Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Сравнительный анализ геномов бактерий видов Burkholderia pseudomallei и B. mallei методом вычитающей гибридизации

ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Фушан, Алексей Анатольевич

СОДЕРЖАНИЕ.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА I. МЕЛИОИДОЗ. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Введение.

1. Эпидемиология мелиоидоза.

2. Бактерии вида В. pseudomallei, как этиологические агенты мелиоидоза.

2.1 Классификация и филогенез.

2.2. Экологические особенности вида.

2.3. Краткая характеристика молекулярных основ патогенеза при мелиоидозе.

2.4. Популяционное разнообразие В. pseudomallei.

2.5. Особенности организации генетического аппарата В. pseudomallei в сравнении с В. mallei. 22.

2.6. Факторы вирулентности В. pseudomallei.

2.6.1 Механизмы устойчивости к активным формам кислорода.

2.6.2 Системы секреции.

2.6.3 Экзополисахариды.

2.6.4 Соединения, обладающие цитопатическим эффектом.

2.6.5 Флагеллы, пили.

2.6.6 Адгезины.

2.6.7 Устойчивость к антимикробным препаратам.

3. Диагностика мелиоидоза.

3.1. Исследования серологического статуса.

3.2. Бактериологические методы исследований.

3.3. Иммуногистохимические методы.

3.4. Биохимические тесты.

3.5. Полимеразная цепная реакция.

3.6. Комбинированные методы исследований.

3.7. Методы молекулярного типирования бактерий вида В. pseudomallei.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Сравнительный анализ геномов бактерий видов Burkholderia pseudomallei и B. mallei методом вычитающей гибридизации"

1. Выбор экспериментальных объектов.48

2. Вычитающая гибридизация.49

3. Библиотека фрагментов ДНК, отличающих геном В. pseudomallei С-141 от В. mallei С-5.52

3.1. Сравнительный анализ с последовательностями, депонированными в базах данных.54

3.2. Функции генов, представленных дифференциальными последовательностями ДНК.57

3.2.1 Мобильные элементы и гены бактериофагов.57

3.2.2 Регуляторы транскрипционной активности генов.65

3.2.3. Гены, кодирующие ферменты биосинтеза поверхностных полисахаридов.65

3.2.4 Гены, кодирующие ферменты цикла мочевины.66

3.2.5 Гены, кодирующие ферменты внерибосомного биосинтеза пептидов.67

3.2.6 Другие гены.67

4. Библиотека фрагментов ДНК, отличающих геном В. mallei С-5 от В. pseudomallei С-141.68

4.1. Сопоставление последовательностей дифференциальных фрагментов с последовательностями, депонированными в базах данных.70

4.2. Функции генов, соответствующих фрагментам ДНК, присутствующим в В. mallei С-5, но не в В. pseudomallei С-141.71

4.2.1 Гены, кодирующие белки клеточной адгезии.72

4.2.2 Гены, кодирующие транспортные белки и компоненты транспортных систем.76

4.2.3 Мобильные элементы, гены бактериофагов и плазмидные гены.80

5. Множество фрагментов ДНК, отличающих геномы В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5, сходны с геномными островами штамма В. pseudoamllei К96243.81

6. Исследование генетического полиморфизма бактерий видов В. mallei и В. pseudomallei.85

7. Применение последовательностей ДНК, полученных вычитающей гибридизацией, для генотипирования бактерий видов В. pseudomallei и В. mallei.99

Заключение.102

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Фушан, Алексей Анатольевич

Выводы

1. Методом вычитающей гибридизации сделано сравнение геномов штаммов Burkholderia pseudomallei С-141 и В. mallei С-5. Определены и включены в базу данных GenBank нуклеотидные последовательности более 200 фрагментов ДНК, отличающих геномы исследованных бактерий. Показано, что дифференциальные последовательности ДНК являются фрагментами генов мобильных элементов, бактериофагов, компонентов транспортных систем, ферментов, вовлеченных в различные метаболические пути бактериальной клетки, ферментов внерибосомного биосинтеза, транскрипционных регуляторов, белков адгезии и др.

2. Сделан сравнительный анализ дифференциальных последовательностей ДНК с геномами секвенированных штаммов В. pseudomallei К96243 и В. mallei АТСС 23344. Показаны существенные отличия геномов штаммов В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5 от геномов штаммов В. pseudomallei К96243 и В. mallei АТСС 23344. Штамм В. mallei С-5 обладает более высоким генетическим сходством со штаммом В. pseudomallei К96243, чем с В. mallei АТСС 23344.

3. Геном штамма В. pseudomallei С-141 содержит нуклеотидные последовательности ДНК сходные с геномными островами (ГО) 2, 7, 8, 10 и 15 штамма Я pseudomallei К96243, а геном В. mallei С-5 - нуклеотидные последовательности ДНК сходные с ГО 1, 5, 8, 12, 13 и 16 того же штамма В. pseudomallei. Горизонтальный транспорт ГО является причиной межвидовой генетической вариабельности и внутривидового полиморфизма В. pseudomallei и В. mallei.

4. Геномный остров 16 штамма В. pseudomallei К96243 содержит гены гемагглютинин-подобного белка и его транспортного белка и может являться островком патогенности.

5. Исследован полиморфизм 27 штаммов В. pseudomallei по ряду последовательностей ДНК, отличающих геном штамма В. pseudomallei С-141 от В. mallei С-5. Показано, что В. pseudomallei является высоко полиморфным видом. Полиморфизм обусловлен различиями в распределении подвижных элементов генома и вариациями в нуклеотидных последовательностях консервативных генов.

6. Предложен новый подход к поиску геномных маркеров для систем молекулярного типирования и дифференциальной диагностики бактерий видов В. pseudomallei и В. mallei. Метод применен для генотипирования 28 штаммов В. pseudomallei и 8 штаммов В. mallei.

Заключение

В настоящей работе сделано сравнение геномов двух представителей видов В. pseudomallei и В. mallei, штаммов С-141 и С-5 соответственно, методом вычитающей гибридизации. В результате, были сконструированы две библиотеки рекомбинантных фрагментов ДНК, одна из которых была обогащена последовательностями, специфичными для В. pseudomallei С-141, а вторая - для В. mallei С-5. Дифференциальная природа фрагментов ДНК была подтверждена тремя независимыми методами: дот-блот гибридизацией, Саузерн-блот гибридизацией и ПЦР. Определение первичной структуры обнаружило, что в целом библиотеки содержат около 200 фрагментом ДНК, отличающих геномы исследованных бактерий. Нуклеотидные последовательности этих фрагментов были опубликованы в международной базе данных GenBank.

Средствами биоинформатики дифференциальные последовательности ДНК были сравнены с генами и их белковыми продуктами других микроорганизмов, депонированных в доступных базах данных. Было показано, что многие дифференциальные фрагменты ДНК сходны с участками генов разнообразных мобильных элементов, бактериофагов, компонентов транспортных систем, ферментов, вовлеченных в различные метаболические пути бактериальной клетки, белков адгезии, транскрипционных регуляторов и др. С другой стороны, для многих дифференциальных фрагментов ДНК не удалось обнаружить сходств с нуклеотидными и белковыми последовательностями других микроорганизмом. Данные фрагменты ДНК и соответствующие им гены могут быть специфичными для штаммов В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5.

Некоторые из различий, обнаруженных между геномами В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5, потенциально могут быть ассоциированы с вирулентными свойствами этих бактерий. Например, было обнаружено высокое сходство двух фрагментов ДНК из генома В. pseudomallei С-141 с генами эпимеразы/дегидротазы wbiB и гликозилтрансферазы xvbiF. Оба гена входят в состав генных кластеров, белковые продукты которых ответственны за биосинтез поверхностных полисахаридов II типа В. pseudomallei и поверхностных полисахаридов В. mallei. Известно, что гены этих кластеров В. pseudomallei и В. mallei на

99% идентичны на нуклеотидном уровне. Поверхностные полисахариды 2-го типа В. pseudomallei и поверхностные полисахариды В. mallei являются одними из факторов вирулентности этих патогенных бактерий. В частности, с ними связывают устойчивость этих бактерий к неспецифическим механизмам иммунитета, например, к системе комплемента. Нуклеотидные последовательности ДНК, сходные с wbiB и wbiF, отсутствуют в геноме В. mallei С-5, что свидетельствует в пользу возможных различий в генной организации полисахаридных биосинтетических кластеров В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5, и, как следствие, вирулентных свойствах этих бактериальных штаммов.

Последовательности ДНК, дифференциальные между В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5, были также сравнены с геномами секвенированных штаммов В. pseudomallei К96243 и В. mallei АТСС 23344. Было показано, что геном В. pseudomallei С-141 существенно отличается от геномов штаммов В. pseudomallei К96243 и В. mallei АТСС 23344 по ряду последовательностей ДНК, большая часть из которых не имела также сходств с известными генами и кодируемыми ими белками других микрооргнаизмов. Аналогично, были показаны существенные отличия генома штамма В. mallei С-5 от В. pseudomallei К96243 и В. mallei АТСС 23344. Сравнение показало, что только 3 фрагмента ДНК из библиотеки, обогащенной последовательностями ДНК этого штамма, сходны с нуклеотидными последовательностыми генома В. mallei АТСС 23344. В то же время многие фрагменты ДНК из этой библиотеки продемонстрировали высокое сходство с нуклеотидными последовательностями генома В. pseudomallei К96243. Эти данные говорят о том, что штамм В. mallei С-5 обладает более высоким генетическим сходством со штаммом В. pseudomallei К96243, чем с В. mallei АТСС 23344.

