Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Реакции цикла зрительного пигмента в палочках у представителей амфибий и млекопитающих

ВАК РФ 03.03.01, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Реакции цикла зрительного пигмента в палочках у представителей амфибий и млекопитающих"



Кореняк Дарья Александровна

РЕАКЦИИ ЦИКЛА ЗРИТЕЛЬНОГО ПИГМЕНТА В ПАЛОЧКАХ У ПРЕДСТАВИТЕЛЕЙ АМФИБИЙ И МЛЕКОПИТАЮЩИХ

03.03.01 - физиология

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

2 О ЯКЗ ¿011

Санкт-Петербург 2010

004619277

Работа выполнена в лаборатории эволюции органов чувств (заведующий - доктор биологических наук В.И. Говардовский) Учреждения Российской академии наук Института эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН (Санкт-Петербург).

Научный руководитель:

доктор биологических наук В.И. Говардовский

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Е.В. Розенгарт кандидат биологических наук Т.Б. Фельдман

Ведущее учреждение:

Учреждение Российской академии наук Институт проблем передачи информации им. A.A. Харкевича РАН (Москва)

Защита состоится «уУ » Зи&^А зУ*на заседании диссертационного

совета Д 002.127.01 при Учреждении Российской академии наук Институте эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН, по адресу: 194223 Санкт-Петербург, пр. М. Тореза, д. 44, конференц-зал.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения Российской академии наук Института эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН.

Автореферат разослан «¿PS » ¿¿>¿¿2

Ученый секретарь диссертационного совета доктор биологических наук, профессор

Марина Николаевна Маслова

Общая характеристика работы

Актуальность проблемы

Процессы восприятия света начинаются с возбуждения фоторецепторов сетчатки - палочек и колбочек. В наружных сегментах этих клеток находятся зрительные пигменты, фотоактивация которых запускает сигнальный каскад. Зрительные пигменты принадлежат к большому семейству рецепторов, передающих сигнал через ГТФ-связывающие белки (обзоры: Costanzi et al., 2009; Rosenbaum et al., 2009). Рецепторы этого семейства играют ключевую роль в механизмах трансдукции в процессах сенсорной, гормональной и синаптической рецепции. Наиболее изученным представителем этого семейства является зрительный пигмент палочек -родопсин.

Поглощение кванта света молекулой родопсина вызывает изомеризацию ее хромофорной группы 11-г/г/с-ретиналя в транс-форму (Hubbard & Kropf, 1958; Wald, 1968). Фото изомеризация хромофора инициирует серию конформационных изменений в белковой части молекулы (опсине), приводящих к образованию каталитически активной формы пигмента (метародопсина II), которая запускает каскад фототрансдукции (Bennett et al., 1982; Emeis et al., 1982; Liebman et al., 1987; Knowles & Pepe, 1988). Дальнейшие процессы приводят к разрыву ковалентной связи транс-ретиналя с опсином и освобождению ретиналя из хромофорного центра, т.е. происходит фотолиз пигмента.

Для восстановления способности родопсина сигнализировать о получении следующего кванта света необходима обратная конверсия транс-ретиналя в 11-г/нс-ретиналь; последний затем рекомбинирует с опсином, регенерируя родопсин. Превращение транс-ретиналя в 11 -цис хромофор происходит в результате цепочки биохимических реакций - зрительного цикла. Реакции зрительного цикла палочек протекают частично в самих фоторецепторах, а частично - в клетках пигментного эпителия сетчатки

глаза, куда хромофор переносится после фотолиза (обзоры: Шуколюков, 1999; Говардовский и др., 2004; Lamb & Pugh, 2004).

Таким образом, распад долгоживущих продуктов фотолиза (метародопсинов) необходим для того, чтобы освободить хромофорный сайт на опсине и сделать его доступным для связывания новой молекулы 11 -цис-ретиналя. Кроме того, освободившийся /и/аднс-ретиналь служит субстратом для последующих стадий зрительного цикла, в ходе которых синтезируется «темновой» хромофор (11-г/ис-ретиналь). Поэтому процессы фотолиза, происходящие в наружном сегменте фоторецептора, являются одной из ключевых стадий зрительного цикла.

Кроме биохимического пути через пигментный эпителий, восстановление «темнового» родопсина могло бы происходить непосредственно в палочках сетчатки посредством фоторегенерации, как это делается у некоторых беспозвоночных (обзор: Шуколюков, 1999). Фоторегенерация вызывается обратной транс-цис изомеризацией хромофора в молекуле метародопсина при поглощении кванта света.

Врожденные или возрастные дефекты зрительного цикла препятствуют регенерации родопсина и нарушают процесс восстановления чувствительности фоторецепторов при переходе от высоких освещенностей к низким (темновую адаптацию), что приводит к развитию различных патологических состояний, вплоть до потери зрения (обзоры: Saari, 2000; Baehr et al., 2003; Kuksa et al, 2003; Thompson & Gal, 2003; Lamb & Pugh, 2004; Travis et al., 2007; Mustafi et al., 2009). По этой причине процессы фотолиза и регенерации родопсина привлекают в последнее время пристальное внимание исследователей. Однако большинство работ по изучению зрительного цикла выполнено в условиях in vitro на суспензии фоторецепторных мембран и экстрактах белков цикла. Очевидно, что такой подход не позволяет охарактеризовать реальную ситуацию в интактных фоторецепторах. Это диктует необходимость изучения процессов фотолиза и регенерации зрительных пигментов в условиях in vivo.

Цель работы состояла в изучении реакции зрительного цикла и возможности фоторегенерации родопсина в интактных палочках амфибий и млекопитающих в условиях, приближенных к физиологическим.

Задачи работы

1. Исследовать состав продуктов фотолиза родопсина и кинетику их взаимопревращений в интактных палочках амфибий (лягушка) и млекопитающих (крыса) при температурах, физиологических для каждого животного, и сопоставить полученные результаты с имеющимися в литературе физиологическими данными по темновой адаптации.

2. Провести сравнительное исследование влияния температуры на кинетику переходов между долгоживущими продуктами в интактных палочках амфибий (лягушка) и млекопитающих (крыса) и оценить, насколько результаты экспериментов in vitro соответствуют ситуации in vivo.

3. Исследовать латеральную (поступательную) диффузию молекул родопсина в фоторецепторной мембране и поведение долгоживущих продуктов фотолиза в ходе зрительного цикла в интактных палочках амфибий (лягушка, саламандра).

4. Оценить эффективность фоторегенерации родопсина в интактных палочках амфибий (лягушка) и млекопитающих (крыса) и возможный вклад этого процесса в восстановление «темнового» пигмента.

Научная новизна результатов исследования

В данной работе впервые проведено сравнительное исследование реакций зрительного цикла в интактных палочках амфибий и млекопитающих в условиях, приближенных к физиологическим. Это позволило сопоставить ход процессов фотолиза родопсина в интактных клетках с результатами, полученными в экспериментах в условиях in vitro, а также оценить роль медленных стадий фотолиза в процессе темновой адаптации. Было показано, что процессы фотолиза протекают по-разному в

интактной клетке и в детергентном экстракте родопсина. Сопоставление полученных результатов с физиологическими данными по темновой адаптации показало, что кинетика медленных стадий фотолиза является одним из основных факторов, определяющих скорость зрительного цикла и восстановление чувствительности палочек после освещения.

Исследование латеральной диффузии пигментов в фоторецепторной мембране интактных палочек позволило охарактеризовать поведение продуктов фотолиза родопсина в ходе зрительного цикла, что важно для понимания работы цикла.

Кроме того, в работе впервые представлены результаты по фоторегенерации родопсина из метародопсина II в интактных палочках. Полученные данные позволяют говорить о существовании альтернативного механизма восстановления «темпового» родопсина, который может проявлять себя в экспериментальных условиях освещения.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Качественно сходный ход процессов фотолиза родопсина в интактных палочках лягушки и крысы сопровождается отличиями в кинетике взаимопревращений долгоживущих продуктов.

2. Процессы фотолиза родопсина лягушки и крысы ускоряются с повышением температуры, однако в палочках крысы они протекают медленнее, чем у лягушки, даже при соответствующих физиологических температурах (17 - 25 °С для лягушки и 37 °С для крысы).

3. Кинетика процессов фотолиза в интактных палочках лягушки и крысы является одним из факторов, определяющих скорость зрительного цикла и темновую адаптацию палочек у этих животных.

4. Поведение долгоживущих продуктов фотолиза противоречит популярной сейчас «туннельной гипотезе», согласно которой диссоциация ретиноидов от опсина возможна только при поступлении в наружный сегмент фоторецептора 11-г/г/с-ретиналя и регенерации «темнового» родопсина.

5. Фоторегенерация родопсина из метародопсина II может быть альтернативой биохимическому зрительному циклу и вносить вклад в восстановление «темпового» родопсина, но, главным образом, в экспериментальных условиях освещения.

Теоретическая и практическая значимость работы

Проведенное исследование позволило установить ход процессов фотолиза в интактных палочках сетчатки при физиологической температуре; охарактеризовать поведение долгоживущих продуктов фотолиза родопсина; оценить эффективность фоторегенерации родопсина в условиях, приближенных к физиологическим.

В целом, получеЕшые результаты важны для полного понимания молекулярных механизмов темновой адаптации, функционирующих в нормальных условиях и при различных патологических состояниях.

Апробация работы

Основные материалы диссертации были доложены и обсуждены на следующих научных конференциях:

- VII Международном симпозиуме «Visionarium» (Твярминне, Финляндия, 2008);

- VIII Международном симпозиуме «Visionarium» (Твярминне, Финляндия,

2009);

- IX Международном симпозиуме «Visionarium» (Твярмшше, Финляндия,

2010).

Публикации результатов исследования

По материалам диссертации опубликовано 7 печатных работ (5 тезисов докладов и 2 статьи в рецензируемых журналах).

Структура и объем диссертации

Диссертация изложена на 154 страницах и состоит из введения, четырех глав (обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов и обсуждения результатов), выводов и списка литературы (включает 244 источника). Диссертация иллюстрирована 48 рисунками и 3 таблицами.

Содержание работы

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Исследования проводились на палочках сетчаток травяных лягушек (Rana temporaria), мексиканских саламандр (Ambystoma mexicanum) и белых крыс линии Wistar. Животных адаптировали к темноте в течение 12 часов перед началом эксперимента. Умерщвление животных проводили при тусклом красном свете; последующие манипуляции по извлечению сетчатки из глаза - под контролем инфракрасной телевизионной системы.

Выделенную сетчатку помещали в физиологический солевой раствор, состав которого зависел от вида животного. Базовый раствор для амфибий (лягушек и саламандр) содержал: NaCl (110 мМ); КС1 (2.5 мМ); MgS04 х 7Н20 (1 мМ); СаС12 (1 мМ); ЭДТА (20 мкМ); глюкозу (10 мМ); Na-HEPES рН 7.5 (10 мМ). При приготовлении раствора Рингера с рН 6.0 вместо HEPES-буфера использовался натрий-фосфатный буфер (10 мМ). В состав раствора для крысы входили следующие вещества: NaCl (149 мМ); КС1 (3.6 мМ); MgCl2 (2.4 мМ); СаС12 (1.2 мМ); ЭДТА (20 мкМ); глюкоза (10 мМ); Na-HEPES рН 7.5(10мМ).

Измерения проводили как на «запечатанных» (герметизированных вторым покровным стеклом) препаратах, так и на образцах в проточной камере, при перфузии физиологическим раствором. Температура раствора и камеры могла регулироваться в диапазоне 17 - 40 °С и измерялась тонкой термопарой в непосредственной близости от исследуемого участка препарата.

Спектры поглощения зрительных пигментов регистрировали с помощью скоростного поляризационного микроспектрофотометра (Говардовский и Зуева, 2000). Измерения проводили на изолированных наружных сегментах палочек (НСП) и одиночных клетках (в случае амфибий) и на «щетке» палочек, расположенных на краю кусочка сетчатки (в случае крысы) при двух направлениях поляризации измерительного светового луча: перпендикулярно оси НСП (Т-поляризация) и вдоль оси НСП (L-поляризация). Это позволяло идентифицировать спектрально сходные продукты, отличающиеся ориентацией хромофорной группы в фоторецепторной мембране.

Первичную обработку экспериментальных данных производили при помощи компьютерной программы, написанной в лаборатории. Для решения систем дифференциальных и алгебраических уравнений использовали программу MathCad 2001/ Professional (MathSoft Engineering & Education, Inc., США).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ Влияние температуры на ход процессов фотолиза родопсина в интактных палочках лягушки и крысы

На рис. 1 представлены спектры поглощения, показывающие взаимопревращения продуктов при обесцвечивании родопсина в палочках лягушки (рис. 1а) и крысы (рис. 16) при температурах, физиологических для каждого животного.

Спектр поглощения темноадаптированных палочек, с максимумом поглощения около 500 нм (маркирован «темнота»), соответствует родопсину. Освещение 525-нм вспышкой приводит вначале к появлению равновесной смеси метародопсинов I и II: мета I соответствует плечо поглощения > 440 нм, мета II - пик поглощения при 380 нм (кривые 0 с на рис. 1а, б). В дальнейшем эта смесь частично превращается в метародопсин III

(уменьшение пика поглощения на 380 нм и возрастание поглощения в области 420 - 600 нм, кривые 50 с и 100 с на рис. 1а; кривые 30 с и 300 с на рис. 16). Последующие записи демонстрируют дальнейший распад смеси мета I и II и параллельное исчезновение образовавшегося мета III (кривые 300 с и 2700 с на рис. 1а; кривые 2100 и 2700 на рис. 16). Конечные продукты фотолиза в изолированных НСП лягушки представлены смесью свободного транс-ретиналя (пик поглощения при 380 нм) и продуктами его вторичного связывания с нехромофорными сайтами на опсине (плечо поглощения > 450 нм; кривая 2700 с на рис. 1а). В отличие от НСП лягушки, метаболически активные интактные палочки на краю кусочка сетчатки крысы быстро превращают /и/;аноретиналь в ретинол, о чем можно судить по появлению пика поглощения с максимумом < 340 нм (кривые 2100 с и 2700 с на рис. 16).

длина волн ы, нм длина волн ы, нм

Рис. 1. Спектральные изменения при фотолизе родопсина лягушки при 17 °С (а) и крысы при 37 °С (б), Т-поляризация (некоторые спектры не показаны, чтобы не загромождать рисунок). На рис. 1а представлены усредненные спектры (9 НСП). Стандартный физиологический раствор рН 7.5.

Такая же последовательность спектральных изменений наблюдается и при других исследуемых температурах. Однако качественно сходный ход процессов фотолиза сопровождается отличиями в кинетике образования и распада отдельных продуктов.

В ходе фотолиза образуется 5 продуктов: смесь мета I/II (смесь метародопсинов I и II можно считать одним продуктом, поскольку равновесие между ними устанавливается быстро, примерно за 1 мс), мета III, свободный ;иранс-ретиналь, продукты его вторичного связывания и ретинол. Некоторые из них имеют близкие максимумы спектров поглощения, например, мета II и транс-ретиналь (/.макс ® 380 нм); мета I, мета III и продукты вторичного связывания ретиналя (XM.dKC ~ 450 - 475 нм). Однако спектрально сходные продукты отличаются ориентацией хромофорной группы (в некоторых из них хромофор лежит почти строго в плоскости фоторецепторной мембраны, а в некоторых - перпендикулярно мембране). Поэтому измерения поглощения при двух направлениях поляризации (Т и L) позволяют различить эти продукты и затем рассчитать их концентрации.

Рис. 2. Временной ход концентраций метародопсинов (смеси мета I/II и мета III) в НСП лягушки при разных температурах. Стандартный физиологический раствор pH 7.5.

На рис. 2 показан временной ход изменения концентраций метародопсинов в НСП лягушки. Видно, что с повышением температуры процессы образования и распада метапродуктов ускоряются.

Общая кинетическая схема переходов между долгоживущими продуктами фотолиза показана на рис. 3.

быстрое

равновесие к\

Мета I < " МетаП < >Мета III

7/7янс-ретиналь + опсин

Рис. 3. Общая схема взаимопревращений долгоживущих продуктов фотолиза родопсина, по (Kolesnikov et al., 2003). Штриховой прямоугольник, заключающий /иранс-ретиналь и опсин, обозначает все продукты, образующиеся после гидролиза нативной связи в молекуле родопсина; к\ -константы скоростей реакций.

Константы скоростей реакций (к,) определяли, приближая временной ход концентраций мета II и мета III двумя экспонентами. Вычисленные значения констант скоростей реакций представлены в таблице 1.

Таблица 1

Константы скоростей переходов между долгоживущими продуктами фотолиза родопсина лягушки при разных температурах (средние значения ± ошибка среднего)

^ч^кон ста нты тем иерату ра\. ki кг кг *4

17 °с 10-10"3 2.8-10'3 1.110"3 1.1-10'3

25 °С (27.3 ± 1.2)Ю"3 (10.6 ± 1.5)-10"3 (5.2 ±2.4)10"3 (2.7 ± 1.3)10°

30 °с (41.3±2.9)-103 (20.3 ± 2.4)-10"3 (10.6 ± 0.9)-10'3 (3.8 ± 0.5)-10"3

37 °С (69.1 ± 3.5) 103 (95.7 ± 41.7)10"3 (9.7 ± 1.6)10"3 (22.7 ± 2.9)-10"3

Фотолиз родопсина в палочках крысы протекает значительно медленнее, чем у лягушки, и проследить распад метапродуктов до конца не удается из-за ограниченного времени жизни препарата. Это обстоятельство не позволяет строго рассчитать концентрации исследуемых продуктов и константы скоростей реакций кинетической схемы, представленной на рис. 3.

Однако временной ход концентраций основных продуктов фотолиза -мета II и мета III - можно охарактеризовать кривыми изменения поглощения в их соответствующих максимумах (для мета II - это 380 им, для мета III -475 нм). Таким способом мы сравнили кинетику фотолиза родопсина лягушки и крысы при различных температурах.

На рис. 4 показаны кривые временного хода поглощений метародопсинов в палочках лягушки и крысы при 17 °С и 37 °С. Видно, что процессы фотолиза в палочках крысы ускоряются с повышением температуры. Однако они протекают медленнее, чем у лягушки, даже при соответствующих физиологических температурах (37 °С для крысы, 17 °С для лягушки).

Рис. 4. Временной ход изменения Т-поглощения метародопсинов лягушки и крысы на 380 нм и 475 нм (длина волны указана на оси ординат) при 17 °С и 37 °С. Стандартный физиологический раствор рН 7.5.

Сопоставление полученных нами результатов с физиологическими данными из литературы показывает, что процессы фотолиза в интактных палочках лягушки и крысы соответствуют характерному времени темновой адаптации этих животных, и, следовательно, их скорость в значительной мере определяет работу зрительного цикла и регенерацию родопсина.

Сравнение результатов экспериментов на интактных палочках с данными, полученными другими исследователями in vitro, показало, что поведение продуктов и кинетика медленных стадий фотолиза в значительной степени зависят от условий экспериментов, и результаты, полученные in vitro, нельзя распространять на ситуацию in vivo.

Диффузия родопсина и продуктов его фотолиза в фоторецепторной мембране интактных палочек сетчатки амфибий

Для понимания работы зрительного цикла существенное значение имеет справедливость или ложность так называемой «туннельной» гипотезы (Heck et al., 2003; Schädel et al., 2003). Согласно этой гипотезе, молекула родопсина имеет три сайта связывания ретиналя - «входной», хромофорный и «выходной». После гидролиза нативной связи в молекуле пигмента транс-ретиналь переносится из хромофорного в «выходной» сайт, где он может превратиться в тярсшс-ретинол. Высвобождение ретиноидов из молекулы родопсина происходит только после связывания вновь синтезированной в зрительном цикле молекулы 11-г/г/с-ретиналя с «входным» сайтом на опсине. Если эта гипотеза верна, то доступность 11 -цис хромофора будет лимитировать не только рекомбинацию опсина с имеющимся хромофором, но и снабжение пигментного эпителия субстратом для изомеразной реакции.

С целью проверки этой гипотезы мы исследовали латеральную диффузию родопсина и продуктов его фотолиза в мембране НСП сетчатки амфибий. Измерения проводились при помощи узкого светового луча, пропускаемого поочередно через две стороны НСП. Таким способом мы

прослеживали изменение поглощения на определенной длине волны, либо регистрировали спектры поглощения продуктов.

На рис. 5а показаны спектры поглощения темноадаптированных НСП лягушки, записанные при двух положениях измерительного луча. Видно, что родопсин в палочках распределен симметрично. Освещение одной половины НСП короткой 525-нм вспышкой приводит вначале к появлению большой разности поглощений (рис. 56): на обесцвеченной стороне (кривая 2) пик поглощения «темпового» родопсина (>ч,11КС я 500 им) уменьшается, и появляется высокий пик метародопсина II (Х,макс « 380 нм); на необеспеченной стороне (кривая 1) спектральные изменения минимальны и обусловлены светорассеянием. Со временем разность поглощений уменьшается, демонстрируя диффузионный обмен родопсином и продуктами его обесцвечивания между двумя половииами НСП (рис. 5в).

Рис. 5. Т-спектры поглощения НСП лягушки при двух положениях измерительного луча: а - записи от темноадаптированного НСП, б -немедленно после вспышки, в - через 50 с после вспышки; спектры 1 относятся к неосвещенной половине, а кривые 2 - к обесцвеченной половине НСП. Раствор Рингера рН 6.3, 20 °С.

Однако в большинстве препаратов полное равновесие не достигается -часть «темпового» пигмента остается на неосвещенной стороне (кривая 1 на рис. 6), а часть фотопродуктов - на обесцвеченной (кривая 2 на рис. 6). Это свидетельствует о том, что транс-ретиналь, покинув хромофорный центр, остается связанным с опсином в другом сайте, что в принципе согласуется с «туннельной» гипотезой, хотя точное место связывания хромофора с опсином неизвестно.

Рис. 6. Т-спектры поглощения НСП саламандры через 11 мин. после 525-нм вспышки. Спектр 1 относится к неосвещенной половине, а кривая 2 - к обесцвеченной половине НСП. Раствор Рингера рН 6.3,20 °С.

С другой стороны, в метаболически активных палочках (на краю кусочка сетчатки) да/;с«/оретиналь превращается в ретинол, который равномерно распределяется в мембране. На это указывает совпадение амплитуд пиков поглощения ретинола (Х.макс < 340 нм) на двух сторонах НСП (рис. 7). При этом уравновешивание ретинола происходит в отсутствие в среде 11-г/ис-ретипаля. Следовательно, процессы высвобождения ретиноидов из молекулы пигмента и присоединение 11-г/ис-ретиналя к опсину протекают независимо, что находится в противоречии с «туннельной» гипотезой.

1

«0 400 450 £00 КО «50

длина волны, нм

Рис. 7. Т- и L-спектры поглощения, записанные от неосвещенной (кривая 1) и обесцвеченной (кривая 2) половин интактных палочек лягушки на 8 мин. после вспышки. Каждый спектр - среднее из записей от 3 клеток. Стандартный физиологический раствор pH 7.5, 20 °С.

Фотореакции метародопсина II в интактных палочках лягушки и крысы

Как было сказано, обратная изомеризация хромофора после обесцвечивания родопсина может происходить в результате поглощения светового кванта молекулой метародопсина. Фоторегенерация родопсина позвоночных была показана в условиях in vitro (Кронгауз и др., 1975; Matthews et al., 1963), однако оставалось неясным, насколько результаты этих исследований справедливы для интактных фоторецепторов.

Возможность реизомеризации хромофора обесцвеченной молекулы родопсина была продемонстрирована нами в экспериментах по фотоактивации метародопсина II в интактных палочках лягушки и крысы. На рис. 8 представлены спектры поглощения, показывающие ход фотоконверсии метародопсина II в НСП лягушки.

Освещение родопсина (спектр, маркированный «темнота») вспышкой видимого света (525 нм) приводит к образованию равновесной смеси метародопсинов I и II (пик поглощения при 380 нм соответствует мета II, плечо поглощения > 440 нм - мета I, кривая 1 на рис 8). Немедленная фотоактивация мета II вспышкой ультрафиолетового света (380 нм)

генерирует смесь стабильного продукта и продукта, распадающегося в темноте (кривая 2 на рис. 8). Последующие спектры поглощения демонстрируют распад нестабильного продукта (кривые 3 и 4 на рис. 8). Оставшийся термостабильный пигмент обесцвечивается 525-нм вспышкой (кривая 5 рис. 8).

Рис. 8. Изменение Т-спектров поглощения НСП лягушки в ходе обесцвечивания родопсина и фотоконверсии метародопсина II (некоторые промежуточные спектры не показаны). Стрелка «Т» показывает процесс теплового распада нестабильного продукта фотоконверсии. Каждый спектр -среднее из 11 НСП. Стандартный физиологический раствор рН 7.5,20 °С.

В НСП лягушки стабильный продукт - фоторегенерированный родопсин, идентичный исходному пигменту и содержащий в качестве хромофора 11-г^ис-ретиналь. На это указывает практически полное совпадение спектров поглощения этих пигментов (рис. 9). Фотоконверсией из мета II может быть регенерировано до 45% от исходного родопсина.

Однако в некоторых препаратах спектр поглощения стабильного пигмента смещен в коротковолновую область по сравнению со спектром «темнового» родопсина. Такой сдвиг может быть вызван образованием в ходе фотоконверсии небольшого количества изородопсина - пигмента,

0.12

1

650

длина волны, нм

имеющего максимум поглощения при 487 нм и содержащего в качестве хромофора 9-г/г/с-ретиналь (Hubbard & Wald, 1952). Доля изородопсина, определенная по разности спектров поглощения «темнового» родопсина и фоторегенерированного пигмента, может доходить до 25%.

исче-товепае родопсина

450 500 »0

длина волны, нм

Рис. 9. Сравнение нормированных разностных Т-спектров исходного (после I вспышки) и фоторегенерированного (после III вспышки) родопсина лягушки. Среднее из 11 НСП. Стандартный физиологический раствор pH 7.5, 20 °С.

Что касается нестабильного продукта, то на основании его спектра поглощения и кинетики распада мы полагаем, что это мета III (рис. 10).

нестабильный продукт ,иетародопсин 111

450 500 550

длина волны, нм

Рис. 10. Сравнение спектров поглощения нестабильного продукта фотоконверсии и метародопсина III лягушки. Среднее из 11 НСП. Стандартный физиологический раствор pH 7.5, 20 °С.

Мета III в НСП лягушки быстро переходит обратно в мета II (кривая 3 рис. 8). В дальнейшем наблюдается параллельный распад всех метапродуктов (кривая 4 на рис. 8).

При фотоактивации мета II в палочках крысы наблюдались такие же спектральные изменения (рис. 11), что и у лягушки (рис. 8).

длина волны, им

Рис. 11. Спектральные изменения в ходе обесцвечивания родопсина и фотоконверсии метародопсина II в палочках крысы, Т-поляризация (некоторые промежуточные спектры не показаны). Стандартный физиологический раствор рН 7.5, 37 °С. Обозначения как на рис. 8.

Термостабильный продукт фоторегенерации у крысы - 11 -цис родопсин, но с большей, чем у лягушки, примесью изородопсина (я 33%), вероятно, образованного в ходе побочных реакций.

Спектр нестабильного продукта соответствует мета III крысы. Однако распад образовавшегося мета III у крысы был значительно медленнее, чем у лягушки, и не сопровождался обратным переходом в мета II.

В условиях естественного освещения вклад фоторегенерации родопсина из метародопсина II в процесс восстановления «темпового» пигмента должен быть мал, поскольку доля ультрафиолетового света в солнечном спектре относительно невелика. Однако фоторегенерация может

приводить к ошибочным выводам при интерпретации результатов экспериментов по исследованию зрительного цикла. В частности, наличие фоторегенерированного родопсина может быть расценено как результат функционирования альтернативных биохимических путей восстановления «темпового» пигмента.

Выводы

1. Последовательность взаимопревращений продуктов фотолиза в палочках амфибий (лягушки Rana temporaria) и млекопитающих (крысы Wistar) одинакова. Образовавшиеся после поглощения света метародопсины I и II медленно переходят в метародопсин III, и затем все три метародопсина распадаются на транс-ретиналь и опсин. В метаболически активных интактных палочках транс-ретиналь восстанавливается в транс-реттюп.

2. Фотолиз родопсина у крысы протекает медленнее, чем у лягушки, даже при соответствующих физиологических температурах (17 - 25 °С для лягушки и 37 °С для крысы).

3. Кинетика медленных стадий фотолиза родопсина лягушки и крысы является одним из факторов, определяющих скорость зрительного цикла и темповую адаптацию палочек у этих животных.

4. Эксперименты по латеральной диффузии родопсина и его фотопродуктов показывают, что после освобождения из хромофорного центра транс-ретиналь остается связанным с опсином. Связанный /иранс-ретиналь может восстанавливаться в транс-рстшол, который свободно диффундирует в фоторецепторной мембране и может покидать наружные сегменты палочек.

5. Возможность освобождения /ирянс-ретинола и выхода его из наружного сегмента противоречит популярной сейчас «туннельной гипотезе», согласно которой диссоциация ретиноидов от опсина возможна только при поступлении в наружный сегмент 11-г/ис-ретиналя и регенерации «темпового» родопсина.

6. Освещение метародопсина II 380-нм вспышкой света приводит к немедленной фоторегенерации до 45% исходного родопсина, содержащего 11 -цис хромофор, без заметной примеси других z/ис-изомеров. Фоторегенерация из метародопсина II может быть альтернативой биохимическому зрительному циклу и вносить вклад в восстановление «темнового» родопсина (главным образом, в экспериментальных условиях освещения).

Список работ, опубликованных по материалам диссертации

1. Govardovskii V.I., Korenyak D.A., Zueva L.V., Shukolyukov S.A. Lateral diffusion of rhodopsin in photoreceptor membrane: continued // Visionarium VII. -Tvarminne (Finland). - 2008. - P. 10.

2. Korenyak D.A., Govardovskii V.I. Slow stages of photolysis: amphibian vs. mammalian rhodopsin // Visionarium VII. - Tvarminne (Finland). - 2008. - P. 15.

3. Korenyak D.A., Kolesnikov A.V., Govardovskii V.I. Photoreactions of metarhodopsin II in the frog and rat rods // Visionarium VIII. - Tvarminne (Finland).-2009.-P. 21.

4. Govardovskii V.I., Korenyak D.A., Shukolyukov S.A., Zueva L.V. Lateral diffusion of rhodopsin in photoreceptor membrane: a reappraisal // Molecular vision. - 2009. - V. 15. - P. 1717-1729.

5. Кореняк Д.А., Говардовский В.И. Влияние температуры на медленные стадии фотолиза родопсина в палочках лягушки и крысы // Тез. докладов XXI съезда физиологического общества им. И.П. Павлова. - Москва -Калуга.-2010.-С. 295.

6. Korenyak D.A., Govardovskii V.I. On the «Tunneling hypothesis» // Visionarium IX. - Tvarminne (Finland). - 2010. - P. 20.

7. Колесников A.B., Кореняк Д.А., Шуколюков C.A., Говардовский В.И. Фотореакции метародопсина II // Сенсорные системы. - 2011. - Т.25, №1. -С. 55-64.

Лицензия ЛР № 020593 от 07.08.97

Подписано в печать 02.12.2010. Формат 60x84/16. Печать цифровая. Усл. печ. л. 1,0. Уч.-изд. л. 1,0. Тираж 100. Заказ 6850b.

Отпечатано с готового оригинал-макета, предоставленного автором, в Цифровом типографском центре Издательства Политехнического университета. 195251, Санкт-Петербург, Политехническая ул., 29. Тел.: (812)550-40-14 Тел./факс: (812) 297-57-76

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Кореняк, Дарья Александровна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

Актуальность проблемы.;.

Цель и задачи исследования.

Научная новизна результатов исследования.

Основные положения, выносимые на защиту.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Апробация работы и публикации результатов исследования.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Строение фоторецепторов позвоночных животных.

1.2. Структура и свойства зрительных пигментов.

1.3. Фотолиз родопсина палочек.

1.3.1. Быстрые стадии фотолиза родопсина.

1.3.2. Медленные стадии фотолиза родопсина.

1.4. Каскад фототрансдукции.

1.4.1. Активация каскада фототрансдукции.

1.4.2. Инактивация каскада фототрансдукции.

1.5. Электрический ответ фоторецепторов на свет.

1.6. Регуляция каскада фототрансдукции и световая адаптация.

1.7. Темновая адаптация и цикл зрительного пигмента.

1.7.1. Темновая адаптация.

1.7.2. Реакции зрительного цикла в фоторецепторах.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Экспериментальные животные.

2.2. Приготовление препарата.

2.3. Микроспектрофотометрия.

2.3.1. Устройство микроспектрофотометра.

2.3.2. Процедура измерения.

2.3.3. Обработка экспериментальных данных.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Фотолиз родопсина палочек.

3.1.1. Медленные стадии фотолиза родопсина палочек лягушки.

3.1.1.1. Спектры поглощения наружных сегментов палочек.

3.1.1.2. Временной ход изменения концентраций продуктов фотолиза

3.1.1.3. Кинетическая схема медленных стадий фотолиза родопсина.

3.1.2. Медленные стадии фотолиза родопсина палочек крысы.

3.1.2.1. Спектры поглощения интактных палочек.

3.1.2.2. Временной ход изменения поглощения фотопродуктов.

3.2. Диффузия родопсина и продуктов его фотолиза в мембранах дисков наружных сегментов палочек сетчатки амфибий.

3.3 Фотореакции метародопсина II.

3.3.1 Фотоконверсия метародопсина II в палочках сетчатки лягушки.

3.3.2. Фотоконверсия метародопсина II в палочках сетчатки крысы.

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

4.1. Влияние температуры на медленные стадии фотолиза родопсина в интактных палочках лягушки и крысы.

4.2. Сравнение результатов исследований фотолиза родопсина in vivo и in vitro.

4.3. Поведение продуктов медленных стадий фотолиза родопсина в интактных палочках.

4.4. Фотореакции метародопсина II в интактных палочках лягушки и крысы.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Реакции цикла зрительного пигмента в палочках у представителей амфибий и млекопитающих"

Актуальность проблемы

Центральным событием, с которого- начинаются процессы, восприятия света, является» возбуждение фоторецепторов- сетчатки, — палочек и колбочек. Электрический сигнал генерируется« фоторецепторами' в ответ на.поглощение1 квантов? света молекулами зрительного пигмента, которые' локализуются! в> наружных сегментах этих клеток. Зрительные пигменты фоторецепторов многоклеточных принадлежат к суперсемейству семиспиральных трансмембранных рецепторов, передающих сигнал через ч

ГТФ-связывающие белки (G-Protein Coupled'Receptors, GPGR). Рецепторы этого суперсемейства» играют ключевую роль в механизмах транедукщпь в процессах сенсорной, гормональной^ и- синаптической; рецепции, а также в регуляции процессов роста и клеточной дифференцировки. Принципиальным отличием зрительных пигментов от рецепторов< других модальностей* является, то, что вместо сигнальной, молекулы (гормон, нейромедиатор, одорант), активатором рецептора в этом- случае выступает квант света. Молекула зрительного пигмента (родопсина)^ состоит из апобелка опсина и хромофорной^ группы - 11 -цис ретиналя. Поглощение фотона* вызывает изомеризацию' ретиналя^ из YY-цис формы в трансконфигурацию: Фотоизомеризация хромофора инициирует серию быстрых конформационных изменений в молекуле пигмента, приводящих^ к образованию1 его каталитически активной формы (метародопсина II), которая запускает биохимический каскад фототранедукции.

Для эффективного функционирования каскада необходимо своевременное выключение фотоактивированного пигмента. Как и в других GPC/?-сигнальных системах, выключение активированного рецептора (метародопсина П) протекает в результате его фосфорилирования специфической рецепторной киназой родопсинкиназой) и последующего связывания с аррестином. Однако хотя инактивированный метародопсин II и обладает небольшой каталитической? активностью (Ю-5 от значения, полностью активированного пигмента), он все-таки способен стимулировать постоянное возбуждение каскада5.

Дальнейшее ингибирование остаточной активности фосфорилированного и связанного с аррестиноМ' пигмента1 происходит в результате относительно медленных реакций, завершающихся, разрывом ковалентной связи; транс-ретиналя с опсином и освобождением транс-ретиналя из хромофорного центра (фотолизом). Эти события имеют большое значение также для* регенерации «темнового» зрительного пигмента и темновой адаптации' — процесса, восстановления чувствительности фоторецепторов при переходе от высоких освещенностей к низким.

Регенерация* «темнового» зрительного пигмента после его фотолиза в фоторецепторах позвоночных происходит в результате длинной' цепочки биохимических реакций, носящих название- зрительного цикла. Реакции зрительного цикла палочек протекают частично в самих фоторецепторах, а частично - в клетках пигментного эпителия сетчатки глаза, куда хромофор переносится после фотолиза. Вначале происходит восстановление транс-ретиналя в транс-ретинол. Однако до сих пор окончательно не установлено,- что служит субстратом ретинолдегидрогеназной реакции (РДГ-реакции): это может быть как свободный» транс-ретиналь, таю и транс-ретиналь, связанный с нехромофорными- сайтами на опсине. Образовавшийся^ транс-ретинол далее переносится из палочек в клетки пигментного эпителия, где он превращается в 11-г/г^с-ретиналь. Цикл завершается, когда 11-г/мс-ретиналь транспортируется обратно в наружные сегменты палочек. Там он рекомбинирует с опсином с образованием 1 родопсина, который вновь может активироваться светом.

Поскольку зрительный цикл представляет собой, в, основном, неразветвленную последовательность реакций, он может быть прерван на любом этапе. Многочисленные работы последних лет указывают на генетические дефекты определенных белков цикла зрительного пигмента как на возможную причину различных заболеваний» сетчатки. Однако подавляющее большинство работ такого рода выполнено in vitro на детергентных экстрактах зрительного пигмента; препаратах изолированных фоторецепторных мембран и*экстрагированных ферментах. Изучение отдельных реакций цикла, без исследования влияния определенных молекулярных дефектов^ на процессы на' уровне фоторецепторов, не дает представлений о реальной картине цикла в интактных клетках, особенно у теплокровных животных. Это диктует необходимость изучения« процессов- фотолиза и* регенерации зрительных пигментов в условиях in vivo.

Цель и задачи исследования

Реакции зрительного цикла, в том числе и процессы фотолиза, лежат в основе процессов, регенерации зрительного пигмента и восстановления сниженной на ярком свету чувствительности фоторецепторов1 (темновой адаптации). Работы по исследованию процессов фотолиза и регенерации» пигмента, выполненные в условиях in vitro, не позволяют охарактеризовать реальную ситуацию в интактных фоторецепторах и тем'самым-определить критические стадии цикла в нормальных условиях и при различных патологических состояниях.

Поэтому целью данной работы было изучение реакций зрительного цикла и возможности фоторегенерации родопсина в интактных палочках амфибий и млекопитающих в. условиях, приближенных к физиологическим.

В рамках работы решались следующие задачи:

1. Исследовать состав продуктов фотолиза* родопсина и кинетику их взаимопревращений в интактных палочках амфибий (лягушка) и млекопитающих (крыса) при температурах, физиологических для каждого животного, и сопоставить, полученные результаты, с имеющимися- в литературе физиологическими данными по темновой адаптации.

Т. Провести сравнительное исследование влияния? температуры; на кинетику переходов между дол гожи ву щим и продуктами; в интактных палочках амфибий (лягушка) и млекопитающих (крыса) и оценить, насколько) результаты, экспериментов in vitro■ соответствуют, ситуации? in vivo.

3. Исследовать латеральную (поступательную)- диффузию? молекул: родопсина в фоторецепторной мембране и поведение дол гожи вущих продуктов фотолиза в ходе зрительного цикла в интактных палочках; амфибий (лягушка; саламандра).

4. Оценить эффективность фоторегенерации родопсина в интактных палочках амфибий? (лягушка), и млекопитающих (крыса) и возможный вклад этого процесса в восстановление «темнового» пигмента^

Научная новизна результатов исследования

В данной- работе - впервые проведено:- сравнительное: исследование реакций зрительного; цикла в? интактных, палочках амфибий и млекопитающих в условиях, приближенных к физиологическим. Это-позволило сопоставить ход процессов фотолиза родопсина в интактных клетках с результатами,,полученными в экспериментах в условиях in vitro, а также оценить роль медленных стадий фотолиза в процессе темновой адаптации. Было показано; что процессы фотолиза протекают по-разному в интактной клетке и в детергентном экстракте родопсина. Сопоставление полученных- результатов с физиологическими5 данными по темновой адаптации показало, что кинетика: медленных стадий-; фотолиза определяет скорость зрительного цикла и восстановление чувствительности палочек после освещения.

Исследование латеральной диффузии пигментов, в фоторецепторной мембране интактных палочек позволило охарактеризовать поведение продуктов фотолиза родопсина в «ходе зрительного цикла, что важно для понимания работы цикла.

Кроме того, в« работе впервые представлены! результаты, по фоторегенерации родопсина из, метародопсина в интактных палочках. Полученные данные позволяют говорить о существованииг альтернативного механизма восстановления «темнового» родопсина, который может проявлять себя в экспериментальных условиях.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Качественно- сходный ход процессов фотолиза родопсина в интактных палочках лягушки и крысы сопровождается отличиями в кинетике взаимопревращений,долгоживущих продуктов.

2. Процессы фотолиза родопсина лягушки» и крысы ускоряются с повышением температуры, однако в палочках крысы они протекают медленнее, чем у лягушки, даже при соответствующих физиологических температурах (17 - 25 °С длялягушки и 37 °С для крысы).

3. Кинетика, процессов фотолиза в интактных палочках лягушки и крысы является одним из факторов, определяющих скорость зрительного-цикла и темновую адаптацию палочек у этих животных.

4. Поведение долгоживущих продуктов фотолиза противоречит популярной сейчас «туннельной гипотезе», согласно которой диссоциация ретиноидов от опсина возможна только при поступлении в наружный сегмент 11-г/ме-ретиналя и регенерации «темнового» родопсина.

5. Фоторегенерация родопсина из метародопсина II* может быть, альтернативой биохимическому зрительному циклу и вносить вклад в восстановление «темнового» родопсина, но, главным образом, в экспериментальных условиях освещения.

Теоретическая и практическая значимость работы

Проведенное исследование позволило установить ход процессов фотолиза в интактных палочках сетчатки при физиологической температуре; охарактеризовать поведение долгоживущих продуктов фотолиза родопсина; оценить эффективность фоторегенерации родопсина в условиях, приближенных к физиологическим.

В целом, полученные результаты важны для понимания молекулярных механизмов темновой адаптации, функционирующих в нормальных условиях и при различных патологических состояниях.

Апробация работы и публикации результатов исследования

Основные материалы диссертации были доложены и обсуждены на следующих научных конференциях:

- VII Международном симпозиуме «Visionarium» (Твярминне, Финляндия, 2008);

- VIII Международном симпозиуме «Visionarium» (Твярминне, Финляндия,

2009);

- IX Международном симпозиуме «Visionarium» (Твярминне, Финляндия,

2010).

По материалам диссертации опубликовано 7 печатных работ (5 тезисов докладов и 2 статьи в рецензируемых журналах).

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Кореняк, Дарья Александровна

выводы

1. Последовательность, взаимопревращений продуктов фотолиза: в палочках сетчатки амфибий (лягушки?Rana; temporaria): и млекопитающих: (крысы? Wistar) одинакова. Образовавшиеся после поглощения света метародопсины 1 и 1Г медленно переходят в метародопсин III, и; затем- все гри метародопсина распадаются* на даранс-ретиналь и опсин. В! метаболически активных; интактных палочках тра//с-рети нал ь восстанавливается^ в транс-ретинол.

2. Фотолиз родопсина у крысы протекает медленнее, чем у лягушки, даже при соответствующих физиологических температурах (17 — 25 °С для. лягушки и 37 °С для крысы).

3. Кинетика медленных стадий фотолиза родопсина лягушки и крысы является одним из факторов, определяющих скорость зрительного цикла и темновую адаптацию палочек у этих животных.

4. Эксперименты.; по? латеральной, диффузии родопсина- и, его фотопродуктов показывают, что после освобождения из хромофорного центра -транс-ретиналь остается связанным, с опсином. Связанный транс-ретиналь может восстанавливаться^ в» транс-ретинол, который свободно, диффундирует в фоторецепторной мембране и может покидать наружные сегменты палочек.

5. Возможность освобождения транс-ретинола" и выхода его из наружного сегмента противоречит популярной сейчас, «туннельной, гипотезе», согласно; которой диссоциация ретиноидов от опсина возможна только при поступлении в наружный сегмент 11-г/мс-ретиналя; и регенерации í «темнового» родопсина;

6. Освещение метародопсина II 380-нм вспышкой света приводит к немедленной фоторегенерации до 45%¡исходного родопсина; содержащего 11 -цис хромофор, без заметной примеси других г/г/с-изомеров. Фоторегенерация из; метародопсина II может быть альтернативой; биохимическому зрительному циклу и вносить вклад в восстановление «темнового» родопсина (главным образом, в экспериментальных условиях освещения).

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Кореняк, Дарья Александровна, Санкт-Петербург

1. Авакян А.Э. Ткачук В.А. Структурная и функциональная организация систем передачи сигнала через; рецепторы, сопряженные; с G-белками // Российский физиологический журнал; им. И.М.Сеченова.-2003. Т. 89, № 2. - С. 219-239.

2. Говардовский В .И. Латеральная диффузия в поверхностной' мембране палочки сетчатки крысы// Биофизика. 1976: - Т. 21. - С. 101910231

3. Говардовский В.И. Фоторецепторы и зрительные пигменты сетчатки позвоночных: сравнительный: и эволюционный: аспект // Руководство по физиологии: Эволюционная физиология. Л.: Наука. - 1983. - Ч. 2. - С. 229-261.

4. Говардовский В .И., Зуева Л.В. Скоростной : микроспектрофотометр для исследования! фотолиза зрительных пигментов in situ // Сенсорные системы: 2000: - Т. 14: - С. 288-296.

5. Каламкаров Г.Р., Островский М.А., Молекулярные механизмы зрительной рецепции // М.: Наука. 2002. - С. 279.

6. Кронгауз В.А., Федорович И:Б., Шифрина P.P., Островский М.А. Фотохромия? зрительных пигментов. 3. Сравнительное исследование фотопревращений родопсина быка и лягушки//Биофизика. 1975: - Т. 20. - С.426-430.

7. Овчинников Ю.А., Абдулаев Н.Г., Фейгина М.Ю. и др. Полная аминокислотная последовательность зрительного родопсина // Биоорганическая химия. 1982.- Т. 8, №10. - С. 1424-1427.

8. Трифонов Ю.А., Чайлахян А.Л., Бызов А.Л: Исследование природы электрических ответов горизонтальных клеток сетчатки рыб- // Нейрофизиология. 1971. - Т. 3, №1. - С. 89-98.

9. Фельдман Т.Б., Федорович4 И.Б., Островский М.А. Особенностифотопревращения родопсина на ранних стадиях фотолиза // Российский физиологический журнал им: И.М. Сеченова. 2003. - Т. 89, №2. - С. 113122.

10. Фирсов M.JL, Говардовский ВМ. Световая адаптация фоторецепторов: смысл* и механизмы // Сенсорные системы. 2001. - Т. 15.-С. 102-1*15.

11. Шуколюков С.А. Ключевые реакции зрительного цикла позвоночных и беспозвоночных: активация и регенерация родопсина // Журнал эволюционной биохимии и физиологии: 1999: - Т. 35. - С. 441452.

12. Abrahamson E.W., Marquisee J., Gavuzzi P., Roubie J. Flash photolysis of visual pigments // Z: Electrochem. 1960. - V. 64. - P. 177-180.

13. Antonny В., Otto-Bruc A., Chabre M., Vuong T.M. GTP hydrolysis by purifiedi alpha-subunit of transducin and- its complex with the cyclic GMP phosphodiesterase inhibitor // Biochemistry. 1993. - V. 32. - P. 8646-8653.

14. Applebury M.E., Hargrave P.A. Molecular biology of the visual pigments // Vision research. 1986. - V. 26. - P. 1881-1895.

15. Amis S., Hofmann K.P. Two different forms of metarhodopsin II: Schiff. base deprotonation precedes proton uptake and signaling state // Proceedings of the National-Academy of Sciences of the United States of America. — 1993. V. 90. - P. 7849-7853

16. Arshavsky V.Yu. Like night and day: rods and cones have different pigment regeneration pathways // Review. Neuron. - 2002. - V. 36. - P. 1-3.

17. Arshavsky V.Yu., Lamb T.D., Pugh E.N Jr. G proteins and' phototransduction // Annual review of physiology. 2002. - V. 64. - P. 153-187.

18. Arshavsky V.Yu., Antoch M.P., Philippov P.P. On the role of transducin GTPase in the quenching of a > phosphodiesterase cascade of vision // FEBS letters. 1987. - V. 224. - P. 19-22.

19. Arshavsky V.Yu., Bownds M.D. Regulation of deactivation of photoreceptor G protein by its target enzyme and cGMP // Nature. 1992. - V. 357.-P. 416-417.

20. Baehr W., Devlin M J., Applebury M.L. Isolation and characterization of cGMP phosphodiesterase from bovine rod outer segments // The Journal of biological chemistry. 1979. - V. 254. - P. 11669-11677.

21. Baehr, W., Palczewski K. Focus on molecules: guanylate cyclase-activating proteins (GCAPs) // Experimental eye research. 2009. - V. 89. - P. 2-3.

22. Baehr W., Wu S.M., Bird A.C., Palczewski K. The retinoid cycle andretina disease // Vision research. 2003. - V. 43. - P. 2957-2958.

23. Bargoot F.G., Williams T.P. Flash photolysis of visual pigments in solution II. The effect of preparation on the observed kinetics // Vision research. 1977. — V. 17.-P. 165-168.

24. Barlow H.B. Dark and light adaptation: psychophysics // In Handbook of sensory physiology, eds. Jameson D., Hurvich L.M. Berlin: Springer-Verlag. -1972. - V. 7. - Chapter 4. - P. 1-28.

25. Baumann C. Flash photolysis of rhodopsin in the isolated frog retina // Vision research. 1970. - V. 10. - P. 789-798.i ?

26. Baumann C. Kinetics of slow thermal reactions during the bleaching ofrhodopsin» in the perfused frog retina // Journal of physiology. 1972. - V. 222. -P. 643-663.

27. Baumann C. The equilibrium» between metarhodopsin I and metarhodopsin ll in the isolated frog retina // Journal of physiology. 1978. -V. 279.-P. 71-80.

28. Baumann C., Bender S. Kinetics of rhodopsin bleaching in the isolated human retina // Journal of physiology. 1973. - V. 235. - P. 761-773.

29. Baumann C., Zeppenfeld W. Effect of pH on the formation and decay of the metarhodopsins of the frog // The JournaLof physiology. 1981. - V. 317. -P. 347-364.

30. Bavik C.O., Eriksson* U., Allen R.A., Peterson P.A. Identification and partial characterization of a retinal pigment epithelial membrane receptor for plasma retinol-binding protein // The Journal of biological chemistry. 1991. -V. 266.-P. 14978-14985.

31. Baylor D.A. Photoreceptor Signals and Vision. Proctor Lecture // Investigative ophthalmology and visual science. 1987. - V. 28. - P. 34-49.

32. Baylor D.A., Lamb T.D., Yau K.W. Responses of retinal rods to single photons // Journal of physiology (Lond.). 1979. - V. 288. - P. 613-634.

33. Becker R.S. The visual process: photophysics and photoisomerization of model visual pigments and the primary reaction // Review. Photochemistry and photobiology. - 1988. - V. 48. - P. 369-399.

34. Bennett N. Light-induced interactions between rhodopsin and the GTP-binding protein. Relation with phosphodiesterase activation // European journal of biochemistry. 1982. - V. 123. - P. 133-139

35. Bennett N., Michel-Villaz M., Kuhn H. Light-induced interaction between rhodopsin and the GTP-binding protein. Metarhodopsin II is the major photoproduct involved // European journal of biochemistry. 1982. - V. 127. -P. 97-103.

36. Bennett N., Sitaramayya A. Inactivation of photoexcited rhodopsin in retinal rods: the roles of rhodopsin kinase and 48-kDa protein (arrestin) // Biochemistry. 1988. - V. 27. - P. 1710-1715.

37. Berman. D.M., Gilman A.G. Mammalian RGS proteins: barbarians at the gate // Journal of biological chemistry. 1998. - V. 273. - P. 1269-1272.

38. Bernstein P.S., Law W.C., Rando R.R. Biochemical characterization4 of the retinoid isomerase system of the eye // The Journal of biological chemistry. — 1987. V. 262. - P. 16848-16857.

39. Birnbaumer L. Expansion of signal transduction by G proteins. The second 15 years or so: From 3 to 16 a subunits plus py dimers // Biochimica et biophysica acta. 2007. - V. 1768. - P. 772-793.

40. Bosch E., Horwitz J., Bok D. Phagocytosis of outer segments by retinal epithelium: phagosome-lysosome interaction)// The journal of histochemistry and cytochemistry. 1993. - V. 41. - P. 253-263.

41. Bowmaker J.K. The ecology of visual pigments // Novartis Foundation symposium. 1999. - V. 224. - P. 21-31; discussion 31-5.

42. Bowmaker J.K., Loew E.R. The action of hydroxylamine on visual pigments in the intact retina of the frog (Rana temporaria) // Vision research. -1976.-V. 16.-P. 811-818.

43. Bownds D., Gordon-Walker A., Gaide-Huguenin A.C., Robinson^ W. Characterization and analysis of frog photoreceptor membranes // The Journal of general physiology. 1971. - V. 58. - P. 225-237.

44. Bridges C.D., Alvarez R.A. The visual cycle operates via an isomerase acting on all-trans retinol in the pigment epithelium // Science. 1987. - V. 236. -P. 1678-1680.

45. Brown P.K. Rhodopsin rotates in the visual receptor membrane // Nature: New Biology. 1972. - V. 236. - P. 35-38.

46. Burns M.E., Arshavsky V.Y. Beyond counting photons: trials and trends in vertebrate visual transduction // Neuron. 2005. - V. 48. - P. 3 87-401.

47. Burns M.E., Baylor D.A. Activation, deactivation and adaptation in vertebrate photoreceptor* cells // Annual review of neuroscience. 2001. — V. 24. -P. 779-805.

48. Bums M.E., Lamb T.D. Visual transductions by rod' and1 cone photoreceptors // In The visual neurosciences, eds. Chalupa L.M., Werner L.S: -Cambridge, MA: MIT Press. 2003. - Chapter 16: - P. 215-233.

49. Bums M.E., Mendez A., Chen J., Baylor D.A. Dynamics of cyclic GMP' synthesis in retinal rods //Neuron. 2002. - V. 36. - P. 81-91.

50. Chabre M., Breton J. The orientation of the chromophore of vertebrate rhodopsin in the "meta" intermediate states and» the reversibility of the meta II-meta III transition // Vision research. 1979. - V. 19. - P. 1005-1018.

51. Chen C.K. The vertebrate phototransduction cascade: amplification and? termination mechanisms // Reviews of physiology, biochemistry and' pharmacology. 2005. - V. 154. - P. 101-121.

52. Chen C.K., Bums M.E., He W., WensefT.G., Baylor D.A., Simon M.I. Slowed recovery of rod photoresponse in mice lacking the GTPase accelerating protein RGS9-1 // Nature: 2000: - V. 403. - P. 557-560.

53. Chen J., Makino C.L., Peachey N.S., Baylor D.A., Simon M.I. Mechanisms of rhodopsin inactivation in vivo as revealed by a COOH-terminal truncation mutant // Science. 1995. - V. 267. - P. 374-377.

54. Chen Y., Noy N. Retinoid specificity of interphotoreceptor retinoid-binding protein // Biochemistry. 1994. - V. 33. - P. 10658-10665.

55. Cobbs W.H., Barkdoll* A.E. 3rd, Pugh EN.Jr. Cyclic GMP increases photocurrent and light sensitivity of retinal cones // Nature. 1985. - V. 317. -P. 64-66.

56. Cone R.A. Rotational diffusion of rhodopsin in the visual > receptor membrane // Nature: New Biology. 1972. - V. 236. - P. 39-43.

57. Cooper A. Energy uptake in the first step of visual excitation // Nature. -1979. V. 2821 - P. 531-533.

58. Cooper. A., Converse C.A. Energetics of primary processes in visula escitation: photocalorimetry of rhodopsin in rod outer segment membranes // Biochemistry. 1976. - V. 15. - P. 2970-2978,

59. Cornwall M.C., Fain G.L. Bleached pigment activates transduction in isolated rods of the salamander retina // The Journal of physiology. 1994. - V. 480:-P. 261-279.r

60. National Academy of Sciences of the United States of America. 1975. - V. 72. -P. 1538-1542.

61. Daemen F.J., De Grip W.J., Jansen P.A. Biochemical aspects of the visual process. XX. The molecular weight of rhodopsin // Biochimica et biophysica acta. 1972. - V. 271. - P. 419^28.

62. Das S.R., Bhardwaj N., Kjeldbye H., Gouras P. Muller cells of chicken retina synthesize 11-cis-retinol // The Biochemical journal. 1992. - V. 285. -P.907-913.

63. DeGrip W.J., Daemen F.J., Bonting S.L. Enrichment of rhodopsin in rodouter segment membrane preparations. Biochemical aspects of the visual process // Vision research. 1972. - V. 12. - P. 1697-1707.

64. DeGrip W.J., Rothschild K.J. Structure and mechanisms of vertebrate visual pigments // In Handbook of biological physics, eds. Stavenga D.G., DeGrip W.J., Pugh E.N. Jr. Elsevier Science B.V. - 2000. - V. 3. - Chapter 1. -P. 1-54.

65. Denton E.J. The contribution' of" oriented photosensitive and other molecules to the absorption of whole retina // Proceedings of the Royal Society B. 1959. - V. 150. - P. 78-94.

66. Deterre P., Bigay J., Forquet F., Robert M., Chabre M. cGMP phosphodiesterase of retinal rods is regulated by two inhibitory subunits // Proceedings of the National Academy of Sciences of the Uniteds States of America. 1988. - V. 85. - P. 2424-2428.

67. Dizhoor A.M., Hurley J.B. Regulation of photoreceptor membrane guanylyl cyclases by guanylyl cyclase activator proteins // Methods. 1999. -V. 19.-P. 521-531.

68. Dizhoor A.M., Olshevskaya E.V., Peshenko I.V. Mg2+/Ca2+ cation binding cycle of guanylyl cyclase activating proteins (GCAPs): role in regulation of photoreceptor guanylyl cyclase // Molecular and cellular biochemistry. -2010.-V. 334.-P. 117-124.

69. Dizhoor A.M., Ray S., Kumar S., Niemi G., Spencer M., Brolley D., Walsh K.A., Philipov P.P., Hurley J.B., Stryer L. Recoverin: a calcium,sensitive activator of retinal rod guanylate cyclase // Science. 1991. - V. 251. - P. 915-918.

70. Donner K.O., Hemila S. Kinetics of long-lived rhodopsin photoproducts in the frog retina as a function of the amount bleached // Vision research. — 1975.-V. 15.-P. 985-995.

71. Donner K.O., Reuter T. The photoproducts of rhodopsin in the isolated retina of the frog // Vision research. 1969. - V. 9. - P. 815-847.

72. Edwards R.B., Adler A.J. Exchange of retinol" between IRBP and CRBP // Experimental eye research: 1994. - V. 59. - P. 161-170.

73. Einterz C.M., Hug S.J., Lewis J.W., Kliger D.S. Early photolysis intermediates* of the artificial visual pigment 13-demethylrhodopsin // Biochemistry. 1990. - V. 29. - 1485-1491.

74. Emeis D., Kiihn H., Reichert J., Hofmann K.P. Complex formation between metarhodopsin II and GTP-binding protein in bovine photoreceptor membranes leads to a shift of the photoproduct equilibrium // FEBS letters. -1982.-V. 143.-P. 29-34.

75. Ernst W., KempC.M., White HA. Studies of the effects of bleaching amphibian rod pigments in situ. II. The kinetics of slow bleaching reactions in axolotl red rods // Experimental5eye research. 1978. - V. 26. - P. 337-350.

76. Fain G.L., Matthews H.R., Cornwall M.C., Koutalos Y. Adaptation in vertebrate photoreceptors // Physiological reviews. 2001. - V. 81. - P. 117-151.

77. Fesenko E.E., Kolesnikov S.S., Lyubarsky A.L. Induction by cyclic GMP of cationic conductance in plasma membrane of retinal rod outer segment //Nature. 1985. - V. 313. - P. 310-313.

78. Firsov M.L., Golobokova E.Yu., Govardovskii V.I. Two-stage quenching of cone phototransduction cascade // Сенсорные системы. 2007. -Т. 21, № l.-C. 55-59.

79. Firsov M.L., Kolesnikov A.V., Golobokova E.Y., Govardovskii, V.I. Two realms of dark adaptation // Vision research. 2005. - V. 45. — P. 147—151.

80. Fotiadis D., Jastrzebska B:, Philippsen A., Muller D.J., Palczewski K., Engel A. Structure of the rhodopsin dimer: a* working model for G-protein-coupled receptors // Current opinion in structural biology. 2006. - V. 16. - P. 252-259.

81. Fotiadis D., Liang Y., Filipek S., Saperstein D.A., Engel A., Palczewski K. Atomic-force microscopy: rhodopsin dimers in- native disc membranes // Nature. 2003. - V. 421. - P.1 127-128:

82. Fotiadis D., Liang Y., Filipek S., Saperstein DA., Engel A., Palczewski K. The G protein-coupled receptor rhodopsin in the native membrane // FEBS letters. 2004. - V. 564. - P. 281-288.

83. Fung B.K., Hurley J.B., Stryer L. Flow of information in the light-triggered cyclic nucleotide cascade of vision // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1981. — V. 78. - P. 152-156.

84. Godchaux W. 3rd, Zimmerman W.F. Membrane-dependent guanine nucleotide binding and GTPase activities of soluble protein from bovine rod cell outer segments // The Journal of biological chemistry. 1979. — V. 254. - P. 7874-7884.

85. Gollapalli D.R., Maiti P., Rando R.R. RPE65 operates in the vertebrate visual cycle by stereospecifically binding all-trans retinyl esters // Biochemistry. 2003. - V. 42. - P. 11824-11830.

86. Gollapalli D.R., Rando R.R. All-inms-retinyl esters are the substrates for isomerization in the vertebrate visual cycle // Biochemistry. 2003. - V. 42. -P. 5809-5818.

87. Golobokova E.Yu., Govardovskii V.I. Late stages of visual pigment photolysis in situ: Cones vs. rods // Vision research. 2006. - V. 46. - P. 2287-2297.

88. Govardovskii V.I., Fyhrquist N., Reuter T., Kuzmin D.G., Donner K. In search of the visual pigment template // Visual neuroscience. 20006. - V. 17.-P. 509-528.

89. Gray-Keller M.P., Detwiler P.B. The calcium feedback signal in the phototransduction cascade of vertebrate rods // Neuron. 1994. - V. 13. - P. 849-861.

90. Gyllenberg G., Reuter T., Sippel H. Long-lived photoproducts of rhodopsin in the retina of the frog // Vision research. 1974. - V. 14. - P. 1349-1357.

91. Hagins W.A., Penn R.D., Yoshikami S. Dark current and photocurrent in retinal rods // Biophysical journal. 1970. - V. 10. - P. 380-412.

92. Hall M. O., Bok D., Bacharach A. D. E. Biosynthesis and assembly of the rod outer segment membrane system. Formation and fate of visual pigment in the frog retina // Journal of molecular biology. 1969. - V. 45. - P. 397-406.

93. Hargrave P., McDowell J.H., Feldmann R.J. et al. Rhodopsins's protein and carbohydrate structure: Selected aspects // Vision research. 1984. -V. 24. - P. 1487-1799.

94. Harosi F.I., Malerba F.E. Plane-polarized light; in microspectrophotometry // Vision research. —1975: V. 15. - P: 379-388.

95. He W., Cowan G.W., WenselT. G. RGS9, a GTPase accelerator for phototransduction //Neuron:- 1998: V: 20i - Pf 95-102:

96. Hecht S., Haig C., Chase A.M. The influence of light adaptation on subsequent dark adaptation- of the eye // The Journal of general physiology. -1937.-V. 20.-P. 831-850.

97. Hecht S., Shiaer S. An adaptometer for measuring human dark adaptation // Journal!oft'the-:optical! society of America. 1938. - V. 28. - P: 269-275.

98. Heck M:, Schadel Si A., MaretzkiD., HofinannK.P.' Secondaiybinding sites of retinoids in opsin: characterization and role in? regeneration* // Vision-research. 20036. - V. 43.- P. 3003-3010.

99. Wi: Hsu; Y.T.,. Möldäy R: S; Modulation iofi the cGMP-gatedl channellofi rod i photoreceptor cellssby calmodülini//Nature: 1993: - V., 361.- P! 76-79:

100. Kawamura S. Rhodopsin phosphorylation as a mechanism, of cyclic GMP phosphodiesterase regulation by S-modulin // Nature. 1993. - V. 362. -P.' 855-857.

101. Kennedy M.J., Lee K.A., Niemi G.A., Craven K.B., Garwin G.G., Saari J.C., Hurley J.B. Multiple phosphorylation of rhodopsin and the in vivo chemistry underlying rod photoreceptor dark adaptation // Neuron. 2001. - V. 31.-P. 87-10L

102. Klenchin V.A., Calvert P.D., Bownds M.D. Inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. Further evidence for a negative feedback system in phototransduction // The Journal of biological chemistry. 1995. - V. 270. - P. 16147-16152.

103. Kliger D.S., Lewis J. W. Spectral and kinetic characterization of visual/ pigment photointermediates // Israel journal of chemistry. 1995. - V. 35. — P. 289-307.

104. Kobilka B.K. G protein coupled receptor structure and activation // Biochimica et biophysica acta. 2007. - V. 1768. - P. 794-807.

105. Kolesnikov A. V, Golobokova E. Y., Govardovskii V. I. The identity of metarhodopsin III // Visual neuroscience. 2003. - V. 20. - P. 249-265.

106. Korenbrot J.I. Signal mechanisms of phototransduction in retinal-rod // CRC critical reviews in biochemistry. 1985. - V. 17. - P. 223-256.

107. Krispel C.M., Chen D., Melling N., Chen Y.J., Martemyanov K.A., Quillinan N., Arshavsky V.Y., Wensel T.G., Chen- C.K., Burns M.E. RGS expression rate-limits recovery of rod photoresponses // Neuron. 2006. - V. 51.-P. 409-416.

108. Kiihn H. Light-dependent phosphorylation of rhodopsin in living frogs //Nature. 1974. - V. 250. - P. 588-590.

109. Kühn H., Hall S.W., Wilden U. Light-induced binding of 48-kDa protein to photoreceptor membranes is highly enhanced by phosphorylation of rhodopsin//FEBS letters. 1984. -V. 176. - P. 473-478.

110. Kühn H., Wilden U. Deactivation of photoactivated rhodopsin by rhodopsin-kinase and arrestin // Journal of receptor research. 1987. - V. 7. - P. 283-298.

111. Kuksa, V., Imanishi, Y., Batten, M., Palczewski, K., & Moise, A. R. Retinoid cycle in the vertebrate retina: experimental approaches and mechanisms of isomerization // Vision research. 2003. - V. 43. - P. 2959-2981.

112. Kusakabe T.G., Takimoto N., Jin M., Tsuda M. Evolution and the origin of the visual retinoid cycle in vertebrates // Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 2009. - V. 364. -P. 2897-2910.

113. Lagnado L., Cervetto L., McNaughton P.A. Calcium homeostasis in the outer segments of retinal rods from the tiger salamander // The Journal of physiology. 1992. - V. 455. - P. 111-142.

114. Lagnado L., McNaughton P.A. Electrogenic properties of the Na:Ca exchange // The Journal of membrane biology. 1990. - V. 113. - P. 177-191.

115. Lamb T.D. Transduction in vertebrate photoreceptors: the roles of cyclic GMP and calcium // Trends neurosciences. 1986. - V. 9. - P. 224-228.

116. Lamb T.D., Collin S.P., Pugh E.N. Jr. Evolution of the vertebrate eye: opsins, photoreceptors, retina and eye cup // Nature reviews. Neuroscience. — 2007. V. 8. - P. 960-976.

117. Lamb T.D., Pugh E.N. Jr. Dark adaptation and the retinoid cycle ofvision // Progress in retinal and eye research. 2004. - V. 23. - P. 307-380.

118. Lamb T.D., Pugh E.N. Jr. Phototransduction, dark adaptation, and rhodopsin regeneration. The Proctor Lecture // Investigative ophthalmology & visual science. -2006. -V. 47. P. 5138-5152.

119. Lasater E.M., Dowling J.E. Carp horizontal' cells in culture respond' selectively to L-glutamate and its agonists // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1982. - V. 79: - P. 936-940:

120. Leibrock C. S., Reuter T., Lamb T. D. Molecular basis of dark adaptation in rod photoreceptors // Eye. 1998. - V. 12. - P. 511-5201

121. Leibrock C.S., Reuter T., Lamb T.D. Dark adaptation of toad rod photoreceptors following smalLbleaches // Vision-research. 1994. - V. 34. - P. 2787-2800.

122. Lewis D.M., Regeneration of rhodopsin in the albino rat // The Journal of physiology. 1957. - V. 136. - P. 624-631.

123. Lewis J.W., Kliger D.S. Absorption spectroscopy in studies of visual pigments: spectral and kinetic characterization of intermediates // Methods in enzymology. 2000. - V. 315. - P. 164-178.

124. Lewis J.W., Van Kuijk F.J.G.M., Carruthers J.A., Kliger D.S. Metarhodopsin III formation» and decay kinetics: comparison of human and bovine rhodopsin // Vision research. 1997. - V. 37. - P. 1-8.

125. Liang Y., Fotiadis D., Filipek S., Saperstein D.A., Palczewski K.,

126. Engel A. Organizationofthe GProtein-coupled receptors rhodopsin and?opsin in. native membranes // The Journal of biological chemistry. 2003. - V. 278. P. 21655-216621

127. Liebman P.A., Parker K.R., Dratz E.A. The molecular mechanism of visualiexcitationandvits relationtothe structurerand composition ofithe rodiouter segment«// Annuallreview of physiology. 1987. - V?.A9i - P. 165-19 T.

128. Liou G.I:, Gcng L., Baehr W. Interphotoreceptor: retinoid-binding protein: biochemistryandsmolecularibiology // Progress in clinical and biological* research: 1991. - V. 3621 Pi 115-1371.

129. Makino. C.E., Dodd; R.E., Burns: MlE., Roca A., Simon M.I. Baylor D.A. Recoverin regulates light-dependent phosphodiesterase activity in retinal rods // The journal of general physiology. 2004. - V. 123. - P. 729-741.

130. Mata N.L., Radu R.A, Clemmons R.S., Travis G.H. Isomerization and oxidation« of vitamin A in cone-dominant retinas: a novel pathway for visual pigment regeneration in daylight // Neuron. 2002. - V. 36. - P. 69-80:

131. Matthews H.R., Murphy R.L., Fain G.L., Lamb T.D. Photoreceptor light adaptation is mediated» by cytoplasmic- calcium concentration // Nature. -1988. V. 334. - P. 67-69;

132. Matthews R.G., Hubbard: R., Brown P.K., Wald G. Tautomeric forms of metarhodopsin // The Journal of general physiology. 1963. - V. 47. - P. 215-240.

133. McBee J.K., Palczewski K., Baehr W., Pepperberg D.R. Confronting complexity: the interlink of phototransduction and retinoid' metabolism in the vertebrate»retina // Progress in retinal and eye research. 2001. - V. 20. - P. 469-529.

134. Melia T.J., Cowan C.W., Angleson J.K., Wensel T.G. A comparison of the efficiency of G-protein activation by ligand-free and light-activated forms of rhodopsin//Biophysical journal. 1997. -V. 73. -P. 3182-3191.

135. Mendez A., Burns M.E., Roca A., Lem J., Wu L.W., Simon M.I., Baylor D.A., Chen J. Rapid and reproducible deactivation of rhodopsin requires multiple phosphorylation sites //Neuron. 2000. - V. 28. - P. 153-164.

136. Miller A.M., Schwartz E.A. Evidence for the identification of synaptic transmitters released by photoreceptors of the toad retina // The Journal of physiology. 1983. - V. 334. - P. 325-349.

137. Moiseyev, G., Chen, Y., Takahashi, Y., Wu, B. X., et al. RPE65 is the isomerohydrolase in the retinoid visual cycle // Proceedings of the National5 Academy Science United States of America. 2005. - V. 102. - PI 1241312418.

138. Moiseyev, G., Takahashi, Y., Chen, Y., Gentleman, S., Redmond, T. M., et al. RPE65 is an iron(II)-dependent isomerohydrolase in the retinoid visual cycle«// The Journal of biological chemistiy. 2006. - V. 281. - P. 2835-2840.

139. Mustafi D., Engel A.H., Palczewski K. Structure of Gone Photoreceptors // Progress in retinal' and eye research. 2009. - V. 28. - P. 289-302.

140. Nakatani K., Yau K.W. Calcium and light adaptation in retinal rods and,cones // Nature. 1988. - V. 334. - P. 69-71.

141. Nathans J. The evolution and physiology of human color vision: insights from molecular genetic studies of visual pigments // Neuron. 1999. -V. 24.-P. 299-312.

142. Ostroy S.E. Rhodopsin and the visual' process// Biochimica et biophysica acta. 1977. - V. 463. - P. 91-125.

143. Ostroy S.E., Erhardt F., Abrahamson E.W. Protein configuration changes in the photolysis of rhodopsin. II. The sequence of intermediates in thermal decay of cattle metarhodopsin in vitro II Biochemica and Biophysica Acta. 1966. - V. 112. - P. 265-277.

144. Owen W.G. Ionic conductances in rod photoreceptors // Annual review of physiology. 1987. - V. 49. - P. 743-764.

145. Palczewski K., Buczylko J., Imami N.R., McDowell J.H., Hargrave P.A. Role of the carboxyl-terminal region of arrestin in binding tophosphorylated rhodopsin // The Journal of biological chemistry. 1991. - V. 266.-P. 15334-15339.

146. Papermaster D.S., Dreyer W.J. Rhodopsin content in the outer segment membranes of bovine and frog retinal rods // Biochemistry. 1974. - V. 13. - P. 2438-2444.

147. Park P. S.-H., Filipek S., Wells J.W., Palczewski K. Oligomerization of G protein-coupled receptors: past, present, and future // Biochemistry. 2004. -V. 43.-P. 15643-15656.4

148. Parkes J.H., Gibson S.K., Liebman P.A. Temperature and pH dependence of the metarhodopsin, L metarhodopsin II equilibrium and the binding of metarhodopsin II toiG protein in rod disk membranes // Biochemistry. - 19991 - V. 38. - P. 6862-6878.

149. Perlman I. Kinetics of bleaching and' regeneration of rhodopsin in abnormal (RCS) and normal albino rats in vivo // The Journal of physiology. -1978.-V. 278.-P. 141-159.

150. Poo M., Cone R.A. Lateral diffusion of rhodopsin in the photoreceptor membrane // Nature. 1974. - V. 247. - P. 438-441.

151. Pugh E. N. Jr. // In Stevens' handbook of experimental psychology (second edition), eds. Atkinson R. C., Herrnstein R. J., Lindsey G., Luce R. D. -New York: Wiley. 1988. - V. 1. - P. 75-163.

152. Rando R.R. The biochemistry of the visual cycle // Chemical reviews. -2001.-V. 101.-P. 1881-1896

153. Reuter T. Formation of isorhodopsin in the frog eye during continuous illumination // Nature. 1964. - V. 204. - P. 784-785.

154. Reuter T. Long-lived photoproducts in the retina of the frog and the crucian carp // In Biochemistry and physiology of visual Pigments, ed. Langer H. Berlin: Springer-Verlag. - 1973. - P. 83-88.

155. Reuter T. Photoregeneration of rhodopsin and isorhodopsin from metarhodopsin III in the frog retina // Vision research. 1976. - V. 16. - P. 909-917.

156. Ross E.M. Coordinating speed1 and amplitude in G-protein signaling // Current biology. 2008. - V. 18. - P: R777- R783:

157. Ross E.M., Wilkie T.M. GTPase-activating proteins for heterotrimeric G/proteins: regulators of G protein signaling (RGS) and RGS-like proteins // Annual review of biochemistry. 2000: - V. 69. - P. 795-827.

158. Ruiz* A., Winston A., Lim Y.Hi, Gilbert B.A., Rando R.R., Bok D. Molecular and'biochemical characterization of lecithin, retinol1 acytransferase // The Journal of biological chemistry. 1999. - V. 2741 - P. 3834-384!.

159. Rushton W.A'. Visual^ adaptation« // Biophysics of structure and1 mechanism. 1977. - V. 3'. - P. 159-162.

160. Rushton'W.A. Dark-adaptation and4 the regeneration» of rhodopsin // The Journal'of physiology. 1961. - V. 156. - P. 166-178.

161. Saari J.C. Biochemistry of Visual Pigment Regeneration. The Friedenwald Lecture // Investigative ophthalmology & visual science. 2000: -V.41.-P. 337-348.

162. Suda K., Filipek S., Palczewski; K., Engel A., Fotiadis D. The; supramolecular structure of the GPCR rhodopsin in solution; and native: disc membranes // Molecular membrane biology. 2004. - V. 21. - P. 435-446.

163. Szundi I., Lewis J.W., van Kuijk F.J., Kliger D.S. Effect of NADPBon formation and decay of human metarhodopsin III1 at physiological temperatures // Vision research. 2000. - V. 40. - Pi 3039-3048.

164. Thompson»DiA., Gal A. Vitamin A metabolism in the retinal pigment epithelium: genes, mutations, and diseases // Progress in retinal and eye research. 2003. - V. 22. - P. 683-703.

165. Travis G.H., Golczak M., Moise A.R., Palczewski K. Diseases caused by defects in the visual cycle: retinoids as potential therapeutic agents // Annual1 review of pharmacology and toxicology. 2007. - V. 47. - P. 469-512.

166. Vogel Rl, Ludeke S., RaduT., Siebert F., Sheves M. Photoreactions of metarhodopsin III // Biochemistry. 2004a. - V. 43. - P. 10255-10264.

167. Vogel R., Siebert F., Zhang X.Y., Fan G., Sheves M. Formation of Meta III during the decay of activated rhodopsin proceeds via Meta I and not via Meta II // Biochemistry. 20046. - V. 43. - P. 9457-9466.

168. Wald G. The molecular basis of visual excitation // Nature. 1968. -V.219.-P. 800-807.

169. Wald G. Visual excitation and blood clotting // Science. — 1965. — V. 150.-P. 1028-1030.

170. Williams T.P. Upper limits to the bleaching of rhodopsin by high intensity flashes // Vision research. 1974. - V. 14. - P. 603-607.

171. Winston A., Rando R. R. Regulation of isomerohydrolase activity in the visual cycle // Biochemistry. 1998.- V. 37.- P. 2044-2050.

172. Wolf G. The visual cycle of the cone photoreceptors of the retina // Nutrition reviews. 2004.- V. 62. - P. 283-286.

173. Wulff V.J*, Adams R:G:, Linschitz H., Abrahamson E.W. Effect of Hash illumination on rhodopsin in solution // Annals of the New York Academy of Sciences. 1959. - V. 74.- P. 281-290.

174. Xu J., Dodd R.L., Makino C.L., Simon M.I., Baylor D.A., Chen J. Prolonged photoresponses in transgenic mouse rods lacking arrestin // Nature. -1997. V. 389. - P. 505- 509.

175. Yau K.W., Nakatani K. Electrogenic Na-Ca, exchange in retinal rod outer segment //Nature. 1984. - V. 311. — P. 661-663.

176. Yau K.W., Nakatani K. Light-induced reduction of cytoplasmic free calcium in retinal rod outer segment // Nature. 1985. - V. 313. - P. 579-582.

177. Yoshizawa T., Shichida Y. Low-temperature spectrophotometry of intermediates of rhodopsin // Methods in enzymology. 1982. - V. 81. - 333354.

178. Yoshizawa T., Shichida Y., Matuoka S. Primary intermediates of rhodopsin studied by low temperature spectrophotometry and laser photolysis. Bathorhodopsin, hypsorhodopsin and photorhodopsin // Vision research. 1984. -V. 24.- 1455-1463.

179. Yoshizawa T., Wald G. Pre-lumirhodopsin and the bleaching of visual pigments // Nature. 1963. - V. 197. - P. 1279-1286.

180. Young R.W. Shedding of discs from rod outer segments in the rhesus monkey // Journal of ultrastructure research. 1971. — V. 34. - P. 190—203.

181. Young R.W. The renewal of photoreceptor cell outer segments // The Journal of cell biology. 1967. - V. 33. - P. 61-72.

182. Young R.W., Bok D. Participation of the retinal pigment epithelium in the rod outer segment renewal process // The Journal of cell biology. 1969. -V. 42.-P. 392^403.

183. Young R.W., Droz B. The renewal of protein in retinal rods and cones // The Journal of cell biology. 1968. - V. 39. - P. 169-184.