Мембранообразующие липиды. Физико-химические основы термоадаптации морских беспозвоночных и макрофитов

Санина, Нина Михайловна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Мембранообразующие липиды. Физико-химические основы термоадаптации морских беспозвоночных и макрофитов
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Мембранообразующие липиды. Физико-химические основы термоадаптации морских беспозвоночных и макрофитов"

На правах рукописи

Санина Нина Михайловна

МЕМБРАНООБРАЗУЮЩИЕ ЛИПИДЫ. ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИЕ ОСНОВЫ ТЕРМОАДАПТАЦИИ МОРСКИХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ И МАКРОФИТОВ

03.00.04 — Биохимия

Атореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Владивосток — 2006

Работа выполнена в Дальневосточном государственном университете

Научный консультант: Официальные оппоненты:

Ведущая организация:

доктор биологических наук, профессор Костецкий Э.Я.

академик Журавлев Ю.Н.

доктор биологических наук, профессор Челомин В.П.

доктор биологических наук, профессор Новгородцева Т.П.

Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН

Защита состоится

.¿J.

-fo

2006 г. в ' ^ часов на заседании диссертационного совета Д 005.005.01 в Тихоокеанском институте биоорганической химии ДВО РАН по адресу: 690022, г. Владивосток, проспект 100 летия Владивостока, 159, ТИБОХ ДВО РАН. Факс (4232) 31-40-50. E-mail: science@piboc.dvo.ru.

С диссертацией можно ознакомиться в филиале Центральной научной библиотеки ДВО РАН (Владивосток-22, пр. 100-летия Владивостока, 159, ТИБОХ ДВО РАН).

Автореферат разослан «.

2006 г.

Ученый секретарь диссертационного совета, кандидат химических наук, старший научный сотрудник

Г.И. Прокопенко

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Одной из важнейших проблем современной биологии является расшифровка механизмов реагирования различных организмов на изменение условий их существования (Тарчевский, 2002). Ключевое место во взаимосвязи между окружающей средой и клеточным ответом занимают биологические мембраны. В осуществлении этих и других фундаментальных функций мембран активное участие принимает липидный матрикс, который является первичной мишенью для многих факторов окружающей среды и, прежде всего, наиболее мощного из них — температуры. Как ни парадоксально, но понимание роли жидкокристаллических свойств липидного бислоя в процессах взаимодействия клетки с окружающей средой происходит с большим трудом, несмотря на то, что многие фундаментальные свойства живого, в том числе и адаптационные механизмы невозможно понять только исходя из биохимических превращений веществ в клетке, игнорируя надмолекулярный уровень их организации. В частности, кооперативные свойства жидкокристаллического липидного бислоя мембраны позволяют эффективно регулировать взаимодействие клеток с окружающей средой (Конев, 1987). Наиболее ярким примером таких процессов являются термоидуцированные фазовые переходы мембранных липидов кристалл (гель) — ламеллярный жидкий кристалл — неламеллярная фаза, которые лежат в основе термоадаптации эктотермных организмов (Hazel, 1997; Хара-коз, 2001).

Липидный бислой исполняет роль термосенсора, запускающего жизненно важный для эктотермных организмов механизм поддержания жидкокристаллического состояния липидов мембран в ответ на изменение температуры окружающей среды (Samples et al., 1999; Logue et al., 2000; Torok et al., 2003). Процесс поддержания оптимальной вязкости мембран эктотермных орга-

Сокращения, используемые в работе: БЛ — бетаиновые липиды, ГЖХ — газожидкостная хроматография, ГЛ — гликолипиды, ДАГ — диацилглицеролы, ДГДГ — ди-галактозилдиацилглицерол, ДГТС — диацилглицеро-N, N, N-триметилгомосерин, ДФГ — дифосфатидилглицерол, ДМА — диметилацетали, ДСК — дифференциальная сканирующая калориметрия, ЖА — жирные альдегиды, ЖК — жирные кислоты, ЖР — жирные радикалы, ИН — индекс ненасыщенности, ИСКОМ — иммуностимулирующие комплексы, МГДГ — моногалактозилдиацилглицерол, МНЖК — мононенасыщенные жирные кислоты, МЭЖК — метиловые эфиры жирных кислот, НЖК — насыщенные жирные кислоты, НЛ — нейтральные липиды, ОЛ — общие липиды, ПНЖК — полиненасышенные жирные кислоты, СС — свободные стеро-лы, СМ — сфингомиелин, СМН — сфингомиелин, N-ацилированный нормальными жирными кислотами; СМО — сфингомиелин, N-ацилнрованнып преимущественно оксикислотами, СХДГ — сульфохиновозилдиацилглицерол, Ттах — температура фазового перехода, соответствующая максимуму теплопоглощения фазового перехода, ТАГ — триацилглицеролы, ТСХ — тонкослойная хроматография, ФГ — фосфатидилг-лицерол, ФГЭГ — фосфатидил-Т^-гидроксиэтилглицин, ФИ — фосфатидилинозитол, ФК — фосфатидная кислота, ФЛ — фосфолипиды, ФС — фосфатидилсерин, ФХ — фосфатидилхолин, ФЭ — фосфатидилэтаноламин, ЦАЭФ — церамидаминоэтилфос-фонат, ДН — энтальпия фазового перехода.

низмов включает различные изменения липидов мембран, но главное место отводится компенсаторным изменениям в структуре ацильных цепей полярных липидов (Hazel, 1995). Но до сих пор исследования фазовых переходов природных липидов мембран эктотермных организмов занимают скромное положение в общем массиве исследований физико-химических свойств липидов. Основное внимание уделяется фазовым переходам синтетических и полусинтетических индивидуальных липидов или наоборот очень сложных систем, таких как биологические мембраны или общие липиды. Промежуточный этап исследований — термотропное поведение индивидуальных классов природных липидов мембран, крайне ограничен. Особенно мало информации о физико-химических свойствах главных растительных липидов — гликоглицеролипидов (Koynova, Caffrey, 1994, 1998). Термоиндуци-рованные переходы жидкий кристалл-»йзотропная фаза полярных липидов биологических мембран практически не изучены, хотя они имеют прямое отношение к адаптации эктотермных организмов к супероптимальным температурам окружающей среды.

С другой стороны, главными объектами изучения процессов гомеовязкост-, ной адаптации традиционно являются бактерии и рыбы, тогда как термотропное поведение липидов таких филогенетически разнообразных, экологически и коммерчески важных эктотермных организмов как морские беспозвоночные и макрофиты до сих пор остается не изученным. Таксономическая детерме-нированность липидного состава обеих групп, установленная как для морских беспозвоночных (Костецкий, 1985), так и морских макроводорослей и трав (Хотимченко, 2003), также является важной предпосылкой для исследования механизмов их термоадаптации на молекулярном и надмолекулярном уровнях организации липидного бислоя биологических мембран, что имеет теоретическое и прикладное значение, поскольку позволяет не только понять таксономические особенности поддержания оптимального фазового состояния липидного матрикса мембран, но и оценить способность организмов выживать при различных температурах морской воды.

Цель и задачи исследования. Цель работы — сравнительная оценка изменений в термоиндуцированных фазовых переходах кристалл — жидкий кристалл — изотропный расплав и составе жирных радикалов основных липидов мембран филогенетически различных видов морских беспозвоночных и макрофитов при температурной акклиматизации и акклимации. Выяснение возможной роли этих липидов, их структурных и композиционных особенностей в термоадаптации организмов как к низким, так и высоким температурам для установления молекулярно-биохимических особенностей ключевого механизма термоадаптации двух обширных групп морских гидро-бионтов и оценки их способностей к выживанию в условиях происходящих на земле глобальных изменений климата. Выбор перспективных направлений практического использования полученных результатов.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Выделить основные мембранные липиды из морских макрофитов и мышечной и других тканей морских беспозвоночных, взятых в лет-

ний и зимний периоды, а также после тепловой акклимации морских беспозвоночных, и исследовать их термотропное поведение с помощью методов дифференциальной сканирующей микрокалориметрии и поляризационной микроскопии.

2. Исследовать термотропное поведение отдельных фракций фосфати-дилхолина с различным составом жирных кислот и выяснить их вклад в формирование профиля термограммы исходной смеси.

3. Оценить влияние воды и холестерина на фазовые переходы индивидуальных фосфолипидов морских беспозвоночных.

4. Установить влияние сезонных изменений температуры на качественный и количественный состав липидов 5 видов морских макрофитов, взятых зимой и летом.

5. Определить состав жирных радикалов индивидуально выделенных полярных липидов из морских макрофитов, мышечной и других тканей морских беспозвоночных, взятых в летний и зимний периоды, а также после тепловой акклимации морских беспозвоночных.

в. Показать практическую ценность полученных данных по физико-химическим свойствам полярных липидов морских беспозвоночных и макрофитов.

На защиту выносятся следующие положения:

1. Универсальный механизм термоадаптации морских беспозвоночных и макрофитов из разных таксономических групп и его различный эффект на температуру фазовых переходов липидов фотосинтетических (гликолипиды и ФГ) и нефотосинтетических (ФХ и ФЭ) мембран морских макрофитов.

2. Оценка термоадаптационных возможностей морских беспозвоночных и макрофитов в условиях глобального изменения климата, основанная на сравнительном анализе фазовых переходов кристалл — жидкий кристалл — изотропный расплав и состава ЖР основных полярных липидов морских гидробионтов, взятых в летний и зимний периоды, а также после тепловой акклимации.

3. Основные принципы и индивидуальные особенности участия ЖР в регуляции термотропного поведения основных полярных липидов и термоадаптации в целом морских беспозвоночных и макрофитов.

4. Влияние аддитивных мембранообразующих веществ на термотропное поведение основных глицеро- и сфингофосфолипидов морских беспозвоночных.

5. Применение исследованных липидов с заданными физико-химическими свойствами для модификации иммуностимулирующих комплексов и криопротекторов.

Научная новизна работы. Проведено сравнительное калориметрическое исследование основных ФЛ 14 видов из 7 типов морских беспозвоночных, взятых в летний и зимний периоды. Показано, что, несмотря на осуществление фазовых переходов этих липидов у животных, собранных летом, преимущественно при температурах ниже минимальной температуры морской

воды, компенсаторный механизм приводит к резкому понижению температуры фазового перехода ФЭ животных, собранных зимой, тогда как термот-ропное поведение ФХ изменяется в разных направлениях.

Установлено, что ухудшение физиологического состояния или гибель морских беспозвоночных при резком повышении температуры обитания могут быть связаны с отсутствием быстрой и эффективной компенсации в термотропном поведении их основных ФЛ. Показано, что для проявления калориметрических переходов сфингофосфолипидов из морских беспозвоночных необходимо присутствие воды или ФХ/ФЭ. Гидратация ФХ и ФЭ из морских беспозвоночных мало влияет на температурную область их фазового перехода, но изменяет профиль термограмм.

Установлено сезонное распределение общих и основных индивидуальных мембранных липидов, а также ЖК в основных фосфо- и гликолипидах 5 видов морских макрофитов из 4 отделов. Индивидуальные липиды могут существенно различаться по набору основных ЖК, аккумулируя характерные ЖК.

Найдено, что ФХ и ФЭ морских макрофитов отличаются от их глико-липидов и ФГ наибольшим содержанием п-6 ПНЖК от суммы п-6 и п-3 ПНЖК в летний сезон и смещением баланса между С]8 и С,0 ПНЖК в сторону С,0 в оба сезона.

Установлен единый механизм термоадаптации морских макрофитов и беспозвоночных, заключающийся в повышении ненасыщенности состава ЖР основных полярных липидов за счет увеличения соотношения п-З/п-6 ПНЖК и понижении Ттах ФХ/ДГТС и ФЭ от лета к зиме, и направленный на поддержание жидкокристаллического состояния основного пула этих липидов независимо от сезона. При этом, гликолипидов и ФГ морских макрофитов, основных липидных компонентов фотосистемы, не изменяется или повышается одновременно с повышением количества сопряженных связей в п-3 ПНЖК. Предполагается, что отсутствие понижения Ттах гликолипидов и ФГ может быть причиной низкотемпературного ингибирования фотосинтеза, а увеличение п-3 ПНЖК в этих условиях, вероятно, является одним из механизмов поддержания фотосинтеза и дыхания.

Показано, что температуры фазовых переходов жидкий кристалл — изотропный расплав основных мембранных липидов морских беспозвоночных и макрофитов совпадают с супероптимальными и/или критическими для роста и развития исследуемых гидробионтов температурами.

Установлена возможность замещения ФХ и ФЭ в ИСКОМ на гликоли-пиды из морских макрофитов и показана взаимосвязь ИСКОМ-образующей способности гликолипидов с характером их суперструктур и термотропным поведением. Показано, что липидные экстракты из морских гидробионтов обладают криопротекторными свойствами, которые зависят от их термот-ропного поведения.

Практическое значение работы. Полученные результаты углубляют фундаментальные знания о взаимосвязи структуры и функции липидов и могут быть полезными при дальнейшем развитии теории молекулярного строения

биологических мембран. Результаты проведенных исследований могут быть использованы для оценки термоадаптационных способностей пойкилотер-мных организмов к низким и высоким температурам окружающей среды. Полученные данные позволяют оценить экологические и экономические последствия изменения климата на планете, а также дать ценные рекомендации для аквакультуры морских гидробионтов. Успешно проведенные эксперименты по модификации иммуностимулирующих комплексов и криопро-текторов показали перспективность использования полученных результатов в иммунологии, вакцинологии и криобиологии. Усовершенствованные методы препаративного выделения фосфо- и гликолипидов из морских гидробионтов позволят использовать эти объекты в качестве удобного источника для получения ценных биологически активных липидов. Результаты исследований включены в спецкурсы «Химия и обмен липидов», «Жидкие кристаллы в биологических системах», «Структура и функция мембран», «Иммунохимия», читаемые студентам Дальневосточного госуниверситета.

Апробация работы. Результаты работы были представлены на V Всесоюзном биохимическом съезде (Киев, 1986); IX Совещании по эволюционной физиологии (Ленинград, 1986); 14 Международном конгрессе по биохимии (Прага, Чехословакия, 1988); 10 конференции ШРАС по химической термодинамики (Прага, Чехословакия, 1988); 15 Международном конгрессе по биохимии (Иерусалим, Израиль, 1991); 5 международном симпозиуме по аналитическим методам, системам и стратегии (США, 1994); II съезде Биохимического общества (1997); IV Съезде физиологов растений (Москва, 1998), XVI Международном ботаническом конгрессе (Сент-Луис, США, 1999), 14 Международном симпозиуме по растительным липидам (Кардифф, Англия, 2000), на 41 Международной конференции по биохимии липидов (Халле, Германия, 2000), 3 Европейском биофизическом конгрессе (Мюнхен, Германия, 2000), 18 Международном конгрессе по биохимии и молекулярной биологии (Бирмингем, Англия, 2000); 27 Съезде Федерации Европейских биохимических обществ (Лиссабон, Португалия, 2001); 42 Международной конференции по бионаукам о липидах (Берген, Норвегия, 2001 — устный доклад); 4 Международной конференции по биологической физике (Киото, Япония, 2001), XIV Международном биофизическом конгрессе (Буэнос-Айрес, Аргентина, 2002), 15 Международном симпозиуме по растительным липидам (Оказаки, Япония, 2002); Съезде Немецкого биофизического общества (Дрезден, Германия, 2002); 43 Международной конференция по бионаукам о липидах (Грац, Австрия, 2003); 8 Международной летней школе по биофизике «Надмолекулярная структура и функция» (Загреб, Хорватия, 2003); 4 Европейском биофизическом конгрессе (Аликанте, Испания, 2003); Симпозиуме по биохимии и молекулярной биологии растительных кислот и гли-церолипидов (Калифорния, США, 2003); 44 Международной конференции по бионаукам о липидах (Оксфорд, Англия, 2003); Международной конференции "Сохранение генетических ресурсов"(Пущино, 2004); 23 Конференции Европейского Общества по Сравнительной Биохимии и Физиологии (Цесенатико, Италия, 2004 — устный доклад); 16 Симпозиуме по липидам

растений (Будапешт, Венгрия, 2004) 45 Международной конференции по бионаукам о липидах (Иоанния, Греция, 2004), VIII Международном Съезде «Актуальные проблемы создания новых лекарственных препаратов природного происхождения» ФИТОФАРМ 2004 (Миккели, Финляндия, 2004), Первом международном совещании РЕВБ в Дижоне "Последние успехи в области липидного метаболизма и связанных с ним заболеваний" (Дижон, Франция, 2005); 7 Международной конференции по морской биотехнологии (Сент-Джонс, Канада, 2005 — устный доклад).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 76 работ.

литературы, материалов и методов исследования, результатов и обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой литературы (420 источников). Диссертация изложена на 286 страницах машинописного текста, содержит 22 таблицы и 27 рисунков.

Автор выражает искреннюю признательность профессору Э.Я. Кос-тецкому и профессору Университета г. Саламанка (Испания) B.J1. Шны-рову за плодотворное сотрудничество, сотрудникам отделения биохимии и биотехнологии ДВГУ: зав. лабораторией Н.В. Науменко и инженеру П.В. Веланскому за помощь в проведении ГЖХ анализа проб, сотрудникам ТИБОХ ДВО РАН: ст.н.с., профессору A.M. Попову и н.с. И.А. Ли, ст.н.с. ИБМ ДВО РАН, профессору Н.А.Одинцовой, группе немецких коллег из Университета Халле-Виттенберг им. М. Лютера: профессорам Г. Форстер, В. Хюбнер и др. во главе с профессором А. Блюме за проведение совместных работ.

Работа выполнена при финансовой поддержке DAAD, CRDF (грант № REC-003), NATO (CLG №978844 и PDD (CP) - (NR. CLG. 980842)) и Министерства образования и науки РФ.

Были исследованы 14 видов морских беспозвоночных из 7 типов и 5 видов морских макрофитов из 4 отделов, собранных в Японском море в летний и зимний периоды при температуре морской воды 20-23°С и —1.7-3 "С соответственно. Для экспериментов по тепловой акклимации, половину отловленных в зимний период животных помещали в термостатиру-емые аквариумы, оснащенные системой аэрации и рециркуляции воды, на 5 дней при 18.5°С. Температуру воды поднимали со скоростью 4.5°С/ч. Для экстракции использовали мышцы, а также другие органы животных. Собранные растения очищали от примесей, 3-5 мин выдерживали в кипящей воде. Липидные экстракты получали по методу Фольча (Folch et al., 1957). Анализ липидов проводили методом ТСХ на пластинках с силикагелем, приготовленных по методу (Svetashev,Vaskovsky, 1972). 1

Для разделения гликолипидов методом двумерной ТСХ использовали системы, как описано (Khotimchenko, Vaskovsky, 1990). ФоСфолипиды раз-

состоит из введения, обзора

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ Материалы и методы

деляли в системах растворителей, как описано (Rouser et al., 1976; Vaskovsky, Terekhova, 1979).

Количество общих липидов в экстракте определяли весовым методом, фосфолипидов — по содержанию фосфора (Vaskovsky et al., 1975). Содержание глико- и бетаиновых липидов определяли по количеству ЖК, входящих в их состав, методом ГЖХ с использованием гептадекановой кислоты как внутреннего стандарта (Radwan, 1985). Для количественного определения стеролов использовали качественную реакцию Либермана-Бурхарда (Кучеренко, Васильев, 1985).

Полярные липиды выделяли с помощью колоночной хроматографии на си-ликагеле L40-100 (ЧССР). ФЛ морских беспозвоночных выделяли в градиенте концентраций хлороформа и метанола. Выделение фосфо-, глико- и бетаиновых липидов морских макрофитов проводили при помощи систем растворителей, используемых для двумерной ТСХ, и градиента концентраций хлороформа и метанола. Полученные липиды очищали препаративной одномерной ТСХ на пластинках с силикагелем (Svetashev, Vaskovsky, 1972). СМ разделяли на СМН и СМО одномерной ТСХ на окиси алюминия. Фракции ФХ из кукумарии разделяли одномерной препаративной ТСХ на силикагеле, импрегнированном азотнокислым серебром (20% от веса силикагеля).

ЖК и ЖА анализировали методом ГЖХ в виде МЭЖК и ДМА соответственно, которые получали по методу Карро и Дюбак (Carreau, Dubacq, 1978). ГЖХ анализ проводили на хроматографах Agilent GC6898 с пламенно-ионизационным детектором и Agilent MS5973M с масс селективным детектором. Колонка капиллярная 25мх0.2 мм, неподвижная фаза Carbowax-20M, газ-носитель — гелий, температура — 200°С. Идентификацию проводили сравнением относительных времен удерживания МЭЖК или ДМА пробы с МЭЖК или ДМА стандартной смеси и значений «углеродных чисел» (Christie, 1988).

Термотропные переходы липидов регистрировали на дифференциальном сканирующем микрокалориметре ДСМ-2М, а также с помощью поляризационных микроскопов МИН-8 и ПОЛАМ-312 с нагревательным столиком от прибора БОЭЦИУС (Карл Цейс Йена, ГДР). Идентификацию суперструктур гликолипидов проводили методом дифракции рентгеновских лучей на установке STOE & CIE (Германия) в Университете Халле-Виттен-берг (Германия). ИСКОМ-образующую способность и криопротекторные свойства липидов гидробионтов определяли как описано (Ли и др., 2004; Odintsova et al., 2006 соответственно).

Результаты и обсуждение

1. Термотропное поведение фосфолипидов морских беспозвоночных

1.1. Фазовые переходы кристалл—жидкий кристалл фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина из мышечной ткани морских беспозвоночных

Были исследованы 9 видов из 6 типов морских беспозвоночных: (актиния Metridium senile fimbriatum (Coelenterata), Chaetopterus variopedatus (Annelida), Coptothyris grayi (Brachiopoda), мидия CrenomytHus grayanus, осьминог Octopus conlspadiceus, Littorina squaUda (Mollusca), прибрежный краб He-migrapsus sanguineus (Arthropoda), бугорчатая асцидия Halocynthia roretzi (Tu-nicata), взятых в летний период. Термограммы фазовых переходов ФЭ и ФХ у всех исследованных видов животных были полностью расположены при температурах ниже 20°С, то есть при температуре отлова животных оба фос-фолипида находились в жидкокристаллическом состоянии (рис.1). Важно, что верхняя граница температурного интервала фазового перехода ФЛ находится при или вблизи 20°С, что способствует более эффективному выполнению их термосенсорных свойств (Харакоз, 2001). Несмотря на существенное различие в составе жирных радикалов (ЖК и ЖР) ФХ и ФЭ исследованных животных (рис.2), структура всех термограмм этих ФЛ характеризуется некоторыми общими особенностями. Тепловые переходы осуществляются в широком температурном интервале от -97°С до 20°С. Ттах варьируют от —42 до —1°С. Большая часть или вся площадь термограмм приходится на область температур ниже — 1.7°С, то есть даже при отсутствии изменений в составе ЖР в зимний период обеспечивается наиболее благоприятное для функционирования мембран жидкокристаллическое состояние большей части фосфолипидного матрикса, так как сумма ФХ и ФЭ в исследованных животных в среднем составляет 70-80% от суммы ФЛ (Костецкий, 1985). У представителей различных систематических групп для поддержания жидкокристаллического состояния мембран используются свои специфические соотношения в составе жирных радикалов ФХ и ФЭ. ИН не является достаточным критерием оценки зависимости Ттах ФЛ от состава их ЖР. При интерпретации фазовых переходов ФЛ необходимо также использовать соотношение насыщенных, моно- и полиненасыщенных ЖР и учитывать вклад отдельных ЖР, таких как 20:4п-6, 20:5п-3, 22:6п-3, 20:2 NMID, 22:2 NMID, метил-разветвленные и циклопропеновые. Высокое содержание 22:2 NMID и особенно 20:2 NMID (мидия и брахиопода) приводит к понижению Ттох и энтальпии фазового перехода ФЭ. Например, в ФЭ мидии, брахиоподы и литорины содержание NMID составляет 23, 19 и 13%, а Ттах —42, —32 и —25°С соответственно. Ттах в ФЭ морского анемона, осьминога и прибрежного краба значительно выше, чем у литорины, брахиоподы и мидии при более высокой сумме ПНЖК (52, 51 и 51 против 35, 39 и 46), ИН (253, 277 и 262 против 137,143 и 150 соответственно) и отсутствии NMID. Поэтому плазмалогенные формы ФЭ, основное место нахождения NMID (Костецкий, Сергеюк, 1985; Науменко, 1987), могут играть весьма важную роль не только в адаптации морских беспозвоночных к сезонному изменению насыщенности морской воды кислородом (Костецкий, 1985; Костецкий, Сергеюк, 1985), но и к изменению температуры морской воды.

ПНЖК 20:4n-6, 20:5n-3, 22:6n-3 оказывают различное влияние на Tmax ФХ и ФЭ. Так, в ФХ брахиоподы сдвиг максимума теплопоглощения менее интенсивного пика в сторону низких температур по сравнению с таковым ФХ мидии сопровождается большим (на 10%) содержанием в ФХ брахиоподы 20:4п-6 и меньшим — 20:5п-3. В свою очередь более низкая Ттах ФЭ морского анемона по сравнению с Ттах ФЭ осьминога коррелируют с большим содержанием 20:5п-3 и меньшим 22:6п-3 в составе ФЭ морского анемона по сравнению с ФЭ осьминога. Таким образом, эти основные ПНЖК в составе ФХ и ФЭ исследованных морских беспозвоночных можно расположить по их эффекту понижения Ттах фосфолипидов в следующем порядке: 20:4n-6>20:5n-3>22:6n-3, что согласуется с данными, полученными для синтетических ФХ, содержащих в своем составе 20:4п-6, 20:5п-3 или 22:6n-3 (Niebylski, Salem, 1994). Это также совпадает с мнением ряда авторов о слабом влиянии 22:6п-3 на упаковку липидов и, следовательно, вязкость мембран (Applegate, Glomset, 1991; Logue et al., 2000; Farkas et al., 2001).

Термограммы ФХ и ФЭ одного и того же животного у большинства исследованных организмов в значительной степени перекрываются по площадям, а их Ттах и АН имеют.близкие значения. Симбатность (перекрывание температурных диапазонов и близкие значения Ттах) фазовых переходов ФХ и ФЭ, асимметрично расположенных в липидном бислое (Chelomin, Zhukova, 1981; Kihara, Igarashi, 2004), вероятно, имеет важное значение для функционирования биомембран, поскольку в этом случае вязкость в обеих половинах бислойной мембраны будет изменяться одинаково под воздействием флуктуаций температуры внешней среды. Лучше всего симбатность выражена у самого примитивного из рассматриваемых животных — морского анемона. Это, а также низкая Ттах и незначительная площадь под калориметрической кривой при температурах выше — 1.7°С позволяют морскому анемону функционировать в широком диапазоне температур обитания, не изменяя состав ЖР ФХ и ФЭ от зимы к лету.

