Роль нейронов медиобазального гипоталамуса, синтезирующих дофамин, в центральной регуляции репродуктивной функции у овец и крыс

Зиязетдинова, Гузель Зуфаковна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Роль нейронов медиобазального гипоталамуса, синтезирующих дофамин, в центральной регуляции репродуктивной функции у овец и крыс
ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Роль нейронов медиобазального гипоталамуса, синтезирующих дофамин, в центральной регуляции репродуктивной функции у овец и крыс"

РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК Институт биологии развитая им Н К Кольцова

На правах рукописи

ЗИЯЗЕТДИНОВА Гузель Зуфаковна

Роль нейронов медиобазального гипоталамуса, синтезирующих дофамин, в центральной регуляции репродуктивной функции

у овец и крыс

03 00 13 - физиология человека и животных

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва 2007

003174449

Работа выполнена в лаборатории гормональных регуляций Института биологии развития им Н К Кольцова РАН (г Москва) и в лаборатории контроля овуляции Национального института сельскохозяйственных исследований (г Нузийи, Франция)

Научный руководитель:

академик Михаил Вениаминович Угрюмое

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор

Борис Николаевич Манухин доктор медицинских наук, профессор

Василий Николаевич Бабичев

Ведущая организация:

Научно-исследовательский институт фармакологии им В В Закусова РАМН

Защита состоится « 7 » ноября 2007 г В 1400 часов на заседании

Диссертационного совета Д002 238 01 при Институте биологии развития

им Н К Кольцова РАН

по адресу 119334 Москва, ул Вавилова д 26

Факс (499) 135-80-12

E-mail volina46@bk ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института биологии развития им НК Кольцова РАН (119334 Москва, ул Вавилова д 26)

Автореферат разослан «6' » октября 2007г

Ученый секретарь Диссертационного совета, кандидат биологических наук

Б.В. Волина

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы. Одной из важнейших функций организма является репродуктивная, которая находится под нервным и гуморальным контролем Ключевым звеном центральной регуляции репродуктивной функции у взрослых животных являются нейроны переднего мозга, продуцирующие гонадотропин-рилизинг гормон (ГРГ). Эти нейроны проецируют свои окончания в срединное возвышение и выделяют ГРГ в гипофизарную портальную систему циркуляции, стимулируя секрецию лютеинизирующего (ЛГ) и фолликулостимулирующего (ФСГ) гормонов гипофиза (ЬаЬпе, 1990; Но£&пап е! а1, 1992) В свою очередь эти гормоны действуют на половые железы, контролируя овуляцию, спермообразование и стимулируя продукцию половых гормонов (рис 1)

Изменение ( ГиПОТЭЛамуС

частоты выделения ГРГ

ГРГ +/- 1 А ДА + г к ПРЛ

Гипофиз ЛГ, ФСГ, ПРЛ 1 +/-

Экспрессия генов, рецепторов кГРГи Е2

ЛГ +/- 1 ФСГ г

Рис.1 Схема нейроэндокринной регуляции репродуктивной функции (БНиртк, 1996) Е2 - эстрадиол, П - прогестерон, Т- тестостерон, ГРГ-гонадотропин-рилизинг гормон, ЛГ- лютеинизирующий гормон, ФСГ- фолликулостшулирующий гормон, ПРЛ-пролактин (+) - стимулирующий эффект, (-) - ингибирующий эффект

Регуляция по принципу отрицательной обратной связи осуществляется тремя видами половых гормонов эстрогенами, прогестероном и андрогенами, а положительной обратной связи - только эстрадиолом (Е2), который вызывает массированный выброс гонадотропинов у самок (Бабичев 1984, Karsch, 1984; Gharib et al, 1990). Механизм действия Е2 на ГРГ нейроны у млекопитающих остается до конца не выясненным

Увеличение концентрации Е2 в конце фолликулярной фазы вызывает у овцы преовуляторный пик ГРГ и ЛГ, но это действие Е2 не прямое, а по всей вероятности опосредованно через нейроны медиобазального гипоталамуса Введение имплантанта с Е2 в вентромедиальный гипоталамус увеличивает секрецию ГРГ (Caraty et al, 1998), в то время, как большинство нейронов ГРГ локализовано в преоптической области гипоталамуса (Caldani et al, 1988) Исходя из этого было высказано предположение, что половые стероиды могут действовать на ГРГ-нейроны опосредованно через вставочные нейроны, расположенные в аркуатном ядре и в стволе мозга у млекопитающих, в частности у крыс и овец (Heritage et al, 1980, Merchenthaler et al, 1991, Howard et al, 1997, Caraty et al, 1998, Goubillon et al, 1999, Pompolo et al ,2001)

Внутримышечные инъекции E2 овариэктомированным овцам приводили к повышению концентрации дофамина (ДА) (Fabre-Nys et al, 1994) и 3,4-дигидроксифенилуксусной кислоты (ДОФУК) в дорсомедиальной части гипоталамуса, что совпадало с появлением пика ЛГ (Anderson et al, 2001) Предполагается, что это влияние Е2 на ГРГ-нейроны осуществляется через ДА-продуцирующие нейроны, что предстояло проверить в данной работе

ДА-продуцирующая система медиобазального гипоталамуса вовлечена в нейроэндокринную регуляцию репродуктивной функции, влияя не только на выделение ГРГ в срединном возвышении, но и на секрецию пролактина в передней доле гипофиза (Everitt et al, 1992) Гибель ДА-ергических нейронов при патологии приводит к серьезным нарушениям функций мозга и

организма в целом В частности, дегенерация ДА-ергических нейронов гипоталамуса приводит к развитию гиперпролактинемии (\¥иИке, 1977), которая по данным единственного исследования со временем компенсируется (Бепзке ег а1, 1976), однако механизмы этого явления остаются не выясненными. Изучение механизмов адаптации при функциональной недостаточности ДА-ергической системы является одним из важнейших вопросов, связанных с изучением патогенеза, профилактики и прогнозирования развития заболеваний Поэтому в данной работе предстояло выяснить, возможна ли компенсация дефицита ДА в аркуатном ядре при дегенерации ДА-ергических нейронов и каковы механизмы этого явления

Цель и задачи исследования.

Целью настоящей работы явилось изучение роли нейронов аркуатного ядра, синтезирующих ДА, в центральной регуляции репродуктивной функции у овец и крыс

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи

1 Оценка влияния эстрогенов на нейроны аркуатного ядра, содержащие ферменты синтеза ДА и вовлеченные в регуляцию репродуктивной функции у овец

2 Оценка экспрессии рецепторов к Е2 в ДА-продуцирукмцих нейронах аркуатного ядра, вовлеченных в регуляцию репродуктивной функции у овец

3 Экспериментальное моделирование функциональной недостаточности ДА-ергической системы медиобазального гипоталамуса, ответственной за регуляцию секреции пролактина у крыс

4 Оценка секреции пролактина в условиях дегенерации ДА-ергических нейронов аркуатного ядра у крыс

5 Анализ компенсаторных механизмов, включающихся при функциональной недостаточности ДА-ергических нейронов аркуатного ядра у крыс

Научная новизна работы.

• Впервые показано, что регуляторное влияние Е2 на ГРГ нейроны у овец опосредованно вставочными нейронами аркуатного ядра содержащими тирозингидроксилазу

• Впервые показано, что дегенерация ДА-ергических нейронов аркуатного ядра и возникающий при этом дефицит ДА со временем сопровождается усилением синтеза ДА и нормализацией секреции пролактина

Научная и практическая значимость работы.

Полученные данные способствуют углублению существующих представлений о роли гипоталамо-гипофизарного звена в нейроэндокринной регуляции репродуктивной функции В данной работе впервые приведены доказательства компенсаторного синтеза ДА в условиях функциональной недостаточности ДА-ергических нейронов аркуатного ядра Результаты выполненной работы могут найти практическое применение в экспериментальной нейроэндокринологии и медицине Они позволяют по-новому оценить патогенез ряда нейроэндокринных заболеваний, связанных с недостаточностью моноаминергической системы аркуатного ядра, в основе которых лежит дегенерация ДА-ергических нейронов, (синдром гиперпролактинемии), что влечет за собой аменорею, галакторею, импотенцию и гинекомастию (Марри и др 1993) Компенсаторное усиление синтеза ДА скорее всего происходит сохранившими биферментными нейронами аркуатного ядра, содержащими оба фермента синтеза ДА -тирозингидроксилазу (ТГ) и декарбоксилазу ароматических Ь-аминокислот (ДАА), либо моноферментными нейронами аркуатного ядра, содержащими один из ферментов синтеза ДА - ТГ или ДАА

Изучение механизмов регуляции репродуктивной функции у овец, кроме теоретической значимости имеет большое практическое значение для повышения воспроизводства сельскохозяйственных животных

Полученные данные используются для преподавания нейроэндокринологии и нейробиологии на старших курсах естественнонаучных и медицинских факультетов парижского Университета им П и M Кюри, Университета г Тур, а также Московской медицинской академии им И M Сеченова и ряда других российских и зарубежных ВУЗов

Работа выполнена по плану научно-исследовательских работ лаборатории гормональных регуляций Института биологии развития им H К Кольцова РАН и в рамках программ проектов- Российского фонда фундаментальных исследований (грант № 05-04-48829), Российского гуманитарного научного фонда (грант № 06-06-0001 OA), Программа президента по поддержке молодых российских ученых и ведущих научных школ (НШ-6352 2006 4), ' Программа фундаментальных исследований президиума РАН "Фундаментальные науки - медицине"

Апробация работы: Результаты диссертационной работы были представлены и обсуждены на международных симпозиумах «32e Colloque de la SNE » La Grande Motte (France) 2004, «Sixth International Congress of Neuroendocrinology», Pittsburg, Pennsylvania USA 2006 XX съезд физиологического общества им И П Павлова, Москва, 2007, на совместных коллоквиумах и семинарах лаборатории гормональных регуляций ИБР им H К Кольцова РАН и лаборатории нейрогистологии им Б И Лаврентьева Института нормальной физиологии им П К Анохина РАМН

Публикации. По теме диссертации опубликовано 11 работ, из них 2 статьи в рецензируемых журналах и 9 публикаций в сборниках тезисов

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов, обсуждения, выводов и списка литературы, включающего-322. источника Работа изложена на страницах машинописного текста,

содержит рисунков, Б~ таблиц

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Животные Эксперименты проводили на овцах породы "Иль-де-франс" в возрасте 2 лет в период репродуктивной активности (осень - зима) и на самцах крыс линии Вистар весом 250-300 г Экспериметальные модели

1. Овны после введения эстрадиола. Животных синхронизировали по фазе полового цикла, вводя интравагинально тампоны с прогестероном (CIDRE®, InterAg, Hamilton, Новая Зеландия), а затем производили овариэктомию После операции, животным вводили подкожно имплантанты с Е2 (по 1см) в дозе 1 5 пг/мл, затем интравагинально тампоны с прогестероном, что искусственно имитировало лютеиновую фазу полового цикла (рис 2) Через 10 дней у животных удаляли тампоны с прогестероном и вводили Е2 двумя способами В первой экспериментальной группе овцам вводили подкожно имплантанты с Е2 - 3 имплантанта по 4 см (20 пг/мл), во второй группе проводили внутримышечную инъекцию Е2 в дозе 50 мкг, а в контрольной вводили 3 имплантанта по 4 см без Е2 (рис 3) Животных декапитировали через 12 часов после введения Е2

Рис 2. Схематическое изображение секреции половых гормонов у овец с нормальным половым циклом

Введение прогестерона

Введение эстрадиола

Синхронизация Овариэктомия овец +П овец +П

-П

10 дней

■А

10 дней

Группа 1: опыт имплантант с Е2

подкожно (п=5)

—JL —Группа 2: опыт инъекция Е2

Декапитация 1

через 12 часов после введения Е2

в/м 50 мкг (#1=5)

„ Группа 3: контроль имплантант без Ег

подкожно (и=5)

Рис. 3. Схема эксперимента на овцах после синхронизации и овариэктомии. Обозначения: +П - внутривлагалищное введение тампона с прогестероном; -П - удаление внутривлагалищного тампона с прогестероном; Е2 - эстрадиол.

2. Крысы после введение 6-гидроксидофамина. Все манипуляции с крысами проводили под нембуталовым наркозом (40 мкг/кг). Дегенерацию ДА-ергических нейронов аркуатного ядра вызывали с помощью 6-гидроксидофамина (6-ГДА), специфического нейротоксина. С этой целью животных фиксировали в стереотаксическом аппарате и по стереотаксическим координатам (Paxinos, Watson, 1986) в латеральный желудочек мозга вводили 250 мкг 6-ГДА (Sigma, США), растворенного в 20 мкл 0.9% NaCl и 0.1% аскорбиновой кислоты (стабилизатор-антиоксидант). В контроле 45 животным вводили по 20 мкл 0.9% NaCl и 0.1% аскорбиновой кислоты. Растворы вводили с помощью стеклянной микроканюли со скоростью 5 мкл/мин (Jonsson, 1983). После введения животных содержали 14 и 45 дней в обычных лабораторных условиях при свободном доступе к пище и воде.

Фиксация ткани и приготовление срезов медиобазального гипоталамуса овцы. После декапитадии каждую голову овцы перфузировали через сонные артерии 1% NaNCb на 0 1 M фосфатно-солевом буфере (ФСБ) (pH 7 4) до вымывания крови из сосудов, а затем 4% параформальдегидом на 0 1 M ФСБ (pH 7 4) в течение 15 мин при 4°С Затем у животных выделяли головной мозг и дофиксировали его в течение 24 часов в 4% параформальдегиде при 4°С После этого инкубировали в криопротекторе - 15% сахарозе на 0 1 M ФСБ (pH 7 4) с 0 1% азидом натрия при 4°С Блок нервной ткани, содержащий промежуточный мозг, помещали на столик микротома (Leica, Германия) и делали серийные фронтальные срезы мозга толщиной 40 мкм, затем срезы инкубировали в растворе 0 01 M ФСБ, содержащем 0 3% тритон Х-100 (Sigma, США) и 0 1% азид натрия при 4°С

Иммуноцитохимическое выявление c-Fos и ТГ в медиобазальном гипоталамусе у овец проводили иммунопероксидазным методом, используя несколько комбинаций первых и вторых антител Двойное мечение проводили на серийных плавающих срезах, брали каждый 10-й срез гипоталамуса, содержащих аркуатное ядро Для выявления двух антигенов срезы последовательно инкубировали в антителах к c-Fos (1 30000) и ТГ (1 10000) при помешивании в течение 4 дней при 4°С Проявляли первый антиген раствором 3,3'-диаминобензидин тетрагидрохлорида (ДАБ, Sigma, США) с никель сульфат аммония [Ni(NH3)S04], что дает черную окраску, а второй - только раствором ДАБ, что дает коричневую окраску Наблюдения за пероксидазной реакцией проводили в световом микроскопе (Leica, Германия) Для подсчета нейронов на срезе использовали программный пакет Mercator® (Explora Nova®), который позволяет проводить картографию меченых нейронов для каждого среза автоматическим и полуавтоматическим способом

Иммунофлюоресцентное выявление аЕ2-рецепторов в ТГ- и ДАА -содержащих нейронах медиобазального гипоталамуса у овец. Срезы инкубировали в 0 01 М растворе ФСБ, содержащем антитела к аЕ2 -рецепторам (1 15) и ТГ (1 10000), ДАА (1 5000) при помешивании в течение 4 дней при 4°С Затем, инкубировали со вторыми антителами, мечеными, соответственно, Alexafluor 488 и Alexafluor 546 Иммунофлюоресцентную реакцию наблюдали во флюоресцентном микроскопе (Optiphot 2, Nikon, Япония)

Взятие крови и гипофиза у крыс. Для определения пролактина в крови у крыс на 14-ый день после введения 6-ГДА, для контроля эффективности модели, кровь собирали двумя способами

1) из хвостовой вены в гепар'инизированную пробирку (в дальнейшем кровь у этих животных собирали на 45-ый день), 2) из левого желудочка сердца автоматической пипеткой с гепаринизированным наконечником (непосредственно перед декапитацией животных) Таким же способом кровь собирали на 45-ый день после введения 6-ГДА Сыворотку крови отделяли от сгустка центрифугированием при 3000 об/мин в течение 30 мин при 4 °С Супернатант хранили при -20 °С до определения ПРЛ

Гипофизы быстро выделяли из области турецкого седла на холоду, осторожно выделяли переднюю долю гипофиза, взвешивали, замораживали в жидком азоте и хранили до радиоиммунологического или иммуноферментного определения ПРЛ

Выделение медиобазального гипоталамуса крыс. Крыс декапитировали и выделяли мозг Мозг располагали вентральной поверхностью вверх и делали два фронтальных разреза каудальный - сразу за ножкой гипофиза, ростральный - на расстоянии двух третей протяженности от хиазмы до ножки гипофиза Иссеченную область поворачивали на 90° и вырезали аркуатное ядро, ориентируясь на инфундибулярную бухту третьего желудочка Для определения концентрации ДА (ex vivo) свежевыделенную ткань гомогенизировали при

помощи ультразвукового гомогенизатора (Branson apparatus, 60 W) в 500 мкл 0.1 н НСЮ4, содержащей I нг 3,4-дигидроксибензиламина (ДГБА) -внутренний стандарт - и центрифугировали 20 минут при 15000 об/мин. Супернатант собирали и хранили при температуре -20°С до измерения ДА.

Приготовление срезов аркуатного ядра и их перфузия in vitro. Срезы мозга толщиной 300 мкм получали с помощью вибратома (Lancer Vibratome Series 1000, США) в растворе Кребса-Рингера следующего состава (мМ): NaCl 120, КС1 4.8, СаС12 2.0, MgS04 1.2, NaHC03 25, D-глюкоза 10.1, HEPES 20 (рН 7.4) при температуре 4°С. Далее под контролем бинокулярной лупы вырезали аркуатное ядро (рис. 4 А). Брали по 4 среза аркуатного ядра, начиная с уровня - 2.3 мм от брегмы (Paxinos and Watson, 1982). Левые половины этих срезов брали для определения содержания ДА в ткани до перфузии, а правые половины срезов помещали в термостатируемые (37°С) камеры и перфузировали раствором Кребса-Рингера (рис. 4 Б).

расстояние от брегмы - 3,3 мм. Выделяемые области окрашены серым цветом. АЯ аркуатное ядро. Масштаб - 1 мм. (Б) Схематическое изображение эксперимента с перфузией срезов аркуатного ядра в термостатируемых камерах при 37°С в растворе Кребса-Рингера.

Постоянную скорость протока раствора через камеры (100 мкл/мин) обеспечивали с помощью перистальтического насоса (Rabbit Raining, Франция). В период стабилизации системы в течение первых 40 минут пробы

не собирали, после чего последовательно собирали 6 десятиминутных фракций оттекающего раствора В каждую фракцию добавляли одну десятую объема 1 н НСЮ4 до конечной концентрации 0 1 н, а также 1 нг ДГБА в 10 мкл 0 1 н НСЮ4 и хранили при температуре -20°С до измерения ДА Материал для определения содержания ДА в срезах после перфузии обрабатывали и хранили так же, как интактную ткань

Высокоэффективная жидкостная хроматография

с электрохимической детекцией (ВЭЖХ-ЭД) ДА в ткани и в инкубационной среде определяли с помощью метода ВЭЖХ-ЭД (Amperometnc detector LC-4B, Bioanalytical Systems, США) при потенциале +850 мВ ДА экстрагировали на оксиде алюминия и элюировали 0 2 н НС104 После 10-минутного центрифугирования при 1000 об/мин ДА определяли в супернатанте, который вводили в инжектор (Rarnirm, США) с петлей объемом 20 мкл Разделение производили на 15-сантиметровой колонке с внутренним диаметром 3 мм и наполнителем Нуклеосил С-18 5 мкм (Элсико, Россия) Подвижной фазой служил 01 М цитратно-фосфатный буфер, содержащий 0 3 мМ октансульфоната натрия (Sigma), 0 1 мМ ЭДТА (Sigma) и 8 % ацетонитрила (Sigma) (рН 3 1) Скорость потока 800 мкл/мин обеспечивалась насосом Gilson 10SC (Франция)

Определение пролактинау крыс.

Учитывая вариабельность уровня пролактина в плазме крови, а также технические и методические возможности использовали два метода измерения пролактина - радиоиммунологический (РИА) и иммуноферментный анализ (ИФА) В начале исследований мы использовали РИА, но учитывая преимущества ИФА, который относится к поколению современных методов и не требует использования радиоактивной метки, часть экспериментов проводили с использованием ИФА

Радиоиммунологическое определение пролактина в крови и в ткани гипофиза проводили методом двойных антител в модификации Мартина и др (Martinat et al, 1979) В качестве стандарта для построения

калибровочной кривой в диапазоне 80 пг - 80 нг и гормона для иодирования изотопом йода (l25I) (Greenwood, Hunter and Glover, 1963) использовали крысиный пролактин Специфические антитела к пролактину разводили 1 100000 (19601 Р8) Антиген и антитела получали в INRA-Nouzilly (Франция) Чувствительность теста составила 80 пг на пробу

Иммуноферментное определение пролактина в крови и ткани гипофиза проводили с помощью коммерческого набора «Rat prolactin А05101 SpiBio» Считывание результатов проводили на люминометре-фотометре LM 01А (Immunotech, Чехия) при длине волны 405 нм (диапозон волны от 405 -414 нм) Чувствительность теста -05 нг/мл Диапазон определяемых концентраций 0 5 - 50 нг/мл

Статистический анализ полученных результатов проводили с помощью критерия Стьюдента и непараметрического критерия Манна -Уитни

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Влияние эстрадиола на ТГ - содержащие нейроны аркуатного ядра у овец. Число ТГ-нейронов (группа ДА-содержащих нейронов А12) в аркуатном ядре не менялось через 12 часов после введения Е2 по сравнению с контролем (рис 5) Возможно, в них меняется синтез, т к имеются данные о повышении мРНК ТГ в аркуатном ядре под влиянием Е2 у овариэктомированных крыс (Morrell et al, 1989, Arbogast and Voogt, 1993, Arbogast et al, 1999), у обезьян (Kohama and Bethea, 1995), а также у овец в период эструса (вне зависимости от длины дня) (Beccavin et al, 1998) Кроме того, известно, что у овец экспрессия ТГ может регулироваться разными факторами уровень мРНК ТГ в аркуатном ядре контролируется Е2, а ферментативная активность ТГ в срединном возвышении меняется в зависимости от фотопериода (Viguie et al, 1996, Beccavin et al, 1998) Ранее было показано, что внутримышечные инъекции Е2 овариэктомированным овцам приводили к повышению концентрации ДА (Fabre-Nys et al, 1994) и

ДОФУК в дорсомедиальной части гипоталамуса, что совпадало с появлением пика ЛГ (Anderson et al., 2001).

D - E2 контроль

1 2 3 4 5 6 уровень срезов

Рис. 5. Количество ТГ-иммунопозитивных нейронов на срез аркуатного ядра. Брали каждый 20-й срез в ростро-каудальном направлении, у овец через 12 часов после внутримышечной инъекции эстрадиола (+Е2), а также подкожного введения имплантанта с эстрадиолом (+Е2) и без эстрадиола (-Е2). Количество животных в каждой группе п=5. M±SEM.

На следующем этапе нашей работы мы решили посмотреть, происходит ли активация ТГ нейронов в ответ на введение Е2. В качестве нейроанатомического маркера активации нейронов аркуатного ядра в ответ на введение Е2 мы использовали c-Fos (рис. 6). c-Fos - это проонкоген, участвующий в регуляции транскрипции. Его роль заключается в том, что он является звеном в системе передачи межклеточных сигналов, к «транскрипционной машине», в результате чего в ответ на такой сигнал происходят изменения в экспрессии специфических генов-мишеней (Curran and Morgan, 1987; Curran et al., 1988).

Мы обнаружили увеличение числа c-fos-содержащих нейронов у животных через 12 часов после внутримышечной инъекции Е2 по сравнению с животными (рис. 6), которым вводили имплантант с Е2 и без Е2, что согласуется с ранее полученными результатами на овцах (Moenter et al., 1993; Clarke et al., 2001), на крысах (Hoffman et al., 1990; Lee et al., 1990), на хомяках (Berriman et al., 1992). Кроме того, число нейронов, содержащих оба

маркера - с-Роэ/ТГ в аркуатном ядре (рис. 7) также было выше после инъекции Е2 по сравнению с контрольной группой и группой получившей имплантант с Е2.

ю о и.

о о с и г

а х Ч а а. О

X 200

3 м

X 0)

ш а 160

£ С1 ГС X 120

О ш

С о о X 80

X >> 5 о а >£ 40

2 X 0

п - Е2 контроль +Е2 имплантант +Е2 инъекция

2 3 4

уровень срезов

Рис. 6. Количество с-Ро$-иммунопозитивных нейронов на срез аркуатного ядра. Брали каждый 20-й срез в ростро-каудальном направлении, у овец через 12 часов после внутримышечной инъекции эстрадиола (+Е2), а также подкожного введения имплантанта с эстрадиолом (+Е2) и без эстрадиола (-Е2). Количество животных в каждой группе п=5. М±БЕМ. * - между опытной и контрольной группами (р < 0.05).

(Л

о X С: -о

140 „ 120 2.100 гс 80

п 60 § 40 о. 20

о- 2 О 5

а - Е2 контроль Г^ 0 +Е2 имплантант ■ +Е2 инъекция

уровень срезов

Рис. 7. Количество с-Роя/ТГ-иммунопозитивных нейронов на сериийных срезах аркуатного ядра. Брали каждый 20-й срез в ростро-каудальном направлении, у овец через ¡2 часов после внутримышечной инъекции эстрадиола (+Е2), а также подкожного введения имплантанта с эстрадиолом (+Е2) и без эстрадиола (-Е2). Количество животных в каждой группе п=5. М±8ЕМ. ** - между опытными и контрольной группами (р < 0.05).

Интересно отметить, что уже через 1 час после инъекции Е2 число с-fos/ТГ-иммунореактивных нейронов увеличивалось на 4% (Clarke et al, 2001), что, по-видимому, свидетельствует о начале активации ДА-продуцирующих нейронов этой области Нами продемонстрировано, что внутримышечная инъекция Е2 овариэктомированным овцам сопровождается активацией экспрессии генов раннего действия (c-Fos) в ТГ-содержащих нейронах аркуатного ядра

Таким образом, наши результаты в совокупности с ранее полученными другими авторами свидетельствует об участии ДА-ергических нейронов в качестве посредников в регуляции Е2 репродуктивной функции

Экспрессия аЕ2 рецепторов на нейронах, содержащих ферменты синтеза ДА. В нашей работе мы не обнаружили аЕ2 рецепторов в ДАА-содержащих нейронах аркуатного ядра через 12 часов после введения Е2, тогда как в ТГ-иммунопозитивных нейронах обнаружены рецепторы к аЕ2 В предыдущих работах, проведенных на крысах и овцах показано менее 10 % ТГ-иммунореактивных нейронов, содержащих рецептор аЕ2 в аркуатном ядре (Kuljiis and Advis, 1989, Jansen et al, 1996 Batailler et al, 1992, Lehman and Karsch, 1993, Skinner and Herbison, 1997)

Недавние работы показали, что клетки, содержащие рецепторы к аЕ2 в аркуатном ядре, проецируются в область расположения ГРГ нейронов, хотя существование синаптических контактов между этими клетками и ГРГ нейронами не было обнаружено (Goubillon et al, 1999, Pompolo et al, 2001) Этими нейронами могут быть различные типы клеток аркуатного ядра, содержащие рецепторы к аЕ2 (рис 8) (Thind and Goldsmith, 1986, Kuljis and Advis, 1989), a именно, нейропептид Y и ß-эндорфин (Skinner and Herbison, 1997, Lehman and Karsch, 1993), галанин (Tourlet et al, 2005), энкефалин (Henry et al, 2000), нейрокинин В (Goubillon et al, 2000) и киспептид (Franceschim et al, 2006), соматостатин (Herbison 1995, Scanlan et al, 2003) Показано, что нейроны содержащие нейропептид Y (Gray and Morley, 1986,

Tillet et ai., 1989), нейрокинин В (Goubilion et ai., 2000), галанил (Duforny and Skinner, 2005), соматостатин (Pillon et al., 2004), кисспептид (Messager et al., 2005, Pompolo et al., 2006) проецируют свои окончания к ГРГ нейронам.

клетки экспрессирующие QE2 рецептор_

преоеуляторный пик ГРГ Л

эструс

u -XV'/а

Эстрадиол

медиобазальный гипоталамус

Рис. 8. Схема индукции преовуляторного пика ГРГ и эструса эстрадиолом у овец. АЯ-аркуатное ядро, БШ - бледный шар; ЗТ - зрительный тракт; III - третий желудочек.

тирозингидроксилаза

соматостатин

нейрокининВ

Q-эндорфин

галанин

нейропептид Y

кисспептид

Возможно, что ТГ-иммунореактивные клетки, которые мы обнаружили в аркуатном ядре, являются пептидергическими нейронами. Учитывая, что мы обнаружили рецепторы к Е2 на ТГ-содержащих нейронах аркуатного ядра и не обнаружили их на ДАА-содержащих нейронах, можно полагать, что ТГ-содержащие моноферментные нейроны аркуатного ядра, в которых под действием Е2 экспрессируется с-йэз, опосредуют действие Е2 на ГРГ нейроны в конце фолликулярной фазы полового цикла, запуская преовуляторный пик ГРГ.

Экспериментальное моделирование функциональной

недостаточности ДА-ергических нейронов аркуатного ядра, ответственных за регуляцию секреции пролактина у крыс.

Нам удалось смоделировать функциональную недостаточность ДА-ергических нейронов аркуатного ядра путем введения нейротоксина - 6-ГДА в латеральные желудочки мозга.

Секреция пролактина гипофизом после введения 6-ГДА у крыс.

На 14-ый день после введения 6-ГДА обнаружено двукратное повышение уровня пролактина в крови у крыс (рис. 9), что согласуется с данными других авторов (Fenske et al., 1976; Domanski et al., 1980; Wolinska-Witort et al., 1986) и свидетельствует о функциональной недостаточности ДА-ергической системы.

РИА

ИФА

и о

m х s

Ё ш с; о о. с

80 70 60 50 40 30 20 10 0

□ контроль ® Ш 6-ГДА **

14 день 45 день 14 день 45 день

Рис. 9. Концентрация пролактина (нг/мл) в плазме крови крыс на 14-ый и 45-ый дни после введения 6-гидроксидофамина (6-ГДА). а) результат радиоиммунологического анализа (РИА); б) результаты иммуноферментного анализа (ИФА). * - достоверные различия между контрольной и опытной группой (р < 0.05). **- между опытными группами на 14-ьш и 45-ый дни (р < 0.05).

В то же время уровень пролактина в гипофизе не меняется (рис. 10). Синтез пролактина можно оценить по его суммарному содержанию в гипофизе и в крови. Поскольку его концентрация в гипофизе не изменяется, а на периферии увеличивается, то можно считать, что в целом синтез пролактина увеличивается после снятия тормозного влияния

ДА. Это согласуется с данными, полученными при хроническом введении антагониста Д2 рецепторов - галоперидола, когда не происходило изменения концентрации пролактина в гипофизе, но наблюдалось повышение пролактина в крови (МосЬапкитаг е1 а1., 1997).

РИА D король Ифд

14 день 45 день 14 день 45 день

Рис. 10. Концентрация пролактина (мкг/мг) в ткани передней доли гипофиза на 14-ый и 45-ый дни после введения 6-гидроксидофамина (6-ГДА). а) результат радиоиммунологического анализа (РИА), б) результат иммуноферментного анализа (ИФА).

На 45-ый день после введения 6-ГДА концентрация пролактина в плазме крови снижалась до нормы (рис. 9), что согласуется с данными других авторов (Fenske et al., 1976), а уровень пролактина в гипофизе не отличался от контрольного (рис. 10), что говорит о снижении уровня секреции пролактина до нормы, что является показателем включения компенсаторных механизмов. Возможно, что механизм компенсации секреции пролактина связан с гиперэкспрессией Д2 рецепторов на лактотрофах в передней доле гипофиза. Ранние работы показали, что введение галоперидола - антагониста ДА, воздействующего на Д2 рецепторы лактотрофов, приводило к увеличению мРНК Д2 рецепторов в гипофизе (Arnaud et al., 1991), что является показателем компенсаторного увеличения чувствительности лактотрофов в условиях хронического дефицита ДА. Однако, в

литературе отсутствуют данные об изменении числа рецепторов на лактотрофах при дегенерации ДА-ергических нейронов аркуатного ядра.

Анализ изменения уровня ДА в аркуатном ядре после введения 6-ГДА.

Фаза декомпенсации. На 14-ый день, по полученным нами данным, прямым доказательством недостаточности ДА-ергической системы является значительное снижение концентрации ДА - в 2 раза (рис. 11) в ткани аркуатного ядра, что связано с дегенерацией нейронов под действием нейротоксина, продемонстрированное другими авторами в целом гипоталамусе (Uretsky and Iversen, 1970; Reader and Gauthier, 1984). Более того, в нашей лаборатории показано, что при таком воздействии происходит дегенерация 50% ДА-ергических нейронов в аркуатном ядре (Ershov et al., 2005).

□ контроль Ш 6-ГДА

а ! I

14 день 45 день

Рис. 11. Концентрация дофамина (ДА) в аркуатном ядре (нг/мг) на 14-ый и 45-ый дни после введения б-гидроксидофамина (б-ГДА).

В экспериментах in vivo невозможно в полной мере оценить, происходит ли снижение ДА в аркуатном ядре после введения 6-ГДА вследствие изменения синтеза ДА или его выделения, поскольку часть ДА из срединного возвышения высвобождается в портальную систему циркуляции (McCann et al., 1984). Поэтому в дополнение к исследованиям in vivo были проведены эксперименты in vitro (рис. 12) для оценки скорости

га

X II—

"и X,

0.7 0.6 0.5 0.4 0.3 0.2 0.1 0

синтеза ДА в толстых срезах аркуатного ядра. Мы определяли суммарное содержание ДА в ткани после перфузии (рис. 12) и в инкубационной среде (рис. 13), что рассматривалось как показатель уровня синтеза ДА. Содержание ДА в ткани и в инкубационной среде уменьшалось, что свидетельствует о снижении его синтеза (рис. 14).

-8-а ш с

а> Ц

о о с £ X

га —

0.9 0.8 0.7 0.6 0.5 0.4 0.3 0.2 0.1 0

□ контроль В 6-ГДА

14 день

45 день

Рис. 12. Содержание дофамина (ДА) в срезах аркуатного ядра после перфузии на 14-ый и 45-ый после введения 6-гидроксидофамина (6-ГДА). * достоверные различия межу контрольной и опытной группой (р < 0.05). ** - между опытными группами на 14-ый и 45-ый дни (р < 0.05).

>:е з: 3-

га а

■е-

та 2

о §

0.3 0.25 0.2 0.15 0.1 0.05 0

□ контроль 0 6-ГДА

I 1 1

"-'-л-У/Н

■ | ■

14 день

45 день

Рис. 13. Суммарное содержание дофамина (ДА) в шести 10-минутных фракциях на 14-ый и 45-ый дни после введения б-гидроксидофамина (6-ГДА). * достоверные различия межу контрольной и опытной группой (р < 0.05). ** - между опытными группами на 14-ый и 45-ый дни (р < 0.05).

а s г

S i

a x

ф ~

1.2

о I 0-8 0.6

0 ш § «

1 +„

га

0.4

2 2 ь >> ~ 0.2

□ контроль

** 0 6-ГДА

г Г

14 день

45 день

Рис. 14. Суммарное содержание дофамина (ДА) в ткани и в инкубационной среде на 14-ый и 45-ый дни после введения 6-гидроксидофамина (6-ГДА). * - различия межу контрольной и опытной группой (р < 0.05). ** - между опытными группами на 14-ый и 45-ый дни (р < 0.05).

Снижение уровня ДА в ткани аркуатного ядра in vivo и in vitro свидетельствует о функциональной недостаточности ДА-ергических нейронов.

Фаза компенсации. На 45-ый день концентрация ДА в ткани аркуатного ядра не отличалось от контроля (рис. 11). Содержание ДА в ткани после перфузии (рис. 12) и в инкубационной среде (рис. 13) восстанавливалось, а также их суммарное содержание (рис. 14), что свидетельствует о восстановлении его синтеза.

Таким образом, суммарное содержание ДА в ткани и в среде на 45-ый день после введения 6-ГДА возвращается к контрольному уровню, что свидетельствует об усилении синтеза ДА. К такому результату теоретически могут привести:

а) усиление синтеза ДА в сохранившихся ДА-ергических нейронах;

б) включение или усиление кооперативного синтеза ДА моноферментными нейронами аркуатного ядра, экспрессирующими только один из ферментов синтеза ДА - ТГ или ДАА (Ershov et ai., 2002).

Что касается первого механизма компенсации, то возможно происходит усиление синтеза ДА в сохранившихся 50% ДА-ергических нейронах

аркуатного ядра (Jonsson 1983, Ershov et al, 2005) Известно, что в ответ на повышение уровня пролактина при гиперпролактинемии активируются нейроны медиобазального гипоталамуса (Moore et al, 1987, Arbogast and Voogt 1991), оказывая непосредственное влияние на гипоталамический контроль собственной продукции (короткая петля положительной обратной связи) Увеличение уровня пролактина сопровождается возрастанием синтеза ДА и его концентрации в гипоталамо-гипофизарной портальной системе циркуляции (Moore 1987, Ben-Jonathan et al, 1989; Ben-Jonathan 1994) Скорость синтеза ДА снижается после гипофизэктомии, либо после блокады продукции пролактина бромкриптином Нейроэндокринные ДА-ергические нейроны содержат рецепторы к пролактину, что подводит анатомический базис для существования подобного пути обратной связи (Arbogast and Voogt 1997)

Второй механизм компенсации дефицита ДА может быть связан с увеличением числа «моноферментных» нейронов аркуатного ядра (Ershov et al, 2005), которые по числу и распространенности в пределах мозга превосходят ДА-ергические нейроны (Bjorklund and Lmdvall 1984, Van den Pol et al, 1984) Ранее на аналогичной модели с дегенерацией нейронов аркуатного ядра в нашей лаборатории было показано увеличение числа моноферментных нейронов в вентролатеральной части аркуатного ядра (Ershov et al, 2005), которое, вероятно, является компенсаторной реакцией в ответ на дефицит ДА Учитывая, что активность ДАА намного превышает активность ТГ и триптофангидроксилазы (Moore et al, 1985), поступление L-ДОФА в катехоламинергические нейроны из внеклеточной среды должно приводить к повышению синтеза катехоламинов в этих нейронах, а поступление в серотонинергические нейроны должно сопровождаться запуском синтеза ДА (Kannari et al, 2006) Оба пути синтеза моноаминов, особенно ДА, могут рассматриваться как компенсаторные механизмы, приобретающие особое значение при функциональной недостаточности катехоламинергической

системы, особенно ДА-ергической (Ugrumov et al, 2002а). Этот механизм усиления синтеза катехоламинов может быть особенно эффективным в тех отделах мозга, где с одной стороны - в тесных топографических отношениях находятся тела и/или волокна моноферментных ГГ-содержащих нейронов, а с другой - тела и/или волокна катехоламинерги-ческих нейронов (стриатум, аркуатное ядро, срединное возвышение, задняя доля гипофиза и др ) и серотонинергических нейронов (стриатум, срединное возвышение и др ) (Lopez et al, 2001)

Таким образом, на разработанной нами фармакологической модели функциональной недостаточности ДА-ергической системы в мозге у крыс, получены доказательства компенсации дефицита ДА за счет усиления его синтеза в аркуатном ядре

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Нейроны аркуатного ядра, экспрессирующие один или оба фермента синтеза ДА, у различных млекопитающих (овцы и крысы) участвуют в центральной регуляции репродуктивной функции Участие этих нейронов опосредует действие эстрадиола на ГРГ нейроны, а в условиях функциональной недостаточности ДА-ергической системы медиобазального гипоталамуса могут оказывать компенсаторное влияние за счет усиления синтеза ДА

выводы

1 Введение эстрадиола овцам приводит к увеличению числа c-fos/ТГ нейронов в аркуатном ядре, что свидетельствует о его активирующем влиянии на ТГ-содержащие нейроны аркуатного ядра

2 Рецепторы к эстрадиолу обнаружены только в ТГ-содержащих нейронах и отсутствуют в ДАА-содержащих нейронах аркуатного ядра Следовательно, регуляторное влияние эстрадиола на репродуктивную функцию опосредовано через ТГ- содержащие нейроны аркуатного ядра у овец

3 Введение нейротоксина (6-ГДА) в латеральный желудочек мозга крыс приводит к двукратному снижению уровня ДА в аркуатном ядре, тек развитию функциональной недостаточности ДА-ергической системы медиобазального гипоталамуса

4 К 14-му дню функциональная недостаточность ДА-ергических нейронов аркуатного ядра, вызванная нейротоксином, приводит к двукратному увеличению уровня секреции пролактина клетками гипофиза

5 К 45-му дню у животных с функциональной недостаточностью ДА-ергических нейронов аркуатного ядра включаются компенсаторные механизмы, усиливается синтез ДА нейронами, что приводит к снижению уровня секреции пролактина гипофизом

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Статьи.

1 Tourlet S , Ziyazetdmova G, Caraty A, Tramu G, Delsol G, Tillet Y Oestradiol effect on galamn-immunoreactive neurones in the diencephalon of the ewe J Neuroendocnnolology 2005 V 17 № 3 P 145-151.

2 Зиязетдинова Г 3 , Сапронова А Я, Киясова В А, Нанаев А К , Кудрин В С , Мартина Н., Тийе И , Угрюмов М В «Компенсаторная реакция при дегенерации дофаминергических нейронов аркуатного ядра у крыс» Журнал эволюционной биохимии и физиологии 2008. Т 44 №1 (в печати)

Тезисы докладов:

1 Ziyazetdinova G, Caraty A, Ugrumov M, Tillet Y Effet de Toestradiol sur les neurons à tyrosine hydroxylase (TH) de Г hypothalamus médiobasal lors du pic préovulatoire chez la brebis 32e Colloque de la SNE (Réunion Franco-Québécoise) La Grande Motte (Hérault, France) 16-18 septembre 2004, p 82

2 Зиязетдинова Г 3, Угрюмов M В Влияние эстрадиола на дофаминергические нейроны гипоталамуса овец в преовуляторной фазе цикла Нейрохимия фундаментальные и прикладные аспекты Москва 14-16 марта 2005, стр 55

3 Зиязетдинова Г 3 Являются ли дофаминергические нейроны гипоталамуса мишенью для эстрадиола в преовуляторной фазе полового цикла у овец Всероссийская конференция молодых исследователей «Физиология и медицина», Санкт-Петербург 14-16 апреля 2005, стр 44

4 Зиязетдинова Г 3 Метаболизм дофамина после дегенерации дофаминергических нейронов в аркуатном ядре у взрослых крыс Конференция молодых ученых ИБР им H К Кольцова РАН, Москва 21 декабря 2005, стр 4

5 Ziyazetdmova G Z, Sapronova A Y, Nanaev A К, Tillet Y Dopamine synthesis by non dopaminergic neurons in the arcuate nucleus is a compensatory reaction under the failure of dopaminergic neurons Sixth International Congress of Neuroendocrinology, Pittsburg, Pennsylvania U S A 19-22 June 2006, p 29

6 Зиязетдинова Г 3 , Киясова В А , Сапронова А Я, Воронова С H Синтез дофамина недофаминергическими нейронами в аркуатном ядре взрослых крыс - компенсаторный механизм при гиперпролактинемии Структурно-функциональные и нейрохимические закономерности асимметрии и пластичности мозга - 2006 (материалы Всероссийской конференции с международным участием), Москва, Россия, 2006, стр 113-116

7 Зиязетдинова Г 3 , Ершов П В , Сапронова А Я., Нанаев А К Синтез дофамина в аркуатном ядре взрослых крыс после фармакологического разрушения дофаминергических нейронов Конференция

«Нейроспецифические метаболиты и энзимологические основы деятельности ЦНС» Пенза 25-27 сентября, 2006 стр 121

8 Угрюмов М В , Сапронова А Я, Зиязетдинова Г 3 , Нанаев А К Синтез дофамина недофаминергическими нейронами - новый компенсаторный механизм при гиперпролактинемии VI Всероссийский конгресс эндокринологов Москва 30 октября-2 ноября, 2006, стр 421

9 Зиязетдинова Г 3 , Ершов П В , Сапронова А Я, Нанаев А К Угрюмов М В Кооперативный синтез дофамина недофаминергическими нейронами -механизм адаптации при гиперпролактинемии XX съезд физиологического общества им И П Павлова Москва 4-8 июня, 2007, стр 239

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

6-ГДА - 6-гидроксидофамин

ГРГ - гонадотропин-рилизинг гормон

ДА - дофамин

ДАА- декарбоксилаза ароматических Ь-аминокислот Е2 - эстрадиол

ИФА - иммуноферментный анализ ЛГ - лютеинизирующий гормон РИА - радиоиммунологический анализ ТГ - тирозингидроксилаза

Подписано в печать 5 октября 2007 г Объем 1,2 п л Тираж 100 экз Заказ № 1136 Отпечатано в Центре оперативной полиграфии ООО «Ол Би Принт» Москва, Ленинский пр-т, д 37

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Зиязетдинова, Гузель Зуфаковна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Структурная и функциональная характеристики катехоламинергической системы мозга

1.1.1. Топография и морфология катехоламинергических нейронов

1.1.2. Функциональные характеристики катехоламин-продуцирующих нейронов

1.1.2.1. Синтез, выделение и обратный захват катехоламинов

1.1.2.2. Деградация катехоламинов

1.2. Структурная и функциональная характеристики нейронов аркуатного ядра, экспрессирующих ферменты синтеза дофамина 18 1.2.1 .Топография и морфология нейронов аркуатного ядра

1.2.2. Функционирование ДА- содержащих нейронов аркуатного ядра

1.2.3. Нейрогуморальная регуляция ДА-содержащих нейронов аркуатного ядра

1.3. Участие нейронов аркуатного ядра, экспрессирующих ферменты синтеза дофамина, в регуляции репродуктивной функции

1.3.1. Регуляция секреции пролактина

1.3.2. Регуляция секреции ГРГ

1.3.2.1. Регуляция репродуктивной функции фотопериодом

1.3.2.2. Особенности репродуктивной функции у крыс и овец

1.3.2.3. Контроль эстрального цикла половыми гормонами

1.3.2.4. Характеристика действия эстрадиола

1.3.2.5. Распределение рецепторов эстрадиола в мозге

ГЛАВА И. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 44 II. 1. Работа, проведенная на овцах 44 II. 1.1. Животные 44 II. 1.2. Эксперименты и взятие материала 44 II. 1.2.1. Фиксация ткани и приготовление срезов 46 II. 1.2.2. Окрашивание срезов крезилвиолетом 46 II. 1.3. Иммуноцитохимия 47 II. 1.3.1. Иммуноцитохимический метод выявления ТГ, ДАА, c-fos 47 II. 1.3.2. Иммуноцитохимический метод выявления двойным мечением c-Fos/ТГ, аЕ2/ТГ и аЕ2/ДАА

II. 1.4. Иммунофлюоресцентный метод выявления двойным мечением аЕ2/ТГ и аЕ2/ДАА

И. 1.5. Радиоиммунологическое определение эстрадиола

II. 1.6. Анализ результатов

11.2. Работа, проведенная на крысах 51 И.2.1 Животные

11.2.2. Эксперименты и взятие материала 52 И.2.2.1. Стереотаксическое введение 6-гидроксидофамина 52 И.2.2.2. Выделение гипофиза и взятие крови 53 II.2.2.3. Выделение медиобазального гипоталамуса, приготовление срезов и их перфузия

11.2.3. Высокоэффективная жидкостная хроматография с электрохимической детекцией 56 И.2.4. Иммуноферментное определение пролактина 57 II.2.5. Радиоиммунологическое определение пролактина

11.3. Статистическая обработка результатов

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ 59 Ш.1. Влияние эстрадиола на катехоламин-синтезирующие нейроны в мозге у овец

III. 1.1. Влияние эстрадиола на ТГ-содержащие нейроны

III. 1.1.1. Аркуатное ядро (группа А12)

III. 1.1.2. Дорсальная часть гипоталамуса (группа А13)

III. 1.2. Влияние эстрадиола на ДАА -иммунопозитивные нейроны

III. 1.2.1. Аркуатное ядро (группа А12)

III. 1.2.2. Дорсальная часть гипоталамуса (группа А13) 72 III. 1.3. Влияние эстрадиола на экспрессию аЕ2 рецепторов в нейронах, содержащих ферменты синтеза ДА

III. 1.3.1. Аркуатное ядро (группа А12)

III. 1.3.2. Дорсальная часть гипоталамуса (группа А13)

III. 1.4. Концентрация эстрадиола в плазме крови

111.2. Пролактин в плазме крови и в гипофизе у крыс

111.2.1. Концентрация пролактина в крови

111.2.2. Концентрация пролактина в передней доле гипофиза

111.3. Концентрация катехоламинов в аркуатном ядре ex vivo 78 III.3.1.14-й день после введения 6-ГДА 78 III.3.2.45-й день после введения 6-ГДА

III.4. Содержание катехоламинов в аркуатном ядре и в инкубационной среде в экспериментах in vitro

111.4.1. 14-й день после введения 6-ГДА

111.4.2. 45-й день после введения 6-ГДА

ГЛАВА IV. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ 86 IV. 1. Участие ДА-продуцирующей системы в регуляции секреции ГРГ у овец 86 IV. 1.1. Модель индукции пика ЛГ 86 IV. 1.2. Концентрация эстрадиола в плазме крови у овец 89 IV. 1.3. Влияние эстрадиола на ТГ - и ДАА- содержащие нейроны аркуатного ядра и дорсальной части гипоталамуса 89 IV. 1.4. Экспрессия аЕ2 рецепторов на ДА-продуцирующих нейронах, содержащих ТГ или ДАА 91 IV.2. Участие ДА-продуцирующей системы в регуляции секреции пролактина у крыс

IV.2.1. Модель гиперпролактинемии

IV.2.2. Фаза декомпенсации

IV.2.3. Фаза компенсации

ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Роль нейронов медиобазального гипоталамуса, синтезирующих дофамин, в центральной регуляции репродуктивной функции у овец и крыс"

Одной из важнейших функций организма является репродуктивная, которая находится под нервным и гуморальным контролем. Ключевым звеном центральной регуляции репродуктивной функции у взрослых животных является гонадотропин-рилизинг гормон (ГРГ) - продуцирующая система мозга. ГРГ образуется в нейронах переднего мозга и выделяется в гипофизарную портальную систему циркуляции, стимулируя выделение лютеинизирующего (ЛГ) и фолликулостимулирующего (ФСГ) гормонов гипофиза (Labrie, 1990; Hoffman et al., 1992). В свою очередь эти гормоны действуют на половые железы, контролируя овуляцию, спермообразование и стимулируя продукцию половых гормонов (рис. 1).

Изменение ( Гипоталамус частоты выделения ГРГ

ГРГ 1 у/, ДА + L ПРЛ

Гипофиз ЛГ, ФСГ, ПРЛ +/

Экспрессия генов, рецепторов, ГРГ и Е2

ЛГ 1 ФСГ

Гонады

Е2, Т, П

Рис.1. Схема нейроэндокринной регуляции репродуктивной функции (Shupnik, 1996). Е2 - эстрадиол, Т- тестостерон, П- прогестерон, ГРГ-гонадотропин-ршизинг гормон, ЛГ-лютеинизирующий гормон, ФСГ- фолликулостимулирующий гормон, ПРЛ- пролактин. (+) -стимулирующий эффект; (-) -ингибирующий эффект.

Различают три типа гормональной регуляции гонадотропной функции по принципу обратной связи: длинная, короткая и ультракороткая (Karsch, 1984; Flerko et al., 1987).

Длинная обратная связь обеспечивается половыми стероидами на уровне гипофиза, где происходит регуляция ими гонадотропной функции гипофиза. Половые стероиды оказывают либо прямое действие на клетки гипофиза (гонадотропоциты), изменяя уровень экспрессии рецепторов к ГРГ и к самим половым стероидам, либо непрямым - изменяя частоту пульсирующего выделения ГРГ из нейронов гипоталамуса. В обоих случаях обеспечивается контроль не только выделения гонадотропинов, но и их синтез.

Регуляция по принципу отрицательной обратной связи осуществляется тремя видами половых гормонов: эстрогенами, прогестероном (П) и андрогенами, а положительной обратной связи - только эстрадиолом (Е2), который и вызывают массированный выброс гонадотропинов у самок (Бабичев 1984; Karsch, 1984; Gharib et al., 1990). В соответствии с короткой обратной связью гонадотропины гипофиза обеспечивают регуляцию функциональной активности ГРГ-нейронов. Ультракороткая обратная связь есть не что иное, как ауторегуляция секреторной активности ГРГ-нейронов самим ГРГ (Flerko et al., 1987; Krsmanovic et al., 1993).

Обратная регуляция репродуктивной функции обеспечивается Е2, который действует на ГРГ нейроны (Caraty et al., 2001). Остается до конца не выясненным механизм действия Е2 на ГРГ нейроны у млекопитающих.

Увеличение концентраций Е2 в конце фолликулярной фазы вызывает у овцы преовуляторный пик ГРГ и ЛГ, но это действие Е2 не прямое, так как введение имплантанта с Е2 в вентромедиальный гипоталамус увеличивает секрецию ГРГ (Caraty et al., 1998), в то время как большинство нейронов ГРГ локализовано в преоптической области гипоталамуса (Caldani et al., 1988). Исходя из этого было высказано предположение, что половые стероиды могут действовать на нейроны ГРГ опосредованно через вставочные нейроны, расположенные в преоптической области, в аркуатном ядре у крыс (Merchenthaler et al., 1991), в вентромедиальном гипоталамусе и в стволе мозга у овец (Caraty et al., 1998). Предположительно это происходит через катехоламин-продуцирующие нейроны, что нам и предстояло выяснить в нашей работе. Предполагается, что это влияние Е2 на ГРГ нейроны осуществляется через катехоламинергические нейроны, которые располагаются в гипоталамусе (Heritage et al., 1980) и в стволе мозга (Howard et al., 1997).

Тубероинфундибулярная дофаминергическая (ДА-ергическая) система гипоталамуса осуществляет нейроэндокринную регуляцию репродуктивной функции, влияя не только на выделение ГРГ в срединном возвышении (СВ), но и на секрецию пролактина (ПРЛ) в передней доле гипофиза (Everitt et al., 1992). Гибель ДА-ергических нейронов в патологии приводит к серьезным нарушениям функций мозга и организма в целом. В часности, дегенерация ДА-ергических нейронов гипоталамуса приводит к развитию синдрома гиперпролактинемии (Wuttke, 1977), которая, по данным единственного исследования, со временем компенсируется (Fenske et al., 1976), однако механизмы этого явления остаются невыясненными. Изучение механизмов адаптации при функциональной недостаточности ДА-ергической системы является одним из важнейших 7 вопросов, связанных с изучением патогенеза, профилактики и прогнозирования развития заболеваний. Поэтому в данной работе предстояло выяснить, возможна ли компенсация дефицита дофамина (ДА) в аркуатном ядре при функциональной недостаточности ДА-ергических нейронов и каковы механизмы этого явления.

Цель и задачи исследования.

Цель: Изучение роли нейронов аркуатного ядра, синтезирущих ДА, в центральной регуляции репродуктивной функции у овец и крыс.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Оценка влияния эстрогенов на нейроны, экспрессирующие ферменты синтеза ДА в отделах мозга, вовлеченных в регуляцию репродуктивной функции (аркуатное ядро и дорсальная часть гипоталамуса) у овец.

2. Оценка экспрессии рецепторов к эстрогенам на нейронах, экспрессирующих ферменты синтеза ДА (в аркуатном ядре и дорсальной части гипоталамуса), ответственных за регуляцию репродуктивной функции, у овец.

3. Экспериментальное моделирование функциональной недостаточности ДА-ергической системы медиобазального гипоталамуса, ответственной за регуляцию секреции ПРЛ у крыс.

4. Оценка секреции ПРЛ в условиях дегенерации ДА-ергических нейронов аркуатного ядра у крыс.

5. Анализ компенсаторных механизмов, включающихся при функциональной недостаточности ДА-ергических нейронов аркуатного ядра у крыс.

Научная и практическая значимость работы.

Полученные данные способствуют углублению существующих представлений о роли гипоталамо-гипофизарного звена в нейроэндокринной регуляции репродуктивной функции. В данной работе впервые приведены доказательства компенсаторного синтеза ДА в условиях функциональной недостаточности ДА-ергических нейронов аркуатного ядра. Результаты выполненной работы позволяют по-новому оценить патогенез ряда нейроэндокринных заболеваний, в основе которых лежит дегенерация дофаминергических нейронов, например, синдрома гиперпролактинемии, что влечет за собой аменорею, галакторею, импотенцию и гинекомастию. Компенсаторное усиление синтеза ДА скорее всего происходит сохранившими биферментными нейронами аркуатного ядра, содержащими оба фермента синтеза ДА - тирозингидроксилазу (ТГ) и декарбоксилазу ароматических L-аминокислот (ДАА), либо моноферментными нейронами аркуатного ядра, содержащими один из ферментов синтеза ДА - ТГ или ДАА.

Изучение механизмов регуляции репродуктивной функции у овец, кроме теоретической значимости, имеет большое практическое значение для сельского хозяйства.

Полученные данные используются для преподавания нейроэндокринологии и нейробиологии на старших курсах естественно-научных и медицинских факультетов парижского Университета им. П.и М. Кюри, Университета г. Тур, а также Московской медицинской академии им. И.М. Сеченова и ряда других российских и зарубежных ВУЗов.

Научная новизна работы.

• Впервые показано, что регуляторное влияние Е2 на ГРГ нейроны у овец опосредованно вставочными нейронами аркуатного ядра содержащими ТГ.

• Впервые показано, что дегенерация ДА-ергических нейронов аркуатного ядра и возникающий при этом дефицит ДА (пролактин-ингибирующего гормона) со временем сопровождается усилением синтеза ДА и нормализацией секреции ПРЛ.

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Зиязетдинова, Гузель Зуфаковна

выводы

1. Введение эстрадиола овцам приводит к увеличению числа c-fos/ТГ нейронов в аркуатном ядре, что свидетельствует о его активирующем влиянии на ТГ-содержащие нейроны аркуатного ядра.

2. Рецепторы к эстрадиолу обнаружены только в ТГ-содержащих нейронах и отсутствуют в ДАА-содержащих нейронах аркуатного ядра. Следовательно, регуляторное влияние эстрадиола на репродуктивную функцию опосредовано через ТГ- содержащие нейроны аркуатного ядра у овец.

3. Введение нейротоксина (6-ГДА) в латеральный желудочек мозга крыс приводит к двукратному снижению уровня ДА в аркуатном ядре, т. е. к развитию функциональной недостаточности ДА-ергической системы медиобазального гипоталамуса.

4. К 14-му дню функциональная недостаточность ДА-ергических нейронов аркуатного ядра, вызванная нейротоксином, приводит к двукратному увеличению уровня секреции пролактина клетками гипофиза.

5. К 45-му дню у животных с функциональной недостаточностью ДА-ергических нейронов аркуатного ядра включаются компенсаторные механизмы, усиливается синтез ДА нейронами, что приводит к снижению уровня секреции пролактина гипофизом.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Зиязетдинова, Гузель Зуфаковна, Москва

1. Бабичев ВН. 1984. Нейрогормональная регуляция овариального цикла. М.: Медицина. 237с.

2. Бабичев ВН. 1995. Нейроэндокринная регуляция репродуктивной функции. Пущино: ОНТИ ПНЦ РАН. 226 с.

3. Сентаготаи Я, Флерко Б, Меш Б, Халас Б. 1965. Гипоталамическая регуляция передней части гипофиза. Издательство академии наук Венгрии. Будапешт. 353 с.

4. Угрюмов MB. 1999. Механизмы нейроэндокринной регуляции. М.: Наука, 301 с.

5. Amara SG, Kuhar MJ. 1993. Neurotransmitter transporters: recent progress. Annu Rev Neurosci. V.16.P. 73-93.

6. Anderson GM, Connors JM, Hardy SL, Valent M, Goodman RL. 2001, Oestradiol microimplants in the ventromedial preoptic area inhibit secretion of luteinizing hormone via dopamine neurones in anoestrous ewes. J Neuroendocrinol. V. 13(12). P. 1051-1058.

7. Annunziato L, Leblanc P, Kordon C, Weiner RI. 1980. Differences in the kinetics of dopamine uptake in synaptosome preparations of the median eminence relative to other dopaminergically inervated brain regions. Neuroendocrinology.V. 31(5). P. 316-320.

8. Arai R, Karasawa N, Nagatsu I. 1996. Aromatic L-amino acid decarboxylase is present in serotonergic fibers of the striatum of the rat. A double-labeling immunofluorescence study. Brain Res. V. 706(1). P. 177-179.

9. Arai R, Horiike K, Hasegawa Y. 1998. Dopamine-degrading activity of monoamine oxidase in locus coeruleus and dorsal raphe nucleus neurons. A histochemical study in the rat. Neurosci Lett. V. 250(1). P. 41-44.

10. Arbogast L.A., Voogt J.L. 1991. Hyperprolactinemia increases and hypoprolactinemia decreases tyrosine hydroxylase mRNA levels in the arcuate nuclei, but not in the substantia nigra or zona incerta. Endocrinology. V. 126. P. 997-1005.

