Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Роль липидов и белков в становлении биохимических адаптаций у эктотермных организмов

ВАК РФ 03.00.16, Экология

Автореферат диссертации по теме "Роль липидов и белков в становлении биохимических адаптаций у эктотермных организмов"

На правах рукописи

Смирнов Лев Павлович

РОЛЬ ЛИПИДОВ И БЕЛКОВ В СТАНОВЛЕНИИ БИОХИМИЧЕСКИХ АДАПТАЦИИ У ЭКТОТЕРМНЫХ ОРГАНИЗМОВ

03.00.16 - экология 03.00.04 - биохимия

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Петрозаводск - 2005

Работа выполнена в Институте биологии Карельского научного центра Российской академии наук

Научный консультант

доктор биологических наук, профессор Немова Нина Николаевна Официальные оппоненты:

доктор биологических наук Аврова Наталия Федоровна

доктор биологических наук, профессор Замятнин Александр Александрович

доктор биологических наук, профессор Брязгин Валерий Федорович

Ведущая организация

Институт проблем экологии и эволюции им. А.Н.Северцова РАН (ИПЭЭ), г. Москва

Защита состоится "12" января 2005 г. в "14" часов на заседании диссертационного совета Д 212.190.01 при Петрозаводском государственном университете по адресу: 185910, г. Петрозаводск, пр. Ленина, 33, ПетрГУ, эколого-биологический факультет, аудитория 326 теоретического корпуса.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Петрозаводского государственного университета.

Автореферат разослан " " декабря 2004 г.

Ученый секретарь диссертационного совета

Крупень И.М.

¿и>ое- / amssл

WW

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность проблемы. Адаптация - это способность живых организмов приспосабливаться к изменяющимся условиям окружающей среды с одновременным повышением вероятности выживания и самовоспроизводства, через включение сначала на клеточном, а затем и тканевом уровнях биохимических механизмов, перестраивающих метаболизм путем количественных и качественных преобразований (Харборн, 1985).

Вопросами изучения биохимических реакций, лежащих в основе приспособления организмов к экологическим условиям, как и аспектами механизмов биотрансформации ксенобиотиков занимается экологическая биохимия - наука, сформировавшаяся на стыке экологии и биохимии (Сидоров, 1983). Актуальность исследований в области экологической биохимии определяется не только возможностью получения данных об особенностях биохимической организации у разных по экологии групп животных и растений и изменениях биохимических показателей в пределах нормы реакции при адаптациях к изменяющимся условиям среды, но также и данных, свидетельствующих о возникновении патологии в связи с ростом антропогенного воздействия на природу. Эти знания являются очень важными для понимания эволюции живых организмов, механизмов их адаптации к разнообразным условиям существования, разработки проблем эволюции функций (Слоним, 1971; Шварц, 1980; Наточин, 1987; Наточин, Бройнлих, 1991), так как в основе морфологии и физиологии живых организмов лежит определенное своеобразие "химической организации во времени и пространстве" (Опарин, 1957). Изучение биохимического разнообразия ответных реакций также необходимо и для решения задач, связанных с охраной природы, рациональным природопользованием, тестированием и мониторингом природных сред (Шульман, 1972; Лав, 1976; Биргер, 1979; Маляревская, 1979; Шатуновский, 1980; Щербина, 1980; Романенко и др., 1980, 1991; Сидоров , 1983; Лукьяненко, 1983, 1987; Кошелев, 1984; Флеров, 1989; Хорунжая, 1989; Грубинко и др., 1995). Особенно отчетливо взаимосвязь между организмом и средой на биохимическом уровне можно проследить у эктотермных организмов, что связано с большей зависимостью холоднокровных животных от условий среды обитания. Тем не менее, изучению роли различных веществ, в том числе липидов и белков - главных компонентов химической основы любого живого существа, в развитии ответных реакций эктотермного организма на влияние внешних, в том числе антропогенных, факторов уделяется недостаточно внимания, хотя это очень важный аспект общей проблемы биохимических адаптаций. Поэтому концепция данной работы связана с выяснением роли липидов и белков у эктотермных организмов разной организации при их взаимодействии со средой обитания. Цель и задачи исследования. Главная цель работы - установление причинно-следственных связей между различными абиотическими, биотическими, антропогенными факторами окружающей среды и качественной и количественной изменчивостью отдельных компонентов биохимического статуса эк-

тотермных организмов, относяи

ихгя К рячгтичгсы!" УЧЯГГЯМ но в той или инои

ЮС. НАЦИОНАЛЬНАЯ t БИБЛИОТЕКА I

степени связанных с водной средой обитания: микроорганизмов, гельминтов и их хозяев, рыб.

Задачи исследования сводились к следующему:

- исследовать влияние температуры окружающей среды, географического распространения, гостальной специфичности на липидный и жирнокис-лотный состав микроорганизмов сем. УЛпопасеае, являющихся обычным компонентом бактериальной флоры воды и важным биотическим фактором для рыб;

- выявить биохимические особенности микроорганизмов рода Аеютопаэ на уровне липидов и белков, являющихся патогенными компонентами аэромонад, как биотического фактора и на основе этого создать бесклеточную вакцину против бактериальной геморрагической септицемии карповых и лососевых рыб, вызываемой подвижными аэромонадами;

- провести сравнительное изучение липидного и белкового составов гельминтов класса Сез1ос1а, паразитирующих у холоднокровных и теплокровных позвоночных, тканей их хозяев на клеточном и субклеточном уровнях и выявить биохимические особенности, которые связаны с термическим фактором среды обитания;

- выявить у рыб изменения биохимических параметров, происходящие на уровне липидов, белков и низкомолекулярных соединений пептидной природы под действием некоторых факторов среды абиотического (температура), биотического (микроорганизмы, паразитические эукариоты) и антропогенного происхождения.

Научная новизна и теоретическое значение работы. Впервые проведено систематическое исследование изменений липидного и белкового состава разных групп эктотермных прокариотических и эукариотических организмов (микроорганизмов, гельминтов, рыб), обитающих при разных температурах по единой методической схеме. Получены новые данные на всех исследованных группах организмов, о соответствии степени ненасыщенности липидов температуре внутренней среды. Показано, что преадаптация эктотермных животных к вариабельному термическому режиму происходит на биохимическом уровне. Одним из способов реализации этого феномена является изменение качественных и количественных характеристик макромолекул, входящих в состав организмов. На уровне липидов преадаптация реализуется через количественную модификацию спектра этих веществ, осуществляемую путем накопления соединений, физико-химические свойства которых соответствуют температурным условиям того или иного этапа онтогенеза эктотермного организма.

При изучении белковых спектров хроматографическими методами получены данные, свидетельствующие о том, что белковый набор организма распределен по размерным группам, а не существует в виде "молекулярного континуума". Обнаружено, что количественный и качественный состав размерных белковых групп исследованных видов позвоночных животных имеет таксономический ранг.

Утверждается, что изменения на уровне белкового метаболизма у эукариотических организмов, сопровождающиеся ростом числа низкомолекулярных

белков, могут быть связаны не только с эволюционным прогрессом в мире животных и растений, как постулировалось ранее (Благовещенский, 1966; Шуль-ман, Куликова, 1966; Груздев и др., 1972; Смирнов 1977), но и с температурными различиями внутренней среды экто- и эндотермных животных.

Проведено широкое сравнительно-биохимическое изучение изменчивости показателей липидного и белкового обмена у рыб в ответных реакциях на воздействие факторов среды биотического происхождения (паразитических про- и эукариот) Ответные реакции на воздействие паразитических организмов на уровне липидного метаболизма реализуются через нарастание уровня фосфолипидов, содержащих полиеновые кислоты, происходящее в первые часы после контакта с биотическим фактором. В отличие от теплокровных позвоночных, у которых при контакте с патогеном варьирует содержание арахидоновой кислоты в липидах, у рыб наибольшей изменчивостью характеризуются более ненасыщенные эйкозапентаеновая и докозагексаеновая кислоты.

Впервые исследован у рыб комплекс тканевых низкомолекулярных пептидов с молекулярными массами до 10 кДа. Показано, что фракционному составу пептидов у разных видов рыб присущи особенности таксономического ранга. Продемонстрирована количественная вариабельность пептидного пула под влиянием абиотических факторов среды естественного (процессы эвтрофикации водоемов) и искусственного (антроногенное загрязнение) происхождения. Практическое значение работы.

Работа является частью многолетних исследований, проводимых в лаборатории экологической биохимии Института биологии Карельского научного центра РАИ в рамках Программы ОБИ РАН "Проблемы общей биологии и экологии: рациональное использование биологических ресурсов" и "Основных направлений фундаментальных исследований РАН (5.15, 5.21)". Полученные в ходе работы результаты изучения вариабельности показателей липидного и белкового метаболизма у рыб под влиянием изменяющихся факторов среды могут быть использованы при разработке систем эколого-биохимическою мониторинга и тестирования экологической обстановки в водоемах.

На основе сравнительного анализа ряда биохимических характеристик (линидных и белковых спектров) разных штаммов аэромонад были определены подходы к созданию бесклеточных вакцин против бактериальных болезней рыб. Методическая и экспериментальная проработка вопроса позволила создать на базе вирулентного штамма Aero-monas sobria цитоплазматическую вакцину ВЮС-2, обладающую поливалентными свойствами, т.е. высокоэффективную не только против микроорганизмов из группы подвижных аэромонад, но также проявившую протективные свойства в отношении неподвижных аэромонад и вибрионов и стимулирующую повышенную устойчивость рыб к воздействию Т2-микотоксина. На разработанный препарат получены 2 патента (патент (19) SU (11) 1839458 Al (51) 5 С 12 N1/20, А61К 39/02 от 23.01.1995 и патент (19) RU (11) 2080874 (13)С1 (51) 6 А61К39\02 от 10.06.1997).

Полученный материал может быть использован при чтении курса лекций «Экологическая биохимия животных» для студентов биологических факультетов ВУЗов.

Основные положения, выдвигаемые на защиту.

1. Эктотермные организмы разных систематических групп (микроорганизмы, гельминты, рыбы) имеют общие механизмы биохимической адаптации к температуре окружающей среды на уровне липидного и белкового метаболизма.

2. Эктотермные организмы приспосабливаются к значительным колебаниям термического режима окружающей среды путем реализации феномена преадаптации жирнокислотных радикалов липидов.

3. На уровне липидного метаболизма ответные реакции рыб на воздействие различных факторов среды биотического происхождения имеют как общие с теплокровными животными черты, так и специфические особенности.

4. Естественные и антропогенные факторы среды оказывают влияние на качественную и количественную вариабельность состава тканевых низкомолекулярных соединений пептидной природы у рыб.

Апробация работы. Основные результаты исследования были представлены на Всесоюзных, Российских и региональных конференциях: IX сессии ученого совета "Биологические ресурсы Белого моря и внутр. водоемов Европейского севера", Петрозаводск, 1974; Науч. конф. биологов Карелии, поев. 250-летию АН СССР, Петрозаводск, 1974; Конф. молодых ученых и специалистов Карелии, Петрозаводск, 1975; III Всесоюз. конф. по экологической физиологии рыб, Киев, 1976; III Всесоюз. конф. по биохимии мышц, Ленинград, 1978; Всесоюз. конф. "Эвол. биохимия и происхождение жизни", Ереван, 1978; IV Всесоюз. конф. "Экологическая физиология и биохимия рыб", Астрахань, 1979; IV Всесоюз. биохимическом съезде, Москва, 1979; П Всесоюз. совещании по генетике, селекции и гибридизации рыб, Ростов-на-Дону, 1981; V Всесоюз. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Севастополь, 1982; Всесоюз. конф. "Современные проблемы эволюционной биохимии и происхождения жизни", Петрозаводск, 1984; VI Всесоюз. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Вильнюс, 1985; П1 Всес. симпозиуме "Структура и функции лизосом", Тбилиси, 1986; I симпозиуме по экологической биохимии рыб, Ярославль, 1987; VI Всесоюз. конф. по биохимии мышц, Тбилиси, 1989; VII Всесоюз. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Ярославль, 1989; II симпозиуме по экологической биохимии рыб. Ярославль, 1990; IX Всесоюзное совещании по паразитам и болезням рыб. Ленинград, 1990; VIII науч. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Петрозаводск, 1992; Всеросс. конф. "Биологические ресурсы Белого моря и внутренних водоемов Европейского Севера", Петрозаводск, 1995; Юбилейной науч. конф. "50 лет Карельскому научному центру Российской Академии наук", 1996; Всеросс. конф. "Экологическая физиология и биохимия осетровых рыб", Ярославль, 1997; Первом конгрессе ихтиологов России, Астрахань, 1997; конф. "Антропогенное воздействие на природу севера и его экологические последствия", Апатиты, 1998; IX Всероссийская конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Ярославль, 2000; IX Всероссийской конференции по экологической физиологии

и биохимии рыб (Ярославль 2000); Всеросс. конф. "Проблемы воспроизводства, кормления и борьбы с болезнями рыб при выращивании в искусственных условиях", Петрозаводск, 2002; III Съезде биохимического общества, Санкт-Петербург, 2002; Всеросс. конф. "Проблемы патологии, иммунологии и охраны здоровья рыб и других гидробионтов", Москва, 2003; Российском симпозиуме по химии и биологии пептидов, Москва, 2003.

А так же и на международных конференциях: XVI conf. FEBS. Moscow, 1984; VII национальной конф. по паразитологии, Варна, Болгария, 1987; III International symposium "Problems of fish parasitology", Petrozavodsk, 1991; VII Intern. EAFP Conf., Spain, Palma de Mallorca, 1995; Межд. симпозиуме "Karelia and Norway the main trends and prospects of scientific cooperation", Petrozavodsk, 1997; 1 Межд. конф. Баренц Евро-Арктического региона "Биоиндикация и оценка повреждения организмов и экосистем", Петрозаводск, 1997; First Russia-USA symposium "Aquaculture and Fish Health". Moscow, 1998; ll(XXV) Междунар. конф "Биологические ресурсы Белого моря и внутренних водоемов Европейского Севера", Петрозаводск, 1999; 3rd international Lake Ladoga symposium. Monitoring and sustainable management of Lake Ladoga and other large lakes, Petrozavodsk, 1999; Межд. конф. "Биологические основы изучения, освоения и охраны животного и растительного мира, почвенного покрова Восточной Фенноскандии", Петрозаводск, 1999; International Conference "Biodiversity of the European North" (Petrozavodsk, 2001); 3rd International Symposium on Trace Elements in Human: New Perspectives (Athens, Greece, 2001); 11th International Symposium on 'Irace Elements in Man and Animals (California USA, 2002); 21st Workshope "Essentiality and Toxicity of Macro, Trace and Ultratrace Elements" (Germany, 2002), XI Международном симпозиуме "Modern Problems of Bioindication and Biomonitoring", Syktyvkar, 2003; 10th International Congress of Toxicology: "Living in a Safe Chemical World". Tampere, Finland. 2004.

Публикации. По теме диссертации опубликовано 130 работ, в том числе 1 монография.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 411 страницах, в числе которых 70 таблиц и 52 рисунка. Она включает введение, информацию об объектах и методах исследования, 3 главы, состоящих из краткого обзора, описания результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы, включающей 690 публикаций, из них 374 иностранных.

Благодарности. Посвящаю эту работу светлой памяти своего учителя д.б.н, профессора В С. Сидорова. Выражаю признательность своему научному консультанту д.б.н., профессору Н.Н. Немовой за поддержку, ценные советы и рекомендации. Благодарность от всей души к.б.н., ст.н.с. В.В. Богдан и к.б.н., ст.н.с. JI Н. Юхименко, с которыми я творчески сотрудничаю в течение многих лет.

1. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1.1. Общий список исследованных видов

В настоящей работе были использованы различные виды экто- и эндотермных организмов от бактерий до теплокровных позвоночных.

Микроорганизмы сем. Vibrionaceae - Aeromonas hydrophila, A. sobria, А. salmonicida, Vibrio anguillarum, Pseudomonas sp.

Гельминты - представители трех классов: Cestoda - Diphyllobothrium den-driticum, Eubothrium crassum, Triaenophorus nodulosus, Ligula intestinalis, Schistocephalus solidus; Nematoda - Toxascaris leonina; Acanthocephala -Metechinorynchus salmonis.

Рыбы - карась (Carassius carassius), карп (Cyprinus carpio), колюшка трехиглая (Gasterosteus aculeatus), налим (Lota Iota), окунь (Perca fluviatilis), палия (Salvelinus lepechini), плотва (Rutilus rutilus), радужная форель (Parasalmo mykiss), сиг (Coregonus lavaretus), щука (Esох lucius).

Птицы - чайка-клуша (Larus fuscus), ворона (Corvus corone).

Млекопитающие - крыса (Rattus norvegicus).

1.2. Сбор материала по микроорганизмам и их влиянию на рыбу

Сбор материала проводили на экспериментальной базе ВНИИПРХ (пос. Рыбное Московской обл.). Микроорганизмы получены из коллекции лаб. ихтиопатологии ВНИИПРХ. Их идентификация и выращивание бактериальной массы проведены ст.н.сотр. лаб. ихтиопатологии ВНИИПРХ JI.H. Юхименко. Бактериальную массу смывали с чашек Петри охлажденным физиологическим раствором (0,15 М NaCl) и центрифугировали при 6000 g в течение 10 мин. Осадок дважды промывали и центрифугировали.

Часть осадка, предназначенную для исследования липидного и жирнокислотного состава, фиксировали %%-ным этанолом и хранили до анализа при +4°С. Другую часть заливали трис-солянокислым буферным раствором, pH 6,9, в соотношении 1:2 (вес:объем), содержащим 2% додецилсульфата натрия (ДСН) и 5% 2-меркаптоэтанола. Смесь нагревали при 100°С в течение 5 мин., затем осветляли центрифугированием при 6000 g 5 мин. Прозрачный суперна гант желтого цвета использовали для исследования белкового состава.

Все эксперименты по изучению влияния микроорганизмов на рыбу спланированы и осуществлены в аквариальных условиях нами совместно с сотрудниками лаб. ихтиопатологии под руководством ст.н.сотр. Л.Н. Юхименко. В качестве объекта наблюдения были использованы чешуйчатые карпы различного возраста от 0+ до 2+. Изменение биохимических показателей (липиды, жирные кислоты, белки) исследовали в крови, гепатопанкреасе и мышцах рыб.

1.3. Сбор материала по гельминтам и их хозяевам

В настоящей работе исследованы гельминты рыб: пест оды Eubothrium crassum из пилорических придатков палии; плероцеркоиды Triaenophorus nodulosus из печени налима, Diphyllobothrium dendriticum и Schistocephalus solidus из полости тела колюшки трехиглой, Ligula intestinalis из полости тела плотвы; представитель акантоцефал Metechinorynchus salmonis из кишечника сига. Из гельминтов теплокровных позвоночных изучены цестода D. dendriticum из кишечника серебристых чаек (Larus argentatus) и клуш (/. fuscus) и нематода Toxascaris leonina из кишечника песца (Alopex lagopus).

Исследовали также ткани хозяев - печень и мускулатуру.

1.4. Сбор материала для анализа состава низкомолекулярных пептидов

Качественный и количественный фракционный состав пептидов с молекулярными массами ниже 10 кДа исследовали в печени и мускулатуре сигов (Coregonus lavaretus), окуней (Perca fluviatilis), карасей (Carassius carassius), плотвы (Rutilas rutilus), щук (Esox lucius).

Техногенное воздействие промстоков выявляли у рыб, отловленных в водоемах с различной степенью загрязнения. Кроме этого при изучении влияния накопления ртути на рыбу были поставлены аквариальные опыты.

1.5. Методы исследований

1.5.1. Методы исследования липидов

Методы исследования липидов включали в себя экстракцию (Кейтс, 1975), количественное определение (Сидоров и др., 1972), газо-жидкостную хроматографию метиловых эфиров жирных кислот, полученных прямой пе-реэтерификацией липидов в абсолютном метаноле (Цыганов, 1971). Метиловые эфиры разделяли в изотермическом режиме (190°С) на газожидкостных хроматографах "Pye Unicam" и "Хром-41"

Идентификацию жирных кислот проводили: а) с помощью доступных метчиков (метиловых эфиров миристиновой, лауриновой, пальмитиновой, стеариновой, олеиновой, линолевой, линоленовой, арахидоновой, бегеновой, эруковой кислот); б) сравнением численных значений относительных удерживаемых объемов Vr°™ с литературными данными (Ackman, Burgher, 1965; Болгова, 1978), где Vr°™ ~ Vr]/Vr2 (Vr! и Vl2 - удерживаемые объемы идентифицируемой кислоты и известной (олеиновой), соответственно); в) временами удерживания метчиков, а также по совпадению вычисленных эквивалентных длин цепей молекул с табличными данными (Jamieson, Reid, 1969, Jamieson, 1975).

Концентрацию индивидуальных жирных кислот рассчитывали по методу Бартлетта и Айверсона (Bartlett, Iverson, 1966).

1.5.2. Методы исследования белков и низкомолекулярных пептидов

1.5.2.1. Жидкостная хроматография низкого давления (ЖХНД) на гелях Sephadex

Подготовка образца для гель-хроматографии. Пробу размораживали, навеску ткани измельчали, разбавляли 0,1 М трис-солянокислым буферным раствором (рН 7,2-7,4) в соотношении 1:1 (вес:объем), гомогенизировали в гомогенизаторе Потгера-Эльвейэма с тефлоновым пестиком в течение 2-3 мин. Затем гомогенат центрифугировали 1 час при 150 ООО g. Супернатант объемом 3-5 мл хроматографировали в восходящем потоке элюента (0,05 М трис-НС1, 0,1 М КС1, рН 7,2-7,4) со скоростью 20 мл/час на колонках, заполненных Sephadex G-100.

Измеряли объемы элюции (Ve) фракций, вычисляли Kav и по калибровочному графику определяли молекулярные массы фракций.

Калибровочный график строили по результатам хроматографии белков с известными молекулярными массами (бычий сывороточный альбумин - 67 кДа, овальбумин - 46 кДа, трипсин - 24 кДа, цитохром "С" - 12,6 кДа).

Относительное содержание белка во фракциях высчитывали триангуляционным методом (Берчфилд, Сторрс, 1964).

1.5.2.2. Электрофорез белков

Для сравнительного исследования как водорастворимых, так и мембранных белков использовали различные варианты диск-электрофореза в полиак-риламидном геле (ПААГ) по Дэвису (Davis, 1964). Запасные растворы буферных систем, мелко- и крупнопористого гелей готовили по стандартной прописи (Маурер, 1971; Остерман, 1981).

Мембранные белки разделяли модифицированным методом диск-электрофореза в присутствии додецилсульфата натрия (ДСН) (Laemmli, 1970).

1.5.2.3. ЖХНД низкомолекулярных пептидов

Подготовка образца. Для экстракции водорастворимых низкомолекулярных пептидов замороженную навеску образца (примерно 1 г), измельчали в фарфоровой ступке, добавляли 0,15 М раствор NaCl в соотношении 1 '2 (масса образца: объем раствора), гомогенизировали в гомогенизаторе Поттера-Эльвейэма. Супернтатант после центрифугирования подвергали ультрафильтрации в ячейке ФМ02-10 (Россия) на мембране YM-30 (Amicon Corp., USA). Полученный фильтрат, содержавший полипептиды с молекулярными массами 30 кДа и ниже, использовали для хроматографии.

Для хроматографического разделения использовали стандартный набор оборудования фирмы LKB (Швеция). Колонку (К16/70) наполняли гелем TSK HW-40F (Fine) или 40S (Superfine) (Toyo Soda Corp., Japan) методом постоянной скорости в строгом соответствии с инструкцией фирмы изготовителя (пределы деления по молекулярной массе от 0,5 до 10 кДа) и уравновешивали 0,15М раствором NaCl. Для калибровки колонки использовали оксшоцин (1 кДа), а- и ß-цегш инсулина (2,5 и 3,5 кДа), а также интактный инсулин (6 кДа).

1.5.2.4. Спектроскопический анализ пептидов

Полученные фракции исследовали спектрофогометрически (Specord UV VIS). Их количественную оценку проводили по измерению экстинкции при длине волны 207 нм (пептидные связи) и 250 нм (меркаптидные связи) (Кантор, Шиммел, 1984).

Концентрацию пептидов определяли по калибровочному графику зависимости экстинкции при 207 нм от концентрации белка.

1.5.3. Получение препаратов лизосом

Выделение лизосом. Для сравнительного изучения липидного и белкового состава мембран лизосом использовали гельминтов £. crassum, D. dendriticum Живых гельминтов промывали ее в физиологическом растворе и гомогенизировали в растворе 0,25 М сахарозы, pH 7,2, содержащем 0,001 М ЭДТА, в соотношении 1 9 Время гомогенизации 30 сек., скорость вращения пестика 1200 об/мин. Все операции проводили при +4°С Фракцию обогащенную лгоосомами выделяли из полученного гомогената методом дифференциального центрифугирования (Покровский, Тутельян, 1976). Лизосомальную фракцию центрифугировали в ступенчатом градиенте плотности сахарозы (100000 g, 2 часа). "Легкая" лизосомальная субфракция (первичные лизосомы) фиксировалась на границе между слоями сахарозы с р ~ 1,09 и 1,14. Ее собирали и подвергали 10-кратному замораживанию-оттаиванию, мембраны лизосом осаждали при 105000g (30 мин.).

Пробы на липидный и жирнокислотный анализ фиксировали 96%-ным этанолом.

Мембранные белки солюбилизировали в 0,1 М фосфатном буфере, рН 7,0, содержащем 1-3% додецилсульфата натрия и 1% 2-меркаптоэтанола, при 100°С в течение 5 мин.

1.5.4. Определение активности ферментов

Активность маркерного фермента лизосом кислой фосфатазы (КФ 3.1.3.2) определяли по Бессею с соавт. (Везэеу й а1., 1946) и выражали в микромолях р-нитрофенола, образовавшегося за 1 мин в пересчете на 1 г сырой ткани при рН 4,8 и 37°С. Определение щелочной фосфатазы проводили при значениях рН от 8,7 до 10,1 (Покровский, Тутельян, 1976). Для измерения активности дезоксирибонуклеазы использовали методику А.А. Покровского (Покровский, 1969), рибонуклеазы - А.П. Левицкого с соавт. (1973). Активность выражали в условных единицах изменения оптической плотности раствора (Е^о на 1 г сырой ткани за 1 мин при 37°С). Активность ^-глюкозидазы определяли по методу А.А. Покровского с соавт. (1971). Активность трипсиноподобной эндопротеиназы (Е525/1 г ткани/30 мин инкубации) определяли, используя в качестве субстрата 0,065 М раствор этилового эфира бегаоиларгинина (Алексеенко, 1968а). Активность кислой карбоксипротеиназы определяли по методу Ансона с модификациями г ткани/ 60 мин), используя в качестве субстрата 1%-ный раствор гемоглобина в ацетатном буфере рН 3,6 (Алексеенко, 19686). Нейтральные и щелочные протеиназы определяли по методу Кунигца (Алексеенко, 19686) при соответствующих значениях рН (7,0 и 8,5) и их активность выражали в тех же единицах.

Статистическую обработку результатов проводили общепринятыми методами биометрии (Лакин, 1973; Кокунин, 1975).

2. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1. Экологическая вариабельность липидного состава разных

штаммов А. куйгоркПа

Исследован липидный состав трех штаммов А ИуФорЫа, выделенных из разных экологических ниш и географических зон. Штаммы 78-16 и 256 найдены в республике Молдова. Первый выделен из паренхиматозных органов карпа, другой - из воды. Штамм 114 выделен из воды рыбохозяйства Якоть в Московской области. Наибольшее количество липидов обнаружено у штаммов 256 и 78-16 из Молдовы в 1,3-1,5 раз превышавшее уровень липидов у штамма 114 из Подмосковья.

Штамм 78-16, выделенный из тканей карпов, отличался наиболее высокой концентрацией триацилглицеринов (ТАГ) и нейтральных липидов (сумма ТАГ и эфиров стеринов). Уровень ТАГ у штаммов 256 и 114, выделенных из воды, был существенно ниже и проявил тенденцию к сходству. Эти штаммы, вне их географической приуроченности, проявляли сходство как по относительному содержанию фосфолипидов, так и по уровню нейтральных липидов. Необходимо подчеркнуть, что эти различия обнаружены у микроорганизмов, которые культивировались в одинаковых условиях.

Полученные результаты, на наш взгляд, свидетельствуют о преадаптации количественных соотношений липидных компонентов у микроорганизмов к физико-химическим условиям той экологической ниши, в которой данные микроорганизмы обитали до изъятия.

2.2. Экологическая вариабельность жирнокислотного состава

A. hydrophila и A. sobria

Для изучения влияния среды выращивания на жирнокислотный (ЖК) состав микроорганизмов были использованы два представителя рода Aeromonas - A. hydrophila (штамм 78-16) и A sobria (штамм 77-18), выделенные из внутренних органов карпа (Cyprinus carpió) и толстолоба (Hypophtalmichthy4 molitrix). У обоих штаммов, независимо от среды выращивания, состав жирных кислот качественно был идентичен. Сопоставление ЖК спектров аэромонад и питательных сред показало, что, во-первых, набор ЖК микроорганизмов был значительно беднее такового питательных сред и, во-вторых, концентрация отдельных ЖК кислот менялась в зависимости от среды культивирования, но выраженной корреляции между долей отдельных кислот в питательных средах и выращенных на них бактерий не обнаружено, что может свидетельствовать о том, что микроорганизмы кроме синтеза собственных кислот обладают механизмами избирательного поглощения ЖК из окружающей среды.

Эти данные свидетельствуют о том, что условия внешней среды (в данном случае тип агара, имеющий определенный химический состав) влияют на количественные соотношения отдельных ЖК в липидах аэромонад, а обнаруженные различия в соотношениях ЖК между исследованными бактериями, выращенными в одинаковых условиях, возможно отражают их видовую специфику.

2.3. Жирнокислотный состав у штаммов A. hydrophila из разных географических зон и экологических ниш

Сравнительный анализ ЖК состава штаммов 78-16, 114 и 256 показал, что по относительному содержанию короткоцепочечных (Си) кислот и кислот с нечетным числом атомов углерода (С15 и С17) штаммы 78-16 и 256, собранные в Молдове, обладали сходством между собой и отличались от штамма 114, обнаруженного в прудах Подмосковья.

Вне зависимости от географической зоны, штаммы 256 и 114, выделенные из водной среды, обнаружили значительное сходство по уровню стеариновой (Cigo), доминирующих пальмитоолеиновой (С[й j), олеиновой (С18 О и минорных линоленовой (C]8i) и эйкозамоноеновой (С2о i) кислот. Штамм 78-16, из внутренних органов карпа, по этим показателям заметно отличался от штаммов 256 и 114. Относительная концентрация стеариновой (С]8о) и олеиновой (Ci8t) кислот у аэромонад из внутренних органов карпа была заметно выше, а пальмитоолеиновой (С]б 0 - ниже, чем у микроорганизмов, обитавших в воде. Эти данные, по нашему мнению, указывают на образ жизни этих микроорганизмов -

сапрофитный (в толще воды и на дне водоема) или паразитический (в тканях рыб), поскольку штамм 78-16 был выделен из внутренних органов карпов.

Для проверки этой гипотезы был дополнительно проведен сравнительный анализ штаммов А. Иус1горЫ1а, выделенных из тканей карпа в различных регионах России и стран СНГ (табл. 1). ЖК спектры всех микроорганизмов, паразитировавших во внутренних органах карпа, проявили тенденцию к сходству, особенно по доминирующим ЖК. Только штамм 566 из Казахстана характеризовался некоторыми отличиями - более низким по сравнению с другими штаммами содержанием пальмитоолеиновой (Ск,)) кислоты и более высоким (в 2-3 раза) уровнем стеариновой (С|8 0). Вероятно, это связано с тем, что данный образец выделен не из паренхиматозных тканей, а из язвенного экссудата.

Таблица 1

Жирные кислоты некоторых штаммов Л. Ну(1горИИа из разных регионов

и биотопов

Биотоп Внутренние органы карпа Вода

Регион Молдова п = 9 Кострома п = 4 Минск 404 Казахстан 56-6 Молдова 256 Подмосковье 114

Жирные кислоты

14 0 2,2±0,5 1,8*0,2 0,9 2,9 1,0 1,7

14 1 0,9±0,2 1,1±0,3 0,2 0,5 0,4 1,9

15 0 1,6±0,3 1,5±0,2 0,8 0,6 0,7 1,4

15 1 0,9±0,2 1,0±0,2 0,5 0,7 0,3 1,3

16 0 22,3±0,8 20,8±1,1 24,8 23,3 25,2 20,3

16 1 37,8±2,1 37,6±2,5 38,5 29,1 48,2 46,5

17 0 2,7±0,4 4,1 ±0,3 1,9 1,0 1,1 3,0

17 1 2,8±0,5 2,7±0,2 2,1 0,8 1,5 3,0

18 0 3,2±0,7 4,0±1,0 3,3 10,1 1,4 1,2

18 1 20,8±1,2 22,7±1,8 24,6 22,3 17,5 17,8

18 2 1,4±0,4 0,5±0,1 0,8 2,6 0,6 0,4

18 3 0,8±0,3 0,5±0,1 0,3 1,9 0,4 0,3

20 1 1,3±0,5 0,5±0,1 0,4 0,8 0,4 0,5

20 3 2,0±0,6 2,0±0,2 1,2 3,4 1,3 0,7

При сравнительной оценке групповых соотношений ЖК обнаружено, что у штаммов из паренхиматозной ткани карпа было больше насыщенных и меньше ненасыщенных и моноеновых кислот, чем у образцов из водной среды. Выявленные различия, на наш взгляд, могут быть связаны не только с преадаптацией бактерий к природным условиям, но и отражать их физиологические особенности, а именно: микроорганизмам, обитающим в воде, окружающая среда предъявляет более высокие требования к двигательной активности, чем к бактериям, живущим в тканях хозяина. Подвижность микроорганизмов может быть определена величиной отношения суммы C]6i и Cigi кислот к сумме Ci6o и Cigo (Зезеров и др., 1990) Соотношение SCi6 !+С!8 i/SCi6 о+С18 о У штаммов из воды было в 1,4 раза выше, чем образцов из внутренних органов карпа, что подтверждает высказанное предположение.

2.4. Жирнокислотный состав микроорганизмов, относящихся к разным родам сем. Vibrionaceae

Обнаружено, что по ЖК составу общих липидов представители сем. Vibrionaceae имеют достаточно четкие различия на уровне рода (Aeromonas, Pseudomonas, Vibrio) (табл. 2). Тем не менее наши и полученные другими исследователями данные (Hansen et al., 1991), указывают на то, что из-за высокой изменчивости состав ЖК бактерий может быть использован как таксономическая характеристика только в сумме с другими более устойчивыми признаками, например, данными по белковым спектрам.

Таблица 2

Жирнокислотный состав представителей разных ipynn сем. Vibrionaceae,

M±m (СУ)

Жирные кислоты Подвижные аэромонады п-18 Вибрионы п=23 Неподвижные аэромонады п=8 Псевдомонады п=3

14 0 1,9±0,3 (56,1) 1,4±0,4 (58,2) 1,6±0,2 (35,3) 1,0±0,3 (45,7)

14 1 0,7±0,1 (75,0) 0,4±0,04 (18,8) 0,3±0,02 (14,4) 0,2+0,03 (24,7)

15 0 1,6±0,2 (41,1) 0,6+0,2 (46,3) 0,4±0,05 (32,5) 0,4±0,1 (41,7)

15 1 0,8+0,1 (64,9) 0,5±0,1 (29,3) 0,5±0,1 (65,3) 0,2¿0,1 (69,3)

16 0 21,8±0,6 (10,4) 28,4± 1,5 (16,8) 31,2±2,5 (16,0) 37,7±1,3 (6,1)

16 1 36,6±1,8 (20,6) 30,5±2,4 (34,7) 31,2±3,7 (29,1) 33,8*3,2 (16,4)

17 0 2,9±0,3 (42,3) 1,4±0,3 (65,6) 0,6±0,07 (29,0) 0,5±0,1 (28,6)

17 1 2,9±0,4 (53,7) 0,7±0,2 (34,2) 0,8±0,1 (38,8) 1,9+1,0 (79,0)

180 4,0±1,0(105,2) 5,3±0,8 (22,2) 5,4*1,2(32,2) 4,5±0,7 (25,6)

18 1 21,8±0,8 (14,8) 23,9±1,4 (8,0) 15,3±0,9(13,8) 17,5±2,1 (20,9)

18 2 0,8±0,2 (85,9) 2,1±0,2 (11,5) 2,1±0,7 (70,3) 1,0+0,5(88,0)

18 3 0,7+0,2 (90,1) 0,8±0,1 (23,2) 0,9+0,2 (40,2) 0,8±0,4 (78,0)

20 1 0,9±0,3( 110,9) 0,4±0,1 (44,6) 0,7±0,1 (31,9) 0,5+0,2 (60,0)

20 3 2,0+0,3 (48,4) 3,8±1,0 (37,9) 2,7±0,5 (45,3) 1,5+0,5 (43,9)

1+18 1/ 2-16(Н-180 У ^по шеи 31,9±1,2 (14,8) 2,3 3,5±0,6 (86,5) 37,0+1,9(13,0) 1,6 6,7±1,4 (57,9) 40,8±2,3 (13,7) 1,3 5,7±2,5 (82,0) 44,2±1,9 (7,5) 1,2 3,2 ±0,7 (46,5)

Выявленные отличия между разными представителями сем. Vibrionaceae возможно определяются уровнем двигательной активности. Так, общее содержание ненасыщенных кислот, соотношение 16:148:1/16:0+18.0 у подвижных аэромонад и вибрионов выше, чем у псевдомонад и неподвижных аэромонад.

У неподвижных аэромонад и вибрионов повышенная по сравнению с подвижными аэромонадами и псевдомонадами суммарная концентрация 18:2, 18:3, 20 3 кислот может быть связана с нреадаптацией микроорха-низма к определенному типу хозяина. Так, неподвижные аэромонады и вибрионы заражают лососевых рыб, а подвижные аэромонады и псевдомонады инфицируют карповых рыб. Если учесть, чю концентрация полиеновых кислот в тканевых липидах карповых ниже, чем у лососевых рыб (Сидоров, 1983), то более высокая относиюльная доля полиеновых

кислот у неподвижных аэромонад и вибрионов по сравнению подвижными аэромонадами и псевдомонадами скорее всего обусловлена именно с преадаптацией к среде обитания (гостальной спецификой).

2.5. Температурная преадаптация ЖК спектров у вибрионов

В ЖК спектрах образцов V а^иШагит, собранных в зоне субтропиков (Геленджик), средней полосе (Выборг) и в арктическом регионе (Мурманск) и выделенных из различных тканей лососевых рыб (почки, кишечник, селезенка рыб, поверхностные язвы на их теле), а также из воды, выявлены различия, обусловленные, по-видимому, температурными условиями среды, в которых бактерии обитали до сбора (табл. 4).

Таблица 4

Липидиый состав штаммов V. апциШагит в зависимости от региона сбора, М±т

Жирные кислоты Геленджик п = 6 Выборг п=8 Мурманск п=9

14 0 2,28+0,76 0,82±0,14 1,15+0,17

14 1 0,45+0,01 0,39+0,67 0,44Ю,04

15 0 1,05+0,29 0,24±0,06 0,5110,10

15 1 0,47±0,07 0,50+0,09 0,4710,07

16 0 34,03+3,14 25,7811,18 25,2310,26

16 1 25,60+2,43 34,89±2,20 31,0012,47

17 0 1,57+0,44 1,30+0,28 1,29Ю,29

17 1 0,43±0,05 0,89+0,20 0,7710,14

18 0 6,6210,45 4,30+0,90 5,07+0,95

18 1 21,72±1,49 24,6810,97 25,2712,01

182 1,88+0,51 1,9810,29 2,33+0,31

183 0,90+0,57 0,6010,09 0,9510,39

20 1 0,58±0,32 0,30+0,10 0,27+0,10

20 3 2,54±0,47 3,40+0,72 5,3210,74

В том числе

Насыщенных 45,55±3,61 32,3311,38 33,2410,84

Полиеновых 5,32±1,55 5,9811,10 8,60+1,44

Несмотря на то, что в наших экспериментах все образцы были выращены в изотермическом режиме, в бактериальных мембранах штаммов, обитающих при более высокой температуре (Геленджик), на фоне повышенного уровня общих липидов выявлена достоверно большая относительная доля насыщенных жирных кислот, в основном за счет пальмитиновой, чем у бактерий из регионов, расположенных севернее. Кроме того, в спектрах штаммов по мере продвижения их на север (от Выборха к Мурманску) прослеживается тенденция к увеличению уровня полиеновых кислот в липидах, в основном за счет 20:3 кислоты, концентрация которой возросла в 1,3-2 раза, вследствие чего общая ненасыщенность жирных кислот вибрионов из Выборга и Мурманска оказалась выше, чем у таковых из субтропической зоны. Т.е. в данном случае наблюдается феномен преадаптации бактерии V. anguillarum температурным условиям региона обитания.

2.6. Стратегия создания вакцины против бактериальной геморрагической септицемии карповых рыб, вызываемой подвижными аэромонадами

Для получения большинства известных вакцин используются ослабленные или убитые бактерии и вирусы (Ada, 1997). В настоящее время такие вакцины - бактерины против ряда серьезных заболеваний рыб (стрептококкоза, вибриоза, фурункулеза, йерсиниоза) разрабатываются как у нас в стране, так и за рубежом (США, Канада, страны Скандинавии, Германия) (Сердюк, 1994; Katsuhiko et al., 1983; Newman, 1985). Степень их эффективности снижается под действием вторичной инфекции, возникающей за счет других грамотрицательных микроорганизмов, главным образом, подвижных аэромонад В то же время все попытки получения высокоэффективных бактеринов против подвижных аэромонад не увенчались успехом. Это связано с большим разнообразием биохимического состава наружной мембраны бактерий, что препятствует созданию защиты у рыб против гетерологичных штаммов аэромонад.

Субклеточные препараты, содержащие один или несколько антигенов, могут снять многие проблемы, связанные с использованием цельного организма как вакцины. Существует несколько подходов к получению таких вакцин. Один из них -выделение из микроорганизмов и вирусов факторов патогенности, которые различными биохимическими методами готовятся в препаративных масштабах и используются как вакцина (Malik, 1989).

Рис. 1. Хроматограмма белкового экстракта A sobria (штамм 77-18).

Методом гель-хроматографии на Sephadex G-100 из высоковируленгного штамма A sobria (77-18) выделена белковая фракция (И) с молекулярной массой 50-70 кДа (рис. 1), которая при внутримышечной или внутрибрю-шинной инъекции вызывала появление клинических симптомов, характерных для данной инфекции (припухлость и гиперемию), а также стимулировала

максимальный защитный эффект при заражении культурой живых аэромонад, что и послужило основанием для использования белков этой фракции в работе над препаратом вакцины.

Исследование иммуногенных свойств фракции II показало, что она активирует такие факторы иммунитета у рыб, как антителообразование, синтез лизоцима, адгезию бактериальных патогенов к эпидермальной слизи, миграцию макрофагов в конечный отдел кишечника, фагоцитоз (Гусева, 1998). В ходе экспериментальной проверки фракции П как вакцины обнаружено выраженное терапевтическое действие у заболевших рыб (полностью исчезали все язвы, восстанавливался товарный вид рыбы) и выявлена ее поливалентность (Юхименко и др., 1998). Белки пой фракции защищали карпов как от гомологичных, так и гетерологичных штаммов подвижных аэромонад (A. sobria, A. hydrophilá), стимулировали высокий уровень напряженности иммунитета у лососевых рыб к фурункулезу (A. salmonicida) и вибриозу (Vibrio anguillarum). Защитное действие фракции II продемонстрировано также на канальных сомах при энтеросептической инфекции смешанной этиологии, вызванной представителями семейств Vibrionaceae и Enterobacteriaceae.

Выявлены ее антидотные свойства при отравлении радужной форели Т-2 микотоксином (Гусева, 1998). После производственной апробации полученный препарат запатентован как вакцина против бактериальной геморрагической септицемии рыб (ВЮС-2) (Юхименко, Смирнов, 1997).

Глава 3. Сравнительное изучение липидного и белкового составов гельминтов, паразитирующих у холоднокровных и теплокровных позвоночных

3.1. Сравнительный анализ липидов нестод и их хозяев

Сравнительный анализ липидного состава цестод £ crassum и D. dendriticum, представителей отряда Pseudophyltidea, паразитирующих у разных по эволюционному положению и физиологическому статусу хозяев (лососевые рыбы и теплокровные позвоночные — птицы и млекопитающие), с определенной долей вероятности показал, что липидный состав этих гельминтов указывает на адаптацию этих гельминтов к своим хозяевам, как к среде обитания. В особенности это заметно у Е crassum, количественное соотношение между основными липидными фракциями которого занимает промежуточное положение по отношению к таковому тканей палии. Вектор изменения уровня липидов в тканях паразита соответствовал динамике липидного состава в ткани кишечника. Однако полученные нами результаты сравнительного изучения липидных составов гельминтов и их хозяев не дают однозначного ответа на вопрос о том, как температура окружающей среды влияет на количественные соотношения между липидными фракциями у паразитов.

3.2. Жирнокислотный состав липидов гельминтов и их хозяев

3.2.1. Сравнительный анализ жирнокислотного состава Е. crassum, D.

dendriticum и тканей их хозяев

Сравнительный анализ ЖК Е. crassum, D. dendriticum, печени, мышц и химуса палии и клуши выявил отсутствие количественной идентичности ЖК спектров цестод и тканей их хозяев, что свидетельствует о наличии у паразитов механизмов избирательного поглощения ЖК (рис. 2).

В системах "паразит-холоднокровный хозяин" и "паразит-теплокровный хозяин" выявляется определенная направленность в количественном распределении ЖК, дающая в конечном итоге существенные различия между ЖК спектрами холоднокровных и теплокровных позвоночных, и их гельминтов На формирование ЖК спектров гельминтов, как экготермных организмов, оказывают влияние несколько факторов - это генетический (видовая специфика), трофический (диета хозяина), термический режим среды обитания (температура внутренней среды хозяев) Последний из факторов имеет наибольшее значение.

Рис. 2. Распределение жирных кислот Е сгаязит, О с1епс1гшсит, печени, мышц и

химуса палии (А) и клуши (Б) по степени ненасыщенности 1 - насыщенные; 2 - моноеновые; 3 - диеновые; 4 - тетраеновые; 5 - пента- и гек-

саеновые; 6-шЗ.

3.2.5. Сравнительный анализ жирнокислотного состава некоторых видов гельминтов от теплокровных и холоднокровных хозяев

Анализ ЖК спектров цестод Е. crassum из кишечника палии (Salvehnus le-pechmí), Triaenophorus nodulosus из кишечника щуки (Esox lucius), плероцеркои-да "D", являющегося личиночной стадией лентецов р. Diphyllobothrium, из печени колюшки трехиглой (Gasterosleus aculeatus), D dendriticum из кишечника чаек, скребня Metechynorhynchus salmonis (Acanthocephala) из толстого кишечника сигов (Coregonus lavaretus) и нематоды Toxascaris leonina из тонкого кишечника песцов (Alopex lagopus) показал, что наряду со специфическими различиями в ЖК спектрах, характерных для каждого из исследованных видов, обнаруживается зависимость относительного содержания ЖК от того, в каком хозяине паразитируют гельминты - холоднокровном или теплокровном (табл. 4).

Таблица 4

Жирнокислотный состав гельминтов от эктотермных и эндотермных позвоночных (в __% от общей суммы кислот) _

Жир- От эктотермных хозяев От эндотермных хозяев

ные кислоты Е crassum Т nodulo-sus M sal-monis Плероцеркоид D dendriticum Т leonina

H M 24,1±1,8 18,5±0,6 24,1±1,8 18,5±0,6 19,6±1,6 27,2±2,2 44,%2,4 24,7±1,3 30,2-4-2,3 24,4±1,4 26,3±1,1 41,8±0,7

Д т П-Г 1соЗ 2>б 3,8±0,2 13,2±0,6 36,2±1,2 38,9±1,5 10,8±0,5 3,8±0,2 13,2±0,6 36,2.Н ,2 38,9±1,5 10,8±0,5 6,3±0,5 13,5±1,9 31,4±2,0 37,8±3,4 14,7±0,9 1,7±0,9 5,7±0,6 20,1±1,6 22,3±1,7 8,0±1,6 9,3±0,2 16,8±0,5 18,9±0,7 19,5±0,9 21,7±0,4 9,5±0,8 7,3±0,6 12,2±0,6 15,7±1,0 14,8±1,3

к 3,6 2,4 2,8 2,2 2,6 2,7 2,8 0,7 0,9 1,0 1,1 1,2

H - Насыщенные, M - Моноеновые, Д - диеновые, 'Г - тетраеновые, П-Г пента- и гексаено-вые, К - коэффициент ненасыщенности (Cossins, Presser, 1978).

Для паразитов эктотермных позвоночных (рыб) был характерен более высокий уровень ненасыщенности липидов (К) по сравнению с гельминтами птицы и млекопитающего, который связан с количественным распределением насыщенных, диеновых, пента- и гексаеновых и соЗ кислот. Соотношение между кислотами семейств линоленовой (18:ЗсоЗ) и линолевой (18:2со6) кислот у всех исследованных гельминтов подчинялось закономерности (Акулин и др., 1975), выражающейся в том, что в липидах эктотермных животных, обитающих в более холодных условиях, превалируют кислоты шЗ ряда. При анализе ЖК спектров гельминтов обнаружено нарушение аксиомы соответствия количественных соотношений ЖК температуре, которое выразилось в более высоком уровне полиненасыщенных ЖК у цестоды D. dendriticum по сравнению с Т. leonina, хотя оба гельминта обитают в одинаковых термических условиях. А плероцеркоид "D", преимагинальная стадия дифиллоботри-ид по количественным соотношениям ЖК занимает промежуточное положение - по одним кислотам сходен с гельминтами рыб, что вполне закономерно для паразита, обитающего в среде с достаточно низкими температурами, а по другим - с гельминтами теплокровных позвоночных.

Выявленные особенности, на наш взгляд, связаны с феноменом "преадап-тации" липидною метаболизма гельминта к быстрому изменению термического режима среды, как необходимому компоненту жизненного цикла паразитов, звеньями которого являются холоднокровные (эктотермные) и теплокровные (эндотермные) организмы.

3.2.6. Влияние температурного шока на липиды и жирные кислоты

плероцеркоидов некоторых видов цестод

Исследовали влияние температурного шока (40°) на состав липидов и ЖК спектры мембранных и запасных липидов у плероцеркоидов трех видов псевдофиллидных цестод, относящихся к семействам Ligulidae и

Diphyllobothriidae: Ligula intestinalis из полости тела плотвы (Rutilus rutilus), Schistocephalus solidus и Diphyllobothrium vogeli (плероцеркоид "D") из колюшки трехиглой (Gasterosteus aculeatus), выловленных в озерах Карелии весной, когда температура воды не превышала +12° С.

Обнаружено, что воздействие термошока на плероцеркоидов исследованных гельминтов приводило к определенным альтерациям липидного состава, выразившимся в увеличении доли ТАГ и снижении содержания холестерина не только относительно других липидных фракций, но и в абсолютных значениях (в пересчете на сухой вес). Повышение уровня запасных липидов можно рассматривать как снижение скорости их метаболизма, показанное и для теплокровных животных при кратковременном действии высокой температуры и тепловой акклимации (Гурин, 1986).

При термошоке происходила перестройка ЖК состава в мембранных липидах У паразитов повысилась общая насыщенность фосфолипидов, обусловленная ростом в их составе доли насыщенных кислот. У обоих видов ремнецов синхронно увеличивалось содержание пальмитиновой, стеариновой, олеиновой при снижении концентрации эйкозапенгаеновой (20'5) и докозагексаеновой (22:6) кислот. У D vogeli существенное изменение уровня отмечено только для двух кислот - 18:0 и эйкозатриеновой (20:3со6).

Изменения в ЖК спектрах запасных липидов, происходившие под действием теплового шока, несколько отличалось от такового в фосфолипидах В ТАГ плероцеркоидов всех исследованных цестод снижалась концентрация 18:0 кислоты при увеличении уровня линолевой (18:2о)6) и 22:6 кислот Перераспределение доли остальных кислот или их групп носило отпечаток систематической принадлежности, т.е. было однонаправленным у L. intestinalis и S solidus и отличалось от такового D. vogeli. Однако количественные вариации состава ЖК под воздействием термошока у плероцеркоидов при некоторых отличиях, связанных с биологией исследованных видов гельминтов, были однонаправленными и несущественными, что, вероятно, связано с преадаптацией их жирнокислотных спектров к высокой температуре окончательного хозяина.

3.3.3, Жирнокислотный состав мембран первичных лизосом Е. eras-

sum и D. dendriticum

ЖК составы мембран лизосом и общих липидов Е crassum количественно очень сходны, в то время как спектры ЖК мембран и общих липидов D. dendriticum имеют существенные различия. В липидах лизосом лентецов по сравнению с общими липидами обнаружено на 5,4% больше насыщенных кислот и в 1,5 раза моноеновых. Общая доля насыщенных и моноеновых кислот в мембранах лизосом составляла 71,1%, в то время как в суммарных липидах не превышала 55%. Кроме того, в тотальных липидах D. dendriticum выявлено в 1,4 - 2,2 раза больше диеновых, тетраеновых, пента- и гексаеновых кислот, чем в лизосомальных. Расчет Кнснлищеш10сги показал, что общие липиды в 2 раза более ненасыщенны, чем таковые в мембранах лизосом.

Обнаруженный феномен можно объяснить тем, что в процессе эволюции у цестод, цикл которых связан с последовательной сменой сред первого (хозяин) и второго (условия, окружающие свободноживущие стадии) порядков,

резко различающихся по температуре, возникли механизмы преадаптации тех стадий паразитов, которые переходят из среды с низкой температурой в среду с высокой и наоборот, причем смена термических условий происходит скачком, например, плероцеркоид - имаго, имаго - яйцо. Лентецы, следуя принципу /•-стратегии, в колоссальных количествах воспроизводят яйца, жирнокислотные спектры которых преадаптированы к будущей более низкой температуре, чем таковая тела теплокровных позвоночных, поэтому относительное содержание ненасыщенных ЖК в общих липидах имагинальных стадий дифиллоботриумов превышает уровень, необходимый для нормальной жизнедеятельности в теплокровных хозяевах. Вот почему общие липиды всех исследованных к настоящему времени цестод от теплокровных хозяев более ненасыщенны, чем этого стоило ожидать, исходя из факта, что температура среды, окружающей имагинальные стадии этих паразитов, выше 35°С.

3.4. Белковый комплекс гельминтов oi холоднокровных и

теплокровных позвоночных и тканей их хозяев

Сравнительным анализом методом гель-хроматографии в составе ци-топлазматических белков гельминтов Е. crassum (от холоднокровного позвоночного) и D dendriticum (от теплокровного позвоночного) выявлены специфичные для этих гельминтов фракции с М.м. 25,1 кДа - у эуботриумов, 19,5 и 13,7 кДа - у дифиллоботриумов. Белковые спектры исследованных видов цестод различались и по относительному содержанию белков. На долю фракций с молекулярными массами от 70 кДа и выше у Е crassum приходилось до 75% белков, а у D. dendriticum только 57%. Суммарная доля белков с М.м. ниже 70 кДа у паразита птиц в 1,7 раза превышала уровень таковых у паразита рыб.

Изучение фракционного белкового состава методом диск-электрофореза показало, что Е. crassum и D. dendriticum отличались по числу быстро мигрирующих белковых зон (Rf - 0,5 и выше). У Е crassum (хозяин - палия, 10-15°) выявлено 6 фракций, а у D. dendriticum (хозяин - чайка, 40°) таких компонентов обнаружено 14.

В спектре мембранных белков первичных лизосом Е crassum и D. dendriticum 18 белковых зон имели сходные молекулярные массы. Пять белковых фракций были характерны либо для Е. crassum, либо для D. dendriticum, что может быть связано с таксономической спецификой. У D. dendriticum самые подвижные фракции имели более низкие молекулярные массы по сравнению с Е. crassum (9,6 и 12 кДа против 14 и 18 кДа). Кроме этого, у лентецов отмечено увеличение числа белковых компонентов альбуминовой группы (70 кДа и ниже) по сравнению с эуботриидами - альбумин-глобулиновый коэффициент составил 0,92 и 0,64, соответственно.

Анализ белковых спектров гельминтов цестод, печени и мышц хозяев методами гель-хроматографии и диск-электрофореза показал, что цитоплазматические белки гельминтов проявляли большее сходство с белками печени хозяев, чем мышц. При этом для белковых спектров Е. crassum характерен более высокий уровень сходства с таковыми тканей палии, чем у D. dendriticum и чайки, что может свидетельствовать о существенном

эволюционном возрасте системы "эуботриум-палия". Эуботрииды являются одними из наиболее древних представителей отряда РзеЫоркуШйеа и в своей эволюции сопряжены с предками первых костистых рыб (Протасова, 1977), поэтому за столь длительный период становления этой системы белковый состав паразита и хозяина в значительной степени сблизился Система "лентец-чайка" эволюционно является более молодой, и возможно поэтому адаптация лентецов к своему хозяину менее глубока.

Табчица 5

Фракционный состав белковых экстрактов эктогермной (гельминт-рыба) и эн-

дотермной (гельминт-птица) систем "паразит-хозяин"

Номера фрак- Эктотермная Эндотермная

ции Гельминт Рыба Гельминт Птица

I + + + +

II + + + +

III + - + +

IV + + + +

V + + + +

VI + + +

VII - + +

VIII - - + +

В белковых экстрактах эндотермной системы "лентец-чайка" найдены две низкомолекулярные фракции 19,5 и 13,7 кДа, которые отсутствовали в белковых экстрактах эктогермной системы "эуботриум-палия" (табл. 5). Та же тенденция обнаруживается и по содержанию белков с молекулярными массами 70 кДа и ниже. Их количество у сочленов теплокровной системы "паразит-хозяин" было выше, чем в холоднокровной системе. Весьма показательным в этом плане является альбумин-глобулиновый коэффициент (отношение количества белков с молекулярными массами 70 кДа и ниже к уровню белков с молекулярными массами свыше 70 кДа). У Е. crassum и в печени палии он был равен 0,81 и 0,87 соответственно, а у D. dendriticum и в печени клуши - 1,02 и 1,29.

Существует феномен увеличения доли низкомолекулярных белков в общем белковом пуле но мере эволюционного усложнения организмов, установленный A.B. Благовещенским (1966) и подтвержденный другими авторами (Шульман, Куликова, 1966; Груздев и др., 1972; Смирнов, 1977). Если этот феномен можно считать справедливым в отношении разницы в эволюционном положении рыбы и птицы, то факт более высокого содержания низкомолекулярных белков в гканях лентецов по сравнению с эуботриумами нельзя относить к различиям в эволюционном положении этих цестод, считая дифиллоботриумов более прогрессивными, так как они входят в состав одного отряда. Нельзя также ставить на одну ступень эволюционной лестницы гельминта и рыбу или гельминта и птицу по признаку сходства альбумин-глобулиновых коэффициентов белковых экстрактов из гельминта и печени хозяина.

Представляется вероятным, что наличие в теплокровной системе "паразит-хозяин" двух низкомолекулярных фракций, отсутствовавших в холоднокровной системе, и увеличение доли белков с молекулярными массами 70 кДа и ниже

может быть связано не только с адаптацией гельминтов к хозяевам по принципу молекулярной мимикрии, но и с большими различиями в температурах внутренних сред хозяев (палия - 10-15°, клуша - 40°С).

Сравнительный анализ белкового состава эктотермной (Е сгами/и-палия) и эндотерм-ной (Д. с1епс1гШсит-клуиш) систем "паразит-хозяин" по электрофоретической подвижности белковых фракций показал, что в экстрактах из лентецов и печени чайки содержалось больше компонентов с относительной подвижностью (1^), превышавшей 0,5 (у Е. сгач$ит и в печени палии — 6 и 8, у Д. <Леп-сЬШсит и клуши - 14 и 11). Отмеченное явление наблюдалось и при сравнении белковых зон с одинаковой электрофоретической подвижностью в систе-Рис. 3. Распределение белков с оди- системах "паразит-хозяин" (рис. 3). В наковой электрофоретической под- теплокровной системе выявлено 8 общих вижностью в эктотермной и эндо- компонентов, в холоднокровной - только 4. термной системах "паразит-хозяин". Исходя из полученных результатов мы Г<г- подвижность относительно под- можем предположить, что увеличение числа вижнои границы Кольрауша. беЛК()вых зоп с высокой электрофоретической

подвижностью в белковых спектрах птицы и се гельминта связано с функционированием клеток этих животных в условиях постоянно высокой температуры (40°С), резко оишчающихся от условий существования рыбы и ее паразита (< 15°С).

Эти предположения базируются на гипотезе об адаптивном значении соответствия уровня конформационной гибкости белковых молекул температурным условиям жизни вида (Александров, 1975, 1985). В процессе адаптации видов к различным температурным режимам существования поддерживается соответствие между термическим режимом среды и уровнем термостабильности белков у особей в активный период жизни. Это соответствие, по-видимому, сопряжено с теми свойствами белковых макромолекул, которые необходимы для их нормального функционирования при температуре, оптимальной для данного вида, и поэтому эти свойства находятся под постоянным контролем есгествешюго отбора.

Глава 4. Влияние некоторых факторов среды на липиды и белки рыб 4.1. Жирнокислотный состав икры некоторых рыб, размножающихся при разных температурах

Эффективность процессов жизнедеятельности каждого вида рыб определяется термическим диапазоном, простирающимся от нижних до верхних летальных лимитов (Голованов и др, 1997). В цепи осуществления эколого-физиологических функций критическим моментом является размножение, поскольку из всех физиологических процессов оно имеет наименьший полигон толерантности, то

Гельминт - Гельминт рыба птица

1.0

0.5

есть успешно протекает только в условиях незначительных колебаний температуры (Elliot, 1981; Бигон и др., 1989).

Обнаружено (табл 6), что количественно набор ЖК в липидах икры плотвы, нерестящейся при +7-8°С, отличался от такового икры карпа (нерестовая температура - +16-22°) несколько менее высокой (на 2-5%), суммарной концентрацией насыщенных ЖК, как и следовало ожидать, исходя из аксиомы о соответствии ЖК спектров организма температурным условиям существования его клеток (Проссер, 1964; Hazel, 1973). Однако эта разница статистически недостоверна (р < 0,05). По всей вероятности, для осуществления нормального функционирования мембранных структур икры в диапазоне температур 5-30° необходимо, чтобы сумма насыщенных ЖК была в интернате от 28 до 35%. Ненасыщенность липидов в икре плотвы поддерживается за счет более высокой концентрации таких полиненасыщенных кислот, как арахидоновая (20:4ю6), эйкозанентаеновая (20:5) и доко-загексаеновая (22:6), уровень которых был в 1,4 4 раза выше, чем в икре карпа В свою очередь ненасыщенность липидов икры карпа определяется более высоким уровнем менее ненасыщенных - эйкозадиеновой (20:2) и эйкозатриеновой (20:3) кислот. В икре плотвы доля кислот линоленового ряда (шЗ) была в 1,4 —1,7 раза выше чем в таковой карпа. Рост концентрации соЗ кислот в условиях обитания при более низких температурах показан на икре других видов рыб и тканях некоторых эктотермных беспозвоночных (Акулин и др., 1975; Сидоров, 1983; Болгова и др, 1985).

Таблица 6

Жирнокислотнмй состав липидов икры плотвы из Каскесозера (Карелия) и _карпа (п. Рыбное, ВНИИПРХ, Московская обл.) (М±т, п=6)_

Жирные кислоты Плотва, 1V-V стадия зрелости (начало мая, +4°С) Плотва, VI стадия зрелости (июнь, +7°С) Карп, IV-V стадия зрелости (апрель) Карп, VI стадия зрелости (май)

14 0 0,8±0,08 0,8±0,09 7,3±0,5 10,9±0,9

160 21,0±1,7 21,9±1,6 18,1±1,6 18,9±1,5

16 1 4,9±0,3 4,9±0,3 5,3±0,4 4,1 ±0,3

180 7,8±0,5 7,1±0,6 6,0±0,4 4,8±0,3

18 1 15,3±0,9 15,5±1,0 16,5±1,3 15,1±1,2

18 2 юб 6,9±0,5 5,5±0,5 5,8±0,5 3,1±0,2

18 3 0)3 1,5±0,09 1,5±0,08 1,0±0,09 1,5±0,1

20 2 0)6 1,2±0,08 1,1±0,08 3,0±0,1 4,3±0,3

20 3 саб 1,6±0,1 1,5±0,09 12,0±0,9 5,8±0,3

20 4 соб 10,6±0,8 9,8±0,7 2,6±0,2 3,6±0,3

20 5 соЗ 6,6±0,2 7,2±0,3 3,3±0,2 4,8±0,4

22 5 шЗ 1,7±0,08 1,1 ±0,06 2,2±0,2 2,7±0,2

22 6 соЗ 16,4±1,1 18,1±1,2 10,8±0,9 10,8±0,8

^ пета- и гексаеновых 24,7 26,4 15,6 17,1

У обоих видов рыб переход от преднерестовой стадии зрелости икры к нерестовой сопровождался однонаправленными изменениями в жирнокис-лотном составе липидов, связанными с увеличением содержания пента- и гексаеновых кислот (у плотвы - 20:5 и 22:6 кислот, а у карпа менее существенный - 20:5 и 22:5 кислот) на фоне роста температуры окружающей среды (парадокс Коссинса) (Совета, 1977). Этот парадокс можно объяснить с

позиций учета разной степени зависимости геометрических размеров углеводородного радикала жирной кислоты от температуры. Математическое компьютерное моделирование показало, что коэффициент линейного расширения докозагексаеновой кислоты практически нулевой (почти в 100 раз меньше, чем у линолевой и насыщенных кислот) (Рипатти и др., 1985). Следовательно, длинноцепочечные полиненасыщенные кислоты (в особенности с 22 углеродными атомами) играют существенную роль в температурной стабилизации липидной матрицы мембран и выступают в роли "биохимического демпфера", препятствующего возникновению нарушений в их функционировании, что очень важно для эктотермного организма, размножающегося в весьма нестабильных температурных условиях. Поэтому рост уровня длинноцепочечных полиеновых кислот в ли-пидах икры по мере ее созревания имеет адаптивную природу, как способ нивелировки негативного влияния скачков температуры, то есть расширяет диапазон термотолерантности половых продуктов, что в конечном итоге повышает шансы у зародышей уснешно пройти стадию эмбриогенеза.

Существует еще один аспект адаптивных изменений жирнокислотного состава липидов икры, который заключается в том, что в условиях одинаковых температур липиды генеративных тканей могут заметно отличаться от таковых соматических тканей по содержанию пента- и гексаеновых кислот. Пример несоответствия количественных соотношений жирных кислот в липидах температуре окружающей среды выявлен при сравнительном анализе ЖК составов соматических и генеративных тканей карпа (рис. 4).

Карп - теплолюбивая рыба, которая, не размножается, если температура воды в нерестовый период ниже 17°С. На широ!е Москвы в прудах рыбоводных хозяйств такие условия обычно бывают не раньше конца мая - начала июня. В марте, когда температура воды в прудах держится в пределах 3-5°, уровень пента- и гексаеновых кислот в липидах соматических гканей не превышает 16-18%. Физиологическим следствием

падения доли этих кислот до необычно, на первый взгляд, низких значений, носящих очевидный адаптивный характер, является малоподвижность и пребывание в состоянии полуанабиоза, которое достаточно четко определяется по уровню дыхания и частоте сердечных сокращений (Дьяконов, Бабаев, 1985). В апреле зимовальный период заканчивается. Температура воды приближается к 10°. Карп начинает активно двигаться, питаться и готовиться к нересту. Степень зрелости половых продуктов досхигает V стадии. Относительная концентрация

Рис. 4. Уровень пента- и гексаеновых кислот в гепатопанкреасе (1), мышцах (2) и икре (3) карпа.

пента- и гексаеновых кислот в липидах мышц и гепатопанкреаса увеличивается в 1,6-1,7 раза, достигая 26-32% ог обшей суммы кислот. В то же время доля пента-и гексаеновых кислот в липидах икры не превышает 15%, что явно не отвечает термическому режиму, в котором карп пребывает в апреле, а больше соответствует температуре размножения. Данные, приведенные выше в табл. 7, показывают, что в нерестовой икре (VI стадия) не происходит заметных изменений в количественных соотношениях жирных кислот по сравнению с предыдущей стадией, в частности, доля пента- и гексаеновых кислот увеличивается всего на 1,5%. Исходя из полученных результатов можно предположить, что в Подмосковье карп уже в апреле готов к нересту, но температура окружающей среды тормозит этот процесс до тех пор пока не поднимется до нижней границы термотолерантности размножения

Произведенные нами расчеты по данным, полученным в лаборатории экологической биохимии (Болгова, 1978; Болгова и др., 1981; Сидоров, 1986) на лососе из рек бассейна Онежского озера, показали наличие определенных отличий по уровню пента- и гексаеновых кислот между гонадами с одной стороны и печенью и мускулатурой — с другой. Уровень этих кислот в образцах икры, взятых в августе 0 - 15-20°С). в 1,6 раза превышал таковые печени и мышц. Кроме того, их доля в общей сумме кислот соЗ семейства в икре достигала 90%, в то время как в мышцах и печени была на уровне 64 и 81%. Из этого факта следует, что если в печени и мышцах наблюдается акклимация мембранных структур клеток к температуре воды через изменение количественных соотношений пента- и гексаеновых кислот в липидах, то созревающая икра толерантна к температуре. В ней идет процесс накопления этих кислот в соотношениях, которые необходимы для последующей реализации программы эмбрионального развития, протекающего в узком диапазоне термических условий, специфичном для лосося (4-6°). Таким образом, в процессе развитая икры у рыб количественный состав жирнокислотных радикалов липидов формируется в соотношениях, которые соответствуют диапазону термотолерантности размножения, и в определенной степени независим от реальных температурных условий, существующих на момент развития. Это свидетельствует в пользу существования у рыб феномена преадаптации половых продуктов на уровне липидного метаболизма к температуре размножения, специфичной для того или иного вида.

4.3. Влияние биотических факторов на липидный и жирнокислотный состав различных тканей карпа 4.3.1. Влияние микроорганизмов на фосфолипиды крови годовиков карпа

Ответные реакции организмов на атаку микроорганизмами осуществляются через изменение разных сторон метаболизма, в том числе, путем количественных вариаций в липидах. В аквариальных условиях у годовиков карпа реакция на культуру аэромонад, внесенных в воду в конечной концентрации 146 млн/л, на уровне фосфолипидов цельной крови начиналась через 4 часа и выражалась в снижении их доли ниже значений, установленных для контрольной группы карпов. Более низкий уровень сохранялся до 3-х суток, затем начинался рост содержания фосфолипидов.

Эти изменения связаны с вариацией количества элементов белой крови -лейкоцитов и лимфоцитов.

Состав ЖК фосфолипидов цельной крови первые 24 часа после контакта рыб с микроорганизмами существенно не менялся. Затем концентрация полиненасыщенных кислот стала возрастать и достигла максимума к 36 часам (рис. 5). В этой группе кислот максимальный рост отмечен для арахидоновой и докозагексаеновой, соответственно в 2,7 и 63 раза относительно контрольных значений. Доля насыщенных кислот, в основном пальмитиновой(16:0) и стеариновой (18:0), варьировала фактически в противофазе динамике изменений полиеновых кислот.

В фосфолипидах гепатопанкреаса карпа уже через 12 часов после контакта с аэромонадами увеличивалась концентрация полиеновых кислот (табл. 7). Синтез фосфолипидов у позвоночных осуществляется в основном в печени и существует их обмен между печенью и кровью, поэтому рост уровня полиеновых кислот в печени начинается после получения соответствующего сигнала и сопровождается их выбросом в кровь с последующим включением в мембраны форменных элементов. Этот процесс в значительной степени синхронизирован, поэтому изменения ЖК соотношений в липидах лимфоцитов, происходившие через 24-32 часа после контакта с микроорганизмами, были сходны с таковыми в цел].ной крови и печени, количественно совпадая по кислотам, сгруппированным по сютени ненасыщенности. Полученные результаты свидетельствуют об адаптивной реакции всего организма на воздействие биотического фактора

40 -30

- 2

♦

4 8 12 24 36 72 120 168 Часы

Рис. 5 Динамика жирнокислотного состава фосфолипидов крови карпа при воздействии аэромонад

I - полиненасышенные кислоты. 2 - насыщенные По оси ординат - отклонение от контрольных значений (±Д%)

Таблица 1

Жирнокислотный состав фосфолипидов лимфоцитов, крови и гепатопанкреаса

Жирные кислоты Лимфоциты Кровь Печень

Кон- Опыт Кон- Опыт Контроль Опыт

троль троль

Насыщенные 42,5 29,0 34,1 26,9 36,1 29,0

Моноеновые 16,2 12,3 24,0 17,3 28,6 20,4

Полисновые 41.3 58,7 41,9 55,8 36,3 50,6

4.3.2. Влияние аэромонад на разных по физиологическому состоянию карпов

В искусственно воспроизводимых микропопуляциях карпа после окончания периода зимовки появляются особи с физиологической разнокаче-ственностью. Отличия между "сильными" и "слабыми" рыбами обнаруживаются не только на уровне тканевых липидов (Богдан, 1986), но и по ли-пидам и ЖК форменных элементов белой крови.

Клетки белой крови "сильных" и "слабых" особей на уровне липидов и жирных кислот по разному реагируют на воздействие микроорганизмов. Проведенные исследования показали, что степень активации лимфоцитов у разных по физиологическому состоянию рыб в ответ на микробиологический прессинг связана с изменениями в уровне липидов и соотношениях жирнокислотных радикалов в мембранных липидах. Под влиянием аэромонад у "сильных" рыб значительно увеличивается доля суммарной фракции липидов и относительное содержание нолиеновых жирных кислот в фосфолипидах за счет арахидоновой и докозагексаеновой кислот, в то время как у "слабых" эти альтерации количественно менее выражены.

4.3.3. Влияние микроорганизмов на мембранные липиды питающихся и голодающих годовиков карпа

Были проведено исследование изменений фосфолипидного и ЖК статуса в ге-патопанкреасе и крови у голодающих и питающихся годовиков карпа при внутримышечной инъекции диспергированной в мясопептонном бульоне культуры высокопатогенного штамма 77-18 A. sobria.

Выявленный в этой серии экспериментов вектор количественной вариабельности состава жирных кислот у голодающих карпов был аналогичен таковому "сильных" годовиков карпа, в то время как у питающихся рыб она была аналогична "слабым" рыбам, что может свидетельствовать о более высоких адаптивных возможностях у рыб, находящихся в состоянии физиологического голодания.

Из вышеизложенного следует, что уровень полиненасыщенных ЖК в мембранных липидах в известной мере является индикатором состояния адаптивных возможностей рыб. При снижении доли полиеновых кислот в липидах происходит, по-видимому, ослабление защитных функций организма, а при ее повышении -усиление. Оптимизация структурной организации в первую очередь таких систем, как печень и кровь, определяет устойчивость рыб к неблагоприятному воздействию различных факторов среды, в том числе и к факторам биогенного происхождения.

4.3.4. Влияние разных видов микроорганизмов на липидный

и жирнокислотный состав крови карпа

Исследование липидного состава крови карпов, подвергнутых в экспериментальных условиях интенсивному воздействию микроорганизмов (внутримышечной инъекции бактерий родов Aeromonas и Pseudomonas) показало, что несмотря на сходный вектор динамики количественных изменений в составе липидов крови при разных типах микробиологического воздействия, можно отметить ее специфику заключавшуюся, во-первых, в более позднем развитии ответной реакции рыб при контакте с псевдомонадами и, во-вторых, в типе изменяющейся компоненты суммарных липидов (мембранные или запасные). Тот факт, что у карпов, контактировавших с аэромонадами, был достаточно ровный отрицательный относительно контроля уровень мембранных липидов на протяжении всего эксперимента может свидетельствовать в пользу большей патогенности этого фактора по сравнению с псевдомонадами.

Сравнительное изучение динамики липидного состава крови карпов в начальный период их взаимодействия с аэромонадами разной патогенности (7 - 36 часов) показало, что ответная реакция рыб на контакт с микроорганизмами (в случае воздействия высоковирулентного штамма 77-18 A sobria) наблюдалась уже через 7 часов и выражалась в снижении уровня липидов (в пересчете на сухой вес) на 80 - 160% от уровня контрольных значений. Ответная реакция на внедрение непатогенного штамма (78-16 А. hydrophila) проявлялась к 24 часам, и уровень липидов (особенно запасных) снижался, а к 36 часам возвращался к значениям, составляющим 60 90% от контрольных показателей.

При исследовании динамики ЖК состава липидов крови годовиков карпа при контакте с аэромонадами разной патогенности обнаружены количественные различия, связанные с типом воздействующего фактора. Через 7 часов после внесения в воду аэромонад отмечено некоторое повышение относительной доли полиеновых кислот на фоне уменьшения насыщенных и моноеновых, более выраженное при воздействии высоковирулентного штамма. Через 24 часа обнаружено значительное снижение концентрации полиненасыщенных кислот, но количество арахидоновой (20:4) осталось более высоким у рыб, контактировавших с непатогенным штаммом (78-16). Увеличивалась доля моноеновых, главным образом 16:1 и 20:1 кислот. При 36-часовой экспозиции уровень длинноцепочечных ненасыщенных кислот резко увеличился за счет ДГК и, в меньшей степени, АК при снижении доли моноеновых кислот. При этом патогенный штамм (77-18) вызывал повышение концентрации ДГК в 6,5 раза, а непатогенный (78-16) - в 3,5 раза, хотя суммарное содержание полиеновых кислот было выше у рыб, находившихся в контакте с непатогенным штаммом.

Результаты исследований показали, что на уровне липидов крови ответные реакции карпов на начальном этапе взаимодействия с биотическим фактором (микроорганизмами) имеют общие черты, заключающиеся в снижении концентрации как суммарных липидов, так и их составляющих -мембранных и запасных липидов, а также доли, входящих в их состав

полиненасыщенных ЖК, вне зависимости от типа (вида микроорганизма) и силы (степень патогенности) воздействующего фактора. Это свидетельствует в пользу того, что на уровне липидного метаболизма ответная реакция рыб на прессинг микробиологического биотического фактора носит неспецифический характер.

4.3.5. Влияние гельминтов на липидный статус тканей рыб

Показано, что инвазия рыб гельминтами сопровождается значительными изменениями в содержании липидов их тканей. В органах зараженных рыб уменьшается содержание общих липидов. Инвазирование плероцеркоидами D \ogeli печени колюшки вызывает снижение в ней уровня суммарных липидов до 25% против 31% в незараженной ткани. Аналогично этому количество общих липидов в печени налима при заражении плероцеркоидами D. latum уменьшается с 60 до 54%. Совместное парази-тирование в печени налима личиночных форм D latum и Т. nodulosus приводит ее к особенно сильной "делипидизации" - с 60 до 31% в сухом веществе ткани. Снижение концентрации суммарных липидов в зараженных тканях рыб происходит преимущественно за счет уменьшения доли структурных липидов - фосфолипидов. Так, в печени колюшки в результате инвазии плероцеркоидами D vogeli, уровень фосфолипидов снижался на 21%, у налима при заражении личинками широкого лентеца - в 1,1 раза, а при совместном паразитировании D. latum и Т. nodulosus - в 2,3 раза. Аналогичным образом заражение гельминтами сказывается и на липидном составе других тканей налима. Уменьшение доли суммарных липидов в мышцах и брыжейке происходило за счет такового фосфолипидов, однако достоверная разница (р < 0,05) показана только для мускулатуры рыб.

Таким образом, ответной реакцией рыб на воздействие таких биотических факторов, как микроорганизмы или гельминты, является снижение уровня суммарных липидов, главным образом, за счет уменьшения доли их фосфолипидной компоненты. Уменьшение концентрации фосфолипидов в тканях обнаруживается также и при длительном воздействии разнообразных абиотических факторов (Лизенко и др. 1972; Лизенко, 1973; Шульман, 1978; Яржомбек, Пинчуков, 1979; Богдан, 1986). Все эти сведения дают основание думать, что обнаруженный феномен является универсальной неспецифической ответной реакцией организма рыб на воздействие факторов окружающей среды

4.4. Белки и пептиды рыб при действии различных факторов

4.4.1. Белковый состав сыворотки крови и гепатопанкреаса карпа

при аэромонозе

У двухлеток карпа исследовано изменение белкового состава сыворотки крови при бактериальном заражении штаммом 77-18 A. sobria. В белковом спектре методом диск-электрофореза выявлялось до 20-24 белковых полос. Они условно были разделены на 5 групп в соответствии с общепринятой классификацией (Маурер, 1971). У инфицированных карпов, как и у контрольных, не выявлено качественных различий в белковых составах п течение всего периода наблюдений При развитии инфекции наблюдались

количественные изменения. Концентрация альбуминов оставалась без изменений первые 24 часа, затем снизилась почти в 2 раза (табл. 8), что, вероятно, связано с интоксикацией гепатопанкреаса карпа, в котором синтезируются альбумины, продуктами жизнедеятельности аэромонад. В зоне трансферринов (фракция 2) уровень белка снизился на 40% уже через -24 часа после инъекции аэромонад. В зоне р- и у-глобулинов отмечено увеличение концентрации белков до 4-кратного.

Таблица 8

Динамика относительного содержания белка во фракциях сыворотки крови

карпа, зараженных аэромонадами (М ± ш, п = 16)

Номер фракции Время с момента заражения, час

0 24 48

1 6,3 ± 2,2 6,4 ± 0,4 2,9 ±0,2

2 59,9 ±4,6 41,9 ±4,5 43,8 ± 2,9

3 14,4 ± 0,6 20,7 ± 2,5 24,3 ± 2,3

4 3,5 ± 0,2 14,4 ±0,7 13,6 ± 1,8

5 14,8 ±1,0 14,9 ±0,9 15,9 ±0,8

В гепатопанкреасе в зоне быстро мигрирующих зон во всех исследованных образцах выявлялось 3 фракции с подвижностью, соответствующей альбуминам в сыворотке крови, что было подтверждено электрофорезом соответствующего метчика. Концентрация белка в этих зонах первоначально (контроль) составила 4,5±0,7% (п=-16), а через 48 часов после заражения снизилась до 2,9±0,3%. Эюг факт свидетельствует об угнетающем действии продуктов жизнедеятельности микроорганизмов на белковый метаболизм в гепатопанкреасе карпа. В начальный момент взаимодействия аэромонад с карпами концентрация белков с подвижностью у-глобулинов была незначительной (не превышала 2%), а через 48 часов резко возросла и ее уровень приблизился к 10% от общею количества белка в экстракте. Подвижность этих белков совпадала с таковой белков фракции 4 в сыворотке крови. Также совпадала и динамика их относительного содержания. Очевидно, белки этой фракции, синтезированные в гепатопанкреасе, участвуют в орханизации пула р- и у-глобулинов в сыворотке крови. Вероятно, гепатопанкреас карпа участвует в развитии о1ветной реакции организма на воздействие биотического фактора, каковым являются для карпа патогенные аэромонады.

4.4.2. Белковый состав гепатопанкреаса карпа при ихтиофтириозе

Пресноводные рыбы являются для паразитической равноресничной инфузории 1сЫуорЫЫпи$ тиШрйш средой обитания. В аквакульгуре часто создаются условия для ее активного размножения.

Был проведен сравнительный анализ методом диск-электрофореза белкового состава гепатопанкреаса контрольных и контактировавших с ихтиофшриу-сом в течение недели годовиков карпа (количество трофонтов - 700-1000 на рыбу). Качественных различий между вариантами эксперимента не обнаружено. Выявлена количественная разница по некоторым фракциям. Так, уровень 1емоглобина, разделившегося в процессе электрофореза на 2 зоны, в каждой полосе у контрольных рыб был на уровне 9-10% от общего количества белка в

геле, а у зараженных особей относительное содержание гемоглобина во фракциях не превышало 6-7%. Белковая полоса, двигавшаяся сразу за гемоглобиновыми зонами, у здоровых годовиков представляла собой узкую полосу, окраска которой незначительно превышала фоновую. У пораженных инфузорией карпов эта фракция была хорошо выражена, ярко окрашена и сканировалась отдельным пиком на денситограмме. Концентрация белка в этой зоне достигала 4,5% от общего количества. Кроме этих отличий, хотелось бы обратить внимание на факт снижение уровня белков, подвижность которых соответствовала таковой альбуминов сыворотки крови. Полученные данные свидетельствуют о том, что биотические факторы среды, которыми для рыб являются микроорганизмы рода Леютопа.ч и инфузория рода 1сИ(уорИ(Итиз, вероятно, оказывают одинаковое токсическое воздействие на белковый метаболизм в гепатопанкреасе карпа, выразившиеся в изменении отмеченных выше фракций.

4.4.3. Влияние зимовки и активного плавания на количественное

распределение водорастворимых белков мускулатуры карпа

Условия аквакультуры являются для рыб неблагоприятным фактором окружающей среды антропогенного происхождения, так как в технологическом процессе рыборазведения существует немало негативных моментов, которые чаще проявляются в критические периоды жизненного цикла, например, при голодании в зимний период. Это обстоятельство наиболее актуально для южных видов, в том числе для карпа, которые введены в аквакультуру в средних широтах и севернее. Проведено исследование влияния зимовки и продолжительного вынужденного активного плавания на количественное распределение водорастворимых белков (миогенов) мускулатуры годовиков карпа.

Сравнительный анализ этих фракций выявил количественные изменения в относительном содержании белка, которые носили выраженный сезонный характер (табл. 9). В начальный период зимовки не выявлено каких-либо заметных отличий по относительному содержанию белка во фракциях миогенов между отдельными особями В январе проявилась некоторая разница в уровне белка во фракции 4 у "сильных" и "слабых". Различия между "сильными" и "слабыми" годовиками по концентрации белка во фракции 4 сохраняются с момента обнаружения в январе и до окончания зимовки в мае.

Таблица 9

Изменение концентрации главных фракций миогенов сеголеток карпа в процес-

Номера фракций Декабрь Январь Март Ап] рель Май

1 2 1 2 1 2

1 1,2 0,5 0,4 и 1,2 0,9 0,7 0,3

2 2,7 2,3 2,5 2,2 1,5 1,8 1,9 1,0

3 12,5 14,0 12,3 13,1 13,2 12,1 12,3 13,6

4 3,9 3,9 5,6 4,4 5,3 3,0 4,2 4,0

5 9,3 9,8 10,1 10,5 9,9 9,0 9,2 10,5

6 19,4 16,0 14,7 16,1 16,5 16,5 17,7 17,9

1 - "сильные", 2 - "слабые" Ошибка среднего (ш) не превышала ±10%

32

Изучение количественного состава миогенов годовиков карпа контрольной группы (спонтанное плавание) и находившихся в состоянии вынужденного активного плавания в потоке - показало, что тенденция увеличения уровня белков во фракции 4 у "активно плававших" рыб, сходна с вектором изменений, происходившим в комплексе миогенов в период зимовки у "слабых" карпов.

Из полученных нами результатов можно сделать вывод о том, что длительное вынужденное активное плавание, не характерное для карпа в естественных условиях, является выраженным негативным фактором, снижающим адаптивный потенциал, так как карп эволюционно не приспособлен к повышенным мышечным нагрузкам.

4.4.4. Влияние техногенного загрязнения на состав водорастворимых белков мускулатуры сига

С целью выявления изменений в белковых спектрах гканей рыб под влиянием комплекса тяжелых металлов (ТМ) было проведено изучение фракционного состава водорастворимых белков мускулатуры сигов. Исследована рыба, выловленная в водоемах с разным уровнем загрязнения ТМ на территории Мурманской области.

Сравнительный анализ миогенов сигов методом диск-электрофореза не показал качественных различий между вариантами эксперимента, обнаружены только количественные модификации спектра водорастворимых мышечных белков Исследования показали, что, изменения происходящие в мускулатуре сигов в условиях хронического воздействия высоких концентраций ТМ связаны с существенным увеличением концентрации белка практически во всех фракциях экстракта миогенов, выявляемых методом диск-электрофореза.

4.4.5. Влияние различных факторов среды на фракционный состав низкомолекулярных пептидов печени и мускулатуры различных видов рыб

Как известно (Замятнин, 1992), низкомолекулярные пептиды характеризуются чрезвычайно широким функциональным разнообразием. Тканевые пептидные пулы представляют собой элемент информационной системы организма, а изменение компонентного состава пептидов может рассматриваться как информационный сигнал о биохимическом статусе той или иной ткани (Карелин, 2003), что указывает на существенную роль низкомолекулярных пептидов в адаптивных реакциях организма.

4.4.5.1. Применение спектрофотометрии при 250 нм вместо метода Эллмана для заключения о наличии сульфгидрильных групп в пептидах при решении задач эколого-биохимического тестирования Сравнительное определение количества SH-rpynn методом Эллмана и по их оптической активности при 250 нм в тканевых пептидах окуня и плотвы продемонстрировало высокий уровень сходства динамики распределения оптической активности по фракциям пептидов, выявляемой этими методами.

3*ОС. НАЦИОНАЛЬНАЯ j I БИБЛИОТЕКА | СЯтиург I

____ ©» М акт I

л

\

4.4.5.2. Качественные и количественные вариации состава низкомолекулярных пептидов мускулатуры окуня и карася при аккумуляции разных концентраций ртути

Определение фракционного состава низкомолекулярных пептидов проведено у окуней и карасей, выловленных из озер Ярославской обл. и подвергнутых в аквариальном эксперименте хроническому воздействию солей ртути в разных концентрациях. Концентрация ртути в тканях окуней и карасей в конце эксперимента составила в контроле 0,31 ±0,02 и 0,54 ± 0,03 мг/кг, опыте - 0,59±0,05 и 1,21 + 0,04 мг/кг соответственно.

При сравнительном анализе пептидов мускулатуры окуней и карасей не выявлено видимых качественных различий в пептидном спектре. Характер изменения концентрации пептидов во фракциях в процессе эксперимента у окуней и карасей был различным (рис. 6).

5,7 5,3 3,1 2,9 1,8 1,7

5,7 5,3 3,1 2,9 1,8 1,7

Рис. 6. Изменение уровня пептидов во фракциях экстракта мускулатуры окуней (А) и карасей (Б) при интоксикации ртутью 1 - "исходная" точка, 2 - контроль, 3 - опыт, по оси ординат - экстинкция при 207 нм, по оси абсцисс - молекулярные массы фракций, кДа

0,6 0,4 0,2 0

1 Й

ГШ ■ I

ш

6 4,4 3,1 2,9 1,7 1,6

6 4,4 3,1 2,9 1,7 1,6

Рис. 7. Изменение уровня пептидов во фракциях экстракта мускулатуры окуней (А) и карасей (Б) при интоксикации ртутью I - "исходная" точка, 2 - контроль, 3 - опыт, по оси ординат - экстинкция при 250 нм, по оси абсцисс - молекулярные массы фракций, кДа

Различия между окунями и карасями найдены и в группе пептидов, оптически активных при 250 нм (рис. 7). Обнаруженные нами в ходе эксперимен-

\

та различия в изменении в мышцах окуней и карасей количественных показателей содержания низкомолекулярных пептидов как общей группы (207 нм), так и в группе компонентов, поглощающих при 250 нм, связаны, вероятно, с реакцией рыб на хроническую интоксикацию ртутью и свидетельствуют в пользу существования отличий, которые связаны с видовой спецификой и особенностями экологии этих видов.

4.4.6. Влияние факторов окружающей среды на состав низкомолекулярных пептидов мускулатуры окуней из естественных условий

Сравнительный анализ количественных вариаций фракций пептидов в мускулатуре окуней, отловленных в светловодных олиготрофных озерах Чучъярви (Карелия), Мотыкино (Дарвиновский заповедник) и темноводных мезотрофных озерах Вуонтеленъярви (Карелия), Дубровское и Змеиное (Дарвиновский заповедник) показал, что исследованные окуни имели как географические и половые особенности в реакции пептидного пула мускулатуры на процесс эвтрофикации, так и общие тенденции (рис. 9). Географические различия проявились во фракциях с Мм 6,0; 5,3 и 1,7 кДа. Тенденция в изменении концентрации пептидов у рыб из эвтрофицированных водоемов Дарвиновского заповедника в этих фракциях была противоположной таковой показателей рыб из аналогичных водоемов Карелии Региональное сходство и одновременно половые различия выявлены во фракциях с Мм 1,8 и 1,6 кДа. В первом случае одинаковая реакция была характерна для самцов из карельских озер и озер Дарвиновского заповедника, а во втором - для самок. Во фракциях с Мм 5,7 и 4,8 кДа в мускулатуре рыб из светлых или темных озер вне зависимости от региона вылова выявлена однонаправленность в изменении концентрации пептидов.

На наш взгляд, эти данные свидетельствуют о том, что изменение экологических условий водоема, связанное с нарастанием уровня эвтрофикации, вызывает у окуней ответную реакцию биохимических систем, в частности, белкового метаболизма, которая проявляется в вариации концентраций пептидов в разных фракциях, но, общим для данного вида рыб является изменение именно во фракциях с Мм 5,7 и 4,8 кДа.

4.4.6.1. Возрастные и половые вариации состава низкомолекулярных

пептидов мускулатуры окуней из озер Чучъярви и Вуонтеленъярви

Фракционный ссклав нгакомолекулярных пептидов мышц окуней обоих полов во всех возрастных группах качественно был идентичен. Самцы окуней из светловодного олиготрофного оз. Чучъярви (контрольный водоем) имели более высокий уровень пептидов во фракциях, чем таковые из темноводного ме-зотрофного оз. Вуонтеленъярви (опытный водоем). Возрастные количественные изменения в составе низкомолекулярных мышечных пептидов у окуней из Чучъярви в большинстве фракций отсутствовали. У рыб из оз. Вуонтеленъярви зарегистрирована отрицательная динамика уровня пептидов.

Сравнительный анализ концентраций пептидов во фракциях мускулатуры самок показал меньший по сравнению с самцами уровень различий между образцами из разных по экологическим условиям озер.

В мускулатуре самок двухлетнего возраста, выловленных из оз. Чучъярви, концентрация пептидов с молекулярными массами 4,6 и 1,8 кДа была в 5 - 8 раз выше, чем у самцов. В мышцах самок из более эвтрофицированного и загрязненного ртутью оз. Вуонтеленъярви выявлен более высокий по сравнению с самцами уровень пептидов во всех фракциях.

Полученные результаты свидетельствуют о том, что самцы, по-видимому, более чувствительны, чем самки, к ухудшению экологической ситуации в водоеме, которая в темноводном оз Вуонтеленъярви связана с усилением гумификации, повышением кислотности и, соответственно, с ростом концентрации водорастворимых форм ртуги по сравнению со светловодным оз. Чучъярви. Следует отметить, что в процессе сбора материала обнаружено преобладание самок в уловах из оз. Вуонтеленъярви.

4.4.6.2. Сравнительный анализ динамики изменения состава низкомолекулярных пептидов печени самцов и самок в возрасте 2+ из оз. Чучъярви и Вуонтеленъярви

Выявлены половые различия в реакции окуней в возрасте 2+ на экологические условия озер Чучъярви и Вуонтеленъярви. У самцов более существенная, чем у самок, разница выявлена в 6 фракциях из 11. А у самок значительное снижение концентрации пептидов относительно контроля выявлено во фракциях с Мм 6,9 и 5,7 кДа (в 21 и 35 раз, соответственно). Обращает на себя внимание факт 15-тикрагного роста уровня пептидов во фракции с Мм 5,0 кДа у самок из загрязненного водоема по сравнению с таковыми из чистого озера, что можно связать с ответной реакцией печени рыб на ухудшение экологической ситуации в воде.

Из результатов сравнительного исследования низкомолекулярных соединений пептидной природы печени окуней, выловленных из оз. Чучъярви и Вуонтеленъярви, следует вывод о том, что различные по степени комфортности экологические условия, такие как уровень трофности, закисление водоема и, следовательно, связанный с этим более высокий уровень накопления ртути в тканях, вызывают количественные изменения фракционного состава Данные, полученные для печени рыб-двухлеток, подтверждают вывод, полученный на мышцах, что самцы, по-видимому, более чувствительны к ухудшению экологической ситуации в водоеме, чем самки.

4.4.7. Влияние техногенного загрязнения водоемов на фракционный состав низкомолекулярных пептидов тканей рыб 4.4.7.1. Вариабельность состава пептидов печени сигов в условиях загрязнения тяжелыми металлами и флотореагентом

Для исследования были использована рыба, выловленная в осенний сезон в озерах на территории Мурманской области: оз. Куэтсиярви (постоянное воздушное за!рязнение тяжелыми металлами в результате деятельности медно-никелевого комбината в г. Никель); губа Белая озера Имандра (в жидких сбросах апатИ1-нефелиновой обогатительной фабрики г. Апатиты содержагся тяжелые металлы, а также технологический флотореагент). Озеро

Умбозеро в настоящее время не подвержено интенсивному загрязнению, поэтому образцы из этого водоема использовались в качестве контрольных (Лукин, Кашулин, 1991).

Фракционный состав пептидов при качественной стабильности имел выраженные количественные различия (рис. 8) Полученные результаты позволяют сделать предположение о том, что уровень ТМ п водоемах превысил некий пороговый уровень и стал достаточным для проявления четкого биохимического ответа в печени сигов на существенное ухудшение экологической ситуации в озерах, подвергшихся массированному техногенному прессу. В особенности это касается оз. Куэтсиярви, которое в настоящее время по мнению Н.А Кашулина с соавторами (Кашулин и др., 1999) является зоной экологического кризиса. Несмогря на существенные патоморфологические изменения, регистрируемые в органах рыб, численность сига в озере поддерживается на уровне, достаточном для существования популяции в целом Полученные результаты, на наш взгляд, свидетельствуют в пользу более высоких, чем представлялось ранее, адаптивных возможностей этой рыбы в условиях нарастания давления абиотических факторов техногенного происхождения Доля пептидов во фракциях экстракта из печени сигов, обитающих в губе Белой оз. Имандра, одинакова, но чаще была ниже чем в образцах не только из оз Куэтсиярви, но и контрольных значений Только во фракции с Мм 4,2 кДа она превалирует над этими вариантами в 1,4-2,9 раза.

мкг/мл ЕЗ1

Рис. 8. Концентрация пептидов во фракциях печени сига из водоемов с разной степенью загрязнения ТМ 1 - оз Умбозеро, 2-оз Куэтсиярви, 3 - оз Имандра, по оси ординат - концентрация пептидов, по оси абсцисс - молекулярные массы фракций, кДа

Исходя из принципа адекватности ответа можно было бы предположить более высокий уровень низкомолекулярных пептидов во фракциях у сш ов из губы Белой, чем у рыб из Умбозера, хотя на самом деле это не так. Обнаруженный феномен скорее всего связан с типом загрязнителей в сточных водах апатит-нефелинового обогатительного комплекса,

поступающих в губу. Эта вода содержит флотореагенты, которые могут состоять из разнообразных веществ органической природы, являющихся мощными детергентами. С одной стороны эти токсиканты препятствуют накоплению ТМ в организме рыб (поэтому нет выраженного ответа у сигов из губы Белой на повышенную концентрацию ТМ), а с другой -при растворении в воде превращаются в сильные мембранные яды, повреждающие не только клеточные стенки, но и внутриклеточный мембранный комплекс, что в результате может приводить к частичной блокировке разных звеньев белкового метаболизма, что мы и наблюдаем на сигах из губы Белой.

Косвенно более острая, чем на тяжелые металлы, реакция сигов на флотореагент подтверждается показателем соотношения оптических плотностей О25(Д>280 (АУооёууоЛИ, Равсое, 1983), используемым для измерения относительной концентрации металлогионеинов в тканях рыб, в двух фракциях пептидного экстракта с Мм 4,2 и 2,7 кДа (табл. 10). Максимальные значения этого параметра показаны для пептидного экстракта печени сигов из губы Белой, хотя уровень меди, никеля и цинка в которой был ниже, чем в Куэтсиярви.

Таблица 10

Соотношение оптических плотностей (Р2;р/Р28о ) пептидов печени сига

Исследованный водоем Молекулярные массы фракций

4,2 кДа 2,7 кДа

Умбозеро 1,7 1,7

Куэтсиярви 2,8 7,0

губа Белая оз Имандра 11,4 11,5

4.4.7.2. Сравнительный анализ фракционного состава низкомолекулярных пептидов мускулатуры плотвы и щуки из Каскесозера и хво-стохранилища Костомукшского ГОКа

Источником загрязнения Костомукшского ГОКа являются, главным образом, техногенные воды системы оборотного водоснабжения. Главной особенностью их ионного состава следует считать аномально высокое содержание калия (129±9 мг/мл - превышение фоновой концентрации в 40 раз), которое мало менялось с течением времени. Кроме калия в воде хвостохранилища превышены предельно допустимые концентрации для рыбохозяйственных водоемов по сульфатам и литию. Необычной является величина отношения эквивалентных концентраций К:Ыа, равная 5,62 в 1998 г., а также преобладание группы щелочных металлов над щелочноземельными (2,3:1) (Лозовик и др., 2001), что приводит к заметному заще-лачиванию воды (рН - 8-8,5).

В составе низкомолекулярных пептидов, экстрагированных из мышц плотвы из чистого водоема в большинстве фракций уровень пептидов был выше, чем у рыб из загрязненною. Во фракциях с Мм 3,3±0,2 и 1,7±0,1 кДа уровень различий был очень высоким (20 - 100 раз). А во фракциях с Мм 4,2 и 2,1 кДа концентрация пептидов у особей из хвостохранилища была в 5 - 7 раз выше, чем у таковых из контрольного озера.

Анализ оптической плотности при 250 нм показал очень низкую оптическую активность пептидов на этой длине волны у плотвы из хвостохранилища по сравнению с рыбами из контрольного водоема. Кратность различий между вариантами эксперимента по разным фракциям составляла 1,4 - 22 раза.

У щук из контрольного водоема концентрация пептидов в мышцах в низкомолекулярной части спектра была выше, чем у таковых из загрязненного водоема в 2,2 - 5,2 раза (фракции с Мм 4,4; 4,2; 2,2 и 2,1 кДа). В высокомолекулярной части спектра (фракции с Мм 4,8 - 5,7 кДа) у щук из Каскесозера выявлено в 1,1 - 3,6 раза меньше пептидов, чем у таковых из хвостохранилища. Наиболее сильные отличия выявлены во фракции с Мм 3,7 кДа. У рыб из загрязненного водоема концентрация пептидов была в 79 раз выше, чем у особей из чистого.

Анализ компонентов пептидного пула мускулатуры щук при 250 нм показал, что в мышцах рыб из хвостохранилища, во всех фракциях уровень оптически активных на этой длине волны соединений был в 1,6 - 6 раз выше, чем у особей из Каскесозера.

Полученные результаты по нашему мнению, свидетельствуют о неблагоприятном воздействии на белковый метаболизм плотвы гидрохимического состава водной среды, сложившегося в хвостохранилище Костомукшского ГОКа. Щуки, в отличие от плотвы, оказались более толерантными. Суть разного характера ответной реакции этих рыб на тип загрязнения, существующий в данном водоеме не вполне понятна и, возможно, кроется в экологической специфике исследованных видов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Основной целью настоящей работы было выяснение особенностей изменений в липидных и белковых составах у эктотермных организмов разной организации - прокариотов (микроорганизмов) и эукариотов (гельминтов, рыб), под действием различных факторов окружающей среды абиотического (температура), биотического (взаимодействие рыб с паразитическими организмами) и антропогенного происхождения.

Эктотермные (пойкилотермные) организмы в большей степени, чем эндотермные (гомойотермные), зависимы от особенностей среды. Необходимость приспосабливаться к постоянно меняющимся условиям среды сформировала в процессе эволюции у эктотермов способность адекватно реагировать на колебания экологических факторов путем использования различных биохимических адаптивных механизмов. Одним из таких механизмов является количественная вариабельность липидного состава. Именно липиды в силу особенностей химического состава, жидкокристаллической структуры молекул наилучшим образом подходят на роль главных участников адаптивных реакций на биохимическом уровне. Недаром Е.М. Крепе (1981) называл липиды "молекулами адаптации". Как показали исследования проведенные нами и другими авторами на эктотермных организмах разного уровня организации, их липидный состав отличается высоким уровнем вариабельности под действием разнообразных

факторов среды. В частности, нами обнаружены изменения в липидных спектрах микроорганизмов сем. Vibrionaceae, связанные с определенной экологической приуроченностью - обитанием в воде или полости тела рыбы. Выявлены различия между штаммами микроорганизмов, собранными в разных географических зонах. Учитывая темпы размножения бактерий и, соответственно, скорость, с которой масса генетических вариантов вступает в поле эволюционных преобразований, логично прогнозировать нивелировку количественных липидных соотношений в процессе продолжительного культивирования штаммов в лабораторных условиях. Тем не менее, полученные нами данные показывают, что количественная вариабельность липидных спектров у разных штаммов имеет отличия, определяемые спецификой той среды, из которой микроорганизмы были выделены, несмотря на выращивание в стандартизированных условиях. Это можно объяснить с позиций биохимической преадаптации липидных спектров бактерий к условиям существования, постулирующей, что количественная изменчивость липидных фракций колеблется в границах, закрепленных в процессе эволюции естественным отбором и контролируется геномом. Если генетически закрепленные границы вариабельности не выходят за пределы нормы реакции генов, отвечающих за метаболизм липидов и не нарушают нормальной жизнедеятельности бактериальной клетки в новых условиях, например, при культивировании на искусственных средах, то они, по-видимому, продолжают поддерживаться естественным отбором, что косвенно подтверждается нашими исследованиями.

Эффект преадаптации обнаруживается и при исследовании состава жирнокислотных радикалов липидов Количественные соотношения жирных кислот изменяются под влиянием различных факторов, среди которых главным фактором является термический режим среды обитания. Несмотря на то, что процессы жизнедеятельности у пойкилотермных организмов сохраняются при температурах от -50 до +100°С (Озернюк, 1992), подавляющее большинство эктотермных животных адаптировано к термическому режиму, изменяющемуся от 0 до +45°С. При этом каждый вид обычно характеризуется определенным эволюционно сформированным диапазоном термотолерашности. Исследованные нами представители сем. Vibrionaceae - это обычный микробиологический компонент водных биоценозов. Они являются факультативными психрофилами и обитают при температурах от 0 до +30°С. Проведенные нами исследования показали, что жирнокислотные спектры у микроорганизмов вида Vibrio anguillarum в значительной степени преадаптированы к термическому режиму региона обитания того или иного штамма. Информация о температурнозависимой специфике количественных соотношениях жирных кислот может, по-видимому, сохраняться неопределенно долго в геноме этих бактерий, поскольку не элиминируется при продолжительном лабораторном культивировании штаммов в стабильных условиях.

В настоящее время общепризнанна аксиома о соответствии степени ненасыщенности жирнокислотных радикалов липидов температуре внутренней среды организма (Крепе, 1981). Однако полученные в этой работе данные

работе данные свидетельствуют о существовании у исследованных нами эктотермных эукариотов (гельминтов и рыб) отклонений от данно] о постулата, заключающиеся в несоответствии количественных соотношений пула ненасыщенных жирных кислот в тканях реальному термическому режиму, которое, по нашему мнению, связанно с эффектом преадаптации. Существование феномена биохимической преадаптации количественных соотношений жирнокислотного пула липидов представляется совершенно необходимым для тех групп организмов, онтогенез которых сопряжен с очень быстрой, по сути мгновенной, сменой термических условий внешней среды. Например, у некоторых видов паразитов со сложным циклом развития чередование стадий сопровождается последовательной сменой сред, резко различающихся по температуре (холоднокровные и теплокровные хозяева). Например, состав жирных кислот у преимагинальных стадий цестод подотряда 01рИу11оЬо1кпа1а, развивающихся в холоднокровных хозяевах, в значительной мере соответствует температурам не промежуточных (рыбы -10-15°С), а дефинитивных хозяев (птиц и млекопитающих - 40°С), то есть по этому биохимическому показателю инвазионная личинка преадаптирована к будущему термическому режиму среды обитания. Ранее рядом исследователей был установлен факт высокой ненасыщенности жирнокис-лотных радикалов тотальных липидов у ленточных гельминтов, паразитирующих у теплокровных позвоночных, не т всчающий вышеуказанной аксиоме. Нами на имагинальных стадиях цестод р. йгрИуНо-Ьо1Игшт было установлено, что кажущееся несоответствие связано с преадаптацией количественных соотношений жирнокислотных спектров к низкой температуре будущей среды обитания у половых продуктов, синтезируемых в колоссальных количествах, поскольку существование этих видов ленточных гельминтов в природе обеспечивается путем реализации г-стратегии.

Для пресноводных рыб умеренных и северных широт России полигон термотолерантности ограничен значениями температур приблизительно от 0 до +25-38°С (Голованов и др., 1997). Размножение является уязвимым процессом, поскольку происходит в более узком термическом диапазоне, чем это необходимо для питания, роста и развития (Бигон и др., 1989). В процессе эволюции у рыб на уровне липидного обмена выработались механизмы согласования процесса воспроизводства со специфичными для каждого вида температурными условиями размножения, одним из которых является преадаптация состава жирных кислот липидов генеративных тканей. Например, у карпа (нижний предел температуры размножения +17-18°С) жирнокислотный состав икры перед нерестом становится более насыщенным, чем таковой соматических органов, а у озерного лосося (верхний лимит - +7°С) ненасыщенность липидов икры начинает превышать таковую других тканей.

Липиды, как "молекулы адаптации", участвуют в ответных реакциях организма на воздействие различных факторов среды абиотической и биотической природы у всех живых существ - прокариотов и эукариотов, эктотермных и эндотермных организмов путем альтерации жирнокислотного

компонента. Нами установлено, что у рыб при взаимодействии с биотическими факторами среды (паразитические про- и эукариоты) адаптивные реакции различного временного масштаба сопряжены в значительной мере с вариацией количественных соотношений эйкозапентаеновой (С205) и докозагексаеновой (С22б) кислот в тканевых липидах в отличие от таковых теплокровных млекопитающих, для которых в аналогичной ситуации характерна модуляция уровня арахидоновой (С2см) кислоты.

В отличие от липидов, набор белков с молекулярными массами 10 -200 кДа исследованных нами методами гель-хроматографии и диск-электрофореза видов прокариотов и некоторых групп эктотермных эука-риотов отличались высокой качественной стабильностью. На рыбах также продемонстрирована низкая количественная вариабельность этих соединений. По-видимому, высокомолекулярные полипептиды должны быть отнесены к группе веществ, слабо реагирующих на быстрые изменения экологической обстановки в окружающей среде, потому что именно на белки эволюцией возложена задача поддержания постоянства функционирования метаболических систем организма в нестабильных внешних условиях. Это фундаментальное свойство белковых молекул было использовано нами при выделении из высоко вирулентного штамма аэромонад группы белков с молекулярными массами 50-70 кДа и создании на их базе эффективной биохимической вакцины против бактериальной геморрагической септицемии карповых и лососевых рыб, стимулирующей высокий протективный эффект также при фурункулезе, вибриозе и интоксикации Т2-микотоксином.

При сравнительном изучении белковых составов гельминтов от холоднокровных и теплокровных позвоночных и их хозяев получены данные, свидетельствующие в пользу гипотезы В .Я. Александрова (1975) о конформационном соответствии белков температуре окружающей среды, а именно: процесс эволюционной адаптации видов при освоении экологических ниш с разными температурными условиями сопровождается изменением размеров белковых молекул -уменьшением при высоких температурах или увеличением при низких.

В наших исследованиях была выявлена высокая чувствительность состава низкомолекулярных пептидов к воздействию разнообразных внешних факторов (включая наиболее часто встречающиеся загрязняющие вещества), что позволяет рекомендовать качественный и количественный анализ фракционного состава этих веществ в качестве одного из информативных показателей для системы эколого-биохимического мониторинга и тестирования водоемов Несомненно полезным может быть такой подход при установлении токсичности промышленных стоков, выявлении основных загрязнителей, оценке физиологического состояния гидробионтов в водоемах, испытывающих антропогенную нагрузку.

Таким образом, проведенные исследования подтверждают факт, что в основе взаимоотношений организма и среды лежат биохимические адаптационные механизмы, в реализации которых липиды и соединения пептидной природы (белки и олигопептиды) играют важную роль. Изучение

биохимических особенностей приспособительных реакций на уровне метаболизма липидов и белков позволяет глубже понять такое фундаментальное свойство живых существ, как персистенция в сильно изменчивых условиях среды обитания.

ВЫВОДЫ

1. Показан эффект биохимической преадаптации количественных соотношений жирнокислотных радикалов липидов к будущему термическому режиму среды обитания у эктотермных организмов разной организации от прокариот (микроорганизмов) до низших позвоночных эукариог (рыб), обитающих в средах с высокой вариабельностью температурных условий, либо онтогенез которых связан со сменой условий резко различающихся по температуре.

2. На разных группах микроорганизмов из сем. УЛгюпасеае (подвижных и неподвижных аэромонадах, вибрионах, псевдомонадах), типичных представителях бактериальной флоры водоемов, подтвержден факт таксономической значимости состава тотальных липидов, установленный ранее для других видов бактерий. Различия по липидным спектрам между исследованными микроорганизмами связаны также и с феноменом преадаптации к условиям окружающей среды, из которых они были изъяты, и сохраняются при длительном культивировании в лабораторных условиях.

3. Выявлена экологическая вариабельность состава жирных кислот у аэромонад, псевдомонад и вибрионов, но ее размах незначителен, поэтому количественная характеристика жирнокислотных спектров может быть использована как дополнительный хемотаксономический критерий родового ранга. Обнаружено, что долевое распределение между кислотами (в пределах таксономических границ), отражает, подобно составу тотальных липидов, экологическую приуроченность вида

4 Сравнительный анализ электрофорешческих белковых спектров 73 штаммов бактерий р. Аеготопая, собранных в разных регионах России и Молдавии, показал, что набор белков с М.м. ниже 30 кДа является таксономической особенностью этого рода. Видовыми характеристиками являются качественные и, в основном, количественные различия в группе белков с М.м. 30-60 кДа.

5. Обнаружено, что вирулентность подвижных аэромонад связана с комплексом биохимических признаков, а именно: более высоким по сравнению с непатогенными или слабопагогенными штаммами уровнем нечетных жирных кислот в липидах, протеолитической активностью в широком диапазоне рН, концентрацией белков с молекулярными массами 30-60 кДа. Экспериментальное использование препаративно выделенного набора белков с М.м. 30-60 кДа в качестве протективных антигенов стимулировало у рыб развитие защиты против аэромонад. На базе этих исследований была создана поливалентная бесклеточная вакцина, показавшая высокую эффективность не только при бактериальной геморрагической сешицемии, вызываемой подвижными аэромонадами, но и при фурункулезе и вибриозе лососевых, энтеросептических инфекциях смешанной этиоло! ии, а также при отравлении Т2-микотоксином.

6. На разных уровнях (тканевом и мембранном) у гельминтов, паразитирующих у экто- и эндотермных позвоночных, показана четкая зависимость количественного состава жирных кислот суммарных липидов паразитов от температуры внутренней среды хозяев и подтвержден постулат о соответствии степени ненасыщенности липидов биомембран клеток окружающей температуре, абсолютно необходимом для эктотермных организмов, подавляющее большинство видов которых полностью зависит от термического режима среды обитания.

7. Показано, что фракционный состав водорастворимых тканевых белков гельминтов и их хозяев, определяемый методами гель-хроматографии и электрофореза, отражает таксономическую специфику. У паразитов и позвоночных, образующих систему "паразит-хозяин" существует сходство по физико-химическим свойствам белковых фракций, определяемое сопряженной эволюцией сочленов системы. Между "низкотемпературной" и "высокотемпературной" системами "паразит-хозяин" выявлены различия, которые связаны с термических режимом внутренней среды исследованных организмов (уменьшение молекулярных масс белков, увеличение числа быстро мигрирующих компонентов) и подтверждают гипотезу о том, что эволюционный процесс направлен на поддержание соответствия конформационной гибкости белковых молекул температурным условиям существования вида через модификацию их строения.

8. Показано, что у рыб в процессе развития генеративных тканей количественный состав жирных кислот в липидах половых продуктов формируется в соотношениях, которые соответствуют генетически детерминированному диапазону термотолерантности воспроизводства, и в определенной степени, в отличие от такового соматических тканей, независим от реальных температурных условий, а преадаптирован к температуре размножения, специфичной для того или иного вида.

9. Адаптации рыб на уровне липидного и белкового метаболизма к воздействию биотических факторов среды (микроорганизмы, паразитические эукариоты) реализуются через быструю количественную вариабельность основных фракций тотальных липидов и входящих в их состав жирных кислот, главным образом арахидоновой, эйкозапентаеновой и докозагексаеновой. Изменения в белковых спектрах происходят при длительном влиянии биотических факторов.

10. Установлено, что у рыб набор тканевых низкомолекулярных пептидов в диапазоне молекулярных масс 1-10 кДа имеет половую и таксономическую специфику, а их количественная вариабельность зависит от действия разнообразных факторов окружающей среды. Показано, что низкомолекулярные пептиды участвуют как в быстрых ответных реакциях организма на изменение условий внешней среды, так и при адаптациях к хроническому влиянию тех или иных факторов. Количественные модификации фракционного состава тканевых низкомолекулярных пептидов можно использовать как дополнительный индикатор состояния гидробионтов при эколого-биохимическом мониторинге и тестировании водоемов.

СПИСОК ОСНОВНЫХ РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Смирнов Л.П., Немова Н.Н. Сравнительная оценка белковых спектров печени и мускулатуры рыб, птиц и млекопитающих, получаемых методом диск-электрофореза в полиакриламидном геле // Сравнительная биохимия рыб и их гельминтов. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1977. С 85-92.

2 Смирнов Л.П. Гель-хроматография белков печени и мышц некоторых позвоночных животных // Сравнительная биохимия рыб и их гельминтов, Петрозаводск Карельский филиал АН СССР. 1977. С. 92-99.

3 Смирнов Л.П , Богдан В.В. О липидном составе некоторых тканей песцов в норме и при дифиллоботриозе // Новое в физиологии и биохимии пушных зверей Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1977. С. 115-118.

4. Смирнов Л.П., Сидоров ВС. Сравнительное изучение белковых составов цестоды Euhothrium crassum и некоторых органов ее хозяина - иалии Salvelinus lepechini Gmelin методом гель-хроматографии // Экологическая биохимия животных Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1978 С 46-53.

5 Смирнов Л.П, Сидоров В С. Жирнокислотный состав цестод Eubothrium crassum и Diphyllobothrium dendriticum // Паразитология, 1979 Т. 13. N5. С.522-529.

6 Сидоров В.С , Смирнов Л П. Жирнокислотный состав некоторых гельминтов холоднокровных и теплокровных позвоночных //Ж. эвол. физиол. и биохимии. 1980. Т. 16, N6. С. 551-555.

7. Смирнов Л П., Сидоров B.C. Изучение белкового состава цестод Eubothrium crassum и Diphyllobothrium dendriticum методами гель-хроматографии и диск-электрофореза // Сравнительные аспекты биохимии рыб и некоторых других животных. Петрозаводск. Карельский филиал АН СССР. 1981 С. 80-87.

8 Смирнов Л.П. Гель-хроматография и диск-электрофорез белков гельминтов // Сравнительные аспекты биохимии рыб и некоторых других животных, Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР 1981. С. 87-103.

9 Смирнов Л П Липиды гельминтов //Экология паразитических организмов в биогеоценозах Севера. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1982. С. 128-145

10 Смирнов Л.П , Богдан В В Сравнительное изучение липидных составов некоторых цестод и их хозяев // Экология паразитических организмов в биогеоценозах Севера. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР 1982. С. 145-151

11 Смирнов Л.П., Сидоров B.C., Болгова О М , Гурьянова С Д. К вопросу о качественной и количественной изменчивости жирнокислотных спектров эктотермных животных // Генетика промысловых рыб и объектов аквакультуры, М.' Легкая и пищевая пром-сть. 1983. С. 43-47.

12 Смирнов Л.П. Сравнительное изучение белкового состава мембран лизосом Eubothrium crassum и печени хозяина - палии Salvelinus lepechini - методом электрофореза в полиакриламидном геле // Сравнительная биохимия водных животных Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1983 С. 150-154.

13 Смирнов Л П Диск-электрофорез белков мыши карпа // Сравнительная биохимия водных животных. Петрозаводск. Карельский филиал АН СССР 1983. С 155-159

14 Смирнов Л П., Сидоров B.C. Сравнительное изучение белковых спектров цестод и их хозяев методами гель-хроматографии и диск-электрофореза // Паразитология 1984. Т. 18, N3. с. 430-435.

15 Высоцкая Р.У., Смирнов Л.П, Ванятинский В.Ф. Влияние инвазии ихтифтириуса на белковый состав и активность лизосомальных ферментов годовиков карпа // Биохимия молоди пресноводных рыб Петрозаводск' Карельский филиал АН СССР. 1985. С. 40-44.

16. Смирнов ЛП. Применение двойного окрашивания гелей после диск-электрофореза для количественного определения белка на денситометре "Хромоскан" // Биохимия молоди пресноводных рыб Петрозаводск Карельский филиал АН СССР. 1985. С. 85-88.

17. Смирнов Л.П Влияние зимовки и активного плавания на количественное распределение водорастворимых белков мускулатуры сеголеток карпа // Биохимия молоди рыб в зимовальный период, Петрозаводск' Карельский филиал АН СССР 1987. С. 46-49.

18. Смирнов Л П. Юхименко Л H Временные методические рекомендации по сравнительному анализу штаммов аэромонад методом электрофореза в полиакрила-мидном геле в присутствии додецилсульфата натрия // ВНИИПРХ, 1988. 14 с.

19 Smimov L Р Biochemical aspects of helminth adaptation to host temperature // Parasites of freshwater fishes of North-West Europe, Petrozavodsk. 1989. P 145-153

20. Смирнов Л.П Богдан B.B Лизосомы цестод // Паразитология. 1989 Т. 23, N3 С.260-263.

21. Сидоров В С, Высоцкая Р.У, Смирнов Л.П., Гурьянова С.Д. Сравнительная биохимия гельминтов рыб'Аминокислоты, белки, липиды Л Наука 1989.152 с

22 Смирнов Л П , Тойвонен Л В Анализ сывороточных белков карпа методом электрофореза в гомогенном и градиентном полиакриламидном гелях // Биохимия эк-то- и эндотермных организмов Петрозаводск' Карельский филиал АН СССР 1989 С. 144-148

23 Богдан В В , Смирнов Л П , Рипатти П О Сравнительный анализ жирнокислотных спектров бактерии Aeromonas hydrophyla, выращенной на разных средах // Биохимия экто- и эндотермных организмов Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1989. С 75-79

24. Смирнов Л.П., Юхименко Л.Н. Белковые спектры различных штаммов аэромонад // Биохимия экто- и эндотермных организмов в норме и при патологии Петрозаводск' Карельский научный центр АН СССР 1990. С. 111-115

25 Богдан В.В , Смирнов Л.П Изменение фосфолипидного состава крови у разных по физиологическому состоянию карпов при аэромонозе // Биохимия экто- и эндотермных организмов в норме и при патологии Петрозаводск: КНЦ АН СССР, 1990. С. 116-120

26 Богдан В.В , Головина H А , Смирнов Л.П., Юхименко Л.Н Влияние аэромонад-ной инфекции на фосфолипиды крови годовиков карпа // Сборник научных трудов. Болезни рыб. M.- ВНИИПРХ. 1991 Вьгп 63 С. 33-39.

27 Богдан В В., Смирнов Л.П., Крупнова М.Ю., Немова Н.Н, Юхименко Л.Н Динамика некоторых биохимических показателей крови карпа при аэромонадной и псевдомонадной инфекции // Эколого-популяционный анализ паразитов и кровососущих членистоногих. Петрозаводск: Карельский научный центр АН СССР, 1991. С 75-81

28. Смирнов Л.П , Юхименко Л.Н Изменение белковых спектров в некоторых тканях карпа при экспериментальном аэромонозе // Биохимические особенности болезней рыб Петрозаводск'Карельский научный центр АН СССР, 1991 С. 84-89.

29. Кирилюк С.Д., Смирнов Л.П. Электрофоретические спектры водорастворимых белков мышц сигов из различных районов Кольского полуострова // Биологические исследования растительных и животных систем. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН. 1992. С. 124-130.

30. Кирилюк С.Д , Смирнов Л.П. Влияние различных факторов окружающей среды на белковый и полипептидный состав различных тканей рыб. I. Исследование методом жидкостной хроматографии // Биохимические методы в экологических и токсикологических исследованиях. Петрозаводск: КНЦ РАН. 1993. С. 41-46.

31 Кирилюк С.Д., Смирнов Л.П. Влияние различных факторов окружающей среды на белковый и полипептидный состав различных тканей рыб. II. Исследование электрофоретическими методами // Биохимические методы в экологических и токсикологических исследованиях. Петрозаводск: КНЦ РАН, 1993. С. 47-52.

32 Смирнов Л.П. Влияние экологических факторов на белковый состав эктотермных животных // Теоретические аспекты экологической биохимии. Петрозаводск: КНЦ РАН. 1993. С. 139-146.

33. Смирнов Л.П., Кирилюк С.Д. Влияние загрязнения окружающей среды на фракционный состав низкомолекулярных пептидов из различных тканей сигов // Изв. РАН, сер. биол. 1994. N4. С. 617-622.

34. Немова H.H., Смирнов Л.П, Крупнова М.Ю., Сидоров B.C. Активность протеиназ лизосом в тканях карпа при аэромонозе // Прикл. биохимия и микробиология. 1994. Т. 30, N3. С. 454-457.

35. Смирнов Л.П., Богдан В.В. Жирнокислотный состав лизосомальных мембран цестод Eubothrium crassum и Diphyllobothnum dendriticum II Паразитология. 1992 Т. 26, N3, с. 234-239.

36 Смирнов Л.П., Богдан В.В. Влияние температуры хозяина на жирнокислотный состав общих и лизосомальных мембранных липидов цестод Eubothrium crassum и Diphyllobothrium dendriticum II Ж. эвол. физиол. и биохимии. 1995. Т. 31, № 3. С. 11-13.

37. Смирнов Л.П., Богдан В.В. Влияние термошока на лиггидный состав плероцеркоидов некоторых цестод // Паразитология. 1997. Т. 31, вып. 6. С. 543-551.

38. Юхименко Л.Н., Смирнов Л.П., Викторова В.Ф., Богдан В.В., Немова H.H. Штамм бактерии AEROMONAS SOBRIA - продуцент протективного антигена // Патент (19) SU (11) 1839458 Al (51) 5 С 12 N1/20, А61К 39/02. 23.01.1995.

39. Юхименко Л.Н., Смирнов Л.П. Вакцина для профилактики бактериально-геморрагической септицемии рыб // Патент (19)RU (11) 2080874 (13)С1 (51) 6 А61К39\02 Бюлл. №16. 10.06.1997.

40. Богдан В.В., Смирнов Л.П., Сидоров B.C. Жирнокислотный состав бактерии Vibrio anguillarum // Прикладная биохимия и микробиология. 1998. Т. 34, № 2. С. 183-185.

41. Smirnov L.P., Bogdan V.V. The phenomenon of the temperature preadaptation of fatty acids spectra of lipids of some cestodes // Karelia and Norway, the main trends and prospects of scientific cooperation. Petrozavodsk. 1997. P. 51-54.

42 Юхименко Л.Н., Койдан Г.С., Гусева H.B., Смирнов Л П. Специфическая профилактика бактериальной геморрагической септицемии (аэромоноза) рыб // Рыбное хозяйство, серия Аквакультура (информационный пакет), вып. 2. М.. ВНИЭРХ. 1998. С. 14-21.

43. Богдан В В., Смирнов Л.П., Сидоров B.C. Влияние аэромонад разной патогенности на жирнокислотный состав фосфолипидов карпа // Прикладная биохимия и микробиология. 1999. Т. 35, № 2. С.236-238.

44 Богдан В.В, Смирнов Л.П Влияние аэромонадной инфекции на мембранные липиды некоторых тканей питающихся и голодающих годовиков карпа Cyprinus carpio // Вопросы ихтиологии. 2000. Т. 40, № 1 С 128-132.

45 Смирнов Л П , Богдан В.В., Немова Н.Н, Юхименко Л Н Цитоплазматическая белковая вакцина против бактериальной геморрагической септицемии (аэромоноз) рыб // Прикладная биохимия и микробиология 2000. Т.36, №5. С. 592-596

46. Богдан В.В., Смирнов Л.П , Немова Н.Н., Крупнова М.Ю , Юхименко Л.Н. Сравнительное изучение некоторых биохимических показателей у патогенного и непатогенного штаммов аэромонад // Известия АН. Серия биологическая. 2000. № 5 С 533-537.

47 Суховская И В., Смирнов Л.П , Немова Н Н, Комов В Т Влияние ртути на фракционный состав низкомолекулярных пептидов мускулатуры окуней Perca fluvi-atrfis L // Вопросы ихтиологии, 2001 Т.41, №5. С. 699-703.

48 Suhovskaya I.V., Smirnov L.P, Nemova N.N., Ostashkova V.V. The effect of mercury salt on low-molecular peptide composition of rat tissues // Proceedings Book of 3rd international symposium on trace elements in human: new perspectives. Athens, Greece. 2001 P. 106-114.

49 Богдан В.В , Смирнов Л.П. Сидоров В С. Липидный состав лимфоцитов крови карпа при бактериальной инфекции // Прикладная биохимия и микробиология. 2002. Т. 38, №2. С. 190-193.

50. Nemova N.N., Bogdan V.V., Gurjanova SD., Smirnov L.P., Krupnova MYu ct al. Effect of mercury and water acidification on fish biochemical status // Modern Problems of Bioindication and Biomonitoring. Syktyvkar. 2003 P. 308-318.

51. Богдан B.B., Смирнов Л.П, Немова Н.Н., Крупнова М.Ю. Биохимическая характеристика разных по патогенности штаммов аэромонад // Прикладная биохимия и микробиология. 2003 Т. 39, № 6. С. 670-675.

52. Смирнов Л.П , Суховская И.В , Немова Н. Н. Влияние различных факторов среды на низкомолекулярные пентиды рыб (обзор) // Экология. 2005. № 1.

. лиц. № 00041 от 30.08.99 Подписано в печать 30.11.04. Формат 60x84'/]

Бумага офсетная. Гарнитура «Times». Печать офсетная Уч.-изд. л. 3,1- Усл. печ. л. 2,9. Тираж 100 экз. Изд. № 77. Заказ № 461

Карельский научный центр РАН 185003, Петрозаводск, пр. А. Невского, 50 Редакционно-издательский отдел

РНБ Русский фонд

2006-4 4164

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Смирнов, Лев Павлович

Введение

Глава 1. Объекты и методы исследований

1.1 Общий список исследованных видов

1.2 Сбор материала и первичная обработка.

1.2.1 Сбор материала по микроорганизмам

1.2.2. Сбор материала по гельминтам и их хозяевам

Г.2.3. Сбор материала по низкомолекулярным пептидам

1.3. Методы исследований

1.3.1. Методы исследования липидов

1.3.2. Методы исследования белков и низкомолекулярных пептидов.

1.3.2.1. Жидкостная хроматография низкого давления (ЖХНД) на гелях ЗерЬаёех

1.3.2.2. Электрофорез белков

1.3.2.3. ЖХНД низкомолекулярных пептидов

1.3.2.4. Спектроскопический анализ пептидов

1.3.3. Получение препаратов лизосом

1.3.4. Определение активности ферментов

Глава 2. Влияние различных факторов на липиды и белки микроорганизмов

2.1. Введение (краткий обзор литературы)

2.2. Окружающая среда и липиды у различных видов микроорганизмов сем. У1Ьпопасеае

2.2.1. Липиды и жирные кислоты питательных сред

2.2.2. Липидный состав аэромонад, выращенных на разных средах

2.2.3. Экологическая вариабельность липидного состава разных штаммов А. 1гус1горЫ1а

2.2.4. Липиды представителей сем. У№попасеае, относящихся к разным ро

2.2.5. Экологическая вариабельность жирнокислотного состава A. hydrophila ^ и A. sobria

2.2.6. Жирнокислотный состав у штаммов A. hydrophila из разных географических зон и экологических ниш

2.2.7. Поиск видовых различий в жирнокислотных спектрах подвижных аэромонад

2.2.8. Жирнокислотный состав микроорганизмов, относящихся к разным ро-. дам сем. Vibrionaceae

2.2.9. Явление температурной преадаптации ЖК спектров у вибрионов

2.2.10. Подвижные аэромонады как биогенные экологические факторы (сравнительная биохимическая характеристика)

2.3. Белковый и ферментный комплексы некоторых видов подвижных аэромонад

2.3.1. Белковые спектры подвижных аэромонад, полученных из разных географических зон

2.3.2. Сравнительный анализ белкового состава и активности ферментов у вирулентного (77-18) и авирулентного (78-16) штаммов аэромонад

2.4. Стратегия создания вакцины против бактериальной геморрагической ML септицемии карповых рыб, вызываемой подвижными аэромонадами . 82 ^

Глава 3. Липиды и белки у гельминтов и их хозяев

3.1. Липиды и жирные кислоты у гельминтов

3.1.1. Липиды гельминтов (краткий обзор литературы)

3.1.2. Липиды гельминтов от холоднокровных и теплокровных хозяев

3.1.3. Характеристика липидного состава тканей палии и клуши

3.1.4. Характеристика липидного состава цестод E.crassum и D.dendriticum

3.1.5. Сравнительный анализ липидов цестод и их хозяев

3.2. Жирнокислотный состав липидов гельминтов и их хозяев.

3.2.1. Жирные кислоты гельминтов (краткий обзор литературы)

3.2.2. Жирнокислотный состав тканей палии (Salvelinus lepechini) и клуши {Larus fuscus) - среды первого порядка гельминтов E.crassum и D. dendriticum

3.2.3. Жирнокислотный состав цестод Е. crassum и D. dendriticum

3.2.4. Сравнительный анализ жирнокислотного состава Е. crassum, D. dendriticum и тканей их хозяев

3.2.5. Сравнительный анализ жирнокислотного состава некоторых видов гельминтов от теплокровных и холоднокровных хозяев

3.2.6. Влияние температурного шока на липиды и жирные кислоты плеро-церкоидов некоторых видов цестод

3.3. Жирные кислоты мембран лизосом цестод от холоднокровных и теплокровных хозяев

3.3.1. Лизосомы у гельминтов

3.3.2. Некоторые свойства лизосом гельминтов

3.3.3. Жирнокислотный состав мембран первичных лизосом Е. crassum и D. dendriticum

3.4. Белковый комплекс гельминтов от холоднокровных и теплокровных позвоночных и тканей их хозяев

3.4.1. Исследование белков гельминтов хроматографическими методами (краткий обзор литературы)

3.4.2. Водорастворимые белки цестод Е. crassum и D. dendriticum

3.4.3. Белковые спектры гельминтов, определяемые электрофоретическими методами (краткий обзор литературы)

3.4.4. Белковый состав цестод Е. crassum и D.dendriticum

3.4.5. Белковый состав первичных лизосом цестод Е. crassum и D.dendriticum

3.4.6. Белковые констелляции гельминтов и их хозяев.

3.4.6. Белковые констелляции у гельминта и хозяина, входящих в эктотермную и эндотермную системы "паразит-хозяин".

Глава 4. Влияние некоторых факторов среды на липиды и белки рыб

4.1. Липиды рыб при действии различных факторов

4.2. Жирнокислотный состав икры некоторых рыб, размножающихся при разных температурах

4.3. Влияние биотических факторов на липидный и жирнокислотный состав различных тканей карпа

4.3.1. Влияние микроорганизмов на фосфолипиды крови годовиков карпа

4.3.2. Влияние аэромонад на разных по физиологическому состоянию карпов

4.3.3. Влияние микроорганизмов на мембранные липиды питающихся и голодающих годовиков карпа

4.3.4. Влияние разных видов микроорганизмов на липидный и жирнокислотный состав крови карпа

4.3.5. Влияние гельминтов на липидный статус тканей рыб

4.4. Белки и пептиды рыб при действии различных факторов

4.4.1. Краткий обзор состояния проблемы

4.4.2. Влияние биотических факторов на белковый состав тканей карпа

4.4.2.1. Белковый состав тканей карпа при аэромонозе

4.4.2.2. Белковый состав тканей карпа при ихтиофтириозе

4.4.3. Влияние зимовки и активного плавания на количественное распределение водорастворимых белков мускулатуры карпа

4.4.4. Влияние техногенного загрязнения на состав водорастворимых белков мускулатуры сига

4.4.5. Влияние различных факторов среды на фракционный состав тканевых низкомолекулярных пептидов различных видов рыб

4.4.5.1. Металлотионеины и тионеинподобные белки рыб (краткий обзор литературы)

4.4.5.2. Применение спектрофотометрии при 250 нм вместо метода Эллмана для заключения о наличии сульфгидрильных групп в пептидах при решении задач эколого-биохимического тестирования

4.4.5.3. Качественные и количественные вариации состава низкомолекулярных пептидов мускулатуры окуня при аккумуляции разных концентраций ртути

4.4.5.4. Качественные и количественные вариации состава низкомолекулярных пептидов мускулатуры карася при аккумуляции разных концентраций р ртути

4.4.5.5. Вариации состава низкомолекулярных пептидов гепатопанкреаса карася при аккумуляции разных концентраций ртути

4.4.5.6. Сравнительный анализ реакции состава низкомолекулярных пептидов мускулатуры окуня и карася на интоксикацию ртутью

4.4.6. Влияние разных факторов окружающей среды на состав низкомолекулярных пептидов тканей рыб из естественных условий

4.4.6.1. Возрастные и половые вариации состава низкомолекулярных пептидов мускулатуры окуней из озер Чучъярви и Вуонтеленъярви

4.4.6.2. Возрастные изменения состава низкомолекулярных пептидов в мускулатуре самцов окуней

4.4.6.3. Количественные вариации состава низкомолекулярных пептидов печени самцов окуней двухлетнего возраста из озер Чучъярви и Вуонтеленъярви

4.4.6.4. Возрастные изменения состава низкомолекулярных пептидов в печени самок окуней из озер Чучъярви и Вуонтеленъярви

4.4.6.5. Сравнительный анализ динамики изменения состава низкомолекулярных пептидов печени самцов и самок в возрасте 2+ из оз. Чучъярви и Вуонтеленъярви

4.4.6.6. Фракционный состав пептидов мускулатуры окуней из разных по экологии озер Дарвиновского заповедника

4.4.6.7. Сравнительный анализ пептидов мускулатуры окуней из разных по экологии озер Дарвиновского заповедника и Карелии

4.4.7. Влияние техногенного загрязнения водоемов на фракционный состав низкомолекулярных пептидов тканей рыб

4.4.7.1. Количественная вариабельность состава низкомолекулярных пептидов печени сигов из водоемов с разным уровнем тяжелых металлов

4.4.7.2. Сравнительный анализ фракционного состава низкомолекулярных пептидов мускулатуры плотвы из Каскесозера и хвостохранилища Косто мукшского ГОКа

4.4.5.13. Сравнительный анализ фракционного состава низкомолекулярных пептидов мускулатуры щуки из Каскесозера и хвостохранилища Костомукшского ГОКа

Введение Диссертация по биологии, на тему "Роль липидов и белков в становлении биохимических адаптаций у эктотермных организмов"

Актуальность проблемы. Адаптация, представляющая собой способность живых организмов приспосабливаться к изменяющимся условиям окружающей среды с одновременным повышением вероятности выживания и самовоспроизводства, на клеточном и тканевом уровнях осуществляется включением биохимических механизмов, перестраивающих метаболизм за счет количественных и качественных преобразований (Харборн, 1985).

Вопросами изучения биохимических реакций, лежащих в основе приспособления организмов к экологическим условиям, как и аспектами механизмов биотрансформации ксенобиотиков занимается экологическая биохимия - наука, сформировавшаяся на стыке экологии и биохимии (Сидоров, ^ . 11983). Актуальность исследований в области экологической биохимии определяется не только возможностью получения данных об особенностях биохимической организации у разных по экологии групп животных и растений и изменения биохимических показателей в пределах нормы реакции при адаптациях к изменяющимся условиям среды, но также и данных, свидетельствующих о возникновении патологии в связи с ростом антропогенного воздействия на природу. Эти знания являются очень важными для понимания эволюции живых организмов, механизмов их адаптаций к разнообразным условиям существования, разработки проблем эволюции функций (Слоним, 1971; Шварц, 1980; Наточин, 1987; Наточин, Бройнлих, 1991), так как в основе морфологии и физиологии живых организмов лежит определенное своеобразие "химической организации во времени и пространстве" (Опарин, 1957). Изучение биохимического разнообразия ответных реакций необходимо и для решения задач, связанных с охраной природы, рациональным природопользованием, тестированием и мониторингом природных сред (Шульман, 1972; Лав, 1976; Биргер, 1979; Маляревская, 1979; Шатуновский, 1980; Щербина, 1980; Романенко и др., 1980, 1991; Сидоров , 1983; Лукья-ненко, 1983, 1987; Кошелев, 1984; Флеров, 1989; Хорунжая, 1989; Грубинко и др., 1995). Особенно отчетливо взаимосвязь между организмом и средой на биохимическом уровне можно проследить у эктотермных организмов, в частности у рыб, что связано с большей зависимостью холоднокровных животных от условий среды обитания. Тем не менее, изучению роли различных веществ, в том числе липидов и белков - главных компонентов химической основы любого живого существа, в развитии ответных реакций эктотермно-го организма на влияние внешних, в том числе антропогенных, факторов уделяется недостаточно внимания, хотя это очень важный аспект общей проблемы адаптаций. Поэтому концепция данной работы связана с выяснением роли липидов и белков у эктотермных организмов разной организации при их взаимодействии со средой обитания.

Цель и задачи исследования. Главная цель работы - установление причинно-следственных связей между различными абиотическими, биотическими, антропогенными факторами окружающей среды и качественной и количественной изменчивостью отдельных компонентов биохимического статуса эктотермных организмов, относящихся к различным классам, но в той или иной степени связанных с водной средой обитания: микроорганизмов, гельминтов и их хозяев, рыб.

Задачи исследования сводились к следующему: исследовать влияние температуры окружающей среды, географического распределения, гостальной специфичности на липидный и жирнокислот-ный состав микроорганизмов сем. УгЬпопасеае, являющихся обычным компонентом бактериальной флоры воды и важным биотическим фактором для рыб; выявить биохимические особенности микроорганизмов рода Аегото-паз на уровне липидов и белков, являющихся одной из патогенных компонент аэромонад, как биотического фактора и на основе этого создать бесклеточную вакцину против бактериальной геморрагической септицемии карповых и лососевых рыб, вызываемой подвижными аэромонадами; провести сравнительное изучение липидного и белкового составов гельминтов класса Сез1оёа, паразитирующих у холоднокровных и теплокровных позвоночных, тканей их хозяев на клеточном и субклеточном уровнях и выявить биохимические особенности, которые связаны с термическим фактором среды обитания; выявить у рыб изменения биохимических параметров, происходящие на уровне липидов, белков и низкомолекулярных соединений пептидной природы под действием некоторых факторов среды абиотического (температура), биотического (микроорганизмы, паразитические эукариоты) и антропогенного происхождения.

Научная новизна и теоретическое значение работы. Впервые проведено систематическое исследование изменений липидного и белкового состава разных групп эктотермных прокариотических и эукариотических организмов (микроорганизмов, гельминтов, рыб), обитающих в разных температурах по единой методической схеме. Получены новые данные на всех исследованных группах организмов, о соответствии степени ненасыщенности липидов температуре внутренней среды. Показано, что преадаптация эктотермных животных к вариабельному термическому режиму происходит на биохимическом уровне. Одним из способов реализации этого феномена является изменение качественных и количественных характеристик компонентов, входящих в состав организмов. На уровне липидов преадаптация реализуется через количественную модификацию спектра этих веществ, осуществляемую путем накопления соединений, физико-химические свойства которых соответствуют температурным условиям того или иного этапа онтогенеза эктотермного организма.

При изучении белковых спектров хроматографическими методами получены данные свидетельствующие в пользу высказанной ранее гипотезы, суть которой заключается в том, что белковый набор организма распределен по размерным группам, а не существует в виде "молекулярного континуума". Обнаружено, что количественный и качественный состав размерных белковых групп исследованных видов позвоночных животных имеет таксономический ранг.

Утверждается, что изменения на уровне белкового метаболизма у эу-кариотических организмов, сопровождающиеся ростом числа низкомолекулярных белков, могут быть связаны не только с эволюционным прогрессом в мире животных и растений, как постулировалось ранее (Благовещенский, 1966; Шульман, Куликова, 1966; Груздев и др., 1972; Смирнов 1977), но и с температурными различиями внутренней среды экто- и эндотермных животных.

Проведено широкое сравнительно-биохимическое изучение изменчивости показателей липидного и белкового обмена у рыб в ответных реакциях на воздействие факторов среды биотического происхождения (паразитических про- и эукариот). Ответные реакции на воздействие паразитических организмов на уровне липидного метаболизма реализуются через нарастание уровня фосфолипидов, содержащих полиеновые кислоты, происходящее в первые часы после контакта с биотическим фактором. В отличие от теплокровных позвоночных, у которых при контакте с патогеном варьирует содержание арахидоновой кислоты в липидах, у рыб наибольшей изменчивостью характеризуются более ненасыщенные эйкозапентаеновая и докозагек-саеновая кислоты.

Впервые исследован у рыб комплекс тканевых низкомолекулярных пептидов с молекулярными массами до 10 кДа. Показано, что фракционному составу пептидов у разных видов рыб присущи особенности таксономического ранга. Продемонстрирована количественная вариабельность пептидного пула под влиянием абиотических факторов среды естественного (процессы эвтрофикации водоемов) и искусственного (антропогенное загрязнение) происхождения.

Практическое значение работы.

Работа является частью многолетних исследований, проводимых в лаборатории экологической биохимии Института биологии Карельского научного центра РАН в рамках основных направлений исследования биологических наук РАН (5.15, 5.21). Полученные в ходе работы результаты изучения вариабельности показателей липидного и белкового метаболизма у рыб под влиянием различных абиотических и биотических факторов среды могут быть использованы при разработке систем эколого-биохимического мониторинга и тестирования экологической обстановки в водоемах.

На основе сравнительного анализа ряда биохимических характеристик (липидных и белковых спектров) разных штаммов аэромонад были определены подходы к созданию бесклеточных вакцин против бактериальных болезней рыб. Методическая и экспериментальная проработка вопроса позволила создать на базе вирулентного штамма Aeromonas sobria цитоплазмати-ческую вакцину ВЮС-2, обладающую поливалентными свойствами, т.е. высокоэффективную не только против микроорганизмов из группы подвижных аэромонад, но также проявившую протективные свойства в отношении неподвижных аэромонад и вибрионов и стимулирующую повышенную устойчивость рыб к воздействию Тг-микотоксина. На разработанный препарат получены 2 патента (патент (19) SU (11) 1839458 Al (51) 5 С 12 N1/20, А61К 39/02 от 23.01.1995 и патент (19) RU (И) 2080874 (13)С1 (51) 6 А61К39\02 от 10.06.1997).

Полученный материал может быть использован при чтении курса лекций «Экологическая биохимия животных» для студентов биологических факультетов ВУЗов.

Основные положения, выдвигаемые на защиту.

1. Эктотермные организмы разных систематических групп имеют общие механизмы биохимической адаптации к температуре окружающей среды на уровне липидного и белкового метаболизма.

2. Эктотермные организмы (микроорганизмы, гельминты, рыбы) приспосабливаются к значительным колебаниям термического режима окружающей среды путем реализации феномена преадаптации жирнокислотных радикалов липидов.

3. На уровне липидного метаболизма ответные реакции рыб на воздействие различных факторов среды биотического происхождения имеют как общие с теплокровными животными черты, так и специфические особенности.

4. Естественные и антропогенные факторы среды оказывают влияние на качественную и количественную вариабельность состава тканевых низкомолекулярных соединений пептидной природы у рыб.

Апробация работы. Основные результаты исследования были представлены на Всесоюзных, Всероссийских и региональных конференциях: IX сессии ученого совета "Биологические ресурсы Белого моря и внутр. водоемов Европейского севера", Петрозаводск, 1974; Науч. конф. биологов Карелии, поев. 250-летию АН СССР, Петрозаводск, 1974; Конф. молодых ученых и специалистов Карелии, Петрозаводск, 1975; III Всесоюз. конф. по экологической физиологии рыб, Киев, 1976; III Всесоюз. конф. по биохимии мышц, Ленинград, 1978; Всесоюз. конф. "Эвол. биохимия и происхождение жизни", Ереван, 1978; IV Всесоюз. конф. "Экологическая физиология и биохимия рыб", Астрахань, 1979; IV Всесоюз. биохимическом съезде, Москва, 1979; II Всесоюз. совещании по генетике, селекции и гибридизации рыб, Ростов-на-Дону, 1981; V Всесоюз. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Севастополь, 1982; Всесоюз. конф. "Современные проблемы эволюционной биохимии и происхождения жизни", Петрозаводск, 1984; VI Всесоюз. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Вильнюс, 1985; III Всес. симпозиуме "Структура и функции лизосом", Тбилиси, 1986; I симпозиуме по экологической биохимии рыб, Ярославль, 1987; VI Всесоюз. конф. по биохимии мышц, Тбилиси, 1989; VII Всесоюз. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Ярославль, 1989; II симпозиуме по экологической биохимии рыб. Ярославль, 1990; IX Всесоюзное совещании по паразитам и болезням рыб. Ленинград, 1990; VIII науч. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Петрозаводск, 1992; Всеросс. конф. "Биологические ресурсы Белого моря и внутренних водоемов Европейского Севера", Петрозаводск, 1995; Юбилейной науч. конф. "50 лет Карельскому научному центру Российской Академии наук", 1996; Всеросс. конф. "Экологическая физиология и биохимия осетровых рыб", Ярославль, 1997; Первом конгрессе ихтиологов России, Астрахань, 1997; конф. "Антропогенное воздействие на природу севера и его экологические последствия", Апатиты, 1998; IX Всероссийская конф. по экологической физиологии и биохимии рыб, Ярославль, 2000; IX Всероссийской конференции по экологической физиологии и биохимии рыб (Ярославль 2000); Всеросс. конф. "Проблемы воспроизводства, кормления и борьбы с болезнями рыб при выращивании в искусственных условиях", Петрозаводск, 2002; III Съезде биохимического общества, Санкт-Петербург, 2002; Всеросс. конф. "Проблемы патологии, иммунологии и охраны здоровья рыб и других гидробионтов", Москва, 2003; Российском симпозиуме по химии и биологии пептидов, Москва, 2003.

А так же и на международных конференциях: XVI conf. FEBS. Moscow, 1984; VII национальной конф. по паразитологии, Варна, Болгария, 1987; III International symposium "Problems of fish parasitology", Petrozavodsk, 1991; VII Intern. EAFP Conf., Spain, Palma de Mallorca, 1995; Межд. симпозиуме "Karelia and Norway: the main trends and prospects of scientifîc coopération", Petrozavodsk, 1997; 1 Межд. конф. Баренц Евро-Арктического региона "Биоиндикация и оценка повреждения организмов и экосистем", Петрозаводск, 1997; First Russia-USA symposium "Aquaculture and Fish Health". Moscow, 1998; II(XXV) Междунар. конф. "Биологические ресурсы Белого моря и внутренних водоемов Европейского Севера", Петрозаводск, 1999; 3 international Lake Ladoga symposium. Monitoring and sustainable management of Lake Ladoga and other large lakes, Petrozavodsk, 1999; Межд. конф. "Биологические основы изучения, освоения и охраны животного и растительного мира, почвенного покрова Восточной Фенноскандии", Петрозаводск, 1999; International Conference "Biodiversity of the European North" (Petrozavodsk, 2001); 3rd. International Symposium on Trace Elements in Human: New Perspectives (Athens, Greece, 2001); 11th International Symposium on Trace Elements in Man and Animals (California, USA, 2002); 21st Workshope "Essentiality and Toxicity of Macro, Trace and Ultratrace Elements" (Germany, 2002), XI Международном симпозиуме "Modern Problems of Bioindication and Biomonitoring", Syktyvkar, 2003.

Публикации. По теме диссертации опубликовано 130 работ, в том числе монография "Сравнительная биохимия гельминтов рыб: Аминокислоты, белки, липиды" JL: Наука. 1989. 152 с.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 411 страницах, в числе которых 70 таблиц и 52 рисунка. Она включает введение, информацию об объектах и методах исследования; 3 глав, состоящих из краткого обзора, описания результатов и их обсуждения; заключения, выводов и списка литературы, включающей 690 публикаций, из них 374 иностранных.

Заключение Диссертация по теме "Экология", Смирнов, Лев Павлович

ВЫВОДЫ

1. Показан эффект биохимической преадаптации количественных соотношений жирнокислотных радикалов липидов к будущему термическому режиму среды обитания у эктотермных организмов разной организации от прокариот (микроорганизмов) до низших позвоночных эукариот (рыб), обитающих в средах с высокой вариабельностью температурных условий, либо онтогенез которых связан со сменой условий резко различающихся по температуре.

2. На разных группах микроорганизмов из сем. УгЬпопасеае (подвижных и неподвижных аэромонадах, вибрионах, псевдомонадах), типичных представителях бактериальной флоры, подтвержден факт таксономической значимости тотальных липидов, установленный ранее для других видов бактерий. Различия по липидным спектрам между исследованными микроорганизмами связаны также и с феноменом преадаптации к условиям окружающей среды, из которых они были изъяты, и сохраняются при длительном культивировании в лабораторных условиях.

3. Выявлена экологическая вариабельность состава жирных кислот у аэромонад, псевдомонад и вибрионов, но ее размах незначителен, поэтому количественная характеристика жирнокислотных спектров может быть использована как дополнительный хемотаксономический критерий родового ранга. Обнаружено, что долевое распределение между кислотами (в пределах таксономических границ), отражает, подобно составу тотальных липидов, экологическую приуроченность вида.

4. Сравнительный анализ электрофоретических белковых спектров 73 штаммов бактерий р. Аеготопаз, собранных в разных регионах России и Молдавии, показал, что набор белков с М.м. ниже 30 кДа является таксономической особенностью этого рода. Видовыми характеристиками являются качественные и, в основном, количественные различия в группе белков с М.м. 30-60 кДа.

5. Обнаружено, что вирулентность подвижных аэромонад связана с комплексом биохимических признаков, а именно: более высоким по сравнению с непатогенными или слабопатогенными штаммами уровнем нечетных жирных кислот в липидах, протеолитической активностью в широком диапазоне рН, концентрацией белков с молекулярными массами 30-60 кДа. Экспериментальное использование препаративно выделенного набора белков с М.м. 30-60 кДа в качестве протективных антигенов стимулировало у рыб развитие иммунитета против аэромонад. На базе этих исследований была создана поливалентная бесклеточная вакцина, показавшая высокую эффективность не только при бактериальной геморрагической септицемии, вызываемой подвижными аэромонадами, но и при фурункулезе и вибриозе лососевых, энте-росептических инфекциях смешанной этиологии, а также при отравлении Т2-микотоксином.

6. На разных уровнях (тканевом и мембранном) у гельминтов, паразитирующих у экто- и эндотермных позвоночных, показана четкая зависимость количественного состава жирных кислот суммарных липидов паразитов от температуры внутренней среды хозяев и подтвержден постулат о соответствии степени ненасыщенности липидов биомембран клеток окружающей температуре, абсолютно необходимом для эктотермных организмов, подавляющее большинство видов которых полностью зависит от термического режима среды обитания.

7. Установлено, что фракционный состав водорастворимых тканевых белков гельминтов и их хозяев, определяемый методами гель-хроматографии и электрофореза отражает, во-первых, таксономическую специфику; во-вторых, у паразитов и позвоночных, образующих систему "паразит-хозяин" существует сходство по физико-химическим свойствам белковых фракций, определяемое сопряженной эволюцией сочленов системы; в-третьих, между "низкотемпературной" и "высокотемпературной" системами "паразит-хозяин" выявлены различия, которые связаны с термических режимом внутренней среды исследованных организмов (уменьшение молекулярных масс белков, увеличение числа быстро мигрирующих компонентов) и подтверждают гипотезу о том, что эволюционный процесс направлен на поддержание соответствия конформационной гибкости белковых молекул температурным условиям существования вида через модификацию их строения.

8. Показано, что у рыб в процессе развития генеративных тканей количественный состав жирных кислот в липидах половых продуктов формируется в соотношениях, которые соответствуют генетически детерминированному диапазону термотолерантности воспроизводства, и в определенной степени, в отличие от такового соматических тканей, независим от реальных температурных условий, а преадаптирован к температуре размножения, специфичной для того или иного вида.

9. Адаптации рыб на уровне липидного и белкового метаболизма к воздействию биотических факторов среды (микроорганизмы, паразитические эука-риоты) реализуются через быструю количественную вариабельность основных фракций тотальных липидов и входящих в их состав жирных кислот, главным образом арахидоновой, эйкозапентаеновой и докозагексаеновой. Изменения в белковых спектрах происходят при длительном влиянии биотических факторов.

10. Установлено, что у рыб набор тканевых низкомолекулярных пептидов в диапазоне молекулярных масс 1-10 кДа имеет половую и таксономическую специфику, а их количественная вариабельность зависит от действия разнообразных факторов окружающей среды. Показано, что низкомолекулярные пептиды участвуют как в быстрых ответных реакциях организма на изменение условий внешней среды, так и при адаптациях к хроническому влиянию тех или иных факторов. Количественные модификации фракционного состава тканевых низкомолекулярных пептидов можно использовать как дополнительный индикатор состояния гидробионтов при эколого-биохимическом мониторинге и тестировании водоемов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Основной целью настоящей работы было выяснение особенностей изменений в липидных и белковых составах у эктотермных организмов разной организации - прокариотов и эукариотов (микроорганизмов, гельминтов, рыб), под действием различных факторов окружающей среды абиотического (температура, антропогенное воздействие) и биотического (взаимодействие рыб с паразитическими организмами) происхождения.

Эктотермные (пойкилотермные) организмы в большей степени, чем эндотермные (гомойотермные), зависимы от особенностей среды. Необходимость приспосабливаться к постоянно меняющимся внешним условиям сформировала в процессе эволюции у эктотермов способность адекватно реагировать на колебания экологических факторов путем использования различных биохимических адаптивных механизмов. Одним из таких механизмов является количественная вариабельность липидного состава. Именно липиды в силу особенностей химического состава и строения, жидкокристаллической структуры наилучшим образом подходят на роль главных участников адаптивных реакций на биохимическом уровне. Недаром Е.М. Крепе (1981) обозначил липиды как "молекулы адаптации". Как показали исследования, проведенные нами и другими авторами на эктотермных организмах разного уровня организации (микроорганизмах, гельминтах, рыбах), их липидный состав отличается высоким уровнем вариабельности под действием разнообразных факторов среды. В частности, нами обнаружены изменения в липидных спектрах микроорганизмов сем. УгЬпопасеае, связанные с определенной экологической приуроченностью - обитание в воде или полости тела рыбы. Выявлены различия между штаммами микроорганизмов, собранными в разных географических зонах. Учитывая темпы размножения бактерий и соответственно скорость, с которой масса генетических вариантов вступает в поле эволюционных преобразований, логично прогнозировать нивелировку количественных липидных соотношений в процессе продолжительного культивирования штаммов в лабораторных условиях. Тем не менее, полученные нами данные свидетельствуют, что количественная вариабельность липидных спектров у разных штаммов имеет отличия, определяемые спецификой той среды, к которой микроорганизмы были адаптированы в природе, и сохраняющиеся при стандартизированном режиме выращивания. Этот парадокс можно объяснить с позиций биохимической преадаптации липидных спектров бактерий к условиям существования, постулирующей, что количественная изменчивость липидных фракций колеблется в границах, определяемых "генетической памятью", то есть в процессе эволюции закрепилась естественным отбором и контролируется геномом. Если генетически закрепленные границы вариабельности не выходят за пределы нормы реакции генов, отвечающих за метаболизм липидов и не нарушают нормальной жизнедеятельности бактериальной клетки в новых условиях, например, при культивировании на искусственных средах, то они продолжают поддерживаться естественным отбором, что и показано нашими исследованиями.

Эффект преадаптации обнаруживается и при исследовании состава жирнокислотных радикалов липидов. Количественные соотношения жирных кислот изменяются под влиянием различных факторов, среди которых главным фактором, без преувеличения, является термический режим среды обитания. Несмотря на то, что процессы жизнедеятельности у пойкилотермных организмов сохраняются при температурах от —50 до +100°С (Озернюк, 1992), подавляющее большинство эктотермных животных адаптировано к термическому режиму, изменяющемуся от 0 до +45°С. При этом каждый вид обычно характеризуется определенным эволюционно сформированным диапазоном термотолерантности. Исследованные нами представители сем. Vi-brionaceae - это обычный микробиологический компонент водных биоценозов. Они являются факультативными психрофилами и обитают при температурах от 0 до +30°С. Проведенные нами исследования показали, что жирно-кислотные спектры у микроорганизмов вида Vibrio anguillarum в значительной степени преадаптированы к термическому режиму региона обитания того или иного штамма. Информация о температурнозависимой специфике количественных соотношениях жирных кислот, записанная в "генетической памяти" у этих бактерий, может, по-видимому, сохраняться неопределенно долго, поскольку не элиминируется при продолжительном лабораторном культивировании штаммов в стабильных условиях. I

Многочисленные литературные данные свидетельствуют о наличии соответствия степени ненасыщенности жирнокислотных радикалов липидов температуре внутренней среды организма (Крепе, 1981). Тем не менее,'мы получили данные, указывающие на существование у исследованных нами эктотермов (гельминтов и рыб) некоторых отличий, заключающихся в несоответствии количественных соотношений пула ненасыщенных жирных кислот в тканях реальному термическому режиму. На наш взгляд, это связано с эффектом преадаптации. Существование феномена биохимической преадап-тации количественных соотношений жирнокислотного пула липидов представляется совершенно необходимым для тех групп организмов, онтогенез которых сопряжен с очень быстрой, по сути мгновенной, сменой термических условий внешней среды. Например, у некоторых видов паразитов со сложным циклом развития чередование стадий сопровождается последовательной сменой сред, резко различающихся по температуре (холоднокровные и теплокровные хозяева). Например, состав жирных кислот у преимаги-нальных стадий цестод подотряда В1рку11оЬоШпа1а, развивающихся в холоднокровных хозяевах, в значительной мере соответствует температурам не промежуточных (рыбы — 10-15°С), а дефинитивных хозяев (птиц и млекопитающих - 40°С), то есть по этому биохимическому показателю инвазионная личинка преадаптирована к будущему термическому режиму среды обитания. Ранее рядом исследователей был установлен факт высокой ненасыщенности жирнокислотных радикалов тотальных липидов у ленточных гельминтов, паразитирующих у теплокровных позвоночных, не отвечающий вышеуказанной аксиоме. На имагинальных стадиях цестод р. и1рку11оЪо^гшт нами было установлено, что кажущееся несоответствие связано с преадаптаци-. ей количественных соотношений жирнокислотных спектров к низкой температуре будущей среды обитания у половых продуктов, синтезируемых в колоссальных количествах, поскольку существование этих видов ленточных гельминтов в природе обеспечивается путем реализации г-стратегии.

Для пресноводных рыб умеренных и северных широт России полигон термотолерантности ограничен значениями температур приблизительно от О до 25-38°С (Голованов и др., 1997). Размножение является уязвимым процессом, поскольку происходит в более узком термическом диапазоне, чем это необходимо для питания, роста и развития (Бигон и др., 1989). В процессе эволюции у рыб на уровне липидного обмена появились механизмы согласования процесса воспроизводства со специфичными для каждого вида температурными условиями размножения, одним из которых является пре-адаптация состава жирных кислот липидов генеративных тканей. Например, у карпа (нижний предел температуры размножения - +17-18°С) жирнокис-лотный состав икры перед нерестом становится более насыщенным, чем таковой соматических органов, а у озерного лосося (верхний лимит - +7°С) ненасыщенность липидов икры начинает превышать таковую других тканей.

Липиды, как "молекулы адаптации", участвуют в ответных реакциях организма на воздействие различных факторов среды абиотической и биотической природы у всех живых существ - прокариотов и эукариотов, экто-термных и эндотермных организмов путем альтерации жирнокислотных радикалов. Нами установлено, что у рыб при взаимодействии с биотическими факторами среды (паразитические про- и эукариоты) адаптивные реакции различного временного масштаба сопряжены в значительной мере с вариацией количественных соотношений эйкозапентаеновой (Сго^) и докозагек-саеновой (С22.6) кислот в тканевых липидах в отличие от таковых теплокровных млекопитающих, для которых в аналогичной ситуации характерна модуляция уровня арахидоновой (Сгсы) кислоты.

В отличие от липидов, набор белков с молекулярными массами 10 — 200 кДа, исследованных нами методами гель-хроматографии и диск-электрофореза видов прокариотов и некоторых групп эктотермных эукарио-тов, отличался высокой качественной стабильностью. На рыбах также продемонстрирована низкая количественная вариабельность этих соединений. По-видимому, высокомолекулярные полипептиды должны быть отнесены к группе веществ, слабо реагирующих на быстрые изменения экологической обстановки в окружающей среде, потому что именно на белки эволюцией возложена задача поддержания постоянства функционирования метаболических систем организма в нестабильных внешних условиях. Это фундаментальное свойство белковых молекул было использовано нами при выделении из высоко вирулентного штамма аэромонад группы белков с молекулярными массами 50-70 кДа и создании на их базе эффективной биохимической вакцины против бактериальной геморрагической септицемии карповых и лососевых рыб, также стимулирующей высокий протективный эффект при фурункулезе, вибриозе и интоксикации Тг-микотоксином.

При сравнительном изучении белковых составов гельминтов от холоднокровных и теплокровных позвоночных и их хозяев получены данные, свидетельствующие в пользу гипотезы В.Я. Александрова (1975) о конформа-ционном соответствии белков температуре окружающей среды, а именно: процесс эволюционной адаптации видов при освоении экологических ниш с разными температурными условиями сопровождается изменением размеров белковых молекул - уменьшением при высоких температурах или увеличением при низких.

В наших исследованиях была выявлена высокая чувствительность состава низкомолекулярных пептидов к воздействию разнообразных внешних факторов (включая наиболее часто встречающиеся загрязняющие вещества), что позволяет рекомендовать качественный и количественный анализ фракционного состава этих веществ в качестве одного из информативных показателей для системы эколого-биохимического мониторинга и тестирования водоемов. Несомненно полезным может быть такой подход при установлении токсичности промышленных стоков, выявлении основных загрязнителей, оценке физиологического состояния гидробионтов в водоемах, испытывающих антропогенную нагрузку.

Таким образом, проведенные исследования показали, что в основе ответных реакций эктотермного организма на изменение окружающих условий лежат разнообразные биохимические адаптационные механизмы, в реализации которых одну из главных ролей играют липиды и соединения пептидной природы (белки и олигопептиды). Изучение биохимических особенностей приспособительных реакций на уровне метаболизма липидов и белков позволяет глубже понять такое фундаментальное свойство живых существ, как персистенция в сильно изменчивых условиях среды обитания.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Смирнов, Лев Павлович, Петрозаводск

1. Аврова Н.Ф., Обухова, Крепе Е.М. Ганглиозиды в мозгу рыб и представителей других классов позвоночных Н Физиология и биохимия пресноводных животных. Л.: Наука. 1980. С. 130-135.

2. Акулин В.Н., Чеботарева М.А., Крепе Е.М. Жирные кислоты фосфоли-пидов мозга, мышц и печени проходного лосося Oncorhynchus пегка в пресноводных и морских условиях // Журн. эвол. биохим. и физиол. 1969. Т. 5. С. 448-456.

3. Акулин В.Н., Карединт Е.П., Первунинская Т.А. Состав жирных кислот липидов крупных тихоокеанских зоопланктеров II Гидробиол. журн. 1975. Т. 11. С. 45-49.

4. Алабастер Д., Лойд Р. Критерии качества воды для пресноводных рыб. М.: Легкая и пищевая пром-сть. 1984. 343 с.

5. Александров В.Я. Клетки, макромолекулы и температура. М.: Наука. 1975.330 с.

6. Александров В.Я. Реактивность клеток и белки. Л.: Наука. 1985. 318 с.

7. Александров В.А., Кислюк И.М. Реакция клеток на тепловой шок: физиологический аспект // Цитология. 1994. Т. 36, №1. С. 5-59.

8. Алексеенко Л.П. Современные методы в биохимии. М.: Медицина, 1968 а. Т.2. С. 112.

9. Алексеенко Л.П. Современные методы в биохимии. М.: Медицина, 1968 б. Т.2.С. 130.

10. Алимова Е.К., Асвацатурьян А.Т., Жаров Л.В. Липиды и жирные кислоты в норме и при ряде патологических состояний. М.: Медицина, 1975.279 с.

11. Алтухов Ю.П., Рычков Ю.Р. Генетический мономорфизм вида и его возможное биологическое значение // Журн. общ. биол. 1972. Т. 33, №3. С. 281-300.

12. Аркинд М.В., Раева И.И. Мембранное (пристеночное) пищеварение у цестод // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1971. Т. 7, № 4. С. 375-379.

13. Атлас пресноводных рыб России. М.: Наука. 2002. Т. 1. 380 с.

14. Афанасьев В.И. Аэромоноз рыб и меры борьбы с ним //Автореф. дисс. на соиск. уч. степени докт. вет. наук. М. 1979. 37 с.

15. Баллад Н.Е. Иммунохимическая характеристика антигенов, выделенных из личиночных стадий Taeniarhynchus saginatus II Мед. паразитол. и па-разитар. болезни. 1973. Т. 12, № 2. С. 131-136.

16. Бауер О.Н., Мусселиус В.А., Стрелков Ю.А. Болезни прудовых рыб. М. : Легкая и пищевая промышленность. 1981. 320 с.

17. Бахолдина С.И., Красикова И.Н., Шубин Ф.Н., Бузолева Л.С., Соловьева Т.Ф. Влияние способа культивирования и фазы роста на липидный состав Yersinia pseudotuberculosis II Биохимия. 2001. Т. 66, вып. 4. С. 511 — 519.

18. Безбородов A.M., Астапович Н.И. Секреция ферментов у микроорганизмов. М.: Наука, 1984. 69 с.

19. Беляев В.И., Николаев В.М., Шульман Г.Е., Юнева Т.В. Тканевый обмен. Киев: Наукова Думка, 1983.144 с.

20. Беляков В.Д., Ряпис Л.А., Илюхин В.И. Псевдомонады и псевдомонозы. М.: Медицина. 1990. 224 с.

21. Бережко В.К. Анализ белковых экстрактов из половозрелых Dictyocau-lus filaría и Dictyocaulus viviparus методом дискового электрофореза // Бюлл. ВИГИСа. 1969. Т. 3. С. 14-18.

22. Бережко В.К. Анализ антигенной структуры Dictyocaulus jilaria и Dictyocaulus viviparus 11 Тр. ВИГИСа. 1971. Т. 17. С. 281-282.

23. Берчфилд Г., Сторрс Э. Газовая хроматография в биохимии. М.: Мир. 1964. 620 с.

24. Бигон M., Харпер Дж., Таунсенд К. Экология особи, популяции и сообщества. М.: Мир. 1989. Т. 1. 667 с.

25. Биохимия молоди пресноводных рыб. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1985. 144 с.

26. Биохимия молоди рыб в зимовальный период. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1987. 144 с.

27. Биохимия экто- и эндотермных организмов. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1989. 158 с.

28. Биохимические методы в экологических и токсикологических исследованиях. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН. 1993. 234 с.

29. Биргер Т.Н. Метаболизм водных беспозвоночных в токсической среде. Киев: Наук, думка, 1979. 190 с.

30. Благовещенский A.B. Биохимическая эволюция цветковых растений. М.: Наука. 1966. 327 с.

31. Богдан В.В. Липиды молоди карпа в процессе зимовки // Автореф. дисс. на соиск. уч. степ. канд. биол. наук. Харьков. 1986. 16 с.

32. Богдан В.В., Лысенко П.В., Яржомбек A.A. Липидный состав печени и мышц годовиков карпа после зимовки // Сравнительная биохимия водных животных. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1983. С. 66-72.

33. Богдан В.В., Смирнов Л.П. Влияние аэромонадной инфекции на мембранные липиды некоторых тканей питающихся и голодающих годовиков карпа Cyprinus carpió II Вопр. ихтиологии. 2000. Т. 40, № 1. С. 128132.

34. Богдан В.В., Смирнов Л.П., Сидоров B.C. Изучение белкового состава лизосомальных мембран печени рыб методом электрофореза в полиак-риламидном геле // Биохимия пресноводных рыб Карелии. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР, 1980. С. 74-81.

35. Богдан В.В., Смирнов Л.П., Сидоров B.C. Жирнокислотный состав бактерии Vibrio anguillarum II Прикладная биохимия и микробиология. 1998. Т. 34, №2. С. 183-185.

36. Богдан В.В., Смирнов Л.П., Сидоров B.C. Влияние аэромонад разной патогенности на жирнокислотный состав фосфолипидов крови карпа // Прикладная биохимия и микробиология. 1999. Т. 35. № 2. С. 236-238.

37. Богдан В.В., Смирнов Л.П., Немова H.H., Крупнова М.Ю., Юхименко Л.Н. Сравнительное изучение некоторых биохимических показателей у патогенного и непатогенного штаммов аэромонад // Изв. АН. Сер. биол. 2000. № 5. С. 533-537.

38. Богдан В.В., Смирнов Л.П., Рипатти П.О. Сравнительный анализ жир-нокислотных спектров бактерии Aeromonas hydrophila, выращенной на разных средах // Биохимия экто- и эндотермных организмов. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР, 1989а. С. 75-79.

39. Богдан В.В., Головина H.A., Смирнов Л.П., Юхименко Л.Н. Влияние аэромонадной инфекции на фосфолипиды крови годовиков карпа // Сборник научных трудов. Болезни рыб. М.: ВНИИПРХ. 1991. Вып. 63. С. 33-39.

40. Богдан В.В., Маркова Л.В. Определение липидного состава лимфоцитов крови карпов при бактериальных инфекциях // Биохимические методы в экологических и токсикологических исследованиях. Петрозаводск : Карельский научный центр РАН. 1993. С. 36 40.

41. Богдан В.В., Юхименко Л.Н., Смирнов Л.П. Влияние экспериментальной аэромонадной инфекции на тканевые липиды карпа // Тез. Докл. VII Всес. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб. Ярославль. 19896. С. 52-53.

42. Болгова О.М. Липидный состав речной и заводской молоди лосося. Дисс. на соиск. уч. степ. канд. биол. наук. Ленинград. 1978. 155 с.

43. Болгова О.М. К вопросу о роли жирных кислот в адаптациях рыб // Теоретические аспекты экологической биохимии. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН. 1993. С. 73-78.

44. Болгова О.М., Богдан В.В, Рипатти П.О. Влияние температурного фактора на жирнокислотный состав рыб // Сравнительная биохимия водных животных. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1983. С. 52-61.

45. Болгова О.М., Рипатти П.О., Сидоров B.C. О жирнокислотном составе икры некоторых видов рыб // Сравнительные аспекты биохимии рыб и некоторых других животных. Петрозаводск : Карельский филиал АН СССР. 1981. С. 113-115.

46. Болгова О.М., Ефимова E.H., Лазарева И.П., Богдан В.В., Нефедова З.А., Гурьянова С.Д. Жирнокислотный состав кормов карпа // Биохимия молоди пресноводных рыб. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1985. С. 23-27.

47. Бухарин О.В. Персистенция патогенных бактерий. М.: Медицина. 1999. 366 с.

48. Василев И., Осиковски Е. Сравнителни електрофоретични изследованияна водоразтворимите белтъци от филофталмуси събиране в България и Югославия // Изв. на централната хелминтол. лаборатория. 1974. Т. 17. С. 43-50.

49. Василев И., Командарев С., Михов JL, Канев И. Сравнителни електро-форетични изследования на някои видове от род Echinostoma с 37 шипа на яката // Хелминтология. 1978. Т. 6. С. 31-38.

50. Васильков Г.В., Грищенко Л.И., Енгашев В.Г., Канаев А.И., Ларькова З.И., Осетров В.С. Болезни рыб. Справочник. М.: Агропромиздат. 1989. 288 с.

51. Васюренко 3. П., Синяк К.М., Лукач И.Г. Дифференциация бактерий группы Proteus Providencia по жирнокислотному составу, определяемому газохроматографическим методом // Изв. АН СССР. Сер. биол. 1975. №6. С. 827-836.

52. Васюренко 3. П., Синяк К.М. Состав жирных кислот бактерий родов Escherichia, Salmonella и Shigella // Изв. АН СССР. Сер. биол. 1976. № 3. С. 410-417.

53. Васюренко 3. П., Синяк К.М., Гвоздяк Р.И., Кабашная Л.В. Дифференциация некоторых видов рода Erwinia по составу клеточных жирных кислот // Изв. АН СССР. Сер. биол. 1977. №1. С. 132 139.

54. Васюренко 3. П., Знаменский В.А. Состав жирных кислот бактерии рода Yersinia //Микробиол. журн. 1980. Т. 42, № 4. С. 462 469.

55. Васюренко 3. П. Жирнокислотный состав энтеробактерий как таксономический признак // Биохимия и биофизика микроорганизмов. Горький, 1982. Сб. 10. С. 54-59.

56. Васюренко З.П., Андреева 3. М., Ершова Е.Б. Особенности состава клеточных жирных кислот штаммов Klebsiella pneumoniae серовара kl // Ж. микробиологии. 1989. № 6. С. 25-30.

57. Ведемейер Г.А., Мейер Ф.П., Смит Л. Стресс и болезни рыб. М. : Легкая и пищевая пром-сть. 1981. 128 с.

58. Володин В.М. Влияние температуры и растворенной углекислоты на эмбриональное развитие леща // Бюлл. Ин-та биологии водохранилищ. 1960а. №7. С. 31-34.

59. Володин В.М. Влияние температуры на эмбриональное развитие щуки синца и густеры // Тр. Ин-та биологии водохранилищ АН СССР. М.; JI. 19606. Вып. 3(6). С. 321-237.

60. Воронец А.Н., Доброва Ю.Е. Химия и биохимия липидов (1963-1972). М.: Наука. 1972.315 с.

61. Высоцкая Р.У. Углеводный, липидный и аминокислотный состав некоторых гельминтов пресноводных рыб // Автореф. дис. . канд. биол. наук. Петрозаводск, 1973. 20 с.

62. Высоцкая Р.У., Сидоров B.C. О содержании липидов у некоторых гельминтов пресноводных рыб // Паразитология. 1973. Т. 7, №1. С. 51-57.

63. Выхрестюк Н.П., Ярыгина Г.В. Липиды цестоды Bothriocephalus scorpii II Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1982. Т. 18, № 4. С. 419-422.

64. Выхрестюк Н.П., Ярыгина Г.В., Андреева Л.И. Характеристика липидов у нематоды Mecistocirrus digitatus II Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1974. Т. 10, вып. 2. С. 153-157.

65. Выхрестюк Н.П., Ярыгина Г.В., Никитенко Т.Б. К вопросу о происхождении липидов у плоских паразитических червей // Тр. Биол.-почв. инта ДВНЦ АН СССР. 1977. Т. 47(150). С. 117-123.

66. Гагарин В.Г. Изменчивость степени гостальной специфичности в результате полиморфности видов-паразитов и их хозяев // Проблемы общей и прикладной гельминтологии. М.: Наука. 1973. С. 35-41.

67. Голованов В.К., Свирский A.M., Извеков Е.И. Температурные требования рыб Рыбинского водохранилища и их реализация в естественных условиях // Современное состояние рыбных запасов Рыбинского водохранилища. Ярославль: ИБВВ РАН. 1997. С. 92-116.

68. Головина H.A. Итоги и перспективы гематологических исследований в ихтиопатологии // Вопросы паразитологии и патологии рыб. Л., ЗИН. 1987. С. 115-125.

69. Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И. Стресс и система крови. М.: Медицина. 1983. 240 с.

70. Горошинская И.А., Сидоренко Ю.С., Голотина Л.Ю., Неродо Г.А., Бор-дюшков Ю.Н., Малютина Л.И., Нескубина И.В. // Микровязкость мембран лимфоцитов у больных раком яичников при химиотерапии. Второй съезд биохим. общ-ва РАН. Пущино. 1977. ч. И. С. 416-417.

71. Грубинко В.В., Смольский A.C., Коновец И.Н., Арсан О.М. Гемоглобин рыб при действии аммиака и солей тяжелых металлов // Гидробиол. журн. 1995. Т. 31, № 4. С. 82-87.

72. Груздев А.И., Сидоров B.C., Смирнов Ю.А. Применение метода диск-электрофореза в полиакриламидном геле для изучения сывороточных белков лососевых рыб // Лососевые (Salmonidae) Карелии. Вып. 1. Петрозаводск. 1972. С. 125-133.

73. Гулидов М.В., Попова К.С. Динамика вылупления и морфологические особенности вылупившихся зародышей плотвы Rutilus rutilus (L.) в зависимости от температур инкубации // Вопр. ихтиол. 1979. Т. 19, вып. 5(118). С. 868-873.

74. Гурин В.Н. Обмен липидов при гипотермии, гипертермии и лихорадке. Мн.: Беларусь. 1986. 190 с.

75. Гурьянова С.Д. Фосфолипидный состав плероцеркоидов рода Diphyllo-bothrium II Биологические проблемы Севера. Петрозаводск : Карельский филиал АН СССР. 1976. С. 127-129.

76. Гурьянова С.Д. Некоторые показатели липидного и белкового обмена мышц налима и окуня в норме и при инвазии плероцеркоидами лентецаширокого // Экологическая биохимия и физиология рыб. Астрахань. 1979. Т. 1.С. 75-76.

77. Гурьянова С.Д. Липидный состав отдельных тканей налима при заражении их гельминтами // Биохимия пресноводных рыб. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1980. С. 36-40.

78. Гурьянова С.Д. Липидный и аминокислотный состав плероцеркоидов цестод рода Diphyllobothrium II Автореф. дисс. .канд. биол. наук. Л.: ЛГУ. 1982. 26 с.

79. Гурьянова С.Д., Сидоров B.C. Содержание липидов в плероцеркоидах лентеца широкого // Новое в физиологии и биохимии пушных зверей. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР, 1977. С. 110-114.

80. Гурьянова С.Д., Сидоров B.C. Влияние некоторых цестод на липидный состав тканей налима и колюшки // Паразитология. 1985. Т. 19, вып. 2. С. 152-156.

81. Гурьянова С.Д., Юхименко Л.Н., Рипатти П.О. Мусселиус В.А. Липид-ные показатели годовиков карпа при аэромонозе // Биохимия молоди пресноводных рыб. Петрозводск: Карельский филиал АН СССР. 1985. С. 58-62.

82. Гурьянова С.Д., Фрезе В.И. Содержание липидов в различных эко- и гостальных формах плероцеркоидов рода Diphyllobothrium II Экологическая биохимия животных. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР, 1978. С. 24-33.

83. Гурьянова С.Д., Фрезе В.И. Липидный состав личиночной и взрослой форм цестод // Сравнительные аспекты биохимии рыб и некоторых других животных. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР, 1981. С. 116-121.

84. Гурьянова С.Д., Фрезе В.И., Сидоров B.C. Содержание липидов у различных гостальных экоформ плероцеркоидов лентеца широкого // Науч. конф. биологов Карелии, посвященная 50-летию образования СССР: Тез. докл. Петрозаводск. 1972. С. 61-62.

85. Гусева Н.В. Иммунный ответ рыб объектов аквакультуры на вакцинацию против бактериальных заболеваний // Автореф. дисс. . канд. биол. наук. М. 1998. 25 с.

86. Дамска М.Н., Платпира В.П. Влияние гербицида 2,4-ДУ на фосфоли-пидный состав митохондрий печени карпа // Экспериментальная водная токсикология. Рига.: Зинатне. 1976. Вып. 6. С. 145-155.

87. Даскалов П., Командарев С., Михов JI. Върху белтъчните фракции на различните морфолигични типове женски Haemonchus contortus II Изв. Центр, хелминтол. лабор. Бълг. АН. 1972. Т. 15. С. 57-67.

88. Детерман Г. Гель-хроматография. М.: Мир, 1970. 252 с.

89. Дегтева Г.К., Блохина И.Н. Белковые спектры клетки бактерии в таксономическом аспекте // Усп. микробиологии. М. 1984. Т. 19. С. 3-34.

90. Догель В.А. Курс общей паразитологии. Л.: Учпедгиз, 1941. 288 с.

91. Дубинина М.Н. Ремнецы (Cestoda: Ligulidae) фауны СССР. М.-Л.: Наука. 1966. 261 с.

92. Дубинина М.Н. Состояние и очередные задачи систематики ленточных червей (Cestoidea Rud., 1808) // Паразитология. 1974. Т. 8, № 4. С. 281292.

93. Дьяконов Ю.Н., Бабаев Н.С. Дыхание и деятельность сердца молоди рыб в период зимовки // VI Всесоюзная конференция по экологической физиологии и биохимии рыб. Вильнюс. 1985. С. 69.

94. Евтушенко З.С., Белчева Н.Н., Лукьянова О.Н. Биохимические механизмы ответа морских организмов на воздействие тяжелых металлов // Экспериментальная водная токсикология. Рига. 1985. С. 20-28.

95. Езепчук Ю. В. Генетические и химические основы вирулентности бактерий: теоретические и практические аспекты. М.: Наука. 1972. С. 42

96. Езепчук Ю. В. Биомолекулярные основы патогенности бактерий. М., Наука, 1977.216 с.

97. Езепчук Ю.В. Патогенность как функция биомолекул. М.: Медицина, 1985. 240 с.

98. Журавлева Г.Ф., Металлов Г.Ф., Земков Г.В. Морфофункциональная оценка адаптации осетровых рыб в современных условиях обитания // VII научн. конф. по экологической физиологии и биохимии рыб. Петрозаводск. 1992. С. 104-105.

99. Замятнин A.A. Место карнозина среди физиологически активных веществ пептидной природы // Биохимия. 1992. Т. 57, вып. 9. С. 12961301.

100. Замятнин A.A. Специализированный банк данных Erop-Moscow о природных олигопептидах с internet-доступом // Российский симпозиум по химии и биологии пептидов. Москва. 2003. С. 3.

101. Захарова JI.K. Материалы по биологии размножения рыб Рыбинского водохранилища // Тр. биол. станции "Борок". М.; JI. 1955. Вып. 2. С. 200-265.

102. Заяц Р.Г. Некоторые факты, объясняющие гостальную специфичность гельминтов//Паразитология. 1978. Т. 12. С. 126-130.

103. Зезеров Е. Г., Еременко Ю. Д., Логинов В. С., Березнева А. С. Жирно-кислотный состав Rickettsia prowazekii IIЖМЭИ, 1990, N 2, С. 111-112.

104. Иммунология. М.: Мир. 1987. Т. 1. 476 с.

105. Калюк А.Н. ДНК-азная активность как один из тестов определения патогенности стафилококков // Лаб. дело, 1971. №1. С. 53.

106. Кантор Ч., Шиммел П. Биофизическая химия. М.: Мир. 1984. 496 с.

107. Ш.Карелин А.А. Тканеспецифические пептидные пулы как элемент информационной системы организма // Российский симпозиум по химии и биологии пептидов. Тез. докл. Москва. 2003. С. 19

108. Кашулин Н.А., Лукин А.А., Амундсен П.-А. Рыбы пресных вод субарктики как биоиндикаторы техногенного загрязнения. Апатиты: Кольский научный центр РАН. 1999. 142 с.

109. Кейтс М. Техника липидологии. М.: Мир. 1975. 322 с.

110. Кеныня В.А. Очистка и изучение свойств ингибиторов трипсина и хи-мотрипсина из нематоды Ascaridia galli II Изв. АН ЛатвССР. 1971. № 11. С. 292-297.

111. Кизеветтер И.В. Биохимия сырья водного происхождения. М.: Пищевая пром-сть. 1973. 432 с.

112. Кирилюк С.Д., Смирнов Л.П. Электрофоретические спектры водорастворимых белков мышц сигов из различных районов Кольского полуострова // Биологические исследования растительных и животных систем. Петрозаводск: КарНЦРАН. 1992. С. 124-130.

113. Клименко В.В. Фракционирование белковых экстрактов из Fasciola hepática методом гелевой фильтрации на колонках с сефадексом // Матер, к науч. конф. Всес. общ. гельминтол. М. 1966а. С. 108-114.

114. Клименко В.В. О возможности видовой дифференцировки гельминтов с помощью биохимических методов (видовые различия белкового состава Fasciola hepatica и Fasciola gigantica) // Матер, к науч. конф. Всес. общ. гельминтол. М. 19666. С. 114-118.

115. Клименко В.В. Метод электрофореза в полиакриламидном геле биохимический тест для дифференцировки гельминтов // Бюлл. ВИГИСа. 1967. Т. 1. С. 61-64.

116. Клименко В.В. Разделение и характеристика функциональных антигенов Fasciola hepatica и Fasciola gigantica II Тр. ВИГИС. 1971а. Т. 18. С. 129-141.

117. Клименко В.В. Фракционирование белков из Fasciola hepatica и Fasciola gigantica методами гель-фильтрации и электрофореза в полиакри-ламидном геле // Сб. работ по гельминтологии. М., 19716. С. 157-163.

118. Клименко В.В. Опыт использования метода гель-хроматографии в гельминтологии. Проблемы общей и прикладной гельминтологии. М.: Наука. 1973. С. 68-74.

119. Клименко В.В., Величко И.В. Возможность применения электрофореза в полиакриламидном геле для дифференциации парамфистомат (Trematoda) //Паразитология. 1972. Т. 6, № 3. С. 291-296.

120. Клименко В.В., Кеныня В.А. Биохимические критерии в систематике гельминтов // Проблемы паразитологии в Прибалтике. Рига: Зинатне, 1970. С. 152-155.

121. Клименко В.В., Сазанов A.M. Возможность дифференциации некоторых видов трематод и их промежуточных хозяев методом электрофореза в полиакриламидном геле // Тр. Всес. Ин-та гельминтол. 1972. Т. 19. С. 102-105.

122. Ковальчук Л.П., Донец А.Т., Разумовский П.Н. О биосинтезе липидов актиномицетами при культивировании на разных средах // Микробиология. 1973а. Т. 42, вып. 4. С. 637 642.

123. Ковальчук Л.П., Донец А.Т., Разумовский П.Н. Влияние предшественников и коферментов на биосинтез липидных фракций Actinomyces canosus 89 // Изв. АН Молд. ССР. 19736. №2. С. 54 56.

124. Ковальчук Л.П., Донец А.Т., Разумовский П.Н. Фосфолипиды Actinomyces canosus 89 // Изв. АН Молд. ССР. 1973в. № 6. С. 49 52.

125. Кокунин В.А. Статистическая обработка данных при малом числе опыtob // Укр. биохим. журн. 1975. Т. 47, № 6. С. 776-790.

126. Колупаев Б.И. Функционирование системы обеспечения газообмена у гидробионтов при действии абиотических факторов водной среды // Дисс. насоиск. . докт. биол. наук. Казань. 1991. 295 с.

127. Комов В.Т., Степанова И.К. Гидрохимическая характеристика озер Дарвиновского заповедника // Структура и функционирование экосистем ацидных озер. С.-Петербург: Наука. 1994. С. 31-42.

128. Котелкин А.Т., Разумов И.А., Локтев В.Б. Полипептидный состав главных антигенов и идентификация доминирующих иммуногенных белков у Opisthorchis felineus II Вестник Росс. Акад. Мед. наук. 1998. № 4. С. 29-33.

129. Котык А., Яначек К. Мембранный транспорт // М.: Наука. 1980. С. 284289.

130. Кошелев Б.В. Экология размножения рыб. М.: Наука, 1984. 310 с.

131. Крепе Е.М. Фосфолипиды клеточных мембран нервной системы в развитии животного мира: XXII Баховские чтения. Л.: Наука. 1967. 74 с.

132. Крепе Е.М. О путях развития эволюционной биохимии // Эволюционная физиология: Руководство по физиологии. Л.: Наука. 1979а. С. 394425.

133. Крепе Е.М. Клеточные липиды и их роль в адаптации водных организмов к условиям существования // Физиология и биохимия морских и пресноводных животных. Л.: Наука. 19796. С. 3-21.

134. Крепе Е.М. Липиды клеточных мембран. Л.: Наука. 1981. 339 с.

135. Крепе Е.М., Красильникова В.И., Патрикеева М.В., Смирнов A.A., Че-ныкаева Е.Ю., Чирковская Е.В. Фосфолипиды внутриклеточных частиц и миелиновых оболочек мозга в ряду позвоночных // Журн. эвол. биохим. и физиол. 1968. Т. 4. С. 211-223.

136. Крепе Е.М., Аврова Н.Ф., Забелинский С.А., Круглова Э.Э., Левитина

137. М.В., Обухова Е.Л., Помазанская Л.Ф., Правдина Н.И., Чеботарева М.А., Чирковская Е.В. О биохимической эволюции мозга позвоночных //Журн. эвол. биохим. и физиол. 1977. Т. 12. С. 556-569.

138. Куперман Б.И. Ленточные черви рода Triaenophorus паразиты рыб. Л.: Наука. 1973. 208 с.

139. Лав P.M. Химическая биология рыб. М.: Пищ. пром-сть, 1976. 348 с.

140. Лакин Г.Ф. Биометрия. М.: "Высшая школа". 1973. 343 с.

141. Лапин В.И. Некоторые закономерности динамики энергетических ресурсов у разных популяций речной камбалы (Platichtys flesus L.) // Ав-тореф. дисс. . канд. биол. наук. М.: МГУ. 1974. 23 с.

142. Лапин В.И. Специфика сезонной динамики липидного состава у различных подвидов и форм речной камбалы {Platichtys flesus L.) // Вопр. ихтиол. 1977. Т. 1. С. 96-100.

143. Лапин В.И., Шатуновский М.И. Особенности состава, физиологическое и экологическое значение липидов у рыб // Усп. соврем, биол. 1981. Т. 92. С. 380-394.

144. Лапина В.Н. Закономерности сезонной динамики физиолого-биохимических показателей некоторых карповых рыб // Автореф. дисс. . канд. биол. наук. М.: МГУ. 1979. 22 с.

145. Левицкий А.П., Барабаш Р.Д., Коновец В.М. Сезонные особенности активности рибонуклеазы и а-амилазы слюны и слюнных желез у крыс линии Вистар // Биохимическая эволюция. М.: Наука, 1973. С. 192-195.

146. Лейкина Е.С. Антигены гельминтов и их общность с антигенами хозяина // Мед. паразитология и паразитар. болезни. 1970. Т. 39, № 3. С. 349355.

147. Лизенко Е.И. Содержание липидов в органах крупной ряпушки Corego-nus albula в зависимости от некоторых экологических и физиологических факторов // Автореф. дисс. на соиск. . канд. биол. наук. Петрозаводск. 1973. 27 с.

148. Лизенко Е.И., Сидоров B.C., Потапова О.И. Липиды рыб. II. Сезонная динамика фосфатидов и триглицеридов крупной ряпушки Coregonus albula L. II Лососевые (Salmonidae) Карелии. Петрозаводск. 1972. С. 164169.

149. Лизенко Е.И., Сидоров B.C., Потапова О.И. О содержании липидов в гонадах ряпушки (Coregonus albula L.) Уросозера // Вопр. ихтиологии. 1973. Т. 13. С. 303-313.

150. Лизенко Е.И., Сидоров B.C., Потапова О.И. Сезонные изменения ли-пидного состава органов и тканей крупной ряпушки (Coregonus albula L.) озер Карелии //Вопр. ихтиологии. 1975. Т. 15. С. 519-526.

151. Лизенко Е.И., Сидоров B.C., Нефедова З.А., Потапова О.И. О содержании липидных компонентов в икре и молоках ряпушки Coregonus albula L. //Вопр. ихтиологии. 1979. Т. 19. С. 369-370.

152. Лозовик П.А., Маркканен С.Л., Морозов А.К., Платонов A.B. и др. Поверхностные воды Калевальского района и территории Костомукши в условиях антропогенного воздействия. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН. 2001. 168 с.

153. Лукин A.A., Кашулин H.A. Сосотояние ихтиофауны водоемов в приграничной зоне СССР и Норвегии // Препринт. Апатиты. 1991. 52 с.

154. Лукьяненко В.И. Иммунобиология рыб. М.: Пищепром. 1971. 364 с.

155. Лукьяненко В.И. Общая ихтиотоксикология М.: Лег. и пищевая пром-сть, 1983. 320 с.

156. Лукьяненко В.И. Экологические аспекты ихтитоксикологии . М.: ВО "Агропромиздат", 1987. 240 с.

157. Лукьяненко В.И., Ермолин Г.А., Седов С.И., Попов A.B. Белковый спектр сыворотки крови осетровых по данным диск-электрофореза в полиакриламидном геле // ДАН СССР. 1967. Т. 174, №1. С.

158. Маляревская А.Я. Обмен веществ у рыб в условиях антропогенного ев-трофирования водоемов. Киев: Наук. Думка. 1979. 256 с.

159. Маляревская А.Я., Биргер Т.И., Арсан О.М. Влияние сине-зеленых водорослей на обмен веществ у рыб. Киев: Наук. Думка. 1978. 193 с.

160. Маурер Г. Диск-электрофорез. Теория и практика электрофореза в полиакриламидном геле. М.: Мир. 1971. 247 с.

161. Медьеши Г., Верецкеи Л., Гааль Э. Электрофорез в разделении биоло-гичяеских макромолекул. М.: Мир. 1982. 448 с.

162. Мельянцев В.Г. Рыбы (Животный мир Карелии). Петрозаводск: "Карелия". 1974. 120 с.

163. Мессинова О., Юсупова Д. Дезоксирибонуклеазы патогенных бактерий // ЖМЭИ. 1966. Т. 3. С. 39-43.

164. Мецлер Д. Биохимия. М.: Мир. 1980. Т. 1. 407 с.

165. Микряков В.Р., Балабанова Л.В. Клеточные основы иммунитета у рыб. В кн.: Физиология и паразитология пресноводных животных. Л.: Наука. 1979. С. 105-124.

166. Мунтян H.A. Диск-электрофоретический анализ эхинококковой жидкости, экстракта из сколексов и герминативной оболочки ларвоцисты Echinococcus granulosus II Мед. паразитол. и паразитар. болезни. 1973. Т. 12. С. 544-548.

167. Мур Дж., Рамамурти С. Тяжелые металлы в природных водоемах // М: Наука. 1987. 67 с.

168. Наточин Ю.В. Функциональная эволюция: истоки и проблемы // Журн. эволюц. биохим. и физиол. 1987. Т. 23, №3. С. 372-389.

169. Наточин Ю.В., Бройнлих X. Использование методов токсикологии в изучении проблемы эволюции функций почки (Проблемная статья) // Журн. эволюц. биохим. и физиол. 1991. Т. 27, №5. С. 584-589.

170. Наточин Ю.В., Чапек К. Методы исследования транспорта ионов и воды. Л.: Наука. 1976. 283 с.

171. Наумычева М.И. Препаративное фракционирование антигенов из гельминтов//Тр. ВИГИСа. 1971. Т. 17. С. 259-262.

172. Наумычева М.И., Сущенко Н.И. Белковые фракции из тканей половозрелых аскарид свиньи (мышцы, кутикула, матка, полостная жидкость, цельные аскариды) // Тр. ВИГИСа. 1969. Т. 15. С. 219-225.

173. Немова H.H. Свойства и физиологическая роль внутриклеточных про-теиназ в тканях рыб // Успехи современной биохимии. 1991. Т.П. Вып. 6. С. 948-954.

174. Нефедов Г.Н., Алферова Н.М., Герман С.М. Электрофоретическое исследование мышечных белков некоторых видов рыб семейств Merlucci-dae и Carangidae II Биохимическая генетика рыб. Мат-лы 1-го Всесоюз. Совещ. Л.: Художник РСФСР. 1973. С. 201-207.

175. Новиков Г.Г., Решетников Ю.С. Исследование белкового состава сы-вортки крови лососевых рыб // Вопр. ихтиологии. 1969. Т. 9. С.

176. Озернюк Н.Д. Механизмы адаптаций. М.: Наука. 1992. 272 с.

177. Оксенгендлер Г.Ц. Яды и организм. СП-б.: Наука, 1991. 180 с.

178. Опарин А.И. Возникновение жизни на Земле. М.: Изд-во АН СССР. 1957. 458 с.

179. Орехович В.Н., Елисеева Ю.Е., Павлихина JI.B., Локшина Л.А. Роль протеиназ в регуляции физиологических процессов в организме // Тез. докл. IV Всесоюз. симпоз. по мед. энзимологии. Алма-Ата, 1982. С. 3.

180. Оруджев А.М. Влияние температуры на эмбриональное развитие воблы, леща и сазана // Рыбн. хоз-во. 1975. № 79. С. 21-22.

181. Осиковски E., Камбуров П., Василев И. Сравнителни електрофоретични изследования на водоразтворимите белтъци на някои представители от p. Paramphistomum //Хелминтология. 1978. Т. 6. С. 68-74.

182. Остерман Л.А. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот. Электрофорез и ультрацентрифугирование. М.: Наука. 1981. 288 с.

183. Остерман Л.А. Исследование биологических макромолекул электрофокусированием, иммуноэлектрофорезом и радиоизотопными методами. М.: Наука. 1983. 304 с.

184. Остерман Л.А. Хроматография белков и нуклеиновых кислот. М.: Наука, 1985.536 с.

185. Павлов А.В., Шишова-Касаточкина О.А., Волынская К.Б. О транспорте аминокислот у нематод // Паразитология. 1970. Т. 6. С. 231-236.

186. Пальшин Н.И., Сало Ю.А., Кухарев В.И. Влияние Костомукшского ГОКа на экосистему р. Кенти. Гидрологические и гидрохимические аспекты // Исследование и охрана водных ресурсов бассейна Белого моря (в границах Карелии). Петрозаводск. 1994. С. 140-161.

187. Пастер Е., Ходоровская С. Высеваемость энтеротоксигенных ДНК-азоположительных стафилококков из разных источников // Врачебное дело, 1975. №10. С. 140-143.

188. Петровская В.Г. Проблема вирулентности бактерий. JI. Медицина, 1967. 263 с .

189. Петухов С.А., Глубокое А.И., Горкин И.Н. Роль металлотионеина в концентрировании тяжелых металлов рыбами // Экологические аспекты химического и радиоактивного загрязнения водной среды. М.: Легкая и пищевая промышленность. 1983. С. 36-41.

190. Пинчук Г. П., Воронова H.H. Изучение бактериальных жирных кислот в таксономических целях // Биохимия и биофизика микроорганизмов. Горький, 1982. Сб. 10. С. 36-41.

191. Пинчук Г. П., Соколова К.Я., Залесских Н.В. Видовая идентификация протеев и провиденсий по профилям высших жирных кислот // Биохимия и биофизика микроорганизмов. Горький, 1982. Сб. 10. С. 6065.

192. Поверхностные воды озерно-речной системы Шуи в условиях антропогенного воздействия. Под ред. Лозовик П.А., Фрейндлинг В.А. // Петрозаводск. Карелия. 1991. 221 с.

193. Покровский A.A. Биохимические методы исследования в клинике. М.: Наука. 1969. 650 с.

194. Покровский A.A., Тутельян В.А. Лизосомы. М. Наука. 1976. 382 с.

195. Покровский A.A., Кравченко Л.В., Тутельян В.А. Исследование активности ферментов лизомоа при действии афлатоксина в и митомицина С

196. Биохимия. 1971. T. 36. Вып. 4. С. 690-696.

197. Полякова-Крыстева О., Кириллова Я. О происхождении, структуре и функции лизосом в тегументе Taenia hydaîigena II Тез. докладов Международного симпозиума "Структура и функции лизосом". М. 1976. С. 22-23.

198. Пронина C.B. Изменение аргирофильной стромы печени некоторых рыб при инвазии плероцеркоидами Triaenophorus nodulosus и Diphyllo-bothrium dendriticum II Паразитология. 1977. T. 11, № 4. С. 361-364.

199. Проссер K.JI. Акклимация к холоду метаболических процессов и центральной нервной системы у рыб // Клетка и температура среды. М.: Мир. 1964. С. 84-209.

200. Проссер K.JI. Сравнительная физиология животных. М.: Мир. 1977. Т. 1.607 с.

201. Протасова E.H. Ботриоцефаляты — ленточные гельминты рыб. М.: Наука. 1977.511 с.

202. Резниченко П.Н., Гулидов М.В. Зависимость выживания зародышей леща Abramis brama (L.) от температуры акклимации // Эколого-морфологические и эколого-физиологические исследования размножения рыб. М.: Наука. 1978. С. 108-114.

203. Ржавская Ф.М. Жиры рыб и морских млекопитающих. М.: Пищевая пром-сть. 1976. 470 с.

204. Риклефс Р. Основы общей экологии. М.: Мир. 1979. 424 с.

205. Рипатти П.О., Рабинович А.Л., Богдан В.В. Докозагексаеновая кислота температурный стабилизатор биомембран // Биохимия молоди пресноводных рыб. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1985. С. 27-33.

206. Рипатти П.О., Михайлова Н.В., Антонова В.В. Замещение жирных кислот в субклеточных структурах печени и мышц лосося в зависимостиот температуры // Биохимия молоди рыб в зимовальный период. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР, 1987. С. 66 76.

207. Романенко В.Д. Печень и регуляция межуточного обмена (млекопитающие и рыбы). Киев: Наукова Думка. 1978. 183 с.

208. Романенко В.Д., Арсан О.М., Соломатина В.Д. Механизмы температурной акклимации рыб. Киев: Наук, думка, 1991. 192 с.

209. Романенко В.Д., Евтушенко Н.Ю., Коцарь Н.И. Метаболизм углекислоты у водных животных. Киев: Наук. Думка, 1980. 180 с.

210. Роуз Э. Химическая микробиология. М.: Мир, 1971. 294 с.

211. Рубан E.JI. Микробные липиды и липазы. М.: Наука, 1977. 218 с.

212. Рубан Е.Л. Физиология и биохимия представителей рода Pseudomonas. М.: Наука, 1986. 199с.

213. Селье Г. Очерки об адаптационном синдроме. М.: Медгиз. 1960. 254 с.

214. Сердюк A.B. Проблема стрептококкоза лососевых рыб в хозяйствах Европейского Севера России // Заполярная марикультура: Сб. науч. тр. ВНИРО. Мурманск: ПИНРО, 1994. С. 132-140.

215. Сеченова H.A. О поражении пеляди озера Пыжьян плероцеркоидами лентецов рода Diphyllobothrium И Болезни рыб Ледовитоморской провинции в пределах СССР: Тез. докл. Тюмень, 1971. С. 53-55.

216. Сидоров B.C. Основные достижения в исследованиях по биохимии рыб 1953-1967 г.г. // Биологические ресурсы Белого моря и внутренних водоемов Карелии. Петрозаводск. 1968. С. 56.

217. Сидоров B.C. Сравнительное изучение липидного состава у некоторых пресноводных рыб и их гельминтов // Рефераты науч. сообщ. III Всесо-юз. съезда биохимиков. Рига. 1974. Т. 1. С. 14.

218. Сидоров B.C., Лизенко Е.И., Болгова О.М., Нефедова З.А. К вопросу о содержании липидов в различных органах ряпушки озер южной Карелии // Экологические ресурсы Белого моря и внутренних водоемов Европейского Севера. Петрозаводск. 1969. С. 148-149.

219. Сидоров B.C., Лизенко Е.И., Болгова О.М., Нефедова З.А. Липиды рыб. I. Методы анализа. Тканевая специфичность липидов ряпушки Corego-nus albula L. II Лососевые (Salmonidae) Карелии. Петрозаводск: .1972. С. 150-161.

220. Сидоров B.C., Лизенко Е.И. Возрастные изменения содержания липидов в органах ряпушки (Coregonus albula L.) // Экологическая физиология рыб. М. 1973. С. 216-218.

221. Сидоров B.C., Лизенко Е.И. Сравнительно-эволюционное исследование липидов у пресноводных рыб // Тез. докл. всес. конф. "Эволюционная биохимия и происхождение жизни". Ереван. 1978. С. 67-68.

222. Сидоров B.C. Экологическая биохимия рыб. Липиды. Л.: Наука, 1983. 240 с.

223. Сидоров B.C. Эволюционные и экологические аспекты биохимии рыб // Автореф. дисс. на соиск. . уч. степ. докт. биологических наук. Москва. 1986. 50 с.

224. Сидоров B.C., Высоцкая Р.У., Быховская-Павловская И.Е. Аминокислотный состав некоторых паразитических гельминтов рыб // Лососевые {Salmonidae) Карелии. Вып. 1. Петрозаводск. 1972. С. 142-149.

225. Сидоров B.C., Болгова О.М., Яржомбек A.A., Лизенко Е.И. Жирнокис-лотный состав фосфатидилхолина у "слабых" и "сильных" годовиков карпа в конце зимовки // Биохимия молоди пресноводных рыб. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1985. С. 5-14.

226. Сидоров B.C., Лизенко Е.И., Болгова О.М., Нефедова З.А. Липиды рыб. 1. Методы анализа. В сб.: Лососевые (Salmonidae) Карелии. Петрозаводск. 1972. С. 152-163.

227. Сидоров B.C., Лизенко Е.И., Рипатти П.О., Болгова О.М. Липиды рыб (литературный обзор) // Сравнительная биохимия рыб и их гельминтов.

228. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1977. С. 5-56.

229. Сидоров B.C., Смирнов Л.П. Жирнокислотный состав некоторых гельминтов холоднокровных и теплокровных позвоночных // Журн. эвол. биохим. и физиол. 1980. Т. 16, №6. С. 551-555.

230. Сидоров B.C., Высоцкая Р.У., Смирнов Л.П., Гурьянова С.Д. Сравнительная биохимия гельминтов рыб: Аминокислоты, белки, липиды. Л. : Наука, 1989. 152 с.

231. Сидоров B.C., Фрезе В.И., Высоцкая Р.У., Гурьянова С.Д. Липидный состав гельминтов рыб Карелии // Тез. докл. на IV Междунар. Конгрессе по паразитологии. Варшава. 1978. С.106-108.

232. Сидоров B.C., Юровицкий Ю.Г., Кирилюк С.Д., Такшеев С.А. Принципы и методы эколого-биохимического мониторинга водоемов // Биохимия экто- и эндотермных животных в норме и при патологии. Петрозаводск : Карельский научный центр РАН. 1990. С. 5-27.

233. Силкина Н.И. Сезонная динамика липидов сыворотки крови и ее связь с иммунологической реактивностью рыб // Автореф. дисс. . канд. биол. наук. М. 1988. 17 с.

234. Слоним А.Д. Экологическая физиология животных. М.: Высшая школа, 1971.447 с.

235. Смирнов Л.П. Гель-хроматография белков печени и мышц некоторых позвоночных животных // Сравнительная биохимия рыб и их гельминтов. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1977. С. 92-99.

236. Смирнов Л.П. Гель-хроматография и диск-электрофорез белков гельминтов // Сравнительные аспекты биохимии рыб и некоторых других животных. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1981. С. 87103.

237. Смирнов Л.П. Применение двойного окрашивания гелей после диск-электрофореза для количественного определения белка на денситометре "Хромоскан" // Биохимия молоди пресноводных рыб. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1985. С. 85-88.

238. Смирнов Л.П. Влияние зимовки и активного плавания на количественное распределение водорастворимых белков мускулатуры сеголеток карпа // Биохимия молоди рыб в зимовальный период. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1987. С. 46-49.

239. Смирнов Л.П. Влияние экологических факторов на белковый состав эк-тотермных животных // Теоретические аспекты экологической биохимии. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН. 1993. С. 139-146.

240. Смирнов Л.П., Богдан В.В. О липидном составе некоторых тканей песцов в норме и при дифиллоботриозе // Новое в физиологии и биохимии пушных зверей. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1977. С. 115-118.

241. Смирнов Л.П., Богдан В.В. Изучение белкового состава лизосом печени некоторых рыб методом гельхроматографии // Биохимия пресноводных рыб Карелии. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР, 1980. С. 8186.

242. Смирнов Л.П. Богдан В.В. Лизосомы цестод // Паразитология. 1989. Т. 23, N3. С.260-263.

243. Смирнов Л.П., Богдан В.В. Жирнокислотный состав лизосомальных мембран цестод Eubothrium crassum и Diphyllobothrium dendriticum // Паразитология. 1992. Т. 26, № 3. С. 234-239.

244. Смирнов Л.П., Богдан В.В. Влияние термошока на липидный составплероцеркоидов некоторых цестод//Паразитология. 1997. Т. 31, №6. С. 543-549.

245. Смирнов Л.П., Киршпок С.Д. Влияние загрязнения окружающей среды на фракционный состав низкомолекулярных пептидов из различных тканей сигов // Серия биологическая. 1994. № 4. С. 617-622.

246. Смирнов Л.П., Сидоров B.C. Сравнительное изучение белковых спектров цестод и их хозяев методами гель-хроматографии и диск-электрофореза // Паразитология. 1984. Т. 18, № 6. С. 430-435.

247. Смирнов Л.П., Тойвонен Л.В. Анализ сывороточных белков карпа методом электрофореза в гомогенном и градиентном полиакриламидных гелях // Биохимия экто- и эндотермных организмов. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1989. С. 144-148.

248. Смирнов Л.П., Юхименко Л.Н. Временные методические рекомендациипо сравнительному анализу штаммов аэромонад методом электрофореза в полиакриламидном геле в присутствии додецилсульфата натрия. M.: ВНИИПРХ. 1988. 14 с.

249. Смирнов Л.П., Юхименко Л.Н. Белковые спектры различных штаммов аэромонад // Биохимия экто- и эндотермных организмов в норме и при патологии. Петрозаводск : Карельский научный центр АН СССР. 1990. С. 111 115.

250. Смирнов Ю.А. Лосось Онежского озера. Биология, воспроизводство и пользование. Л.: Наука. 1971. 143 с.

251. Современное состояние водных объектов республики Карелия. По результатам мониторинга 1992-1997 гг. Под ред. H.H. Филатова, Т.П. Куликовой, П.А. Лозовика. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН. 1998. 188 с.

252. Сорвачев К.Ф. Биологическая химия. М.: Наука. 1971. 570 с.

253. Сорвачев К.Ф. Основы биохимии питания рыб. М.: Легкая и пищевая пром-сть. 1982. 247 с.

254. Сравнительная биохимия водных животных. Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. 1983. 192 с.

255. Стадниченко А.П. Фосфолипиды в пищеварительной железе моллюсков, инвазированных личинками трематод // Паразитология. 1968. Т. 2. С. 35-37.

256. Стадниченко А.П. Патогенное действие партенит трематод на пресноводных моллюсков // Гидробиол. журн. 1977. Т. 13, № 1. С. 117-124.

257. Стейниер Р., Эдельберг Э., Ингрэм Дж. Мир микробов. М.: Мир. 1979 а. Т. 1.320 с.

258. Стейниер Р., Эдельберг Э., Ингрэм Дж. Мир микробов. М.: Мир. 1979 б. Т.2. 334 с.

259. Степанова И.Т., Комов В.Т. Накопление ртути в рыбе из водоемов Вологодской области // Экология. 1997. Т. 28. № 4. С. 196-202.

260. Степанова И.Т., Комов В.Т. Ртуть в абиотических и биотических компонентах озер Северо-Запада России // Экология. 1996. Т. 27. № 3. С. 198-203.

261. Стрельникова А.П., Стрельников A.C., Ляшенко Г.Ф. Условия воспроизводства рыб в Рыбинском водохранилище и его притоках // Современное состояние рыбных запасов Рыбинского водохранилища. Ярославль: ИБВВ РАН. 1997. С. 38-91.

262. Строганов Н.С. Экологическая физиология рыб. М.: Наука. 1962. 444 с.

263. Суховская И.В., Смирнов Л.П, Немова H.H., Комов В.Т. Влияние ртути на фракционный состав низкомолекулярных пептидов мускулатуры окуней Perca ßuviatilis L. // Вопросы ихтиологии. 2001. Т.41. № 5. С. 699-703.

264. Сущенко Н.И. Анализ белковых экстрактов из тканей и отдельных фракций Ascaris suum II Тр. ВИГИСа. 1971. Т. 17. С. 283-284.

265. Теоретические аспекты экологической биохимии. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН. 1993. 212 с.

266. Тодоров И. Клинические лабораторные исследования в педиатрии. София: Медицина и физкультура. 1968. 1068 с.

267. Толстиков Г.А., Мифтахов М.С., Лазарева Д.Н., Помойнецкий В.Д., Сидоров H.H. Простагландины и их аналоги в репродукции животных и человека. Уфа: БНЦ УрО АН СССР, 1989. 419 с.

268. Трувеллер К.А., Алферова Н.М., Масленникова H.A. Электрофоретиче-ское исследование белков сельдей Clupea harengus s.l. // Биохимическая генетика рыб. Мат-лы 1-го Всесоюз. Совещ. Л.: Художник РСФСР. 1973. С. 188-194.

269. Уильяме В., Уильяме X. Физическая химия для биологов. М.: Мир. 1976. 600 с.

270. Федько Л.В. Липидный обмен при экспериментальном дифиллоботрио-зе // Тр. ЛСГИ. 1974. Т. 104. С. 74-76.

271. Флеров Б.А. Эколого-физиологические аспекты токсикологии пресноводных животных. Л.: Наука, Ленингр. отд-ние, 1989. 144 с.

272. Фрезе В.И. Лентецы Европы (экспериментальное изучение полиморфизма). В кн.: Цестоды и трематоды (морфология, систематика и экология). Тр. ГЕЛАН. 1977. Т. 27. С. 174-204.

273. Фреймане Т.Х., Грундуле М.В. Количественные сдвиги липидных фракций в организме карпа под влиянием 2,4-Д-Ка // Экспериментальная водная токсикология. Рига: Зинатне. 1973. Вып. 5. С. 38-43.

274. Фреймане Т.Х., Грундуле М.В. Количественные сдвиги липидных фракций в организме карпа под воздействием лантана и ДДТ // Экспериментальная водная токсикология. Рига: Зинатне. 1976. Вып. 6. С. 248254.

275. Фреймане Т.Х., Платпира В.П. Количественные сдвиги липидных фракций в скелетной и сердечной мускулатуре карпа под влиянием 3,4-Д-Na // Экспериментальная водная токсикология. Рига: Зинатне. 1971. Вып. 2. С. 28-30.

276. Фукс Б.Б., Стерлина А.Г. Исследования механизма действия природных липидных иммуномодуляторов // Докл. АН СССР. 1984. Т. 279, № 5. С. 1261-1263.

277. Харборн Дж. Введение в экологическую биохимию. М.: Мир, 1985. 312 с.

278. Хлебович В.В. Акклимация животных организмов. Л.: Наука. 1981. 136 с.

279. Хорунжая Т.А. Перспективы использования биохимических функций в биомониторинге пресных вод // Гидробиол. журн. 1989. Т. 25, № 5. С. 47-52.

280. Хочачка П., Сомеро Дж. Стратегия биохимической адаптации. М.: Мир. 1977.398 с.

281. Хочачка П., Сомеро Дж. Биохимическая адаптация. М.: Мир. 1988. 568 с.

282. Цыганов Э.Г. Метод прямого метилирования липидов после тонкослойной хроматографии без элюирования с силикагеля // Лаб. дело. 1971. №8. С. 490-493.

283. Шатуновский М.И. Сравнительное изучение липидов сыворотки трески, наваги, речной и полярной камбалы Белого моря // Докл. АН СССР. 1969. Т. 184. С. 1207-1209.

284. Шатуновский М.И. Экологические закономерности обмена веществ морских рыб. М.: Наука, 1980. 283 с.

285. Шатуновский М.И. Экологические закономерности возрастной и сезонной динамики обмена веществ у рыб // Биологические основы рыбоводства: актуальные проблемы экологической физиологии и биохимии рыб. М.: Наука. 1984. С. 28-44.

286. Шварц С.С. Экологические закономерности эволюции. М.: Наука, 1980. 280 с.

287. Шишова-Касаточкина O.A. Биохимия гельминтов. В кн.: Шульц P.C., Гвоздев Е.В. Основы общей гельминтологии. М.: Наука, 1972. Т. 2. С. 372-450.

288. Шишова-Касаточкина O.A., Лев H.A. Специфика потребления белков свиной аскаридой // Проблемы паразитологии в Прибалтике. Рига: Зи-натне. 1970. С. 103-104.

289. Шишова-Касаточкина O.A., Леутская З.К. Биохимические аспекты взаимоотношений гельминта и хозяина. М.: Наука, 1979. 280 с.

290. Шкарин A.B., Мудров В.М., Ильина Е.А., Киреева Т.В. Возможность применения газожидкостной хроматографии для идентификации но-кардий //Пробл. туберкул. 1995. № 4. С. 40-42.

291. Шорм Ф. Белки, их структура и функции. М.: Наука. 1961. 342 с.

292. Шульман Г.Е. Физиолого-биохимические особенности годовых циклов рыб. М.: Пищ. пром-сть, 1972. 368 с.

293. Шульман Г.Е., Куликова Н.И. О связи белкового состава крови крупных таксономических категорий рыб с их филогенией и экологией // Усп. совр. биол. 1966. Т. 62, № 1(4). С. 50-60.

294. Шульман Г.Е. Липиды иих использование при плавании рыб // Элементы физиологии и биохимии общего и активного обмена у рыб. Киев : Наукова Думка. 1978. С. 100-121.

295. Щепкина A.M. Влияние зараженности Contracaecum aduncum на ли-пидный состав тканей черноморской хамсы // Биология моря. 1978. Т. 45. С. 109-112.

296. Щепкина A.M. Особенности липидного состава тканей хамсы, бычка-кругляка в Черном и Азовском морях на протяжении годового цикла и при поражении гельминтами // Автореф. дисс. . канд. биол. наук. Севастополь: ИнБЮМ АН УССР. 1980. 24 с.

297. Щербина М.А. Физиологические закономерности пищеварения у рыб в связи с морфологическими особенностями пищеварительного тракта и экологическими условиями: Автореф. дис. . докт. биол. наук. М., 1980. 52 с.

298. Юрьев Ю.К. Практические работы по органической химии. Вып. 1 и 2. М. Изд-во МГУ. 1964. С. 44-71.

299. Юхименко JI.H. Современные задачи изучения бактериальных болезней рыб // Тр. Зоол. Ин-та АН СССР. 1987. Т. 171.С. 68-81.

300. Юхименко Л.Н., Смирнов Л.П. Вакцина для профилактики бактериально-геморрагической септицемии рыб // Патент RU 2080874 С1 6 А 61К39/02. Бюлл. № 16 от 10.06.97.

301. Юхименко Л.Н., Смирнов Л.П., Викторова В.Ф., Богдан В.В., Немова H.H. Штамм бактерии Aeromonas sobria продуцент протективного ан-тигена//Патент SU 1839458 Al 5С 12 N1/20, А61К 39/02. 23.01.1995.

302. Юхименко Л.Н., Смирнов Л.П., Койдан Г.С., Гусева Н.В. Специфическая профилактика бактериальной геморрагической септицемии рыб // Рыбное хоз-во. Сер. Аквакультура. Информпакет "Болезни рыб". М.: ВНИЭРХ. 1998. Вып. 2. С. 14-21.

303. Яржомбек A.A., Пинчуков Л.А. Элементы жирового обмена карпа в норме и при истощении // Сб. научных трудов ВНИПРХ. 1979. Вып. 23. С. 209-219.

304. Ярыгина Г.В. Липиды трематоды Paramphistomum cervi // Исследование по фауне, систематике биохимии гельминтов Дальнего Востока. Владивосток, 1972. С. 199-203.

305. Abbas M.K., Foor W.E. Ascaris suum: free amino acids and proteins in the pseudocoelom, seminal vesicle and glandular vas deferens // Exp. Parasitol. 1978. Vol. 45. P. 263-273.

306. Abbas M.K., Foster L.A., Cain G.D. Soluble proteins from Schistosoma mansoni and japonicum: a comparative biochemical and immunological analysis // Comp. Biochem. Physiol. 1989. Vol. 93B, N 3. P. 635-642.

307. Abeck D., Johnson A.P., Ballard R.C. et al. Effect of cultural conditions on the protein and lipopolysaccharide profiles of Haemophylus ducreyi analyzed by SDS-PAGE // FEMS Microbiol. Lett. 1987. Vol. 48. P. 397-399.

308. Abraham S., Hansen H.J., Hansen F.V. The effect of prolonged fasting on total lipid synthesis and enzyme activities in the liver of european eel (An' guilla anguilla) Comp. Biochem. Physiol. 1984. Vol. 79B, N 2. P. 285-289.

309. Ackman R.G., Burgher R. D. Cod liver oil fatty acids as secondary reference standards in the GLC of polyunsaturated fatty acids of animal origin: analysis of a dermal oil of the Atlantic leatherback turtle // JAOCS. 1965. Vol. 42. P. 38-42.

310. Ada G. Overview of vaccines // Mol. Biotechnol. 1997. Vol. 8, N 2. P. 123134.

311. Alabaster J.S., Lloyd R. Water quality criteria for freshwater fish. London. 2nd edition. 1982. 362 p.

312. Allam A.F., el Agamy E., Helmy M.H. Molecular and immunological characterisation of Fasciola species // Br. J. Biomed. Sci. 2002. Vol. 59, N 4. P. 191-195.

313. Anadu D.I., Chapman G.A., Curtis L.R., Tubb R.A. Effect of zinc exposure on subsequent acute tolerance to heavy metals in rainbow trout // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1989. Vol. 43. No. 4. P. 329-336.

314. Angelow R.V,, Nicholls D.M. The effect of mercury exposure on liver mRNA translatability and metallothionein in rainbow trout // Comp. Bio-chem. Physiol. 1991. Vol. 100C. No. 3. P. 439 444.

315. Ashour A.A., Taha H.A., el Mohammad A. Comparative SDS-page protein patterns of four ascaridid nematodes // J.Egypt.Soc.Parasitol. 1995. Vol. 25, N 3. P. 761-767.

316. Baer K.N., Thomas P. Influence of capture stress, salinity and reproductive status on zinc associated with metallothionein-like proteins in the livers of three marine teleost species // Mar. Environ. Res. 1990. Vol. 29. No. 4. P. 277-287.

317. Baker D.G., Gershwin L.J. SDS-PAGE profiles of somatic proteins from third-stage infective larvae of Ostertagia ostertagi and Cooperia oncophora II Vet. Parasitol. 1993. Vol. 50, N 1-2. P. 157-160.

318. Bailey H.H., Fairbairn D. Lipid metabolism in helminth parasites. V. Absorption of fatty acids and monoglycerids from micellar solution by Hyme-nolepis. diminuta (Cestoda) I I Comp. Biochem. Physiol. 1968. Vol. 26. P. 819-836.

319. Bajpai P., Bajpai P.K. Eicosapentaenoic acid (EPA) production from microorganisms: a review//J. Biotechnol. 1993. Vol. 30, N 2. P. 161-183.

320. Baksi S. M., Libbus N., Frazier J.M. Induction of metal binding proteins in striped bass, Morone saxatilis, following cadmium treatment // Comp. Bio-chem. and Physiol. 1988. Vol. C91. No 2. P. 355-363.

321. Baldwin J., Hochachka P.W. Functional significance of isoenzymes in thermal acclimation: acetylcholinesterase from trout brain // Biochem. J. 1970. Vol. 116. P. 883-887.

322. Barrett J. Biochemistry of parasitic helminths. London: Basingstoke, 1981. 308 p.

323. Barrett J., Gain G.D., Fairbairn D. Sterols in Ascaris lumbricoides (Nema-toda), Macracanthorhynchus hirudinacaeus and Moniliformis dubius (Acanthocephala) and Echinostoma revolutum (Trematoda) // J. Parasitol. 1970. Vol.56. P. 1004-1009.

324. Bartlett J.C., Iverson J.L. Estimation of fatty acid composition by gas chromatography using peak heights and retention time // J. Assoc. Offic. Analyt. Chemists. 1966. Vol. 49. N 1. P. 21-27.

325. Beach D.H., Sherman I.W., Holz G.G.Ir. Incorporation of docosahexaenoic acid into the lipids of marine elasmobranches // J/ Parasitol. 1973. Vol. 59. P. 655-666.

326. Beach D.H., Holz G.G.Ir., Sempervivo L.H., Honigberg B.M. Temperature-dependent fatty acyl group changes in phospholipids of 37°C-adapted Leishmania donovani promastigotes // J. Parasitol. 1982. Vol. 68. P. 10041009.

327. Beames C.G. Phospholipids of Ascaris lumbricoides with special reference to the fatty acids and aldehydes // Exp. Parasitol. 1964. Vol. 15. P. 357-396.

328. Beames C.G. Neutral lipids of Ascaris lumbricoides with special reference to the esterified fatty acids // Exp. Parasitol. 1965. Vol. 16. P. 291-299.

329. Beames C.G., Fischer F.M. A study of the neutral lipids and phospholipids of the Acanthocephala, M. hirudinaceus and M. dubius II Comp. Biochem. Physiol. 1964. Vol. 13. P. 401-412.

330. Beames C.G., King G.A. Movement of long chain fatty acids across the midgut of Ascaris lumbricoides suum II 44-th annual meeting of the Amer. Soc. of Parasitologists. Washington, D.C. 1969. P. 35-41.

331. Benex J. Fractionment D'un antigene delipide de Fasciola hepatica // Ann. Inst. Pasteur. 1967. Vol. 113. P. 815-822.

332. Benex J. Analyse et evaluation de divers antigens extraits de kystes D'echi-nococcus granulosus // Ann. Inst. Pasteur. 1970. Vol. 118. P. 49-60.

333. Benex J. Communautés antigeniques entre Taenia saginata et Echinococcus granulosus II Bull. Soc. Pathol. Exot. 1972(1973). Vol. 65. P. 563-569.

334. Bessey O., Lowry O.H., Brock M.J. A method of the rapid determination of alkaline phosphatase with five cubic millimeters of serum // J. Biol. Chem. 1946. Vol. 164. P. 321-329.

335. Betka M., Callard G.V. Stage-dependent accumulation of cadmium and induction of metallothionein-like binding activity in the testis of the Dogfish shark, Squalus acanthias II Biol Reprod. 1999. Vol. 60. P. 14-22.

336. Boe B., Gjerde J. Fatty acid patterns in the classification of some representatives of the families Enterobacteriaceae and Vibrionaceae II J. Gen. Microbiol. 1980. Vol. 116. P. 41-49.

337. Bonwick G.A., Fielden P.R., Davies D.H. Hepatic metallothionein levels in roach (Rutilus rutilus L.) continuously exposed to water-borne cadmium // Comp. Biochem. Physiol. C. 1991. Vol. 99. No. 1-2. P. 119-125.

338. Botero H., Reid W.M. Raillietina cesticillus: fatty acid composition // Exp. Parasitol. 1969 . Vol. 25. P. 93-100.

339. Boulanger Y., Lallier R., Cousineau G. Isolation of enterotoxigenic Aeromo-nas from fish // Can. J. Microbiol. 1977. Vol. 23, N 9. P. 1161 1164.

340. Braga V.M., Tavares C.A., Rumjanek F.D. Protein characterization of sexually mature and immature forms of Schistosoma mansoni II Comp. Biochem. Physiol. 1989. Vol. 94 B, N 3. P. 427-433.

341. Branch S.J. Accumulation of amino acids by Moniliformis dubius (Acantho-cephala) // Exp. Parasitol. 1970. Vol. 27. P. 95-99.

342. Brand T. The nature of the metabolic activities of intestinal helminth in their natural habitat: aerobiosis or anaerobiosis // Biodynamica. 1938. Vol. 41. P. 1-13.

343. Brand T. Chemical physiology of endoparasitic animal. N.Y., 1952. 339 p.

344. Brand T. Biochemistry of parasites. N.Y.: Academic Press, 1966. 430 p.

345. Brand T. Biochemistry of parasites. 2-nd ed. N.Y.: Academic Press, 1972. 449 p.

346. Brand T. Biochemistry of helminths // Z. Parasitenk. 1974. Vol. 45. P. 109124.

347. Bremner I., Davies N.T. Induction of metallothionein in rat liver by zinc injection and restriction of food intake // Biochem. J. 1975. Vol. 149. P. 733738.

348. Bremner I., Marshall R. B. Hepatic Cu- and Zn-binding proteins in ruminants. 2. Relationship between Cu and Zn concentrations and the occurencs of a metallothionein-like fraction // Br. J. Nutr. 1974. Vol. 32. P. 283-291.

349. Brichon G., Capelle S., Zwingelstein G. Phospholipids composition and metabolism in the hemolymph of Carcinus maenas (Crustacea, Decapoda) effect of temperature // Comp. Biochem. Physiol. 1980. Vol. 67B. P. 647-652.

350. Brondz I., Olsen I. Fatty acid contents of the yeast and mycelial phase of

351. Candida albicans II J. Chromatogr. Biomedical Applications. 1990. Vol. 533. P. 152-158.

352. Brouwer M., Brouwer-Hoexum T. Interaction of copper-metallothionein from the American lobster, Homarus americanus, with glutation // Arch. Biochem. Biophys. 1991. Vol. 290. No 1. P. 207-213.

353. Brown D.A., Bay S.M., Hershelman G.P. Exposure of scorpionfish (Scor-paena guttata) to cadmium: Effect of acute and chronic exposures on the cytosolic distribution of cadmium, copper and zinc // Aquat. Toxicol. 1990. Vol. 16. No. 4. P. 295-310.

354. Bunton T.E., Frazier J.M. Extrahepatic tissue copper concentrations in white perch with hepatic copper storage // J. Fish. Biol. 1994. Vol. 45. No. 4. P. 627-640.

355. Buteau G.H., Simmons J.E., Fairbairn D. Lipid metabolism in helminth parasites. IX. Fatty acid composition of shark tapeworms and their hosts // Exp. Parasitol. 1969. Vol. 26. P. 209-213.

356. Buteau G.H., Simmons J.E., Beach D.H., Holz G.G., Sherman I.W. The lipids of cestodes from Pacific and Atlantic coast triakid sharks // J. Parasitol. 1971. Vol.57. P. 1272-1278.

357. Butler D.G. Hormonal control of gluconeogenesis in the North American eel (Anguilla rostrata) II Gen. Comp. Endocr. 1968. Vol. 10. P. 85-91.

358. Butterworth J. Studies on the phosphomonoesterases of Ascaris suum (Goeze, 1782) // Ph. D. Thesis: University of Wales. 1970. 90 p.

359. Buttreworth J., Probert A.J. Nonspecific phosphomonoesterases of Ascaris suum. I. Effect of inhibitors, activators and helators // Exp. Parasitol. 1970.1. Vol. 28. P. 557-565.

360. Bylund J. Pathogenic effects of a diphyllobothriids plerocercoid on its host fishes // Comment, biol. Soc. sci. fenn. 1972. Vol. 58, N 11. P. 135-140.

361. Bylund G., Djupsund B.M. Protein profiles as an aid to taxonomy in the genus Diphyllobothrium IIZ. Parsitenk. 1977. Vol. 51. P. 241-247.

362. Caldwell R.S., Vernberg F.J. The influence of acclimation temperature on the lipid composition of fish cell mitochondria // Сотр. Biochem. Physiol. 1970. Vol.34. P. 179-191.

363. Canonica F.P., Pisano M.A. // J. Clin. Microbiol. 1985. Vol. 22, N 6. P. 1061-1062.

364. Carpene E., Cortesi P., Tacconi S., Cattani O., Isani G., Serrazanetti G.P. Cd-metallothionein and metal-enzymes interactions in the goldfish Carassius auratus II Сотр. Biochem. Physiol. 1987. Vol. 86C. No. 2. P. 267-272.

365. Carpene E., Vasak M. Hepatic metallothioneins from goldfish (Carassius auratus L.) // Сотр. Biochem. Physiol. B. 1989. Vol. 92B. No. 3. P. 463468.

366. Carter C.E., Colley D.G. An electrophoretic analysis of Schistosoma man-soni soluble egg antigen preparation // J/ Parasitol. 1978. Vol. 64. P. 385390.

367. Castro C.A., Fairbairn D. Carbohydrates and lipids in Trichinella spiralis larvae and their utilization in vitro // J. Parasitol. 1969. Vol. 55. P. 51-58.

368. Cavier R., Savel J., Monteoliva M. Nature et repartition selons sexe des substances lipidiques chez Ascaris lumbricoides Linne, 1758 // Bull. Soc. Chim. Biol. 1958. Vol. 40. P. 177-187.

369. Cesari I.M. Schistosoma mansoni: distribution and characteristics of alkaline and acid phosphatase // Exp. Parasitol. 1974. Vol. 36. P. 405-414.

370. Chappel L.H., Arme C., Read C.P. Studies of membrane transport. V. Transport of long chain fatty acids in Hymenolepis diminuta (Cestoda) II Biol.

371. Bull. 1969. Vol. 136. P. 313-326.

372. Chatteijee S., Bhattacharya S. Inductive changes in hepatic metallothionein profile in the climbing perch, Anabas testudineus (Bloch) by industrial pollutants // Indian J. Exp. Biol. 1986. Vol. 24. No 7. P. 455-457.

373. Chatteijee A., Maiti I.B. Induction and turnover of catfish (Heteropneustes fossilis) metallothionein //Mol. Cell. Biochem. 1991. Vol. 108. No. 1. P. 2938.

374. Cheng T.C., James H.A. The histopatology of Crepidostomum sp. Infection in the second intermediate host Sphaerium striatinum II Proc. Helminthol. Soc. Wash. 1960. Vol. 27. P. 44-48.

375. Cheng R.W., Ko R.C. Purification of larval Taenia solium antigens by gel filtration//Vet.Parasitol. 1992. Vol. 43, N 1-2. P. 65-73.

376. Chopra A.R., Jain S.K., Vinyak V.R. Khulnum J.R. Phospholipid composition of Dipilidium caninum II Experientia. 1978. Vol. 34, N 11. P. 14571458.

377. Chung Y.B., Lee M., Yang H.J., Chung B.S., Lee S.Y., Choi M.H., Hong S.T. Characterization of partially purified 8 kDa antigenic protein of Clonorchis sinensis II Korean J.Parasitol. 2002. Vol. 40, N 2. P. 83-88.

378. Ciccini T., Belli M., Nesseri E., Passi S. I lipisi della "Taenia saginata" II Ann. Sclavo. 1976. Vol. 18. N 1. P. 82-90.

379. Cmelik S., Bartle Z. Zusammensetzung der lipide von Taenia saginata H Z. physiol. Chem. 1956. Vol. 305. P. 170-176.

380. Cossins A.R. Adaptation of biological membranes to temperature. The effect of temperature acclimation of goldfish upon the viscosity of synaptosomalmembranes // Biochim. biophys. Acta. 1977. Vol. 470. P. 395-411.

381. Cossins A.R., Prosser C.L. Evolutionary adaptations of membranes to temperature // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. Vol. 75. P. 2040-2043.

382. Cutillas C., Espina C., Spakulova M., Arias P. Differential diagnosis of lung nematode parasites from livestock by electrophoretic techniques // Int. J. Parasitol. 1995. Vol. 25, N 2. P. 215-220.

383. Dalai R., Bhattacharya S. Effect of.chronic non-lethal doses of non-metals and metals on hepatic metallothionein in Channa punctatus (Bloch) // Indian J. Exp. Biol. 1991. Vol. 29. No. 7. P. 693-694.

384. Damian R.T. Molecular mimicry: antigen sharing by parasite and host and its consequences II Amer. Nat. 1964. Vol. 98. P. 129-149.

385. Damian R.T., Greene N., Hubbard J. Occurrence of mouse a2-macroglobulin antigenic determinants on Schistosoma mansoni adults with evidence of their nature // J. Parasitol. 1973. Vol. 59. P. 69-73.

386. Daugherty J.W. Intermediary protein metabolism in helminths. IV. The active absorption of metionine by the cestoda Hymenolepis diminuta II Exp. Parasitol. 1957. Vol. 6. P. 60-67.

387. Daugherty J.W., Foster W.B. Comparative studies on amino acid absorption of cestodes // Exp. Parasitol. 1958. Vol. 7. P. 99-107.

388. Davis B.J. Disc-electrophoresis. II. Method and application to human serum proteins // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1964. Vol. 121. P. 404 427.

389. Davis B.J., Lindsay G.K. Disc-electrophoretic analysis of molluscan individuals and populations // Malacologia. 1967. Vol. 5. P. 311-334.

390. Delahunty G., Vlamingt V.L. Photoperiod-temperature interactions on liver plasma metabolites in the goldfish Carassius auratus II Comp. Biochem. Physiol. 1980. Vol. 66A. P. 507-512.

391. De Tong D.W., Olson A.C., Hawkev K.M. Tansen E.F. Effect of cultivation temperature in peroxidasoenzymes of plant cells grown in suspension // Plant

392. Physiol. 1968. Vol.43, N 5. P. 841-844.

393. Dineen J.K. Antigenic relationship between host and parasite // Nature. 1963. Vol. 197, N 4896. P. 471-472.

394. Dissous C., Capron A. Schistosoma mansoni and its intermediate host Biom-phalaria glabrata express a common 39 kilodalton acidic protein // Mol. Biochem. Parasitol. 1989. Vol. 32, N 1. P. 49-56.

395. Doering G.N., Palincsar E.E. Acid phosphatase isozyme profiles in the life cycle of the nematode Panagrellus silusiae II Trans. 111. State Acad. Sei. 1977. Vol. 70. P. 57-65.

396. Duquesne S., Degros N., Janquin M.A., Richard A. Hepatic metal-binding proteins in two species of marine flatfish: Dab (Limanda limanda) and lemon-dab (Microstomas kitt) II Oceanis Doc. Oceanogr. 1991. Vol. 17. No. 3. P. 225.

397. Elliott J.M. Some aspects of thermal stresses on freshwater teleosts // Stress in fish. London: Academic Press. 1981. P. 209-249.

398. Ellman G.L. Tissue sulfhydryl groups // Arch. Biochem. Biophys. 1959. Vol. 82. P. 70-75.

399. Enders A., Notzel H. Spezifische Veränderungen im Kleinhirn bei chronischer oraler Vergiftung mit Sublimat // Arch. Exp. Path. Pharmacol. 1965. Vol. 225. P. 346.

400. Eveleigh E.S. A comparison of soluble proteins fractions in two acantho-cephalan genera// Can. J. Zool. 1974. Vol. 52. P. 823-825.

401. Fairbairn D. Lipids of the female reproduction organs in Ascaris lumbricoi-des II Can. J. Biochem. Physiol. 1955a. Vol. 33. P. 31-37.

402. Fairbairn D. Embryonic and postembryonic changes in the lipids of Ascaris lumbricoides egg // Can. J. Biochem. Physiol. 1955b. Vol. 33. P. 122-129.

403. Fairbairn D. The muscle and integument lipids in female Ascaris lumbricoides II Can. J. Biochem. Physiol. 1956. Vol. 34. P. 39-45.

404. Fairbairn D. The in vitro hatching of Ascaris lumbricoides eggs // Can. J. Zool. 1961. Vol.39. P. 120-126.

405. Fairbairn D., Jones R. Cholesterol from Ascaris lumbricoides (Nematoda) I I Can. J. Chem. 1956. Vol. 34. P. 566-574.

406. Fairbairn D., Passey R.F. Occurrence and distributin of tregalose and glico-gen in the eggs and tissue of Ascaris lumbricoides II Exp. Parasitol. 1957. Vol. 6. P. 566-574.

407. Fairbairn D., Wertheim G., Harpur R.P., Schuller E.L. Biochemistry of normal and irradiated strains of Hymenolepis diminuta II Exp. Parasitol. 1961. Vol. 11, N 3. P. 248-263.

408. Faure-Fremiet E. Le cycle geminatif eher l'Ascaris megalocephala // Arch. Anat. Microscop. 1913. Vol. 15. P. 435-457.

409. Faust F., Talqvist T.W. Uber die Ursachen der Bothriocephalus Anaemie auf Physiologisch chemischer Grundlage // Archiv f. Exp. Pathol, u. Pharmacol. 1907. Vol.57. P. 367-385.

410. Fitzhugh O.G., Nelson A.A., Lang E.P., Kunze F.M. Chronic oral toxicities of mercuri-phenil and mercuric salt // Salt. Hyg. Occup. Med. 1950. Vol. 2. P. 433.

411. Flodin P. Dextran gels and their application in gel filtration // Ph. D. Thesis. Uppsala. 1962. 90 p.

412. Flury F. Zur Chemie und Toxicologic der Ascariden // Arch. Exp. Path. Pharmacol. 1912. Vol. 67. P. 275-392/

413. Folch J., Lees M., Sloan-Stanley G.H. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissue (for brain, liver and muscle)

414. J. Biol. Chem. 1957. Vol. 226, N 1. P. 497-509.

415. Fountoulakis M., Takacs B., Langen H. Two-dimensional map of basic proteins of Haemophilus influenzae II Electrophoresis. 1998. Vol. 19, N 5. P. 761-766.

416. Freeman T. Smith J. Human serum protein fractionation by gel filtration // BiochemJ. 1970. Vol. 118. No 5. P. 869-873.

417. Fukumoto S., Takechi M., Kamo H., Yamaguchi T. Comparative studies on soluble protein profiles and isozyme patterns of seven Trichinella isolates // Parasitoses. 1987. Vol. 73, N 4. P. 352-357.

418. Fukushima T., Abe K., Nakagawa A., Yamane Y. Fatty acid composition of plerocercoid and adult of Spirometra erinacei and the host-parasite relationship // Int. J. Parasitol. 1988. Vol. 18, №1.P. 27-31.

419. Fukushima H., Martin C.E., Iida H., Kitajima Y., Thompson G.A., Nozawa Y. Changes in membrane lipid composition during temperature adaptation by a termotolerant strain of Tetrahymena pyriformis II Biochim. byophys. acta. 1976. Vol. 431, № LP. 165-179.

420. Gagne F., Marion M., Denizeau F. Metal homeostasis and metallothionein induction in rainbow trout hepatocytes exposed to cadmium// Fundam. Appl. Toxicol. 1990. Vol. 14. No 2. P. 429-437.

421. Gailly C., David F., Sandra P., Laneelle M.A., Cocito C. Lipid compositionof leprosy-derived corynebacteria, a distinct group of corynebacteria, and of a reference Corynebacterium // Biotechnol.Ther. 1993. Vol. 4, N 1-2. P. 99116.

422. Garate T., Rivas L. Comparative study on polypeptide patterns of larvae of Trichinella isolates by two dimensional electrophoresis // J. Helmintol. 1987. Vol. 61, N3. P. 228-238.

423. Gedamu L. Regulation of rainbow trout metallothionein genes by heavy metals // Mar. Environ. Res. 1993. Vol. 35. No 1-2. P. 215-216.

424. George S.G. Cadmium effects on plaice liver xenobiotic and metal detoxica-tion systems: Dose-response // Aquat. Toxicol. 1989. Vol. 15. No 4. P. 303310.

425. George S., Burgess D., Leaver M., Frerichs N. Metallothionein induction in cultured fibroblasts and liver of a marine flatfish, the turbot, Scophthalmus maximus //Fish Physiol. Biochem. 1992. Vol. 10. No 1. P. 43-54.

426. George S., Todd K., Tytler P., Wright J. Expression of the metallothionein gene in marine flatfish: Studies of its ontogeny and heavy metal inducibility // 3rd International Marine Biotechnolodgy Conference, Tromsoe, Norway. 1994. P. 82.

427. Ginger C.D., Fairbairn D. Lipid metabolism in helminth parasites. I. The lipids of Hymenolepis diminuta (Cestoda) I I J. Parasitol. 1966a. Vol. 52. P. 1086-1096.

428. Ginger C.D., Fairbairn D. Lipid metabolism in helminth parasites. II. The major origins of the lipids of Hymenolepis diminuta (Cestoda) // J. Parasitol. 1966b. Vol. 52. P. 1097-1107.

429. Glynn A.W., Olsson P. E. Cadmium turnover in minnows (Phoxinus phox-inus) preexposed to waterborne cadmium // Environ. Toxicol. Chem. 1991. Vol. 10. No 3. P. 383-394.

430. Goil M.M. Fat metabolism in trematode parasites // Z. Parasitenk. 1958. Vol. 18. P. 320-323.

431. Goil M.M. Physiological studies in trematodes. Lipid fraction in Gastrotylax crumenifer II Parasitology. 1964. Vol. 54. P. 81-85.

432. Goil M.M. Phosphatase systems in Fasciolopsis buski Lankaster, 1857 and Gastrodiscus aegyptiacus Cobbold, 1876 // Parasitology. 1973. Vol. 67. P. 197-204.

433. Goodfellow M., Minnikin D.E. Chemical methods in bacterial systematics // Academic Press, London. 1985. 235 p.

434. Gore R.W., Sadun E.H., Hoff R. Echinococcus granulosus and E. multilocularis soluble antigen fluorescent antibody test // Exp/ Parasitol. 1970. Vol. 28. P. 272-279.

435. Grandini S. Copper and cadmium in teleost tissues // Il-Pesce. 1993. No. 4. P. 54-73.

436. Greenwalt D.E., Borchers H.A. An electrophoretic study of caecal proteins of Clinostomum marginatum (Trematoda) // J. Minn. Acad. Sei. 1977. Vol. 43. P. 18-20.

437. Gupta S.P., Gupta R.C. Phosphatase activity in Ganeo tigrinum from Rana tigrina II Z. Parasitenk. 1977. Vol. 54. P. 89-94.

438. Hamer D.H. Metallothionein // Annu. Rev. Biochem. 1986. Vol. 55. P. 913951.

439. Hamza-Chaffai A., Amiard-Triquet C., El Abed A. Metallothionein-like protein: is it an efficient biomarker of metal contamination? A case study based on fish from the Tunisian coast // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1997. Vol. 33. P. 53-62.

440. Hansen N., Freney L., Lable M., Renoud F., Yourassowsky E. Gas-liquid chromatographic analysis of cellular fatty acid methyl esters in Aero-monas species //Lbl. Bacteriol. 1991. Vol. 275, #1. P. 1-10.

441. Harrington G. The lipid content of Hymenolepis diminuta and Hymenolepis citelli II Exp. Parasitol. 1965. Vol. 17, N 2. P. 287-295.

442. Haynes W.D.C. Taenia crassiceps: uptake of basic and aromatic amino acids by larvae II Exp. Parasitol. 1970. Vol. 27. P. 256-264.

443. Hazel J.R. The regulation of cellular function by temperature induced alterations in membrane composition // Eff. Temp. Ecthotermic Organisms. Berlin. 1973. P. 55-67.

444. Hazel J. R. Influence of thermal acclimation of membrane lipid composition of rainbow trout liver // Amer. J. Physiol. 1979. Vol. 236. P. R91-R101.

445. Hazel J.R., Prosser C.L. Molecular mechanisms of temperature compensation in poikilotherms // Physiol. Rev. 1974. Vol. 54. P. 620-677.

446. Heat-shock proteins: from bacteria to man. Berlin etc. 1982. 450 p.

447. Herzig A., Winkler H. Der einfluB der tempertur und die embryonalle einwicklung der Cypriniden // Ost. Fish. 1985. Bd. 38. S. 182-196.

448. Higham D.P., Sadler P.J., Scawen M.D. Cadmium-Resistant Pseudomonas putida Synthesizes Novel Cadmium Proteins // Science. 1984. Vol. 225. P. 1043-1045.

449. Hillyer G.V., Pelley R.D., del Llano de Diaz A. Solubilisation of antigens of Fasciola hepatica which react with antibodies to Schistosoma mansoni II J. Parasitol. 1979. Vol. 65. P. 55-60.

450. Hillyer G.V., Garcia Rosa M.I., Alicea H., Hernandez A. Successful vaccination against murine Schistosoma mansoni infection with a purified 12 Kd Fasciola hepatica cross-reactive antigen // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1988. Vol. 38, N l.P. 103-110.

451. Hobson J.F., Birge W.J. Acclimation-induced changes in toxicity and induction of metallothionein-like proteins in the fathead minnow following sublethal exposure to zinc // Environ. Toxicol. Chem. 1989. Vol. 8. No 2. P. 157-169.

452. Hochachka P.W., Clayton-Hochachka B. Glucose-6-phosphate dehydrogenase and thermal acclimation in the mullet fish // Mar. biol. 1973. Vol. 18, N 4. P. 251-259.

453. Hogstrand C., Haux C. Induction of metallotionein by cadmium in blue stripped grunt (Haemulon sciurus) II Mar. Environ. Res., 1989. Vol. 28. No 1-4. P. 191-194.

454. Hogstrand C., Haux C. A radioimmunoassay for perch (Perca fluviatilis) metallothionein//Toxicol. Appl. Pharmacol. 1990. Vol. 103. No 1. P. 56-65.

455. Holton R.W., Blecker H.H., Onore M. Effect of growth temperature on the fatty acid composition of blue-green alga // Phytochemistry. 1964. Vol. 3. P. 595-602.

456. Hopkins C.A., Callow P. Methionine flux between a tapeworm {Hymenolepis diminuta) and its environment // Parasitology. 1965. Vol. 55. P. 653-666.

457. Howard A.G., Nickless G. Protein binding of cadmium, zinc and copper in environmentally insulted limpets Patella vulgata. J. Chromatogr. 1975. Vol. 104. No 2. P. 457-459.

458. Hussain S., Slikker W. Jr., Ali S.F. Role of metallothionein and other antioxidants in scavenging superoxide radicals and their possible role in neuroprotection//Neurochem Int. 1996. Vol. 29. P. 145-152.

459. Hylland K., Haux C., Hogstrand C. Hepatic metallothionein and heavy metals in dab Limanda limanda from the German Bight // Mar. Ecol. Prog.-Ser.1992. Vol. 91. No 1-3. P. 89-96.

460. Hylland K., Haux C., Hogstrand C., Sletten K., Andersen R.A. Properties of cod metallothionein, its presence in different tissues and effects of Cd and Zn treatment //Fish Physiol. Biochem. 1994. Vol. 13. No 1. P. 81-91.

461. Hylland K., Haux C, Hogstrand C. Immunological characterization of metallothionein in marine and freshwater fish //Responses of Marine Organisms to Pollutants Primo 7. 1995. Vol. 39. No 1-4. P. 111-115.

462. Hyllner S.J., Andersson T., Haux C., Olsson P.E. Cortisol induction of metallothionein in primary culture of rainbow trout hepatocytes // J. Cell. Physiol. 1989. Vol. 139. No 1. P. 24-28.

463. Isseroff H., Read C.P. Studies on membrane transport. VI. Absorption of amino acids by facioliid trematodes // Comp. Biochem. Physiol. 1969. Vol. 30. P. 1153-1159.

464. Jacobsen N.S., Fairbairn D. Lipid metabolism in helminth parasites. III. Biosynthesis and interconversion of fatty acids by Hymenolepis diminuta (Ces-toda) // J. Parasitol. 1967. Vol. 53. P. 335-361.

465. James A.T. Determination of the degree of unsaturation of long chain fatty acids by gas liquid chromatography // J. Chromatogr. 1959. Vol. 2. P. 552561.

466. Jamieson G.R., Reid E.H. The analysis of oils and fats by gas chromatography. Correlation of retention data with polarity of stationary phase // J. Chromatogr. 1969. Vol. 42, N 3. P. 304-310.

467. Jamieson G.R. GLC-identification techniques for long-chain unsaturated fatty acids // J. Chromatogr. Sci. 1975. Vol. 13, N10. P. 491-497.

468. Jangaard P.M., Ackman R.G., Sipos J.C. Seasonal changes in fatty acid composition of cod liver, flesh, roe and milt lipids // J. Fish. Res. Board Canada. 1967. Vol. 24. P. 613-627.

469. Jezyk P.F. Glycerolipid metabolism in Ascaris lumbricoides II Canad. J. Biochem. 1968. Vol. 46. P. 1167-1173.

470. Jimenez L., Fernandez-Velasco D.A., Willms K., Landa A. A comparative study of biochemical and immunological properties of triosephosphate iso-merase from Taenia solium and Sus scrofa // J.Parasitol. 2003. Vol. 89, N2. P. 209-214.

471. Jordan S.A., Bhatnagar M.K., Bettger W.J. Combined effects of methylmer-cury, lead, and cadmium on hepatic metallothionein and metal concentrations in the pekin duck // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1990. Vol. 19. No 6. P. 886-891.

472. Jowko G., Jezirska B. The effect of starvation on the chemical composition of the body of carp fry (Cyprinus carpio) // Pol. Arch. Hydrobiol. 1984. Vol. 32, #2. P. 135-144.

473. Kagi J.H.R., Vallee B.L. Metallothionein: a cadmium and zinc-containing protein from equine renal cortex // J. Biol. Chem. 1961. Vol. 236. P. 2435.

474. Kagi J.H.R., Himmelhoch S.R., Wanger P.D., Bethue J.D., Vallee B.L Equin hepatic and renal metallothionein. Purification, molecular weight, amino acid composition and metal content. J. Biol. Chem. 1974. Vol. 249. P. 3537-3542.

475. Kammann U. Metallothioneins and polychlorinated biphenyls in fish from the river Elbe and the North Sea // Schr. Bundesforschungsanst. Fisch. Hamb. 1995. P. 101.

476. Kaneda T. Fatty acids in the genus Bacillus. 2. Similarity in the fatty acid compositions of Bacillus thuringiensis, Bacillus anthracis and Bacillus cereus // J. Bacterid. 1968. Vol. 95, N 6. P. 2210-2216,

477. Kassell B. Proteolytic enzyme inhibitors from Ascaris lumbricoides II Methods of enzymology. N.Y. 1970. Vol. 19. P. 872-883.

478. Kassis A.I., Frayha G.J. Lipids of the cysticerci of Taenia hydatigena (Ces-toda) II Comp. Biochem. Physiol. 1973. Vol. B46. P. 435-443.

479. Kasuga-Aoki H., Tsuji N., Suzuki K., Isobe T., Yoshihara S. Identification ofsurface proteins and antigens from larval stages of Ascaris suum by two-dimensional electrophoresis // Parasitology. 2000. Vol. 121, Pt 6. P. 671-676.

480. Katsuhiko K., Takashi A., Tadatoshi K. Immersion vaccination water-borne challenge of ayu (Plecoglossus altivelis) against vibriosis // Te6e iohkio, Fish pathol. 1983. V. 18, N3. P. 143-149.

481. Kaulenas M.S., Fairbairn D. Introduction of permeability in infective and uninfective eggs of Ascaris lumbricoides II J. Parasitol. 1967. Vol. 53. P. 121-126.

482. Kemp P., Smith M.W. Effect of temperature acclimatization on the fatty acid composition of goldfish intestinal lipids // Biochem. J. 1970. Vol. 117. N 1. P. 9-15.

483. Kennedy M.W., Maizels R.M., Meghji M., Young L., Qureshi F., Smith H.V. Species-specific and common epitopes on the secreted and surface antigens of Toxocara cati and Toxocara canis infective larvae // Parasite Immunol. 1987. Vol. 9, N4. P. 407-420.

484. Kent N.H. Comparative immunochemistry of larval and adult forms of S. mansoni II Ann. N.Y. Acad. Sci. 1963a. Vol. 113. P. 110-113.

485. Kent N.H. Fractionation, isolation and definition of antigens from parasitic helminths //Ann. J. Hyg., Monographic series. 1963b. Vol. 22. P. 30-45.

486. Kilejan A., Ginger C.D., Fairbairn D. Lipid metabolism in helminth parasites. IV. Origins of the intestinal lipids available for absorption by Hyme-nolepis diminuta II J. Parasitol. 1968. Vol. 54. P. 63-68.

487. Kille P., Stephens P.E., Kay J. Elucidation of cDNA sequences for metal-lothioneins from rainbow trout, stone loach and pike liver using the polymerase chain reaction // Biochem. Biophys. Acta. 1991. Vol. 1089. No 3. P. 407-410.

488. Kille P., Kay J., Leaver M., George S. Induction of piscine metallothionein as a primary response to heavy metal pollutants: Applicability of new sensitive molecular probes // Aquat. Toxicol. 1992a. Vol. 22. No 4. P. 279-286.

489. Kille P., Kay J., Sweeney G. Molecular biology and environmental induction of piscine metallothionein // Mar. Environ. Res. 1995. Vol. 39. No 1-4. P. 107-110.

490. Kim S.I., Cho S.Y. Protein composition and antigenicity of the tegument from Paragonimus westermani I I Korean J. Parasitol. 2003. Vol. 31, N 3. P. 269-276.

491. Kito H., Ose Y., Mizuhira V., Sato Т., Ishikawa Т., Tazawa T. Separation and purification of (Cd, Cu, Zn)-metallothionein in carp hepato-pancreas // Сотр. Biochem. and Physiol. 1982a. Vol. C73. No 1. P. 121-127.

492. Kito H., Tazawa Т., Ose Y., Sato Т., Ishikawa T. Formation of metallothionein in fish // Сотр. Biochem. and Physiol. 1982b. Vol. C73. No 1. P. 129-134.

493. Kito H., Ose Y., Sato T. Cadmium-binding protein (metallothionein) in carp // Environ. Health Perspect. 1986. Vol. 65. P. 117-124.

494. Klavercamp J. F., Duncan D.A. Acclimation to cadmium toxicity by white suckers: cadmium binding capacity and metal distribution in gill and liver cytosol // Environ. Toxicol, and Chem. 1987. Vol. 6. No 4. P. 275-289.

495. Knipprath W.G., Mead J.F. The effect of environmental temperature on the fatty acid composition and in vivo incorporation of 1-C14 acetate in gold fish (Carassius auratus L.) II Lipids. 1968. Vol. 3. P. 121-128.

496. Koizumi N., Miyajima M., Susukida M. Variation of zinc and copper in met-allothionein-like protein in killifish (Oryzias latipes) exposed to cadmium //

497. Chemosphere. 1992. Vol. 24. No 12. P. 1799-1803.

498. Kong Y., Chung Y.B., Cho S.Y., Choi S.H., Kang S.Y. Characterization of three neutral proteases of Spirometra mansoni plerocercoid // Parasitology. 1994. Vol. 108, Pt 3. P. 359-368.

499. Kotsonis F.N., Klassen C.D. Comparison of methods for estimating hepatic metallothionein in rats // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1977. Vol. 42. P. 583588.

500. Kuroshima R Comparison of cadmium accumulation in tissues between carp Cyprinus carpio and red sea bream Pagrus major II Nippon Suisan Gakkai-shi Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1992. Vol. 58. No 7. P. 1237-1242.

501. Kuroshima R Hepatic metallothionein and glutathione levels in red sea bream // Comp. Biochem. Physiol. 1995. Vol. 110C. No 1. P. 95-100.

502. Kuroshima R., Kimura S., Date K., Yamamoto Y. Kinetic analysis of cadmium toxicity to red sea bream, Pagrus major II Ecotoxicol. Environ. Saf. 1993. Vol. 25. No 3. P. 300-314.

503. Kusel J.R. Protein composition and protein synthesis in the surface membranes of Schistosoma mansoni II Parasitology. 1972. Vol. 65. P. 55-59.

504. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during assembly of the head of bacteriophage T4II Nature. 1970. Vol. 227. P. 680-685.

505. Lagerspetz K.Y.H., Kohonen J., Tirr R. Temperature acclimation of the ATP-ase activities in the nerve cord of the earthworm Lumbricoides ter-restris L. // Comp. Biochem. Physiol. 1973. Vol. 44B. P. 823-827.

506. Lambert M.A. Hickman-Benner F.W., Farmer III J .J., Moss C.W. Differentiation of Vibrionaceae species by their cellular fatty acid composition // Int.

507. J. Syst. Bacterid. 1983. Vol. 33. P. 777-792.

508. Laqueux R. Presence de larves plerocercoides de Diphyllobothrium (Ces-tode), sur la truite de Quebec // Natur. Canad. 1966. Vol. 23. P. 440-441.

509. Larson A., Lewander K. Metabolic effects of starvation in the eel, Anguilla anguilla L. // Comp. Biochem. Physiol. 1973. Vol. 44A. P. 344-367.

510. Laurent T.S., Killander J. A theory of gel filtration and its experimental verification//J. Chromatogr. 1964. Vol. 14. P. 317-330.

511. Lee D.L. The physiology of nematodes. Edinburgh @ London: Oliver @ Boyd, 1965. 154 p.

512. Lee Y.H., Shaikh Z.A., Tohyama C. Urinary metallothionein and tissue metal levels of rats injected with cadmium, mercury, lead, copper or zinc // Toxicology. 1983. Vol. 27. P. 337-345.

513. Lee K.S., Chun K.J., Kim K.C., Choi Y.H., Kim J.K. Biomonitoring of uranium and heavy metal pollution. Cleveland: CRC Press. 1992. 65 pp.

514. Lee H.J., Lee C.S., Kim B.S., Joo K.H., Lee J.S., Kim T.S., Kim H.R. Purification and characterization of a 7-kDa protein from Clonorchis sinensis adult worms // J. Parasitol. 2002. Vol. 88, N 3. P. 499-504.

515. Lehman A. J. Chemical in foods: a report to the Association of Food and Drug Officials on current developments. II. Pesticides // Quart. Bull. Ass. Food Drug. Officials U.S. 1951. Vol. 15. P. 122.

516. Lewis R.W. Temperature and pressure effects on the fatty acids of some marine ectotherms // Comp. Biochem. Physiol. 1962. Vol. 6. P. 75-98.

517. Lin Lih Yuan, Huang P.C. Complete homology in metallothionein from two genera of ducks and their hybrids // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1990.

518. Vol. 168. No l.P. 182-187.

519. Love R.M. The chemical biology of fishes. London. 1982. Vol.2. 943 p.

520. Lovern J.A. Fat metabolism in fishes. IV. Mobilization of depot fat in the salmon // Biochem. J. 1934. Vol. 28. P. 1955-1960.

521. Lovern J.A. The composition of the depot fats of aquatic animals // Great Britain Dep. Sci. Industr. Res. Food Invest. Board Spec. Rep. 1942. Vol. 51. P. 72.

522. Lovern J.A. The lipids of marine organisms // Oceanogr. Mar. Biol. 1964. Vol. 2. P. 169-191.

523. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.Z., Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. Vol. 193. P. 265-275.

524. Lumsden R.D., Harrington G.W. Incorporation of linoleic acid by the ces-tode Hymenolepis diminuta (Rudolphi, 1819) // J. Parasitol. 1966. Vol. 52. P. 695-700.

525. Maclinika-Roguska B. Preparation of Taenia saginata antigens and chemical analysis of antigens fractions // Acta parasitol. Pol. 1965. Vol. 13. P. 337347.

526. Malencik D., Claus W., Heizmann E., Fischer H. Structural protein of dogfish skeletal muscle // Biochem. J. 1975. Vol. 14. P. 715-721.

527. Maclinika-Roguska B. Studies on Moniezia expansa antigens. I. Isolation and chemical analysis I I Acta parasitol. Pol. 1970. Vol. 18. P. 267-276.

528. Malik V.S. // Advances in applied microbiology. 1989. V. 34. P. 263 306.

529. Margoshes M., Vallee B.T. A cadmium protein from equine kidney cortex// J. Amer. Chem. Soc. 1957. Vol. 79. P. 4813-4814.

530. Matskasi I., Nemeth I. Ligula intestinalis (Cestoda: Pseudophyllidae): studies on the properties of proteolytic and protease inhibitor activities of plero-cercoid larvae // Intern. J. Parasitol. 1979. Vol. 9, N 3. P. 221-227.

531. Maule A.G., Tripp R.A. Kaatari S.L., Schreck C.B. Stress alters immunefunction and disease resistance in chinook salmon (Oncorhynchus tchawytscha) II J. Endocrinol. 1989. V. 120, N1. P. 135-142.

532. Mclnnes J., Trust T.J., Crosa J.H. Deoxyribonucleic acid relationship among members of the genus Aeromonas II Can. J. Microbiol. 1979. Vol. 25, N 5. p. 579-586.

533. Mc Magon P.A. Phospholipids of larval and adult Taenia taeniaeformis II Exp. Parasitol. 1961. Vol. 11. P. 156-160.

534. Mercury in the environment. Cleveland. CRC. Press. Ed. Friberg L., Vostal J. 1972.216 pp.

535. Meyer F., Kimura S., Mueller I.F. Lipid metabolism in the larval and adult form of the tapeworm Spirometra mansonoides II J. Biol. Chem. 1966. Vol. 241, N 18. P. 4224-4232.

536. Meyer F., Meyer H., Bueding E. Lipid metabolism in the parasitic and free living flatworms, Schistosoma mansoni and Dugesia dortocephala II Bio-chim. Biophys. Acta. 1970. Vol. 210. P. 257-266.

537. Mikulikova L. Studies on species specificity of proteins in Ascaris lumbri-coides and Ascaris suum II Folia parasitol. 1976. Vol. 23. P. 45-50.

538. Miller V.L., Gould C.J., Polley D. Some chemical properties of phenylmer-cury acetate in relation to fungicidal performance // Phytopatology. 1957. Vol. 47. P. 722.

539. Miller N.G.A., Hill M.N., Smith M.W. Positional and species analysis of membrane phospholipids extracted from goldfish adapted to different environmental temperatures // Biochim. biophys. acta. 1976. Vol. 455. P. 644654.

540. Mills C.K., Kent N.H. Excretions and secretions of Trichinella spiralis and their role in immunity// Exp. Parasitol. 1965. Vol. 16. P. 300-310.

541. Monteoliva M. Estudio comparativo de las fracciones lipidicas de Ascaris lumbricoides y Ascaris galli II Rev. iber. Parasitol. 1960. Vol. 20. P. 573589.

542. Monteoliva M. Biochimica del Ascaris lumbricoides del cerdo. I. Components de liquido perivisceral // Rev. iber. Parasitol. 1973. Vol. 33. P. 407425.

543. Nakagawa A., Fukushima T., Fukumoto S. Fatty acid composition of Di-phyllobothrium cestodes with reference to their hosts // Yonago Acta medica. 1987. Vol. 30, №1. P. 65-80.

544. Nasset E.S. Role of the digestive system in protein metabolism // Fed. Proc. 1965. Vol. 24. P. 953-958.

545. Needham P.R., Behnke R.J. The effect of Nematode (Philonema) and Ces-toda (Diphyllobothrium) parasites in rainbow trouts of Tebay Lake, Alaska // Trans. Amer. Fish. Soc. 1965. Vol. 94, N 2. P. 184-196.

546. Newman S.G. Immunization of salmonids against furunculosis // Te6e k3h-kio, Fish pathol. 1985. V. 20, N 2-3. P. 403-411.

547. Noel-Lambot F., Gerday C., Disteche A. Distribution of Cd, Zn and Cu in liver and gills of the eel Anguilla anguilla with special reference to metal-lothioneins//Comp. Biochem. Physiol. 1978. C 61. P. 177-187.

548. Nordberg M., Trojanovska B., Nordberg G.F. Studies on metal-binding proteins of low molecular weight from renal tissues of rabbits exposed to cadmium or mercury // Environ. Physiol. Biochem. 1974. Vol. 4. P. 149-158.

549. Nordberg G.F., Goer R.A., Nordberg M. Comparative toxicity of cadmium cloride on mouse kidney // Arch. Pathol. 1975. Vol. 99. P. 192-197.

550. Norey C.G., Cryer A., Kay J. Cadmium uptake and sequestration in the pike (Esox lucius) // Comp. Biochem. Physiol., C. 1990. Vol. 95C. No 2. P. 217

551. Oh S. H., Deagen J. T., Whanger P. D., Weswig P. H. Biological function of metallothionein. V. Its induction in rats by various stresses. // Am. J. Physiol. 1978. Vol. 234. P. E282-285.

552. Oldenborg V., Van Vugt F., Van Golde L.M.G. Composition and metabolism of phospholipids of Fasciola hepatica, the common liver fluke // Biochim. Biophys. Acta. 1975. Vol. 398. P. 101-110.

553. Olsson P.E., Hogstrand C. Subcellular distribution and binding of cadmium to metallothionein in tissues of rainbow trout after exposure to su-per(109)Cd in water // Environ. Toxicol. Chem. 1987. Vol. 6. No. 11. P. 867874.

554. Olsson P.E., Haux C., Foerlin L. Variations in hepatic metallothionein, zinc and copper levels during an annual reproductive cycle in rainbow trout, Salmo gairdneri II Fish Physiol. Biochem. 1987. Vol. 3. No 1. P. 39-47.

555. Olsson P.E., Larsson A., Haux C. Metallothionein and heavy metal levels in rainbow trout («Salmo gairdneri) during exposure to cadmium in the water // Mar. Environ. Res. 1988. Vol. 24. No 1-4. P. 151-153.

556. Olsson P.E., Zarfarullah M., Gedamu L. A role of metallothionein in zinc regulation after oestradiol induction of vitellogenin synthesis in rainbow trout, Salmo gairdneri // Biochem. J. 1989. Vol. 257. No 2. P. 555-559.

557. Olsson P.E., Zafarullah M., Foster R., Hamor T., Gedamu L. Developmental regulation of metallothionein mRNA, zinc and copper levels in rainbow trout, Salmo gairdneri II Eur. J. Biochem. 1990. Vol. 193. No 1. P. 229-235.

558. Omar M.S., Kulow F. Localization of acid phosphatase in microfilariae of Zoa loa and Dipetalonema perstans from Cameroon // Tropenmed. Und Parasitol. 1977. Vol. 28. P. 552-553.

559. Omar M.S, Shulz-Key H. Acid phosphatase activity in the larval stages of Onchcerca volvulus developing in the vector Simulium damnosum II Tropenmed. und Parasitol. 1978. Vol. 29. P. 359-363.

560. Oriol R., Williams J.E., Perez E., Oriol C. Purification of lipoprotein antigens of Echinococcus granulosus from sheep hydatid fluid // Amer. J. Trop. Med. Hyg. 1971. Vol. 20. P. 569-579.

561. Overnell J., Coombs T.L. Purification and properties of plaice metal -lothionein, a cadmium-binding protein from the liver of the plaice (Pleuro-nectesplatessa) II Biochem. J. 1979. Vol. 183. No 2. P. 277-283.

562. Overnell J., Mcintosh R., Fletcher T.C. The levels of liver metallothionein and zinc in plaice, Pleuronectes platessa L., during the breeding season, and the effect of oestradiol injection II J. Fish Biol. 1987. Vol. 30. No 5. P. 539546.

563. Overnell J., Abdullah M.I. Metallothionein and metal levels in flounder Platichthys flesus from four field sites and in flounder dosed with waterborne copper II Mar. Ecol. Prog. Ser. 1988. Vol. 46. No 1-3. P. 71-74.

564. Overnell J., Mcintosh R. The effect of supplementary dietary copper on copper and metallothionein levels in the fish, dab, Limanda limanda II Mar. Environ. Res. 1988. Vol. 26. No 4. P. 237-247.

565. Overnell J., Fletcher T.C., Mcintosh R. The apparent lack of effect of supplementary dietary zinc on zinc metabolism and metallothionein concentrations in the turbot, Scophthalmus maximus (Linnaeus) // J. Fish Biol. 1988a. Vol. 33. No 4. P. 563-570.

566. Overell J., Fletcher T.C., Mcintosh R. Factors affecting hepatic metallothionein levels in marine flatfish // Mar. Environ. Res. 1988b. Vol. 24. No1.4. P. 155-158.

567. Pantosti A., Cerquetti M., Gianfrilli P.M. Electrophoretic characterization of Clostridium difficile strains isolated from antibiotic-associated colitis and other conditions // J. Clin. Microbiol. 1988. Vol. 26, N 3. P. 540-543.

568. Parshad V.R., Guraya S.S. Correlative biochemical and histochemical observations of the lipids of Centrorhynchus corvi (Acanthocephala) II Ann. biol. anim., biochim., biophys. 1977. Vol. 17, N 6. P. 953-959.

569. Patnaik M.M., Ray S.K. A histopathologic study of Limnea auricularia var. rufescens infected with larval stages of Echinostoma revolutum II Jap. J. Med. Sci. Biol. 1966. Vol. 19. P. 44-56.

570. Peanasky R.Y., Szucs M.M. Further purification of a chymotrypsin inhibitor from Ascaris lumbricoides and its reactions with chymotrypsins a and p // J. Biol. Chem. 1964. Vol. 239. P. 2525-2529.

571. Pietrori W. Zastosowanie elektriforetycznego rozdzialu bialek w Taksonomii i diagnostyce Parazytologicznej // Biul. Lubelsk. towarz. nauk. B. 1982. Vol. 24. N l.P. 51-55.

572. Piscator M. On cadmiumin normal human kidney together with a report on the isolation of metallothionein from livers of cadmium exposed rabbits. // Nord. Hyg. Tisdkr. 1964. Vol. 45. P. 76-82.

573. Popoff M., Veron M.A. A taxonomic study of the Aeromonas hydrophila -Aeromonaspunctata group // J. Gen. Microbiol. 1975. Vol. 94. P. 11 22.

574. Popoff M., Coynault C., Kiredjian N., Lemelin M. Polynucleotide sequence relatedness among motile Aeromonas species // Curr. Microbiol. 1981. Vol. 5, N2. P. 109-114.

575. Porter G., Pratt J., Awczarsak A. Histopathological effects of the trematode Nanophyetus salmincola (Chapin) on the hepatopancreas of its snail host, Ovytrehia siliqua (Gould) // Trans. Amer. Microsc. Soc. 1967. Vol. 86, N 3. P. 48-62.

576. Pozzuoli R., Musiani P., Arru E., Pianetti M. Echinococcus granulosus', isolation and characterisation of sheep hydatid fluid antigens // Exp. Parasitol. 1972. Vol. 32. P. 45-55.

577. Prasada Rao P.V.V., Jordan S.A., Bhatnagar M.K. Combined nephrotoxicity of methylmercury, lead, and cadmium in pekin ducks: Metallothionein, metal interactions, and histopathology // J. Toxicol. Environ. Health. 1989. Vol. 26. No 3.P. 327-348.

578. Probert A.J., Lwin T. Kinetic properties and location of non-specific Phosphomonoesterase in subcellular fractions of Fasciola hepatica II Exp. Parasitol. 1974. Vol. 35. P. 253-261.

579. Probert A.J., Lwin T. Fasciola hepatica: the presence of particle-associated and soluble non-specific acid phosphatase // Exp. Parasitol. 1976. Vol. 40. P. 206-211.

580. Raetz C.R.H., Dowhan W. Biosynthesis and function of phospholipids in Escherichia coli II J. Biol. Chem. 1990. Vol. 268, N 3. P. 1235 1238.

581. Rajendran N., Venkatesvaran K., Rajendran R., Hashimoto H., Urushigawa Y., Matsuda O. Cellular fatty acid composition in Vibrio cholerae I I Microbios Letters. 1990. Vol. 43. P. 141-147.

582. Rauser W. E., Curvetto N. R. Metallothionein occurs in roots of Agrostis tolerant to excess copper // Nature. 1980. Vol. 287. P. 563-564.

583. Read C.P., Simmons J.E., Campbell J.W., Rothman A.H. Permeation and membrane transport in parasitism: studies on a tapeworm-elasmobranch symbiosis//Biol. Bull. I960. Vol. 119. P. 120-123.

584. Read C.P., Rothman A.H., Simmons J.E. Studies on membrane transport, with special reference to parasite-host integration // Ann. N. Y. Acad. Sei. 1963. Vol. 113. P. 154-205.

585. Rema L.P., Philip B. Metallothioneins or metallothionein-like and hevy metal toxicity in Oreochromis mossambicus (Peters) // Indian J. Exp. Biol.1996. Vol. 34. P. 527-530.

586. Resch K., Ferber E. The role of phospholipids in lymphocyte activation // Immune recognition. N.Y.: Academic press. 1975. P. 281-312.

587. Richards M.P., Cousins R.J. Mammalian zinc homeostasis: requirement for RNA and metallothionein synthesis // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1975. Vol. 16. No 64. P. 1215-1223.

588. Richards M.P., Cousins R.J. Isolation of an intestinal metallothionein induced by parenteral zinc // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1977. Vol. 75. No 2. P. 286-296.

589. Ridlington J.W., Fowler B.A. Isolation and partial characterization of a cadmium-binding protein from the american oyster (Crassostrea virginica) I I Chem. Biol. Interact. 1979. Vol. 2. P. 127-138.

590. Ringo E.P.D.S., Birkbeck H., Andrew B. Production of eicosapentaenoic acid (20:5 n-3) by Vibrio pelagius isolated from turbot (Scophtalmus pela-gius L.) larvae // Appl. Environ Microbiol. 1992. Vol. 58. N 11. P. 37773778.

591. Roch M., McCarter J.A. Survival and hepatic metallothionein in developing rainbow trout exposed to a mixture of zinc, copper and cadmium // Bull. Environ. Contam. and Toxicol. 1986. Vol. 36. No 2. P. 168-175.

592. Rothman A.H., Fischer F.M. Permeation of amino acids in Moniliformis and Macracanthorhynchus (Acanthocephala) // J. Parasitol. 1964. Vol. 50. P. 410-414.

593. Rothman I.P., Moois G.W. Separation and comparative immunoassay (DASS ELISA) with antigens from adult Schistosoma mansoni II Trans. Roy. Soc. Trop. Med. Hyg. 1980. Vol. 74, N 4. P. 463-468.

594. Rothstein M. Nematode biochemistry. XI. Biosynthesis of fatty acids by Caenorabditis briggsae and Panagrellus redivivus II Int J. Biochem. 1970. Vol. l.P. 422-428.

595. Rothstein M., Gotz P. Biosynthesis of fatty acids in the free living Turbatrix aceti 11 Arch. Biochem. Biophys. 1968. Vol. 126. P. 131-140.

596. Ruff M.D., Verner J.K., Davis G.M. Effect of extraction procedures on disc electrophoretic patterns of Schistosoma japonicum proteins // Jap. J. Parasitol. 1971. Vol. 20. P. 341-358.

597. Ruff M.D., Davis G.M., Verner J.K. Schistosoma japonicum: disc electrophoretic patterns of the Japanese, Philippine and Formosan strains // Exp. Parasitol. 1973. Vol. 33. P. 437-446.

598. Ruppel A., Cioli D. A comparative analysis of various developmental stages of Schistosoma mansoni with respect to their protein composition // Parasitology. 1977. Vol. 75. P. 339-343.

599. Salisbury L.F., Andersen R.Y. Concerning to the chemical composition of Cysticercus fasciolaris // J. Biol. Chem. 1939. Vol. 129. P. 505-517.

600. Santos Y., Toranzo A.E., Dopazo C.P., Nieto T.P., Barja J.L. Relationships among virulence for fish, enterotoxigenicity, and phenotypic characteristics of motile Aeromonas II Aquaculture. 1987. Vol. 67, N 1-2. P. 29-39.

601. Sawada T., Williams J.E., Takei K., Sato S., Moose J.W. Studies on the substance responsible for complement fixation and the skin tests on clonorchia-sis // Proc. of the 1st International Congress of Parasitology. 1964. Vol. 1. P. 137-138.

602. Sawada T., Takei K., Williams J.E., Moose J.W. Isolation and purification of antigen from adult Clonorchis sinensis for complement fixation and precipitin tests // Exp. Parasitol. 1965. Vol. 17. P. 340-349.

603. Sawada T., Sato S., Takei K., Moose J.W., Williams J.E. Immunodiagnosis of schistosomiasis. III. Further purification af antigen SSCI by DEAE-sephadex A-50 column chromatography // Exp. Parasitol. 1968. Vol. 23. P. 238-243.

604. Scudiero R., Prisco P.P. de Camardella L., d'Avino R., Prisco G. di Parisi E.

605. Apparent deficiency of metallothionein in the liver of the Antarctic icefish Chionodraco hamatus. Identification and isolation of a zinc-containing protein unlike metallothionein // Comp. Biochem. Physiol. B. 1992. Vol. 103B. No 1. P. 201-207.

606. Sephadex gel filtration in theory and practice. Uppsala, Sweden. 1969. 30 P

607. Shaw D.H., Hodder H.J. Lipopolysaccharides of motile Aeromonads: core oligosaccharide analysis as an acid to t axonomic classification // Can. J. Microbiol. 1978. Vol. 24. P. 864 868.

608. Shears M.A., Fletcher G.Z. Hepatic metallothionein in the winter flounder (Pseudopleuronectes americanus) // Can. J. Zool. 1985. Vol. 65. No 7. P. 1602-1609.

609. Sheridan M.A., Allen W.V., Kerstetter T.H. Seasonal variations in the lipid composition of the steelhead trout, Salmo gairdneri Richardson, associated with the parr-smolt transformation // J. Fish Biol. 1983. Vol. 23, N 2. P. 220224.

610. Siddiqui J., Siddiqui A.H., Itoh T., Marsunito T. Characterization of sterols of three digenetic trematodes of buffalo // Mol. Biochem. Parasitol. 1985. Vol. 15, N2. P. 143-148.

611. Siles-Lucas M., Cuesta-Bandera C. Echinococcus granulosus in Spain: strain differentiation by SDS-PAGE of somatic and excretory/secretory proteins // J. Helminthol. 1996. Vol. 70, N 3. 253-257.

612. Sinski E. Immunodiffusion and electrophoretic analysis of antigens from Strongyloides papillosus II Bull. Acad. pol. sci., Ser. sci. biol. 1975. Vol. 23. P. 199-203.

613. Sivapalan P., Jenkins W.R. Phospholipids and long chain fatty acid composition of the nematode Panagrellus redivivus II Proc. Helmintol. Soc. Wash. 1966. Vol. 33, N2. P. 149-151.

614. Smitiers S.R., Terry R.J., Hockley D.T. Host antigens in schistosomiasis // Proc. Roy. Soc. 1969. Vol. 171. P. 483-494.

615. Smyth J.D. The physiology of trematodes. Edinburgh @ London: Oliver @ Boyd, 1966. 256 p.

616. Smyth J.D. The physiology of cestodes. Edinburgh @ London: Oliver @ Boyd, 1969. 279 p.

617. Smyth T.M., Brooks T.J. Lipid fraction in adult Schistosoma mansoni II J. Parasitol. 1969. Vol. 59. P. 293-298.

618. Smyth T.M., Brooks T.J., While H.B. Thin-layer and gas-liquid chromatography analysis of lipids from cercariae Schistosoma mansoni II Amer. J. Trop. Med. Hyg. 1966. Vol. 15. P. 120-126.

619. Sobocinski P. Z., Canterbury W. J., Mapes C. A., Dinterman R.E. Involvement of hepatic metallothioneins in hypozincemia associated with bacterial injection//Am. J. Physiol. 1978. Vol. 243. P. E399-E406.

620. Somero G.N., Hochachka P.W. The effect of temperature on catalytic and regulatory functions of piruvate kinases of the rainbow trout and the antarctic fish Trematomus bernacchii II Biochem. J. 1968. Vol. 110, N 3. P. 395400.

621. Sorof S., Young E., McBride R., Coffey C. Size classes of soluble liver mac-romolecules//Arch. Biochem. Biophys. 1966. Vol. 113. P. 83-96.

622. Spolski R.J., Corson J., Thomas P.G., Kuhn R.E. Parasite-secreted products regulate the host response to larval Taenia crassiceps II Parasite Immunol. 2000. Vol.22, N 6. P. 297-305.

623. Sprent J.F.A. Parasitism. Brisbane, 1963. 219 p.

624. Steadman B.L. Xenobiotic metabolism in rainbow trout: Toxicology, biochemistry and biomonitoring // Diss. Abst. Int. Pt. B-Sci. And Eng. 1987. Vol. 47. No 7. P. 182.

625. Steadman B.L., Farag A.M., Bergman H.L. Exposure-related patterns of biochemical indicators in rainbow trout exposed to No. 2 fuel oil // Environ. Toxicol. Chem. 1991. Vol. 10. No 3. P. 365-374.

626. Stokdale P.H.G., Baker N.F., Fisk R.A. Disk electrophoresis with homogen-ates of Obeliscoides cuniculi and Ostertagia circumcincta II Am. J. Vet. Res. 1974. Vol.35. P. 819-822.

627. Subramaniam D., Vankatesan S. On the phospholipids of Ascaris lumbricoi-des II Comp. Biochem. Physiol. 1968. Vol. 25. P. 733-739.

628. Svedberg P. The ultracentrifuge. Oxford: Oxford Univ. Press. 1940. 50 p.

629. Takeda H., Shimuzu G. Existence of the metallothionein-like protein in various fish tissues // Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1982. Vol. 48. No 5. P. 711-715.

630. Tallandini L., Turchetto M., Coppellotti O., Marcassa C. Cd uptake in fish: metabolic effects and Cd complexes // Mar. Environ Res. 1989. Vol. 28. No 1-4. P. 222-223.

631. Tailliez R., Korach S. Les antigens de Fasciola hepatica. I. Isolement et characterization d'un antigene spécifique du genre II Ann. Inst. Pasteur. 1970. Vol. 118. P. 61-78.

632. Tailliez R., Mangalo R., Korach S. Isolement d'un antigene spécifique de la grande douve du foie (Fasciola hepatica L.) Il C. R. Acad. Sci. Paris. 1967. Vol. 265. P. 466-469.

633. Tanner C.E. Immunochemical study of the antigens of Trichinella spiralis larvae. IV. Purification by continuous-flow paper electrophoresis and column chromatography//Exp. Parasitol. 1970. Vol. 27. P. 116-135.

634. Tompson M., Mosetting E., Brand T. Unsaponifiable lipids of Taenia taeni-aeformis and Moniezia sp. II Exp. Parasitol. 1960. Vol. 9. P. 127-130.

635. Umminger B.L. Physiological studies on supercooled killifish (Fundulus heteroclitus). II. Serum organic constituents and the problem of supercooling //J. exp. Zool. 1969. Vol. 171. P. 409-423.

636. Van Den Thillart G., De Bruin G. Influence of environmental temperature on mitochondrial membranes // Biochim. biophys. acta. 1981. Vol. 640. P. 439447. ""

637. Vannieuwenhuyze E., Sandra P. Selectivity optimisation for the capillary gas chromatographic analysis of bacterial cellular fatty acids // Chromatographia. 1987. Vol. 23, N 11. P. 850-855.

638. Vargas-Parada L., Solis C.F., Laclette J.P. Heat shock and stress response of Taenia solium and T. crassiceps (Cestoda) // Parasitology. 2001. Vol. 122, Pt 5. P. 583-588.

639. Vasak M., Kagi J.H.R., Hill H., Allen O. Zinc (II), cadmium (II), mercury (II) thiolate transitions in metallothionein // Biochemistry. 1981. Vol. 20. P. 2852-2858.

640. Vasilev I., Komandarev S., Michov L. Comparative electrophoretic studies of water soluble proteins certain ascarids // Comp. Rendus de l'Acad. Bulg. des Sci. 1972. Vol. 25. P. 121-129.

641. Vasilev I., Komandarev S., Michov L. Comparative electrophoretic studies of certain species of the Notocotylus genus I I Comp. Rendus de l'Acad. Bulg. des Sci. 1975. Vol:28. P. 1543-1545.

642. Vessal M., Zekavat S.J., Mohammadzadeh-k A.A. Lipids of Echinococcus granulosus protoscolices // Lipids. 1972. Vol. 7. P. 289-296.

643. Viarengo A., Pertica M., Mancinelli G., Palmero S., Zanicchi G., Orunesu M. Synthesis of Cu-binding proteins in different tissues of mussels exposed to the metal // Mar. Pollut. Bull. 1981. Vol. 12. No 10. P. 347-350.

644. Viarengo A., Nott J.A. Mechanisms of heavy metal cation homeostasis in marine invertebrates // Comp. Biochem. Physiol. C. 1993. Vol. 104C. No 3.1. P. 355-372.

645. Vilas R., Sanmartin M.L., Paniagua E. Temporal allozyme divergence in in-frapopulations of the hemiurid fluke Lecithochirium fusiforme II J. Parasitol. 2004. Vol. 90, N 1. P. 198-201.

646. Wagner G.J. Characterization of a Cadmium-Binding Complex of Cabbage Leaves // Plant Physiol. 1984. Vol.76. P. 797-805.

647. Warren M. Studies on the lipid metabolism of cestodes. Ph. D. Thesis. Houston: The Rice Institute. 1957. 90 p.

648. Webb R.A., Mettrick D.F. Pattern of incorporation of 32P into the phospholipids of the rat tapeworm Hymenolepis diminuta II Can. J. Biochem. 1971. Vol. 49. P. 1209-1212.

649. Webb R.A., Mettrick D.F. The role of glucose in the lipid metabolism of the rat tapeworm Hymenolepis diminuta II Int. J. Parasitol. 1975. Vol.5. P. 107112.

650. Wedemeyer G. The role of stress in the disease resistance of fishes // Symp. on Disease of Fishes and Shellfishes, Spec. Publ. Am. Fish. Soc. N 5. Washington D.C. 1970. P. 30-35.

651. Wieser W. Physiological energetics and ecophysiology // Cyprinid Fishes. Systematics, Biology and exploitation (Winfield I.J. & Nelson L.S. eds). L. -N.Y.-T.-Melb. Madras. 1991. P. 427-453.

652. Wicklund-Glynn A., Haux C., Hogstrand C. Chronic toxicity and metabolism of Cd and Zn in juvenile minnows (Phoxinus phoxinus) exposed to a Cd and Zn mixture // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1992. Vol. 49. No 10. P. 2070-2079.

653. Woodworth J., Pascoe D. Induction of cadmium-binding protein in the three-spined stickleback // Aquat. Toxicol. 1983. Vol. 3, N2. P. 141-148.

654. Wossene A., Tsuji N., Kasuga-Aoki H., Miyoshi Т., Isobe Т., Arakawa Т., Matsumoto Y., Yoshihara S. Lung-stage protein profile and antigenic relationship between Ascaris lumbricoides and Ascaris suum II J.Parasitol. 2002. Vol. 88, N4. P. 836-828.

655. Wright S.T.C. An observation suggesting that the molecular weights of enzymes can be arranged in three geometric series // Nature. 1962. Vol. 193. P. 934.

656. Yamamoto Y., Date K. Protective role of metallothionein against acute cadmium toxicity in rainbow trout // Nippon suisan gakkaishi Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1987. Vol. 53. No 5. P. 833-839.

657. Yamamoto Y., Ishii Т., Ikeda S. Изучение метаболизма меди у рыб. III. Существование металлотионеин-подобного белка в гепатопанткреасе карпа // Nippon suisan gakkaishi, Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1978. Vol. 44. No 2. P. 149-153.

658. Yoshida Y., Kondo K., Okada et al. Сравнительное изучение Ancylostoma brasiliensae, Ancylostoma ceylanicum. IV. Диск-электрофоретическое сравнение белков цельных гельминтов // Jap. J. Parasitol. 1977. Vol. 26. P. 68-74.

659. Yoshimura K. Disc electrophoretic comparison between Schistosoma japonicum and S. mansoni adult worms // Jap. J. Parasitol. 1968. Vol. 17. P. 382394.

660. Yoshimura K. Paragonimus: electrophoretic fractionation of whole body proteins as an aid in specific identification of a species from Sado Island // Jap. J. Parasitol. 1969a. Vol. 18. P. 107-117.

661. Yoshimura K. Paragonimus westermanni, P. ohirai and P. myasakii: electrophoretic comparison of whole body proteins // Exp. Parasitol. 1969b. Vol. 25. P. 118-130.

662. Yoshimura K., Hishinuma Y., Sato M. Disc electrophoretic patterns of adult Paragonimus iloktuensis Chen, 1940, with special reference to P. ohirai Mi* yasaki, 1939 // Jap. J. Parasitol. 1969. Vol. 18. P. 249-257.

663. Yoshimura K., Hishinuma Y., Sato M. A preliminary study on the disc electrophoretic patterns of Paragonimus kellicotti Ward, 1908, adult worms // Res. Bull. Megiro Parasitol. Mus. 1970. N 3. P. 12-17.

664. Zafarullah M., Olsson P. E., Gedamu L. Endogenous and heavy-metal-ion-induced metallothionein gene expression in salmonid tissues and cell lines // Gene. 1989. Vol. 83. No 1. P. 85-93.

665. Zafarullah M., Olsson P.E., Gedamu L. Differential regulation of metallothionein genes in rainbow trout fibroblasts, RTG-2 // Biochem. Biophys.

666. Acta. 1990. Vol. 1049. No 3. P. 318-323.

667. Zhang Y.S., Schlenk D. Induction and characterization of hepatic metallothionein expression from cadmium-induced channel catfish (Ictalurus punctatus) // Environ. Toxicol. Chem. 1995. Vol. 14. No 8. P. 1425-1431.