Процент энтальпии фазового перехода ФХ и ФЭ, приходящийся на температуры выше — 1.7°С, можно рассматривать как величину, пропорциональную доле фосфолипидного образца, которая при минимальной температуре морской воды в зимний период (—1.7°С) будет находиться в кристаллическом состоянии. Сравнительно высокие значения этой величины для ФХ и ФЭ прибрежного краба (27 и 33% соответственно) и ФХ мидии (23%) коррелирует с низкой физиологической активностью этих животных в зимний период. Известно, что при понижении температуры прибрежный краб впадает в анабиоз и теряет подвижность, а у мидии резко снижается скорость реакции на раздражение, подавляются обменные процессы и митотическая активность (Фролова, 1979). Самые низкие значения процента энтальпии перехода при температурах выше — 1.7°С в ФХ и ФЭ морского анемона коррелируют с его высокой физиологической активностью в зимний период. Полученные данные свидетельствуют о том, что процентная величина ФХ и ФЭ, приходящейся на область температур выше — 1.7°С, может быть использована для оценки физиологической активности морских беспозвоночных при адаптации к низким температурам.

1.2. Сезонные изменения термотропного поведения фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина из разных органов пурпурной асцидии

Halocynthia aurantium

Калориметрическое исследование термотропного поведения ФХ и ФЭ из мышц, жаберных мешков и гонад асцидии Н. aurantium, взятой в летний период, показало сходство термодинамических параметров фазовых переходов кристалл — жидкий кристалл этих двух ФЛ как в пределах отдельного органа, так и между всеми органами в целом (рис.3). Так, Ттах у обоих ФЛ колеблются от 0°С до -6°С, а область перехода — от —58 -т- —50°С до 24 -г38°С и от —48 —44°С до 23 н-35°С для ФХ и ФЭ соответственно, то есть имеет место не только симбатность фазовых переходов ФХ и ФЭ из мышц, но и практически всего организма асцидии в целом. Более высокая коопера-тивность фазовых переходов ФЭ по сравнению с ФХ, вероятно, связана с наличием межмолекулярных водородных взаимодействий и большей компактностью полярной головки ФЭ (Boggs, 1987): Сходство термотропного поведения ФХ и ФЭ из разных органов асцидии объясняется близостью состава их ЖР (рис. 4). Обращает на себя внимание большее сходство состава жирных радикалов ФЭ мышц, жаберных мешков и гонад по сравнению с ФЭ из печеночных выростов. С учетом жирных альдегидов, ФЭ из всех исследованных органов имел более насыщенный состав ЖР, чем ФХ.

В зимний период главными в ФХ и ФЭ остаются те же ЖР. Общей тенденцией для ФХ и ФЭ, выделенных из разных органов, является снижение НЖК, увеличение ГТНЖК и соответственно ИН. Во всех органах Н. aurantium низкая температура обитания приводила к повышению соотношения ненасыщенные/насыщенные ЖР. Холодовая акклиматизация Н. aurantium главным образом связана с аккумуляцией n-З ПНЖК 20:5п-3 и 22:6п-3 и увеличением соотношения п-З/п-6 в ФХ и ФЭ.

При смене сезона от лета к зиме наблюдается четкая согласованность в изменении термотропного поведения ФХ и ФЭ из разных органов асцидии. Их фазовые переходы зимой резко сдвигаются в область низких температур, однако симбатность тепловых переходов ФХ и ФЭ из каждого отдельного органа (за исключением печеночных выростов) менее выражена, чем в летний период. Перекрывание температурных областей переходов еще значительно, но Ттах ФХ много ниже по сравнению с ФЭ (-20 -г- -22 против -34 -г -50°С), за исключением гонад. Наличие симбатности фазовых переходов ключевых фосфолипидов мембран, асимметрично распределяющихся между внутренним и внешним монослоя.ми липидного матрикса (Chelomin and Zhukova, 1981; Kihara, Igarashi, 2004), вероятно, имеет большое значение для пойкилотермных организмов, к которым относится асцидия. Мы не исключаем, что нарушение симбатности в зимний период является причиной снижения физиологической активности животных, несмотря даже на то, что ФХ и ФЭ из разных органов асцидии будут полностью находится в оптимальном жидкокристаллическом состоянии, так как степень вязкости в разных половинах фосфолипидного бислоя мембран может быть различной.

При сезонных изменениях температуры окружающей среды сохраняют-

с о

В —т £ -30 -1——т -6С -43 -20 ' * п-1 л > "—■а \ X Б

100 ' 40 -<0 -40 -20 \ \ X В

• \

■1С0 -80 -6С -40 -20 * X Г

1С0 ■80 -6L __ -40 -20 X д

100 -30 -ее -40 > . • » в 0 X Е

100 40 -6С -40 -20 \ » \ « V % X Ж

100 -80 -6С .40 - * -20 ¿Л л. \\ X 3

■100 -80 -6С -40 -20 \ 1 .0 • * • « • » •Ну % * X и

100 -SO -60 -Д) -30 o.x

Температура, eC

Рис. 1. Термограммы фазовых переходов кристалл-жидкий кристалл ФХ (сплошная линия) и ФЭ (пунктирная линия) из морских беспозвоночных: А — Metridium senile fimbriautum, Б — Chaetopterus variopedatus, В — Urechis unicinctus, Г — Coptothyris grayi, Д— Crenomytilus gray anus, E — Littorina squalida, Ж — Octopus conispadiceus, 3 — Hemigrapsus sanguineus, И — Halocynthia roretzi. Вертикальная линия — 1 мВт.

ся значительные зоны перекрывания температурных интервалов перехода, а также площадей соответствующих термограмм ФЛ асцидии. Возможно, существует два пула ФЛ: стабильный и лабильный, термоадаптационный, участвующий в регуляции вязкости мембран. Сезонные изменения в молекулярной структуре ФХ и ФЭ из разных органов асцидии при акклима-

Рис. 2. Состав жирных радикалов ФХ (I) и ФЭ (II) из мышечной ткани морских беспозвоночных (М. senile fimbriatum @ , С. variopedatus I i.

U. unicinctus Ш, С. grayi В, С. grayanus Ш, squalida В, О. conispadiceus Щ, Н. sanquineus ЕЗ, Н. roreizi Ш ). собранных детом (% от суммы ЖР). ЦП — циклопропеновые ЖА.

Стандартное отклонение — не более 0.5% для трех повторов.

тизации к низким температурам окружающей среды одновременно влияют на температуру как перехода кристалл — жидкий кристалл, так и перехода жидкий кристалл — изотропный расплав. Температура начала изотропного плавления ФХ и ФЭ из разных органов асцидии в летний период колеблется от 30 до 44°С, а в зимний — от 22 до 40°С. ФХ и ФЭ являются основными ФЛ в составе клеточных мембран морских беспозвоночных. Следовательно, резкое повышение температуры морской воды в летний и особенно в зимний периоды может повлечь за собой гибель животных или ухудшение их физиологического состояния в зависимости от быстроты действия адаптационных механизмов, поскольку при температурах, близких к началу

-90 -eo -70 -60 -SO -40 -30 -20 -10 0 10 20 30 40

T locnapiTvpi. "C

Рис. 3. Термограммы фосфатидилхолина (-

, лето;—- • — , зима) и

фосфатидилэтаноламина (---, лето; ......, зима) из различных органов

асцидии Н. aurantium-. мышцы (А); жаберные мешки (Б); гонады (В);

пищеварительные железы (Г).

изотропного перехода или выше, может произойти нарушение различных функций мембран из-за общего или даже локального понижения вязкости липидного матрикса.

1.3. Термотропное поведение фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина морских беспозвоночных при тепловой акклимации и сезонной акклиматизации

Были исследованы фазовые переходы кристалл — жидкий кристалл — изотропный расплав ФХ и ФЭ, выделенных из мышечной ткани пяти видов морских беспозвоночных (Л/, senile fimbriatwn, С. grayanus, морской еж Strongylocentrotus intermedius, морская звезда Disto/asterias nipón и Н. aurantium), собранных зимой, летом и после тепловой акклимации животных, отловленных в зимний период (0°С), к 18.5°С в течение 5 дней. Для интерпретации термотропного поведения фосфолипидов был проанализирован состав их ЖР. Никаких значительных сезонных изменений Ттах не было отмечено для ФХ М. senile fimbriatum и D. nipón (рис. 5). Напротив, резкий сдвиг температурной области перехода ФХ в сторону низких температур наблюдался для С. grayanus и Н. aurantium, что, вероятно, связано с более низкими Т летом

лето зима

п-З/п-б

ин

% 5»

30 20 К)

7.8 192

8.0 277

4.4

201

7.2 354

9 212

9.2 275

6.6 276

11.7 276

Мыш цы

Жаберные мешки

Ш$к

В 16:0 ШХ:0 В 18:1 □ 20:1 П20:4п-6 □ 20:5п-3

Я 21 Oanu-isn ■ 22:6п-3

Гонады

Пищеварительные железы

лето зима

(И)

Рис. 4. Состав жирных радикалов ФХ (I) и ФЭ (II) из различных органов пурпурной асцидии Н. aurantiuni, собранной летом и зимой (% от суммы ЖР). Стандартное отклонение — не более 0.5% для трех

повторов.

по сравнению с ФХ М. senile fimbriatum и D. nipon. Тти ФХ S. intermedius повышалось. ДН для ФХ всех исследованных видов понижалась в 1.5—3.5 раза зимой по сравнению с летом.

В целом, значения Ттм летних образцов ФХ и ФЭ были близки в пределах одного вида, и их термограммы перекрывались, за исключением С. grayanus. АН ФЭ было выше ФХ М. senile fimbriatum и D. nipon. Tmax ФХ S. intermedius повышалось. ДН для ФХ всех исследованных видов понижалась в 1.5 —3.5 раза зимой по сравнению с летом. В целом, значения Ттах летних образцов ФЭ и ФХ были близки в пределах одного вида, и их термограммы перекрывались, за исключением С. grayanus. ДН ФЭ было выше на 3—27% по сравнению с ФХ.

При сезонном изменении температуры термотропное поведение ФЭ изменялось более резко и единообразно, чем ФХ. Возможно, поддержание жидкокристаллического состояния ФЭ имеет большее значение, чем ФХ, поскольку ФЭ в основном сосредоточен во внутреннем монослое, где располагаются активные центры мембраносвязанных ферментов (Heinemann,

ICO SB

■100 -SO -«О ■« -SO О 30

.100 JS¡ -« -зо 0 ао

■loo ■го ■а J0 -20 0 зо

........ ____ .. "..... • V \

-100 -so. ■а -« .30 0 ю

___________

Температура, "С

(I)

.40 -30 о

Температура. °С

(Щ

Рис. 5. Термограммы ФХ (I) и ФЭ (II) из морских беспозвоночных: А — Metridium senile fimbriatum, Б — Crenomytilus grayanus, В — Strongylocentrotus intermedius, Г — Distolasterías nipón, Д — Halocynthia

aurantium, взятых летом (-), зимой (---) и после тепловой

акклимации (.......). Вертикальная линия — 1 мВт.

Скорость сканирования — 1б°С/мин. Вес образца — 10 мг.

Ozols, 1998; Mziaut et al., 2000). В результате, различия по Ттах между зимними образцами ФХ и ФЭ одного вида были значительны (30-50°С). В противоположность ФЭ из других видов животных, у ФЭ С. grayanus наблюдалось резкое повышение Ттах на 30°С. Ттах и температурные области термопереходов ФХ и ФЭ С. grayanus сильно различались в оба сезона. ДН ФЭ актинии, морского ежа и морской звезды понижалась на 2-13% зимой по сравнению с летом. Этот общий ответ на понижение температуры окружающей среды, который наблюдался как в ФХ, так и в ФЭ, вероятно, должен иметь важную адаптивную роль.

Тепловая акклимация животных приводила к компенсации (более, чем на 80%) Ттах ФХ мидии и асцидии. Более того, после акклимации восстанавливался сложный профиль термограммы ФХ мидии, характерный для летнего образца. Ттах ФХ других животных (актиния, морской еж и морская звезда) не достигала соответствующих летних значений. Главный пик,

который регистрировался на термограммах летних и зимних образцов ФХ морской звезды, расщеплялся на два пика при —26°С и 0°С, тогда как Ттах летних и зимних образцов находились в промежуточной зоне. Возможно, расщепление пика является результатом фазового разделения, которое приводит к повреждению мембраны при воздействии низких температур (Williams, 1990). Полная компенсация Ттах ФЭ в результате тепловой акклимации наблюдалась только в мидии. Частичная компенсация Ттах (на 17% и 31% соответственно) происходила в актинии и морской звезде, тогда как Ттах ФЭ асцидии не изменялась. Следовательно, только мидии были способны компенсировать Ттах обоих фосфолипидов при тепловой акклимации. Это коррелировало с их способностью поддерживать активное физиологическое состояние при резком повышении температуры морской воды. Наоборот, другие животные при акклимации к теплу становились вялыми и слабо реагировали на раздражение. Температуры начала изотропного плавления ФЛ изменялись однонаправленно вместе с Т^ калориметрических переходов.

После тепловой акклимации и акклиматизации мидии, морской звезды и асцидии независимо от характера изменений в термотропном поведении наблюдалось понижение ИН и соотношения ненасыщенные/насыщенные ЖР как ФХ, так и ФЭ (рис. 6). Изменения проявились, главным образом, в ПНЖК. Как правило, доля 20:5п-3 и 22:6п-3 понижалась при повышении температуры, тогда как уровень 20:4п-6 изменялся в противоположном направлении. Более отчетливая картина сезонных изменений наблюдалась в соотношении п-З/п-6 ПНЖК, которое убывало в ряду зима-»тепловая ак-климация-»лето. Реципрокные изменения п-3 и п-6 ПНЖК наблюдаются при ответе на тепловой шок (Samples et al.,1999) и обычной термоадаптации других эктотермных организмов (Dey et al., 1993; Tanaka et al., 1996). Эта интересная особенность может быть связана с различным значением основных п-3 и п-6 ПНЖК морских беспозвоночных в передаче теплового сигнала через мембрану и с их метаболическими связями. Возможно, изменение физического состояния делает ФЛ доступными в качестве субстратов для клеточных фосфолипаз (Wyke et al., 1992) в ответ на изменение температуры окружающей среды (Samples et al., 1999). Высвобождаемые ПНЖК и их производные (п-3 и п-6 эйкозаноиды) (Calderwood et al., 1989; Bonin, Khan, 2000), a также ПНЖК-содержащие диацилглицеролы (Hindenes et al., 2000) могут затем вовлекаться в процесс трасдукции тепловых сигналов. В целом, п-3 эйкозаноиды обладают значительно меньшей эффективностью, чем п-6 эйкозаноиды. Более того, п-3 ПНЖК способны ингибировать образование п-6 эйкозаноидов (Lauritzen et al.,2001). В этом контексте, потребность в 20:4п-6, как сильном индукторе транскрипции генов белков теплового шока (lisp) (Jurivich et al., 1994) и предшественника простагландинов, которые также являются индукторами экспрессии hsp, должна значительно увеличиваться при повышенных температурах окружающей среды пойкилотер-мных организмов (Calderwood et al., 1989). Арахидоновая кислота понижает Т ФЛ более эффективно, чем 20:5п-3 и 22:6п-3 ЖК ((разделы 1.1. и 1.4.), а также Niebylski, Salem, 1994; Huang, Li, 1999). В результате замещения

п-З/п-6 10 5 2.4 ИН 440 354 264

5.5 443

3.9 418

2.0 372

389

7.1 312

1.5

204

70 60 50 40 30 20 10 0

С grayanus D. nipón

| A j

сО&Ы JL&sI ¿-Я -«" я Я. № EÍ 1 пВ) 1 ÍI

зима аккл.

лето

зима аккл. лето

(О

■ 14: 516: 016 Ш8 □ 18: ЕЭ 18 □ 18: В 20: □ 20: □ 20 Э20:

■ 22:

//. auruntium

зима аккл.

лето

п-З/п-6 ИН

5.2 305

1.2 237

0.8 150

1.4

282

1.0

274

0.6 211

9.2 315

3.8 168

7.2 192

50 40 30 20 10 О

С. grayanus

D. nipón

зима аккл.

лето

зима

аккл.

лето

S 16:0 Ш8:0 Э 18:1 И18:2п-6 В 20:1

□ 20:2NM1D

□ 20:4п-6 02О:5п-3

■ 22:2NMID

■ 22:6п-3

Н. auruntium

1в,1 гёшш

зима аккл. лето

Рис. 6. Состав жирных жирных радикалов ФХ (I) и ФЭ (II) из мышечной

ткани морских беспозвоночных, собранных зимой, после тепловой акклимации и летом (% от общей суммы ЖР). Стандартное отклонение —

не более 0.5% для трех повторов.

п-3 ПНЖК архидоновой кислотой в процессе термоадаптации могут быть достигнуты сразу две цели: регуляция вязкости мембран и генерирование сильных вторичных мессенджеров. Повышение температуры морской воды вызывало также увеличение процентного содержания ЖА и NN110 в ФЭ. Уровень NN110, как было показано (раздел 1.1.), возможно, имеет значение для термоадаптации. Высокое содержание NN110 коррелирует с особенно низкими Т ФЭ морских беспозвоночных.

тах

Тепловая акклимация хотя и вызывает адекватные изменения в составе ЖР ФЛ, но этого недостаточно для компенсации их физических свойств в большинстве животных. Неспособность морских беспозвоночных быстро приспосабливать вязкость липидного матрикса мембран может быть связана с ухудшением физиологического состояния животных при резком повышении температуры, как это наблюдалось в проведенном нами эксперимен-

те. Можно полагать, что та же причина лежит в основе известных фактов массовой гибели морских пойкилотермных организмов под воздействием Гольфстрима, Эль-Ниньо etc., поскольку скорость повышения температуры морской воды при тепловой акклимации была сравнима с таковой при появлении теплых морских течений.

1.4. Влияние состава жирных кислот на структуру термограммы фазового перехода фосфатидилхолина из голотурии Cucumaria fraudatrix

Для создания максимальной разрешающей способности хроматографи-ческого разделения ФХ С. fraudatrix были подобраны оптимальные условия его проведения: концентрация азотнокислого серебра в суспензии силикаге-ля, высота и наклон пластинки, система растворителей. В результате исходный ФХ голотурии удалось разделить на 5 зон. Основные характеристики состава ЖК и термограммы фазовых переходов полученных фракций приведены на рис. 7.

Обсуждение термотропного поведения ФХ голотурии и отдельных его фракций целесообразнее начать с V фракции, имеющей самый насыщенный состав ЖК по сравнению с другими фракциями. Учитывая превалирование моноеновых кислот (71%) в этой фракции ФХ, а также то обстоятельство, что должно быть, примерно, одинаковое количество двойных связей на молекулу, входящую в данную фракцию, можно предположить, что в пятой фракции преимущественно находятся молекулярные формы типа МНЖК/ МНЖК-ФХ и НЖК/ПНЖК-ФХ, тем более, что количество НЖК (13%) почти равно ПНЖК (11%).

Молекулярные формы такого типа близки по Tmax (Coolbear et al., 1985). На термограмме фазового перехода IV фракции ФХ два пика теплопогло-щения с максимумами при —32 и —54°С плохо разрешены и по сути представляют собой один пик, регистрируемый на термограммах всех фракций в области от —60 до —30°С. По-видимому, они определяются молекулярными формами, аналогичными формам V фракции. Слабо проявляющееся фазовое разделение, характеризующееся наличием максимумов теплопог-лощения при —32 и —54°С, можно объяснить увеличением по сравнению с V фракцией НЖК на 6% и снижением МНЖК на 48%. Проявление же пика с максимумом теплопоглощения при —75°С, очевидно, связано с наличием большого количества 20:4п-6 (32%), отсутствующей в V фракции. Аналогичные пики в этой температурной области присутствуют на термограммах фазовых переходов всех фракций ФХ голотурии, в составе ЖК которых имеется кислота 20:4п-6, и отсутствуют там, где ее нет (V фракция) или есть в незначительных количествах (I фракция). В литературе имеются сведения о том, что 20:4п-6 может локализовываться не только в sn-2 положении, но и в sn-1 положении глицеринового остова (Akino, 1982). Возможно, в нашем эксперименте пик теплопоглощения в области —75°С вызван присутствием легкоплавкой молекулярной формы 20:4п-6/ПНЖК-ФХ. Наличие соответствующего домена можно рассматривать как причину сдвига верхней

20:4п-6 18% 20:5п-3 39% ИН 321

НЖК 7% МНЖК 24% ПНЖК 67%

20:4п-6 1% 20:5п-3 50% ИН 310

НЖК 10% МНЖК 24% ПНЖК 66%

20:4п-6 24% 20:5п-3 41% ИН 318

20:4п-6 48% 20:5п-3

ИН 204

НЖК 14% МНЖК 8% ПНЖК 68%

НЖК 47% МНЖК 2% ПНЖК 51%

20:4п-6 20:5п-3 ИН

32%

205

НЖК 19% МНЖК 23% ПНЖК 53%

20:4п-6 20:5п-3 ИН

НЖК 13% МНЖК 71% ПНЖК 11%

-90 -80 -70 -60 -50 -40 -30 -20 -10 0 10 20 30

I I I I I '"I I I I1

-90 -80 -70 -60 -50 -40 -30 -20 -10 0 10 20 30

-90 -80 -70 -60 -50 -40 -30 -20 -10 0 10 20 30 Температура, °С

Рис. 7. Основные характеристики состава жирных кислот и термограммы ФХ из Сиситапа/гаийаЬчх (А) и выделенных из него фракций 1-У (Б-Е). Скорость сканирования — 16° С/мин. Вертикальная линия — 0.5 мВт.

Вес образца — 10 мг.

границы теплового перехода в сторону низких температур по сравнению с V фракцией (с 33 до 3°С).

В III фракции ФХ голотурии процентное содержание 20:4п-6 выше по сравнению с IV фракцией на 16%, что совпадает с большей интенсивностью пика теплопоглощения в области —75°С на термограмме III фракции ФХ по сравнению с соответствующим пиком IV фракции. Более четкое проявление фазового разделения, характеризующееся двумя пиками теплопоглощения, сопровождается также повышением по сравнению с IV и V фракциями сумм НЖК и ПНЖК и уменьшением промежуточных по насыщенности МНЖК, что, по-видимому, способствует образованию молекулярных видов, ограниченно смешивающихся друг с другом в количествах, превышающих равновесное состояние между ними (Tenchov, 1985).

В жирнокислотном составе II фракции ФХ голотурии отмечено большое количество эйкозапентаеновой кислоты (41%), а количество арахидоновой кислоты по сравнению с III фракцией ниже в 2 раза. Эти изменения в жирнокислотном составе сопровождаются понижением интенсивности пика теплопоглощения при —72°С, увеличением интенсивности пика теплопоглощения при —33°С и сдвигом верхней границы фазового перехода в сторону температур выше 0°С (с 6 до 33°С) по сравнению с III фракцией. Отмеченная взаимосвязь термотропного поведения с жирнокислотным составом ФХ подтверждает наше предположение о том, что арахидоновая и эйкозапен-таеновая кислоты обладают различным действием на температуру фазового перехода ФЛ. Рассмотренные выше факты, вероятно, свидетельствуют о том, что эйкозапентаеновая кислота, несмотря на пять двойных связей в молекуле, по соответствующему эффекту ближе к МНЖК, чем к полиненасыщенной арахидоновой кислоте. Следовательно, основной пик исходного ФХ с максимумом теплопоглощения при —30°С, который наблюдается на термограммах тепловых переходов всех пяти фракций ФХ, обусловлен фазовым переходом домена ФХ, представленного различными молекулярными видами, но близкими по Ттлх и хорошо смешивающимися друг с другом в определенных соотношениях. Пик в области —75°С, который наблюдается также на термограммах тепловых переходов фракций, содержащих в своем составе арахидоновую кислоту, обусловлен наличием домена с еще более низкой Т . Этот домен, вероятно, образован молекулярными видами, содержащими в 5/7-1 положении арахидоновую кислоту, а в sn-2 положении — другую ПНЖК.

1.5. Фазовые переходы жидкий кристалл — изотропный расплав фосфатидилхолина и фосфатидиэтаноламина морских беспозвоночных

Фазовый переход жидкий кристалл — изотропный расплав ФЛ биологических мембран может быть связан с адаптацией к высоким температурам, но практически не изучен в отличие от фазового перехода кристалл (гель) — жидкий кристалл, имеющего отношение к низкотемпературной адаптации попкилотермных животных (Morris, 1981; Keough, Kariel, 1987; Cossins, 1994; Huang, Li, 1999). В настоящей работе была поставлена задача определить

температурные области изотропных переходов ФХ и ФЭ морских беспозвоночных методом ДСК в сочетании с поляризационной микроскопией. Калориметрическое исследование выявило, что на термограммах ФЛ после хорошо выраженной области фазового перехода кристалл — жидкий кристалл наблюдались низкоинтенсивные пики в области 40-60°С (летние образцы) и 20-30°С (зимние образцы) (разделы 1.2., 1.З.). Сравнение данных поляризационной микроскопии и дифференциальной сканирующей микрокалориметрии, полученных для образцов ФХ и ФЭ из различных органов асцидии Н. aurantium (рис. 8) и мышечной ткани прибрежного краба Н. sanguineus, свидетельствует о том, что температура максимумов калориметрических пиков с низким теплопоглощением совпадает с температурным интервалом изотропного перехода этих ФЛ, определенным с помощью поляризационной микроскопии. Следует также отметить, что температура плавления ФХ и ФЭ животных, взятых в зимний период, как правило, ниже, чем температура плавления соответствующего образца в летний период. Таким образом, в основе регуляции температуры фазовых переходов криталл — жидкий кристалл и жидкий кристалл — изотропный расплав ФЛ морских беспозвоночных лежит единый молекулярный механизм.

А Б

Рис. 8. Текстуры фосфатидилхолина из гонад пурпурной асцидии (зима) при 20°С (А) и 35°С (Б). Поляризационный микроскоп МИН-8, хЮО.

Исходя из того, что ФХ и ФЭ являются главными ФЛ в составе любых клеточных мембран морских беспозвоночных, можно предположить, что резкое повышение температуры морской воды в летний и, особенно, в зимний сезоны может повлечь за собой гибель животного или ухудшение его физиологического состояния в зависимости от быстроты действия адаптационных механизмов, направленных на поддержание жидкокристаллического состояния фосфолипидных компонентов биологических мембран. Температура начала плавления ФХ и ФЭ морских беспозвоночных, взятых в летний период, по данным поляризационной микроскопии в разных образцах колеблется от 30 до 44°С, а в зимний период — приблизительно от 22 до 40°С. Поэтому вполне возможно, что при температурах, близких к началу изотропного плавления или выше, нарушение различных функций мембран может произойти из-за общего или даже локального понижения вязкости липидного матрикса. Все это позволяет заключить, что исследования температуры изотропного плавления ключевых фосфолипидов мембран морских беспозвоночных облегчает понимание молекулярных механизмов адаптации к высоким температурам. Знания такого рода особенно актуальны в условиях глобального изменения климата (Wigley, Paper, 1987).

1.6. Влияние гидратации на фазовые переходы фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина морских беспозвоночных

Исследовали ФХ и ФЭ морских беспозвоночных с разными температурами фазовых переходов в безводном состоянии: ФХ и ФЭ из актинии и асцидии, имеющие температуру перехода при —13 и 5°С, и ФЭ из актинии, асцидии и анадары с температурой перехода при —16, 0 и 10°С соответственно. К ФЛ добавляли различные количества воды. Несмотря на различия в структуре полярных головок ФЛ и в составе их ЖК, гидратация приводит к аналогичным изменениям их термотропного поведения. Температурный диапазон калориметрического перехода почти не изменяется по сравнению с соответствующими безводными препаратами ФЛ, но способствует структурированию термограмм фазовых переходов исследованных фосфо-липидов: появлению дополнительных пиков теплопоглощения, как правило, отсутствующих или слабо проявляющихся на термограммах безводных фосфолипидов. Этот факт может быть связан с усилением фазового разделения молекулярных видов ФЛ. Поведение пиков теплопоглощения, которые появляются при определенном содержании воды, различно. Температура максимума теплопоглощения низкотемпературного пика (I) была ниже Ттах соответствующего безводного ФХ. Она достигала при определенной концентрации воды предельного значения и далее не изменялась. Эти температуры не зависели от состава ЖК цепей. Интенсивность и температура максимума II пика постепенно повышалась до 0°С (температура плавления льда), а его интенсивность резко увеличивалась с увеличением концентрации воды. Интенсивность обоих пиков на термограммах была значительно выше интенсивности пика/пиков теплопоглощения на термограммах соответствующих безводных образцов фосфолипидов морских беспозвоночных, что согласуется с литературными данными по влиянию гидратации на насыщенные 1,2-диацил-ФХ/ФЭ (Ивков, Берестовский, 1981; Джоунс, 1982).

Сохранение температурных областей фазовых переходов воднонасыщен-ных ФХ и ФЭ морских беспозвоночных по сравнению с соответствующими безводными образцами, несмотря на значительные изменения в профиле термограмм, позволяет интерпретировать данные по температурному диапазону фазовых переходов безводных ФХ и ФЭ применительно к биомембранам морских беспозвоночных.

1.7. Влияние холестерина на фазовые переходы фосфатидилхолина из

асцидии На1осуШЫа аигапйит

Исследовали термодинамические параметры фазовых переходов смеси ФХ из асцидии На1осушЫа аигапп'ит с различными количествами холестерина (1-34% по весу). Холестерин при низких концентрациях (до 4.0%) вызывает повышение Ттах с —6 до 1°С и АН с 30 до 37 Дж/г (конденсирующее действие), а при больших концентрациях — понижение Ттах до —9°С и ДН до 6.0 Дж/г. Повышение Ттах и ДН при низких концентрациях холестерина, вероятно, связано с тем, что холестерин в смеси лецитинов с различной степенью ненасыщенности жирнокислотных цепей взаимодействует преимущественно с более ненасыщенными молекулярными формами ФХ, обла-

дающими низкой Tmax, заполняя потенциальные пустоты в углеводородной части ФХ. При этом благодаря своему жёсткому тетрациклическому скелету он иммобилизует и «изымает» из перехода наиболее легкоплавкую часть ФЛ. При концентрациях холестерина выше 4% понижение энтальпии фазового перехода может происходить вследствие иммобилизации холестерином более тугоплавкой части ФХ. Аппроксимирование прямой зависимости энтальпии от концентрации холестерина на ось абсцисс позволило определить концентрацию холестерина (41%), при которой калориметрический переход ФХ из асцидии будет полностью отсутствовать, что примерно соответствует литературным данным (Ивков, Берестовский, 1981).

1.8. Термотропное поведение сфингофосфосфолипидов морских

беспозвоночных

Исследовали термотропное поведение общей фракции СМ и составляющих его форм — СМН и СМО, а также ЦАЭФ. В качестве объектов для выделения СМ и составляющих его форм — СМН и СМО были выбраны бугорчатая асцидия Н. roretzi и морская звезда D. nipón, в мышечной ткани которых эти формы представлены одновременно и в наибольших (среди морских беспозвоночных) количествах (Костецкий и др., 1983). По этой же причине для выделения ЦАЭФ были выбраны двустворчатый моллюск A. broughíoni и морской анемон М. senile finibriatum (Костецкий, Щипунов, 1983). Хроматографически чистые безводные сфингофосфолипиды в отличие от глицерофосфолипидов морских беспозвоночных не имели калориметрического фазового перехода в интервале сканирования от —100 до 100°С. Его проявлению способствовали гидратация или добавление глицерофосфолипидов (ФХ и ФЭ), выделенных из соответствующих видов животных. Подобное термотропное поведение СМ было отмечено впервые, хотя близкие свойства описаны для сфингогликолипида — ганглиозида GM1 из бычьего мозга (Sillerud et al., 1979).

Особенностью тепловых переходов сфпнгофосфолипидов морских беспозвоночных является широкий температурный интервал — от —62 до 80-95°С, в котором наблюдаются максимумы теплопоглощения в области —40 -=- -20°С и 20-80°С. Вероятно, сфингофосфолипиды обладают меньшей способностью к самоорганизации, чем глицерофосфолипиды морских беспозвоночных (Drachev et al., 1985), и для создания упорядоченных надмолекулярных структур сфпнгофосфолипидов как в искусственных системах, так и в биомембранах необходимы такие ориентанты, как глицерофосфолипиды и вода. Обсуждаются возможные причины необычного термотропного поведения сфпнгофосфолипидов морских беспозвоночных.

2. Термотропное поведение и состав полярных липидов

морских макрофитов 2.1. Состав липидов в летний и сезоны зимний

Сравнительное исследование липидного состава 5 видов морских макрофитов, собранных в летний и зимний сезоны показало, что соотношение

НЛ/ФЛ понижается от лета к зиме (за исключением А. юЬисШем'и). В сезонном изменении общего содержания ГЛ не прослеживается какой-либо закономерности, но соотношение ФЛ/ГЛ у всех макрофитов зимой было выше, чем летом. Состав ФЛ исследованных макрофитов был типичным для данных растений (Хотимченко и др., 1990). Общей закономерности в его сезонном изменении не было обнаружено, хотя содержание ФЭ во всех макрофитах, за исключением ульвы, повышалось зимой на 3.4-11.2%. Характер количественных изменений ФХ в анфельции и ламинарии был иным, чем в зостере. В сезонном изменении ГЛ также отсутствовала общая тенденция, но характер изменений ГЛ в красной (анфельции) и бурых водорослях (ламинарии и саргассуме) был противоположен таковому в зеленой водоросли (ульве) и морской траве (зостере) (рис. 9). Таким образом, в сезонном изменении индивидуальных гликолипидов прослеживается связь со степенью филогенетического родства исследованных видов морских макрофитов.

Проведенное исследование позволило определить круг доминирующих полярных липидов (ФХ, ФЭ, ФГ, гликолипиды, а также ДГТС в ульве), преимущественно определяющих гомеовязкостную адаптацию мембран в исследуемых видах морских макрофитов при смене сезонов.

% Ahnfeltia tobuchiensLi

Laminaria japónica

Sargassum pallidum

Ulva fenestrata

Zostera marina

Рис. 9. Диаграммы распределения гликолипидов (% от суммы гликолипидов) морских макрофитов в зависимости от сезона. ■ Лето; □ Весна. Стандартное отклонение не превышает 0.8%.

2.2. Термотропное поведение полярных липидов в зависимости от сезона

Термограммы фосфо- и гликолипидов из 4 видов морских макрофитов (L. japónica, S. pallidum, U. fenestrata, Z. marina), собранных в летний и зимний периоды, характеризуются сложными профилями и располагаются в широком температурном диапазоне от —130 до 76°С. При нагревании полярных липидов эндотермические пики наблюдались как в низко-, так и в высокотемпературной областях.

Термотропное поведение ФЛ (ФХ, ФЭ и ФГ) было исследовано для L. japónica и Z. marina (рис. 10), в которых доминируют все три липида независимо от сезона. Температурные области тепловых переходов ФХ и ФЭ в значительной степени перекрывались, что также отмечается для морских беспозвоночных (см. разделы 1.1-1.3). Toiav ФХ и ФЭ зостеры (-16 и — 12°С соответственно) в летний период также способствовали этому. Термограммы ФХ и ФЭ ламинарии и зостеры, взятых летом, преимущественно

............г/ \

f i ■ «— i* ""Ч^- r' 1 1 >

-М .1« \ И ' M 1n

•JO I* JO

Температура, °С

о)

Температура, "С (II)

Рис. 10. Термограммы основных липидов, выделенных из Laminaría japónica (I) и Zóstera marina (II), собранных летом (пунктирная линия) и зимой

(сплошная линия). ФХ (А), ФЭ (В), ФГ (С), МГДГ (D), ДГДГ (Е) и СХДГ (F). Вертикальная линия — 1 мВт. Скорость сканирования —

16 °С/мин. Вес образца — 10 мг.

располагались ниже 23°С (температура морской воды, при которой были собраны макрофиты). Таким образом, оптимальное жидкокристаллическое состояние поддерживается в большей части этих ФЛ. Основной пул ФЭ ламинарии в отличие от ФХ имел фазовый переход с максимумом тепло-поглощения, приходящимся на температуру окружающей среды в летний период. Возможно, это связано со стабилизирующей и термосенсорной ролью ФЭ в мембране при повышенных и пониженных температурах морской воды соответственно, хотя физическое состояние мембран ламинарии в основном определяется ФХ, который по содержанию превышает ФЭ в 4 раза. Профиль термограмм ФГ отличался четкой выраженностью высоко- и низкотемпературных пиков.

В термотропном поведении гликолипидов (МГДГ, ДГДГ и СХДГ), которое было изучено для 4 видов морских макрофитов, также прослеживаются общие тенденции. Как правило, основной пик и даже вся термограмма МГДГ была смещена в область особенно низких температур по сравнению с другими гликолипидами. Ттах ДГДГ и особенно СХДГ находились при более высоких температурах, чем МГДГ. Калориметрический переход бетаинового липида ДГТС ульвы характеризовался одним кооперативным пиком с Ттах при -20°С, что в большей степени было характерно для ФХ и ФЭ ламинарии и особенно зостеры, чем для гликолипидов ульвы. Кроме основного пика,

также как и на всех термограммах полярных липидов исследованных видов макрофитов, наблюдался плохо разрешенный низкоинтенсивный пик в области 35°С.

Термотропное поведение ФХ и ФЭ ламинарии и зостеры сходно изменялось в результате сезонного понижения температуры. Так, Ттах этих ФЛ понижалась на 10-36°С соответственно, что способствовало расположению большей части термограмм при температурах ниже — 1.7°С. Сдвиг Ттах был более резким в ФЭ (на 20-36°С) по сравнению с ФХ (на 10-15°С). В результате поддерживалась симбатность тепловых переходов ФХ и ФЭ. Как правило, энтальпия термопереходов этих фосфолипидов понижалась в зимний сезон, за исключением ФЭ ламинарии.

В термотропном поведении ФГ и гликолипидов в отличие от таковых ФХ и ФЭ не наблюдалось понижения Т от лета к зиме. Т ли-

тах тах

пидов фотосинтетических мембран может повышаться (МГДГ и СХДГ L. japónica) или не изменяться (ФГ, ДГДГ Z. marina), а также может проявляться неоднозначный эффект сезонного понижения температуры морской воды на их калориметрические переходы (ФГ, ДГДГ L. japónica и МГДГ Z. marina). Аналогичным сезонным поведением отличались тепловые переходы гликолипидов S. pallidum и U. fenestrata. Отсутствие адекватного понижения Ттах калориметрических переходов липидов фотосинтетических мембран может быть причиной повышения вязкости этих липидов и замедления фотосинтетической активности морских макрофитов в зимний период.

Сезонное изменение термотропного поведения ДГТС ульвы было подобно ФХ и ФЭ ламинарии и зостеры: резкое понижение Ттах с —21 до —38°С и ДН (в 2 раза) зимой по сравнению с летом. Более того, вся температурная область калориметрического перехода ДГТС сдвигалась в сторону низких температур с —60 — 50°С до —98 — 6°С.

С помощью поляризационной микроскопии было показано, что температурная область калориметрических пиков в области 30-40° С коррелировала с температурой изотропного перехода (рис. 11), что может объяснить физиологическую чувствительность исследованных макрофитов к супероптимальным температурам окружающей среды (Кизеветтер, 1981; Nagasato et al., 1999; Matsumura et al., 2000; Raven et al., 2002).

-3°С 40°С -3°С 25°С -3°С 25°С

А Б В

Рис. 11. Текстуры полярных липидов (МГДГ— А, ДГДГ— Б, ДГТС — В) из ламинарии (А) и ульвы (Б, В), взятых в зимний (А, В) и летний (Б) периоды, в процессе изотропного плавления. Поляризационный микроскоп ПОЛАМ-Р-312 (Россия), хЮО.

2.3. Состав жирных кислот полярных липидов морских макрофитов

Были исследованы 5 видов из 4 отделов морских макрофитов: Ahnfelíia tobuchiensis (Rhodophyta), Laminaria japónica и Sargassum pallidum (Phaeophyta), Ulva fenestrata (Chlorophyta), Zostera marina (Embriophyta), собранных летом. Состав ЖК A. tobuchiensis не был охарактеризован впервые. Фосфолипиды были выделены из 3 видов: A. tobuchiensis, L. japónica и Z. marina, тогда как гликолипиды были исследованы для всех 5 видов морских макрофитов (рис. 12). В ФЛ A. tobuchiensis присутствуют шесть главных ЖК: 16:0, 18:0, 18:1п-9, 18:ln-7, 20:4n-6 and 20:5п-3, тогда как в гликолипидах содержание 18:1п-7 было низким. В целом, по составу жирных кислот ФХ и ФЭ были более сходны между собой, чем с ФГ и гликолипидами. ФХ и, особенно, ФЭ содержат существенные количества 20:3п-6, которая отсутствует в ФГ. Одна из наиболее интересных особенностей ЖК ФЛ связана с 20:4п-6 и 20:5п-3, которые могут выполнять роль предшественников эйкозаноидов в водорослях (Marks, 1999). Как правило, содержание 20:4п-6 было больше по сравнению с 20:5п-3 в ФЛ и гликолипидах A. tobuchiensis, но преобладание 20:4п-6 над 20:5п-3 было более выражено в ФХ и ФЭ, чем в ФГ и гликолипидах (примерно в 4 и 3 раза против < 2 раз соответственно). В морских макрофитах факторы окружающей среды могут индуцировать процессы сигнализации как в плазматических мембранах, главным образом состоящих из ФХ и ФЭ, так и в мембранах хлоропластов. Но главный инициирующий процесс возникает в плазматических мембранах (Тарчевский, 2002) и поэтому может нуждаться в более сильных медиаторах (п-6 эйкозаноидах) (Lauritzen et al., 2001), участвующих в сигнальной трансдукции, особенно в самый активный сезон.

Список главных ЖК фосфо- и гликолипидов L. japónica (рис. 12) был более мозаичным по сравнению с таковым A. tobuchiensis. Значительное количество 18:0 было идентифицировано в ФГ (23.0%), хотя ФЭ и особенно ФХ включали намного меньшее количество этой кислоты (3.8 и 0.7% соответственно). Содержание 18:3п-3 также было значительным в ФГ (8.7%) и галактолишщах (87 и 5.2%) по сравнению с ее малым количеством в ФХ и ФЭ (1.3 и 2.8% соответственно). С другой стороны, ФГ характеризовалось относительно низким уровнем 14:0, 16:1, 20:4п-6 и 20:5п-3 в отличие от ФХ и ФЭ. Арахидоновая кислота доминировала в ФХ и ФЭ (29.1 и 26.9% соответственно) в отличие от ФГ (4.5%) и гликолипидов (3-10%). По своему содержанию она существенно превалировала над 20:5п-3 в ФХ и ФЭ (примерно в 4 и 11 раз соответственно) в отличие от гликолипидов. Большее содержание п-6 ПНЖК и более низкие соотношения п-З/п-6 и С18/С20 ПНЖК в ФХ и ФЭ по сравнению с ФГ и гликолипидами, было также характерной особенностью полярных липидов из L. japónica. Существенное различие в составе ЖК двух групп ФЛ согласуются с особым термотропным поведением ФГ по сравнению с ФХ и ФЭ (раздел 2.1., рис. 10). ФЭ был более насыщенным липидом, чем ФХ, что, вероятно, привело к более высокой Т ФЭ.

max

Полярные липиды из Z marina включают всего три основные ЖК: 16:0, 18:2п-6 и 18:3п-3 (рис. 12). Вероятно, сравнительно гомогенный состав ЖК

п-З/п-6 0.20 1.31

ИН 199 305

20:5п-3/ 0.2 0.9 20:4п-6

0.28 1.19 188 211 0.3 1.2

50 40 30 20 10 0

0.56 0.77 132 141 0.6 1.2

0.97 1.63 347 346 1 1.9

0.57 1.12 186 216 0.7 1.4

0.61 164 0.6

1.23 176 1.5

ФХ

ФЭ

1ÉJ

A. tobuchiensis ФГ мгдг

Лето Зима

п-З/п-6 ИН

20:5п-3/ 20:4п-6 V.

0.2 0.6 214 246 0.3 0.7

0.2 0.5 169 311 0.1 0.4

ФХ

ФЭ

0.5 2.5 110 157 0.1 0.4

1.5 6.3 387 327

1.6 7.3

0.8 120 1.6

L. japónica

ФГ

мгдг

\ш

дгдг

13.3 362 12.8

Лето

Зима

Лето

Зима

Лето Зима

0.5 2.6 79 182 0.5 4.9

ехдг

1д*т

Лето Зима

Ulero Зима

п-З/п-6 ИН

197

2 208

0.9 161

1.8 212

8.4 155

ФХ

3.9 174

ФЭ

Z'. marina ФГ

ЁЖ

7.5 258

115.9 292

мгдг

016:0 Q 16:1

7.1 22 252 283

1дгдгI

Лето Зима

Лето . Зима

Рис. 12. Состав жирных кислот основных фосфо- и гликолипидов Ahnfeltia

tobuchiensis, Laminaria japónica и Zostera marina, собранных в летний и зимний сезоны (% от суммы жирных кислот). Стандартное отклонение —

менее 0.5% для трех повторностей.

явился причиной более кооперативных термопереходов ФХ и ФЭ по сравнению с таковыми у L. japónica. Сумма ПНЖК в ФХ и ФЭ из зостеры была самой высокой по сравнению с таковой из двух видов водорослей (75.1 и 63.6% против 38.9 — 51.1% соответственно), а также по сравнению с ФГ (44.1%). ФХ и ФЭ существенно отличались от ФГ по содержанию 18:2п-6, 16:1 и в целом МНЖК. При этом в ФХ и ФЭ было наибольшее количество п-6 ПНЖК по сравнению с гликолипидами и ФГ (37.4 и 32.8% против примерно 10% соответственно) и намного меньшее соотношение п-З/п-6 ПНЖК (1 против 7-8 в гликолипидах и ФГ), что определяется соотношением между 18:3п-3 и 18:2п-6, высокое содержание которых в составе общих липидов отличают морские травы от макроводорослей (Dembitsky et al., 1991; Khotimchenko,1993). Следовательно, в ФГ и гликолипидах исследованных макрофитов наибольшее значение имеют п-3 ПНЖК, тогда как п-6 ПНЖК необходимы прежде всего в полярных липидах экстра-пластидных мембран. ФХ был более ненасыщенным липидом, чем ФЭ исследованных видов, несмотря на их существенные хемотаксономические различия. Соответственно, Тшах ФХ больше смешена в сторону температур ниже 0°С по сравнению с Тгпах ФЭ (рис. 10).

S. pallidum (порядок Fucales) характеризовался более разнообразным составом ЖК ГЛ, чем L. japónica (порядок Laminariales) (рис. 13). Как и в других макрофитах, уровень насыщенности повышался в ряду МГДГ—>ДГДГ~» СХДГ, что кореллирует с Тгпах калориметрических переходов гликолипидов S. pallidum.

Из шести основных ЖК гликолипидов и ДГТС U. fenestrata (рис. 13), 16:4п-3, преимущественно была аккумулирована в самом ненасыщенном гликолипиде МГДГ (43.7%), что кореллирует с низкой Тшах. Высокий уровень 18:4п-3 был обнаружен в МГДГ и ДГДГ (примерно по 24%). Содержание 18:Зп-Збыло значительным во всех гликолипидах, но наибольших значений оно достигало в МГДГ (24%). Самое большое количество 18:2п-6 было найдено в ДГДГ, 16:0 была существенно сконцентрирована в СХДГ (58.7%), а также в ДГДГ (25%). СХДГ включал наибольшее количество 18:1п-7, которая является характерной для общих липидов зеленых водорослей (Хотимченко, 2003). В целом, степень насыщенности жирнокислотного состава гликолипидов U. fenestrata, как и других исследованных макрофитов, определяла Тшах калориметрических переходов. Подобно ДГДГ и СХДГ, бетаиновый липид ДГТС из U. fenestrata содержит большое количество 16:0, превышающее в 2 и более раз содержание других ЖК (рис. 13). Уровень ненасыщенных С18 ЖК (18:ln-7,18:2n-6,18:3n-3 и 18:4п-3) был также значительным в ДГТС подобно гликолипидам. Однако, в ДГТС имелось существенное количество 18:3п-6, 20:4п-6 и 20:5п-3 (5.5, 4.9 и 3.5% соответственно) в противоположность гликолипидам, которые фактически не содержали их. Соотношение п-З/п-6 ПНЖК в ДГТС, как в ФХ и ФЭ из других макрофитов, было ниже, чем в гликолипидах (2 против 3.1-38.8 соответственно). Термотропное поведение ДГТС также в большей степени характерно для

п-З/п-6 0.6 0.84

ИН 248 275

2.1 247

3.3 315

1.9 125

0.8 101

Лето Зима

п-З/п-6 38.8

492.5

3.1

7.3

9.6

8.6

ИН 357 371

217 246

84 ■ 95

80 60 40 20 О

U. fenestrate

2.0 189

12 216

мгдг

дгдг

схдг

Лето Зима

Н 16:0 И 16:3п-3 П 16:4п-3 Е318:1п-7 ® 18:2п-6 ■ 18:3п-3 Щ8:3п-6 018:4п-3 Ш20:4п-6 В20:5п-3

дгтс

Лето Зима

Рис. 13. Состав жирных кислот гликолипидов и бетаинового липида ДГТС Sargassum pallidum и Ulva fenestrata, собранных в летний и зимний сезоны (% от суммы жирных кислот). Стандартное отклонение — менее 0.5% для

трех повторностей.

ФХ и ФЭ исследованных макрофитов, что согласуется с предположительной ролью ДГТС в качестве заместителя ФЛ (Dembitsky,1996).

Исследование ЖК состава индивидуальных полярных липидов морских макрофитов выявило важную хемотаксономическую особенность, найденную ранее в общих липидах этих растений (Khotimchenko,1999). А именно, распределение С18и С,0 ПНЖК в главных полярных липидах морских макрофитов зависит от их таксономического положения. Несмотря на значительные хемотаксономические различия, полярные липиды всех этих видов обладают общими особенностями их жирнокислотного состава, которые могут играть важную адаптивную роль. Так, соотношение между п-6 и п-3 ПНЖК было много выше в фосфолипидах нефотосинтетических мембран, ФХ и ФЭ, по сравнению с гликолипидами и ФГ. ПНЖК п-6, вероятно, являются более функционально важными в составе главных липидов плазматических мембран. Замещение п-6 на п-3 ПНЖК сопровождалось частичной заменой

С20 на С18 ПНЖК в гликолипидах и ФГ в противоположность ФХ и ФЭ из L. japónica, где представлены обе серии ПНЖК. Отличие состава ЖК ФГ по сравнению с ФХ и ФЭ интегрировано выражается в особом термотропном поведении ФГ, которое характеризуется хорошо выраженными пиками теп-лопоглощения в низко- и высокотемпературных областях. Насыщенность повышалась в ряду МГДГ-» ДГДГ->СХДГ и ФХ->ФЭ-»ФГ, что кореллиро-вало с Ттах калориметрических переходов как гликолипидов, так и фосфо-липидов (ФХ и ФЭ). Многие характерные ПНЖК (1б:4п-3, 1б:3п-3, 18:3п-6 и 18:4п-3, 20:3п-6), аккумулированные в МГДГ U. fenestrata, Z. marina, L. japónica и S. pallidum соответственно, во многих случаях способствовали максимально низким Ттах. Необычная ф/с-вакценовая кислота 18:1п-7 была особенно сконценцентрирована в ФХ A. tobuchiensis и СХДГ U. fenestrata. ДГТС U. fenestrata отличается значительным содержанием. 18:3п-6, 20:4п-6 и 20:5п-3 в отличие от галактолипидов. Относительное содержание 16:0 и 18:2п-6 было в 2 и более раз выше, тогда как 18:3п-3, наоборот, было ниже в фосфолипидах по сравнению с гликолипидами морской травы. По набору главных ЖК классы полярных липидов могут существенно отличаться как друг от друга, так и от общих липидов морских макрофитов.

2.4. Сезонные изменения состава жирных кислот полярных липидов

Уровень основных ЖК полярных липидов A. tobuchiensis оставался значительным в разные сезоны. В сезонном изменении содержания 16:0, 20:4п-6 и 20:5п-3 в отличие от 18:0, 18:1 п-9 и 18:1 п-7 наблюдались общие для фосфо- и гликолипидов тенденции. Количество 16:0 уменьшалось зимой, что предопределяло снижение НЖК в целом, а также увеличение соотношения ненасыщенные/насыщенные ЖК и ИН. Самые резкие изменения ИН происходили в доминирующих липидах ФХ и ДГДГ. Количество ненасыщенных относительно насыщенных ЖК значительнее возрастало в липидах фотосинтетических мембран. Происходило общее увеличение соотношений 20:5п-3/20:4п-6 и п-З/п-6 ПНЖК от лета к зиме. Превалирование п-З над п-6 ПНЖК зимой более всего проявилось в гликолипидах, что свидетельствует об усилении роли п-З ПНЖК в функционировании мембран, и особенно фотосинтетических, в условиях пониженной температуры обитания, что согласуется с идеей о защитной функции ПНЖК от низкотемпературного ингибирования фотосинтеза (Gombos et al., 1994). Соотношение C20/C1S ПНЖК понижалось от лета к зиме во всех липидах, но особенно резко в МГДГ (со 123.7 до 14.1).

Содержание НЖК, МНЖК ЖК и п-6 ПНЖК во многих полярных липидах L. japónica значительно понизижалось зимой. Наблюдалась конверсия 18:3п-6—И8:4п-3 в МГДГ и 18:2п-6->18:3п-3 и 20:4п-6->20:5п-3 в СХДГ. Подобные реципрокные изменения в содержании п-6 и п-З ПНЖК, приводящие к увеличению ненасыщенности ацильных цепей, может приводить к повышению Tmax (Huang, Li, 1997), что и наблюдается в сезонном изменении термотропного поведения этих гликолипидов. Повышение соотношения между основными ПНЖК18:2п-6/18:Зп-3 и 20:5п-3/20:4п-6 и п-З/п-6

ПНЖК в целом от лета к зиме отмечалось для всех полярных липидов ламинарии. В гликолипидах и ФГ п-3 превалировали над п-6 ПНЖК зимой, а С,8 превалировали над C1Q ПНЖК в оба сезона в отличие от ФХ и ФЭ. Только в гликолипидах и ФГ наблюдалось увеличение С18 ПНЖК. Эти особенности состава ЖК также могли повлиять на различия в сезонном изменении тер-мотропного поведения липидов фотосинтетических и нефотосинтетических мембран ламинарии. Наибольшая насыщенность ФГ и СХДГ сохранялась в оба сезона, тогда как насыщенность ФЭ достигала сходного с ними уровня только зимой. ИН и/или соотношение ненасыщенные/насыщенные ЖК повышались во всех липидах зимой по сравнению с летом, что коррелировало с понижением Т ФХ и ФЭ, но не гликолипидов и ФГ.

шах 7

В составе ЖК полярных липидов зостеры наибольшие сезонные изменения наблюдались в доминирующих ПНЖК 18:2п-6 и 18:3-п3. Уровень!8:2п-6 был наивысшим в ФХ и ФЭ подобно арахидоновой кислоте в ламинарии и повышался в полярных липидах зостеры летом по сравнению с зимой. Напротив, процентное содержание 18:3-п3 было 1.5-2 раза выше в галакто-липидах по сравнению с ФЛ зостеры, но оно понижалось в летний период. Предполагается, что понижение соотношения 18:3-п3/18:2п-6 является типичной адаптивной реакцией растений на повышение температуры окружающей среды (Клячко-Гурвич и др., 1997; Zhu et al, 1997). Возможно, 20:5n-3 и 20:4п-6 в L. japónica и A. tobuchiensis выполняют аналогичную роль, что подтверждают литературные данные (Kim et al., 1996; Khozin-Goldberg et al., 2005). ФЛ оставались более насыщенными, чем гликолипиды на фоне общего увеличения ИН и соотношения ненасыщенные/насыщенные ЖК полярных липидов зимой по сравнению с летом. Более детальный анализ обнаруживает, что гликолипиды и ФГ имеют общие особенности, которые отличают их от ФХ и ФЭ. Так, уровень 18:2п-6 и п-6 ПНЖК в целом, а также п-6/п-З ПНЖК был существенно выше в ФХ и ФЭ по сравнению с гликолипидами и ФГ особенно в зимний период.

Отмеченные различия в сезонном изменении состава ЖК фотосинтетических и нефотосинтетических липидов, вероятно, являются причиной разного влияния смены сезона на термотропное поведение этих групп липидов Z. marina и L. japónica. Сезонное повышение ненасыщенности ЖК одинаково влияло на термотропное поведение ФХ и ФЭ этих таксоно-мически удаленных видов растений: Ттах существенно понижалось, но между понижением ненасыщенности ЖК и термотропным поведением гликолипидов не наблюдалось адекватной с точки зрения гомеовязкос-тной адаптации зависимости.

При смене сезонов в гликолипидах S. pallidum и U. fenestrata наблюдались те же тенденции, что и в гликолипидах других макрофитов: увеличение ненасыщенности и соотношения п-З/п-6 ПНЖК и отсутствие адекватного изменения Т Повышение ненасыщенности за счет повышения соотно-

max. _

шения п-З/п-6 ПНЖК в ДГТС U. fenestrata, подобно ФХ и ФЭ Z. marina и L. japónica, но в отличие от гликолипидов U. fenestrata и других макрофитов, коррелировало с понижением Т с —21 до —38°С.

Общим эффектом повышения ненасыщенности ЖК на термотроп-ное поведение липидов морских макрофитов было понижение интенсивности пиков теплопоглощения и снижение энтальпии переходов.

2.5. Суперструктуры гликолипидов Laminaria japónica

Методом дифракции рентгеновских лучей был исследован характер суперструктур гликолипидов (МГДГ, ДГДГ и СХДГ) из ламинарии в присутствии 50% воды (по весу). Периодичность максимумов интенсивности излучения на рентгенограммах МГДГ и СХДГ соответствовала гексагональной инвертированной (Нп) и ламеллярной фазам (Seddon,Templer, 1995), что согласуется сданными литературы (Koynova, Caffrey,1994). На рентгенограмме ДГДГ не наблюдалось периодичности рефлексов, тогда как принято считать этот гликолипид ламеллярным (Williams, 1998). Предварительно, мы интерпретировали фазу, которую образует ДГДГ, как глобулярную.

3. Перспективные направления для использования физико-химических свойств полярных липидов морских гидробионтов

3.1. ИСКОМ-образующая способность гликоглицеролипидов

из Laminaria japónica

Иммуностимулирующие комплексы (ИСКОМ), состоящие из ФЭ/ФХ, холестерина и сапонина, являются одними из наиболее перспективных носителей антигена при конструировании эффективных и безопасных вакцин нового поколения (Kersten, Crommelin, 2003). Известно, что в живых системах возможна замена фосфолипида на чужеродного гликоглицеролипид, что сопровождается улучшением некоторых функциональных свойств как мембраносвязанных белков, так и клеток в целом (Wikstrom et al., 2004). Модификация ИСКОМ путем замещения неиммунотропных ФЭ/ФХ разными по физико-химическим свойствам (раздел 2) биологически активными гли-коглицеролипидами (МГДГ, ДГДГ и СХДГ) (Morimoto et al., 1995; Ohta et al., 1998; Gustafson et al., 1998) из бурой водоросли L. japónica, показала, что три гликолипида существенно отличались по ИСКОМ-образующей способности. Включение МГДГ, в отличие от ДГДГ и СХДГ, не изменяло классической морфологии везикул. Более эффективное включение МГДГ можно объяснить способностью к формированию Н„ суперструктуры в водной среде, а также сравнительно меньшим гидрофильно-липофильным балансом, что также может оказывать существенное влияние на адъювантные свойства амфипатических структур (Oda et al., 2003).

3.2. Криопротекторные свойства липидов из морских гидробионтов

Исследование действия общих липидов из наиболее доступных морских беспозвоночных (S. intermedius, Asterias amurensis и С. grayanus) и зеленой водоросли U. fenestrata на жизнеспособность эмбриональных клеток моллюсков и морских ежей показало, что криопротекторные свойства липидных

экстрактов коррелировали с их термотропным поведением. Общие липиды, чьи калориметрические переходы характеризовались относительно небольшой частью площади термограммы, лежащей при температурах выше 0°С (6-18%), обладали значительной криопректорной активностью (липидные экстракты из С. grayanus и ¡7. /епеяГгаГа). Тогда как значительная часть (4045%) площади термограмм фазовых переходов общих липидов иглокожих, приходящаяся на температуры выше 0°С, коррелировала со слабым кри-опротекторным и даже токсичным действием этих экстрактов на эмбриональные клетки. Важно то, что общие липиды из мидии и ульвы проявляли значительные криопротекторные свойства в комбинации с трегалозой (природный криопротектор углеводной природы) как в присутствии, так и без главного криопротектора — диметилсульфоксида.

Заключение

Состав ЖК основных мембранообразующих липндов независимо от сезонных количественных изменений остается хемотаксономической характеристикой исследованных видов морских беспозвоночных и макрофитов. Но на фоне различных генетически закрепленных пулов ЖР, выделяется единая стратегия физико-химического механизма, используемая этой группой эк-тотермных организмов для осуществления термоадаптации. Термотропное поведение ФХ (или ДГТС, замещающего ФХ в некоторых макроводорослях) и ФЭ, которые выполняют сходные функции и в растениях, и в животных, изменяются однонаправленно: при сезонном понижении температуры морской воды Ттах фазового перехода кристалл — жидкий кристалл понижается. В результате основная часть площади термограмм располагается ниже минимальной температуры морской воды — 1.7°С, то есть основной пул ФХ и ФЭ находится при этой температуре в функционально оптимальном фазовом состоянии. Эти изменения в термотропном поведении ФХ и ФЭ согласуются с общей для всех основных полярных липидов морских беспозвоночных и макрофитов тенденцией повышения ненасыщенности их ЖР состава и, следовательно, с концепцией гомеовязкостной адаптации эктотермных организмов. Отмеченное при этом снижение энтальпии калориметрического перехода, которое наблюдается для всех полярных липидов в зимний сезон, вероятно, также имеет общее термоадаптационное значение. Однако проведенный впервые анализ состава ЖК индивидуальных липидов морских макрофитов, взятых в разные сезоны, позволил выявить различия между липидами фотосинтетических (ФХ и ФЭ) и нефотосинтетических (глико-липиды и ФГ) мембран растений, которые лежат в основе неадекватного с точки зрения гомеовязкостной адаптации термотропного поведения липидов последней группы в отличие от первой. Стабильная при смене сезона от лета к зиме или даже повышенная Т гликолипидов и ФГ может быть

тах

причиной так называемого низкотемпературного ингибирования фотосинтеза морских макрофитов.

Термоадаптация морских беспозвоночных и макрофитов характеризуется общим фундаментальным принципом конверсии п-3 и п-6 ПНЖК. Ре-ципрокные изменения в содержании 18:2п-6 -о- 18:3п-3, 18:3п-6 18:4п-3 в макрофитах и 20:4п-6 <-> 20:5п-3 в макрофитах и беспозвоночных могут служить не только для регуляции эффекта их производных — оксилипинов на жизнедеятельность клетки, но и для изменения вязкости (локальной или общей) в липидном матриксе мембран. Так, согласно литературным данным и нашим исследованиям, показавшим, в частности, больший эффект 20:4п-6 на понижение Ттах по сравнению с 20:5п-3, смещение равновесия вправо в зимний период не способствует понижению и даже наоборот может привести к повышению Ттах фазовых переходов кристалл — жидкий кристалл полярных липидов, несмотря на общее увеличение ненасыщенности их ЖК. В результате липиды могут становится ригидными и ингибировать функциональную активность мембран. Но с другой стороны увеличение содержания более ненасыщенных п-3 ПНЖК направлено на поддержание активности

основных для жизнедеятельности функций клетки — фотосинтеза (защита от низкотемпературного ингибирования) и дыхания на минимальном уровне. Смещение равновесия влево, что наблюдается в летний период и в морских макрофитах, и в беспозвоночных, направлено на продукцию более сильных вторичных мессенджеров в этот физиологически активный для исследованных видов сезон. Вероятно, также, что локальный разжижающий эффект повышения доли арахидоновой кислоты и/или других п-6 ПНЖК на общем фоне повышенной насыщенности ЖК состава полярных липидов может выполнять триггерную функцию в ин-гибировании десатураз при высоких температурах обитания и, наоборот, способствовать активности фотосинтеза и других процессов, оптимизирующихся при низкой вязкости липидного матрикса мембран. В этом контексте, важно, что летом п-6 ПНЖК составляют большую часть от суммы ПНЖК в ФХ и ФЭ по сравнению с гликолипидами и ФГ, так как роль ПНЖК этой серии в плазматических мембранах, через которую осуществляется связь клетки с окружающей средой, усиливается в этот физиологически более активный сезон.

Как было показано, отсутствие достаточно быстрых и эффективных для термотропного поведения изменений в жирнокислотном составе ФХ и ФЭ связано с ухудшением физиологического состояния морских беспозвоночных и может быть причиной их (и других эктотермных организмов) гибели в зимний период при резком повышении температуры морской воды, сравнимом по скорости с появлением теплых течений. Высокая чувствительность и уязвимость морских беспозвоночных и макрофитов как к резкому повышению температуры зимой, так и к супероптимальным температурам летом (выше 25-30°С) также связана с близостью к ним температуры начала изотропного плавления основных мембранообразующих липидов, которое приводит к частичному или полному нарушению их упорядоченной жидкокристаллической струку-ры. Температурная область изотропного плавления липидов приходится на высокотемпературные пики теплопоглощения термограмм липидов и поэтому оно рассматривается наряду с фазовым разделением в качестве причины сложного профиля термограмм. Наиболее выраженное фазовое разделение наблюдается на термограммах ФГ, что может быть необходимо для его участия в физической сегрегацией PSI и PSII в тилакоидных мембранах.

Полученные данные по физико-химическим свойствам полярных липидов морских беспозвоночных и макрофитов позволяют целенаправленно выбирать липиды для прикладных целей, доказательством чему является их успешное использование для модификации структуры и оптимизации иммунобиологических свойств ИСКОМ, а также в качестве перспективных криопротекторов при криоконсервации клеток морских гидробионтов.

Выводы

1. Проведено сравнительное исследование фазовых переходов кристалл — жидкий кристалл основных фосфолипидов (ФХ и ФЭ) из мышц и других органов 14 видов из 7 типов морских беспозвоночных, взятых в летний и зимний периоды. Показано, что, несмотря на преимущественное расположение термограмм фазовых переходов этих липидов у животных, собранных летом, ниже минимальной температуры морской воды (-1.7°С), компенсаторный механизм приводит к резкому понижению температуры фазового перехода ФЭ зимой, тогда как термотропное поведение ФХ изменяется в разных направлениях.

2. Установлено, что у 4 из 5 исследованных видов (Metridium senile fim-briatum, Crenomylilus grayanus, Distolasterias nipon, Strongylocentrotus intermedins, Halocynthia roretzi), кроме С. grayanus, время тепловой акклима-ции от 0 до 18.5°С в течение 5 дней недостаточно для восстановления профиля термограмм, характерного для летних образцов ФХ и ФЭ, что совпадает с ограниченной способностью этих видов к выживанию в условиях резкого повышения температуры морской воды (4.5°С/ч).

3. Найдено, что особенно низкие температуры фазовых переходов фосфолипидов коррелируют со сравнительно высоким содержанием ЖК 20:4п-6 и 20:2NMID, при этом повышенное содержание 20:4п-6 способствует проявлению более низкотемпературных пиков теплопогло-щения по сравнению с 20:5п-3 или МНЖК.

4. Установлено, что гидратация ФХ и ФЭ морских беспозвоночных мало влияет на температурную область фазового перехода, но способствует усложнению профиля термограммы фосфолипидов.

5. Показано, что присутствие холестерина в составе ФХ из асцидии в концентрациях до 4%, повышает температуру фазового перехода, а при более высоких понижает интенсивность теплопоглощения вплоть до полного исчезновения калориметрического перехода (при 41%).

6. Выявлено отсутствие тепловых переходов в безводных хроматографи-чески чистых сфингофосфолипидах морских беспозвоночных (СМ и ЦАЭФ) и их появление в присутствии воды, ФХ и ФЭ.

7. Определено сезонное распределение общих (нейтральных и полярных липидов) и основных индивидуальных мембранных липидов у 5 видов морских макрофитов из 4 отделов. В летний период наблюдается понижение соотношения фосфолипиды/гликолипиды и обратная корреляция в сезонном распределении МГДГ и ДГДГ. У каждого из исследованных липидов аккумулируются характерные ЖК. Летом насыщенность ЖК повышается в рядах МГДГ-»ДГДГ-»СХДГ и ФХ-» ФЭ—>ФГ. Зимой эта тенденция сохраняется не у всех макрофитов.

8. Показано, что ЖК состав липидов нефотосинтетических мембран растений (ФХ и ФЭ) отличается от ЖК состава липидов фотосинтетических мембран (гликолипиды и ФГ) наибольшим содержанием в летний период п-6 ПНЖК от суммы п-6 и n-З и смещением баланса между Cls и С20 ПНЖК в сторону С20в оба сезона.

9. Установлен единый механизм термоадаптации от лета к зиме у морских беспозвоночных и макрофитов путем повышения ненасыщенности состава ЖР основных липидов мембран за счет увеличения соотношения п-З/п-6 ПНЖК на фоне таксономически закрепленного состава ЖР, поддержания жидкокристаллического состояния основного пула ФХ и ФЭ и симбатности их фазовых переходов.

10. Выявлено, что повышение ненасыщенности состава ЖК за счет увеличения доли п-3 ПНЖК от лета к зиме не приводит к понижению температуры фазовых переходов гликолипидов и ФГ в отличие от ФХ (или ДГТС) и ФЭ морских макрофитов. Стабильная или даже повышенная Ттах гликолипидов и ФГ может быть причиной так называемого низкотемпературного ингибирования фотосинтеза, а повышенное количество сопряженных связей в п-3 ПНЖК в этих условиях, вероятно, необходимо для поддержания таких жизненно важных процессов как фотосинтез и дыхание.

11. Методом сканирующей микрокалориметрии в сочетании с поляризационной микроскопией показано, что фазовые переходы жидкий кристалл — изотропный расплав основных мембранных липидов морских беспозвоночных и макрофитов совпадают с супероптимальными и/или критическими для роста и развития исследуемых видов температурами.

12. На примере использования полярных липидов морских гидроби-онтов для модификации иммуностимулирующих комплексов и кри-опротекторов показано, что полученные данные по их физико-химическим свойствам имеют перспективное прикладное значение.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

В реферируемых журналах:

1. Санина Н.М., Костецкий Э.Я., Шныров В. Калориметрическое исследование фосфатидилхолина морских беспозвоночных // Ж. эвол. биохим. физиол. 1987. Т. 23, №4. С. 451-460.

2. Санина Н.М., Костецкий Э. Я. Калориметрическое исследование фос-фатидилэтаноламина мембран морских беспозвоночных / Деп. ВИНИТИ №855-В88. 1988. 23 с.

3. Санина Н.М., Костецкий Э.Я., Шныров В.Л. Калориметрическое исследование фосфатидилэтаноламина морских беспозвоночных // Ж. эвол. биохим. физиол. 1991. Т.27, №3. С.265-275.

4. Санина Н.М., Костецкий Э.Я. Фазовые переходы жидкий кристалл — изотропный расплав фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина морских беспозвоночных //Ж. эвол. биохим. физиол. 1991. Т.27, №2. С.152-158.

5. Костецкий Э.Я., Санина Н.М., Науменко Н.В. Влияние состава жирных кислот на структуру термограммы фазового перехода фосфатидилхолина из голотурии Cucumaria fraudatrix // Ж. эвол. биохим. физиол. 1992. Т.28, №4. С.426-433.

6. Санина Н.М., Костецкий Э.Я. Влияние холестерина на фазовые переходы фосфатидилхолина, полученного из асцидии Halocynthia auraníium // Ж. эвол. биохим. физиол. 1995. Т.31, №1. С.366-369.

7. Санина Н.М., Костецкий Э.Я. Влияние гидратации на фазовые переходы фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина морских беспозвоночных // Ж. эвол. биохим. физиол. 1996. Т.32, №.1. С.50-56.

8. Санина Н.М., Костецкий Э.Я. Термотропное поведение сфинголипидов морских беспозвоночных // Ж. эвол. биохим. физиол. 2000. Т.36, №.3. С.192-197.

9. Sanina N.M., Goncharova S.N., Gusarenko М. Phase transitions of membrane lipids as markers for high-temperature adaptive capacity of marine macrophytes // Eur. Biophys. J. 2000. V.29, N 4-5. P. 372.

10. Sanina N.M., Kostetsky E.Y., Goncharova S.N. Role ofglyco-and phospholipids in molecular thermoadaptation mechanisms of marine macrophytes // Chem. Phys.Lipids.2000.V.107.P.75-76.

11. Sanina N.M., Kostetsky E.Y., Goncharova S.N. Thermotropic behavior of membrane lipids from brown alga Laminaría japónica // Biochem. Soc.Trans. 2000.V.28. P.894-897.

12. Goncharova S.N., Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Role of lipids in molecular thermoadaptation mechanisms of seagrass Zostera marina // Biochem. Soc. Trans. 2000.V.28.P.887-890.

13. Sanina N.M., KostetskyE.Y., Goncharova S.N. Thermotropic behavior of membrane lipids from brown alga Laminaria japónica. In: Recent Advances in Biochemistry of Plant Lipids (Eds. J.L. Harwood and P.J. Quinn) // London: Portland Press, 2001. P. 894-897.

14. Goncharova S.N., Sanina, N.M., Kostetsky, E.Y. Role of lipids in molecular thermoadaptation mechanisms of seagrass Zostera marina. In: Recent Advances in Biochemistry of Plant Lipids (Eds. J.L. Harwood and P.J. Quinn) // London: Portland Press, 2001. P. 891-894.

15. Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Seasonal changes in thermotropic behavior of phosphatidylcholine and phosphatidylethanolamine in different organs of the ascidian Halocynthia aurantium // Сотр. Biochem. Physiol. B. 2001. V.128. P. 295-305.

16. Sanina N.M. Seasonal changes of thermotropic behavior of major lipids of marine invertebrates // Chem. Phys. Lipids. 2001. V.110, №2. P.l 15.

17. Odinsova N., Kiselev K., Sanina, N., Kostetsky E. Cryopreservation of primary cell cultures of marine invertebrates // CryoLetters. 2001. V.22. P. 299-310.

18. Sanina N.M. Change of thermotropic behavior of major phospholipids from marine invertebrates during acclimation to high temperature // Eur. J. Biochem. 2001. V.268, Suppl.l. P.235.

19. Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Thermotropic behavior of major phospholipids from marine invertebrates: Changes with warm-acclimation and seasonal acclimatization// Сотр. Biochem. Physiol. B. 2002. V.132, №2. P.143-153.

20. Sanina N., Furster G., Hbbner W., Blume A. Phase behavior of glycolipids from marine macrophytes // Chem. Phys. Lipids. 2002. V.118, №1-2. P.63-64.

21. Sanina N.M., Goncharova S.N. Kostetsky, E.Y. Seasonal changes in thermotropic behavior of phospho- and glycolipids from Laminaria japonica. In: Advanced Research on Plant Lipids (Eds. N.Murata, M. Yamada, I. Nishida, J.Sekiya, H. Wada) // Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 2003. P.385-388.

22. Sanina N.M., Goncharova, S., Kostetsky E., Villar E. Thermal transitions of glycolipids from brown alga Sargassum pallidum // Eur. Biophys. J. 2003. V.32, № 3. P.278.

23. Sanina N.M., Popova O.B., Shnyrov V. L. The hydration effect on thermotropic behavior of glycolipids isolated from marine macrophytes // Eur. Biophys. J.

2003. V.32, №3. P.279.

24. Velansky P.V., Kostetsky, E.Y., Sanina N.M. Thermotropic behavior of major phospholipids from muscle tissue of marine fish // Eur. Biophys. J. 2003. V.32, №3. P.279.

25. Ли И., Попов A.M., Санина H.M., Костецкий Э.Я., Реунов А.В., Нагорс-кая В.П., Новикова О.Ю., Шныров В.Л. Морфологическая и иммунологическая характеристика иммуностимулирующего комплекса (ISCOM) основанного на гликоглицеролипидах из Laminaria japonica //. Известия РАН. 2004. №3. С.299-304.

26. Lee I. A., Popov A.M., Sanina N.M., Kostetsky E. Y., Novikova O. . Reunov A. V., Nagorskaya V. P., Yu., D., Shnyrov V. L. Morphological and immunological characterization of immunostimulating complexes (ISCOMs) based on glycoglycerolipids from Laminaria japonica // Acta Biochim. Pol.

2004. V. 51, № 1. P. 263-272.

27. Sanina N., Goncharova S., Kostetsky E. Fatty acid composition of individual polar lipid classes from marine macrophytes // Phytochemistry. 2004. V. 65, №6. P. 721-730.

28. Sanina N., Lee I.A., Kostetsky E.Y.', Popov A.M., Skulbeda A. V. ISCOM-forming capacity of glycoglycerolipids from brown algae Laminaría japónica J J Chem. Phys. Lipids. 2004. V. 130, №1/2. P.53.

29. Kostetsky E.Y, Goncharova S.N., Sanina N.M., Shnyrov V.L. Seasonal influence on lipid composition of marine macrophytes // Botanika marina. 2004. №47. P. 134-139

30. Гончарова С.В., Костецкий Э.Я., Санина Н.М. Влияние сезонных изменений температуры на липидный состав морских макрофитов // Физиология растений. 2004. Т. 51, №2. С. 190-196.

31. Goncharova, S., Kostetsky Е., Sanina N.M. The Effect of Seasonal Shifts in Temperature on the Lipid Composition of Marine Macrophytes // Russian Journal of Plant Physiology. 2004. V.51, №2. P. 169-175.

32. Одинцова H.A., Киселев K.B., Санина H.M., Костецкий Э.Я. Анализ липидных экстрактов морских гидробионтов как возможных криопро-текторных агентов // Цитология. 2004. №9. С. 828-829.

33. Odintsova N.A., Ageenko N.V., Kiselev K.V., Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Analysis of marine hydrobiont lipid extracts as possible cryoprotective agents // Int. J. Refrigeration. 2006. Vol. 29, № 3. P.387-395.

В интернете:

34. Sanina N., Goncharova S., Kostetsky E. Seasonal changes in physico-chemical properties of polar lipids from seagrass Zostera marina. Proceedings of 16th Plant Lipid Symposium. Budapest, June 1-4, 2004. http://www.mete.mtesz. hu/pls. P. 163-165.

35. Goncharova S., Sanina N., Kostetsky E. Seasonal alterations in fatty acid composition of phospho- and glycolipids from Zostera marina and Laminaria japónica. Proceedings of 16th Plant Lipid Symposium. Budapest, June 1-4, 2004. http://www.mete.mtesz.hu/pls. P. 159-162.

36. Goncharova, S., Kostetsky E., Sanina N. (2004) The Effect of Seasonal Shifts in Temperature on the Lipid Composition of Marine Macrophytes. Kluwer online internet http://journals.kluweronline.com/article.asp?PIPS=486707.

В других изданиях:

37. Санина Н.М., Попов A.M. Перспективы использования гликолипидов и сапонинов для оптимизации состава иммуностимулирующих комплексов (ИСКОМ). (Обзор) // Материалы VIII Международного Съезда «Актуальные проблемы создания новых лекарственных препаратов природного происхождения» ФИТОФАРМ 2004. Миккели, Финляндия. 2004. С. 698-705.

Тезисы докладов на всероссийских и международных конференциях:

39. Санина Н.М., Костецкий Э.Я.Фосфолипиды морских беспозвоночных как модельные объекты для изучения температурной адаптации мембран

// IX Совещание по эвол. физиол. 1986, Ленинград. Л.: Наука, 1986. С. 250.

40. Санина Н.М., Костецкий Э.Я. Исследование фазовых переходов фосфа-тидилхолина из морских беспозвоночных // V Всесоюз. биохим. съезд. 1986, Киев. М.:Наука.Т. 3. С. 164.

41. Sanina N.M., Kostetsky E.Y., Shnyrov V.L. Calorimetric study of phosphatidylcholine and phosphatidylethanolamine from sea invertebrates // Abstrs of 10-th IUPAC Conf. Chem. Thermodyn. 1988, Prague. P.7.

42. Sanina N.M., Kostetsky E.Y., Naumenko N.V. Structure and function of lipid components in the membranes of marine invertebrates //Abstrs of 14th Int. Congr.of Biochem. 1988, Prague. P.95.

43. Sanina N.M., Kostetsky E.Y. The significance of some fatty acids of holothuria's phosphatidylcholine for the structure of its phase transition thermogram // Abstrs of 15-th Int. Congr. of Biochem. 1991, Jerusalem. P. 17.

44. Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Phospholipids of marine invertebrates as perspective material for biosensors // Abstrs of 5-th Int. Symp. Anabiotec. 1994, New Orlean. P.9.

45. Костецкий Э.Я., Санина H.M. Температурный режим и молекулярные механизмы термоадаптации морских беспозвоночных // II съезд Биохим. общества. 1997, Москва. 4.2. М.: Наука, 1997. С. 356-357

46. Санина Н.М., Костецкий Э.Я. Исследование адаптационных возможностей морских беспозвоночных к повышению температуры // II съезд Биохим. общества. 1997, Москва. 4.2. М.: Наука, 1997. С. 374-375

47. Санина Н.М., Гончарова С.Н., Костецкий Э.Я. Калориметрическое исследование основных липидов морских макрофитов // IV съезд физиол. раст. 1998, Москва. С. 173.

48. Sanina N.M. Phase transitions of glyco- and phospholipids from marine macrophytes // Abstrs of XVI Int. Botanical Congr. 1999, St. Louis. P.211.

49. Sanina N.M., Goncharova S.N., Gusarenko M. Phase transitions of membrane lipids as markers for high-temperature adaptive capacity of marine macrophytes //Abstrs of 3rd Eur. Congr. Biophys. Sept. 9-13, 2000, Munich. P. 372.

50. Goncharova S.N., Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Role of lipids in molecular thermoadaptation mechanisms in a seagrass Zostera marina // Abstrs of 14th Int. Symp. Plant Lipids. July 23-28, 2000, Cardiff. P.40.

51. Sanina N.M., Kostetsky E.Y., Goncharova S.N. Thermotropic behavior of membrane lipids of brown algae Laminaria japonica // Abstrs of 14th Int. Symp. Plant Lipids. July 23-28, 2000, Cardiff. P. 40. .

52. Sanina N.M., Kostetsky, E.Y. and Velansky, P.V. On thermoadaptation molecular mechanism of marine invertebrates // Abstrs of 18th Int. Congr. Biochem. Mol. Biol. July 16-20, 2000, Birmingham. P.386.

53. Sanina N.M., Kostetsky, E.Y., Goncharova, S.N. Role of glyco- and phospholipids in molecular thermoadaptation mechanisms of marine macrophytes //Abstrs of 41th Intern. Conf. Biosci. Lipids. Sept. 13-16, 2000, Halle. P.75-76.

54. Sanina N.M. Seasonal changes of thermotropic behavior of major lipids of marine invertebrates//Abstrs of 42th Int. Conf. Biosci. Lipids. June 5-9, 2001, Bergen. P. 115.

55. Sanina N.M. Change of thermotropic behavior of major phospholipids from marine invertebrates during acclimation to high temperature // Abstrs of 27th Meeting of the FEBS. June 30 - July 5 2001, Lisbon. P.235.

56. Goncharova S.N., Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Thermotropic behaviour of glycoglycerolipids and betain lipid of marine alga Ulva fenestrata // Abstrs of 4th Int. Conf. Biological Physics. July 30-August 3, 2001, Kyoto. P. 28.

57. Goncharova, S.N., Sanina N.M., Kostetsky, E.Y. Seasonal research of lipid composition from marine macrophytes // Abstrs of XIV Int. Biophysics Congr.

2002, Buenos Aires. P.79.

58. Goncharova S.N., Kostetsky E.Y., Sanina N.M. Seasonal research of lipid composition from marine macrophytes // Abstrs of 15th Int. Symp. Plant Lipids. May 12-17, 2002, Okazaki. P. 320.

59. Sanina N.M., Goncharova S.N. and Kostetsky E.Y. Seasonal changes of thermotropic behaviour of phospho- and glycolipids from marine macrophytes Laminaria japonica and Zostera marina 11 Abstrs of 15 th Int. Symp. Plant Lipids. May 12-17, 2002, Okazaki. P. 326.

60. Sanina N.M., Goncharova, S.N., Kostetsky, E.Y Thermotropic behavior of phospho- and glycolipids from marine macrophytes during seasonal temperature alterations //Abstrs of XIV Int. Biophys. Congr. 2002, Buenos Aires. P.65.

61. Sanina N., G. Furster, W. Hbbner, A. Blume. Phase Behavior of Glycoglycerolipids Extracted from Marine Macrophytes // Abstrs of Meeting of German Biophys. Society. Sept. 8-10, 2002, Dresden. P.73.

62. Sanina N., G. Furster, W. Hbbner, A. Blume. Phase behavior of glycolipids from marine macrophytes // Abstrs of 43th Int. Conf. Biosci. Lipids. Sept.,

2003, Gratz. P.63-64.

63. Popova O.B., Sanina N.M. The hydration effect on thermotropic behavior of glycolipids isolated from marine macrophytes // Abstrs of 8th Int. Summer School on Biophysics. Supramolecular Structure and Function. 2003, Zagreb. P. 172.

64. Sanina N.M., Popova O.B., Shnyrov V. L.The hydration effect on thermotropic behavior of glycolipids isolated from marine macrophytes // Abstrs of 4th Eur. Biophys. Congr. July 5-9, 2003, Alicante. P.279.

65. Goncharova, S., Sanina N.M., Kostetsky E. Thermotropic behavior of glycoglycerolipids of marine brown alga Sargassum pallidum // Abstrs of Biochemistry and Molecular Biology of Plant Acids and Glycerolipids Symp. June 4 - June 8, 2003, , Fallen Leaf Lake, USA. P.30

66. Sanina N.M., Goncharova, S., Kostetsky E. Comparative characteristics of fatty acid composition of glyco-, phospho- and betain lipids from marine macrophytes // Abstrs of Biochemistry and Molecular Biology of Plant Acids and Glycerolipids Symp. June 4 — June 8, 2003, Fallen Leaf Lake, USA. P.29.

67. Sanina N.M., Goncharova, S., Kostetsky E., Villar E. Thermal transitions of glycolipids from brown alga Sargassum pallidum // Abstrs of 4th Eur. Biophys. Congr. July 5-9, 2003, Alicante. P.278.

68. Sanina N.M., Goncharova, S., Kostetsky E. Fatty acid composition of polar lipid classes isolated from marine macrophytes // Abstrs of 44th Intern. Conf. Biosci. Lipids, Sept. 7-11, 2003, Oxford. P.13.

69. Одинцова H.A., Киселев K.B., Санина H.M., Костецкий Э.Я. Анализ ли-пидных экстрактов морских гидробионтов как возможных криопротек-торных агентов // Междунар. конф. Сохранение генетических ресурсов. 2004, Пущино. С. 99-100.

70. Sanina N.M. Polar lipids of Marine Invertebrates and Macrophytes: Common Aspects of Molecular Thermoadaptation // Abstrs of 23rd Eur. Soc.Comp. Physiol. Biochem. Conf. Sept 23-26, 2004, Cesenatico. P.97.

71. Sanina N.M., Goncharova S.N., Kostetsky E.Y., Shnyrov V.L. Polar lipids of Marine Invertebrates and Macrophytes: Common Aspects of Molecular Thermoadaptation // Abstrs of 23rd Eur. Soc.Comp. Physiol. Biochem. Conf. Sept 23-26, 2004, Cesenatico. P.76.

72. Sanina N.M., Goncharova S.N., Kostetsky E.Y. , Shnyrov V.L. Changes in physico-chemical properties of polar lipids from seagrass Zostera marina during seasonal acclimatization // Abstrs of 23rd Eur. Soc.Comp. Physiol. Biochem. Conf. Sept 23-26, 2004, Cesenatico, Italy. P.76.

73. Goncharova, S., Sanina, N., Kostetsky E. Seasonal changes in fatty acid composition of glycolipids and phospholipids from marine macrophytes // Abstrs of 16th Plant Lipid Symp. June 1-4, 2004, Budapest, http://www.mete. mtesz.hu/pls. P.86-87

74. Sanina N.M., Lee, I.A., Kostetsky, E.Y., Popov, A.M., Skulbeda, A.V. ISCOM-forming capacity of glycoglycerolipids from brown algae Laminaria japonica // Abstrs of 45th Int. Conf. Biosci. Lipids. May 25-29, 2004, Ioannina. P.53.

75. N.M. Sanina, I.A. Lee, A.M. Popov, A. Skulbeda, E.Y. Kostetsky, V.L. Shnyrov, E. Villar. Physicochemical and Immunoadjuvant Properties of Glycoglycerolipids from Laminaria japonica // Abstrs of 7th Int. Marine Biotech. Conf. June 7 - 12, 2005, St. John's. P. 146.

76. Sanina N.M. Taxonomic and seasonal distribution of n-3 and n-6 polyunsaturated fatty acids between polar lipids from marine macrophytes // Abstrs of FEBS First Dijon Int. Workshop On Lipids "Recent Advances in Lipid Metabolism and related Disorders". June, 21-24 2005, Dijon. P. 63.

Соискатель

H.M. Санина

Санина Нина Михайловна

МЕМБРАНООБРАЗУЮЩИЕ ЛИПИДЫ. ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИЕ ОСНОВЫ ТЕРМОАДАПТАЦИИ МОРСКИХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ И МАКРОФИТОВ

АВТОРЕФЕРАТ

Подписано в печать 2006 г. Формат 60x84 '/16. Усл. печ. л. 2,79; уч.-изд. л. 2,86. Тираж 100 экз. Заказ 61

Издательство Дальневосточного университета 690950, г. Владивосток, ул. Октябрьская, 27

Отпечатано в типографии Издательско-полиграфического комплекса ДВГУ 690950, г. Владивосток, ул. Алеутская, 56

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Санина, Нина Михайловна

Список сокращений 6

1. Введение 8

2. Обзор литературы 12

2.1. Роль липидов в структуре и функциях биологических мембран 12

2.1.1. Структурная роль 12

2.1.2. Функциональная роль 16

2.1.3. Роль в мембранах хлоропластов 23

2.1.4. Биологическое значение неламеллярной фазы липидов 28

2.2. Особенности фосфолипидного и жирнокислотного состава морских беспозвоночных 31

2.2.1. Сезонные изменения фосфолипидного и жирнокислотного состава морских беспозвоночных 34

2.3. Особенности состава полярных липидов и жирных кислот морских макрофитов 37

2.3.1. Влияние температуры на липидный состав растений 44

2.4. Мезогенность и термотропное поведение полярных липидов в модельных системах и биологических мембранах 49

2.4.1. Мезогенность и фазовые переходы фосфолипидов 49

2.4.2. Зависимость термотропных фазовых переходов кристалл (гель) - жидкий кристалл полярных липидов от структуры жирнокислотных радикалов 52

2.4.3. Влияние головных групп на вязкость и термотропные фазовые 59-62 переходы полярных липидов

2.4.4. Фазовое разделение и структурная асимметрия липидов в биологических мембранах 62

2.4.5. Сфингомиелин в биологических мембранах 67

2.4.6. Влияние холестерина на фазовые переходы фосфолипидов 71

2.4.7. Влияние гидратации на параметры фазовых переходов фосфолипидов 76

2.4.8. Влияние температуры окружающей среды на вязкость и температуру фазового перехода липидов биологических мембран 77

Введение Диссертация по биологии, на тему "Мембранообразующие липиды. Физико-химические основы термоадаптации морских беспозвоночных и макрофитов"

Одной из важнейших проблем современной биологии является расшифровка механизмов реагирования различных организмов на изменение условий их существования. В процессе эволюции у клеток выработались приспособления, позволяющие воспринимать, преобразовывать и усиливать сигналы физической и химической природы, поступающие из окружающей среды, и с помощью генетического аппарата реагировать на них, адаптируясь к изменившимся условиям, перестраивая свой обмен веществ (Тарчевский, 2002). Ключевое место во взаимосвязи между окружающей средой и клеточным ответом занимают биологические мембраны, являющиеся одной из универсальных систем передачи информации. В осуществлении этих и других фундаментальных функций мембран активное участие принимает липидный матрикс, который является первичной мишенью для многих факторов окружающей среды и, прежде всего, наиболее мощного из них - температуры. Основой всех биологических мембран являются полярные липиды, которые благодаря своей уникальной химической структуре самоорганизуются в надмолекулярный ансамбль - жидкокристаллический бислой. Как ни парадоксально, но понимание роли жидкокристаллических свойств липидного бислоя в процессах взаимодействия клетки с окружающей средой происходит с большим трудом, несмотря на то, что многие фундаментальные свойства живого, в том числе чувствительность, раздражимость, а, следовательно, и адаптационные механизмы невозможно понять только исходя из биохимических превращений веществ в клетке, игнорируя надмолекулярный уровень их организации. Наиболее важными для решения многих биологических проблем являются такие свойства жидких кристаллов как кооперативность и векторность, которые обеспечивают способность жидкокристаллических структур реагировать на различные внешние воздействия (температура, электромагнитные излучения, химические вещества и другие), направленно изменяя свои физическо-химические свойства. Благодаря кооперативным свойствам жидкокристаллического бислоя взаимодействие мембраны с окружающей средой реализуется по принципу «все или ничего», что позволяет сразу вовлекать в процесс восприятия и последующего преобразования сигнала множество молекул как липидов, так и белков. В результате мембрана и вся клетка в целом оказывается на новом структурно-функциональном уровне (Конев, 1987).

Наиболее ярким примером таких процессов являются термоидуцированные фазовые переходы мембранных липидов кристалл (гель) - ламеллярный жидкий кристалл - неламеллярная фаза, которые лежат в основе термоадаптации эктотермных организмов (Hazel, 1995; 1997). Им отводится роль наиболее вероятных ключевых процессов, определивших эволюцию терморегуляции животных (Харакоз, 2001).

Липидный бислой исполняет роль термосенсора, непосредственно взаимодействующего и реагирующего на изменения температурных условий существования, запуская жизненно важный для эктотермных организмов механизм

V гомеовязкостной адаптации (Sinensky, 1974). Согласно общепринятой концепции гомеовязкостной адаптации для осуществления многочисленных мембраносвязанных функций эктотермным организмам необходимо поддерживать жидкокристаллическое состояние липидов мембран, что осуществляется, прежде всего, за счет регулирования липидного состава в ответ на изменение температуры окружающей среды (Logue et al., 2000). Этот феномен наблюдается в разных группах эктотермных организмов: животных (Behan-Martin et al, 1993), растениях (Garab et al, 2000) и бактериях (Morein et al, 1996). Процесс поддержания оптимальной вязкости мембран эктотермных организмов включает различные изменения липидов мембран, но главное место отводится компенсаторным изменениям в структуре ацильных цепей полярных липидов (Hazel, 1995). Особенно сильным инструментом, воздействующим на фазовое состояние липидов, является ненасыщенность их жирных кислот, которая регулируется мембраносвязанными ферментами - десатуразами. В свою очередь активность десатураз зависит от физического состояния липидного окружения (Лось, 2001). Изменение активности других мембраносвязанных ферментов -фосфолипаз, аденилатциклазы и других также определяется вязкостью их липидного окружения, критический уровень которой приводит к запуску сигнального каскадного механизма трансдукции сигнала (Hindenes et al, 2000; McKinley, Hazel, 2000). Последние данные свидетельствуют о том, что именно термоиндуцированные изменения в фазовом поведении фосфолипидов играют инициирующую роль в запуске ответа теплового шока в эктотермных организмах (Samples et al., 1999; Torok et al., 2003), а не денатурированные белки, как это предполагалось ранее.

Хотя концепция механизма регуляции вязкости липидов мембран, получившая название гомеовязкостной адаптации, была предложена более 30 лет назад, до сих пор исследования фазовых переходов природных липидов мембран эктотермных организмов занимают скромное положение в общем массиве исследований физико-химических свойств липидов. Основное внимание уделяется фазовым переходам синтетических и полусинтетических индивидуальных липидов (Koynova, Caffrey, 1994а, b, 1998) или наоборот очень сложных систем, таких как биологические мембраны или общие липиды. Промежуточный этап исследований - термотропное Л* поведение индивидуальных классов природных липидов мембран, крайне ограничен. Особенно мало информации о физико-химических свойствах главных растительных липидов - гликоглицеролипидов (Koynova, Caffrey, 1994а). Термоиндуцированные переходы жидкий кристалл—^изотропная фаза полярных липидов биологических мембран практически не изучены, хотя они имеют прямое отношение к адаптации эктотермных организмов к супраоптимальным температурам окружающей среды.

С другой стороны, главными объектами изучения процессов гомеовязкостной % адаптации традиционно являются бактерии и рыбы, тогда как термотропное поведение липидов таких филогенетически разнообразных, экологически и коммерчески важных эктотермных организмов как морские беспозвоночные и макрофиты до сих пор остается не изученным. Морские беспозвоночные и макрофиты представляют разные царства живых организмов, образующих многочисленные биоценозы. Липидный состав обеих групп организмов используется для исследования пищевых взаимоотношений в морских экосистемах, хотя при этом часто игнорируется его генетическая детерменированность, установленная как для морских беспозвоночных ^ (Костецкий, 1985), так и морских макроводорослей и трав (Хотимченко, 2003).

Исследования механизмов их термоадаптации на молекулярном и надмолекулярном уровнях организации липидного бислоя биологических мембран имеет теоретическое и прикладное значение, поскольку позволяют не только понять таксономические особенности поддержания оптимального фазового состояния липидного матрикса мембран, но и оценить способность организмов выживать при различных температурах морской воды. Это особенно актуально в современных условиях заметного изменения климата, а также для рационального разведения марикультуры. Экологические и экономические последствия изменения климата в полном объеме оценить в настоящее время не представляется возможным, хотя уже сейчас имеются факты, свидетельствующие о глобальном характере таких воздействий. Общеизвестными являются факты массовой гибели морских организмов под воздействием теплого экваториального течения Эль-Ниньо, а также при небольшом повышении температуры морской воды в Северном и Баренцевом морях. Особенно уязвимыми в условиях изменения климата оказываются эктотермные организмы, рост, развитие и функционирование которых, в основном, определяются температурным фактором среды обитания.

Цель нашего исследования состояла в сравнительной оценке изменений как в термоиндуцированных фазовых переходах кристалл - жидкий кристалл -изотропный расплав, так и в составе жирных радикалов основных липидов мембран филогенетически различных видов морских беспозвоночных и макрофитов при температурной акклиматизации и акклимации и выяснении возможной роли этих липидов, их структурных и композиционных особенностей в термоадаптации этих организмов как к низким, так и высоким температурам для того, чтобы понять молекулярно-биохимические особенности ключевого механизма термоадаптации этих двух обширных групп морских экосистем, оценить их способность к выживанию в условиях происходящих на земле глобальных изменений климата, а также наметить перспективные направления для практического использования полученных результатов.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Санина, Нина Михайловна

Выводы

1. Проведено сравнительное исследование фазовых переходов кристалл - жидкий кристалл основных фосфолипидов (ФХ и ФЭ) из мышц и других органов 14 видов из 7 типов морских беспозвоночных, взятых в летний и зимний периоды. Показано, что, несмотря на преимущественное расположение термограмм фазовых переходов этих липидов у животных, собранных летом, ниже минимальной температуры морской воды (-1.7°С), компенсаторный механизм приводит к резкому понижению температуры фазового перехода ФЭ зимой, тогда как термотропное поведение ФХ изменяется в разных направлениях.

2. Установлено, что у 4 из 5 исследованных видов ( Metridium senile Jimbriatum, Crenomytilus grayanus, Distolasterias nipon, Strongylocentrotus intermedius, Halocynthia roretzi), кроме С. grayanus, время тепловой акклимации от 0 до 18.5°С в течение 5 дней недостаточно для восстановления профиля термограмм, характерного для летних образцов ФХ и ФЭ, что совпадает с ограниченной способностью этих видов к выживанию в условиях резкого повышения температуры морской воды (4.5°С/ч).

3. Найдено, что особенно низкие температуры фазовых переходов фосфолипидов коррелируют со сравнительно высоким содержанием ЖК 20:4п-6 и 20:2NMID, при этом повышенное содержание 20:4п-6 способствует проявлению более низкотемпературных пиков теплопоглощения по сравнению с 20:5п-3 или МНЖК.

6. Выявлено отсутствие тепловых переходов в безводных хроматографически чистых сфингофосфолипидах морских беспозвоночных (СМ и ЦАЭФ) и их появление в присутствии воды, ФХ и ФЭ.

7. Определено сезонное распределение общих (нейтральных и полярных липидов) и основных индивидуальных мембранных липидов у 5 видов морских макрофитов из 4 отделов. В летний период наблюдается понижение соотношения фосфолипиды/гликолипиды и обратная корреляция в сезонном распределении МГДГ и ДГДГ. У каждого из исследованных липидов аккумулируются характерные ЖК. Летом насыщенность ЖК повышается в рядах МГДГ->ДГДГ->СХДГ и ФХ->ФЭ->ФГ. Зимой эта тенденция сохраняется не у всех макрофитов.

8. Показано, что ЖК состав липидов нефотосинтетических мембран растений (ФХ и ФЭ), отличается от фотосиитетических мембран (гликолипиды и ФГ) наибольшим содержанием в летний период п-6 ПНЖК от суммы п-6 и п-3 и смещением баланса между С18 и С2о ПНЖК в сторону С2оВ оба сезона.

9. Установлен единый механизм термоадаптации от лета к зиме у морских беспозвоночных и макрофитов путем повышения неиасыщенности состава ЖР основных липидов мембран за счет увеличения соотношения п-З/п-6 ПНЖК на фоне таксономически закрепленного состава ЖР, поддержания жидкокристаллического состояния основного пула ФХ и ФЭ и симбатности их фазовых переходов.

11. Методом сканирующей микрокалориметрии в сочетании с поляризационной микроскопией показано, что фазовые переходы жидкий кристалл - изотропный расплав основных мембранных липидов морских беспозвоночных и макрофитов совпадают с супероптимальными и/или критическими для роста и развития исследуемых видов температурами.

На примере использования полярных липидов морских гидробионтов для модификации иммуностимулирующих комплексов и криопротекторов показано, что полученные данные по их физико-химическим свойствам имеют перспективное прикладное значение.

Заключение

Состав ЖК основных мембрапообразующих липидов независимо от сезонных количественных изменений остается хемотаксономической характеристикой исследованных видов морских беспозвоночных и макрофитов. Но на фоне различных генетически закрепленных пулов ЖР, выделяется единая стратегия физико-химического механизма, используемая этой группой эктотермных организмов для осуществления термоадаптации. Термотропное поведение ФХ (или ДГТС, замещающего ФХ в некоторых макроводорослях) и ФЭ, которые выполняют сходные функции и в растениях, и в животных, изменяются однонаправлено: при сезонном понижении температуры морской воды Ттах фазового перехода кристалл - жидкий кристалл понижается. В результате основная часть площади термограмм располагается ниже минимальной температуры морской воды -1.7°С, то есть основной пул ФХ и ФЭ находится при этой температуре в функционально оптимальном фазовом состоянии. Эти изменения в термотропном поведении ФХ и ФЭ согласуются с общей для всех основных полярных липидов морских беспозвоночных и макрофитов тенденцией повышения ненасыщенпости их ЖР состава и, следовательно, с концепцией гомеовязкостной адаптации эктотермных организмов. Отмеченное при этом снижение энтальпии калориметрического перехода, которое наблюдается для всех полярных липидов в зимний сезон, вероятно, также имеет общее термоадаптационное значение. Однако проведенный впервые анализ состава ЖК индивидуальных липидов морских макрофитов, взятых в разные сезоны, позволил выявить различия между липидами фотосинтетических (ФХ и ФЭ) и нефотосинтетических (гликолипиды и ФГ) мембран растений, которые лежат в основе неадекватного с точки зрения гомеовязкостной адаптации термотропного поведения липидов последней группы в отличие от первой. Стабильная при смене сезона от лета к зиме или даже повышенная Ттах гликолипидов и ФГ может быть причиной так называемого низкотемпературного ингибирования фотосинтеза морских макрофитов.

Термоадаптация морских беспозвоночных и макрофитов характеризуется общим фундаментальным принципом конверсии п-3 и п-6 ПНЖК. Реципрокные изменения в содержании 18:2n-6 <-»18:3n-3, 18:3п-6 о18:4п-3 в макрофитах и 20:4п-6 <-> 20:5п-3 в макрофитах и беспозвоночных могут служить не только для регуляции эффекта их производных - оксилипинов на жизнедеятельность клетки, но и для изменения вязкости (локальной или общей) в липидном матриксе мембран. Так, согласно литературным данным и нашим исследованиям, показавшим, в частности, больший эффект 20:4п-6 на понижение Ттах по сравнению с 20:5п-3, смещение равновесия вправо в зимний период не способствует понижению и даже наоборот может привести к повышению Ттах фазовых переходов кристалл - жидкий кристалл полярных липидов, несмотря на общее увеличение ненасыщенности их ЖК. В результате липиды могут становится ригидными и ингибировать функциональную активность мембран. Но с другой стороны увеличение содержания более ненасыщенных n-З ПНЖК направлено на поддержание активности основных для жизнедеятельности функций клетки - фотосинтеза (защита от низкотемпературного ингибирования) и дыхания на минимальном уровне. Смещение равновесия влево, что наблюдается в летний период и в морских макрофитах, и в беспозвоночных, направлено на продукцию более сильных вторичных мессенджеров в этот физиологически активный для исследованных видов сезон. Вероятно, также, что локальный разжижающий эффект повышения доли арахидоновой кислоты и/или других п-6 ПНЖК на общем фоне повышенной насыщенности ЖК состава полярных липидов может выполнять триггерную функцию в ингибировании десатураз при высоких температурах обитания и, наоборот, способствовать активности фотосинтеза и других процессов, оптимизирующихся при низкой вязкости липидного матрикса мембран. В этом контексте, важно, что летом п-6 ПНЖК составляют большую часть от суммы ПНЖК в ФХ и ФЭ по сравнению с гликолипидами и ФГ, так как роль ПНЖК этой серии в плазматических мембранах, через которую осуществляется связь клетки с окружающей средой, усиливается в этот физиологически более активный сезон.

Как было показано, отсутствие достаточно быстрых и эффективных для термотропного поведения изменений в жирнокислотном составе ФХ и ФЭ связано с ухудшением физиологического состояния морских беспозвоночных и может быть причиной их (и других эктотермных организмов) гибели в зимний период при резком повышении температуры морской воды, сравни по скорости с появлением теплых течений. Высокая чувствительность и уязвимость морских беспозвоночных и макрофитов как к резкому повышению температуры зимой, так и к супероптимальным температурам летом (выше 25-3 5°С) также связана с близостью к ним температуры начала изотропного плавления основных мембранообразующих липидов, которое приводит к частичному или полному нарушению их упорядоченной ^ жидкокристаллической структуры. Температурная область изотропного плавления липидов приходится на высокотемпературные пики теплопоглощения термограмм липидов и поэтому оно рассматривается наряду с фазовым разделением в качестве причины сложного профиля термограмм. Наиболее выраженное фазовое разделение наблюдается на термограммах ФГ, что может быть необходимо для его участия в физической сегрегацией PSI и PSII в тилакоидных мембранах.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Санина, Нина Михайловна, Владивосток

1. Антонов В.Ф., Смирнова ЕЛО., Шевченко Е.В. Липидные мембраны при фазовых превращениях.- М.: Наука, 1992. -136 с.

2. Браун Г., Уолкен, Д. Жидкие кристалл и биологические структуры. М.: Мир, 1982.-198 с.

3. Вавер В.А., Шапошникова Г.И., Смирнова Г.Н. Структура аминокислот и фитосфингозина цереброзидов морских звезд Patiria pectinifera, Lysastrosoma anthosticta II Биоорганическая химия. 1976. Т. 2. С. 594-599.

4. Генис Р. Биомембраны: молекулярная структура и функции. М.:Мир, 1997.-622 с.

5. Джоунс М. (ред.) Биохимическая термодинамика. М.:Мир, 1982. - 440с.

6. Жуков А.В., Верещагин А.Г. Гептадеценовая кислота как внутренний стандарт в газохроматографическом определении веса жирных кислот // Ж. аналит. химии. 1970. Т.25,№11. С. 2222-2227.

7. Ивков В.Г., Берестовский Г.Н. Динамическая структура липидного бислоя. М.: Наука, 1981.-294 с.

8. Кизеветтер И.В., Суховеева М.В., Шмелькова Л.П. Промысловые морские водоросли и травы Дальневосточных морей. М.: Легкая и пищевая промышленность, 1981. -112 с.

9. Климов С.В., Астахова Н.В., Бочарова М.А., Трунова Т.И. Различия в холодостойкости томата и огурца связаны с низкотемпературной устойчивостью фотосинтеза и характером углеродного метаболизма// Физиология растений. 1996. Т. 43. С. 906-914.

10. Ю.Клячко-Гурвич Г.Л., Пронина Н.А., Фурнаджиева С., Рамазанов З.М., Петков Г. Действие субоптимальной температуры на липидный состав и состояние мембран Dunaliella salina II Физиология растений 1997. Т. 44, № 2. С. 212-221.

11. Конев С.В. Структурная лабильность биологических мембран и регуляторные процессы. Минск: Наука и техника, 1987. - 240с.

12. Костецкий Э.Я., Герасименко Н. И., Науменко Н.В., Васьковский В.Е. Липиды морских организмов. I. Идентификация сфингомиелина, содержащего оксикислоты в морской звезде Distolasterias nipon II Биоорганическая химия. 1981. Т. 7. С. 1069-1074.

13. Костецкий Э.Я. Распространение сфингомиелина у морских беспозвоночных //Ж. эвол. биохим. физиол. 1982. Т. 18. С. 35-43.

14. Костецкий Э.Я., Науменко Н.В., Герасименко Н. И. Фосфолипидный состав 13 * видов оболочников // Биология моря. 1983. № 2, С.51-56.

15. Костецкий Э.Я., Щипунов Ю.А. Эволюция фосфолипидного состава морских беспозвоночных //Ж. эвол. биохим. физиол. 1983. Т. 19, №1. С. 11-19.

16. Костецкий Э.Я. Фосфолипиды морских беспозвоночных. Эволюционные и хемотаксономические аспекты: автореф. дис. док. биол. наук. Ленинград:ИЭФБ, 1985.-43 с.

17. Костецкий Э.Я., Сергеюк Н.И. Фосфолипиды и их плазмалогенные формы в мышечной ткани морских беспозвоночных // Ж. эвол. биохим. физиол. 1985. Т. 21,3. С. 235-241.

18. Костецкий Э.Я., Сергеюк Н.И. Влияние сезонных факторов на содержание фосфолипидов и их плазмалогенных форм в мышечной ткани морских беспозвоночных // Ж. эвол. биохим. физиол. 1986. Т. 22, №2. С. 132-142.

19. Костецкий Э.Я., Санина Н.М., Науменко Н.В. Влияние состава жирных кислот на структуру термограммы фазового перехода фосфатидилхолина их голотурии Cucumaria fraudatrix //Ж. эвол. биохим. физиол. 1992. Т.28, № 4. С. 426-433.

20. Крепс Е.М. Липиды клеточных мембран.- Л.: Наука, 1981. 340с.

21. Кучеренко Н.Е., Васильев А.Н. Липиды. М.: Высшая школа, 1985. - 248 с.

22. Лось Д.А. Структура, регуляция экспрессия и функционирование десатураз жирных кислот//Успехи биол.химии. 2001. Т. 41. С. 163-198.

23. Марголис Л.Б., Бергельсон Л.Д. Липосомы и их взаимодействие с клетками. М.: Наука, 1986. - 240 с.

24. Науменко Н.В., Костецкий Э.Я. Сезонные изменения и локализация жирных кислот нерегулярного строения NMID С20.2 и С22.2 в липидах морских беспозвоночных // Ж. эвол. биохим. физиол. 1986. Т.22, № 1. С.84-86.

25. Науменко Н.В. Сравительно-биохимическое исследование состава жирных кислот ^ фосфолипидов морских беспозвоночных: автореф. дис. канд.биол.иаук.1. Владивосток, 1987. 20 с.

26. Науменко Н.В., Костецкий Э.Я. Жирнокислотный состав фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина мышечной ткани морских беспозвоночных в разные сезоны года//Ж. эвол. биохим. физиол. 1987. Т.23, № 1. С.16-24.

27. Санина Н.М., Костецкий Э.Я. Влияние холестерина на фазовые переходы фосфатидилхолина, поученного из асцидии Halocynthia aurantium II Ж. эвол. биохим. физиол. 1995. Т.31, № 3. С. 366-369.

28. Санина Н.М., Костецкий Э.Я. Термотропное поведение сфингофосфолипидов морских беспозвоночных // Ж. эвол. биохим. физиол. 2000. Т.36, № 3. С. 192-197.

29. Тарчевский И.А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука, 2002. - 294 с.

30. Харакоз Д.П. О возможной физиологической роли фазового перехода жидкое-твердое в биологических мембранах // Успехи биол.химии. 2001. Т.41. С. 333 -364.

31. Хотимченко С.В. Фосфолипиды морских водорослей // Химия природных соединений. 1985. № 3. С. 404-405.

32. Хотимченко С.В. Исследование полярных липидов морских макрофитов: автореф. дис. док. биол. наук. Владивосток.: ИБМ, 1999. - 245 с.

33. Хотимченко С.В. Липиды морских водорослей-макрофитов и трав: структура, распределение, анализ. Владивосток: Дальнаука, 2003. - 234 с.

34. Шаяхметова И.Ш., Трунова Т.И., Цыдендамбаев В.Д., Верещагин А.Г. Роль липидов клеточных мембран в криозакаливании листьев и узлов кущения пшеницы // Физиология растений. 1990. Т.37. С. 1186-1196.

35. Al-Hasan R.H., Hantash F.M., Radwan S.S. Enriching marine macroalgae with eicosatetraenoic (arachidonic) and eicosapentaenoic acids by chilling //Appl. Microbiol. Biotechnol. 1991. Vol.35, № 4. P. 530-535.

36. Anderson R.G., Jacobson K. A role for lipid shells in targeting proteins to caveolae, rafts, and other lipid domains // Science. 2002. Vol. 296, №5574. P.1821-1825.

37. Andersson J.M. The molecular organization of chloroplast thylakoids // Biochim. Biophys. Acta. 1975. Vol. 416. P. 191-235.

38. Andersson A.S., Rilfors L., Bergqvist M., Persson S., Lindblom G. New aspects on membrane lipid regulation in Acholeplasma laidlawii A and phase equilibria of monoacyldiglucosyldiacylglycerol // Biochemistry. 1996. Vol. 35. P. 11119-11130.

39. Applegate K.R., Glomset G.A. Effect of acyl-chain unsaturation on the conformation ofmodel diacylglycerols: A computer modelling study // J. Lipid Res. 1991. Vol. 31. P. 1635-1664.

40. Агао Т., Kawaguchi A., Yamada M. Positional distribution of fatty acids in lipids of the marine diatom Phaeodactylum tricornutum II Phytochemistry. 1987. Vol. 26. P. 25732576.

41. Агао Т., Yamada M. Positional distribution of fatty acids in galactolipids of algae // Phytochemistry. 1989. Vol. 28. P. 805-810.

42. Ansz S.A., van Himbergen J.A.J., Musgrave A., van den Ende H., Munnik T. Polar glycerolipids of Chlamydomonas moewusii II Phytochemistry. 2000. Vol. 53. P. 265270.

43. Bach D., Wachtel E. Phospholipid-cholesterol model membranes: formation of cholesterol crystallites // Biochim. Biophys. Acta. 2003. Vol. 1610, № 2. P. 187-197.

44. Barenholz Y., Thompson Т.Е. Sphingomyelin in bilayers and biological membranes // Biochim. Biophys. Acta. 1980. Vol.604. P. 129-158.

45. Barenholz Y., Gatt S. Sphingomyelin: metabolism, chemical synthesis, chemical and physical properties. In: Phospholipids (Eds. Hawthorne J.N., Ansel G.B.) // Amsterdam,

46. New York, Oxford: Elsevier Biomedical Press. Phospholipids. 1982. P. 129-177.

47. Baron C., Zambryski P.G. The plant response in pathogenesis, symbiosis, and wounding: variations on a common theme // Annu. Rev. Genet. 1995.Vol. 29. P. 107129.

48. Baumruker Т., Prieschl E.E. Sphingolipids and the regulation of the immune response // Semin. Immunol. 2002. Vol.14. P. 57-63.

49. Behan-Martin M.K., Jones G.R., Bowler K., Cossins A.R. A near perfect temperature adaptation of bilayer order in vertebrate brain membranes // Biochim. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1151, №2. P. 216-222.

50. Benga G., Holmes R.P. Interactions between components in biological membranes and their implications for membrane function. Prog. // Biophys.Molec.Biol. 1984. Vol.43. P.195.257.

51. Benning C. Biosynthesis and function of the sulfolipid sulfoquinovosyl diacylglycerol // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1998. Vol. 49. P. 53-75.

52. Bergey D.R., Howe G.A., Ryan C.A. Polypeptide signaling for plant defensive genes exhibits analogies to defense signaling in animals // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93, №22. P. 12053-12058.

53. Bevers E.M., Comfiirius P., Dekkers D.W., Zwaal R.F. Lipid translocation across the plasma membrane of mammalian cells // Biochim. Biophys. Acta. 1999. Vol.1439. P.317.330.

54. Bishop D.G, Kenrick J.R, Bayston J.H, MacPherson A.S, Johns S.R. Monolayer properties of chloroplast lipids // Biochim. Biophys. Acta. 1980. Vol. 602. P. 248-259.

55. Bishop D.G., Sparace S.A., Mudd J.B. Biosynthesis of sulfoquinovosyldiacylglycerol in higher plants: the origin of the diacyglycerol moiety // Arch. Biochem. Biophys. 1985. Vol. 240. P. 851-858.

56. Blankenship R.E. Molecular mechanisms of photosynthesis Oxford: Blackwell Science Ltd, UK. 2002. - 321 p.

57. Blee E., Joyard J. Envelope membranes from spinach chloroplasts are a site ofmetabolism of fatty acid hydroperoxides // Plant Physiol. 1996. Vol. 110. P. 445-454.

58. Boggs M.G., Koshi K.M., Rangaraj G. Influence of structural modifications on the phase behavior of semi-synthetic cerebroside sulfate // Biochim. Biophys. Acta. 1988. Vol.938. P. 361-372.

59. Bonin A., Khan N.A. Regulation of calcium signalling by docosahexaenoic acid in human T-cells. Implication of CRAC channels // J. Lipid Res. 2000. Vol. 41, № 2. P. 277-284.

60. Borodich A., Rojdestvenski I., Cottam M. Lateral heterogeneity of photosystems inthylakoid membranes studied by Brownian dynamics simulations // Biophys. J. 2003. Vol.85. P.774-789.

61. Boulanger Y., Schreer S., Smith I.C.P. Molecular details of anestetic-lipid interactions as seen by deuterium and phosphorus-31 magnetic resonance // Biochemistry. 1981. Vol. 20, № 24. P. 6824-6830.

62. Brown D. A., London E. Functions of lipid rafts in biological membranes // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1998. Vol.14. P. 111-136.

63. Brown W. J., Chambers K., Doody A. Phospholipase A2 (PLA2) Enzymes in Membrane Trafficking: Mediators of Membrane Shape and Function // Traffic. 2003. Vol. 4. P. 214-221.

64. Browse J., Somerville C. Glycerolipid synthesis: biochemistry and regulation //Ann. + Rev. Plant Physiol. Plant. Mol. Biol. 1991. Vol.42. P. 467-506.

65. Brubach, J.-B., Mermet, A., Filabozzi, A., Gerschel, A., Lairez, D., Krafft, M.P., Roy, P. Dependence of water dynamics upon confinement size // J. Phys. Chem. 2001. Vol. В 105. P. 430-435.

66. Brzustowicz M. R., Cherezov V., Caffrey M., Stillwell W., Wassail S. R. Molecular ** organization of cholesterol in polyunsaturated membranes: microdomain formation. //

67. Biophys. J. 2002. Vol.82. P. 285-298.

68. Burack W.R., Biltonen R.L. Lipid bilayer heterogeneities and modulation of phospholipase A2 activity // Chem. Phys. Lipids. 1994. Vol.73. P. 209-222.

69. Calderwood S.K., Bornstein В., Farnum E.K., Stevenson M.A. Heat shock stimulates the release of arachidonic acid and the synthesis of prostaglandins and leukotriene B4 in mammalian // J. Cell Physiol. 1989. Vol. 141, № 2. P. 325-333.

70. Carreau J.P., Dubacq J.P. Adaptation of macro-scale method to the micro-scale for fatty acid methyl transesterification of biological lipid extracts // J. Chromatogr. 1978. Vol. 151, №3. P. 384-390.

71. Chapelle S. The influence of acclimation temperature on the fatty acid composition of an aquatic Crustacean (Carcinus maenas) // J.Exp.Zool. 1994. Vol.204, №3. P.337-346.

72. Chapmen D. Phase transitions and fluidity characteristics of lipids and cell membranes // Quart. Rev. Biophys. 1975. Vol. 8, № 2. P. 185-235.

73. Cheetham J J., Wachtel E., Bach D., Epand R.M. Role of the stereochemistry of the hydroxyl group of cholesterol and the formation of nonbilayer structures in phosphatidylethanolamines//Biochemistry. 1989. Vol. 28. P. 8928-8934.

74. Chelomin V.P., Zhukova N.N. Lipid composition and some aspects of aminophospholipid organization in erythrocyte membrane of marine bivalvia mollusk Scapharca broughtoni (Schrenck) // Comp.Biochem. Physiol. 1981. Vol.69B. P. 599604.

75. Christie W.W. Equivalent chain length of methyl ester derivatives of fatty acids on gas chromatography // J. Chromatogr. 1988. Vol. 447, № 2. P. 305-314.

76. Christie W.W. Lipid Analysis .3rd Edition. Bridgwater: Oily Press, 2003. - 280p.

77. Coolbear, K.P., Berde, C.B., Keough, K.M.W. Gel to liquid-crystalline phase transitions of aqueous dispersions of polyunsaturated mixed-acid phophatidylcholines // Biochemistry. 1983. Vol. 22. P. 1466-1473.

78. Cosgrove D. J., Gilroy S., Kao T.-H., Ma H., Schultz J. C. Plant Signaling 2000. Cross Talk Among Geneticists, Physiologists, and Ecologists// Plant Physiology. 2000. Vol. 124. P. 499-505.

79. Cossins A.R. The adaptation of membrane dynamic structure to temperature. In: Effects of low temperatures on biological membranes (Eds. G. J. Morris, A.L. Clarke) // New York etc.: Academic Press. 1981. 343 p.

80. Cossins A.R., Kibley R.V. The temperature dependence of the adrenergic Na+/H+ exchanger of trout erythrocytes // J. Exp. Biol. 1990. Vol. 148. P. 303-312.

81. Cossins A.R. Temperature adaptation of Biological membranes. London: Portland Press, 1994.-364p.

82. Cossins A.R., Murray P.A., Gracey A.Y., Logue J., Polley S., Caddick M., Brooks S., Postle Т., Maclean N. The role of desaturases in cold-induced lipid restructuring // Biochem. Soc. Trans. 2002. Vol. 30, Pt. 6. P. 1082-1086.

83. Cuculescu M., Pearson Т., Hyde D., Bowler K. Heterothermal acclimation: an experimental paradigm for studying the control of thermal acclimation in crabs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. P.6501-6505.

84. DaCruz M.E.M., Kinne R., Lin J.T. Temperature dependence of D-glucose transport in reconstituted liposomes // Biochim. Biophys. Acta. 1983. Vol. 732. P. 691-697.

85. Dembitsky V.M., Rozentsvet O.A. Phospholipid composition of some marine red algae // Phytochemistry. 1990. Vol. 29, № 10. P. 3149-3152.

86. Dembitsky V.M., Pechenkina-Shubina E.E., Rozentsvet. Glycolipids and fatty acids of some seaweads and marine seagrasses from the Black Sea // Phytochemistry. 1991. Vol. 30, № 7. P. 2279-2283.

87. Dembitsky V.M. Betaine ether-linked glycerolipids: chemistry and biology // Prog. Lipid Res. 1996. Vol. 35. P. 1- 52.

88. Dembitsky V.M., Rezanka Т., Srebnik M Lipid compounds of freshwater sponges: family Spongillidae, class Demospongiae // Chem. Phys. Lipids. 2003. Vol. 123. P. 117155.

89. Dey I., Buda, C.S. Wiik Т., Halver J.E., Farkas T. Molecular and structural composition of phospholipid membranes in livers of marine and freshwater fish in relation to temperature // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. P. 7498-7502.

90. Israelashvili J.N. Intermolecular and Surface forces. New York: Academic Press,1992.-340p.

91. Dome A-J., Joyard J., Douce R. Do thylakoids really contain phosphatidylcholine? // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. Vol. 87. P. 71-74.

92. Dormann P, Benning C: Galactolipids rule in seed plants //Trends Plant Sci. 2002. Vol. 7, № 3. P. 112-118.

93. Dowhan W. Molecular basis for membrane phospholipid diversity: why are there so many lipids? //Annu. Rev. Biochem. 1997. Vol. 66. P. 199-232.

94. Dubertret G., Gerard-Hirne C., Tremolieres A. Importance of trans-ДЗ -hexadecenoic acid containing phosphatidylglycerol in the formation of the trimeric light-harvesting complex in Chlamydomonas // Plant Physiol. Biochem. 2002. Vol. 40. P. 829-836.

95. Duchene S., Smutny J., Siegenthaler P.-A. The topology of phosphatidylglycerol populations is essential for sustaining photosynthetic electron flow activities in thylakoid membranes // Biochim. Biophys. Acta. 2000. Vol. 1463. P. 115-120.

96. Duchene S., Siegenthaler P.-A. Do glycerolipids display lateral heterogeneity in the thylakoid membrane? // Lipids Jul. 2000. Vol.35, № 7. P. 739-744.

97. Dufourc E.J., Smith J.C.P., Jarrell H.C. A 2H-NMR analysis of dihydrosterculoyl-containing lipids in model membranes: structural effects of cyclopropane ring // Chem, Phys. Lipids. 1983. Vol.33. P. 153-177.

98. Durvasula R.V., Huang C. Thermotropic phase behavior of mixed-chain phosphatidylglycerols: implications for acyl chain packing in fully hydrated bilayers //

99. Biochim. Biophys. Acta. 1999. Vol. 1417, № 1. P. 111-121.

100. Eichenberger W., Gribi C. Lipids of Pavlova lutheri: cellular site and metabolic role of DGCC // Phytochemistry. 1997. Vol.45, № 8. P. 1561-1567.

101. Eitsuka Т., Nakagawa К., Igarashi M., Miyazawa Т. Telomerase inhibition by sulfoquinovosyldiacylglycerol from edible purple laver (Porphyra yezoensis) // Cancer Letters. 2004. Vol. 212, № 1. P. 15-20.

102. Ellis C., Turner J.G. A conditionally fertile coil allele reveals cross talk between plant hormone signaling pathways in Arabidopsis seeds and young seedlings // Planta. 2002. Vol. 215, №4. P. 549-556.

103. El Maanni A., Dubertret G., Marie- Jose Delrieu M.-J., Roche O., Tremolieres A. Mutants of Chlamydomonas reinhardtii affected in phosphatidylglycerol metabolism and thylakoid biogenesis // Plant Physiol. Biochem. 1998. Vol. 36, № 8. P. 609-619.

104. Epand R.M. Lipid polymorphism and protein-lipid interactions // Biochim. Biophys. Acta. 1998. Vol. 1376. P. 353-368.

105. Epand R.M., Maekawa S., Yip C.M., Epand R.F. Protein-induced formation of cholesterol-rich domains // Biochemistry. 2001. Vol.40. P. 10514-10521.

106. Epand R. M., Epand R. F., Maekawa S. The arrangement of cholesterol in membranes and binding of NAP-22 // Chem. Phys. Lipids. 2003. Vol. 122. P. 33 -39.

107. Eudo Т., Inoue K., Nojima S., Terashima S., Oshima T. Synthesis and physical properties of phosphatidylcholines containing ©-cyclohexyl fatty acids // Chem. Phys. Lipids. 1982. Vol.31. P.61-74.

108. Exton J.H. Phospholipase D-structure, regulation and function // Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 2002. Vol. 144. P. 1-94.

109. Faeder, J., Ladanyi, B.M. Molecular dynamics simulations of the interior of aqueous reverse micelles // J. Phys.Chem. 2000. Vol. В 104. P. 1033-1046.

110. Farkas Т., Dey I., Buda, C.S., Halver J.E. Role of phospholipid molecular species in maintaining lipid membrane structure in response to temperature // Biophys. Chem. 1994. Vol. 50. P. 147-155.

111. Farkas Т., Dey I., Buda C., Halver J.E. Role of phospholipid molecular species in maintaining lipid membrane structure in response to temperature // Biochim. Biophys. Acta. 2000a. Vol.1485, № 2-3. P. 100-110.

112. Fauconnier M.-L., Welti R., Blee E., Marlier M. Lipid and oxylipin profiles during aging and sprout development in potato tubers (Solanum tuberosum L.) // Biochim. Biophys. Acta. 2003. Vol. 1633. P. 118- 126.

113. Feng В., Tabas I. ABCA1-mediated cholesterol efflux is defective in free cholesterol-loaded macrophages. Mechanism involves enhanced ABCA1 degradation in a process requiring full NPC1 activity // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 45. P. 43271-43280.

114. Fielding C.J., Fielding P.E. Cholesterol and caveolae: structural and functional relationships // Biochim. Biophys. Acta. 2000. Vol. 1529. P. 210-222.

115. Finegold L. (Ed.) Cholesterol in Membrane Models. CRC Press, Boca Raton, 1993.178 p.

116. Finzi L., Bustamante C., Garab G., Juang C.B. Direct observation of large chiral domain in chloroplast thylakoid membranes by differential polarizing microscopy // Proc. Natl. Acad.Sci. U.S.A. 1989. Vol. 86, № 22. P. 8748-8752.

117. Floreto E.A.T., Hirata H., Ando S., Yamasaki S. Effects of temperature, light intensity, W salinity and source of nitrogen on the growth, total lipid and fatty acid composition of

118. Ulvapertusa Kjellman (Chlorophyta) // Botanica Marina. 1993. Vol.36, № 2. P.149-158.

119. Fodor E., Jones R.H., Buda C.S., Kitajka K., Dey I., Farkas T. Molecular architecture and biophysical properties of phospholipids thermal adaptation in fish: an experimental and model study // Lipids. 1995. Vol. 30. P. 1119-1126.

120. Folch Y., Lees S.M, Sloam-Stangley G.H. Isolation and purification of total lipids from animals tissues // J. Biol. Chem. 1957. Vol. 226, № 14. P. 497-509.

121. Foley A.A., Harwood J.L. Membrane Lipids. In: Biochemistry and Metabolism of Plant Lipids (Eds. Wintermans J.F.G.M., Kuiper P.J.C.) // Amsterdam: Elsevier. 1982.* P.331-334.

122. Frentzen M. Phosphatidylglycerol and sulfoquinovosyldiacylglycerol: anionic membrane lipids and phosphate regulation // Curr. Opin. Plant Biol. 2004. Vol. 7. P. 270-276.

123. Fujiwara, Т., Ritchie, K., Murakoshi, H., Jacobson, K., Kusumi, A. Phospholipids undergo hop diffusion in compartmentalized cell membrane // J. Cell Biol. 2002. Vol. 157. P. 1071-1081.

124. Garab G., Lohner K., Laggner P., Farkas T. Self-regulation of the lipid content of membranes by non-bilayer lipids: a hypothesis // Trends in Plant Science. 2000. Vol. 5, № 11. P.489-494.

125. Gao D., Critser J.K. Mechanisms of cryoinjury in living cells // J. Exp. Zool. 2000. Vol. 265. P. 187-96.

126. Gerwick W.H., Roberts M.A., Vulvpanovici A., Ballantine D.L. Biogenesis and biological function of marine algal oxylipins // Adv. Exp. Med. Biol. 1999. Vol. 447. P.211-218.

127. Gibbons G.F. Regulation of fatty acid and cholesterol synthesis:co-operation or competition? // Prog. Lipid Res. 2003. Vol. 42. P. 479 -497.

128. Giorgione J., Epand R.E., Buda, C.S., Farkas T. Role of phospholipids containing docosahexanoyl chains in modulating the activity of protein kinase С // Proc. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. P. 9767-9770.

129. Giroud C., Gerber A., Eichenberger W. Lipids of Chlamidomonas reinhardii. Analysis of molecular species and intracelular site(s) of biosynthesis // Plant Cell Physiol. 1988. Vol. 29. P. 587-595.

130. Goad L.J. Sterol biosynthesis and metabolism in marine invertebrates //Pure Appl. Chem. 1981. Vol.53. P.837-852.

131. Gombos Z., Wada H., Murata N. The recovery of photosynthesis from low-temperature photoinhibition is accelarated by unsaturation of membrane lipids: a mechanism of chilling tolerance//Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 1994. Vol.91. P.8787-8791.

132. Gomez-Munos A. Modulation of cell signaling by ceramides 11 Biochim. Biophys. Acta. 1998. Vol. 1391. C. 92-109.

133. Gounaris K., Barber J., Harwood J.L. The thylakoid membranes of higher plantchloroplasts 11 Biochem. J. 1986. Vol. 237. P. 313-326.

134. Gtiler S., Essigmann В., Benning C. A cyanobacterial gene, sqdX, required for biosynthesis of the sulfolipid sulfoquinovosyldiacylglycerol // J. Bacteriol. 2000. Vol. 182. P. 543-545.

135. Gustafson K.R., Cardellina J.H., Fuller R.W., Weislow O.S.; Kiser R.F.; Snader K.M.,

136. Patterson G.M., Boyd M.R. AIDS-antiviral sulfolipids from cyanobacteria blue-green algae // J. Natl. Cancer Institute. 1998. Vol. 81. P. 1254-1258.

137. Hagio M., Gombos Z., Varkonyi Z., Masamoto K., Sato N., Tsuzuki M., Wada H. Direct evidence for requirement of phosphatidylglycerol in photosystem II of photosynthesis // Plant Physiol. 2000. Vol. 124. P. 795-804.

138. Hagio M., Sakurai I., Sato S., Kato Т., Tabata S., Wada H. Phosphatidylglycerol is essential for the development of thylakoid membranes in Arabidopsis thaliana // Plant Cell Physiol. 2002. Vol. 43. P. 1456-1464.

139. Haigh W.G., Yoder T.F., Ericson L., Pratum Т., Winget R.R. The characterization and cyclic production of a highly unsaturated homoserine lipid in Chlorella minutissima II Biochim. Biophys. Acta. 1996. Vol. 1299. P. 183-190.

140. Haines TH. Do sterols reduce proton and sodium leaks through lipid bilayers? // Prog. Lipid Res. 2001. Vol. 40, № 4. P. 299 -324.

141. Harwood J.L. Plant acyl lipids: structure, distribution and analysis In: The Biochemistry of Plants ( Eds. Stumpf P.K., Conn E.E.) // New York: Academic Press. 1980. Vol.4. P. 1-55.

142. Harwood J.L. Lipid composition of the brown algae Fucus vesiculosus and Ascophyllum nodosum И Phytochemistry. 1992. Vol. 31. P. 3397-3403.

143. Harwood J.L. Membrane lipids in algae. In: Lipids in Photosynthesis: Structure, Function and Genetics (Eds. Sigenthaler P.-A., Murata N.) // Dordrecht: Kluwer Academic Publishers. 1998a. P. 53-64.

144. Harwood J.L. Involvement of chloroplast lipids in the reaction of plants submitted to stress. In: Advances in Photosynthesis. Lipids in Photosynthesis (Eds. Siegenthaler P.-A., Murata N.) // Dordrecht: Kluwer Academic Publishers. 19986. P.287-302.

145. Hazel J.R., Carpenter R. Rapid changes in the phospholipid composition of gill membranes during thermal acclimation of the rainbow trout Salmo gairdneri II J. Сотр. Physiol Biochem. 1985. Vol. 155. P. 597-602.

146. Hazel J.R., Landrey S.R. Time course of thermal adaptation in plasma membranes of trout kidney. I. Headgroup composition // Am. J. Physiol. 1988. Vol. 255. P. R622-R627.

147. Hazel J.R., Williams E.E. The role of alterations in membrane lipid composition in enabling physiological adaptation of organisms to their physical environment. // Prog. Lipid Res. 1990. Vol. 29, № 3. P. 167-227.

148. Hazel J.R., Williams E.E., Livermore R., Mozingo N. Thermal adaptation in biological membranes: functional significance of changes in phospholipid molecular species composition // Lipids. 1991. Vol. 26, № 4. P. 277-282.

149. Hazel J.R. Thermal adaptation in biological membranes. Is homeoviscous adaptation the explanation? //Annu. Rev. Physiol. 1995. Vol. 57. P. 19^2.

150. Hazel J. R. Thermal adaptation in biological membranes: beyond homeoviscous adaptation. In: Advances in Molecular and Cell Biology, Vol. 19 (Ed. J. S. Willis) // New York: JAI Press. 1997. P. 57-101.

151. Hazel J.R., McKinley S.J., Gerrtis. F. Thermal acclimation of phase behavior in plasma membrane lipids of rainbow trout hepatocytes // Am. J. Physiol. 1998. Vol. 275, № 3. R861-R869.

152. Hays L.M., Feeney R.E, Crowe L.M, Crowe J.H. Interaction of antifreeze glycoproteins with liposomes // Biophys J. 1993. Vol. 64. P. 8296-8299.

153. Heinemann F.S., Ozols J. Degradation of stearoyl-coenzyme A desaturase: endoproteolytic cleavage by an integral membrane protease // Mol. Biol.Cell. 1998. Vol.9, № 12, P.3445-3453.

154. Hieber A. D., Bugos R. C., Yamamoto H. Y. Plant lipocalins: violaxanthin de-epoxidase and zeaxanthin epoxidase // Biochim. Biophys. Acta. 2000. Vol. 1482. P. 8491.

155. Hincha D. K., Oliver A. E., Crowe J. H. The effects of chloroplast lipids on the stability of liposomes during freezing and drying // Biochim. Biophys. Acta. 1998. Vol. 1368. P. 150-160.

156. Hirano N., Sato N., Abe K. Characterization of Ribes rubrum callus cultured under low temperature // J. Biosci. Bioeng. 1999. Vol. 88, № 4. P. 416-420.

157. Hochachka P.W. Cell Homeostasis and Stress at Year 2000—Two Solitudes and Two Research Approaches. In: Environmental Stressors and Gene Responses (Eds. K.B. Storey, J. Storey) // Elsevier Science B.V. 2000. P. 1-16.

158. Honya M., Kinoshita Т., Ishikawa M., Mori H., Nisizawa K. Seasonal variation in the lipid content of cultured Laminaria japonica: Fatty acids, sterols, beta-carotine and tocopherol //J.AppI.Phycol. 1994. Vol.6, № 1. P. 25-29.

159. Howell B.K., Matthews A.D. Environmental temperature adaptation of fish sarcoplasmic reticulum: a differential scanning calorimetric study // Сотр. Biochem. Physiol. 1991. Vol. 99B, № 1. P. 175-180.

160. Huang Y., Swanson J.E., Dibble A.R.G., Hinderliter A.K., Feigenson G.W. Nonideal mixing of phosphatidylserine and phosphatidylcholine in the fluid lamellar phase // Biophys. J. 1993a. Vol. 64. P. 413-425.

161. Huang, Т. H., C. W. Lee, S. K. Das Gupta, A. Blume, R. G. Griffin A ,3C and 2H nuclear magnetic resonance study of phosphatidylcholine/cholesterol interactions: characterization of liquid-gel phases//Biochemistry. 1993b. Vol. 32. P. 13277-13287.

162. Huang C.-H., Li S. Calorimetric and molecular mechanics studies of the thermotropic phase behavior of membrane phospholipids // Biochim. Biophys. Acta. 1999. Vol. 1422. P.273-307.

163. Huang, J., J. T. Buboltz, G. W. Feigenson. Maximum solubility of cholesterol in phosphatidylcholine and phosphatidylethanolamine bilayers // Biochim. Biophys. Acta. 1999. Vol. 1417.P. 89-100.

164. Huijbregts R.P.H., Topalof L., Bankaitis V.A. Lipid metabolism and regulation of membrane trafficking//Traffic. 2000. Vol. 1. P. 195-202.

165. Ikezawa I.L. Glycosylglycerophosphatidylinositol (GPI)-anchored proteins // Biol. Pharm. Bull. 2002. Vol. 25. P. 409-417.

166. Inaba M., Suzuki I., Banesaki Y., Los D.A., Hayashi H., Murata N. Gene-engineered rigidification of membrane lipids enhances the cold inducibility of gene expression in Synechocystis // J. Biol. Chem. 2003. Vol.278, № 14. P.12191-12198.

167. Ivanov A. G., Sane P.V., Zeinanov Y., Malmberg G., Gardestrom P., Huner N.P., Oquist G. Photosynthetic electron transport adjustments in overwintering Scots pine (Pinus sylvestris L.) // Planta. 2001. Vol. 213, № 4. P. 575-585.

168. Jacob R.F., Cenedella R.J., Mason R.P. Evidence for distinct cholesterol domains in fiber cell membranes from cataractous human lenses // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. P. 13573-13578.

169. Jain M.K. Nonrandom lateral organization in bilayers and biomembranes, membrane fluidity in biology (Ed. R.C.Aloia ,) // Academic Press, New York. 1983. Vol. 1. P. 1-37.

170. Jones A.L., Hann A.C., Harwood J.L., Lloyd D. Temperature-induced membrane-lipid adaptation in Acanthamoeba castellanii // Biochem J. 1993. Vol. 290, Pt. 1. P.273-278.

171. Jordan P., Fromme P., Witt H.T., Klukas O., Saenger W., Krauss N. Three-dimensional structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 A resolution // Nature. 2001. Vol. 411. P. 909-917.

172. Jorgensen K., Sperotto M.M., Mouritsen O.G., Ipsen J.H., Zuckermann M.J. Phase equilibria and local structure in binary lipid bilayers // Biochim. Biophys. Acta. 1993a. Vol. 1152. P. 135-145.

173. Jargensen К., Ipsen J.H., Mouritsen O.G., Zuckermann M.J. The effects of anaesthetics in the dynamic heterogeneity of lipid membranes // Chem. Phys. Lipids. 1993b. Vol. 65. P. 205-216.

174. Jouhet J., Marechal E., Bligny R., Joyard J., Block M.A. Transient increase of phosphatidylcholine in plant cells in response to phosphate deprivation // FEBS Letters. 2003. Vol. 544. P. 63-68.

175. Joyard J., Teyssier E., Miege C., Berny-Seigneurin D., Marechal E., Block M.A., Dome A.-J., Rolland N., Ajlani G., Douce R. The Biochemical Machinery of Plastid Envelope Membranes // Plant Physiol. 19986. Vol. 118. P. 715-723.

176. Jurivich D.A., Pangas S., Qui L., Welk J.F. Phospholipase A2 triggers the first phase of the thermal stress response and exhibits cell-type specificity // J. Immunol. 1996. Vol. 157. P.1669-1677.

177. Kariel N., Davidson E., Keough K.M.W. Cholesterol does not remove the gel-liquid crystalline phase transition of phosphatidylcholines containing two polyenoic acyl chains // Biochim. Biophys. Acta .1991. Vol. 1062. P. 70-76.

178. Kates M. Lipids of diatoms and galophilic Dunaliella species. In: The Metabolism Structure and Function of Plant Lipids (Eds. Stumpf PK., Mudd J.B., Nes W.D.) // New York: Plenum. 1987. P. 613-621.

179. Kayama M., IijimaN., Kuwahara M., Sado Т., Araki S., Sakurai T. Effect of water temperature on the fatty acid composition of Porfira // Bull. Jpn. Soc. Sci. Fish. 1985. Vol.51, N4. P. 687-692.

180. Kelly A.A., Dormann P. DGD2, an Arabidopsis gene encoding a UDP-galactose-dependent digalactosyldiacylglycerol synthase is expressed during growth under phosphate-limiting conditions // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 2. P. 1166-1173.

181. Keough K.M.W., Giffin В., Kariel N. The influence of unsaturation on the phase transition temperatures of a series of heteroacid phosphatidylcholines containing twenty-carbon chains // Biochim. Biophys. Acta. 1987. Vol. 902. P. 1-10.

182. Keough K.M., Kariel N. Differential scanning calorimetric studies of aqueous dispersions of phosphatidylcholines containing two polyenoic chains // Biochim. Biophys. Acta . 1987. Vol. 902. P. 11-18.

183. Kersten G.F.A., Crommelin D.J.A. Liposomes and ISCOMs // Vaccine. 2003. Vol. 21. P. 915-920.

184. Khotimchenko S.V., Vaskovsky V.E. Distribution of C2o polyenoic fatty acids in red macrophytic algae // Botanica Marina. 1990. Vol. 33, № 11. P. 525-528.

185. Khotimchenko S.V. Fatty acids of brown algae from the Russian Far East // Phytochemistry 1998. Vol. 49, № 8. P. 2363-2369.

186. Kihara A., Igarashi Y. Cross talk between sphingolipids and glycerophospholipids in the establishment of plasma membrane asymmetry // Molecular Biology of the Cell. 2004. Vol. 15. P. 4949^959.

187. Kim M.-K., Dubacq J.-P., Thomas J.-C., Giraud G. Seasonal variations of triacylglicerols and fatty acids in Fucus serratus II Phytochemistry. 1996. Vol. 43. P. 4955.

188. Kinnunen P.K.J., Mouritsen O.G. Functional dynamics of lipids in biomembranes // Chem. Phys. Lipids. 1994. Vol. 73. P. 181-207.

189. Kjellberg M., Trimborn M., Anderson M., Sandelius A.S Acyl-CoA dependent acylation of phospholipids in the chloroplast envelope // Biochim. Biophys. Acta. 2000. Vol. 1485. P. 100-110.

190. Koenig, B.W., Strey, H.H., Gawrisch, K. Membrane lateral compressibility determined by NMR and X-ray diffraction: effect of acyl chain polyunsaturate // Biophys. J. 1997. Vol.73. P. 1954-1966.

191. Koynova R., Caffrey M. Phase and phase transitions of the glycoglycerolipids // Chem. Phys. Lipids 1994a. Vol.69. P. 181-207.

192. Koynova R., Caffrey M. Phases and phase transitions of the hydratedphosphatidylethanolamines // Chem. Phys. Lipids. 1994b. Vol. 69. P. 1-34.

193. Koynova R., Caffrey M. Phases and phase transitions of the sphingolipids // Biochim. Biophys. Acta. 1995. Vol.1255. P. 213-236.

194. Koynova R., Caffrey M. Phases and phase transitions of the phosphatidylcholines // Biochim. Biophys. Acta. 1998. Vol. 1376. P. 91-145.

195. Kruse 0., Hankamer В., Konzak C., Gerle C., Morris E., Radunz A., Schmid G.H., Barber J. Phosphatidylglicerol is involved in the dimerisation of photosystem II // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 9. P. 6509-6514.

196. Lahdes E., Balogh G., Fodor E., Farkas T. Adaptation of compositional and biophysical properties of phospholipids to temperature by the crustacean Gammarus spp. //Lipids. 2000. Vol. 35. P. 1095-1098.

197. Lamy-Freund M. Т., Riske K. A. The peculiar thermo-structural behavior of the « anionic lipid DMPG // Chem. Phys. Lipids. 2003. Vol. 122. P. 19- 32.

198. Lang F., Lang K.S., Wieder Т., Myssina S., Birka C., Lang P.A., Kaiser S., Kempe D., Duranton C., Huber S. M. Cation channels, cell volume and the death of an erythrocyte // Pflugers Archiv. Eur. J. Physiol. 2003. Vol. 447. P.121-125.

199. Lauritzen L., Hansen H.S., Jorgesen M.H., Michaelsen K.F. The essentiality of long chains n-3 fatty acids in relation to development and function of the brain and retina // Prog. Lipid Res. 2001. Vol. 40. P. 1 -94.

200. Lee A.G. Lipid phase transitions and phase diagrams. I. Lipid phase transitions // Biochim. Biophys. Acta. 1977a. Vol.472, № 2. P.237-281.

201. Lee A.G. Lipid phase transitions and phase diagrams. II. Mixture involving lipids //

202. Biochim. Biophys. Acta. 1977b. Vol.472, № 3/4. P.285-344. 229. Lee A.G. Membrane lipids: It's only a phase // Curr.Biol. 2000. Vol. 10. P. 377-380.

203. Lee J. A. C., Cossins A. R. Temperature adaptation of biological membranes: differential homoeoviscous responses in brush-border and basolateral membranes of carp intestinal mucosa// Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1026. P. 195-203.

204. Lentz B.R. Exposure of platelet membrane phosphatidylserine regulates bloodcoagulation // Prog. Lipid Res. 2003.Vol. 42. P. 423-438.

205. Lewis R.N.A., McElhaney R.N. Thermotropic phase behavior of model membranes composed of phosphatidylcholines containing iso-branched fatty acids. 1. Differential scanning calorimetric study//Biochemistry. 1985. Vol.24. P.2431-2439.

206. Li L., Zheng L.X., Yang F.Y. Effect of propensity of hexagonal II phase formation on the activity of mitochondrial ubiquinol-cytochrome с reductase and H(+)-ATPase // Chem. Phys. Lipids. 1995. Vol. 76, № 2. P. 135-44.

207. Li X., Fan X., Han L., Lou O. Fatty acids of some algae from the Bohai Sea. // Phytochemistry. 2002. Vol. 59. P. 157 -161.

208. Liechti E., Farmer E. The jasmonate pathway // Science. 2002. Vol. 296, № 5573. P.1649-1650.

209. Logue J.A., De Vrie A.L., Fodor E., Cossins A.R. Lipid compositional correlates of temperature-adaptive interspecific differences in membrane physical structure // J. Exp. Biol. 2000. Vol. 203. P. 2105-2115.

210. Lovgren K., Morein B. The requirement of lipids for the formation of immunostimulating complexes (ISCOMs) // Biotechnol. Appl. Biochem. 1988. № 10. 161-172.

211. Luzzati V. Polymorphism of lipid-water systems epitaxial relationships area-per-volume ratios, polar apolar partition // Journal de Physique li. 1995. Vol. 5. P. 1649* 1669.

212. Maccarrone M., Veldink G.A., Vliegenhart F.G. Thermal injurity and ozone stress affect soybean lipoxygenases expression // Ibid. 1992. Vol. 309, № 1. P.225-230.

213. Maeba R., Sawada Y., Shimasaki H., Takahashi I., Ueta N. Ethanolamine plasmalogens protect cholesterol-rich liposomal membranes from oxidation caused by free radicals // Chem. Phys. Lipids. 2002. Vol. 120. P. 145-151.

214. Malmsten M., Bergenstahl В., Nyberg L., Odham, G. Sphingomyelin from milk, characterization of liquid crystalline liposome and emulsion properties // J. Am. Oil Chem. Soc. 1994. Vol. 71, № 9. P. 1021-1026.

215. Marillia E.-F., Giblin E.M., Covello P.S., Taylor D.C. A desaturase-like protein from white spruce is a A9 desaturase // FEBS Letters. 2002. Vol. 526. P. 49 -52.

216. Marks F., Furstenberger G. (Eds.) Prostaglandins, leukotrienes and other eicosanoids: from biogenesis to clinical application // Weinheim etc.: Wiley-VCH. 1999. 388 p.

217. Martens J.R., Navarro-Polanco R., Coppock E.A., Nishiyama A., Parshley L., Grobaski T.D., Tamkun M.M. Differential targeting of shaker-like potassium channels to lipid rafts // J. Biol.Chem. 2000. Vol. 275. P. 7443-7446.

218. Mathews C.K., van Holder K.E., Ahern K.G. Biochemistry, 3rd edition. // San Francisco San Francisco: Benjamin/Cummings, an imprint of Addisson Wesley Longman. 2000. 1186 p.

219. Martini M.F., Disalvo E.A. Effect of polar head groups on the activity of aspartyl protease adsorbed to lipid membranes // Chem. Phys. Lipids. 2003. Vol. 122. 177-183.

220. Matko J., Szollosi J. Landing of immune receptors and signal proteins on lipid rafts: a safe way to be spatio-temporally coordinated? // Immunol.Letter. 2002. Vol. 82. P. 3-15.

221. Matsufuji M., Nagamatsu Y., Yoshimoto A. Protective effects of bacterial glyceroglycolipid M874B against cell death caused by exposure to heat and hydrogen peroxide // J. Biosci. Bioeng. 2000. Vol. 89, № 4. P.345-349.

222. McElhaney R. N. Effects of membrane lipids on transport and enzyme activities // Curr. Top. Transp. 1982. Vol. 17. P.317-380.

223. McGarrity J.T., Armstrong J.B. Phase transition behaviour of artificial liposomes composed of phosphatidylcholines acylated with cyclopropane fatty acids // Biochim. Biophys. Acta. 1981. Vol. 640, № 3. P.544-548.

224. McKinley S.J., Hazel J.R. Does membrane fluidity contribute to thermal compensation of B-adrenergic signal transduction in isolated trout hepatocytes? // J.Exp.Biol. 2000. Vol.203. P. 631 -640.

225. Melchior D.L. Lipid domains in fluid membranes: a quick-freeze differential scanning calorimetry study// Science. 1986. Vol. 234. P. 1577-1580.

226. Menashe M., Romero G. Biltonen R.L. Lichtenberg D. Hydrolysis of dipalmitoylphosphatidylcholine small unilamellar vesicles by porcine pancreatic phospholipase A2 //J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261. P.5328-5333.

227. Mischel M., Seelig J., Braganza L.F., Buldt G. A neutron diffraction study of the headgroup conformation of phosphatidylglycerol from Escherichia coli membranes // Chem. Phys. Lipids. 1987. Vol. 43. P. 237-246.

228. Mitchell D.C., Litman B.J. Molecular order and dynamics in bilayers consisting of highly polyunsaturated phospholipids // Biophys. J. 1998. Vol.74. P. 879-891.

229. Mongrand S., Badoc A., Patouille В., Lacomblez C., Chavent M., Cassagne C., Bessoule J.-J. Taxonomy of gymnospermae: multivariate analyses of leaf fatty acid composition // Phytochemistry. 2001. Vol. 58. P. 101 -115.

230. Morein, S., Andersson A.-S., Rilfors L., Lindblom G. Wild-type Escherichia coli cells regulate the membrane lipid composition in a "window" between gel and non-lamellar structures // J. Biol. Chem. 1996. Vol.271. P. 6801-6809.

231. Morimoto Т., Nagatsu A., Murakami N., Sakakiba, J.; Tokuda, H; Nishino, H.; Iwashima, A. Antitumour-promoting glyceroglycolipids from the green alga, Chlorella vulgaris II Phytochemistry. 1995. Vol.40. P. 1433-1437.

232. Mouritsen O.G., Kinnunen P.K.J. Role of lipid organization and Dynamics for membrane fluidity. In: Biological membranes (Eds. Merz К. M., Roux B.) // Birkhauser, Boston. 1996. P. 463-502.

233. Mouritsen O.G., Biltonen R.L. Protein-lipid interactions and membrane heterogenity. In: Protein-lipid Interactions (Ed. Watts A.) // Amsterdam:Elsevier. 1993. 328 p.

234. Munnik Т., Irvine R.F., Musgrave A., Phospholipid signaling in plants // Biochim. Biophys. Acta. 1998. Vol. 1389. P. 222-272.

235. Murakami M., Kudo I. Recent advances in molecular biology and physiology of theprostaglandin E2 -biosynthetic pathway // Progr. Lipid Res. 2004. Vol. 43. P. 34 35.

236. Murakami Y., Tsuyama M., Kobayashi Y., Kodama H., Iba K. Trienoic fatty acids and plant tolerance of high temperature // Science. 2000. Vol. 287. P. 435-437.

237. Muralidhar P., Kumar M.M., Krishna N., Rao C.B., Rao D.V. New sphingolipids and a sterol from a Lobophytum species of the Indian Ocean // Chem. Pharm. Bull. 2005. Vol.53, № 2. P.168—171.

238. Murata N., Siegenthaler P-A. Lipids in Photosynthesis: An Overview. In: Lipids in Photosynthesis: Structure, Function and Genetics (Eds. Sigenthaler P-A., Murata N.) //

239. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers. 1998. P. 1-16.

240. Nagan N., Zoeller, R.A. Plasmalogens: biosynthesis and functions // Prog. Lipid Res. 2001. Vol. 40. P. 199-229.

241. Nagasato C., Motomura Т., Ichimura T. Kariogamy block by heat stress in the fertilization of brown algae // J. Phycol. 1999. Vol. 35. P. 1246-1252,

242. Nakagawa Y., Sugioka S., Kaneko Y., Harashima S. 02R? a novel regulatory element mediating Roxlp-independent 02 and unsaturated fatty acid repression of OLE1 in Saccharomyces cerevisiae II J. Bacterid. 2001. Vol. 183. P. 745-751.

243. Neill S.J., Desikan R., Clarke A., Hurst R.D., Hancock J.N. Hydrogen peroxide and nitric oxide as signaling molecules in plants // J. Exp.Bot. 2002. Vol.53, № 372. P.1237-1247.

244. Niebylski C.D., Salem J. N. A calorimetric investigation of a series of mixed-chain polyunsaturated phosphatidylcholines: effects of sn-2 chain length and degree ofunsaturation. // Biophys. J. 1994. Vol. 67. P. 2387-2393.

245. Nishihara M., Yokota K., Kito M. Lipid molecular species composition of thylakoid membranes //Biochim. Biophys Acta. 1980. Vol. 617. P. 12-19.

246. Nollert P., Qiu H., Gaffrey M., Rosenbusch J.P., Landau E.M. Molecular mechanisms for the crystallization ofbacteriorhodopsin in lipidic cubic phases // FEBS Letters. 2001. Vol.504. P. 179-186.

247. Nuhn P., Brezesinsky G., Dobner В., Forster G., Gutheil M., Dofler H.D. Synthesis, calorimetry and x-ray diffraction of lecitins containing branched fatty acid chains // Chem. Phys. Lipid. 1986. Vol.86. P.221-236.

248. Nussberger S., Dorr K., Wang D.N., Kiihlbrandt W. Lipid-protein interactions in crystals of plant light-harvesting complex // J Mol Biol. 1993. V. 234. P. 347-356.

249. Oda K., Matsuda H., Murakami Т., Katayama S., Ohgitani Т., Yoshikawa M. Relationship between adjuvant activity and amphipathic structure of soyasaponins // Vaccine. 2003. Vol.21. P. 2145-2151.

250. Odintsova NA, Khomenko AV. Primary cell culture from embryos of the Japanese scallop Mizuchopecten yessoensis (Bivalvia) // Cytotechnol. 1991. Vol. 6. P. 49-54.

251. Odintsova N.A., Ageenko N.V., Kiselev K.V., Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Analysis of marine hydrobiont lipid extracts as possible cryoprotective agents. // International Journal of Refrigeration. 2006. Vol. 29, № 3. P.387-395.

252. Padron D., Bizeau M.E., Hazel J.R. Is fluid-phase endocytosis conserved in hepatocytes of species acclimated and adapted to different temperatures? // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Сотр. Physiol. 2000. Vol. 278, № 2. P.R529-R536.

253. Paiement J., Lavoie C., Gavino G.R., Gavino V.C. Modulation of GTP-dependent fusion by linoleic and arachidonic acids in derivatives of rough endoplasmic reticulum from rat liver// Biochim. Biophys. Acta. 1994. Vol. 1190. P. 199-212.

254. Paladino S., Sarnataro D., Zurzolo C. Detergent-resistant membrane microdomains and apical sorting of GPI-anchored proteins in polarized epithelial cells // Int. J. Med. Microbiol. 2002. Vol. 291. P. 439-445.

255. Paratcha G., Ibanez C.F. Lipid rafts and the control of neurotrophic factor signaling in the nervous system: variations on theme // Curr. Oppin. Neurobiol. 2002. Vol. 12. P. 542-549.

256. Pelkmans L., Helenius A. Endocytosis via caveolae // Traffic. 2002. Vol. 3. P. 311320.

257. Pierce S.K. Lipid rafts and B-cell activation // Nat. Rev. Immunol. 2002. Vol. 2. P. 96105.

258. Phillips M. C. Cholesterol packing, crystallization and exchange properties in phosphatidylcholine vesicle systems // Hepatology. 1990. Vol. 12. P. 75S-82S.

259. Polozova A., Litman B. J. Cholesterol dependent recruitment of di22:6-PC by a G protein-coupled receptor into lateral domains // Biophys. J. 2000. Vol. 79. P. 2632-2643.

260. Pohnert G., Boland W. The oxilipin chemistry of attraction and defense in brown algae and diatoms // Natl. Prod. Rep. 2002. Vol. 19. P. 108-122.

261. Pohnert G., Adolph S., Wichard T. Short synthesis of labeled and unlabeled 6Z,9Z,12Z,15-hexadecatetraenoic acid as metabolic probes for biosynthetic studies on diatoms // Chem. Phys.Lipid. 2004. Vol. 131. P.159-166.

262. Porta H., Rocha-Sosa M. Plant lipoxygenases. Physiological and molecular features // Plant Physiol. 2002. Vol. 130. P. 15-21.

263. Pralle A., Keller P., Florin E.-L., Simons K., Holber J.K.H. Sphingolipid-chokesterol rafts diffuse as small entities in the plasma membranes of mammalian cells // J. Cell. Biol. 2000. Vol. 148. P. 997-1007.

264. Proteau P.J., Gerwick W.H. Divinyl ethers and hydroxy fatty acids from three species of Laminaria (brown algae) // Lipids. 1993. Vol. 28, № 9. P.783-787.

265. Pruitt N.L. Membrane lipid composition and overwintering strategy in thermally acclimated crayfish // Am. J. Physiol. 1988. Vol. 254, № 6. R870-R876.

266. Pruitt N.L. Adaptations to temperature in the cellular membranes of crustacea: membrane structure and metabolism// J.Thermal. Biol. 1990. Vol.15, № 1. P. 1-8.

267. Quinn P. J., Williams W.P. The structural role of lipids in photosynthetic membranes // Biochim. Biophys. Acta, 1983. Vol. 737. P. 223-266.

268. Quoc K.P., Dubacq J.-P. Effect of growth temperature on the biosynthesis of eukaryotic lipid molecular species by the cyanobacterium Spirulina platensis II Biochim. Biophys. Acta. 1997. Vol. 1346. P. 237-246.

269. Radwan S.S. Coupling of two-dimentsional thin-layer chromatography with gas chromatography for quantitative analysis of lipid classes and their constituent fatty acids //J. Chromatogr. Sci. 1978. Vol.16. P. 538-542.

270. Ramanathan S., Detwiler P.B., Sengupta A.M., Shraiman B.I. G-protein-coupled enzyme cascades have intrinsic properties that improve signal localization and fidelity // Biophys. J. 2005. Vol. 88, № 5. P.3063-3071.

271. Raudenkolb S., Hiibner W., Rettig W., Wartewig S., Neubert R.H.H. Polymorphism of ceramide 3. Part 1: an investigation focused on the head group of N-octadecanoylphytosphingosine // Chem. Phys. Lipids. 2003. Vol. 123. P. 9-17.

272. Raven J.A., Johnston A.M., Kiibler J.E., Korb R., Mcinroy S.G., Handley L.L., Scrimgeour C.M., Walker D.I., Beardall J., Clayton M.N., Vanderklift M., Fredriksen S., Dunton K.H. Seaweeds in Cold Seas: Evolution and Carbon Acquisition // Annals of

273. Botany. 2002. Vol. 90. P.525-536.

274. Shaikh R.S., Dumaual A.C, LoCassio D., Siddiqui R.A., Stillwell W. Acyl chain unsaturation in PEs modulates phase separation from lipid raft molecules // Biochem. Biophys Res. Commun. 2003. Vol. 311, № 3. P. 793-796.

275. Sharkey T.D. Perspectives: plant biology. Some like it hot // Science. 2000. Vol. 287, № 5452. P.435-437.

276. Raggers R. J., Pomorski Т., Holthuis J.C.M., Kalin N., van Meer G. Lipid traffic: the ABC of transbilayer movement // Traffic. 2000. Vol. 1. P. 226-234.

277. Rezanka Т., Dembitsky V.M. Tetratriacontanonaenoic acid, first natural acid with ninedouble bonds isolated from a crustacean Bathynella natans И Tetrahedron. 2004. Vol.60. P. 4261-4264.

278. Reynaud D., Pace-Asciak C.R. Docosahexaenoic acid causes accumulation of free arachidonic acid in rat gland and hippocampus to form hipoxilins from both substrates // Biochim. Biophys. Acta. 1997. Vol. 1346. P. 305-316.

279. Rietveld A.G., Chupin V.V., Koorengevel M., Wienk H.L.J., Dowhan W., de Kruijff B. Regulation of lipid polymorphism is essential for the viability ofphosphatidyethanolamine-deficient Escherichia coli cells // J. Biol.Chem. 1994.

280. Vol.269, № 46. P.28670-28675.

281. Rietveld A., van Kemenade T.J.J.M., Hak Т., Verkleij A.J., de Kruijff B. The effect of cytochrome с oxidase on lipid polymorphism of model membranes containing cardiolipin // Eur. J. Biochem. 1987. Vol. 164. P. 137-140.

282. Rigaud J.-L. Membrane proteins: functional and structural studies using reconstituted proteoliposomes and 2-D crystals // Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 2002. Vol. 35. P. 753-766.

283. Riske K. A., Fernandez R. M., Nascimento O. R., Bales B. L., Lamy-Freund M. T. Ъ DMPG gel-fluid thermal transition monitored by a phospholipid spin-labeled at the acylchain end // Chemistry and Physics of Lipids. 2003. Vol. 124. P. 69-80.

284. Robertson J.C., Hazel J.R. Cholesterol content of trout plasma membranes varies with acclimation temperature // Am. J. Physiol. 1995. V. 269, № 5. P. R1113-R1119.

285. Rosahl S. Lipoxigenases in plans their role in development and stress response // Ztschr. Naturforsch. C. 1996. Vol. 51, № 3Л. P. 123-138.

286. Routaboul J.M., Fischer S.F., Browse J. Trienoic fatty acids are required to maintain chloroplast function at low temperatures // Plant Physiol. 2000. Vol. 124, № 4. P. 16971705.

287. Rowinski P., Korytkowska A., Bilewicz R. Diffusion of hydrophilic probes in bicontinuous lipidic cubic phase // Chem. Phys. Lipids. 2003. Vol. 124. P. 147-156.

288. Rozentsvet O.A., Dembitsky V.M., Saksonov S.V. Occurence ofdiacylglyceryltrimethylhomoserines and major phospholipids in some plants // Phytochemistry. 2000. Vol. 54. P. 401-407.

289. Ruiz-Arguello M.B., Veiga M.P., Arrondo J.L., Goni F.M., Alonso A. // Chem. Phys. Lipids . 2002. Vol.114. P. 11-20.

290. Sakaki Т., Satoh A., Tanaka K., Omasa K., Shimazaki K.-I. Lipids and fatty acids in guard-cell protoplasts from Vicia faba leaves I I Phytochemistry. 1995. Vol. 40, № 4. P. 1065-1070.

291. A) 327. Sakurai I., Hagio M., Gombos Z., Tyystjarvi Т., Paakkarinen V., Arc E.M., Wada H.

292. Requirement of phosphatidylglycerol for maintenance of photosynthetic machinery // Plant Physiol. 2003. Vol. 133. P. 1376-1384.

293. Samples B. L., Pool G. L., Lumb R. H. Polyunsaturated fatty acids enhance the heat induced stress response in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) leukocytes.Comp // Biochem. Physiol. B. Biochem. Mol. Biol. 1999. Vol. 123, № 4. P. 389-397.

294. Sandermann J.H. Regulation of membrane enzymes by lipids // Biochim. Biophys Acta. 1978. V. 515, №1. P.209-237.

295. Sanderson, P.W., Williams, W.P. Low-temperature phase behaviour of the major ^ plant leaf lipid monogalactosyldiacylglycerol // Biochim. Biophys. Acta. 1992. Vol.1107, №1. P. 77-85.

296. Sang Y., Cui D., Wang X. Phospholipase D and phosphatidic acid-mediated generation of superoxide in Arabidopsis // Plant Physiol. 2001. Vol.126, № 4. P.1449-1458.

297. Sato N., Hagio M., Wada H., Tsuzuki M. Environmental effects on acidic lipids ofthylakoid membranes // Biochem. Soc. Trans. 2000. Vol. 28, № 6. P.912-914.

298. Sato Т.К., Overduin M., Emr S.D. Location, location, location: membrane targeting directed by PX domains // Science. 2001. Vol. 294. P. 1881-1885.

299. Scherer P.G., Seeling J. Structure and dynamics of the phosphatidylcholine and the phosphatidylethanolamine head group in L-M fibroblasts as studied by deuterium nuclear magnetic resonance // The EMBO Journal. 1987. Vol. 6. P. 2915-2922.

300. Seddon J.M., Templer R.H. Polymorphism of lipid-water system. In: Structure and Dynamics of Membranes (Eds. Lipowski R., Sackmann E.) // Elsevier. 1995. P.97-161.

301. Shao L., Копка V., Leblanc R. M. Surface Chemistry Studies of Photosystem II. Journal of Colloid and Interface // Science. 1999. Vol. 215. P. 92-98.

302. Schaller H. New aspects of sterol biosynthesis in growth and development of higher plants // Plant Physiol. Biochem. 2004. Vol. 42, № 6. P. 465-76.

303. Schroader F. Regulation of aminophospholipid asymmetry in murine fibroblast plasma membranes by choline and ethanolamine analogs // Biochim. Biophys. Acta. 1980. Vol. 599, N 1. P.254-270.

304. Siedow J.N. Plant lipoxygenase: structure and function // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant. Mol. Biol. 1991. Vol. 42. P. 145-188.

305. Sillerud L.O., Schafer D.E., Yu R.K., Konigsberg W.H. Calorimetric properties of mixtures of ganglioside GM1 and dipalmitoylphosphatidylcholine // J.Biol. Chem. 1979.

306. Ъ Vol. 254. P. 10876-10880.

307. Silvius J.R., McElhaney R.N. Effect of phospholipid acyl chain structure on thermotropic phase properties. 3. Phosphatidylcholines with (-)- and (±)-anteiso acyl chains // Chem. Phys. Lipids. 1980. Vol.26. P.67-77.

308. Simidjiev I., Barzda V., Mustardy L., Garab G. Role of thylakoid lipids in the structural flexibility of lamellar aggregates of the isolated light-harvesting chlorophyll a/b complex of photosystem II // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P. 4169^1173.

309. Simons K., Toomre D. Lipid rafts and signal transduction // Natl. Rev. 2000. Vol. 1. P. 31-39.

310. Sinensky M. Homeoviscous adaptation a homeostatic process that regulates the viscosity of membrane lipids in Esherichia coli II Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1974. Vol. 71, №2. P. 522-525.

311. Singer S.I. The molecular organization of membranes // Ann. Rev. Biochem. 1974. Vol. 43. P. 805-833.

312. Smart E.J., Graf G.A., McNiven M.A., Sessa W.C., Engelman J.A., Scherer P.E., Okamoto Т., Lisanti M.P. Caveolins, liquid-ordered domains, and signal transduction // Mol. Cell. Biol. 1999. Vol. 19. P. 7289-7304.

313. Smith K.L., Harwood J.L. Lipids and lipid metabolism in the brown alga, Fucus serratus II Biochem. Soc. Trans. 1984. Vol. 11. P. 394-395.

314. Smith A.D., Stubbs C.D. Modulation of membrane protein functions by bilayer lipids • // Cardiol. 82 Suppl. 1987. Vol. 1. P. 93-97.

315. Sperling P., Heinz E. Plant sphingolipids: structural diversity, biosynthesis, first genes and functions // Biochim. Biophys. Acta. 2003. Vol.1632. P.l-15.

316. Spirada P.K., Maulik P.R., Hamilton J.FA., Shipley G.G. Partial synthesis and properties of a series of N-acyl sphingomyelins // J. Lipid Res. 1987. Vol. 28, № 6. P. 710-718.

317. Sprecher H. Metabolism of highly unsaturated n-3 and n-6 fatty acids // Biochim. Biophys. Acta. 2003. Vol.1486. P.219-231.

318. Stubbs C.D., Smith A.D. Modification of mammalian membrane polyunsaturated fatty acid composition in relation to membrane fluidity and function // Biochim. Biophys. Acta. 1984. Vol.779, № 1. P.89-137.

319. Stubbs C.D. Membrane fluidity: Structure and dynamics of membrane lipids // Assays in Biochemistry. 1983. Vol. 19. P. 1-39.

320. Starling A. P., Dalton K. A., East J. M., Oliver S., Lee A. G. Effects of phosphatidylethanolamines on the activity of the Ca(2+)-ATPase of sarcoplasmic reticulum // Biochem. J. 1996. Vol. 320, Pt. 1. P. 309-314.

321. Stillwell W., Wassail S.R. Docosahexaenoic acid: membrane properties of a unique fatty acid // Chem. Phys. Lipids. 2003. Vol. 126. P.l-27.

322. Stratmann K., Boland W., Muller D.G. Biosynthesis of pheromones in female gametes of marine brown algae (Phaeophyceae //Tetrahedron. 1993. Vol. 49, № 18. P. 37553766.

323. Suzuki I., Los D.A., Kanesaki Y., Mikami K., Murata N. The pathway for perception and transduction of low-temperature signals in Synechosystis II The EMBO Journal. 2000. Vol. 19, № 6. P. 2327-2334.

324. Suzuki T. Lipid rafts at postsynaptic sites: distribution, function and linkage to postsynaptic density // Neurosci. Res. 2002. Vol. 44. P. 1-9.

325. Svetashev V.I., Vaskovsky V.E. A simplified technique for thin-layer microchromatography of lipids // J. Chromatogr. 1972. V. 67, № 2. P.376-378.

326. Svetashev V.I., Vaskovsky V.E. A simplified technique for thin-layer microchromatography of lipids // J. Chromatogr. 1972. V. 67, № 2. P.376-378.

327. Takeuchi T.S., Thornber J.P. Heat-Induced alterations in thylakoid membrane protein composition in barley // Aust. J. Plant Physiol. 1994. Vol. 21, № 6. P. 759-770.

328. Tanaka Т., Ikita K., Ashida Т., Motoyama Y., Yamaguchi Y., Satouchi K. Effects of growth temperature on the fatty acid composition of the free-living nematode Caenorhabditis elegans II Lipids. 1996. Vol. 31. P. 1173-1178.

329. Taraschi T.F., de Kruijff В., Verkleij A., Van Echteld C.J. Effect glycophorin on lipid polymorphism// Biochim. Biophys. Acta. 1982. Vol. 685, № 2. P. 153-161.

330. Targeted mutagenesis of acyl-lipid desaturases in Synechocystis: evidence for important roles of polyunsaturated membrane lipids in growth, respiration and photosynthesis // EMBO J. 1996. Vol.15. P. 6416-6425.

331. Tatsuzawa H., Takizawa E. Changes in lipid and fatty acid composition of Pavlova lutheri II Phytochemistry. 1995. V. 40, № 2. P. 397-400.

332. Tenchov B.G. Nonuniform lipid distribution in membranes // Prog. Surface Sci. 1985. Vol. 20, № 4. P. 273-340.

333. Tiku P.E., Gracey A.Y., Macartney A.I., Beynon R.J., Cossins A.R. Cold-inducedexpression of delta-9-desaturase in carp by transcriptional and posttranscriptional mechanisms // Science. 1996. Vol. 271. P. 815-818.

334. Thompson Jr., G. A. Lipids and membrane function in green algae // Biochim. Biophys. Acta. 1996. Vol. 1302. P. 17-45.

335. Turner J.G., Ellis C., Devoto A. The jasmonate signal pathway // The Plant Cell, Supplement. 2002. S153-S164.

336. Uemura M., Steponkus P. L. Effect of cold acclimation on the lipid composition of the inner and outer membrane of the chloroplast envelope isolated from rye leaves // Plant. Physiol. 1997. Vol. 114. P.1493-1500.

337. Van Gent C.M., Roseleur O.J., Van der Bijl P. Detection of cerebrosides on thin-layer chromatogramms with an anthrone spray reagent // J. Chromatogr. 1973. Vol. 85, № 1. P. 174-176.

338. Vaskovsky V.E., Terekhova T.A. HPTLC of phospholipids mixtures containing phosphatidylglycerol //J. High Resol. Chromatogr. 1979. Vol.2. P. 671-672.

339. Vaskovsky V.E., Kostetsky E. Y., Vasendin I.M. Universal reagent for phospholipid analysis // J. Chromatogr., 1975. Vol.114, № 1. P. 129-141.

340. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S.V. HPTLC of polar lipids of algae and other plants // J. Chromatogr. 1982. Vol. 5. P. 635-636.

341. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S.V., Xia В., Hefang L. Polar lipids and fatty acids of some marine macrophytes from the yellow sea // Phytochemistry. 1996. Vol. 42, № 5. P. 1347-1356.

342. Vick B. A., Zimmerman D. C. The biosynthesis of jasmonic acid: a physiological role for plant lipoxygenase // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1983. Vol. Ill, № 2. P. 470-477.

343. Vidal M., Hoekstra D. In vitro fusion of reticulocyte endocytic vesicles with liposomes //J. Biol. Chem. 1997. Vol. 270, № 30. P. 17823-17829.

344. Vigh I., Maresca В., Harwood J.L. Does the membrane's physical state control the expression of heat shock and other genes? // Trends Biochem. Sci. 1998. Vol. 23. P.369-374.

345. Verkley A.J. Lipidic intramembranous particles // Biochim. Biophys. Acta. 1984. Vol. 779,№ l.P. 43-63.

346. Wagner H., Horhammer L., Wolf P. Dunnschicht chromatographie von phosphatiden and glicolypiden // Biochem. Z. 1961. Vol. 334, № 1. P. 175-184.

347. Wallrecht E.E., Babin P.J. Thermal adaptation affects the fatty acid composition of plasma phospholipids in trout // Lipids. 1994. Vol. 29. P. 373-376.

348. Waninge R., Nylander Т., Paulsson V., Bergenstahl B. Phase equilibria of model milk membrane lipid systems // Chem. Physics Lipids. 2003. Vol. 125. P. 59-68.

349. Wang X. Multiple forms of phospholipase D in plants: the gene family, catalytic and regulatory properties and cellular functions // Prog. Lipid Res. 2000. Vol.39. P. 109 -149.

350. Watson P.F. Effects of Low Temperatures on Biological Membranes (Eds. Morris G.J., Clarke A.) // London: Academic Press. 1981. p. 189-218.

351. Watterson K., Sankala H., Milstien S., Spiegel S. Pleiotropic actions of sphingosine-1-phosphate // Prog. Lipid Res. 2003. Vol. 42, № 4. P. 344-57.

352. Webb Y., Hermida-Matsumoto L., Resh M.D. Inhibition of protein palmitoilation, raft localization and T-cell signaling by 2-bromopalmitate and polyunsaturated fatty acids // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275. P. 261-270.

353. Welti R., Wang X. Lipid species profiling: a high-throughput approach to identify lipid compositional changes and determine the function of genes involved in lipid metabolism and signaling // Curr. Opin. Plant Biol. 2004. Vol. 7. P. 337-344.

354. Williams W. P. Cold-induced lipid phase transitions // Philos. Trans. R. Soc. Lond. В Biol. Sci. 1990. Vol. 326, № 1237. P. 555-570.

355. Williams E.E., Hazel J.R. The role of docosahexaenoic-acid containing molecular species in the thermal adaptation of biological membranes. In: Essential Fatty Acids and Eicosanoids (Eds. Sinclair A., Gibson R.). 1992. P. 128-132.

356. Williams W.P., Sanderson P.W., Cunningham B.A., Wolfe D.H., Lis L.J. // Biochim

357. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1148. P. 285-290.

358. Williams J. P., Khan M. U., Wong D. Fatty acid desaturation in monogalactosyldiacylglycerol of Brussica napus leaves during low temperature acclimation // Physiologia Plantarum. 1996a. Vol. 96. P. 258-262.

359. Williams W.P., Cunningham B.A., Wolfe D.H., Derbyshire G. E., Mant G.R., Bras W. A combined SAXS/WAXS investigation of the phase behaviour of di-polyenoic membrane lipids // Biochim. Biophys. Acta. 1996b. Vol. 1284. P. 86-96.

360. Williamson P., Schlegel R.A. Transbilayer phospholipid movement and the clearance of apoptotic cells // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1585, N 2-3.P. 53-63.

361. Wu S.H.W., McConnell H.M. Phase separation in phospholipid membranes // Biochemistry. 1975. Vol. 14, № 4. P.847-854.

362. Wu W.-G., Chi L.-M., Yang T.-S., Fang S.-Y. Freezing of phosphocholine headgroupin fully hydrated sphingomyelin bilayers and its effect on the dynamic of nonfreazable water at subzero temperature // J.Biol. Chem. 1991. Vol.266, № 21. P. 13602-13606.

363. Wu B. J., Else P. L., Storlien L. H., Hulbert A. J. Molecular activity of Na + /К + -ATPase from different sources is related to the packing of membrane lipids // The J. Exp.Biol. 2001. Vol. 204. P. 4271-4280.

364. Wu J., Long L., Song Y. Zhang Z., Li Q., Huang J., Xiao Z. A new unsaturated glycoglycerolipid from a cultured marine dinoflagellate Amphidinium carterae //Chem. Pharm. Bull. 2005. Vol. 53, № 3. P. 330-332.

365. Whiteley N.M., Robertson R.F., Meagor J., El Haj A.J., Taylor E.W. Protein synthesisand specific dynamic action in crustaceans: effects of temperature // Сотр. Biochem. Physiol. Part A. 2001. Vol. 128. P. 595-606.

366. Xavier R., Brennan T.L.Q., McCormack C., Seed B. Membrane compartmentalization is required for efficient Y cell activation // Immunity. 1998. Vol. 8. P. 723-732.

367. Xu Y., Siegenthaler P-A. Phsphatidylglycerol molecular species of photosynthetic membranes analyzed by high-performance liquid chromatography: theoretical considerations // Lipids. 1996. Vol. 31. P. 223-229.

368. Yu В., Xu C., Benning C. Arabidopsis disrupted in SQD2 encoding sulfolipid synthase is impaired in phosphate-limited growth // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. Vol. 99. P.4 5732-5737.

369. Yu В., Benning C. Anionic lipids are required for chloroplast structure and function of Arabidopsis // The Plant Journal. 2003. Vol. 36. P. 762-770.

370. Zajchowski L.D., Robbins S.M. Lipid rafts and little caves. Compartmentalized i signaling in membrane microdomains // Eur. J. Biochem. 2002. Vol. 269. P. 737-752.

371. Zehmer J.K., Hazel J. R. Plasma membrane rafts of rainbow trout are subject to thermal acclimation //J. Exp. Biol. 2003. Vol. 206. P. 1657-1667.

372. Zoeller R.A., Lake A.C., Nagan N., Gaposchkin D.P., Legner M.A., Lieberthal W. Plasmalogens as endogenous antioxidants: somatic cell mutants reveal the importance of the vinyl ether // Biochem. J. 1999. Vol. 338. P. 769 776.

373. Zhu C.J., Lee Y.K., Chao T.M. Effects of temperature and growth phase on lipid and biochemical composition of Isochrysis galbana TK1 // J. Appl. Phycology. 1997. Vol. 9. P. 451-457.

Информация о работе

Санина, Нина Михайловна
доктора биологических наук
Владивосток, 2006
ВАК 03.00.04

Диссертация

Мембранообразующие липиды. Физико-химические основы термоадаптации морских беспозвоночных и макрофитов - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы