Секреторная фосфолипаза A2 группы IIA в сыворотке крови больных после коронарной ангиопластики

Коротаева, Александра Алексеевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Секреторная фосфолипаза A2 группы IIA в сыворотке крови больных после коронарной ангиопластики
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Секреторная фосфолипаза A2 группы IIA в сыворотке крови больных после коронарной ангиопластики"

На правах рукописи

КОРОТАЕВА Александра Алексеевна

СЕКРЕТОРНАЯ ФОСФОЛИПАЗА А2 ГРУППЫ ПА В СЫВОРОТКЕ КРОВИ БОЛЬНЫХ ПОСЛЕ КОРОНАРНОЙ АНГИОПЛАСТИКИ: РЕГУЛЯЦИЯ ЛИПИДАМИ И ЛИПОПРОТЕИДАМИ

03.00.04 - Биохимия 14.00.06 - Кардиология

Автореферат диссертация на соискание ученой степени доктора биологических наук

1 9 НОЯ Г

Москва - 2009 год

003483586

Работа выполнена в ФГУ «Российский кардиологический научно-производственный комплекс МЗ и СР РФ»

Научные консультанты:

доктор медицинских наук, академик РАН, академик РАМН

Чазов Евгений Иванович

доктор биологических наук, академик РАН, академик РАМН

Ткачук Всеволод Арсеньевич

Официальные оппоненты:

доктор медицинских наук, академик РАМН, профессор

Насонов Евгений Львович

доктор биологических наук,

заслуженный деятель науки РФ, профессор Алесенко Алиса Владимировна доктор биологических наук, профессор Ланкин Вадим Зиновьевич

Ведущая организация:

ГУ НИИ биомедицинской химии им. В.Н.Ореховича РАМН

Защита диссертации состоится 16 декабря 2009 г. в 13.30 часов на заседании диссертационного совета Д 208.073.01 по присуждению учёной степени доктора наук в ФГУ РКНПК МЗ и СР РФ по адресу: 121467 г. Москва, ул. 3-я Черепковская, д. 15А

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ФГУ РКНПК МЗ и СР РФ

Автореферат разослан « » сентября 2009 г. Учёный секретарь диссертационного совета,

доктор медицинских наук В.Е.Синицын

Актуальность проблемы. Ишемическая болезнь сердца (ИБС) является одной из наиболее частых причин смертности и инвалидизации населения во всём мире [Чазов, 2008]. Это заболевание в большинстве случаев обусловлено стенозирующим атеросклерозом коронарных артерий. Для лечения больных с ИБС в настоящее время широко используется транслюминальная баллонная коронарная ангиопластика. Этот рентгеноваскулярный метод малотравматичен, не требует вскрытия грудной клетки, остановки сердца, общего наркоза и характеризуется хорошей переносимостью. Однако у ряда пациентов через несколько месяцев после проведения ангиопластики развивается повторное гемодинамически значимое сужение коронарной артерии, рестеноз, приводящий к возобновлению клиники стенокардии. Совершенствование эндоваскулярной технологии и применение стентов с различными лекарственными покрытиями позволило повысить эффективность коронарной ангиопластики и уменьшить число рецидивов, однако это не привело к окончательному решению проблемы рестенозов. К сожалению, в настоящее время невозможно не только предотвратить рестеноз, но и предсказать его развитие у конкретного больного. Существующие предикторы рестеноза, такие как диаметр артерии, протяженность стеноза и др., позволяют лишь отнести пациента к группе повышенного риска в отношении развития рестеноза. Для выявления вероятности развития рестеноза у пациентов после коронарной ангиопластики нужно учитывать специфические факторы, отражающие механизмы рестенозирования [Чазов, 2001; Ткачук, 2003].

Рестеноз - многофакторный процесс, важную роль в котором играет воспаление. Одним из ферментов, принимающим активное участие в развитии воспаления, является секреторная фосфолипаза А2 группы ИА (секФЛА2(ИА)). Этот фермент участвует в образовании медиаторов воспаления - лейкотриенов, простагландинов, фактора активации тромбоцитов, биоактивных лизофосфолипидов. В настоящее время к секФЛА2(ПА) привлечено пристальное внимание врачей и исследователей.

Фермент обнаружен в стенке сосуда на всех стадиях развития атеросклеротического поражения [Elinder et al, 1997; Menschikowski et al., 1995; Piek et al., 2002]. СекФЛА2(ПА) присутствует в интиме, медии и адвентиции сосудистой стенки, в пенистых клетках, в очагах кальцификации, участках клеточного некроза и экстраделлюлярном матриксе [Hurt-Camejo et al., 1997; Schiering et al., 1999]. У пациентов с сердечно-сосудистыми заболеваниями повышенный уровень секФЛА2(ПА) в плазме крови является предиктором развития таких неблагоприятных сердечно-сосудистых событий, как нестабильная стенокардия, инфаркт миокарда, смерть [Kugiyama et al., 2000; Mallat et al., 2005; Boekholdt et al., 2005; Mallat et al., 2007]. Выявление возможной взаимосвязи между рестенозом и содержанием или активностью провоспалительной секФЛА2(ИА) в сыворотке крови пациентов после коронарной ангиопластики может привести к созданию удобного и информативного метода прогноза развития рестеноза.

Механизмы, регулирующие активность секФЛА2(ПА) в крови, мало изучены. СекФЛА2(НА), содержащаяся в плазме крови, не всегда проявляет свою каталитическую активность. Это может свидетельствовать о наличии в плазме крови компонентов как ингибирующих, так и активирующих секФЛА2(ПА), соотношение которых может изменяться при определенных физиологических условиях. Многочисленные попытки исследователей обнаружить в крови человека белок, селективно ингибирующий секФЛА2(ИА), оказались безуспешными. В плазме крови помимо белков содержатся различные липиды, многие из которых являются биоактивными молекулами, проявляющими различные физиологические эффекты. Очень хорошо такие эффекты описаны для лизофосфолипидов, окисленных фосфолипидов и сфинголипидов [Проказова и соавт. 2007; Торховская и соавт., 2007; Алесенко 1998; Kougias et al., 2006; Berliner et al., 2008]. Липиды нерастворимы в воде, и в плазме крови они находятся в составе циркулирующих липопротеидов (ЛОНП, ЛНП и ЛВП). При воспалении фосфолипиды, содержащиеся в липопротеидах, могут окисляться, в

результате чего образуются окисленные липопротеиды, фосфолипидный состав которых отличается от фосфолипидного состава нативных липопротеидов. Окисленные ЛНП, в отличие от нативных ЛНП, вовлечены в развитие атеросклеротических поражений сосудов. Клинические исследования выявили строгую корреляцию между уровнями окисленных ЛИП и провоспалительной секФЛА2(ПА) [Paradis et al., 2006]. Поэтому исследование влияния нативных и окисленных липопротеидов, а также входящих в их состав фосфолипидов на активность секФЛА2(НА) может дать представление о возможных механизмах регуляции секФЛА2(ПА) в плазме крови человека и указать на новые мишени для терапевтического вмешательства при ИБС и развитии рестеноза сосудов после коронарной ангиопластики.

Целью данного исследования было выяснить связь между провоспалительной секФЛА2(ИА) и вероятностью развития рестеноза после коронарной ангиопластики у больных ИБС, а также идентифицировать липидные регуляторы активности секФЛА2(НА), находящиеся в сыворотке крови человека.

Задачи исследования:

1. Определить уровень и каталитическую активность секФЛА2(НА) в сыворотке крови больных ИБС до коронарной ангиопластики, в течение 7 дней и через 6 месяцев после реваскуляризации и сравнить эти показатели у больных с развившимся рестенозом и без рестеноза;

2. Определить влияние циркулирующих нативных липопротеидов на каталитическую активность секФЛА2(ИА);

3. Определить влияние окисленных липопротеидов и степень их окисления на активность секФЛА2(ИА);

4. Провести анализ влияния липидов, содержащихся в структуре нативных и окисленных липопротеидов, на активность секФЛА2(ПА);

5. Определить липидные компоненты липопротеидной частицы, влияющие на активность секФЛА2(ИА).

6. Изучить влияние различных комбинаций липидов, входящих в структуру липопротеидов, на активность секФЛА2(НА).

Научная новизна: В данной работе впервые установлена взаимосвязь между провоспалительной секФЛА2(НА) и развитием рестеноза. Показано, что после транслюминальной коронарной ангиопластики у больных с последующим рестенозом концентрация и активность секФЛА2(ПА) в сыворотке крови значительно повышены по сравнению со значениями до проведения процедуры. При этом наблюдается непропорционально большее повышение активности этого фермента, чем его концентрации. У больных без развивающегося рестеноза активность секФЛА2(НА) сохраняется низкой до и после проведения коронарной ангиопластики, в то время как у больных с последующим рестенозом активность секФЛА2(ПА) резко и значительно возрастает после процедуры.

Впервые показано, что циркулирующие в плазме крови липопротеиды (ЛОНП, ЛНП и ЛВП) регулируют активность секФЛА2(НА). Активность секФЛА2(ИА) ингибируется нативными ЛОНП, ЛНП и ЛВП.

При воспалении циркулирующие липопротеиды могут подвергаться окислению, превращаясь в окислено-модифицированные частицы с измененным фосфолипидным составом. Впервые показано, что окисленные липопротеиды (окЛОНП, окЛНП и окЛВП) стимулируют активность секФЛА2(НА), устраняя ингибирующий эффект нативных липопротеидов. Влияние окисленных липопротеидов на активность секФЛА2(ПА) зависит от степени изменения их фосфолипидного состава, вызванного окислением.

составе нативных и окисленных липопротеидов может влиять на регуляцию секФЛА2(ПА) в сыворотке крови человека, приводя либо к ингибированию, либо к стимуляции её активности.

Холестерин и эфиры холестерина, входящие в состав липопротеидов, не оказывают влияния на активность секФЛА2(НА).

Сделано предположение, что изменение активности секФЛА2(ПА) под действием нативных и окисленных липопротеидов может влиять на развитие рестеноза коронарных сосудов.

Практическая значимость: Полученные данные расширяют представления о молекулярных механизмах развития рестеноза, в основе которых лежат воспалительные процессы. Так как воспаление приводит к усилению секреции секФлА^НА) и окислению циркулирующих липопротеидов, изменение соотношения между концентрациями нативных и окисленных липопротеидов, а также сфингомиелина и окисленного фосфатидилхолина может влиять на развитие рестеноза коронарных артерий за счет изменения активности секФлА2(ПА). Полученные результаты могут быть использованы для поиска новых подходов в диагностике и лечении воспалительных процессов и сосудистых осложнений после транслюминальной коронарной ангиопластики у больных ИБС. Повышенные значения уровня и активности секФЛА2(ПА) в сыворотке крови больных после коронарной ангиопластики (по сравнению с этими значениями до проведения процедуры) могут быть использованы как прогностические параметры для выявления больных с повышенным риском развития рестеноза.

Внедрение в практику: Определение концентрации и активности секФЛА2(ИА) в сыворотке крови больных ИБС внедрено в практическую и научную деятельность Института клинической кардиологии имени А.Л.Мясникова РКНПК МЗ и СР РФ.

Апробация работы состоялась на межлабораторной научной конференции НИИ экспериментальной кардиологии ФГУ «Российский кардиологический научно-производственный комплекс МЗ и СЗ ЗФ» 25 июня 2009 г. Результаты работы доложены и обсуждены на следующих российских и международных конференциях и симпозиумах: Симпозиум «Липопротеиды и атеросклероз» (С-Петербург, 21-23 ноября 1995 г); 7th Erfurt Conference on platelet (Германия, 28 июня-1 июля 1998); International Conference on Phospholipase A2 (Берлин, Германия, 26-29 мая 1999 г); XII International Symposium on Atherosclerosis (Стокгольм, Швеция, 25-29 июня 2000 г); 5-я ежегодная сессия НЦССХ им. А.Н. Бакулева (Москва, 13-15 мая 2001); XIY International Symposium on drugs affecting lipid metabolism (Нью-Йорк, США, 9-12 сентября 2001 г); XI Congress of the Mediterranean league of angiology and vascular surgery (Чиос, Греция, 30 мая -2 июня 2001 г); III Всероссийский Национальный Конгресс кардиологов (Санкт-Петербург, 811 октября 2002); 6th International Symposium on global risk of coronary heart disease and stroke (Флоренция, Италия, 12-15 июня 2002 г); US-Russia Joint Simposium on the role of infections and inflammatory responses in the heart and lung (Орландо, Флорида, США, 6-8 ноября 2003 г); XII international symposium on atherosclerosis (Рим, Италия, 18-22 июня 2006 г); Форум «Кардиология 2006» (Москва, 2006 г); Конференция с международным участием, посвященная 90-летию академика Т.М. Турпаева (Москва, 24-26 ноября 2008 г).

Публикации. По материалам диссертации опубликована 31 печатная работа: 18 в отечественных и 13 в международных изданиях.

Объём и структура работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, 9-ти глав, посвященных собственным результатам и их обсуждению, заключения, выводов, практических рекомендаций и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 210 страницах машинописного текста, содержит 34 рисунка и 8 таблиц. Список литературы включает 377 источников.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Клиническая характеристика больных

В исследование были включены мужчины в возрасте от 38 до 69 лет (средний возраст 54,7 + 12,8) со стабильной стенокардией II-III функционального класса. Все пациенты имели ангиографически документированный стеноз как минимум одной магистральной коронарной артерии выраженностью > 70 %.

Всем пациентам была проведена транслюминальная баллонная коронарная ангиопластика с имплантацией стента 316 L Вх Sonic, Cordis Corp., США (без лекарственного покрытия).

Все больные были сравнимы по возрасту, наследственно отягощенной гипертонии, перенесённому инфаркту миокарда, курению и основным биохимическим показателям крови и ангиографическим характеристикам поражения коронарного русла.

Из исследования исключались пациенты с острым инфарктом миокарда или перенесшие хирургические вмешательства в течение предшествующих 6 месяцев, больные с сахарным диабетом, острыми или хроническими воспалительными заболеваниями, онкологическими заболеваниями, гипергликимией, требующей медикаметозной коррекции, а также пациенты, у которых ангиопластика сопровождалась введением блокаторов Ilb/IIIa рецепторов тромбоцитов.

При проведении коронарной ангиопластики каждому пациенту вводили 250 мкг нитроглицерина и 10 ООО Ед гепарина внутриартериально с последующей внутривенной инфузией 1000 Ед/ч гепарина в течение 12 часов. После проведения процедуры пациенты получали тиклопидин 250 мг два раза в день в течение 1 месяца. В течение всего срока исследования пациенты принимали аспирин 100 мг в день. Всем больным после выписки из стационара были назначены статины. При наличии показаний пациентам назначали также нитраты, антогонисты кальция, ингибиторы АПФ.

Для выявления рестеноза через 6 месяцев после коронарной ангиопластики каждому пациенту была выполнена контрольная коронароангиография.

Клинико-инструментальные методы исследования

Транслюмннальная баллонная коронарная ангиопластика (ТБКА)

проводилась по стандартной методике. В устье пораженного сосуда селективно устанавливали катетер, к которому присоединялась закрытая система для контрастирования, промывания, инвазивной регистрации давления и инфузии лекарственных препаратов. В дистальный сегмент пораженного сосуда вводили коронарный проводник. Затем по проводнику к месту поражения проводили баллонный катетер, диаметр которого соответствовал должному диаметру стенозированного участка артерии. Центр баллона устанавливали в место максимального сужения артерии и выполняли предилятацию. Количество дилятаций стеноза составляло от 1 до 5. Каждая дилятация длилась от 30 до 90 сек, давление в баллонном катетере составляло от 2 до 16 атм. Затем баллонный катетер удаляли и по проводнику к поражённому сегменту проводили стент. Номинальный диаметр стента соответствовал должному диаметру артерии в стенозированном участке. Позиционирование стента производилось с котрольными снимками не менее чем в двух ортогональных проекциях. В последующем, при проведении коронарной ангиографии, съемка выполнялась в тех же проекциях. После установки стента производили ангиографический контроль не менее чем в двух ортогональных проекциях. Ангиографическим успехом считали результат, при котором остаточный стеноз после стентирования не превышал 10 %, отсутствовали признаки диссекции и тромбоза сосуда. Коронарная ангиография проводилась на аппарате Coroscop-33 (Siemens, Германия) по стандартной методике. Съемка каждого стеноза производилась как минимум в 2-х ортогональных проекциях для его лучшей визуализации.

Последующий анализ полученных ангиограмм проводилась с помощью системы компьютерного анализа Hicor (Siemens, Германия). Рестеноз диагностировался в случае сужения просвета сосуда в зоне проведенной ангиопластики > 50 %.

Биохимические методы исследования

Коллекция образцов крови. Образцы венозной крови отбирали из локтевой вены непосредственно перед коронарной ангиопластикой (0 день), в течение первой недели и через 180 дней после процедуры. Для получения плазмы в пробирки для отбора крови добавляли антикоагулянт - 0,25М ЭДТА, рН 7,2 (2,5 мл на 100 мл крови), для получения сыворотки в пробирки ничего не добавляли. Отобранные образцы центрифугировали при 3000 об/мин в течение 20 мин при 4°С и хранили при -70 °С до проведения анализа. Получение цельной и делипидированной сывороток. Цельную сыворотку отделяли от венозной крови центрифугированием при 3000 грш в течение 20 мин при 4°С. Делипидированную сыворотку получали путем удаления из полученной цельной сыворотки всех классов липопротеидов методом последовательно ультрацентрифугирования. Перед экспериментом делипидированную сыворотку диализовали против 0.01 М PBS, рН 7.4 для удаления из нее NaBr. Для создания сравнимых условий цельную сыворотку также диализовали при идентичных условиях.

Методом электрофореза на ацетате целлюлозы на системе Scanion (Hospitex diagnostics S.A.) проверяли отсутствие липопротеидов и чистоту делипидированной сыворотки.

СекФлА2(ИА) из опухоли сердца человека (миксомы) была любезно предоставлена доктором Бибилашвили Р.Ш. и доктором Хаспековым Г.Л., (лаборатория генной инженерии Российского кардиологического научно-производственного комплекса). Удельная активность фермента составляла 36 мкмоль гидролизованного фосфатидилэтаноламина/мин/мг.

Липопротеиды выделяли из плазмы крови здоровых доноров путем последовательного градиентного ультрацентрифугирования по методу Havel [Havel et al., 1955].

Определении белка проводили по медоду, описанному Lowry [Lowry et al,. 1951 ]. Чувствительность метода была от 5 мкг до 35 мкг белка Приготовление ЛНП, обогащенных СФМ, ФХ, ХС, ЭХС и окФХ. В отдельные пробирки добавляли различные количества СФМ, ФХ, ХС, ЭХС или окФХ, растворённых в хлороформе. Затем пробирки высушивали под струёй азота, добавили по 50 мкл 0,1 M PBS, pH 7.4 и озвучивали в течение 3-мин. К полученным суспензиям добавили свежевыделенные ЛНП (по 20 мкг белка в каждую пробирку) и инкубировали при 37°С в течение 40 мин при постоянном перемешивании. Липопротеиды отделяли от неинкорпорировавшихся липидов центрифугированием смеси в плотности 1.006 г/мл в течение 8 час при 35000 оборотов/мин в роторе Туре 65 фирмы «Бекман». Перед анализом липопротеиды диализовали против PBS, pH 7.4 и концентрацию белка в них определяли методом Лоури. Приготовление окисленных лииопротеидов. Свежевыделенные ЛОНП, ЛНП и ЛВП диализовали против PB S и хранили при 37°С в течение 2-24 часов, либо через свежевыделенные липопротеиды пропускали струю кислорода в течение 40-90 мин. Окисление липопротеидов оценивали спектрофотометрически по образованию коньюгированных диенов при оптической длине волны 234 нм, как описано ранее [Esterbauer et al., 1989]. Тиобарбитуровый метод для определения липидных перекисей. 50 мкл образца смешивали со 150 мкл 20 % трихлоруксусной кислоты и со 150 мкл 0,67 % тиобарбитуровой кислоты. Инкубировали в течение 1 часа при 80 °С. После охлаждения при комнатной температуре смесь центрифугировали при 22000 g в течение 10 мин для осаждения денатурированного белка. Содержание продуктов окисления (TBARS - thiobarbituric acid reactive substances), выраженных как эквиваленты малонового диальдегида, определяли спектрофотометрически при 532 нм, используя в качестве

стандаота 1,1,3,3-тетраэтоксипропан (или 1,1,3,3-тетраметоксипропан) (малондиальдегид бис-диметил ацетат).

