Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Роль Н#2+#1АТФ-азы и Na#2+#1/H#2+#1-антипортера плазматической мембраны клеток корня в водном обмене галофита Suaeda altissima

ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Луньков, Роман Валентинович

1. Введение.

2. Обзор литературы.

2.1. Галофиты и их деление на экологические группы.

2.2. Водный обмен галофитов.

2.2.1. Снижение водного потенциала клеток путём аккумуляции ионов в вакуолях.

2.2.2. Снижение водного потенциала цитоплазмы путём биосинтеза осмол итов.

2.2.3. Поглощение воды клеткой.

2.2.4. Участие в транспорте воды аквапоринов, их свойства и регуляция аквапоринами гидравлической проводимости мембран.

2.2.5. Пути движения воды в системе целого растения.

2.3. Транспорт ионов в растении.

2.3.1. Ионный гомеостаз растительных клеток.

2.3.2. Пассивное поступление ионов Na+ в клетку корня: транспортные белки, через которые осуществляется вход Na".

2.3.3. Активный транспорт Na+ из цитоплазмы.

2.3.3.1. Н^-АТФазаи Na /Н антипортер тонопласта.

2.3.3.2. Н^АТФаза и NaVjHT антипортер плазмалеммы.

2.3.4. Регуляция транспорта ионов в целом растении.

2.3.4.1. Пути транспорта ионов в растении.

2.3.4.2. Контроль нетто-потоков Na+ в корни.

2.3.4.3. Отток Na+ из корней.

2.3.4.4. Загрузка Na+ в ксилему.

2.3.4.5. Обратный транспорт Na+ из ксилемы.

-32.3.4.6. Рециркуляция ионов с участием флоэмы.

2.3.4.7. Компартментация Na+ внутри побегов.

2.3.4.8. Регуляция содержания Na+ в побегах с помощью солевых желёз.

2.3.4.9. Регуляция накопления ионов в побегах путём контролирования скорости транспирации.

2.3.5. Краткое заключение к обзору литературы.

3. Материалы и методы.

3.1. Объект исследования.

3.2. Методы культивирования.

3.3. Получение фракции плазматической мембраны из клеток корня.

3.4. Регистрация закисления внутривезикулярного пространства с помощью АрН - индикатора, акридинового оранжевого.

3.5. Регистрация формирования трансмембранного электрического потенциала с помощью оксонола VI.

3.6. Определение белка.

3.7. Получение АТФ в Трис-форме.

3.8. Определение содержания Na+ и К+ в органах.

3.9. Электронно-микроскопические исследования.

3.10. Получение ксилемного эксудата.

3.11. Измерение осмотического давления ксилемного эксудата.

3.12. Измерение рН ксилемного эксудата.

3.13. Измерение концентраций ионов Na+ и К+ в ксилемном эксудате.

3.14. Определение водного потенциала и его компонентов.

3.15. Измерение АТФ-гидролазной активности и активности латентной ЮРазы.

3.16. Измерение активности антимицин А-нечувствительной

NAD(P)H-3aBHCHMoii цитохром с редуктазы.

4. Результаты и обсуждение.

4.1. Влияние NaCl на рост, содержание Na+, К+ и воды в органах Suaeda altissima.

4.2. Влияние NaCl на структурную организацию хлоропластов и фотосинтетическую функцию S. altissima in vivo.

4.3. Влияние NaCl на водный потенциал, осмотический потенциал и тургорное давление органов S. altissima при разном уровне засоления питательного раствора.

4.4. Влияние NaCl на содержание Na+, К+ и величину рН в ксилемном эксудате S. altissima.

4.5. Эксперименты на везикулах плазмалеммы, выделенных из клеток корня S. altissima: функциональная идентификация Н4-АТФазы и Na+/H+-aHTHnopTepa плазмалеммы.

4.5.1. Оценка чистоты фракции плазмалеммы, полученной в градиенте плотности сахарозы.

4.5.2. Идентификация и свойства Н+-АТФазы плазматической мембраны клеток корней S.altissima.

4.5.3. Идентификация и некоторые свойства №+/Н+-антипортера плазматической мембраны клеток корня S. altissima.Ill

Введение Диссертация по биологии, на тему "Роль Н#2+#1АТФ-азы и Na#2+#1/H#2+#1-антипортера плазматической мембраны клеток корня в водном обмене галофита Suaeda altissima"

Взаимосвязь водного обмена с транспортом ионов прослеживается в организмах самых разных таксонов. Поступление воды в клетки и находящиеся в них органеллы определяется наличием на клеточных мембранах градиентов водного потенциала, которые, в свою очередь, зависят от концентраций ионов в клеточных компартментах. Исходя из этого, можно считать, что потоки воды через клеточные мембраны зависят от функций ион-транспортирующих белков, локализованных в мембранах.

О зависимости транспорта воды через мембраны от потоков ионов в фитофизиологии швестно давно. Одним из примеров таких работ являются доказательства поступления воды в вакуоли растительных клеток вслед за поступлением туда ионов при росте растяжением (Cosgrove, 1986; Pritchard, 1994; Pritchard et al., 2000). Однако, связь водного и ионного обменов у галофитов и ксерофитов - растительных организмов, осуществляющих жизненный цикл в условиях почвенного засоления и засухи, соответственно, исследованы крайне слабо. Тем не менее, именно эти растения, обитающие при крайне низких значениях водного потенциала почвы (Нобел, 1973; Жолкевич, 2001), нуждаются в высокопрошводительных системах активного транспорта ионов через плазмалемму и тонопласт. Благодаря активному транспорту ионов из цитоплазмы в вакуоль, ионы накапливаются в вакуолях (Serrano et al., 1999; Blumvvald et al., 2000; Zhu, 2001), что приводит к снижению водного потенциала клеток до более низких значений, чем в почве, обеспечивая этим их водоснабжение (Greenway, Munns, 1980; Adams et al., 1992; Yeo, 1998; Glenn et al., 1999; Hasegawa et al., 2000). Кроме того, благодаря активному транспорту неорганических ионов щ цитоплазмы в вакуоль, наряду с активным транспортом ионов из цитоплазмы в экстрацеллюлярное пространство, их концентрации в цитоплазматическом компартменте поддерживаются на гораздо более шоком уровне, чем в почвенном растворе. Поддержание низких концентраций Na и СГ в цитоплазме в условиях почвенного засоления избавляет цитоплазматические биополимеры от токсического действия избытка ионов (Storey et al., 1983; Hajibaglieri et al., 1989; Flowers et al., 1992; Niu et al., 1995).

На уровне целого органгома стратегия водообеспечения у солеустойчивых растений проявляется в поддержании градиента водного потенциала в системе почва-корень-побег (Greenway et al., 1980; Bressan et al., 1990), а стратегия ионного гомеостатирования - в поддержании низких концентраций ионов Na+ и СГ в молодых, активно метаболизирующих частях растения, в первую очередь, в меристеме и генеративных органах (Flowers et al., 1992; Munns, 1993). Важную роль в реализации этих двух стратегий как на уровне клетки, так и целого организма у растений играют механизмы ближнего и дальнего транспорта ионов. По-видимому, различиями в активности ион-транспортирующих систем клеток разных растений можно объяснить разную солеустойчивость последних, а различиями в активности ион-транспортирующих систем в клетках разных органов и тканей - наличие градиентов водного потенциала в системе целого растения.

Исследования транспорта ионов на уровне клеточных мембран (ближний транспорт), и целого растения (дальний транспорт) наряду с изучением транспорта воды и водного статуса растений проливают свет на механизмы их солеустойчивости и засухоустойчивости. Галофиты и ксерофиты могут считаться модельными объектами для таких исследований. Одной из основных проблем фшиологии галофитов является организация дальнего транспорта ионов Na+ и зависимый от него водный обмен в системе целого растения. До конца не ясно, что является движущей силой восходящего тока воды в растениях, обитающих в условиях экстремально низких значений водного потенциала почвы. Остаются невыясненными механизмы, посредством которых ионы Na+ транспортируются в больших количествах из корней в надземные органы у галофитов, накапливающих соль.

Исследование этих вопросов на галофитах представляется чрезвычайно актуальным.

Цели и задачи исследования.

Цели - продемонстрировать связь водного обмена у соленакаплившощего галофита сведы высокой с ион-транспортными процессами, протекающими в клетках корня, в первую очередь, с транспортом ионов Na+; показать участие I-Г-АТФазы и Na+/H+ - антипортера плазматической мембраны (ПМ) клеток корня в загрузке ксилемы ионами Na+; выявить значение загрузки ксилемы ионами Na+ в формировании градиента водного потенциала в системе: почва-корень-лист. Для достижения этих целей непосредственно в задачу входило:

1. Измерить содержание ионов Na+, К+ и воды в органах сведы высокой в зависимости от концентраций NaCl в среде культивирования.

2. Исследовать влияние NaCl на водный потенциал и его компоненты, и оценить вклад в водный потенциал ионов Na+, аккумулирующихся в органах.

3. Измерить содержание ионов Na+ и К+, а также определить рН и осмотическое давление ксилемного эксудата.

4. Выделить из корней сведы высокой мембранную фракцию, обогащенную ПМ, которая обладает ион-транспортной активностью.

5. Функционально идентифицировать в выделенных везикулах ПМ №+/Н+-антипортер и К'-АТФазу.

2. Обзор литературы.

2.1. Галофнты и их деление на экологические группы.

Галофитами называются растения, обитающие на засоленных почвах, в морской воде и соленых озерах. К галофитам относят также растения солевых маршей - соленых болот прибрежной зоны, заливаемой во время морского прилива. Устойчивость к высоким концентрациям солей в среде у этих растений сформировалась в процессе эволюции. Причиной почвенного засоления, даже в зонах, удаленных от моря, почти всегда является морская вода, заливавшая территории этих зон в прошлые геологические эпохи (Flowers et al., 1986). В соответствии с этим, в засоленных почвах из катионов почти всегда преобладает Na+, а из анионов наибольшее значение имеет СГ,

2 2 хотя SO4НСОз" и СОз" часто вносят значительный вклад в почвенное засоление (Строганов, 1962). Высокие концентрации солей в почве оказывают сильное ингибирующее действие на рост и продуктивность гликофитов, обычных растений, не адаптированных к засолению. К их числу относится подавляющее большинство сельскохозяйственных культур. При почвенном засолении их урожайность снижается в той или иной степени, в зависимости от содержания солей в почве. По современным оценкам засолено, по крайней мере, 20% земель, отведенных под орошаемое земледелие (Ghassemi et. al, 1995), которое даст более, чем 30% глобальной сельскохозяйственной продукции (Hillel, 2000). Отсюда можно видеть практическую важность проблемы солеустойчивости растений и необходимость исследования механизмов, лежащих в основе устойчивости растений к действию высоких концентраций солей.

Галофиты являются ценными модельными объектами для исследования механшмов солеустойчивости на фшиологическом, биохимическом и молекулярно-биологическом уровнях. Они способны расти и давать семена при содержании солей в почве, близком или даже более высоком, чем их содержание в морской воде (Serrano et al., 1999). Совокупность всех исследований в области солеустойчивости морских и наземных растении, выполненных к настоящему времени, свидетельствует, во-первых, о существовании генетической основы явления галофитшма и, во-вторых, что пршнак солеустойчивости является полигенным. Галофиты являются в систематическом отношении очень разнообразной группой растений, представленной различными семействами (Flowers et. al., 1986; Gorham, 1992). Несмотря на это разнообразные, биохимические и фшиологические механшмы солеустойчивости, функционирующие на клеточном уровне, у них очень схожи. В значительно большей степени у растений разных таксонов различаются механшмы солеустойчивости, функциошгрующие на уровне целого органшма. Часто эти различия не отражают таксономическую принадлежность, а скорее принадлежность к той или иной экологической группе.

Одним из общих свойств, проявляющихся на клеточном уровне у наземных и морских галофитов, а также у галотолерантных водорослей, является ионное гомеостатирование цитоплазмы, то есть способность поддерживать шокие концентрации ионов Na+ и СГ в цитозоле и цитоплазматических органеллах в условиях сильного засоления наружной среды. По современным представлениям главная стратегия галофильных и галотолерантных растений заключается в избежании контакта метаболических систем с высокими концентрациями Na+ и СГ (Flowers et. al., 1986; Балнокин, 1993; Yeo, 1998). Это не исключает существования отдельных ферментов или даже отдельных метаболических путей у галофитов, обладающих ншкой чувствительностью к Na+ и СГ. Такими ферментами могут быть, например, те ш них, которые локализованы на внешней стороне плазмалеммы или в клеточной стенке, т.е. находятся в непосредственном контакте с раствором соли высокой концентрации. Как оказалось, белки и, по-видимому, другие биополимеры цитоплазмы клеток галофитов и морских водорослей также чувствительны к высоким концентрациям ионов, как их гомологи у гликофитов (Flowers et. al., 1986; Балнокнн с соавт., 1979; Алешина, Балнокнн, 1984). Поддержание ншкого уровня Na+ и СГ в цитоплазме обеспечивается функцией локализованных в плазматической мембране и тонопласте ион-транспортирующих белков, благодаря чему биополимеры, находящиеся в цитоплазме, избегают токсического действия ионов.

Способность поддерживать низкие концентрации ионов Na+ и СГ в цитоплазме при высоких концентрациях соли в среде отличает наземные и морские галофиты, а также галотолераптные водоросли, т.е. все солеустойчивые эукариоты растительного происхождения от галофильных (солелюбивых) прокариот. Последние, не обладая способностью эффективно регулировать концеотроцию Na+ и СГ в цитоплазме, используют другие защитные механизмы от действия высоких концентраций ионов. В частности, у галофильных бактерий адаптация к высоким концентрациям Na+ строится на основе специфической структуры их белков, позволяющей им функционировать в микроокружении с высокими концентрациями Na+. Суммарные цитоплазматические концентрации Na+ и К+ у галофильных прокариот могут достигать 3-5 М (Ginzburg et al., 1971). Белки этих организмов содержат большое число остатков глутамата и аспартата, из-за чего их шоэлектрические точки смещены в кислую область (Lanyi, 1974). В нейтральной среде цитоплазмы такие белки несут избыток отрицательных зарядов, которые нейтрализуются катионами. В связи с этим, высокие концентрации Na+ и К+ в цитоплазме необходимы для жшнедеятельности галофильных прокариот. Их высокая солеустойчивость основывается, таким образом, на необычных свойствах их белков.

В середине прошлого столетия появилась классификация высших растений - галофитов, в основу которой были положены различия в накоплении Na+ и СГв их надземных органах, что, в свою очередь, отражало различия в организации дальнего транспорта этих ионов. Для обоснования этой классификации послужил огромный экспериментальный материал, полученный Б. А. Келлером с сотрудниками в полевых исследованиях галофитов (Келлер, 1951). В окончательном виде она была сформулирована П.А. Генкелем (Генкель, стр. 104, 1982). Согласно этой классификации, галофиты делятся на 4 группы:

1. соленепроницаемые - не пропускающие соль в клетки корня

2. солевыводящие - обладающие солевыми железами, которые выводят поглощенную корнями и транспортируемую в надземные органы соль на поверхность листьев

3. солелокализующие - собирающие избыток поглощенной соли в крупных пузыревидных клетках на поверхности листьев

4. соленакапливающие - аккумулирующие поглощенную соль в тканях, преимущественно надземных органов.

В середине прошлого столетия еще отсутствовало представление о способности высших растений регулировать цитоплазматические концентрации ионов. В частности, практически ничего не было известно об активном транспорте Na+ через плазмалемму и тонопласт, благодаря которому содержание этого иона в цитоплазме поддерживается па низком уровне. В связи с этим, полагали, что солеустойчивость, «соленепроницаемых» галофитов, для которых характерно низкое содержание Na+ и СГ в корнях и надземных органах, основывается только на нгокой проницаемости для этих ионов клеток корня. Сейчас хорошо известно, что содержание ионов в клетках любого организма зависит от соотношения входящих и выходящих потоков этих ионов. Следует, однако, отметить, что недавно были получены данные, указывающие на пониженную скорость входа Na+ в корни таких растений. У Thellungiella halophila -растения близкого в систематическом отношении Arabidopsis thaliana, но являющегося галофитом с низким содержанием NaCl, однонаправленный поток Na+ из среды в корень, измеренный с помощью 22Na+, действительно был намного шгже, чем у его неустойчивого к засолению родственника (Wang et al., 2006).

Устойчивость к NaCl соленакаплившощих галофитов связывали со способностью этих растений синтезировать слабочувствительные к соли белки и другие биополимеры цитоплазмы, не зная, что соль у них аккумулируется в вакуолях, но не в цитоплазме (Шахов, 1956; Строганов, 1962). В настоящее время галофиты, не имеющие солевых желез, делят на две группы: исключающие соль (excluders) и накапливающие соль (accumulators) (Inan et al., 2004). Под галофитами, исключающими соль, подразумевают те из них, которые за счёт активности ион-транспортирующих систем плазматической мембраны выводят поступающие в клетки корня ионы обратно в экстрацеллюлярное пространство и которые по классификации Келлера - Генкеля ранее относили к соленепроницаемым галофитам.

Галофиты, накапливающие соль, как уже отмечалось, транспортируют поглощенные корнями ионы в клетки надземных органов и там депонируют их в вакуолях.

Представление о сущности процессов выведения и локалшации соли с помощью солевых желёз дошли со времён Келлера - Генкеля до наших дней в целом в неизменном виде. Роль солевых желёз состоит в удалении шбытка соли ю побега путём выведения её на поверхность листьев или депонирования в пузыревидных клетках. Солевые железы обнаружены у относительно небольшого числа далеко отстоящих друг от друга в эволюционном отношении галофитов, и характеризуются большим разнообразием строения (Hill, Hill, 1976).

Таким образом, описанные выше экологические группы галофитов при одной и той же стратегии поддерживать низкие концентрации Na+ и СГ в цитоплазме клеток характершуются различными типами органшащш дальнего транспорта ионов. Следует отметить, что органюация дальнего транспорта ионов у галофитов в целом не исследована. Практически ничего не швестно о различиях в органшации дальнего транспорта Na+ и СГ у галофитов разных экологических групп (Hasegavva et al., 2000; Tester, Davenport, 2003).

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Луньков, Роман Валентинович

-126-выводы.

1. Свода высокая является соленакаплившощим галофитом, демонстрирующим способность к росту при концентрациях NaCl в среде культивирования от 0 до 1000 мМ с оптимальной концентрацией для роста 250 мМ.

2. Сведа высокая поддерживает градиент водного потенциала в системе среда- корень-лист, оводнённость тканей на высоком уровне и ультраструктуру хлоропластов в интактном состоянии в широком диапазоне концентраций NaCl в среде (от 0 до 750 мМ). Нарушения водного обмена и ультраструктуры хлоропластов происходят при экстремально высоких концентрациях NaCl (1000 мМ):

3. Значительный вклад в поддержание градиента водного потенциала в системе: среда-корень-лист вносит аккумуляция ионов Na+ в органах. Na+ накапливается в листьях до значительно более высоких концентраций, чем в корнях, и его содержание в органах возрастает при увеличении наружной концентрации соли.

4. При отсутствии NaCl в среде важную роль в поддержании градиента водного потенциала в системе корень-лист играют ионы К+, аккумулирующиеся в клетках листьев.

5. В клетках корня сведы высокой функционирует механизм загрузки ксилемы ионами Na+, концентрирующий ионы Na+ в ксилемном соке.

6. Механизмом загрузки ксилемы ионами Na+ является Na*/!-!4"-шггипортер плазматической мембраны клеток корня.

7. Na+/H+-airnmopTep транспортирует Na+ в ксилему за счёт градиента электрохимического потенциала Н+, который создаётся РГ-АТФазой плазмалеммы, поддерживающий рН ксилемного сока в кислой области.

-120-Заключение.

Организащш дальнего транспорта Na+ и механизмы Na+-гомеостатировання на уровне целого растения в основном базируются на использовании двух стратегий, сформировавшихся в ходе эволюции. Одна из них основана на активном выбросе ионов Na+ из цитоплазмы клеток корня обратно в почвенный раствор, откуда они поступают в клетки корня по градиенту электрохимического потенциала. В этом случае в осмотическую регуляцию клеток включаются осмолиты органической природы как в цитоплазме, так и в вакуолях. В основе другой стратегии лежит перенос ионов Na+, поглощенных клетками эпидермиса и коры, к центру корня и далее с транспирационным током воды в восходящем направлении в клетки 1 листьев, где они депонируются в вакуолях, поддерживая в них водный потенциал на шоком уровне. У таких растений осморегуляция клеток требует аккумуляции осмолитов только в цитоплазматическом компартменте. Подавляющее большинство растений, однако, относится к промежуточным формам, с разным относительным вкладом этих двух стратегий. У соленакапливающих галофитов, к которым принадлежит S. altissima, Ш+-гомеостатирование и регуляция водного статуса практически полностью основаны на стратегии второго типа (Балнокин и др., 2004; Балнокнн и др., 2005).

Данные, полученные нами, показывают, что S. altissima аккумулирует ионы Na+ в листьях до значительно более высоких концентраций, чем в корнях (Рис. 3). Измерение водного и осмотического потенциалов в органах S. altissima, показало, что градиент водного потенциала, формирующийся вдоль оси растения и направленный вверх, отвечает такому распределению Na+ по органам (Рис. 6).

Подавляющая часть Na+ в зрелых тканях галофитов (Hadjibadjeri, Flowers, 1989), находится в вакуолях. Механизмом депонирования Na+ в этом компартменте у S. altissima, как и у многих других растений (Blumwald,

-1212000; Wang et al., 2001; Tester,, Davenport, 2003), по-видимому, является локалгоованный в тонопласте Na+/H+-airninopTep, использующий для транспорта Na+ энсрппо протонного градиента, который создается V-АТФазой и Н+-транслощ1рующей РРн-азой. Другой процесс, ответственный за компартментацшо Na+ в вакуолях у S. altissima, связан с образованием пиноцитозных инвагинаций, формированием мультивезикулярных тел и переносом с их помощью ионов в вакуоль (Куркова, Балнокин, 1994).

Большое количество Na+, накапливаемое в побегах галофитами, и, в частности, побегами S. altissima, подразумевает, что большие количества этого иона транспортируются из корней в побеги. В отличие от гликофитов, способных реабсорбировать Na+ клетками корня ш ксилемы и этим ограншнпъ поток этого иона в надземные органы (см. ниже), стратегия ■ 1 + галофитов, по-видимому, состоит в загрузке ксилемы ионами Na , чтобы доставить их в клетки надземных органов. Аккумуляция Na+B ксилеме корпя выполняет, по крайней мере, две физиологические функции: (1) обеспечивает в достаточных количествах доставку этого иона в надземные органы, где он депонируется в вакуолях; (2) создает корневое давление, обеспечивающее подачу воды в надземные органы при отсутствии транспирации.

Полученные результаты свидетельствуют о существовании у S. altissima механизма, осуществляющего перенос Na+ из клеток корня в ксилему.

Таким механизмом, наиболее вероятно, является Na+/H+-airnmopTep плазмалеммы клеток стелярной паренхимы (Рис. 21).

Аргументом в пользу участия Na'TH^aiгпшортера плазмалеммы в загрузке ксилемы ионами Na+ у S. altissima можно считать способность корневой системы этого растения поддерживать рН ксилемного сока в кислой области. Принимая во внимание результаты измерения рН ксилемного эксудата (Рис. 9) и способность растений рН-статировать цитоплазму на уровне нейтральных и слабощелочных значений рН (Raven, 1985; Madshus, 1988), можно прийти к выводу, что между ксилемой и цитоплазмой окружающих ее клеток поддерживается градиешг рН, равный 1,5 - 2,5 единицам рН. Этот градиент может быть движущей силой переноса Na+ в ксилему. Смещение рН ксилемного экссудата и культуральной среды в кислую область при повышении концентрации NaCl в среде, по-видимому, является отражением активации ЬГ^АТФазы плазмалеммы клеток стелярной паренхимы. Стимуляция экспрессии генов Н+-АТФазы плазмалеммы высокими концентрациями NaCl показана у ряда растений (DuPont, 1992; Hasegawa et al., 2000). He исключено также, что смещение рН в кислую область ксилемного сока и среды культивирования связано, по крайней мере, частично, с ион-обменными свойствами апопласта корня. Возрастающие концентрации Na+ в среде культивирования могут приводить к вытеснению протонов, нейтралшующих отрицательно заряженные группы клеточных стенок и повышать этим концентрацию Н4" в окружающем их растворе (Meychik, Yermakov, 2001).

Теоретически Na+/H+-airrimopTep способен осуществлять Na+/H+-обмен в обоих направлениях. В зависимости от того, какой из двух градиентов преобладает, происходит АрН-зависимый транспорт Na+ или ApNa-зависимый транспорт If. Поэтому, при постоянном рН цитоплазмы (рН-статирование) направление движения Na+ (в ксилему или из ксилемы) определяется значением рН ксилемного сока. Обратимость Na+/H+-o6Mena была продемонстрирована для Na+/H+-anTimopTepa мембран, выделенных из Acerpseudoplatanus (Mathieu et al., 1986).

Результаты исследований, проведённых на выделенных ш клеток корня S. altissima везикулах ПМ, (раздел 4.5) явились прямым доказательством функционирования в этой мембране NaVl-T-airnmopTepa и Н+-АТФазы. Последняя создаёт движущую силу для транспорта Na+ через шгпшортер - градиешг электрохимического потенциала протонов. клетка стелярной паренхимы

АТФ рН 7,0 вакуоль

АДФ

Na+

10 мМ Na+ ксилема рИ 5,0

Н+-АТФаза

Na+/H+ антипортер

Н+

Na+

350 мМ Na+

Рис. 21. Схематичное изображение ион-транспортных процессов в ПМ клеток стелярной паренхимы галофита S. altissima.

Наличие Ыа^УЬГ-шггипортера доказывается способностью ионов Na+ и Li+ вызывать диссипацию протонного градиента, предварительно сформированного на везикулярной мембране в присутствии АТФ (Рис. 19, 20).

Можно предположить, что у S. altissima наибольшая активность Na^YH^airnmopTepa ПМ корня сосредоточена в клетках стелярной паренхимы - ткани, которая осуществляет загрузку ксилемы ионами Na+. Возможно также, что плазмалемме клеток стелярной паренхимы свойственна и более высокая активность Н^-АТФазы, энерггоующей трансмембранный перенос Na+, по сравнению с плазмалеммой клеток эпидермиса и коры. В этом случае Н+-АТФаза и Na+/H+-airrnnopTep, обнаруженные в мембранной фракции «П», обогащенной везикулами плазмалеммы, в большей степени отражают Na+-TpanciiopTiipyiomyio активность клеток стелярной паренхимы, чем клеток эпидермиса и коры корня.

Концентрирование ионов Na+ в ксилеме, низкие значения рН ксилемного сока и аккумуляция Na+ в надземных органах S. altissima, приводят к предположению, что у этого растения, в отличие от гликофитов, Na+/H+-aimmopTep функционирует только как механизм загрузки ксилемы ионами Na+, и не участвует в реабсорбции Na+ этими клетками из ксилемы. Изменение свободной энергии электронейтрального обмена INaVlH4" между клетками стелярной паренхимы и ксилемой выражается уравнением:

AG = RTln^ri^l^a^^/tH^^tNa4]"', где AG - изменение свободной энергии; [Н4]" и [Na4]1® -концентрации К1" и Na+ в ксилемном соке; [И4]**" и [Na+]ulrT - концентрации НГ и Na+ в щггоплазме клеток стелярной паренхимы, соответственно (Kotyk, 1983). В условиях термодинамического равновесия AG = 0 и [H^^fNa4]4"1" = [H+]uirr[Na+]KC. Приняв, что цитоплазма рН-статируется и рН цитоплазмы равен 7,0 (наименьшее возможное значение рН цитоплазмы), а также, использовав результаты тмерения [Na4]60 и рН ксилемного экссудата, m последнего выражения получаем, что щггоплазматические конце1прации Na+

-125в клетках стелярной паренхимы в диапазоне наружных концентраций NaCl от 0 до 250 мМ при условии термодинамического равновесия Na+/H+-o6Meiia не должны быть более 1,5 мМ. При более высоких концентрациях соли в цитоплазме, (что на самом деле и наблюдалось в экспериментах на галофитах, в частности при определении концентрации Na+ в цитоплазме клеток близкого вида S. maritima (Hajibagheri, Flowers, 1989)), Na+/H+-антипортер плазмалеммы стелярной паренхимы будет транспортировать Na+ в ксилему, но не в обратном направлении. При слабо-щелочных значениях рН, например при 7,5, №+/Н+-антипортер будет загружать ионы Na+ • в ксилему даже при их более ннзкнх концентрациях в цитозоле, чем 1,5 мМ. Таким образом в корнях S. altissima при стехиометрии Na+/H+-o6Meiia через антипортер, равной 1/1, поддерживаются условия для загрузки ксилемы ионами Na+, но не для их реабсорбции ш ксилемы. При стехиометрии обмена mNa+/nH+, где m>n, будут создаваться еще более выгодные условия для загрузки ксилемы ионами Na+ с помощью Na+/H+-airnmopTepa.

По-видимому, участие Na+/H+-airrnnopTepa плазмалеммы клеток корня стелярной паренхимы только в загрузке ксилемы, но не в реабсорбции Na+ из ксилемы, является фундаментальным свойством соленакапливающих галофитов и галофитов с солевыми железами, отличающих их от гликофитов и от галофитов, исключающих соль.

Загружаемые в ксилему и транспортируемые в надземные органы ионы Na+, депонируются затем в вакуолях, внося существенный вклад в снижение водного потенциала клеток надземных органов. Формирующийся градиент водного потенциала, в системе среда-корень-лист, отвечает за водоснабжение надземных органов в условиях засоления, т.е. низкого водного потенциала наружной среды.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Луньков, Роман Валентинович, Москва

1. Алешина Н.В., Балнокин Ю.В. Влияние NaCl на цитохромоксидазу, сукцинатдегидрогеназу и фумаразу галофильных водорослей Dunaliella in vitro. Известия АНСССР, 1984, сер. Биологическая, с.722-728.

2. Балнокин Ю.В. Ионный гомеостаз и осморегуляция у галотолерантных микроводорослей. Физиология растений, 1993, Т. 40, 4, с. 567-576.

3. Балнокин Ю.В. Ионный гомеостаз и осморегуляция у галотолерантных микроводорослей. Физиология растений, 1993, т. 40, 4, с.567-576

4. Балнокин Ю.В., Медведев А.В. Влияние ионов на транспорт электронов в хлоропластах галофильных водорослей Dunaliella. Физиология растений, 1980,1.21, в.6, с. 1229-1236.

5. Генкель П.А. Физиология жаро- и засухо-устойчивости растений. М.: Наука, 1982.

6. Ю.Д.Б. Вахмистров, Ю.Я. Мазель. Поглощение и передвижение солей в клетках корня. Серия «Физиология растений» том 1, «Физиология корня» (Итоги науки и техн. ВИНИТИ АН СССР). М., 1972, с. 154.

7. Жолкевич В.Н. Транспорт воды в растении и его эндогенная регуляция: LXI Тимирязевские чтения. М.: Наука, 2001.

8. И.Захарин А. А., Наумова Т. Г. К методике количественной оценки латерального транспорта ионов в стебле. Физиол. раст., 1985, Т. 32; Вып. 2, С. 401-407.

9. КепперЕ.А. Избранные сочинения. М., Издательство Академии Наук СССР, 1951.

10. Королёв А.В., Жопкевич В.Н. Влияние метаболических регуляторов на нагнетающую деятельность корня. Доклады АН СССР, 1990, Т. 310, №2, С. 507-511.

11. Куркова Е.Б., Балнокин Ю.В. Пнноцитоз и его возможная роль в транспорте ионов в клетках соленакапливающих органов галофитов. Физиология растений, 1994, Т.41, С. 578 582.

12. Можаева Л.В., Пильщикова Н.В. О движущей силе плача растений. Фшиология растений, 1979, Т. 26, № 5, С. 994-1000.

13. Нобел П. Физиология растительной клетки. Москва, "МИР", 1973, 288с.29 .Строгонов Б.П. Физиологические основы солеустойчивости растений. М., 1962.

14. Хилле Б. Ионная селективность Na+- и К+-каналов в мембранах нервного волокна. Мембраны: ионные каналы/Под ред. Чизмаджева Ю.А. М.: Мир, 1981, С. 25-98.

15. Шахов А.А. Солеустойчивость растений. М., Издательство Академии Наук СССР, 1956.

16. Amtmann A. and Sanders D. Mechanisms of Na+ uptake by plant cells. Adv. Bot. Res., 1998, V. 29, P. 76-112.

17. Anthon G.E. and Spanswick RM. Purification and properties of the H4-translocating ATPase from the plasma membrane of tomato roots. Plant Physiol., 1986, V. 81, P. 1080-1085.

18. Apse MP, Aharon GS, Snedden WA, Blumwald E. Salt tolerance conferred by overexpression of a vacuolar Nal/Hl antiport in Arabidopsis. Science, 1999, V. 285, P. 1256-1258

19. Aroca R., Tognoni F., Irigoyen J.J., Sanchez-Diaz M., Pardossi A. Different root low temperature response to two maize genotypes differing in chilling sensitivity. Plant Physiology and Biochemistry, 2001, V. 39, P. 1067-1073.

20. A roca R, Vernier i P., Irigoyen J J., Sanchez-Diaz M., Tognoni F., Pardossi A. Involvement of abscisic acid in leaf and root of maize (Zea mays L.) in avoiding chilling-induced water stress. Plant Science, 2003, V. 165, P. 671-679.

21. Bachmann M., Keller F. Metabolism of the raffinose family oligosaccharides in leaves of Ajuga repians L. Inter- and intracellular compartmentation. Plant Physiol, 1995, V. 109, P. 991-998.

22. Baiges I., Schaffner A., Affenzeller M. and Mas A. Plant aquaporins. Physiologia plantarum, 2002, V. 115, P. 175-182.

23. Ball MC. Salinity tolerance in the mangroves, Aegiceras corniculatum and Avicennia marina. 1. Water use in relation to growth, carbon partitioning and salt balance. Austr. J. of Plant Physiology, 1988, V. 15, P. 447-464.

24. Balnokin Y, Popova L. and Gimmler H. Further evidence for an ATP-driven sodium pump in the marine alga (Platimonas) viridis. J. Plant Phisiol., 1997, V. 150, P. 264-270

25. Balnokin Y. V. and Popova L.G. The ATP-driven Na+-pump in the plasma membrane of marine unicellular alga, Platimonas viridis. FEBS Lett., 1994, V. 343, P. 61-64

26. Benito В., Garciadeblas B. and Rodriguez-Navarro A. Potassium- or sodium-efflux ATPase, a key enzyme in the evolution of fungi. Microbiology, 2002, V. 148, P. 933 941.

27. Blumwald E. and Poole R.J. Na+/H+ antiport in isolated tonoplast vesicles from storage tissue of Beta vulgaris. Plant Physiol. 1985, V. 78, P. 163167.

28. Blumwald E. Sodium transport and salt tolerance in plants. Curr. Opin. in Cell Biol., 2000, V. 12, P.431-434.51 .Blumwald E., Aharon G.S., Apse M.P. Sodium transport in plant cells. Biochim. Biophys. Acta, 2000, V. 1465, P. 140- 151.

29. Boursiac Y., Chen S., Luu D.-T., Sorieul M, van den Dries N., Maurel C. Early Effects of Salinity on Water Transport in Arabidopsis Roots. Molecular and Cellular Features of Aquaporin Expression. Plant Physiology, 2005, V. 139, P. 790-805.

30. BoyerJ.S., KniplingE.D. Isopiestic Technique for Leaf Water Potentials with a Thermocouple Psychrometer. Proc. Natl/ Acad. Sci USA, 1965, V.54, P. 1044-1051.

31. Bray E. Molecular Responses to Water Deficit. Plant Physiology, 1993, V. 103, P. 1035- 1040.

32. Bray E.A. Classification of genes differentially expressed during water-deficit stress in Arabidopsis thaliana: an analysis using microarray and differential expression data. Annals of Botany, 2002, V. 89 Spec No, P. 803-811.

33. Bressan R.A., Nelson D.E., Iraki N.M., LaRosa P.C., Singh N.K. Reduced Cell Expansion and Changes in Cell Walls of Plants Adapted to NaCl. Environmental Injury to Plants. Ed. Kattermann F.R. San Diego: Acadcmic. Press, 1990, P. 137- 171

34. Briens M, Larher F. Osmoregulation in halophytic higher plants: a comparative study of soluble carbohydrates, polyols, betains and free proline. Plant, Cell and Environ, 1982, V.5, P.287-292.

35. Briiggemann IV, Janiesch P. Characterisation of plasma membrane H+-ATPase from salt tolerant and salt sensitive Plantago species. J. Plant Physiology, 1987, V. 130, P. 395-411.

36. Briiggemann IV, Janiesch P. Comparison of plasma membrane ATPase from salt-treated and salt-free grown Plantago maritima L. J. Plant Physiology, 1989, V. 134, P. 20-25.

37. Briiggemann IV, Janiesch P. Properties of native and solubilized plasma membrane ATPase from the halophyte Plantago crassifolia, grown under saline and non-saline conditions. Physiologia Plantarum, 1988, V. 74, P. 614-622.

38. Carden D. The cell physiology of barley salt tolerance. PhD Thesis, University of Sussex, 1999, UK.

39. Carter S.G., Karl D.W. Inorganic Phosphate Assay with Malachite Green: an Improvement and Evaluation. J. Biochem. Biophys. Meth., 1982, V.7, P.7-13.

40. Chaumont F., Barrieu F., Wojcik E., Chrispeels M.J. & Jung R Aquaporins constitute a large and highly divergent protein family in maize. Plant Physiology, 2001, V. 125, P. 1206-1215.

41. Clarkson D., Carvajal M., Henzler Т., Waterhouse R, Smyth A., Cooke D. and Steudle E. Root hydraulic conductance: diurnal aquaporin expression and the effects of nutrient stress. J. Exp. Bot., 2000, V. 51, P. 61-70.

42. Clint G.M., McRobbie E.A.C. Sodium efflux from perfused giant algal cells. Planta, 1987, V.171, P. 247-253.lA.Cocucci M.C. Inhibition of plasma membrane and tonoplast ATPases by erithrosin B. Plant Sci. 1986, V. 47, P. 21-27.

43. Davenport R. and Tester M. A Weakly Voltage-Dependent, Nonselective Cation Channel Mediates Toxic Sodium Influx in Wheat. Plant Physiology, 2000, V. 122, P. 823 834.

44. Downton IV.S. and Robinson S.P. Potassium, Sodium and chlorielle from concentrations in leades isolated chloroplaste of the halophyte Suaeda aiistralis R. Br. J. Plant Physiol, 1985, V.15, P.471-490.

45. Drew M., Lauchli A. The role of the mesocotyl in sodium exclusion from the shoot of Zea mays L. (cv. Pioneer 3906). J. of Exp. Bot., 1987, V. 38, P. 409-418.

46. Zb.DuPont F.M. Salt-induced changes in ion transport: regulation of primary pumps and secondary transporters. In book: Transport and receptorproteins of plant membranes. Eds. D.T. Cooke and D.T. Clarkson, 1992, New York, Plenum Press, P. 91-100.

47. FennellA., MarkhartA. Rapid acclimation of root hydraulic conductivity to low temperature. Journal of Experimental Botany, 1998, V. 49, P. 879-884.

48. Flowers Т., Flowers S., Hajibagheri M., Yeo A. Salt tolerance in the halophytic wild rice, Porteresia coarctata Tateoka. New Phytologist, 1990, V. 114, P. 675-684.

49. Flowers T.J., Hajibagheri M.A., Clipson N.J. W. Halophytes. Q Rev Biol., 1986, V.61, P. 313-337.

50. Flowers T.J., Troke P.F., Yeo A.R. The mechanism of salt tolerance in halophytes. Annu. Rev. Plant. Physiol, 1977, V.28, P.89-121.9\.Flowers T.J., Yeo A.R Ion relations of plants under drought and salinity. Austr.j. Plant Physiol, 1986, V.13, P.75-91.

51. Flowers T.J., Yeo A.R. Solute Transport in Plants. Glasgow. Scotland;. Blackie, 1992, 176 pp.

52. Fortmeir R., Schubert S. Salt tolerance of maize (Zea mays L.): the role of sodium exclusion. Plant, Cell and Env., 1995, V. 18, P. 1041-1047.

53. Fox T.C., Guerinot M.L. Molecular biology of cation transport in plants. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1998, V. 49, P. 669-696.

54. Garciadeblas В., Benito В., Rodriguez-Navarro A. Plant cells express several stress calcium ATPases but apparently no sodium ATPase. Plant and Soil, 2001, V. 235, P. 181-192.

55. Gaxiola R., de Larrinoa I.F., Villalba J.M., Serrano R A novel and conserved salt-induced protein is an important determinant of salt-tolerance in yeast. The EMBO Journal, 1992, V. 11, N. 9, P. 3157-3164.

56. Gaymard F. Identification and disruption of a plant shaker-like outward channel involved in K+ release into the xylem sap. Cell, 1998, V.94, P.647-655.

57. Ghassemi F, Jakeman A., Nix H. Salinization of Land and Water Resources. University of New South Wales Press, Canberra, 1995, Australia.

58. Ginzburg M., Sachs L. and Ginzburg B.Z. Ion metabolism in a halobacterium. 2. Ion concentration in cell at different levels of metabolism. J. Membr. Biol, 1971, V.5, P.78-101.

59. Glenn L.P., Brown J.J., Blumwald E. Salt Tolerance and Crop Potential of Halophytes. Crit. Rev. Plant Sci., 1999, V.18, P. 227-255.

60. GolldackD, Dietz K. Developmental control and tissue-specificity of salt-induced expression of the vacuolar H+-ATPase in Mesembryanthenum crystallinum. Plant Physiology, 2000, V. 141, P. 779-785.

61. Gorham J. Salt tolerance of plants. Sci. Prog., 1992, V.76, P. 273285.

62. Hajibagheri M.A., Flowers T.J. X-ray microanalyses of ion distribution within root cortical cells of the halophyte Suaeda maritima (L.) Dum. Planta, 1989, V. 177, P. 131 134.

63. Harvey D. The effects of salinity on ion concentrations within the root cells of Zea mays L. Planta, 1985, V. 165, P. 242-248.

64. Hasegawa P.M., Bressan R.A., Zhu J-K. Plant cellular and molecular responses to high salinity. Ann. Rev. Plant Physiol, and Plant Molec. Biol, 2000, V.51, P.463 -499.

65. Hassidim AL, Brown Y., Lerner H.R., Reinhold L. NaVH4 and KV Antiport in Root Membrane Vesicles Isolated from the Halophyte Atriplex and the Glycophyte Cotton. Plant Physiol., 1990, V. 94, P. 17951801.

66. Helguera G. and Beauge L. Phosphoryl group exchange between ATP and ADP catalysed by H+-ATPase from oat roots. Plant Physiol., 1997, V. 114, P. 1397-1403.

67. Henzler Т., Ye Q., Steudle E. Oxidative gating of water channels (aquaporins) in Chara by hydroxyl radicals. Plant, Cell and Environment, 2004, V. 27, P. 1184-1195.

68. Hill A., Hill B. Mineral ions. Encyclopedia of plant physiology, new series 2B, 1976, P. 225-243.

69. Hillel D. Salinity Management for Sustainable Irrigation. The World Bank, 2000, Washington, DC.

70. Hodges Т.К., Leonard R.T. Purification of a Plasma Membrane-bound Adenosine Triphosphatase from Plant Roots. Methods Ensymology, 1974, V.32B, P. 392-406.

71. Ishitani Al, Alajumder AL, Bornhouser A, Michalowski CB, Jensen RG, Bohnert HJ. Coprdinate transcriptional induction of myo-inositol metabolism during environmental stress. Plant J., 1996, V. 9, P. 537-548.

72. Jacoby B. and Hanson J. Controls on 22Na+ Influx in Corn Roots. Plant Physiology, 1985, V. 77, P. 930 934.

73. James R., Rivelli A., Alunns R„ von Caemmerer S. Factors affecting C02 assimilation, leaf injury and growth in salt-stressed durum wheat. Functional Plant Biology, 2002, V. 29, P. 1393-1403.

74. Jang J. Y., Kim D.G., Kim Y.O., Kim J.S. & Kang H. An expression analysis of a gene family encoding plasma membrane aquaporins in response to abiotic stresses in Arabidopsis thaliana. Plant Molecular Biology, 2004, V. 54, P. 713-725.

75. Javot H. & Alaurel C. The role of aquaporins in root water uptake. Annals of Botany, 2002, V. 90, P. 301-313.

76. Jeschke W., Stelter W. Measurement of longitudinal profiles in single roots of Hordeum and Atriplex by use of flameless atomic absorption spectroscopy. Planta, 1976, V. 128, P. 107-112.

77. Johansen J., Cheeseman J. Uptake and distribution of sodium and potassium by corn seedlings. I. Role of the mesocotyl in 'sodium exclusion'. Plant Physiology, 1983, V. 73, P. 153-158.

78. Johansson I., Karlsson M., Shukla V.K., Chrispeels M.J., Larsson С., Kjellbom P. Water transport activity of the plasma membrane aquaporin PM28A is regulated by phosphorylation. Plant Cell, 1998, V. 10, P. 451-460.

79. Johansson I., Larsson G, Ek В., Kjellbom P. The major integral proteins of spinach leaf plasma membranes are putative aquaporins and are phosphorylated in response to Ca2+ and apoplastic water potential. Plant Cell, 1996, V. 8, P. 1181-1191.

80. Johnson K.D., Chrispeels M.J. Tonoplast-bound protein kinase phosphorylates tonoplast intrinsic protein. Plant Physiology, 1992, V. 100, P. 1787-1795.

81. Karley A., Leigh R., Sanders D. Differential ion accumulation and ion fluxes in the mesophyll and epidermis of barley. Plant Physiology, 2000a, V. 122, P. 835-844.

82. Karley A., Leigh R, Sanders D. Where do all the ions go? The cellular basis of differential ion accumulation in leaf cells. Trends in Plant Sciences, 2000b, V. 5, P. 465-470.

83. Kasamo K. Purification and properties of the plasma membrane H*-translocating adenosine triphosphatase of Phaseolus mungo L. roots. Plant Physiol., 1986, V. 80, P. 818-824.

84. Katz A., Kaback H. R, Avron M. Na+/H+ Antiport in Isolated Plasma Membrane Vesicles from the Halotolerant Alga Dunaliella salina, FEBSLett., 1986, V.202, P. 141-144.

85. Kawasaki S., Borchert C., Deyholos M., Wang #., Brazille S., Kawai K, Galbraith D. & Bohnert H.J. Gene expression profiles during the initial phase of salt stress in rice. Plant Cell, 2001, V. 13, P. 889-905.

86. Kollar A, Seemiiller E. Chemical composition of phloem exudate of mycoplasma-infected apple trees. J. Phytopathol., 1990, V. 128, P. 99111.

87. Kotyk A. Coupling of a secondary active transport with ДцН*. J. Bioenerg. Biomembr., 1983, V.15,P. 307-319.

88. Koyro H-W.Stelzer R. Ion concentrations in the cytoplasm and vacuoles of rhizodermis cells from NaCl treated Sorghum, Spartina and Puccinellia plants. J. of Plant Phys., 1988, V. 133, P. 441-446.

89. Kramer D. The possible role of transfer cells in the adaptation of plants to salinity. Physiologia Plantarum, 1983, V. 58, P. 549-555.

90. Kramer D., Lciuhli A., Yeo A. and Gullasch J. Transfer Cells in Roots of Phaseolus coccineus: Ultrastructure and Possible Function in Exclusion of Sodium from the Shoot. Ann. Bot., 1977, V. 41, P. 1031 -1040.

91. Krulwich T.A. NaW-antiporters // Biochim. Biophys. Acta., 1983, V. 726, P.245 264.

92. Kugel H., Mayer A., Kirst G.O. and Leiblitz D. In vivo P-31 NMR measurements of phosphate metabolism in Platymonas subcordiformis as related to external pH. Eur. Biophys. J., 1987, V.14, P.461-470.

93. Lacan D. and Durand M. Na+-K+ Exchange at the Xylem/Symplast Boundary (Its Significance in the Salt Sensitivity of Soybean). Plant Physiology, 1996, V. 110, P. 705 711.

94. Lanyi J.K. Salt-dependent properties of protein from extremely halophilic bacteria. Bacteriol. Revs., 1974, V.38, P.272-290.

95. Lauchli A., Kramer D., Pitman M.t Liittge U. Ultrastructure of xylem parenchyma cells of barley roots in relation to ion transport to the xylem. Planta, 1974, V. 119, P. 85-99.

96. Lee S.H., Singh A.P. & Chung G.C. Rapid accumulation of hydrogen peroxide in cucumber roots due to exposure to low temperature appears to mediate decreases in water transport. Journal of Experimentalг* J

97. Botany, 2004a, V. 55, P. 1733-1741.

98. Leng Q., Mercier R, Hua В., Fromm H. and Berkowitz G. Electrophysiological Analysis of Cloned Cyclic Nucleotide-Gated Ion Channels. Plant Physiology, 2002, V. 128, P. 400-410.

99. Lilius G.t Holmberg N., Billow L. Enhanced NaCl stress tolerance in transgenic tobacco expressing bacterial choline dehydrogenase. Biotechnology, 1996, V. 14, P. 177-180.

100. Lovelock CE, Ball MC. Influence of salinity on photosynthesis of halophytes. In A Lauchli, U Liittge, eds, Salinity: Environment—

101. Plants—Molecules. Kluvver Academic Publishers, Dordrecht, The Netherlands, 2002, P. 315-339.

102. Luu D.T., Maurel C. Aquaporins in a challenging environment: molecular gears for adjusting plant water status. Plant Cell Environ, 2005, V. 28, P. 85-96.

103. Maathuis F. G. M. Roles of higher plant K+ channels. Plant Physiol., 1997, V.l 14, P. 1141-1149.

104. Maathuis F.J., Filatov V., HerzykP. Transcriptome analysis of root transporters reveals participation of multiple gene families in the response to cation stress. Plant Journal, 2003, V. 35, P. 675-692.

105. Madshus I.N. Regulation of intracellular pH in eukaryotic cells. Biochem. J., 1988, V.250, P. 1-8.

106. Marcum K. Salinity tolerance mechanisms of grasses in the subfamily chloridoideae. Crop Sci., 1999, V. 39, P. 1153 1160.

107. Marschner H. Mineral nutrition of higher plants. 2nd edn. London: Academic Press, 1995.

108. Mathieu Y., Guern J., Pean M., Pasquier C., Beloeil J.C., Lallemand J. Y. Cytoplasmic pH regulation in Acer psudoplatanus cells. II. Possible mechanism involved in pH regulation during acid-load. Plant Physiol. 1986. V.82. P.846-852.

109. Matsushita N., Matoh T. Characterization of Na+ exclusion mechanisms of salt-tolerant reed plants in comparison with salt-sensitive rice plants. Physiologia Plantarum, 1991, V. 83, P. 170-176.

110. Matsushita N., Matoh T. Function of the shoot base of salt-tolerant reed (Phragmites communis Trinius) plants for Na+ exclusion from the shoots. Soil Science and Plant Nutrition, 1992, V. 38, P. 565-571.

111. McCue K., Hanson A. Salt-inducible betaine aldehyde dehydrogenase from sugar beet: cDNA cloning and expression. Plant Mol. Biol., 1992, V. 18, P. 1-11.

112. McCully M., Canny M., Van Steveninck R. Accumulation of potassium by differentiating metaxylem elements of maize roots. Physiologia Plantarum, 1987, V. 69, P. 73-80.

113. McEnery M.W., Pedersen P.L. Diethylstilbestrol. A novel F0-directed probe of the mitochondrial proton ATPase. J. Biol. Chem., 1986, V.261, P. 1745-1752.

114. McWhorter C., Paul R, Ouzts JBicellular trichomes of johnsongrass (Sorghum halepense) leaves morphology, histochemistry, and function. Weed Science, 1995, V. 43, P. 201-208.

115. Melchior IV. and Steudle E. Water Transport in Onion {Allium сера L.) Roots (Changes of Axial and Radial Hydraulic Conductivities during Root Development). Plant Physiology, 1993, V. 101, P. 1305 1315.

116. MercerR.W. The structure ofNa,K-ATPase. Int. Rev. Cytol., 1993, 137C, P. 139-168

117. Meychik N.R, Yermakov LP. Ion exchange properties of plant root cell wall. Plant and Soil, 2001, V. 234, P. 181-193.

118. Michelet В., Boutry M. The plasma membrane I^-ATPase. Plant Physiology, 1995, V. 108, P. 1-6.

119. Munns R, Termaat A. Whole-plant responses to salinity. Australian Journal of Plant Physiology ,1986, V. 13, P. 143-160.

120. Munns R. Comparative physiology of salt and water stress. Plant, Cell and Env., 2002, V. 25, P. 239-250.

121. Murguia J.R., Belles J.M. and Serrano R. The yeast HAL2 nucleotidase is an in vivo target of salt toxicity. J. Biol. Chem., 1996, V.271, P.29029-29033.

122. Nelson D., Koukoumanos M. and Bohnerl H. Л/yo-Inositol-Dependent Sodium Uptake in Ice Plant. Plant Physiology, 1999, V. 119, P. 165- 172.

123. Nelson D., Rammesmayer G. and Bohnert H. Regulation of Cell-Specific Inositol Metabolism and Transport in Plant Salinity Tolerance. Plant Cell, 1998, V. 10, P. 753 764.

124. Niu X., Bressan R.A., Hasegawa P.M., Pardo J.M. Ion Homeostasis in NaCl Stress Environments. Plant Physiol., 1995, V.109, P. 735-742.

125. Niu X., Damsz В., Kononowicz A.K., Bressan R.A. and Hasegawa P.M. NaCl-induced alterations in both cell structure and tissue-specific plasma membrane H+-ATPase gene expression. Plant Physiol., 1996, V. Ill, P. 679-686

126. NiuX., Narasimhan M.L., Salzman R.A., Bressan RA., Hasegawa P.M. NaCl regulation of plasma membrane H^ATPase gene expression in a glycophyte and a halophyte. Plant Physiology, 1993, V. 103, P. 713718.

127. Nonami H., Boyer J.S., Steudle E.S. Pressure Probe and Iisopiestic Psychrometer Measure Similar Turgor. Plant Physiol, 1987, V.83, P. 592-595.

128. Palmgren M.G. Proton gradients and plant growth: role of the plasma membrane ЬГ-ATPase. Adv. Bot. Res., 1998, V. 28, P. 1-70.

129. Palmgren M.G. Regulation of plant plasma membrane H+-ATPase activity. Physiol. Plant, 1991, V. 83, P. 314-323.

130. Palmgren M.G., Harper J.F. Pumping with plant P-type ATPases. J. Exp. Bot, 1999, V. 50, P. 883-893.

131. Passioura J. Water transport in and to roots. Ann. Rev. of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 1988, V. 39, P. 245-256.

132. Perez-Alfocea F., Balibrea M., Alarcon J., Bolarin M. Composition of xylem and phloem exudates in relation to the salt-tolerance of domestic and wild tomato species. J. of Plant Physiology, 2000, V. 156, P. 367-374.

133. Pick U., Kami L. and Avron M. Determination of ion content and ion fluxes in the halotolerant alga Dunaliella salina. Plant Physiol, 1986, V.81, P.92-96,

134. Poljakojf-Mayber A. Morphological and anatomical changes in plants as a response to salinity. In: Poljakoff-Mayber A, Gale J, eds. Plants in saline environments. Berlin: Springer-Verlag, P. 97-117.

135. Popova L.G. and Balnokin Y.V. ^-translocating ATPase and NaVH4" antiport activities in the plasma membrane of the marine alga Platimonas viridis. FEBSLett, 1992, V. 309, P. 333-336.

136. Pritchard J., Winch S., Gould N. 2000, Phloem water relations and root growth. Aust. J. Plant Physiol., v. 27, p. 539-548

137. Qiu Q., Guo Y, Dietrich M, Schumaker K. and Zhu J. Regulation of SOS1, a plasma membrane Na+/H+ exchanger in Arabidopsis thaliana, by SOS2 and SOS3. PNAS, 2002, V. 99, P. 8436 8441.

138. Quigley F., Rosenberg J.M., Shachar-Hill К & Bohnert H.J. From genome to function: the Arabidopsis aquaporins. Genome Biology, 2001, V. 3,P. 1-17.

139. Ratner A, Jacoby B. Effect of K+, its counter anion, and pH on sodium efflux from barley root tips. J. Exp. Bot., 1976, V. 27, P. 843852.

140. Raven J.A. pH-regulation in plants. Sci. Progr. Oxford, 1985, V.69, P.495-509.

141. Rea P., Griffith C. and Sanders D. Purification of the N,N-dicyclohexylcarbodiimide-binding proteolipid of a higher plant tonoplast H+-ATPase. J. Biol. Chem., 1987, V. 262, P. 14745 14752.

142. Rea P.A. and Sanders D. Tonoplast energization: two H+ pumps, one membrane. Physiologia Plantarum, 1987, V. 71, P. 131-141.

143. Reinhart D., Rost T. Saliniti accelerates endoderrmal development and induces an exodermis in cotton seedlings in cotton seedling roots. Env. and Exp. Bot., 1995, V. 35, P. 563-574.

144. Rhizopoulou S. Is Negative Turgor Fallacious? Physiol. Plantarum, 1997, V.99,P.505-510.

145. Rodriguez-Navarro A. Potassium transport in fungi and plants. Biochim. Biophys. Acta, 2000, V. 1469, P. 1-30.

146. Rozema J., Gude #., Bijl F., Wesselman H. Sodium concentration in xylcm sap in relation to ion exclusion, accumulation and secretion in halophytes. Acta Botanica Neerlandica, 1981, V. 30, P. 309-311.

147. Rubio F., Gassmann IV. and Schroeder J.I. Sodium-driven potassium uptake by the plant potassium transporter HKT1 and mutations conferring salt tolerance. Science, 1995, V. 270, P. 1660-1663.

148. Saheki S., Takeda A., Shimazu T. Assay of Inorganic Phosphate in the Mild pH Range, Suitable for Measurement of Glycogen Phosphorylase Activity. Anal. Biochem., 1985, V. 148, P. 277-278.

149. Sanders D., Slayman C.L. Transport at the plasma membrane of plant cells: a review. Plant membrane transport. J.Dainty et al. editors, Elsevier Science Publishers B.V. (Biochem.-Division), 1989, P. 3-11.

150. Santa-Maria G., Epstein E. Potassium/sodium selectivity in wheat and the amphiploid cross wheat Lophopyrum elongatum. Plant Science, 2001, V. 160, P. 523-534.

151. Schachtman D., Bloom A., Dvorak J. Salt-tolerant Triticum lophopyrum derivatives limit the accumulation sodium and chloride ions under saline stress. Plant, Cell and Env., 1989, V. 12, P. 47-55.

152. Schachtman D., Kumar K, Schroeder J., Marsh E. Molecular and functional characterization of a novel low-affinity cation transporter (LCT1) in higher plants. PNAS, 1997, V. 94, P. 11079-11084.

153. Schaller G.E., Sussman M.R. Phosphorylation of the plasma membrane H+-ATPase of oat roots by a calcium-stimulated protein kinase. Planta, 1988 (b), V. 173, P. 509-518.

154. Seki M, Narusaka M., Ishida J. Monitoring the expression profiles of 7000 Arabidopsis genes under drought, cold and high-salinity stresses using a full-length cDNA microarray. Plant Journal, 2002, V. 31, P. 279292.

155. Sen A.K., Post R.L. Stoichiometry and localization of adenosine triphosphate-dependent sodium and potassium transport in the erythrocyte. J. Biol. Chem., 1964, V.239, P.345-352.

156. Serrano R. Structure and function of plasma membrane ATPase. Annu. Rev. Plant. Physiol. Plant Mol. Biol., 1989, V.40, P.61-94.

157. Serrano R. Structure and function of proton translocating ATPase in plasma membranes of plants and fungi. Biochim. Biophys. Acta, 1988, V.947, P. 1-28.

158. Serrano R., Mulet J.M., Rios G., Marquez J.A., deLarrinoa I.F., Leube M.P., Mendizabal I., Pascual-Ahuir A„ Proft M., Ros R., Montesinos C. A glimpse of the mechanisms of ion homeostasis during salt stress. J. Exp. Bot., 1999, V.50, P. 1023 1036.

159. Serrano R., Mulet J.M., Rios G.t Marquez J.A., Larrinoa I.F., Leube M.P., Mendizabal I., Pascual-Ahuir A., Proft M. and Montesinos С. A glimpse of the mechanisms of ion homeostasis during salt stress. J. Exp. Bot. 1999, V. 50, P. 1023-1036.

160. Shi H„ Quintero F.J., Pardo J.M., Zhu J.-K The Putative Plasma Membrane Na+/H+-antiporter SOS1 Controls Long-distance Na+ Transport in Plants. Plant Cell., 2002, V.14, P. 465-477.

161. Shone M. Origins of the Electrical Potential Difference between the Xylem Sap of Maize Roots and the External Solution. J. Exp. Bot., 1969, V. 20, P. 698-716.

162. Simpson LA. and Somrne O. A simple, rapid and sensitive method for measuring protein concentration in subcellular membrane fractions prepared by sucrose density ultracentryfugation. Anal. Biochem., 1982, V. 119, P. 424-427.

163. Skou J.C. The influence of some cations on an adenosine triphosphatase from periferal nerves. BBA, 1957,V.23, P.394-401

164. Smahel M., Hamann A., Gradmann D. The prime plasmalemma ATPase of the halophilic alga Dunaliella bioculata: purification and characterization. Planta, 1990, V. 181, P. 496-504.

165. Spickett C.M., Smirnoff N. and Ratcliffe R.G. An in vivo nuclear magnetic resonance investigation of ion transport in maize (Zea mays) and Spartina anglica roots during exposure to high salt concentrations. Plant Physiol. 1993, V. 102, P. 629-638.

166. Sielzer R. Ion localization in the leaves of Puccinellia peisonis. Zeitschrift fur Pflanzenphysiologie, 1981, V. 103, P. 27-36.

167. Steudle £."Aufnahme und Transport des Wassers in Pflanzen. Nova Acta Leopoldina NF 85 (323), 2002b, P. 251-278.

168. Steudle E., Boyer J. Hydraulic resistance to radial water flow in growing hypocotyls of soybean measured by a new pressure perfusion technique. Planta, 1985, V. 158, N. 3, P. 237-248.

169. Storey R., Pitman M.G., Stelzer R, Carter C. X-ray Micro-analyses of Cells and Cell Compartments of Atriplex spongiosa. J. Exp. Bot., 1983, V.34, P.778 -794.

170. Suga S., lmagawa S. & Maeshima M. Specificity of the accumulation of mRNAs and proteins of the plasma membrane and tonoplast aquaporins in radish organs. Planta, 2001, V. 212, P. 294-304.

171. Suga S., Komatsu S. & Maeshima M.) Aquaporin isoforms responsive to salt and water stresses and phytohormones in radish seedlings. Plant and Cell Physiology, 2002, V. 43, P. 1229-1237.

172. Suga S., Murai M., Kmvagata T. & Maeshima M. Differences in aquaporin levels among cell types of radish and measurement of osmotic water permeability of individual protoplasts. Plant and Cell Physiology, 2003, V. 44, P. 277-286.

173. Sweadner К J. Isozymes of the Na+/K+- ATPase. BBA, 1989, V.988, P. 185-220

174. Sze H., Li X. and Palmgren M.G. Energization of plant cell membranes by H+-pumping ATPases: regulation and biosynthesis. Plant Cell, 1999, V. 11, P. 677-689.

175. Taiz L., Zeiger E. Plant Physiology, Second Edition Sinauer Associates: Sunderland, Massachusets, 1998, P. 792.

176. Tester M. and Leigh R. Partitioning of nutrient transport processes in roots. J. Exp. Bot., 2001, V. 52, P. 445 457.

177. Tester M., Davenport R. Nal tolerance and Nal transport in higher plants . Ann Bot (Lond), 2003, V. 91, P. 503-527.

178. Thiyagarajah M., Fry S. and Yeo A. In vitro salt tolerance of cell wall enzymes from halophytes and glycophytes. J. Exp. Bot, 1996, V. 47, P. 1717-1724.

179. Tournaire-Roux C, Sutka Л/, Javot H., Gout E.t Gerbeau P., Luu D.T., Bligny R. & Maurel С.) Cytosolic pH regulates root water transport during anoxic stress through gating of aquaporins. Nature, 2003,V. 425, P. 393-397.

180. Tyerman S., Skerrett M. Root ion channels and salinity. Sci Hortic, 1999, V. 78, P. 175-235.

181. Ueda A:, Kathiresan A., Inada M., Narita Y., Nakamura Т., Shi IV., Takabe T. & Bennett J. Osmotic stress in barley regulates expression of a different set of genes than salt stress does. Journal of Experimental Botany, 2004, V. 55, P. 2213-2218.

182. Vera-Estrella R, Barkla BJ, Bohnert HJ, Pantoja О Novel regulation of aquaporins during osmotic stress. Plant Physiol., 2004, V. 135, P. 2318-2329.

183. Vernon D. and Bohnert H. Increased Expression of a myoinositol Methyl Transferase in Mesembryanthemum crystallinum Is Part of a Stress Response Distinct from Crassulacean Acid Metabolism Induction. Plant Physiology, 1992, V. 99, P. 1695 1698.

184. Very A. and Davies J. Laser Microsurgery Permits Fungal Plasma Membrane Single-Ion-Channel Resolution at the Hyplial Tip. Appl. Envir. Microbiol., 1998, V. 64, P. 1569 1572.

185. Very A.-A., Sentenac H. Molecular Mechanisms and Regulation of K+ Transport in Higher Plants Annu. Rev. Plant Biol., 2003, V.54, P. 575-603.

186. Vitart V., Baxter /., Doerner P. and Harper J.F. Evidence for a role in growth and salt resistance of a plasma membrane I-T-ATPase in the root endodermis. Plant J., 2001, V. 27, P. 191-201.

187. Wan X, Steudle E., Hartung W. Gating of water channels (aquaporins) in cortical cells of young corn roots by mechanical stimuli (pressure pulses): effects of ABA and of HgC12. Journal of Experimental Botany, 2004, V. 55, P.411-422.

188. Wang В., Luttge U., Ratajczak R. Effects of salt treatment and osmotic stress on V-ATPase and V-Ppase in leaves of halophyte Suaeda salsa. J. ofExpimental Botany, 2001, V.52, P.2355 -2365.

189. Watson R.t Pritchard J„ Malone M. Direct measurement of sodium and potassium in the transpiration stream of salt-excluding and non-excluding varieties of wheat. J. of Exp. Bot., 2001, V. 52, P. 1873-1881.

190. Wegner L. H. andRaschke K. Ion channels in xylem parenchyma of barley roots: a procedure to isolate protoplasts from this tissue and a patch-clamp axploration of salt passageways into xylem vessels. Plant Physiol., 1994, V.105, P.799-813.

191. Wegner L„ Sattelmacher В., Lduchli A., Zimmermann JJ. Trans-root potential, xylem pressure, and cortical membrane potential of 'low-salt' maize as influenced by nitrate and ammonium. Plant, Cell and Env., 1999, V. 22, P. 1549-1558.

192. White P.J. The molecular mechanism of sodium influx to root cells. Trends Plant Sci., 1999, V.4, n.7, P. 245-246.

193. Wilson C, Shannon MC. Salt-induced NaTl-Г antiport in root plasma membrane of a glycophytic and halophytic species of tomato. Plant Science, 1995, V. 107, P. 147-157.

194. Wimmers I.E., Ewing N.N., Bennett A.B. Higher plant Ca2+-ATPase: primary structure and regulation of mRNA abundance by salt. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992, V. 89, P. 9205-9209.

195. Wolf O., Munns R., Tonnet M. and Jeschke W. The Role of the Stem in the Partitioning of Na+ and K+ in Salt-Treated Barley. J. Exp. Bot., 1991, V. 42, P. 697-704.

196. Wu J., Seliskar D. M. Salinity adaptation of plasma membrane Hf^-ATPase in the salt marsh plant Spartina patens: ATP hydrolysis and enzyme kinetics. J. Exp. Botany, 1998, V. 49, N. 323, P. 1005-1013.

197. Wu S., Ding L. and Zhu J. SOS 1, a Genetic Locus Essential for Salt Tolerance and Potassium Acquisition. PLANT CELL, 1996, V. 8, P. 617 -627.

198. Wyn Jones R., Storey R. Salt stress and comparative physiology in the Gramineae. IV. Comparison of salt stress in Spartania townsendii and three barley cultivars. Aust. J. of Plant Phys., 1978, V. 5, P. 839-50.

199. Wyn Jones R.G. and Pollard A, Proteins, enzymes and inorganic ions. Encycl. Plant Physiol. New Series, 1983, V.15B, P.528-562.

200. Yao X, Bisson M.A., Brzezicki L.J. ATP-driven proton pumping in two species of Chara differing in salt tolerance. Plant, Cell and Environment, 1992, V. 15, P. 199-210.

201. Ye Q., Wiera В., Steudle E. A cohesion/tension mechanism explains the gating of water channels (aquaporins) in Chara internodes by high concentration. Journal of Experimental Botany, 2004, V. 55, P. 449-461.

202. Yeo A., Flowers T. The absence of an affect of the Na/Ca ratio on sodium chloride uptake by rice. New Phytologist, 1985, V. 99, P. 81-90.

203. Yeo A., Yeo M. and Flowers T. The Contribution of an Apoplastic Pathway to Sodium Uptake by Rice Roots in Saline Conditions J. Exp. Bot., 1987, V. 38, P. 1141 -1153.

204. Yeo A.R. Molecular biology of salt tolerance in the context of whole-plant physiology. J. Exp. Botany, 1998, V.49, P.915 929.

205. Yeo A.R. Salt tolerance in the halophyte Suaeda maritima L. Dum.: intracellular compartmentation of ions. J. Exp. Bot., 1981, V.32, P.487-497.

206. Yeo A., Kramer D., Liuchli A. and Gullasch J. Ion Distribution in Salt-stressed Mature Zea mays Roots in Relation to Ultrastructure and Retention of Sodium. J. Exp. Bot., 1977, V. 28, P. 17 29.

207. Yu L.-X., Setter T.L, Melkonian J. Chilling responses of maize {Zea mays L.) seedlings: root hydraulic conductance, abscisic acid, andstomatal conductance. Journal of Experimental Botany, 2004, V. 55, P. 1751-1760.

208. Zhang W., Tyerman S. Effect of low 02 concentration and azide on hydraulic conductivity and osmotic volume of the corticalcells of wheut roots. Au. J. of Plant Physiology, 1991, V. 18, P. 603-613.

209. Zhu J. Genetic Analysis of Plant Salt Tolerance Using Arabidopsis Plant Physiology, 2000, V. 124, P. 941 948.

210. Zhu J.-K. Plant salt tolerance. Trends in Plant Science, 2001, V.6, P.66 71

211. Zhu J.-K. Salt and drought stress signal transduction in plants. Ann. Rev. of Plant Biology, 2002, V. 53, P. 247-273.