Пути транспорта Cl в системе целого растения у галофита Suaeda altissima (L.) Pall.

Халилова, Людмила Абдулгадиевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Пути транспорта Cl в системе целого растения у галофита Suaeda altissima (L.) Pall.
ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Пути транспорта Cl в системе целого растения у галофита Suaeda altissima (L.) Pall."

На правах рукописи

Халилова Людмила Абдулгадиевна

Пути транспорта С1 в системе целого растения у галофита Suaeda altissima (L.) Pall.

03.00.12 - Физиолог ия и биохимия растений

Автореферат диссертации иа соискание ученой степени кандидата биологических наук

00345035S

Москва - 2008

003450355

Работа выполнена в Лаборатории солевого обмена и солеустойчивост! Института физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН и на кафедр физиологии растений и дарвинизма Биологического факультета ДГУ.

НАУЧНЫЕ РУКОВОДИТЕЛИ: доктор биологических наук,

профессор Балпокин Юрий Владимирович

доктор биологических наук,

профессор Юсуфов Абдулмалик Гасамутдинович

ОФИЦИАЛЬНЫЕ ОППОНЕНТЫ:

доктор биологических наук,

профессор Кондратьев Михаил Николаевич

доктор биологических наук Обручева Наталья Владимировна

ВЕДУЩАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ:

Ботанический институт им. В. Л. Комарова РАН

Защита диссертации состои тся « 18 » ноября 2008 г. в "'// часов на заседанш совета по защите докторских и кандидатских диссертаций Д 002.210.01 api Институте физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН по адресу 127276 Москва, ул. Ботаническая, 35. факс: (495)9778018, e-mail: ¡fr@ippras.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института физиологи1 растений им. К.А. Тимирязева РАН.

Автореферат разослан 2008 г.

Ученый секретарь совета по защите докторских и кандидатских диссертаций

кандидат биологических наук Cf\ I М.И. Азаркович

-3-

ВВЕДЕНИЕ

Солеустойчивость растений остается одной из актуальных проблем фитофизиологии. К настоящему времени в основных чертах стало ясным, какие механизмы лежат в основе устойчивости растений к высоким концентрациям солей на клеточном уровне. К ним в первую очередь относят локализованные в плазмалемме и тонопласте ион-транспортирукяцие системы, поддерживающие низкие концентрации и СГ в цитоплазме, а также системы биосинтеза осмолитов - низкомолекулярных органических соединений, которые выполняют осморегуляторную и протекторную функции. Вместе с тем, работы последних лет показывают, что солеустойчивость растений во многом определяется эффективностью механизмов, функционирующих в системе целого растения. В частности, она зависит от распределения активности ион-транспортирующих систем и систем синтеза осмолитов по органам и тканям. Важную роль играет способность растения к градиентному распределению ионов и осмолитов по ярусам листьев. Вместе с тем, работ, посвященных ионному гомеосгатированию в системе целого растения в условиях засоления, крайне мало. Слабо изучены механизмы дальнего транспорта и СГ и пути передвижения этих ионов в целом растении. Особенно мало известно о транспорте СГ.

Удобными модельными растениями для исследования солеусгойчивости на уровне целого организма являются галофиты. В работах, выполненных ранее в лаборатории солевого обмена и солеустойчивосш ИФР РАН, было показано, что соленакапливающий галофит Виаескх оЛШвгта поддерживает градиент концентраций ионов в системе почва-корень-побег (Балнокин и др., 2005). Ионы в клетках листьев этого растения накапливаются до гораздо более высокого уровня, чем в клетках корней, и содержание их там достигает 1,0 - 1,5 моль/г сырой массы. В клетках корней, в свою очередь, оно было выше, чем в почве. Такое распределение ионов обеспечивает поддержание градиента водного потенциала в системе целого растения. За счет этого вода транспортируется из почвы в корень и далее по стеблю в листья. Аккумуляция ионов и, вероятно, С1" в листьях предполагает наличие эффективного транспортного пути для этих ионов из корней в побеги. В клетках надземных органов ионы депонируются в вакуолях с затратой метаболической энергии. Мы предположили, что у соленакапливающих галофитов и, в частности, у ВиаесЬ движение Иа+ и СГ в системе целого растения осуществляется, в основном, по апопласту. При доставке в листья ионов и СГ, требующихся там в больших количествах, их транспорт от клетки к клетке через мембраны или по симпласту встречал бы на своем пути большие ограничения.

Доказательству существования основного транспортного пути для ионов СГ через алопласт корня и по элементам ксилемы стебля и листьев X ЫИззгта посвящена первая часть работы.

В исследованиях, выполненных ранее в лаборатории солевого обмена и солеусгойчивости, на листьях нескольких видов галофитов был продемонстрирован пиноцитоз (Куркова, Балнокин, 1992, 1994, 2002). Были получены предварительные/

данные, которые указывали на возможность участия пиноцитоза в транспорте С1" в клетках листьев галофигов.

Вторая часть работы посвящена изучению процесса пиноцитоза в клетках корней S. altissima и исследованию возможностей его участия в транспорте С1".

Актуальность исследования. Биохимические и физиологические механизмы солеустойчивости растений на клеточном уровне в целом расшифрованы. К настоящему времени, однако, стало ясным, что устойчивость растений к высоким концентрациям солей во многом определяется механизмами транспорта ионов в системе целого растения. Солеустойчивость зависит от распределения ионов СГ и Na+ по органам и тканям растения, активности ион-транспортирующих систем в разных тканях и, что особенно важно, от путей движения ионов СГ и Na4 в цепом растении. Именно этому актуальному вопросу и посвящена настоящая диссертационная работа.

Цели и задачи исследования. Цели - исследовать пути транспорта ионов СГ у соленакапливающего галофита 5. altissima в системе целого растения. Показать связь транспорта ионов СГ с процессом пиноцитоза в клетках корня этого растения. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1) Измерить содержание ионов СГ, Na+ и К+ в органах S. altissima при разных концентрациях NaCl в среде культивирования, сравнить распределение ионов С1" по органам с распределением Na+ и К4.

2) Исследовать анатомию органов и ультраструктуру клеток корня, стебля и листьев S. altissima.

3) Исследовать распределение ионов СГ в тканях и клетках органов S. altissima методом электронной цитохимии с использованием ионов серебра, а также с помощью флуоресцентной метки на ионы СГ - MEQ (S-methoxy-W-ethylquinolinium iodide).

4) Измерить концентрации ионов СГ и Na+ в пасоке S. altissima при разных концентрациях NaCl в среде культивирования.

5) Исследовать влияние NaCl на процесс пиноцитоза (экзо- и эндоцитоза) в клетках корня S. altissima методом электронной микроскопии.

6) Исследовать влияние NaCl на процесс эндоцитоза в клетках корня S.altissima с помощью флуоресцентного зонда FM 4-64.

7) Исследовать связь процесса пиноцитоза в клетках корня S.altissima с транспортом ионов С1" методом электронной цитохимии.

Научная новизна работы. Впервые показано, что у галофита Suaeda altissima: 1) транспорт С1" в корне в восходящем направлении осуществляется не по сосудам ксилемы, а по апопласту коры и эпидермиса, 2) в транспорте ионов СГ на клеточном уровне участвуют пиноцитозные структуры, а именно, пиноцитозные инвагинации и мультивезикулярные тела.

Теоретическая и практическая значимость работы. Работа носит фундаментальный характер. Полученные результаты демонстрируют пути движения СГв целом растении у соленакапливающего галофита S.altissima и вносят значительный вклад в расшифровку механизмов, осуществляющих транспорт СГ. Полученные результаты

могут быть использованы в учебных курсах по физиологии растений на биологических факультетах университетов и в ВУЗах сельскохозяйственного профиля.

Апробадия работы. Материалы работы были представлены на: Международной научной конференции «Современные проблемы адаптации и биоразнообразия» (Махачкала, 2006), IV Международной конференции «Регуляция роста, развитая и продуктивности растений» (Минск, 2005), ХП1 Международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученных «Ломоносов-2006» (Москва, 2006), I (XI) Международной конференции молодых ботаников в С.-Петербурге (С.-Петербург, 2006), VI съезде общества физиологов растений России и Международной конференции «Современная физиология растений: от молекул до экосистем» (Сыктывкар, 2007), Международной конференции «Физиологические и молекулярно-генетические аспекты сохранения биоразнообразия» (Вологда, 2005), Годичном собрании ОФР и Международной конференции «Физико-химические основы структурно-функциональной организации растений» (Екатеринбург, 2008).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 8 работ.

Структура и объём диссептапии. Работа изложена на страницах

машинописного текста и содержит && рисунков. Список литературы включает <£«2 ffi источников.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

Объектом исследования являлся соленакапливающий галофит семейства маревые - Suaeda altissima (L.) Pall, (сведа высокая).

Условия культивирования. Если не оговорено особо, растения выращивали в факторостатной камере при 24°С в водной культуре в стандартной питательной среде Робинсона и Даунтона (Robinson, Downton, 1985). Растения освещали натриевыми лампами высокого давления Reflux 250, с фотопериодичностью 12ч/12ч день/ночь. Интенсивность света составляла 150 вт'м'2>с

Определение содержания Na и К в органах. Листья и корни растений высушивали при 105°С и измельчали до порошкообразного состояния. Из полученного материала извлекали соли водной экстракцией при 100°С. Концентрации Na+ и К+ в экстрактах определяли с помощью абсорбционного спектрофотометра Hitachi-207 (Япония).

Ультраструктуру клеток исследовали методом электронной микроскопии.

Распределение ионов СГ по органам и тканям исследовали электронно-цитохимическим методом с использованием ионов серебра, образующих с СГ электронно-плотный осадок AgCl, а также с помощью флуоресцентного красителя MEQ (6-methoxy-JV-ethylquinolinium iodide). В работе использовали непроникающую в клетки окисленную форму MEQ. Флуоресценцию наблюдали с помощью микроскопа Carl Zeiss Axio Imager 1 при длинах волн ^=344 им и >^„=440 нм.

Пасоку получали из растений при 24°С после удаления надземных органов. Эксудат собирали на протяжении 48 часов.

Концентрацию ионов Na+ и К* в пасоке определяли с помощью абсорбционного спектрофотометра Hitacbi-207 (Япония). Для этого собранную пасоку предварительно сжигали методом «мокрого озоления» в присутствии серной кислоты.

Содержание СГ в органах и концентрацию СГ пасоке определяли титрованием водного экстракта органов или минерализованной пасоки, соответственно, азотнокислой ртутью (Biwersi, Verkman, 1991).

Концентрацию ионов NO-f в пасоке определяли с помощью Ж)"з-селективного

электрода «N03* - 021» (ЭЛИТ, «НикоАналит»).

Исследование эндошггоза в клетках копня с помощью Флуоресцентного красителя FM 4-64. Интактные отсеченные корни помещали в раствор FM 4-64 (N-(3-triethylammoniumpropil)-4-(6-(4-(d№utylammo)phenyl)hexatrienyl)pyridmium dibromide). Флуоресценцию наблюдали с помощью микроскопа Carl Zeiss Axio Imager 1 при длинах волн Хж=558 нм и 1^=734 нм.

Статистика. Эксперименты по ионному составу органов растений и пасоки проведены в 15 биологических повторностях. На графиках представлены средние значения и их стандартные отклонения (Р=0,95).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Содержание СГ, Na+ и К+ в органах Suaeda altissima при разных концентрациях NaCI в среде культивирования. Распределение СГ и Na+ по органам, исследованное при разных уровнях засоления питательной среды, указывает на тип организации дальнего транспорта ионов у растений. Другими словами, такого рода эксперименты показывают, относится ли исследуемое растение к галофитам соленакапливающего, солелокализукяцего или солевыделяющего типа. Корни и листья S. altissima аккумулировали СГ и Na+ (рис.1а,б). Содержание этих ионов в органах было тем больше, чем выше была наружная концентрация NaCI. При максимальной концентрации NaCI в среде (1000 мМ), содержание СГ в листьях достигало 600 ммоль-кг"1, a Na+ - было более 1000 ммоль-кг"1. Содержание СГ в листьях было ниже, чем в корнях практически во всем диапазоне наружных концентраций NaCI, тогда как содержание Na+ в листьях, наоборот, существенно превышало таковое в корнях. Полученные в этих экспериментах результаты по распределению Na+ совпадают с полученными ранее данными по содержанию этого иона в органах S. altissima (Балнокин и др., 2005).

Более высокое содержание ионов Na+ в листьях, чем в корнях типично для соленакалливающих галофитов (Балнокин и др., 2005). У этих растений поглощенные корнями ионы транспортируются в клетки надземных органов, где они депонируются в вакуолях. Полученный результат (рис.1а,б) подтверждает то, что S. altissima относится именно к этой группе галофитов.

Концентрация №С1 в среде, мМ Концентрация №С1 в среде, мМ

Концентрация N301 в среде, мМ Концентрация №С1 в среде, мМ

Рис.1 Содержание СГ (а), (б), К+ (в) и осмолярность (г) в органах £ аШагта в зависимости от концентрации №С1 в среде. 1 - листья, 2 - корни.

По мере увеличения концентрации соли в среде содержание К+ в корнях монотонно возрастало, приблизительно от 120 до 200 ммоль'кг'1 (рис.1в). В листьях наибольшее содержание К+ (приблизительно 330 ммоль'кг"1) наблюдалось при наружной концентрации соли 3 мМ. При повышении концентрации ШС1 до 250 и 500 мМ содержание К+ снижалось до 170 и 130 ммоль'кг"1, соответственно. При дальнейшем повышении наружных концентраций соли, содержание К+ в листьях поддерживалось в этих пределах.

Полученные результаты по распределению С1", и К+ в органах 5. ЫШмта следует обсудить с точки зрения их участия в поддержании градиента водного потенциала (ДЧ0 в растении. Для того, чтобы вода передвигалась из корней в листья, водный потенциал корней должен быть выше водного потенциала листьев. Основным компонентом водного потенциала (Ч*) является осмотический потенциал. Особенно большой вклад ионов в осмотический потенциал наблюдается у соленакапливающих галофитов. На рис. 1г, представлена осмолярность органов £ аЛш/тяй, создаваемая ионами СГ, Иа+ и К+, в зависимости от концентрации ЫаС1 в среде. Можно видеть, что суммарная осмолярность, создаваемая этими ионами, выше в листьях, чем в корнях, что

отвечает условию движения воды из корней в листья. При всех концентрациях ЫаС1 в среде, за исключением 3 мМ, содержание СГ в листьях было ниже, чем в корнях (рисЛа). Следовательно, ионы СГ не участвуют в поддержании ДУ между корнями и листьями нужной направленности (Ч'корней^листьев). Основной вклад в поддержание такого градиента вносят ионы (рис.16). Однако, при низкой концентрации соли (3 мМ) наибольший вклад в снижение Ч* листьев вносили ионы К+ (см.рис. 1в).

Анатомия ,Уиае</а аШ-кша. Поглощенные корнями галофитов ионы СГ и Ыа+ должны доставляться в надземные органы. Исследование путей движения ионов в целом растении требует знания его анатомии.

Исследования, проведенные с помощью светового и электронного микроскопов, показали, что анатомия корня 5. аЛ/ет/та типична для корня двудольного растения. Тем не менее, некоторые черты строения, не свойственные корням двудольных гликофитов, были обнаружены.

1) В зоне поглощения клетки эпидермиса и коры образуют амебообразные выросты и складки (рис.2а). Подобного рода структуры не встречаются в клетках надземных органов. Благодаря таким выростам и складкам возрастает площадь поверхности клеточных стенок, а также площадь плазмалеммы и тонопласта. Это, в свою очередь, увеличивает контактирующие поверхности примыкающих друг к другу клеток, облегчая транспорт веществ в радиальном направлении корня. При этом увеличивается и площадь сечения апопластного пути движения веществ в аксиальном направлении, что следует из рассмотрения поперечных срезов корня. Исследования, проведенные ранее, показали, что наличие выростов и складок не является следствием обезвоживания органа. Подобного рода образования наблюдались и при высокой оводненности тканей (Куркова и др., 2002).

2) Применение берберина - флуоресцентной метки на суберин, показало, что в условиях засоления клеточные стенки экзодермы и эндодермы корня сильно утолщаются и подвергаются суберинизации (рис.2б). Следует отметить, что и в экзодерме, и в эндодерме имеются пропускные клетки, клеточные стенки которых не суберинизированы.

Рис.2. Амебообразные выросты и складки, образующиеся в клетках корня Л1. Л/Лдайяд (а) (зона поглощения) и окрашивание берберином суберинизированных участков клеточных стенок в корне 5. я/йхх/тя (б) (зона растяжения); эп - эпидермис (экзодерма), к - кора, экз - экзодерма, энд - эндодерма, сп - сосудистый пучок.

Стебель а/гшг"та также имеет типичное строение, характерное для двудольных растений. В стебле наблюдается хорошо развитая проводящая система. Проводящие пучки, представленные сосудами, трахеидами, флоэмой и лежащей между ксилемой и флоэмой камбиальной тканью, располагаются по кругу по периферии стебля. В центре находятся крупные клетки хорошо развитой водоносной паренхимы.

В зоне корневой шейки происходит переход от типичной структуры корня к типичной структуре стебля. Клетки коры корня редуцируются. На поперечном срезе видно, что большую часть нижней части шейки занимают ксилемные элементы. В центральной части корневой шейки формируется сердцевина, образованная водоносной тканью. Клетки сердцевины занимают тем больший объем, чем дальше исследуемая зона отстоит от базальной части корня.

Листья 5. аАшйпа имеют игольчатую форму. Клетки эпидермиса покрыты толстым слоем кутина. Внутри расположены клетки мезофилла, а также хорошо развитая водоносная ткань. Клетки водоносной ткани характеризуются наличием крупной вакуоли. Проводящая система листа состоит из одного, реже трех сосудистых пучков.

Распределение ионов СГ в тканях и клетках органов аитта. Одним из подходов в исследовании распределения ионов СГ в растении является электронно-цитохимический метод. С применением этого метода были выявлены следующие закономерности.

1) В корне ионы СГ локализуются преимущественно в коре и эпидермисе и, что важно, практически отсутствуют в проводящем пучке центрального цилиндра (рис.За).

30 мкм

20 мкм

Рис.3. Распределение СГ в тканях и клетках корня S. altissima (зона растяжения),

(локализация СГ

выявляется по

скоплениям электронно-плотных гранул AgCl). Растения выращены на среде, содержащей 250 мМ NaCI. а - световая микроскопия, б~

электронная; эп — эпидермис, к — коря мкл - межклетник, ц — цитоплазма, в - вакуоль, пп - периплазматическое пространство, сп — сосудистый пучок, г — гранулы AgCl.

-102) Местами локализации СГ в коре и эпидермисе корня являются, в основном, клеточная стенка и цитоплазма клеток (рис.Зб). СГ обнаруживается также в периплазматическом прострастве и межклетниках. Скопления гранул А§С1 в цитоплазме, свидетельствующие о высокой концентрации С1", наблюдаются в зонах, прилегающих к плазмалемме и тонопласту.

3) В отличие от корня, в стебле и листьях ионы СГ обнаруживаются преимущественно в сосудистых пучках и в значительно меньших количествах в мезофилле и водоносных клетках (рис.4а,б). Темная окраска, наблюдаемая в клетках мезофилла, обусловлена, по-видимому, не только гранулами А§С1, но и наличием оптически плотных хлоропластов (рис.4б).

Рис. 4. Распределение СГ в тканях стебля (а) и листа (б) & аШзята. Видна преимущественная локализация ионов СГ в сосудистых пучках, мез - мезофил, сп -сосудистый пучок, вк - водоносная клетка.

Такое же распределение СГ в органах и тканях 5". акшппа было нами показано и другим методом, с помощью СГ-чувствительной флуоресцентной метки МЕР (В1\уега, Уегктап, 1991). МЕ<3 флуоресцирует в отсутствие СГ в среде, а в присутствии СГ флуоресценция МЕР подавляется.

В корнях растений, выращенных на среде с низкой концентрацией №С1 (3 мМ), наблюдалась флуоресценция МЕР в апопласте эпидермиса и коры, а также в центральном . цилиндре (рис.5а).

Рис.5. СГ-индуцированное тушение флуоресценции МЕ<2 в апопласте коры и эпидермиса корня & аШяяЫа (зона растяжения) Для получения поперечных срезов корни заливали 3% агаром и срезы обрабатывали раствором МЕС). Концентрация №С1 в среде: а - 3 мМ, б - 250 мМ. Обозначения как на рис.3.

-11В корнях растений, выращенных на среде с 250 мМ №С1, тушения флуоресценции не наблюдалось в центральном цилиндре (рис.56), тогда как в апопласте эпидермиса и коры флуоресценция МЕр была подавлена (рис.5б). Эти результаты говорят о том, что при засолении питательного раствора ионы СГ в корне локализуются преимущественно в апопласте этих тканей.

Отсутствие СГ-индуцированного тушения флуоресценции МЕ<3 в центральном цилиндре было показано также в экспериментах с интактными отсеченными корнями ^.а/Мшта. На рис. 6 показано, что в ксилеме корней, как контрольных растений (3 мМ ЫаС1), так и выращенных на питательной среде с 250 мМ №С1, наблюдалась флуоресценция красителя (рис.6а,б). В солевом варианте тушение флуоресценции МЕР наблюдалось лишь в кончике корня, т.е. в его недифференцированной части (рис.6в,г). Это свидетельствует о том, что ионы СГ проникают в апопласт всех меристематических клеток и корневого чехлика.

Рис.6. Отсутствие СГ-индуцированного тушения флуоресценции МЕ<3 в сосудах ксилемы корня 5. дй/даниа в зоне растяжения (а,6) и СГ- индуцированное тушение флуоресценции МЕС) в кончике корня (в,г). Сегменты корней погружали в раствор, содержащий МЕ<2 и инкубировали в этом растворе 15 мин при 22°С а, в — контроль (3 мМ №С1), б,г - 250 мМ №С1; Обозначения как на рис.3.

Таким образом, результаты этих экспериментов свидетельствуют о том, что СГ в проводящей, т.е. созревшей части корня не достигает ксилемы при транспорте СГ в радиальном направлении.

Далее встает вопрос, по каким же тканям осуществляется транспорт СГ в корне в восходящем направлении, если он не достигает ксилемы. Чтобы ответить на него, был поставлен следующий эксперимент. В раствор, содержащий №С1 и МЕО, была погружена нижняя часть корня, а анализу подвергали расположенную выше, не погруженную в раствор часть корня. На рис.7 показано, что СГ-индуцированное тушение флуоресценции и в этом случае происходило в апопласте коры и эпидермиса корня и не наблюдалось в проводящем пучке интакгного корня. Это видно как на поперечных срезах (рис.7а,б,в), так и на интактных корнях (рис.7г,д,е).

Полученный результат показывает, что ионы СГ в корне ХйЛшша движутся в восходящем направлении по клеточным стенкам и межклетникам коры и эпидермиса корня, но не по ксилеме.

Рис.7. СГ- индуцированное тушение флуоресценции МЕО в апопласте эпидермиса и коры (б,в) и отсутствие СГ- индуцированного тушения флуоресценции МЕО в ксилеме корня 5. аШата (д,е). а,г - контроль (3 мМ №С1), б,д - нижняя часть корня, погруженная в раствор, содержащий 250 мМ ИаС1, в,е - верхняя часть корня, не погруженная в 250 мМ №С1. Обозначения как на рис.3.

Исследование с помощью флуоресцентной метки МЕО распределения СГ в стебле также подтвердило результаты, полученные цитохимическим методом. В контрольном варианте флуоресценция МЕО наблюдалась в апопласте практически всех тканей, а в условиях засоления наиболее сильное тушение флуоресценции наблюдалось в проводящих пучках, и в меньшей степени в паренхиме, занимающей центральную часть стебля (не представлено).

Тушение флуоресценции МЕО в проводящих элементах (в многочисленных трахеидах и сосудах ксилемы) наблюдалось также в корневой шейке растений, выращенных на среде с 250 мМ №С1. Это свидетельствует о том, что загрузка ксилемы ионами СГ происходит не в поглощающей зоне корня, а лишь в зоне ответвления боковых корней от главного корня и/или в корневой шейке.

Дальнейший путь ионов СГ по стеблю в листья, по-видимому, проходит по ксилемным элементам. В клетках листа в условиях засоления тушение флуоресценции МЕО наблюдалось в проводящем пучке и апопласте мезофилла.

Таким образом, путь поглощенных корнями ионов СГ в восходящем направлении лежит по апопласту коры и эпидермиса корня, откуда в базальной части корня и в корневой шейке ионы СГ перегружаются в ксилемные элементы. По ксилемным элементам ионы СГ достигают мезофилла листа. По-видимому, попадая из ксилемных окончаний в межклетники, ионы С1" распределяются далее по клеткам мезофилла, где и депонируются в вакуолях.

Исследование транспорта ионов в корне ¿'.а/йгаипа методом сбора пасоки.

Для транспорта в восходящем направлении по ксилеме ионы должны преодолеть эндодермальный барьер. Преодоления такого барьера не требуется в случае транспорта ионов в восходящем направлении по апопласту коры. Множество экспериментов свидетельствует о том, что жизненно важные, содержащие биогенные элементы ионы, такие как ЫОз", НЮ42", Н2РО4", 8042", К+ и др., транспортируются в коре в радиальном направлении, преодолевая эндодермальный барьер. Часть этих ионов, не вовлеченная в обмен веществ в корне, транспортируется далее в надземные органы по ксилеме (МаксЬпег, 1995; Алехина, 2005). Проведенное нами исследование распределения С1" в тканях органов 5.аЛи5г'та показывает, что ионы СГ практически не преодолевают эндодермальный барьер и транспортируются в восходящем направлении по апопласту коры и эпидермиса корня. Различие в транспортных путях для СГ и ионов, содержащих биогенные элементы, предполагает, что зависимости концентраций СГ и, возможно, в пасоке от концентрации ЫаС1 в среде, с одной стороны, и концентраций N03' и К+ от концентрации КЫОз, с другой, подчиняются разным закономерностям.

В настоящем разделе показаны различия в характере указанных зависимостей.

Зависимости концентраций С1~ и N8* в пасоке от концентрации N80 в питательной среде. Эксперименты проводили на растениях, выращенных на стандартной питательной среде, содержащей №С1 в разных концентрациях. При увеличении концентрации ЫаС1 в питательной среде концентрация СГ в пасоке возрастала практически линейно во всем диапазоне наружных концентраций соли (рис.8а).

Рис.8, а - зависимости концентраций СГ и №* в пасоке £аА2ю/»ю от концентрации №С1 в среде культивирования; б - осмолярность, создаваемая ионами СГ и в пасоке. Среда -питательный раствор, содержащий КаС1 в концентрациях, указанных на осях абсцисс.

Концентрация К[а+ в пасоке также возрастала с увеличением засоления, обнаруживая тенденцию к насыщению при высоких концентрациях соли (рис.8а). На рис.

-1486. представлена зависимость суммарной концентрации С1" и Иа+ (осмолярности) в пасоке от концентрации ЫаС1 в среде.

Из этого графика следует, что С1" и Иа+ создают в пасоке осмотическое давление, близкое к осмотическому давлению, создаваемому №С1 в среде, поскольку, согласно уравнению Бойля - Вант-Гофа, осмотическое давление пропорционально сумме концентрации растворенных веществ. Принимая во внимание то, что пасока содержит и другие вещества, в том числе и органические, можно сделать вывод, что осмотическое давление пасоки больше осмотического давления среды, что создает условия для транспорта воды в корне в восходящем направлении даже в отсутствие надземных органов.

Зависимости концентраций К+ и Г^О'з в пасоке от концентраций К1ЧОз в питательном растворе. Эксперименты проводили на растениях, выращенных на стандартной питательной среде, содержащей 100 мМ №С1. Выращенные растения переносили на среды, идентичные средам выращивания, но в которых 1 мМ КН2РО4 и 4 мМ Са(ЫОз)г были заменены 1 мМ ЫаНгРС^ и 4 мМ СаСЬ, соответственно. Одновременно к средам добавляли КЖ>3 в разных концентрациях. Через 7 суток удаляли надземные органы и собирали пасоку.

О 2

4-4

О 10 20 30 40

Концентрация КЫОз в среде, мМ

5 70 £ 01 60 X

й 50

§ 30 з 2. 20 £

§ ю

1 о

О 5 10 15 20 25

Концентрация КЫОз 8 сРеДе> мМ

Рис.9. Зависимости концентрации ионов Ж>~з (а) и К+ (й) в пасоке от

концентрации КРЮз в среде культивирования. Среда - питательный раствор, содержащий КЫОз в концентрациях, указанных на осях абсцисс.

Концентрация ЫОз" в пасоке при наружных концентрациях КЖЬ в среде в диапазоне от 0 до 15 мМ поддерживалась на постоянном уровне и составляла около 1 мМ (рис.9а). В диапазоне концентрации КЫОз в среде 15-20 мМ происходило резкое увеличение концентрации ионов N03" в пасоке и при дальнейшем увеличении концентрации КЫОз в среде концентрация N03" в пасоке поддерживалась на постоянном уровне (6,5-7,0 мМ). Аналогичная картина наблюдалась и для ионов К+. При низких наружных концентрациях соли (от 0 до 7,5 мМ), концентрация К+ в пасоке

поддерживалась на постоянном уровне около 25 мМ (рис.9б). При увеличении наружной концентрации К№Эз до 10 мМ происходило резкое возрастание концентрации К+ в пасоке, достигая приблизительно 60 мМ. При дальнейшем увеличении концентрации КЫОз в среде (до 20 мМ) концентрация К+ в пасоке не изменялась и поддерживалась на этом уровне.

Таким образом, получены разные зависимости для концентраций ионов в пасоке от концентраций соли в среде. Концентрации С1" и Иа монотонно возрастали по мере увеличения наружной концентрации ИаС1. Для концентраций Ы03" и К+ было характерно наличие двух уровней с резким переходом между ними в некотором узком диапазоне наружных концентраций КЖ>з. Эти различия свидетельствуют в пользу того, что пути транспорта СГ и Ыа+, с одной стороны, и ИОз" и К+, с другой, в корне Я.аишгта различаются

Результаты этих экспериментов согласуются с данными, полученными в исследовании распределения ионов С1" цитохимическим методом с использованием А§+ и с помощью флуоресцентной метки на ионы СГ - МЕР, где было показано, что СГ в корне движется в восходящем направлении по апопласту коры. Это подразумевает, что дальний транспорт СГ, а возможно и не контролируется клетками эндодермы и

паренхимными клетками центрального цилиндра корня.

Полученные различия указывают также на более жесткий контроль концентраций ЖЬ' и К+ в пасоке, чем концентраций С1" и что согласно с идеей о транспорте первух двух ионов в радиальном направлении через эндодерму и на вовлечение паренхимных клеток центрального цилиндра корня в загрузку их в ксилему.

Остается неясным наличие двух концентрационных уровней для ИОз' и К+ и резкого перехода между ними (рис.9а,б). Возможно, при разных концентрациях КЫОз в среде загрузка ксилемы ионами Ж)з" и К+ осуществляется разными транспортными белками.

Стимуляция формирования пиноцитозных структур хлористым натрием.

Электронно-микроскопическое исследование выявило в клетках эпидермиса и коры корня Л сйШвгта пиноцитозные структуры нескольких типов.

Тип 1. В клетках корней растений, выращивавшихся при высоких концентрациях ЫаС1 в среде (250 мМ и 500 мМ), часто встречались структуры, так называемые пиноцитозные инвагинации (ПИ), окруженные двумя мембранами и имеющие округлую или овальную форму (рис.10). Подобные структуры были описаны ранее для клеток мезофилла и водозапасающей ткани листьев X. а/йя'м (Куркова, Балнокин, 1992; 1994). Анализ электронно-микроскопических снимков позволяет предположить следующую схему образования ПИ. Цитоплазма под давлением пиноцитозного пузырька раздвигается в стороны. Ограничивающие цитоплазму мембраны, плазмалемма и тонопласт, в этом месте сближаются и впячиваются в центральную вакуоль (рис. 10а,б). Далее ПИ отделяются от плазмалеммы и тонопласта, образуя замкнутые структуры внутри центральной вакуоли (рис.Юв). Наружная мембрана таких структур является

производной тонопласта, а внутренняя - плазмалеммы. В процессе «роста» ПИ по краям раздвинувшейся цитоплазмы происходит отшнуровывание везикул плазмалеммы, заполненных цитоплазматическим материалом (рис. 10а,б). После отделения ПИ от плазмалеммы и тонопласта эти везикулы оказываются внутри образовавшегося мультивезикулярного тела (МВТ) (рис.Юв). В формировании пиноцитозных структур помимо плазмалеммы и тонопласта могут принимать участие, по-видимому, разные эндосомальные мембраны. Иногда они располагаются слоями (рис. 1 Од), в некоторых случаях принимают вид концентрических окружностей, образуя ламеллярно-везикулярное тело (ЛВТ) (рис. Юг). В ряде случаев внутри ПИ и МВТ видны лишь плоские фрагменты мембран, по-видимому, продукты деградации ламелл и везикул. Плазмалемма и тонопласт, ограничивающие МВТ и ЛВТ, вероятно, также подвергаются лизису, о чем говорит наличие мембранных фрагментов внутри центральных вакуолей (рис.Юе).

Рис.10. Пиноцитозные инвагинации в клетках корней S.allissima при выращивании растений в стационарных условиях, а-е - при 250 мМ NaCl в питательной среде, ж - при 50

мМ NaCl. а,б - ПИ, окруженные двумя мембранами - производными плазмалеммы (пм) и тонопласта (т) и имеющие связь с апопластом; внутри ПИ видны везикулы (вз), образованные отшнуровыванием ПМ; а - сформировавшаяся ПИ, б - начальная стадия ее формирования; в -мультивезикулярное тело (мвт), образовавшееся путем отшнуровывания ПИ от плазмалеммы и тонопласта; г - ПИ, заполненная ламеллярно-везикулярным материалом (лвт); д - МВТ, заполненное мембранами эндосомального происхождения; е — МВТ, лизирующееся в вакуоли; ж - ПИ, не превращающееся в МВТ и остающееся в контакте с апопластом.

В клетках эпидермиса и коры корня S.altissima, выращенной при относительно низких концентрациях NaCl в среде (3 и 50 мМ) также формировались пиноцитозные инвагинации, образуемые двумя мембранами - плазмалеммой и тонопластом (рис. 10ж). Однако ПИ, по-видимому, не превращались далее в МВТ или ЛВТ. Об этом

свидетельствует тот факт, что при низких концентрациях ЫаС1 в среде МВТ и ПИ в клетках не обнаруживались. Таким образом, у растений, растущих при низких концентрациях ЫаС1 в среде, процесс формирования МВТ останавливается на стадии шшоцитозных инвагинаций.

Тип 2. Структуры этого типа формировались в клетках эпидермиса и коры корня Б.ЫНязгта чаще всего в условиях гиперосмотического солевого шока, когда концентрацию соли в среде резко увеличивали от 50 до 250 мМ.

Рис.11. Ультраструктура клеток корней Л', а&ш/та и пиноцитоз при гиперосмотическом солевом шоке, а — плазмолиз и отрыв плазмодесм (пд); б — плазмолиз и образование микровакуолей (мв) в цитоплазме; в - ПИ, заполненная мембранами эндосомального происхождения и окруженная одной мембраной - тонопластом; г - МВТ в вакуоли, ограниченное тонопластом и содержащее эндосомальные мембраны; д, е - везикулы в периплазматическом пространстве (пп), образованные отшнуровыванием ПМ. Плазмалемма в местах скопления везикул образует складки и карманы (к).

Последнее приводило к таким изменениям ультраструктуры, которые типичны для плазмолизированных клеток. В частности, наблюдалось отделение цитоплазмы от клеточных стенок, происходил разрыв плазмодесм (рис. 11а) и образование микровакуолей в цитоплазме (рис.116). Отметим, что в клетках корней растений, не испытавших действия шока, микровакуоли в цитоплазме встречались редко. Характерные для плазмолизированных клеток структуры типа 2 представляли собой инвагинации тонопласта в сторону вакуоли, заполненные мембранным материалом. Последний был представлен везикулами и мембранами, по-видимому, производными разных органелл (рис.11в).

Как и в случае структур типа 1, структуры типа 2 отшнуровывались от тонопласта и формировали свободно «плавающие» в вакуолях МВТ или ЛВТ (рис. 11г). В отличие от структур типа 1 они были ограничены лишь одной мембраной, происходящей из тонопласта.

Тип 3. Структуры этого типа, как и структуры типа 2, образовывались в клетках эпидермиса и коры корня S. altissima в ответ на гиперосмотический солевой шок. Это — везикулы, которые плазмалемма отшнуровывапа в периплазматическое пространство (ПП) (рис.11д,е). Плазмалемма, прилегающая к местам скоплений таких везикул, была неровной, образовывала складки и карманы (рис.lie). Структуры типа 3 ограничены одной мембраной, но этой мембраной, в отличие от структур типа 2, является не тонопласт, а плазмалемма.

Формирование ПИ и МВТ типа 1, по-видимому, создает условия для транспорта веществ по трем направлениям: (а) из апопласта в центральную вакуоль, (б) из цитоплазмы в вакуоль и (в) из цитоплазмы в апопласт. Поскольку внутренняя полость ПИ связана с ПП, то вещества из апопласта проникают в эту полость и оказываются внутри МВТ, а затем и вакуоли. Отшнуровывание заполненных цитоплазматическим материалом везикул плазмалеммы внутрь ПИ может обеспечить перенос веществ из цитоплазматического компартмента как в центральную вакуоль, так и в апопласт. Структуры типа 1, таким образом, можно считать как эядоцитозными, так и экзоцитозными образованиями в зависимости от того, какое направление везикулярного транспорта преобладает - из апопласта в вакуоль или из цитоплазмы в ПП. Везикулярный перенос веществ из цитоплазмы в вакуоль также, по-видимому, свойственный структурам типа 1, вероятно, следует рассматривать как внутриклеточный транспорт. К этому же типу транспорта можно отнести и везикулярный перенос веществ, осуществляемый пиноцитозными структурами типа 2. Пиноцитозные структуры типа 3, локализованные в ПП и образуемые плазмалеммой, являются экзоцитозными образованиями (Battey et al., 1999).

Стимуляция образования эндоцитозных структур хлористым натрием в клетках корней была подтверждена с помощью флуоресцентного зонда на эндоцитоз FM 4-64. Растворившийся исходно в липидном бислое плазмалеммы зонд интернализовался клеткой. NaCl значительно ускорял этот процесс.

На рис. 12 , показано поглощение FM 4-64 клетками корня в бессолевом (а) и солевом (б) вариантах эксперимента, соответственно. В солевом варианте зонд поглощался более интенсивно, чем в бессолевом.

Чтобы выяснить, стимулируется ли процесс эндоцитоза специфически ионами Na+ или СГ или его индукция связана с гиперосмотическим шоком, независимо от того, какой агент его вызывает, мы исследовали действие нескольких солей и нейтрального осмотика маннита на процесс включения FM 4-64 в клетки. Все выбранные соли (50 мМ NaCl, 50 мМ КС1, 50 мМ NaNCb), а также маннит (100 мМ), стимулировали включение зонда в клетки, при этом маннит оказывал наиболее сильное действие.

Рис.12. Флуоресценция

эндоцитозного зонда ПЧ 4-64 в клетках корня £аМшта, выращенной в питательном растворе с 3 мМ N801 (зона растяжения). Отделенный корень инкубировали на протяжении 25 мин в растворе зонда, содержащем 3 мМ ИаС1 (а) и 50 мМ №С1 (б).

25 мин

5 мин 25 мин

Полученный результат показывает, что в клетках корней 5. аЛшнна эндоцитоз индуцируется повышением осмотического давления в среде, а не действием какого-то специфического иона.