Приготовление [14С]-меченных липопротеидов. 0.336 мкКю L-3-фосфатидилэтаноламинД -ацил- 2-(1-|4С)арахидонил ([|4С]ФЭ) (59 мКю/ммоль, Амершам) растворяли в хлороформе, высушивали под струёй азота, добавили 50 мкл PBS и озвучивали (50 sec pulses) в соникаторе (модель 450, Branson Ultrasonic corp.). К полученной суспензии добавляли свежевыделенные ЛОНП (0,2 мг белка), ЛНП (0,5 мг белка) или ЛВП (0,5 мг белка) и инкубировали при 37°С в течение 3 часов при постоянном перемешивании. Липопротеиды отделяли от неинкорпорировавшегося [14С]РЭ центрифугированием смеси в плотности 1.006 г/мл в течение 8 час при 35000 rpm в роторе Туре 65 (Beckman Instruments, Mountain View, CA, USA). Супернатант, содержащий свободный радиомеченный ФЭ, удалили, а липопротеиды, находящиеся на дне пробирки, собрали. Количество инкорпорировавшегося [|4С]ФЭ составило около 90%. Перед анализом липопротеиды диализовали против PBS, рН 7.4 и концентрацию белка в них определяли методом Лоури.

Приготовление [14С]-меченных липосом. Липосомы были приготовлены с использованием L-3 -фосфатидилхолин, 1 -стеароил-2-( 1 -14С)арахидонил ([14С]ФХ) (56 мКю/ммоль; Амершам) или L-3-фосфатидилэтаноламинД-ацил-2-(1-,4С)арахидонил ([14С]ФЭ) (59 мКю/ммоль, Амершам). Для приготовления липисом, содержащих радиоактивно меченный ФХ, [14С]ФХ (5 нмоль на каждую пробу) смешивали в хлороформе с холодным ФХ (12.5 нмоль на каждую пробу). Для приготовления липосом, содержащих радиоактивно меченный ФЭ, [14С]ФЭ (5 нмоль на пробу) смешивали в хлороформе с холодным ФХ (7.5 нмоль на пробу). Полученные смеси высушивали под струёй азота, затем растворяли в 1 мл диэтилового эфира и опять высушивали под струёй азота. Высушенные липиды ресуспендировали в соответствующем объеме Tris-HCl буфера рН 8.0, содержащего 100 мМ Tris, 2 tnM СаС12, 0.15М NaCl, охлаждали в жидком азоте и озвучивали при

4°С в соникаторе (модель 450, Branson Ultrasonic corp.) до получения четкой дисперсии. Для контрольных экспериментах готовили липосомы, содержащие только холодный ФХ (12,5 нмоль).

Определение концентрации секФлА2(НА) в сыворотках крови

проводили с помощью моноклональных антител, используя набор реактивов (sPLA2(IIA) (human synovial) enzyme immunoassay kit), полученный из Cayman Chemical Company (Ann Arbor, MI, USA). Эти антитела специфичны для секФлА2(ИА) и не имеют перекреста с типом I, типом IV, типом V, типом VI и типом X секФлА2. Минимальная определяемая концентрация фермента составляла 15.6 пг/мл.

Определение активности секФлА2(ПА) в сыворотках крови больных после коронарной ангиопластики проводили с помощью [|4С]ФХ, который содержался в липосомах и использовался в качестве субстрата. Инкубационная смесь содержала 20 мкл сыворотки, 5 нмоль радиоактивно меченного субстрата, 100 мМ Tris -HCl буфера pH 8.0, 2 мМ СаС12. Конечный объём реакционной смеси составлял 250 мкл. Реакции проводили в течение 30 мин при 37 °С при постоянном перемешивании и останавливали добавлением 1.5 мл хлороформ:метанола (2:1, объём\объём). Верхний водно-метанольный слой удаляли. Липиды, экстрагированные в нижний хлороформный слой, высушивали под струёй азота, растворяли в 80 мкл хлороформа и разделяли методом тонкослойной хроматографии на силикагельных пластинках (DC, Merk, Germany), используя сольвентную систему хлороформ : метанол : 28% NH4OH (60:30:8 об/об/об). Очищенный ЛФХ использовали в качестве стандарта в каждой хроматограмме. Липидные пятна визуализировали парами йода и фракции, соответствующие ЛФХ, выскребали во флаконы, содержащие 7 мл сцинтилляционной жидкости. Радиоактивность определяли жидкостным сцинтилляционным счетчиком. Каталитическую активность определяли по количеству образовавшегося ЛФХ и выражали как нмоль/мин/мл.

Определение активности секФлА2(НА) в цельной и делипидированной сыворотках здоровых доноров. Аликвоту сыворотки крови (либо цельной, либо делипидированной) с различным количеством секФлА2(ПА) добавляли к 10 мкл [ыС]ФЭ-липосом, 100 шМ Тпв-НСЛ буфера рН 8.0, 2 мМ СаС12, 0.15М ЫаС1 в конечный объём 500 мкл. В контрольном эксперименте в реакционную смесь, содержащую делипидированную сыворотку, добавляли только [иС]ФЭ-меченные липопротеиды без внесения [|4С]ФЭ-липосом. Липиды разделяли методом тонкослойной хроматографии, используя сольвентную систему гексан : диэтиловый эфир : уксусная кислота (85:15:1 об/об/об). Очищенную арахидоновую кислоту применяли в качестве стандарта в каждой хромато грамме. Радиоактивность определяли жидкостным сцинтилляционным счетчиком. Каталитическую активность оценивали по количеству гидролизованного ФЭ и выражали как пмоль/мин. Ингибирование маноалидом и моноклональными антителами к секФЛА2(ИА) активности секФЛА2(ИА) в сыворотке крови пациентов. Образцы сыворотки крови пациентов, содержащие 2,75 нг/мл секФЛА2(ПА) и проявляющие секФЛА2-активность, инкубировали с различными количествами специфического ингибитора секФЛА2(ИА) маноалидом (0,10,5 мкМ) в течение 30 мин при 37 °С или с 0,1 и 0,2 мкг специфических моноклональных антител к секФЛА2(11А) в течение 2-х часов при 37 °С, а затем определяли в них активность секФЛА2(НА).

Влияние нативных и окисленных ЛОНП, ЛНП и ЛВП на активность секФлА2(НА). Различные количества нативных или окисленных ЛОНП, ЛНП или ЛВП (10-80 мкг белка) инкубировали с очищенной секФлА2(ПА) или с секФлА2(НА), содержащейся в делипидированной сыворотке. Для возможности сравнивать эффекты липопротеидов на активности обеих секФлА2 (НА), ферменты брали в количествах, которые имели одинаковую активность и гидролизовали 30 пмоль ФЭ мин"1. Реакционная смесь содержала 10 мкл [14С]ФЭ-липосом, 100 тМ Тпз-НС1 буфера рН 8.0, 2 мМ СаСЬ, 0.15М ЫаС1 в конечном объеме 500 мкл. В контрольных

экспериментах для определения возможности разбавления радиоактивно меченных [14С]ФЭ -липосом фосфатидилхолином, содержащимся в липопротеидах, в инкубационную смесь вместо липопротеидов добавляли липосомы, содержащие только ФХ. Экстракцию фосфолипидов и определение активность секФлА2(ПА) проводили, как описано в пункте «Определение активности секФлА2(ПА) в цельной и делипидированной сыворотках здоровых доноров». Активность выражали как процент гидролизованного ФЭ относительно контрольной пробы, которая инкубировалась в отсутствие липопротеидов.

Статистическую обработку результатов производили с применением прикладных программ "STATISTICA for WINDOWS 6.0" StatSoft Inc., США. Результаты представлены как средние значения (М) + стандартная ошибка среднего значения или стандартное отклонение среднего значения (SD). Пациенты без рестеноза выступали как «контроль» для группы пациентов с развившимся рестенозом. Достоверность изменения средних величин рассчитывали по t-критерию Стьюдента (после проведения анализа нормальности распределения статистических величин). При проведении корреляционного анализа между концентрацией и активностью секФлА2(ПА) вычисляли коэффициент линейной корреляции Пирсона. Для всех видов анализа статистически достоверным считали значения р < 0,05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ 1. Клинико-ангиографические показатели больных

Контрольная коронарная ангиография, выполненная у 49 больных через 6 месяцев после проведения коронарной ангиопластики, выявила рестеноз у 19 больных.

Больные с развившимся рестенозом и без рестеноза были сопоставимы по основным клинико-лабораторным и ангиографическим показателям. Характеристика 19 пациентов с развившимся в ходе исследования рестенозом и 30 пациентов без рестеноза приведена в табл. 1 и табл. 2.

Табл. 1. Клиническая характеристика больных с развившимся рестенозом и без рестеноза ___

Показатели С рестенозом Без рестеноза

Количество пациентов 19 30

Возраст, годы 54,6 ±12,3 55,2 ±9,2

Гипертония 8 (42 %) 10 (33 %)

Курение 12(63%) 8 (27 %)

Перенесенный инфаркт миокарда 10(53%) 14(47%)

Лейкоциты крови, тыс/мкл 6,6 ±1,6 6,8 ±1,4

Тромбоциты крови, тыс/мкл 215 + 58,3 221 ± 64,1

СОЭ, мм/ч 4,5 + 2,8 4,8 ±2,6

Уровень холестерина в крови, моль/л 5,4 + 0,61 5,2 + 0,9

Уровень триглицеридов в крови, моль/л 1,8 ±0,7 1,6 ±0,8

Уровень глюкозы в крови, ммоль/л 5,6 ±0,6 5,2 ±1,3

Уровень креатинина в крови, мкмоль/л 99,3 ±34,5 108,3 ±21,6

2. Участие секФЛА2(НА) в развитии рестеноза

Концентрацию и активность секФЛА2(ПА) определили в сыворотке крови 49 больных непосредственно перед коронарной ангиопластикой, в течение первых 7 дней и через 6 месяцев после процедуры. Концентрация секФЛА2(НА) до начала коронарной ангиопластики (0 день, базальный уровень) была практически одинаковой у всех обследованных пациентов (1,51+0,2 нг/мл) и не отличалась у пациентов без рестеноза и пациентов с развившимся впоследствии рестенозом (рис. 1). Через 1 сутки после коронарной ангиопластики у пациентов с развившимся впоследствии рестенозом наблюдалось резкое и значительное увеличение концентрации секФЛА2(ПА) (в 2.4 раза по сравнению с базальным уровнем, т.е. с уровнем до начала ангиопластики (3,8 ± 0,6 нг/мл, р < 0,05)). Повышенный уровень фермента у этих пациентов сохранялся в течение последующих 7 суток. Хотя в течение данного периода времени наблюдалось постепенное снижение

концентрации секФЛА2(ИА), к 7-м суткам после ангиопластики уровень фермента оставался в 2 раза выше по сравнению с базальным уровнем (3,2 + 0,5 нг/мл).

Табл. 2. Ангиографическая характеристика больных с развившимся рестенозом и без рестеноза

Показатели С рестенозом п = 19 Без рестеноза п = 30

Исходный стеноз, % 77,0 + 9,8 79,1 + 11,2

Протяженность стеноза, мм 13,1 ±4,1 12,9 + 3,8

Диаметр артерии, мм 2,94 ± 0,45 3,01+0,38

Количество поражений артерий

1 4(21 %) 8 (27 %)

2 8 (42 %) 12(40%)

3 7 (37 %) 10 (33 %)

Локализация

ПНА 12 (63 %) 14(47%)

ОА 2(11 %) 5 (17 %)

ПКА 5 (26 %) 11 (36%)

Сегмент артерии

Проксимальный 5 (26 %) 9 (30 %)

Средний 9 (48 %) 14 (47 %)

Дистальный 4 (21 %) 7 (23 %)

Устье 1 (5 %) 0 (0 %)

У пациентов, рестеноз у которых не возник, концентрация секФЛА2(НА) через 1 сутки после ангиопластики увеличилась незначительно по сравнению с базальным уровнем (2,3 + 0,4 нг/мл) и постепенно снизилась, достигнув к 7-ым суткам значения, близкого к исходному (1,7 + 0,3 нг/мл). Через 6 месяцев после ангиопластики уровень секФЛА2(ИА) у всех обследованных пациентов соответствовал базальному уровню.

г? 5.00

cv <

с;

0 -р

1 5

га — а ь-Z

о Я1 X

3.75 -

2.50 ~

1.25 -

0.00 -I

I-1-1-1-1—//—I

0 2 4 6 8 180

Сутки

ф с рестенозом о без рестеноза n=19 п = 30

Рис. 1. Концентрация секФЛА2(ПА) в сыворотке крови пациентов до и после коронарной ангиопластики

Концентрацию секФЛА2(ПА) измеряли в сыворотке крови пациентов до ангиопластики (0 день), в течение 1-7 дней и через 180 дней после коронарной ангиопласти при помощи моноклональных антител к секФЛА2(НА). Представлены данные (среднее значение + стандартная ошибка среднего) группы пациентов, у которых в дальнейшем развился рестеноз (п=19, закрытые символы), и пациентов, рестеноз у которых не развился (п=30, открытые символы). У пациентов с развившимся впоследствии рестенозом концентрация секФЛА2(ПА) на 1-7 сутки после ангиопластики значительно повысилась по сравнению с 0 днем (до ангиопластики) (р<0,05).

Каталитическая активность секФЛА2(ИА) в сыворотках крови пациентов с развившимся впоследствии рестенозом и у пациентов, рестеноз у которых не возник, до начала коронарной ангиопластики (0 сутки) и в течение первых 2-х суток после процедуры была незначительной, на грани чувствительности метода (рис. 2). У пациентов с развившимся впоследствии рестенозом активность секФЛА2(ИА) стала увеличиваться на 3-е сутки. На 4-е сутки активность фермента резко возросла, увеличившись в 5,8 раз по сравнению с 0 сутками (3,5 нмоль/мин/мл и 0,6 нмоль/мин/мл

соответственно) и к 6-м сутки после ангиопластики достигла максимального значения (5,02 + 0,4 нмоль/мин/мл, р < 0,001 по сравнению с 0 сутками), увеличившись в 6,6 раз (3,95 нмоль/мин/мл).

Наоборот, у всех пациентов, рестеноз у которых не возник, изменения активности фермента не наблюдалось в течение всего периода наблюдения. У этих пациентов активность секФЛА2(ПА) оставалась на грани чувствительности метода (0,4 нмоль/мин/мл).

654-

<-г

¡й Ш О

I-

о о

3 2 -1 -0 --1 -

г—I—1—1—I-1—I—I—I-—|—I

0 2 4 6 180

Сутки

с рестенозом О без рестеноза п = 19 п = 30

Рис. 2. Активность секФЛА2(ПА) в сыворотке крови пациентов до и после коронарной ангиопластики

Активность секФЛА2(ИА) измеряли в сыворотке крови пациентов до ангиопластики (0 день), в течение 1-7 дней и через 180 дней после коронарной ангоипластики при помощи липосом, содержащих радиоактивно меченный ФХ в качестве субстрата. Представлены данные (М+стандартная ошибка среднего) группы пациентов, у которых в дальнейшем развился рестеноз (п=19, закрытые символы), и группы пациентов, рестеноз у которых не развился (п=30, открытые символы). У пациентов с развившимся впоследствии рестенозом активность секФЛА2(ПА) на 4-7 сутки после ангиопластики была значительно выше по сравнению с её активностью до начала ангиопластики (0 день) (*р<0,001) и по сравнению с активностью секФЛА2(ИА) в группе пациентов без рестеноза (р<0,001).

Чтобы определить форму фосфолоипазы А2, которая проявляет активность в сыворотке крови пациентов, мы проводили ингибиторный анализ. Специфический необратимый ингибитор сехФЛА2(ПА) маноалид к мовоклональные антитепа к секФЛА2(ПА) инкубировали с сывороткой крови больных с развивающимся рестенозом, отобранную на 6-е сутки после ангиопластики (проявляющую максимальную секФЛА2-активность). Маноалид дозо-зависимым образом ингибировал секФЛА2-активность и в концентрации 0,2 мкМ полностью устранял активность фермента рис. 3(а). Специфические моноклональные антитела к секФЛА2 типа ПА также полностью ингибировалИ секФдА2-активность (рис. 3(6)).

Ат-секФлА2(11А) (мкг)

Рис. 3. Йнпибирование маноалидом (а) и моноклональными антителами (б) секФЛА 2-активности в сыворотке крови пациентов. Активность секФЛА2(НА) выражали в процентах от базального уровня, который определяли в отсутствие маноалида или антител и принимали за 100 %.

Таким образом, полученные данные показывают, что в сыворотке крови пациентов после коронарной ангиопластики проявляется активность секФЛА2(ПА), а другие представители семейства фосфолипазы А2 не вносят вклад в измеряемую активность. Литературные данные также свидетельствуют, что в плазме крови пациентов с ишемической болезнью сердца и инфекционными заболеваниями из секреторных фосфолипаз А2

о,1 о,г о.з о.4 о,5

Маноалид (мкМ)

обнаруживается только секФЛА2(ПА) [de Beer FC at al. 2006; Aarsman et al, 2000].

Корреляционный анализ не выявили пропорциональной зависимости между концентрацией и активностью секФЛА2(ИА). Активность секФЛА2(ИА) начинает возрастать у пациентов с развивающимся рестенозом только на 3 сутки после ангиопластики, хотя концентрация фермента у этих больных резко возрастает уже на 1-е сутки после процедуры. Максимального значения активность секФЛА2(ИА) достигает к 6-м суткам после ангиопластики, в то время как концентрация фермента к этому моменту уже снижается. Эти данные свидетельствуют о наличии в сыворотке крови компонентов, регулирующих активность секФЛА2(ПА) (ингибитора или активатора), соотношение между которыми может изменяться на 3-е сутки после ангиопластики у пациентов с развивающимся рестенозом. Кроме того, значительная разница в активности секФЛА2(НА) между пациентами с развившимся рестенозом и пациентами, рестеноз у которых не развился, подтверждает данное предположение.

3. Активность секФЛА2(ПА) в цельной сыворотке крови и сыворотке, лишенной липопротеидов

Поскольку ингибиторный белок в сыворотке крови человека до сих пор не обнаружен, мы предположили, что ингибиторами секФЛА2(ИА) могут быть липиды. Липиды не растворяются в воде, и в плазме крови они находятся в составе циркулирующих липопротеидов - ЛОНП, ЛНП и ЛВП.

Чтобы проверить могут ли липопротеиды влиять на активность секФЛА2(ПА), мы определили активность секФЛА2(ПА) в цельной сыворотке здоровых доноров и после удаления из неё всех классов липопротеидов (делипидированной сыворотке). Предварительно в цельной и делипидированных сыворотках определили с помощью моноклональных антител к человеческой секФЛА2(ИА) уровень секФЛА2(ПА), как описано в разделе «Материалы и методы».

Цельная сыворотка крови, независимо от количества содержащейся в ней секФЛА2(НА), не проявляла никакой активности фосфолипазы А2. Однако после удаления из неё всех классов липопротеидов (делипидирования) сыворотка стала проявлять секФЛА2-активность, которая была прямо пропорциональна количеству содержащейся в сыворотке секФЛА2(ИА) (рис.4).

Таким образом, полученные результаты показывают, что циркулирующие липопротеиды (ЛОНП, ЛНП и ЛВП) могут подавлять каталитическую активность секФЛА2(ИА) в сыворотке крови человека.

О 25 50 75 100

секФлА2(ИА) (пг)

сыворотка без • цельная сыворотка О „„„„„„„,.„„„„„ г липопротеидов

Рис. 4. Активность секФЛА2(ИА) в цельной и делипидированной сыворотке крови

Аликвоты цельной сыворотки крови здоровых доноров (закрытые символы) и после удаления из неё липопротеидов (открытые символы), содержащие одинаковые количеством секФЛА2(ПА) (25-100 пг) инкубировали при 37 °С в течение 30 мин с радиоактивно меченными ФЭ липосомами в качестве субстрата. Активность секФЛА2(ИА) оценивали по количеству выделившейся арахидоновой кислоты. Данные представлены как М + ББ восьми независимых экспериментов (р < 0,01).

4. Влияние ЛОНП, ЛНП и ЛВП на активность секФЛА2(ИА)

Для установления ингибирующего влияния липопротеидов свежевыделенные ЛНП, ЛВП и ЛОНП инкубировали с секФЛА2(ПА) из опухоли сердца человека (миксомы). Этот фермент идентичен секФЛА2(НА), находящейся в сыворотке крови человека [Бкатют ег а1., 2004]. ЛНП при концентрации 60 мкг белка в пробе полностью ингибировали активность секФЛА2(ПА). Аналогичное ингибирующее действие на активность секФЛА2(ПА) оказывали ЛВП и ЛОНП. Полное ингибирование активности секФЛА2(НА) под действием ЛВП и ЛОНП наблюдалось при их соответствующих концентрациях 80 и 40 мкг по белку в инкубационной пробе (рис 5.).

Как известно, ФЭ, содержащийся в липосомах, является преимущественным субстратом для секФЛА2(НА) и предпочтительнее гидролизуется ферментом, чем ФХ, содержащийся в липопротеидах. Однако между липосомами и липопротеидами в инкубационной смеси может происходить обмен фосфолипидами. Увеличение количества ЛНП, содержащих большое количество ФХ, может приводить к вытеснению фосфатидилхолином ФЭ, содержащегося в липосомах, в результате чего количество гидролизуемого ФЭ может снижаться. Чтобы проверить, не связано ли наблюдаемое уменьшение высвобождения меченной жирной кислоты с «разбавлением субстрата», в инкубационную смесь вместо ЛНП были добавлены липосомы, концентрация ФХ в которых сохранялась в пределах физиологической концентрации ФХ в ЛНП [БЫрвЫ, 1967]. Как видно на рис. 5, увеличение концентрации ФХ не влияло на гидролиз ФЭ секФЛА2(НА) и количество меченой арахидоновой кислоты, отщепляемой от ФЭ, не изменялось при увеличении количества ФХ в липосомах.

Таким образом, полученные результаты показывают, что наблюдаемое дозо-зависимое уменьшение активности секФЛА2(НА) происходит за счёт ингибирования нативными ЛНП, ЛВП и ЛОНП гидролиза субстрата, а не за счет его разбавления.

ФХ в липосомах (нмоль)

О ФХ в липосомах ▲ ЛНП ■ ЛВП • ЛОНП

Рис. 5. Влияние нативных ЛНП, ЛВП и ЛОНП на активность очищенной секФЛА2(НА)

Различные количества свежевыделенных ЛВП (закрытые квадраты), ЛНП (закрытые треугольники), и ЛОНП (закрытые кружки) инкубировали при 37°С в течение 30 мин с очищенной секФЛА2(ИА), которая гидролизовала 30 пмоль ФЭ в мин. Ингибирующий эффект липопротеидов на активности фермента оценивали по снижению количества радиоактивно меченной арахидоновой кислоты, выделившейся из ФЭ липосом. Чтобы выяснить, происходит ли разбавление радиоактивного субстрата ФХ, содержащимся в липопротеидах, в инкубационную смесь вместо ЛНП добавили различные количества ФХ в составе липосом (открытые кружки). Ингибирующего эффекта в этом случае не наблюдалось. Активность секФЛА2(11А) выражали в процентах от количества жирных кислот, выделившихся в отсутствие либо липопротеидов, либо ФХ липосом (данные представлены как М + БО, п=5, р <0,01).

Чтобы проверить, оказывают ли липопротеиды ингибирующее влияние на секФЛА2(ПА), находящуюся в сыворотке крови, различные количества свежевыделенных ЛНП, ЛВП и ЛОНП добавили к делипидированной сыворотке, секФЛА2(ИА)-активность которой соответствовала активности очищенной секФЛА2(ПА). Как видно на рис. 6.

нативные ЛНП, ЛВП и ЛОНП сохраняли своё ингибиторное действие и подавляли активность секФЛА2(ПА) в сыворотке крови.

О 20 40 60 80

Липопротеиды (мкг белка)

■ ЛВП А ЛНП 9 ЛОНП

Рис. 6. Подавление нативными ЛНП, ЛВП и ЛОНП активности секФЛА2(ИА) в сыворотке крови

Различные количества ЛВП (квадраты), ЛНП (треугольники), и ЛОНП (кружки) инкубировали с секФЛА2(ПА), содержащейся в делипидированной сыворотке (активность фермена в реакционной смеси в отсутствие липопротеидов составляла 30 пмоль ФЭ в мин) в течение 30 мин при 37 °С. Условия эксперимента как в подписи к рис. 5. Данные представлены как М + SD, п=5 (р < 0,01).

Известно, что мембраны интактных клеток и нативные липопротеиды ис подвержены фосфолипидному гидролизу со стороны секФЛА2(ПА) [Murakami et al., 1995; Singer et al., 2002; Schaloske et al. 2006; Boyanovsky et al., 2009]. Однако Прузански и соавт. показали, что инкубация секФЛА2(ИА) с нативными липопротеидами в течение не менее, чем 4-х часов при 37°С может приводить к незначительному гидролизу фосфолипидов в составе липопротиедов [Pruzanski et al., 1998].

В данной работе было проверено, расщепляется ли ФЭ, находящийся в составе ЛНП, секФЛА2(ПА). Для этого радиоактивно меченый ФЭ

инкорпорировали в частицы ЛНП, как описано в разделе «Материалы и Методы», и проинкубировали их с делипидированной сывороткой без добавления липосом. В данном случае субстратом для секФЛА2(ИА) служили сами радиоактивно меченные ЛНП. Кроме того, инкубацию проводили в течение 30 мин. Выделения [14С]арахидоновой кислоты из радиоактивно меченных ЛНП не наблюдалось. Эти контрольные эксперименты подтверждают полученные нами данные о том, что нативные ЛНП ингибируют активность секФЛА2(ПА) в сыворотке крови.

5. Влияние липидов, входящих в структуру липопротеидов, на активность секФЛА2(ПА)

Все классы липопротеидов содержат в своём составе фосфатидилхолин (ФХ), сфингомиелин (СФМ), холестерин (ХС) и эфиры холестерина (ЭХС). Все эти липиды могут влиять на активность секФЛА2(ПА). Ранее было показано, что СФМ может ингибировать рекомбинантную секФЛА2(ПА), а также рекомбинантную секФЛА2 группы V [Koumanov et al, 1997; Singh et al., 2007]. Сообщалось также, что ХС препятствует ингибирующему эффекту СФМ, а в концентрации, равной концентрации СФМ, полностью отменяет ингибирующий эффект СФМ [Koumanov at al, 1998 ]. Известно, что в ЛНП содержание ХС приблизительно в 2 раза больше, чем содержание СФМ, поэтому неясным остаётся вопрос, сохраняет ли СФМ свою ингибиторную способность, находясь в структуре ЛНП. Чтобы проверить это, различные количества СФМ инкорпорировали в ЛНП и изучили влияние полученных ЛНП на активность секФЛА2(НА) в сравнении с эффектом свободного СФМ.

СФМ как в свободном виде, так и инкорпорированный в ЛНП, ингибировал выделение свободных жирных кислот из радиоактивно меченного субстрата, происходящего под действием секФЛА2(ИА) (рис. 7). Максимальное ингибирование активности секФЛА2(ИА) как свободным СФМ, так и инкорпорированным в ЛНП, составляло приблизительно 65%. Увеличение концентрации СФМ в инкубационной смеси не приводило к

дальнейшему снижению активности фермента. Субстратом для секФЛА2(ИА) являются фосфолипиды. К этому классу веществ относится и СФМ. Наблюдаемое неполное ингибирование активности секФЛА2(ИА) сфингомиелином может быть связано с конкуренцией СФМ с субстратом за активный центр фермента.

СФМ (нмоль) ДСФМ • СФМ-ЛНП

Рис. 7. Ингибирование активности секФЛА2(ИА) сфингомиелином

Различные количества СФМ либо в свободном виде (открытые символы), либо инкорпорированного в ЛНП (20 мкг по белку) (закрытые символы) инкубировали с секФЛА2(ПА) (активность секФЛА2(ПА) в инкубационной смеси составляла 30 пмоль ФЭ в мин) в течение 30 мин при 37 °С. Активность выражали в процентах от активности в отсутствие добавленных СФМ или ЛНП. Данные представлены как М + SD, n=5, р < 0,01.

В липопротеидаой частице из всех фосфолипидов наибольшее содержание принадлежит ФХ. Известно, что ФХ является очень плохим субсгратом для секФЛА2(ПА) [Singer et al., 2002; Schaloske et al. 2006; Boyanovsky et al., 2009]. Находясь в составе липопротеидной частицы ФХ не расщепляется секФЛА2(ПА) и, следовательно, наряду с другими липидами может оказывать влияние на активность секФЛА2(ПА). Чтобы проверить это, различные количества ФХ инкорпорировали в свежевыделенные ЛНП и

оценили их влияние на расщепление радиоактивно меченного субстрата под действием секФЛА2(ИА).

ФХ ни в свободном виде, ни в составе ЛНП не влиял на гидролиз [14С]ФЭ в липосомах под действием секФЛА2(ИА). Следовательно, ФХ, находящийся в структуре циркулирующих липопротеидов, не оказывает влияния на активность секФЛА2(НА) в сыворотке крови.

Как было сказано выше, в липопротеидах, помимо СФМ и ФХ, содержится ХС. Свободный ХС не оказывал никакого влияния на активность секФЛА2(НА). Однако, будучи инкорпорированным в ЛНП, ХС вызывал небольшое (на 10%) уменьшение активности секФЛА2(11А), причем это уменьшение было постоянным и не зависело от количества инкорпорированного ХС (рис.8). Логично предположить, что наблюдаемый эффект связан с распределением ХС в липидном монослое липопротеидной частицы.

120

^ юо С\Г < 801 бон 0) о

л 40

° 20-ш

< О 2 4 6 8 10 12

ХС (нмоль) О ХС • ХС-ЛНП

Рис. 8. Влияние холестерина на активность секФЛА2(НА)

ХС в свободном виде (открытые символы), либо инкорпорированный в ЛНП (закрытые символы), инкубировали с секФЛА2(ИА). Условия эксперимента как в подписи к рис. 7. Активность рассчитывали как процент от активности в отсутствие ХС или ЛНП с инкорпорированным в них ХС. Данные представлены как М + ББ пяти экспериментов.

ЭХС как в свободном виде, так и инкорпорированные в ЛНП, в широком диапозоне концентраций также не влияли на активность секФЛА2(ИА).

Как известно, липиды расположены в липидной глобуле в строго определенном порядке. Стационарное соотношение СФМ и ХС является одним из условий стабильности глобулы. Изменения концентрационных соотношений этих липидов могут модулировать свойства липопротеидной частицы. В результате влияние СФМ на активность секФЛА2(ИА) может измениться. Чтобы проверить данное предположение, в ЛНП, содержащие постоянное количество СФМ (2 нмоль), инкорпорировали разные количества ХС, а затем инкубировали эти ЛНП с секФЛА2(ИА).

СФМ /ХС (нмоль/нмоль)

Рис. 9. Влияние холестерина на ингибирование секФЛА2(ПА) сфингомиелином, содержащимся в частице ЛНП

К 20 мкг ЛНП (по белку), в которые было инкорпорировано 2 нмоль СФМ, добавили различные количества ХС. Полученные ЛНП инкубировали с секФЛА2(ИА) (активность секФЛА2(ИА) в инкубационной смеси составляла 30 пмоль ФЭ в мин) в течение 30 мин при 37 °С. Активность выражали в процентах от активности в отсутствие добавленных СФМ и ХС. Данные представлены как М + БЭ пяти экспериментов (р < 0,05).

Как видно на рис. 9, ЛНП с инкорпорированным в них СФМ подавляли активность секФЛА2(ПА) на 50%. Добавление ХС к ЛНП уменьшало приблизительно на 15 % это ингибирование, увеличив активность секФЛА2(ПА) до 72%. Надо отметить, что увеличение активности секФЛА2(НА) не зависело от концентрации ХС и сохранялось практически постоянным. Эти результаты отличаются от полученных выше результатов, в которых ХС, инкорпорированный в нативные ЛНП, наоборот, слегка подавлял (на 10 %) активность секФЛА2(ИА). Известно, что в биологических мембранах ХС тесно ассоциирован со СФМ [БЫпНгку, 1974; БЬйе, 1999; ВагепЬок, 2004]. Вероятно, полученные противоречия связаны с разной степенью влияния одного ХС и смеси ХС и СФМ на жидкостность липидного монослоя ЛНП, что отражается на активности секФЛА2(НА).

СФМ / ЭХС (нмоль/нмоль)

Рис. 10. Влияние эфиров холестерина на ингибирование активности секФЛА2(НА) сфингомиелином ЛНП

ЭХС инкорпорировали в ЛНП как описано в подписи рис. 9. Активность выражали в процентах от активности в отсутствие добавленных СФМ и ЭХС. Представлены данные 5 экспериментов (М + ББ), р < 0,05.

Аналогичным образом мы проверили, оказывают ли ЭХС модулирующее влияние на ингибирование активности секФЛА2(ПА) сфингомиелином. С этой целью различные количества ЭХС инкорпорировали в 20 мкг ЛНП (по белку), которые содержали 2 нмоль СФМ. Как видно на рис. 10, инкорпорирование ЭХС не повлияло на ингибирование активности секФЛА2(НА) сфингомиелином ЛНП.

Таким образом, на ингибирование секФЛА2(ПА) сфингомиелином, содержащимся в ЛНП, слабый восстанавливающий эффект оказывает ХС, причем этот эффект не зависит от концентрации ХС. ЭХС не влияют на ингибирование секФЛА2(ПА) СФМ ЛНП.

6. Влияние окЛОНП, окЛНП и окЛВП на активность секФЛА2(НА)

Окислительные процессы, происходящие в организме при воспалении, могут приводить к образованию окисленных форм липопротеидов. Как известно, окисленные липопротеиды, в отличие от нативных, проявляют различные биологические эффекты, способствующие атерогенезу [Tsimikas et al., 2008; Nakajima et al., 2006; Matsuura et al., 2006]. Логично было предположить, что влияние окисленных липопротеидов на активность секФЛА2(ПА) может отличаться от влияния нативных липопротеидов. Для проверки данного предположения были приготовили аутоокисленные окЛОНП, окЛНП и окЛВП, как описано в разделе «Материалы и Методы». Как показано на рис. 11, окЛНП значительно стимулировали активность очищенной секФЛА2(НА). Увеличение количества окЛНП в инкубационной среде приводило к увеличению количества свободной [14С]-меченной жирной кислоты, отщепившейся от радиоактивно меченного субстрата. Приблизительно 3-х кратное повышение активности секФЛА2(ПА) (по сравнению с базальным уровнем) наблюдалось при добавлении окЛНП в концентрации 40 мкг (р<0.01). Подобное стимулирующее влияние на активность очищенной секФЛА2(ПА) оказывали окЛВП и окЛОНП.

350 -г

_зоо 4

—■250 -.

о 200

О 150 -

£ Ю0 -

50 -

0 -0 5 10 20 40

окЛНП (мкг белка)

Рис. 11. Влияние окЛНП на активность очищенной секФЛА2(ПА)

ОкЛНП в различных концентрациях (5-40 мкг белка) инкубировали с секФЛА2(ПА), активность которой в инкубационной смеси составляла 30 пмоль ФЭ в мин, в течение 30 мин при 37 °С. Активность секФЛА2(ПА) выражали в процентах от базальной активности, рассчитанной в отсутствие окисленных липопротеидов. Данные представлены как М ± БО, п=5 (р<0,01)-

Влияние окисленных липопротеидов на очищенную секФЛА2(11А) могло отличаться от эффектов на секФЛА2(ПА), содержащуюся в сыворотке крови, т.к. компоненты сыворотки крови (различные метаболиты, белки, протеазы, антиоксиданты и т.д.) М017Т воздействовать на окисленные липопротеиды и препятствовать их эффектам. Чтобы проверить, сохраняют ли окисленные липопротеиды активирующий эффект на секФЛА2(ПА), находящуюся в сыворотке крови, различные количества окисленных липопротеидов (окЛНП, окЛВП и окЛОНП) проинкубировали с цельной и делипидированной сыворотками, аликвоты которых содержали 50 пг сехФЛА2(НА). Такое количество секФЛА2(ПА) в делипидированной сыворотке проявляло активность, равную активности очищенной секФЛА2(ПА) в инкубационной смеси выше представленных экспериментов (30 пмоль гидролизованного ФЭ в мин). Как видно на рис, 12, окЛНП,

окЛОНП и окЛВП стимулировали активность секФЛА2(НА) в делипидированной сыворотке, подобно их действию на очищенный фермент.

О 10 20 30 40 50 60 липопротеиды (мкг белка) окЛОНП докЛНП м окЛВП

Рис. 12. Стимуляция окисленными липопротеидами активности секФлА2(ПА), содержащейся в сыворотке крови

Различные количества ЛОНП (закрытые кружки), ЛНП (открытые треугольники) и ЛВП (закрытые квадраты) инкубировали с секФЛА2(ИА), содержащейся в делипидированной сыворотке (активность фермена в реакционной смеси в отсутствие липопротеидов составляла 30 пмоль ФЭ в мин) в течение 30 мин при 37 °С. Активность выражали как в подписи к рис. 11. Данные представлены как М + БО, п=5 (р < 0,01).

7. Влияние ЛНП с различной степенью окисления на активацию

секФлА2(ПА)

При окислении липопротеидов происходит изменение их фосфолипидного состава. Чем длительнее процесс окисления, тем больше окисленных фосфолипидов и ЛФХ образуется в липопротеидной частице. Эти продукты обладают широким спектром биологических эффектов. Например, ЛФХ активно участвует в развитии атеросклероза. ЛФХ является бифункциональной молекулой, поэтому биологические эффекты ЛФХ часто характеризуются двухфазной зависимостью от концентрации этого

фосфолипида. При высокой концентрации, превышающей критическую концентрацию мицеллообразования, ЛФХ может вызывать эффекты, противоположные эффектам его низких концентраций. Например, при низких концентрациях (менее 20 мкМ) ЛФХ активирует протеинкиназу С из мозга крысы, и, наоборот, подавляет её при высоких концентрациях (более 30 мкМ) [01бЫ е! а1., 1988]. Представлялось важным изучить влияние ЛНП, имеющих разную степень окисления, а, следовательно, и различный фосфолипидый состав, на активность секФлА2(НА). С этой целью были приготовлены ЛНП с разной степенью окисления. Степень окисления оценивали спектрофотометрически по образованию диеновых коньюгатов и количественными методами по образованию эквивалентов малонового диальдегида (ТВАЯБ) и по расщеплению ФХ и накоплению ЛФХ (табл. 3).

Табл. 3. Оценка степени окисления ЛНП в зависимости от количества образовавшегося в них ЛФХ и продуктов окисления

ЛНП ЛФХ (% от ФХ) ТВ АКБ нмоль/мг белка ЛНП

Нативные Слабо окисленные Средне окисленные Сильно окисленные < 1,8 ±0,2 < 15+2,4 <40 ±3,6 >40 ±3,6 <1,5 ±0,5 <8,4 ±4,2 <23,2 ±6,8 >55,6 ±5,2

Результаты настоящего исследования показали, что слабо и средне окисленные ЛНП, в которых менее 40% ФХ превратилось в ЛФХ, активировали очищенную секФлАгЩА). Активность секФЛА2(ИА) возрастала прямо пропорционально количеству добавленных в инкубационную смесь слабо и средне окисленных ЛНП (рис. 13). Сильно окисленные ЛНП, в которых более 40% ФХ превратилось в ЛФХ, наоборот, дозо-зависимым образом ингибировали секФЛА2(ПА) (рис. 14).

средне окисл. ЛНП (мкг белка)

Рис. 13. Влияние ЛНП, имеющих среднюю степень окисления, на активацию секФлА2(НА)

Разные количества средне окисленных ЛНП (в которых не более 40% ФХ расщепилось до ЛФХ) инкубировали с секФЛА2(ПА), количество которой в инкубационной смеси гидролизовало 30 пмоль ФЭ в мин. Активность секФЛА2(ПА) рассчитывали как процент от количества жирных кислот, выделившихся в отсутствие окисленных липопротеидов. Данные представлены как М + БО пяти независимых экспериментов (р < 0,01).

сильно окисл. ЛНП (мкг белка)

Рис. 14. Влияние сильно окисленных ЛНП на активность секФлАг(ИА)

Различные количества сильно окисленных ЛНП (в которых более 40% входящего в их состав ФХ расщепилось до ЛФХ) инкубировали с секФЛА2(ИА). Описание эксперимента как в подписи к рис. 13. Данные представлены как М + ББ пяти независимых экспериментов (р < 0,01).

8.Влияние окисленного фосфатндилхолина на активацию секФЛА2(ПА)

При окислении липопротеидов помимо ЛФХ в них образуются окисленные фосфолипиды. Клинические исследования выявили взаимосвязь между повышенным уровнем окисленных фосфолипидов, ассоциированных с аро-ВЮО липопротеидными частицами, и развитием различных сердечнососудистых событий у пациентов и здоровых доноров [Tsimikas et al., 2008; Kiechl et al., 2007; Choi et al., 2008]. Поскольку основным фосфолипидом липопротеидов, который легко подвергается окислению, является ФХ, в данной работе было исследовано влияние окисленного ФХ (1-пальмитоил-2-арахидонил-ФХ) (окФХ) на активацию секФЛА2(ПА).

ОкФХ как в свободном виде, так и инкорпорированный в ЛНП, стимулировал активность секФЛА2(ИА) (рис. 15). 1 нмоль окФХ, как свободного, так и инкорпорированного в ЛНП (20 мкг белка), увеличивал активность секФЛА2(ПА) приблизительно в 2 раза (около 200 %).

Окисленный ФХ (нмоль) ДокФХ О окФХ-ЛНП

Рис. 15. Активирующее влияние окисленного фосфатндилхолина на секФЛА2(ИА)

окФХ добавляли в инкубационную смесь либо в виде отдельных липосом (открытые символы), либо инкорпорированным в ЛНП в концентрациях, указанных на рисунке. Активность секФЛА2(ПА)оценивали по количеству отщепившейся жирной кислоты и выражали в процентах от базального уровня, рассчитанного в отсутствие окФХ и принятого за 100 %. Данные представлены как М + ББ пяти экспериментов (р < 0,01).

9. Конкурентное подавление сфингомиелином активации секФЛА2(ИА),

Молеклулы СФМ и ФХ (так же, как и окФХ) содержат в своей структуре идентичные фосфохолиновые группы. Следовательно, логично было предположить, что СФМ и окФХ могут конкурировать друг с другом при связывании с секФЛА2(ИА). Чтобы проверить это, в координатах Лайнуивера - Берка (двойные обратные величины) проанализировали активацию секФЛА2(НА) под действием окФХ в присутствии СФМ и без СФМ. Как видно на рис. 16, оба графика пересекаются в одной точке на оси ординат, а на оси абсцисс они отсекают разные участки, свидетельствующие об изменении константы активации (Ка) реакции. При активации секФЛА2(ИА) окисленным ФХ Ка равнялась 0.55 цМ, а в присутствии 4 мкМ СФМ Ка увеличилась в 2.4 раза и составила 1.33 цМ. Эти данные являются доказательством конкурентного ингибирования сфиргомиелином активации секФЛА2(ИА), происходящей под действием окФХ.

вызванной окисленным фосфатидилхолином

_1_ 0.012-, А

в присутствии СФМ

0.01 ■

без СФМ

Ка = 0.55рМ

-2.5 -2 -1.5 -1 -0.5

Ка = 1.33 уМ

0.5

1.5 2 2.5

11 [окФХ]

Рис. 16. Конкурентное подавление сфингомиелином активации секФЛА2(ПА), вызванной окисленным фосфатидилхолином Анализ в координатах Лайнуивера - Берка (двойные обратные величины)

Исходя из полученных результатов, можно предположить, что СФМ к окФХ могут взаимно устранять эффекты, оказываемые ими на активность секФЛА2(11А). Чтобы проверить это, к ЛНП, в которые был инкорпорирован СФМ, добавили разные количества окФХ и оценили их влияние на активность секФЛА2(ПА). Как видно на рис. 17, увеличение концентрации окФХ в ЛНП приводило к устранению ингибирующего эффекта СФМ и значительно стимулировало активность секФЛА2(ПА). ОкФХ в концентраций 4 нмоль увеличил активность секФЛА2(ИА) более, чем в 2. 5 раза (270 %).

СФМ/окФХ (нмоль/нмоль)

Рис. 17. Устранение окисленным фосфати дилхо лином, инкорпорированным в ЛНП, ингибирующего эффекта с фин го миелина

СекФЛА2(ПА) в количестве, гидролизующем 30 пмоль ФЭ в мин, инкубировали с радиоактивно меченными липосомамй ФЭ. Активность секФЛА2(ПА) рассчитывали по количеству отшепившейся арахидоновой кислоты и принимали за 100%, Затем в инкубационную смесь добавили 2 нмоль СФМ, инкорпорированного в ЛНП (20 мкг по белку), который заблокировал активность секФЛА2([1А) на 50%. Последующее добавление окФХ (от 0,5 до 4 нмоль) приводило к устранению ингибирующего эффекта СФМ и стимуляции активности секФЛА2(ЦА). Представлены данные 6 экспериментов (М + р < 0,01).

Чтобы проверить, устраняет ли СФМ активирующий эффект окФХ, к 20 мкг ЛНП (по белку), содержащим 1 нмоль окФХ. добавляли разные

количества СФМ и оценивали их влияние на активность еекФЛА2(ПА). Как видно на рис. 18, окФХ, инкорпорированный в ЛНП в концентрации 1 нмоль, увеличил активность секФЛА2(НА) более, чем в 2 раза. Последующее добавление к этим ЛНП различных концентраций СФМ привело к понижению активности секФЛА2(ПА) и в концентрации 8 нмоль СФМ практически полностью устранил активирующий эффект окФХ,

окФХ / СФМ (нмоль/нмоль)

Рис. 18. Устранение сфингомиелином активации секФЛА2(ПА), индуцированной окисленным фосфатидилхолимом

В инкубационную смесь, содержащую секФЛА2(ПА) в количестве, гидролизующем 30 пмоль ФЭ в мин (активность принимали за 100 %), добавили 1 нмоль окФХ, инкорпорированного в ЛНП (20 мкг по белку), который повысил активность секФЛА2(ПА) до 235 %. Затем в инкубационную смесь в разных количествах добавили СФМ, который устранил активирующие влияние окФХ и ингибировал активность секФЛА2(ПА). Активность секФЛА2(ПА выражали в процентах от исходного уровня. Представлены данные 4 экспериментов (М + 80, р < 0,01).

Аналогичным образом было проверено, может ли ХС модулировать активирующий эффект окФХ на секФДА2(11А), Как видно на рис. 19, ХС не оказал никакого влияния на активирующее действие окФХ.

окФХ /ХС (нмоль/нмоль)

Рис. 19. Влияние холестерина на активацию секФЛА2(ПА), индуцированную окисленным фосфатидилхолином

В инкубационную смесь, активность секФЛА2(ПА) в которой была стимулирована 1 нмоль окФХ (содержащимся в ЛНП) до 230 %, добавляли разные количества ХС. Присутствие ХС в инкубационной смеси не повлияло на активность секФЛА2(ПА). Активность секФЛА2(ПА выражали в процентах от базального уровня. Данные представлены как М + ББ, п=4.

Таким образом, в регуляцию активности секФЛА2(ИА) вовлечены СФМ и окФХ, содержащиеся в липопротеидных частицах. ХС и ЭХС не влияют на активность секФЛА2(ИА).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

После проведения коронарной ангиопластики в участке сосуда, который подвергся эндоваскулярному вмешательству, активизируются воспалительные процессы. У некоторых больных локальные воспалительные процессы могут приводить к рестенозу. В данном исследовании показано, что после ангиопластики у больных с развивающимся рестенозом активируется провоспалительный фермент секФЛА2(ПА). Активность фермента в сыворотке крови этих больных возрастает в несколько раз, в то

время как у больных без развивающегося рестеноза (также как и у здоровых доноров) активность секФЛА2(ПА) остаётся незначительной или вообще не детектируется существующими в настоящее время методами. Стимуляции активности секФЛА2(ИА) способствуют окисленные липопротеиды. В норме активность секФЛА2(НА) в сыворотке крови подавлена циркулирующими нативными липопротеидами ЛОНП, ЛНП и ЛВП. Компонентом липопротеидной частицы, ингибирующим активность секФЛА2(ПА), является СФМ. В окисленных липопротеидах содержится окФХ, отсутствующий в нативных липопротеидах. ОкФХ активирует секФЛА2(ИА). ОкФХ и СФМ конкурируют друг с другом за связывание с секФЛА2(ПА). В зависимости от соотношения концентраций этих веществ может происходить либо активация, либо ингибирование секФЛА2(ИА), а это значит, что изменение соотношения между концентрациями нативных и окисленных липопротеидов может регулировать активность секФЛА2(ИА) и влиять на развитие рестеноза после коронарной ангиопластики.

ВЫВОДЫ

1. Выявлена связь между секФЛА2(11А) и вероятностью развития рестеноза коронарных артерий после проведения транслюминальной коронарной ангиопластики. Обнаружено, что в первые сутки после ангиопластики концентрация секФЛА2(ПА) значительно повышается в сыворотке крови больных с последующим рестенозом и сохраняется повышенной в течение 7 суток после вмешательства. У больных, рестеноз у которых не развивается, повышение уровня секФЛА2(ИА) после ангиопластики существенно меньше. Активность секФЛА2(ПА) после коронарной ангиопластики значительно увеличивается у больных с последующим рестенозом, в то время как у больных без развивающегося рестеноза активность фермента незначительна и не изменяется после ангиопластики;

2. Сыворотка крови здоровых доноров не проявляет активности секФЛА2(НА), несмотря на присутствие в ней значительного количества фермента. Активность секФЛА2(ИА) проявляется после удаления из сыворотки всех классов липопротеидов, что свидетельствует об участии циркулирующих липопротеидов в регуляции активности секФЛА2(НА);

3. Нативные липопротеиды разных классов (ЛОНП, ЛНП и ЛВП) ингибируют активность как очищенной секФЛА2(ИА), так и секФЛА2(НА), содержащейся в сыворотке крови;

4. Окисленные липопротеиды (окЛОНП, окЛНП и окЛВП), стимулируют активность секФЛА2(НА). Влияние окисленных липопротеидов на секФЛА2(ИА) зависит от степени изменения их фосфолипидного состава, происходящего при окислении;

5. Проведён анализ влияния липидов, входящих в структуру липопротеидной частицы, на активность секФЛА2(ПА). Холестерин и эфиры холестерина не оказывают влияния на активность секФЛА2(ИА), в то время как сфингомиелин в составе липопротеидов ингибирует, а окисленный фосфатидилхолин активирует секФЛА2(ПА);

6. Влияние сфингомиелина и окисленного фосфатидилхолина на активность секФЛА2(НА) носит конкурентный характер. Изменение соотношения между концентрациями этих фосфолипидов, а также между концентрациями нативных и окисленных липопротеидов может изменять активность секФЛА2(ПА) в крови человека, приводя либо к её ингибированию, либо к стимуляции.

Практические рекомендации

Определение концентрации и активности секФЛА2(ИА) в сыворотке крови больных ИБС после транслюминальной коронарной ангиопластики можно рекомендовать в качестве прогностического параметра для идентификации пациентов с повышенным риском развития рестеноза.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ в периодических изданиях, рекомендованных ВАК:

1. Суслова ИВ, Коротаева АА, Проказова НВ. Изменение параметров равновесного связывния [ЗН]-хинуклидинилбензилата на мембранах предсердия кролика под действием лизофосфатидилхолнна. ДАН. 1995; 343: 273-276.

2. Korotaeva A. Cheglakov I, Prokazova N. Inhibitory effect of ^phosphatidylcholine and phospholipase A2-treated low density lipoproteins on receptor-dependent regulation of [Ca2+]i in platelets. Platelets. 1997; 8: 43-51.

3. Проказова НВ, Звездина НД, Суслова ИВ, Коротаева АА, Турпаев ТМ. Влияние лизофосфатидилхолина на чувствительность сердечной мышцы к ацетилходину и параметры связывания хинуклидинилбензилата с мембранами миокарда. Рос. физиол. журн. им. И.М.Сеченова. 1998; 84: 969-978.

4. Коротаева АА, Голованова НК, Власик ТН, Янушевская ЕВ, Цибульский ВП, Якушкин ВВ, Творогова МГ, Морозкин АД, Проказова НВ. Иммунореактивность апобелка В-100 и связывание с ЛНП-рецептором липопротеинов низкой плотности, обработанных фосфолипазой А2. Биохимия. 1998; 63: 1682-1690.

5. Проказова НВ, Звездина НД, Коротаева АА. Влияние лизофосфатидилхолина на передачу трансмембранного сигнала внутрь клетки. Биохимия. 1998; 63(1): 38-46.

6. Fabisiak J, Tyurin V, Tyurina Y, Borisenko G, Korotaeva A, Pitt B, Lazo J, Kagan V. Redox regulation of copper-metallothionein. Arch Biochem Biophys. 2000; 363:171-181.

7. Коротаева АА, Проваторов СИ, Самойлова ЕВ, Каминный АИ, Сумароков АБ, Пиркова АА, Самко АН, Проказова НВ. Уровень секреторной фосфолипазы А2 в сыворотке крови как предиктор рестеноза после коронарной ангиопластики. Тер. Архив. 2002; 4: 12-15.

8. Korotaeva АА, Samoilova EV, Kaminny AI, Pirkova АА, Resing ThJ, Erne P, Prokazova NV, Tkachuk VA, Chazov EI. The catalytically active secretory phospholipase A2 type ИА is invotved in restenosis development after PTCA in human coronary arteries and generation of atherogenic LDL. Mol Cell Biochem. 2005; 270:107-113.

9. Самойлова ЕВ, Пиркова АА, Проказова НВ, Коротаева АА. Влияние сыворотки крови пациентов с сердечно-сосудистыми заболеваниями на каталитическую активность секреторной фосфолипазы А2 (IIA). Бюлл эксп биол мед. 2006; 142 (11): 525-527.

10. Коротаева АА, Самоходская ЛМ, Бочков ВН. Ингибирование воспалительных эффектов липополисахарида бактерий продуктами окисления липидов. Биомедицинская химия. 2007; 53(1): 65-71.

11. Пиркова АА, Самойлова ЕВ, Амелюшкина ВА, Каминный АИ, Проказова НВ, Титов ВН, Наумов ВГ, Кухарчук ВВ, Коротаева АА. Влияние терапии аторвастатином на уровень секреторной фосфолипазы А2 группы ИА и модификацию ЛНП у пациентов с ишемической болезнью сердца. Кардиология. 2007; 47(4): 37-40.

12. Проказова НВ, Самовилова НН, Голованова НК, Грачева ЕВ, Андреева ЕР, Коротаева АА. Липидные вторичные посредники и клеточная сигнализация в сосудистой стенке. Биохимия. 2007; 72(8): 981-994.

13. Торховская Т.Н., Халилов Э.М., Коротаева А.А. Липидомика: новые подходы к изучению клеточной сигнализация и перспективы применения в медицине. Бюлл эксп биол мед. 2007; (прилож. 2): 33-38.

14. Коротаева АА, Самойлова ЕВ, Пиркова АА, Проказова НВ. Влияние ЛНП на активность провоспалительной секреторной фосфолипазы А2(ПА) зависит от степени их окисления. Рос. физиол. журн. им. И.М.Сеченова. 2009; 95(5):476-483.

15. Korotaeva АА, Samoilova EV, Ameliushkina VA, Pirkova АА, Prokazova NV, Tkachuk VA, Chazov EI. Opposite effects of native and oxidized lipoproteins on proinflammatory secretory phospholipase A2 group. Prostaglandins and Other Lipid Mediators. 2009;

в научных журналах и материалах симпозиумов и конференций:

16. Коротаева АА, Чеглаков ИБ., Морозкин АД, Проказова НВ. Влияние лизофосфатидилхолина на структуру и биологические свойства липопротеинов низкой плотности. Тезисы симпозиума «Липопротеиды и атеросклероз». С-Петербург. 1995:18.

17. Korotaeva A, Cheglakov I, Vasilevskaya V, Prokazova N. Role of membrane lipids in adhesion, activation and aggregation of platelets. 7th Erfurt Conference on platelets. Abstract. Erfurt. Germany. 1998: 24.

18. Korotaeva A, Prokazova N. Lisophosphatidylcholine is a bioactive product of phospholipase A2 reaction. International Conference on Phospholipase A2. Abstract. Berlin, Germany. 1999: P10.

19. Korotaeva A, Cheglakov I, Golovanova N, Vlasik T, Yanushevskaya E, Tsibulsky V, Yakushkin V, Prokazova N. Protective role phospholipase A2 in processes of LDL modification. XII International Symposium on Atherosclerosis. Abstract. Stockholm, Sweden. 2000: 245.

20. Проваторов СИ, Коротаева АА, Самойлова ЕВ, Самко АН. Активность секреторной фосфолипазы А2 после коронарной ангиопластики. Тезисы 5-ой ежегодной сессии НЦССХ им.АН.Бакулева РАМН. 2001: 42.

21. Korotaeva A, Provatorov S, Samoilova E, Samko A, Chazov E. Evidence of possible involvement of secretory phospholipase A2 in coronary restenosis. XIY International Symposium on drugs affecting lipid metabolism. Abstract. New York, USA. 2001: 472.

22. Provatorov S, Korotaeva A, Samoilova E, Samko A, Pirkova A, Sumarokov A, Chazov E. Secretory phospholipase A2 as an inflammatory predictor of coronary restenosis. XI Congress of the Mediterranean league of angiology and vascular surgery. Abstract. Chios, Greece. 2001:216.

23.Коротаева AA, Самойлова ЕВ, Пиркова AA, Сумароков АБ, Наумов ВГ. Участие секреторной фосфолипазы А2 плазмы крови в модификации липопротеинов низкой плотности. Тезисы III Всероссийского Национального Конгресса кардиологов. Санкт-Петербург. 2002: 75.

24. Korotaeva A, Samoilova Е, Pirkova A, Sumarokov A, Naumov V. Involvement of blood serum phospholipase A2 in modification of LDL. 6th International Symposium on global risk of coronary heart disease and stroke. Abstract. Fllorence, Italy.2002: 387.

25. Коротаева AA. Липиды и статины в процессах воспаления, тромбообразования и тромболизиса. Сборник трудов научной сессии «Фундаментальные исследования и прогресс кардиологии».2002:122-126.

26. Проваторов СИ, Самко АН, Арефьева ТИ, Красникова ТЛ, Коротаева АА. Патогенез рестенозов после коронарной ангиопластики. Сборник трудов научной сессии «Фундаментальные исследования и прогресс кардиологии». 2002: 127-132.

27. Provatorov S, Arefieva 'Г, Krasnikova Т, Kuhtina N, Korotaeva A, Samko A, Chazov E. Markers of inflammation in restenosis and in unstable plaques: indexes for antiinflammatory treatment. US-Russia Joint Simposium on the role of infections and inflammatory responses in the heart and lung. Abstract. Orlando, USA. 2003: 267.

28. Пиркова AA, Ежов MB, Самойлова ЕВ, Самойленко ЕЮ, Коротаева АА. Наумов ВГ. Влияние аторвастатина на С-реакгивный белок и секреторную фосфолипазу А2 у больных ишемической болезнью сердца. Материалы форума «Кардиология 2006» 2006:110.

29. Титов ВН, Арапбаева АА, Пиркова АА, Коротаева АА, Амелюшкина ВА, Наумов ВГ, Кухарчук ВВ. Содержание индивидуальных жирных кислот и липидов в липопротеидах плазмы крови у больных с гиперлипидемией при приеме статинов. Кардиологический вестник. 2006; 1(2): 32-38.

30. Pirkova А.А., Ezhov MV, Samoilova EV, Samoylenko EY, Korotaeva AA, Naumov VG. The effect of atorvastatin on serum phospholipase A2 IIA type and lipids composition of

LDL particles in patients with coronary heart disease. XII international symposium on atherosclerosis. Abstract. Rome, Italy. 2006: 581 A. 31. Коротаева AA, Проказова HB, Звездина НД. Фосфолипаза A2 и продукт ее реакции лизофосфатидилхолин в процессе атерогенеза. Механизмы нервных и нейроэндокринных регуляций. Тезисы конференции с международным участием, посвященной 90-летию академика Т.М. Турпаева. Москва, 2008: 68-69.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

апоВ 100 - липопротеин В100 ГМК- гладкомышечные клетки ИБС - ишемическая болезнь сердца ЛВП - липопротеиды высокой плотности ЛНП - липопротеиды низкой плотности ЛОНП - липопротеиды очень низкой плотности ЛФХ - лизофосфатидилхолин (лизолецитин) OA - огибающая артерия

окЛВП - окисленные липопротеиды высокой плотности

окЛНП - окисленные липопротеиды низкой плотности

окЛОНП - окисленные липопротеиды очень низкой плотности

окФХ - окисленный 1-пальмитоил-2-арахидонил-фосфатидилхолин

ПКА - правая коронарная артерия

ПНА - передняя нисходящая артерия

секФЛА2(ИА) - секреторная фосфолипаза А2 группы IIA

СФМ - сфингомиелин

ТБКА - транслюминальная баллонная коронарная ангиопластика ФАТ - фактор активации тромбоцитов

ФАТ-ацилгидролаза - липопротеид-ассоциированная фосфолипаза А2

ФХ - фосфатидилхолин (лецитин)

ФЭ - фосфатидилэтаноламин

ХС - холестерин

ЭХ - эфиры холестерина

Отпечатано в отделе оперативной печати Геологического ф-та МГУ Тираж |00 экз. Заказ № 3е

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Коротаева, Александра Алексеевна

страницы

Список сокращений

Введение

Глава I. Обзор литературы

1.1. Роль хронического воспаления в процессах атерогенеза

1.2. Чрезкожная транслюминальная коронарная баллонная ангиопластика как один из основных методов лечения ишемической болезни сердца

1.3. Коронарография

1.4. Рестеноз - проблема реваскуляризации коронарных артерий

1.4.1. Механизмы развития рестеноза

1.4.2. Методы профилактики рестенозов

1.5. Окисленные ЛНП и атерогенез

1.6. Лизофосфатилхолин, продукт секФЛА2(ПА)-реакции, в развитии атеросклероза

1.7. Секреторная фосфолипазы А2 группы НА и её роль в атерогенезе

1.7.1. Семейство фосфолипаз А2 и секФЛА2(ПА)

1.7.2. Экспрессия секФЛА2(ПА) в тканях человека и различными клетками

1.7.3. Свойства секФЛА2(ПА)

1.7.4. Биологические функции секФЛА2(ПА)

1.7.5. Локализация секФЛА2(ПА) в стенке артерий

1.7.6. Модификация липопротеидов плазмы крови секФЛА2(ПА)

1.7.7. СекФЛА2(ПА) в развитии атеросклеротической бляшки

1.7.8. СекФЛА2(ПА) как прогностической маркёр сердечно-осудистых заболеваний

1.7.9. Фармакологические ингибиторы секФЛА2(ПА)

Введение Диссертация по биологии, на тему "Секреторная фосфолипаза A2 группы IIA в сыворотке крови больных после коронарной ангиопластики"

Ишемическая болезнь сердца (ИБС) является одной из наиболее частых причин смертности и инвалидизации населения во всём мире [Чазов, 2008]. Это заболевание в большинстве случаев обусловлено стенозирующим атеросклерозом коронарных артерий. Для лечения больных с ИБС в настоящее время широко используется транслюминальная баллонная коронарная ангиопластика. Этот рентгеноваскулярный метод малотравматичен, не требует вскрытия грудной клетки, остановки сердца, общего наркоза и характеризуется хорошей переносимостью. Однако у ряда пациентов через несколько месяцев после проведения ангиопластики развивается повторное гемодинамически значимое сужение коронарной артерии, рестеноз, приводящий к возобновлению клиники стенокардии. Совершенствование эндоваскулярной технологии и применение стентов с различными лекарственными покрытиями позволило повысить эффективность коронарной ангиопластики и уменьшить число рецидивов, однако это не привело к окончательному решению проблемы рестенозов. К сожалению, в настоящее время невозможно не только предотвратить рестеноз, но и предсказать его развитие у конкретного больного. Существующие предикторы рестеноза, такие как диаметр артерии, протяженность стеноза и др., позволяют лишь отнести пациента к группе повышенного риска в отношении развития рестеноза. Для выявления вероятности развития рестеноза у пациентов, после коронарной ангиопластики, нужно учитывать специфические факторы, отражающие механизмы рестенозирования [Чазов, 2001; Ткачук, 2003].

Рестеноз - многофакторный процесс,, важную роль в котором играет воспаление. Одним из ферментов, принимающим' активное участие в развитии воспаления, является секреторная фосфолипаза А2 группы НА (секФЛА2(ПА)). Этот фермент участвует в образовании медиаторов воспаления - лейкотриенов, простагландинов, фактора активации тромбоцитов, биоактивных лизофосфолипидов. В настоящее время к секФЛА2(НА) привлечено пристальное внимание врачей и исследователей. Фермент обнаружен в стенке сосуда на всех стадиях развития атеросклеротического поражения [Elinder et al, 1997; Menschikowski et al., 1995; Piek et al., 2002]. СекФЛА2(ПА) присутствует в интиме, медии и адвентиции сосудистой стенки, в пенистых клетках, в очагах кальцификации, участках клеточного некроза и экстрацеллюлярном матриксе [Hurt-Camejo et al., 1997; Schiering et al., 1999]. У пациентов с сердечно-сосудистыми заболеваниями повышенный уровень секФЛА2(НА) в плазме крови является предиктором развития таких неблагоприятных сердечно-сосудистых событий, как нестабильная стенокардия, инфаркт миокарда, смерть [Kugiyama et al., 2000; Mallat et al., 2005; Boekholdt et al., 2005; Mallat et al., 2007]. Выявление возможной взаимосвязи между рестенозом и содержанием или активностью провоспалительной секФЛА2(ПА) в сыворотке крови пациентов после коронарной ангиопластики может привести к созданию удобного и информативного метода прогноза развития рестеноза.

Механизмы, регулирующие активность секФЛА2(ИА) в крови- мало изучены. СекФЛА2(ПА), содержащаяся в плазме крови, не всегда проявляет свою каталитическую активность. Это может свидетельствовать о наличии в плазме крови компонентов как ингибирующих, так и активирующих секФЛА2(ИА), соотношение которых может изменяться при определенных физиологических условиях. Многочисленные попытки исследователей обнаружить в крови человека белок, селективно ингибирующий секФЛА2(ПА), оказались безуспешными. В плазме крови помимо белков содержатся различные липиды, многие из, которых являются биоактивными молекулами, проявляющими различные физиологические эффекты. Очень хорошо такие эффекты описаны для лизофосфолипидов, окисленных фосфолипидов и сфинголипидов [Проказова и соавт. 2007; Торховская и соавт., 2007; Алесенко 1998; Kougias et al., 2006; Berliner et al., 2008]. Липиды нерастворимы в воде, и в плазме крови они находятся в составе циркулирующих липопротеидов (ЛОНП, ЛНП и ЛВП). При воспалении фосфолипиды, содержащиеся в липопротеидах, могут окисляться, в результате чего образуются окисленные липопротеиды, фосфолипидный состав которых отличается от фосфолипидного состава нативных липопротеидов. Окисленные ЛНП, в отличие от нативных ЛНП, вовлечены в развитие атеросклеротических поражений сосудов. Клинические исследования выявили строгую корреляцию между уровнями окисленных ЛНП и провоспалительной секФЛА2(ПА) [Paradis et al., 2006]. Поэтому исследование влияния нативных и окисленных липопротеидов, а также входящих в их состав фосфолипидов на активность секФЛА2(ИА) может дать представление о возможных механизмах регуляции секФЛА2(ПА) в плазме крови человека и указать на новые мишени для терапевтического вмешательства при ИБС и развитии рестеноза сосудов после коронарной ангиопластики.

Целью данного исследования было выяснить связь между провоспалительной секФЛА2(ПА) и вероятностью развития рестеноза после коронарной ангиопластики у больных ИБС, а также идентифицировать липидные регуляторы активности секФЛА2(ПА), находящиеся в сыворотке крови человека.

Задачи:

1. Определить уровень и каталитическую активность секФЛА2(ПА) в сыворотке крови больных ИБС до коронарной ангиопластики, в течение 7 дней и через 6 месяцев после реваскуляризации и сравнить эти показатели у больных с развившимся рестенозом и без рестеноза;

2. Определить влияние циркулирующих нативных липопротеидов на каталитическую активность секФЛА2(ПА);

3. Определить влияние окисленных липопротеидов и степень их окисления на активность секФЛА2(ПА);

5. Определить липидные компоненты липопротеидной частицы, влияющие на активность секФЛА2(ПА).

Научная новизна: В данной работе впервые установлена взаимосвязь между провоспалительной секФЛА2(ПА) и развитием рестеноза. Показано, что после транслюминальной коронарной ангиопластики у больных с последующим рестенозом концентрация и активность секФЛА2(ПА) в сыворотке крови значительно повышены по сравнению со значениями до проведения процедуры. При этом наблюдается непропорционально большее повышение активности этого фермента, чем его концентрации. У больных без развивающегося рестеноза активность секФЛА2(ПА) сохраняется низкой до и после проведения коронарной ангиопластики, в то время как у больных с последующим рестенозом активность секФЛА2(ИА) резко и значительно возрастает после процедуры.

Впервые показано, что циркулирующие в плазме крови липопротеиды (ЛОНП, ЛНП и ЛВП) регулируют активность секФЛА2(ПА). Активность секФЛА2(НА) ингибируется нативными ЛОНП, ЛНП и ЛВП.

Впервые показано, что сфингомиелин, содержащийся во всех классах липопротеидов, ингибирует секФЛА2(ПА). При окислении в липопротеидах может образовываться окисленный фосфатидилхолин, который, в отличие от сфингомиелина, активирует секФЛА2(НА). Сфингомиелин конкурирует с окисленным фосфатидилхолином за связывание с секФЛА2(ПА), и изменение соотношения между концентрациями этих фосфолипидов в составе нативных и окисленных липопротеидов может влиять на регуляцию секФЛА2(ПА) в сыворотке крови человека, приводя либо к ингибированию, либо к стимуляции её активности.

Холестерин и эфиры холестерина, входящие в состав липопротеидов, не оказывают влияния на активность секФЛА2(ПА):

Сделано предположение, что изменение активности секФЛА2(ПА) под действием нативных и окисленных липопротеидов может влиять на развитие рестеноза коронарных^ сосудов.

Практическая значимость: Полученные данные расширяют представления о молекулярных механизмах развития рестеноза, в основе которых лежат воспалительные процессы. Так как, воспаление приводит к усилению секреции секФлА2(ПА) и окислению циркулирующих липопротеидов, изменение соотношения между концентрациями нативных и окисленных липопротеидов, а также сфингомиелина и окисленного фосфатидилхолина может влиять на развитие рестеноза коронарных артерий за счет изменения активности секФлА2(ПА). Полученные результаты могут быть использованы для поиска новых подходов в диагностике и лечении воспалительных и процессов и сосудистых осложнений после транслюминальной коронарной ангиопластики у больных ИБС. Повышенные значения уровня и активности секФЛА2(ПА) в сыворотке крови больных после коронарной ангиопластики (по сравнению с этими значениями до проведения процедуры) могут быть использованы как прогностические параметры для выявления больных с повышенным риском развития рестеноза.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Коротаева, Александра Алексеевна

165 ВЫВОДЫ

1. Выявлена связь между секФЛА2(ПА) и вероятностью развития рестеноза коронарных артерий после проведения транслюминальной коронарной ангиопластики. Обнаружено, что в первые сутки после ангиопластики концентрация секФЛА2(ПА) значительно повышается в сыворотке крови больных с последующим рестенозом и сохраняется повышенной в течение 7 суток после вмешательства. У больных, рестеноз у которых не развивается, повышение уровня секФЛА2(ПА) после ангиопластики существенно меньше. Активность секФЛА2(ПА) после коронарной ангиопластики значительно увеличивается у больных с последующим рестенозом, в то время как у больных без развивающегося рестеноза активность фермента незначительна и не изменяется после ангиопластики;

2. Сыворотка крови* здоровых доноров не проявляет активности секФЛА2(ПА), несмотря на присутствие в ней значительного количества фермента. Активность секФЛА2(ПА) проявляется после удаления из сыворотки всех классов липопротеидов, что свидетельствует об участии циркулирующих липопротеидов в регуляции активности секФЛА2(ИА);

3. Нативные липопротеиды разных классов (ЛОНП, ЛНП и ЛВП) ингибируют активность как очищенной секФЛА2(ПА), так и секФЛА2(ПА), содержащейся в сыворотке крови;

4. Окисленные липопротеиды (окЛОНП, окЛНП и окЛВП), стимулируют активность секФЛА2(ПА). Влияние окисленных липопротеидов на секФЛА2(ПА) зависит от степени изменения их фосфолипидного состава, происходящего при окислении;

5. Проведён анализ влияния липидов, входящих в структуру липопротеидной частицы, на активность секФЛА2(ИА). Холестерин и эфиры холестерина не оказывают влияния на активность секФЛА2(ПА), в то время как сфингомиелин в составе липопротеидов ингибирует, а окисленный фосфатидилхолин активирует секФЛА2(ПА);

6. Влияние сфингомиелина и окисленного фосфатидилхолина на активность секФЛА2(ПА) носит конкурентный характер. Изменение соотношения между концентрациями этих фосфолипидов, а также между концентрациями нативных и окисленных липопротеидов может изменять активность секФЛА2(ИА) в крови человека, приводя либо к её ингибированию, либо к стимуляции.

Практические рекомендации

Определение концентрации и активности секФЛА2(ПА) в сыворотке крови больных ИБС после транслюминальной коронарной ангиопластики можно рекомендовать в качестве прогностического параметра для идентификации пациентов с повышенным риском развития рестеноза.

167

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Коротаева, Александра Алексеевна, Москва

1. Алесенко A.B. Функции сфингозина в клеточной пролиферации и смерти. Биохимия 1998; 63(1): 62-68.

2. Доборджгинидзе Л.М., Грацианский H.A. Дислипидемия: липиды и липопротеиды, метаболизм и участие в атерогенезе. РМЖ 2000;8;7.

3. Нагорнев В. А. Атеросклероз и иммунное воспаление. БЭБМ 1996;122:4-8.

4. Нагорнев В.А., Назаров П.Г., Полевщиков A.B. Атерогенез и реакция "острой фазы" печени. АРХ Пат. 1998; 6:67-74.

5. Нагорнев В.А., Яковлева O.A., Мальцева C.B. Атерогенез как отражение развития иммунного воспаления в сосудистой, стенке. ВестРАМН 2000;10;45-50.

6. Насонов Е. Л. Маркеры воспаления и атеросклероз: значение С-реактивного белка. Кардиология 1999; 2:81-86.

7. Насонов Е.Л. Иммунологические маркеры атеросклероза. Тер. Арх. 2002; 74(5):80-85.

8. Проказова Н.В., Звездина Н.Д., Коротаева A.A. Влияние лизофосфатидилхолина на передачу трансмембранного сигнала внутрь клетки. Биохимия 1998;63(1):38-46.

9. Проказова Н.В., Самовилова H.H., Голованова Н.К., Грачева Е.В., Андреева Е.Р., Коротаева A.A. Лнпндные вторичные посредники и клеточная сигнализация в сосудистой стенке. Биохимия. 2007; 72(8):981-994.

10. Репин B.C., Смирнов В.Н. Фундаментальные науки против атеросклероза. М."Союзмединформ" 1989: 71.

11. Стрекаловский Д.В., Никифоров С.Б., Гольдберг O.A. Влияние трансплантации фетальной ткани печени на морфологические изменения при экспериментальном атеросклерозе. БЭБМ 1998; 1:134137.

12. Творогова М.Г., Рожкова Т.А., Кухарчук В.В., Титов В.Н. Сопоставление показателей обмена липопротеинов у лиц с низкой и высокой активностью переноса эфиров холестерина. Вопросы медицинской химии 1999;4:23-28.

13. Титов В.Н. Общность атеросклероза и воспаления: специфичность атеросклероза как воспалительного процесса. Кардиология. 1999; 5:4856.

14. Ткачук В.А., Авакян А.Е. Молекулярный механизм G-белков, связанных с мембранными рецепторами и системой вторичных месенджеров. Росс. Физиол. Жур. И.М.Сеченова 2003; 89(12):1478-90.

15. Торховская ТИ, Ипатова ОМ, Т.С.Захарова ТС, Кочетова ММ, Халилов ЭМ. Клеточные рецепторы к лизофосфолипидам как промоторы сигнальных эффектов. Биохимия 2007; 72(2):149-158.

16. Харченко В.И., Кокорина Е.П., Корякин М.В., Вирин М.М. Смертность от основных болезней системы кровообращения в России. Российский кардиологический журнал. 2005;1(51):5-15.

17. Чазов Е. Проблемы в лечении пациентов с ишемической болезнью сердца. Тер. Арх. 2000;72(9):5-9.

18. Чазов Е.И. Проблемы в первичной и вторичной профилактике сердечно-сосудистых заболеваний. Тер.Арх. 2002; 74(9):5-8.

19. Чазов Е.И. Диагноз XXI века. От субъективного к цели. Тер. Арх. 2001;73(8):5-8.

20. Чазов Е.И. Как уменьшить смертность от сердечно-сосудистых заболеваний. Тер. Арх. 2008;80(8):11-16.

21. Шальнова С.А., Деев А.Д., Оганов Р.Г. Факторы, влияющие на смертность от сердечно-сосудистых заболеваний в российской популяции. Кардиоваскулярная терапия и профилактика 2005;4(1):4-8.

22. Aarsman AJ, Neys FW, van der Helm HA, Kuypers FA, van den Bosch H. Sera of patients suffering from inflammatory diseases contain group IIA but not group V phospholipase A(2). Biochim Biophys Acta. 2000; 1502: 257263.

23. Aitken MA, Thomas T, Brennecke SP, Scott KF, Rice GE. Localization of type II phospholipase A2 messenger RNA and immunoactivity in human placenta and fetal membranes.Placenta. 199;17(7):423-439.

24. Aiyar N, Disa J, Ao Z, Ju H, Nerurkar S, Willette RN, Macphee CH, Johns DG, Douglas SA. Lysophosphatidylcholine induces inflammatory activation of human coronary artery smooth muscle cells. Mol Cell Biochem. 2007; 295(1-2):113-120.

25. Anderson PG, Bajaj RK, Baxley WA, Roubin GS. Vascular pathology of balloon-expandable flexible coil stents in humans. J Am Coll Cardiol. 1992; 19(2) :3 72-3 81.

26. Anthonsen MW, Stengel D, Hourton D, Ninio E, Johansen B. Mildly oxidized LDL induces expression of group Ha secretory phospholipase A(2) in human monocyte-derived macrophages. Arterioscler Thromb Vase Biol. 2000; 20(5): 1276-1282.

27. Anthonsen MW, Solhaug A, Johansen B: Functional coupling between secretory and cytosolic phospholipase A2 modulates tumor necrosis factor-alpha- and interleukin-1 beta-induced NF- kappa B activation. J Biol Chem 2001;276:30527-30536.

28. Ao C, Qi L, Xiong Z, Kang A, Guo H, Xue L, Huo Y. Circulating secretory type IIA phospholipase A2, lipoprotein (a) and soluble cellular adhesion molecule levels in patients with angina pectoris. Clin Biochem. 2008 Dec;41(18):1423-8.

29. Aviram M, Maor I. Phospholipase A2-modified LDL is taken up at enhanced rate by macrophages. Biochem Biophys Res Commun. 1992;185(l):465-72.

30. Baker SF, Othman R, Wilton DC. Tryptophan-containing mutant of human (group Ha) secreted phospholipase A2 has a dramatically increased ability to hydrolyze phosphatidylcholine vesicles and cell membranes. Biochemistry. 1998 Sep 22;37(3 8): 13203-11.

31. Balsinde J, Balboa MA, Insel PA, Dennis EA. Regulation and inhibition of phospholipase A2. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 1999;39:175-89.

32. Barbour SE, Dennis EA. Antisense inhibition of group II phospholipase A2 expression blocks the production of prostaglandin E2 by P388D1 cells. J Biol Chem. 1993;268(29):21875-82.

33. Barenholz Y. Sphingomyelin and cholesterol: from membrane biophysics and rafts to potential medical applications. Subcell Biochem. 2004; 37:167215.

34. Barnes P., Karin M. Nuclear factor-k B-a pivotal transcription factor in chronic inflammatory disease. N Engl Med J 1997; 336:1066-1071.

35. Barnette MS, Rush J, Marshall LA, Foley JJ, Schmidt DB, Sarau HM. Effects of scalaradial, a novel inhibitor of 14 kDa phospholipase A2, on human neutrophil function. Biochem Pharmacol. 1994;47(9): 1661-7.

36. Bauters C, Lablanche JM, McFadden EP, Leroy F, Bertrand ME. Clinical characteristics and angiographic follow-up of patients undergoing early or late repeat dilation for a first restenosis. J Am Coll Cardiol. 1992;20(4):845-848.

37. Berk BC, Wentraub WS, Alexander RW Elevation of C-reactive protein in acute coronary artery disease. A J Cardiol 1990; 65:168-172.

38. Berliner JA, Leitinger N, Tsimikas S. The role of oxidized phospholipids in atherosclerosis. J Lipid Res 2009; 50 Suppl: S207-S212.

39. Bevilacqua MP, Pober JS, Wheeler ME, Cotran RS, Gimbrone MA Jr. Interleukin-1 activation of vascular endothelium. Effects on procoagulant activity and leukocyte adhesion. Am J Pathol. 1985; 121(3):394-403.

40. Biascucci LM, Vitelli A, Liuzzo G. Elevated, levels of interleukin-6 in unstable angina. Circulation 1997; 96:2099.

41. Bossola M, Tazza L, Merki E, Giungi S, Luciani G, Miller ER, Lin EB, Tortorelli A, Tsimikas S. Oxidized low-density lipoprotein biomarkers in patients with end-stage renal failure: acute effects of hemodialysis. Blood Purif. 2007; 25(5-6):457-65.

42. Boyanovsky B B, Webb NR. Biology of Secretory Phospholipase A2. Cardiovasc Drugs Ther. 2009; 23:61-72.

43. Büchler M, Malfertheiner P, Schädlich H, Nevalainen TJ, Friess H, Beger HG. Role of phospholipase A2 in human acute pancreatitis. Gastroenterology. 1989;97(6): 1521-1526.

44. Buhmeida A, Bendardaf R, Hilska M, Laine J, Coll an Y, Laato M, Syrjänen

45. K, PyrhÖnen S. PLA2 (group IIA phospholipase A2) as a prognostic determinant in stage II colorectal carcinoma. Ann Oncol. 2009;20(7): 1230-5

46. Burk JE, Dennis EA. Phospholipase A2 Biochemistry. Cardiovasc Drugs Ther. 2009; 23:49-59.

47. Casterella PJ, Teirstein PS. Prevention of coronary restenosisCardiol Rev. 1999;7(4):219-231.

48. Chai YC, Binion DG, Chisolm GM: Relationship of molecular structure to the mechanism of lysophospholipid-induced smooth muscle cell proliferation. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2000; 279: HI830-38.

49. Chen L, Liang B, Froese DE. Oxidative modification of low density lipoprotein in normal and hyperlipidemic patients: effect of lysophosphadylcholine composition on vascular relaxation. J Lipid Res 1997;38:546-553.

50. Chen JH, Riazy M, Smith EM, Proud CG, Steinbrecher UP, Duronio V. Oxidized LDL-mediated macrophage survival involves elongation factor-2 kinase. Arterioscler Tliromb Vase Biol. 2009;29(l):92-8.

51. Chisolm GM, Steinberg D: The oxidative modifi cation hypothesis of atherogenesis: an overview. Free Radic Biol Med, 2000; 28: 1815-26.

52. Chock SP, Schmauder-Chock EA, Cordella-Miele E, Miele L, Mukherjee AB. The localization of phospholipase A2 in the secretory granule. Biochem J. 1994;300 (Pt 3):619-22.

53. Clark JD, Schievella AR, Nalefski EA, Lin LL.Cytosolic phospholipase A2. J Lipid Mediat Cell Signal. 1995;12(2-3):83-l 17.

54. Clowes AW, Reidy MA, Clowes MM. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Lab Invest. 1983;49(2):208-215.

55. Colles SM, Irwin KC, Chisolm GM: Roles of multiple oxidized LDL lipids in cellular injury: dominance of 7 beta-hydroperoxycholesterol. JLipid Res, 1996;37:2018-28.

56. Corson MA. Phospholipase A2 inhibitors in atherosclerosis: the race is on. Lancet. 2009 Feb 21;373(9664):608-10.

57. Crowl RM, Stoller TJ, Conroy RR, Stoner CR. Induction of phospholipase A2 gene expression in human hepatoma cells by mediators of the acute phase response. J Biol Chem. 1991;266(4):2647-51.

58. Cummings BS, McHowat J, Schnellmann RG. Phospholipase A(2)s in cell injury and death. J Pharmacol Exp Ther. 2000; 294:793-799.

59. Cupillard L, Mulherkar R, Gomez N, Kadam S, Valentin E, Lazdunski M, Lambeau G. Both group IB and group IIA secreted phospholipases A2 are natural ligands of the mouse 180-kDa M-type receptor. J Biol Chem. 1999; 274(11):7043-51.

60. Daemen MJ, Lombardi DM, Bosman FT, Schwartz SM. Angiotensin II induces smooth muscle cell proliferation in the normal and injured rat arterial wall. Circ Res. 1991;68(2):450-456.

61. Dangas G, Fuster V. Management of restenosis after coronary intervention. Am Heart J. 1996;132(2Pt l):428-436.

62. Domoki F, Zimmermann A, Lenti L, Tóth-Szuki V, Pardeike J, Müller RH,

63. Bari F. Secretory phospholipase A2 inhibitor PX-18 preserves microvascular reactivity after cerebral ischemia in piglets. Microvasc Res. 2009; 78(2):212-7.

64. Dragani TA. 10 years of mouse cancer modifier loci: human relevance. Cancer Res. 2003;63(12):3011-8.

65. Dua R, Cho W. Inhibition of human secretory class II phospholipase A2 by heparin. Eur J Biochem. 1994 Apr l;221(l):481-90.

66. Ebbecke M, Unterberg C, Buchwald A, Stohr S, Wiegand V. Antiproliferative effects of a c-myc antisense oligonucleotide on human arterial smooth muscle cells. Basic Res Cardiol. 1992; 87(6):585-91.

67. Eckey R, Menschikowski M, Lattke P, Jaross W. Minimal oxidation and storage of low density lipoproteins result in an increased susceptibility to phospholipid hydrolysis by phospholipase A2. Atherosclerosis. 1997; 132(2): 165-76.

68. EdelmaiT ER, Rogers C. Pathobiologic responses to stenting. Am J Cardiol. 1998 Apr 9;81(7A):4E-6Eio

69. Elinder LS, Dumitrescu A, Larsson P, Hedin U, Frostegard J, Claesson HE: Expression of phospholipase A2 isoforms in human normal and atherosclerotic arterial wall. Arterioscler Thromb Vase Biol 1997; 17: 22572263.

70. Erkkila AT, Narvanen O, Lehto S, Uusitupa MI, Yla-Herttuala S. Antibodies against oxidized LDL and cardiolipin and mortality in patients with coronary heart disease. Atherosclerosis. 2005; 183(1):157-162.

71. Esterbauer H, Striegl G, Puhl H, Rotheneder M. Continuous monitoring of in vitro oxidation of human low density lipoprotein. Free Radical Res. Commun 1989;6:67-72.

72. Esterbauer H, Schaur RJ, Zollner H: Chemistry and biochemistry of 4-hydroxynonenal, malonaldehyde and related aldehydes. Free Radic Biol Med, 1991; 11: 81-128.

73. Farrugia W, Rice GE, Wong MH, Scott KF, Brennecke SP. Release of Type II phospholipase A2 immunoreactivity and phospholipase A2 enzymatic activity from human placenta. J Endocrinol. 1997;153(l):151-7

74. Fishman NW, ICennard ED, Steenkiste AR, Popma JJ, Baim DS, Detre KM. New Approaches to Coronary Intervention (NACI) registry: history and methods. Am J Cardiol. 1997;80(10A):10K-18K.

75. Fonteh AN, Bass DA, Marshall LA, Seeds M, Samet JM, Chilton FH. Evidence that secretory phospholipase A2 plays a role in arachidonic acid release and eicosanoid biosynthesis by mast cells. J Immunol. 1994;152(11):5438-46.

76. Fraley AE, Tsimikas S. Clinical applications of circulating oxidized low-density lipoprotein biomarkers in cardiovascular- disease. Curr Opin Lipidol. 2006; 17(5):502-509.

77. Fräser H, Hislop C, Christie RM, Rick HL, Reidy CA, Chouinard ML, etal.Varespladib (A-002), a secretory phospholipase A2 inhibitor, reduces atherosclerosis and aneurysm formation in ApoE-/- Mice. J Cardiovasc Pharmacol 2009 (Epub ahead of print).

78. Frishman WH, Chiu R, Landzberg BR, Weiss M. Medical therapies for the prevention of restenosis after percutaneous coronary interventions.Curr Probl Cardiol. 1998; 23(10):534-635.

79. Frostegard J, Ulfgren AK, Nyberg P, Hedin, Swedenborg J, Andersson U, Hansson GK. Cytokine expression in advanced human atherosclerotic plaques: dominance of proinflammatory and macrophage-stimulating cytokines. Atherosclerosis 1999;145:33-4.

80. Frostegard J. Autoimmunity, oxidized LDL and cardiovascular disease. Autoimmun Rev. 2002; l(4):233-7.

81. Fuster V. Mechanisms leading to myocardial infarction: insights from studies of vascular biology. Circulation 1994;90:2126-2114.

82. Garcia Pastor P, De Rosa S, De Giulio A, Paya M, Alcaraz MJ. Modulation of acute and chronic inflammatory processes by cacospongionolide B, a novel inhibitor of human synovial phospholipase A2. Br J Pharmacol. 1999;126(1):301-11.

83. Garcia-Pastor P, Randazzo A, Gomez-Paloma L, Alcaraz MJ, Paya M. Effects of petrosaspongiolide M, a novel phospholipase A2 inhibitor, onacute and chronic inflammation. J Pharmacol Exp Ther. 1999;289(1): 16672.

84. Gelb MH, Cho W, Wilton DC. Interfacial binding of secreted phospholipases A(2): more than electrostatics and a major role for tryptophan. Curr Opin Struct Biol. 1999;9(4):428-432.

85. Gelb MH, Valentin E, Ghomashchi F, Lazdunski M, Lambeau G. Cloning and recombinant expression of a structurally novel human secreted phospholipase A2. J Biol Chem. 2000;275(51):39823-6

86. Ghesquiere SA, Gijbels MJ, Anthonsen M, van Gorp PJ, van der Made I, Johansen B, Hofker MH, de Winther MP. Macrophage-specific overexpression of group Ha sPLA2 increases atherosclerosis and enhances collagen deposition. J Lipid Res. 2005;46(2):201-10.

87. Glagov S. Intimal hyperplasia, vascular modeling, and the restenosis problem. Circulation. 1994;89(6):2888-2891.

88. Glass CIC, Witztum JL: Atherosclerosis. The road'ahead. Cell, 2001; 104: 503-16.

89. Glazier JJ, Varricchione TR, Ryan TJ, Ruocco NA, Jacobs AK, Faxon DP. Factors predicting recurrent restenosis after percutaneous transluminal coronary balloon angioplasty.Am J Cardiol. 1989;63(13):902-905.

90. Green JA, Smith GM, Buchta R, Lee R, Ho KY, Rajkovic IA, Scott KF. Circulating phospholipase A2 activity associated with sepsis and septic shock is indistinguishable from that associated with' rheumatoid arthritis. Inflammation. 1991; 15(5):355-367.

91. Gronroos JM, Forsstrom JJ, Irjala K, Nevalainen TJ. Phospholipase A2, C-reactive protein, and white blood cell count in the diagnosis of acute appendicitis. Clin Chem. 1994;40(9): 1757-60.

92. Gronroos JM, Kuttila K, Perttila J, Nevalainen TJ: Phospholipases A2 in the serum of patients after coronary artery bypass surgery. Crit Care Med 1996; 24:259-262.

93. Gronroos JO, Laine VJO, Nevalainen TJ. Bactericidal group IIA phospholipase A2 in serum of patients with bacterial infections, J. Infect. Dis. 2002;185: 1767-1772.

94. Haapamaki MM, Gronroos JM, Nurmi H, Soderlund K, Peuravuori H, Alanen K, Nevalainen TJ. Elevated group II phospholipase A2 mass concentration in serum and colonic mucosa in Crohn's disease. Clin Chem Lab Med. 1998;36(10):751-5.

95. Hack CE, Wolbink GJ, Schalkwijk C, Speijer H, Hermens WT, van den Bosch H. A role for secretory phospholipase A2 and C-reactive protein in the removal of injured cells. Immunol Today. 1997;18(3):111-115.

96. Hackeng TM, Mounier CM, Bon C, Dawson PE, Griffin JH, Kent SB. Total chemical synthesis of enzymatically active human type II secretory phospholipase A2. Proc Natl Acad Sci USA. 1997;94(15):7845-50.

97. Hakala JK, Oorni K, Ala-Korpela M, Kovanen PT. Lipolytic modification of LDL by phospholipase A2 induces particle aggregation in the absence and fusion in the presence of heparin. Arterioscler Thromb Vase Biol. 1999; 19(5): 1276-83.

98. Hamon M, Bauters C, McFadden EP, Wernert N, Lablanche JM, Dupuis B, Bertrand ME. Restenosis after coronary angioplasty. Eur Heart J. 1995; 16 Suppl 1:33-48.

99. Hansson G.K. Cell-mediated immunity in atherosclerosis. Curr Opin Lipidol 1997;8:301-311.

100. Hansson G.K. Immune mechanisms in atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vase Biol. 2001;21:1876-90.

101. Hara S, Imai Y, Murakami M, Mori H, Takahashi K, Kudo I, Naraba H, Oh-ishi S, Inoue K. Dynamics and participation of type II phospholipase A2 in rat zymosan-induced pleurisy. J Biochem. 1993; 114(4):509-12.

102. Harduin P, Tailleux A, Lestavel S, Clavey V, Fruchart JC, Fievet C. Immunological and functional properties- of in vitro oxidized low density lipoprotein. J Lipid Res. 1995;36(5): 919-30.

103. Hatch GM, Vance DE, Wilton DC. Rat liver mitochondrial phospholipase A2 is an endotoxin-stimulated membrane-associated enzyme of Kupffer cells which is released, during liver perfusion. Biochem J. 1993;293 (Pt l):143-50.

104. Havel RJ, Eder HA, Bragdon JH. The distribution and chemical composition of ultracentrifugally separated lipoproteins in human serum. J Clin Invest 1955;34(9): 1345-53.

105. Hayakawa M, Kudo I, Tomita M, Inoue K. Purification and characterization of membrane-bound phospholipase A2 from rat platelets. J Biochem. 1988;103(2):263-6.

106. Heeneman S, Cleutjens JP, Faber BC, Creemers EE, van Suylen RJ, Lutgens E, Cleutjens KB, Daemen MJ. The dynamic extracellular matrix: intervention strategies during heart failure and atherosclerosis. J Pathol. 2003;200(4):516-25.

107. Heistad DD, Wakisaka Y, Miller J, Chu Y, Pena-Silva R. Novel Aspects of Oxidative Stress in Cardiovascular Diseases. Circ J. 2009; 73(2):201-7.

108. Hernández M, Burillo SL, Crespo MS, Nieto ML. Secretory phospholipase A2 activates the cascade of mitogen-activated protein kinases and cytosolic phospholipase A2 in the human astrocytoma cell line 1321N1. J Biol Chem. 1998;273(1):606-12.

109. Hessler JR, Robertson AL Jr, Chisolm GM 3rd. LDL-induced cytotoxicity and its inhibition by HDL in human vascular smooth, muscle and endothelial cells in culture.Atherosclerosis. 1979; 32(3):213-29.

110. Hessler JR, Morel DW, Lewis LJ, Chisolm GM. Lipoprotein oxidation and lipoprotein-induced cytotoxicity .Arteriosclerosis. 1983; 3(3):215-22.

111. Hidi R, Vargaftig BB, Touqui L. Increased synthesis and secretion of a 14-kDa phospholipase A2 by guinea pig alveolar macrophages. Dissociation from arachidonic acid liberation and modulation by dexamethasone. J Immunol. 1993;151(10):5613-23.

112. Hoffmann R, Mintz GS, Dussaillant GR, Popma-JJ, Pichard AD, Satler LF, Kent KM, Griffin J, Leon MB'. Patterns and mechanisms of in-stent restenosis. A serial intravascular ultrasound study. Circulation. 1996;94(6): 1247-1254.

113. Horigome K, Hayakawa M, Inoue K, Nojima S. Purification and characterization of phospholipase A2 released from rat platelets. J Biochem. 1987; 101(3):625-31.

114. Hulthe J, Wiklund O, Hurt-Camejo E, Bondjers G. Antibodies to oxidized LDL in relation to carotid atherosclerosis, cell adhesion molecules, and phospholipase A(2). Arterioscler Thromb Vase Biol. 2001 Feb;21(2):269-74.

115. Hurt-Camejo E, Camejo G. Potential involvement of type II phospholipase A2 in atherosclerosis. Aterosclerosis 1997;132:1-8.

116. Hurt-Camejo E, Camejo G, Sartipy P. Phospholipase A2 and small, dense low-density lipoprotein. Curr Opin Lipidol. 2000; 11(5):465-71.

117. Hurt-Camejo E, Camejo G, Peilot H, Oorni K, Kovanen P. Phosphlipase A2 in Vascular Disease. Circulation Research 2001; 89:298-304.

118. Inada M, Tojo H, Kawata S, Tarui S, Okamoto M. Preferential distribution of group-II-like phospholipase A2 in mononuclear phagocytic cells in rat spleen and liver. Eur J'Biochem. 1991 ; 197(2):323-9.

119. Ino T, Ohkubo M. Dilation mechanism, causes of restenosis and stenting in balloon coarctation angioplasty. Acta Paediatr. 1997;86(4):367-371.

120. Jaber J, Murin J, Kinova S, Gavornic P, Ghanem Wisam MA, Radman A. The role of infection and inflammation in the pathogenesis of atherosclerosis. Vnitr Lek 2002;48(7):657-66.

121. Jacobson PB, Schrier DJ. Regulation of CD1 lb/CD18 expression in human neutrophils by phosholipase a2. J Immunol. 1993; 151: 5639-5652.-S

122. Jaross W, Eckey R, Menschilcowski M. Biological effects of secretory phospholipase A(2) group IIA on lipoproteins and in atherogenesis. Eur J Clin Invest. 2002;32(6):383-93.

123. Jongen LM, Hendrikse J, Waaijer A, van der Worp HB, Leijdekkers VJ, Lo RT, Mali WP, Prokop M. Frequency and Consequences of Early In-Stent Lesions after Carotid Artery Stent Placement.J Vase Interv Radiol. 2009.

124. Kalayoglu MV. Chlamydia heart shock protein 60 and lip polysaccharide: potential virulence determinants in atherogenesis. Curr Drug Targets Inflamm Allergy. 2002;3:249-255.

125. Karakas M, Koenig W. Varespladib methyl, an oral phospholipase A2 inhibitor for the potential treatment of coronary artery disease. IDrugs. 2009 Sep;12(9):585-92.

126. Katsuda S, Kaji T. Atherosclerosis and extracellular matrix. J Atheroscler Thromb. 2003;10(5):267-74.

127. Komatsu R, Ueda M, Naruko T, Kojima A, Becker AE. Neointimal tissue response at sites of coronary stenting in humans: macroscopic, histological, and immunohistochemical analyses. Circulation. 1998;98(3):224-233.

128. Kougias P, Chai H, Lin PH, Lumsden AB, Yao Q, Chen C. Lysophosphatidylcholine and secretory phospholipase A2 in vascular disease: mediators of endothelial dysfunction and atherosclerosis. Med Sci Monit 2006; 12:RA5-16.

129. Koumanov K, Wolf C, Bereziat G. Modulation of human type II secretory phospholipase A2 by sphingomyelin and annexin VI. Biochem J. 1997 Aug 15;326 ( Pt l):227-33.

130. Koumanov KS, Quinn PJ, Bereziat G, Wolf C. Cholesterol relieves the inhibitory effect of sphingomyelin on type II secretory phospholipase A2. Biochem J. 1998; 336 ( Pt 3):625-30.

131. Koumanov KS, Momchilova AB, Quinn PJ, Wolf C. Ceramides increase the activity of the secretory phospholipase A2 and alter its fatty acid specificity. Biochem J. 2002; 363(Pt 1):45-51.

132. Kovanen P, Pentikainen MO. Secretory Group II Phospholipase A2. A Newly Recognized Acute-Phase Reactant with a Role in Aterogenesis. Circ Res. 2000; 86(6):610-612.

133. Kovanen T, Pentikainen MO. Circulating lipoproteins as proinflammatory and anti-inflammatory particles in atherogenesis. Curr. Opin Lipid. 2003;14:411-419.

134. Kramer RM, Hession C, Johansen B, Hayes G, McGray P, Chow EP, Tizard R, Pepinsky RB. Structure and properties of a human non-pancreatic phospholipase A2. J Biol Chem. 1989;264(10):5768-75.

135. Krijnen PA, Meischl C, Nijmeijer R, Visser CA, Hack CE, Niessen HW. Inhibition of sPLA2-IIA, C-reactive protein or complement: new therapy for patients with acute myocardial infarction? Cardiovasc Hematol Disord-Drug Targets 2006; 6(2):113-23.

136. Kugiyama K, Kerns SA, Morrisett J., Roberts R, Henry PD. Impairment of endothelium-depended arterial relaxation by lysolecithin in low-density lipoproteins. Nature 1990; 344:160-162.

137. Kugiyama K, Yasutaka O, Kawano H, Sakamoto T, Soejima H, Ogawa H, Doi H, Sugiyama S, Yasue H. Prognostic Value of Plasma Levels of Secretory Type II Phospholipase A2 in Patients With Unstabile Angina. Am. J Cardiol. 2000; 86:718-722.

138. Kume N, Cybulsky MI, Gimbrone MA Jr. Lysophosphatidylcholine, a component of atherogenic lipoproteins, induces mononuclear leukocyte adhesion molecules in cultured human and rabbit arterial endothelial cells. J Clin Invest. 1992;90(3): 1138-44.

139. Kurihara H, Nakano T, Takasu N, Arita H. Intracellular localization of group II phospholipase A2 in rat vascular smooth muscle cells and its possible relationship to eicosanoid formation. Biochim Biophys Acta. 1991; 1082(3):285-92.

140. Laine VJ, Grass DS, Nevalainen TJ. Protection by group II phospholipase A2 against Staphylococcus aureus. J Immunol. 1999;162(12):7402-8.

141. Laine VJ, Grass DS, Nevalainen TJ. Resistance of transgenic mice expressing human group II phospholipase A2 to Escherichia coli infection. Infect Immun. 2000;68(l):87-92.

142. Lambeau G, Ancian P, Barhanin J, Lazdunski M. Cloning and expression of a membrane receptor for secretory phospholipases A2. J Biol Chem. 1994;269(3): 1575-8.

143. Landau C, Lange RA, Hillis LD. Percutaneous transluminal coronary angioplasty. N Engl J Med. 1994;330(14):981-993.

144. Leite JO, Vaishnav U, Puglisi M, Fraser H, Trias J, Fernandez ML. A-002 (Varespladib), a phospholipase A2 inhibitor, reduces atherosclerosis in guinea pigs. BMC Cardiovasc Disord. 2009 (Epub ahead of print).

145. Leitinger N. The role of phospholipid oxidation products in inflammatory and autoimmune diseases: evidence from animal models and in humans. Subcell Biochem. 2008; 49:325-50.

146. Lennartz MR, Brown EJ. Arachidonic acid is essential for IgG Fc receptor-mediated phagocytosis by human monocytes. J Immunol. 1991;147(2):621-626.

147. Lennartz MR, Lefkowith JB, Bromley FA, Brown EJ. Immunoglobulin G-mediated phagocytosis activates a calcium-independent, phosphatidylethanolamine-specific phospholipase. J Leukoc Biol. 1993;54(5):389-98.

148. Lennartz MR, Yuen AF, Masi SM, Russell DG, Buttle KF, Smith JJ. Phospholipase A2 inhibition results in sequestration of plasma membrane into electronlucent vesicles during IgG-mediated phagocytosis. J Cell Sci. 1997;110(Pt 17):2041-52.

149. Lennartz MR. Phospholipases and phagocytosis: the role of phospholipid-derived second messengers in phagocytosis. Int J Biochem Cell Biol. 1999;31(3-4):415-30.

150. Libby P. Inflammation in atherosclerosis. Nature. 2002;420(6917):868-874.

151. Libby P: Molecular bases of the acute coronary syndromes. Circulation 1995;91:2844-2850.

152. Lima LM, das Gra9as Carvalho M, da Fonseca Neto CP, Garcia JC, Sousa MO. Secretory phospholipase A2 in patients with coronary artery disease. J Thromb Thrombolysis. 2009. Epub ahead of print.

153. Liu-Wu Y, Hurt-Camejo E, Wiklund O. Lysophosphatidylcholine induces the production of IL-lbeta by human monocytes. Atherosclerosis. 1998 Apr;137(2):351-7.

154. Liuzzo G, Biasucci LM, Gallimore JR. The prognostic value of C-reactive protein and serum amyloid A protein in severe unstable angina. N Engl Med J 1994;331:417-424.

155. Lowry OH, Roseborough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem 1951;193:265-75.

156. Marki F, Franson R. Endogenous suppression of neutral-active and calcium-dependent phospholipase A2 in human polymorphonuclear leukocytes. Biochim Biophys Acta. 1986;879(2): 149-56.f

157. Matsuura E, Kobayashi K, Tabuchi M, Lopez LR. Oxidative modification of low-density lipoprotein and immune regulation of atherosclerosis. Prog Lipid Res. 2006; 45(6):466-86.

158. Matsuura E, Hughes GR, Khamashta MA. Oxidation of LDL and its clinical implication. Autoimmun Rev. 2008; 7(7):558-66.

159. Menschikowski M, Kasper M, Lattke P, Schiering A, Schiefer S, Stockinger H, Jaross W. Secretory group II phospholipase A2 in human atherosclerotic plaques. Atherosclerosis. 1995; 118(2): 173-81.

160. Menshikowski M, Muller E. Secretory nonpancreatic (group II) phospholipase A2 releases precursor of important mediators of inflammation from phospholipids. Atherosclersis 1999;144:73-78.

161. Menschikowski M, Hagelgans A, Siegert G. Secretory phospholipase A2 of IIA: is it an offensive or a defensive player during atherosclerosis and other inflammatory diseases? Prostaglandins Other Lipid Mediat 2006; 79(1-2);1-33.

162. Minami T, Tojo H, Shinomura Y, Matsuzawa Y, Okamoto M. Purification and characterization of a phospholipase A2 from human ileal mucosa. Biochim Biophys Acta. 1993;1170(2):125-30.

163. Minami T, Tojo H, Shinomura Y, Matsuzawa Y, Okamoto M. Increased group II phospholipase A2 in colonic mucosa of patients with Crohn's disease and ulcerative colitis. Gut. 1994 ;35(11): 1593-1598.

164. Mintz GS. Remodeling and Restenosis: Observations from Serial Intravascular Ultrasound Studies. Curr Interv Cardiol Rep. 2000;2(4):316-325.

165. Mizushima H, Kudo I, Horigome K, Murakami M, Hayakawa M, Kim DK, Kondo E, Tomita M, Inoue K. Purification of rabbit platelet secretory phospholipase A2 and its characteristics. J Biochem. 1989;105(4):520-5.

166. Moon TC, Lee JH, Lee SH, Park YK, Baek SH, Chan HW. Detection and characterization of a type IIA secretory phospholipase A2 inhibitory protein in human amniotic fluid. Biol Pharm Bull. 2000;23(10):1163-6.

167. Morel DW, Hessler JR, Chisolm GMi Low density lipoprotein cytotoxicity induced by free radical peroxidation of lipid. J Lipid Res. 1983; 24(8): 10706.

168. Morrow DA, Ridker PM. High sensivity C-reactive protein: A novel risk marker in cardiovascular disease. Prev Cardiol 1999; 1:13-16,41.

169. Mousa A, Al-Zaki A, Taha S, Bakhiet M. Induction of interleukin-18 in atherosclerotic patients: a role for Chlamydia pneumoniae. Med Princ Pract. 2009;18(2):105-10.

170. Moussa I, Colombo A. Coronary stenting: "current state of the art". Rev Port Cardiol. 1999;18 Suppl 1:175-184.

171. Moyer CF, Sajuthi D, Tulli H, Williams JK. Synthesis of IL-1 alpha and IL-1 beta by arterial cells in atherosclerosis. Am J Pathol. 1991;138(4):951-60.

172. Murakami M, Kobayashi T, Umeda M, Kudo I, Inoue K. Monoclonal antibodies against rat platelet phospholipase A2. J Biochem. 1988;104(6):884-8.

173. Murakami M, Kudo I, Inoue K. Characteristics and possible functions of mast cell phospholipases A2. Adv Exp Med Biol. 1992;318:27-34.

174. Murakami M, Kudo I, Suwa Y, Inoue K. Release of 14-kDa group-II phospholipase A2 from activated mast cells and its possible involvement in the regulation of the degranulation process. Eur J Biochem. 1992; 209(l):257-65.

175. MurakamitM, Kudo I, Umeda M, Matsuzawa A, Takeda M, Komada M, Fujimori Y, Takahashi K, Inoue K. Detection of three distinct phospholipases A2 in cultured mast cells. J Biochem. 1992 Feb;lll(2):175-81.

176. Murakami M, Kudo I, Inoue K. Secretory phospholipase A2. J Lipid Mediators Cell signaling 1995; 12:199-130.

177. Murakami M, Nakatani Y, Atsumi G, Inoue K, Kudo I. Regulatory functions of phospholipase' A2. Crit Rev Immunol. 1997;17(3-4):225-83.

178. Murakami M, Kudo I. New phospholipase A2 isozymes with a potential role in atherosclerosis. Curr. Opin Lipid 2003;14:431-436.

179. Nabel EG, Yang Z, Liptay S, San H, Gordon D, Haudenschild CC, Nabel GJ. Recombinant platelet-derived growth factor B gene expression in porcine arteries induce intimal hyperplasia in vivo. J Clin Invest. 1993 ;91 (4): 1822-1829.

180. Nakajima K, Nakano T, Tanaka A. The oxidative modification hypothesis of atherosclerosis: the comparison of atherogenic effects on oxidized LDL and remnant lipoproteins in plasma. Clin Chim>Acta. 2006; 367(l-2):36-47.

181. Nakano T, Ohara O, Teraoka H, Arita H. Glucocorticoids suppress group II phospholipase A2 production by blocking mRNA synthesis and post-transcriptional expression. J Biol Chem. 1990;265(21):12745-8.

182. Nakano T, Ohara O, Teraoka H; Arita H. Group II phospholipase A2 mRNA synthesis is stimulated by two distinct mechanisms in rat vascular smooth muscle cells. FEBS Lett. 1990;261(1): 171-4.

183. Nakano T, Raines EW, Abraham JA, Klagsbrun M, Ross R. Lysophosphatidylcholine upregulates the level of heparin-binding epidermal growth factor-like growth factor mRNA in human monocytes. Proc Natl Acad Sci USA. 1994;91(3):1069-73.

184. Natarajan V, Scribner WM, Taher MM: 4-Hydroxynonenal, a metabolite of lipid peroxidation, activates phospholipase D in vascular endothelial cells. Free Radic Biol Med, 1993; 15: 365-75.

185. Navab M, Fogelman AM, Berliner JA, Territo MC, Demer LL, Frank JS, Watson AD, Edwards PA, Lusis AJ: Pathogenesis of atherosclerosis. Am J Cardiol, 1995; 76: 18C-23C.

186. Nevalainen TJ, Haapanen TJ. Distribution of pancreatic (group I) and synovial-type (group II) phospholipases A2 in human tissues. Inflammation. 1993;17(4):453-64.

187. Nevalainen TJ, Märki F, Kortesuo PT, Grütter MG, Di Marco S, Schmitz A. Synovial type (group II) phospholipase A2 in cartilage. J Rheumatol. 1993 Feb;20(2):325-30.

188. Nevalainen TJ, Meri KM, Niemi M. Synovial-type (group II) phospholipase A2 human seminal plasma. Andrologia. 1993 Nov-Dec;25(6):355~8.

189. Nevalainen TJ. Serum phospholipases A2 in inflammatory diseases. Clin Chem. 1993; 39(12):2453-9.

190. Nevalainen TJ, Aho HJ, Peuravuori H. Secretion of group 2 phospholipase A2 by lacrimal glands. Invest Ophthalmol Vis Sei. 1994;35(2):417-21.

191. Nevalainen TJ, Gronroos J. Serum Phospholipase A2 in Inflammatory Diseases. Prog. Surg. Basel. 1997; 24:104-109.

192. Nevalainen TJ, Haapamäki MM. Grönroo JM: Roles of secretory phospholipase A2 in inflammatory diseases and trauma. Biochim Biophys Acta 2000; 1488: 83-90.

193. Nevalainen TJ, Graham GG, Scott KF. Antibacterial actions of secreted phospholipases A2. Biochim Biophys Acta. 2008; 1781: 1-9.

194. Nicolas JP, Lambeau G, Lazdunski M. Identification of the binding domain for secretory phospholipases A2 on their M-type 180-kDa membrane receptor. J Biol Chem. 1995;270(48):28869-73.

195. Niessen HW, Krijnen AJ, Visser CA, Meijer LM, Hack CE. Type II secretory phospholipase A2 cardiovascular disease: a mediator in atherosclerosis and ischemic damage to cardiomyocytes. Cardiovascular Research 2003;60:68-77.

196. Nobuyoshi M, Kimura T, Ohishi H, Horiuchi H, Nosaka H, Hamasaki N, Yokoi H, Kim K. Restenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty: pathologic observations in 20 patients. J Am Coll Cardiol. 1991; 17(2) :433 -43 9.

197. Nyman KM, Uhl W, Forsstrom J, Buchler M, Beger HG, Nevalainen TJ: Serum phospholipase A2 in patients with multiple organ failure.J Surg Res. 1996; 60:7-14.

198. Oestvang J, Anthonsen MW, Johansen B. Role of secretory and cytosolic phospholipase A(2) enzymes in lysophosphatidylcholine-stimulated monocyte arachidonic acid release. FEBS Lett. 2003; 555(2):257-62.

199. Oestvang J, Johansen B. PhospholipaseA2: a key regulator of inflammatory signalling and a connector to fibrosis development in atherosclerosis. Biochim Biophys Acta. 2006; 1761(11): 1309-16.

200. Ogawa M, Arakawa H, Yamashita S, Sakamoto K, Ikei S. Postoperative elevations of serum interleukin 6 and group II phospholipase A2: group II phospholipase A2 in serum is an acute phase reactant. Res Commun Chem Pathol Pharmacol. 1992;75(1): 109-115.

201. Oishi K, Raynor RL, Charp PA, Kuo JF. Regulation of protein kinase C by lysophospholipids. Potential role in signal transduction. J Biol Chem. 1988; 263(14):6865-6871.

202. Ono T, Tojo H, Kuramitsu S, Kagamiyama H, Okamoto M. Purification and characterization of a membrane-associated phospholipase A2 from rat spleen. Its comparison with a cytosolic phospholipase A2 S-l. J Biol Chem. 1988;263(12):5732-8.

203. Oorni K, Kovanen PT. Lipoprotein modification by secretory phospholipase A2 enzymes contributes to the initiation and progression of atherosclerosis. Curr Opin Lipidol. 2009.

204. Ousman SS, David S. Lysophosphatidylcholine induces rapid recruitment and activation of macrophages in the adult mouse spinal cord. Glia. 2000;30(1):92-104.

205. Packard CJ. Small dense low-density lipoprotein and its role as an independent predictor of cardiovascular disease. Curr Opin Lipidol 2006; 17(4):412-417.

206. Packard RR, Libby P. Inflammation in atherosclerosis: from vascular biology to biomarker discovery and risk prediction.Clin Chem. 2008;54(l):24-38.

207. Paradis ME, Hogue MO, Mauger JF, Couillard C, Couture P, Bergeron N, Lamarche B. Visceral adipose tissue accumulation, secretory phospholipase

208. A2-IIA and atherogenecity of LDL. Int J Obes (Lond) 2006; 30(11): 161522.

209. Parks BW, Gambill GP, Lusis AJ, Kabarowski JH. Loss of G2A promotes macrophage accumulation in atherosclerotic lesions of low density lipoprotein receptor-deficient mice. J Lipid Res. 2005;46(7): 1405-15.

210. Parthasarathy S, Barnett J, Fong LG. High-density lipoprotein inhibits the oxidative modification of low-density lipoprotein. Biochim Biophys Acta. 1990; 1044(2):275-83.

211. Pfeilschifter J, Pignat W, Vosbeck K, Màrki F. Interleukin 1 and tumor necrosis factor synergistically stimulate prostaglandin synthesis and phospholipase A2 release from rat renal mesangial cells. Biochem Biophys Res Commun. 1989;159(2):385-394.

212. Piek J, Winter R. Type II secretory phospholipase A2: The emerging role of biochemical markers of plaque inflammation. Eur Heart J 2002; 24:18041806.

213. Pirillo A, Zhu W, Norata GD, Zanelli T, Barberi L, Roma P, Catapano AL. Oxidized lipoproteins and endothelium. Clin Chem Lab Med 2000; 38:155160.

214. Poole AR, Howell JI, Lucy JA. Lysolecithin and cell fusion. Nature 1970;227:810-814.

215. Praml C, Amler LC, Dihlmann S, Finke LH, Schlag P, Schwab M. Secretory type II phospholipase A2 (PLA2G2A) expression status in colorectal carcinoma derived cell lines and in normal colonic mucosa. Oncogene. 1998; 17(15):2009-12.

216. Pruzanski W, Vadas P, Stefanski E, Urowitz MB. Phospholipase A2 activity in sera and synovial fluids in rheumatoid arthritis and osteoarthritis. Its possible role as a proinflammatory enzyme. J Rheumatol. 1985;12(2):211-216.

217. Pruzanski W, Keystone EC, Sternby B, Bombardier C, Snow KM, Vadas P. Serum phospholipase A2 correlates with disease activity in rheumatoid arthritis. J Rheumatol. 1988; 15(9): 1351-1355.

218. Pruzanski W, Vadas P. Secretory synovial fluid phospholipase A2 and its role in the pathogenesis of inflammation in arthritis. J Rheumatol. 1988; 15(11): 1601-1603.

219. Pruzanski W, Pruzanski W, Stefanski E, de Beer FC, de Beer MC, Vadas P, Ravandi A, Kuksis A. Lipoproteins are substrates for human secretory group IIA phospholipase A2: preferential hydrolysis of acute phase HDL. J Lipid Res. 1998; 39: 2150-2160.

220. Puddu GM, Cravero E, Arnone G, Muscari A, Puddu P. Molecular aspects of atherogenesis: new insights and unsolved questions.J Biomed Sci. 2005; 12(6):839-53.

221. Puddu P, Puddu GM, Cravero E, Rosati M, Muscari A. The molecular sources of reactive oxygen species in hypertension. Blood Press. 2008; 17(2):70-7.

222. Qin J, Goswami R, Balabanov R, Dawson G. Oxidized phosphatidylcholine is a marker for neuroinflammation in multiple sclerosis brain. J Neurosci Res. 2007; 85(5):977-84.

223. Quigley PJ, Hlatky MA, Hinohara T, Rendall DS, Perez JA, Phillips HR, Califf RM, Stack RS. Repeat percutaneous transluminal coronary angioplasty and predictors of recurrent restenosis. Am J Cardiol. 1989;63(7):409-413.

224. Quinn MT, Parthasarathy S, Steinberg D. Lysophosphatidylcholine: a chemotactic factor for human monocytes and its potential role in atherogenesis. Proc Natl Acad Sci USA. 1988;85(8):2805-9.

225. Rader D.J. Inflammatory markers of coronary risk. N Engl J Med. 2000; 343:1179-1182.

226. Raguenes-Nicol C, Russo-Marie F, Domage G, Diab N, Solito E, Dray F, Mace JL, Streichenberger G. Anti-inflammatory mechanism of alminoprofen: action on the phospholipid metabolism pathway. Biochem Pharmacol. 1999;57(4):433-43.

227. Rajaiah R, Moudgil KD. Heat-shock proteins can promote as well as regulate autoimmunity. Autoimmun Rev. 2009;8(5):388-93.

228. Rechavia E, Fishbien MC, DeFrance T, Nakamura M, Parikh A, Litvack F, Eigler N. Temporary arterial stenting: comparison to permanent stenting and conventional balloon injury in a rabbit carotid artery model. Cathet Cardiovasc Diagn. 1997;41(l):85-92.

229. Reddy ST, Herschman HR. Transcellular prostaglandin production following mast cell activation is mediated by proximal secretoryphospholipase A2 and distal prostaglandin synthase 1. J Biol Chem. 1996;271(1): 186-91.

230. Reidy MA, Fingerle J, Lindner V. Factors controlling the development of arterial lesions after injury. Circulation. 1992;86(6 Suppl):III43-46.

231. Rice GE, Wong MH, Farrugia W, Scott KF. Contribution of type II phospholipase A2 to in vitro phospholipase A2 enzymatic activity in human term placenta. J Endocrinol. 1998; 157(l):25-31

232. Ridker PM, Cushman M, Stampfer MJ. Plasma concentration of C-reactive protein and risk of developing peripheral vascular diseases. Circulation 1998;97:425-428.

233. Ridker PM, Hennekens CH, Buring JB, Rifai N. C-reactive protein and other markers of inflammation in the prediction of cardiovascular disease in women. N. Engl J Med. 2000; 342:836-843

234. Ridker P.M., Rifai N., Rosel L. Comparison of C-reactive protein and low-density lipoprotein cholesterol levels in prediction of first cardiovascular events. N Engl J Med 2002; 347:1557-1565.

235. Romano M, Romano E, Bjorkerud S, Hurt-Camejo E. Ultrastructural localization of secretory type II phospholipase A2 in atherosclerotic and nonatherosclerotic regions of human arteries. Arterioscler Thromb Vase Biol. 1998; 18(4):519-25.

236. Rosenson RS. Future role for selective phospholipase A2 inhibitors in the prevention of atherosclerotic cardiovascular disease. Cardiovasc Drugs Ther. 2009;23(1):93-101.

237. Ross R. Atherosclerosis: an inflammatory disease. N Engl J Med. 1999;340:115-126.

238. Sakai M, Miyazaki A, Hakamata H, Sasaki T, Yui S, Yamazaki M, Shichiri M, Horiuchi S. Lysophosphatidylcholine plays an essential role in the mitogenic effect of oxidized low density lipoprotein on murine macrophages. J Biol Chem. 1994;269(50):31430-5.

239. Sakai M, Miyazaki A, Hakamata H, Sato Y, Matsumura T, Kobori S, Shichiri M, Horiuchi S. Lysophosphatidylcholine potentiate the mitogenic activity of modified LDL for human- monocyte-derived macrophages. Arterioscler Thromb Vase Biol 1996;16:600-605.

240. Sartipy P, Johansen B, Camejo G, Rosengren B, Bondjers G, Hurt-Camejo E. Binding of human phospholipase A2 type II to proteoglycans. Differential effect of glycosaminoglycans on enzyme activity. J Biol Chem. 1996 Oct 18;271 (42):263 07-14.

241. Sartipy P, Bondjers G, Hurt-Camejo-E. Phospholipase A2 type II binds to extracellular matrix biglycan: modulation of its activity on LDL bycolocalization in glycosaminoglycan matrixes. Arterioscler Thromb Vase Biol. 1998; 18(12): 1934-41.

242. Sartipy P, Camejo G, Svensson L, Hurt-Camejo E. Phospholipase A(2) modification of low density lipoproteins forms small high density particles with increased affinity for proteoglycans and glycosaminoglycans.J Biol Chem. 1999;274(36):25913-20.

243. Sartipy P, Hurt-Camejo E. Modification of plasma lipoproteins by group IIA phospholipase A(2): possible implications for atherogenesis. Trends Cardiovasc Med. 1999;9(8):232-238.

244. Sartipy P, Johansen B, Gasvik K, Hurt-Camejo E. Molecular basis for the association of group IIA phospholipase A(2) and decorin in human atherosclerotic lesions. Circ Res. 2000;86(6):707-14.

245. Sattar N: Inflammation and endothelial dysfunction: intimate companions in the pathogenesis of vascular disease? Clin Sci (Lond), 2004; 106: 443-45.

246. Schalkwijk C, Pfeilschifter J, Marki F, van den Bosch H. Interleukin-1 beta, tumor necrosis factor and forskolin stimulate the synthesis and secretion of group II phospholipase A2 in rat mesangial cells. Biochem Biophys Res Commun. 1991;174(l):268-75.

247. Schiering A, Menschikowski M, Mueller E, Jaross W. Analysis of secretory group II phospholipase A2 expression in human aortic tissue in dependence on the degree of atherosclerosis. Atherosclerosis. 1999; 144(l):73-8.

248. Schroepfer GJ Jr: Oxysterols: modulators of cholesterol metabolism and other processes. Physiol Rev, 2000; 80: 361-54.

249. Schwartz SM, deBlois D, O'Brien ER. The intima. Soil for atherosclerosis and restenosis. Circ Res. 1995; 77(3):445-65.

250. Schwartz SM, Reidy MA, O'Brien ER. Assessment of factors important in atherosclerotic occlusion and restenosis. Thromb Haemost. 1995;74(1):541-551.

251. Schwemmer M, Aho H, Michel JB: Interleukin-1 beta-induced type IIA secreted phospholipase A2 gene expression and extracellular activity in rat vascular endothelial cells. Tissue Cell 33:233-240, 2001.

252. Serruys PW, Kutryk MJ. The state of the stent: current practices, controversies, and future trends. Am J Cardiol. 1996;78(3A):4-7.

253. Shinitzky M, Inbar M. Difference in microviscosity induced by different cholesterol levels in the surface membrane lipid layer of normal lymphocytes and malignant lymphoma cells. J Mol Biol. 1974; 85(4):603-15.

254. Simon DI, Dhen Z, Seifert P, Edelman ER, Ballantyne CM, Rogers C. Decreased neointimal formation in Mac-1(-/-) mice reveals a role forinflammation in vascular repair after angioplasty.! Clin Invest. 2000; 105(3):293-300.

255. Singh DK, Gesquiere LR, Subbaiah PV. Role of sphingomyelin and ceramide in the regulation of the activity and fatty acid specificity of group V secretory phospholipase A2. Arch Biochem Biophys. 2007; 459(2):280-7.

256. Singh DK, Subbaiah PV. Modulation of the activity and arachidonic acid selectivity of group X secretory phospholipase A2 by sphingolipids.J Lipid Res. 2007; 48(3):683-92.

257. Six DA, Dennis EA: The expanding superfamily of phospholipase A(2) enzymes: classification and characterization. Biochim Biophys Acta 2000; 1488:1-19. ,

258. Skamrov AV, Nechaenko MA, Goryunova LE, Feoktistova ES, Khaspekov GL, Kovalevsky DA, Vinnitsky LI, Sheremeteva GF, Beabealashvilli RSh. Gene expression analysis to identify mRNA markers of cardiac myxoma. J Mol Cell Cardiol. 2004; 37(3):717-33.

259. Skipsld VP, Barclay M, Barclay RK, Fetzer VA, Good JJ, Archibald FM. Lipid composition of human serum lipoproteins. Biochem J. 1967; 104(2):340-52.

260. Slotte JP. Sphingomyelin-cholesterol'interactions in biological and model membranes. Chem Phys Lipids. 1999; 102(1-2): 13-27.

261. Snijder HJ, Dijkstra BW. Bacterial phospholipase A: structure and function of an integral membrane phospholipase. Biochim Biophys Acta. 2000;1488(1-2):91-101.

262. Snitko Y, Koduri RS, Han SIC, Othman R, Baker SF, Molini BJ, Wilton DC, Gelb MH, Cho W. Mapping the interfacial binding surface of human secretory group Ha phospholipase A2. Biochemistry. 1997;36(47): 14325-33.

263. Snitko Y, Yoon ET, Cho W. High specificity of human secretory class II phospholipase A2 for phosphatidic acid. Biochem J. 1997;321 ( Pt 3):737-41.

264. Takayama K, Hara S, Kudo I, Inoue K. Detection of 14-kDa group II phospholipase A2 in human seminal plasma. Biochem Biophys Res Commun. 1991; 178(3):1505-11.

265. Talvinen KA, Kemppainen EA, Nevalainen TJ. Expression of group II phospholipase A2 in the liver in acute pancreatitis. Scand J Gastroenterol. 2001;36(11):1217-21.

266. Teirstein PS, Hoover CA, Ligon RW, Giorgi LV, Rutherford BD, McConahay DR, Johnson WL, Hartzler GO. Repeat coronary angioplasty: efficacy of a third angioplasty for a second restenosis. J Am Coll Cardiol. 1989; 13(2):291-296.

267. Tipping PG, Hancock WW. Production of tumor necrosis factor and interleukin-1 by macrophages from human atheromatous plaques. Am J Pathol. 1993; 142(6): 1721 -8.

268. Touqui L, Alaoui-El-Azher M. Mammalian secreted phospholipases A2 and their pathophysiological significance in inflammatory diseases. Curr Mol Med. 2001;l(6):739-54.

269. Tribler L, Jensen LT, Jorgensen K, Brünner N, Gelb MH, Nielsen HJ, Jensen SS. Increased expression and activity of group IIA and X secretory phospholipase A2 in peritumoral versus central colon carcinoma tissue. Anticancer Res. 2007; (5A):3179-3185.

270. Triggiani M, Granata F, Oriente A, De Marino V, Gentile M, Calabrese C, Palumbo C, Marone G. Secretory phospholipases A2 induce beta-glucuronidase release and IL-6 production from human lung macrophages. J Immunol. 2000 1;164(9):4908-15.

271. Triggiani M, Granata F, Oriente A, Gentile M, Petraroli A, Balestrieri B, Marone G: Secretory phospholipases A2 induce cytokine release from blood and synovial fluid monocytes. Eur J Immunol 2002; 32:67-76.

272. Tsimikas S, Brilakis ES, Miller ER, McConnell JP, Lennon RJ, Komman ^ KS, Witztum JL, Berger PB. Oxidized phospholipids, Lp(a) lipoprotein, andcoronary artery disease. N Engl J Med. 2005; 353(l):46-57.

273. Tsimikas S, Kiechl S, Willeit J, Mayr M, Miller ER, Kronenberg F, Xu Q,

274. Tsimikas S. Oxidative biomarkers in the diagnosis and prognosis of cardiovascular disease. Am J Cardiol. 2006; 98(11A):9P-17P.

275. Tsimikas S, Willerson JT, Ridker PM. C-reactive protein and other emerging blood biomarkers to optimize risk stratification of vulnerable patients. J Coll Cardiol 2006;47(8 Suppl):C 19-31.

276. Tsimikas S. In vivo markers of oxidative stress and therapeutic interventions. Am J Cardiol. 2008; 101(10A):34D-42D.

277. Uhl W, Buchler M, Nevalainen TJ, Deller A, Beger HG. Serum phospholipase A2 in patients with multiple injuries. J Trauma. 1990;30(10): 1285-1290.

278. Vadas P, Browning J, Edelson J, Pruzanski W: Extracellular phospholipase A2 expression and inflammation: the relationship with associated disease states. J Lipid Mediat 1993; 8:1-30.

279. Vadas P, Pruzanski W. Induction of group II phospholipase A2 expression and pathogenesis of the sepsis syndrome. Circ Shock. 1993;39(2): 160-167.

280. Vadas P, Stefanski E, Grouix B, Schouten BD, Pruzanski W. Inhibition of human group II phospholipase A2 by C-reactive protein in vitro. J Lipid Mediat Cell Signal. 1995; 11 (2): 187-200.

281. Vadas P. Elevated plasma phospholipase A2 levels: correlation with the hemodynamic and pulmonary changes in gram-negative septic shock. J Lab Clin Med. 1984;104(6):873-81.

282. Vial D, Senorale-Pose M, Havet N, Molio L, Vargaftig BB, Touqui L. Expression of the type-II phospholipase A2 in alveolar macrophages. Down-regulation by an inflammatory signal. J Biol Chem. 1995;270(29):17327-32.

283. Vincent GM, Mackie RW, Orme E, Fox J, Johnson M. In vivo photosensitizer-enhanced laser angioplasty in atherosclerotic Yucatan miniswine. J Clin Laser Med Surg. 1990;8(3):59-61.

284. Virmani R, Kolodgie FD, Burke AP, Farb A, Schwartz SM. Lessons from sudden coronary death: a comprehensive morphological classificationscheme for atherosclerotic lesions. Arterioscler Thromb Vase Biol. 2000;20(5): 1262-75.

285. Wang Q, Sun AY, Pardeike J, Müller RH, Simonyi A, Sun GY. Neuroprotective effects of a nanocrystal formulation of sPLA(2) inhibitor PX-18 in cerebral ischemia/reperfusion in gerbils. Brain Res. 2009 Aug 18;1285:188-95

286. Wassmann S, Laufs U, Müller K, Konkol C, Ahlbory K, Bäumer AT, Linz W, Böhm M, Nickenig G. Cellular antioxidant effects of atorvastatin in vitro and in vivo. Arterioscler Thromb Vase Boil 2002; 22: 300-305.

287. Wei-hua L, Chang-qing S, Qiang X, Rong W, Kai-min L. Simvastatin inhibits sPLA2 Ha expression in aorta and myocardium. Arch Med Res. 2009;40(2):67-72.

288. Waydhas C, Nast-Kolb D, Duswald KH, Lehnert P, Schweiberer L. Prognostic value of serum phospholipase A in the multitraumatized patient. Klin Wochenschr. 1989 l;67(3):203-206.

289. Webb NR. Secretory phospholipase A2 enzymes im atherogenesis. Curr Opin Lipidol. 2005;16(3):341-4.

290. Weidtmann A, Scheithe R, Hrboticky N, Pietsch A, Lorenz R, Siess W. Mildly oxidized LDL induces platelet aggregation through activation of phospholipase A2. Arterioscler Thromb Vase Biol 1995; 15:1131-1138.

291. Weinrauch Y, Elsbach P, Madsen LM, Foreman A, Weiss JJ. The potent anti-Staphylococcus aureus activity of a sterile rabbit inflammatory fluid is due to a 1'4-kD phospholipase A2, J. Clin. Invest. 1996;97 ; 250-257.

292. White CJ, Ramee SR, Collins TJ, Escobar AE, Karsan A, Shaw D, Jain SP, Bass TA, Heuser RR, Teirstein PS, Bonan R, Walter PD, Smalling RW. Coronary thrombi increase PTCA risk. Angioscopy as a clinical tool. Circulation. 1996; 93(2):253-8.

293. Wiklund O, Mattsson-Hulten L, Hurt-Camejo E, Oscarsson J. Effects of simvastatin and atorvastatin on inflammation markers in plasma. J Intern Med. 2002;251 (4):338-47.

294. Winget JM, Pan YH, Bahnson BJ. The interfacial binding surface of phospholipase A2s. Biochim Biophys Acta. 2006; 1761: 1260-1269.

295. Wright GW, Ooi CE, Weiss J, Elsbach P. Purification of a cellular (granulocyte) and an extracellular (serum) phospholipase A2 that participate in the destruction of Escherichia coli in a rabbit inflammatory exudate. J Biol Chem. 1990;265(12):6675-81.

296. Wurdeman RL, Hilleman DE, Mooss AN. Restenosis, the Achilles' heel of coronary angioplasty. Pharmacotherapy. 1998; 18(5): 1024-1040.

297. Xu Q. Infections, heart shock proteins, and atherosclerosis. Curr Opin Cardiol. 2003;18:245-52.

298. Xu YJ, Aziz OA, Bhugra P, Arneja AS, Mendis MR, Dhalla NS. Potential role of lysophosphatidic acid in hypertension and' atherosclerosis. Can J Cardiol. 2003; 19(13): 1525-36.

299. Yagi K. A simple fluorometric assay for lipoperoxide in blood plasma. BiochemMed. 1976; 15(2):212-6.

300. Yan S, Chai H, Wang H, Yang H, Nan B, Yao Q, Chen C. Effects of lysophosphatidylcholine on monolayer cell permeability of human coronary artery endothelial cells.Surgery. 2005; 138(3):464-73.

301. Yang CS, Yuk JM, Shin DM, Kang J, Lee SJ, Jo EK. Secretory phospholipase A2 plays an essential role in microglial inflammatory responses to Mycobacterium tuberculosis. Glia. 2009;57(10):1091-103

302. Yu BZ, Bai S, Berg OG, Jain MK. Allosteric effect of amphiphile binding to phospholipase A(2). Biochemistry. 2009;48(14):3219-29.

303. Yuan Y, Schoenwaelder SM, Salem HH, Jackson SP. The bioactive phospholipid, lysophosphatidylcholine, induces cellular effects via G-protein-dependent activation of adenylyl cyclase. J Biol Chem. 1996; 271(43):27090-27098.

304. Yutani C, Ishibashi-Ueda H, Suzuki T, Kojima A. Histologic evidence of foreign body granulation tissue and de novo lesions in patients with coronary stent restenosis. Cardiology. 1999;92(3):171-177.

305. Zalewski A, Shi Y. Vascular myofibroblasts. Lessons from coronary repair and remodeling. Arterioscler Thromb Vase Biol. 1997; 17(3):417-422.

306. Zhu Y, Lin JH, Liao HL, Verna L, Stemerman MB: Activation of ICAM-1 promoter by lysophosphatidylcholine: possible involvement of protein tyrosine kinases. Biochim Biophys Acta. 1997; 1345:93-98.

Информация о работе

Коротаева, Александра Алексеевна
доктора биологических наук
Москва, 2009
ВАК 03.00.04

Диссертация

Секреторная фосфолипаза A2 группы IIA в сыворотке крови больных после коронарной ангиопластики - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы