Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Структурная кинетика нейронов моллюска Lymnaea stagnalis в диссоциированной культуре ткани

ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Структурная кинетика нейронов моллюска Lymnaea stagnalis в диссоциированной культуре ткани"

РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК ИНСТИТУТ ФИЗИОЛОГИИ им И.П. ПАВЛОВА

СТРУКТУРНАЯ КИНЕТИКА НЕЙРОНОВ МОЛЛЮСКА ЬУМХАЕА ЗТАвОДЫв В ДИССОЦИИРОВАННОЙ КУЛЬТУРЕ ТКАНИ

03 00 13 - физиология 03 00 25 - гистология, цитология, клеточная биология

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

На правах рукописи

РЫБАКОВА

ГАЛИНА ИВАНОВНА

003170975

Санкт-Петербург 2008

003170975

Работа выполнена в лаборатории функциональной морфологии и физиологии нейрона Института физиологии им И П Павлова РАН

Научный руководитель Сотников Олег Семенович, д б н ,

заел деятель науки РФ, профессор

Официальные оппоненты Отеллии Владимир Александрович, д м н , чл -корр

РАМН, зав лабораторией онтогенеза нервной системы Института физиологии им И П Павлова РАН Даринский Юрий Анатольевич, д б н , зав кафедрой анатомии и физиологии СПб государственного педагогического университета

Ведущая организация Санкт-Петербургский Государственный Университет

Защита диссертации состоится « 00 мин на заседании

Диссертационного Совета (Д 002 020 01) по защите докторских и кандидатских диссертаций при Институте физиологии им И П Павлова РАН (199034, г Санкт-Петербург, наб Макарова, 6)

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института физиологии им И П Павлова РАН

Автореферат разослан «

11

» 2008 г

Ученый секретарь Диссертационного Совета доктор биологических наук

Н.Э. Ордян

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Сближение и воссоединение физиологических и морфологических исследований всегда являлось актуальной проблемой нейробиологии Наиболее современным и распространенным методом клеточной морфо-физиологии является культура диссоциированных нейронов (Spenser et al, 1998, Chuckowree, Vickers, 2003, Tanaka et al, 2006, Jeon et al, 2007) Этот метод позволяет совместить микроэлектродные электрофизиологические и микроскопические исследования Оказалось, что в культуре нейронов с помощью микроскопии можно выявить и ряд новых неэлектрических функций нейронов (Сотников, 2001)

Только с помощью прижизненных исследований нейронов можно уточнить или опровергнуть представления о многих процессах, сформулированных на основании фиксированных «мертвых» препаратов нейрогистологами в прошлом Актуальность проблемы исследования поведения живых нейронов состоит также в том, что это единственный способ дополнить существующее представление о структуре нейрона данными о его структурной кинетике регенерационной возможности конусов роста (Baker et al, 2003, Goidon-Weeks, 2004), ретрактильных потенциях нейритов, эффектах многочисленных факторов роста и различных фармакологических веществ (Калюнов, 1986, Yar et al ,1993, Spenser et al, 1995, Ahmed et al, 1997, Spenser et al, 1998)

Необычность состояния культуральных исследований в настоящее время состоит в том, что при больших потенциальных возможностях метода культивирования нейронов, при глубоких современных цитохимических знаниях о создаваемых системах нейронов, в неврологии отсутствует сколько-нибудь полное представление о структурной кинетике поведения живых нейронов в диссоциированных культурах Несмотря на многочисленные и глубокие исследования молекулярной биологии в культуре ткани, электрофизиологических особенностей связей между нейронами, биохимических процессов, протекающих в нейрональных моделях (Magoski, Bulloch, 1998, Kabir et al, 2001, Widmer et al, 2005, Vana, Weiss, 2006), остаются малоизученными структурные процессы, происходящие с нейронами, механизмы морфогенетических процессов Оказывается мало исследованной кинетика морфологических изменений самих нейронов, поведение нейронов после их травмы, адаптационный период травмированных нейронов, начало регенераторных процессов, механизмы регенерации, различные формы сократительной активности отростков, механизмы формирования нервных отростков и полярности тела клетки, закономерности формирования ганглиев, локальных и сложных сплетений, механизмы их распада, а также возможности формирования межнейрональных

связей, включая синцитиальную связь Несомненно, знание структурных деталей поведения живых нейронов в различных неадекватных условиях имеет прямое отношение к раскрытию патологических механизмов (Luo, O'Leary, 2005) Этим весьма актуальным вопросам и будет посвящена настоящая диссертация

Цель и задачи исследования Целью настоящей работы являлось последовательное изучение поведения нервных клеток непосредственно после их выделения из мозга и при культивировании in vitro Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи

1 Изучить поведение травмированных нейронов после диссоциации ганглия

2 Исследовать сократительную активность нейритов в культуре ткани

3 Проанализировать экструзионные и морфогенетические процессы в культуре

4 Изучить формирование синцитиальной связи между нейритами в культуре ткани Научная новизна Проведенные экспериментальные наблюдения за поведением нейронов в культуре ткани свидетельствуют о наличии у нейрона важной неэлектрической функции - сократительной активности Обнаружено, что ретракция является составной частью регенераторного процесса, а терминальные структуры - конусы роста и колбы ретракции могут служить индикаторами соответствующих процессов не только на живых, но и на фиксированных препаратах Исследование изолированных нервных волокон демонстрирует автономность этого процесса, его относительную независимость от сомы нейрона Нам впервые удалось выделить необычную, неизвестную для нейронов форму ретрактильной активности Помимо обычного линейного сокращения описан новый вид ретракции - изометрическое сокращение, которое характеризуется резким уменьшением объема волокна при сохранении его длины и напоминает ретроградный ток нейроплазмы Описаны процессы аутотомии сокращающихся нервных отростков и аутоампутации терминалей, механизм которой напоминает апокриновую секрецию нейросекреторных клеток Высказано предположение о том, что ампутация дегенерирующих терминалей представляет собой микроинъекции нейронального трофического материала в окружающие ткани

С помощью цейтраферной видеосъемки удалось продемонстрировать механизм формирования ганглия, его строгой цитоархитектоники путем сокращения отростков контактирующих нейронов и сближения их тел, при котором их контакты и ретрагирующие отростки закономерно оказываются в центре узла, а тела нейронов снаружи

Впервые удалось показать с помощью культуры ткани, что регенерация нейрона всегда начинается с формирования ламеллы у края его сомы, а не с непосредственного образования нейритов Ламелла либо сразу превращается в цилиндрический отросток с

конусом роста, либо сохраняется и растет длительное время Представлено подробное описание строения и динамики ламеллярных структур, идентичность с конусами роста и их взаимные переходы Продемонстрировано, что миграция нейрона осуществляется с помощью перемещения ядра с околоядерной цитоплазмой внутри собственного отростка, при этом обнаруживается новый способ формирования отростка, называемого нами шлейфным

Впервые была обнаружена способность к слиянию ветвей нейритов между собой Разработаны 2 критерия, позволяющие на живых нейронах в культуре ткани доказать наличие синцитиальной цитоплазматической связи между отростками разных нейронов Сформулирована гипотеза о возможности образования межнейрональной синцитиальной связи у нейронов, лишенных глии, и в естественных условиях in vivo Теоретическая и практическая значимость работы Теоретическая значимость работы состояла в том, чтобы дополнить известные статические представления о строении нейрона материалом о структурной кинетике живых нейронов, их отростков и окончаний, продемонстрировать, что кроме электрогенеза у нейрона существуют - другие неэлектрические функции, показать, что с помощью регенерации, ретракции отростков, их аутотомии и миграции сомы нейрона нервные клетки способны к самосборке сложных нейрональных систем

Практическое значение работы состоит в том, что полученные данные могут представить собой принципиально новое дополнение к курсу нейрофизиологии и нейрогистологии нейрона Полученные данные о сократительной активности нейритов могут учитываться в практической нейрохирургии при травме нервов и проводящих путей, когда, по нашему мнению, целесообразно не только ускорение регенерации с помощью стимуляторов роста, но и предотвращение или ингибирование посттравматической ретракции нейритов Предложенные нами индикаторы процессов регенерации и ретракции нейритов могут быть использованы для исследования этих процессов в патологических и экспериментальных условиях на статичных гистологических препаратах

Апробация материалов диссертации. Результаты работы были представлены на научно-практической конференции молодых ученых «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины - 2002» (Санкт-Петербург, 2002), на V Российской медико-биологической научная конференции молодых ученых (Санкт-Петербург, 2002), на IVn V Международных Конференциях «Колосовские чтения» (Санкт-Петербург, 2002, 2006), на научной конференции «Фундаментальные и прикладные проблемы гистологии, гистогенез и регенерация тканей» (Санкт-Петербург, 2004), на Международной научной

конференции «Медико-биологические и экологические проблемы здоровья человека на севере» (Сургут, 2004), на Всероссийской конференции молодых исследователей «Физиология и медицина» (Санкт-Петербург, 2005), на IV Всероссийской конференции, посвященной 80-летию Института физиологии им И П Павлова (Санкт-Петербург, 2005), на конференции «Бабухинские чтения в Орле» (Орел, 2005), на V Сибирском физиологическом съезде (Томск, 2005), на Первом международном междисциплинарном конгрессе "Достижения нейронауки для современной медицины и психологии" (Судак, 2005), на Международной конференции "Biology Motility", (Пущино, 2006), на XX съезде физиологического общества им И П Павлова (Москва, 2007)

Публикации. По теме диссертации опубликовано 20 научных работ, из них 5 статей в журналах из списка ВАК

Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, пяти глав с изложением экспериментальных результатов, обсуждения результатов, выводов и списка литературы Работа содержит 237 страниц Из них - 97 рисунков, 3 графика и 1 таблица Список литературы включает 334 источника 82 отечественных и 252 зарубежных

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Работа проводилась на нейронах пресноводного моллюска Lymnaea stagnahs Окологлоточное нервное кольцо после отсечения нервов переносили в физиологический раствор для моллюсков при комнатной температуре с добавлением 50мкг/мл гентамицина сульфата После этого нервное кольцо разрезали на ганглии, которые переносили в 0,3% раствор проназы (Seiva), приготовленный на физиологическом растворе, при температуре 20°С на 50 мин

Для проведения острых опытов, в которых изучали ретракцию нервных отростков, висцеральный или большой париетальный ганглий помещали на стандартное покровное стекло в каплю 20%-ной среды Игла Под микроскопом МБС-1 тонкими препаровальными иглами снимали ганглионарные оболочки Механическим путем диссоциировали его на мелкие части В результате выделялось много одиночных нейронов с отростками, длина которых достигала 240 мкм Затем вокруг капли с нейронами делали валик из смеси вазелина и парафина Полученная камера сверху накрывалась вторым покровным стеклом Сразу после приготовления препарата производилась цейтраферная видеосъемка - 1 кадр каждые 2 минуты

Для проведения длительного культивирования выделенные ганглии пипетировали в растворе Рингера с помощью Г-образных стеклянных микропипеток с диаметром отверстия кончика 0,8 и 0,6 мм В результате удавалось получить значительное

количество изолированных, лишенных глии нейронов Для культивирования использовалась 20% бессывороточная питательная среда с определенным химическим составом RPMI-1640 или Игла MEM (Sigma) без глютамина и бикарбоната, которую стерилизовали непосредственно перед посадкой В среду также добавляли гентамицина сульфат в концентрации 50 мкг/мл, L-глютамин в концентрации 0,3 г/л С помощью бикарбоната натрия устанавливали рН среды 7,8 рН-метр-милливольтметром типа рН-150 ("Измеритель", Гомель) Для культивирования нейронов использовали модифицированный сосуд Кареля и стеклянные кольца высотой 0,8 см и диаметром 0,8 см (подробнее методику см Костенко и др , 1998)

Посадка нейронов проводилась в специальном стерильном помещении Культура исследовалась в течение 5-6 дней Наблюдение за нейронами осуществлялось на автоматизированной микровидеоустановке, созданной на базе инвертированного фазовоконтрастного микроскопа МБИ-13 (ЛОМО) Производилась цейтраферная видеосъемка - 1 кадр каждые 10 минут Изображение регистрировалось с помощью видеокамеры Panasonic NV DS50 в режиме «М-card», а затем переносилось на компьютер, где проводился анализ поведения нейронов

Характер изменений исследовался на сериях видеоизображений Для иллюстрации процесса выбирались кадры с наиболее выраженными изменениями и группировались в блоки Рисунки в диссертации представлены в виде серийных кадров видеосъемки Измерения проводились в программном пакете TRIM

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ Исследование поведения нейронов в диссоциированных культурах предполагает их выделение, при котором нейрон испытывает механическую травму Исследование поведения таких травмированных нейронов после диссоциации ганглия выявило активную сократительную реакцию нервных отростков, завершающуюся их полным втягиванием в тело клетки у большинства нейронов (рис 1) На концах сокращающихся отростков формируется булавовидное образование (колба ретракции) Активнее и быстрее сокращаются более тонкие вторичные отростки Сокращение может протекать с разной скоростью и осуществляется в несколько этапов с замедлениями, остановками и небольшими удлинениями (рис 2) Скорость ретракции варьирует в широких пределах от 0 4 мкм/мин до 10 мкм/мин, что соизмеримо со скоростью регенерации Начальная скорость ретракции, как правило, больше конечной в 2-3 раза Было показано, что регенерация возможна и при остановке сокращения травмированного отростка На конце нейрита после остановки ретракции формируется пластинчатый конус роста

¡¡Mil .St¿¿?!>.' ] I -vs у*s 1 Л\

IllfllÉSliilte

.______/ б..'*.?- 1 >•>»!■;. |||| Ш » *

' '•;л- :v;'."•;.. V.'v

Рис. 1 Сокращение травмированного нервного отростка и его ветви. а-е - стадии процесса сокращения. Время - от начала наблюдения.

мкм

Время, мин

Рис 2. Характер изменения длины отростков во времени при их ретракции

После полной ретракции инициального отростка клеток, ставших шаровидными, отмечается период абортивных попыток формирования новых отростков. Это проявляется последовательным образованием экструзионных ламеллярных овальных выпячиваний нейроплазмы клетки. Причем выпячивания волнообразно перемещаются по окружности нейрона и несколько смещают тело клетки в свою сторону. В результате возникает вращательное движение тела нейрона.

Следующий этап в развитии культуры диссоциированных нейронов - регенерация нервных отростков Регенерация нейрона всегда начинается с формирования ламеллы у края его сомы Ламелла либо сразу превращается в цилиндрический отросток с конусом роста, либо сохраняется и растет длительное время, сохраняясь у дифференцированных нейронов На классических препаратах Н Г Колосова (1954), Б А Долго-Сабурова (1985), А Abrakham (1981), А А Милохина (1967) ламеллярные структуры нервных волокон широко представлены у взрослых животных, особенно в области сенсорных окончаний вегетативной нервной системы Поэтому можно с уверенностью говорить о том, что описанные нами ламеллы не является исключительно культуральным феноменом

Конус роста представляет собой расширяющуюся к периферии небольшую ламеллу приблизительно треугольной формы с большим количеством тончайших, едва заметных филоподий Имеется масса переходных форм между обычными небольшими ламеллами конуса роста и крупными ламеллами, снаб-кенными множественными филоподиями Удается показать, что конусы роста и колбы ретракции на фиксированных препаратах могут служить индикаторами роста и ретракции, наблюдаемых у живых нейронов В культуре одиночных нейронов при отсутствии соседних клеток и возможности контакта с ними постоянно формируются рекуррентные отростки, образующие аутапсы В результате возникают структуры, напоминающие ячейки, аркады, кольца Нами продемонстрирован механизм их формирования

Регенерация представляет собой двухэтапный процесс, при котором экструзионная составляющая чередуется с процессом ретракции Причем при росте одних отростков одного нейрона наблюдается ретракция других его отростков Явление ретракции отмечается и после установления межнейронных контактов Нам впервые удалось выделить две формы ретрактильной активности нейронов Первая - обычная, линейная форма сокращения, сопровождающаяся уменьшением длины отростка Вторая форма, которую мы назвали изометрической, не приводит к изменению длины отростка, а сопровождается транслокацией массы нейроплазмы в сторону тела нейрона По-видимому, изометрическое сокращение чаще наблюдается при формировании двух точек фиксации (значительной адгезии), расположенных на конце волокна и на теле клетки Такая форма сокращения известна для мышечных волокон (Golovko, Tyunna, 2006) В классической гистологии этому состоянию, по-видимому, соответствует так называемые "мумифицированные", "атрофированные" волокнам, которые часто встречаются нейрогистологам при исследовании травм или заболеваний нервной системы (Амвросьев, 1967, 1972) Эффект «дендритной атрофии» отмечен при диабете, хроническом стрессе и хроническом воздействии кортикостерона (Magarinos, McEwen, 2000)

Исследование в культуре ткани показывает значительную распространенность изометрической формы сокращения Примечательно, что эту форму сокращения удалось описать на живых волокнах в культуре ткани По-видимому, эта форма сокращения оказалась скрытой для обычных нейрогистологических исследований, так как не проявляет себя изменением длины отростка Изометрическое сокращение ламеллярных отростков может приводить к формированию тубулярных отростков

По-видимому, процесс ретракции нейритов является автономным, так как он сохраняется у изолированных от тела нейрона волокон Фрагменты нервных волокон, изолированные от тела нейрона, тем не менее, не теряют способности сокращаться Следовательно, эта способность отростка не зависит от сомы и связана с локальной активностью сократительных белков нейроплазмы Такие фрагменты нервных волокон сокращаются с обоих концов Это проявляется образованием колб ретракции на этих концах Фактически на прижизненных препаратах удается воспроизвести феномен П 3 Гудзя (1963), который на фиксированных препаратах обнаружил на концах изолированных фрагментов нервных волокон, как он полагал, "колбы роста" На самом же деле эти колбовидные структуры свидетельствуют о сокращении нервного отростка Сокращающиеся изолированные волокна претерпевают варикозную деформацию

Так как при нарушении целостности волокна всегда отмечается его ретракция, нами высказано предположение о том, что ретракция нейритов является существенным фактором в механизме формирования диастаза перерезанных нервов Поэтому нами предприняты эксперименты по ингибированию сокращения нервных отростков Оказалось, что ретракция волокон отсутствует или тормозится в бескальциевой среде и в среде, содержащей ионы кобальта В присутствии блокаторов кальциевых каналов нимодипина и нитрендипина также наблюдалось частичное ингибирование ретракции Эти данные соответствуют результатам предшествующих исследований (Dispersyn et al, 1999) Возможность ингибирования ретракции продемонстрирована также при действии никардипина (Nachman-Clewner et al, 1999), флунаризина, у-конотоксина (Pugh, Berg, 1994), форсколина, вортманина (Leemhuis, 2004), при повышении в среде концентрации Mg2+ (Grumbacher-Reinert, Nicholls, 1992, Neely, 1999)

Интенсивная ретракция при наличии адгезионных контактов может завершаться аутотомией отростков Наиболее часто отмечается аутоампутация терминалей отростков Она может происходить при обычной ретракции без истончения отростка Механизм аутоампутации напоминает апокриновую секрецию Так как дегенерирующие цитосомы сенсорных терминалей, заполненные распадающимися лизосомами, содержат значительное количество активированных протеолитических и других гидролитических

ферментов, которые являются нейротрофннами, можно думать, что нами описан механизм выделения трофических веществ, обеспечивающих нейротрофическое влияние на окружающие ткани Последнее время появилось значительное число работ, демонстрирующих выделение биологически активных пептидов субстанции Р и кальцитонин-ген-родственного пептида сенсорными окончаниями и их трофический эффект на окружающие ткани (Holzer, 2001; Herbert, Holzer, 2002)

Описан феномен перемещения сомы нейрона (ядра с окружающей нейроплазмой) внутри собственного отростка Показано, что механизм миграции нейронов включает несколько факторов Во-первых, при этом необходима адгезия окончания растущего нейрита, во-вторых, подтягивание сомы нейрона в направлении адгезированного конуса роста Этот процесс, как показано нами в культуре ткани, протекает путем транслокации сомы нейрона внутри собственного отростка При этом удается продемонстрировать новый способ формирования отростков, который осуществляется не путем экструзии и роста, а путем ретракции и смещения сомы нейрона в направлении уже существующих отростков В результате в зоне бывшей локализации тела остается вытянутый, ровный, неветвящийся отросток, который мы назвали шлейфным Вполне вероятно, что таким образом формируются все инициальные отростки униполярных нейронов, которые также являются ровными, неветвящимися, от которых отходят аксон и дендрит При перемещении тела нейрона в дендритные отростки, ветви дендритов становятся отростками тела нейрона Одноотростчатый нейрон превращается в мультиполяр

После установления контактов между отростками одиночных нервных клеток, ретракция этих отростков приводит к сближению тел клеток При этом контакты и сами сократившиеся отростки оказываются внутри агрегата, как и положено нейропилю, а сомы нейронов остаются на периферии формирующегося ганглия Эта цитоархитектоника полностью соответствует организации ганглиев многоклеточных животных Удалось выявить, что сократительная функция нейритов обеспечивает также сближение одиночных ганглиев, образуя синганглии Натяжение нервных волокон в сформированном сплетении приводит к их сближению и, в конечном итоге, к образованию нервных пучков Таким образом, ретрактильный механизм формирования ганглиев и пучков приводит к появлению из диффузного сплетения плексусно-ганглионарной системы нейронов, которая, как было показано ранее (Сотников и др, 1994), напоминает формирование плексусно-ганглионарных нервных систем беспозвоночных

При выращивании сплетений мы наблюдали, что вначале формируются локальные сплетения, объединяющие группы сближающихся нейронов (Выделено три способа формирования локального сплетения) В дальнейшем нервные волокна этих сплетений

растут к соседним локальным сплетениям, формируя сложные культуральные сплетения (рис 3). Примечательно, что распад сплетений в стареющих культурах происходит в обратном порядке: выделение локальных сплетений из сложных, нарушение межклеточных связей внутри локальных сплетений, ретракция и дегенерация оставшихся

Рис. 3 Панорама плексусно-ганглионарной системы нейронов.

1 - микроганглии; 2 - нервные пучки; 3 - интернейрональные волокна; 4 - асинаптические нервные волокна; 5 - ампутированные цитосомы; А-В - тела нейронов. Время - от начала культивирования.

Возможно, это наблюдение имеет практический интерес, так как не исключено, что подобный механизм существует и при реальной патологии. При исследовании стареющих сплетений обращает внимание появление варикозностей на нервных отростках, преобладание колб ретракции над конусами роста, увеличение числа истонченных отростков в результате изометрического сокращения и ампутированных колб ретракции (цитопластов). Вначале варикозности появляются на тонких частях волокна. С помощью фазового контраста на живых объектах видно, что варикозности состоят из двух компонентов: из жидкой наружной нейроплазмы, стремящейся сформировать каплю, и тонкой плотной структуры (филаментозно-тубулярного аксиального цитоплазматического тяжа).

Нами впервые обнаружена в культуре ткани способность к слиянию ветвей нейрита между собой. Контактирующие нервные волокна разных нейронов также способны образовывать синцитиальные цитоплазматические анастомозы. Разработаны 2 критерия, позволяющие на живых нейронах в культуре ткани доказать наличие таковой связи. Нами обнаружено, что если тело одного из двух контактирующих своими отростками нейронов гибнет, а ее отростки остаются жизнеспособными, это означает, исходя из закона валлеровской дегенерации, что они имеют синцитиальную цитоплазматическую связь с другим трофическим центром (рис. 4).

Рис. 4 Схема динамики формирования синцитиальной связи между отростками разных нейронов в культуре ткани.

а-г- стадии образования синцития; А,Б,В - нейроны, формирующие синцитий; а -соединенные филоподии (стрелка) клеток А и Б перед слиянием их ламеллярных отростков; б - контакт и возможное слияние отростка (7) клетки А и ламеллы (2) клетки Б\ в - гибель тела нейрона Б и сохранение жизнеспособности его отростков (2).

В качестве второго критерия мы использовали эффект перемещения цитоплазматических варикозностей через область контакта отростков двух нейронов Варикозности, предсуществующие на одном из отростков, преодолевали место контакта с другим нейроном и перемещались вдоль отростка чужого нейрона вплоть до его тела

Ранее в литературе приводились факты слияния филоподий нейрональных конусов роста между собой и с пластинчатой частью конуса роста в культуре ткани (Luduena, Wessels, 1973) Доказательства слияния филоподий были подтверждены авторами также с помощью электронного микроскопа (Spooner et al, 1974) Как известно, слияние мембран и образование синцития - это универсальный и сейчас уже хорошо исследованный клеточный процесс Он характерен для многих нормально функционирующих ненервных клеток и при их патологии (Ненашев, 1984, Bennett, Gibson, 1995), при оплодотворении и в эмбриогенезе, при образовании мышечных волокон (Самосудова и др , 1988, Орлов и др, 1989, Ритгер и др, 1990), искусственном получении гибридных клеток (Рингерц, Сэвидж, 1979, Zimmermann, Stopper, 1987)

Нами представлены факты наличия такой связи в культуре ткани При обсуждении вопроса о возможности синцитиальной связи между нейронами обращает на себя внимание, что формирование такой связи между всеми другими клетками и возможность их слияния не вызывает дискуссии (Ephrussi, 1976, Зеленин и др, 1982) Более того, недавно убедительно продемонстрирована возможность слияния нейронов и глиоцитов (Ackman et al, 2006, Самосудова и др, 2007), нейронов Пуркинье и стволовых клеток костного мозга (AIvarez-Dolado et al, 2003, Bae, 2005, Terashima et al, 2005) Хотя в нормальной культуре диссоциированных нейронов формирование синцитиальной связи, по-видимому, описывается впервые, упоминание о такой возможности при патологических условиях в современной литературе имеется (Боголепов и др, 1986, Самосудова и др , 1994, Семченко и др , 19)

Таким образом, исследование поведения живых изолированных нейронов в культуре ткани позволяет обнаружить новые факты, которые свидетельствуют о том, что у нервных клеток помимо функции электрогенеза существует ряд неэлектрических функций, и выявить ряд морфогенетических процессов В результате представления о структуре нейронов и нервных систем в статике могут быть дополнены представлениями о структурной кинетике нейронов

ВЫВОДЫ

1 Прижизненные кинетические исследования поведения нейронов в культуре ткани с помощью автоматической цейтраферной видеосъемки выявили, что регенерация нервных отростков начинается не с непосредственного образования нейритов, а с появления ламелл, на базе которых формируются истинные нейриты Рост нейритов обязательно чередуется с их сокращением, что представляет собой структурный рециклинг терминалей Конусы роста и колбы ретракции являются закономерными индикаторами процессов регенерации и сокращения соответственно

2 Исследования травмированных и длительно культивируемых нейронов впервые позволили выделить две формы сокращения нервных отростков линейное сокращение со скоростью от 0 4 мкм/мин до 10 мкм/мин, сопровождающееся уменьшением длины отростка, и изометрическое сокращение, которое характеризуется целлюлопетальным перемещением нейроплазмы и уменьшением объема волокна без изменения его длины При ретракции отростка возможна транслокация ядра нейрона внутри этого отростка с образованием остаточного шлейфного отростка Механизм линейной ретракции нейритов обладает автономностью, поэтому изолированные нервные отростки способны сокращаться и в отсутствие тела нейрона

3 У сокращающихся нервных отростков впервые описано явление аутотомии и аутоампутации терминалей Механизм реализации аутоампутации подобен апокриновой секреции

4 С помощью культуры ткани удалось разработать модель формирования межнейронной синцитиальной связи, для определения которой предложены два критерия отсутствие валлеровской дегенерации у ветвей погибшего нейрона, которые ранее установили связь с ветвями другого нейрона и процесс перемещения цитоплазматических варикозностей между отростками двух контактирующих клеток Впервые обнаружена также способность к слиянию различных ветвей нейрита между собой

5 Впервые продемонстрирован механизм формирования цитоархитектоники ганглиев, характерный для ганглиев беспозвоночных т vivo Он заключается в ретракции контактирующих нервных отростков, сближении и агрегации тел нейронов При этом межнейрональные контакты и сократившиеся отростки оказываются внутри агрегата, образуя нейропиль, а сомы нейронов остаются на периферии формирующегося ганглия

6 Прослежена закономерная кинетика формирования и распада сложной плексусно-ганглионарного системы нейронов Вначале одиночные смежные нейроны устанавливают первичные контакты и образуют локальные сплетения Затем путем роста отростков и

установления контактов между локальными сплетениями формируется общая сложная

плексусно-ганглионарная система Распад сложных сплетений происходит в обратном

порядке

СПИСОК ОСНОВНЫХ РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1 Рыбакова Г И Модель культуры изолированных нейронов для анализа нейротропных веществ и нейропатологических процессов // Тез докл научно-практической конференции молодых ученых «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины - 2002» СПб, МАПО, 2002 - С 207

2 Рыбакова Г И Идентификация нормальных и патологически измененных нейронов в культуре ткани// Тез докл IV международной конференции по функциональной нейроморфологии «Колосовские чтения - 2002» СПб, 2002 - С 247

3 Сотников О С .Рыбакова Г И . Чепур С В Кинетика структуры нервных отростков in vitro в предрегенерационный период // Тез докл научной конференции «Фундаментальные и прикладные проблемы гистологии, гистогенез и регенерация тканей» СПб, BMA 2004 - С 54

4 Сотников О С , Рыбакова Г И . Рашевская Ю В Сократительная активность нервных отростков в культуре ткани и in situ // Тез докл Международной научной конференции «Медико-биологические и экологические проблемы здоровья человека на севере» Сургут, 2004 - С 128-131

5 Рыбакова Г И. Рашевская Ю В, Арчакова Л И Новый механизм формирования отростков травмированных нервных клеток// Тез докл Всероссийской конференции молодых исследователей «Физиология и медицина» СПб, 2005 - С 101

6 Сотников О С, Рыбакова Г И. Арчакова Л И Попытка моделирования метасимпатической нервной системы в культуре ткани.// Тез докл IV Всероссийской конференции, посвященной 80-летию Института физиологии им И П Павлова РАН «Механизмы функционирования висцеральных систем» СПб, 2005 - С 233-234

7 Сотников О С , Рыбакова Г И. Рашевская Ю В Функция асинаптических дендритов (тканевых рецепторов) // Тез докл 4-ой Всероссийской конференции «Бабухинские чтения в Орле», ЗАО ФНПП «Ретиноиды», Альманах 2005, В 21 - С 102-104

8 Сотников О С , Рыбакова Г И . Рашевская Ю В Термодинамические закономерности динамики структуры живых нейронов в культуре ткани// Тез докл V Сибирского физиологического съезда Томск СибГМУ, 2005 - С 32

9 Сотников О С , Рыбакова Г И . Рашевская Ю В , Арчакова J1А Двигательная активность поврежденных нервных отростков// Тез докл Первого международного междисциплинарного конгресса "Достижения нейронауки для современной медицины и психологии" Судак, 2005 - С 149-151

10 Сотников ОС, Рыбакова Г И. Арчакова Л А, Лукашин В Г Аутотомия и аутоампутация нервных отростков в культуре ткани и in vivo //ДАН - 2006 - Т 409, № 6 - С 841-843 (Autotomy and Self-amputation of Nerve Processes in Tissue Culture and in Vivo // Doklady Biol Sei - 2006 - V 409 - P 293-295)

11 Сотников О С , Рыбакова Г И . Арчакова Л А, Лукашин В Г Индикаторы роста и ретракции нейритов в культуре ткани и на гистологических препаратах // Бюлл экспер биол и мед - 2006 - Т 142, №8 - С 227-232

12 Сотников О С , Малашко В В , Рыбакова Г И Феномен слияния нервных волокон // ДАН - 2006 - Т 410, №1 - С 130-133

13 Рыбакова Г И. Сотников О С Синцитиальная связь нейритов в культуре ткани // Тез докл V Международной конференции «Колосовские чтения-2006» СПб, Морфология - 2006 - Т 129, В 2 - С 83

14 Сотников О С , Рыбакова Г И . Малашко В В , Соловьева И А Контактная и синцитиальная связи нейронов // Тез докл V Международнрй конференции «Колосовские чтения-2006» СПб, Морфология - 2006 - Т 129, В 2 - С 91

15 Sotnikov О S, Rvbakova GI Neuntes interflow m tissue culture.// International conference "Biology Motility" Pushino, 2006, P 64-65

16 Сотников О С, Рыбакова Г И. Малашко В В Цитоплазматический синцитий в нервной системе // Тез докл XX съезда физиологического общества им И П Павлова, РАН M , 2007, С 429

17 Сотников О С , Малашко В В , Рыбакова Г И Синцитиальная связь нейронов в культуре ткани в раннем онтогенезе // Морфология - 2007 - Т 131, № 2 - С 7-15

18 Сотников О С , Рыбакова Г И . Соловьева И А. Проблема слияния отростков нейронов//Морфология - 2007 - Т 132,№5-С 18-22

Подписано в печать 14.04.2008 Формат 60x84 1/16 Бумага офсетная Печать офсетная Усл. печ. л 1,0. Тираж 100 экз. Заказ № 798.

Отпечатано в ООО «Издательство "JIEMA"»

199004, Россия, Санкт-Петербург, В.О , Средний пр , д 24, тел /факс: 323-67-74 e-mail: izd lema@mail ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Рыбакова, Галина Ивановна

ВВЕДЕНИЕ.

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Органотипическая культура.

1.2 Реагрегированная культура.

1.3 Культура диссоциированных клеток.

1.4 Поведение нейронов в диссоциированных культурах.

1.4.1 Рост и регенерация нервных отростков.

1.4.2 Сокращение нервных отростков.

2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1 Объект исследования.

2.2 Методика исследования.

2.2.1 Методика выделения одиночных нейронов прудовика для острых опытов.

2.2.2 Методика выделения одиночных нейронов прудовика для длительного культивирования.

2.2.3 Описание установки.

2.2.4 Обработка изображений.

3 СОБСТВЕННЫЕ ДАННЫЕ.

3.1 Поведение травмированных нейронов после диссоциации ганглия.

3.1.1 Линейное сокращение отростков травмированных нейронов.

3.1.2 Изометрическое сокращение отростков.

3.1.3 Первые признаки регенерации.

3.1.4 Сокращение изолированного нервного волокна.

3.1.5 Ингибирование сократительной активности нейрона.

3.2 Регенерация нервных отростков в культуре ткани.

3.2.1 Поведение конуса роста и ламеллы роста.

3.2.2 Общая характеристика роста нервных отростков.

3.2.3 Типы нервных отростков и способы их образования.

3.3 Сократительная активность нейритов в культуре ткани.

3.3.1 Ретракция отростка с изменением его длины.

3.3.2 Ретракция без изменения длины отростка (изометрическое сокращение).

3.3.3 Аутотомия и аутоампутация.

3.4 Морфогенетические процессы в культуре.

3.4.1 Образование ганглиев.

3.4.2 Образование локальных и сложных сплетений и их распад.

3.5 Формирование синцитиальной связи в культуре ткани.

4 ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

5 ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структурная кинетика нейронов моллюска Lymnaea stagnalis в диссоциированной культуре ткани"

Актуальность проблемы. Сближение и воссоединение физиологических и морфологических исследований всегда являлось актуальной проблемой нейробиологии. Наиболее современным и распространенным методом клеточной морфо-физиологии является культура диссоциированных нейронов (Spenser et al., 1998; Chuckowree, Vickers, 2003; Tanaka et al., 2006; Jeon et al., 2007). Этот метод позволяет совместить микроэлектродные электрофизиологические и микроскопические исследования. Оказалось, что в культуре нейронов с помощью микроскопии можно выявить и ряд новых неэлектрических функций нейронов (Сотников, 2001).

Только с помощью прижизненных исследований нейронов можно уточнить или опровергнуть представления о многих процессах, сформулированных на основании фиксированных «мертвых» препаратов нейрогистологами в прошлом. Актуальность проблемы исследования поведения живых нейронов состоит также в том, что это единственный способ дополнить существующее представление о структуре нейрона данными о его структурной кинетике: регенерационной возможности конусов роста (Baker et al., 2003; Gordon-Weeks; 2004), ретрактильных потенциях нейритов, эффектах многочисленных факторов роста и различных фармакологических веществ (Калюнов, 1986; Yar et al.,1993; Spenser et al., 1995; Ahmed et al., 1997; Spenser et al., 1998).

Необычность состояния культуральных исследований в настоящее время состоит в том, что при больших потенциальных возможностях метода культивирования нейронов, при глубоких современных цитохимических знаниях о создаваемых системах нейронов, в неврологии отсутствует сколько-нибудь полное представление о структурной кинетике поведения живых нейронов в диссоциированных культурах. Несмотря на многочисленные и глубокие исследования молекулярной биологии в культуре ткани, электрофизиологических особенностей связей между нейронами, биохимических процессов, протекающих в нейрональных моделях (Magoski, Bulloch, 1998; Kabir et al., 2001; Widmer et al., 2005; Vana, Weiss, 2006), остаются малоизученными структурные процессы, происходящие с нейронами, механизмы морфогенетических процессов. Оказывается мало исследованной кинетика морфологических изменений самих нейронов, поведение нейронов после их травмы, адаптационный период травмированных нейронов, начало регенераторных процессов, механизмы регенерации, различные формы сократительной активности отростков, механизмы формирования нервных отростков и полярности тела клетки, закономерности формирования ганглиев, локальных и сложных сплетений, механизмы их распада, а также возможности формирования межнейрональных связей, включая синцитиальную связь. Несомненно, знание структурных деталей поведения живых нейронов в различных неадекватных условиях имеет прямое отношение к раскрытию патологических механизмов (Luo, O'Leary, 2005). Этим весьма актуальным вопросам и будет посвящена настоящая диссертация.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы являлось последовательное изучение поведения нервных клеток непосредственно после их выделения из мозга и при культивировании in vitro. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Изучить поведение травмированных нейронов после диссоциации ганглия.

2. Исследовать сократительную активность нейритов в культуре ткани.

3. Проанализировать экструзионные и морфогенетические процессы в культуре.

4. Изучить формирование синцитиальной связи между нейритами в культуре ткани.

Научная новизна. Проведенные экспериментальные наблюдения за поведением нейронов в культуре ткани свидетельствуют о наличии у нейрона важной неэлектрической функции - сократительной активности. Обнаружено, что ретракция является составной частью регенераторного процесса, а терминальные структуры - конусы роста и колбы ретракции могут служить индикаторами соответствующих процессов не только на живых, но и на фиксированных препаратах. Исследование изолированных нервных волокон демонстрирует автономность этого процесса, его относительную независимость от сомы нейрона. Нам впервые удалось выделить необычную, неизвестную для нейронов форму ретрактильной активности. Помимо обычного линейного сокращения описан новый вид ретракции - изометрическое сокращение, которое характеризуется резким уменьшением объема волокна при сохранении его длины и напоминает ретроградный ток нейроплазмы. Описаны процессы аутотомии сокращающихся нервных отростков и аутоампутации терминалей, механизм которой напоминает апокриновую секрецию нейросекреторных клеток. Высказано предположение о том, что ампутация дегенерирующих терминалей представляет собой микроинъекции нейронального трофического материала в окружающие ткани.

С помощью цейтраферной видеосъемки удалось продемонстрировать механизм формирования ганглия, его строгой цитоархитектоники путем сокращения отростков контактирующих нейронов и сближения их тел, при котором их контакты и ретрагирующие отростки закономерно оказываются в центре узла, а тела нейронов снаружи.

Впервые удалось показать с помощью культуры ткани, что регенерация нейрона всегда начинается с формирования ламеллы у края его сомы, а не с непосредственного образования нейритов. Ламелла либо сразу превращается в цилиндрический отросток с конусом роста, либо сохраняется и растет длительное время. Представлено подробное описание строения и динамики ламеллярных структур, идентичность с конусами роста и их взаимные переходы. Продемонстрировано, что миграция нейрона осуществляется с помощью перемещения ядра с околоядерной цитоплазмой внутри собственного отростка, при этом обнаруживается новый способ формирования отростка, называемого нами шлейфным.

Впервые была обнаружена способность к слиянию ветвей нейритов между собой. Разработаны 2 критерия, позволяющие на живых нейронах в культуре ткани доказать наличие синцитиальной цитоплазматической связи между отростками разных нейронов. Сформулирована гипотеза о возможности образования межнейрональной синцитиальной связи у нейронов, лишенных глии, и в естественных условиях in vivo.

Теоретическая и практическая значимость работы. Теоретическая значимость работы состояла в том, чтобы дополнить известные статические представления о строении нейрона материалом о структурной кинетике живых нейронов, их отростков и окончаний, продемонстрировать, что кроме электрогенеза у нейрона существуют другие неэлектрические функции, показать, что с помощью регенерации, ретракции отростков, их аутотомии и миграции сомы нейрона нервные клетки способны к самосборке сложных нейрональных систем.

Практическое значение работы состоит в том, что полученные данные могут представить собой принципиально новое дополнение к курсу нейрофизиологии и нейрогистологии нейрона. Полученные данные о сократительной активности нейритов могут учитываться в практической нейрохирургии при травме нервов и проводящих путей, когда, по нашему мнению, целесообразно не только ускорение регенерации с помощью стимуляторов роста, но и предотвращение или ингибирование постгравматической ретракции нейритов. Предложенные нами индикаторы процессов регенерации и ретракции нейритов могут быть использованы для исследования этих процессов в патологических и экспериментальных условиях на статичных гистологических препаратах.

Апробация материалов диссертации. Результаты работы были представлены на научно-практической конференции молодых ученых «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины -2002» (Санкт-Петербург, 2002); на V Российской медико-биологической научная конференции молодых ученых (Санкт-Петербург, 2002); на 1Уи V Международных Конференциях «Колосовские чтения» (Санкт-Петербург, 2002, 2006); на научной конференции «Фундаментальные и прикладные проблемы гистологии, гистогенез и регенерация тканей» (Санкт-Петербург, 2004); на Международной научной конференции «Медико-биологические и экологические проблемы здоровья человека на севере» (Сургут, 2004); на Всероссийской конференции молодых исследователей «Физиология и медицина» (Санкт-Петербург, 2005); на IV Всероссийской конференции, посвященной 80-летию Института физиологии им. И.П.Павлова (Санкт-Петербург, 2005); на конференции «Бабухинские чтения в Орле» (Орел, 2005); на V Сибирском физиологическом съезде (Томск, 2005); на Первом международном междисциплинарном конгрессе "Достижения нейронауки для современной медицины и психологии" (Судак, 2005); на Международной конференции "Biology Motility", (Пущино, 2006); на XX съезде физиологического общества им. И.П.Павлова (Москва, 2007).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 20 научных работ, из них 5 статей в журналах из списка ВАК.

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Рыбакова, Галина Ивановна

5 ВЫВОДЫ

1 Прижизненные кинетические исследования поведения нейронов в культуре ткани с помощью автоматической цейтраферной видеосъёмки выявили, что регенерация нервных отростков начинается не с непосредственного образования нейритов, а с появления ламелл, на базе которых формируются истинные нейриты. Рост нейритов обязательно чередуется с их сокращением, что представляет собой структурный рециклинг терминал ей. Конусы роста и колбы ретракции являются закономерными индикаторами процессов регенерации и сокращения соответственно.

2 Исследования травмированных и длительно культивируемых нейронов впервые позволили выделить две формы сокращения нервных отростков: линейное сокращение со скоростью от 0.4 мкм/мин до 10 мкм/мин, сопровождающееся уменьшением длины отростка, и изометрическое сокращение, которое характеризуется целшолопетальным перемещением нейроплазмы и уменьшением объема волокна без изменения его длины. При ретракции отростка возможна транслокация ядра нейрона внутри этого отростка с образованием остаточного шлейфного отростка. Механизм линейной ретракции нейритов обладает автономностью, поэтому изолированные нервные отростки способны сокращаться и в отсутствие тела нейрона.

3 У сокращающихся нервных отростков впервые описано явление аутотомии и аутоампутации терминалей. Механизм реализации аутоампутации подобен апокриновой секреции.

4 С помощью культуры ткани удалось разработать модель формирования межнейронной синцитиальной связи, для определения которой предложены два критерия: отсутствие валлеровской дегенерации у ветвей погибшего нейрона, которые ранее установили связь с ветвями другого нейрона и процесс перемещения цитоплазматических варикозностей между отростками двух контактирующих клеток. Впервые обнаружена также способность к слиянию различных ветвей нейрита между собой.

5 Впервые продемонстрирован механизм формирования цитоархитектоники ганглиев, характерный для ганглиев беспозвоночных in vivo. Он заключается в ретракции контактирующих нервных отростков, сближении и агрегации тел нейронов. При этом межнейрональные контакты и сократившиеся отростки оказываются внутри агрегата, образуя нейропиль, а сомы нейронов остаются на периферии формирующегося ганглия.

6 Прослежена закономерная кинетика формирования и распада сложного плексусно-ганглионарного сплетения. Вначале одиночные смежные нейроны устанавливают первичные контакты и образуют локальные сплетения. Затем путем роста отростков и установления контактов между локальными сплетениями формируется общая сложная плексусно-ганглионарная система. Распад сложных сплетений происходит в обратном порядке.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Рыбакова, Галина Ивановна, Санкт-Петербург

1. Альберте Б., Брей Д., Льюис Дж. и др. Молекулярная биология клетки. Т. 1,2,3, М.: Мир, 1994, 503 с.

2. Амвросьев А.П. Закономерности развития и строения афферентных систем толстого кишечника. Докт. дис. Минск, 1967, с. 298.

3. Амвросьев А.П. Анатомия афферентных систем пищеварительного тракта Минск: Наука и техника, 1972, 207 с.

4. Аркатов Ю.М., Вильнер Б.Я., Захарова Н.Г., Лущицкая Н.И. Развитие нейронов в диссоциированной культуре краниального шейного ганглия. Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. 1983, № 4, с. 2633.

5. Арнштейн К.А. Концевые аппараты вкусового нерва. Неврол. вестн., 1893, т. 1, в. 1, с. 79-98

6. Бабминдра В.П. Структурная пластичность межнейронных синапсов. Л., Из дат. ЛГУ, 1972, 182 с.

7. Боголепов Н.Н. Ультраструктура синапсов в норме и патологии. М.: Медицина, 1975, 95 с.

8. Боголепов Н.Н., Яковлева Н.И., Фрумкина Л.Е., Королева С.К. Различные виды несинаптических межклеточных контактов в развивающемся мозге крысы. Арх. анат., 1986, т.90, в.2, с.45-53.

9. Вепринцев, //Руководство по культивированию нервной ткани. М. Наука, 1976,

10. Викторов И.В., Вильнер Б.Я., Самосудова Н.В., Шунгская В.Е. Совместное культивирование нервной и мышечной ткани. В кн.: Руководство по культивированию нервной ткани. М. Наука, 1988, 318с.

11. Викторов И.В., Хаспеков Л.Г., Шашкова Н.А. Культивирование ткани и клеток центральной нервной системы. В кн.: Руководство по культивированию нервной ткани. М. Наука, 1988, с. 141-167.

12. Гелетюк В.И., Вепринцев Б.Н. Электрические свойства нейронов моллюска Lymnaea Stagnalis в условиях культуры ткани. Цитология, 1972, т. 14, №9, с. 113-1139

13. Голубев А.И. Формирование и изменчивость глио-нейронных отношений в простых нервных системах. В кн.: Механизмы структурной пластичности нейронов и филогенез нервной системы. СПб: Наука, 1994, с. 131-159.

14. Григорович К.А. Хирургическое лечение повреждений нервов. Л.: Медицина, 1981. - 304 с.

15. Гудзь П.З. Морфологические изменения в мышцах и нервах конечностей в условиях «перетренированности». Арх. анат. 1963, № 7. с. 55-63.

16. Догель А.С. Гистологические исследования. I Строение спинномозговых узлов и клеток у млекопитающих животных. Записки Акад. Наук. т. V, 1897.

17. Догель А.С. Фибриллярное строение концевых нервных аппаратов в коже человека и животных и теория невронов. Записки Ипмерат. Акад. Наук, 1905, т. 17, сер. 8, № 2, с. 1-26.

18. Долго-Сабуров Б.А Иннервация вен. Л.: Медгиз, 1985. с. 307.

19. Дондуа А.К. Биология развития. Начала сравнительной эмбриологии. СПб, Издат. дом СПб, 2005, т. 1, 294 с.

20. Дьюкар Э.М. Клеточные взаимоотношения в развитии животных. М., Мир, 1978, 330 с.

21. Жвания М.Г., Лазришвили И.Л. Открытие новой структуры-поросомы. Цитология, 2005, т. 47, № 1, с. 23-27.

22. Заварзин А.А. Очерки по эволюционной гистологии нервной системы. М., Медгиз, 1941, 379 с.

23. Зазыбин Н.И. Экспериментальный анализ некоторых реактивных свойств периферической нервной системы,- В кн.: Аннотация научных работ АМН СССР за 1956г. М., 1958, кн. 1, с. 99-101.

24. Зеленин А.В., Кущ А.А., Прудовский И.А. Реконструированная клетка. М., Наука, 1982, 207 с.

25. Калюнов В.Н. Фактор роста нервной ткани. Минск: Наука и техника, 1984,216 с.

26. Калюнов В.Н. Биология фактора роста нервной ткани. Минск: Наука и техника, 1986, 208 с.

27. Кацнельсон З.С. Клеточная теория в ее историческом развитии. JI.: Медгиз, 1963, 243с.

28. Керкис А.Ю., Уржнеко А.В., Жданова Н.С. Электронномикроскопическое изучение слияния соматических клеток млекопитающих под действием инактивированного вируса Сендай. Цитология, 1978, т. 20, № 10, с. 1203-1205.

29. Колосов Н.Г. Иннервация внутренних органов и сердечно-сосудистой системы. М.-Л., Издат. АН СССР, 1954, 266 с.

30. Косицын Н.С. Микроструктура дендритов и аксодендрических связей в центральной нервной системе. М.: Наука, 1976, 198 с.

31. Костенко М.А. Выделение одиночных нервных клеток мозга моллюска Limnaea stagnalis для дальнейшего культивирования их in vitro. Цитология, 1972, т. 14, № 10, с. 1274-1279.

32. Костенко М.А. Внутриклеточная регуляция образования и роста нейрональных отростков. Автореф. докт. дис. Пущино, 1985, 35 с.

33. Костенко М.А., Вепринцев Б.Н. Выделение изолированных нейронов прудовика и их электрические характеристики. В сб.: Биофизика живой клетки. Вып. 3, Пущино, 1972, с. 132-137.

34. Костенко М.М., Лермонтова Н.Н. Культивирование нервной ткани и клеток беспозвоночных. Руководство по культивированию нервной ткани. М., Наука, 1988, с. 233-241.

35. Костенко М.М., Мусиенко B.C. химические факторы регуляции роста нейрональных отростков в культуре. Возбудимые клетки в культуре ткани. Матер. 2 Всесоюзного симпозиума, Пущино, 1990, с. 44-50.

36. Костенко М. А., Сотников О.С., Чистякова И.А., Сергеева С.С. Методические и методологические подходы к исследованию изолированных нейронов мозга взрослого животного (Lymnaea stagnalis) в культуре ткани. Морфология, 1998, т. 114, № 4, с.102-106.

37. Крейн С.М. Нейрофизиологические исследования в культуре ткани. М.: Мир, 1980, 333 с.

38. Лаврентьев Б.И (1946) Морфология антагонистической иннервации в автономной нервной системе и методы ее исследования. В кн.: Теория строения вегетативной нервной системы. М., Медицина, 1983, с. 187240.

39. Лесгафт П.Ф. Анатомия мышц. Избран, труды по анатомии. Гл. III, М., Медицина, 1968, с. 194-282.

40. Милохин А.А. Чувствительная иннервация вегетативных нейронов. Л., Наука, 1967, 68с.

41. Миронова Е.В. Механизмы токсического действия глутамата в нейронах коры головного мозга. Автореф., Рос. Акад. Наук, инст. эвол. физиол. и биохим. им. Сеченова, СПб, 2007, 25 с.

42. Мусиенко B.C. Экспериментальная регуляция роста отростков нейронов моллюска в культуре. Автореф. дисс. к.б.н. М., 1982, 16 с.

43. Ненашев В.А. Слияние клеточных и модельных липидных мембран. В кн.: Взаимодействие и слияние мембран. Серия: Биофизика мембран. Итоги науки и техники. М., ВИНИТИ, 1984, с.87-122

44. Новицкая В.А. Молекулярные механизмы нейритогенеза под действием белка MTS1, принадлежащего к семейству S100 белков. Автореф. Дис. на соискание уч. степени к.б.н. Институт цитол. РАН, СПб, 2002, 23 с.

45. Орлов B.C., Самосудова Н.В., Шунгская В.Е. Возможный физико-химический механизм слияния клеток в миогенезе скелетной мышцы посредством межклеточного пиноцитоза. Биофизика, 1989, т.34, №4, с.665-670.

46. Отеллин В.А., Гилерович Е.Г., Гусихина В.И. Пересадка эмбриональных закладок неокортекса человека в мозг крыс. Морфология, 1985, т. 89, в. 8, с. 18-22.

47. Парамонова Н. М., Арчакова Л.И., Сотников О.С. К вопросу об ультраструктурных изменениях в ЦНС при рассеянном склерозе в теминальной стадии развития процесса. В сб.: Механизмы функционирования висцеральных систем. Санкт-Петербург, 2007, с. 231-232.

48. Парамонова Н. М., Сотников О.С. Цитоплазматическая синцитиальная связь между телами нейронов ЦНС взрослых животных. Морфология, 2008, т. 133, № 5, с.

49. Пеннияйнен В.А., Крылов Б.В., Чалисова Н.И., Малевская И.И. Влияние оуабаина на рост нейритов чувствительных нейронов в органотипической культуре ткани. Цитология, 2003, т. 45, № 4, с. 377379.

50. Петрова И.С. Протеолитические ферменты актиномицетов. М.: Наука, 1976.

51. Рингерц Н., Сэвидж Р. Гибридные клетки. М.: Мир, 1979, 415 с.

52. Риттер В.Г., Ларин Ю.С., Самосудова Н.В., Шунгская В.Е. Воздействие протаминсульфата, поли-Ы-этилен-4винилпиридинийбромида и полистирольного латекса на слияние миобластов в культуре. Биол. мембраны, 1990, т.7, №5, с.521-535.

53. Самосудова Н.В., Ларионова Н.П., Чайлахян Л.М. Патологическое слияние зернистых клеток мозжечка лягушки под влиянием L-глутамата in vitro. ДАН, 1994, т. 336, № 3, с. 406-409.

54. Самосудова Н.В., Реутов В.П., Ларионова Н.П., Чайлахян Л.М. Нейроно-глиальные контакты, образующиеся в мозжечке при электрической стимуляции в присутствии NO-генерирующего соединения. Морфология, 2007, т. 131, № 2, с. 53-58.

55. Самосудова Н.В., Шунгская В.Е., Ларин Ю.С. Особенности ультраструктуры пятислойного контакта и его роль в слиянии миобластов. Цитология, 1988, т.ЗО, №9, с.1073-1077.

56. Саркисов С.А., Боголепов Н.Н. Электронная микроскопия мозга. М.: Медицина, 1967, 171 с.

57. Сахаров Д.А. Генеалогия нейронов. М.: Наука, 1974, 188 с.

58. Сванидзе И.К. Методы исследования нервной ткани в условиях культуры. В кн.: Руководство по культивированию нервной ткани. Методы. Техника. Проблемы. М.: Наука, 1976, 352 с.

59. Семенова-Тян-Шанская В.В. Регенерация нервных стволов конечностей. Л.: Изд. ВМАим. Кирова, 1952.

60. Семченко В.В., Боголепов Н.Н., Степанов С.С. Синаптоархитектоника коры большого мозга. Омск: Омич, 1995, 168 с.

61. Скибо Г.Г, Коваль Л.М. Структурные закономености развития нейронов в условиях культивирования. Киев: Наукова думка, 1992, 152 с.

62. Соловьева И. А. Развитие афферентной иннервации пищевода цыплят. Арх. анат., 1965, т. 99, в. 9, с. 64-69.

63. Сотников О.С. Динамика структуры живого нейрона. Л.: Наука, 1985, 159с.

64. Сотников О.С. Морфогенез систем нейронов в культуре ткани повторяет эволюцию простых нервных систем. Морфология, 1999, т. 115, №2, с. 7-23.

65. Сотников О.С. Неэлектрические функции нейрона. Рос. Физиол. Ж. им. Сеченова, 2001, т. 87, № 2, с. 204-216.

66. Сотников О.С., Богута К.К., Голубев А.И., Миничев Ю.С. Механизмы структурной пластичности нейронов и филогенез нервной системы. СПб: Наука, 1994, 240 с.

67. Сотников О.С., Лукашин В.Г., Арчакова Л.И. Исследование процесса аутотомии рецепторов микрососудистого русла. Физиол. ж. СССР, 1991, т. 77, №6, С. 115-123.

68. Сотников О.С., Малашко В.В., Рыбакова Г.И. Синцитиальная связь нейронов в культуре ткани в раннем онтогенезе. Морфология, 2007, т. 131, №2, с. 7-15.

69. Сотников О.С., Рыбакова Г.И., Арчакова Л.А, Лукашин В.Г. Аутотомия и аутоампутация нервных отростков в культуре ткани и in vivo. ДАН, 2006, т.409, № 6, с. 841-843.

70. Сотников О.С., Чалисова Н.И. Прижизненные методы морфологических исследований. В кн.: Руководство по культивированию нервной ткани: Методы, техника, проблемы./ В. П. Божкова, Л.А. Брежестовский, М.И. Буравлев и др. М. Наука, 1988, 318 с.

71. Сотников О.С., Чалисова Н.И., Майоров В.Н. и др. Выращивание и морфофизиологическое исследование кустиковидного тканевого рецептора в культуре нервной ткани. Физиол. ж. СССР, 1989, т. 75, № 9, с. 1210-1219.

72. Суханов С.А. О четкообразном состоянии протоплазматических отростков нервных клеток мозговой коры. Дисс. М., 1899.

73. Фролов А.О., Чистякова Л.В., Малышева М.Н., Гудков А.В. «Свето- и электронно-микроскопическое исследование Pelomyxa prima (Gruber, 1884) (Peloflagellatea, Pelobiontida). Цитология, 2005, т. 47, №1, c. 89-98.

74. Фролов B.A., Быченко А.Б., Дунина-Барковская А.Я. и др. Слияние экспрессирующих гемагглютинин клеток NJH ЗТЗ НАЬ2 с клетками других линий. Биол. мембраны, 1995, т. 12, № 3, с. 288-293.

75. Чалисова Н.И., Князькин И.В., Кветной И.М. Нейроиммуноэндокринные механизмы действия пептидов и аминокислот в тканевых культурах. СПб: Изд-во ДЕАН, 2005, 128 с.

76. Черномордик JI.B. Биологические приложения электрического пробоя клеточных мембран. Успехи совр. биол., 1985, т. 99, в. 1, с. 67-80.

77. Чубаков А.Р., Саркисова Э.Ф. Усовершенствованный метод суправитального окрашивания культур нервной ткани метиленовым синим. Арх. Анатомии, гистологии и эмбриологии, 1986, т. 90, с. 78-80.

78. Чубаков А.Р., Сотников О.С. Формирование связей между ядрами шва и гиппокампа в культуре нервной ткани. Арх. Анатомии, гистологии и эмбриологии, 1982, т. 82, вып.З, с. 11-20.

79. Швалев В.Н., Сосунов А.А., Майоров В.Н., Сотников О.С., Семченко В.В. Нервная ткань и нейроглия. В кн.: Руководство по гистологии. В 2 т. Т. I, СПб: СпецЛит, 2001, с. 388-433.

80. Aamodt S. Signaling dendritic growth in vivo. Nature Neurosci., 2000, v. 3, № 3, p. 208.

81. Abrakham A. Iconography of sensory nerve endings. Akademiai Kiado, Budapest, 1981, 396 c.

82. Ackin S.E., Nicholls J.G. Intrinsic and extrinsic factors in fluencing properties and growth patterns of identified leech neurons in culture. J. Neurosci., 1990, v. 10, № 4, p. 1062-1090.

83. Ackman J.B., Siddiqi F., Walikonis R.S., LoTurco J.J. Fusion of microglia with pyramidal neurons after retroviral infection. J. Neurosci. 2006, v. 26, № 44, p.11413-22.

84. Ahmad F.J., Hughey J., Wittmann T. et al. Motor proteins regulate force interactions between microtubules and microfilaments in the axon. Nat. Cell Biol, 2000, v. 2, p. 276-280.

85. Ahmed I.A., Hopkins P.M., Winlow W. Low concentrations of caffeine raise intracellular calcium concentration only in the presence of extracellular calcium in cultured molluscan neurons. Gen. Pharmacol, 1997, v. 28, № 2, p. 245-250.

86. Akoev G.N., Sotnikov O.S., Chalisova N.I. et al. Brain neurite-stimulating protein promotes formation of mechanosensory endings in sensory neuron. NeuroReport. 1992, v. 3, № 6, p. 509-511.

87. Alvarez-Dolado M., Pardal R., Garcia-Verdugo J.M., Fike J.R. et al. Fusion of bone-marrow-derived cells with Purkinje neurons, cardiomyocytes and hepatocytes. J. Nature, 2003, v. 425, № 6961, p. 968-973.

88. Argiro V., Bunge M.B., Johnson M.I. A quantitative study of growth cone filopodial extension. J. Neurosci Res., 1985, v. 13, № 1-2, p. 149-62.

89. Bae J.S., Furuya S., Shinoda Y. et al. Neurodegeneration agents the ability of bone marrow-derived mesenchymal stem cells to fuse with Purkinje neurons in Niemann-Pick type С mice. Hum. Gene Ther., 2005, v. 16, № 8, p. 1006-1011.

90. Baker MW, Kauffman B, Macagno ER, Zipser B. In vivo dynamics of CNS sensory arbor formation: a time-lapse study in the embryonic leech. J Neurobiol. 2003, v. 56, №1, p. 41-53.

91. Bannai H., Inoue Т., Nakayama T. et al. Kinesin dependent, rapid, by-directional transport of ER sub-compartment in dendrites of hippocampal neurons. J. Cell Sci., 2004, v. 117, № 2, p. 163-175.

92. Baas P.W. Ahmad F.I. Force generation by cytoskeletal motor proteins as a regulator of axonal elongation and retraction. Trends Cell Biol., 2001, V. 11, P. 244-249

93. Beach R.L., Bathgate S.L., Cotman C.W. Identification of cell types in rat hippocampal slices maintained in organotypic culture. Develop. Brain Res., 1982, v. 3, p. 3-20.

94. Bekkers J M, Stevens С F. Excitatory and inhibitory autaptic currents in isolated hippocampal neurons maintained in cell culture. Proc Natl Acad Sci USA, 1991, v. 88, № 17, p. 7834-7838.

95. Bekkers J. M. Neurophysiology: are autapses prodigal synapses? Curr Biol., 1998, v. 8, № 2, p. R52-5.

96. Bender F.L., Fischer M., Funk N., Orel N., Rethwilm A., Sendtner M. High-efficiency gene transfer into cultured embryonic motoneurons using recombinant lentiviruses. Histochem. Cell. Biol. 2007, v. 127, № 4, p. 439-48.

97. Bennett M.R., Gibson W.G. On the contribution of quantal secretion from close-contact and loose-contact varicosities to the synaptic potentials in the vas deverens. Philos. Trans. R. Soc. B. Biol. Sci., 1995, v. 347, № 1320, p. 187-204.

98. Berry M., Hollingworth T. Development of isolated neocortex. Experientia. 1973, v. 29, p. 204-207.

99. Bethe A. Allgemeine Anatomie und Physiologie cles Nervensystems. Leipzig, Verlag von W. Ingermann, 1903, 121 S.

100. Billuart P., Winter C.G., Maresh A. et al. Regulating axon branch stability: the role of pl90RhoGAP in repressing a retraction signaling pathway. Cell, 2001, v. 107, p. 195-207.

101. Bird M.M., James D.W. The development of synapse in vitro between previously dissociated chick spinal cord neurons. Zeitsch. Zellforsch. 1973. v. 140, p. 203-216.

102. Bird M.M., James D.W. Myelin formation in cultures of previously dissociated mouse spinal cord. Cell. Tissue Res. 1975, v. 162, p. 93-106.

103. Bito H., Furuyashiki Т., Ishihara H. et al. A critical role for a Rlio-associated kinase, pl60ROCK, in determining axon outgrowth in mammalian CNS neurons. Neuron, 2000, v. 26, p. 431-441.

104. Bornstein M.B., Murray M.R. Serial observation on patterns of growth, myelin formation, maintenance and degeneration in cultures of newborn rat, and Riffen cerebellum. J. Biophys. Cytol. 1958, v. 4, p. 499-504.

105. Brask J., Chauhan A., Hill R.H., Ljunggren H.G., Kristensson K. Effects on synaptic activity in cultured hippocampal neurons by influenza A viral proteins. J. Neurovirol. 2005, v. 11, № 4, p. 395-402.

106. Bray D., Chapman K. Analysis of microspike movements on the neuronal growth cone. J. Neurosci., 1985, v. 5, №12, p. 3204-13.

107. Bridgman P.C., Dave S., Asnes C.F., Tullio A.N., Adelstein R.S. Myosin I1B is required for growth cone motility. J Neurosci. 2001, v. 21, №16, p. 6159-69.

108. Brun D., Engers S., Yang C. Et al. Inhibition of transmitter release correlates with the proteolytic activity of tetanus toxin in individual cultured synapses Hirudo medicinalis. J. Neurosci., 1997, v.17, № 6, p. 1898-1910.

109. Bruns D., Engers S., Yang C. et al. Inhibition of transmitter release correlates with the proteolytic activity of tetanus toxin and botulinus toxin in individual cultured synapses of Hirudo medicinalis. J. Neurosci., 1997, v. 17, №6, p. 1898-1910.

110. Bulloch A.G., Syed N.I. Reconstruction of neuronal networks in culture. Trends Neurosci., 1992, v. 15, № 11, p. 422-427.

111. Bulloch A.G. Sprouting and retraction of neurites by undamaged adult molluscan neurons. Brain Res., 1984, v. 321, p. 369-373.

112. Bunge M.B., Bunge R.P., Peterson E.R. Ihe onset of synaptic formation in spinal cord cultures as studied by electron microscopy. Brain Res. 1967, v. 6, p. 728-749.

113. Bunge R.P., Bunge M.L. Ultrastructural Characteristics of synapses forming in cultured spinal cord. Anat. Res., 1965, v. 151, p. 329.

114. Bunge R.P., Bunge M.L., Peterson E.R. An electron microscope study of cultured rat spinal cord. J. Cell. Biol., 1965, №24, p. 163-191.

115. Cajal S.R. A guelle epoque apparaissent les expensions des cellules nerveuses de lamoclle epinierue du poulet? Anat.Anz.-1890, v. 5, p. 609-613.

116. Calabrese B, Halpain S. Essential role for the PKC target MARCKS in maintaining dendritic spine morphology. J. Neuron, 2005, v. 48, № 1, p. 77-90.

117. Cannella M., Roisen F., Osawa Т., Susimoto M., Ledeen R. Comparison of epi-GM3 with GM3 and GM1 as stimulators of neurite outgrowth. Dev. Brain Res., 1988, v. 39, № 1, p. 137-143.

118. Carr J.N., Taghert P.H. Formation of the transverse nerve in moth embryos. II Stereotyped growth by the axons of identified neuroendocrine neurons. Dev. Biol., 1988, v.130, №2, p.500-512.

119. Chalazonitis A, Kessler J A, Twardzik DR, Morrison RS. Transforming growth factor alpha, but not epidermal growth factor, promotes the survival of sensory neurons in vitro. J. Neurosci., 1992, v. 12, № 2, p. 583-594.

120. Cheli V., Adrover M., Blanco C., Cornea A. et al. Knocking-down the NMDAR1 subunit in a limited amount of neurons in the rat hippocampus impairs learning. J. Neurochem, 2006, v. 97, Suppl 1, p. 68-73.

121. Chuckowree J.A., Vickers J.C. Cytoskeletal and morphological alterations underlying axonal sprouting after localized transection of cortical neuron axons in vitro. J. Neurosci. 2003, v. 23, № 9, p. 3715-25.

122. Crain S.M. Electrophysiological studies of cord- innervated skeletal muscle in long-term tissue cultures of mouse embryo myotomes. Anat. Res. 1964, v. 148, p. 273.

123. Crain S.M., Alfei L., Peterson E.R. Neuromuscular transmission in cultures of adult human and rodent skeletal muscle after innervation in vitro by fetal rodent spinal cord. J. Neurobiol. 1970, v. 1, p. 471-489.

124. Crain S.M., Bornstein M.B. Organotypic bioelectric activity in cultured reaggregates of dissociated rodent brain cells. Science, 1972, v. 176, p. 182184.

125. Crain S.M., Bornstein M.B., Peterson E.R. Maturation of cultured embryonic CNS tissues during chronic exposure to agents which prevent bioelectric activity. Brain Res., 1968, v. 8, p. 363-372.

126. Crain S.M., Peterson E.R. Complex bioelectric activity in organized tissue cultures of spinal cord (human, rat and chick). J. Cell Physiol. 1964, v. 64, p. 1-14.

127. Crain S.M., Peterson E.R. Onset and development of functional intrerneuronal connections in explants of rat spinal cord ganglia during maturation in culture. Brain Res. 1967, v. 6, p. 750-762.

128. Crain S.M., Peterson E.R. Selective innervation of target regions within fetal mouse spinal cord and medulla explants by isolated dorsal root ganglia in organotypic co-culture. Develop. Brain Res. 1982, v. 2, p. 341-362.

129. Curtis A.S. The Cell Surface: its Molecular Role in Morphogenesis. London, Logos Press, Acad. Press, 1967, 405p.

130. De George J., Carbonetto S. Wheat germ agglutinin inhibits nerve fiber growth and concanavalin A stimulates nerve fiber initiation in cultures of dorsal root ganglia neurons. Dev. Brain Res., 1986, v. 28, № 2, p. 169-175.

131. De Long G.R., Sidman R.S. Alignment defect of reaggregating cells in cultures of developing brains of reeler mutant mice. Develop. Biol., 1970, v. 22, p. 584-600.

132. Decimo I., Roncarati R., Grasso S., Clemens M., Chiamulera C., Fumagalli G. SK3 trafficking in hippocampal cells: the role of different molecular domains. Biosci. Rep. 2006, v. 26, № 6, p. 399-412.

133. De-Miguel F.F. Steps in the formation of neurites and synapses studied in cultured leech neurons. Braz J. Med. Biol. Res., 2000, v. 33, № 5, p. 487-97.

134. De-Miguel F.F., Vargas J. Steps in the formation of a bipolar outgrowth pattern by cultured neurons, and their substrate dependence. J. Neurobiol., 2002. V. 50, №2, p. 106-17.

135. Di Antonio A., Hicke L. Ubiguitin-dependent regulation of the synapse. Annu. Neurosci., 2004, v. 27, p. 223-246.

136. Dichter M.A. Rat cortical neurons in cell culture: culture methods, cell morphology, electrophysiology and synapse formation. Brain Res. -1978. V. 149. P. 279-293.

137. Diefenbach T.J., Guthrie P.B., Kater S.B. Stimulus history alters behavioral responses of neuronal growth cones. J. Neurosci., 2000, v. 20, № 4, p. 1484-1494.

138. Dispersyn G., Nuydens R., Borgers M. et al. Nimodipine and flunarizine have different effects on survival and morphology of PC 12 cells during nerve growth factor deprivation. Eur. J. Pharmacol. 1999, v. 384, № 1, p. 61-70.

139. Dynes J.L., Steward O. Dynamics of bidirectional transport of Arc mRNA in neuronal dendrites. J. Сотр. Neurol. 2007, v. 500, № 3, p. 433-47.

140. Eaton B.A., Fetter R.D., Davis G.W. Dynactin is necessary for synapse stabilization. Neuron, 2002, v. 34, p. 729-741.

141. Feierbach В., Bisher M., Goodhouse J., Enquist L.W. In vitro analysis of transneuronal spread of an alphaherpesvirus infection in peripheral nervous system neurons. J. Virol. 2007, v. 81, № 13, p. 6846-57.

142. Fletcher G.C., Xue L., Passingham S.K., Tolkovsky A.M. Death commitment point is advanced by axotomy in sympathetic neurons. J. Cell Biol., 2000, v. 150, № 4, p. 741-754.

143. Fried K., Govrin-Lippman R., Rosental F., Ellisman M.H and Devor M. infrastructure of afferent axon endings in a neuroma. J. Neurocytology. 1991, V. 20, P. 682-701.

144. Friedlander D.R. Levinthal C. Anomalous anatomy of identified neurons in the larval prawn: spontaneous induced dy microlesions. J.Neurosci., 1982, v.2, № 2, p. 121-142.

145. Fuchs P. A., Henderson L.P., Nicholls J.G. Chemical transmission between individual Retzius and sensory neurons of the leech in culture. J. Physiol. (gr.Brit.), 1982, v. 323, p. 195-210.

146. Fulton B.P. Gap junctions in the developing nervous system. Perspect. Dev. Neurobiol, 1995, v.2, № 4, p.327-334.

147. Gahwiler B.N. (a) Development of the hippocampus in vitro: cell types, synapses and receptors. Neuroscience. 1984, v. 11, p. 751-760.

148. Gahwiler B.N. (6) Slice cultures of cerebellar, hippocampal and hypothalamic tissue. Experiencia. 1984, v. 40, p. 235-243.

149. Garber В. Cell aggregation and recognition in selfassembly of brain tissue. Cell, tissue and organ cultures in neurobiology. Ed. S. Fedoroff, L. Hertz. N.Y.: Acad, press, 1977, p. 515-537.

150. Garber В., Huttenlocher P. R., Lorramendi L.H.M. Selfassembly of cortical plate cells in vitro within embryonic mouse cerebral aggregates: Golgi and electron microscopic analysis. Brain Res. 1980, V. 201, P. 255278.

151. Gatto C.L., Walker B.J., Lambert S. Asymmetric ERM activation at the Schwann cell process tip is required in axon-associated motility. J. Cell Physiol., 2007, v. 210, № 1, p. 122-132.

152. Gera S, Byerly L. Voltage- and calcium-dependent inactivation of calcium channels in Lymnaea neurons. J Gen Physiol., 1999, v. 114, № 4, p. 535-50.

153. Geren B.B. The formation from the Schwann cell surface of myelin in the peripheral nerves of chick embryos. Exp. Cell. Res. 1954, № 7, p. 558-562.

154. Ghirardi M., Casadio A., Santarelli L., Montarolo P.G. Aplysia hemolymph promotes neurite outgrowth and synaptogenesis of identified Helix neurons in cell culture. Invert. Neurosci., 1996, v. 2, № 1, p. 41-49.

155. Gibbs J.W. (Гиббс Дж.В.) Термодинамические работы. M.-JL, Гос. издат. технико-теоретич. лит., 1950, 492 с.

156. Goldin М, Segal М, Avignone Е. Functional plasticity triggers formation and pruning of dendritic spines in cultured hippocampal networks. J. Neurosci., 2001, v. 21, № 1, p. 186-93.

157. Golovko V.A., Tyurina O.A. Isometric contractions and myogenic rhythm of small intestine strips of a murine in decreasing sodium transsarcolemmal gradient. In: Biological Motility: Basic Research and Practice. Pushchino, RAS, 2006, p. 22-23.

158. Gordon-Weeks PR. Microtubules and growth cone function. J Neurobiol, 2004, v. 58, № l,p. 70-83.

159. Gorski J.A., Zeiler S.R., Tamowski S. et al. Brain-derived neurotrophic factor is required for the maintenance of cortical dendrites. J. Neurosci., 2003, v. 23, № 17, p. 6856-6865.

160. Graner E, Mercadante AF, Zanata SM, Forlenza OV et al. Cellular prion protein binds laminin and mediates neuritogenesis. Mol. Brain Res. 2000, v. 76, № l,p. 85-92.

161. Grenier C., Bissonnette C., Volkov L., Roucou X. Molecular morphology and toxicity of cytoplasmic prion protein aggregates in neuronal and non-neuronal cells. J. Neurochem. 2006, v. 97, № 5, p. 1456-66.

162. Greenham L.W., Hill T. J., Moss C. A., Peacock D. B. Preparation of disaggregated mouse brain culture and observation on early neurite and axon formation there. Exp. Cell Res.-1974, V. 84, P. 281-299.

163. Griffin J.W. George E. В., Hsieh S-T. et al. Axonal degeneration and disorders of the axonal cytoskeleton. In: The Axon Structure, Function and Pathophysiology. N. Y., Oxford Univ. Press, 1995, p. 375-390.

164. Grumbacher-Reinert S., Nicholls J. Influence of substrate on retraction of neurites following electrical activity of leech Retzius cells in culture. J. Exp. Biol., 1992, v. 167, p. 1-14.

165. Halloran M.C., Kalil K. Dynamic behaviors of growth cones extending in the corpus callosum of living cortical brain slices observed with video microscopy. J. Neurosci. 1994, v. 14, № 4, p.2161-77.

166. Harrison R.G. Observations on the living developing nerve fiber. Anat. Rec., 1907, v. l,p. 116-118.

167. Hatton G.I. Cellular reorganization in neuroendocrine secretion. In: Stimulus-secretion Coupling in Neuroendocrine Sistems. Current Topics in Neuroendocrinology. V.9. Berlin etc. Springer Verlag, 1988, p.1-27.

168. Hayashi К., Kawai-Hirai R., Ishikawa K. et al. Reversal of neuronal polarity characterized by conversion of dendrites into axons in neonatal rat cortical neurons in vitro. Neurosci., 2002, v. 110, № 1, p. 7-17.

169. He Z., Koprivica V. The Nogo signaling pathway for regeneration block. Annu. Rev. Neurosci., 2004, v. 27, p. 341-368.

170. Hely Tim A., Graham В., van Doyen A. A computational model of dendrite clon gation and branching based on MAP2 phosphorylation. J. Theor. Biol., 2001, v. 210, № 3, p. 375-384.

171. Hendelman W.J., Marshall K.S. Axonal projection patterns visualized with horseradish peroxidase in organized cultures of cerebellum. Neuroscience. 1980, v. 5, p. 1833-1846.

172. Herbert M.K., Holzer P. Neurogenic inflammation. II. Pathophysiology and clinical implications. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2002, V. 303, № 3, P. 1301-1308.

173. Hiruma H., Maruyama H., Katahura T et al. Axonal transport is inhibited by a protein kinase с inhibitor in cultured isolated mouse dorsal root ganglion cell. Brain Res. 1999, v. 826, № 1, p.135-138.

174. Holtfreter J. Tissue affinity, a means of embryonic morphogenesis. Foundations of experimental embryology. N. Y., Prentice-Hall, 1964, 203 p.

175. Holzer P. Gastrointestinal afferents as targets of novel drugs for the treatment visceral pain. Eur. J. Pharmacol. 2001, V. 431, № 2, P. 259-264.

176. Hyden H. Biochemical and functional interplay between neuron and glia. Rec. Adv. In Biol.Psychiatry. 1964, № 6, p. 31-54.

177. Izquierdo A., Wellman C.L., Holmes A. Brief uncontrollable stress causes dendritic retraction in infralimbic cortex and resistance to fear extinction in mice. J. Neurosci., 2006, v. 26, № 21, p. 5733-5738.

178. Jackson C., Bermudez I., Beadle D. J. Pharmacological properties of nicotinic acetylcholine receptors in isolated locustam neurons. Microsc. Res. and Techn., 2002, v. 56, № 4, p. 249-255.

179. Jena B.P Fusion pores in live cells. Vews Physiol. Sci (NPS) 2002, v. 17, p. 219-222.

180. Jeng C.B., Coggeshall R.E. Regeneration of transected rat sciatic nerves after using isolated nerve fragments as distal inserts in silicone tubes. Exp. Neurol., 1986, v. 91, № 1, p. 154-162.

181. Jeon S.J., Oshima K., Heller S., Edge A.S. Bone marrow mesenchymal stem cells are progenitors in vitro for inner ear hair cells. Mol. Cell. Neurosci. 2007, v.34, № 1, p. 59-68.

182. Juurlink В., Munoz D., Ang L. Motoneuron survival in vitro. Effects of puruvate, L-Ketoglutarate, gangliosides and potassium. Neurosci. Lett., 1991, v. 133, № l5p. 25-28.

183. Kabir N., Schaefer A.W., Nakhost A. et al. Protein Kinase С activation promotes mictotubule advance in neuronal growth cones by increasing average microtubule growth lifetimes. J. Cell Biol., 2001, v. 152, № 5, p. 1033-1043.

184. Karabelas A.B., Purpura D.P. Evidence for autapses in the substantia nigra. Brain Res., 1980, v. 200, № 2, p. 467-73.

185. Kelmanson I.V., Panchin Y.V. The selectivity of electrical connections between locomotory motoneurons of marine mollusk Clione limacina. In: Simpler nervous systems. Moscow, RAS, 1997, p. 30.

186. Kim I.J., Beck H.N., Lein P.J. et al. Interferon gamma induces retrograde dendritic retraction and inhibits synapse formation. J. Neurosci., 2002, v. 22, № 11, p. 4530-4539.

187. Kim S.U. Electron microscopic study of mouse cerebellum in tissue culture. Exp. Neurol., 1971, v. 33, p. 30-44.

188. Kim S.U. Formation of synapses and myelin sheathes in cultures of dissociated chick embryonic spinal chord Exp. Cell. Res. 1972, v. 73, p. 528-539.

189. Kim S.U. Morphological development of neonatal mouse hippocampus cultured in vitro. Exp. Neurol., 1973, v. 41, p. 150-162.

190. Kingham P.J., McLean W.G., Walsh M.T. et al. Effects of eosinophils on nerve cell morphology and development: The role of reactive oxygen species and p38 MAP kinase. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol., 2003, v. 285, № 4, p. 915-924.

191. Klein M. Synaptic augmentation by 5-HT at rested Aplysia sensorimotor synapses: independence of action potential prolongation. Neuron, 1994, v. 13, № l,p. 159-66.

192. Krah K., Meller K. Axonal and dendritic transport in Purkinje cells of cerebellar slice cultures studied by microinjection of horseradish peroxidase. Cell and Tissue Res., 1999, v. 295, № 1, p. 55-64.

193. Landis S.C. Neuronal growth cones. Ann. Rev. Physiol. 1983, v. 45, p. 567-580.

194. Latham C.F., Osborne S.L., Cryle M.J., Meunier F.A. Arachidonic acid potentiates exocytosis and allows neuronal SNARE complex to interact with Muncl8a. J. Neurochem. 2007, v.100, N6, p.1543-54.

195. Lau Pak-ming, Zucker R.S., Bentley D. Induction of filopodia by direct local elevation of intracellular calcium ion concentration. J. Cell Biol., 1999, v. 145, № 6, p. 1265-1275.

196. Lautermilch N. J., Spitzer N. C. Regulation of calcineurin by growth cone calcium waves controls neurite extension. J. Neurosci., 2000, v. 20, № 1, p. 315-325.

197. Lavail J.H., Wolf M.K. Postnatal development of the mouse dentate gyrus in organotypic cultures of the hippocampal formation. Am. J. Anat., 1973, v. 137, p. 47-66.

198. Lawrence D.M., Patterson C.E., Gales T.L., D'Orazio J.U. et al. Measles virus spread between neurons requires cell contact but not CD46 expression, syncytium formation, or extracellular virus production. J. Virol., 2000, v.74, №4, p.1908-1918.

199. Lee J.R., Shin H., Ко J., Choi J. et al. J. Characterization of the movement of the kinesin motor KIF1A in living cultured neurons. Biol. Chem. 2003, v.278, № 4, p.2624-2629.

200. Lee Т.К., Leung A.A., Brezden B.L., Lukowiak K., Syed N.I. Specificity of synapse formation between Lymnaea heart motor neuron and muscle fiber is maintained in vitro in soma-muscle configuration. Synapse, 2002, v. 46, №2, p. 66-71.

201. Leemhuis J., Boutillier S., Barth H. et al. Rho GTPases and phosphoinositide 3-kinase organize formation of branched dendrites. J. Biol. Chem., 2004, v. 279, № 1, p. 585-596.

202. Lenka N. Derivation and characterization of neural cells from embryonic stem cells using nestin enhancer. Methods. Mol. Biol. 2006, v.330, p.33-54.

203. Lents S.I., Knudson C.M., Korsmeyer S.J., Snider W.D. Neurotrophins support the development of diverse sensory axon morphologies. Neurosci., 1999, v. 19, №3, p. 1038-1048.

204. Levi G., Meyer H. Presentation de cultures d'un nombre restreint d-e'le'ments nerveux avec quelques considerations sur les rapports d'in terdependence entre les neurones. C.R. Assoc. Anat., 1938, № 33, p. 321328.

205. Levi-Montalcini R. The nerve growth factor: its role in growth, differentiation and function of the sympatheticadrenergic neurons. Progr. Brain Res., 1976, v. 45, p. 235-256.

206. Li Z., Van Aelst L., Cline H.T. Rho GTPases regulate distinct aspects of dendritic arbor growth in Xenopus central neurons in vivo. Nat. Neurosci., 2000, v. 3, p. 217-225.

207. Libet В., Gerard R.W. (1939). Control of the potential, rhythm of the isolated frog brain. J. Neurophysiol., 2, p.153-169.

208. Liu J.-H., Bao Y.-M., Song J.-J., An L.-J. Codonopsis pilosula (Franch) Nannf total alkaloids potentiate neurite outgrowth induced by nerve growth factor in PC12 cells. Acta Pharmacol. Sin., 2003, v. 24, № 9, p. 913-917.

209. Liu X.H., Collier R.J., Youle R.J. Inhibition of axotomy-induced neuronal apoptosis by extracellular delivery of a Bcl-XL fusion protein. J. Biol. Chem. 2001, v.276, № 49, p.46326-32.

210. Liu Y., Nicholls J. Steps in the development of chemical and electrical synapses by pairs of identified leech neurons in culture. Proc. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci., 1989, v. 236, № 1284, p. 253-68.

211. Lohmann C., Myhr K.L., Wong R.O. Transmitter-evoked local calcium release stabilizes developing dendrites. Nature, 2002, v.418, №6894, p.177-181.

212. Lucy J.A. Fusion-fission reactions in biologieal membranes and in phospholipids bilayers. In.: Biomembrane and Receptor mechanisms. Fidia Research Series. V.7. Padova, Liviana Press, Berlin, Springer Verlag, 1987, p.163-176.

213. Luduena M.A., Wessells N.K. Cell locomotion, nerve elongation and microfilaments//Develop. Biol.- 1973,- 30- p.427-440.

214. Luo L., O'Leary D.D.M. Axon retraction and degeneration in development and disease. Annu. Rev. Neurosci., 2005, v. 28, p. 127-156.

215. Lynn P.A., Olsson C., Zagorodnyuk V., Costa M., Brookes S.J. Rectal intraganglionic laminar endings are transduction sites of extrinsicmechanoreceptors in the guinea pig rectum. Gastroenterology. 2003, v. 125, №3, p. 786-794.

216. Macias M.Y., Battocletti J.H., Sutton et al. Directed and enhanced neurite growth with pulsed magnetic field stimulation. Bioelectromagnetics. 2000, v. 21, №4, p.272-286.

217. Magarinos A.M., McEwen B.S. Experimental diabetes in rats causes hippocampal dendritic and synaptic reorganization and increased glucocorticoid reactivity to stress. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 2000, v. 97, №20, p. 11056-11061.

218. Magazin M., Schiltz P., Zachayus J.L. et al. Inhibition of lysophosphatidic neurite retraction and cell rounding by SR 57746A. Brain Res. Mol. Brain Res., 1998, v. 53, № 1-2, p. 301-306.

219. Magoski N.S., Bulloch A.G. Trophic and contact conditions modulate synapse formation between identified neurons. J. Neurophysiol., 1998, v. 79, № 6, p. 3279-3283.

220. Mandys V., van der Neut R., Bar P.R., Gispen W.H. Cultivation of rat fetal spinal cord slices in a semi-solid medium: a new approach to studying axonal outgrowth and regeneration. J Neurosci Methods, 1991, v. 38, № 1, p. 63-9.

221. Marin E.C., Watts R.J., Tanaka N.K. et al. Developmentally programmed remodeling of the Drosophila olfactory circuit. Development, 2005, v. 132, p. 725-737.

222. Metzger F., Kapfhammer J.P. Protein kinase С activity modulates dendritic differentiation of rat Purkinje cells in cerebellar slice cultures. Eur. J. Neurosci., 2000, v. 12, № 6, p. 1993-2005.

223. Mizrahi A., Katz L.C. Dendritic stability in the adult olfactory bulb. Nat. Neurosci., 2003, v. 6,№ 11, p. 1201-1207.

224. Moscona A.A. Cell suspension from organ rudiments of chick embryos. Exp. Cell Res. 1952, v. 3, p. 535-539.

225. Moscona A.A. Cell aggregation: properties of specific cell ligands and their role in the formation of multicellular system. Developm. Biol., 1968, v. 18, p. 250-277.

226. Munch G., Gasic-Milenkovic J., Dukic-Stefanovic S. et al. Microglial activation induces cell death, inhibits neurite outgrowth and causes neurite retraction of differentiated neuroblastoma cells. Exp. Brain Res., 2003, v. 150, № l,p. 1-8.

227. Murray M.R. Nervous tissues in vitro. Cells and tissues in culture/ Ed. E. Wilmer. N.Y.: Akad. Press, 1965, vol.2, p. 373-456.

228. Nachman-Clewner M., Jules R., Townes-Anderson E. L-type calcium channels in the photoreceptor ribbon synapse: localization and role in plasticity. J Comp Neurol., 1999, v. 415, № 1, p. 1-16.

229. Nadarajah В., Thomaidou D., Evans W.H., Parnavelas J.G. Gap junctions in the adult cerebral cortex regional differences in their distribution and cellular expression of connexins. J.Comp. Neurol., 1996, v.376, p.326-342.

230. Nakayama A.Y., Harms M.B., Luo L. Small GTPases Rac and Rho in the maintenance of dendritic spines and branches in hippocampal pyramidal neurons. J. Neurosci., 2000, v. 20, p. 5329-5338.

231. Nakajima M, Kashiwagi K, Hayashi Y, Saito M, Kawashima T, Furukawa S, Kobayashi K. Alpha-tocopherol supports the survival and neurite extension of neurons cultured from various regions of fetal rat brain. Neurosci. Lett., 1991, v. 133, № 1, p. 49-52.

232. Neely M.D. Role of substrate and calcium in neurite retraction of leech neurons following depolarization. J. Neurosci., 1993, v. 13, № 3, p. 12921301.

233. Nicholls J.G., Hernandez U.G. Growth and synapse formation by identified leech neurones in culture: a review. Q. J. Exp. Physiol., 1989, v. 74, № 7, p. 965-73.

234. Ninan I., Liu S., Rabinowitz D., Arancio O. Early presynaptic changes during plasticity in cultured hippocampal neurons. EMBO J. 2006, v. 25, №18, p.4361-71.

235. Nissl F. liber experimentell erzeugte Veranderungen an den Vorderhornzellen des Riickenmarks bei Kaninchen mit Demonstration mikroskopischer Praparate. Allg. Zschr. Physiol., 1892, Bd. 48, S. 675-682.

236. Nobes C.D., Hall Alan. Rho GTPases control polarity, protrusion and adhesion during cell movement. J. Cell Biol., 1999, v. 144, № 6, p. 12351244.

237. Nordlander R.H., Singer M. Morphology and position of growth cones in the developing Xenopus spinal cord. Develop. Brain Res. 1982, v. 4, p. 181193.

238. Oldenbourg R, Katoh K, Danuser G. Mechanism of lateral movement of filopodia and radial actin bundles across neuronal growth cones. Biophys. J. 2000, v. 78, №3, p. 1176-82.

239. Padjen A., Forman D.S., Siggins G.R. Long-term and electrophysiological properties of peripheral ganglia of adult frog in vitro. In: Society of Neuroscience, 5- th Annual Meeting. New York, 1975, 813 p.

240. Pappas G.D., Peterson E.R., Masurovsky E.B., Crain S.M. The fine structure of developing neuromuscular synapses in vitro. Ann. N.Y. Acad. Sci, 1971, v. 183, p. 33-45.

241. Paul C.A., Reid P.C., Boegle A.K., Karten В., Zhang M. et al. Adenovirus expressing an NPC1-GFP fusion gene corrects neuronal and nonneuronaldefects associated with Niemann pick type С disease. J. Neurosci Res., 2005, v. 81, № 5, p. 706-719.

242. Peacock J.H. Electrophysiology of dissociated hippocampal cultures from fetal mice. Brain Res. 1979, v. 169, p.247-260.

243. Perry S.J., Straub V.A., Schofield M.G., Burke J. F., Benjamin P.R. Neuronal Expression of an FMRFamide-Gated Na+ Channel and Its Modulation by Acid pH. J. Neuroscience, 2001, v. 21, № 15, p. 5559-5567.

244. Peters A., Feldman M. The cortical plate and molecular layrs of the late rat fetus. Anat. Entwickl.-Gesch., 1973, v. 141, p. 3-37.

245. Peterson E.R. Production of myelin sheaths in vitro by embryonic spinal ganglion cells. Anat. Rec., 1950, v. 106, p. 232.

246. Peterson E.R., Crain S.M. Regeneration and innervation in cultures of adult mammalian skeletal muscle coupled with fetal rodent spinal cord. Exp. Neurol. 1972, v. 36, p. 136-159.

247. Peterson E.R., Crain S.M., Murray M.R. Differentiation and prolonged maintenance of bioelectrically active spinal cord. Exp. Med. 1962, v. 16, sekt.l, p. 813-827.

248. Peterson E.R., Crain S.M., Murray M.R. Differentiation and prolonged maintenance of bioelectrically active spinal cord cultures (rat, chink and human), Z. Zellforsch., 1965, № 66, p. 130-154.

249. Pfenninger К. H., Ellis L., Johnson M.P. et al. Nerve growth cones isolated from fetal rat brain: Subcellular fractionation and characterization. Cell., 1983, v. 35, P. 573-584.

250. Plateau J.A.F. (Плато) Statique experimentale et teorique des liquedes soumis aux senles forces moleculaires. V. I, Gand et Leipzig, F. Clemm, 1873, 450 p.

251. Pomerat C.M., Hendelman W.J., Raiburn C.W., Hassey J.F. Dynamic activities of nervous tissue in vitro. Neuron/ Ed. by H. Ну den. New York: Elsevier, 1967, p. 119-178.

252. Pouzat C., Marty A. Autaptic inhibitory currents recorded from interneurones in rat cerebellar slices. J. Physiol., 1998, v. 509 (Pt 3), p. 77783.

253. Prinjha R., Moore S.E., Vinson M., Blake S. et al. Inhibitor of neurite outgrowth in humans. Nature (Gr. Brit), 2000, v. 403, № 6768, p. 383-384.

254. Pugh P.C., Berg D.K. Neuronal acetylcholine receptors that bind alpha-bungarotoxin mediate neurite retraction in a calcium-dependent manner. J. Neurosci., 1994, v. 14, № 2, p. 889-896.

255. Ranvier L. L'histologie et la physiologie des nerfs. (I Recherches). Arch. Physiol. Norm. Pathol., 1871 1872, Bd. 4, p. 129-144.

256. Rialas C.M., Nomizu M., Patterson M., Kleinman H.K. et al. Nitric oxide mediate laminin induced neurite outgrowth in PC12 cells. Exp. Cell Res., 2000, v. 260, № 2, p. 268-276.

257. Rossi F.M., Pizzorusso Т., Porciatti V. et al. Requirement of the nicotinic acetylcholine receptor beta 2 bubunit for the anatomical and functional development of the visual system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003, v. 98, p. 6453-6458.

258. Rous P., Johnes F.S. A method for obtaining suspensions of living cells from the unfixed tissues and for the plating out of individual cells. J. Exp. Med.-1916.-v. 23. P. 549-556.

259. Sakisaka T, Baba T, Tanaka S, Izumi G, Yasumi M, Takai Y. Regulation of SNAREs by tomosyn and ROCK: implication in extension and retraction of neurites. J Cell Biol., 2004, v. 166, № 1, p. 17-25.

260. Sayas C.L., Avila J., Wandosell F. Glycogen synthase kinase-3 is activated in neuronal cells by Galphal2 and Galphal3 by Rho-independent and Rho-dependent mechanisms. J. Neurosci., 2002, v. 22, № 16, p. 6863-6875.

261. Schindelholz В., Reber B.F. L-type Ca2+ channels and purinergic P2><2 cation channels participate in calcium-tyrosine kinase-mediated PCI2 growth cone arrest. Eur. J. Neurosci., 2000, v. 12, № 1, p. 194-204.

262. Schmid J.E., Zurbriggen A., Gassen U., Rima B. et al. Antibodies to CD9, a tetraspan transmembrane protein, inhibit canine distemper virus-induced cell-cell fusion but not virus-cell fusion. J. Virol., 2000, v. 74, № 16, p. 7554-7561.

263. Schmidt JT, Morgan P, Dowell N, Leu В Myosin light chain phosphorylation and growth cone motility. J Neurobiol. 2002, v. 52, №3, p. 175-88.

264. Seecof R.L., Teplitz R.L., Gerson I., Ikeda K., Donady J.J. Differentiation of neuromuscular junctions in cultures of embryonic Drosophila cells. Proc. Natl. Acad. Sci U.S.A., 1972, № 69, p.566-570.

265. Segal M. Rapid plasticity of dendritic spine: Hints to possible functions? Prog. Neurobiol., 2001, v. 63, № 1, p. 61-70.

266. Segal M., Andersen P. Dendritic spines shaped by synaptic activity. Curr. Opin. Neurobiol., 2000, v. 10, № 5, p. 582-586.

267. Seil F.J., Leiman A.L. Development of neocortex in tissue culture. Exp. Brain. Res., 1976, Suppl. 1, p. 249-254.

268. Seki M Untersuchungen mit nicht nassrigen Flussigreiten. Z. Zellforsch. mikr. Anat., 1939, V. 29, P. 551-561.

269. Seki M Zur Theorie der histologischen Silberschwarzung. Z. Zellforsch. mikr. Anat., 1940, V. 30, P. 548-566.

270. Shaban M., Smith R.A., Sfone T.W. Adenosine receptor-mediated inhibition of neurite outgrowth from cultured sensory neurons is via an Al receptor and is reduced by nerve growth factor. Dev. Brain. Res., 1998, v. 105, №2, p. 167-173.

271. Solomon F., Magendantz M. Cytochalasin separates microtubule disassembly from loss of asymmetric morphology. J. Cell Biol., 1981, v. 89, № 1, p. 157-61.

272. Spenser G.E., Klumperman J., Syed N.I. Neurotransmitters and Neurodevelopment. Role of dopamine in Neurite outgrowth target selection and specific synapse formation. Perspect. Dev. Neurobiol., 1998, v. 5, № 4, p. 451-467.

273. Spenser G.E., Lukowiak K., Syed N.I. Dopamin regulation of neurite outgrowth from identified Lymnaea neurons in culture. Cell Mol. Neurobiol., 1996, v. 16, № 5, p. 577-589.

274. Spenser G.E., Syed N.I., Lukowiak K., Winlow W. Halothane-induced synaptic depression at both in vivo and in vitro reconstructed synapses between identified Lymnaea neurons. J. Neurophysiol., 1995, v. 74, № 6, p. 2604-2613.

275. Spire J. E. The mechanics behind spines on the move. Nature Neurosci., 2000, v. 3, № 9, p. 856.

276. Spooner B.S., Luduena M.A., Wessells N.K. Membrane fusion in the growth cone-microspine region of embryonic nerve cells undergoing axon elongation in cell culture. Tissue Cell., 1974, v. 6, № 3, p. 399-409.

277. Steinberg M. S. Adhesion in development: an historical overview. Dev. Biol., 1996, v. 180, № 2, p. 377-88.

278. Steketee M.B., Tosney K.W. Three Functionally Distinct Adhesions in Filopodia: Shaft Adhesions Control Lamellar Extension. J Neurosci. 2002, v. 22, №18, p. 8071-83.

279. Stellwagen D., Shatz C.J. An instructive role for retinal waves in the development of retinogeniculate connectivity. Neuron, 2002, v. 33, p. 357367.

280. Stevens C.F., Williams J.H. "Kiss and run" exocytosis at hippocampal synapses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000, v. 97, № 23, p. 12828-33.

281. Stohr P. Jr. Mikroscopische Anatomie des vegetativen Nervensystems. Hd. mikr. Anat. Mensch., Bd.4, H.5., Berlin, Springer, 1957, 417 S.

282. Syed N.I., Bulloch A.G., Lukowiak K. In vitro reconstruction of the respiratory central pattern generator of the mollusk Lymnaea. Science. 1990, v. 250, №4978, p. 282-5.

283. Tanaka M., Yanagawa Y., Obata K. et al. Dendritic morphogenesis of cerebellar Purkinje cells through extension and retraction revealed by long-term tracking of living cells in vitro. Neurosci., 2006, v. 141, № 2, p. 663674.

284. Terashima Т., Kojima H., Fujimiya M. et al. The fusion of bone-marrow-derived proinsulin-expressing cells with nerve cells underlies diabetic neuropathy. J. Soc. Biol., 2005, v. 199, № 1, p. 35-44.

285. Ting J.T., Kelley B.G., Sullivan J.M. Synaptotagmin IV does not alter excitatory fast synaptic transmission or fusion pore kinetics in mammalian CNS neurons. J. Neurosci, 2006, v. 26, № 2, p. 372-380.

286. Townes I.P., Holtfreter J. Directed movements and selective adhesion of embryonic amphibian cells. J. Exp. Zool., 1955, v. 128, № 1, p. 53-120.

287. Tsai E.S., Haraldson S.J., Barata J. et al. Basal forebrain cholinergic cell attachment and neurite outgrowth on organotypic slice cultures of hippocampal formation. Neuroscience, 2002, v. 115, № 3, p. 815-827.

288. Uesaka N, Hirai S, Maruyama T, Ruthazer ES, Yamamoto N. Activity dependence of cortical axon branch formation: a morphological andelectrophysiological study using organotypic slice cultures. J. Neurosci. 2005, v. 25, №1, p. 1-9.

289. Ushijima H., Perovic S., Leuck J., Rytik P.G., Mtiller W.E., Schroder H.C. Suppression of PrP(Sc)- and HIV-l gpl20 induced neuronal cell death by sulfated colominic acid. J. Neurovirol, 1999, v.5, №3, p.289-299.

290. Van der Loos H. Autapses in neocortex cerebri: Synapses between a pyramidal cells axon and its own dendrites. Brain Res., 1972, v. 48, p. 355360.

291. Van Huizen F., Romijn H.J., Habers A.M.-M.C. Synaptogenesis in rat cerebral cortex is affected during chronic blockade of spontaneous bioelectric activity by tetrodotoxin. Develop. Brain Res, 1985, v. 19, p. 67-80.

292. Van Rossum D., Hanisch U. K. Cytoskeletal dynamics in dendritic spines: Direct modulation by glutamate receptors? Trends Neurosci., 1999, v. 22, № 7, p. 291-294.

293. Vana K., Weiss S. A trans-dominant negative 37kDa/67kDa laminin receptor mutant impairs PrP(Sc) propagation in scrapie-infected neuronal cells. J. Mol. Biol., 2006, v. 358, № 1, p. 57-66.

294. Varon S., Reinborn C. W. Dissociation, fractionation and culture of embryonic brain cells//Brain Res.-1969. V. 12. P. 180-199.

295. Vasiliev J.M. Actin cortex and microtubular system in morphogenesis: Cooperation and competition. J.Cell Sci., Suppl., 1987, № 8, p. 1-18.

296. Von Bernhardi R. Contact between identified leech neurones in culture prevents retraction of neurites following electrical activity. J. Exp. Biol., 1998, v. 201, Pt. 7, p. 1035-41.

297. Wahl S., Barth H., Ciossek Т., Aktories K., Mueller B.K. Ephrin-A5 induces collapse of growth cones by activating Rlio and Rho kinase. J. Cell. Biol. 2000, v. 149, № 2, p. 263-70.

298. Waller A. Experiments on the section of the glossopharyngeal and hypogloaasal nerves of the frog and observations of the alterations producedthereby in the structure of their primitive fibres. Philos. Trans. 1850, v. 140, p. 423-429.

299. Wallis D.I., Elliott P., Foster G.A., Stringer B.M. Synaptic activity, induced rhythmic discharge patterns, and receptor subtypes in enriched primary cultures of embryonic rat motoneurons. Can J. Physiol Pharmacol., 1998, v. 76, №3, p. 347-359.

300. Watanabe Т., Yoyodie J.T., Chang-Ling T. et al. Differentiation and morphogenesis in pellet cultures of developing rat retinal cells. J. Compar. Neurol., 1997, v. 377, № 3, p. 341-350.

301. Watts R.J., Hoopfer E.D., Luo L. Axon pruning during Drosophila metamorphosis: Evidence for local degeneration and requirement of the ubiquitin-poteasome system. Neuron, 2003, v. 38, N6, p. 871-885.

302. Weiss P.A. Neuronal dynamics and axonal peristalsis. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1972, v. 69, p. 1305-1312.

303. Widmer M., Uldry M., Thorens B. CLUT8 subcellular localization and absence of translocation to the plasma membrane in -PC12 cells and: hippocampal neurons. J. Endocrinology, 2005, v. 146, № 11, p. 4727-4736.

304. Williams D.W., Truman J.W. Mechanisms of dendritic elaboration of sensory neurons in Drosophila: Insights from in vivo time lapse. J. Neurosci., 2004, v. 24, № 7, p. 1541-1550.

305. Wilson M.T., Kisaalita W.S., Keith C.H. Glutamate-induced changes in the pattern of hippocampal dendrite outgrowth: A role for calcium-dependent pathways and the microtubule cytoskeleton. J. Neurobiol., 2000, v. 43, № 2, p. 159-172.

306. Windebank A.J., Poduslo J.F. Neuronal growth factors produced by adult peripheral nerve after injury. Brain Res., 1986, v. 385, № 1, p. 197-200.

307. Wolf W.K. Differentiation of neuronal types and synapses in myelinating cultures of mouse cerebellum. J. Cell Biol. 1964, v. 22, p. 259-279.

308. Wong R., Lichtman J.W. Synapse elimination. In: Fundamentals of Neuroscience. San Diego, CA Academic, 2003, p. 533-554.

309. Woodin M.A., Hamakawa Т., Takasaki M., Lukowiak K., Syed N.I. Trophic factor-induced plasticity of synaptic connections between identified Lymnaea neurons. Learn. Mem. 1999, v. 6, № 3, p. 307-316.

310. Wylie S.R., Chantler P.D. Myosin II A dendrites neurite retraction. Mol. Biol. Cell. 2003, V. 14, № 11, P. 4654-66.

311. Xu В., Zang K., Ruff N.L. et al. Cortical degeneration in the absence of neurotrophin signaling: Dendritic retraction and neuronal loss after removal of the receptor TrkB. Neuron. 2000, v. 26, № 1, p. 233-245.

312. Xu X., Li WEI, Huang G.Y., Meyer R. et al. Modulation of mouse neural crest cell motility by N-cadherin and connexin 43 gap junctions. J. Cell Biol., 2001, v. 154, № 1, p. 217-229.

313. Yao W.-D., Rusch J., Poo M., Wo Ch.-F. Spontaneus acetylcholine secretion from developing growth cones of Drosophila central neurons in culture, Effects of cAMP-pathway mutations. J. Neurosci., 2000, v. 20, № 7, p. 2626-2637.

314. Yar Т., Spenser G.E., Winlow W. Effects of general anesthetics on cultured Lymnaea neurons. Acta Biol. Hung., 1993, v. 44, № 1, p. 33-36.

315. Yates P.A., Holub A.D., McLaughlin T. et al. Computational modeling of retinotopic map development to define contributions of EphA-ephrin A gradients, axon-axon interactions and patterned activity. J. Neurobiol., 2004, v. 59, p. 95-113.

316. Young J.Z. Structure of nerve fibres and synapses in some invertebrates. In: Cold Spring Harbor Symposia on Guantitative Biology. 1936, v.4, № 4, p.1-6.

317. Yuste R., Bonhoeffer T. Morphological changes in dendritic spines associated with long-term synaptic plasticity. Annu Rev. Neurosci., 2001, v. 24, p. 1071-89.

318. Yuste R., Majewska A., Holthoff Knuf. From form to junction in dendritic spines. Nature Neurosci., 2000, v. 3, № 7, p. 653-659.

319. Zhang N., Townes-Anderson E. Regulation 01 structural plasticity by different channel types in rod and cone photoreceptors. J. Neurosci., 2002, v. 22, № 16, p. 7065-7079.

320. Zimmermann U., Stopper H. Electrofiision and electropermeabilization ofVcell. In: Biomembrane and receptor mechanisms. Fidia Research,Series. V 7I

321. Padova, Livina Press, 1987, p. 371-392.

322. Zoubina E.V., Smith P. Axonal degeneration and regeneration in rat uterus during the estrous cycle. Autonom. Neurosci., 2000, v. 84, № 3, p. 176-185.