Возможное участие пиноцитоза в переносе СГ между цитоплазмой, апопластом и вакуолью. В литературных источниках нам не удалось обнаружить прямых доказательств участия везикул и пиноцитозных структур у растений в транспорте ионов. Вместе с тем, результаты исследования кинетики транспорта СГ, Ыа+ и К+ через плазмалемму харовых водорослей могли быть объяснены только на основании модели, в которой в перенос ионов был вовлечен везикулярный транспорт (МасКоЬЫе, 1999). Для выявления возможности участия пиноцитоза в транспорте СГ у X. аМганпа, мы исследовали локализацию СГ в пиноцитозных структурах методом электронной цитохимии.

В цитоплазме клеток корней наибольшая плотность гранул А§С1 выявлялась в зонах, прилегающих к плазмалемме и тонопласту (рис.13). В последнем случае гранулы часто располагались в цитоплазме в виде больших скоплений, вдающихся в вакуоль. Электронно-цитохимический метод обнаружения ионов СГ в клетках не позволяет выявлять одновременно структуру мембран и цитоплазмы, поскольку обработка растительного материала азотнокислым серебром не совместима с фиксацией тканей глутаровым альдегидом, который требуется для тонкой проработки структуры.

1 мкм

1Я

а8С1

Рис.13. Цитохимическая реакция на СГ в клетках корня Л1. аШю1та. пп — периплазматическое пространство, пи — пиноцитозные инвагинации, а - скопления гранул А§С1 в клетках растений, выращенных в стационарных условиях (250 мМ №С1). Как предполагается, гранулы локализованы в ПИ, окруженных двумя мембранами и выходящих из апопласта в вакуоль; б - скопления гранул AgCl главным образом между клеточной стенкой и цитоплазмой (в периплазматическом пространстве) в клетках корней растений при солевом шоке; в,г — гранулы А§С1 в клетках корней в условиях солевого шока; отчетливо видны скопления гранул на границе цитоплазма/вакуоль, различимы фрагменты тонопласта, ограничивающего гранулы.

Тем не менее, на основании сравнения микрофотографий, полученных после фиксации тканей в присутствии азотнокислого серебра (для выявления ионов СГ) и после обычной фиксации глутаровым альдегидом и ОзС^, с высокой долей вероятности мы можем предположить, что наблюдаемые на границе цитоплазма/вакуоль, цитоплазмаУапопласт скопления гранул А§С1 находятся внутри пиноцитозных инвагинаций.

Скопления гранул А§С1 в зонах формирования пиноцитозных структур свидетельствует в пользу участия последних в везикулярном транспорте СГ. Транспорт СГ, а также и Ыа+, посредством пиноцитозных структур может вносить вклад в поддержание низких концентраций этих ионов в цитоплазме в условиях засоления. С помощью пиноцитозных структур типа 1 ионы могут транспортироваться из апопласта в вакуоль «в обход» цитоплазматического компартмента. С помощью структур типа 1 и 2 может осуществляться экспорт ионов из цитоплазмы в вакуоль, а с помощью структур типа 3 - в апопласт или в вакуоль. Роль пиноцитозных структур в транспорте ионов в условиях гиперосмотического солевого шока, по-видимому, особенно велика, поскольку именно это воздействие на клетки стимулирует их образование.

£а//ш»па относится к группе соленакапливающих галофитов (Балнокин с соавт., 2004), аккумулирующих СГ и в вакуолях клеток листьев до высоких концентраций. Как показали результаты проведенных экспериментов, движение СГ в корне в восходящем направлении осуществляется по апопласту коры и эпидермиса, но не по ксилеме. Эндодерма является барьером для движения ионов СГ и, возможно, Ыа+ к

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ксилеме. В местах ответвления боковых корней от короткого стержневого корня и/или в зоне корневой шейки, т.е. там, где отсутствует эндодерма, происходит загрузка ксилемных элементов ионами СГ, которые поступают из апопласта коры. В отличие от СГ и Na+, не входящих в число биогенных элементов, ионы NCV и К+, необходимые для роста растений, в соответствии с общепринятой моделью (Marshner, 1995; Алехина, 2005), транспортируются через эндодерму к паренхимным клеткам центрального цилиндра и далее в ксилему. Последующий транспорт N03" и К+ в восходящем направлении в побеги осуществляется по ксилеме. Таким образом, в корне, по-видимому, происходит разделение потоков С1" и Na+, с одной стороны, и NO3" и К+ с другой (рис.14А).

В связи с этими результатами следует упомянуть данные Пенг с соавторами (Peng et al., 2004), полученные на галофильном злаке Puccinellia tenuiflora. Электрофизиологическими методами, рентгеновским микроанализом и применением Cs+ и теграэтиламмония - ингибиторов К+-каналов было показано, что у этого растения Na+, в отличие от К+, не проходит эндодермальный барьер. Преимущественное поглощение К+ было обусловлено высокой селективностью калиевых каналов и механическим барьером для Na+, создаваемым поясками Каспари.

Каковы движущие силы транспорта СГ и Na+ в восходящем направлении из корня в надземные органы? В интактном растении ионы СГ и Na+ движутся в восходящем направлении по апопласту (в корне — по апопласту коры, в стебле — по ксилемным элементам) с массовым током воды, осуществляемым по градиенту водного потенциала. В условиях слабой транспирации, когда устьица закрыты, градиент водного потенциала должен создаваться градиентным распределением веществ в клетках корня и надземных органов. В соответствии с этим, в работе показано, что суммарное содержание СГ и Na+, рассчитанное на единицу сырой массы органа, выше в листьях, чем в корнях (рис.1 г). Такой же вопрос о движущих силах транспорта воды и растворенных в ней веществ встает в случае образования пасоки корневой системой, отделенной от надземных органов. Образование пасоки предполагает наличие градиента водного потенциала между наружной средой и апопластом корня. У S.altissima такой градиент водного потенциала создается, в основном, благодаря высокому содержанию ионов СГи Na+ в апопласте коры и эпидермиса.

Возвращаясь к транспорту ионов, следует отметить, что СГ и Na+ локализованы в апопласте коры корня между двумя барьерами, образованными экзодермой и эндодермой, имеющими несуберинизированные пропускные клетки. Имеющиеся в литературе данные свидетельствуют о стимуляции суберинизации эндодермы и экзодермы при засолении у других растений (Enstone and Peterson, 1997; Karahara et al., 2004). Такого рода анатомия отображена на схеме (рис. 14Б). Встает вопрос, каков физиологический смысл наличия эндодермального барьера для СГ и Na+ и ограничения потоков этих ионов в центральный цилиндр корня. Возможно, эндодерма предотвращает токсическое действие СГ и Na+ на клетки центрального цилиндра, играющие важную роль в метаболизме корня. Возможно также, что преодоление эндодермального барьера ионами СГ и Na+ существенным

образом уменьшало бы потоки этих ионов в надземные органы, не позволяя им накапливаться там до высокого уровня.

эндодерма эпидермис

клетки коры эндодерма стелярная паренхима

пропускные клетки

Ма'/Н*-С17Н*- антипортер «кпшортер А | н'-АТФма

кора

среда

Н'-АТФаза

Пропускная клетка

К*. N8*-

снмпортер (НКТ1)

СГ- канал

Рис.14. Гипотетическая схема, описывающая направления транспорта СГ, N03" и К* в корне соленакапливающего галофита Л/я«/« яЛйя'/ия. А - пути транспорта ионов в корне в восходящем направлении, Б - радиальный транспорт ионов в зоне поглощения, В -предполагаемые транспортные системы, вовлеченные в перенос ионов через пропускные клетки эпидермиса корня.

]

Каков механизм транспорта СГ и Na+ из наружной среды в апопласт коры корня, осуществляемого, по-видимому, через пропускные клетки? Гипотеза, отображающая вероятный механизм, представлена на рис. 14В. Она основана на имеющихся в литературе сведениях об ионных транспортерах и каналах (Dietrich and Hedrich, 1994, 1998; Zhang et a/.,2001; White, 2001; Katz et al„ 1994; Shi et al„ 2002; Tester, 2003). Вход Na+ в пропускные клетки осуществляется вместе с К+ через Na+, К+-симпортер (НКТ1), энергизуемый Н+-АТФазой (Schachtman, Liu, 1999; Rodriguez-Navaro, Rubio, 2006). Деполяризация плазмалеммы, происходящая в результате входа этих двух ионов в цитоплазму, обеспечивает поддержание градиента электрохимического потенциала СГ, направленного внутрь. В результате ионы СГ из наружной среды через потенциалзависимые анионные каналы поступают в клетки.

Выход Na+ по другую сторону пропускной клетки, в апопласт коры, осуществляется с помощью Иа+/Н+-ангипортера (SOS1). Ионы СГ, возможно, транспортируются в апопласт посредством СГ/Н^-антипортера. Данные о функционировании такого транспортера в ПМ и тонопласте были получены на харовой водоросли Chara corollina (Reid et al, 1984) и в корнях свеклы и томатов (Pantoja et al., 1989). Функционирование Na+/H+- и СГ/ГГ-антипортеров поддерживается работой Н+-АТФазы.

Исследование ультраструктуры клеток корней галофита S. altissima и распределения в них СГ продемонстрировало наличие в клетках СГ-содержащих пиноцитозных образований трех типов. Формирование ГШ и МВТ этих типов создает условия для транспорта веществ по трем направлениям: (а) из апопласта в центральную вакуоль, (б) из цитоплазмы в вакуоль и (в) из цитоплазмы в апопласт. Внутренняя полость ПИ типа 1 связана с периплазматическим пространством, следовательно, вещества из апопласта проникают в эту полость и оказываются внутри МВТ, а затем и вакуоли. Отшнуровывание заполненных цитоплазматическим материалом везикул плазмалеммы внутрь ПИ может обеспечить перенос веществ из цигоплазматического компартмента как в центральную вакуоль, так и в апопласт. Пиноцитозные структуры типа 2 осуществляют перенос веществ из цитоплазмы в вакуоль, а пиноцитозные структуры типа 3 - из цитоплазмы в апопласт. Транспорт ионов посредством пиноцитозных структур, по-видимому, вносит вклад в поддержание низких концентраций С1" и Na+ в цитоплазме в условиях засоления. Предполагается, что с помощью структур типа 1 ионы переносятся из апопласта в вакуоль «в обход» цитоплазматического компартмента и там депонируются. С помощью структур всех описанных типов может осуществляться ионная разгрузка цитоплазмы, куда ионы поступают по градиенту электрохимического потенциала. Не исключено, что предполагаемый транспорт ионов Na+ и СГ с помощью пиноцитозных структур вносит вклад в регуляцию ионных потоков на уровне целого растения.

центральную вакуоль или апопласт, в зависимости от того, идет процесс формирования МВТ до конца или останавливается на стадии образования ПИ, что, в свою очередь, зависит от концентрации №С1 в прикорневой зоне. Этим может регулироваться доставка ионов из корней в побеги.

ВЫВОДЫ

1) В проводящей зоне корня ионы СГ локализуются преимущественно в апопласте эпидермиса и коры. В этой зоне корня эндодерма является анатомическим барьером для проникновения СГ в клетки стелярной паренхимы и сосуды ксилемы. Эндодерма корня осуществляет избирательный транспорт ионов, содержащих биогенные элементы.

2) Движение ионов СГ и, возможно, Na+ в восходящем направлении в корне осуществляется по апопласту коры и эпидермиса.

3) Загрузка ксилемных элементов ионами СГ происходит в местах ответвления боковых корней от короткого стержневого корня и/юш в зоне корневой шейки, куда ионы СГ поступают по апопласту коры.

4) Осмотический шок, создаваемый хлористым натрием и другими осмотиками, индуцирует формирование пиноцитозных структур в клетках эпидермиса и коры корня.

5) Пиноцитозные структуры участвуют в транспорте СГ и, вероятно, Na+ между апопластом, цитоплазмой и вакуолью в клетках эпидермиса и коры корня, что может вносить вклад в регуляцию потоков этих ионов в системе целого растения.

Список работ, опубликованных по теме диссертации.

1. Балнокин Ю.В., Куркова Е.Б., Мясоедов H.A., Хайлова Г.Ф., Луньков Р.В., Халшхова Л.А., Андреев И.М., Котов A.A., Котова Л.М. Организация водного обмена у галофитов: связь с дальним транспортом Na+ и СГ. IV Международная конференция «Регуляция роста, развития и продуктивности растений». Минск, 2005, С.25.

2. Куркова Е.Б., Халилова Л.А., Мясоедов H.A., Хайлова Г.Ф., Балнокин Ю.В. Возможные пути дальнего транспорта хлора у соленакашшвающего галофита Svaeda altissima Международная конференция «Физиологические и молекулярно-генетические аспекты сохранения биоразнообразия». Вологда, 2005, С.100.

3. Халилова Л.А., Куркова Е.Б., Балнокин Ю.В., Мясоедов H.A., Юсуфов А.Г. Пиноцитоз в клетках галофита Suaeda altissima и его участие в транспорте хлора. Международная научная конференция «Современные проблемы адаптации и биоразнообразия». Махачкала, 2006, С.94,

4. Халилова Л.А., Куркова Е.Б., Мясоедов Н.А, Балнокин Ю.В. Некоторые структурные аспекты транспорта ионов хлора в корне соленакапливающего галофита Suaeda altissima.

Тезисы докладов XIII Международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученных «Ломоносов-2006», 2006, С.238

5. Халилова Л.А. Анатомические и ультраструктурные особенности тканей и клеток листьев и корней галофита Suaeda altissima. Материалы I (XI) Международной конференции молодых ботаников в С-Петербурге. С.-Петербург, 2006, С.212.

6. Куркова Е.Б., Халилова Л.А., Жамалетдинов Н.К., Мясоедов H.A., Бабаков A.B., Балнокин Ю.В. Ультраструктура клеток двух галофитов различающихся по стратегии выживания в условиях высокой солености среды (Suaeda altissima и Thellungiella salsuginea). VI съезд общества физиологов растений России и Международная конференция «Современная физиология растений: от молекул до экосистем». Сыктывкар, 2007, С.227.

7. Балнокин Ю.В., Куркова Е.Б., Халилова Л.А., Мясоедов H.A., Юсуфов А.Г. Пиноцитоз в клетках соленакапливающего галофита Suaeda altissima и его возможное участие в транспорте ионов С1". Физиология растений, 2007, Т. 54, С.892-901.

8. Куркова Е.Б., Халилова Л.А., Жамалетдинов Н.К., Мясоедов H.A. Ультраструкура хлоропластов и некоторые особенности клеток листьев галофитов в условиях солевого стресса. Годичное собрание ОФР и Международная конференция «Физико-химические основы структурно-функциональной организации растений». Екатеринбург, 2008 (в печати).

Подписано в печать 09.10.2008

Печать трафаретная

Заказ № 911 Тираж- 100 экз.

Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш., (499) 788-78-56 www.autoreferat.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Халилова, Людмила Абдулгадиевна

1. Введение.

2 Обзор литературы.

2.1. Общие принципы транспорта СГ.

2.1.1. Пассивный транспорт СГ.

2.1.2. Активный транспорт СГ.

2.1.3. Анионные каналы.

2.1.4. Молекулярно-генетические основы транспорта ионов СГ.

2.1.5. Дальний транспорт СГ.

2.1.6. Апопласт- как один из путей транспорта ионов.

2.1.6.1. Химический состав клеточной стенки.

2.1.6.2. Физико-химические свойства клеточной стенки.

2.2. Везикулярный транспорт веществ.

2.2.1. Везикулярный транспорт в животных клетках.

2.2.2. Пиноцитоз в растительной клетке.

2.2.3. Регуляция везикулярного транспорта.\.

2.2.4. Молекулярные основы везикулярного транспорта.

3 Материалы и методы.

3.1 Объект исследования.

3.2 Методы культивирования.

3.3 Электронно-микроскопические исследования.

3.4. Определение локализации ионов СГ.

3.5 Определение содержания Na+ и К+ в органах.

3.6 Получение пасоки.

3.7 Измерение концентраций ионов Na+ и К+ в пасоке.

3.8 Измерение концентраций ионов NO3" в пасоке.

3.9 Измерение содержания ионов СГ в органах и концентрации его в пасоке.

3.10 Исследование эндоцитоза в клетках корня с помощью флуоресцентного красителя FM 4-64.

4 Результаты и обсуждение.

4.1. Содержание С Г, Na+ и К+ в органах Suaeda altissima при разных концентрациях NaCl в среде культивирования.

4.2. Анатомия органов и ультраструктура клеток S. altissima.

4.3. Распределение ионов СГ в тканях и клетках органов

Suaeda altissima.

4.4. Исследование транспорта ионов в корне S.altissima методом сбора пасоки.

4.4.1. Зависимости концентраций СГ и Na+ в пасоке от концентрации NaCl в питательной среде.

4.4.2. Зависимости концентраций К+ и NO"3 в пасоке от концентрации KNO3 в питательном растворе.-.

4.5. Пиноциозные структуры в клетках корня Suaeda altissima и их возможное участие в транспорте ионов.

4.5.1 .Стимуляция образования пиноцитозных структур хлористым натрием.

4.5.2 Связь процесса пиноцитоза с переносом ионов СГ между цитоплазмой, апопластом и вакуолью.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Пути транспорта Cl в системе целого растения у галофита Suaeda altissima (L.) Pall."

Солеустойчивость растений остается одной из актуальных проблем фитофизиологии. К настоящему времени в основных чертах стало ясным, какие механизмы лежат в основе устойчивости растений к высоким концентрациям солей на клеточном уровне. К ним в первую очередь относят локализованные в плазмалемме и тонопласте ион-транспортирующие системы, поддерживающие низкие концентрации Na+ и СГ в цитоплазме, а также системы биосинтеза осмолитов - низкомолекулярных органических соединений, которые выполняют осморегуляторную и протекторную функции. Вместе с тем, работы последних лет показывают, что солеустойчивость растений во многом определяется эффективностью механизмов, функционирующих в системе целого растения. В частности, она зависит от распределения активностей ион-транспортирующих систем и систем синтеза осмолитов по органам и тканям. Важную роль играет способность растений к градиентному распределению ионов и осмолитов по ярусам листьев. Вместе с тем, работ, посвященных ионному гомеостатированию в системе целого растения в условиях засоления, крайне мало. Слабо изучены 1 механизмы дальнего транспорта Na и С1 и пути передвижения эгих иоиов в целом растении. Особенно мало известно о транспорте СГ.

Удобными модельными растениями для исследования солеустойчивости на уровне целого организма являются галофиты. В работах, выполненных ранее в лаборатории солевого обмена и солеустойчивости ИФР РАН, было показано, что соленакапливающий галофит Suaeda altissima поддерживает градиент концентраций ионов Na+ в системе почва-корень-побег (Балнокин и др., 2005). Ионы Na+ в клетках листьев этого растения накапливаются до гораздо более высокого уровня, чем в клетках корней, и содержание их там достигает 1,0 - 1,5 моль/г сырой массы. В клетках корней, в свою очередь, оно было выше, чем в почве. Такое распределение ионов обеспечивает поддержание градиента водного потенциала в системе целого растения. За счет этого вода транспортируется из почвы в корень и далее по стеблю в листья. Аккумуляция ионов Na+ и, вероятно, СГ в листьях предполагает наличие эффективного транспортного пути для этих ионов из корней в побеги. В клетках надземных органов ионы депонируются в вакуолях с затратой метаболической энергии. Мы предположили, что у соленакапливающих галофитов и, в частности, у Suaeda движение Na+ и СГ в системе целого растения осуществляется, в основном, по апопласту. При доставке в листья ионов Na+ и СГ, требующихся там в больших количествах, их транспорт от клетки к клетке через мембраны или по симпласту встречал бы на своем пути большие ограничения.

Доказательству существования основного транспортного пути для ионов СГ через апопласт корня и по элементам ксилемы стебля и листьев S. altissima посвящена первая часть работы.

В исследованиях, выполненных ранее в лаборатории солевого обмена и солеустойчивости, на листьях нескольких видов галофитов был продемонстрирован пиноцитоз (Куркова, Балнокин, 1992, 1994, 2002). Были получены предварительные данные, которые указывали на возможность участия пиноцитоза в транспорте СГ в клетках листьев галофитов.

Вторая часть работы посвящена изучению процесса пиноцитоза в клетках корней S. altissima и исследованию возможностей его участия в транспорте СГ.

1. Цели и задачи исследования

Цели - исследовать пути транспорта ионов СГ у соленакапливающего галофита S. altissima в системе целого растения. Показать связь транспорта ионов СГ с процессом пиноцитоза в клетках корпя этого растения.

В связи с этим были поставлены следующие задачи: 1) Измерить содержание ионов СГ, Na+ и К+ в органах S. altissima при разных концентрациях NaCl в среде культивирования, сравнить распределение ионов СГ по органам с распределением Na+ и К+.

-72) Исследовать анатомию органов и ультраструктуру клеток корня, стебля и листьев S. altissima.

4) Измерить концентрации ионов СГ и Na+ в пасоке S. altissima при разных концентрациях NaCl в среде культивирования.

6) Исследовать влияние NaCl на процесс эндоцитоза в клетках корня S.altissima с помощью флуоресцентного зонда FM 4-64.

7) Исследовать связь процесса пиноцитоза в клетках корня S.altissima с транспортом ионов СГ методом электронной цитохимии.

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Халилова, Людмила Абдулгадиевна

- 106-Выводы

2) Движение ионов СГ и, возможно, Na+, в восходящем направлении в корне осуществляется по апопласту коры и эпидермиса.

3) Загрузка ксилемных элементов ионами СГ происходит в местах ответвления боковых корней от короткого стержневого корня и/или в зоне корневой шейки, куда ионы СГ поступают по апопласту коры.

- 107

- 100-Заключение

S.altissima относится к группе солеиакапливающих галофитов (Балнокин с соавт., 2004), аккумулирующих СГ и Na+ в вакуолях клеток листьев до высоких концентраций. Как показали результаты проведенных экспериментов, движение СГ в корне в восходящем направлении осуществляется по апопласту коры и эпидермиса, но не по ксилеме. Матрикс клеточной стенки представляет собой трехмерный слабосшитый природный ионообменник, обладающий в основном катионообменными свойствами (Мейчик, 2007). Можно поэтому предположить, что ионы СГ в клеточной стенке находятся преимущественно в свободном состоянии. Эндодерма является барьером для движения ионов СГ и, возможно, Na+ к ксилеме. В местах ответвления боковых корней от короткого стержневого корня и/или в зоне корневой шейки, происходит загрузка ксилемных элементов ионами СГ, которые поступают из апопласта коры. В отличие от СГ и Na+, не входящих в число биогенных элементов, ионы NO3" и К+, необходимые для роста растений, в соответствии с общепринятой моделью (Marshner, 1995; Алехина, 2005), транспортируются через эндодерму к паренхимным клеткам центрального цилиндра и далее в ксилему. Последующий транспорт N03" и К+ в восходящем направлении в побеги осуществляется по ксилеме. Таким образом, в корне, по-видимому, происходит разделение потоков СГ и Na+, с одной стороны, и NO3" и К+ с другой (рис.ЗбА).

В связи с этими результатами следует упомянуть данные Пенг с соавторами (Peng et al., 2004), полученные на галофильном злаке Puccinellia tenuiflora. Электрофизиологическими методами, рентгеновским микроанализом и применением Cs+ и тетраэтиламмония - ингибиторов К+-каналов было показано, что у этого растения Na+, в отличие от К+, не проходит эндодермальный барьер. Преимущественное поглощение К+ было обусловлено высокой селективностью калиевых каналов и механическим барьером для Na+, создаваемым поясками Каспари.

Каковы движущие силы транспорта СГ и Na+ в восходящем направлении из корня в надземные органы? В интактном растении ионы СГ и Na+ движутся в восходящем направлении по апопласту (в корне - по апопласту коры, в стебле - по ксилемным элементам) с массовым током воды, осуществляемым по градиенту водного потенциала. В условиях слабой транспирации, когда устьица закрыты, градиент водного потенциала должен создаваться градиентным распределением веществ в клетках корня и надземных органов. В соответствии с этим, в работе показано, что суммарное содержание СГ и Na+, рассчитанное на единицу сырой массы органа, выше в листьях, чем в корнях (рис.4). Такой же вопрос о движущих силах транспорта воды и растворенных в ней веществ встает в случае образования пасоки корневой системой, отделенной от надземных органов. Образование пасоки предполагает наличие градиента водного потенциала между наружной средой и апопластом корня. У S. altissima такой градиент водного потенциала создается, в основном, благодаря высокому содержанию ионов СГ и Na+ в апопласте коры и эпидермиса.

Возвращаясь к транспорту ионов, следует отметить, что СГ и Na+ локализованы в апопласте коры корня между двумя барьерами, образованными экзодермой и эндодермой, имеющими несуберинизированные пропускные клетки. Имеющиеся в литературе данные свидетельствуют о стимуляции суберинизации эндодермы и экзодермы при засолении у других растений (Enstone and Peterson, 1997; Karahara et al., 2004). Такого рода анатомия отображена на схеме (рис. 36Б). Встает вопрос, каков физиологический смысл наличия эндодермального барьера для СГ и Na+ и ограничения потоков этих ионов в центральный цилиндр корня. Возможно, эндодерма предотвращает токсическое действие СГ и Na+ на клетки центрального цилиндра, играющие важную роль в метаболизме корня. Возможно также, что преодоление эндодермального барьера ионами СГ и Na+ существенным образом уменьшало бы потоки этих ионов в надземные органы, не позволяя им накапливаться там до высокого уровня.

Каков механизм транспорта СГ и Na+ из наружной среды в апопласт коры корня, осуществляемого, по-видимому, через пропускные клетки? Гипотеза, отображающая вероятный механизм, представлена на рис. 36В. Она основана на имеющихся в литературе сведениях об ионных транспортерах и каналах (Dietrich and Hedrich, 1994, 1998; Zhang et al,2001; White, 2001; Katz et al, 1994; Shi et al., 2002; Tester, 2003). Вход Na+ в пропускные клетки осуществляется вместе с К+ через Na+, К+-симлортер (НКТ1), энергизуемый Н+-АТФазой (Schachtman, Liu, 1999; Rodriguez-Navaro, Rubio, 2006). Деполяризация плазмалеммы, происходящая в результате входа этих двух ионов в цитоплазму, обеспечивает поддержание градиента электрохимического потенциала СГ, направленного внутрь. В результате ионы СГ из наружной среды через потенциалзависимые анионные каналы поступают в клетки.

Выход Na+ по другую сторону пропускной клетки, в апопласт коры, осуществляется с помощью NaVIT -антипортера (SOS1). Ионы С1 , возможно, транспортируются в апопласт посредством С17Н+-антипортера. Данные о функционировании такого транспортера в ПМ и тонопласте были получены на харовой водоросли Chara corollina (Reid et al., 1984) и в листьях арабидопсиса (Gradmann et al., 1993; Shabala et al, 2000; De Angeli et al., 2006; Shroeder, 2006). Функционирование Na+/H+- и СГ/Н+-антипортеров поддерживается работой Н+-АТФазы.

Исследование ультраструктуры клеток корней галофита S. altissima и распределения в них СГ продемонстрировало наличие в клетках СГ-содержащих пиноцитозных образований трех типов. Формирование ПИ и МВТ этих типов создает условия для транспорта веществ по трем направлениям: (а) из апопласта в центральную вакуоль, (б) из цитоплазмы в вакуоль и (в) из цитоплазмы в апопласт. Внутренняя полость ПИ типа 1 связана с периплазматическим пространством, следовательно, вещества из апопласта проникают в эту полость и оказываются внутри МВТ, а затем и вакуоли. Отшнуровывание заполненных цитоплазматическим материалом везикул плазмалеммы внутрь ПИ может обеспечить перенос веществ из цитоплазматического компартмента как в центральную вакуоль, так и в апопласт. Пиноцитозные структуры типа 2 осуществляют перенос веществ из цитоплазмы в вакуоль, а пиноцитозные структуры типа 3 - из цитоплазмы в апопласт. Транспорт ионов посредством пиноцитозных структур, по-видимому, вносит вклад в поддержание низких концентраций СГ и Na+ в цитоплазме в условиях засоления. Предполагается, что с помощью структур типа 1 ионы переносятся из апопласта в вакуоль «в обход» цитоплазматического компартмента и там депонируются. С помощью структур всех описанных типов может осуществляться ионная разгрузка цитоплазмы, куда ионы поступают по градиенту электрохимического потенциала.

Баланс ионных потоков по направлениям апопласт/вакуоль, цитоплазма/вакуоль, а также цитоплазма/апопласт, по-видимому, вносит вклад в регуляцию ионных потоков в целом растении. В частности, находящиеся в цитоплазме ионы Na+ и СГ попадают в центральную вакуоль или апопласт, в зависимости от того, идет процесс формирования МВТ до конца или останавливается на стадии образования ПИ, что, в свою очередь, зависит от концентрации NaCI в прикорневой зоне. Этим может регулироваться доставка ионов из корней в побеги. N вакуоль ч цитоплазма

СГ

Na+ клетки коры поясок Каспари эндодерма стелярная паренхима л Е

L> о х ч ч и О о эндодерма эпидермис

СГ, N03\ Na+, К+ пропускные клетки сг/н+

Na+/H+-аитипортер антипортер н'-АТФаза

Пропускная клетка кора среда

Н+-АТФаэа II \ "

К\ Na - СГ- канал симпортер <НКТ?)

Рис.36. Гипотетическая схема, описывающая направления транспорта СГ, Na+, N03* и К+ в корне соленакапливающего галофита Suaeda altissima. А - пути транспорта ионов в корне в восходящем направлении. Б - радиальный транспорт ионов в зоне поглощения.

В - предполагаемые транспортные системы, вовлеченные в перенос ионов через пропускные клетки эпидермиса корня.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Халилова, Людмила Абдулгадиевна, Москва

1. Алехина Н.Д., Бсимокин IO.B. и др. Физиология растений. Москва, Академия, 2005.

2. Балнокин Ю.В., Куркова Е.Б., Халилова JI.A., Мясоедов Н.А., Юсуфов А.Г. Пиноцитоз в клетках корня соленакапливающего галофита Suaeda altissima и его возможное участие в транспорте ионов СГ. Физиология растений, 2007, Т.54, С.892-901.

3. Васильев А.Е. Проблемы эндоцитоза и автофагии в растительной клетке. Ультраструктура растительной клетки. JL: Наука, 1972, С.3-60.

4. Гамалей Ю.В. Транспортная система сосудистых растений. Изд-во С-Петербургского Ун-та, 2004.

5. Горшкова Т.А. Растительная клеточная стенка как динамическая система. Москва, Наука, 2007.

6. Ктиторова И.Н., Скобелева О.В. Изменение упругих свойств клеточных стенок и некоторых параметров водного обмена растений при закислении среды. Физиол. Растений, 1999, Т.46, С.239-245.

7. Куркова Е.Б., Мясоедов Н.А., Котов А.А., Котова Л.Ь., Лунъков Р.В., Шамсудинов Н.З., Балнокин Ю.В. Особенности структурной организации клеток корня соленакапливающего галофита Suaeda altissima L. Доклады академии наук, 2002, Т.387, С.710-713.

8. Куркова Е.Б., Балнокин Ю.В., Мясоедов Н.А. Пиноцитоз и его возможная роль в транспорте ионов в клетках соленакапливающих органов галофитов. Физиология растений, 1994, Т.41, С.578-582.

9. Куркова Е.Б., Балнокин Ю.В., Мясоедов Н.А. Некоторые особенности ультраструктуры клеток и накопление Na+ и СГ в тканях галофита Petrosimonia triandra. Физиология растений, 1992, Т.39, С.32-39.

10. Лозовая В.В., Сальников В.В., Юмашев Р.В. Формирование клеточных стенок в тканях стебля растений льна-долгунца. Казань, 1990, С. 172.

11. Люттге У., Хигинботам Н. Передвижение веществ в растениях.- М.: Колос, 1984.

12. Мейчик Н.Р., Ермаков И.П., Саватеева М.В. Ионогенные группы клеточной стенки корней пшеницы. Физиология растений, 1999, Т.46, С.742-747,

13. Мейчик Н.Р. Ионный обмен и диффузия в клеточных стенках растений. Дисс. д.б.н., М., 2007, С.216.

14. Мейчик Н.Р., Ермаков И.П. Набухание клеточной стенки корня, как отражение ее функциональных особенностей. Биохимия, 2001, Т.66, С.223-233.

15. Мейчик Н.Р., Никоаева Ю.И., Ермаков И.П. Ионообменные свойства клеточных стенок корней Spinacia oleracea L. при разных условиях засоления внешней среды. Биохимия, 2006, Т.71, С. 961-971.

16. Никольский Н.Н., Соркин АД. Механизмы мембранного гомеостаза. Молекулярные механизмы клеточного гомеостаза. Новосибирск: Наука, 1987, С. 144-153

17. Сабинин Д.А. Избранные труды по минеральному питанию растений. Мосва, Наука. 1971.

18. Саляев Р.К., Романенко А. С. Эндоцитоз. Новосибирск: Наука, 1979, 112 с.

19. Шарова Е.И. Клеточная стенка растений. Спб: Изд-во С.-Петербург. Ун-та, 2004, С.152.

20. Adachi S, Uchida S, Ito H, Iiata M, Hlroe M, Marumo F, Sasaki S. Two isoforms of a chloride channel predominantly expressed in thick ascending limb of Henle's loop and collecting ducts of rat kidney. J. Biol. Chem., 1994, V. 269, P. 17677-17683.

21. Allen GJ, WYN Jones RG, Leigh RA. Sodium transport measured in plasma membrane vesicles isolated from wheat genotypes with differing K+/Na+ discrimination traits. Plant Cell Environ, 1995, V. 18, P. 105-115.

22. Apse MP, Aharon GS, Snedden WA, Blumwald E. Salt tolerance conferred by overexpression of a vacuolar Nal/Hl antiport in Arabidopsis. Science, 1999, V. 285, P. 1256-1258

23. Baker DA, Hall JJ. Pinocytosis, ATPase and ion uptake by plant cells. New phytol. 1973, V.72, P.1281.

24. Barbier-Brygoo H, Vinauger H, Colcombet J, Ephritikhine G, Frachisse J-M, Maurel C. Anion channels in higher plants: functional characterization, molecular structure and physiological role. Biochimica et Biophysyca Acta, 2001, V.1465, P.199-218.

25. Barbier-Brygoo H, Frachisse JM, Colcombet J, Thomine S. Anion channels and hormone signalling in plant cells. Plant Physiology and Biochemistry, 1999, V.37, P. 381-392.

26. Baron-Epel O, Gharyal PK, Schindler M. Pectins as mediators of wall porosity in soybean cells. Planta, 1988, V.175, P.389-395.

27. Battey NH, Carroll A, Van Kesteren P, Taylor A, Brownlee C. The measurement of exocytosis in plant cells. J. Exp. Bot. 1996, V.47, P.717-728.

28. Battey NH, James NC, Greenland AJ, Brownlee C. Exocytosis and Endocytosis. The Plant Cell, 1999, Vol.11, P.643-659.

29. Battey NH, Blackbourn HD. The control of exocytosis in plant cells. New Phytol., 1993, V.125, P.307-338. .

30. Bernards MA. Demystifying suberin. Can. J. Bot., 2002, V.80, Р.227-240Л

31. Bevan M et al. Analysis of 1.9 Mb of contiguous sequence from chromosome 4 of Arabidopsis thaliana. Nature, 1998, V.391, P.485-488.

32. Biwersi J, Verkman AS. Cell-permeable fluorescent indicator for cytosolic chloride. Biochem., 1991, V.30, P.7879-7883.

33. Blumwald E. and Poole R.J. Na+/H+ antiport in isolated tonoplast vesicles from storage tissue of Beta vulgaris. Plant Physiol. 1985, V. 78, P. 163-167.

34. Blumwald E. Sodium tansport and salt tolerance in plant. Curr. Opin. In Cell Biol., 2000, V.12, P.431-434.

35. Bolte S, Talbot C, Boutte Y, Catrice O, Read ND, Satiat-Jeunemaitre B. FM-dyes as experimental probes for dissecting vesicle trafficking in living plat cells. Journal of Microscopy, 2004, V.214, P.159-173.

36. Bosch M, Hepler PK. Pectin methylesterases and pectin dynamics in pollen tubes. The Plant Cell, 2005, V.17, P.3219-3226.-11041. Brael WA. Fusion between endocytic vesicles in a cell-free system. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1987, V.84, P.I 137-1141.

37. Bressan RA, Hasegawa PM, Pardo JM. Plants use calcium to resolve salt stress. Trends Plant Sci. 1998, V.3, P. 411-412.

38. Brett C, Waldron K. Physiology and biochemistry of plant cell walls. 1996, London, P.255.

39. Brodsky FM, Chen CY, Knuehl C, Towler MC, Wakeham DE. Biological basket weaving: formation and function of clathrin-coated vesicles. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2001, V.17, P.517-568.

40. Brown CM, Petersen NO. Free clathrin triskelions are required for the stability of clathrin-associated adaptor protein (AP-2) coated pit nucleation sites. Biochem. Cell Biol. 1999,V.77, P.439-448.

41. Burgoyne RD, Morgan A. Regulated exocytosis. Biochem. J. 1993, V.293, P.305-316.

42. Bush DR. Proton-coupled sugar and amino acid transporters in plants. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1993, V.44, P.313-340.

43. Canny MJ. The transpiration stream in the leaf apoplast water and solutes. Philosophical Transaction of the Royal Society of London (Biological). 1993, V.341, P.87-100.

44. Camacho L, Parton RM, Trewavas AJ, Malhd R. Imaging cytosolic free-calcium distribution and oscllation in pollen tubes with confocal microscopy: a comparison of different dyes and loading methods. Protoplasma, 2000, V.212, P.162-173.

45. Camacho L, Malho' R. Endo/exocytosis in the pollen tube apex is differentially regulated by Ca2+ and GTPases. J. Exp. Bot. 2003, V.54, P.83-92.

46. Campanoni P, Blatl MR. Membrane trafficking and polar growth in root hair and pollen tubes. J. Exp. Bot. 2007, V.58, P.65-74.

47. Campbell WH. Nitrate reductase structure, function and regulation: Bridging the Gap between Biochemistry and Physiology. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1999, V.50, P.277-303.

48. Carnachan SM, Harris PJ. Ferulic acid is bound to the primary cell walls of all gymnosperm families. Biochem. Systematics and Ecol., 2000, V.28, P.865-879.

49. Carroll AD, Moyen C, van Kesteren WJP, Tooke F, Battey NH, Brownlee C. Ca21, annexins, and GTP modulate exocytosis from maize root cap protoplasts. Plant Cell, 1998, V.10, P. 12671276.

50. Cavalli V, Vilbois F, Corti M, Marcote MJ, Tamura K, Karin M, Arkinstall S, Gruenberg J. The Stress-Induced MAP Kinase p38 Regulates Endocytic Trafficking via the GDI:Rab5 Complex. Molecular Cell, 2001, V.7, P.421-432.

51. Cerana R, Giromini L, Colombo R. Malate-regulated channels permeable to anions in vacuoles of Arabidopsis thaliana. Australian Journal of plant physiology, 1995, V.22, P. 115121.

52. Chavez RA, Miller SG, Moore H-PH. A biosynthetic regulated secretory pathway in constitutive secretory cells. J. Cell Biol, 1996, V.133, P. 1177-1191.

53. Clark GB, Rom S. Annexins of plant cells. Plant Physiol. 1995, V.109, P.l 133-1139.

54. Clint G.M., McRobbie E.A.C. Sodium efflux from perfused giant algal cells. Planta, 1987, V.171, P. 247-253.

55. Coimbra MA, Waldron KR, Selvendran RR. Isolation and characterization of cell wall polymers from the heavily lignified tissues of olive (Olea europaea) seed hull. Carbohydr. Polym., 1995, V.27, P.285-295.

56. Cole NB, Lippincott-Schwartz J. Organization of organelles and membrane traffic by microtubules. Curr. Opin. Cell Biol. 1995, V.7, P.55-64.

57. Colmenero-Flores J.M, Martines G, Gamba G, Vazquez N, Iglesias D.J, BrumosJ, Talon M. Identification and functional characterizational of cation-chloride cotransporters in plant. The Plant Journal, 2007, V.50, P.278-292.Г

58. Coorssen JR, Schmitt H, Aimers W. Ca21-triggered massive exocytosis in Chinese hamster ovary cell. EMBO J. 1996, V.15, P.3787-3791.

59. Cram WJ. Pinocytosis in plant. NewPhytol. 1980, V.84, P.l-17.

60. Demarty M, Morvan C, Thellier M. Calcium and cell wall. Plant Cell Environ., 1984, V.7, P.441-448.

61. De Angeli A, Monachello D, Ephritikhine G, Frachisse JM, Thomine S, Gambale F, Barbier-Brygoo H. The nitrate/proton antiporter AtCLCa mediates nitrate accumulation in plant vacuoles. Nature, 2006, V. 442, P.939-942.

62. Dietrich P, Hedrich R. Interconversion of fast and slow gating modes of GCAC1, a guard cell anion channel. Planta, 1994, V.195, P.301-304.

63. Enstone DE, Peterson CA. Suberin deposition and band plasmolysis in the corn (Zea mays L.) root exodermis. Can.J.Bot. 1997, V.75, P.l 188-1199.

64. Felle HH. The H+/C1— symporter in root-hair cells of Sinapis alba. Plant physiology, 1994, V.106, P.l 131-1136

65. Femenia A, Rigby NM, Selvendran RR, Waldron KW. Investigation of the occurrence of pectic-xylan-xyloglucan complexes in the cell walls of cauli.ower stem tissues. Carbohydr. Polym., 1999, V.39.P. 151-164.

66. Fox T.C., Guerinot M.L. Molecular biology of cation transport in plants. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1998, V. 49, P. 669-696.

67. Franklin-Tong VE. Signaling and the modulation of pollen tube growth. Plant Cell, 1999, V.l 1, P.727-738.

68. Fry SC. Tansley review: primary cell wall metabolism: tracking the careers of wall polymers in living plant cells. New Phytologist, 2004, V.l61, P. 641-675.

69. Gabriel R, Kesselmeier J. Apoplastic solute concentrations of organic acids and mineral nutrients in the leaves of several Fagaceae. Plant Cell Physiol. 1999, V.40, P. 604-612.

70. Gassab GI, Varner JE. Cell wall proteins. Annu Rev. Plant Physiol Plant Mol Biol., 1988, V.39, P.321-353.

71. Gaxiola R., de Larrinoa I.F., Villalba J.M., Serrano R. A novel and conserved salt-induced protein is an important determinant of salt-tolerance in yeast. The EMBO Journal, 1992, V. 11, N. 9, P. 3157-3164.

72. Gaymard F. Identification and disruption of a plant shaker-like outward channel involved in K+ release into the xylem sap. Cell, 1998, V.94, P.647-655.

73. Gil AM, Lopes MH, Pascoal Nelo C, Callaghan PT. An NMR microscopy study of water absorption in cork. J.Math.Sci., 2000, V.35, P. 1891-1900.

74. Gilroy I, Jones DL. Through form to function: root hair development and nutrient uptake. Trends in Plant Science, 2000, V.5, P.56-60.

75. Goda Y, and SiidhofTC. Calcium regulation of neurotransmitter release: Reliably unreliable? Curr. Opin. Cell Biol. 1997, V.9, P.513-518.

76. Gorvel JP, Chavrier P, Zerial M, Gruenberg J. rab5 controls early endosome fusion in vitro. Cell, 1991, V.64, P.915-925.

77. Gosgrove DJ, Hedrich R. Stretch-activated chloride, potassium and calcium channels coexisting in plasma membranes of guard cells of Vicia faba L. Planta, 1991, V.186, P.143-153.

78. Greene B, Liu SH, Wilde A, Brodsky FM. Complete reconstitution of clathrin basket formation with recombinant protein fragments: adaptor control of clathrin self-assembly. Traffic, 2000, V.l,P.69-75.

79. Grignon C, Sentenac H. pH and ionic condition in the apoplast. Ann.Rev.Plant Physiol., 1991, V.42,P.103-128.

80. Griinder S, Thiemann A, Pusch M, Jentsch TJ. Regions involved in the opening of CIC-2 chloride channel by voltage and cell volume. Nature, 1992, V.360, P.759-761.

81. Hall JJ. Pinocytotic vesicles and ion transport in plant cell. Nature (Lond.), 1970, V.226, P.1253.

82. Hartley RD, Morrison WH, Balza F, Towers GHN. Substituted truxillic and truxinic acids in cell walls of Cynodon dactylon. Phytochemistry, 1990, V.29, P. 3699-3703.

83. Hasegawa PM, Bressan RA, Zhu JK. Plant cellular and molecular responses to high salinity. Ann. Rev. Plant Physiol, and Plant Molec. Biol, 2000, V.51, P.463-499.

84. Hassidim M„ Brown Y., Lerner H.R., Reinhold L. Na+/H+ and K+/H+ antiport in root membrane vesicles isolated from the halophyte Atriplex and the glycophyte cotton. Plant Physiol., 1990, V.94, P.1795-1801.

85. Hedrich R. Voltage-dependent chloride channels in plant cells: identification, characterization and regulation of a guard cell anion channel. Current Topics in membranes, 1994, V.42, P.2-33.

86. Hedrich R, Marten I. Malate-induced feedback regulation of plasma membrane anion channels could provide a C02 sensor to guard cells. EMBO J, 1993, V.12, P.897-901.

87. Hedrich R, Busch H, Raschke K. Ca21 and nucleotide dependent regulation of voltage dependent anion channels in the plasma membrane of guard cells. EMBO J, 1990, V.9, P.3889-3892.

88. Hepler PK, Wayne RO. Calcium and plant development. Annu. Rev. Plant Physiol. 1985, V.36, P.397—439.

89. Hinshaw JE, Schmid SL. Dynamin self-assembles into rings suggesting a mechanism for coated vesicle budding. Nature (London), 1995, V.374, P. 190-192.

90. Homann U, and Tester M. Ca21-independent and Ca21/GTP-binding protein controlled exocytosis in a plant cell. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, V.94, P.6565-6570.

91. James RA, Davenport RJ, Munns R. Physiological characterization of two genes for Na+ exclusion in Durum wheat, Naxl and Nax2. Plant Physiol., 2006, V. 142, P. 1537-1547.

92. Jayaram H, Accardi A, Wu F, Williams C, Miller C. Ion permeation through a Cl—selective channel designed from a CLC C17H4" exchanger. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, V.105, P.11194-11199.

93. Jentsch TJ, Steinmeyer K, Schwarz G. Primary structure of Torpedo marmorata chloride channel isolated by expression cloning in Xenopus oocytes. Nature, 1990, V.348, P.510-514.

94. Karahara I, IkedaA, Kondo T, Uetake Y. Development of the casparian strip in primary of maize under salt stress. Planta, 2004, V.219, P.41-47.

95. Katz A., Kleyman T. R. and Pick U. Utilization of amiloride analogs for characterization and labeling of the plasma membrane Na+/H+ antiporter from Dunaliella salina. Biochemistry, 1994, V. 33, P.2389-2393.

96. Kell A, Glaser RW. On the mechanical and dynamic properties of plant cell membranes: Their role in growth, direct gene transfer and protoplast fusion. J. Theor. Biol. 1993, V.160, P.41-62.

97. Keller P, Simons K. Post-Golgi biosynthetic trafficking. J. Cell Sci. 1997, V.110, P.3001-3009.

98. Keller BU, Iiedrich R, Raschke K. Voltage-dependent anion channels in the plasma membrane of guard cells. Nature, 1989, V.341, P.450-453.

99. Kirchhausen T. Clathrin. Annu. Rev. Biochem. 2000, V.69, P.699-727.

100. Kiyosue T, Ryan С A. A novel gene of tomato preferentially expressed in tomato fruit encodes a protein with a Ca21-dependent lipid-binding domain. Plant Mol. Biol.Л991, V.35, P.969-972.

101. Kolb H-A, Marten I, Hedrich R. Hodgkin-Huxley analysis of a GCAC1 anion channels in the plasma membrane of guard cells. Journal of Membrane Biology, 1995, V.146, P.273-282.

102. Kohler B, Raschke К The Delivery of Salts to the Xylem. Three Types of Anion Conductance in the Plasmalemma of the Xylem Parenchyma of Roots of Barley. Plant Physiol, 2000, V. 122, P. 243-254.

103. Krulwich T.A. Na+/H+-antiporters. Biochim. Biophys. Acta, 1983, V.726, P.245-264.

104. Linder B, Raschke K. A slow anion channel in guard cells, activating at large hyperpolarization, may be principal for stomatal closing. FEBS Lett, 1992, V.313, P. 27-30.

105. Lovelock CE, Ball MC. Influence of salinity on photosynthesis of halophytes. In A Lauchli, U Ltittge, eds, Salinity: Environment—Plants—Molecules. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The Netherlands, 2002, P. 315-339.

106. Lurin C, Geelen D, Barbier-Brygoo H, Guern J, Maurel C. Cloning and functional expression of a plant voltage-dependent chloride channel. The Plant Cell, 1996, V.8, P. 701-711.

107. Maathuis FGM, Ichida AM, Sanders D, Schroeder JI. Roles of higher plant K+ channels. Plant Physiology, 1997, V.l 14, P.l 114-1149.

108. MacRobbie EAC. Vesicle trafficking: a role in trans-tonoplast ion movements?- J. Exp. Bot. 1999, V.50, P.925-934.

109. MacRobbi EAC. Metabolic effects on ion fluxes in Nitella translucens. II. Tonoplast fluxes. Australian J. Biol. Scien., 1966, V.l9, P.371-383

110. MacRobbi EAC. Ion fluxes to the vacuole of Nitella translucens. J.Exp. Bot., 1969, V.20, P.236-256.

111. MacRobbi EAC. Quantized fluxes of chloride to the vacuole of Nitella translucens. J.Exp. Bot., 1970, V.21, P.335-344.

112. MacRobbi EAC. Vacuolar fluxes of chloride and bromide in Nitella translucens. J.Exp. Bot., 1971, V.22, P.487-502.

113. MacRobbi EAC. Ion transport processes at the tonoplast. In: Thellier M, Monier A, Demarty M, Dainty J, eds. Transmembrane ionic exchanges in plants. Paris and Rouen: CNRS and University of Rouen, 1977, P.101-108.

114. Malho' R. The role of inositol(l,4,5)triphosphate i8n pollen tube growth and orientation. Sexual Plant Reproduction, 1998, V.l 1, P.231-235.

115. Martin TFJ. Phosphoinositide lipids as signalling molecules: common themes for signal transduction, cytoskeleton regulation, and membrane trafficking. Annual Review of Cell and Development Biology, 1998, V.14, P.231-264.

116. Marshner H. Mineral nutrition of higher plants. 2 en edn. London: Academic Press. 1995.

117. Mathew S, Abraham ТЕ. Ferulic acid: an antioxidant found naturally in plant cell walls and feruloyl esterases involved in its release and their applications. Crit. Rev Biotechnol., 2004, V.24, P. 59-83.

118. Mazel A, Leshem Y, Tiwari BS, Levine A. Induction of salt and osmotic stress tolerance by overexpression of an intracellular vesicle trafficking protein AtRab7 (AtRabG3e). Plant Physiol., 2004, V.134, P.l 18-128.

119. McNiven MA. Dynamin: a molecular motor with pinchase action. Cell, 1998, V.94, P. 151— 154.

120. Miflin BJ, Lea PJ. Ammonia assimilation. The Biochemistry of plants, 1980, V.5.

121. Moore MS, Mahaffey DT, Brodsky FM, Anderson RG. Assembly of clathrin-coated pits onto purified plasma membranes. Science, 1987, V.236, P.558-563.

122. Monteiro D, Castanho Coelho P, Rodrigues C, Camacho L, Quader Д Malho' R. Modulation of endocytosis in pollen tube growth by phosphoinositides and phospholipids. Protoplasma, 2005, V.226, .31-38.

123. Mousavi SA, Malered L, Berg T, Kjeken R. Clathrin-dependent endocytosis. Biochem. J. 2004, V.377, P. 1-16.

124. Nassery H, Jones RL. Salt-indused pinocytosis in barley and bean. J. Exp. Bot., 1976, V.27, P. 358-367.

125. Nibau C, Wu HM, Cheung AY. RAC/ROP GTPase: 'hubs' for signal integration and diversification in plants. Trends in Plant Science, 2006, V.l 1, P.309-315.

126. Nielsen E, Severin F, Backer JM, Hyman AA, Zerial M. Rab5 regulates motility of early endosomes on microtubules, is a direct effector of the small GTPase Rab5 in endocytic membrane Nat. Cell Biol., 1999, V.l, P.376-382.

127. NiuX, Damsz B, Kononowicz AK, Bressan RA, Iiasegawa PM. NaCl-induced alterations in both cell structure and tissue-specific plasma membrane H+-ATPase gene expression. Plant Physiol., 1996, V.l 11, P.679-686.

128. Pardo JM, Cubero B, Leidi EO, Quintero JF. Alkali cation exchangers: roles in cellular homeostasis and stress tolerance. J. Exp. Botanny, 2006, V.57, P.l 181-1199.

129. Paulmichl M, Gschwentner M, Will E, SchmardaA, Ritter M, Kanin G, Ellemunter H, Waitz W, Deetjen P. Insigth into the structure-function relation of chloride channels. Cellular Physiology and Biochemistry, 1993, V.3, P.374-387

130. Pei ZM, WardJM, Harper JF, Schroeder JA. A novel chloride channel in Vicia faba guard cell vacuoles activated by a serine/threonine kinase, CDPK. EMBO Journal, 1996, V.l5, P.6564-6574.

131. Peng YH, Zhu YF, Mao YQ, Wang SM, Su WA, Tang ZC. Alkali grass resists salt stress through high K+. and an endodermis barrier to Na+. J.Exp.Botany, 2004, V.55, P.939-949.

132. Philpott CW. Halide localization in the teleost chloride cell and its identification by select area electron diffraction. Protoplasma, 1965, V.60, P.7

133. Pineros MA, Kochian LV. A patch-clamp study on the physiology of aluminium toxicity and aluminium tolerance in maize. Identification and characterization of Al3+-induced anion channels. Plant Physiology, 2001, V.125, P.292-305.

134. Pitman MG. Transport across plant roots. Q Rev Biophys, 1982, V. 15, P.481-554.

135. Phillips GD, Preshaw C, Steer MW. Dictyosome vesicle production and plasma membrane turnover in auxin-stimulated outer epidermal cells of coleoptile segments from Avena sativa (L.). Protoplasma, 1988, V.145, P.59-65.

136. Philpott CW. Halide localization in the teleost chloride cell and its identification by select area electron diffraction. Protoplasma, 1965, V.60, P.7.

137. Pratelli R, Sutter UJ, Blatt MR. A new catch in the SNAREs. Trends in Plant Science, 2004, V.9, P. 187-195.

138. Ralph J, Quideau S, Grabber JH, Hatfield RD. Identification and syntesis of new ferulic acid dehydrodimers present in grass cell walls. J. Chem. Soc. Perkin Trans., 1994, V;l, P.3485-3498.

139. Ratner A, Jacoby B. Effect of K+, its counter anion, and pH on sodium efflux from barley root tips. J. Exp. Bot., 1976, V. 27, P. 843-852.

140. Ray PM. Auxin and fusicoccin enhancement of P-glukan synthetase in peas. Plant Physiol. 1985, V.78, P.466-472

141. Ray PM. Auxin-binding sites of maize coleoptiles are localized on membranes of the endoplasmic reticulum. Plant Physiol. 1977, V.59, P.594-599.

142. Reid R, Walker NA. Control of CI- influx in Char a by internal pH. Journal Membr Biol, 1984, V.78, P.157-162.

143. Ridley BL, О 'Neill MA, Mohnen D. Pectins: structure, biosynthesis and oligogalaturonide-related signaling. Phytochemistry, 2001, V.57, P.929-967.

144. Robinson DG, Hinz G, and Holstein SEH. The molecular characterization of transport vesicles. Plant Mol. Biol. 1998, V.38, P.49-76.

145. Rodriguez-Navaro A, Rubio F. High-affinity potassium and sodium transport system in plants. J. Exp. Bot., 2006, V.57, P.l 149-1160.

146. Rothman JE, and Sollner ТЫ. Throttle and dampers: Controlling the engine of membrane fusion. ScienceД 997, V.276, P.1212-1213.

147. Rupnic M, Zorec R. Cytosolic chloride ions stimulate Ca2+-induced exocytosis in melanotrophs. FEBS, 1992, V.303, P.221-223.

148. Rubio F., Gassmann W. and Schroeder J.I. Sodium-driven potassium uptake by the plant potassium transporter HKT1 and mutations conferring salt tolerance. Science, 1995, V.270, P. 1660-1663.

149. Ryan PR, Skerrett M, Findlay GP, Delhaize E, Tyerman SD. Aluminum activates an anion channel in the apical cells of wheat roots. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, V.94, P. 6547-6552.

150. Ryser U, Schorderet M, Zhao GF, Studer D, Ruel K, HaufG, Keller B. Structural cell-wall proteins in protoxylem development: evidence for a repair process mediated by a glycine-rich protein. Plant J. 1997, V.12, P.97-111.

151. Sacurai N. Dynamic function and regulation of apoplast in the plant body. J. Plant. Res. 1998, V.Ill, P.133-148.

152. Sanderfoot AA, Raikhel NV. The specificity of vesicle trafficking: coat proteins and SNAREs. The Plant Cell, 1999, V.l 1, P.629-641.

153. Sattelmacher B. The apoplast and its significance for plant mineral nutrition. New Phytologist, 2001, V.149, P.167-192.

154. Shabala S, Babourina O, Newman I. Ion-specific mechanisms of osmoregulation in bean mesophyll cells. J.Exp.Botany, 2000, V.51, P.1243-1253.

155. Schachtman D., Liu W. Molecular pieces to the puzzle of the interaction between potassium and sodium uptake in plants. Trends Plant Sci., 1999, V.4, P.281-287.

156. Schmidt AA. Membrane transport: the making of a vesicle. Nature (London), 2002, V.419, P.347-349

157. Schmid, S. L. Clathrin-coated vesicle formation and protein sorting: an integrated process. Annu. Rev. Biochem. 1997, V.66, P.511-548.

158. Schopfer P. Hydrogen peroxide-mediated cell-wall stiffening in vitro in maize coleoptiles. Planta, 1996, V.199, P.43-49.

159. Schopfer P, Lapierre C, Nolte T. Light-controled growth of the maize seedling mesocotyls : mechanical cell-wall changes in the elongation zone and related changes in lignification. Physiol.Plant, 2001, V.lll, P.83-92.

160. Schroeder J. Anion channels as central mechanisms for signal transduction in guard cells and putative function in roots for plant-soil interactions. Plant Mol.Biol., 1995, V.28, P.353-361.

161. Schroeder J. Physiology: nitrate at the ion exchange. Nature, 2006, V.442, P. 877-8.

162. Schroeder JI, Keller BU. Two types of anion channels current in guard cells with distinct voltage regulation. Proceeding of the National Academy of Sciences, USA, 1992, V. 89, P.5025-5029.

163. Schmidt C, Schroeder JI. Anion selectivity of slow anion channels in the plasma membrane of guard cells. Plant Physiology, 1994, V.106, P.3 83-391.

164. Serrano R., Rodriguez-Navarro A. Ion homeostasis during salt stress in plants. Cuur. Opin. Cell Biology, 2001, V.13, P.399-404.

165. Serrano R, Mulet JM, Rios G, Marguez J A, deLarrinoa IF, Leube MP, Mendizaal I, Pascual-Ahidr A, Proft M, Ros R, Montesinos C. A glimpse of the mechanisms of ion homeostasis during salt stress. J. Exp. Bot., 1999, V.50, P. 1023-1036.

166. SiebrechtS, Tischner R. Changes in the xylem exudates composition of poplar (Populus tremula x P. alba) dependent on the nitrogen and potassium supply. Journal of Experimental Botany, 1999, V.50, P.1797-1806.

167. Shi H, Quintero FJ, Par do JM, Zhu J-K. The Putative Plasma Membrane Na+/H+ Antiporter SOS1 Controls Long-Distance Na+ Transport in Plants. The Plant Cell, 2002, V. 14, P.465-477.

168. Shi H, Ishitani M, Kim C, Zhu J-K. The Arabidopsis thaliana salt tolerance gee SOS1 encodes a putative Na+/H+ antiporter. PNAS, 2000, V.97, P.6896-6901.

169. Skerrett M, Tyerman SD. A channel that allows inwardly directed fluxes of anion in protoplasts derived from wheat roots. Planta, 1994, V.192, P.295-305.

170. Steudle E, Peterson CA. How does water get through roots? J. Exp. Bot., 1998, V.49, P.775-788.

171. Steinmeyer K, Ortland C, Jentsch TJ. Primary structure and functional expression of a developmentally regulated skeletal muscle chloride channel. Nature, 1991, V.354, P.301-304.

172. Sutter JU, Campanoni P, Blatt MR, Paneque M. Laying SNAREs in a different wood. Traffic, 2006.

173. Taylor LP, Hepler PK. Pollen germination and tube growth. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1997, V.48, P.461^191

174. Taylor AR, Manison NFH, Fernandez C, Wood JW, Brownlee C. Spatial organization of calcium signaling involved in cell volume control in the Fucus rhizoid. Plant Cell, 1996, V.8, P.2015-2031.

175. Teodoro AE, Zingarelli L, Lado P. Early changes of CI- efflux and H+ extrusion induced by osmotic stress in Arabidopsis thaliana cells. Physiologia Plantarum, 1998, V.l02, P.29-37.

176. Tester M, Davenport R. Na+ tolerance and Na+ transport in higher plants. Annals of Botany, 2003, V.91, P.503-527.

177. Thiel G, Battey NH. Exocytosis in plants. Plant Mol.Biol. 1998, V.38, P.l 11-125. Thiel G, Kreft M, Zorec R. Unitary exocytotic and endocytotic events in Zea mays L. coleoptile protoplasts. The Plant Journal, 1998, V. 13, P.l 17-120

178. Tort M, Gendraud M, Courduroux J-C. Mehanisms of storage in dormant tubers: correlative aspects, biochemical and ultrastructural approaches. Physiol. Veg. 1985, V.23, P.289-299.

179. Uchida S, Sasaki S, Furukawa T, Hiraoka M, Imai T, Hirata Y, Marumo F. Molecular cloning of a chloride channel that is regulated by dehydratation and expressed predominantly in kidney medulla. Journal Biol.Chem., 1993, V.268, P.3821-3824.

180. Wallace G, Fry SC. Phenolic components of the plant cell wall. Int. Rev. Cyt., 1994, V.151, P.229-267.

181. Waldron KR, Selvendran RR. Cell-wall changes in immature asparagus stem tissue after excision. Phytochemistry, 1992, V.31, P.1931-1940.

182. Watad AE, Pesci PA, Reinhold L, Lerner HR. Proton Fluxes as a response to external salinity in wild type and NaCl-adapted Nicotiana cell lines. Plant Physiol., 1986, V.81, P.454-459.

183. Wilson C, Shannon MC. Salt-induced Na+/H+ antiport in root plasma membrane of a glycophytic and halophytic species of tomato. Plant Science, 1995, V. 107, P. 147-157.

184. Wink M. The plant vacuole: a multifunctional compartment. J. Exp. Bot, 1993, V.44, P.231-246.

185. White PJ, Broadley MR. Chloride in soils and its uptake and movement within the plant: A Review. Annals of Botany, 2001, V.88, P.967-988.

186. Whitmore FW. Lignin formation in wheat coleoptile cell walls. A possible limitation of cell growth. Plant Physiol., 1971, V.48, P. 596-602.

187. Wu S, Ding L, Zhu J. SOS1, a genetic locus essential for salt tolerance and potassium acquisition. Pant Cell, 1996, V.8, P.617-627.

188. Very A.-A., Sentenac H. Molecular Mechanisms and Regulation of K+ Transport in Higher Plants Annu. Rev. Plant Biol., 2003, V.54, P.575-603.

189. Varner JE, Gassab GI. A new protein in petunia. Nature, 1986, V.323, P.l 10.

190. Von der Fecht-Bartenbach J, Bogner M, Krebs M, Stierhot YD, Schumacher K,.Ludewig U. Function of the anion transporter AtCLC-d in the trans-Golgi network. Plant J, 2007, V.50, P. 466-474.

191. Vitelli R, Santillo M, Latter о D, Chiariello M, Bifulco M, Brunii CB, and Bucci C. Role of the Small GTPase RAB7 in the Late Endocytic Pathway. J. Biol. Chem. 1997, V.272, P.4391-4397.

192. Vogt E, Schonherr J, Schmidt HW. Water permeability of periderm membranes isolated enzymatically from potato tubers (Solanum tuberosum L.). Planta, 1983, V.158, P.294-301.

193. Zhang W-H, Ryan PR, Tyerman SD. Malate-permeable channels and cation channels activated by aluminium in the apical cells wheat roots. Plant Physiology, 2001, V.125, P. 14591472.

194. Zonia L, Cordeiro S, Тиру' J, Feijo' JA. Oscillatory chloride efflux at the pollen tube apex has a role in growth and cell volume regulation and is targeted by inositol 3,4,5,6-tetrakisphosphate. The Plant Cell, 2002, Y.14, P.2233-2249.

195. Zonia L, Munnik T. Osmotically induced cell swelling versus cell shrinking elicits specific changes in phospholipid signals in tobacco pollen tubes. Plant Physiology, 2004, Y.134, P.813-823.

196. Zorec R, and Tester M. Rapid pressure driven exocytosis-endocytosis cycle in a single plant cell. FEBS Lett. 1993, V.333, P.283-286.

197. Zhu JK. Plant salt tolerance. Trends in Plant Science, 2001, Y.6, P.66-71.

198. Я глубоко благодарна моим родным и близким, особенно моей маме и сестре, которые оказывали неоценимую помощь и способствовали моей работе.

Информация о работе

Халилова, Людмила Абдулгадиевна
кандидата биологических наук
Москва, 2008
ВАК 03.00.12

Диссертация

Пути транспорта Cl в системе целого растения у галофита Suaeda altissima (L.) Pall. - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы