Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Применение теории метаболического контроля и "энергетических" порогов для анализа патологических состояний

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Кудин, Алексей Петрович

Введение

I. Обзор литературы.

1. Классический взгляд на контроль окислительного фосфорилирования.

2. Теория Метаболического Контроля

3. Следствие Теории Метаболического Контроля -«энергетические» пороги комплексов дыхательной цепи

4. Роль митохондрий в патогенезе эпилепсии

II. Экспериментальная часть.

1. Материалы и методы исследований

1.1. Приготовление мышечных волокон, обработанных сапонином

1.2. Приготовление гомогенатов парагиппокампа человека

1.3. Приготовление срезов гиппокампа.

1.4. Генетический анализ

1.5. Измерения потребления кислорода

1.6. Измерения ферментативной активности

1.7. Определение коэффициентов контроля потока и статистический анализ.

1.8. Определение резервной ёмкости и «энергетических» порогов комплексов I и IV.

1.9. Определение спектров цитохромов и содержания цитохрома аа3.

1.10.Гистохимия и электронная микроскопия

2. Результаты.

2.1. Коэффициенты контроля потока и энергетические» пороги комплексов I и IV митохондрий скелетных мышц в норме и при митохондриальной миопатии.

2.2. Исследование тканевой специфичности энергетических порогов и контроля потока электронов для тканей мышц и мозга.

2.3. Применение Теории Метаболического Контроля для исследования неизвестного митохондриального дефекта при Темпоральной Лобной Эпилепсии

III. Обсуждение.

1. Решение противоречий, возникших в литературе, относительно контроля потока электронов в скелетных мышцах, осуществляемого цитохром С оксидазой

2. Повышение контроля общего потока электронов цитохром С оксидазой при митохондриальной миопатии скелетных мышц человека.

3. Тканевая специфичность контроля потока электронов комплексами I и IV.

4. Митохондриальный дефект комплекса I при Темпоральной Лобной Эпилепсии

IV. Выводы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Применение теории метаболического контроля и "энергетических" порогов для анализа патологических состояний"

Все клетки для поддержания своей жизнедеятельности требуют АТФ как основного источника энергии, необходимого для большинства внутриклеточных эндэргонических процессов. Большая часть образующейся и расходуемой в клетках АТФ синтезируется в процессе окислительного фосфорилирования (ОФ) в митохондриях (MX). Система ОФ митохондрий состоит из пяти мультиферментных комплексов: комплекс I (NADH-убихинон оксиредуктаза), комплекс II (сукцинатдегидрогеназа), комплекс III (убихинон-цитохром С оксиредуктаза), комплекс IV (цитохром С оксидаза) и комплекс V (АТФсинтетаза).

При исследовании механизмов регуляции ОФ одной и важнейших задач является определение лимитирующего звена системы ОФ. В ранних работах по изучению контроля ОФ постулировали, что скорость ОФ контролируется внемитохондриальной концентрацией АДФ (Chance and Williams, 1955), или, точнее, внемитохондриальным соотношением АДФ/АТФ (Davis and Lumeng, 1975; Kunz et al., 1981). Однако, степень контроля системы ОФ в значительной степени зависит от состава дыхательной цепи, а также от других факторов, как, например, наличие субстратов окисления, возможные диффузные Ограничения и т.д.

Теория Метаболического Контроля (см. обзор - Fell, 1992) вводит концепцию многоуровнего контроля ОФ. Эта теория даёт возможность количественной оценки контроля потока электронов, осуществляемого отдельным комплексом, участвующим в цепи переноса электронов в MX. Для этой цели она вводит несколько количественных величин, которые можно измерить экспериментально. Одним из основных понятий этой теории является понятие коэффициента контроля потока. Коэффициент контроля потока электронов на уровне дыхательной цепи показывает, какое количественное изменение общего потока электронов вызывается небольшим изменением концентрации или активности отдельного комплекса (звена) дыхательной цепи (см. «Обзор литературы»). Если контролирующее влияние данного звена цепи переноса электронов на поток электронов большое, значение коэффициента контроля потока приближается к максимальному значению, равному 1.

Как следствие Теории Метаболического Контроля позже Летеллир с сотр. (Letellier et al., 1994) предложили строить пороговые кривые исходя из титрования отдельного ферментативного комплекса и титрования общего потребления кислорода дыхательной цепью (см. Раздел «Обзор литературы»). Пороговые кривые представляют собой зависимость ингибирования потребления кислорода (в % от максимальной) от степени снижения активности изолированного ферментативного комплекса (в %) при одинаковых концентрациях ингибитора. «Энергетическим» порогом называется процент ингибирования комплекса дыхательной цепи, при достижении которого дальнейшее ингибирование приводит к значительному снижению потребления 02 и, следовательно, продукции АТФ. Метод «энергетических» порогов является эффективным для наглядной демонстрации контроля потока электронов, осуществляемого отдельным комплексом. Так, он был применён для анализа функционирования MX мозга (Davey and Clark, 1996; Davey et al.,

1997), печени, сердца, мышц, почек (Rossignol et al., 2000), опухолевых клеток (Villani and Attardi, 1997). Для сравнительного исследования функционирования MX в норме и при патологических состояниях Теория Метаболического Контроля и её следствие практически не применялись. В связи с этим, в данной работе помимо проверки тканевой специфичности пороговых эффектов в норме, рассматривается применение вышеупомянутого аппарата для анализа патологических состояний скелетных мышц и мозга. В качестве объектов исследований были использованы препараты тканей при таких патологических состояниях, как митохондриальные миопатии и Темпоральная Лобная Эпилепсия (ТЛЭ).

Со времени открытия первой болезни человека, вызванной митохондриальным дефектом (Luft et al., 1962), было найдено более 120 митохондриальных болезней (см. (Luft, 1997)). Большая часть из них является митохондриальными миопатиями мышц. Митохондриальные миопатии - гетерогенная группа мышечных заболеваний, сопровождающихся значительными нарушениями ОФ (Wallace, 1992; Morgan-Hughes, 1994). Типичными гистопатологическими чертами митохондриальных миопатий является присутствие красных волокон при трихромовом окрашивании, что показывает митохондриальную пролиферацию, и наличие мышечных волокон, дефицитных по цитохром С оксидазе (комплекс IV) (Morgan-Hughes and Hanna, 1999). Хотя и было показано, что во многих формах митохондриальных миопатий, различные мутации мтДНК являются причиной заболевания (Wallace, 1992), метаболические следствия митохондриальных дефектов в скелетных мышцах ещё подробно не изучены. Основной проблемой является часто встречаемое сосуществование мутантной и нормальной мтДНК в одном и том же мышечном волокне (Wallace, 1993).

Так же как и в ткани мышц, нормальное функционирование мозга сильно зависит от энергетических запасов клетки АТФ (Rossen et al., 1943). Поэтому очевидно, что тонкие функциональные изменения в MX могут привести к энергетическим изменениям в нейронах (Beal, 1995; Beal et al., 1993; Bowling and Beal, 1995; Davis et al., 1995; Parker Jr., 1989; Parker et al., 1994; Swerdlow et al., 1996; Swerdlow et al., 1997; Swerdlow et al., 1998).

Исходя из этого, логично было предположить участие MX в патогенезе такого нейродегенеративного заболевания, как ТЛЭ. Известно, что при ТЛЭ происходит дегенерация пирамидных нейронов гиппокампа, и есть предварительные указания на то, что происходят структурные изменения MX (Griffiths et al., 1984). В настоящей работе проведено детальное функциональное исследование MX при данной патологии.

Цель и задачи работы.

Целью настоящей работы является исследование митохондриальных патологий тканей мышц и мозга с использованием аппарата Теории Метаболического Контроля и метода определения «энергетических» порогов.

Задачи исследования: 1. Исследовать активность комплексов I и IV дыхательной цепи MX тканей мышц и мозга в присутствии различных субстратов окисления, применяя Теорию Метаболического Контроля и метод «энергетических» порогов.

2. Определить величину коэффициентов контроля потока, резервную ёмкость и «энергетические» пороги комплексов I и IV дыхательной цепи МХ, используя препараты мышц, имеющие известный генетический дефект митохондрий.

3. Исследовать функциональное состояние МХ мозга при Темпоральной Лобной Эпилепсии, используя Теорию Метаболического Контроля.

4. Провести гистохимический и электронно-микроскопический анализы исследуемых тканей для независимого обнаружения и подтверждения существования митохондриальных дефектов.

Научная новизна.

1. Впервые, используя Теорию Метаболического Контроля и её следствие, найден митохондриальный дефект комплекса I в эпилептическом фокусе у больных с ТЛЭ.

2. Метод «энергетических» порогов был впервые применён для сравнительного анализа ткани мышц в норме и при митохондриальной миопатии, обнаружено значительное снижение «энергетического» порога комплекса IV МХ, обусловленное генетическим дефектом этого комплекса.

3. При исследовании тканевой специфичности порогов комплексов I и IV дыхательной цепи МХ было найдено, что контроль потока электронов в дыхательной цепи осуществляется, главным образом, комплексом I в ткани мозга и комплексом IV в ткани скелетных мышц. 9

4. Пороговое значение и величина коэффициента контроля потока комплекса IV дыхательной цепи МХ зависят от наличия имеющихся субстратов (глутамат/пируват + малат или глутамат/пируват + малат + сукцинат). При максимальном потоке электронов по цепи контроль потока электронов комплексом IV заметно увеличен.

Практическая ценность. Анализ системы ОФ тканей мозга при Темпоральной Лобной Эпилепсии показал, что аппарат Теории Метаболического Контроля и её следствие, метод «энергетических» порогов, являются удобным инструментом для первичной диагностики митохондриальных дефектов.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Кудин, Алексей Петрович

IV. ВЫВОДЫ

Применяя аппарат Теории Метаболического Контроля и её следствие, настоящей работой показано:

1. В МХ ткани мозга (серое вещество парагиппокампа) контролирующим звеном общего потока электронов в дыхательной цепи и, следовательно, конечной продукции АТФ является комплекс I.

2. В МХ ткани мышц при максимальной нагрузке дыхательной цепи контролирующим ферментным комплексом является комплекс IV.

3. Контроль потока электронов, осуществляемый комплексом IV зависит от имеющегося субстрата окисления. При наличии субстратов как для первого, так и для второго комплексов дыхательной цепи, увеличивается контроль общего протока электронов, осуществляемый комплексом IV, по сравнению со случаем наличия субстрата окисления только для первого комплекса.

4. На образцах мышц человека с известными митохондриальными генетическими патологиями (митохондриальная миопатия), затрагивающими комплекс IV, показано значительное повышение контроля потока электронов, осуществляемого этим комплексом, по сравнению с препаратом нормальной мышцы.

82

5. При сравнении образцов гиппокампа человека с эпилептическим фокусом в гиппокампе с образцами, где эпилептический фокус был в парагиппокампе, было обнаружено значительное различие в контроле, осуществляемом комплексом I. В эпилептическом фокусе наблюдалось повышение контроля потока электронов митохондриальной дыхательной цепи первым комплексом.

6. Данные гистохимического анализа и электронной микроскопии подтверждают наличие митохондриального дефекта в эпилептическом фокусе, предварительно обнаруженного с использованием Теории Метаболического Контроля и метода «энергетических» порогов.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Кудин, Алексей Петрович, Пущино

1. Ainscow Е.К. and Brand M.D. Top-down control analysis of systems with more than one common intermediate. Eur. J. Biochem., 1995, 231,579-586.

2. Ankacrona M., Dypbukt J.M., Bonfoco E., Zhivotovsky В., Orrenius S., Lipton S.A. and Nicotera P. Glutamate-induced neuronal death: a succession of necrosis or apoptosis depending on mitochondrial function. Neuron, 1995, 15, 961-973.

3. Astrup J., Sorensen P.M. and Sorensen H.R. Oxygen and glucose consumption related to Na+-K+ transport in canine brain. Stroke, 1981, 12, 726-730.

4. Babcock D.F. and Hille B. Mitochondrial oversight of cellular Ca2+ signaling. Current Opinion in Neurobiology, 1998, 8, 398-404.

5. Balaban R.S., Mootha V.K. and Arai A. Spectroscopic determination of cytochrome с oxidase content in tissues containing myoglobin or hemoglobin. Anal. Biochem., 1996, 237, 274-278.

6. Bandy B. and Davison A.J. Mitochondrial mutations may increase oxidative stress: implications for carcinogenesis and aging? Free Rad. Bio. And Med., 1990, 8, 523-539.

7. Beal M. Does impairment of energy metabolism result in excitotoxic neuronal death in neurodegenerative illnesses? Ann. Neurol., 1992, 31,119-130.

8. Beal M.F. Aging, energy, and oxidative stress in neurodegenerative diseases. Ann. Neurol., 1995, 38, 357-366.

9. Beal M.F., Hyman B.T. and Koroshetz W. Do defects in mitochondrial energy metabolism underlie the pathology of neurodegenerative diseases? Trends Neurosci., 1993,16, 125-131.

10. Beckman J.S. Oxidative damage and tyrosine nitration from peroxynitrite. Chem. Res. in Toxicol., 1996, 9, 836-844.

11. Beckman J.S., Beckman T.W., Chen J., Marshall P.A. and Freeman B.A. Apparent hydroxyl radical production by peroxynitrite: implications for endothelial injury from from nitric oxide and superoxide. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1990, 170, 1620-1624.

12. Bergmeyer H.U. Methoden der enzimatischen Analyse. 1970, 2, Auflage, Akademie Verlag, Berlin.

13. Biervert C., Schroeder B.C., Kubisch C., Berkovic S.F., Propping P., Jentsch T.J. and Steinlein O.K. A potassium channel mutation in neonatal human epilepsy. Science, 1998, 279, 403-406.

14. Blümcke I., Zuschratter W., Schewe J.C., Suter B., Lie A.A., Riederer B.M., Meyer B., Schramm J., Elger C.E. and Wiestier O.D. Cellular pathology of hilar neurons in Amnion's horn sclerosis. J. Comp. Neurol., 1999,414, 437-453.

15. Bohnensack R. and Halangk W. Control of respiration and of motility in ejaculated bull spermatozoa. Biochim. Biophys. Acta, 1986, 850, 72-79.

16. Bohnensack R. Theory of steady-state control in complex metabolic networks. Biomed.Biochim. Acta, 1985, 44,1567-1578.

17. Bowling A.C. and Beal M.F. Bioenergetic and oxidative stress in neurodegenerative deseases. Life Sciences, 1995, 56, 1151-1171.

18. Brand M.D., Hafner R.P. and Brown G.C. Control of respiration in non-phosphorylating mitochondria is shared between the proton leak and the respiratory chain. Biochem. J., 1988, 255, 535-539.

19. Brini M., Pinton P., King M.P., Davidson M., Schon E.A. and Rizzuto R. A calcium signaling defect in the pathogenesis of a mitochondrial DNA inherited oxidative phosphorylation deficiency. Nat. Med., 1999, 5(8), 951-954.

20. Brown G.C., Hafner R.P. and Brand M.D. A 'top-down' approach to the determination of control coefficients in metabolic control theory. Eur. J. Biochem., 1990, 188, 321-325.

21. Budd S.L. and Nicholls D.G. Mitochondria, calcium regulation, and acute glutamate excitotoxicity in cultured cerebellar granule cells. J. Neurochem., 1996, 67, 2282-2291.

22. Cadenas E., Boveris A., Ragan C.I. and Stoppani A.O.M. Production of superoxide radicals and hydrogen peroxide by NADH-ubiquinone reductase and ubiquinol-cytochrome c reductase from beef heart mitochondria. Arch. Biochem. Biophys., 1977, 180, 248-257.

23. Cendes F., Andermann F., Carpenter S., Zatorre R.J. and Cashman N.R. Temporal lobe epilepsy caused by domoic acid intoxication: evidence for glutamate receptor-mediated excitotoxicity in humans. Ann. Neurol., 1995, 37, 123-126.

24. Chance B. and Williams G.R. Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. I. Kinetics of oxygen utilization. J. Biol. Chem., 1955, 217, 383-393.

25. Cock H. and Schapira A.H.V. Mitochondrial DNA mutations and mitochondrial dysfunction in epilepsy. Epilepsia, 1999, 40 Suppl. 3, 33-40.

26. Corral-Debrinski M., Horton T., Lott M.T., Schoffner J.M., Beal M.F. and Wallace D.C. Mitochondrial DNA deletions in human brain: regional variability and increase with advanced age. Nature Genetics, 1992, 2, 324-329.

27. Corral-Debrinski M., Horton T., Lott M.T., Shoffner J.M., McKee A.C., Beal M.F., Graham B.H. and Wallace DC. Marked changes in mitochondrial DNA deletion levels in Alzheimer brains. Genomics, 1994, 23(2), 471-476.

28. Cortopassi G. and Wang E. Modeling the effects of age-related mtDNA mutation accumulation; Complex I deficiency, superoxide and cell death. Biochim. Biophys. Acta, 1995, 1271, 171-176.

29. Cortopassi G., Shibata D., Soong N.W. and Arnheim N. A pattern of accumulation of a somatic deletion of mitochondrial DNA in aging human tissues. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992, 89, 7370-7374.

30. Davey G.P., and Clark J.B. Threshold effects and control of oxidative phosphorylation in nonsynaptic rat brain mitochondria. Journal of Neurochemistry, 1996, 66, 1617-1624.

31. Davey G.P., Canevari L. and Clark J.B.Threshold effects in synaptosomal and nonsynaptosomal mitochondria from hippocampal CA1 and paramedian neocortex brain regions. Journal of Neurochemistry, 1997, 69, 2564-2570.

32. Davey G.P., Peuchen S., and Clark J.B. Energy thresholds in brain mitochondria. Potential involvment in neurodegeneration. The Journal of Biological Chemistry, 1998, 21, 12753-12757.

33. Davis E.J. and Lumeng L. Relationships between the phosphorylation potentials generated by liver mitochondria and respiratory state under conditions of adenosine diphosphate control. J. Biol. Chem., 1975, 250, 2275-2282.

34. Davis J.N., Hunnicutt E.J. and Chisholm Jr. J.C. A mitochondrial bottleneck hypothesis of Alzheimer's disease. Mol. Med. Today, 1995,1,240-247.

35. Dubowitz V. Muscle biopsy. A practical approach. Second edition. Bailliere Tindail, 1985, pp. 30-36.

36. Dupius A., Skehel J.M. and Walker J.M. NADH:ubiquinone oxidoreductase from bovine mitochondria. Biochem. J., 1991, 277, 11-15.

37. Estormell E., Fato R., Pallotti F. and Lenaz G. Assay conditions for the mitochondrial NADH:coenzyme Q oxireductase. FEBS Lett., 1993, 332, 127-131.

38. Fell D. A. Metabolic Control Analysis: a survey of its theoretical and experimental development. Biochem. J., 1992, 286, 313-330.

39. Fell D.A. and Sauro H.M. Metabolic control analysis. The effects of high enzyme concentrations. Eur. J. Biochem., 1990, 192, 183-187.

40. Gellerich F.N., Bohnensack R. and Kunz W. Control of mitochondrial respiration. The contribution of the adenine nucleotide translocator depends on the ATP- and ADP-consuming enzymes. Biochim. Biophys. Acta, 1983, 722, 381-391.

41. Gellerich F.N., Kunz W.S. and Bohnensack R. Estimation of flux control coefficients from inhibitor titrations by non-linear regression. FEBS Lett., 1990, 274, 167-170.

42. Goto Y., Nonaka I. and Horai S. A mutation in the tRNA(Leu)(UUR) gene associated with the MELAS subgroup of mitochondrial encephalomyopathies. Nature, 1990, 348(6302), 651-653.

43. Griffiths T., Evans M.C. and Meldrum B.S. Status epilepticus: the reversibility of calcium loading and acute neuronal pathological changes in the rat hippocampus. Neuroscience, 1984, 12, No. 2, 557-567.

44. Groen A.K., Wanders R.J.A., Westerhoff H.V., van der Meer R. and Tager J.M. Quantification of the contribution of various steps to the control of mitochondrial respiration. J. Biol. Chem., 1982, 275, 2754-2757.

45. Gu M., Gash M.T., Mann V.M., Javoy-Agid F., Cooper J.M. and Schapira A.H. Mitochondrial defect in Huntington's disease caudate nucleus. Ann Neurol., 1996, 39(3), 385-389.

46. Gubitz R.H., Akera T. and Brody T.M. Control of brain slice respiration by (Na+ + K+)-activated adenosine triphosphate and the effects of enzyme inhibitors. Biochim. Biophys. Acta, 1977, 59, 263-277.

47. Hagen T.M., Yowe D.L., Bartholomew J.C., Wehr C.M., Do K.L.M., Park J.-Y. and Ames B.A. Mitochondrial decay in hepatocytes fromold rats: membrane potential declines, heterogenity and oxidants increase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, 94, 3064-3069.

48. Haglid K.G., Wang S., Qiner Y. and Hamberger A. Excitotoxicity: experimental correlates to human epilepsy. Mol. Neurobiol., 1994, 9, 259-263.

49. Halliwell B. and Gutteridge J.M.C. (Eds.) Free Radicals in biology and medicine. 1989, edn. 2, Clarendon Press, Oxford.

50. Hammans S.R., Sweeney M.G., Hanna M.G., Brockington M., Morgan-Hughes J.A. and Harding A.E. The mitochondrial DNA transfer RNALeu(UUR) A~>G(3243) mutation. A clinical and genetic study. Brain, 1995, 118 (Pt 3), 721-734.

51. Harman D. Aging and disease: extending functional life span. Annals New York Acad. Sci., 1996, 786, 321-326.

52. Harman D. Aging: a theory based on free radical and radiation chemistry. J. Gerontol., 1956, 11, 289-300.

53. Hatefi Y. The mitochondrial electron transport and oxidative phosphorylation system. Ann. Rev. Biochem., 1985, 54, 1015-1069.

54. Heinemann C., Lux H.D. and Gutnick M.J. Extracellular free calcium and potassium during paroxysmal activity in the cerebral cortex of the cat. Exp. Brain Res., 1977, 27, 237-243.

55. Heinrich R. and Rapoport T.A. A linear steady-state treatment of enzymatic chains. General properties, control and effector strength. Eur. J. Biochem., 1974a, 42, 89-95.

56. Heinrich R. and Rapoport T.A. A linear steady-state treatment of enzymatic chains. Critique of the crossover theorem and a general procedure to identify interaction sites with an effector. Eur. J. Biochem., 1974b, 42, 97-105.

57. Heldt H.W. and Klingenberg M. Differences between the reactivity of endogenous and exogenous adenine nucleotides in mitochondria as studied at low temperature. Eur. J. Biochem., 1968, 4, 1-8.

58. Hertz L. and Kjeldsen C.S. Functional role of the potassium-induced stimulation of oxygen uptake in brain slices studied with cesium as a probe. J. Neurosci. Res., 1985, 14, 83-93.

59. Holt I.J., Harding A.E., Petty R.K. and Morgan-Hughes J.A. A new mitochondrial disease associated with mitochondrial DNA heteroplasmy. Am. J. Hum. Genet., 1990, 46(3), 428-433.

60. Kacser H. and Burns J.A. The control of flux. Symp.Soc.Exp.Biol., 1973, 27, 65-104.

61. Kesseler A., Diolez P., Brinkmann K. and Brand M.D. Characterisation of the control of respiration in potato tuber mitochondria using the top-down approach of metabolic control analysis. Eur. J. Biochem., 1992,210, 775-784.

62. Klingenberg M. Reversibility of energy transformations in the respiratory chain. Angewandte Chemie (international edition), 1964, 3, 54-61.

63. Korzeniewski B. and Mazat J.P. Theoretical studies on the control of oxidative phosphorylation in muscle mitochondria: application to mitochondrial deficiencies. Biochem. J., 1996, 319, 143-148.

64. G. Flux control of cytochrome c oxidase in human skeletal muscle. J.Biol.Chem., 2000b, 275(36), 27741-27745.

65. Kunz W.S., Kuznetsov A.V., Clark J.F., Tracey I. and Elger C.E. Metabolic consequences of the cytochrome C oxidase deficiency in brain of copper-deficient Movbr mice. J.Neurochem., 1999b, 72, 1580-1585.

66. Kunz W.S., Kuznetsov A.V., Schulze W., Eichhorn K., Schild L., Striggow F., Bohnensack R., Neuhof S., Grasshoff H., Neumann

67. H.W. and Gellerich F.N. Functional characterization of mitochondrial oxidative phosphorylation in saponin-skinned human muscle fibers. Biochim. Biophys.Acta, 1993a, 1144, 46-53.

68. Kuznetsov A.V., Clark J.F., Winkler K. and Kunz W.S. Increase of flux control of cytochrome C oxidase in copper-deficient mottled brindled mice. J. Biol. Chem., 1996, 271, No. 1, 283-288.

69. Meldrum B. Excitotoxicity and epileptic brain damage. Epilepsy Res., 1991,10,55-61.

70. Meldrum B.S. Excitotoxicity and selective neuronal loss in epilepsy. Brain Pathol., 1993, 3, 405-412.

71. Mizuno Y., Yoshino H., Ikebe S., Hattori N., Kobayashi T., Shimoda-Matsubayashi S., Matsumine H. and Kondo T. Mitochondrial disfunction in Parkinson's disease. Ann. Neurol., 1998, 44(3 Suppl 1), S99-109.

72. Mootha V.K., Arai A.E. and Balaban R.S. Maximum oxidative phosphorylation capacity of the mammalian heart. Am. J. Physiol., 1997, 272, H769-H775.

73. Moreno-Sanches R., Bravo C. and Westerhoff H. V. Determining and understanding the control of flux. An illustration in submitochondrial particles of how to validate schemes of metabolic control. European Journal of Biochemistry, 1999, 264, 427-433.

74. Morgan-Hughes J.A. Mitochondrial diseases of muscle. Curr. Opin.

75. Parker W.D., Parks J.K., Filley C.M. and Kleinschmidt-DeMasters. Electron transport defects in Alzheimer's disease brain. Neurology, 1994, 44, 1090-1096.

76. Paulsen R.E., Contestable A., Villani L. and Fonnum F. An in vivo model for studying function of brain tissue devoid of glial cell metabolism: The use of fluorocitrate. J. Neurochem., 1987, 48, 1377-1385.

77. Peterson G.L. A simplification of the protein assay method of Lowry et al. which is more generally applicable. Anal. Biochem., 1977, 83, 346-356.

78. Poli A., Migani P., Contestabile A. and Barnabei O. Study of differential effects of kainic acid on metabolic rates, utilizing exogenous or endogenous substrates, in rat brain slices. J. Neurochem., 1983, 41, 989-993.

79. Portera-Cailliau C., Hedreen J.C., Price D.L. and Koliatsos V.E. Evidence for apoptotic cell death in Huntington disease and excitotoxic animal models. J. Neurosci., 1995, 15, 3775-3787.

80. Quant P.A., Robin D., Robin P., Girard J. and Brand M.D. A top-down control analysis in isolated rat liver mitochondria: can the 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA pathway be rate-controlling for ketogenesis? Biochim. Biophys. Acta, 1993, 1156, 135-143.

81. Reynier P. and Malthiery Y. Accumulation of deletions in mtDNA during tissue aging: analysis by long PCR. Biochem. Biophys. Res. Communications, 1995, 217, 59-67.

82. Riordan-Eva P. and Harding A.E. Leber's hereditary optic neuropathy: the clinical relevance of different mitochondrial DNA mutations. J. Med. Genet., 1995, 32, 81-87.

83. Rolfe D.F.S. and Brand M.D. Proton leak and control of oxidative phosphorylation in perfused, resting rat skeletal muscle. Biochim. Biophys. Acta, 1996, 1276, 45-50.

84. Rolfe D.F.S., Newman J.M.B., Buckingham J.A., Clark M.G. and Brand M.D. Contribution of mitochondrial proton leak to respiration rate in working skeletal muscle and liver and to SMR. Am. J. Physiol., 1999, 276, C692-C699.

85. Rossen R., Kabat H. and Anderson J.P. Accute arrest of cerebral circulation in man. Arch. Neurol. Psychiatr., 1943, 50, 510-528.

86. Rossignol R., Letellier T., Malgat M., Rocher C. and Mazat J.-P. Tissue variation in the control of oxidative phosphorylation: implication for mitochondrial diseases. Biochem. J., 2000, 347, 45-53.

87. Rossignol R., Malgat M., Mazat J.-P. and Letellier T. Threshold effect and tissue specificity. Implication for mitochondrial cytopathies. J. Biol. Chem., 1999, 274, 33426-33432.

88. Sambrook J., Fritsch E.F. and Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual. 1989, Vol. 2, 2nd edn., Cold Spring Harbor (N.Y.): Cold Spring Harbor Laboratory Press.

89. Schapira A.H.V. Respiratory chain abnormalities in human desease. In: Darley-Usmar V.M., Schapira A.H.V., eds. Mitochondria: DNA, proteins and desease. London: Portland Press, 1994, 241-278.

90. Schinder A.F., Olson E.C., Spitzer N.C. and Montal M. Mitochondrial dysfunction is a primary event in glutamate neurotoxicity. J. Neurosci., 1996, 16, 6125-6133.

91. Schuelke M., Bakker M., Stoltenburg G., Sperner J. and von Moers A. Epilepsia partialis continua associated with a homoplasmic mitochondrial tRNA (Ser(UCN)) mutation. Ann. Neurol., 1998, 44, 700-704.

92. Schwerzmann K., Hoppeler H., Kayar S. and Weibel E.R. Oxidative capacity of muscle and mitochondria: correlation of physiological, biochemical, and morphometric characteristics. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989, 86, 1583-1587.

93. Shigenaga M.K., Hagen T.M. and Ames B.N. Oxidative damage and mitochondrial decay in aging. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, 91, 10771-10778.

94. Shoffner J.M., Lott M.T., Lezza A.M.S., Seibel P., Ballinger S.W., Wallace D.C. MERRF is associated with a mitochondrial rRNA (Lys) mutation. Cell, 1990, 61, 931-937.

95. Shoubridge E.A., Karpati G. and Hastings E.M. Deletion mutants are functionally dominant over wild-type mitochondrial genomes in skeletal muscle fiber segments in mitochondrial disease. Cell, 1990,62,43-49.

96. Silvestri G., Moraes C.T., Shanske S., Oh S.J. and DiMauro S. A new mtDNA mutation in the tRNA(Lys) gene associated with myoclonic epilepsy and ragged-red fibers (MERRF). Am. J. Hum. Genet., 1992,51(6), 1213-1217.

97. Simonetti S., Chen X., DiMauro S. and Schon E. Accumulation of deletions in human mitochondrial DNA during normal aging: analysis by quantitative PCR. Biochim. Biophys. Acta, 1992, 1180, 113-122.

98. Sinha B.K., Singh Y. and Krishna G. Formation of superoxide and hydroxyl radicals from 1-methyl-4-phenylpyridinium ion (MPP+):reductive inactivation by NADPH cytochrome P-450 reductase. Biochem. J., 1986,135, 583-588.

99. Stout A.K., Raphael H.M., Kanterewicz B.I., Klann E. and Reynolds I.J. Glutamate-induced neuron death requires mitochondrial calcium uptake. Nat. Neurosci., 1998, 1, 366-373.

100. Swerdlow R.H., Parks J.K., Cassarino D.S., Maguire D.J., Maguire R.S., Bennett Jr. J.P., Davis R.E. and Parker Jr. W.D. Cybribs in Alzheimer's disease: a cellular model of the disease? Neurology, 1997, 49, 918-925.

101. Swerdlow R.H., Parks J.K., Miller S.W., Tuttle J.B., Trimmer P.A., Sheehan J.P., Bennett Jr. J.P., Davis R.E. and Parker Jr. W.D. Origin and functional consequences of the complex I defect in Parkinson's disease. Annals Neurol., 1996,40, 663-671.

102. Tanhauser S.M. and Laipis P.J. Multiple deletions are detectable in mitochondrial DNA of aging mice. The Journal of Biological Chemistry, 1995, 270, No. 42, 24769-24775.

103. Theodore W.H., Sato S., Kufta C., Balish M.B., Bromfield E.B. and Leiderman D.B. "Temporal lobectomy for uncontrolled seizures: the role of positron emission tomography", Ann. Neurol., 1992, 32, 787794.

104. Tomikson A.E., Bank R.T., Kim J., Bartfel N. and Linn S. Mammalian mitochondrial endonuclease activities specific for ultraviolet-irradiated DNA. Nucleic Acids Res., 1990, 18, 929-935.

105. Tracey I., Dunn J.F. and Radda G.K. A 31P-magnetic resonance spectroscopy and biochemical study of the mo(vbr) mouse: potential model for the mitochondrial encephalomyopathies. Muscle Nerve, 1997, 20, 1352-1359.

106. Tsaris P., Engel W.K. and Kark P. Familial myoclonic epilepsy syndrome associated with skeletal muscle mitochondrial abnormalities. Neurology, 1973, 23, 408.

107. Vielhaber S., Kudin A., Schroder R., Elger C.E. and Kunz W.S. Muscle fibres: applications for the study of the metabolic consequences of enzyme deficiencies in skeletal muscle. Biochemical Society Transactions, 2000a, 28, part 2, 159-164.

108. Vignais P.V. Molecular and physiological aspects of adenine nucleotide transport in mitochondria. Biochim. Biophys. Acta, 1976, 456, 1-38.

109. Villani G. and Attardi G. In vivo control of respiration by cytochrome c oxidase in wild-type and mitochondrial DNA mutation-carrying human cells. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1997, 94,1166-1171.

110. Villani G., Greco M., Papa S. and Attardi G. Low reserve of cytochrome c oxidase capacity in vivo in the respiratory chain of a variety of human cell types. J. Biol. Chem., 1998, 273, 31829-31836.

111. Wallace D.C. Diseases of the mitochondrial DNA. Annu. Rev. Biochem., 1992, 61, 1175-1212.

112. Wallace D.C. Mitochondrial diseases: genotype versus phenotype. Trends Genet., 1993, 9(4), 128-133.

113. Wallace D.C., Lott M.T. and Brown M.D. Mitochondrial defects in neurodegenerative diseases and aging. In: Beal M.F., Howell N. (Eds.). Mitochondria and Free Radicals in Neurodegenerative Diseases. 1997, Willey-Liss, New York, pp. 283-307.

114. Wasterlain C.G. and Shirasaka Y. Seizures, brain damage and brain development. Brain Dev., 1994, 16, 279-295.

115. Wasterlain C.G., Fujikawa D.G., Penix L. and Sankar R. Pathophysiological mechanisms of brain damage from status epilepticus. Epilepsia, 1993, 34 (suppl. I), S37-S53.

116. Wei Y.-A., Kao S.-H. and Lee H.-C. Simultaneous increase of mitochondrial DNA deletions and lipid peroxidation in human aging. Annals New York Acad. Sei., 1996, 786, 24-43.

117. White R.J. and Reynolds I.J. Mitochondria and Na+/Ca2+ exchange buffer glutamate-induced calcium loads in cultured cortical neurons. J. Neurosci., 1995, 15, 1318-1328.

118. Wiedemann F.R. and Kunz W.S. Oxygen dependence of flux control of cytochrome c oxidase implications for mitochondrial diseases. FEBS Lett., 1998, 422, 33-35.

119. Wiedemann F.R., Vielhaber S., Schroder R., Elger C.E. and Kunz W.S. Evaluation of methods for the determination of respiratory chain enzyme activities in human skeletal muscle samples. Analytical Biochemistry, 2000, 279, 55-60.

120. Wisniewski E., Gellerich F.N. and Kunz W.S. Distribution of flux control among the enzymes of mitochondrial oxidative phosphorylation in calcium-activated saponin-skinned rat musculus soleus fibers. Eur. J. Biochem., 1995, 230, 549-554.

121. Wisniewski E., Kunz W.S. and Gellerich F.N. Phosphate affects the distribution of flux control among the enzymes of oxidative phosphorylation in rat skeletal muscle mitochondria. J. Biol. Chem., 1993, 268, 9343-9346.

122. Yakes M. and Bennett van Houten. Mitochondrial DNA damage is more extensive and persists longer than nuclear DNA damage in human cells following oxidative stress. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, 94, 514-519.

123. Yu B.P., Chen J.J., Kang C.M., Choe M., Maeng Y.S. and Kristal B.S. Mitochondrial aging and lipoperoxide products. Annals New York Acad. Sci., 1996, 786, 44-56.

124. Zhang Y., Marcillat O., Giulivi C., Ernster L. and Davies J.A. The oxidative inactivation of mitochondrial electron transport chain components and ATPase. J. Biol. Chem., 1990, 265, 16330-16336.