаметр 50-80 нм) и полуэллипсоидные (50-60x30^0x20-40 нм), которые различаются главным образом тем, что у первых периферические "прутки'' независимо взаимодействуют с ядром, а у вторых организованы в виде тесных пучков. Перенос энергии возбуждения внутри периферических прутков происходит преимущественно по направлению к ядру вследствие упорядоченного пространственного распределения хромофоров по химической природе, а также избирательного модулирующего действия линкеров на их спектральные свойства. В аллофикоцианиновом ядре находятся два наиболее длинноволновых терминальных акцептора энергии, которые взаимодействуют с внутримембранными комплексами хлорофилла. Один из этих хромофоров аллофи-коцианин-В находится в большом линкерном полипептиде АрсЕ, выполняющим функции якоря ФБС при ее ассоциации с тилакоидами и фотосистемами.

Долгое время считалось, что ФБС являются если не исключительно, то преимущественно антенными комплексами ФСН (Melis, 1991). Однако последующие исследования ясно показали возможность эффективного прямого переноса энергии возбуждения с ФБС на ФС1 (Mullineaux, 1992, 1994; Boichenko et al., 1993; Еланская и др., 1994; Glazer et al., 1994; Ashby, Mullineaux, 1999; Rakhimberdieva et al., 2001; см. экспериментальную часть). Модель статистического взаимодействия ФБС с обеими фотосистемами поддерживается данными о быстрой латеральной диффузии этого супрамолекулярного комплекса вдоль поверхности тилакоидной мембраны (Mullineaux et al., 1997; Sarcina et al., 2001). Каждая отдельная ФБС способна взаимодействовать с димером ядра ФСП (Boichenko et al., 1993; Bald et al., 1996) (y красных водорослей возможно и с тетрамером ФСП: Ley, 1984) или с двумя мономерами или одним тримером ФС1 (Rakhimberdieva et al., 2001).

Другое неверное представление, что прокариотные оксифототрофы в отличие от эукариотных фототрофов не имеют внутримембранных периферических антенных комплексов, было опровергнуто открытиями в 80-х годах XX века прохлоро-фитов и исследованиями адаптивных изменений у цианобактерий в условиях дефицита железа. Обнаружено, что недостаток в среде ионов Fe индуцирует у цианобактерий экспрессию гена isiA, кодирующего синтез белка СР43' с высокой степенью гомологии белку СР43 ФСП (у них одинаковая структура трансмембранных спиральных цепей и количество остатков His, т.е. число связанных молекул Хл, а основное отличие только в значительном укорочении гидрофильной петли полипептида IsiA в люмене тилакоидов) (Burnap et al., 1993; Bibby et al, 2001b). В серии работ группы Б.А.Гуляева (Голицын и др., 1996; Тетенькин и др. 1997, 1998) были представлены данные, указывающие на эффективный перенос энергии возбуждения с комплексов IsiA как на ФСП, так и ФС1. Однако, прямые измерения функциональных размеров ФСП по кривых светового насыщения флуоресценции Хл на короткие вспышки света (Falk et al., 1995) не обнаруживали связи IsiA с ФСП. Вместе с тем, недавно электронная микроскопия показала у Fc-дефицитных цианобактерий наличие суперкомплексов из кольцевых агрегатов 18 СР43' вокруг тримеров ФС1 с увеличенными на 75% эффективными размерами антенны (Bibby et al., 2001 a,b; Boekema et al., 2001b).

Открытие светособирающих Хл a/b комплексов у видов неродственных таксонов Prochloron, Prochlorothrix и Prochlorococcus (Post, Bullerjahn, 1994; Partensky et al., 1999) вначале было воспринято как обнаружение недостающего промежуточного звена в эволюции фототрофии через эндосимбиоз подобного цианобактери-алыюго предка в эукариотную клетку. Однако вскоре выяснилось, что гены pcb, кодирующие эти белки, не имеют родства с суперсемейством генов Ihc, кодирующих антенные белки LHC эукариот, а относятся к семейству белков родственных СР43', СР43 и СР47 (Palenik, Haselkom, 1992; La Roche et al., 1996; Garczarek et al., 2000). Подобно супсркомплексам CP43 -ФС1 у Fe-дефицитных цианобактерий, недавно показано присутствие у Prochlorococcus SS120 аналогичных суперкомплексов РсЬ-ФС1 из кольца 18 Pcb (Хл а/Хл b ~ 1) вокруг тримеров ФС1 (Bibby et al., 2001с). Пока остается неясным, есть ли подобные структуры у Prochloron и Prochlorothrix, так как число генов pcb значительно отличается у разных видов и даже штаммов, особенно Prochlorococcus (La Roche et al., 1996; Garczarek et al., 2000). Интересно, что пигментный состав комплексов Pcb у разных видов прохло-рофитов также значительно различается как по химической природе, так и соотношению разных форм хлорофиллов (Post, Bullerjahn, 1994; Partensky et al., 1999). Если у Prochlorococcus комплексы Pcb содержат дивинил-формы Хл а2 и Хл Ь2, то у Prochloron и Prochlorothrix они содержат обычные Хл а и Хл Ъ. У разных видов Prochloron в составе антенны обнаружено значительное количество (3-15%) диви-нил-протохлорофиллида а, структурно близкого Хл с2 (Helfrich et al., 1999). Наконец, совсем недавно появилось сообщение (Chen et al., 2002), что уникальный Хл d-содср-жащий прокариот Acaryochloris marina содержит внутримембранный свето-собирающий Хл J/a-белковый комплекс с молекулярным весом 34 кД близким белкам Pcb. В целом все эти данные свидетельствуют о независимой эволюции путей биосинтеза апобелков и пигментов фотосинтетического аппарата (Green, 2001).

У наземных растений и зеленых водорослей периферическая антенна ФС1 и ФСГ1 образована по меньшей мере 10 разными Хл а/Ъ белками, которые кодируются семейством генов Ihc из генома ядра и вместе с ассоциированными каротинои-дами образуют семь отдельных пигмент-белковых комплексов (Jansson, 1994; Green, Durnford, 1996), обеспечивая значительную гетерогенность размеров ФСЕ в различных участках тилакоидных мембран (Jansson et al., 1997).

Комплекс LHCI состоит из четырех белков Lhcal-4, образующих субкомплексы LHCI-680A (Lhca3), LHCI-680B (Lhca2) и LHCI-730 (гетеродимер Lhcal/Lhca4). По данным электронной микроскопии (Boekema et al., 2001а), LHCI высших растений расположен только на дистальной стороне мономерного комплекса ФС1, там где у тримера прокариот располагаются комплексы IsiA и Pcb. На основе анализа данных по перекрестным химическим сшивкам соседних субъединиц предложена модель организации LHCI-ФО (Scheller et al., 2001), в которой два гетеродимера Lhcal/Lhca4 контактируют с ФСТ в районе интерфазы PsaA/B, там где расположены субъединицы PsaJ/F, а гомодимеры или гетеродимеры Lhca2 и Lhca3 ассоциированы по месту расположения PsaG и PsaK. Существующие данные о количестве молекул Хл (6-12) и соотношении Хл а/Ъ (1.5-3) в Lhcal-4 и LHCI довольно противоречивы (Jansson, 1994; Green, Durnford, 1996; Scheller et al., 2001) и могут отражать переменную стехиометрию пигмент/белок и низкую специфичность мест связывания. В этой связи следует отметить, что Хл ^-дефицитные мутанты растений (дефектные по гену Хл я-оксидазы) сохраняют нормальные количества антенных белков Lhcal-З, но не синтезируют Lhca4 (Bossmann et al., 1997, 1999). Опыты по реконструкции гетеродимеров Lhcal/Lhca4 (Schmid et al., 1997) свидетельствуют о необходимости связывания Хл Ъ в специфических местах этих субъединиц для их нормальной гетеродимеризации с типичной для данного комплекса длинноволновой флуоресценцией 730 нм при 77К. Если принимать в расчет максимально возможное число 12 молекул Хл в каждой субъсдинице Lhcal-4, то размеры антенны LHCI могут составлять до 96 Хл а+Ь.

Хл а/6-белки ФСП кодируются шестью генами Lhcbl-б и образуют более сложную иерархическую структуру ее ФСЕ (Jansson, 1994; Green, Durnford, 1996). Комплексы СР29 (Lhcb4), СР26 (Lhcb5) и CP24 (Lhcb6) составляют ближайшую периферическую антенну димеров ядровых комплексов ФСП (Boekema et al., 1999), причем СР29 тесно контактирует как с Dl-субъсдиницами РЦ, так и СР47, а СР26 связана с СР43. Также в эту ближайшую антенну входит тримерный комплекс LHCII, по-видимому, типа (Lhcbl)2/Lhcb3 (Jansson et al., 1997), который по номенклатуре Boekema et al. (1998, 1999) обозначается как S-LHCII, поскольку тесно (strongly) связан с субъединицами СР43, СР29 и СР26 мономера димерных комплексов ФСП. В составе этих суперкомплексов в специфических местах могут еще дополнительно находится умеренно (moderately) и слабо (loosely) связанные с ними тримеры M-LHCII и L-LHCII (Boekema et al., 1999), по-видимому, наиболее распространенного типа Lhcbl/Lhcb2 (Jansson et al., 1997). На основе анализа электронных проекций субмембранных частиц ФСП Boekema et al. (1999) предположили возможность существования также мегакомплексов тетрамеров (M-LHCII)4-(S-ЕНСП)4-(ядро ФСП)4. Впрочем, следует относиться с некоторой осторожностью к этим моделям, не исключающим артефакты, так как в литературе представлены и совершенно иные интерпретации организации ФСП in vivo по анализу изображений гранальных мембран, полученных методом криоэлектронной микроскопии (Stoylova et al., 2000; Ford et al., 2002). В целом, оценивая размеры периферической антенны комплексов ФСП, следует исходить из сгехиометрических соотношений по 1 мономерному комплексу СР29, СР26, СР24 и 1-4 тримеров LHC1I на мономер ядра ФСП. В настоящее время известна детальная рентгенографическая структура только кристаллов LHCII (Kuhlbrandt et al., 1994), в которой выявлено 12 мест связывания Хл (7 Хл а и 5 Хл b) на мономере. Однако, недавно методами мягкой экстракции выделены комплексы LHCII, содержащие 13-ю молекулу слабосвязанного Хл a (Caffarri et al., 2001). Остальные Хл а/й-комплексы вероятно связывают меньшее число молекул Хл - от 5 до 9 ((Jansson, 1994; Green, Durnford, 1996). Таким образом, 1-4 LHCII (39-156 Хл) + СР29/26/24 (-20 Хл) могут включать 60-180 Хл. Анализ Хл ^-дефицитных мутантов растений и зеленых водорослей показал абсолютную необходимость синтеза этого пигмента для стабильности всех шести белков Lhcb (Espineda et al., 1999), хотя и с разной степенью зависимости: Lhcb6>Lhcbl> Lhcb2, Lhcb3, Lhcb4>Lhcb5 (Bossmann et al., 1997, 1999). Предложена модель последовательной сборки LHC в оболочке хлоропластов (Hoober, Eggink, 2001), которая предполагает особую роль Хл b и оксидазы Хл о в правильной укладке и стабилизации полипептидной цепи.

В число Хл а/b-белков семейства LHC ФСП входит также СР22 (PsbS), точное положение которого остается неизвестным, однако, вероятно близкое к комплексу ядра ФСП. Недавно получены данные (Li et al., 2000), свидетельствующие о ключевой фотопротекторной роли этого белка в ДрН- и ксантофилл-зависимом тушении возбуждения (о механизме этой регуляции см. Horton et al., 1996; Niyogi, 1999). В отличие от близкородственных белков Lhcb 1-6, имеющих 3 трансмембранных а-спиральных участка (Kiihlbrandt et al., 1994), белок PsbS имеет 4 спирали, пронизывающих тилакоидную мембрану. Спиральные участки I и III PsbS и семейства Lhc взаимно подобны, а спиральные участки II и IV PsbS сходны со спиралью II белков Lhc. Это указывает на происхождение белков Lhc от предка подобного PsbS, который в свою очередь возник путем внутренней дубликации гена, кодирующего дву-спиральный белок (Green, Pichersky, 1994). Интересно, что у цианобактерий был обнаружен ген hliA односпирального белка HLIP, сходного спиралям I и III PsbS, синтез которого индуцируется стрессом, вызываемым высокими интенсивностями света (Miroshnichenko-Dolganov et al., 1995). Белок HLIP не связывает Хл, что поддерживает гипотезу о первичных фотопротекторных, а не светособирающих функциях предков семейства белков Lhc (включая и PsbS) в эволюции оксифототрофов (Green, Kuhlbrandt, 1995; Montane, Kloppstech, 2000). Аналогично, у зеленых растений и водорослей стресс на высокие интенсивности света, а также освещение этиолированных проростков индуцирует быстрый синтез белков ELIP (Adamska et al., 1999, 2001; Krol et al., 1995), имеющих 3 трансмембранных а-спирали с высокой степенью гомологии Хл а/Ъ белкам (Green, Pichersky, 1994; Montane, Kloppstech, 2000), но связывающих преимущественно каротиноиды (лютеин) и Хл а (в соотношении 2:1, по сравнению с 1:3—4 у белков Lhc).

Фотосинтетический аппарат красных водорослей несет черты промежуточного звена между цианобактериями и зелеными растениями, так как, с одной стороны, включает внемебранные светособирающие комплексы фикобилисом, а с другой стороны, содержит внутримембранный Хл а-белковый комплекс, который функционально связан с ФС1 и кодируется ядерными генами LhcaRl и LhcaR2 (Tan et al., 1997). Белки LHC a/a красных водорослей входят в одно семейство с белками LHC а/Ъ и LHC а/с, имеют 8 общих с ними консервативных мест связывания Хл а и включают также 4 специфичных для этих комплексов молекул зеаксантина, который однако не участвует в переносе энергии возбуждения (Grabowski et al., 2001).

Сборная таксономическая группа хромофитов включает различные классы водорослей со светособирающими комплексами фукоксантин-LHC а/с, для которых характерно высокое соотношение каротиноиды/Хл (-1:1) и широкие вариации соотношения Хл а/с (от 1 до 7) (Green, Durnford, 1996). Фукоксантин эффективно переносит энергию на Хл, а связанные с ФС1 и ФСП антенные белки Lhcf биохимически не различаются (De Martino et al., 2000). У прасинофитовой водоросли Mantoniella squamata основной светособирающий комплекс прасиноксантин-LHC a/b/с имеет соотношение хлорофиллов -9:6:1, и так же не специфичен по взаимодействию с ФС1 и ФСП (Goss et al., 2000).

С точки зрения разнообразия строения периферических светособирающих антенн, особое место занимают жгутиковые водоросли динофлагелляты, которые имеют как внутримембранные комплексы перидинин-LHC а/с, родственные другим LHC (Dumford et al., 1999), так и уникальный водорастворимый перидинин-Хл а-белок, не имеющий с ними близкого родства. Этот белок принадлежит к тем немногим антенным комплексам, для которых известна кристаллическая структура

Hofmann et al., 1996). Каждая субъединица тримера водорастворимого белка связывает по 8 молекул перидинина и 2 молекулы Хл а, между которыми происходит эффективный перенос энергии возбуждения (Damjanovic et al., 2000; Krueger et al., 2001). Таким образом, это единственный известный антенный комплекс, у которого основные светособирающие функции выполняют каротиноиды.

Опыты по связыванию in vitro пигментных экстрактов из различных видов водорослей с рекомбинантным апобелком LhcaRl красной водоросли Porphyridium cruentum (Grabowski et al., 2001) показали полную функциональную взаимозаменяемость хлорофиллов а, Ъ и с в восьми консервативных местах их лигандировапия на трех а-спиралях полипептидной цепи. Такую же взаимозаменямость на этом белке в пропорциях характерных для соответствующих нативных LHC проявляли каротиноиды зеаксаптин, лютеин, фукоксантин и перидинин, что указывает на присутствие в комплексе многих неспецифических мест связывания этих пигментов. Эти данные убедительно свидетельствуют о "молекулярном оппортунизме" в эволюции фотосинтетических светособирающих систем и об относительной независимости эволюции пигментов и белков (Green, 2001).

Фотосинтетические системы с родопсиновыми it-насосами

Выше были кратко рассмотрены общие принципы организации фотосинтетического аппарата, основанного на фотохимических реакциях с участием (бакте-рио)хло-рофиллов. Совершенно очевидно магистральное значение эволюции этого типа фотосинтеза в планетарной истории развития жизни и современного облика биосферы. Однако, в природе известны и альтернативные по молекулярному механизму способы фототрофии у ряда микроорганизмов. В экстремальных условиях живые клетки сохраняют свои функции путем создания и поддержания трансмембранных градиентов ионов. Перенос ионов через мембраны осуществляется активными насосами, использующими химическую или световую энергию. Простейшими такими насосами являются те, которые используют светозависимое вращение в ретинале и конформационные изменения в белке для изменения доступности транспортируемого иона между двумя сторонами мембраны. Около 30 лет назад у архебактерии Halobacterium salinarum (=Н. halobium) был открыт светозависимый протонный насос на основе бактериородопсина (БР) - виутримембранного белка, включающего ретиналь (Oesterhelt, Stoeckenius, 1973). У этого микроорганизма в цитоплазматическую мембрану инсталлированы участки пурпурных мембран, содержащие тримеры БР в упорядоченной двумерной гексагональной кристаллической форме (Henderson, 1977). В настоящее время уже известны данные рентгено-структурного анализа комплексов бактериородопсина из пурпурных мембран гало-бактерий (Kimura et al., 1997; Luecke et al., 1998), выявившие детали строения белковой молекулы и путь трансмембранного переноса протонов. Отдельный комплекс организован из 7 почти вертикальных транс- мембранных а-спиралей, образующих на цитоплазматической стороне более узкую пору для входа молекул воды, а на внеклеточной стороне более широкую пору для выхода протонов. В интерфазе этих двух участков расположен хромофор ретиналь, обратимые конформационные переходы которого при транс-цис фотоизомеризации сопровождаются переносом протонов по цепочке аминокислот. На свету БР-насос генерирует электрохимический градиент Н+, который затем преобразуется в химическую энергию другим внутренним белком цитоплазматической мембраны - АТФ-азой.

Кроме бактериородопсина в пурпурных мембранах галобактерий обнаружен другой ретиналь-содержащий белок галородопсин, который выполняет функции С1 -фотонасоса снаружи внутрь клетки (Schafer et al., 1999). Образуемый на свету градиент СГ также используется на синтез АТФ и другие энергетические затраты в метаболизме клеток археонов.

Совсем недавно был открыт аналогичный тип фототрофии у широко распространенной группы морских эубактерий, содержащих несколько типов адаптированных к различным фотическим зонам океана протеородопсинов, близкородственных бактериородопсину, и точно также выполняющих функции светозависи-мых протонных насосов (Beja et al., 2000, 2001).

ФОТООБРАЗОВАНИЕ Н2 КАК ФУНКЦИОНАЛЬНЫЙ ПОКАЗАТЕЛЬ СВОЙСТВ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОГО АППАРАТА

Фотосинтетическое образование Н2 служит примером биологической проблемы, направления исследований которой подчас находились под влиянием узко конъюнктурных соображений в ущерб глубине и широте используемых подходов, однако в конечном итоге способствовали прогрессу в смежных областях знаний и общему пониманию организации и функций фотосинтетического аппарата.

Практические аспекты проблемы биофотообразования Н2

Нефтяной кризис 70-х годов XX века и недавняя обеспокоенность научных и правительственных организаций в связи с возможными опасными последствиями парникового эффекта накапливаемого в атмосфере С02 вследствие продолжающегося использования ископаемого топлива вызывали повышенный интерес к альтернативным энергетическим ресурсам и технологиям, включая образование Н2 с помощью солнечной энергии (Benemann, 1996).

Биофотолитические системы для производства Н2 из воды привлекли к себе внимание как особо перспективные для будущих экологически чистых технологий (Weaver et al., 1980; Greenbaum, 1988b; Hall et al., 1995). Эта идея основывалась на открытии Гаффрона и Рубина (Gaffron, Rubin, 1942) способности у некоторых содержащих гидрогеназу зеленых водорослей к фотообразованию Н2 в отсутствии атмосферного кислорода. В свое время это фундаментальное открытие было важным свидетельством в пользу обобщающей схемы Ван Ниля, связывающей растительный фотосинтез с более простым бактериальным фотосинтезом:

С02 + 2Н2А -> {СН20} + 2А + Н20 (1) где Н2А является окисляемой молекулой (органической кислотой или водой) и А -продуктом окисления. Следует заметить, что исследования Гаффрона продемонстрировали, что у некоторых водорослей 2Н2 могут заменять 2Н2А.

Ключевое отличие растений от фотосинтетических бактерий состоит в том, что одновременное выделение 02 и фиксация С02 (или выделение Н2) с использованием воды в качестве субстрата представляет собой эндэргоническую реакцию с запасанием энергии, тогда как дегидрогенизация бактериями энергетически богатых органических субстратов таковой не является.

Механизм фотообразования Н2 водорослями некоторое время вызывал разногласия исследователей, но сейчас признаны два разных пути этого процесса. Один из них включает разложение воды и перенос электронов через ФСП и ФС1 с одновременным выделением 02 и Н2. Второй путь включает перенос электронов от продуктов ферментации и окислительного метаболизма углерода в ФС1 через пул пла-стохинона с одновременным выделением Н2 и С02. В некоторых отношениях второй способ фотообразования Н2 у водорослей аналогичен зависимому от нитроге-назы фотообразованию Н2 у фотосинтетических бактерий и цианобактерий, который в норме использует органические вещества как промежуточные доноры электронов фотохимическим РЦ. Однако у оксифототрофов независимо от способа фотообразования Н2 конечным источником электронов для биосинтеза запасаемых органических веществ служит вода.

Физиологическое значение выделения Н2 у фототрофов остается еще недостаточно понятным (Kessler, 1974; Boichenko, Hoffmann, 1994; Appel, Schulz, 1998), но этот процесс вероятно регуляторный феномен, связанный с выживанием организмов в экстремальных условиях. Так как это строго анаэробный процесс, то он был исключительно важным в отдаленном геологическом прошлом как механизм удаления избытка восстановителя в клетках. Однако метаболизм Н2 протекает и в современных условиях у ограниченной группы обитателей водных и почвенных экосистем, защищенных от земной атмосферы или у организмов, которые развивали клеточные стратегии по защите Н2-выделяющих ферментов от 02. Хотя как побочный продукт анаэробиоза Н2 составляет незначительную часть современной атмосферы (5-10~7), это вовсе не показатель малого значения этого метаболизма в глобальных биосферных циклах, возникших в результате эволюции жизни и окружающей среды. Это связано с тем, что выделенный Н2 немедленно поглощается метаногеиами, сульфат-редуцирующими бактериями и некоторыми аэробами. Тот же Н2, который попадает в атмосферу, быстро теряется во внеземное пространство из-за недостаточного земного тяготения для удержания этих молекул. Тем не менее, уникальная способность некоторых водорослей к фотообразованию Н2 может найти значительные биотехнологические применения в будущем. Недавно наметился некоторый прогресс в этом направлении с использованием интактных клеток (Reeves, Greenbaum, 1985; Melis et al., 2000; Ghirardi et al., 2000; Melis, Happe, 2001). Кроме того, появились также новые предложения по устройству фотобиоре-акторов для производства топлива и химических соединений с использованием биомимических систем, включающих биоэлектронику и биометаллокатализ (Lee, Greenbaum, 1995).

Распространение и активность фотопродуцентов Н2

Со времени открытия фотообразования Н2 у зеленой водоросли Scenedesmus obliquus (Gaffron, Rubin, 1942) и пурпурной бактерии Rhodospirillum rubrum (Gest, Kamen, 1949), способность к этой реакции была обнаружена у многих фототрофов

Kessler, 1974; Weaver et al., 1980; Кондратьева, Гоготов, 1981; Lambert, Smith, 1981; Vignais et al., 1985; Бойченко и др., 1989; Brand et al., 1989; Sasikala et al., 1993). За немногим исключением (Boichenko, Hoffmann, 1994), все эти виды относятся к аноксифотобактериям, цианобактериям или зеленым водорослям. Полный список известных фотопродуцентов Н2 включает сотни видов из более 50 родов прокариотов и 33 родов эукариотных водорослей.

Фотосинтетические бактерии. Многие пурпурные и некоторые зеленые бактерии (родственные грам-отрицательным эубактериям), а также гелиобактерии (родственные грам-положительным эубактериям) являются активными диазотро-фами, которые синтезируют нитрогеназу для фиксации N2 в условиях аноксии и азотного лимитирования роста (Madigan et al., 1984; Kimble, Madigan, 1992; Warthmann et al., 1992). Хотя эти бактерии и содержат гидрогеназы (Adams et al., 1981; Kovacs, Bagyinka, 1990; Wu, Mandrand, 1993; Vignais et al., 2001), но в норме они фотопродуцируют Н2 используя исключительно нитрогеназу (Sasikala et al., 1993), если доступны как АТФ так и низкопотенциальные электроны.

Пурпурные бактерии содержат РЦ типа II, которые неспособны к прямому фотохимическому восстановлению ферредоксина, но могут производить АТФ посредством циклического переноса электронов. Восстановление ферредоксина у них вероятно происходит за счет протон-движущей силы, сопряженной с обратным переносом электронов. Электроны от ферредоксина могут затем восстановить НАД+ и С02 или использоваться нитрогеназой. В отличие от пурпурных бактерий, фото-генерируемый потенциал реакционных центров типа I у зеленых серных бактерий и гелиобактерий достаточно низкий для прямого восстановления ферредоксина.

Максимальная скорость фотообразования Н 2 посредством нитрогеназы, зарегистрированная у пурпурных и зеленых бактерий в течение длительного времени порядка дней и недель, составляла 4-12 ммоль Н2 (г сухой массы) 1 ч 1 при использовании в качестве донора электронов органической кислоты или сульфида (табл. 2; Weaver et al., 1980; Vignais et al., 1985; Warthmann et al., 1992; Sasikala et al., 1993; Klemme, 1993). Величины этой скорости значительно больше варьировали у разных видов бактерий при пересчете на содержание пигментов (табл. 2) вследствие различий организации антенны ФСБ и ее светоадаптационных изменений. Хотя для активности нитрогеназы по величинам выделения Н2 и восстановления ацетилена до этилена (это специфический тест на фиксацию N2) теоретически должно соблюдаться соотношение 1:1, у многих видов видимое выделение Н2 ниже ожидаемого. Это обусловлено повторным использованием Н2 вследствие активности связанной с мембраной Н2-поглощающей гидрогеназы Hup (Kovacs, Bagyinka, 1990; Sasikala et al, 1993). Функция этой гидрогеназы состоит в улучшении эффективности фиксации азота путем предотвращения потерь клеточного восстановителя в форме Н2 как побочного продукта нормальной функции нитрогеназы. Таким образом, Н2-поглощающая гидрогеназа возвращает в цикл выделенный молекулярный Н2. У Hup мутантов пурпурных бактерий (Jahn et al., 1994; Kern et al., 1994) и цианобактерий (Mikheeva et al., 1995), утративших Н2-поглощающую гидрогеназу, эффективность и скорость фотообразования Н2 возрастают по сравнению с дикими штаммами.

Таблица 2. Максимальные скорости фотообразования Н2 фототрофными организмами за период времени от часов до дней.

Вид Донор электронов Скорость фотообразования ммоль Н2 (С2Н4) ммоль Н: (г сух. массы) ' ч ! (г [bJXji) 1 ч ' Ссылка

Пурпурные бактерии

Chromatium sp. PBS 1071 сукцинат 6 Vignais et al., 1985

Ее loih iorhodosp ira shaposlwikovii сульфид 0.4 Vignais et al., 1985

Thioeapsa roseopersicina пируват 0.9 Vignais et al., 1985

Rhudobacter capsulaius В10 лактат 11.6 Vignais et al., 19S5

Rb. capsulalus 12 лактат 4 (1.5) 800 Hillmer, Gest, 1977

Rb. sphaeroides 8703 лактат 11.7 Miyake, Kawamura, 1987

Rhodocyelus gelatinosus малаг (2.5) Madigan et al, 1984

Rhodumicrobium vanniellii мал а г (1.6) Madigan etal., 1984

Rhodopseudomunas palustris лакта: 2.7 (0.7) Vignais etal., 1985; Madigan elal., 1984

Rps. viridis лактат 0.2 (2.5) Vignais etal., 1985; Madigan et al., 1984

Rhodospirillum rubrum S1 лактат 5.5 (5.0) 2500 Klemme, 1993; Madigan el al., 1984

Зеленые серные бактерии

Chlorobium vihrio/orme ацетат 3.8 32 Warthmann ct al., 1992

Гелиобактерин

Heliobacillus mobilis пируват (4.4) Kimble, Madigan, 1992

Heliobaelerium ehlorum пируваг (2.9) Kimble, Madigan, 1992

Цианобактсрии

Anabaena variabilis ЛТСС29413 фруктоза 2 Reddyet al., 1996

A lastigoi ladus lamirwsus гликоген 1.0 (2.6) Miyamoto et al., 1979

Oseillaloria sp. B97 гликоген 0.4 (0.4) 260 Kumazawa, Mitsui, 1981

0. limnetic a сульфид 50 Bclkin, Padan, 1978

Synechoeoccus sp, BG0435 11 пируват 1.3 (1.5) 170 Kumazawa, Mitsui, 1994; Luo, Mitsui, 1994

Зеленые водоросли

С hlamydomonas reinhardlii вода Reeves, Grecnbaum, 1985

С. reinhardlii С137 вода 16 Melis ct al., 2000

С reinhardlii F60 ацетат 0.9 40 Gibbs et al., 1986

Chlamydomunas sp. MGA 161 темновое брожение крахмал 0.3* -6* Miyamoto etal., 1990 гидрогеназная активное! ь MB (вое.) 15* -300* Miyamoto et al., 1990

Chlorella vulgaris вода -0.7 20 Pow. Krasna. 1979

Seenedesmus obliquu.4 вода 30 Pow, Krasna, 1979 гидрогеназная активность MB (вое.) -17* -500* Urbig et al., 1993

Примечание. У некоторых содержащих нитрогеназу видов активность фермента выражена в единицах скорости фотовосстановления ацетилена в этилен (в круглых скобках). * темновое выделение Н2 целыми клетками с эндогенными донорами электронов или го-могенатами клеток в присутствии восстановленного метилвиологена.

Нитрогеназная система работает со скоростью всего лишь 5 оборотов в секунду (Thorneley, Lowe, 1983), и к тому же имеет относительно короткое время жизни фермента (40 ч) при насыщающих интенсивностях освещения (Kim et al., 1980). Чтобы компенсировать эти ограничения, азотфиксирующие пурпурные бактерии синтезируют большие количества этого фермента, которые составляют до 25% от растворимой фракции белков у дефицитных по азоту клеток (Vignais et al., 1985). В этих условиях накопление нитрогеназы вероятно стимулируется высокой скоростью циклического фотофосфорилирования, что обеспечивает и высокую способность к фотообразованию Н2 (Klemme, 1993).

Цианобактерии. По меньшей мере 2.5 миллиарда лет тому назад цианобакте-рии приобрели способность к окислению воды (Blankenship, 1992), используя ФСП в тандеме с ФС1 для восстановления ферредоксина. Побочный продукт этой ключевой реакции 02 был токсичным, но необходимым для эволюции высших форм жизни фактором. Следовательно, потребовались специальные адаптивные механизмы для фиксации N2 и метаболизма Н2 вследствие чувствительности нитрогеназ к кислороду (Hill, 1988).

Цианобактерии делятся на одноклеточные и нитчатые формы. Вторая из этих групп включает виды, имеющие гетероцисты - специализированные отдельные клетки (-10% от общего числа), которые способны к фиксации азота вследствие подавления активности ФСП (Lambert, Smith, 1981; Houchins, 1984). Энергию для фиксации N2 в толстостенных клетках гетероцист обеспечивают ФС1-зависимое циклическое фотофосфорилирование, а также усиленное дыхание с использованием углеводов, импортируемых из фиксирующих С02 вегетативных клеток, что к тому же помогает защитить нитрогеназу от инактивации 02. У негетероцистной нитчатой цианобактерии Trichodesmium sp. обнаружено (Janson et al., 1994), что —10%) клеток в центральных частях трихома также специфически адаптированы к фиксации N2. У этого вида и других негетероцистных нитчатых, а также одноклеточных цианобактерий выделение 02 и чувствительные к 02 реакции нитрогеназы разделены во времени клеточного цикла (Suda et al., 1992; Rojek et al., 1994; Sherman et al., 1998; Berman-Frank et al., 2001) посредством регуляторного механизма, включающего изменения редокс состояния вторичного акцептора электронов ФСП QB (Misra, Desai, 1993; Meunier et al., 1998).

Подобно пурпурным бактериям, фотообразование Н2 у большинства цианобактерий осуществляется с участием нитрогеназы (Weaver et al., 1980; Lambert, Smith, 1981; Houchins, 1984; Markov et al., 1995). При неоптимальных условиях типичная скорость этого процесса в продолжительных измерениях довольно низкая, не превышая 1% от нормальной скорости выделения 02. Однако некоторые штаммы цианобактерий могут фотопродуцировать до 2 ммоль Н2 (г сухой массы)1 ч 1 (табл. 2) из органических субстратов (Luo, Mitsui, 1994; Reddy et al., 1996) или клеточного гликогена, запасенного во время автотрофного фотосинтеза (Kumazawa, Mitsui, 1981, 1994; Suda et al., 1992). Тем не менее, у гетероцистных нитчатых цианобактерий с пространственным разделением выделения 02 и Н2 максимальная скорость фотообразования Н2 все равно не превышает 20% от "ожидаемой" величины, исходя из скорости переноса электронов при фиксации С02 у данного организма. Пересчет скорости образования Н2 у этих видов на содержание гетероцист все-таки повышает эту величину до -15 ммоль (г сухой массы)'1 ч-1 (Reddy et al., 1996). Пересчеты этой скорости на содержание хлорофилла, которые в некоторых сообщениях давали большие величины 170-260 ммоль Н2 (г Хл)-1 ч-1 (Kumazawa, Mitsui; 1985,1994) вводят в заблуждение, так как могут быть следствием низкого содержания пигмента в клетках специфически подготовленных культур.

В то время как цианобактерии способны образовывать Н2 нитрогеназой в присутствии 02, фотосинтетические бактерии и содержащие гидрогеназу водоросли не имеют развитых защитных систем и следовательно не способны производить Н2 в аэробных условиях.

Многие цианобактерии проявляют функции связанной с мембраной Н2-погло-щающей гидрогеназы и/или растворимой гидрогеназы с двунаправленной активностью в обмене TI2 (Adams et al„ 1981; Papen et al., 1986; Appel, Schulz, 1998). H2-поглощающие гидрогеназы были обнаружены у всех ^-фиксирующих нитчатых и одноклеточных видов, тогда как двунаправленные гидрогеназы найдены только у некоторых нитчатых видов (Tamagnini et al., 2000). У многих не имеющих нитроге-назу одноклеточных цианобактерий содержится двунаправленная по обмену Н2 гидрогеназа (Appel et al., 2000). Однако существует очень мало данных об участии гидрогеназ в начальном кратковременном фотоиндуцированном всплеске образования Н2 анаэробно адаптированными культурами цианобактерий (Бойченко и др.,

1989; Abdel-Basset et al., 1998) и Acaryochloris marina (Boichenko et al., 2001). Значительное и продолжительное по времени фотообразование Н2 при участии гидро-геназы продемонстрировано только у негетероцистной нитчатой цианобактерии Oscillatoria limnetica, которая была адаптирована к условиям анаэробной сульфид-зависимой фотоассимиляции С02 (Belkin, Padan, 1978). Активность Н2-поглощающей гидрогеназы проявляется и регулируется параллельно экспрессии ни грогеназы в отсутствии связанного азота (Appel, Schulz, 1998), чтобы сохранять восстановитель, теряемый в виде Н2 в побочной реакции нитрогеназы, как и в случае фотосинтетических бактерий. А так как нитрогеназная активность у цианобак-терий еще и ингибируется Н2 (Appel, Schulz, 1998), то его удаление поглощающей гидрогеназой в светозависимой реакции оказывает протекторное действие на фиксацию азота.

Водоросли. В первом специальном тестировании эукариотных водорослей у многих видов была обнаружена гидрогеназная активность (Kessler, 1974). Однако последующие систематические исследования (подробнее см. экспериментальную часть) способности к фотообразованию Н2 водорослей (Бойченко и др., 1989; Brand et al., 1989) не только расширили круг компетентных видов из более чем 30 родов, но и ясно показали исключительно большие вариации активности этой реакции между разными видами, среди разных штаммов одного вида и даже у одного и того же штамма в различных условиях роста и условиях адаптации. Оказалось, что фотообразование Н2 никогда достоверно не регистрировалось ни у макроводорослей (Ben-Amotz et al., 1975; Greenbaum, Ramus, 1983) ни таких одноклеточных водорослей, как Porphyridium, Euglena и Dunaliella (Бойченко и др., 1989; Brand et al., 1989), которые упоминались в списке содержащих гидрогеназу видов (Kessler, 1974). У некоторых видов красных макроводорослей, а также мхов наблюдалось только темповое выделение Н2 (Ben-Amotz et al., 1975), как и у отдельных видов зеленых водорослей (Brand et al., 1989). Таким образом, у эукариот по-видимому существует разнообразие путей метаболизма Н2 вследствие различных свойств индивидуальных гидрогеназ и молекулярных механизмов их проявления, о которых пока практически ничего не известно.

Следует также отметить наличие в литературе разрозненных сообщений о темновом и светоиндуцированном выделении Н2 проростками, листьями, клетками и даже изолированными пигментными комплексами высших растений, приписываемых к проявлениям активности некоей "эндогенной" гидрогеназы, однако в большинстве этих случаев представленные данные или их интерпретация по разным причинам выглядят весьма сомнительными (см. Boichenko, Hoffmann, 1994).

В отличие от цианобактерий с их развитыми защитными механизмами для функционирования жизненно важной нитрогеназной системы, гидрогеназа зеленых водорослей очень чувствительна к инактивации кислородом вследствие не значительной роли этого фермента для аэробного метаболизма. Следовательно, эффективное донирование электронов из ФСП при разложении воды на фотообразование Н2 в ФС1 критически зависит от удаления выделяемого 02 (Pow, Krasna, 1979). В присутствии удаляющего 02 дитионита максимальная долговременная (1-2 ч) скорость фотообразования Н2 устанавливается в пределах 0.7-1 ммоль (г сухой массы) 1 ч 1 или 20-30 ммоль (г Хл) 1 ч ' у Chlorella и Scenedesmus (табл. 2). При непрерывном протоке удаляющего выделяемые газы инертного газа-носителя сохраняющаяся до 160 ч скорость фотообразования Н2 у Chlamydomonas уже не превышает 2-3 ммоль (г Хл)-1 ч"1 (Greenbaum, 1984; Reeves, Greenbaum, 1985). Таким образом, скорости постоянно поддерживаемого реакциями ФСП фотообразования Н2 составляют не более 1-20% от максимальной скорости фиксации С02 при нормальном аэробном фотосинтезе. Эти скорости сравнимы с ФС1-зависимым образованием Н2 при дегидрогенизации (фотоассимиляции) ацетата (Gibbs et al., 1986) и темновом образовании Н2 при гликолитическом распаде запасенного крахмала у некоторых штаммов водорослей (Miura et al., 1986; Brand et al., 1989; Miyamoto et al., 1990). В отличие от невысоких величин стационарной скорости выделения Н2 in vivo, кратковременные (в течение минут) измерения гидрогеназной активности in vitro в неочищенных клеточных экстрактах с использованием в качестве донора восстановленного метилвиологена показывали потенциальные максимальные скорости 10-17 ммоль Н2 (г сухой массы)"' чч или около 300-500 ммоль (г Хл) 1 ч"1 (Miyamoto et al., 1990; Urbig et al., 1993).

В действительности, при оптимальных условиях максимальная начальная скорость фотообразования Н2 у наиболее активных продуцентов среди зеленых водорослей достигает 100-300 ммоль (гХл)~] ч"1. Это сопоставимо с гидрогеназной активностью in vitro и максимальной скоростью С02-зависимого выделения 02

Бойченко и др., 1989; см. экспериментальную часть). Однако такие высокие скорости регистрируются только в первые секунды (Бойченко и др., 1989) или минуты освещения (Brand et al., 1989), а затем быстро снижаются (с мультифазной кинетикой на шкале от секунд до часов) до низкого стационарного уровня как в табл. 2. Стационарные уровни образования Н2 определяются несколькими взаимосвязанными факторами, включая равновесие между скоростями инактивации гидрогеназы и ее ресинтеза, мощности потока электронов от органических доноров из реакций гликолиза, конкуренции альтернативных реакций окисления ферредоксина другими эндогенными акцепторами электронов, циклического переноса электронов вокруг ФС1. Перенос электронов от органических субстратов контролирует редокс-состояние пула пластохинона и всей электрон-транспортной цепи между ФСП и ФС1, а следовательно, модулирует и активность окисления воды по механизму обратной связи (Diner, Mauzerall, 1973; Литвин и др., 1982). Используя известные данные о свойствах очищенных гидрогеназ водорослей (Нарре, Naber, 1993; Schnackenberg et al., 1993), можно подсчитать, что содержание этого фермента в клетках анаэробно адаптированых культур составляет <1% от фракции растворимых белков. Это приблизительно соответствует соотношению 1 молекула гидрогеназы на >10000 Хл или >10 единиц ФС1. Следовательно, возрастание количества гидрогеназы и/или скорости ее синтеза в клетках вполне может привести к увеличению долговременных скоростей фотообразования Н2.

Строение и механизм катализирующих образование Н2 ферментов

Как отмечалось выше, фотообразование Н2 фототрофными организмами катализируется двумя разными типами ферментов - нитрогеназами и гидрогеназами. Хотя эти ферментные системы имеют некоторые сходства (Kim, Rees, 1992, 1994) и вероятно происходят от общего молекулярного предка FeS белков, их основные свойства и функции совершенно различаются.

Нитрогеназы. Биологическая фиксация азота катализируется ферментной системой нитрогеназы. В физиологических условиях она может осуществлять три разные реакции:

N2 + 8ФдН0С 2NH3 + 8Фд0К + Н2 2ФДвос 2Фд0К + Н2

2) (3)

АТФ + Н20 -> АДФ + Фн (4)

Следует обратить внимание, что в этих реакциях участвует тип ферредоксина (Фд), способного к переносу только одного электрона. Согласно термодинамике этих реакций (Alberty, 1994), третья из них необходима для того, чтобы протекали две первые, но не сопряжена с ними стехиометрически. Однако общепринято считать (Burris, 1991; Smith, Eady, 1992; Kim, Rees, 1994; Howard, Rees, 1994), что на перенос каждой пары электронов гидролизуются 2 молекулы АТФ. В норме образуется 1 молекула Н2 на фиксированную молекулу N2, но сообщались и более высокие соотношения (Eady, 1996). Необратимое выделение Н2 является неотъемлемым свойством механизма функционирования нитрогеназы, и формально этот фермент можно классифицировать как особую АТФ-зависимую гидрогеназу.

Ферментная система нитрогеназы представляет собой динамический супе-комплекс двух белков - гомодимерного Fe-бслка (редуктазы денитрогеназы, продукта гена niJH) 60 кД и а2/32-тетрамерного MoFe-белка (денитрогеназы, продукта генов ni/D/ni/K) -240 кД (рис. 1А). Кристаллическая структура этих белков (Georgiadis et al., 1992; Kim, Rees, 1992, 1994; Howard, Rees, 1994) объясняет их функциональное устройство. Fe-бслок содержит кластер [4Fe-4S] в промежутке между двумя субъединицами вблизи поверхности глобулярного димера, а также в 20 А от этого кластера два нуклеотид-связывающих места для 1У^АТФ/]У^АДФ, находящихся в этом промежутке. Такое устройство предполагает некий механизм аллостерического сопряжения между этими функциональными местами связывания. Каждая из двух гетеромерных единиц MoFe-белка содержит: (1) связывающий субстрат FeMo-кофактор (погружен в а-субъединицу на -10 А ниже поверхности белка), формируемый из кластеров [Mo-3Fe-3S] и [4Fe-3S] соединенных тремя сульфидами и (2) пару Р-кластеров из двух связанных дисульфидными мостиками кластеров [4Fe^4S] (рис.1 А) локализованных в промежутке между а- и fi-субъединицами. Тетрамерный МоБе-белок главным образом упаковывается взаимодействиями /З-субъединиц и дополнительно стабилизируется местом связывания кальция.

Медленный каталитический оборот нитрогеназы включает последовательность переносов пар электронов, каждый из которых включает одну и ту же лимитирующую общую скорость стадию то тех пор, пока не произойдет конечная согласованная реакция фиксации N2. В соответствии с моделью стыковки (Kim, Rees, 1992, 1994; Howard, Rees, 1994), общая кинетика катализируемых нитрогеназой реакций критически зависит от образования комплекса между Fe-белком и MoFe-белком, а лимитирующей скорость стадией является диссоциация этого комплекса (Thorneley, Lowe, 1983). Предполагается, что только восстановленный ферредокси-ном комплекс Ре-белок/[АТР]2 имеет подходящую конфигурацию, чтобы образовать суперкомплекс с MoFe-белком в функциональной ориентации почти прямого пути электронов, в котором расстояния от кластера [4Fe^lS] Fe-белка до пары Р-кластеров и от этой пары до FeMo-кофактора составляют соответственно 18 А и 14 А. Дальнейший однонаправленный перенос электронов к FeMo-кофактору может приводиться в действие: (1) конформационными изменениями обоих партнеров суперкомплекса вследствие гидролиза АТФ внутри Fe-белка, в результате чего возникает более близкий контакт между кластером [4Fe-4S] и парой Р-кластеров при <15 А; и (2) зависимым от вращений комплекса изменением окружения пары Р-кластеров.

Альтернативные нитрогеназы, у которых молибден заменен ванадием или железом, имеют очень сходные с обычной формой фермента аминокислотные последовательности. Однако в отличие от MoFc-белка, FeV-белок (продукт гена v«/DKG) и Fe-белок (продукт гена аи/DKG) - гексамеры, содержащие две небольшие дополнительные субъединицы, которые стабилизируют их четвертичные структуры. Интересно, что эти альтернативные нитрогеназы имеют пониженную активность в фиксации N2 и повышенную способность к образованию Н2 по сравнению с Мо-нитрогеназой (Davis et al., 1996).

Гидрогеназы. Эти ферменты осуществляет обратимую реакцию:

2Н+ + 2е Н2 (5)

Они образуют широко распространенную группу разных классов железо-серных белков (Adams et al., 1981; Adams, 1990; Przybyla et al., 1992; Wu, Mandrand, 1993; Albracht, 1994; Vignais et al., 2001). На основе типа ионов металла их активных центров гидрогеназы обычно делят на Fe-гидрогеназы (Adams, 1990) и №Ре(8е)-гидрогеназы (Albracht, 1994). Недавно у метаногенов-архей обнаружена также особая гидрогеназа без каких-либо ионов металлов (Zirngibl et al., 1992; Thauer et al., 1996). Кроме того, эти ферменты классифицируют по их физиологическим переносчикам электронов (ферредоксины, цитохромы, НАД и др.) и функциям (Н2-поглощающие, двунаправленные). По мере накопления данных молекуВ

7 • ' V 4', I

1 ф Й 3

2 Ч . 1 г \

Рис. 1. Структурные модели нитрогеназы и гидрогеназ, основанные на кристаллографических данных. А - суперкомплекс димерного Fe-белка и тетрамерного MoFe-белка нитрогеназы Azotobacter vinelandii (адаптировано из Kim, Rees, 1992): 1, нуклеотид-связывающее место; 2, [4Fe-4S]-iuiacTep; 3, пара Р-кластеров; 4, FeMo-кофактор. Б - гетеродимерная NiFe-гидрогеназа Desulfovibrio gigas (адаптировано из Volbeda et al., 1995): 1, дистальный [4Fe-4S]-miacTep; 2, [3Fe-4S]- кластер; 3, проксимальный [4Fe^lS]-iuiacTep; 4, NiFe-кластер активного центра. В -мономерная Fe-гидрогеназа Clostridium pasteurianum (адаптировано из Peters et al., 1998): 1, [2Fe-2S]-miacTep; 2, [4Fe-4S]c-MacTep; 3, [4Fe-4S]B-imacTep; 4, [4Fe-^S]A-кластер; 5, Н-кластер активного центра. Г - мономерная Ре-гидрогеназа зеленых водорослей (адаптировано из реконструкции Florin et al., 2001). Изображения пропорциональны размерам молекул белков и их кофакторов. Ширина панелей ЮОА. лярно-биологического анализа широкого круга разных видов микроорганизмов появляются все более детальные сводки по сравнению структуры белков гидрогеназ и их филогении (Wu, Mandrand, 1993; Vignais et al., 2001), в том числе особо интересного с точки зрения происхождения и эволюции эукариотных клеток семейства Fe-гидрогеназ (Horner et al., 2002). В последние годы получены данные рентгеност-руктурного анализа основных типов прокариотных гидрогеназ как NiFe-типа (Volbeda et al., 1995; Higuchi et al., 1997), так и Fe-типа (Peters et al., 1998; Nicolet et al., 1999), что позволяет описать строение белков и каталитических центров ферментов.

У фотосинтетических бактерий связанная с мембраной Н2-поглощающая гид-рогеназа физиологически функционирует как средство энергосбережения (отдельно или вместе с нитрогеназой) (Kovacs, Bagyinka, 1990) и относится к NiFe-нитрогеназам (Wu, Mandrand, 1993). Этот гетеродимерный белок состоит из субъединиц 30 кД (продукт гена hupS) и 66 кД (продукт гена hupL) (Vignais, Toussaint, 1994). Бактериальные ферменты имеют два различных типа металлокластеров -взаимодействующий с Н2 Н-кластер и по меньшей мере два переносящих электроны F-кластера, содержащих [4Fe-4S] (Adams, 1990). Кристаллическая структура Н2-поглощающей гидрогеназы II класса из нефотосинтезирующей бактерии Desulfovibrio gigas (рис. 1Б; Volbeda et al., 1995) показывает, что кластер [NiFe-4S] (активный центр) погружен в большую субъединицу вблизи поверхности раздела в глобулярном гетеродимере. Другие два кластера [4Fe-4S] (дистальные по отношению к иону Ni) и промежуточный кластер [3Fe-4S] распределены вдоль почти прямой линии в малой субъединице от ее поверхности до разделительной границы вблизи активного центра Ni. Наблюдаемое устройство этой гидрогеназы также указывает возможный путь транспорта протонов к активному центру через несколько гистидиновых остатков, которые консервативны у всех NiFe(Se)-nmporeHa3. FeS-центры, составляющие пути электронов к активному центру и из него, проявляют разную геометрию у двух Fe-гидрогеназ с известной кристаллической структурой, и из них только Н2-поглощающая гидрогеназа D. desulfuricans сходна с геометрией аналогичного NiFe-фермента D. gigas. В случае двунаправленной гидрогеназы С. pasteurianum три дистальных по отношению к активному центру FeS-центра разветлены (рис. IB; Peters et al., 1998). В связи с этим можно предполагать, что доноры электронов активному центру и акцепторы электронов от него используют различные внутримолекулярные пути в этом ферменте.

Хотя все идентифицированные к настоящему времени NiFe- и Fe-гидрогеназы бактерий различаются по структуре и функциональным свойствам, данные ИК-спектроскопии (der Spek et al., 1996) показывают, что их активные центры, которые необходимы для активации Н2, проявляют сходное строение. В частности группы ИК-полос при 2100-1800 см 1 могут относиться к трем малым небелковым лиган-дам, которые координируют Fe в NiFe активном центре (Volbeda et al., 1995). Активные центры двух Fe-гидрогеназ с известной кристаллической структурой (Peters et al., 1998; Nicolet et al., 1999) взаимно подобны в том, что они содержат субкластер [2Fe], связанный через одиночный цисгеинил S с проксимальным субкластером [4Fe-4S], Однако в отличие от кластера активного центра NiFe у D. gigas с четырьмя аминокислотными лигандами, субкластеры [2Fe] Fe-гидрогеназ связаны с белком только цистеиновым лигандом и не удерживаются жестко. Один из двух атомов железа в субкластере [2Fe] имеет вакантное координационное место и вероятно является первичным каталитическим центром белка (Nicolet et al., 1999). Рент-геноструктурные исследования (Nicolet et al., 1999) также указывают на следующие общие черты активных центров NiFe- и Fe-гидрогеназ: (1) координация двухатомных лигандов к иону Fe (вероятно СО и CN , Нарре et al., 1997, однако SO может замещать один из двух лигандов CN~ у некоторых видов NiFe-центров, Higuchi et al., 1997), вероятно помогающая стабилизировать низкопотенциальное состояние; (2) вакантное координационное место на одном из металлических ионов, представляющее возможное место связывания субстрата; (3) двуядерный центр связанный тиолатным мостиком; (4) проводящие протоны каналы и тропы переноса электронов. Оба типа гидрогеназ имеют полости, которые связывают поверхность белка с активным центром и могут служить путями диффузии молекулярного Недостоверно установлено, что вне зависимости от типа гидрогеназы активация Н2 каждым металл (М)-содержащим ферментом (Adams et al., 1981; Adams, 1990; Albracht, 1994) включает гетеролитическое разложение молекулы Н2 с образованием гидрида и протона: МН2М <-> MFTM + Н\ Как предполагается, этот механизм требует присутствия в ферменте соответствующего места со свойствами основания, вероятно гистидина (Volbeda et al., 1995), для стабилизации выделяемого протона. Согласно предполагаемой схеме реакций, у координирующего гидрид металла не изменяется окислительное состояние, а обмен с растворителем в двух местах активного центра независимый. Предполагаемый механизм образования Н2 гидро-геназой С. pasteuria-num (Peters et al., 1998) включает отсоединение молекулы воды, служащей конечным лигандом субкластера [2Fe], при восстановлении, и последующее образование интермедиата Fe-гидрид. Cys-299 вероятно действует как донор протона для выделения Н2. Известный ингибитор гидрогеназной функции монооксид углерода связывается с кластером [2Fe], координационно насыщая атомы железа, и таким образом прямо ингибирует активный центр (Lemon, Peters, 2000).

Для цианобактерий еще нет детальных данных о строении связанных с мембранами Н2-поглощающих гидрогеназ, но эти ферменты вероятно относятся к NiFe-типу. Удивительно, что аминокислотные последовательности двунаправленных гидрогеназ цианобактерий (Schmitz et al., 1995) показывают гомологию с НАД(Ф)-зависимыми бактериальными NiFe-гидрогеназами из класса IV. Вместе с двумя структурными субъединицами (hoxН и hoxY) они содержат две дополнительные субъединицы диафоразы (hoxU и hoxY), которые могут связывать флавин и кластеры [2Fe-2S] (Serebryakova et al., 1996). Если другие двунаправленные гидрогеназы цианобактерий также относятся к этому классу, то есть основания полагать, что их нетипичное участие в фотовыделении LI2 (Belkin, Padan, 1978; Бойченко и др., 1989) должно также включать ферредоксин-НАДФ" редуктазу. Действительно эти гидрогеназы имеют сравнительно низкую каталитическую активность и плохо взаимодействуют с ферредоксином (Houchins, 1984), но выделяют Н2 с НАДФН в качестве донора электронов (Schmitz et al., 1995). Функцией двунаправленной гидрогеназы цианобактерий может быть действие в качестве редокс-регулируемого клапана для низкопотенциальных электронов в начальный период освещения (Appel et al., 2000), как это предполагалось ранее и для зеленых водорослей (Литвин и др., 1982; Boichenko, Hoffmann, 1994).

До недавнего времени сравнительно немного было известно о генетике и молекулярной биологии гидрогеназ эукариотных водорослей. У всех активных фотопродуцентов Н2 гидрогеназы по-видимому относятся к обратимым Н2-ферредоксин оксидоредуктазам, которые катализируют реакцию:

2Н++ 2Фдб0сст. о Н2 + 2Фд0К. (6)

В последние годы удалось выделить и охарактеризовать очищенные ферменты из зеленых микроводорослей Chlamydomonas reinhardtii (Нарре, Naber, 1993; Нарре et al., 1994; Нарре, Kaminski, 2002), Scenedesmus obliquus (Schnackenberg et al., 1993; Zinn et al., 1994; Florin et al., 2001; Wiinschiers et al., 2001a,b), Chlorococcum littorale (Ueno et al., 1999) и Chlorella fusca (Winkler et al., 2002). Еще недавно предполагалось, что эти гидрогеназы не очень сходны, за исключением большой чувствительности к 02 и высокой активности в образовании Н2 с каталитической скоростью до 700 оборотов в секунду при использовании восстановленного метилвиологена как донора электронов.

Гидрогеназа Chlamydomonas - мономерный белок 47.5 кД (продукт гена HydA, Нарре, Kaminski, 2002), который содержит 12 атомов Fe (Нарре et al., 1994), 12 цис-теинов и 11 гистидинов (Нарре, Naber, 1993). Содержание никеля -0.05 атомов на молекулу белка (Нарре et al., 1994) слишком низкое, чтобы быть функциональным и добавление этого элемента при росте культуры не стимулировало активность фермента. Поэтому был сделан вывод, что эта гидрогеназа относится к группе Fe-гидрогеназ (Adams, 1990; Wu, Mandrand, 1993), которые не обнаружены у фотосинтетических прокариот. Из сопоставления N-терминальной последовательности 24 аминокислотных остатков гидрогеназы Chlamydomonas также не было обнаружено ее близкого родства с бактериальными гидрогеназами (Нарре, Naber, 1993). К тому же число 12 атомов железа в этой гидрогеназе указывало на значительные отличия в организации ее FeS кластеров по сравнению с бактериальными Fe-гидрогеназами (фермент С, pasteurianum содержит 20 атомов Fe, Peters et al., 1998). И действительно, недавно молекулярный анализ гена HydA С. reinhardtii (Нарре, Kaminski, 2002) показал наличие консервативного домена 120 аминокислотных остатков в С-терминальной части белка, которые формируют ближайшее окружение активного центра, включая и координирующие Н-кластер четыре цистеиновых лиганда, однако не выявил каких-либо признаков присутствия вспомогательных [4Fe-4S] кластеров (рис. 1Г). Предполагается, что фермент HydA водорослей способен осуществлять прямой перенос электронов от ферредоксина (продукта гена petF) к активному центру.

В удивительном отличии от фермента С. reinhardtii, выделенная первоначально гидрогеназа Scenedesmus obliquus (Schnackenberg et al., 1993) состояла из двух субъединиц (55 и 36 кД). К тому же в изолированной белковой фракции с гидрогеназной активностью наблюдалось специфическое связывание меченного Ni (Zinn et al., 1994), что указывало на принадлежность фермента S. obliquus к NiFe-гидрогеназам (Wunschiers et al., 2001а). Однако, недавние исследования группы Нарре (Florin et al., 2001) выявили присутствие в этой водоросли мономерной Fe-гидрогеназы hydA 44 кД с высокой степенью гомологии ферменту С. reinhardtii. Эти авторы не обнаружили никаких признаков наличия другой NiFe-гидрогеназы, как и зависимости от Ni реакции образования Н2 культурами S. obliquus. Вслед за этим появилось фактическое подтверждение присутствия в этой водоросли Fe-гидрогеназы и со стороны первой группой исследователей (Wunschiers et al., 2001b), хотя и с оговоркой, что это вторая гидрогеназа, которая в отличие от первой NiFe-гидрогеназы не участвует в фотообразовании Н2. Однако, такое предположение кажется весьма сомнительным, а путаница с идентификацией NiFe-гидрогеназы может объясняться артефактом бактериального загрязнения фотогетеротрофной культуры водорослей.

Поскольку выделенная недавно из Chlorella fusca (Winkler et al., 2002) гидрогеназа также оказалась белком hydA, есть веские основания предполагать происхождение этого фермента водорослей от эукариотного предка, который не содержал цианобактериальных предшественников хлоропластов (Homer et al., 2002).

Метаболитические пути и условия образования Н2

Активность нитрогеназ и гидрогеназ фототрофных организмов в выделении Н2 требует строгого анаэробиоза в месте действия этой реакции. Следовательно, кислород выступает важным фактором в экспрессии и синтезе этих белков и регуляции их оборота. Другие факторы, особенно присутствие органических субстратов и источников азота, также сильно влияют на развитие нитрогеназной системы у прокариот (Vignais et al., 1985; Sasikala et al., 1993), а также индукцию активности гидрогеназы у водорослей (Aparicio et al., 1985; Boichenko et al., 1992). Регуляция активности гидрогеназы по крайней мере у одной зеленой водоросли (S. obliquus) по-видимому находится под редокс-контролем уровня тиоредоксина - альтернативного ферредоксину акцептора электронов (Wtinschiers et al., 1999). В регуляции жизненно важных систем фиксации N2 может быть вовлечено более чем 50 nif-генов. Эти системы включают две различные регулируемые средой Мо-нитрогеназы (Thiel et al., 1995; Schrautemeier et al., 1995), а также альтернативные V- и Fe-нитрогеназы (Kentemich et al., 1988, 1991; Masepohl, Klipp, 1996; Davis et al., 1996). Нитрогеназа и Н2-поглощающая гидрогеназа совместно регулируются у цианобактерий, тогда как двунаправленная гидрогеназа регулируется независимо. Специфические ферредоксины (продукты генов /djcHl/2), связанные с гетероциста-ми и ^-фиксирующими негетероцистными цианобактериями, отличаются от кодируемого геном petF ферредоксина, который осуществляет перенос электронов от ФС1 к НАДФ^ в вегетативных клетках (Schrautemeier et al., 1995; Razquin et al.,

В целом, существуют следующие пути электронов на нитрогеназу или гидро-геназу с участием фотовозбужденного реакционного центра (РЦ*) и различных ферредоксинов:

Рис. 2 более детально показывает схемы путей переноса электронов у анокси-фототрофов и оксифототрофов. На этих схемах также отмечена необходимость в генерации АТФ (~) за счет циклического фотофосфорилирования, когда осуществляющим образование Н2 ферментом является нитрогеназа.

У пурпурных бактерий образование как восстановленного ферредоксина, так и АТФ зависит от фотофосфорилирования, сопряженного с циклическим электронным транспортом вокруг РЦ (ур. 7; темновой обратный перенос электронов + фо-тофосфорилирование). Следовательно, скорость фотофосфорилирования может лимитировать образование Н2 нитрогеназой некоторыми культурами (Klemme, 1993). Фотовосстановление ферредоксина зелеными серными бактериями (vp. 8), цианобактериями (ур. 8 и 9) и зелеными водорослями (ур. 9) прямо осуществляется реакционными центрами. У пурпурных бактерий и цианобактерий наиболее эффективными донорами электронов для зависимого от нитрогеназы образования Н2 являются органические кислоты (лактат, малат, пируват) и сахара с выходами 50

1995).

Субстрат -> Фд/4 АТФ (РЦ*) N2-a3a Н2 Субстрат РЦ* -> Фд + 4 АТФ(РЦ*) -> N2-a3a -> Н2 Субстрат —> РЦ* —> Фд —> Н2-аза —» Н2

7)

8) (9)

РОССИЙСКАЯ ГОСУДАРСТВЕННАЯ

БИБЛИОТЕКА А Нг у- Н2

QaQb~hv

Р870

Органич. доноры е as Р840 (Р798)

СН20)

Т С Нг

H,S hv г г

Их; Р700

RO

Рис. 2. Схемы транспорта электронов к нитрогеназе и гидрогеназе у фототрофных организмов. А - пути электронов у пурпурных бактерий (левая ветвь), зеленых серных бактерий и гелиобактерий (правая ветвь); Б - общий путь электронов у цианобактерий (к нитрогеназе) и зеленых водорослей (к гидрогеназе). Места синтеза и гидролиза АТФ показаны символами ~ соответственно со стрелками Т и -I.

100% для конверсии субстрата в Н2 (Sasikala et al., 1993; Luo, Mitsui, 1994; Reddy et al., 1996). Дегидрогенизация органических субстратов происходит с участием специфических дегидрогеназ (в частности, пируват-ферредоксин оксидоредуктазы) и анаэробного цикла лимонной кислоты с образованием НАДН. У цианобактерий этот метаболитический путь включает окислительный пентозофосфатный цикл с образованием НАДФН. У зеленых серных бактерий (Warthmann et al., 1992, 1993) и некоторых цианобактерий (Belkin, Padan, 1978) фотовосстановление ферредоксина для зависимого от нитрогеназы и гидрогеназы выделения Н2 может быть сопряжено с окислением сульфида, вероятно посредством сульфид-хинон редуктазы (Arieli et al., 1991).

Гидрогеназы водорослей участвуют во многих других метаболитических путях (Appel, Schulz, 1998) помимо фотообразования Н2 с использованием воды как донора электронов. Фотовосстановительная (поглощение Н2) активность может быть индуцирована в анаэробных условиях в присутствии ингибиторов ФСК, Н2 и С02. Участвующая в этой реакции гидрогеназа вероятно отдает электроны в пул пластохинона, в результате чего происходит фотофосфорилирование, тогда как само по себе образование Н2 не зависит от метаболизма АТФ. Темновой способ образования Н2 зависит от гликолитического распада эндогенного крахмала (Klein, Betz, 1975; Gfeller, Gibbs, 1984), который происходит быстрее в темноте, чем на свету. Водород также производится при анаэробном метаболизме ацетата на свету через глиоксилатный цикл и цикл лимонной кислоты (Gibbs et al., 1986) с переносом электронов от НАД(Ф)-пласто-хинон оксидоредуктазы или хлоропластной сукцинатдегидрогеназы к ФС1 (Willeford, Gibbs, 1989).

Квантовая и энергетическая эффективность фотообразования Н2

Теоретически ожидаемая максимальная величина для реакции образования

Н2, катализируемой нитрогеназой, составляет 0.166 у зеленых бактерий (донор электронов сульфид), 0.15 у пурпурных несерных бактерий (донор электронов ма-лат) и 0.083 у цианобактерий (донор электронов вода). Эти расчеты основаны на общих предположениях о расходах 1 кванта/2Н+, 1 АТФ /ЗН+ и 1 АТФ/2е в обратном переносе электронов с НАДН на ферредоксин. Соответственно у зеленых водорослей максимальный теоретический квантовый выход образования Н2 с участием гидрогеназы составляет 0.25 при использовании воды как единственного донора электронов. Экспериментальные величины фИ) у бактерий составляли 30-90% от теоретического значения (табл. 3; Warthmann et al., 1993). Однако, у зеленых водорослей в измерениях при импульсном освещении нередко наблюдалось двукратное превышение теоретически предсказываемой величины (Бойченко, Литвин,

1988). Такое же превышение было для соотношений максимальных квантовых выходов анаэробного образования Н2 и аэробного образования 02 (Бойченко и др., 1989b). Это видимое несоответствие можно объяснить тем, что при экстремально низких интенсивностях света (<1 мВт/м2) фотообразование Н2 происходит главным образом через реакцию с одним фотоэлектроном, в которой участвует гидрогеназа в полувосстановленном состоянии образуемом в результате медленного АТФ-зависимого темнового переноса электронов от органических доноров (см. экспериментальную часть).

Таблица 3. Квантовый выход, эффективность конверсии энергии и чистый энергетический выход для фотообразования Н2 содержащими нитрогеназу фотосинтези-рующими прокариотами и содержащими гидрогеназу зелеными водорослями.

Вид Донор электронов Квантовый выход фн Эффективность конверсии энергии £н2 Энергетический выход Ссылки

Фототрофные прокариоты

Anabaena variabilis гликоген 0.08 <0.08 Hall et al., 1995

Chlorobium vibrioforme сульфид 0.116 0.195 0.15 Warthmann et al., 1993

Eclolhiorhodspira shaposhnikovii манат 0.043 0.075 0.00 Warthmann et al., 1993

Rhodospirillum rubrum к100 малат 0.134 0.235 0.01 Warlhmann et al. 1993

Rhodobacler sphacroides 8703 лактат 0.0S 0.00 Miyake, Kawamura, 1987

Зеленые водоросли

Chknnvdobolrys stcllata крахмал 0.29 0.39 0.34* Boichenko ct al., 1992

Claniydomonus moewusii вода 0.24 0.24 Greenbaum, 1988a

C. reinhardtii UTBX 90 вода 0.21 0.21 Greenbaum. 1988a

C. reinhardtii CALU 449 крахмал 0.41 0.555 0.34* Бойченко, Литвин, 1988

Chlvrella vulgaris CALU 246 крахмал 0.44 0.595 0.34* Бойченко, Литвин. 1988

Scenedesmus obliquus D3 вода 0.23 0.23 Greenbaum, 1988а

Scenedesmus obliquus D3 крахмал 0.37 0.5 0.34* Бойченко, Литвин, 1988

Примечания. Эффективность конверсии энергии рассчитана по отношению свободной энергии сжигания выделяемого Н2 к поглощенной энергии излучения при пороговой длине волны, соответствующей энергетическому уровню данного РЦ. Энергетический выход рассчитан по соотношению разности свободных энергий сжигания выделяемого Н2 и окисляемого субстрата к поглощенной энергии излучения при пороговой длине волны. * теоретическое максимальное значение для разложения воды на Н2 и СЬ в соотношении 2:1.

В терминах термодинамики образования Н2 чистую максимальную продуктивность фотосинтетических систем характеризуют величины эффективности преобразования энергии ея и чистого энергетического выхода. Величина ен равна отношению энергии окисления выделенного Н2 к поглощенной световой энергии. В целом взаимоотношение между эффективностью преобразования энергии и квантовым выходом описывается уравнением (Белл, 1980):

AG], -ф„ = '; - (ю) и X где AG'Hi - свободная энергия Гиббса для водорода (237 кДж/моль), a U\ — энергия моля квантов (1.2 Т05/1 кДж/нм) для данной длины волны.

Чистый энергетический выход равен отношению разности свободных энергий сгорания выделенного Н2 и окисляемого субстрата (гликогена, сульфида и т.д.) к поглощенной световой энергии. Так как обе эти характеристики энергетической эффективности пропорциональны длине волны, то их максимальные величины могут быть измерены при наибольшей длине волны, которая способна осуществлять фотохимическую реакцию. Обычно пороговой длиной волны в таких расчетах принимают уровень энергии реакционного центра. У оксифототрофов пороговая длина волны равна ~680 нм, соответствуя длинноволновому пределу максимального квантового выхода выделения 02 (этот предел обусловлен разбалансом возбуждения двух фотосистем при >680 нм). Таким образом, принимая в расчет максимальный квантовый выход и пороговую величину длины волны для данной фотосистемы, теоретическая максимальная эффективность преобразования монохроматической энергии должна составлять 0.28 у зеленых бактерий (при 840 нм), 0.265 у пурпурных бактерий (при 880 нм), 0.113 у цианобактерий (при 680 нм) и 0.34 у водорослей (при 680 нм). Так как энергия сжигания для воды равна нулю, то у оксифототрофов максимальный чистый энергетический выход совпадает с еНл ~ 0.34.

Однако этот выход составляет 0.215 у зеленых серных бактерий (с донором электронов сульфидом) и всего лишь 0.015 у пурпурных бактерий (с донором электронов малатом) (табл. 3).

Экспериментальные определения энергетического выхода для разложения воды до 02 и Н2 у зеленых водорослей дали величину по крайней мере 0.24 при непрерывном освещении прожекторной лампой (табл. 3; Greenaum 1988; фактически, это значение было получено путем пересчета потока белого света в кванты 680 нм). Однако эта величина могла достигать 0.34 в условиях импульсного освещения (Бойченко, Литвин, 1988; см. экспериментальную часть). В последнем случае наблюдаемое выделение Н2 зависело от использования в качестве окисляемых суб

46 стратов как воды, так и запасенных органических продуктов предшествующего фотосинтеза.

Таким образом, анализ данных литературы свидетельствует о возможности использования фотообразования Н2 в качестве прямого функционального показателя свойств фотосинтетического аппарата микроорганизмов.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Методологические аспекты работы

Исследования фотосинтеза проводятся на нескольких системных уровнях: 1) молекулярном (главные объекты - хлорофиллы и другие пигменты); 2) супрамоле-кулярном (главные объекты - пигмент-белковые комплексы и их ансамбли, составляющие фотосинтетические единицы); 3) клеточном (главные объекты - фотосинтетические мембраны во взаимодействии с внутриклеточными системами метаболизма и генетическим аппаратом); 4) органо-организменном (главные объекты -лист, растение, симбионты); 5) биоценотическом (главные объекты - растительные сообщества); 6) планетарном (главные объекты - циклы биосферы и планета Земля как самоорганизующаяся система). Основная часть представляемой работы относится ко второму и третьему из этих уровней, хотя некоторые исследования частично заходили в условные границы первого и четвертого системных уровней.

В отличие от других биохимических реакций, фотосинтез протекает за счет использования энергии света, а не энергии, освобождаемой при окислении других веществ. Поэтому центральными звеньями фотосинтеза является первичный акт фотовозбуждения специальной молекулы пигмента РЦ, фотохимическая окислительно-восстановительная реакция переноса электрона против термодинамического потенциала и последующее разделение и стабилизация зарядов в виде промежуточных и конечных продуктов с сопутствующими потерями энергии в виде флуоресценции и тепла. В связи с этим, основную информацию о первичных процессах фотосинтеза обычно получают путем исследований поглощения света, флуоресценции, ЭПР-спектроскопии. Эти же методы широко и плодотворно используются в изучении структурно-функциональной организации пигментного аппарата и вторичного электронного транспорта фотосинтеза. В частности, следует отметить широкое применение в этих целях анализа индукции флуоресценции хлорофилла. Однако, при всех несомненных достоинствах этого метода (высокая чувствительность и быстродействие) ему присущи такие недостатки, как недостаточная специфичность, сложность интерпретации измеряемых параметров и полуколичественный характер данных. Неудивительно, что во многих случаях важным дополнением или даже альтернативой к нему служат прямые количественные методы измерения продуктов фотосинтеза, и прежде всего выделения 02.

В проводимых нами исследованиях использовались методы измерения всех трех составляющих процесса фотосинтетического преобразования световой энергии - флуоресценции, теплового излучения и стабильных конечных продуктов реакции. Описание принципов использованных методов, аппаратуры и технических деталей экспериментов приводится в публикациях по данной работе и в соответствующих ссылках внутри них. Следует отметить, что все измерения термолюминес-цеиции проведены в лаборатории Ш. Деметера (Венгрия), фотоакустические измерения - в лаборатории Д. Мозерола (США), масс-спектрометрические измерения -в лаборатории Г. Шмидта (Германия).

Основные подходы в исследованиях фотосинтетического электронного транспорта и структурно-функциональной организации ФСЕ базировались на разработанном оригинальном комплексе методов измерения и спектрально-кинетического анализа скорости парциальных реакций фотосинтеза по обмену 02, Н2 и N2 при постоянном и импульсном освещении. Рис. 3 показывает места соответствующих реакций газообмена, сопряженных с фотосинтетическим переносом электронов у различных объектов исследований при различных экспериментальных условиях как описано ниже в результатах работы. Быстрая диффузия газов обеспечивает высокое разрешение во времени в измерениях скорости реакций при выборе оптимальных методов регистрации. В этом отношении наибольшие возможности предоставлял полярографический метод регистрации скорости обмена 02 и Н2 в тонком приэлектродном слое платинового макроэлектрода, когда инерционность измерительной системы не превышала 1 мс, что практически во всех случаях гарантировало измерение истинной кинетики реакции без влияния на сигнал диффузии газа (рис. 4). Кроме того, такой вариант полярографической регистрации имеет на несколько порядков большую чувствительность по сравнению с широко используемыми электродными датчиками типа Кларка. В аналогичных измерениях скорости обмена 02, N2, С02 и Н2 масс-спектрометром также использовался принцип измерений в потоке при отсосе газов из ячейки с образцом вакуумным насосом, что обеспечивало высокую чувствительность (достаточную для регистрации выхода на отдельную микросекундную вспышку света), хотя инерционность прибора в этом случае определялась диффузией газов в коммуникационных линиях (-0.5 с). nh2oh In2

Рис. 3. Схема сопряжения фотосинтетического переноса электронов с реакциями газообмена 02, N2 и Н2 в различных экспериментальных условиях. Пунктиром обозначен обычный путь электрона от воды до НАДФ+ при фотосинтезе растений с участием трех внутримембрапных комплексов (ФСП, цитохром-^/ и ФС1), трех мобильных переносчиков электронов (внутримембранный пул пластохинона и водорастворимые пластоцианин и ферредоксин) и связанных с мембраной каталитических центров Мщ-кластера системы окисления воды и ферредоксин-НАДФ+-редуктазы. Пул пластохинона может быть обобщен с дыхательной цепью переноса электронов (внутримем-бранные комплексы НАДФН-дегидрогеназ и терминальных оксидаз), что вызывает взаимную модуляцию скорости фотосинтеза и дыхания. В присутствии >1 мМ NH2OH происходит разрушение Мгц-кластера системы окисления воды и фотоокисление альтернативного донора электронов ФСП с выделением N2. На акцепторной стороне ФС1 в целых клетках и изолированных препаратах мембран в аэробных условиях происходит фотовосстановление 02. У содержащих гидрогсназу микроорганизмов в анаэробных условиях конечным акцептором фотоэлектронов служат протоны.

С/г/оге//а va/garis выделение Н, Х1/2 = 6 МС т|;,= 100 мс

1 20 мс / 1 i t

Рис. 4. Кинетические кривые выделения (Ъ и tb клетками зеленой водоросли Chlorella vulgaris и фотоингибирования дыхания у цианобактерии Oscillaloria chalybea на отдельную короткую (1.8 мкс) вспышку белого света насыщающей интенсивности в оптимальных условиях для каждого фотопроцесса.

Поскольку центральной исследуемой проблемой в данной работе была структурно-функциональная организация ФСЕ, основным способом получения информации о ее строении и динамике были измерения и комплексный анализ параметров выхода фотопродукта на короткую вспышку. Кривые светового насыщения выхода фотопродукта используются для расчетов содержания функционально активных реакционных центров данной фотореакции и эффективного оптического сечения поглощения светособирающей антенны при данной длине волны (рис. 5).

Рис. 5. Измеряемые параметры зависимости выхода фотопродукта на вспышку от ее энергии, которые используются для расчетов содержания функционально активных реакционных центров данной фотореакции и эффективного оптического сечения поглощения а светособирающей антенны при данной длине волны.

В настоящее время для определения размеров ФСЕ используются три разных метода: 1) биохимический анализ изолированных комплексов; 2) кинетический анализ специфических фотохимических реакций; 3) измерения эффективного оптического сечения поглощения фотореакций.

Биохимический анализ изолированных белковых комплексов in vitro позволяет получить наиболее прямую информацию о пигментном составе ФСЕ, но принципиально ограничен возможностями препаративных процедур. Опубликовано много работ (см. обзоры Mauzerall, Greenbaum, 1989; Melis 1991) по определению стехиометрического соотношения фотохимически активных молекул пигментов реакционных центров к общему содержанию хлорофилла в таких препаратах с использованием методов дифференциальной абсорбционной спектроскопии или ЭПР. Однако, наиболее впечатляющие результаты изучения тонкой трехмерной структуры РЦ фотосинтетических бактерий (Deisenhofer et al., 1985; Fyfe, Jones, 2000), ФС1 (Jordan et al., 2001) и ФСП (Zouni et al., 2001) были получены рентгеноструктурным анализом кристаллизованных препаратов этих комплексов, позволяющим установить пространственное расположение и взаимную ориентацию всех молекул ансамбля. Важные данные об общей пространственной организации суперкомплексов ФСЕ с периферической антенной и их олигомеров предоставляет компьютерный анализ различных проекций изображений частиц в электронном микроскопе (Boekema et al., 1987, 1995, 1998, 1999, 2000, 2001; Bibby et al., 2001a,b,c).

Метод определения размеров ФСЕ на основе анализа кинетики реакций фотовосстановления первичного акцептора электронов ФСП QA и фотоокисления реакционного центра ФС1 Р700 был введен в экспериментальную практику Мелисом (Melis, Thielen. 1980; Melis, 1991). Ограничения этого метода связаны с необходимостью измерения пяти параметров для расчетов величин ФСЕ - общего содержания хлорофилла в образце, числа РЦ двух фотосистем и констант скоростей двух фотохимических реакций, причем в присутствии специфических ингибиторов одной из двух этих реакций. Для определения констант скорости фотохимических реакций ФСП широко используется кинетический анализ индукционных кривых переменной флуоресценции хлорофилла в присутствии диурона, который блокирует перенос электронов с QA на вторичный акцептор электронов QB. Одним из важных результатов исследований организации ФСЕ методом кинетического анализа фотореакций было открытие гетерогенности ФСН по размерам светособирающей антенны (Melis, Homann, 1976; Melis, Duysens, 1979).

Наиболее универсальный метод определения функциональных размеров ФСБ и динамики её изменений как in vitro, так in vivo, основан на измерениях эффективного оптического сечения поглощения для специфической фотореакции (Mauzerall, Greenbaum, 1989). С этой целью анализируют кривые светового насыщения активности данной фотореакции при возбуждении монохроматическими вспышками света с длительностью по крайней мере на порядок меньше времени одного оборота РЦ в сопряженной цепи переноса электронов.

В общем случае для простой системы с ФСБ одинакового сечения поглощения зависимость выхода продукта фотореакции 7 от энергии вспышки (рис. 3) описывается уравнением:

Г= 1-ехр(-^ (11) где Е - падающая энергия (число квантов на единицу поверхности), оэф - эффективное сечение фотореакции. Величина оэф зависит от сечения поглощения отдельной молекулы пигмента (ахл), числа таких молекул в ФСБ (АО, эффективности переноса энергии поглощенных квантов от молекулы пигмента на РЦ (среднее значение <р,) и квантового выхода фотохимической реакции {ф)\ (12) Бак как квантовый выход первичной фотореакции с учетом миграции энергии (<р,-ф) близок 1 (Барский и др., 1975), то на основе независимых измерений величин оэф и охл можно вычислить абсолютные размеры ФСБ. Весьма существенно, что в общем случае величина оэф не зависит от количества фотоактивных РЦ в образце и соотношения пигментов в двух ФС.

Параметром, характеризующим лимитирующую стадию в функционировании ФСЕ в цепи переноса электронов, служит время ее оборота г (или число оборотов в секунду 1/г) в специфической реакции образования фото продукта: г =-1--(13) где ФСЕЭЛ - величина единицы Эмерсона-Арнольда (Хл/фотопродукт на вспышку), a VM - максимальная скорость образования фотопродукта при непрерывном освещении насыщающей интенсивности.

Поскольку фотосинтетические реакции протекают посредством поглощения и утилизации световой энергии, то путь переноса электронов и организация ФСЕ определяют максимальную эффективность этого преобразования энергии. Таким образом, максимальный квантовый выход продукта фотосинтеза молярное отношение образованного продукта к количеству поглощенных квантов) зависит от молекулярного механизма данной реакции. Естественный фотосинтез насыщается при возрастании интенсивности света, потому что максимальная скорость переноса электронов между ФСП и ФС1 лимитирует то количество световой энергии, которое фотосинтетический аппарат способен преобразовать в химическую энергию. Следовательно, только измерения квантовой эффективности при строго светоли-митируемых условиях выявляют истинные максимальные возможности фотофизического механизма фотосинтеза независимо от последующих темновых биохимических стадий.

Определение абсолютных размеров ФСЕ (N молекул хлорофилла) по оптическому сечению для соответствующей фотореакции позволяет объединить два классических измеряемых параметра фотосинтеза: размеры ФСЕ Эмерсона-Арнольда и квантовый выход (Mauzerall, Greenbaum, 1989). Действительно, в оптически тонком слое клеток общее количество поглощаемых квантов образцом, содержащим п молекул хлорофилла, на короткую вспышку с энергией Е равно // а17-£. В стационарном состоянии выход фотопродукта Уф на каждую вспышку: = (14) где п/ФСЕ )Л - максимальный выход фотопродукта Уф в данном образце, выражаемый как общее содержание Хл деленное на единицу Эмерсона-Арнольда (Хл/фотопродукт на вспышку). Максимальный квантовый выход фото продукта фф измеряется при низкой энергии, когда [1 - exp {-&(/j ■ <j Таким образом:

-^-=-= (15)

Выше в описании методических аспектов концепции ФСЕ использовались общие термины "фотоиродукт" и "реакционный центр'", так как в процессе нашей работы были разработаны подходы, позволившие выйти далеко за пределы к тому времени обычного анализа фотосинтетического аппарата только по активности выделения 02. В частности, для анализа организации единиц ФСП без марганцевого кластера (т.е. не способных к окислению воды) нами впервые была использована реакция фотообразования N2 на короткие вспышки света при фотоокислении гид-роксиламина в ФСП (Boichenko et al., 1994, 1997). Также впервые в исследованиях структурно-функциональной организации ФСЕ ФС1 к качестве количественного параметра было использовано анаэробное фотообразование Н2 на вспышку у содержащих гидрогеназу или нитрогеназу водорослей и цианобактерий (Бойченко, Литвин 1986; Бойченко и др., 1989). Другим удобным методом измерения размеров ФСЕ ФС1 зеленых водорослей (Greenbaum et al., 1987; Greenbaum, Mauzerall, 1991) и цианобактерий (Boichenko et al, 1993; Еланская и др., 1994), а также ФСЕ пурпурных несерных бактерий (Бойченко, Махнева, 1994) служит анализ реакции индуцированного вспышками света обратимого ингибирования потребления 02 при дыхании клеток. В опытах in vitro на изолированных препаратах тилакоидных мембран высших растений единицы ФС1 удается характеризовать по реакции фо-тоиндуцированного поглощения 02 (Boichenko et al., 1994; Boichenko 1998). По разработанным способам определения размеров ФСЕ у разных типов фотосинтези-рующих объектов были получены авторские свидетельства (Бойченко, 1989, № 1498190; Бойченко, 1992, № 1784877).

Следует особо подчеркнуть, что в нашей работе основными объектами исследований были функциональные ФСЕ, т.е. только те фотоактивные комплексы, которые способны образовывать измеряемый стабильный продукт или эффект. В связи с этим, основное внимание в анализе функционирования ФСЕ отводилось собственно конечным реакциям образования этих продуктов, а не первичным процессам возбуждения молекул пигментов, миграции энергии возбуждения в комплексах, захвата ее реакционными центрами и разделения зарядов (об этих аспектах проблемы см. обзоры van Grondelle et al., 1994; Шувалов, 2000).

Важно отметить, что все необходимые измерения параметров ФСЕ двух фотосистем, включая и спектры действия специфических фотореакций, производились на одном образце. Это позволяет прямо и точно их сравнивать с минимальной погрешностью.

В заключение краткого методологического введения следует также упомянуть о других возможных приложениях разработанного комплекса методов анализа фотоиндуцированного газообмена у биологических объектов. Наряду с фотосинтезом в клетках фототрофов протекает другой важный биоэнергетический процесс - дыхание, который у гетеротрофных организмов является основным источником получения энергии. Для характеристики в интактных растительных клетках некоторых типов терминальных оксидаз был разработан способ их определения (Бойченко, 1989, авт. свид. № 1532586) по спектрам действия реактивации дыхательного поглощения 02 при фотодиссоциации лабильного комплекса фермента с ингибитором моноокисью углерода (см. рис. ниже).

1,0 et D О о'

§ 0,6 ж

ID 3 о п U о с л н о cL 0,2 о

Hi U

0,4

I 1 1 1 1 1 1 1 1 Спектры действия сти

1 1 —•—Chlorella kessleri муляции дыхания при г /1 п if —о— пекарские дрожжи фотодиссоциации комплексов СО-цитохромо

1\ ь /; Р /'' t - ксидаза в клетках зеленых водорослей Chlorella kessleri и пекарских

1 1 \1 г ° у - дрожжей. Измерения в I >' Ул V V - d - среде, уравновешенной с газовой фазой 20 % 02 +

5 «V с ч. 1 I 1 Л, .i.i 80 % СО.

400 450 500 550

Длина волны (нм)

600

650

В отличие от слабопигментированных нефотосинтезирующих клеток дрожжей, у водорослей очень сложно регистрировать обычными спектрофотометриче-скими методами дыхательные цитохромы митохондрий на фоне поглощения хло-рофиллов хлоропластов. Эту проблему решает метод фотодиссоциации комплексов СО-оксидаза. По виду спектра действия можно идентифицировать тип чувствительной к СО терминальной оксидазы, а по скорости фотостимулированного поглощения О? при насыщающих интенсивиостях действующего света - ее активность.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Бойченко, Владимир Алексеевич

выводы

1. Разработан комплекс методов спектрально-кинетического анализа фотохимических реакций в целых фотосинтезирующих клетках и изолированных из них препаратах. Эти методы позволяют определять качественный и количественный состав фотосинтетических единиц по спектрам действия и эффективным оптическим сечениям специфических фотопроцессов для различных типов реакционных центров при импульсном возбуждении.

2. Исследованы механизмы взаимосвязи в клетках обратимого фотоингибирования дыхания с функциональной активностью и структурной организацией комплексов Н+-помпы бактериородопсина галобактерий, фотосинтетических единиц пурпурных бактерий и фотосистемы I цианобактерий и водорослей. Выяснены условия регистрации цитохромоксидазы в интактных фотосинтезирующих клетках.

3. Доказано прямое функциональное взаимодействие фотосистемы I с комплексами фикобилисом в клетках цианобактерий. У мутантов цианобактерии Synechocystis с нарушениями генов psbO, psbB, psbC и psb E/F выявлена роль внешнего белка 33 кД и интегральных белков СР43, СР47 и цитохрома Ь559 в функционировании и сборке фотосистемы II.

4. Установлено, что функциональная организация единиц фотосистем I и II в клетках прокариота Acaryochloris marina, содержащего в качестве основного пигмента своих ядровых комплексов хлорофилл d в целом сходна с хлорофилл а-содержащими организмами. Небольшая фракция хлорофилла а (-5%) у этого уникального вида локализована в реакционном центре фотосистемы II и, в зависимости от светового режима при выращивании, единицы фотосистем II и I могут взаимодействовать с билипротеинами.

5. Проведены систематические сравнительные исследования способности к фотообразованию Н2 у различных видов водорослей и цианобактерий. Обнаружено более двух десятков новых родов продуцентов Н2, среди которых наиболее активными выявлены содержащие гидрогеназу виды зеленых водорослей. Измерения максимального квантового выхода фотообразования Н2 при импульсном освещении клеток зеленых водорослей показали близкую к 100% эффективность использования в этой реакции потенциала фотосинтетического аппарата по преобразованию световой энергии. Таким образом, экспериментально показана перспективность биофотолитического получения Н2 в прогнозируемой альтернативной энергетике.

6. В исследованиях механизма фотосинтетического образования Н2 мутантами зеленых водорослей доказана абсолютная необходимость для этой реакции функционирования центров фотосистемы I и опровергнута концепция Арнона, Грин-баума и других авторов о возможности прямого пути переноса электронов на восстановление ферредоксина и гидрогеназы в фотосистеме II.

7. Установлена дискретность размеров фотосинтетических единиц у разных видов зеленых водорослей и исследовано их строение у мутантов Chlamydomonas reinhardtii с нарушениями синтеза различных пигмент-белковых комплексов. На основе анализа функциональных характеристик пигментных мутантов предложена модель димерной организации комплексов ядер фотосистемы II с ключевой ролью феофитина в переносе энергии возбуждения на Р680. Получены также данные о присутствии в тилакоидах водорослей и растений суперкомплексов тетрамеров ФСП.

8. Исследовано влияние конфигурации тилакоидных мембран и фосфор ил ирова-ния внутримембранных белков на структурно-функциональные свойства единиц фотосистем I и II в изолированных хлоропластах высших растений. Анализ полученных данных показал, что вопреки стандартной модели регуляции распределения энергии возбуждения между фотосистемами посредством перемещения мобильной фракции фосфорилированного светособирающего комплекса, центральное место в механизме такой регуляции занимают изменения числа компетентных в окислении воды реакционных центров фотосистемы II.

9. Установлена функциональная гетерогенность единиц фотосистемы II в реакциях фотоокисления воды с выделением 02 и фотоокисления гидроксиламина с выделением N2. Показано, что эта гетерогенность может быть связана как со структурными различиями соответствующих комплексов, в том числе по размерам антенны, так и местом их локализации в тилакоидных мембранах.

10. Открыт неизвестный ранее механизм световой модуляции выделения Н2 гидро-геназой при фотореакциях с участием протохлорофиллида и Mg-протопорфи-рина в гетеротрофных клетках мутантов водоросли Chlorella с генетическим

302 блоком темнового биосинтеза хлорофилла.

11. В исследованиях ранних стадий развития функциональной активности при биогенезе фотосинтетического аппарата выявлены промежуточные стадии сборки фотосинтетических единиц фотосистем I и II с минимальными размерами свето-собирающей антенны соответственно из 40-60 и 25-30 молекул хлорофилла, что в 1.5-2 раза меньше размеров полностью сформированных ядровых комплексов. Некоторые полученные данные также свидетельствуют о существовании прото-комплексов реакционных центров из нескольких молекул пигментов.

12. Исследованы термодинамические параметры первичных реакций фотосинтеза в микросекундном диапазоне. Методом лазерной фотоакустики были рассчитаны изменения объема, энтальпии и энтропии в фотосистемах I и II. Сжатие комплексов объясняется электрострикцией после разделения зарядов и хорошо совпадает с теоретическими расчетами в случае фотосистемы I, но в 2-3 раза меньше в фотосистеме II, по-видимому, вследствие быстрого переноса протонов в этих комплексах. Неожиданно большая положительная энтропия в реакции фотосистеме I, как предполагается, вызывается нейтрализацией при фотопереносе электронов зарядов аминокислот вблизи поверхности раздела фаз, что позволяет связанным противоионам освобождаться в окружающую среду.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Бойченко, Владимир Алексеевич, Пущино

1. Белл Л.Н. Энергетика фотосинтезирующей растительной клетки. // М.: Наука, 1980.336 с.

2. Беляева О.Б., Литвин Ф.Ф. Фотобиосинтез хлорофилла. // М.: Из-во МГУ, 1989. 104 с.

3. Берри Д.А., Даунтон У.Д.С. Зависимость фотосинтеза от факторов окружающей среды. // В кн.: Фотосинтез (ред. Говинджи), М.: Мир, 1987, т.2, с.273-364.

4. Бойченко В.А. Действие аноксии на активность фотосистемы II у хлореллы: роль гидрогеназной системы. // Физиол. растений, 1980, т.27, с.42-51.

5. Бойченко В.А., Ефимцев Е.И. Ингибирование активности фотосистемы II у хлореллы при высоких концентрациях кислорода. // Физиол. растений, 1979, т. 26. с.815-823.

6. Борисов А.Ю., Годик В.И. Начальные стадии первичных процессов фотосинтеза. // В кн. (ред. Рубин А.Б.) Биофизика фотосинтеза. Из-во МГУ, Москва. 1975, с.124-144.

7. Бухов Н.Г., Воскресенская Н.П. Свойства фотосинтетического аппарата проростков ячменя, выращенных на синем и красном свету очень низкой интенсивности. // Физиол. растений, 1986, т.33, с.692-698.

8. Бухов Н.Г., Четвериков А.Г. Рожковский А.Д., Воскресенская Н.П. Зависимость величины фотосинтетических единиц фотосистем I и II у проростков ячменя от интенсивности и спектрального состава света. // Биофизика, 1984, т.29, с.289-293.

9. Бухов Н.Г., Рожковский А.Д., Четвериков А.Г., Воскресенская Н.П. Размер фотосинтетических единиц и соотношение реакционных центров фотосистем 1 и 2 у листьев ячменя, выращенного на синем и красном свету. // Биофизика, 1986, т.31, с.99-104.

10. Воловик О.И., Мануильская С.В., Рубан А.В., Кочубей С.М. Фосфорилирование белков светособирающего комплекса и электронный транспорт в фотосистемах 1 и 2. // Докл. АН СССР, 1988, т.302, с. 1020-1024.

11. Ганаго И.Б., Климов В.В., Ганаго А.О., Шувалов В.А., Ерохин Ю.Е. Линейный дихроизм изменений поглощения при фотовосстановлепии феофитина в ориентированных препаратах фотосистемы 2. // Докл. АН СССР, 1982, т.263, с.479-483.

12. Голицын В., Тетенькин В.Л., Гуляев Б.А. Структурно-функциональная организация фотосинтетических мембран Anacystis nidulans R2. Эффект умеренного дефицита железа. // Биохимия, 1995, т.60, с.819-826.

13. Громов Б.В., Титова Н.Н. Коллекция культур водорослей лаборатории микробиологии Биологического института Ленинградского университета. // В кн.: Громов Б.В. (ред.) Культивирование коллекционных штаммов водорослей. Л.: Изд-во ЛГУ, 1983, с. 3-27.

14. Егоров С.Ю., Красновский А.А. мл., Сафронова И.А., Быстрова М.И., Краснов-ский А.А. Фотогенерация синглетного молекулярного кислорода пигментами -предшественниками хлорофилла. // Докл. АН СССР. 1988, т.299, с.1266-1270.

15. Еланская И.В., Броун М.Н., Еаджнев Л.Е., Шестаков С.В. Мутационный анализ генов фотосистемы II. //Еенетика, 1993, т.29, с.1620-1629.

16. П.Ефимцев Е.И., Бойченко В.А., Затолокин Н.Е., Литвин Ф.Ф. Исследование первичных процессов фотоиндуцированного выделения водорода хлореллой при импульсном освещении. // Докл. АН СССР, 1976, т. 227, с.731-734.

17. Звалинский В.И., Литвин Ф.Ф. Световые кривые фотосинтеза при импульсном освещении. // Биофизика, 1982, т.21, с.410-414.

18. Звалинский В.И., Литвин Ф.Ф. Моделирование фотосинтеза и сопряженных с ним процессов. //Биофизика, 1988, т.ЗЗ, с.169-182.

19. Иванов Б.Н., Овчинникова В.И. Стимуляция при интенсивном освещении возвращения электронов с акцепторной части фотосистемы 2 в ее донорную часть. // Биохимия, 1986, т.51, с. 1108-1116.

20. Квитко К.В., Борщевская Т.Н., Чунаев А.С., Тугаринов В.В. // Культивирование коллекционных штаммов водорослей. Л.: Изд-во ЛЕУ, 1983, с.28-57.

21. Клейтон Р. Фотосинтез. // М.: Мир, 1984. 350 с.

22. Климов В.В., Красновский А.А. Участие феофитина в первичных процессах переноса электрона фотосистемы II зеленых растений. // Биофизика, 1982, т.27, с.179-189.

23. Климов В.В., Аллахвердиев С.И., Деметер Ш., Фотовосстановление феофитина в фотосистеме 2 хлоропластов в зависимости от окислительно-восстановительного потенциала среды. // Докл. АН СССР, 1979, т.249, с.227-230.

24. Кондратьева Е.Н., Еоготов И.Н. Молекулярный водород в метаболизме микроорганизмов. // М.: Наука, 1981, 344 с.

25. Ладыгин В.Е. Спектральные свойства хлорофилл-белкового комплекса фотосистемы II в нативном состоянии. // Физиол. растений, 1985, т.32, с.851-859.

26. Ладыгин В.Г., Лебедев Н.Н. Спектры флуоресценции хлорофилла фотосистемы 1, фотосистемы 2 и светособирающего комплекса в клетках Chlamydomonas reinhardii. //Молекуляр. биология, 1986, т.20, с.407-414.

27. Ладыгин В.Е., Семенова Е.А., Тагеева С.Д. Фотохимические свойства и структура мембран хлоропластов гибридного штамма Chlamydomonas с неактивными ФС1 и ФСП. //Физиол. растений, 1980, т.27, с.91-98.

28. Литвин Ф.Ф., Беляева О.Б., Игнатов Н.В. Биосинтез хлорофилла и формирование реакционных центров фотохимических систем фотосинтеза. // Усп. биол. химии, 2000, т.40, с.3-42.

29. ЗЕОщепков В.П., Красновский А.А. Фотообразование молекулярного водорода хлореллой: спектр действия. // Физиол. растений, 1974, т.21, с.462-467.

30. Рубин А.Б., Кононенко А.А., Шайтан К.В., Пащенко В.З., Ризниченко Г.Ю. Транспорт электронов в фотосинтезе. // Биофизика, 1994, т.39, с.213-235.

31. Семенова Е.А., Ладыгин В.Е. Структурная организация мембран тилакоидов мутанта хламидомонады, лишенного светособирающего комплекса и фотосистемы I. // Физиол. растений, 1985, т.32, с.223-230.

32. Сорокин Е.М. Анализ формы индукционной кривой люминесценции хлорофилла в хлоропластах в присутствии ингибиторов электронного транспорта. // Биофизика, 1984, т.29, с.775-778.

33. Стадничук И.II. Фикобилисомы. // М.: ВИНИТИ, Биологическая химия. Т. 46, 1991. 172 с.

34. Тетенькин B.JL, Гуляев Б.А., Голицын В. Пигмент-белковые комплексы фотосинтетических мембран цианобактерий Synechocystis sp. Влияние дефицита железа. //Биохимия, 1997, т.62, с.613-620.

35. Тетенькин В.Л., Голицын В., Гуляев Б.А. Стресс-белок цианобактерий СР36: взаимодействие с фотоактивными комплексами и формирование надмолекулярных структур. // Биохимия, 1998, т.63, с.690-698.

36. Фетисова З.Г., Фок М.В., Борисов А.Ю. Факторы оптимизации структуры све-тособирающей антенны фотосинтетической единицы. // Молекул, биология, 1983, т.17, с.437-445.

37. Фетисова З.Г., Фок М.В. Пути оптимизации преобразования энергии в первичных актах фотосинтеза. // Молекул, биология, 1984, т. 18. с. 1651-1663.

38. Фрадкин Л.И., Титова Е.Т., Шалыго Н.В., Аверина Н.Г. Сопряженная локализация протопорфирина IX и магний-порфиринов в пигмент-белковых комплексах хлоропластов. //Биохимия, 1988, т.53, с.2003-2009.

39. Шу валов В.А. Преобразование солнечной энергии в первичном акте разделения зарядов в реакционных центрах фотосинтеза. // М.: Наука, 2000, 50 с.

40. Шутилова Н.И. Климов В.В., Андропова Т.М., Шныров В.Л. О механизме термоинактивации кислородовыделяющего комплекса функционального ядра фотосистемы 2 хлоропластов. //Биохимия, 1992, т.57, с. 1508-1518.

41. Abdel-Basset R., Spiegel S., Bader K.P. Saturation of cyanobacterial photoevolution of molecular hydrogen by photosynthetic redox components. // J. Photochem. Photo-biol. B, 1998, v.47, p.31-38.

42. Acker S., Picaud A., Duranton J. Des activites photosynthetiques les complexes pig-mentaires CPI et CP2. // Biochim. Biophys Acta, 1976, v.440, p.269-277.

43. Acker S., Brown J.S., Duranton J. Absorption and circular dichroism spectra of chlorophyll and P-carotene in photosystem 1. // Photosynthetica, 1986, v.20, p.274-280.

44. Adams M.W.W. The structure and mechanism of iron hydrogenases. // Biochim. Biophys Acta, 1990, v.1020, p. 115-145.

45. Adams M.W.W., Mortenson L.E., Chen J.-S. Hydrogenase. // Biochim. Biophys. Acta, 1981, v.594, p.105-176.

46. Adamska I., Roobol-Boza M., Lindahl M., Andersson B. Isolation of pigment-binding early light-inducible proteins from pea. // Eur. J. Biochem. 1999. v.260, p.453-460.

47. Adamska I., Kruse E., Kloppstech K. Stable insertion of the early light-induced proteins into etioplast membranes requires chlorophyll a. // J. Biol. Chem., 2001, v.276. p.8582-8587.

48. Ahlbrink R., Haumann M., Cherepanov D., Bogershausen O., Mulkidjanian A., Junge W. Function of tyrosine Z in water oxidation by photosystem II: electrostatistical promoter instead of hydrogen abstractor. // Biochemistry, 1998, v.37, p.l 131-1142.

49. Aizawa K., Shimizu Т., Hiyama Т., Satoh K., Nakamura Y., Fujita Y. Changes in composition of membrane proteins accompanying the regulation of PS I/PS II stoichi-ometry observed with Synechocystis PCC 6803. // Photosynth. Res., 1992, v.32, p.131-138.

50. Akiyama M., Miyashita H., Kise H., Watanabe Т., Miyachi S., Kobayashi M. Detection of chlorophyll d' and pheophytin a in a chlorophyll d-dominating oxygenic pho-tosynthetic prokaryotq Acaryochloris marina. II Anal. Sci., 2001, v.17, p.205-208.

51. Albertsson P.-A. Interaction between the lumenal sides of the thylakoid membrane. // FEBS Lett., 1982, v. 149, p.186-190.

52. Albertsson P.-A. The structure and function of the chloroplast photosynthetic membranes a model for the domain organization. // Photosynth. Res., 1995, v.46, p. 141149.

53. Alberty R.A. Thermodynamics of the nitrogenase reactions. // J. Biol. Chem., 1994, v.269, p.7099-7102.

54. Albracht S.P.J. Nickel hydrogenases: in search of the active site. // Biochim Biophys. Acta, 1994, v.l 188. p.167-204.

55. Allakhverdiev S.I., Klimov V.V. Photoreduction of NADP+ in photosystem II of higher plants: requirement for manganese. // Z. Naturforsch., 1992, v.47c, p.57-62.

56. Allakhverdiev S.I., Klimov V.V., Demeter S. Thermoluminescence evidence for light-induced oxidation of tyrosine and histidine residues in manganese-depleted photosystem II particles. // FEBS Lett., 1992, v.297, p.51-54.

57. Allen J.F. Protein phosphorylation in regulation of photosynthesis. // Biochim. Biophys. Acta, 1992, v.1098, p.275-335.

58. Amesz J. The antenna-reaction center complex of Heliobacteria. // In: Blankenship R.E., Madigan M.T., Bauer C.E. (ed.) Anoxygenic photosynthetic bacteria. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1995, p.687-697.

59. Anderson J.M. Photoregulation of the composition, function, and structure of thylakoid membranes. // Annu. Rev. Plant Physiol., 1986, v.37, p.93-136.

60. Anderson J.M. Cytochrome b(f complex: dynamic molecular organiztion, function and acclimation. // Photosynth. Res., 1992, v.34, p.341-357.

61. Anderson J.M., Aro E.-M. Grana stacking and protection of photosystem II in thylakoid membranes of higher plant leaves under sustained high irradiance: an hypothesis. //Photosynth. Res., 1994, v.41, p.315-326.

62. Anderson J.M., Melis A. Localization of different photosystems in separate regions of chloroplasts membranes. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1983, v.80, p.745-749.

63. Andersson В., Anderson, J.M. Lateral heterogeneity in the distribution of chlorophyll-protein complexes of the thylakoid membranes of spinach chloroplasts. // Biochim. Biophys. Acta, 1980. v.593, p.427-440.

64. Andreasson E., Albertsson P.-A. Heterogeneity in photosystem I the larger antenna of Photosystem la is due to functional connection to a special pool of LHCII. // Biochim. Biophys. Acta, 1993, v.l 141, p.175-182.

65. Aparicio P.J., Azuara M.P., Ballesteros A., Fernandez V.M. Effects of light intensity and oxidized nitrogen sources on hydrogen production by Chlamydomonas reinhardtii. 11 Plant Physiol., 1985, v.78, p.803-806.

66. Appel J., Schulz R. Hydrogen metabolism in organisms with oxygenic photosynthesis: hydrogenascs as important regulatory devices for a proper redox poising? // J. Photochem. Photobiol. B, 1998, v.47, p.l-l 1.

67. Appel J., Phunpruch S., Steinmiiller K., Schulz R. The bidirectional hydrogenase of Synechocystis sp. PCC 6803 worked as an electron valve during photosynthesis. // Arch. Microbiol., 2000, v.173, p.333-338.

68. Arata H., Parson W.W. Enthalpy and volume changes accompanying electron transfer from P-870 to quinones in Rps. spheroides reaction centers. // Biochim. Biophys. Acta, 1981, v.636, p.70-81.

69. Arieli В., Padan E., Shahak Y. Sulfide-induced sulfide-quinone reductase activity in thylakoids of Oscillatoria limnetica. II J. Biol. Chem., 1991, v.266, p. 104-111.

70. Armond P.A., Staehelin L.A., Arntzen C.J. Spatial relationship of photosystem I, photosystem II, and the light-harvesting complex in chloroplast membranes. // J. Cell Biol., 1977, v.73,p.400-418.

71. Arnon D.I. Divergent pathways of photosynthetic electron transfer: the autonomous oxygenic and anoxygenic photosystems. // Photosynth. Res., 1995, v.46, p.47-71.

72. Arnon D.I., Chain R.K. Regulation of ferredoxin-catalyzed photosynthetic phosphorylations. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1975, у.12, p.4961-4965.

73. Aro E.-M., Virgin I., Andersson B. Photoinhibition of photosystem II. Inactivation, protein damage and turnover. // Biochim. Biophys. Acta, 1993, v.l 143, p.113-134.

74. Ashby M.K., Mullineaux K.W. The role of ApcD and ApcF in energy transfer from phycobilisomes to PS I and PS II in a cyanobacterium. // Photosynth. Res., 1999, v.61, p.169-179.

75. Baba K., Itoh S., Hastings G., Hoshina S. Photoinhibition of photosystem I electron transfer activity in isolated photosystem I preparations with differrent chlorophyll contents. // Photosynth. Res., 1996, v.47, p.121-130.

76. Bald D., Kruip J., Rogner M. Supramolecular architecture of cyanobacterial thylakoid membranes: how is the phycobilisome connected with the photosystems? // Photosynth. Res., 1996, v.49, p.103-118.

77. Bannister T.T., Rice G. Parallel time courses of oxygen evolution and chlorophyll fluorescence. //Biochim. Biophys. Acta, 1968, v. 162, p.555-580.

78. Barber J. Regulation of energy transfer by cations and protein phosphorylation in relation to thylakoid membrane organization. // Photosynth. Res., 1986, v. 10, p.243-253.

79. Barber J. The structure of photosystem I. // Nature Struct. Biol., 2001, v.8, p.577-579.

80. Barber J., Andersson B. Too much of a good thing: light can be bad for photosynthesis. //Trends Biochem. Sci., 1992, v. 17, p.61-66.

81. Barber J., De Las Rivas J. A functional model for the role of cytochrome 6559 in the protection against donor and acceptor side photoinhibition. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993, v.90, p.10942-10946.

82. Barenyi В., Krause G.H. Inhibition of photosynthetic reactions by light. A study with isolated spinach chloroplasts. // Planta, 1985, v. 163, p.218-226.

83. Bassi R., Croce R., Cugini D., Sandona D. Mutational analysis of a higher plant antenna protein provides identification of chromophores bound into multiple sites. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999, v.96, p.10056-10061.

84. Bauer C.E., Bird Т.Н. Regulatory circuits controlling photosynthesis gene expression. //Cell, 1996, v.85, p.5-8.

85. Baymann F., Brugna M., Miihlenhoff U., Nitschke W. Daddy, where did (PS)I come from? // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v. 1507, p.291-310.

86. Beja O., Spudich E.N., Spudich J.L., Leclerc M., DeLong E.F. Proteorhodopsin phototrophy in the ocean. // Nature, 2001, v.411, p.786-789.

87. Belanger F.C., Rebeiz C.A. Chloroplast biogenesis. Detection of monovinyl magnesium protoporphyrin monoester and other monovinyl magnesium porphyrins in higher plants. //J. Biol. Chem., 1982, v.257, p.1360-1371.

88. Belkin S., Padan E. Sulfide-dependent hydrogen evolution in the cyanobacterium Os-cillaloria limnetica. IIFEBS Lett., 1978, v.94, p.291-294.

89. Ben-Amotz A., Erbes D.L., Riederer-Henderson M.A., Peavey D.G., Gibbs M. 'H2 metabolism in photosynthetic organisms. I. Dark H2 evolution and uptake by algae and mosses. // Plant Physiol., 1975, v.56, p.72-77.

90. Bendall D.S., Manasse R.S. Cyclic photophosphorylation and electron transport. // Biochim. Biophys. Acta, 1995, v. 1229, p.23-38.

91. Benemann J.R. Hydrogen biotechnology: progress and prospectives. // Nature Bio-technol., 1996, v.14, p.l 101-1103.

92. Bengis C., Nelson N. Subunit structure and properties of the photosystem I reaction center. // J. Biol. Chem., 1977, v.252, p.4564-4569.

93. Bennett J. Protein phosphorylation in green plant chloroplasts. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1991, v.42, p.281-311.

94. Bennoun P. Evidence for a respiratory chain in the chloroplast. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1982, v.79, p.4352-4356.

95. Bennoun P. Chlororespiration revisited: mitochondrial-plastid interactions in Chlamydomonas. II Biochim. Biophys. Acta, 1994, v.l 186, p.59-66.

96. Ben-Nun S., Schantz R., Ohad I. Appearance and composition of chlorophyll-protein complexes I and II during chloroplast membrane biogenesis in Chlamydomonas reinhardi y-I. // Biochim. Biophys. Acta, 1977, v.469, p.451-467.

97. Berman-Frank I., Lundgren P., Chen Y.-B., Kupper H., Kolber Z., Bergman В., Falkowski P. Segregation of nitrogen fixation and oxygenic photosynthesis in the marine cyanobacterium Trichodesmium. II Science, 2001, v.294, p. 1534-1537.

98. Berry S., Schneider D., Vermaas W.F.J., Rogner M. Electron transport routes in whole cells of Synechocystis sp. strain PCC 6803: the role of the cytochrome bd-type oxidase. // Biochemistry, 2002, v.41, p. 3422-3429.

99. Bibby T.S., Nield J., Barber J. Iron deficiency induces the formation of an antenna ring around trimeric photosystem I in cyanobacteria. // Nature, 2001a, v.412, p.743-745.

100. Bibby T.S., Nield J., Barber J. Three-dimential model and characterization of the iron stress-induced CP43'-Photosystem I supercomplex isolated from the cyanobacterium Synechocystis 6803. // J. Biol. Chem., 2001b, v.276, p.43246-43252.

101. Bibby T.S., Nield J., Partensky F., Barber J. Antenna ring around photosystem I. // Nature, 2001c, v.413,p.590.

102. Bishop N.I., Senger H. The development of structure and function in chloroplasts of greening mutants of Scenedesmus. II. Development of photosynthetic apparatus. 11 Plant Cell Physiol., 1972, v.13, p.937-953.

103. Black M.T., Lee P., Horton P. Changes in topography and function of thylakoid membranes following membrane protein phosphorylation. // Planta, 1986, v. 168, p.330-336.

104. Blankenship R.E. Origin and early evolution of photosynthesis. // Photosynth. Res., 1992, v.33, p.91-11 f.

105. Blankenship R.E., Hartman H. The origin and evolution of oxygenic photosynthesis. // Trends Biochem.Sci., 1998, v.23, p.94-97.

106. Blankenship R.E., Madigan M.T., Bauer C.E. (eds.) Anoxygenic photosynthetic bacteria. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1995a.

107. Boardman N.K. Comparative photosynthesis of sun and shade plants. // Annu. Rev. Plant Physiol., 1977, v.28, p.355-377.

108. Boekema E.J., Dekker J.P., van Heel M.G., Rogner M., Saenger W., Witt I., Witt H.T. Evidence for a trimeric organization of the photosystem I complex from the thermophilic cyanobacterium Synechococcus sp. 11 FEBS Lett., 1987, v.217. p.283-286.

109. Boekema E.J., Hankamer В., Bald D., Kruip J., Niedl J., Boonstra A.F., Barber J. and Rogner M. Supramolecular structure of the photosystem II complex from green plants and cyanobacteria. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, v.92, p.175-179.

110. Boekema E.J., van Roon H., Dekker J.P. Specific association of photosystem II and light-harvesting complex II in partially solubilized photosystem II membranes. // FEBS Lett., 1998, v.424, p.95-99.

111. Boekema E.J., Nield J., Flankamer В., Barber J. Localization of the 23-kDa sub-unit of the oxygen-evolving complex of photosystem II by electron microscopy. // Eur. J. Biochem., 1998, v.252, p.268-276.

112. Boekema E.J., van Roon H., Galkocn F., Bassi R., Dekker J.P. Multiple types of association of Photosystem II and its light-harvesting antenna in partially solubilized Photosystem II membranes. // Biochemistry, 1999, v.38. p.2233-2239.

113. Boekema E.J., van Breemen J.F.L., van Roon H., Dekker J.P. Conformational changes in Photosystem II supercomplexes upon removal of extrinsic subunits. // Biochemistry, 2000, v. 39, p. 12907-12915.

114. Boekema E.J., Jensen P.E., Schlodder E., van Breemen J.F.L., van Roon H., Vibe Scheller H., Dekker J.P. Green plant Photosystem I binds light-harvesting complex 1 on one side of the complex. // Biochemistry, 2001a, v.40, p. 1029-1036.

115. Boekema E.J., Hifney A., Yakushevska A.E., Piotrowski M., Keegstra W., Berry S., Michel K.P., Pistorius E.K., Kruip J. A giant chlorophyll-protein complex induced by iron deficiency in cyanobacteria. // Nature, 2001b, v.412, p.745-748.

116. Bossmann В., Knoetzel J., Jansson S. Screening of chlorina mutants of barley (Hordeum vulgare L.) with antibodies against light-harvesting proteins of PS I and PS II: Absence of specific antenna proteins. //Photosynth. Res., 1997, v.52, p.127-136.

117. Bossmann В., Grimme L. H., Knoetzel J. Protease-stable integration of Lhcbl into thylakoid membranes is dependent on chlorophyll b in allelic chlorina-f 2 mutants of barley (Hordeum vulgare L.). // Planta, 1999, v.207, p.551-558.

118. Boussac A., Zimmermann J.-L., Rutherford A.W. EPR signals from modified charge accumulation states of the oxygen-evolving enzyme in Ca2+-deficient photo-system II. // Biochemistry, 1989, v.28, p.8984-8989.

119. Brand J.J., Wright J.N., Lien S. Hydrogen production by eukaryotic algae. // Biotech. Bioengineer., 1989, v.33, p. 1482-1488.

120. Brandt P., Wiessner W. Induction of the de novo formation of the photosystem I-related light-harvesting chlorophyll protein complex LHCPa by photoheterotrophic nutrition. // Plant Physiol., 1984, v.75, p.253-254.

121. Brandt P., Zufall E., Wiessner W. Relation between the light-harvesting chlorophyll cz-protein complex LHCPa and photosystem I in the alga Chlamydobotrys stel-lata. // Plant Physiol., 1983, v.71, p.128-131.

122. Braslavsky S.E., Heibel G.E. Time resolved photothermal and photoacoustic methods applied to photoinduced processes in solution. // Chem. Rev., 1992, v.92, p.1381-1410.

123. Bredenkamp G.J., Baker N.R. Modification of excitation energy distribution to photosystem I by protein phosphorylation and cation depletion during thylakoid biogenesis in wheat. // Photosynth. Res., 1990, v.23, p.111-117.

124. Breton J. The 695 fluorescence (F695) of chloroplasts at low temperature is emitted from the primary acceptor of photosystem II. // FEBS Lett., 1982, v.147, p.16-20.

125. Brettel K. Electron transfer and arrangement of the redox cofactors in photosystem I. //Biochim. Biophys. Acta, 1997, v. 1318, p.322-373.

126. Brettel K., Leibl W. Electron transfer in photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v.1507, p.100-114.

127. Bricker T.M., Ghanotakis D.F. Introduction to oxygen evolution and oxygen-evolving complex. // In: Ort D.R., Yocum C.F. (ed.) Oxygenic photosynthesis: the light reactions. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1996, p. 113136.

128. Bruce D., Salehian O. Laser-induced optoacoustic calorimetry of cyanobacteria. The efficiency of primary photosynthetic processes in state 1 and state 2. // Biochim. Biophys. Acta, 1992, v.l 100, p.242-250.

129. Burkey K.O. Chlorophyll-protein complex composition and photochemical activity in developing chloroplasts from greening barley seedlings. // Photosynth. Res., 1986, v.10, p.37-49.

130. Burnap R.L., Sherman L.A. Deletion mutagenesis in Synechocystis sp. PCC 6803 indicates that the Mn-stabilizing protein of Photosystem II is not essential for oxygen evolution. //Biochemistry, 1991, v.30, p.440-446.

131. Burnap R.L., Shen J.-R., Jursinic P.A., Inoue Y., Sherman L.A. Oxygen yield and thermoluminescence of a cyanobacterium lacking the Mn-stabilizing protein of Photosystem II. // Biochemistry, 1992, v.31, p.7404-7410.

132. Burnap R.L., Troyan Т., Sherman L.A. The highly abundant chlorophyll-protein complex of iron-deficient Synechococcus sp PCC7942 (Cp43') is encoded by the isiA gene. // Plant Physiol., 1993, v. 103, p.893-902.

133. Burris R.H. Nitrogenases. // J. Biol. Chem., 1991, v.266, p.9339-9342.

134. Buser C.A., Thompson L.K., Diner B.A., Brudvig G.W. Electron-transfer reactions in manganese-depleted photosystem II. // Biochemistry, 1990, v.29, p.8977-8985.

135. Buser C.A., Diner B.A., Brudvig G.W. Photooxidation of cytochrome b5sg in oxygen-evolving photosystem II. //Biochemistry, 1992, v.31, p. 11449-11459.

136. Caffarri S., Croce R., Breton J., Bassi R. The major antenna complex of photosystem II has a xanthophyll binding site not involved in light harvesting. // J. Biol. Chem., 2001, v. 276, p.35924-35933.

137. Cahen D., Malkin S., Shochat S., Ohad I. Development of photosystem II complex during greening of Chlamydomonas reinhardi y-1. // Plant Physiol., 1976, v.58, p.257-267.

138. Canaani O., Havaux M. Evidence for a biological role in photosynthesis for cytochrome b-559 a component of photosystem II reaction center. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, v.87, p.9295-9299.

139. Canaani O., Malkin S., Mauzerall D. Pulsed photoacoustic detection of flash-induced oxygen evolution from intact leaves and its oscillation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988, v.85, p.4725-4729.

140. Castelfranco P.A., Beale S.I. Chlorophyll biosynthesis: recent advance and areas of current interest. // Ann. Rev. Plant Physiol., 1983, v.34, p.241-278.

141. Cha Y., Mauzerall D. Energy storage of linear and cyclic electron flows in photosynthesis. //Plant Physiol., 1992, v. 100, p. 1869-1877.

142. Chain R.K., Arnon D.I. Quantum efficiency of photosynthetic energy conversion. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977, v.74, p.3377-3381.

143. Chalikian T.V., Breslauer К J. Thermodynamic analysis of biomolecules: a volumetric approach. // Curr. Opin. Struct. Biol., 1998, v.8, p.657-664.

144. Chan C.K., Gaines G.L., Fleming G.R., Mets L.J. Chlorophyll fluorescence lifetime studies of greening in yellow mutants of Chlamydomonas reinhardtii. Assembly of the photosystem I core complex. // Biochim. Biophys. Acta, 1989, v.975, p.59-65.

145. Charlebois D., Mauzerall D. Energy storage and optical cross-section of PSI in the cyanobacterium Synechococcus PCC 7002 and a psaET mutant. // Photosynth. Res., 1999, v.59,p.27-38.

146. Chen M., Quinnell R.G., Larkum A.W.D. The major light-harvesting pigment protein of Acaryochloris marina. // FEBS Lett., 2002, v.514, p.149-152.

147. Cheniae G.M., Martin I.F. Absence of oxygen-evolving capacity in dark-grown Chlorella: the photoactivation of oxygen-evolving centers. // Photochem. Photobiol., 1973, v,17,p.441-459.

148. Chereskin B.M., Castelfranco P.A. Effects of iron and oxygen on chlorophyll biosynthesis. II. Observations on the biosynthetic parthway in isolated etiochloroplasts. // Plant Physiol., 1982, v.69, p. 112-116.

149. Chitnis P.R. Photosystem I: function and physiology. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 2001, v.52, p.593-626.

150. Christen G., Renger G. The role of hydrogen bonds for the multiphasic P680+" reduction by Yz in photosystem II with intact oxygen evolution capacity. Analysis of kinetic H/D isotope exchange effects. // Biochemistry, 1999, v.39, p.2068-2077.

151. Chylla R.A. Whitmarsh J. Inactive photosystem II complexes in leaves: Turnover rate and quantitation. // Plant Physiol., 1989, v.90, p.765-772.

152. Chylla R.A., Whitmarsh J. Light saturation response of inactive photosystem II reaction centers in spinach. // Photosynth. Res., 1990, v.25, p.39-48.

153. Chylla R.A., Garab G., Whitmarsh J. Evidence for slow turnover in a fraction of photosystem II complexes in thylakoid membranes. // Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.894, p.562-571.

154. Cinco R.M., Maclnnis J.M., Greenbaum E. The role of carbon dioxide in light-activated hydrogen production by Chlamydomonas reinhardtii. II Photosynth. Res., 1993, v.38,p.27-33.

155. Clayton R.K, Vermeglio A. Orientation of chromophores in reaction centers of Rhodopseudomonas sphaeroides evidence for 2 absorption bands of the dimeric primary electron donor. //Biochim.Biophys.Acta, 1976, v.449, p.500-515.

156. Cogdell R.J., Frank H.A. How carotenoids function in photosynthetic bacteria. // Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.895, p.63-79.

157. Cogdell R.J., Isaacs N.W., Howard T.D., McLuskey K., Fraster N.J., Prince S.M. How photosynthetic bacteria harvest solar energy. // J. Bacterid., 1999, v. 181, p.3869-3879.

158. Cohen C.E., Schiff J.A. Events surrounding the early development of Euglena chloroplasts. II. Protochlorophyll(ide) and its photoconversion. // Photochem. Photo-biol., 1976, v.24,p.555-566.

159. Comic G., Woo K.C., Osmond B.S. Photoinhibition of C02-dependent 02 evolution by intact chloroplasts isolated from spinach leaves. // Plant Physiol., 1982, v. 70, p.1310-1315.

160. Cook W.B., Miles D. Anomalous electron transport activity in a photosystem I-deficient maize mutant. // Photosynth. Res., 1990, v.24, p.81-88.

161. Cortez N., Garcia A.F., Tadros M.H., Gadon N., Schiltz E., Drews G. Redox-controlled in vivo and in vitro phosphorylation of the alpha subunit of the light-harvesting complex I in Rhodobacter capsulatus. // Arch. Microbiol., 1992, v. 158, p.315-319.

162. Cournac L., Redding K., Bennoun P., Peltier G. Limited photosynthetic electron flow but no C02 fixation in Chlamydomonas mutants lacking Photosystem I. // FEBS Lett., 1997, v.416, p.65-68.

163. Cramer W.A., Soriano G.M., Zhang H., Ponamarev M.V., Smith J.L. The cytochrome b(f complex. Novel aspects. // Physiol. Plantarum, 1997, v. 100, p.852-862.

164. Crofts A.R. Photosynthesis in Rhodobacter sphaeroides. // Trends Microbiol., 2000, v.8, p.105-107.

165. Dalling M.J., Tolbert N.E., Hageman R.H. Intracellular location of nitrate reductase and nitrite reductase. I. Spinach and tobacco leaves. // Biochim. Biophys. Acta, 1973, v.283, p.505-512.

166. Damjanovic A., Ritz Т., Schulten K. Excitation transfer in the peridinin-chlorophyll-protein of Amphidinium carterae. II Biophys. J., 2000, v.79, p. 16951705.

167. Davis R, Lehman L., Petrovich R., Shah V.K., Roberts G.P., Ludden P.W. Purification and characterization of the alternative nitrogenase from the photosynthetic bacterium Rhodospirillum rubrum. II J. Bacterid., 1996, v.178, p.1445-1450.

168. Debus R.J. The manganese and calcium ions of photosynthetic oxygen evolution. //Biochim. Biophys. Acta, 1992, v.l 102, p.269-352.

169. Debus R.J., Campbell K.A., Peloquin J.M.; Pham D.P., Britt R.D. Histidine 332 of the D1 polypeptide modulates the magnetic and redox properties of the manganese cluster and tyrosine Yz in photosystem II. II Biochemistry, 2000, v.39, p.470-478.

170. De Martino A., Douady D., Quinet-Szely M., Rousseau В., Crepineau F., Apt K., Caron L. The light-harvesting antenna of brown algae. Highly homologous proteins encoded by a multigene family. // Eur. J. Biochem., 2000, v.267, p.5540-5549.

171. Deisenhofer J., Epp O., Miki K., Huber R., Michel H. Structure of the protein sub-units in the photosynthetic reaction center of Rhodopseudomonas capsulata at ЗА resolution. //Nature, 1985, v.318, p.618-624.

172. Deinum G., Aartsma T.J., van Grondelle R., Amesz J. Singlet-singlet excitation annihilation measurements on the antenna of Rhodospirillum rubrum between 300 and 4 K. // Biochim. Biophys. Acta, 1989, v.976, p.63-69.

173. Delosme R., Beal D., Joliot P. Photoacoustic detection of flash-induced charge separation in photosynthetic systems. Spectral dependence of the quantum yield. // Biochim. Biophys. Acta, 1994, v.l 185, p.56-64.

174. Demeter S., Govindjee. Thermoluminescence in plants. // Physiol. Plantarum, 1989, v.75, p.121-130.

175. Demeter S., Rozsa Z., Vass I., Sallai A. Thermoluminescence study of charge recombination in photosystem II at low temperatures. I. Characterization of the Zv and A thermoluminescence bands. // Biochim. Biophys. Acta, 1985, v.809, p.369-378.

176. DeVault D. Quantum mechanical tunneling in biological systems. // Quart. Rev. Biophys., 1980, v.13, p.387-564.

177. Diner B.A. Dependence of the deactivation reactions of photosystem II on the redox state of plastoquinone pool A varied under anaerobic conditions. Equilibria on the acceptor side of photosystem II. II Biochim. Biophys. Acta, 1977, v.460, p.247-258.

178. Diner B.A., Babcock G.T. Structure, dynamics, and energy conversion efficiency in Photosystem II. // In: Ort D.R., Yocum C.F. (ed.) Oxygenic photosynthesis: the light reactions. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1996, p.213-247.

179. Diner В., Mauzerall D. Feedback controlling oxygen production in a cross-reaction between two photosystems of photosynthesis. // Biochim. Biophys. Acta, 1973, v.305, p.329-352.

180. Dismukes G.C., Klimov V.V., Baranov S.V., Kozlov Y.N., DasGupta J., Ty-ryshkin A. The origin of atmospheric oxygen on Earth: the innovation of oxygenic photosynthesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, v.98, p. 2170-2175.

181. Drews G. Structure and functional organization of light-harvesting complexes and photochemical reaction centers in membranes of phototrophic bacteria. // Microbiol. Rev., 1985, v.49, p.59-70.

182. Dubertret G. Joliot P. Structure and organization of system II photosynthetic units during the greening of a dark-grown Chlorella mutant. // Biochim. Biophys. Acta, 1974, v. 357, p.399-411.

183. Dubinsky Z., Falkowski P.G., Wyman K. Light harvesting and utilization by phy-toplankton. // Plant Cell Physiol., 1986, v.27, p. 1335-1349.

184. Durnford D.G., Deane J.A., Tan S., McFadden G.I., Gantt E., Green B.R. A Phy-logenetic assessment of the eukaryotic light-harvesting antenna proteins, with implications for plastid evolution. // J. Mol. Evol., 1999. v.48, p.59-68.

185. Eady R.R. Structure-function relationships of alternative nitrogenases. // Chem. Rev., 1996, v.96, p.3013-3030.

186. Eaton-Rye J.J., Vermaas W.F.J. Oligonucleotide-directed mutagenesis of psbB, the gene encoding CP47, employing a deletion strain of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. // Plant Mol. Biol., 1991, v.17, p.l 165-1177.

187. Edens G.J., Gunner M.R., Xu Q., Mauzerall D. The enthalpy and entropy of reaction for formation of PQa from excited reaction centers of Rhodobacter sphaeroi-des. II J. Am. Chcm. Soc., 2000, v.122, p.1479-1485.

188. Egneus H., Reftel S., Sellden G. The appearance and development of photochemical activity in etiolated barley leaves and isolated etio-chloroplasts. // Physiol. Plan-tarum, 1972, v.27, p.48-55.

189. Egneus H., Ileber U., Matthiesen U., Kirk M. Reduction of oxygen by the electron transport chain of chloroplasts during assimilation of carbon dioxide. // Biochim. Biophys. Acta, 1975, v. 408, p.252-268.

190. Egneus H., Sellden G., Andersson L. Appearance and development of P7oo oxidation and photosystem I activity in etio-chloroplasts prepared from greening barley leaves. // Planta, 1976, v.133, p.47-52.

191. Eichacker L.A., Soil J., Lauterbach P., Rudiger W. Klein R.R. Mullet J.E. In vitro synthesis of chlorophyll a in the dark triggers accumulation of chlorophyll a apoproteins in barley etioplasts. // J. Biol. Chem., 1990, v.265, p.13566-13571.

192. Ellsworth R.K., Hsing A.S. The reduction of vinyl side-chains of Mg-proto-porphyrin IX monomethyl ester in vitro. II Biochim. Biophys. Acta, 1973, v.313, p.l 19-129.

193. Ellsworth R.K., Hsing A.S. Activity and some properties of Mg-4-ethyl-(4-desvinyl)-protoporphyrin IX monomethyl ester: NAD+ oxidoreductase in crude ho-mogenates from etiolated wheat seedlings. // Photosynthetica, 1974, v. 8, p.228-234.

194. Emerson R., Arnold W. The photochemical reaction in photosynthesis. // J. Gen. Physiol., 1932, v.16, p.191-205.

195. Espineda C.E., Linford A.S., Devine D., Brusslan J.A. The AtCAO gene, encoding chlorophyll a oxygenase, is required for chlorophyll b synthesis in Arabidopsis tha-liana.ll Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999, v.96, p.l0507-10511.

196. Falk S., Bruce D., Huner N.P.A. Photosynthetic performance and fluorescence in relation to antenna size and absorption cross-sections in rye and barley grown under normal and intermittent light conditions. // Photosynth. Res., 1994, v.42, p.145-155.

197. Falk S., Samson G., Bruce D., Huner N.P.A., Laudenbach D.E. Functional analysis of the iron-stress induced CP43' polypeptide of PS II in the cyanobacterium Syne-chococcus sp. PCC 7942. // Photosynth. Res., 1995, v.45, p.51-60.

198. Falkowski P., Owens T. Eight-shade adaptation. Two strategies in marine phyto-plankton. // Plant Physiol., 1980, v.66, p.592-592.

199. Falkowski P., Owens Т., Ley A., Mauzerall D. Effects of growth irradiance levels on the ratio of reaction centers in two species of marine phytoplankton. // Plant Physiol., 1981, v.68, p.969-973.

200. Falkowski P., Fujita Y., Ley A., Mauzerall D. Evidence for cyclic electron flow around photosystem II in Chlorella pyrenoidosa. II Plant Physiol., 1986, v.81, p.310-312.

201. Farineau N., Guillot-Salomon Т., Cantrel C., Ouijja A., Tuguet C. Effect of chloramphenicol on etiochloroplasts of wild and chlorophyll Mess barley genotypes. // Plant Cell Physiol., 1988, v.29, p.925-933.

202. Feiler U., Hauska G. The reaction center from green sulfur bacteria. // In: Blank-enship R.E., Madigan M.T., Bauer C.E. (eds.) Anoxygenic photosynthetic bacteria. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1995, p.665-685.

203. Feitelson J., Mauzerall D. Photoacoustic evaluation of volume and entropy changes in energy and electron transfer. Triplet state porphyrin with oxygen and naphthoquinone-2-sulfonate. // J. Phys. Chem., 1996, v. 100, p.7698-7703.

204. Fetisova Z., Freiberg A., Novoderezhkin V., Taisova A., Timpmann K. Antenna size dependent exciton dynamics in the chlorosomal antenna of the green bacterium Chloroflexus aurantiacus. // FEBS Lett., 1996, v.383, p.233-236.

205. Florin L., Tsokoglou A., Happe T. A novel type of Fe-hydrogenase in the green alga Scenedesmus obliquus is linked to the photosynthetic electron transport chain. 11 J. Biol. Chem., 2001, v.276, p.6125-6132.

206. Ford R.C., Stoylova S.S., Holzenburg A. An alternative model for photosystem II/light harvesting complex II in grana membranes based on cryo-electron microscopy studies. // Eur. J. Biochem., 2002, v.269, p.326-336.

207. Fork D.C., Herbert S.K. Electron transport and photophosphorylation by photosystem I in vivo in plants and cyanobacteria. // Photosynth. Res., 1993, v.36, p. 149168.

208. Fork D.C., Herbert S.K. The application of photoacoustic techniques to studies of photosynthesis. // Photochem. Photobiol., 1993, v.57, p.207-220.

209. Fork D.C., Satoh K. The control by state transitions of the distribution of excitation energy in photosynthesis. //Ann. Rev. Plant Physiol., 1986, v.37, p.335-361.

210. Forti G., Grubas P.M.G. Influence of thylakoid protein phosphorylation on photo-synthetic electron transport and pho-tophosphorylation. // Photosynth. Res., 1986, v.10, p.277-282.

211. Foyer C., Furbank R., Harbinson J., Horton P. The mechanisms contributing to photosynthetic control of electron transport by carbon assimilation in leaves. // Photosynth. Res., 1990, v.25, p.83-100.

212. Fragata M., Popovic R., Camm E.L., Leblanc R.M. Pheophytin-mediated energy storage of photosystem II particles detected by photoacoustic spectroscopy. // Photosynth. Res., 1987, v.14, p.71-80.

213. Francke C., Amesz J. The size of the photosynthetic unit in purple bacteria. // Photosynth.Res., 1995, v.46, p.347-352.

214. Frese R.N., Olsen J.D., Branvall R., Westerhuis W.H.J., Hunter C.N., van Gron-delle R. The long-range supraorganization of the bacterial photosynthetic unit: A key role for PufX. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000, v.97, p. 5197-5202.

215. Fromme P., Jordan P., Krauss N. Structure of Photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v,1507,p.5-31.

216. Fujita Y. A study on the dynamic features of photosystem stoichiometry: Accomplishments and problems for future studies. // Photosynth. Res., 1997, v.53, p.83-93.

217. Fyfe P.K., Jones M.R. Re-emerging structures: continuing crystallography of the bacterial reaction centre. // Biochim. Biophys. Acta, 2000, v.1459, p.413-421.

218. Gaffron H., Rubin J. Fermentative and photochemical production of hydrogen in algae. // J. Gen. Physiol., 1942, v.26, p.219-240.

219. Gaffron H., Wohl K. Zur theorie der assimilation. Naturwissenschaften, 1936, v.24, 81-90.

220. Gal A., Hauska G., Herrmann R., Ohad I. Interaction between light harvesting chlorophyll-^//? protein (LHC II) kinase and cytochrome b(/f complex. // J. Biol. Chem., 1990, v.265, p.19742-19749.

221. Gantt E. Pigment protein complexes and the concept of the photosynthetic unit: chlorophyll complexes and phycobilisomes. // Photosynth. Res., 1996, v.48, p.47-53.

222. Garcia A.F., Venturoli G., Gad'on N., Fernandez-Velasco J.G., Melandri B.A., Drews G. The adaptation of the electron transfer chain of Rhodopseudomonas capsu-lata to different light intensities. // Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.890, p.335-345.

223. Garczarek L., van der Staay G.W.M., Thomas J.C., Partensky F. Isolation and characterization of Photosystem I from two strains of the marine oxychlorobacterium Prochlorococcus. //Photosynth. Res., 1998, v.56, p.131-141.

224. Garczarek L., Hess W.R., Holtzendorff J., van der Staay G.W.M., Partensky F. Multiplication of antenna genes as a major adaptation to low light in a marine pro-karyote. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000, v.97, p.4098-4101.

225. Georgakopoulos J.H., Argyroudi-Akoyunoglou J.H. Implication of D1 degradation in phosphorylation-induced state transitions. // Photosynth. Res., 1997, v.53, p.185-195.

226. Georgiadis M.M., Komiya H„ Chakrabarti P., Woo D., Kornuc J.J., Rees D.C. Crystallographic structure of the nitrogenase iron protein from Azotobacter vinelandii. // Science, 1992, v.257, p. 1653-1659.

227. Gest H., Kamen M.D. Photoproduction of molecular hydrogen by Rhodospirillum rubrum.ll Science, 1949, v.109, p.558-559.

228. Gfeller R.P., Gibbs M. Fermentative metabolism of Chlamydomonas reinhardtii. I. Analysis of fermentative products from starch in dark and light. // Plant Physiol., 1984. v.75, p.212-218.

229. Ghanotakis D.F., Yocum C.F. Photosystem II and the oxygen-evolving complex. //Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1990, v.41, p.255-276.

230. Ghirardi M.L., Zhang L., Lee J.W., Flynn Т., Seibert M., Greenbaum E., Melis A. Microalgae: a green source of renewable H2. // Trends Biotech., 2000, v. 18, p.506-511.

231. Gibbs M., Gfeller R.P., Chen C. Fermentative metabolism of Chlamydomonas reinhardii. III. Photoassimilation of acetate. // Plant Physiol., 1986, v.82, p. 160-166.

232. Gilson M.K., Rasjom A., Fine R., Honig B. On the calculation of electrostatic interactions in proteins.// J. Mol. Biol., 1985, v.184, p.503-516.

233. Giardi M.T. Significance of photosystem II core phosphorylation heterogeneity lor the herbicide-binding domain. // Z. Naturforsch., 1993, v.48c, p.241-245.

234. Giardi M.T., Rigoni F., Barbato R. Photosystem II core phosphorylation heterogeneity, differential herbicide binding, and regulation of electron transfer in photosystem II preparations from spinach. // Plant Physiol. 1992, v. 100, p. 1948-1954.

235. Glazer A.N., Gindt Y.M., Chan C.F., Sauer K. Selective disruption of energy flow from phycobilisomes to photosystem I. // Photosynth. Res., 1994, v.40, p.167-173.

236. Glick R.E., Melis A. Minimum photosynthetic unit size in system I and system II of barley chloroplasts. //Biochim. Biophys. Acta. 1988, v.934, p.151-155.

237. Gobets В., van Grondelle R. Energy transfer and trapping in photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v. 1507, p.80-99.

238. Gobets В., Van Amerongen H., Monshouwcr R., Kruip J., Rogner M., van Grondelle R., Dekker J.P. Polarized site-selected fluorescence spectroscopy of isolated Photosystem I particles. //Biochim. Biophys. Acta, 1994, v.l 118, p.75-85.

239. Godde D. Evidence for a membrane-bound NADH-plastoquinone oxidoreductase in Chlamydomonas reinhardtii CW-15. // Arch. Microbiol., 1982, v.131, p.197-202.

240. Golecki J.R., Oelze J. Quantitative relashionship between bacteriochlorophyll content, cytoplasmic membrane structure and chlorosome size in Chloroflexus auran-tiacus. //Arch. Microbiol., 1987, v. 148, p.236-241.

241. Govindjee. Photosystem II heterogeneity: the acceptor side. // Photosynth. Res., 1990, v.25,p,151-160.

242. Graan Т., Ort D.R. Detection of oxygen-evolving photosystem II centers inactive in plastoquinone reduction. // Biochim. Biophys. Acta, 1986, v.852, p.320-330.

243. Grabowski В., Cunningham F.X.Jr., Gantt E. Chlorophyll and carotenoid binding in a simple red algal light-harvesting complex crosses phylogenetic lines. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, v.98, p. 2911-2916.

244. Green B.R. Was "molecular opportunism" a factor in the evolution of different photosynthetic light-harvesting pigment systems? // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, v.98, p.2119-2121.

245. Green B.R., Durnford D.G. Chlorophyll-carotenoid proteins of oxygenic photosynthesis. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1996, v.47, p.685-714.

246. Green B.R., Kiihlbrandt W. Sequence conservation of light-harvesting and stress-response proteins in relation to the three-dimensional molecular structure of LHCII. // Photosynth. Res., 1995, v.44, p. 139-148.

247. Green B.R., Pichersky E. Hypothesis for the evolution of three-helix Chi a/b and Chi a/c light-harvesting antenna proteins from two-helix and four-helix ancestors. // Photosynth. Res., 1994, v.39, p. 149-162.

248. Greenbaum E. The photosynthetic unit of hydrogen evolution. // Science, 1977, v.196, p.879-880.

249. Greenbaum E. Biophotolysis of water: the light saturation curves. // Photo-biochem. Photobiophys., 1984, v.8, p.323-332.

250. Greenbaum E. Energetic efficiency of hydrogen photoevolution by algal water splitting. // Biophys. J., 1988a, v.54, p.365-368.

251. Greenbaum E. Hydrogen production by algal water splitting. // In: Lembi С.Л., Waaland J.R. (eds.) Algae and Human Affairs. Cambridge University Press, Cambridge, 1988b, p.283-304.

252. Greenbaum E., Ramus J. Survey of selected seaweeds for simultaneous photopro-duction of hydrogen and oxygen. // J. Phycol., 1983, v. 19, p.53-57.

253. Greenbaum E., Lee J.W., Tevault C.V., Blankinship S.L., Mets L.J. C02 fixation and photoevolution of H2 and 02 in a mutant of Chlamydomonas lacking photosystem I. //Nature, 1995, v.376, p.438-441.

254. Greenbaum N.L., Ley A.C., Mauzerall D.C. Use of a light-induced respiratory transient to measure the optical cross section of photosystem I in Chlorella. II Plant Physiol., 1987, v.84,p.879-882.

255. Greenbaum N.L., Mauzerall D. Effect of irradiance level on distribution of chlorophylls between PS II and PS I as determined from optical cross-sections. // Biochim. Biophys. Acta, 1991, v. 1057, p. 195-207.

256. Griffiths W.T. Characterization of the terminal stages of chlorophyll(ide) synthesis in etioplast membrane preparations. // Biochem. J., 1975, v.152, p.623-635.

257. Griffiths W.T. Reconstitution of chlorophyllide formation by isolated etioplast membranes. // Biochem. J., 1978, v. 174, p.681-692.

258. Griffiths W.T. Substrate specificity studies on protochlorophyllide reductase in barley (Hordeum vulgare) etioplast membranes. // Biochem. J., 1980, v. 186, p.267-278.

259. Guergova-Kuras M., Boudreaux В., Joliot A., Joliot P., Redding K. Evidence for two active branches for electron transfer in photosystem I. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, v.98, p.4437-4442.

260. Hall D.O., Markov S.A., Watanabe Y., Rao K.K. The potential applications of cyanobacterial photosynthesis for clean technologies. // Photosynth. Res., 1995, v.46, p.159-167.

261. Hankamer В., Barber J., Boekema E.J. Structure and membrane organization of photosystem II in green plants. // Annu. Rev Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1997, v.48, p.641-671.

262. Hansson O., Wydrzynski T. Current perceptions of Photosystem II. // Photosynth. Res., 1990, v.23, 131-162.

263. Ilappe Т., Kaminski A. Differential regulation of the Fe-hydrogenase during anaerobic adaptation in the green alga Chlamydomonas reinhardtii. II Eur. J. Biochem., 2002, v.269, p.1022-1032.

264. Happe Т., Naber J.D. Isolation, characterization and N-terminal amino acid sequence of hydrogenase from green alga Chlamydomonas reinhardtii. II Eur. J. Biochem., 1993, v.214, p.475-481.

265. Happe Т., Mosler В., Naber J.D. Induction, localization and metal content of hydrogenase in the green alga Chlamydomonas reinhhardtii. II Eur. J. Biochem., 1994, v.222, p.769-774.

266. Happe R.P., Roseboom, W„ Plerik A.J., Albracht S.P.J., Bagley K.A. Biological activation of hydrogen. // Nature, 1997, v.385, p. 126.

267. Harrison M.A., Allen J.F. Light-dependent phosphorylation of photosystem II polypeptides maintains electron transport at high light intensity: separation from effects of phosphorylation of LHC-II. // Biochim. Biophys. Acta, 1991, v. 1058, p.289-296.

268. Hastings G., Hoshina S., Webber A.N., Blankenship R.E. Universality of energy and electron transfer processes in Photosystem I. // Biochemistry, 1995, v.34, p.15512-15522.

269. Haumann M., Mulkidjanian A., Junge W. Tyrosine-Z in oxygen-evolving photosystem II: a hydrogen-bonded tyrosinate. // Biochemistry, 1999, v.38, p.1258-1267.

270. Hauska G., Schoedl Т., Remigy H., Tsiotis G. The reaction center of green sulfur bacteria. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v. 1507, p.260-277.

271. Haworth P., Melis A. Phosphorylation of chloroplast thylakoid membrane proteins does not increase the absorption cross-section of photosystem I. // FEBS Eett., 1983, v.160, p.277-280.

272. Haworth P., Watson J.L., Arntzen C.J. The detection, isolation and characterization of a light harvesting complex which is specifically associated with photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 1983, v.722, p.498-507.

273. Hays A.A., Vassiliev I.R., Golbeck J.H., Debus R.J. Role of Dl-Hisl90 in the proton-coupled oxidation of tyrosine Yz in manganese-depleted photosystem II. // Biochemistry, 1999, v.38, p.l 1851-11865.

274. Heber U., Kirk M.R., Boardman N.K. Photoreactions of cytochrome b-559 and cyclic electron flow in photosystem II of intact chloroplasts. // Biochim. Biophys. Acta, 1979, v.546, p.292-306.

275. Helfrich M., Ross A., King G.C., Turner A.G., Larkum A.W.D. Identification of 8-vinyl.-protochlorophyllide a in phototrophic prokaryotes and algae: chemical and spectroscopic properties. // Biochim. Biophys. Acta, 1999, v.1410, p.262-272.

276. Henderson R. The purple membrane from Halobacterium halobium. И Rev. Biophys. Bioeng., 1977, v.6, p.87-109.

277. Henningsen K.W., Boardman N.K. Development of photochemical activity and the appearance of the high potential form of cytochrome b-559 in greening barley seedlings. // Plant Physiol., 1973, v.51, p.l 117-1126.

278. Henrysson Т., Sundby C. Characterization of photosystem II in stroma thylakoid membranes. // Photosynth. Res., 1990, v.25, p. 107-117.

279. Herron H.A., Mauzerall D. The development of photosynthesis in a greening mutant of Chlorella and an analysis of the light saturation curve. // Plant Physiol., 1972, v.50, p.141-148.

280. Hideg E., Demeter S. Thermoluminescence and delayed luminescence characterization of photosystem Ila and photosystem lip reaction centers. // Z. Naturforsch., 1988, v.43c, p.596-600.

281. Higuchi Y., Yagi Т., Yasuoka N. Unusual ligand structure in Ni-Fe active center and an additional Mg site in hydrogenase revealed by high resolution X-ray structure analysis. // Structure, 1997, v.5, p.1671-1680.

282. Hill S. How is nitrogcnase regulated by oxygen? // FEMS Microbiol. Rev., 1988, v.54, p.l 11-130.

283. Hill R., Bendall F. Function of the two cytochrome components in chloroplasts. A working hypothesis. //Nature, 1960, v. 186, p. 136-137.

284. Hipkins M.F. Kinetic analysis of the chlorophyll fluorescence inductions from chloroplasts blocked with 3-(3,4-dichlorophenyl)-l,l-dimethylurea. // Biochim. Biophys. Acta, 1978, v.502, p.514-523.

285. Hippler M., Redding K., Rochaix J.-D. Chlamydomonas genetics, a tool for the study of bioenergetic pathways. // Biochim. Biophys. Acta, 1998, v. 1367, p. 1-62.

286. Hodges M., Paekham N.K., Barber J. Modification of PS II activity by protein phosphorylation. // FEBS Lett., 1985, v.181, p.83-87.

287. Hodges M., Boussac A., Briantais J.-M. Thylakoid membrane protein phosphorylation modifies the equilibrium between photosystem II quinone electron acceptors. // Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.894, p.138-145.

288. Hodgins R.R., van Huystee R.B. Rapid simultaneous estimation of protoporphyrin and Mg-porphyrins in higher plants. // J. Plant Physiol., 1986, v.125, p.311-323.

289. Hofmann E., Wrench P.M., Sharpies F.P., Hiller R.G., Welte W., Diederichs K. Structural basis of light harvesting by carotenoids: peridinin-chlorophyll-protein from Amphidinium carterae. II Science, 1996, v.272, p. 1788-1791.

290. Holmes N.G., Allen J.F. Protein phosphorylation in chromatophores from Rhodospirillum rubrum. II Biochim. Biophys. Acta, 1988, v.935, p.72-78.

291. Hoober J.K., Eggink L.L. Assembly of light-harvesting complex II and biogenesis of thylakoid membranes in chloroplasts. // Photosynth. Res., 1999, v.61, p.197-215.

292. Hoober J. K., Eggink L.L. A potential role of chlorophylls b and с in assembly of light-harvesting complexes. // FEBS Lett., 2001, v.489, p.1-3.

293. Hope A.B. The chloroplast cytochrome bf complex: a critical focus on function. // Biochim. Biophys. Acta, 1993, v.l 143, p.1-22.

294. Horner D.S., Heil В., Happe Т., Embley T.M. Iron hydrogenases ancient enzymes in modern eukaryotes. // Trends Biochem. Sci., 2002, v.27, p.148-153.

295. Horton P., Lee P. Stimulation of a cyclic electron-transfer pathway around photosystem II by phosphorylation of chloroplast thylakoid proteins. // FEBS Lett., 1983, v.162, p.81-84.

296. Horton P., Ruban A.V., Walters R.G. Regulation of light harvesting in green plants. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1996, v.47, p.655-684.

297. Houchins J.P. The physiology and biochemistry of hydrogen metabolism in cya-nobacteria. // Biochim. Biophys. Acta, 1984, v.768, p.227-255.

298. Howard J.B., Rees D.C. Nitrogenase: a nucleotide-dependent molecular switch. // Ann. Rev. Biochem., 1994, v.63, p.235-264.

299. Howitt C.A., Vermaas W.F.J. Quinol and cytochrome oxidases in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. // Biochemistry, 1998, v.37, p.17944-17951.

300. Hu Q., Miyashita H., Iwasaki I., Kurano N., Miyachi S., Iwaki M., Itoh S. A photosystem I reaction center driven by chlorophyll d in oxygenic photosynthesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998, v.95, p.13319-13323.

301. Humbeck K. Bishop N.I. Changes in photosystem II during biosynthesis of components and development of function in chloroplasts of a greening mutant of Scenedesmus. // Plant Cell Physiol., 1986, v.27, p.1407-1417.

302. Hunter C.N. Genetic manipulation of the antenna complexes of purple bacteria. // In: Blankenship R.E., Madigan M.T., Bauer C.E. (eds.) Anoxygenic photosynthetic bacteria. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1995, p.473-501.

303. Inoue Y., Ichikawa Т., Shibata K. Development of thermoluminescence bands during greening of wheat leaves under continuous and intermittent illumination. // Photochem. Photobiol., 1976, v.23, p.125-130.

304. Itoh S., Iwaki M., Ikegami I. Modification of photosystem I reaction center by the extraction and exchange of chlorophylls and quinones. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v.1507, p. 115-138.

305. Jahn A., Keuntje В., Doerffler M., Klipp W., Oelze J. Optimizing photo-heterotrophic H2 production by Rhodobacter capsidatus upon interposon mutagenesis in the hupL gene. // Appl. Microbiol. Biotechnol., 1994, v.40, p.687-690.

306. Jahns P. Junge W. Thylakoids from pea seedlings grown under intermittent light: Biochemical and flash-spectrophotometric properties. // Biochemistry, 1992, v.31, p.7390-7397.

307. Jahns P., Trissl H.-W. Indications for a dimeric organization of the antenna-depleted reaction center core of Photosystem II in thylakoids of intermittent light grown pea plants. // Biochim. Biophys. Acta, 1997, v. 1318, p. 1-5.

308. Janson S., Carpenter E.J., Bergman B. Compartmentalisation of nitrogenase in a non-heterocystous cyanobacterium Trichodesmium contortum. II FEMS Microbiol. Lett., 1994, v.l 18, p.9-14.

309. Jansson S. The light-harvesting chlorophyll a/b binding proteins. // Biochim. Biophys. Acta, 1994, v.l 184, p. 1-19.

310. Jansson S., Stefansson H., Nystrom U., Gustafsson P., Albertsson P.-A. Antenna protein composition of PS I and PS II in thylakoid sub-domains. // Biochim. Biophys. Acta, 1997, v.1320, p.297-309.

311. Jensen K.H., Herrin D.L., Plumlcy F.G., Schmidt G.W. Biogenesis of photosystem II complexes: transcriptional, translational, and posttranslational regulation. // J. Cell Biol., 1986, v.103, p.1315-1325.

312. Johanningmeirer U., Howell S.H. Regulation of light-harvesting chlorophyll-binding protein mRNA accumulation in Chlamydomonas reinhardi. II J. Biol. Chem., 1984, v.259, p.13541-13549.

313. Joliot P., Joliot A. In vivo analysis of the electron transfer within photosystem I: are the two phylloquinones involved? // Biochemistry, 1999, v.38. p.11130-11136.

314. Joliot P., Vermeglio A., Joliot A. Supramolecular membrane protein assemblies in photosynthesis and respiration. //Biochim. Biophys. Acta, 1993, v.l 141, p.151-174.

315. Jones M.R., Visschers R.W., van Grondelle R., Hunter C.N. Construction and characterisation of a mutant of Rhodobacter sphaeroides with the reaction centre as the sole pigment-protein complex. // Biochemistry, 1992. v.31, p.4458-4465.

316. Jordan P. Fromme P., Witt H.T., Klukas O., Saenger W., Krauss N. Three-dimensional structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 A resolution. // Nature, 2001, v.411, p.909-917.

317. Jungas C., Ranck J.-L., Rigaud J.-L., Joliot P., Vermeglio A. Supramolecular organization of the photosynthetic apparatus of Rhodobacter sphaeroides. II EMBO J., 1999, v.18, p.534-542.

318. Jursinic P. Flash-yield pattern for photosynthetic oxygen evolution in Chlorella and chloroplasts as a a function of excitation intensity. // Arch. Biochem. Biophys. 1979, v.l96, p.484-492.

319. Jursinic P.A., Kyle D.J. Changes of the redox state of the secondary acceptor of photosystem II associated with light-induced thylakoid protein phosphorylation. // Biochim. Biophys. Acta, 1983, v.723, p.37-44.

320. Karapetyan N.V., Holzwarth A.R., Rogner M. The photosystem I trimer of cyano-bacteria: molecular organization, excitation dynamics and physiological significance. // FEBS Lett., 1999, v.460, p.395-400.

321. Karrasch S., Bullough P.A., Ghosh R. The 8.5 A projection map of the light-harvesting complex I from Rhodospirillum rubrum reveals a ring composed of 16 subunits. // EMBO J., 1995, v. 14, p.631-638.

322. Kentemich Т., Danneberg G., Hundeshagen В., Bothe H. Evidence for the occurrence of the alternative, vanadium-containing nitrogenase in the cyanobacterium Anabaena variabilis. // FEMS Microbiol. Lett., 1988, v.51, p. 19-24.

323. Kentemich Т. Haverkamp G., Bothe H. The expression of a third nitrogenase in the cyanobacterium Anabaena variabilis. II Z. Naturforsch., 1991, v.46c, p.217-222.

324. Kern M., Klipp W., Klemme J.-H. Increased nitrogenase-dependent H2 photopro-duction by hup mutants of Rhodospirillum rubrum. II Appl. Environm. Microbiol., 1994, v.60, p.1768-1774.

325. Kessler E. Effect of anaerobiosis on photosynthetic reactions and nitrogen metabolism of algae with and without hydrogenase. // Arch. Mikrobiol., 1973, v.93, p.91-100.

326. Kessler E. Hydrogenase, photoreduction and anaerobic growth. // In: Stewart W. D. P. (ed.), Algal Physiology and Biochemistry. Blackwell, Oxford, 1974, p.456-473.

327. Kim J., Rees D.C. Crystallographic structure and functional implications of the nitrogenase molybdenum-iron protein from Azotobacter vinelandii. II Nature, 1992, v.360, p.553-560.

328. Kim J., Rees D.C. Nitrogenase and biological nitrogen fixation. // Biochemistry, 1994, v.33,p.389-397.

329. Kim J.S. Ito K., Takahashi H. The relationship between nitrogenase activity and hydrogen evolution in Rhodopseudomonas palustris. II Agric. Biol. Chem. 1980, v'44, p.827-833.

330. Kimble L.K., Madigan M.T. Nitrogen fixation and nitrogen metabolism in helio-bacteria. //Arch. Microbiol., 1992, v. 158, p. 155-161.

331. Kimura Y., Vassylyev D.G., Miyazawa A., Kidera A., Matsushima M., Mitsuoka K., Murata K„ Hirai Т., Fujiyoshi Y. Surface of bactcriorhodopsin revealed by high-resolution electron crystallography. // Nature, 1997, v.389, p.206-211.

332. Klein U., BetzA. Fermentative metabolism of hydrogen-evolving Chlamydomonas reinhardtii. II Plant Physiol., 1975, v.61, p.953-956.

333. Klein R.R., Mullet J.E. Regulation of chloroplast-encoded chlorophyll-binding protein translation during higher plant chloroplast biogenesis. // J. Biol. Chem., 1986, v.261, p.11138-11145.

334. Klemme J.-H. Photoproduction of hydrogen by purple bacteria: a critical evaluation of the rate-limiting enzymatic steps. // Z. Naturforsch., 1993, v.48c, p.482-487.

335. Klimov V.V., Allakhverdiev S.I., Ladygin V.G. Photoreduction of pheophytin in photosystem II of the whole cells of green algae and cyanobacteria. // Photosynth. Res., 1986, v,10,p.355-361.

336. Knaff D.B., Hirasawa M. Ferredoxin-dependent chloroplast enzymes. // Biochim. Biophys. Acta, 1991,v.l056, p.93-125.

337. Koehne В., Trissl H.-W. The cyanobacterium Spirulina platensis contains a long77K.wavelength-absorbing pigment C7376o) at room temperature. // Biochemistry, 1998, v.37, p.5494-5500.

338. Kohn H.I. Number of chlorophyll molecules acting as an absorbing unit in photosynthesis. // Nature, 1936, v.137, p.706.

339. Kok В., Forbush В., McGloin M. Cooperation of charges in photosynthetic 02 evolution. I. A linear four step mechanism. // Photochem. Photobiol., 1970, v.11, p.457-475.

340. Kotzabasis K., Schiiring M.P., Senger H. Occurrence of protochlorophyll and its phototransformation to chlorophyll in mutant C-2A' of Scenedesmus obliquus. II Physiol. Plantarum, 1989, v.75, p.221-226.

341. Kotzabasis K., Humbeck K., Senger H. Incorporation of photoreduced protochlorophyll into reaction centres. // J. Photochem. Photobiol. B, 1991, v.8, p.255-262.

342. Kovacs K.L., Bagyinka C. Structural properties, functional states and physiological roles of hydrogenase in photosynthetic bacteria. // FEMS Microbiol. Rev., 1990, v.87, p.407-412.

343. Krause G.H., Weis E. Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: the basics. // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1991, v.42, p.313-349.

344. Krieger A., Rutherford A.W., Johnson G.N. On the determination of redox midpoint potential of the primary quinone electron acceptor, QA, in Photosystem II. // Biochim. Biophys. Acta, 1995, v.1229, p.193-201.

345. Krol M., Spangfort M.D., Huner N.P.A., Oquist G., Gustafsson P., Jansson S. Chlorophyll a/b-binding proteins, pigment conversions, and early light-induced proteins in a chlorophyll b-less barley mutant. // Plant Physiol., 1995, v.107, p.873-883.

346. Kruk J., Strzalka K. Redox changes of cytochrome b559 in the presence of plasto-quinones. //J. Biol. Chem., 2001, v.276, p.86-91.

347. Ktihlbrandt W., Wang D.N., Fujiyoshi Y. Atomic model of plant light-harvesting complex by electron crystallography. //Nature, 1994, v.367, p.614-621.

348. Kumazawa S., Mitsui A. Efficient hydrogen photoproduction by synchronously grown cells of a marine cyanobacterium, Synechococcus sp. Miami BG 043511, under high cell density conditions. // Biotechnol. Bioengin., 1994, v.44, p.854-858.

349. Kyle D.J., Ohad I., Arntzen C.J. Membrane protein damage and repair: selective loss of a quinone-protein function in chloroplast membranes. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1984, v. 81. p.4070-4071.

350. Lambert G.R., Smith G.D. The hydrogen metabolism of cyanobacteria (blue-green algae). //Biol. Rev., 1981, v.56, p.589-660.

351. Lavergne J., Led E. Properties of inactive photosystem II centers. // Photosynth. Res., 1993, v.35, p.323-343.

352. Lavorel J., Richaud P., Vermeglio A. Interaction of photosynthesis and respiration in Rhodospirillaceae: evidence for two functionally distinct b-cj complex fraction. // Biochim. Biophys. Acta, 1989, v.973, p.290-295.

353. Lee J.W., Greenbaum E. Bioelectronics and biometallocatalysis for production of fuels and chemicals by photosynthetic water splitting. // Appl. Biochem. Biotechnol., 1995, v.51/52, p.295-305.

354. Lee J.W., Tevault C.V., Owens T.G., Greenbaum E. Oxygenic photoautotrophic growth without Photosystem I. // Science, 1996, v.273, p.364-367.

355. Lemon B.J., Peters J.W. Photochemistry at the active site of the carbon monoxide inhibited form of the iron-only hvdrogenase (Cpl). // J. Am. Chem. Soc., 2000, v. 122, p.3793-3794.

356. Ley A.C. Effective absorption cross-sections in Porphyridium omentum. Implications for energy transfer between phycobilisomes and photosystem II. // Plant Physiol., 1984, v.74, p.451-454.

357. Ley A.C., Mauzerall D.C. Absolute absorption cross-sections for photosystem II and the minimum quantum requirement for photosynthesis in Chlorella vulgaris. II Biochim. Biophys. Acta, 1982, v.680, p.95-106.

358. Ley A., Mauzerall D. The extent of energy transfer among photosystem II reaction centers in Chlorella. II Biochim. Biophys. Acta, 1986, v.850, p.234-248.

359. Li X.-P., Bjorkman O., Shih C., Grossman A.R., Rosenquist M., Jansson S., Ni-yogi K.K. A pigment-binding protein essential for regulation of photosynthetic light harvesting. // Nature, 2000, v.403, p.391-395.

360. Lien S., San Pietro A. Effect of uncouplcrs on anaerobic adaptation of hvdrogenase activity in Chlamydomonas reinhardtii. H Biochem. Biophys. Res. Commun., 1981, v.103, p.139-147.

361. Liveanu V., Yocum C.F., Nelson N. Polypeptides of the oxygen-evolving photosystem II complex. Immunological detection and biogenesis. // J. Biol. Chem., 1986. v.261, p.5296-5300.

362. Luecke H., Richter H.T., Lanyi .Т.К. Proton transfer pathways in bacteriorhodopsin at 2.3 Angstrom resolution. // Science, 1998. v.280, p. 1934-1937.

363. Lunde C., Jensen P.E., Haldrup A., Knoetzel J., Scheller H.V. The PSI-H subunit of photosystem I is essential for state transitions in plant photosynthesis. // Nature, 2000, v.408, p.613-615.

364. Luo Y.H., Mitsui A. Hydrogen production from organic substrates in anaerobic nitrogen-fixing marine unicellular cyanobacterium Synechococcus sp. strain Miami BG 043511. // Biotechnol. Bioengin., 1994, v.44, p.1255-1260.

365. Lyon M.K., Marr K.M., Furcinitti P.S. Formation and characterization of two-dimensional crystals of photosystem II. // J. Struct. Biol., 1993, v.l 10, p.133-140.

366. Madigan M., Cox S.S., Stegeman R. A. Nitrogen fixation and nitrogenase activities in members of the family Rhodospirillaceae. II J. Bacteriol., 1984, v. 157, p.73-78.

367. Mahro, В., Kiissel, A.C., Grimme, L.H. The significance of hydrogenase activity for the energy metabolism of green algae: anaerobiosis favours ATP synthesis in cells of Chlorella with active hydrogenase. // Arch. Microbiol., 1986, v.144, p.91-95.

368. Malkin S., Churio M., Shochat S., Braslavsky S. Photochemical energy storage and volume changes in the microsecond time range in bacterial photosynthesis a laser induced optoacoustic study. // J. Photoehem. Photobiol. B, 1994, v.23, p.79-86.

369. Marcus R.A., Sutin N. Electron transfer in chemistry and biology. // Biochim. Biophys. Acta, 1985, v.811, p.217-232.

370. Marinetti T. Nonproton ion release by purple membranes exhibits cooperativity as shown by determination of the optical cross-section. // Biophys. J., 1988, v.54, p. 197204.

371. Markov S.A., Bazin M. J., Hall D.O. The potential of using cyanobacteria in pho-tobioreactors for hydrogen production. // Adv. Biochem. Eng. Biotech., 1995, v.52, p.61-86.

372. Markwell J.P., Thornber J.P., Boggs B.T. Higher plant chloroplasts: evidence that all the chlorophyll exists as chlorophyll protein complexes. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1979, v.76, p.1233-1235.

373. Marquardt J., Senger H., Miyashita H., Miyachi S., Morschel E. Isolation and characterization of biliprotein aggregates from Acaryochloris marina, a Prochloron-Wkc prokaryote containing mainly chlorophyll d. II FEBS Lett., 1997, v.410, p.428-432.

374. Marquardt J., Morschel E., Rhiel E., Westermann M. Ultrastructure of Acaryochloris marina, an oxyphotobacterium containing mainly chlorophyll d. II Arch. Microbiol., 2000, v.l74, p.181-188.

375. Martinez-Planells A., Arellano J.B., Borrego C.M., Lopez-Iglesias C., Gich F., Garcia-Gil J. Determination of the topography and biometry of chlorosomes by atomic force microscopy. // Photosynth. Res., 2002, v.71, p.83-90.

376. Masepohl В., Klipp W. Organization and regulation of genes encoding the molybdenum nitrogenase and the alternative nitrogenase in Rhodobacter capsulatus. II Arch. Microbiol., 1996, v. 165, p.80-90.

377. Mauzerall D. Determination of oxygen emission and uptake in leaves by pulsed, time resolved, photoacoustics. // Plant Physiol., 1990, v.94, p.278-283.

378. Mauzerall D., Greenbaum N. The absolute size of a photosynthetic unit. 11 Biochim. Biophys. Acta, 1989, v.974. p.119-140.

379. Mauzerall D., Gunner M.R., Zhang J.W. Volume contraction on photoexcitation of the reaction center from Rhodobacler sphaeroides R-26: internal probe of dielectrics. //Biophys. J. 1995, v.68. p.275-280.

380. McDermott G., Prince S.M., Freer A.A., Hawthornthwaite-Lawless A.M., Papiz M.Z., Cogdell R.J., Isaacs N.W. Crystal structure of an integral membrane light-harvesting complex from photosynthetic bacteria. //Nature, 1995, v.374, p.517-521.

381. McGlynn P., Hunter C.N., Jones M.R. The Rhodobacter sphaeroides PufX protein is not required for photosynthetic competence in the absence of a light harvesting system. // FEBS Lett., 1994. v.349, p.349-353.

382. McLuskey K., Prince S.M., Cogdell R.J., Isaacs N.W. The crystallographic structure of the B800-820 LH3 light-harvesting complex from the purple bacteria Rhodop-seudomonas acidophila strain 7050. // Biochemistry, 2001, v.40, p.8783-8789.

383. Meckenstuck R., Krusche K., Staehelin L.A., Cryklaff M., Brunisholz R.A., Zuber H. The six fold symmetry of the B880 light-harvesting membranes of Rhodopseudo-monas marina. II Biol. Chem. Hoppe-Seyler, 1994, v.375, p.429-438.

384. Melis A. Dynamics of photosynthetic membrane composition and function. // Biochim. Biophys. Acta, 1991, v.1058, p.87-106.

385. Melis A., Duysens L.N.M. Biphasic energy conversion kinetics and absorbance difference spectra of PSII of chloroplasts. Evidence for two different PSI1 reaction centers. // Photochem. Photobiol., 1979, v.29, p.373-382.

386. Melis A., Happe T. Hydrogen production. Green algae as a source of energy. // Plant Physiol., 2001, v.127 , p.740-748.

387. Melis A., Homann P.H. Heterogeneity of the photochemical centers in system II of chloroplasts. // Photochem. Photobiol., 1976, v.23, p.343-350.

388. Melis A., Thielen A.P.G.M. The relative absorption cross-section of Photosystem I and Photosystem II in chloroplasts from three types of Nicotiana tabacum. II Biochim. Biophys. Acta, 1980, v.589, p.275-286.

389. Melis A., Zhang L., Forestier M., Ghirardi M.L., Seibert M. Sustained photobi-ological hydrogen gas production upon reversible inactivation of oxygen evolution in the green alga Chlamydomonas reinhardtii. II Plant Physiol., 2000, v.122, p.127-136.

390. Melkozernov A.N. Excitation energy transfer in photosystem I from oxygenic organisms. // Photosynth. Res., 2001, v.70, p. 129-153.

391. Mende D., Niemeyer H., Hecker S„ Wiessner K. In vivo regulation of the photosynthetic electron transport. // Photosynthetica, 1978, v. 12, p.440-448.

392. Meunier P.С., Burnap R.L., Sherman L.A. Interaction of the photosynthetic and respiratory electron transport chains producing slow 02 signals under flashing light in Synechocystis sp. PCC 6803. // Photosynth. Res., 1995, v.45, p.31-40.

393. Meunier P.C., Colon-Lopez M.S., Sherman L.A. Temporal changes in state transitions and photosystem organization in the unicellular, diazotrophic cyanobacterium Cyanothece sp. ATCC 51142.//Plant Physiol., 1997, v.l 15. p.991-1000.

394. Meunier P.C., Colon-Lopez M.S., Sherman L.A. Photosystem II cyclic heterogeneity and photoactivation in the diazotrophic, unicellular cyanobacterium Cyanothece species ATCC 51142. // Plant Physiol., 1998, v.l 16, p. 1551-1562.

395. Mikheeva L.E., Schmitz O., Shestakov S.V., Bothe H. Mutants of the cyanobacterium Anabaena variabilis altered in hydrogenase activities. // Z. Naturforsch., 1995, v.50, p.505-510.

396. Miroshnichenko-Dolganov N.A., Bhaya D., Grossman A.R. Cyanobacterial protein with similarity to the chlorophyll a/b binding proteins of higher plants: evolution and regulation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, v.92, p.636-640.

397. Mimuro M., Hirayama K., Uezono K., Miyashita H., Miyachi S. Uphill energy transfer in a chlorophyll ^/-dominating oxygenic photosynthetic prokaryote, Acaryo-chloris marina. //Biochim. Biophys. Acta, 2000, v. 1456, p.27-34.

398. Misra H.S., Desai T.S. Involvement of acceptor side components of PSIl in the regulatory mechanism of Plectonema boryanum grown photoautotrophically under diazotrophic condition. // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1993, v. 194, p. 10011007.

399. Miura Y., Ohta S., Mano M., Miyamoto K. Isolation and characterization of a unicellular marine green alga exhibiting higher activity in dark hydrogen production. // Agric. Biol. Chem., 1986, v.50, p.2837-2844.

400. Miyake J. Kawamura S. Efficiency of light energy conversion to hydrogen by the photosynthetic bacterium Rhodobacter sphaeroides. II Int. J. Hydrogen Energy, 1987. v.12, p.147-149.

401. Miyamoto K., Nawa Y., Matsuoka S., Ohta S., Miura Y. Mechanism of adaptation and H2 photoproduction in a marine green alga, Chlamydomonas sp. MGA 161. // J. Ferment. Bioengin., 1990, v.70, p.66-69.

402. Miyao M., Murata N. The chloride effect on photosynthetic oxygen evolution: interaction of CE with 18 kDa, 24 kDa and 33 kDa. // FEBS Lett. 1985, v. 180, p.303-308.

403. Miyao M., Murata N., Lavorel J., Maison-Peteri В., Boussac A. Etienne A.-L. Effects of 33 kDa protein on the S-state transitions in photosynthetic oxygen evolution. //Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.890, p.151-159.

404. Miyashita H., Ikemoto H., Kurano N., Adachi K., Chihara M., Miyachi S. Chlorophyll d as a major pigment. // Nature, 1996, v.383, p.402.

405. Miyashita H., Adachi К., Kurano N., Ikemoto H., Chihara M., Miyachi S. Pigment composition of a novel oxygenic photosynthetic prokaryote containing chlorophyll d as the major pigment. // Plant Cell Physiol., 1997, v.38, p.274-281.

406. Mizobuchi A., Yamamoto Y. Assembly of photosystem II polypeptids and expression of oxygen evolution activity in the chloroplasts of Euglena gracilis Z during the dark-light transition. // Biochim. Biophys. Acta, 1989, v.977, p.26-32.

407. Montane M.H., Kloppstech K. The family of light-harvesting-related proteins (LIICs, ELIPs, HLIPs): was the harvesting of light their primary function? // Gene, 2000, v.258. p.1-8.

408. Mopleston R.E., Griffiths W.T. Light modulation of the activity of protochloro-phyllide reductase. // Biochem. J., 1980, v. 189, p. 125-133.

409. Moser C.C., Keske J.M., Azrncke K„ Farid R.S., Dutton P.L. // In: Deisenhofer J., Norris J.R. (eds.) The photosynthetic reaction center. Academic Press, Inc., San Diego. 1993, v.II, p. 1-22.

410. MLiller В., Eichacker L.A. Assembly of the D1 precursor in monomeric photosystem II reaction center precomplexes precedes chlorophyll a-triggered accumulation of reaction center II in barley etioplasts. // Plant Cell, 1999, v.l 1, p.2365-2377.

411. Mullet J.E. Chloroplast development and gene expression. // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1988. v.39, p. 475-502.

412. Mullet J.E., Gamble-Klein P., Klein R.R. Chlorophyll regulates accumulation of the plastid-encoded chlorophyll apoproteins CP43 and D1 by increasing apoprotein stability. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, v.87, p.4038-4042.

413. Mullineaux C.W. Excitation energy transfer from phycobilisomes to Photosystem I in a cyanobacterium. // Biochim. Biophys. Acta, 1992, v.l 100, p.285-292.

414. Mullineaux C.W. Excitation energy transfer from phycobilisomes to Photosystem I in a cyanobacterial mutant lacking Photosystem 2. // Biochim Biophys Acta, 1994, v.l 184, p.71-77.

415. Mullineaux C.W., Griebenow S., Braslavsky S.E. Photosynthetic energy storagein cyanobacterial cells adapted to light-states 1 and 2. A laser-induced optoacoustic study. //Biochim. Biophys. Acta, 1991, v. 1060, p.315-318.

416. Mullineaux C.W., Tobin M.J., Jones G.R. Mobility of photosynthetic complexes in thylakoid membranes. // Nature, 1997, v.390, p.421-424.

417. Murphy D.J. The molecular organization of the photosynthetic membranes of higher plants. // Biochim. Biophys. Acta, 1986, v.864, p.33-94.

418. Myers J., Graham J.R. The photosynthetic unit in Chlorella measured by repetitive short flashes.//Plant Physiol., 1971, v.48, p.282-286.

419. Nakamura A., Watanabe T. HPLC determination of photosynthetic pigments during greening of etiolated barley leaves. Evidence for the biosynthesis of chlorophyll a'JI FEBS Lett., 1998. v.426, p.201-204.

420. Nakamura A., Tanaka S., Watanabe T. Normal-phase HPLC separation of possible biosynthetic intermediates of pheophytin a and chlorophyll a'. II Anal.Sci., 2001, v.17, p.509-513.

421. Nedbal L., Gibas C., Whitmarsh J. Light saturation curves show competence of the water splitting complex in inactive photosystem II reaction centers. Photosynth. Res., 1991, v.30,p.85-94.

422. Nicolet Y., Piras C., Legrand P., Hatchikian C.E., Fontecilla-Camps J.C. Desidfo-vibrio desulfuricans iron hydrogenase: the structure shows unusual coordination to an active site Fe binuclear center. // Structure, 1999, v.7, p. 13-23.

423. Nitsch C., Braslavsky S.E., Schatz G.H. Laser-induced optoacoustic calorimetry of primary processes in isolated photosystem I and photosystem II particles. // Biochim. Biophys. Acta, 1988, v.934, p.201-212.

424. Niyogi K.K. Photoprotection revisited: genetic and molecular approaches. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1999, v.50, p.333-359.

425. Noguchi Т., Hayashi H., Tasumi M. Factors controlling the efficiency of energy transfer from carotenoids to bacteriochlorophyll in purple photosynthetic bacteria. // Biochim. Biophys. Acta, 1990, v. 1017, p.280-290.

426. Novoderezhkin V., Fetisova Z. Exciton derealization in the B808-866 antenna of the green bacterium Chloroflexus aurantiacus as revealed by ultrafast pump-probe spectroscopy. // Biophys. J., 1999, v.77, p.424-430.

427. Oesterhelt D., Stoeckenius W. Functions of a new photoreceptor membrane. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1973. v.70, p.2853-2857.

428. Olson J.M. Chlorosome organization and function in green photosynthetic bacteria. // Photochem. Photobiol., 1998, v.67, p.61-75.

429. Ono Т., Inoue Y. Abnormal redox reactions in photosynthetic 02-evolving centers in NaCl/EDTA-washed PS II. A dark-stable EPR multilane signal and an unknown positive charge accumulator. // Biochim. Biophys. Acta, 1990, v. 1020, p.269-277.

430. Ono Т., Inoue Y. Biochemical evidence for histidine oxidation in photosystem II depleted of the Mn-cluster for 02 evolution. // FEBS Lett., 1991a, v.278, p.183-186.

431. Ono Т., Inoue Y. A possible role of redox-actve histidine in the photoligation of manganese into a photosynthetic 02-evolving enzyme. // Biochemistry, 1991b, v.30, p.6183-6188.

432. Ort D., Yocum C.F. (eds.) Oxygenic photosynthesis: the light reactions. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1996.

433. Padan E., Cohen Y. Anoxygenic photosynthesis. // In: Carr N.C., Whitton B.A. (eds.) The biology of cyanobacteria. Blackwell Scientific, Oxford. 1982, p.215-235.

434. Palenik В., Haselkorn R. Multiple evolutionary origins of prochlorophytes: the Chi b containing prokaryotes. // Nature, 1992, v.355. p.265-267.

435. Papen H., Kentemich Т., Schmulling H., Bothe H. Hydrogenase activities in cyanobacteria. // Biochemie, 1986, v.68, p. 121-132.

436. Partensky F. Hess W.R., Vaulot D. Prochlorococcus. a marine photosynthetic prokaryote of global significance. // Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1999, v.63, p. 106127.

437. Peltier G., Cournac L. Chlororespiration. // Ann. Rev. Plant Biol., 2002, v.53. p.523-550.

438. Peltier G., Ravenel J., Vermeglio A. Inhibition of a respiratory activity by short saturating flashes in Chlamydomonas: evidence for a chlororespiration. // Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.893, p.83-90.

439. Peter G.F., Thornber J.P. Biochemical evidence that the higher plant photosystem II core complex is organized as a dimer. // Plant Cell Physiol., 1991, v.32, p.1237-1250.

440. Peschek G.A. Evidence for two functionally distinct hydrogenase in Anacystis nidulans. II Arch. Microbiol., 1979, v. 123, p.81-92.

441. Peters J.W., Lanzilotta W. N., Lemon B.J., Seefeldt L.C. X-ray crystal structure of the Fe-only hydrogenase (Cpl) from Clostridium pasteurianum to 1.8 Angstrom resolution. // Science, 1998, v.282, p.1853-1858.

442. Pfannschmidt Т., Nilsson A., Alien J.F. Photosynthetic control of chloroplast gene expression. //Nature, 1999, v.397, p.625-628.

443. Philbrick J.B., Diner B.A., Zilinskas B.A. Constraction and characterization of cyanobacterial mutants lacking the manganese-stabilizing protein of Photosystem II. // J. Biol. Chem., 1991, v.266, p.13370-13376.

444. Plesnicar M., Bendall D. The photochemical activities and electron carriers of developing barley leaves. // Biochem. J., 1973, v.136, p.803-812.

445. Porra R.J. Recent progress in porphyrin and chlorophyll biosynthesis. // Photo-chem. Photobiol., 1997, v.65, p.492-516

446. Post A.F., Bullerjahn G.S. The photosynthetic machinery in Prochlorophytes: structural properties and ecological significance. // FEMS Microbiol Rev., 1994, v. 13, p.393-413.

447. Pow Т., Krasna A.I. Photoproduction of hydrogen from water in hydrogenase-containing algae. // Arch. Biochem. Biophys., 1979, v.194, p.413-421.

448. Powles S.B. Photoinhibition of photosynthesis induced by visible light. // Ann. Rev. Plant Physiol., 1984, v.35, p. 15-44.

449. Prokhorenko V.I., Steensgaard D.B., Holzwarth A.R. Exciton dynamics in the chlorosomal antennae of the green bacteria Chloroflexus aurantiacus and Chlorobium tepidum. И Biophys. J., v.79, p.2105-2120.

450. Przybyla A.E., Robbins J., Menon N., Peck H.D. Jr. Structure-function relationships among the nickel-containing hydrogenases. // FEMS Microbiol. Rev. 1992, v.88. p.109-136.

451. Puchenkov O., Kopf Z., Malkin S. Photoacoustic diagnostics of laser-induced processes in reaction centers of Rhodobacter sphaeroides. II Biochim. Biophys. Acta, 1995, v.1231, p.197-212.

452. Pucheu N.L., Kerber N.L., Pardo P., Brand M., Drews G., Garcia A.F. Bioener-getic factors controlling in vitro phosphorylation of LHIa (B870) polypeptides inmembranes isolated from Rhodobacter capsulatus. II Arch Microbiol., 1996, v. 165, p.119-125.

453. Pugh R.J., McGlynn P., Jones M.R., Hunter C. N. The LH1-RC core complex of Rhodobacter sphaeroides: interaction between components, time-dependent assembly, and topology of the PufX protein. // Biochim. Biophys. Acta, 1999, v. 1366, p.301-316.

454. Radmcr R. Mass spectrometric determination of hydroxylamine photooxidation in illuminated chloroplasts. // Biochim. Biophys. Acta, 1979, v.546, p.418-425.

455. Radmer R., Ollinger O. Nitrogen and oxygen evolution by hydroxylamine-treated chloroplasts. // FEBS Lett., 1982, v. 144. p. 162-166.

456. Radmer R., Ollinger O. Topography of the 02-evolving site determined with water analogs. // FEBS Lett. 1983, v. 152, p.39-43.

457. Randt C., Strecker U., Senger H. Changes in hydrogen metabolism during greening of pigment mutant C-2A' from Scenedesmus obliquus. II Plant Cell Physiol., 1985, v.26. p.l 111-1118.

458. Ravenel J., Peltier G. Stimulation of the chlororespiratory electron flow by photosystem II activity in Chlamydomonas reinhardtii. II Biochim. Biophys. Acta, 1992, v.l 101, p.57-63.

459. Razeghifard M.R., Wydrzynski Т., Pace R.J., Burnap R.L. Yz' reduction kinetics in the absence of the manganese-stabilizing protein of Photosystem II. // Biochemistry, 1997, v. 36. p.14474-14478.

460. Redding K., Cournac L., Vassiliev I., Golbeck J.H., Peltier G., Rochaix J.D. Photosystem I is indispensable for photoautrophic growth, C02 fixation and H2 photopro-duction in Chlamydomonas reinhardtii. II J. Biol. Chem., 1999, v.274, p. 1046610473.

461. Reddy P.M., Spiller H., Albrecht S.L., Shanmugam K.T. Photodissimilation of fructose to H2 and C02 by a dinitrogen-fixing cyanobacterium, Anabaena variabilis. 11 Appl. Environm. Microbiol., 1996, v.62, p.1220-1226.

462. Reeves M., Greenbaum E. Long-term endurance and selection studies in hydrogen and oxygen photoproduction by Chlamydomonas reinhardtii. II Enzyme Microbial Technol., 1985, v.7, p.169-174.

463. Reidl H., Golecki J.R., Drews G. Energetic aspects of photophosphoryla-tion capacity and reaction center content of Rhodopseudomonas capsidata, grown in a turbi-dostat under different irradiances. // Biochim. Biophys. Acta, 1983, v.725, p.455-463.

464. Remigy FI.-W., Hauska G., Mtiller S.A., Tsiotis G. The reaction centre from green sulphur bacteria: progress towards structural elucidation. // Photosynth. Res., 2002, v.71, p.91-98.

465. Renger G. Photosynthetic water oxidation to molecular oxygen: apparatus and mechanism. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v. 1503, p.210-228.

466. Renger G., Bader K.P., Schmid G.H. Mass spectroscopic analysis of N2-formation by flash induced oxidation of hydrazine and hydroxylamine in normal and tris-treated tobacco chloroplasts. // Biochim. Biophys. Acta, 1990, v. 1015, p.288-294.

467. Richaud P., Marrs B.L., Vermeglio A. Two modes of interaction between photosynthetic and respiratory electron chains in whole cells of Rhodopseudomonas cap-sulata. 11 Biochim. Biophys. Acta, 1986, v.850, p.256-263.

468. Rogner M., Chisholm D.A., Diner B. Site-directed mutagenesis of the psbC gene of photosystem II: isolation and functional characterization of CP43-less photosystem core complexes. // Biochemistry, 1991, v.30. p.5387-5395.

469. Rojek R., Harms C., Hebeler M., Grimme L.H. Cyclic variations of photosynthetic activity under nitrogen fixing conditions in Synechococcus RF-1. // Arch. Microbiol., 1994, v,162,p.80-84.

470. Rutherford A.W., Crofts A.R., Inoue Y. Thermoluminescence as a probe of photosystem II photochemistry. The origin of the flash-induced glow peaks. // Biochim. Biophys. Acta, 1982, v.682, p.457-465.

471. Samson G., Bruce D. Complementary changes in absorption cross-sections of photosystems I and II due to phosphorylation and Mg2+-depletion in spinach thyla-koids. // Biochim. Biophys. Acta, 1995, v. 1232, p.21-26.

472. Santel H.-J., Apel K. The protochlorophyllide holochrome of barley (Hordeum vulgare L.). The effect of light on the NADPH: protochlorophyllide oxidoreductase. // Eur. J. Biochem., 1981, v.120, p.95-103.

473. Santini C., Tidu V., Tognon G., Magaldi A.G., Bassi R. Three-dimensional structure of the higher plant photosystem II reaction centre and evidence for its dimeric organization in vivo. II Eur. J. Biochem., 1994, v.221, p.307-315.

474. Sasa Т., Sugahara K. Photoconversion of protochlorophyll a in a mutant of Chlorella regular is. II Plant Cell Physiol., 1976, v. 17, p.273-279.

475. Sasikala K., Ramana C.V., Rao P.R., Kovacs K.L. Anoxygenic phototrophic bacteria: physiology and advances in hydrogen production technology. // Adv. Appl. Microbiol., 1993, v.38,p.211-295.

476. Satoh K., Nakatani N.Y., Steinback K.E., Watson J., Arntzen C.J. Polypeptide composition of a photosystem II core complex. Presence of a herbicide binding protein. // Biochim.Biophys.Acta, 1983, v.724, p.142-150.

477. Satoh S., Ikeuchi M., Mimuro M., Tanaka A. Chlorophyll b expressed in cyano-bacteria functions as a light-harvesting antenna in Photosystem 1 through flexibility of the proteins. // J. Biol. Chem., 2001, v.276, p.4293-4297.

478. Schafer G., Engelhard M., Muller V. Bioenergetics of archaea. // Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1999, v.63, p.570-620.

479. Scheller H.V. In vitro cyclic electron transport in barley thylakoids follows two independent pathways. // Plant Physiol., 1996, v.l 10, p. 187-194.

480. Scheller H.V., Jensen P.E., Haldrup A., Eunde C., Knoetzel J. Role of subunits in eukaryotic Photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 2001. v.1507. p.41-60.

481. Scherer S. Do photosynthetic and respiratory electron transport chains share redox proteins? // Trends Biochem. Sci., 1990, v.15, p.458-462.

482. Schiller II. Senger H., Miyashita H., Miyachi S., Dau H. Light-harvesting in Acaryochloris marina spectroscopic characterization of a chlorophyll c/-dominated photosynthetic antenna system. // FEBS Lett., 1997, v.410, p.433-436.

483. Schmidt K.A., Trissl H.-W. Combined fluorescence and photovoltage studies on chromosome containing bacteria. I. Whole cells of Chloroflexus aurantiacus. II Photosynth. Res., 1998. v.58, p.43-55.

484. Schmitz O., Boison G., Hilscher R., Hundeshagen В., Zimmer W., Lottspeich F„ Bothe H. Molecular biological analysis of a bidirectional hydrogenase from cyanobacteria. // Eur. J. Biochem., 1995, v.233. p.266-276.

485. Schnackenberg J., Schulz R., Senger H. Characterization and purification of a hydrogenase from the eukaryotic green alga Scenedesmus. II FEBS Lett., 1993, v.327, p.21-24.

486. Schreiber U., Vidaver W. Chlorophyll fluorescence induction in anaerobic Scenedesmus obliquus. II Biochim. Biophys. Acta, 1974, v.368, p.97-112.

487. Schreiber U., Vidaver W. Analysis of fluorescence decay in anaerobic Scenedesmus obliquus. II Biochim. Biophys. Acta, 1975, v.387, p.37-51.

488. Schubert W.-D., Klukas O., Saenger W., Witt H.T., Fromme P., Krauss N. A common ancestor for oxygenic and an oxygenic photosynthetic systems: a comparison based on the structural model of photosystem I. // J. Mol. Biol. 1998, v.280, p. 297314.

489. Serebryakova L.T., Medina M., Zorin N.A., Gogotov I.N., Cammack R. Reversible hydrogenase of Anabaena variabilis ATCC 29413: catalytic properties and characterization of redox centres. // FEBS Lett., 1996, v.383, p.79-82.

490. Setif P. Ferredoxin and flavodoxin reduction by photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v.l507, p. 161-179.

491. Sherman L.A., Meunier P.C., Colon-Lopez M.S. Diurnal rhythms in metabolism: a day in the life of a unicellular, diazotrophic cyanobacterium. // Photosynth. Res., 1998, v.58, p.25-42.

492. Shubin V.V., Bezsmertnaya I.N., Karapetyan N.V. Efficient energy transfer from the long-wavelength antenna chlorophylls to P700 in Photosystem I complexes from Spirulina platensis. II J. Photochem. Photobiol. B, 1995, v.30, p.153-160.

493. Sidler W. Phycobilisome and phycobiliprotein structures. // In: Bryant D.A. (ed.) The Molecular Biology of Cyanobacteria. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1994, p.139-216.

494. Siefermann-Harms D. Carotenoids in photosynthesis. I. Location in photosynthetic membranes and light-harvesting function. //Biochim. Biophys. Acta, 1985. v.811, p.325-355.

495. Smith B.E., Eady R.R. Metalloclusters of the nitrogenases. // Eur. J. Biochem., 1992, v.205,p.l-15.

496. Smith P.J., Peterson S., Masters V.M., Wydrzynski Т., Styring S., Krausz E., Pace RJ. Magneto-optical measurements of the pigments in fully active photosystem II core complexes from plants. // Biochemistry, 2002, v.41, p. 1981-1989.

497. Sonoike K. Photoinhibition of photosystem I: its physiological significance in the chilling senitivity of plants. // Plant Cell Physiol., 1996, v.37, p.239-247.

498. Soukoulis V. Savikhin S, Xu W„ Chitnis P.R., Struve W.S. Electronic spectra of PS I mutants: The peripheral subunits do not bind red chlorophylls in Synechocystis sp. PCC 6803. // Biophys. J., 1999, v.16, p.2711-2715.

499. Spiller S.C., Castelfranco A.M., Castelfranco P.A. Effects of iron and oxygen on chlorophyll biosynthesis. I. In vivo observation on iron and oxygen-deficient plants. 11 Plant Physiol., 1982, v.69, p. 107-111.

500. Stark W., Kuhlbrandt W., Wildhaber I., Wehrli E., Muhlethaler K. The structure of the photoreceptor unit of Rhodopseudomonas viridis. II EMBO J., 1984, v.3. p.717-733.

501. Stuart T.S., Gaffron H. The gas exchange of hydrogen-adapted algae as followed by mass spectrometry. // Plant Physiol., 1972, v.50, p.136-140.

502. Stiirzl E., Scherer S., Boger P. Interaction of respiratory and photosynthetic electron transport and evidence for membrane-bound pyridinenucleotide dehydrogenase in Anabaena variabilis. 11 Physiol. Plant., 1984, v.60, p.479-483.

503. Stys D. Stacking and separation of photosystem I and photosystem II in plant thylakoid membranes: A physico-chemical view. // Physiol. Plant., 1995, v.95, p.651-657.

504. Subramaniam S., Henderson R. Crystallographic analysis of protein conformational changes in the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochim. Biophys. Acta, 2000, v.1460, p.157-165.

505. Suda S., Kumazawa S., Mitsui A. Changes in the H2 photoproduction capability in a synchronously grown aerobic nitrogen-fixing cyanobacterium Synechococcus sp. Miami BG 043511. // Arch. Microbiol., 1992, v.158, p.1-4.

506. Sun J., Xu Q., Chitnis V.P., Jin P., Chitnis P.R. Topography of the photosystem I core proteins of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. // J. Biol. Chem., 1997, v.272, p.21793-21802.

507. Sunqvist C., Dahlin C. With chlorophyll pigments from prolamellar bodies to light-harvesting complexes. // Physiol. Plantarum, 1997, v. 100, p.748-759.

508. Svensson P., Andreasson E., Albertsson P.-A. Heterogeneity among photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 1991, v.1060, p.45-50.

509. Eamagnini P., Costa J.-L., Almeida L., Oliveira M.-J., Salema R. and Lindblad P. Diversity of cyanobacterial hydrogenases, a molecular approach. // Curr. Microbiol., 2000, v.40, p.356-361.

510. Eamura N., Cheniae G.M. Photoactivation of the water-oxidizing complex in photosystem II membranes depleted of Mn and extrinsic proteins. I. Biochemical and kinetic characterization. //Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.890, p.179-194.

511. Tamura N., Inoue Y., Cheniae G.M. Photoactivation of the water-oxidizing complex in photosystem II membranes depleted of Mn, Ca and extrinsic proteins. II. Studies on the functions of Ca2+. // Biochim. Biophys. Acta, 1989, v.976, p.173-181.

512. Ean S., Ducret A., Aebersold R., Gantt E. Red algal LHC I genes have similarities with both Chi a/b- and a/c-binding proteins: A 21 kDa polypeptide encoded by LhcaR2 is one of the six LHC I polypeptides. // Photosynth. Res., 1997, v.53. p. 129140.

513. Tanaka A., Ito II., Tanaka R., Tanaka N.K., Yoshida K., Okada K. Chlorophyll a oxygenase (CAO) is involved in chlorophyll b formation from chlorophyll a. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998, v. 95, p.12719-12723.

514. Teller A., Bottin H., Barber J., Mathis P. The effect of magnesium and phosphorylation of light-harvesting chlorophyll a/b-protein on the yield of P-700-photooxidation in pea chloroplasts. // Biochim. Biophys. Acta, 1984, v.764, p.324-330.

515. Thauer R.K., Klein A.R., Hartmann G.C. Reactions with molecular hydrogen in microorganisms: evidence for a purely organic hydrogenation catalyst. // Chem. Rev., 1996, v.96,p.3031-3042.

516. Theg S., Filar L., Dilley R.A. Photoinactivation of chloroplasts already inhibited on the oxidizing side of photosystem II. // Biochim. Biophys. Acta, 1986, v.849, p.104-111.

517. Thiel Т., Lyons E.M., Erker J.C. Ernst A. A second nitrogenase in vegetative cells of a heterocyst-forming cyanobacterium. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, v.92, p.9358-9362.

518. Thielen A.P.G.M., Van Gorkom H.J. Quantum efficiency and antenna size of photosystem IIU. lip, and I in tobacco chloroplasts. // Biochim. Biophys. Acta, 1981. v.635, p.l 11-120.

519. Tommos C. Babcock G.T. Proton and hydrogen currents in photosynthetic water oxidation. // Biochim. Biophys. Acta, 2000, v.1458, p.199-219.

520. Tomitani A., Okada K., Miyashita H., Matthijs H.C.P., Ohna Т., Tanaka A. Chlorophyll b and phycobilins in the common ancestor of cyanobacteria and chloroplasts. //Nature, 1999, v.400, p. 159-162.

521. Trissl H.-W. Long-wavelength absorbing antenna pigments and heterogeneous absorption bands concentrate excitons and increase absorption cross section. // Photosynth. Res., 1993, v.35,p.247-263.

522. Turpin D.H., Bruge D. Regulation of photosynthetic light harvesting by nitrogen assimilation in the green alga Selenastrum minutum. II FEBS Lett., 1990, v.263, p.99-103.

523. Tzinas G. Argyroudi-Akoyunoglou J.H., Akoyunoglou G. The effect of the dark interval in intermittent light on thylakoid development: photosynthetic unit formation and light harvesting protein accumulation. // Photosynth. Res., 1987, v. 14, p.241-258.

524. Ueno Y., Kurano N., Miyachi S. Purification and characterisation of hydrogenase from the marine green alga Chlorococcum littorale. II FEBS Lett., 1999, v.443, p. 144148.

525. Urbig Т., Schulz R., Senger H. Inactivation and reactivation of the hydrogenases of the green algae Scenedesmus obliquus and Chlamydomonas reinhardtii. II Z. Naturforsch. 1993, v.48c, p.41-45.

526. Vass I., Govindjee. Thermoluminescence from the photosynthetic apparatus. // Photosynth. Res., 1996, v.48, p.l 17-126.

527. Vass I., Styring S. pH-dependent charge equilibria between tyrosine-D and the S states in photosystem II. Estimation of relative midpoint redox potentials. // Biochemistry, 1991, v.30. p.830-839.

528. Vass I., Rozsa Z., Demeter S. Flash induced oscillation of the low temperature thermoluminescence band Zv in chloroplasts. // Photochem. Photobiol., 1984, v.40, p.407-409.

529. Vass I., Ono Т., Inoue Y. Stability and oscillation properties of thermoluminescence charge pairs in the 02-evolving system depleted of С Г or the 33 kDa extrinsic protein. // Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.892, p.224-235.

530. Vass I., Chapman D.J., Barber J. Thermoluminescence properties of the isolated photosystem two reaction center. // Photosynth. Res., 1989. v.22, p.295-301.

531. Vassiliev I.R., Jung Y.-S., Mamedov M„ Semenov A.Y., Golbeck, J.H. Near-IR absorbance changes and electrogenic reactions in the microsecond-to-second time domain in Photosystem I. // Biophys. J., 1997, v.72, p.301-315.

532. Velthuys B.R. Amesz J. Charge accumulation at the reducing side of system 2 of photosynthesis. // Biochim. Biophys. Acta, 1974, v.333, p.85-94.

533. Vermaas W.F.J., Shen G., Styring S. Electrons generated by photosystem II are utilized by an oxidase in the absence of photosystem I in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. // FEBS Lett., 1994, v.337, p. 103-108.

534. Vermeglio A., Carrier J.M. Photoinhibition by flash and continuous light of oxygen uptake by intact photosynthetic bacteria. // Biochim. Biophys. Acta, 1984, v.764, p.233-238.

535. Vignais P.M., Toussaint B. Molecular biology of membrane-bound H2 uptake hy-drogenases. // Arch. Microbiol., 1994, v. 161, p. 1-10.

536. Vignais P.M., Colbeau A., Willison J.C., Jouanneau Y. Hydrogenase, nitrogenase, and hydrogen metabolism in the photosynthetic bacteria. // Adv. Microbial Physiol., 1985, v.26, p.155-234.

537. Vignais P.N., Billoud В., Meyer J. Classification and phylogeny of hydrogenases. // FEMS Microbiol.Rev., 2001, v.25, p.455-501.

538. Volbeda A., Charon M.-PI., Piras C., Hatchikian E.C., Frey M., Fontecilla-Camps J.C. Crystal structure of the nickel-iron hydrogenase from Desulfovibrio gigas. II Nature. 1995, v.373, p.580-587.

539. Walker C.J., Griffiths W.T. Protochlorophyllide reductase: a flavoprotein? // FEBS Lett., 1988, v.239, p.259-262.

540. Warthmann R., Cypionka H., Pfennig N. Photoproduction of hydrogen from acetate by synthrophic cocultures of green sulfur bacteria and sulfur-reducing bacteria. // Arch. Microbiol., 1992, v.157, p.343-348.

541. Warthmann R., Pfennig N., Cypionka H. The quantum requirement for H2 production by anoxygcnic phototrophic bacteria. // Appl. Microbiol. Biotechnol., 1993, v.39, p.358-362.

542. Watanabe Т., Nakazato M„ Mazaki H., Flongu A., Konno M., Saitoh S., Honda K. Chlorophyll a epimer and pheophytin a in green leaves. // Biochim. Biophys. Acta, 1985. v.807, p.l 10-117.

543. Weaver P.F., Lien S., SeibertM. Photobiological production of hydrogen. // Solar Energy. 1980, v.24, p.3-45.

544. Webber A.N., Lubitz W. P700: the primary electron donor of photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v.1507, p.61-79.

545. Wellburn A.R., Hampp R. Appearance of photochemical function in prothylakoids during plastid development. // Biochim. Biophys. Acta, 1979, v. 547, p.380-397.

546. Wiessner W. Quantum requirement for acetate assimilation and its significance for quantum measurements inphotophosphorylation. //Nature, 1965, v.205, p.56-57.

547. Wiessner W., Deak Z., Mende D., Demeter S. Flash oxygen yield patterns of autotrophically and photoheterotrophically grown Chlamydobotrys stellata in the presence and absence of lipophilic acceptors. // Photosynth. Res., 1991, v.29, p.37-44.

548. Wild A., Trostmann U., Kietzmann I., Fildner K.-H. Development of photosynthetic apparatus during light-dependent greening of a mutant of Chlorella fusca. // Planta, 1978, v. 140, p.45-52.

549. Willeford K.O., Gibbs M. Localization of the enzymes involved in the photoevo-lution of PI2 from acetate in Chlamydomonas reinhardtii. H Plant Physiol., 1989, v.90, p.788-791.

550. Williams W.P., Allen J.F. State 1/State 2 changes in higher plants and algae. // Photosynth. Res., 1987, v. 13, p. 19-45.

551. Winkler M., Heil В., Heil В., Ilappe T. Isolation and molecular characterization of the Fe.-hydrogenase from the unicellular green alga Chlorella fusca. II Biochim. Biophys. Acta, 2002, v., p.

552. Wintermans J.P., De Mots A. Spectrophotometric characteristics of chlorophylls a and b and their pheophytins.// Biochim. Biophys. Acta, 1965, v.109, p.448-453.

553. Woese C.R., Kandler O., Wheelis M.L. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea, Bacteria, and Eucarya. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, v. 87, p.4576-4579.

554. Wolf A.H., Briidern A., Gieersberg M., Wiessner W. Influence of photoheterotro-phy on the expression of chlorophyll л/й-binding proteins in the green alga Pyrobo-trys stellata. /'/' Photosynth. Res. 1996, v.49, p.49-56.

555. Wollman F.A., Bennoun P. A new chlorophyll-protein complex related to photosystem I in Chlamydomonas reinhardtii. II Biochim. Biophys. Acta, 1982, v.680, p.352-360.

556. Wollman F.-A., Bulte L. // In: Hall D.O., Grass G. (eds.) Photoconversion Processes for Energy and Chemicals, Elsevier, Amsterdam, The Netherlands. 1990, p. 198207.

557. Wollman F.-A., Minai L., Nechushtai R. The biogenesis and assembly of photosynthetic proteins in thylakoid membranes. // Biochim. Biophys. Acta, 1999, v.1411, p.21-85.

558. Woodbury N.V., Allen J.P. // In: Blankenship R.E., Madigan M.T., Bauer C.E. (eds.) Anoxygenic photosynthetic bacteria. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht. The Netherlands. 1995, p.527-557.

559. Wu L.-F., Mandrand M.A. Microbial hydrogenases: primary structure, classification, signatures and phylogeny. // FEMS Microbiol. Rev., 1993, v. 104, p.243-270.

560. Wiinschiers R., Heide H., Follmann II., Senger H., Schulz R. Redox control of hydrogcnase activity in the green alga Scenedesmus obliquus by thioredoxin and other thiols. // FEBS Lett., 1999, v.445, p.162-164.

561. Wiinschiers R., Senger H., Schulz R. Electron pathways involved in H2-metabolism in the green alga Scenedesmus obliquus. // Biochim. Biophys. Acta, 2001a, v.1503, p.271-278.

562. Wunschiers R., Stangier K., Senger H., Schulz R. Molecular evidence for a Fe-hydrogenase in the green alga Scenedesmus obliquus. II Curr. Microbiol., 2001b, v.42, p.353-360.

563. Yeates T.O, Komiya H., Rees D.C., Allen J.P., Feher G. Structure of the reaction center from Rhodobacter sphaeroides R-26: membrane-protein interactions. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987, v.84, p.6438-6442.

564. Xiong J., Fischer W.M., Inoue K., Nakahara M., Bauer C.E. Early evolution of photosynthesis. // Science, 2000, v.289, p. 1724-1730.

565. Xu H., Vavilin D., Vermaas W. Chlorophyll b can serve as the major pigment in functional photosystem II complexes of cyanobacteria. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, v.98, p.14168-14173.

566. Xu W., Tang H., Wang Y., Chitnis P.R. Proteins of the cyanobacterial photosystem I. // Biochim. Biophys. Acta, 2001, v. 1507, p.32-40.

567. Zech S.G., Kurreck J., Renger G., Lubitz W., Bittl R. Determination of the distance between Yzox* and QA* in photosystem II by pulsed EPR spectroscopy on light-induced radical pairs. // FEBS Lett., 1999, v.442, p.79-82.

568. Zimmermann J.-L., Rutherford A.W. Electron paramagnetic resonance properties of the S2 state of oxygen-evolving complex of photosystem II. // Biochemistry, 1986, v.25, p.4609-4615.

569. Zinn Т., Schnackenberg J., Haak D., Romer S., Schulz R., Senger H. Evidence for nickel in the soluble hydrogenase from the unicellular green alga Scenedesmus obliquus. II Z. Naturforsch., 1994, v.49c. p.33-38.

570. Zipfel W., Owens T. Calculation of absolute photosystem I absorption cross-sections from P700 photooxidation kinetics. // Photosynth. Res., 1991, v.29, p.23-35.

571. Zonneveld C. Modeling effects of photoadaptation on the photosynthesis-irradiance curve. // J. Theor. Biol., 1997, v.186, p.381-388.

572. Zouni A., Jordan R., Schlodder E., Fromme P., Witt H.T. First photosystem II crystals capable of water oxidation. // Biochim. Biophys. Acta, 2000, v. 1457. p. 103105.

573. Zouni A., Witt 1I-T., Kern J., Fromme P., Krauss N., Saenger W., Orth P. Crystal structure of photosystem II from Synechococcus elongatus at 3.8 A resolution. 11 Nature, 2001, v.409, p.739-743.

574. Zuber H., Cogdcll R.J. Structure and organization of purple bacterial antenna complexes. // In: Blankenship R.E. Madigan M.T. Bauer C.E. (ed.) Anoxygenic photosynthetic bacteria. Kluwer Acad. Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 1995. p.315-348.

575. Yakovlev A.G., Taisova A.S., Fetisova Z.G. Light control over the size of an antenna unit building block as an effcient strategy for light harvesting in photosynthesis. // FEBS Lett., 2002b, v.512, p. 129-132.

576. Работа посвящается светлой памяти близкого друга и соавтора Владимира Никифоровича Архипова.

577. Отдельное спасибо жене З.И. Бойченко за разделенное бремя труда по оформлению диссертации.