11. Arbogast LA, Voogt JL. 1993. Progesterone reverses the estradiol-induced decrease in tyrosine hydroxylase mRNA levels in the arcuate nucleus. Neuroendocrinology. V. 58(5). P. 501-510.

12. Arbogast LA, Voogt JL. 1997. Prolactin (PRL) receptors are colocalized in dopaminergic neurons in fetal hypothalamic cell cultures: effect of PRL on tyrosine hydroxylase activity. Endocrinology. V. 138(7). P. 3016-3023.

13. Arbogast LA, Shah GV, Voogt JL. 1999. Text 3,5 cyclic adenosine monophosphate mediates the salmon calcitonin-induced increase in hypothalamic tyrosine hydroxylase activity. Endocrinology. V. 140(7). P. 3273-3281.

14. Arbogast LA, Voogt JL. 2002. Progesterone induces dephosphorylation and inactivation of tyrosine hydroxylase in rat hypothalamic dopaminergic neurons. Neuroendocrinology. V. 75(5). P. 273-281.

15. Arendt J, 1985. Mammalian pineal rhythms. Pineal Research Review. V. 3. P. 161-213.

16. Arnauld E, Arsaut J, Demotes-Mainard J. 1991. Differential plasticity of the dopaminergic D2 receptor mRNA isoforms under haloperidol treatment, as evidenced by in situ hybridization in rat anterior pituitary. Neurosci Lett. V. 130(1). P. 12-16.

17. Axelrod J, Weinshilboum R. 1972. Catecholamines. N Engl J Med. V. 287(5). P. 237-242.

18. Axelrod, 1962. Purification and properties of phenylethanolamine-N-methyl transferase. J Biol Chem. V. 237. P. 1657-1660.

19. Bagdy G. 1996. Role of the hypothalamic paraventricular nucleus in 5-HT1A, 5-HT2A and 5-HT2C receptor-mediated oxytocin, prolactin and ACTH/corticosterone responses. Behav Brain Res. V. 73(1-2). P. 277-280.

20. Baird DT, Swanston IA, McNeilly AS. 1981 Jun; Text Relationship between LH, FSH, and prolactin concentration and the secretion of androgens and estrogens by the preovulatory follicle in the ewe. Biol Reprod. V. 24(5). P. 1013-1025.

21. Baird DT, McNeilly AS. 1981. Gonadotrophic control of follicular development and function during the oestrous cycle of the ewe. J Reprod Fertil Suppl. V. 30. P. 119-133.

22. Barraclough CA, Wise PM, Selmanoff MK. 1984. A role for hypothalamic catecholamines in the regulation of gonadotropin secretion.Recent Prog Horm Res. V. 40. P. 487-529. Review

23. Barry J, Dubois MP. 1974. Immunofluorescence study of the prenatal differentiation of hypothalamic cells producing LH-RF and of the maturation of neurosecretory preoptico-infundibular pathway in the guinea pig. Brain Res. V. 67(1). P. 103-113.

24. Barry J, Dubois MP. 1974. Immunofluorescence study of the preoptico-infundibular LH-RH neurosecretory pathway of the guinea pig during the estrous cycle. Neuroendocrinology. V. 15(3-4). P. 200-208.

25. Bartholini G, Richards JG, Pletscher A. 1970. Dissociation between biochemical and ultrastructural effects of 6-hydroxydopamine in rat brain. Experientia. V. 26(2). P. 142-144.

26. Batailler M, Blache D, Thibault J, Tillet Y. 1992. Immunohistochemical colocalization of tyrosine hydroxylase and estradiol receptors in the sheep arcuate nucleus. Neurosci Lett. V. 146(2). P. 125-130.

27. Beccavin C, Malpaux B, Tillet Y. 1998. Effect of oestradiol and photoperiod on TH mRNA concentrations in A15 and A12 dopamine cell groups in the ewe. J Neuroendocrinol. V. 10(1). P. 59-66.

28. Ben-Jonathan N, Neill MA, Arbogast LA, Peters LL, Hoefer MT. 1980. Dopamine in hypophysial portal blood: relationship to circulating prolactin in pregnant and lactating rats. Endocrinology. V. 106(3). P. 690-696.

29. Ben-Jonathan N. 1980. Catecholamines and pituitary prolactin release. J Reprod Fertil. V. 58(2). P. 501-512.

30. Ben-Jonathan N, Arbogast LA, Hyde JF. 1989. Neuroendocrine corrected. regulation of prolactin release. Prog Neurobiol. V. 33(5-6). P. 399-447.

31. Ben-Jonathan N, Hnasko R. 2001.Dopamine as a prolactin (PRL) inhibitor. Endocr Rev. 22(6). P. 724-763. Review.

32. Bennett-Clarke C, Joseph SA. 1982. Immunocytochemical distribution of LHRH neurons and processes in the rat: hypothalamic and extrahypothalamic locations. Cell Tissue Res. V. 221(3). P. 493-504.

33. Berriman SJ, Wade GN, Blaustein JD. 1992. Expression of Fos-like proteins in gonadotropin-releasing hormone neurons of Syrian hamsters: effects of estrous cycles and metabolic fuels. Endocrinology. V. 131(5). P. 2222-2228.

34. Bewley ТА, Li CH. 1972. Molecular weight and circular dichroism studies of bovine and ovine pituitary growth hormones. Biochemistry. V. 11(5). P. 927-931.

35. Beyer C, Kolbinger W, Reisert I, Pilgrim C. 1994. Activation of cultured rat hypothalamic dopaminergic neurons by long-term but not short-term treatment with prolactin. Neurosci Lett. V. 180(2). P. 231-234.

36. Bittman EL, Karsch FJ, Hopkins JW. 1983. Role of the pineal gland in ovine photoperiodism: regulation of seasonal breeding and negative feedback effects of estradiol upon luteinizing hormone secretion. Endocrinology. V. 113(1). P. 329-336.

37. Bittman EL, Kaynard AH, Olster DH, Robinson JE, Yellon SM, Karsch FJ. 1985. Pineal melatonin mediates photoperiodic control of pulsatile luteinizing hormone secretion in the ewe.Neuroendocrinology. V. 40(5). P. 409-418.

38. Bjorklund A., Lindvall O. 1984. Dopamine-containing systems in the CNS // Handbook of chemical neuroanatomy: Classical neuroanatomy: Classical neurotransmitters in the CNS. V. 2. P. 171-192.

39. Blache D, Fabre-Nys CJ, Venier G. 1991. Ventromedial hypothalamus as a target for oestradiol action on proceptivity, receptivity and luteinizing hormone surge of the ewe. Brain Res. V. 546(2). P. 241-249.

40. Blache D, Fabre-Nys C, Venier G. 1996. Inhibition of sexual behaviour and the luteinizing hormone surge by intracerebral progesterone implants in the female sheep. Brain Res. V. 741(1-2). P. 117-122.

41. Blaschko H. 1973. Cathecholamine biosynthesis.-Brit. Med. Bull. V. 29. P. 105-109.

42. Bliss DJ, Lote CJ. 1982. Prolactin release in response to infusion of isotonic or hypertonic saline. J Endocrinol. V. 92(2). P. 273-278.

43. Bole-Feysot C, Goffin V, Edery M, Binart N, Kelly PA. 1998. Prolactin (PRL) and its receptor: actions, signal transduction pathways and phenotypes observed in PRL receptor knockout mice. Endocr Rev. V. 19(3). P. 225-268. Review.

44. Borisova NA, Sapronova AY, Proshlyakova EV, Ugrumov MV. 1991.Ontogenesis of the hypothalamic catecholaminergic system in rats: synthesis, uptake and release of catecholamines. Neuroscience. V. 43(1). P. 223-229.

45. Brailoiu GC, Dun SL, Ohsawa M, Yin D, Yang J, Chang JK, Brailoiu E, Dun NJ. 2005. KiSS-1 expression and metastin-like immunoreactivity in the rat brain. J Comp Neurol. V. 481(3). P. 314-329.

46. Brock OJ.,Fonnum F. 1972. The regional and subcellular distribution of catechol-o-methyl transferase in the rat brain.-J. Neurochem. V. 19. P. 2049-2065.

47. Burley RA, Holman SD, Hutchison JB. 1983. The regulation of precopulatory behavior by ovarian hormones in the female Mongolian gerbil. Horm Behav. V. 17(4). P. 374-387.

48. Caldani M, Antoine M, Batailler M, Duittoz A. 1995. Ontogeny of GnRH systems. J Reprod Fertil Suppl. V. 49. P. 147-162.

49. Caldani M, Batailler M, Thiery JC, Dubois MP. 1988. LHRH-immunoreactive structures in the sheep brain. Histochemistry. V. 89(2). P. 129-139.

50. Caraty A, Delaleu B, Chesneau D, Fabre-Nys C. 2002. Sequential role of e2 and GnRH for the expression of estrous behavior in ewes. Endocrinology. V. 143(1). P. 139-145.

51. Chan-Palay V, Zaborszky L, Kohler C, Goldstein M, Palay SL. 1984. Distribution of tyrosine-hydroxylase-immunoreactive neurons in the hypothalamus of rats. J Comp Neurol. V. 227(4). P. 467-496.

52. Cheung S, Johnson JD, Moore KE, Lookingland KJ. 1997. Dopamine receptor-mediated regulation of expression of Fos and its related antigens (FRA) in somatostatin neurons in the hypothalamic periventricular nucleus. Brain Res. V. 770(1-2). P. 176-183.

53. Christenson JG, Dairman W, Udenfriend S. 1970. Preparation and properties of a homogeneous aromatic L-amino acid decarboxylase from hog kidney.Arch Biochem Biophys. V. 141(1). P. 356-367.

54. Civelli O, Bunzow JR, Grandy DK. 1993. Molecular diversity of the dopamine receptors. Annu Rev Pharmacol Toxicol. V. 33. P. 281-307. Review

55. Clarke IJ. 1987. GnRH and ovarian hormone feedback. Oxf Rev Reprod Biol. V. 9. P. 54-95. Review.

56. Clarke IJ, Cummins JT, Jenkin M, Phillips DJ. 1989. The oestrogen-induced surge of LH requires a 'signal' pattern of gonadotrophin-releasing hormone input to the pituitary gland in the ewe. J Endocrinol. V. 122(1). P. 127-134.

57. Cooper JR, Bloom FE, Roth RH 1996. The biochemical basis of neuropharmacology. 7th Ed. Oxford Univ Press. New York

58. Coyle JT, Axelrod J. 1971. Development of the uptake and storage of L-( 3 H)norepinephrine in the rat brain. JNeurochem. V. 18(11). P. 2061-2075.

59. Curran T, Morgan JI. 1987. Memories of fos. Bioessays. V. 7(6). P. 255-258. Review.

60. Curran T, Franza BR Jr. 1988. Fos and Jun: the AP-1 connection. Cell. V. 55(3). P. 395-397. Review.

61. Dahlstrom A, Fuxe K. 1964. Localization of monoamines in the lower brain stem. Experientia. V. 20(7). P. 398-399.

62. Daikoku S., Kawano H., Okamura L, Tokuzen M., Nagatsu I. 1986. Ontogenesis of immunoreactive tyrosine hydroxylase-containing neurons in rat hypothalamus. Dev. Brain research. V. 28. P. 85-98.

63. De Vos AM, Ultsch M, Kossiakoff AA. 1992. Human growth hormone and extracellular domain of its receptor: crystal structure of the complex. Science. V. 255(5042). P. 306-312.

64. Demarest K.T., Moore K.E. 1980. Accumulation of L-DOPA in the median eminence: an index of tuberoinfundibular dopaminergic nerve activity. Endocrinology. V. 106. P. 463-468.

65. Demarest KT, Moore KE. 1979. Lack of a high affinity transport system for dopamine in the median eminence and posterior pituitary. Brain Res. V. 171(3). P. 545-551.

66. Demarest KT, Riegle GD, Moore KE. 1980. Characteristics of dopaminergic neurons in the aged male rat. Neuroendocrinology. V. 31(3). P. 222-227.

67. Demaria .I.E., Nagy G.M., Lerant A.A., Fekete M.I., Levenson C.W., Freeman M.E. 2000. Dopamine transporters participate in the physiological regulation of prolactin. Endocrinology. V. 141. P. 366-374.

68. Demling J, Fuchs E, Baumert M, Wuttke W. 1985. Preoptic catecholamine, GABA, and glutamate release in ovariectomized and ovariectomized estrogen-primed rats utilizing a push-pull cannula technique. Neuroendocrinology. V. 41(3). P. 212-218.

69. DonCarlos LL, Monroy E, Morrell JI. 1991. Distribution of estrogen receptor-immunoreactive cells in the forebrain of the female guinea pig. J Comp Neurol. V. 305(4). P. 591-612.

70. Domanski E, Przekop F, Polkowska J. 1980. Hypothalamic centres involved in the control of gonadotrophin secretion. J Reprod Fertil. V. 58(2). P. 493-499.

71. Driancourt MA, Royere D, Hedon B, Levasseur MC. Oestrus and menstrual cycles// Reproduction in Mammals and Man, Edited by C. Thibault, M.C. Levasseur, R.H.F Hunter. Elipses, Paris, 1993 P 589-603.

72. Dufourny L, Skinner DC. 2005. Distribution of galanin receptor 1-immunoreactive neurons in the ovine hypothalamus: colocalization with GnRH. Brain Res. V. 1054(1). P. 73-81.

73. Earl CR, D'Occhio MJ, Kennaway DJ, Seamark RF. 1985. Serum melatonin profiles and endocrine responses of ewes exposed to a pulse of light late in the dark phase. Endocrinology. V. 117(1). P. 226-230.

74. Everitt B.J., Meister В., Hokfelt T. 1992. The organization of monoaminergic neurons in the hypothalamus in relation to neuroendocrine integration. Neuroendocrinology. P. 87-128.

75. Everitt В., Meister В., Hokfelt Т., Melander Т., Terenius L., Rokacus A., Theodorsson-Norheim E., Dockray G., Edwardson J., Cuello C., Elde R., Goldstein M., Hcmmings 11.,105

76. Fabre-Nys C, Martin GB. 1991. Roles of progesterone and oestradiol in determining the temporal sequence and quantitative expression of sexual receptivity and the preovulatory LH surge in the ewe.J Endocrinol. V. 130(3). P. 367-379.

77. Fabre-Nys C, Martin GB, Venier G. 1993. Analysis of the hormonal control of female sexual behavior and the preovulatory LH surge in the ewe: roles of quantity of estradiol and duration of its presence. Horm Behav. V. 27(1). P. 108-121.

78. Fabre-Nys C, Blache D, Hinton MR, Goode JA, Kendrick KM. 1994. Microdialysis measurement of neurochemical changes in the mediobasal hypothalamus of ovariectomized ewes during oestrus. Brain Res. V. 649(1-2). P. 282-296.

79. Falck В., Hillarp N.A., Thieme G., Torp A. Fluorescence of catecholamines and related compounds condensed with formaldehyde// J. Histochem. Cytochem. 1962. Vol. 10. P. 348354.

80. Fenske M, Wuttke W. 1976. Effects of intraventricular 6-hydroxydopamine injections on serum prolactin and LH levels: absence of stress-induced pituitary prolactin release. Brain Res. V. 104(1). P. 63-70.

81. Freeman ME, Kanyicska B, Lerant A, Nagy G. 2000. Prolactin: structure, function, and regulation of secretion. Physiol Rev. V. 80(4). P. 1523-1631. Review.

82. Ferreira SA, Scott CJ, Kuehl DE, Jackson GL. 1996. Differential regulation of luteinizing hormone release by gamma-aminobutyric acid receptor subtypes in the arcuate-ventromedial region of the castrated ram.Endocrinology. V. 137(8). P. 3453-3460.

83. Flament-Durand J, Brion JP. 1985. Tanycytes: morphology and functions: a review. Int Rev Cytol. V. 96. P. 121-155. Review.

84. Flerko B. 1987. Endocrinology and physiology of reproduction. Ed. W.H. Moger, H.G. Friesen. N.Y. Plenum press. P. 37-50

85. Flores CM, Hulihan-Giblin BA, Hornby PJ, Lumpkin MD, Kellar KJ. 1992. Partial characterization of a neurotransmitter pathway regulating the in vivo release of prolactin. Neuroendocrinology. V. 55(5). P. 519-528.

86. Fon EA, Pothos EN, Sun ВС, Killeen N, Sulzer D, Edwards RH. 1997.Vesicular transport regulates monoamine storage and release but is not essential for amphetamine action. Neuron. V. 19(6). P. 1271-1283.

87. Franceschini I, Lomet D, Cateau M, Delsol G, Tillet Y, Caraty A. 2006. Kisspeptin immunoreactive cells of the ovine preoptic area and arcuate nucleus co-express estrogen receptor alpha.Neurosci Lett. V. 401(3). P. 225-230.

88. Freed C., Revay R., Vaughan R.A., Kriek E., Grant S., Uhl G.R., Kuhar M.J. 1995.

89. Dopamine transporter immunoreactivity in rat brain. J. Сотр. Neurol. V. 359. P. 340-349.

90. Freeman ME, Kanyieska B, Lerant A, Nagy G. 2000. Prolactin: structure, function, and regulation of secretion. Physiol Rev. V. 80(4). P. 1523-1631. Review.

91. Funabashi T, Daikoku S, Suyama K, Mitsushima D, Sano A, Kimura F. 2002. Role of gamma-aminobutyric acid neurons in the release of gonadotropin-releasing hormone in cultured rat embryonic olfactory placodes.Neuroendocrinology. V. 76(4). P. 193-202.

92. Fuxe K, Hokfelt T. 1966.Further evidence for the existence of tubero-infundibular dopamine neurons. Acta Physiol Scand. V. 66(1). P. 245-246.

93. Fuxe K., Hokfelt Т., Nilsson O. 1969. Factors involved in the control of the activity of the tubero-infundibular dopamine neurons during pregnancy and lactation. Neuroendocrinology. V. 5. P. 257-270.

94. Gainetdinov RR, Jones SR, Fumagalli F, Wightman RM, Caron MG. 1998. Re-evaluation of the role of the dopamine transporter in dopamine system homeostasis. Brain Res Brain Res Rev. V. 26(2-3). P. 148-153. Review.

95. Gharib SD, Wierman ME, Shupnik MA, Chin WW. 1990. Molecular biology of the pituitary gonadotropins. Endocr Rev. V. 11(1). P. 177-199. Review.

96. Gibbs DM, Neill JD. 1978. Dopamine levels in hypophysial stalk blood in the rat are sufficient to inhibit prolactin secretion in vivo. Endocrinology. V. 102(6). P. 1895-1900.

97. Giros B, Caron MG. 1993. Molecular characterization of the dopamine transporter. Trends Pharmacol Sci. V. 14(2). P. 43-49. Review.

98. Goding JR, Catt KJ, Brown JM, Kaltenbach CC, Cumming IA, Mole BJ. 1969. Radioimmunoassay for ovine luteinizing hormone. Secretion of luteinizing hormone during estrus and following estrogen administration in sheep. Endocrinology. V. 85(1). P. 133-142.

99. Goffin V, Binart N, Touraine P, Kelly PA. 2002. Prolactin: the new biology of an old hormone. Annu Rev Physiol. V. 64. P. 47-67. Review.

100. Gonzales H.A., Porter J.C. 1988. Mass and in situ activity of tyrosine hydroxylase in the median eminence: effect of hyperprolactinemia. Endocrinology V. 122. P. 2272-2277.

101. Goodman RL, Bittman EL, Foster DL, Karsch FJ. 1982. Alterations in the control of luteinizing hormone pulse frequency underlie the seasonal variation in estradiol negative feedback in the ewe.Biol Reprod. V. 27(3). P. 580-589.

102. Goodman RL. 1996. Neural systems mediating the negative feedback actions of estradiol and progesterone in the ewe. Acta Neurobiol Exp (Wars). V. 56(3). P. 727-741. Review.

103. Goodman RL, Gibson M, Skinner DC, Lehman MN. 2002. Neuroendocrine control of pulsatile GnRH secretion during the ovarian cycle: evidence from the ewe.Reprod Suppl. V. 59. P. 41-56. Review.

104. Goodman RL, Reichert LE Jr, Legan SJ, Ryan KD, Foster DL, Karsch FJ. 1981. Role of gonadotropins and progesterone in determining the preovulatory estradiol rise in the ewe. Biol Reprod. V. 25(1). P. 134-142.

105. Goodman RL, Legan SJ, Ryan KD, Foster DL, Karsch FJ. 1981. Importance of variations in behavioural and feedback actions of oestradiol to the control of seasonal breeding in the ewe. J Endocrinol. V. 89(2). P. 229-240.

106. Goubillon M, Delaleu B, Tillet Y, Caraty A, Herbison AE. 1999. Localization of estrogen-receptive neurons projecting to the GnRH neuron-containing rostral preoptic area of the ewe. Neuroendocrinology. V. 70(4). P. 228-236.

107. Goudreau JL, Lindley SE, Lookingland KJ, Moore KE. 1992. Evidence that hypothalamic periventricular dopamine neurons innervate the intermediate lobe of the rat pituitary. Neuroendocrinology. V. 56(1). P. 100-105.

108. Gregerson К A. 2001. Mechanism of dopamine action on the lactotrophs// Prolactin/ Eds. N.D. Horseman.-Boston: Kluwer. P. 945-954.

109. Greenwood FC, Hunter WM, Glover JS. 1963. The preparation of i-131-labelled human growth hormone of high specific radioactivity. Biochem J. V. 89. P. 114-123.

110. Gray TS, Morley JE. Neuropeptide Y. 1986. Aanatomical distribution and possible function in mammalian nervous system. Life Sci. V. 38(5). P. 389-401. Review.

111. Gudelsky GA, Moore KE. 1977. A comparison of the effects of haloperidol on dopamine turnover in the striatum, olfactory tubercule and median eminence. J Pharmacol Exp Ther. V. 202(1). P. 149-156.

112. Gudelsky GA, Porter JC. 1980. Release of dopamine from tuberoinfundibular neurons into pituitary stalk blood after prolactin or haloperidol administration. Endocrinology. V. 106(2). P. 526-529.

113. Gudelsky GA, Nansel DD, Porter JC. 1981. Dopaminergic control of prolactin secretion in the aging male rat. Brain Res. V. 204(2). P. 446-450.

114. Herbison AE. 1995. Neurochemical identity of neurones expressing oestrogen and androgen receptors in sheep hypothalamus. J Reprod Fertil Suppl. V. 49. P. 271-283.

115. Herbison AE. 1997. Noradrenergic regulation of cyclic GnRH secretion. Rev Reprod. V. 2(1). P. 1-6.

116. Herbison AE, Pape JR. 2001. New evidence for estrogen receptors in gonadotropin-releasing hormone neurons.Front Neuroendocrinol. V. 22(4). P. 292-308. Review.

117. Herbison AE, Theodosis DT. 1992. Immunocytochemical identification of oestrogen receptors in preoptic neurones containing calcitonin gene-related peptide in the male and female rat. Neuroendocrinology. V. 56(5). P. 761-764.

118. Heritage AS, Stumpf WE, Sar M, Grant LD. 1980. Brainstem catecholamine neurons are target sites for sex steroid hormones. Science. V. 207(4437). P. 1377-1379.

119. Heritage AS, Stumpf WE, Sar M, Grant LD. 1981. (3-H)-dihydrotestosterone in catecholamine neurons of rat brain stem: combined localization by autoradiography and formaldehyde-induced fluorescence. J Comp Neurol. V. 200(2). P. 289-307.

120. Hoffman G.E., Lee W.-S., Wray S. Gonadotropin releasing hormone (GnRH)// Neuroendocrinology/ Ed. C.B. Nemeroff. Broca Raton: CRC press. V. 1992. P. 85-216.

121. Hoffman GE, 1983. LHRH neurones and their projections. In: Structure and function of peptidergic and aminergic neurones. Sano Y, Ibata Y, Zimmerman EA, eds. Japan Scientific Societies Press, Tokyo. Ch. V. 12. P. 183-201.

122. Hoffman B.J., Hansson S.R., Mezey E., Palkovits M. 1998. Localization and dynamic regulation of biogenic amine transporters in the mammalian central nervous system, Front. Neuroendocrinol. V. 19. P. 187-231.

123. Hokfelt T, Johansson O, Goldstein M. 1984. Chemical anatomy of the brain. Science. V. 225(4668). P. 1326-1334.

124. Hong M., Li S., Pelletier G. 1995. Role of neuropeptide Y in the regulation of tyrosine hydroxylase messenger ribonucleic acid levels in the male rat arcuate nucleus as evaluated by in situ hybridization. J. Neuroendocrinology V. 7. P. 25-28.

125. Horvath TL, Leranth C, Kalra SP, Naftolin F. 1995. Galanin neurons exhibit estrogen receptor immunoreactivity in the female rat mediobasal hypothalamus.Brain Res. V. 675(1-2). P. 321-324.

126. Howard G, Peng L, Hyde JF. 1997. An estrogen receptor binding site within the human galanin gene. Endocrinology. V. 138(11). P. 4649-56.

127. Hrabovszky E, Liposits Z. 1994. Galanin-containing axons synapse on tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the hypothalamic arcuate nucleus of the rat. Brain Res. V. 652(1). P. 49-55.

128. Hrabovszky E, Liposits Z. 1994(a). Adrenergic innervation of dopamine neurons in the hypothalamic arcuate nucleus of the rat. Neurosci Lett. V. 182(2). P. 143-146.

129. Iversen LL. 1967. The catecholamines. Nature. V. 214(5083). P. 8-14.

130. Jackson GL, Kuehl D. 2002. Gamma-aminobutyric acid (GABA) regulation of GnRH secretion in sheep. Reprod Suppl. V. 59. P. 15-24. Review.

131. Jaeger CB, Albert VR, Joh TH, Reis DJ. 1983. Aromatic L-amino acid decarboxylase in the rat brain: coexistence with vasopressin in small neurons of the suprachiasmatic nucleus. Brain Res. V. 276(2). P. 362-366.

132. Jahng JW, Houpt ТА, Wessel TC, Chen K, Shih JC, Joh TH. 1997. Localization of monoamine oxidase A and В mRNA in the rat brain by in situ hybridization. Synapse. V. 25(1). P. 30-36.

133. Jansen HT, Hileman SM, Lubbers LS, Jackson GL, Lehman MN. 1996. A subset of estrogen receptor-containing neurons project to the median eminence in the ewe. J Neuroendocrinol. V. 8(12). P. 921-927.

134. Jennes L, Stumpf WE, Tappaz ML. 1983. Anatomical relationships of dopaminergic and GABAergic systems with the GnRH-systems in the septo-hypothalamic area. Immunohistochemical studies. Exp Brain Res. V. 50(1). P. 91-99.

135. Jonsson G. 1971. Quantitation of fluorescence of biogenic monoamines. Progr. Histochem. Cytochem. V. 2. P. 299-334.

136. Jonsson G. 1980. Chemical neurotoxins as denervation tools in neurobiology. Ann. Rev. Neurosci. V. 3. P. 169-187.

137. Jonsson G. 1983. Chemical lessions techniques: monoamine neurotoxins. In: Biorklund A., Hokfelt T. (Eds), Handbook of Chemical Neuroanatomy. Vol. 1. Methods in Chemical Neuroanatomy. Amsterdam: Elsevier. P. 463-507.

138. Jonsson G., Fuxe K., Hokfelt T. 1972. On the catecholamine innervation of the hypothalamus, with special reference to the median eminence. Brain Res. V. 40. P. 271-281.

139. Kallo I, Butler JA, Barkovics-Kallo M, Goubillon ML, Coen CW. 2001. Oestrogen receptor beta-immunoreactivity in gonadotropin releasing hormone-expressing neurones: regulation by oestrogen. J Neuroendocrinol. V. 13(9). P. 741-748.

140. Kalra PS, McCann SM. 1975. The stimulatory effect on gonadotropin release of implants of estradiol or progesterone in certain sites in the central nervous system. Neuroendocrinology. V. 19(4). P. 289-302.

141. Kamberi IA, Mical RS, Porter JC. 1970. Effect of anterior pituitary perfusion and intraventricular injection of catecholamines and indoleamines on LH release.Endocrinology. V. 87(1). P. 1-12.

142. Kannari K, Shen H, Arai A, Tomiyama M, Baba M. 2006. Reuptake of L-DOPA-derived extracellular dopamine in the striatum with dopaminergic denervation via serotonin transporters. Neurosci Lett. V. 402(1-2). P. 62-65.

143. Karhunen T, Tilgmann C, Ulmanen I, Julkunen I, Panula P. 1994. Distribution of catechol-O-methyltransferase enzyme in rat tissues. J Histochem Cytochem. V. 42(8). P. 1079-1090.

144. Karhunen T, Tilgmann C, Ulmanen I, Panula P. 1995. Catechol-O-methyltransferase (COMT) in rat brain: immunoelectron microscopic study with an antiserum against rat recombinant COMT protein. Neurosci Lett. V. 187(1). P. 57-60.

145. Karsch FJ, Goodman RL, Legan SJ. 1980. Feedback basis of seasonal breeding: test of an hypothesis. J Reprod Fertil. V. 58(2). P. 521-535.

146. Karsch FJ, Bittman EL, Foster DL, Goodman RL, Legan SJ, Robinson JE. 1984. Neuroendocrine basis of seasonal reproduction. Recent Prog Horm Res. V. 40. P. 185-232. Review.

147. Karsch FJ. 1986. A role for melatonin as a timekeeping hormone in the ewe. J Neural Transm Suppl. V. 21. P. 109-124.

148. Karsch FJ, Bowen JM, Caraty A, Evans NP, Moenter SM. 1997. Gonadotropin-releasing hormone requirements for ovulation. Biol Reprod. V. 56(2). P. 303-309. Review.

149. Kaufman S, Fisher DB, 1974. Molecular mechanisms of oxygen activation. Ed. Hayashi O. Academic. New York. P. 285-369

150. Kennedy B, Ziegler MG. 1991. Cardiac epinephrine synthesis. Regulation by a glucocorticoid. Circulation. V. 84(2). P. 891-895.

151. Kennedy B, Elayan H, Ziegler MG. 1993. Glucocorticoid induction of epinephrine synthesizing enzyme in rat skeletal muscle and insulin resistance. J Clin Invest. V. 92(1). P. 303-307.

152. Kettler R, Bartholini G, Pletscher A. 1974. In vivo enhancement of tyrosine hydroxylation in rat striatum by tetrahydrobiopterin. Nature. V. 249(456). P. 476-4768.

153. Kiss JZ, Mezey E. 1986. Tyrosine hydroxylase in magnocellular neurosecretory neurons. Response to physiological manipulations. Neuroendocrinology. V. 43(4). P. 519-525.

154. Kolbinger W., Beyer C., Fohr K., Reisert I. Pilgrim C. 1992. Diencephalic GABA-ergic neurons in vitro respond to prolactin with a rapid increase in intracellular free calcium. Neuroendocrinology V. 56. P. 148-152.

155. Kohama SG, Bethea CL. 1995. Steroid regulation of tyrosine hydroxylase messenger ribonucleic acid in dopaminergic subpopulations of monkey hypothalamus. Endocrinology. V. 136(4). P. 1790-1800.

156. Komori K, Fujii T, Nagatsu I. 1991.Do some tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the human ventrolateral arcuate nucleus and globus pallidus produce only L-dopa? Neurosci Lett. V. 133(2). P. 203-206.

157. Kordon C, Pattou E, Rotsztejn WH, Weiner RL 1980. Kinetic characteristics of LH and FSH responses to LHRH in incubated pituitaries from ovariectomized or ovariectomized, estrogen-implanted rats. Neuroendocrinology. V. 30(3). P. 164-168.

158. Krieger A, Wuttke W. 1998. Effects of ovariectomy and hyperprolactinemia on tyrosine hydroxylase and dopamine-beta-hydroxylase activity in various limbic and hypothalamic structures. Brain Res. V. 193(1). P. 173-180.

159. Kuiper GG, Enmark E, Pelto-Huikko M, Nilsson S, Gustafsson JA. 1996. Cloning of a novel receptor expressed in rat prostate and ovary. Proc Natl Acad Sci U S A. V. 93(12). P. 59255930.

160. Kuiper GG, Shughrue PJ, Merchenthaler I, Gustafsson JA. 1998. The estrogen receptor beta subtype: a novel mediator of estrogen action in neuroendocrine systems.Front Neuroendocrinol. V. 19(4). P. 253-286. Review.

161. Kuljis RO, Advis JP. 1989. Immunocytochemical and physiological evidence of a synapse between dopamine- and luteinizing hormone releasing hormone-containing neurons in the ewe median eminence. Endocrinology. V. 124(3). P. 1579-1581.

162. Labrie F. 1990. Glycoprotein hormones: Gonadotropins and thyrotropin// Hormones: From molecules to disease. N.Y.: Chapman and Hall. P. 255-275

163. Legan SJ, Karsch FJ. 1983. Importance of retinal photoreceptors to the hotoperiodic control of seasonal breeding in the ewe. Biol Reprod. V. 29(2). P. 316-325.

164. Lehman MN, Ebling FJ, Moenter SM, Karsch FJ. 1993. Distribution of estrogen receptor-immunoreactive cells in the sheep brain. Endocrinology. V. 133(2). P. 876-886.

165. Lehman MN, Karsch FJ. 1993. Do gonadotropin-releasing hormone, tyrosine hydroxylase-, and Ье1а-еЫофЫп-1ттипогеасиуе neurons contain estrogen receptors? A double-label immunocytochemical study in the Suffolk ewe. Endocrinology. V. 133(2). P. 887-895.

166. Levitt P, Pintar J.E., Breakefield X.O. 1982. Immunocytochemical demonstration of monoamine oxidase В in brain astrocytes and serotoninergic neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. V. 79(20). P. 6385-6389.

167. Liaw JJ, He JR, Hartman RD, Barraclough CA. 1992. Changes in tyrosine hydroxylase mRNA levels in medullary Al and A2 neurons and locus coeruleus following castration and estrogen replacement in rats. Brain Res Mol Brain Res. V. 13(3). P. 231-238.

168. Lidbrink P, Jonsson G, Fuxe K. 1974. Selective reserpine-resistant accumulation of catecholamines in central dopamine neurones after DOPA administration. Brain Res. V. 67(3). P. 439-456.

169. Lincoln GA. 1979. Photoperiodic control of seasonal breeding in the ram: participation of the cranial sympathetic nervous system.J Endocrinol. V. 82(1). P. 135-147.

170. Lisk RD, Reuter LA. 1977. In vivo progesterone treatment enhances 3H.estradioI retention by neural tissue of the female rat. Endocrinology. V. 100(6). P. 1652-1658.

171. Lopez FJ, Negro-Vilar A. 1990. Galanin stimulates luteinizing hormone-releasing hormone secretion from arcuate nucleus-median eminence fragments in vitro: involvement of an alpha-adrenergic mechanism. Endocrinology. V. 127(5). P. 2431-2436.

172. Lopez FJ, Merchenthaler I, Ching M, Wisniewski MG, Negro-Vilar A. 1991. Galanin: a hypothalamic-hypophysiotropic hormone modulating reproductive functions.Proc Natl Acad SciUSA. V. 88(10). P. 4508-12.

173. Lopez A, Munoz A, Guerra MJ, Labandeira-Garcia JL. 2001. Mechanisms of the effects of exogenous levodopa on the dopamine-denervated striatum. Neuroscience. V. 103(3). P. 63951.

174. Lovenberg W., Weissbach H., Uudenfriend S. 1962. Aromatic L-amino acid decarboxylase. J Biol Chem. V. 237. P. 89-93.

175. Lumpkin MD, Samson WK, McCann SM. 1983. Hypothalamic and pituitary sites of action of oxytocin to alter prolactin secretion in the rat. Endocrinology. V. 112(5). P. 1711-1717.

176. Luque JM, Kwan SW, Abell CW, Da Prada M, Richards JG. 1995. Cellular expression of mRNAs encoding monoamine oxidases A and В in the rat central nervous system. J Comp Neurol. V. 363(4). P. 665-680.

177. Macleod J. 1969. Further observations on the role of varicocele in human male infertility. Fertil Steril. V. 20(4). P. 545-563.

178. Magoul R, Onteniente B, Benjelloun W, Tramu G. 1993(a). Tachykinergic afferents to the rat arcuate nucleus. A combined immunohistochemical and retrograde tracing study. Peptides. V. 14(2). P. 275-286.

179. Magoul R, Dubourg P, Kah O, Tramu G. 1994. Ultrastructural evidence for synaptic inputs of enkephalinergic nerve terminals to target neurons in the rat arcuate nucleus. Peptides. V. 15(5). P. 883-892.

180. Mansour A, Meador-Woodruff JH, Zhou Q, Civelli O, Akil H, Watson SJ. 1992. A comparison of D1 receptor binding and mRNA in rat brain using receptor autoradiographic and in situ hybridization techniques. Neuroscience. V. 46(4). P. 959-971.

181. Manzanares J, Wagner EJ, LaVigne SD, Lookingland KJ, Moore KE. 1992. Sexual differences in kappa opioid receptor-mediated regulation of tuberoinfundibular dopaminergic neurons.Neuroendocrinology. V. 55(3). P. 301-307.

182. Martinat N., Hall E., Ravault J.P., Dubois M.P. 1979 Purification of rat prolactin: Development of an homologous radioimmunological assay and comparison with the NIAMDD system. Ann. Biol. Anim. Bioch. Biophysiology. V. 19(6). 1771-1788.

183. McCann S.M., Lumpkin M.D., Mizunuma H., Khorram O., Samson W.K. 1984. Peptidergic and dopaminergic control of prolactin release. Trends in neurosciences V. 7. P. 127-131.

184. Meister В, Elde R. 1993. Dopamine transporter mRNA in neurons of the rat hypothalamus. Neuroendocrinology. V. 58(4). P. 388-395.

185. Meister В., Hokfelt T. 1988(b). Peptide- and transmitter containing neuronsin the mediobasal hypothalamus and their relation to the GABAergic systems: possible roles in control of prolactin and growth hormon secretion. Synapse V. 2. P. 585-605.

186. Meister B, Hokfelt T. 1988. Peptide- and transmitter-containing neurons in the mediobasal hypothalamus and their relation to GABAergic systems: possible roles in control of prolactin and growth hormone secretion. Synapse. V. 2(6). P. 585-605.

187. Meister B, Hokfelt T, Vale WW, Sawchenko PE, Swanson L, Goldstein M. 1986 . Coexistence of tyrosine hydroxylase and growth hormone-releasing factor in a subpopulation of tubero-infundibular neurons of the rat. Neuroendocrinology V. 42. P. 237-247.

188. Meister B, Elde R. 1993. Dopamine transporter mRNA in neurons of the rat hypothalamus. Neuroendocrinology. V. 58(4). P. 388-395.

189. Melander T, Hokfelt T, Rokaeus A, Cuello AC, Oertel WH, Verhofstad A, Goldstein M. 1986. Coexistence of galanin-like immunoreactivity with catecholamines, 5-hydroxytryptamine, GABA and neuropeptides in the rat CNS. J Neurosci. V. 6(12). P. 36403654.

190. Melnikova V., Orosco M., Galas A., Sapronova A., Gainetdinov R., Delhayc-Bouchaud N.,NicoIaidTs S., Raevsky K., Ugrumov M. 1999. Dopamine turnover in the mediobasal hypothalamus in rat fetuses. Neuroscience. V. 88. P. 235-241.

191. Merchenthaler I, Lopez FJ, Lennard DE, Negro-Vilar A. 1991. Sexual differences in the distribution of neurons coexpressing galanin and luteinizing hormone-releasing hormone in the rat brain. Endocrinology. V. 129(4). P. 1977-1986.

192. Merchenthaler I. 1993. Induction of enkephalin in tuberoinfundibular dopaminergic neurons during lactation.Endocrinology. V. 133(6). P. 2645-2651.

193. Missale C, Nash SR, Robinson SW, Jaber M, Caron MG. 1998. Dopamine receptors: from structure to function. Physiol Rev. V. 78(1). P. 189-225. Review.

194. Misu Y., Goshima Y., Ueda H. Okamura H. 1996. Neurobiology of L-dopaergic systems. Prog. Neurobiol. V. 49. P. 415-454.

195. Mohankumar PS, Mohankumar SM, Quadri SK, Voogt JL. 1997. Chronic hyperprolacti-nemia and changes in dopamine neurons. Brain Res Bull. V. 42(6). P. 435-441.

196. Moenter SM, Caraty A, Karsch FJ. 1990. The estradiol-induced surge of gonadotropin-releasing hormone in the ewe. Endocrinology. V. 127(3). P. 1375-1384.

197. Moenter SM, Caraty A, Locatelli A, Karsch FJ. 1991. Pattern of gonadotropin-releasing hormone (GnRH) secretion leading up to ovulation in the ewe: existence of a preovulatory GnRH surge.Endocrinology. V. 129(3). P. 1175-1182.

198. Moenter SM, Karsch FJ, Lehman MN. 1993. Fos expression during the estradiol-induced gonadotropin-releasing hormone (GnRH) surge of the ewe: induction in GnRH and other neurons. Endocrinology. V. 133(2). P. 896-903.

199. Moguilevsky JA, Wuttke W. 2001. Changes in the control of gonadotrophs secretion by neurotransmitters during sexual development in rats. Exp Clin Endocrinol Diabetes. V. 109(4). P. 188-195. Review.

200. Mohankumar PS, Thyagarajan S, Quadri SK. 1994.Correlations of catecholamine release in the medial preoptic area with proestrous surges of luteinizing hormone and prolactin: effects of aging. Endocrinology. V. 135(1). P. 119-126.

201. Mohankumar PS, Mohankumar SM, Quadri SK, Voogt JL. 1997. Chronic hyperprolacti-nemia and changes in dopamine neurons. Brain Res Bull. V. 42(6). P. 435-441.

202. Mohankumar PS, Thyagarajan S, Quadri SK. 1997. Tyrosine hydroxylase and DOPA decarboxylase activities in the medical preoptic area and arcuate nucleus during the estrous cycle: effects of aging. Brain Res Bull. V. 42(4). P. 265-271.

203. Montgomery GW, Martin GB, Pelletier J, 1985. Changes in pulsatile LH secretion after ovariectomy in Ile-de-France ewes in two seasons. Journal of Reproduction and Fertility. V. 73. P. 173-183

204. Moore R.Y., Halaris A.E., Jones B.E. 1978. Serotonin neurons of the midbrain raphe: ascending projections. J. Сотр. Neurol. V. 180. P. 417-438.

205. Moore NW, Robinson TJ. 1957. The behavioural and vaginal response of the spayed ewe to oestrogen injected at various times relative to the injection of progesterone. J Endocrinol. V. 15(4). P. 360-365.

206. Morishige WK, Rothchild I. 1974. A paradoxical inhibiting effect of ether on prolactin release in the rat: comparison with effect of ether on LH and FSH. Neuroendocrinology. V. 16(2). P. 95-107.

207. Nagatsu T, Levitt M, Udenfriend S. 1964.Tyrosine hydroxylase. The initial step in norepinephrine biosynthesis. J Biol Chem. V. 239. P. 2910-2917.

208. Nakai Y., Shioda S., Ochiai H., Kozasa K. 1986. Catecholamine-peptide interactions in the hypothalamus. Curr. Top. Neuroendocrinol. V. 7. P. 135-160.

209. Narang N, Wamsley JK. 1995. Time dependent changes in DA uptake sites,. D1 and D2 receptor binding and mRNA after 6-OHDA lesions of the medial forebrain bundle in the rat brain. J Chem Neuroanat. V. 9(1). P. 41-53.

210. Neill WA. 1980. Lactate production and ischemia. Circulation. V. 62(4). P. 914.

211. Nordstrom O., Melander Т., Hokfelt Т., Bartfai Т., Goldstein M. 1987. Evidence for aninhibitory effect of the peptide galanin on dopamine release from the rat median eminence. Neurosci. Lett. V. 73. P. 21-26.

212. Nozaki M, Vaupel DB, Martin WR. 1997. A pharmacologic comparison of 3,4-methylenedioxyamphetamine and LSD in the chronic spinal dog.Eur J Pharmacol. V. 46(4). P. 339-349.

213. Nozaki M, Taketani Y, Minaguchi H, Kigawa T, Kobayashi H. 1979. Distribution of LHRH in the rat and mouse brain with special reference to the tanycytes. Cell Tissue Res. 197(2). P. 195-212.

214. Okamura H., Kitahama K., Nagatsu I. 1988. Comparative topography of dopamine and tyrosine hydroxylase immunoreactive neurons in the rat arcuate nucleus. Neurosci. Lett. V. 95. P. 347.

215. Okamura H., Kitahama K., Mons N., Ibata Y., Jouvet M., Geffard M. 1988a. L-dopa-immunoreactive neurons in the rat hypothalamic tuberal region. Neurosci Lett. V. 95. P. 4246.

216. Okamura H., Kitahama K., Raynaud В., Nagatsu I., Borri-Volatorni C., Weber M. 1988b. Aromatic L-amino acid decarboxylase (AADC)-immunoreactive cells in the tuberal region of the rat hypothalamus. Biomed. Res. V. 9. P. 261-267.

217. Palkovits M., Fekete M., Makara G.,B., Herman J.,P. 1977. Total and partial hypothalamic deafferentations for topographical identification of catecholaminergic innervations of certain preoptic and hypothalamic nuclei. Brain research. 127. P. 127-136.

218. Palkovits M, Zaborszky L, Feminger A, Mezey E, Fekete MI, Herman JP, Kanyicska B, Szabo D. 1980. Noradrenergic innervation of the rat hypothalamus: experimental biochemical and electron microscopic studies. Brain Res. V. 191. P. 161-171.

219. Palkovits M., Mezey E., Eskay R.L., Brownstein M.J. 1986. Innervation of the nucleus of the solitary tract and the dorsal vagal nucleus by thyrotropin-releasing hormone-containing raphe neurons. Brain Res. V. 373. P. 246-251.

220. Pasqualini C, Guibert B, Frain 0, Levi el V. 1994. Evidence for protein kinase С involvement in the short-term activation by prolactin of tyrosine hydroxylase in tuberoinfundibular dopaminergic neurons. J Neurochem. V. 62(3). P. 967-977.

221. Paxinos G, Watson C. 1986. The rat brain in stereotaxic coordinates. 2nd ed. London: Academic Press.

222. Peter D, Liu Y, Sternini C, de Giorgio R, Brecha N, Edwards RH. 1995. Differential expression of two vesicular monoamine transporters. J Neurosci. V. 15(9). P. 6179-6188.

223. Petersen SL, Barraclough CA. 1989. Suppression of spontaneous LH surges in estrogen-treated ovariectomized rats by microimplants of antiestrogens into the preoptic brain. Brain Res. V. 484(1-2). P. 279-289.

224. Pfaff D, Keiner M. 1973. Atlas of estradiol-concentrating cells in the central nervous system of the female rat. J Comp Neurol. V. 151(2). P. 121-158.

225. Piotte M, Beaudet A, Brawer JR. 1988. Light and electron microscopic study of tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons within the developing rat arcuate nucleus. Brain Res. V. 439(1-2). P. 127-137.

226. Pompolo S, Pereira A, Estrada KM, Clarke IJ. 2006. Colocalization of kisspeptin and gonadotropin-releasing hormone in the ovine brain. Endocrinology. V. 147(2). P. 804-810.

227. Radford HM, Wheatley IS, Wallace AL. 1969. The effects of oestradiol benzoate and progesterone on secretion of luteinizing hormone in the ovariectomized ewe. J Endocrinol. V. 44(1). P. 135-136.

228. Rastogi RK, Iela L, 1994. Gonadotropin-Releasing Hormone: Present Concepts, Future Directions. Zoological Science. V. 11. P. 363-373.

229. Ravitz AJ, Moore KE. 1997. Effects of amphetamine, methylphenidate and cocaine on serum prolactin concentrations in the male rat.Life Sci. V. 21(2). P. 267-272.

230. Rawson JA, Scott CJ, Pereira A, Jakubowska A, Clarke IJ. 2001. Noradrenergicprojections from the Al field to the preoptic area in the brain of the ewe and Fos responses to oestrogen in the Al cells. J Neuroendocrinol. V. 13(2). P. 129-38.

231. Reader ТА, Gauthier P. 1984. Catecholamines and serotonin in the rat central nervous system after 6-OHDA, 5-7-DHT and p-CPA. J Neural Transm. V. 59(3). P. 207-227.

232. Revay R, Vaughan R, Grant S, Kuhar MJ. 1996. Dopamine transporter immunohistochemistry in median eminence, amygdala, and other areas of the rat brain.Synapse. V. 22(2). P. 93-99.

233. Robinson JE, Radford HM, Karsch FJ. 1985.Seasonal changes in pulsatile luteinizing hormone (LH) secretion in the ewe: relationship of frequency of LH pulses to day length and response to estradiol negative feedback.Biol Reprod. V. 33(2). P. 324-334.

234. Roth RH, Elsworth JD, 1995. Biochemical pharmacology of midbrain dopamine neurons. In: Bloom FE,Kupfer DJ (Eds.)Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress,Raven, New York. P. 227-243.

235. Samson WK, Said SI, Snyder G, McCann SM. 1980. In vitro stimulation of prolactin release by vasoactive intestinal peptide.Peptides. V. 1(4). P. 325-332.

236. Samson WK, Lumpkin MD, McDonald JK, McCann SM. 1983. Prolactin-releasing activity of porcine intestinal peptide (PHI-27). Peptides. V. 4(6). P. 817-819.

237. Scaramuzzi RJ, Tillson SA, Thorneycroft IH, Caldwell BV. 1971. Action of exogenous progesterone and estrogen on behavioral estrus and luteinizing hormone levels in the ovariectomized ewe. Endocrinology. V. 88(5). P. 1184-1189.

238. Schimchowitsch S, Palacios JM, Stoeckel ME, Porte A. 1986. Dopamine D2 receptors are restricted to the prolactin cells in the rabbit pituitary gland: a combined autoradiographic and immunocytochemical study. Neurosci Lett. V. 70(3). P. 314-319.

239. Schwall RH, Szonyi E, Mason AJ, Nikolics K. 1988. Activin stimulates secretion of follicle-stimulating hormone from pituitary cells desensitized to gonadotropin-releasing hormone. Biochem Biophys Res Commun. 1988151(3). P. 1099-1104.

240. Serri O, Chik CL, Ur E, Ezzat S. 2003. Diagnosis and management of hyperprolactinemia. CMAJ. V. 169(6). P. 575-581. Review.

241. Shahab M, Mastronardi С, Seminara SB, Crowley WF, Ojeda SR, Plant TM. 2005. Increased hypothalamic GPR54 signaling: a potential mechanism for initiation of puberty in primates. Proc Natl Acad Sci U S A. V. 102(6). P. 2129-2134.

242. Shirasu K, Stumpf WE, Sar M. 1990.Evidence for direct action of estradiol on growth hormone-releasing factor (GRF) in rat hypothalamus: localization of 3H.estradiol in GRF neurons. Endocrinology. V. 127(1). P. 344-349.

243. Kitayama S, Shimada S, Xu H, Markham L, Donovan DM, Uhl GR. 1992. Dopamine transporter site-directed mutations differentially alter substrate transport and cocaine binding. Proc Natl Acad Sci U S A. V. 89(16). P. 7782-7785.

244. Silverman AJ, Silverman RC, Gibson MJ. 1990. Repair of reproductive deficits by neural transplantation.Biol Reprod. V. 42(1). P. 29-38. Review.

245. Silverman AJ, Witkin JW. 1994. Biosynthesis of gonadotropin-releasing hormone during the rat estrous cycle: a cellular analysis. Neuroendocrinology. V. 59(6). P. 545-51.

246. Simerly RB, Chang C, Muramatsu M, Swanson LW. 1990. Distribution of androgen and estrogen receptor mRNA-containing cells in the rat brain: an in situ hybridization study. J Comp Neurol. V. 294(1). P. 76-95.

247. Simpkins J.W., Kalra S.P., Kalra P.S. 1983. Variable effects of testosterone on dopamine activity in several microdissected regions in the preoptic area and medial basal hypothalamus. Endocrinology V. 112. P. 665-669.

248. Skinner DC, Herbison AE. 1997. Effects of photoperiod on estrogen receptor, tyrosine hydroxylase, neuropeptide Y, and beta-endorphin immunoreactivity in the ewe hypothalamus. Endocrinology. V. 138(6). P. 2585-2595.

249. Slominski A, Paus R. 1990. Are L-tyrosine and L-dopa hormone-like bioregulators? J Theor Biol. V. 143(1). P. 123-138.

250. Spector S, Gordon R, Sjoerdsma A, Udenfriend S. 1967. End-product inhibition of tyrosine hydroxylase as a possible mechanism for regulation of norepinephrine synthesis. Mol Pharmacol. V. 3(6). P. 549-555.

251. Splett CL, Scheffen JR, Desotelle J A, Plamann V, Bauer-Dantoin AC. 2003. Galanin enhancement of gonadotropin-releasing hormone-stimulated luteinizing hormone secretion in female rats is estrogen dependent. Endocrinology. V. 144(2). P. 484-490.

252. Steele MK, Negro-Vilar A, McCarm SM. 1981. Effect of angiotensin II on in vivo and in vitro release of anterior pituitary hormones in the female rat. Endocrinology. V. 109(3) P. 893-899.

253. Stumpf WE, Sar M. 1975. Autoradiographic techniques for localizing steroid hormones. Methods Enzymol. V. 36(00). P. 135-156.

254. Tessonneaud A, Cooper HM, Caldani M, Locatelli A, Viguier-Martinez MC. 1994. The suprachiasmatic nucleus in the sheep: retinal projections and cytoarchitectural organization. Cell Tissue Res. V. 278(1). P. 65-84.

255. Thiery JC, Martin GB. 1991. Neurophysiological control of the secretion of gonadotrophin-releasing hormone and luteinizing hormone in the sheep a review. Reprod Fertil Dev. V. 3(2). P. 137-173. Review.

256. Thiery JC. 1975. Electrical activity of the medio-basal cells of the hypothalamus of the ewe after estrogen injection. С R Acad Sci Hebd Seances Acad Sci D. V. 281(15). P. 1119-1122. French.

257. Thind KK, Goldsmith PC. 1986. GABAergic and catecholaminergic synaptic interactions in the macaque hypothalamus: double label immunostaining with peroxidase-antiperoxidase and colloidal gold. Brain Res. V. 383(1-2). P. 215-227.

258. Tillet Y, Batailler M, Thibault J. 1993. Neuronal projections to the medial preoptic area of the sheep, with special reference to monoaminergic afferents: immunohistochemical and retrograde tract tracing studies. J Comp Neurol. V. 330(2). P. 195-220.

259. Tillet Y, Thibault J. 1989. Catecholamine-containing neurons in the sheep brainstem and diencephalon: immunohistochemical study with tyrosine hydroxylase (TH) and dopamine-beta-hydroxylase (DBH) antibodies. J Comp Neurol. V. 290(1). P. 69-104.

260. Toney TW, Pawsat DE, Fleckenstein AE, Lookingland KJ, Moore KE. 1992. Evidence that prolactin mediates the stimulatory effects of estrogen on tuberoinfundibular dopamine neurons in female rats. Neuroendocrinology. V. 55(3). P. 282-289.

261. Tong Y, Pelletier G. 1992. Prolactin regulation of pro-opiomelanocortin gene expression in the arcuate nucleus of the rat hypothalamus. Neuroendocrinology. V. 56(4). P. 561-565.

262. Tourlet S, Ziyazetdinova G, Caraty A, Tramu G, Delsol G, Tillet Y. 2005. Oestradiol effect on galanin-immunoreactive neurones in the diencephalon of the ewe. J Neuroendocrinol. V. 17(3). P. 145-151.

263. Ugrumov MV, Mitskevich MS. 1980. The adsorptive and transport capacity of tanycytes during the perinatal period of the rat. Cell Tissue Res. V. 211(3). P. 493-501.

264. Ugrumov M.V., Tixier-Vidal A., Taxi J., Thibault J., Mitskevich M.S. 1989a. Ontogenesis of tyrosine hydroxylase-immunopositive structures in the rat hypothalamus. Fiber pathways and terminal fields. Neuroscience V. 29. P. 157-166.

265. Ugrumov M.V., Taxi J., Tixier-Vidal A., Thibault J., Mitskevich M.S. 1989. Ontogenesis of tyrosine hydroxylase-immunopositive structures in the rat hypothalamus. An atlas of neuronal cell bodies. Neuroscience V. 29. P. 135-156.

266. Ugrumov MV. 2002(a). Magnocellular vasopressin system in ontogenesis: development and regulation. Microsc Res Tech. 56(2). P. 164-171. Review.

267. Ugrumov M, Melnikova V, Ershov P, Balan I, Calas A. 2002(b). in the rat arcuate nucleus: ontogenesis and functional significance.Psychoneuroendocrinology. V. 27(5). P. 533-548.

268. Ugrumov M.V., Taxi J., Mitskevich M.S., Tramu G. 1986. Development of the hypothalamic serotoninergic system during ontogenesis in rats. Immunocytochemical and radioautographic study. Brain Res. V. 395. P.75-84.

269. Uretsky NJ, Iversen LL. 1969. Effects of 6-hydroxydopamine on noradrenaline-containing neurones in the rat brain. Nature. V. 221(5180). P. 557-559.

270. Uretsky NJ, Iversen LL. 1970. Effects of 6-hydroxydopamine on catecholamine containing neurones in the rat brain. J Neurochem. V. 17(2). P. 269-278.

271. Van den Pol AN, Herbst RS, Powell JF. 1984. Tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons of the hypothalamus: a light and electron microscopic study. Neuroscience. V. 13(4). P. 1117-1156.

272. Viguie C, Caraty A, Locatelli A, Malpaux B. 1995. Regulation of LHRH secretion by melatonin in the ewe. Biology of Reproduction; V. 52. P. 1114-1120.

273. Warembourg M, Deneux D, Rrieger M, Jolivet A. 1996. Progesterone receptor immunoreactivity in aromatic L-amino acid decarboxylase-containing neurons of the guinea pig hypothalamus and preoptic area. J Comp Neurol. V. 367(4). P. 477-490.

274. Warembourg M, Milgrom E. 1997. Radioautography of the uterus and vagina after 3H. progesterone injection into guinea pigs at various periods of the estrous cycle. Endocrinology. V. 100(1). P. 175-181.

275. Weiner R.I., Findell P.R., Kordon C. 1988. Role of classic and peptide neuromediators in the neuroendocrine regulation of LH and prolactin. In: Knobil E., Ncill J., et al. (Eds), The Physiology of Reproduction. New York: Raven Press. P. 1235-1281.

276. Westlund KN, Denney RM, Rose RM, Abell CW. 1988. Localization of distinct monoamine oxidase A and monoamine oxidase В cell populations in human brainstem. Neuroscience. V. 25(2). P. 439-56.

277. Wray S, Hoffman G. 1986. A developmental study of the quantitative distribution of LHRH neurons within the central nervous system of postnatal male and female rats. J Comp Neurol. V. 252(4). P. 522-31.

278. Wuttke W. 1977. Hypothalamic control of prolactin secretion. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. P. 297.

279. Wynick D, Small CJ, Bacon A, Holmes FE, Norman M, Ormandy CJ, Kilic E, Kerr NC, Ghatei M, Talamantes F, Bloom SR, Pachnis V. 1998. Galanin regulates prolactin release and lactotroph proliferation. Proc Natl Acad Sci U S A. V. 95(21). P. 12671-12676.

280. Zaborszky L. 1982. Afferent connections of the medial basal hypothalamus. Adv Anat Embryol Cell Biol. V. 69. P. 1-107. Review.

281. Явтор выражает благодарность своим научным руководителе Михаилу (Вениаминовичу <Угрюмову и Иву ЛТийе за помощь и поддерщу в работе, и оформлении диссертации.

282. Особая благодарность Яше Яковлевне Сапроновой за доброту, понилшние и ценные советы, a так>к§ неоценимую помощь в работе.

283. Отдельно автор благодарит 'Яадин Мартина за помощь в измерении пролактина радиоиммунологическцм методом и (Владимира Сергеевича 'Кудрина в освоении метода высокоэффективной жидкостной хроматографии.

284. Особая благодарность кафедре нормальной физиологии Казанского Государственного Медицинского Университета, где начался мой научный путь, а именно моему первому руководителю -(разине Фамазановне Иигматуллиной, которая направила меня в Москву.

285. Благодарность сотрудникам Института биологии развития им. И.К Кольцова ФЯИ и Института сельскохозяйственных, исследований г. Иузийи, Института нормальной физиологии им. 9Т.% Янохцна (РЯМИза теплый приют и хорошее отношение.

286. Спасибо всем моим друзьям в (России и во франции, с Которыми мне посчастливилось встретиться за годы обучения в аспирантуре.

287. Особая благодарность моим родителям и родным за поддержу и мудрые советы.

288. Спасибо моему любимому мужу (Виктору за терпение, понилшние и любовь.

Информация о работе

Зиязетдинова, Гузель Зуфаковна
кандидата биологических наук
Москва, 2007
ВАК 03.00.13

Диссертация

Роль нейронов медиобазального гипоталамуса, синтезирующих дофамин, в центральной регуляции репродуктивной функции у овец и крыс - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Роль нейронов медиобазального гипоталамуса, синтезирующих дофамин, в центральной регуляции репродуктивной функции у овец и крыс - тема автореферата по биологии, скачайте бесплатно автореферат диссертации

Похожие работы