Одним из основных источников мутаций, приводящих к изменению геномов бактерий вида В. pseudomallei, является приобретение нового генетического материала путем горизонтального транспорта. Приобретенные таким образом нуклеотидные последовательности ДНК образуют т.н. геномные острова (ГО). В пользу этого свидетельствует данные, полученные ранее при изучении структурной организации генома штамма В. pseudomallei К96243, в котором были обнаружены 16 протяженных ГО.

Считается, что эволюция геномов В. mallei обусловлена потерей генетического материала в результате различного рода делеций. Сравнительным анализом, проведенным в этой

103 работе, было показано, что множество фрагментов ДНК, отличающих геномы штаммов В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5, сходны с нуклеотидными последовательностями ГО штамма В. pseudomallei К96243. Таким образом, полученные данные позволяют предположить о значительном вкладе горизонтального транспорта ГО в механизмы дивергентной эволюции бактерий обоих видов В. pseudomallei и В. mallei.

Известно, что участки бактериальных геномов, приобретенные горизонтальным транспортом, часто ассоциируются с т.н. островами патогенности (ОП), которые содержат гены, продукты которых непосредственно или косвенно вносят вклад в вирулентность патогенных бактерий. На сегодняшний день данные об ОП В. pseudomallei или В. mallei в литературе отсутствуют. В этой работе было показано, что в ГО 16 В. pseudomallei К96243 локализованы гены гемагглютинин-подобного белка и его транспортного белка. Гемагглютинины считаются одними из важнейших бактериальных факторов вирулентности, вовлеченными в процессы адгезии патогена к хозяйским клеткам-мишеням. В этой связи была выдвинута гипотеза, что ГО 16 В. pseudomallei К96243 может являтся ОП.

Для дальнейшего исследования генетического полиморфизма В. pseudomallei ряд фрагментов ДНК, дифференциальных между штаммами В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5, был использован для гибридизации с радиоактивно меченными полными геномами 27 штаммов В. pseudomallei. Были показаны существенные отличия в распределении фрагментов ДНК, сходных с бактериальными транспозонами, генами бактериофагов и консервативными генами, между геномами исследованных штаммов В. pseudomallei. Полученные данные говорят о том, что В. pseudomallei является высоко полиморфным видом. Полиморфизм обусловлен как различиями в распределении подвижных элементов генома, так и вариациями в нуклеотидных последовательностях консервативных генов.

Высокий генетический полиморфизм бактерий видов В. pseudomallei и В. mallei может быть использован в качестве источника геномных маркеров для разработки систем молекулярного типирования и дифференциальной диагностики представителей этих близкородственных видов. Эффективным методом полногеномного сравнения, не зависящего от знаний первичной структуры сравниваемых последовательностей ДНК, является вычитающая гибридизация. В этой работе был предложен новый подход к

104 поиску геномных маркеров для систем молекулярного типирования и дифференциальной диагностики бактерий видов В. pseudomallei и В. mallei, основанный на методе вычитающей гибридизации. Эффективность метода была продемонстрирована на примере 56 маркеров ДНК, полученных вычитающей гибридизацией между геномами штаммов В. pseudomallei С-141 и В. mallei С-5, которые были использованны для генотипирования 28 штаммов В. pseudomallei и 8 штаммов В. mallei.

ГЛАВА 111. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

1. Материалы 1.1 Оборудование

Центрифуги GPR Centrifuge (Beckman, США), 2К15 (Sigma, Германия); Eppendorf 5415; Eppendorf miniSpin Plus; УФ-трансиллюминатор (Ultraviolet Products, США); трансиллюминатор UVP (Ultraviolet Production, США); Ручной счетчик радиоактивности Minimonitor 125 (США); Спектрофотометр DU-65 (Beckman, США); Микробиологические качалки (New Brunswick Scientific, США); Миксер ВП (Россия); Воздушный термостат с циркуляцией воздуха (ГДР); Водные термостаты UH (ГДР), 2219 Multitemp II (LKB); Ламинарный шкаф Gelaire ТС 48 (Flow Laboratories); Лабораторный рН-метр; Приборы для горизонтального электрофореза (Pharmacia, Швеция; Hoefer Scientific Instruments, США); Источники бесперебойного питания EPS 500/400 (Pharmacia, Швеция), PS 250/АМР 2,5 (Hoefer Scientific Instruments); Автоматические ПЦР-амплификаторы DNA Thermal Cycler (Perkin-Elmer-Cetus), OmniGene (Hybaid, Англия), Progene (Techne, Англия), "PTC-200 Peltier Thermal Cycler", " PTC-150 MiniCycler" (MJ Research, США); Гибридизационный термостат (New Brownswick Scientific); Автоматические пипетки (Gilson, Франция; Eppendorf, Германия); Усиливающие экраны ЭУВ-ЗА (Россия), Dupont Cronex Lighting Plus (Англия); Автоматический секвенатор "ALFexpress automatic DNA sequencer II" (Amersham Pharmacia Biotech Inc.).

1.2. Буферы, солевые растворы

Буфер Taq ДНК-полимеразы (10х). 500 мМоль КС1, 100 мМоль Tris-HCl (рН 9.0 при 25°С), 1% Triton® Х-100, 15 мМоль MgCh, температура хранения -20° С.

Буфер эндонуклеазы рестрикции А1и\ (10х). 33 мМоль Tris-ацетат (рН 7.9 при 37°С), 10 мМоль ацетат магния, 66 мМоль ацетат калия, температура хранения -20° С.

Буфер Т4 ДНК-лигазы (10х). 300 мМоль Tris-HCl (рН 7.8 при 25°С), 100 мМоль MgCl2, 100 мМоль DTT (дитиотриэтол), 10 мМоль АТФ, температура хранения -20° С.

106

Буфер Т4 ДНК-лигазы для быстрого лигирования. 60 мМоль Tris-HCl (рН 7.8), 20 мМоль MgCl2, 20 мМоль DTT, 2 мМоль АТФ, 10% ПЭГ (полиэтиленгликоль MB 8000), температура хранения -20° С.

Буфер для вычитающей гибридизации (1х). 10 мМоль HEPES-NaOH (рН 8.6), 1 мМоль ЭДТА (рН 8.0), температура хранения -20° С.

Буфер для разведения гибридизационныз смесей (10х). 100 мМоль HEPES-NaOH (рН 8.6), 10 мМоль ЭДТА (рН 8.0), температура хранения +4° С.

Буфер для мечения (5х). 250 мМоль Tris-HCl (рН 8.0). 25 мМоль MgCl2, 10 мМоль DTT, 1М HEPES (рН 6.6), 26 А260 ед/мл набор шестичленных олигонуклеотидов, температура хранения +4° С.

Раствор хлорида натрия (5 Моль). Водный раствор хлорида натрия (рН 6.2-7.0), температура хранения +4-25° С.

Раствор ацетата натрия (3 Моль). Водный раствор ацетата натрия, оттитрованный уксусной кислотой (рН 5.2), температура хранения +4-25° С.

Раствор Денхардта (2% БСА, 2% Ficoll®, 2% ПВП; 50х). Растворить 5 г Ficoll®, 5 г поливинилпиролидона (ПВП) и 5 г бычьего сывороточного альбумина (БСА, Pentax Fraction V) в 300 мл воды. Довести объем раствора водой до 500 мл. Раствор профильтровать. Температура хранения -20° С.

10% додецил сульфат натрия. Растворить 100 г SDS в 900 мл воды. Нагреть до температуры 68° С до полного растворения SDS. Довести рН раствора до 7.2 концетрированной солыной кислотой. Довести объем раствора водой до 1 л. Раствор профильтровать. Хранить при комнатной температуре.

SSC (ЗМ NaCl, 0.3 М Na3 цитрат; 20х). Расстворить 175.3 г NaCl и 88.2 г цитрата натрия в 800 мл воды. Довести рН раствора до 7.0 несколькими каплями 10 N раствора NaOH. Довести объем раствора водой до 1 л. Раствор профильтровать. Хранить при комнатной температуре.

Раствор для предгибридизации. 5х SSC, 5х раствор Денхардта, 0.5% SDS, температура хранения +4° С.

Денатурирующий раствор (1.5 М NaCl, 0.5 М NaOH). Растворить 87.5 г NaCl и 20 г NaOH в 900 мл воды. Довести объем раствора водой до 1 л. Раствор профильтровать. Хранить при комнатной температуре.

TBE (890 шМ Tris, 890 юМ борная кислота, 20 тМ ЭДТА; 10х). Расстворить 216 г Tris Base, 110 г борной кислоты и 18.6 г Na2 ЭДТА в 1.5 л воды. Довести объем раствора до 2 л. Хранить при комнатной температуре.

Фенол. Водонасыщенный и перегнанный фенол уравновесить равным объемом буфера (1 М трис-HCl, pH 8.0, а затем 0.1 М трис-HCl, pH 8.0, + 0.2% /3-меркаптоэтанола) до тех пор, пока pH водной фазы не станет >7.6. Температура хранения +4°С.

Буфер для нанесения образцов на агарозный гель (6х). 0.25% бромфеноловый синий, 0.25% ксилолцианол, 30% глицерин в воде. Температура хранения +4°С.

1.3. Химические реактивы

Ацетат натрия, хлорид натрия, едкий натр, цитрат натрия, гидрофосфат натрия, борная кислота, хлорид калия (квалификация "чда", "осч"); Легкоплавкая агароза LMT (Bio-Rad, США), агароза LE Molecular Biology Grade (Promega, США); Глицерин (Sigma, США); Бромистый этидий (Bio-Rad, США); Дезоксинуклеозидтрифосфаты (Boehringer Manheim, Германия; Pharmacia, Швеция; Perkin Elmer, США); Акриламид (Bio-Rad, США); Бис-акриламид (Bio-Rad, США); Персульфат аммония (Bio-Rad, США), Тетраэтилметилендиамин (Bio-Rad, США); Этилендиаминтетраацетат (ЭДТА) (Sigma, США); Хлорид магния (Promega, США); Трис-(гидроксиметил)аминометан (TRIZMA base) (Sigma, США); Этанол (95%, осч); изопропиловый спирт (осч).

1.4. Готовые наборы реактивов

Набор реактивов для выделения плазмидной ДНК "Wizard Plus SV Minipreps DNA Purification System" (Promega, США); Набор реактивов для очистки ПЦР продуктов "Wizard PCR Preps DNA Purification System" (Promega, USA); Набор реактивов для клонирования продуктов ПЦР "pGEM-T Vector System" (Promega, США); Набор реактивов для мечения методом "рассеяной затравки" "Prime-a-Gene Labeling System" (Promega, США); Набор реактивов для определения первичной структуры нуклеиновых кислот "AutoRead™ Sequencing Kit" (Amersham Pharmacia Biotech Inc.).

1.5. Препараты, меченые радиоактивными изотопами а-32Р] ATP (>5000 Ки/ммоль) - ГНЦ РФ ФЭИ Обнинск, Россия.

1.6. Ферменты

Термостабильная ДНК-полимераза Thermus aquaticus (5 ед/мкл; ИБХ, Россия), эндонуклеаза рестрикции Alul (10 ед/мкл; Promega, США), Т4 ДНК-лигаза (3 ед/мкл; Promega, США), большая субъединица ДНК-полимеразы 1 E.coli (5 ед/мкл; Promega, США), протеиназа К (Sigma Aldrich, США), РНКаза Н (Sigma Aldrich, США).

1.7. Олигонуклеотиды

В работе использовали олигонуклеотидные праймеры, синтезированные на синтезаторе ASM U05438 В. К. Потаповым и Н. В. Скапцовой. Структура праймеров и их характеристика представлены в таблице 17.

1.8. Микробиологические среды

Среда LB (Luria-Bertani). Расстворить 10 г бакто-триптона, 5 г бакто-дрожжевого экстракта и 10 г NaCl в 1 л воды. Довести pH до 7.5 с помощью NaOH. Проавтоклавировать. Хранить при комнатной температуре.

Твердая среда. Перед автоклавированием в среду ЬВ добавить (в расчете на 1 л) 15 г бакто-агара. При приготовлении чашек, прежде чем добавлять антибиотик, среду, содержащую агар, расплавить в кипящей водяной бане и остудить до температуры 55°С. Среду наливать в чашки прямо из сосуда по 30-35 мл на чашку Петри.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Фушан, Алексей Анатольевич, Москва

1. Abaev, I.V., Akimova, L.A., Shitov, V.T., Volozhantsev, N.V. and Svetoch, E.A., Transformation of pathogenic Pseudomonas by plasmid DNA], Mol Gen Mikrobiol Virusol (1992) 17-20.

2. Abramson, Т., Kedem, H. and Relman, D.A., Proinflammatory and proapoptotic activities associated with Bordetella pertussis filamentous hemagglutinin, Infect Immun, 69(2001)2650-8.

3. Alonso, S., Reveneau, N., Pethe, K. and Locht, С., Eighty-kilodalton N-terminal moiety of Bordetella pertussis filamentous hemagglutinin: adherence, immunogenicity, and protective role, Infect Immun, 70 (2002) 4142-7.

4. Altschul, S.F., Gish, W., Miller, W., Myers, E.W. and Lipman, D.J., Basic local alignment search tool, J Mol Biol, 215 (1990) 403-10.

5. Anuntagool, A., Intachote, P., Naigowit, P. and Sirisinha, S., Rapid antigen detection assay for identification of Burkholderia (Pseudomonas) pseudomallei infection, J Clin Microbiol, 34 (1996) 975-6.

6. Anuntagool, N,, Panichakul, T., Aramsri, P. and Sirisinha, S., Shedding of lipopolysaccharide and 200-kDa surface antigen during the in vitro growth of virulent Ara- and avirulent Ara+ Burkholderia pseudomallei, Acta Trop, 74 (2000) 221-8.

7. Anuntagool, N., Rugdech, P. and Sirisinha, S., Identification of specific antigens of Pseudomonas pseudomallei and evaluation of their efficacies for diagnosis of melioidosis, J Clin Microbiol, 31 (1993) 1232-6.

8. Anuntagool, N. and Sirisinha, S., Antigenic relatedness between Burkholderia pseudomallei and Burkholderia mallei, Microbiol Immunol, 46 (2002) 143-50.

9. Appassakij, H., Silpapojakul, K.R., Wansit, R. and Pornpatkul, M., Diagnostic value of the indirect hemagglutination test for melioidosis in an endemic area, Am J Trop Med Hyg, 42(1990) 248-53.

10. Arico, B., Nuti, S., Scarlato, V. and Rappuoli, R., Adhesion of Bordetella pertussis to eukaryotic cells requires a time-dependent export and maturation of filamentous hemagglutinin, Proc Natl Acad Sci USA, 90 (1993) 9204-8.

11. Ashdown, L.R., Rapid differentiation of Pseudomonas pseudomallei from Pseudomonas cepacia, LettAppl Microbiol, 14 (1992) 203-5.

12. Ashdown, L.R., Johnson, R.W., Koehler, J.M. and Cooney, C.A., Enzyme-linked immunosorbent assay for the diagnosis of clinical and subclinical melioidosis, J Infect Dis, 160(1989) 253-60.

13. Ashdown, L.R. and Koehler, J.M., Production of hemolysin and other extracellular enzymes by clinical isolates of Pseudomonas pseudomallei, J Clin Microbiol, 28 (1990) 2331-4.

14. Audia, J.P. and Foster, J.W., Acid shock accumulation of sigma S in Salmonella enterica involves increased translation, not regulated degradation, J Mo I Microbiol Biotechnol, 5 (2003) 17-28.

15. Audia, J.P., Webb, C.C. and Foster, J.W., Breaking through the acid barrier: an orchestrated response to proton stress by enteric bacteria, IntJMed Microbiol, 291 (2001) 97-106.

16. Ball, G., Durand, E., Lazdunski, A. and Filloux, A., A novel type II secretion system in Pseudomonas aeruginosa, Mol Microbiol, 43 (2002) 475-85.

17. Barnes, J.L., Ulett, G.C., Ketheesan, N., Clair, T., Summers, P.M. and Hirst, R.G., Induction of multiple chemokine and colony-stimulating factor genes in experimental Burkholderia pseudomallei infection, Immunol Cell Biol, 79 (2001) 490-501.

18. Bauernfeind, A., Roller, C., Meyer, D., Jungwirth, R. and Schneider, I., Mojecular procedure for rapid detection of Burkholderia mallei and Burkholderia pseudomallei, J Clin Microbiol, 36 (1998) 2737-41.

19. Beeker, A., Van de Stadt, K.D. and Bakker, K., Melioidosis, NethJMed, 54 (1999) 76-9.

20. Belyi, Y., Intracellular parasitism and molecular determinants of Legionella virulence, Int Microbiol, 2 (1999) 145-54.

21. Brett, P. J., Deshazer, D. and Woods, D.E., Characterization of Burkholderia pseudomallei and Burkholderia pseudomallei-like strains, Epidemiol Infect, 118 (1997) 137-48.

22. Brett, P.J., DeShazer, D. and Woods, D.E., Burkholderia thailandensis sp. nov., a Burkholderia pseudomallei-like species, Int J Syst Bacteriol, 48 Pt 1 (1998) 317-20.

23. Brett, P.J. and Woods, D.E., Pathogenesis of and immunity to melioidosis, Acta Trop, 74 (2000) 201-10.

24. Brook, M.D., Currie, B. and Desmarchelier, P.M., Isolation and identification of Burkholderia pseudomallei from soil using selective culture techniques and the polymerase chain reaction, JAppl Microbiol, 82 (1997) 589-96.

25. Brown, A.E., Dance, D.A., Chaowagul, W., Webster, H.K. and White, N.J., Activation of cellular immune responses in melioidosis patients as assessed by urinary neopterin, Trans R Soc Trop MedHyg, 84 (1990) 583-4.

26. Brown, N.F. and Beacham, I.R., Cloning and analysis of genomic differences unique to Burkholderia pseudomallei by comparison with B. thailandensis, J Med Microbiol, 49 (2000)993-1001.

27. Brown, N.F., Boddey, J.A., Flegg, C.P. and Beacham, I.R., Adherence of Burkholderia pseudomallei cells to cultured human epithelial cell lines is regulated by growth temperature, Infect Immun, 70 (2002) 974-80.

28. Brown, N.F., Lew, A.E. and Beaeham, I.R., Identification of new transposable genetic elements in Burkholderia pseudomallei using subtractive hybridisation, FEMS Microbiol Lett, 183 (2000) 73-9.

29. Brown, P.K. and Curtiss, R., 3rd, Unique chromosomal regions associated with virulence of an avian pathogenic Escherichia coli strain, Proc Natl Acad Sci US A, 93 (1996) 11149-54.

30. Brown, P.O. and Botstein, D., Exploring the new world of the genome with DNA microarrays, Nat Genet, 21 (1999) 33-7.

31. Burkholder, W.H., Three bacterial plant pathogens: Phytomonas caryophylli sp. n., Phytomonas alliicola sp. n. & Phytomonas manihotis (Arthaud-Bethet et Bondar) Viegas, Phytopathology, 32 (1942) 141-149.

32. Burrows, L.L., Charter, D.F. and Lam, J.S., Molecular characterization of the Pseudomonas aeruginosa serotype 05 (PAOl) B-band lipopolysaccharide gene cluster, Mol Microbiol, 22 (1996) 481-95.

33. Burtnick, M.N., Brett, P.J. and Woods, D.E., Molecular and physical characterization of Burkholderia mallei O antigens, J Bacterid, 184 (2002) 849-52.

34. Burtnick, M.N. and Woods, D.E., Isolation of polymyxin B-susceptible mutants of Burkholderia pseudomallei and molecular characterization of genetic loci involved in polymyxin B resistance, Antimicrob Agents Chemother, 43 (1999) 2648-56.

35. Butterton, J.R., Choi, M.H., Watnick, P.I., Carroll, P.A. and Calderwood, S.B., Vibrio cholerae VibF is required for vibriobactin synthesis and is a member of the family of nonribosomal peptide synthetases, JBacteriol, 182 (2000) 1731-8.

36. Carmel-Harel, O. and Storz, G., Roles of the glutathione- and thioredoxin-dependent reduction systems in the Escherichia coli and saccharomyces cerevisiae responses to oxidative stress, Annu Rev Microbiol, 54 (2000) 439-61.

37. CDC, Laboratory-acquired human glanders—Maryland, Morb Mortal Wkly Rep, 49 (2000) 532-535.

38. Chaowagul, W., Suputtamongkol, Y., Dance, D.A., Rajchanuvong, A., Pattara-arechachai, J. and White, N.J., Relapse in melioidosis: incidence and risk factors, J Infect Dis, 168(1993) 1181-5.

39. Cheung, T.K., Ho, P.L., Woo, P.C., Yuen, K.Y. and Chau, P.Y., Cloning and expression of class A beta-lactamase gene blaA(BPS) in Burkholderia pseudomallei, Antimicrob Agents Chemother, 46 (2002) 1132-5.

40. Christenson, J.C., Welch, D.F., Mukwaya, G., Muszynski, M.J., Weaver, R.E. and Brenner, D.J., Recovery of Pseudomonas gladioli from respiratory tract specimens of patients with cystic fibrosis, J Clin Microbiol, 27 (1989) 270-3.

41. Chua, K.L., Chan, Y.Y. and Gan, Y.H., Flagella are virulence determinants of Burkholderia pseudomallei, Infect Immun, 71 (2003) 1622-9.

42. Coenye, T., Vandamme, P., Govan, J.R. and LiPuma, J.J., Taxonomy and identification of the Burkholderia cepacia complex, J Clin Microbiol, 39 (2001) 3427-36.

43. Comfort, D. and Clubb, R.T., A comparative genome analysis identifies distinct sorting pathways in gram-positive bacteria, Infect Immun, 72 (2004) 2710-22.

44. Costerton, W., Veeh, R., Shirtliff, M., Pasmore, M., Post, C. and Ehrlich, G., The application of biofilm science to the study and control of chronic bacterial infections, J Clin Invest, 112 (2003) 1466-77.

45. Coutte, L., Alonso, S., Reveneau, N., Willery, E., Quatannens, B., Locht, C. and Jacob-Dubuisson, F., Role of adhesin release for mucosal colonization by a bacterial pathogen, J Exp Med, 197 (2003) 735-42.

46. Currie, B J., Fisher, D.A., Howard, D.M., Burrow, J.N., Selvanayagam, S., Snelling, P.L., Anstey, N.M. and Mayo, M .J., The epidemiology of melioidosis in Australia and Papua New Guinea, Acta Trop, 74 (2000) 121-7.

47. Dance, D.A., Melioidosis: the tip of the iceberg?, Clin Microbiol Rev, 4 (1991) 52-60.

48. Dance, D.A., Ecology of Burkholderia pseudomallei and the interactions between environmental Burkholderia spp. and human-animal hosts, Acta Trop, 74 (2000) 159-68.

49. Dance, D.A., Melioidosis as an emerging global problem, Acta Trop, 74 (2000) 115-9.

50. Dance, D.A., White, N.J., Suputtamongkol, Y., Wattanagoon, Y., Wuthiekanun, V. and Chaowagul, W., The use of bone marrow culture for the diagnosis of melioidosis, Trans R Soc Trop MedHyg, 84 (1990) 585-7.

51. Dance, D.A., Wuthiekanun, V., Chaowagul, W., Suputtamongkol, Y. and White, N.J., Development of resistance to ceftazidime and co-amoxiclav in Pseudomonas pseudomallei, JAntimicrob Chemother, 28 (1991) 321-4.

52. Dance, D.A., Wuthiekanun, V., Chaowagul, W. and White, N.J., The antimicrobial susceptibility of Pseudomonas pseudomallei. Emergence of resistance in vitro and during treatment, JAntimicrob Chemother, 24 (1989) 295-309.

53. Dance, D.A., Wuthiekanun, V., Naigowit, P. and White, N.J., Identification of Pseudomonas pseudomallei in clinical practice: use of simple screening tests and API 20NE, J Clin Pathol, 42 (1989) 645-8.

54. DARLAND, G., Principal Component Analysis of Infraspecific Variation in Bacteria, APPLIED MICROBIOLOGY, 30 (1975) 282-9.

55. Dejsirilert, S., Kondo, E., Chiewsilp, D. and Kanai, K., Growth and survival of Pseudomonas pseudomallei in acidic environments, JpnJMedSci Biol, 44 (1991) 63-74.

56. Desakorn, V., Smith, M.D., Wuthiekanun, V., Dance, D.A., Aucken, H., Suntharasamai, P., Rajchanuwong, A. and White, N.J., Detection of Pseudomonas pseudomallei antigen in urine for the diagnosis of melioidosis, Am J Trop MedHyg, 51 (1994) 627-33.

57. DeShazer, D., Genomic diversity of Burkholderia pseudomallei clinical isolates: subtractive hybridization reveals a Burkholderia mallei-specific prophage in B. pseudomallei 1026b, JBacteriol, 186 (2004) 3938-50.

58. DeShazer, D., Brett, P.J., Burtnick, M.N. and Woods, D.E., Molecular characterization of genetic loci required for secretion of exoproducts in Burkholderia pseudomallei, J Bacteriol, 181 (1999)4661-4.

59. DeShazer, D., Brett, PJ., Carlyon, R. and Woods, D.E., Mutagenesis of Burkholderia pseudomallei with Tn5-OT182: isolation of motility mutants and molecular characterization of the flagellin structural gene, JBacteriol, 179 (1997) 2116-25.

60. DeShazer, D., Brett, P.J. and Woods, D.E., The type II O-antigenic polysaccharide moiety of Burkholderia pseudomallei lipopolysaccharide is required for serum resistance and virulence, Mol Microbiol, 30 (1998) 1081-100.

61. Dharakul, T., Songsivilai, S., Viriyachitra, S., Luangwedchakarn, V., Tassaneetritap, B. and Chaowagul, W., Detection of Burkholderia pseudomallei DNA in patients with septicemic melioidosis, J Clin Microbiol, 34 (1996) 609-14.

62. Donlan, R.M. and Costerton, J.W., Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms, Clin Microbiol Rev, 15 (2002) 167-93.

63. Edwards, R.A., Olsen, G.J. and Maloy, S.R., Comparative genomics of closely related salmonellae, Trends Microbiol, 10 (2002) 94-9.

64. Egan, A.M. and Gordon, D.L., Burkholderia pseudomallei activates complement and is ingested but not killed by polymorphonuclear leukocytes, Infect Immun, 64 (1996) 49529.

65. Eickhoff, T.C., Bennett, J.V., Hayes, P.S. and Feeley, J., Pseudomonas pseudomallei: susceptibility to chemotherapeutic agents, J Infect Dis, 121 (1970) 95-102.

66. Eisen, M.B., Spellman, P.T., Brown, P.O. and Botstein, D., Cluster analysis and display of genome-wide expression patterns, Proc Natl Acad Sci USA, 95 (1998) 14863-8.

67. Espinosa, A. and Alfano, J.R., Disabling surveillance: bacterial type III secretion system effectors that suppress innate immunity, Cell Microbiol, 6 (2004) 1027-40.

68. Estrada-De Los Santos, P., Bustillos-Cristales, R. and Caballero-Mellado, J., Burkholderia, a genus rich in plant-associated nitrogen fixers with wide environmental and geographic distribution, Appl Environ Microbiol, 67 (2001) 2790-8.

69. Felsenstein, J., PHYLIP Phylogeny Inference Package (Version 3.2), Cladistics, 5 (1989) 164-6.

70. Fitch, W.M. and Margoliash, E., Construction of phylogenetic trees, Science, 155 (1967) 279-84.

71. Fleiszig, S.M., Arora, S.K., Van, R. and Ramphal, R., FlhA, a component of the flagellum assembly apparatus of Pseudomonas aeruginosa, plays a role in internalization by corneal epithelial cells, Infect Immun, 69 (2001) 4931-7.

72. Fournier, J. and Chambón, L., La Melioidose et la Bacille de Whitmore. Paris: Editions Medicales Flammarion, 1958.

73. Godfrey, A.J., Wong, S., Dance, D.A., Chaowagul, W. and Bryan, L.E., Pseudomonas pseudomallei resistance to beta-lactam antibiotics due to alterations in the chromosomally encoded beta-lactamase, Antimicrob Agents Chemother, 35 (1991) 163540.

74. Grkovic, S., Brown, M.H. and Skurray, R.A., Regulation of bacterial drug export systems, Microbiol Mol Biol Rev, 66 (2002) 671-701, table of contents.

75. Groisman, E.A. and Ochman, H., Pathogenicity islands: bacterial evolution in quantum leaps, Cell, 87 (1996) 791-4.

76. Guiney, D.G., Regulation of bacterial virulence gene expression by the host environment, J Clin Invest, 99 (1997) 565-9.

77. Haase, A., Brennan, M., Barrett, S., Wood, Y., Huffam, S., O'Brien, D. and Currie, B., Evaluation of PCR for diagnosis of melioidosis, J Clin Microbiol, 36 (1998) 1039-41.

78. Haase, A., Janzen, J., Barrett, S. and Currie, B., Toxin production by Burkholderia pseudomallei strains and correlation with severity of melioidosis, J Med Microbiol, 461997) 557-63.

79. Hacker, J., Blum-Oehler, G., Muhldorfer, I. and Tschape, H., Pathogenicity islands of virulent bacteria: structure, function and impact on microbial evolution, Mol Microbiol, 23 (1997) 1089-97.

80. Hacker, J. and Carniel, E., Ecological fitness, genomic islands and bacterial pathogenicity. A Darwinian view of the evolution of microbes, EMBO Rep, 2 (2001) 376-81.

81. Hacker, J. and Kaper, J.B., Pathogenicity islands and the evolution of microbes, Annu Rev Microbiol, 54 (2000) 641-79.

82. Hagen, R.M., Gauthier, Y.P., Sprague, L.D., Vidal, D.R., Zysk, G., Finke, E.J. and Neubauer, H., Strategies for PCR based detection of Burkholderia pseudomallei DNA in paraffin wax embedded tissues, Mol Pathol, 55 (2002) 398-400.

83. Harb, O.S., Gao, L.Y. and Abu Kwaik, Y., From protozoa to mammalian cells: a new paradigm in the life cycle of intracellular bacterial pathogens, Environ Microbiol, 2 (2000) 251-65.

84. Harley, V.S., Dance, D.A., Drasar, B.S. and Tovey, G., Effects of Burkholderia pseudomallei and other Burkholderia species on eukaryotic cells in tissue culture, Microbios, 96 (1998) 71-93.

85. Harley, V.S., Dance, D.A., Tovey, G., McCrossan, M.V. and Drasar, B.S., An ultrastructural study of the phagocytosis of Burkholderia pseudomallei, Microbios, 941998)35-45.

86. Haussler, S., Nimtz, M., Domke, T., Wray, V. and Steinmetz, I., Purification and characterization of a cytotoxic exolipid of Burkholderia pseudomallei, Infect Immun, 66 (1998) 1588-93.

87. Haussler, S., Rohde, M., von Neuhoff, N., Nimtz, M. and Steinmetz, I., Structural and functional cellular changes induced by Burkholderia pseudomallei rhamnolipid, Infect Immun, 71 (2003) 2970-5.

88. Heine, H.S., England, M.J., Waag, D.M. and Byrne, W.R., In vitro antibiotic susceptibilities of Burkholderia mallei (causative agent of glanders) determined by broth microdilution and E-test, Antimicrob Agents Chemother, 45 (2001) 2119-21.

89. Heng, B.H., Goh, K.T., Yap, E.H., Loh, H. and Yeo, M., Epidemiological surveillance of melioidosis in Singapore, Ann Acad Med Singapore, 27 (1998) 478-84.

90. Hengge-Aronis, R., Signal transduction and regulatory mechanisms involved in control of the sigma(S) (RpoS) subunit of RNA polymerase, Microbiol Mol Biol Rev, 66 (2002) 373-95, table of contents.

91. Ho, P.L., Cheung, T.K., Yam, W.C. and Yuen, K.Y., Characterization of a laboratory-generated variant of BPS beta-lactamase from Burkholderia pseudomallei that hydrolyses ceftazidime, J Antimicrob Chemother, 50 (2002) 723-6.

92. Holland, D.J., Wesley, A., Drinkovic, D. and Currie, B.J., Cystic Fibrosis and Burkholderia pseudomallei Infection: An Emerging Problem?, Clin Infect Dis, 35 (2002) el38-40.

93. Holmes, A., Govan, J. and Goldstein, R., Agricultural use of Burkholderia (Pseudomonas) cepacia: a threat to human health?, Emerg Infect Dis, 4 (1998) 221-7.

94. Horn, J.K., Bacterial agents used for bioterrorism, Surg Infect (Larchmt), 4 (2003) 281-7.

95. Howe, C. and Miller, W.R., Human glanders: report of six cases, Ann Intern Med, 26 (1947) 93-115.

96. Hu, F.P. and Young, J.M., Biocidal activity in plant pathogenic Acidovorax, Burkholderia, Herbaspirillum, Ralstonia and Xanthomonas spp, J Appl Microbiol, 84 (1998)263-71.

97. Hueck, C.J., Type III protein secretion systems in bacterial pathogens of animals and plants, Microbiol Mol Biol Rev, 62 (1998) 379-433.

98. Inglis, T.J., Chiang, D., Lee, G.S. and Chor-Kiang, L., Potential misidentifieation of Burkholderia pseudomallei by API 20NE, Pathology, 30 (1998) 62-4.

99. Inglis, T.J., Golledge, C.L., Clair, A. and Harvey, J., Case report: recovery from persistent septicemic melioidosis, Am J Trop MedHyg, 65 (2001) 76-82.

100. Inglis, T.J., O'Reilly, L., Foster, N., Clair, A. and Sampson, J., Comparison of rapid, automated ribotyping and DNA macrorestriction analysis of Burkholderia pseudomallei, J Clin Microbiol, 40 (2002) 3198-203.

101. Inglis, T.J., Robertson, T., Woods, D.E., Dutton, N. and Chang, B.J., Flagellum-mediated adhesion by Burkholderia pseudomallei precedes invasion of Acanthamoeba astronyxis, Infect Immun, 71 (2003) 2280-2.

102. Ip, M., Osterberg, L.G., Chau, P.Y. and Raffin, T.A., Pulmonary melioidosis, Chest, 108 (1995) 1420-4.

103. Ishibashi, Y., Claus, S. and Relman, D.A., Bordetella pertussis filamentous hemagglutinin interacts with a leukocyte signal transduction complex and stimulates bacterial adherence to monocyte CR3 (CD1 lb/CD18), J Exp Med, 180 (1994) 1225-33.

104. Ishibashi, Y. and Nishikawa, A., Bordetella pertussis infection of human respiratory epithelial cells up-regulates intercellular adhesion molecule-1 expression: role of filamentous hemagglutinin and pertussis toxin, Microb Pathog, 33 (2002) 115-25.

105. Ishibashi, Y., Relman, D.A. and Nishikawa, A., Invasion of human respiratory epithelial cells by Bordetella pertussis: possible role for a filamentous hemagglutinin Arg-Gly-Asp sequence and alpha5betal integrin, Microb Pathog, 30 (2001) 279-88.

106. Jacob-Dubuisson, F., Kehoe, B., Willery, E., Reveneau, N., Locht, C. and Relman, D.A., Molecular characterization of Bordetella bronchiseptica filamentous haemagglutinin and its secretion machinery, Microbiology, 146 (Pt 5) (2000) 1211-21.

107. Jones, A.L., Beveridge, T.J. and Woods, D.E., Intracellular survival of Burkholderia pseudomallei, Infect Immun, 64 (1996) 782-90.

108. Kanai, K. and Kondo, E., Recent advances in biomedical sciences of Burkholderia pseudomallei (basonym: Pseudomonas pseudomallei), Jpn J Med Sci Biol, 47 (1994) 145.

109. Kaufman, L. and Rousseeuw, P., Finding groups in data: An introduction to cluster analysis, John Wiley and Sons, New York, NY, 1990.

110. Kenny, D.J., Russell, P., Rogers, D., Eley, S.M. and Titball, R.W., In vitro susceptibilities of Burkholderia mallei in comparison to those of other pathogenic Burkholderia spp, Antimicrob Agents Chemother, 43 (1999) 2773-5.

111. Khrapova, N.P., Tikhonov, N.G. and Prokhvatilova, Y.V., Detection of glycoprotein of Burkholderia pseudomallei, Emerg Infect Dis, 4 (1998) 336-7.

112. Kinnear, S.M., Marques, R.R. and Carbonetti, N.H., Differential regulation of Bvg-activated virulence factors plays a role in Bordetella pertussis pathogenicity, Infect Immun, 69 (2001) 1983-93.

113. Kleinkauf, H. and Von Dohren, H., A nonribosomal system of peptide biosynthesis, Eur JBiochem, 236 (1996) 335-51.

114. Koponen, M.A., Zlock, D., Palmer, D.L. and Merlin, T.L., Melioidosis. Forgotten, but not gone!, Arch Intern Med, 151 (1991) 605-8.

115. Kunakorn, M., Boonma, P., Khupulsup, K. and Petchclai, B., Enzyme-linked immunosorbent assay for immunoglobulin M specific antibody for the diagnosis of melioidosis, J Clin Microbiol, 28 (1990) 1249-53.

116. Kunakorn, M. and Markham, R.B., Clinically practical seminested PCR for Burkholderia pseudomallei quantitated by enzyme immunoassay with and without solution hybridization, J Clin Microbiol, 33 (1995) 2131-5.

117. Lee, V.T. and Schneewind, O., Protein secretion and the pathogenesis of bacterial infections, Genes Dev, 15 (2001) 1725-52.

118. Leelarasamee, A., Recent development in melioidosis, Curr Opin Infect Dis, 17 (2004) 131-6.

119. Lehavi, O., Aizenstien, O., Katz, L.H. and Hourvitz, A., Glanders—a potential disease for biological warfare in humans and animals], Harefuah, 141 Spec No (2002) 88-91, 119.

120. Lew, A.E. and Desmarchelier, P.M., Molecular typing of Pseudomonas pseudomallei: restriction fragment length polymorphisms of rRNA genes, J Clin Microbiol, 31 (1993) 533-9.

121. Lew, A.E. and Desmarchelier, P.M., Detection of Pseudomonas pseudomallei by PCR and hybridization, J Clin Microbiol, 32 (1994) 1326-32.

122. Lillehoj, E.P., Kim, B.T. and Kim, K.C., Identification of Pseudomonas aeruginosa flagellin as an adhesin for Mucl mucin, Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol, 282 (2002) L751-6.

123. Liu, B., Koo, G.C., Yap, E.H., Chua, K.L. and Gan, Y.H., Model of differential susceptibility to mucosal Burkholderia pseudomallei infection, Infect Immun, 70 (2002) 504-11.

124. Livermore, D.M., Chau, P.Y., Wong, A.I. and Leung, Y.K., beta-Lactamase of Pseudomonas pseudomallei and its contribution to antibiotic resistance, JAntimicrob Chemother, 20 (1987) 313-21.

125. Locht, C., Bertin, P., Menozzi, F.D. and Renauld, G., The filamentous haemagglutinin, a multifaceted adhesion produced by virulent Bordetella spp, Mol Microbiol, 9 (1993) 65360.

126. Lowe, P., Engler, C. and Norton, R., Comparison of automated and nonautomated systems for identification of Burkholderia pseudomallei, J Clin Microbiol, 40 (2002) 4625-7.

127. Mack, K. and Titball, R.W., The detection of insertion sequences within the human pathogen Burkholderia pseudomallei which have been identified previously in Burkholderia cepacia, FEMS Microbiol Lett, 162 (1998) 69-74.

128. Mackiewicz, P., Zakrzewska-Czerwinska, J., Zawilak, A., Dudek, M.R. and Cebrat, S., Where does bacterial replication start? Rules for predicting the oriC region, Nucleic Acids Res, 32 (2004) 3781-91.

129. Macpherson, D.F., Manning, P.A. and Morona, R., Characterization of the dTDP-rhamnose biosynthetic genes encoded in the rfb locus of Shigella flexneri, Mol Microbiol, 11 (1994) 281-92.

130. Mahairas, G.G., Sabo, P.J., Hickey, M.J., Singh, D.C. and Stover, C.K., Molecular analysis of genetic differences between Mycobacterium bovis BCG and virulent M. bovis, JBacteriol, 178 (1996) 1274-82.

131. Mahillon, J. and Chandler, M., Insertion sequences, Microbiol Mol Biol Rev, 62 (1998) 725-74.

132. Manzeniuk, O., Volozhantsev, N.V. and Svetoch, E.A., Identification of the bacterium Pseudomonas mallei using Pseudomonas pseudomallei bacteriophages], Mikrobiologiia, 63 (1994) 537-44.

133. Marmur, J., A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from microorganisms, J. Mol. Biol., 3 (1961) 208-18.

134. Masoud, H., Ho, M., Schollaardt, T. and Perry, M.B., Characterization of the capsular polysaccharide of Burkholderia (Pseudomonas) pseudomallei 304b, JBacteriol, 179 (1997) 5663-9.

135. Mays, E.E. and Ricketts, E.A., Melioidosis: recrudescence associated with bronchogenic carcinoma twenty-six years following initial geographic exposure, Chest, 68 (1975) 2613.

136. McLoughlin, T.J., Quinn, J.P., Bettermann, A. and Bookland, R., Pseudomonas cepacia suppression of sunflower wilt fungus and role of antifungal compounds in controlling the disease, Appl Environ Microbiol, 58 (1992) 1760-3.

137. Menozzi, F.D., Mutombo, R., Renauld, G., Gantiez, C., Hannah, J.H., Leininger, E., Brennan, M.J. and Locht, C., Heparin-inhibitable lectin activity of the filamentous hemagglutinin adhesin of Bordetella pertussis, Infect Immun, 62 (1994) 769-78.

138. Merkel, T.J., Stibitz, S., Keith, J.M., Leef, M. and Shahin, R., Contribution of regulation by the bvg locus to respiratory infection of mice by Bordetella pertussis, Infect Immun, 66(1998) 4367-73.

139. Messer, W., The bacterial replication initiator DnaA. DnaA and oriC, the bacterial mode to initiate DNA replication, FEMS Microbiol Rev, 26 (2002) 355-74.

140. Miche, L., Faure, D., Blot, M., Cabanne-Giuli, E. and Balandreau, J., Detection and activity of insertion sequences in environmental strains of Burkholderia, Environ Microbiol, 3 (2001) 766-73.

141. Milton, H. and Saier, J.R., A Functional-Phylogenetic Classification System for Transmembrane Solute Transporters, Microbiology and Molecular Biology Reviews (2000)354-411.

142. Mitchell, R.E. and Teh, K.L., Antibacterial iminopyrrolidines from Burkholderia plantarii, a bacterial pathogen of rice, Org Biomol Chem, 3 (2005) 3540-3.

143. Mitsuyama, M., Escape mechanism of intracellular parasitic bacteria and prospect of new approach to infection control], Nippon Rinsho, 59 (2001) 1013-21.

144. Miyagi, K., Kawakami, K. and Saito, A., Role of reactive nitrogen and oxygen intermediates in gamma interferon-stimulated murine macrophage bactericidal activity against Burkholderia pseudomallei, Infect Immun, 65 (1997) 4108-13.

145. Moore, R.A., DeShazer, D., Reckseidler, S., Weissman, A. and Woods, D.E., Efflux-mediated aminoglycoside and macrolide resistance in Burkholderia pseudomallei, Antimicrob Agents Chemother, 43 (1999) 465-70.

146. Morschhauser, J., Kohler, G., Ziebuhr, W., Blum-Oehler, G., Dobrindt, U. and Hacker, J., Evolution of microbial pathogens, Philos Trans R Soc LondB Biol Sci, 355 (2000) 695704.

147. Mueller, J.G., Devereux, R., Santavy, D.L., Lantz, S.E., Willis, S.G. and Pritchard, P.H., Phylogenetic and physiological comparisons of PAH-degrading bacteria from geographically diverse soils, Antonie Van Leeuwenhoek, 71 (1997) 329-43.

148. Naigowit, P., Maneeboonyoung, W., Wongroonsub, P., Chaowagul, V. and Kanai, K., Serosurveillance for Pseudomonas pseudomallei infection in Thailand, Jpn J Med Sci Biol, 45 (1992) 215-30.

149. Navas, E., Problems associated with potential massive use of antimicrobial agents as prophylaxis or therapy of a bioterrorist attack, Clin Microbiol Infect, 8 (2002) 534-9.

150. Neilan, B.A., Dittmann, E., Rouhiainen, L., Bass, R.A., Schaub, V., Sivonen, K. and Borner, T., Nonribosomal peptide synthesis and toxigenicity of cyanobacteria, J Bacteriol, 181 (1999)4089-97.

151. Nielsen, H., Engelbrecht, J., Brunak, S. and von Heijne, G., A neural network method for identification of prokaryotic and eukaryotic signal peptides and prediction of their cleavage sites, Int J Neural Syst, 8 (1997) 581-99.

152. Niumsup, P. and Wuthiekanun, V., Cloning of the class D beta-lactamase gene from Burkholderia pseudomallei and studies on its expression in ceftazidime-susceptible and -resistant strains, JAntimicrob Chemother, 50 (2002) 445-55.

153. Normark, B.H. and Normark, S., Evolution and spread of antibiotic resistance, J Intern Med, 252 (2002)91-106.

154. O'Carroll, M.R., Kidd, T.J., Coulter, C., Smith, H.V., Rose, B.R., Harbour, C. and Bell, S.C., Burkholderia pseudomallei: another emerging pathogen in cystic fibrosis, Thorax, 58 (2003) 1087-91.

155. Ochman, H., Lawrence, J.G. and Groisman, E.A., Lateral gene transfer and the nature of bacterial innovation, Nature, 405 (2000) 299-304.

156. Ochman, H. and Moran, N.A., Genes lost and genes found: evolution of bacterial pathogenesis and symbiosis, Science, 292 (2001) 1096-9.

157. Ong, C., Ooi, C.H., Wang, D., Chong, H., Ng, K.C., Rodrigues, F., Lee, M.A. and Tan, P., Patterns of large-scale genomic variation in virulent and avirulent Burkholderia species, Genome Res, 14(2004)2295-307.

158. O'Quinn, A.L., Wiegand, E.M. and Jeddeloh, J.A., Burkholderia pseudomallei kills the nematode Caenorhabditis elegans using an endotoxin-mediated paralysis, Cell Microbiol, 3 (2001) 381-93.

159. Parke, J.L. and Gurian-Sherman, D., Diversity of the Burkholderia cepacia complex and implications for risk assessment of biological control strains, Annu Rev Phytopathol, 39 (2001) 225-58.

160. Perret, J.L., Vidal, D. and Thibault, F., Pulmonary melioidosis], Rev Pneumol Clin, 54 (1998) 365-72.

161. Perry, M.B., MacLean, L.L., Schollaardt, T., Bryan, L.E. and Ho, M., Structural characterization of the lipopolysaccharide O antigens of Burkholderia pseudomallei, Infect Immun, 63 (1995) 3348-52.

162. Peters, M.K., Piven, N.N., Iliukhin, V.I. and Barkov, A.M., The nature of changes in the antigenic spectrum of the causative agent of melioidosis during animal passage], Zh Mikrobiol Epidemiol Immunobiol (1983) 47-50.

163. Petkanjanapong, V., Naigowit, P., Kondo, E. and Kanai, K., Use of endotoxin antigens in enzyme-linked immunosorbent assay for the diagnosis of P. pseudomallei infections (melioidosis), Asian Pac J Allergy Immunol, 10(1992) 145-50.

164. Phung, L.V., Han, Y., Oka, S., Hotta, H., Smith, M.D., Theeparakun, P., Yabuuchi, E. and Yano, I., Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) using a glycolipid antigen for the serodiagnosis of melioidosis, FEMS Immunol Med Microbiol, 12 (1995) 259-64.

165. Pitt, T.L., Pseudomonas mallei and P. pseudomallei. In M.T. Parker and L.H. Collier (Eds.), Principles of Bacteriology, BC Decker Inc., Philadelphia, 1990, pp. 265-8.

166. Pitt, T.L., Aucken, H. and Dance, D.A., Homogeneity of lipopolysaccharide antigens in Pseudomonas pseudomallei, J Infect, 25 (1992) 139-46.

167. Pitt, T.L. and Saunders, N.A., Molecular bacteriology: a diagnostic tool for the millennium, J Clin Pathol, 53 (2000) 71-5.

168. Pitt, T.L., Trakulsomboon, S. and Dance, D.A., Molecular phylogeny of Burkholderia pseudomallei, Acta Trop, 74 (2000) 181-5.

169. Piven, N.N. and Iliukhin, V.I., Antigenic structure of Pseudomonas pseudomallei], Zh Mikrobiol Epidemiol Immunobiol (1981) 78-82.

170. Pongsunk, S., Thirawattanasuk, N., Piyasangthong, N. and Ekpo, P., Rapid identification of Burkholderia pseudomallei in blood cultures by a monoclonal antibody assay, J Clin Microbiol, 37 (1999) 3662-7.

171. Poole, K., Multidrug efflux pumps and antimicrobial resistance in Pseudomonas aeruginosa and related organisms, JMol Microbiol Biotechnol, 3 (2001) 255-64.

172. Pospisil, L., Glanders-an eradicable disease—or a threat?], Cas Lek Cesk, 140 (2001) 752-4.

173. Putman, M., van Veen, H.W. and Konings, W.N., Molecular properties of bacterial multidrug transporters, Microbiol Mol Biol Rev, 64 (2000) 672-93.

174. Rainbow, L., Hart, C.A. and Winstanley, C., Distribution of type III secretion gene clusters in Burkholderia pseudomallei, B. thailandensis and B. mallei, J Med Microbiol, 51 (2002) 374-84.

175. Ramoni, M.F., Sebastiani, P. and Kohane, I.S., Cluster analysis of gene expression dynamics, Proc Natl Acad Sci US A, 99 (2002) 9121-6.

176. Ramsay, G., DNA chips: state-of-the art, Nat Biotechnol, 16 (1998) 40-4.

177. Rattanathongkom, A., Sermswan, R.W. and Wongratanacheewin, S., Detection of Burkholderia pseudomallei in blood samples using polymerase chain reaction, Mol Cell Probes, 11 (1997)25-31.

178. Rugdech, P., Anuntagool, N. and Sirisinha, S., Monoclonal antibodies to Pseudomonas pseudomallei and their potential for diagnosis of melioidosis, Am J Trop Med Hyg, 52 (1995)231-5.

179. Rutherford, K., Parkhill, J., Crook, J., Horsnell, T., Rice, P., Rajandream, M.A. and Barrell, B., Artemis: sequence visualization and annotation, Bioinformatics, 16 (2000) 944-5.

180. Saier, M.H., Jr., A functional-phylogenetic classification system for transmembrane solute transporters, Microbiol Mol Biol Rev, 64 (2000) 354-411.

181. Saier, M.H., Jr., Paulsen, I.T., Sliwinski, M.K., Pao, S.S., Skurray, R.A. and Nikaido, H., Evolutionary origins of multidrug and drug-specific efflux pumps in bacteria, Faseb J, 12 (1998) 265-74.

182. Saldanha, A.J., Java Treeview—extensible visualization of microarray data, Bioinformatics, 20 (2004) 3246-8.

183. Sandkvist, M., Biology of type II secretion, Molecular microbiology, 40 (2001) 271-83.

184. Sanford, J.P., Pseudomonas species (including melioidosis and glanders). In G.L. Mandell, J.R. Douglas and J.E. Bennett (Eds.), Principles and Practice of Infectious Diseases, Churchill Livingstone Inc., New York, 1990, pp. 1692-6.

185. Sauerwein, R.W., Lammers, J.W. and Horrevorts, A.M., Ceftazidime monotherapy for pulmonary melioidosis in a traveler returning from Thailand, Chest, 101 (1992) 555-7.

186. Schulin, T. and Steinmetz, I., Chronic melioidosis in a patient with cystic fibrosis, J Clin Microbiol, 39 (2001) 1676-7.

187. Schweizer, H.P., Efflux as a mechanism of resistance to antimicrobials in Pseudomonas aeruginosa and related bacteria: unanswered questions, Genet MolRes, 2 (2003) 48-62.

188. Sermswan, R.W., Wongratanacheewin, S., Anuntagool, N. and Sirisinha, S., Comparison of the polymerase chain reaction and serologic tests for diagnosis of septicemic melioidosis, Am J Trop MedHyg, 63 (2000) 146-9.

189. Sermswan, R.W., Wongratanacheewin, S., Tattawasart, U. and Wongwajana, S., Construction of a specific DNA probe for diagnosis of melioidosis and use as an epidemiological marker of Pseudomonas pseudomallei, Mol Cell Probes, 8 (1994) 1-9.

190. Sirisinha, S., Anuntagool, N., Dharakul, T., Ekpo, P., Wongratanacheewin, S., Naigowit, P., Petchclai, B., Thamlikitkul, V. and Suputtamongkol, Y., Recent developments in laboratory diagnosis of melioidosis, Acta Trop, 14 (2000) 235-45.

191. Sirisinha, S., Anuntagool, N., Intachote, P., Wuthiekanun, V., Puthucheary,'S.D., Vadivelu, J. and White, N.J., Antigenic differences between clinical and environmental isolates ofBurkholderia pseudomallei, Microbiol Immunol, 42 (1998) 731-7.

192. Smith, M.D., Angus, B J., Wuthiekanun, V. and White, N.J., Arabinose assimilation defines a nonvirulent biotype ofBurkholderia pseudomallei, Infect Immun, 65 (1997) 4319-21.

193. Smith, M.D., Wuthiekanun, V., Walsh, A.L. and White, N.J., Quantitative recovery of Burkholderia pseudomallei from soil in Thailand, Trans R Soc Trop MedHyg, 89 (1995) 488-90.

194. Sneath, P.H.A. and Sokal, R.R., Numerical Taxonomy The principles and practice of numerical classification, 2 edn., W.H. Freeman, San Francisco, CA, 1973, 573 pp.

195. So, S.Y., Chau, P.Y., Leung, Y.K., Lam, W.K. and Yu, D.Y., Successful treatment of melioidosis caused by a multiresistant strain in an immunocompromised host with third generation cephalosporins, Am Rev Respir Dis, 127 (1983) 650-4.

196. Sookpranee, T., Sookpranee, M., Mellencamp, M.A. and Preheim, L.C., Pseudomonas pseudomallei, a common pathogen in Thailand that is resistant to the bactericidal effects of many antibiotics, Antimicrob Agents Chemother, 35 (1991) 484-9.

197. Stachelhaus, T. and Marahiel, M.A., Modular structure of peptide synthetases revealed by dissection of the multifunctional enzyme GrsA, J Biol Chem, 270 (1995) 6163-9.

198. Stanton, A.T., A form of pseudo-tuberculosis in man caused by an organism of the hemorrhagic septicemia group, Stud Inst Med Res Kuala Lumpur, 14 (1917) 1-5.

199. Steinmetz, I., Rohde, M. and Brenneke, B., Purification and characterization of an exopolysaccharide of Burkholderia (Pseudomonas) pseudomallei, Infect Immun, 63 (1995) 3959-65.

200. Stevanin, T.M., Poole, R.K., Demoncheaux, E.A. and Read, R.C., Flavohemoglobin Hmp protects Salmonella enterica serovar typhimurium from nitric oxide-related killing by human macrophages, Infect Immun, 70 (2002) 4399-405.

201. Strathdee, C.A. and Johnson, W.M., Identification of epidemiologic markers for Neisseria meningitidis using difference analysis, Gene, 166 (1995) 105-10.

202. Strauss, J.M., Groves, M.G., Mariappan, M. and Ellison, D.W., Melioidosis in Malaysia. II. Distribution of Pseudomonas pseudomallei in soil and surface water, Am J Trop Med Hyg, 18 (1969) 698-702.

203. Suputtamongkol, Y., Kwiatkowski, D., Dance, D.A., Chaowagul, W. and White, N.J., Tumor necrosis factor in septicemic melioidosis, J Infect Dis, 165 (1992) 561-4.

204. Sura, T., Smith, M.D., Cowan, G.M., Walsh, A.L., White, N.J. and Krishna, S., Polymerase chain reaction for the detection of Burkholderia pseudomallei, Diagn Microbiol Infect Dis, 29 (1997) 121-7.

205. Tabacchioni, S., Bevivino, A., Chiarini, L., Visca, P. and Del Gallo, M., Characteristics of two rhizosphere isolates of Pseudomonas cepacia and their potential plant-growth-promoting activity, Microb Rel, 2 (1993) 161-168.

206. Thomas, A.D., Forbes-Faulkner, J. and Parker, M., Isolation of Pseudomonas pseudomallei from clay layers at defined depths, Am J Epidemiol, 110(1979) 515-21.

207. Thomas, A.D. and Forbes-Faulkner, J.C., Persistence of Pseudomonas pseudomallei in soil, Aust Vet J, 57 (1981) 535-6.

208. Thomas, A.D., Norton, J.H., Forbes-Faulkner, J.C. and Woodland, G., Melioidosis in an intensive piggery, Aust Vet J, 57 (1981) 144-5.

209. Tinsley, C.R. and Nassif, X., Analysis of the genetic differences between Neisseria meningitidis and Neisseria gonorrhoeae: two closely related bacteria expressing two different pathogenicities, Proc Natl Acad Sci US A, 93 (1996) 11109-14.

210. Tomich, M., Herfst, C.A., Golden, J.W. and Mohr, C.D., Role of flagella in host cell invasion by Burkholderia cepacia, Infect Immun, 70 (2002) 1799-806.

211. Tong, S., Yang, S., Lu, Z. and He, W., Laboratory investigation of ecological factors influencing the environmental presence of Burkholderia pseudomallei, Microbiol Immunol, 40 (1996) 451-3.

212. Ulett, G.C., Ketheesan, N. and Hirst, R.G., Cytokine gene expression in innately susceptible BALB/c mice and relatively resistant C57BL/6 mice during infection with virulent Burkholderia pseudomallei, Infect Immun, 68 (2000) 2034-42.

213. Ulrich, R.L. and DeShazer, D., Type III secretion: a virulence factor delivery system essential for the pathogenicity of Burkholderia mallei, Infect Immun, 72 (2004) 1150-4.

214. Vorachit, M., Lam, K., Jayanetra, P. and Costerton, J.W., Resistance of Pseudomonas pseudomallei growing as a biofilm on silastic discs to ceftazidime and co-trimoxazole, Antimicrob Agents Chemother, 37 (1993) 2000-2.

215. Vorachit, M., Lam, K., Jayanetra, P. and Costerton, J.W., Electron microscopy study of the mode of growth of Pseudomonas pseudomallei in vitro and in vivo, J Trop Med Hyg, 98(1995) 379-91.

216. Vuddhakul, V., Tharavichitkul, P., Na-Ngam, N., Jitsurong, S., Kunthawa, B., Noimay, P., Binla, A. and Thamlikitkul, V., Epidemiology of Burkholderia pseudomallei in Thailand, Am J Trop Med Hyg, 60 (1999) 458-61.

217. Walsh, A.L., Smith, M.D., Wuthiekanun, V., Suputtamongkol, Y., Desakorn, V., Chaowagul, W. and White, N.J., Immunofluorescence microscopy for the rapid diagnosis of melioidosis, J Clin Pathol, 47 (1994) 377-9.

218. Walsh, A.L. and Wuthiekanun, V., The laboratory diagnosis of melioidosis, Br J Biomed Sci, 53 (1996) 249-53.

219. Walsh, A.L., Wuthiekanun, V., Smith, M.D., Suputtamongkol, Y. and White, N.J., Selective broths for the isolation of Pseudomonas pseudomallei from clinical samples, Trans R Soc Trop Med Hyg, 89 (1995) 124.

220. White, N.J., Melioidosis, Lancet, 361 (2003) 1715-22.

221. Whitmore, A. and Krishnaswami, C.S., An account of the discovery of a hitherto undescribed infective disease occurring among the population of Rangoon, Indian Med Gaz, 47 (1912) 262.

222. Williams, J.G., Kubelik, A.R., Livak, K.J., Rafalski, J.A. and Tingey, S.V., DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers, Nucleic Acids Res, 18 (1990) 6531-5.

223. Winstanley, C. and Hart, C.A., Presence of type III secretion genes in Burkholderia pseudomallei correlates with Ara(-) phenotypes, J Clin Microbiol, 38 (2000) 883-5.

224. Wong, K.T., Vadivelu, J., Puthucheary, S.D. and Tan, K.L., An immunohistochemical method for the diagnosis of melioidosis, Pathology, 28 (1996) 188-91.

225. Wongratanacheewin, S., Amornpunt, S., Sermswan, R.W., Tattawasart, U. and Wongwajana, S., Use of culture-filtrated antigen in an ELISA and a dot immunoassay for the diagnosis of melioidosis, Southeast Asian J Trop Med Public Health, 26 (1995) 32934.

226. Woods, D.E., DeShazer, D., Moore, R.A., Brett, P.J., Burtnick, M.N., Reckseidler, S.L. and Senkiw, M.D., Current studies on the pathogenesis of melioidosis, Microbes Infect, 11999) 157-62.

227. Woods, D.E., Jeddeloh, J.A., Fritz, D.L. and DeShazer, D., Burkholderia thailandensis E125 harbors a temperate bacteriophage specific for Burkholderia mallei, J Bacterial, 184 (2002) 4003-17.

228. Wuthiekanun, V., Dance, D.A., Wattanagoon, Y., Supputtamongkol, Y., Chaowagul, W. and White, N.J., The use of selective media for the isolation of Pseudomonas pseudomallei in clinical practice, J Med Microbiol, 33 (1990) 121-6.

229. Wuthiekanun, V., Smith, M.D., Dance, D.A., Walsh, A.L., Pitt, T.L. and White, N.J., Biochemical characteristics of clinical and environmental isolates of Burkholderia pseudomallei, J Med Microbiol, 45 (1996) 408-12.

230. Wuthiekanun, V., Smith, M.D. and White, N.J., Survival of Burkholderia pseudomallei in the absence of nutrients, Trans R Soc Trop MedHyg, 89 (1995) 491.

231. Wuthiekanun, V., Suputtamongkol, Y., Simpson, A.J., Kanaphun, P. and White, N.J., Value of throat swab in diagnosis of melioidosis, J Clin Microbiol, 39 (2001) 3801-2.

232. Yabuuchi, E., Wang, L., Arakawa, M. and Yano, I., Survival of Pseudomonas pseudomallei strains at 5 degrees C, Kansenshogaku Zasshi, 67 (1993) 331-5.

233. Yanai, I., Derti, A. and DeLisi, C., Genes linked by fusion events are generally of the same functional category: a systematic analysis of 30 microbial genomes, Proc Natl Acad SciUSA, 98(2001)7940-5.

234. Yap, E.H., Chan, Y.C., Ti, T.Y., Thong, T.W., Tan, A.L., Yeo, M., Ho, L.C. and Singh, M., Serodiagnosis of melioidosis in Singapore by the indirect haemagglutination test, Singapore Med J, 32 (1991) 211-3.

235. Yuan, W.M., Gentil, G.D., Budde, A.D. and Leong, S.A., Characterization of the Ustilago maydis sid2 gene, encoding a multidomain peptide synthetase in the ferrichrome biosynthetic gene cluster, J Bacteriol, 183 (2001) 4040-51.

236. Zampini, M., Canesi, L., Betti, M., Ciacci, C., Tarsi, R., Gallo, G. and Pruzzo, C., Role for mannose-sensitive hemagglutinin in promoting interactions between Vibrio cholerae El Tor and mussel hemolymph, Appl Environ Microbiol, 69 (2003) 5711-5.

237. Zgurskaya, H.I. and Nikaido, H., Multidrug resistance mechanisms: drug efflux across two membranes, Mol Microbiol, 37 (2000) 219-25.

238. Zysk, G., Splettstosser, W.D. and Neubauer, H., A review on melioidosis with special respect on molecular and immunological diagnostic techniques, Clin Lab, 46 (2000) 11930.1. БЛАГОДАРНОСТИ