Особенности размножения Ribes aureum Pursh и Vaccinium Uliginosum L. в культуре IN VITRO

Эрст, Анна Алексеевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Особенности размножения Ribes aureum Pursh и Vaccinium Uliginosum L. в культуре IN VITRO
ВАК РФ 03.02.01, Ботаника

Автореферат диссертации по теме "Особенности размножения Ribes aureum Pursh и Vaccinium Uliginosum L. в культуре IN VITRO"

0046

ЭРСТ Анна Алексеевна

ОСОБЕННОСТИ РАЗМНОЖЕНИЯ RIKESALJREUM PURSH И VACCINIUM ULIGINOSUM L. В КУЛЬТУРЕ IN VITRO

03.02.01 - «Ботаника»

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

г 5 НОЯ 2010

Новосибирск - 2010

004613834

Работа выполнена в ГОУ ВПО Алтайском государственном университс г. Барнаул.

Научный руководитель — доктор биологических наук, профессор

Вечернина Нина Александровна

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

Дорогина Ольга Викторовнавна; доктор биологических наук, с.н.с. Мочалова Ольга Владимировна.

Ведущая организация — Томский государственный университет.

Защита состоится 7 декабря 2010 г. в 1230 часов на заседании сове Д 003.058.01 по защите докторских и кандидатских диссертаций при Учрежден РАН Центральном сибирском ботаническом саде СО РАН по адресу: 630090, Ново« бирск-90, ул. Золотодолинская, 101. Факс:(383) 3301-986. Сайт в Интернете: http://csbg.narod.ru.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения РАН ЦeнтpaJ ного сибирского ботанического сада СО РАН.

Автореферат разослан 3 ноября 2010 г.

Ученый секретарь совета, доктор биологических наук

Ершова Э.А.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. В настоящее время особую актуальность имеют исследования по разработке методов сохранения растений, ареалы и численность которых резко снижаются, а также для уникальных форм, сортов и генотипов растений, расширяющих и улучшающих сортимент возделываемых растений. В связи с прогрессом селекции и появлением большого количества новых сортов, имеющих сложное генетическое происхождение, технологии выращивания посадочного материала требуют усовершенствования.

Одними из новых и перспективных ягодных культур для Западной Сибири являются смородина золотистая (Ribes aureum Pursh) и голубика топяная (Vaccinium uliginosum L.). Смородина золотистая представляет интерес в связи с поздним, по сравнению с другими видами смородины, созреванием ягод, жаро-, засухоустойчивостью, она практически не поражается болезнями и редко - вредителями (Ягу-дина, 1976). Голубика топяная, широко распространенная на территории Западной Сибири, хорошо зарекомендовала себя в условиях интродукции (Снакина, 2007). Сорта североамериканской голубики, созданные на основе голубики щитковой (V. corymbosum L.), имеющие огромный спрос на мировом потребительском рынке, в Сибири недостаточно зимостойки. Одной из особенностей многих перспективных сортов R aureum и V. uliginosum является их невысокая способность к воспроизводству при традиционных способах размножения. Применение современных методов вегетативного размножения, таких как клональное микроразмножение оправдано и экономически эффективно, особенно в отношении ягодных культур (Ruzic, Lazic, 2006). Использование методов размножения in vitro является оптимальным решением задачи как для размножения растений с нарушенным процессом воспроизводства, так и для массового размножения ценных генотипов растений (Высоцкий, 1998; Бутенко, 1999).

Считается, что все виды растений потенциально могут быть размножены через культуру тканей, но далеко не для всех видов эти методики разработаны (Мамаева и др., 2008). Широкому использованию методов клонального микроразмножения для многих видов, сортов и форм растений препятствует то, что морфогенетический потенциал и регенерационная способность культивируемых тканей часто строго зависят от генотипа и условий культивирования. В связи с этим, возникает необходимость идентификации растительного материала, отражающая происхождение и индивидуальные особенности генотипа, степень сходства и различия отдельных генотипов растений (Окунева, 1998).

Таким образом, при решении задачи сохранения, воспроизводства и рационального использования коллекционного фонда особое значение приобретает вопрос всестороннего изучения биологических особенностей растений как исходной базы для репродукции.

Цель и задачи исследований. Цель данной работы - выявить особенности размножения сортов Ribes aureum и Vaccinium uliginosum в культуре пазушных почек in vitro и дать оценку эффективности данного метода. В соответствии с этим были поставлены следующие задачи:

Г I

- провести идентификацию сортов Ribes aureum и Vaccinium uliginosum с помощью анализа водосолерастворимой фракции белков семян;

- разработать эффективные методы получения стерильной культуры экс-плантов;

- определить влияние возраста экспланта на микроразмножение Ribes aureum;

- оптимизировать состав питательных сред на всех этапах культивирования;

- исследовать особенности влияния регуляторов роста и физиологически активных добавок питательной среды на процессы микроразмножения эксплан-тов на всех этапах культивирования;

- разработать методы адаптации растений-регенерантов к условиям ex vitro;

- дать экономическую оценку эффективности метода клонального микроразмножения.

Научная новизна. Впервые предложен метод выявления особенностей культивирования эксплантов в зависимости от генотипа растений с использованием метода белковых маркеров, и на основе этого предложен способ оптимизации процесса микроразмножения. Разработаны эффективные приемы получения асептической культуры первичных эксплантов. Показано, что в культуре in vitro почки от зрелых растений смородины золотистой реювенилизируются. Изучена реакция эксплантов на экзогенные регуляторы роста и физиологически активные добавки питательной среды. Показана возможность успешной адаптации растений-регенерантов на гидропонной установке «Минивит». Проведена оценка экономической эффективности метода микроразмножения 4 сортов Ribes aureum и 4 сортов Vaccinium uliginosum, и показана его рентабельность.

Защищаемые положения:

1. Использование предварительной идентификации сортов Ribes aureum методом белковых маркеров позволяет выявить специфику их культивирования in vitro.

2. Увеличение коэффициента размножения сортов Vaccinium uliginosum достигается применением двухстадийного этапа собственно размножения.

Прастическая и теоретическая ценность. На основании полученных результатов предложены технологии ускоренного размножения и адаптации смородины золотистой и голубики топяной, создана коллекция этих растений in vitro. Работа в лабораторных условиях дает возможность планировать выпуск посадочного материала к определенному сроку. Применение разработанных элементов технологий позволяет более успешно решать проблему ускоренного размножения ценных сортов и форм и сохранения ценного растительного материала.

Показана возможность использования метода белковых маркеров для выявления особенностей культивирования эксплантов в зависимости от генотипа растения.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены на II Научно-практической конференции в рамках 3-го Фестиваля науки в г. Москве и Биотехнологической выставки-ярмарки «РосБиоТех» «Перспективы развития инноваций в биологии (г. Москва, 2008), на Молодежной Всероссийской школе-семинаре «Современные фундаментальные проблемы физиологии и биотехно-

логии растений и микроорганизмов» (г. Томск, 2008), на XXXV научной конференции студентов, магистрантов, аспирантов и учащихся лицейных классов «Дни молодежной науки в Алтайском государственном университете» (Барнаул, 2008), на форуме о биологических и экологических проблемах в лесном хозяйстве г. Хэйхэ, провинции Хэйлунцзян (г. Хэйхэ, 2009), на Всероссийской конференции с международным участием «Ботанические сады и актуальные проблемы интродукции растений на современном этапе» (Томск, 2010), экспонировались на 2-й Биотехнологической выставке-ярмарке «РосБиоТех-2008» (г. Москва, 2008), на Международной выставке-конгрессе «Высокие технологии. Инновации. Инвестиции» (г. Санкт-Петербург, 2009).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 13 научных работ, в том числе 3 статьи в журналах, рекомендованных ВАК.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 165 страницах машинописного текста, состоит из введения, списка сокращений, 6 глав, выводов, списка литературы; содержит 33 рисунка и 18 таблиц. Список литературы включает 303 работы, в том числе 170 - на иностранных языках.

ГЛАВА 1. СОСТОЯНИЕ ИЗУЧЕНИЯ ПРОБЛЕМЫ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

На основе литературных данных рассмотрены вопросы использования методов биотехнологии в системе сохранения и воспроизводства ценных генотипов растений. В данной главе проанализированы основные факторы, влияющие на процесс микроразмножения: первичный эксплант, генотип растения, компоненты питательной среды, физические условия культивирования. Рассмотрены методы идентификация ягодных культур на основе молекулярно-генетических маркеров. Представлен обзор исследований, касающийся размножения in vitro представителей подсемейства Vaccinioideae Arnott и семейства Grossulariaceae DC.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Материалы (объекты) исследования. Исходным материалом для разработки метода микроразмножения послужили 5-7-летние растения смородины золотистой сортов Валентина, Дар Алтая, Ида, Сибирское Солнышко селекции НИИСС им. М.А. Лисавенко (г. Барнаул) и 15-летние растения голубики топя-ной сортов Иксинская, Шегарска, Юрковская и Дивная селекции ЦСБС СО РАН (г. Новосибирск).

Для электрофоретического изучения водосолерастворимой фракции белков семян в работе анализировались образцы семян смородины золотистой сортов Сибирское Солнышко, Дар Алтая, Ида, Валентина, Подарок Ариадне, Барнаульская, Левушка и голубики топяной сортов Иксинская, Шегарская, Дивная и форм № 2.38, 3.35, 3.41, 5.29, 5.32, 5.33, 5.35, 5.36, 5.45, 7.29, 8.46. Материал по смородине золотистой были взяты от коллекционных растений НИИСС им. М.А. Лисавенко, а по голубике топяной - из коллекции лаборатории интродукции пищевых растений ЦСБС СО РАН.

Для изучения влияния возраста экспланта на микроразмножение смородины золотистой использовались зародыши из семян сортов Сибирское Солнышко, Дар Алтая, Ида, Валентина.

Методы и условия проведения исследований. В работе использованы общепринятые приемы работы с культивируемыми изолированными тканями растений (Калинина и др., 1980).

Поверхностную стерилизацию исходного растительного материала (пазушные почки) осуществляли путем погружения почек на 3-5 с в 70 %-ный этанол, затем в 0,1 %-ный раствор сулемы (20 мин.) для смородины золотистой и в 0,2 %-ный раствор сулемы (30 мин.) для голубики топяной, с последующим промыванием в стерильной дистиллированной воде (не менее четырех раз). Первичными эксплантами служили меристематические верхушки 0,5-1,0 мм, выделенные из почек с использованием стереомикроскопа МБС-9.

Зрелые плоды смородины золотистой поверхностно стерилизовали путем обжигания в пламени спиртовки, затем из них извлекали семена, а из семян изолировали зародыши, которые культивировали на тех же вариантах питательных сред, что и почки от взрослых растений.

Для культивирования эксплантов были испытаны составы агаризованных питательных сред: Мурасиге и Скуга (МС); Гамборга и Эвелега (В5); Ли и де Фоссарда (ЛФ); Мак Коуна (МК); Андерсона (А); Лепуавра (Л); Као и Михай-люка (КМ); Такаяма, Мисава, Ко и Мисато (ТМ). Микросоли и органические соединения добавляли по прописи МС. Для выявления влияния источника углеводов на развитие эксплантов в питательную среду добавляли сахарозу и/или глюкозу в концентрации 30 или 45 г/л. рН среды до автоклавирования 5,8-5,9.

На этапе собственно размножения изучено влияние различных цитокини-нов: ИПА (1 - 20 мкМ); БАП (1, 3, 5, 10 и 20 мкМ), Кн (5 и 10 мкМ), ИПА (5 и 10 мкМ), предшественника цитокининов - сульфата аденина (Ас) (100 и 200 мг/л), ГК3 (1,3,5 мкМ), а также других физиологически-активных веществ: аскорбиновой кислоты (1 и 10 мг/л) и глютатиона (50, 100,200 мг/л).

Для укоренения использовали питательную среду Уг МС для смородины золотистой и А - для голубики топяной. В качестве индукторов ризогенеза использованы ауксины: ИМК (2-15 мкМ), ИПК (2-15 мкМ), ИУК (1-10 мкМ) и НУК (0,05-5 мкМ).

Адаптацию растений-регенерантов проводили на гидропонной установке «Минивит 0,35», заполненной питательным раствором минеральных солей по прописи Уг А или У* МС. Продолжительность пассажа составляла 30-35 суток для голубики топяной и 40 суток для смородины золотистой.

Экспланты культивировали в следующих условиях: фотопериод - 16/8 часов свет/темнота, освещенность - 2—3 клк, температура - 24 ± 1°С.

Изучение белков семян проводили методом денатурирующего электрофореза (вертикальный электрофорез) по Лаемли (ЬаетН, 1970). В качестве электродного буфера использовали трис-глициновый буфер (рН 8,3), содержащий 0,1 % ДСН. Применяли 10 %-ный разделяющий и 5 %-ный ПААГ с 0,1 % ДСН.

Для экстракции белков семенной материал тщательно растирали в ступке

(семян было не менее 30 шт. в навеске), взвешивали по 20 мг и заливали 0,15М фосфатным буфером (рН 7,0) на сутки. Образцы готовили на 0,0625 M трис-НС1 буфере с рН 6,8, включавшем 0,2 % ДСН, глицерин, меркаптоэтанол и 0,001 % раствор бромфенолового синего. В каждый карман гелевой ячейки вносили по 15 мкл образца. Процесс разделения белков проходил при 18°С в течение 2 часов. По окончании электрофореза гелевые пластинки ополаскивали водой и производили окраску в растворе Кумасси голубого R-250 (0,2 %). Через 18 часов отмывали гель в смеси ледяной уксусной кислоты (7 %), этилового спирта (25 %) и дистиллированной воды (68 %).

Все эксперименты проводились в 2-3 повторностях. При обработке результатов использовался пакет статистического анализа Microsoft Excel. В таблицах показаны средние арифметические величины и доверительные интервалы. Доверительность оцениваемых показателей принимали на уровне значимости Р < 0,05 (Лакин, 1990).

глава 3. изучение водосолерастворимой фракции

белков семян швеба\jreum и уассшшм иистобим

При разработке методов клонального микроразмножения первостепенное значение имеет генотип растений. Для идентификации изучаемых сортов был использован метод электрофореза в ПААГ. Нами были изучены водосолерас-творимые фракции белков семян смородины золотистой (7 сортов) и голубики топяной (3 сорта и 11 форм).

Полученные спектры белков смородины золотистой (рис. 1) были проанализированы по качеству (наличие и отсутствие компонента) и по сходным позициям полипептидов разделены на 4 группы: № 1 - Дар Алтая, Валентина, Подарок Ариадне, Барнаульская; № 2 - Сибирское Солнышко; № 3 - Ида; № 4 - Левушка.

Рис. 1. Электрофореграммы водосолерастворимой фракции белков семян ШЬеъ аигеит

Сорта: 1 - Сибирское Солнышко (белки эндосперма); 2 - Сибирское Солнышко (белки семян); 3 - Дар Алтая; 4 - Ида; 5 - Валентина; 6 - Подарок Ариадне; 7 - Барнаульская; 8 - Левушка

Электрофорез запасных белков семян сортов голубики топяной не показал по данному маркеру сортовых различий. С другой стороны, четкие морфологические отличия сортов (компактность куста, цвет и размер цветка, форма ягод) позволили разделить сорта голубики топяной на 2 группы, соответствующие исходным популяциям: № 1 - Иксинская (иксинская популяция); № 2 - Юрков-ская, Шегарская, Дивная (юрковская популяция).

ГЛАВА 4. ОСНОВНЫЕ СТАДИИ РАЗМНОЖЕНИЯ ribesaureum И vaccinium uliginosum В КУЛЬТУРЕ in vitro

4.1. Введение эксплантов в культуру in vitro

Смородина золотистая. Применение этанола и сулемы для поверхностной стерилизации почек оказалось приемлемым и эффективным: выход неинфици-рованных эксплантов смородины золотистой составил 93,5 %, из них 90 % были жизнеспособными. Выделенные меристематические верхушки помещали на питательные среды различного минерального состава (МС, В5, А), дополненные БАП. Оптимальной для культивирования оказалась среда МС, на ней экс-планты лучше росли и развивались, тогда как экспланты, культивируемые на питательных средах В5 и А, уступали по темпам роста и развития.

Голубика топяная. Кроющие чешуи пазушных почек оказались надежной защитой меристематических верхушек от токсичного действия сулемы, выход неинфицированных жизнеспособных эксплантов составил 100 %. Выделенные меристематические верхушки помещали на среду А, дополненную 5 мкМ ИПА, и к концу пассажа они сформировали 2—5 побегов длиной 10-15 мм.

4.2. Особенности этапа собственно размножения

Смородина золотистая. На этапе собственно размножения при изучении влияния цитокининов (БАП, Кн, ИПА) и Ас на рост и развитие пазушных почек установлено, что максимальный стимулирующий эффект для изучаемых сортов достигается при введении в среду 5 мкМ БАП (табл. 1). Относительно высокие концентрации БАП (10 или 20 мкМ) индуцируют развитие большего количества пазушных почек и, таким образом, повышают коэффициент размножения, но такие концентрации БАП также стимулируют необратимую гипергидратацию.

Отмечено положительное влияние на морфологию развивающихся побегов ГКз. Только при культивировании пазушных почек смородины золотистой на среде, содержащей по 5 мкМ БАП и ГКз, длина побегов увеличилась почти вдвое по сравнению со средой, содержащей только 5 мкМ БАП (8,2±1,4 мм против 4,8±0,6 мм) (рис. 2). Одной из наиболее актуальных проблем при культивировании древесно-кустарниковых растений является поликонденсация веществ фенольной природы, которая приводит к снижению показателей роста и развития культур in vitro. Одна из возможных причин этого негативного эффекта - возраст исходного растительного материала и его физиологическое состояние. Для изучения специфики культивирования эксплантов (почек) от юве-нильного и реювенилизированного растительного материала в культуру in vitro были введены зрелые зародыши смородины золотистой (табл. 2).

Влияние БАП на коэффициент размножения Ribes aureum in vitro, n = 15

БАП, мкМ Сорт

Сибирское Солнышко Ида Валентина Дар Алтая

0 0 0 0 0

1 1,0 2,1±0,8 1,6±0,5 2,2±0,4

3 3,2±0,7 3,0±0,6 2,9±0,6 3,1±0,7

5 3,0±0,7 3,7±0,6 3,6±0,7 3,5±0,7

10 3,3±0,8 4,3±0,5 4,0±0,5 4,2±0,4

20 4,1±0,3 4,8±1,0 4,6±0,7 5,0±0,8

Рис. 2. Побеги Ribes aureum (сорт Валентина) in vitro на средах MC, содержащих БАП 5 мкМ (а) и БАП 5 мкМ + ГКз 5 мкМ (б)

Таблица 2

Влияние происхождения экспланта на рост и развитие растений Ribes aureum

Физиологически Вид Высота Коэффициент

активные экспланта Сорт п растения, размножения,

вещества мм шт./экспл.

БАП 5 мкм + Пазушные почки 1 15 8,9±1,5 3,0±0,7

ГК 5мкМ + (реювенилизи- 2 18 10,2±1,6 4,2±0,8

глютатион 200 мг/л рованный) 3 20 10,4±0,8 6,8±0,7

4 20 10,0±0,7 6,7±0,6

Зрелые зародыши 1 10 9,4±2,0 3,8±0,8

(ювенильный) 2 И 12,1±1,6 4,1±0,7

3 13 13,1±1,1 6,8±0,9

4 12 12,4±1,0 6,6±1,0

БАП 2 мкм Пазушные почки 1 12 4,5±0,7 2,7±1,0

(реювенилизи- 2 15 5,5±0,9 3,4±0,9

рованный) 3 15 4,9±1,1 3,7±0,7

4 15 5,3±0,6 3,5±0,8

Зрелые зародыши 1 11 9,3±1,3 4,1±0,6

(ювенильный) 2 10 9,8±1,8 3,9±0,5

3 15 10,2±0,8 4,0±0,5

4 15 10,1±1,2 3,8±0,7

Примечание. 1 - Сибирское солнышко, 2 - Ида, 3 - Валентина, 4 - Дар Алтая.

Полученные данные указывают на отсутствие существенных различий между характеристиками эксплантов, изолированных от ювенильных и взрослых растений. Эти данные свидетельствуют также о том, что в культуре in vitro произошла реювенилизация растительного материала. Поэтому все сложности культивирования этих объектов не связаны с возрастом и физиологическим состоянием исходного растения.

Предотвращение процессов интоксикации эксплантов наиболее часто достигается путем введения в состав питательной среды антиоксидантов. Такой подход был использован в наших экспериментах: в состав питательной среды добавляли аскорбиновую кислоту или глютатион. Использование глютатиона (200 мг/л) позволило получить положительный эффект и, таким образом, уве-

Питательная среда

Рис. 3. Влияние глютатиона на коэффициент размножения сортов ЮЬеБ аигеит.

1 - МС + БАП 5мкМ + ГК3 5 мкМ; 2 - МС + БАП 5мкМ + ГК3 5 мкМ + глютатион 200 мг/л

Согласно нашим данным, состав питательной среды оказывал существенное влияние, как на коэффициент размножения, так и на качественные показатели побегов сортов смородины золотистой (табл. 3). Были испытаны следующие среды: МС, ЛФ, МК, Л, КМ, ТМ. Положительные результаты получены на средах МС, МК, КМ, ТМ. На остальных средах экспланты либо не развивались, либо имели нарушенную морфологию (гипергидратация, хлороз листьев).

Культивирование эксплантов на различных питательных средах показало наличие сортовых отличий при выращивании смородины золотистой. Наибольшим коэффициентом размножения отличался сорт Валентина (6,8 игг./экспл.), для которого эффективным оказалось применение глютатиона, сорт Сибирское Солнышко имел коэффициент размножения не более 3,1 шт./экспл. и характеризовался замедленным ростом.

Показатели роста и развития ШЬех аигеит на различных питательных средах, дополненных БАП 5 мкМ и ГК3 5 мкМ

Питательная среда Сибирское Солнышко Ида Валентина

Коэффициент размножения, шт./экспл. Длина растения, мм Коэффициент размножения, шт./экспл. Длина растения, мм Коэффициент размножения, шт./экспл. Длина растения, мм

МС МК КМ ТМ 3,0±0,7 3,1±0,5 1,5±0,7 3,4±0,5 8,9±1,5 9,0±1,2 9,0±1,0 11,3±0,9 4,2±0,8 3,4±0,5 2,0±0,4 7,5±1,5 10,2±1,6 11,7±1,7 11,6±1,6 12,7±1,4 6,8±0,7 3,3±0,5 2,0±0,3 9,6±1,1 10,4±0,8 10,8±1 9,4±1,6 14,8±1,6

В некоторых случаях отмечают, что культивирование изолированных органов и тканей ряда растений более целесообразно проводить на питательной среде, содержащей не сахарозу, а другие источники углерода (Pua, Chong, 1984, Liu et al., 1984). В наших экспериментах замена в питательной среде сахарозы на глюкозу (3 %) оказала положительное влияние на такие показатели, как длина побегов и коэффициент размножения (рис. 4). На питательных средах (варианты 1 и 3), содержащих глюкозу, наблюдалось увеличение длины побега по сравнению со средой, содержащей в качестве источника углерода сахарозу.

s s

ci и

о с й S

16 П

12 -

т Л

□ сахароза, 3% ИЗ глюкоза, 3%

Питательная среда

Рис. 4. Влияние источника углерода на длину побега ШЬа аигеит (сорт Валентина). 1 - МС + БАП 5 мкМ; 2 - М8 + БАП 1 мкМ + ГК3 5 мкМ; 3 - МС + БАП 5 мкМ + ГК3 5 мкМ

Голубика топяная. В наших исследованиях показано, что первостепенное влияние на количество дополнительных побегов имели генетические особенности сортов (рис. 5). Так, самый высокий коэффициент размножения наблюдали у сорта Иксинская (иксинская популяция), для которого характерна закладка большого числа адвентивных побегов и развитие пазушных почек. Для сортов Шегарская, Юрковская и Дивная (юрковская популяция) использование ИПА в

концентрации 1-10 мкМ приводило к росту лидирующего побега и регенерации различного количества адвентивных побегов. Использование высоких концентраций ИПА способствовало развитию большего количества побегов, но нецелесообразно из-за возникающего эффекта гипергидратации. Для преодоления этого эффекта и сохранения высокого коэффициента размножения успешным оказался вариант использования двухстадийного этапа собственно размножения - выращивание пазушных почек в течение двух недель на среде с высокой концентрацией ИПА, а затем на среде с пониженной концентрацией цитокини-на (рис. 6). Так, у сорта Дивная последний показатель при обычном культивировании составлял не более 2,4 шт./экспл., при двухстадийном выращивании данный показатель возрос более чем в 2 раза (5,8 шт./экспл.).

jH*r-i llftim

5 10

ИПА, мкМ

20 п 18 16 14 12 10 8 6 4 2 О

тЬ

В Иксинская

□ Шегарская ш Юркоккая

□ Дивная

ИПА, мкМ

Рис. 5. Влияние ИПА на коэффициент размножения сортов Vaccinium uliginosum в культуре пазушных почек in vitro: а - одностадийный и б- двухстадийный способ культивирования

Рис. 6. Влияние концентрации ИМК (о) и ИУК (б) на укоренение побегов сортов Ribes aureum in vitro

4.3. Укоренение in vitro

Смородина золотистая. Сорта смородины золотистой (Сибирское Солнышко, Ида, Дар Алтая и Валентина) относятся к трудноукореняемым культурам. Известно, что развитие корневой системы в культуре in vitro и в целом процесс микроразмножения определяется, в первую очередь, генотипом и поддается управлению с помощью химических факторов лишь в определенных пределах (Гутиева, 2003; Кухарчик и др., 2008; Матушкина и др., 2009).

Наши исследования показали, что укоренение побегов in vitro зависит не только от состава питательной среды, но и от сортовых особенностей смородины золотистой. Сорт Валентина, отличающийся лучшей укореняемостью при традиционных методах вегетативного размножения, показал пропорциональное увеличение количества укоренившихся микропобегов при увеличении концентрации ИМК в среде (с 42 до 93 %) (рис. 6, а).

Важной особенностью культивирования смородины золотистой in vitro является сокращение периода пассажа до 14 дней вследствие окисления тканей полифенолами. Поэтому необходимым условием успешного укоренения in vitro сортов Ribes aureum является введение в состав питательной среды более быстродействующих ауксинов (ИУК, НУК). Исходя из наших данных, применение ИУК имеет следующие преимущества перед другими ауксинами (рис. 6, б): первые корни появляются уже через 7 дней культивирования; при всех испытанных концентрациях (кроме 5 мкМ) ИУК не отмечается появления каллуса на базальной части микрочеренков; все изучаемые сорта проявили способность к укоренению на среде с данным ауксином; формировалась более развитая корневая система за счет закладки большего количества корней нормальной морфологии. Кроме того, растения-регенеранты, укорененные на среде с ИУК, показывают лучшее развитие побегов и готовность к этапу адаптации уже через 2 недели культивирования.

Голубика топяная. Укоренение полученных побегов (на среде А, дополненной ауксинами ИМК или ИПК) происходило только через 2,5 месяца. В дальнейших исследованиях были использованы микропобеги с уже укорененных регенерантов голубики топяной. Фрагменты побега с парой пазушных почек помещали на питательную среду для стимуляции ризогенеза, а затем вновь развившиеся побеги делили на микрочеренки для рекультивирования. Так, при культивирвании эксплантов с укорененных регенерантов на среде с 10 мкМ ИМК у сорта Дивная первые корни появились уже через 10 дней.

Проведенные исследования подтверждают, что первостепенное значение в способности растений к ризогенезу принадлежит генотипу. Сорта голубики топяной по-разному отвечали на различные типы и концентрации, вносимых в среду ауксинов. Исходя из анализа роста и развития регенерантов голубики топяной, можно заключить, что лучшим индуктором ризогенеза для сортов Шегар-ская, Дивная и Юрковская является ИУК в различных концентрациях (рис. 7), для сорта Иксинская - ИПК. Голубика сорта Иксинская отличается от других сортов высоким коэффициентом размножения и возможностью более длительного периода культивирования. Это свидетельствует о высоком эндогенном содер-

жании цитокининов, что часто препятствует процессу ризогенеза. Максимальный процент укоренения (77 %) был получен нами через 1,5 месяца культивирования на среде, дополненной 10-15 мкМ ИПК. Растения-регенеранты, полученные на среде с данным ауксином, отличались лучшими показателями роста и развития: более развитой корневой системой и формированием на побегах большего количества развитых листьев (рис. 8).

120 п

□ Иксинская

□ Шегарская 0 Юрковская Б Дивная

2 3 4 5 10 15

Концентрация ИУК, мкМ Рис. 7. Влияние концентрации ИУК на укоренение Уассттт и^тозит

■

1 р1»

Ж*

1жШ

Рис. 8. Влияние различных ауксинов на показатели роста и развития регенерантов Уасстшт и^тояит сорта Иксинская: а - ИПК 10 мкМ; б - ИМК 10 мкМ

ГЛАВА 5. АДАПТАЦИЯ РАСТЕНИЙ-РЕГЕНЕРАНТОВ К УСЛОВИЯМ ВЫРАЩИВАНИЯ ex vitro

Для адаптации растений-регенерантов смородины золотистой и голубики топяной к условиям выращивания ex vitro использовали гидропонную установку «Минивит»: растения закрепляли в кассеты и помещали в вегетационную кювету, заполненную питательным раствором (30 л). Период адаптации составил 4-5 недель. В целом, хорошо развитые за период адаптации корневая система и надземная часть растений, обеспечили высокую приживаемость растений в условиях открытого грунта (табл. 4, рис. 9).

Таблица 4

Сравнительная характеристика некоторых показателей (до/после адаптации) регенерантов Д/Аеу аигеит на гидропонной установке «Минивит 0,35»

Сорт п Высота растения, мм Количество листьев, шт. Количество корней, шт. Средняя длина корней, мм

Сибирское Солнышко 10 12,6±1,2/125±48 6,1±0,6/10±6,6 4±1,9/10±4 5,5±0,6/48±15

Валентина 29 10,2±1,3/108±19 6,5±0,4/12,4±1,8 2-3/10,8±2,1 4-6/52±10

Ида 42 14,7±2,1/101±11 6,3±0,8/11±1,1 5,5± 1,5/13,2± 1,3 6,4±0,8/49±3

Рис. 9. Растения-регенеранты Vaccinium uliginosum в конце периода адаптации на гидропонной установке «Минивит 0,35»

ГЛАВА 6. ЭКОНОМИЧЕСКАЯ ЭФФЕКТИВНОСТЬ ПРИМЕНЕНИЯ МЕТОДА МИКРОРАЗМНОЖЕНИЯ ribes a ureum И vaccinium uliginosum

Для сортов смородины золотистой снижение трудозатрат и интенсификация производства посадочного материала возможна с помощью белковых маркеров. Это позволяет (в конкретном случае) для 7 сортов, разделенных на 4 группы, дать прогноз морфогенетического потенциала сортов и тем самым снизить трудозатраты, необходимые для исследования условий культивирования для каждого сорта в отдельности.

Как известно, стадия адаптация регенерантов к условиям выращивания ex vitro остается самой критической. Поэтому успех микроразмножения во многом зависит от этой стадии. Использование гидропонных установок «Минивит 0,35» на этапе адаптации регенерантов, во-первых, сокращает срок адаптации растений до 3-4 недель, во-вторых, обеспечивает высокий выход адаптированных регенерантов и высокую их приживаемость в условиях открытого грунта.

Для некоторых культур из-за низкого коэффициента размножения, применение методов биотехнологии является хорошей альтернативой. К таким растениям относится голубика топяная. В табл. 5 приводится сравнительная характеристика экономической эффективности традиционного (черенкование) и альтернативного (микроразмножение) способов вегетативного размножения.

Таблица 5

Экономическая эффективность двух способов вегетативного размножения Vaccinium uliginosum

Показатели Способ размножения

in vitro in vivo

Площадь производства, м2 10,0 10,0

Выход посадочного материала за год, тыс. шт. 12,0 2,5

Затраты на выращивание посадочного материала (2-й год), тыс. руб. 340,0 138,5

Себестоимость 1 шт., руб. 28,3 55,4

Средняя цена реализации 1 шт., руб. 200,0 200,0

Прибыль с 1 шт. растения, руб. 171,7 144,6

Годовой экономический эффект, тыс. руб. 2060,4 361,5

Рентабельность, % 606 261

Результаты показывают, что на фоне достаточно больших затрат на амортизацию лабораторного оборудования метод микроразмножения характеризуется высокой эффективностью за счет более низкой себестоимости получаемых растений и высокого коэффициента размножения. Следовательно, можно рекомендовать этот способ для крупномасштабного размножения голубики топяной.

Таким образом, производство посадочного материала с использованием методов биотехнологии дает непосредственный экономический эффект, является высокорентабельным и позволяет в более короткие сроки получать посадочный материал высокого качества.

выводы

1. Показана возможность выявления специфики культивирования in vitro сортов R. aureum с помощью белковых маркеров. Все сорта R аигеит по сходным позициям полипептидов разделены на 4 группы.

2. Для стерилизации пазушных почек эффективно использовать 0,1 %-ный раствор сулемы в сочетании с предварительной обработкой эксплантов 70 %-ным этиловым спиртом (для R. аигеит) и 0,2 %-ный раствор сулемы (для V. uliginosum).

3. В культуре in vitro пазушные почки от зрелых растений R. аигеит реюве-нилизируются, что позволяет наиболее полно использовать морфогенетический потенциал данной культуры.

4. На этапе собственно размножения сортов R аигеит оптимальной является питательная среда МС, дополненная БАП (5 мкМ), ГК3 (5 мкМ), глютатио-ном (200 мг/л) и 3 %-ной глюкозой. На этапе укоренения - 'А МС, дополненная 3 мкМ ИУК.

5. Наибольший коэффициент размножения сортов V. uliginosum получен при двухстадийном приеме размножения: выращивание пазушных почек в течение 2 недель на среде Андерсона с высокой концентрацией ИПА (20 мкМ), а затем на той же среде с пониженной концентрацией цитокининов (5 мкМ). Лучший индуктор ризогенеза для сортов юрковской группы - ИУК, для иксин-ской - ИПК.

6. Показатели роста и развития эксплантов сортов R аигеит и V. uliginosum in vitro зависят, в первую очередь, от генетических особенностей.

7. Для адаптации растений к условиям ex vitro эффективным является использование гидропонной установки «Минивит 0,35», что обеспечило 100 %-ную адаптацию регенерантов V. uliginosum и 90 %-ную - регенерантов R. аигеит.

8. Разработанные приемы показали возможность ускоренного размножения и сохранения сортов R аигеит и V. uliginosum в культуре пазушных почек in vitro.

9. Использование метода размножения in vitro повышает рентабельность производства саженцев сортов V. uliginosum в 2,3 раза, а для сортов R. аигеит является единственным экономически эффективным способом размножения.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Эрст A.A., Вечернина H.A., Санкин JI.C., Салыкова B.C. Особенности введения в культуру in vitro смородины золотистой (Ribes aureum Pursh) II Биология: Теория, практика, эксперимент / Материалы Междунар. науч. конф., посвящ. 100-летию со дня рождения д-ра биол. наук, проф. Сапожниковой Е.В. Саранск, 2008. Кн. 2. С. 17-19.

2. Эрст A.A., Вечернина H.A. Размножение смородины золотистой in vitro И Вестник Алтайского гос. аграрного ун-та. 2008. № 4(42). С. 10-14. (Реценз.)

3. Вечернина H.A., Таварткиладзе O.K., Эрст A.A., Горбунов А.Б. Ускоренное размножение голубики топяной in vitro // Вестник Алтайского гос. аграрного ун-та. 2008. № 6(44). С. 21-25. (Реценз.)

4. Вечернина H.A., Таварткиладзе O.K., Бородулина И.Д., Эрст A.A. Адаптация расте-ний-регенрантов к условиям выращивания ex vitro II Современные тенденции развития промышленного садоводства / Материалы Международной научно-практической конференции, посвященной 75-легию образования НИИ садоводства Сибири им. М.А, Лисавенко. Барнаул, 2008. С. 355-361.

5. Вечернина H.A., Таварткиладзе O.K., Бородулина И.Д., Эрст A.A. Адаптация расте-ний-регенрантов с использованием гидропоники // Известия АлтГУ. 2008. № 3(55) С. 7-10.

6. Эрст A.A., Вечернина H.A., Санкин Л.С., Салыкова B.C., Ершова И.В. Технология ускоренного размножения новых перспективных сортов Ribes aureum и продукция на ее основе // Перспективы развития инноваций в биологии / Материалы II Научно-практической конференции в рамках 3-го Фестиваля науки в городе Москве и Биотехнологической выставки-ярмарки «РосБиоТех» (5-7 ноября 2008 г.). М., 2008. С. 121-123.

7. Вечернина H.A., Таварткиладзе O.K., Эрст A.A., Горбунов А.Б., Новикова Т.И. Микроразмножение голубики // IX Международная конференция "Биология клеток растений in vitro и биотехнология" (8-12 сентября 2008, Звенигород). М., 2008. С. 72-73.

8. Эрст A.A., Вечернина H.A. Введение в культуру in vitro смородины золотистой // IX Международная конференция "Биология клеток растений in vitro и биотехнология" (8-12 сентября 2008, Звенигород). М., 2008. С. 450-451.

9. Эрст A.A., Вечернина H.A., Санкин Л.С., Салыкова B.C., Ершова И.В. Ускоренное размножение Ribes aureum in vitro II Форум о биологических и экологических проблемах в лесном хозяйстве г. Хэйхэ провинции Хэйлунцзян. Хэйхэ, 2009. С. 71-75.

10. Эрст A.A., Вечернина H.A. Особенности размножения голубики топяной in vitro II Международная научно-методическая дистанционная конференция "Актуальные проблемы размножения ягодных культур и пути их решения". Мичуринск, 2010. С. 310-314.

11. Эрст A.A., Вечернина H.A. Микроразмножение новых перспективных сортов Vaccin-ium uliginosum L. II Вестник Харьковского национального аграрного университета Сер. Биологическая. 2010. Вып. 2 (20). С. 96-103.

12. Эрст A.A., Вечернина H.A. Использование методов биотехнологии для размножения сортов Vaccinium uliginosum L. II Тр. Томского гос. ун-та. Сер. Биологическая: Ботанические сады. Проблемы интродукции. Томск, 2010. Т. 274. С. 449-452.

13. Эрст A.A., Вечернина H.A. Размножение Ribes aureum (Grossulariaceae) в культуре in vitro И Биотехнология. 2010. № 5. С. 37-45. (Реценз.)

Подписано в печать 29.10.10. Формат 60x84'/i6. Объем 1,0 п. л. Тираж 100 экз. Заказ № 12

Центральный сибирский ботанический сад СО РАН. 630090 Новосибирск, ул. Золотодолинская, 101

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Эрст, Анна Алексеевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. Состояние изучения проблемы (обзор литературы)

1.1. Использование методов биотехнологии в системе сохранения и воспроизводства ценных генотипов растений

1.1.1. Микроразмножение путем активации развития меристем

1.1.2. Микроразмножение путем индукции адвентивных почек тканями экспланта

1.1.3. Основные стадии микроразмножения

1.2. Факторы, влияющие на процессы микроразмножения в культуре in vitro

1.3. Идентификация ягодных культур на основе молекулярно-генетических маркеров

1.4. Микроразмножение представителей подсемейства Vaccinioideae Arnott

1.5. Микроразмножение представителей семейства Grossulariaceae DC.

ГЛАВА 2. Материалы и методы исследования

ГЛАВА 3. Электрофоретическое изучение водосолерастворимой фракции белков семян Ribes aureum и Vaccinium uliginosum

ГЛАВА 4. Основные стадии размножения сортов Ribes aureum и Vaccinium uliginosum в культуре in vitro

4.1. Введение эксплантов в культуру in vitro

4.2. Особенности этапа собственно размножения

4.3. Укоренение побегов in vitro

ГЛАВА 5. Адаптация растений-регенерантов к условиям выращивания ex vitro

ГЛАВА 6. Экономическая эффективность применения метода микроразмножения Ribes aureum и Vaccinium uliginosum

ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Особенности размножения Ribes aureum Pursh и Vaccinium Uliginosum L. в культуре IN VITRO"

Актуальность проблемы. В настоящее время особую актуальность имеют исследования по разработке методов сохранения растений, ареалы и численность которых резко снижается, а' также для уникальных форм, сортов и генотипов растений, расширяющих и улучшающих сортимент возделываемых растений. В связи с прогрессом селекции и появлением большого количества новых сортов, имеющих сложное генетическое происхождение, технологии выращивания посадочного материала требуют усовершенствования (Соловьева, 2005).

Одними из новых и перспективных ягодных культур для Западной Сибири являются смородина золотистая (Ribes aureum Pursh), и голубика топяная (Vaccinium uliginosum L.). Смородина золотистая представляет интерес в связи с поздним, по сравнению с другими- видами смородины, созреванием плодов, жаро- й засухоустойчивостью, она практически не поражается болезнями и редко повреждается вредителями (Ягудина, 1976). Голубика топяная, широко распространенная на территории Западной Сибири, хорошо зарекомендовала себя в условиях интродукции (Снакина, 2007). Сорта североамериканской голубики щитковой (V. corymbosum L.), имеющие огромный спрос на мировом потребительском рынке, в Сибири недостаточно зимостойки. Одной из особенностей многих перспективных сортов R. aureum и V. uliginosum является их невысокая способность к воспроизводству при традиционных способах размножения. Применение современных методов вегетативного размножения, таких как клональное микроразмножение, оправдано и экономически эффективно, особенно в отношении ягодных культур (Ruzic, Lazic, 2006). Использование методов размножения in vitro является оптимальным решением задачи как для размножения растений с нарушенным процессом воспроизводства, так и для массового размножения ценных генотипов растений (Высоцкий, 1998; Бутенко, 1999).

Широкому использованию методов клонального микроразмножения для многих видов, сортов и форм растений препятствует то, что морфогенетический потенциал и регенерационная способность культивируемых тканей часто строго зависят от генотипа и условий культивирования. В связи с этим, возникает необходимость идентификации растительного материала, отражающая происхождение и индивидуальные особенности генотипа, степень сходства и различия отдельных генотипов растений (Окунева, 1998).

Цель и задачи исследований. Цель данной работы - выявить особенности размножения сортов Ribes aureum^ и Vaccinium uliginosum в культуре пазушных почек in vitro и дать оценку эффективности данного метода. В соответствии с этим были поставлены следующие задачи:

- разработать эффективные методы получения стерильной культуры эксплантов;

- определить влияние возраста экспланта на микроразмножение Ribes aureum', оптимизировать состав питательных сред на всех этапах культивирования;

- исследовать особенности влияния регуляторов роста и физиологически активных добавок питательной среды на процессы микроразмножения эксплантов на всех этапах культивирования;

- разработать методы адаптации растений-регенерантов к условиям ex vitro-,

- дать экономическую оценку эффективности метода клонального микроразмножения.

Научная новизна. Впервые предложен метод выявления особенностей культивирования эксплантов в зависимости от генотипа растений с использованием метода белковых маркеров, и на основе этого предложен способ оптимизации процесса микроразмножения. Разработаны эффективные приемы получения асептической культуры первичных- эксплантов. Показано, что в культуре in vitro почки от зрелых растений смородины золотистой реювенилизируются. Изучена реакция эксплантов на экзогенные регуляторы роста и физиологически активные добавки питательной среды. Показана возможность успешной адаптации растений-регенерантов на гидропонной установке «Минивит». Проведена оценка экономической эффективности метода микроразмножения 4 сортов Ribes aureum и 4 сортов Vaccinium uliginosum и показана его рентабельность.

Защищаемые положения.

1. Использование предварительной < идентификации- сортов- Ribes aureum методом белковых маркеров позволяет выявить специфику их культивирования in vitro.

2. Увеличение коэффициента размножения сортов. Vaccinium uliginosum достигается применением двухстадийного этапа собственно размножения.

Практическая и теоретическая ценность. На основании полученных результатов предложены технологии ускоренного размножения и адаптации смородины золотистой и голубики топяной, создана коллекция этих растений in vitro. Работа в лабораторных условиях дает возможность планировать выпуск посадочного материала к определенному сроку. Применение разработанных элементов технологий позволяет более успешно решать проблему ускоренного> размножения ценных сортов и форм и сохранить ценный растительный материал.

Показана возможность использования метода белковых маркеров для выявления особенностей культивирования эксплантов в зависимости от генотипа растения. Это позволяет сгруппировать сорта и работать с одним из представителей данной группы для изучения сортовой специфичности в отношении требований к условиям культивирования.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены на II Научно-практической конференции в рамках Третьего Фестиваля науки в городе Москве и Биотехнологической выставки-ярмарки «РосБиоТех» «Перспективы развития инноваций в биологии (г. Москва, 2008), на Молодежной Всероссийской школе-семинаре «Современные фундаментальные проблемы физиологии и биотехнологии растений и микроорганизмов» (г. Томск, 2008), на XXXV научной конференции студентов, магистрантов, аспирантов и учащихся лицейных классов «Дни молодежной науки в Алтайском государственном университете» (Барнаул, 2008), на форуме о биологических и экологических проблемах в лесном хозяйстве г. Хэйхэ провинции Хэйлунцзян (г. Хэйхэ, 2009), на Всероссийской конференции с международным участием «Ботанические сады и актуальные проблемы интродукции растений на современном этапе» (Томск, 2010), экспонировались на 2-й Биотехнологической выставке-ярмарке «РосБиоТех-2008» (г. Москва, 2008), на Международной выставке-конгрессе «Высокие технологии. Инновации. Инвестиции» (г. Санкт-Петербург, 2009).

Структура и объем диссертации. Диссертация1 изложена на 165 страницах машинописного текста, состоит из введения, списка сокращений, 6 глав, выводов, списка литературы; содержит 33 рисунка и 18 таблиц. Список литературы включает 303 работы, в том числе 170 - на иностранных языках.

Заключение Диссертация по теме "Ботаника", Эрст, Анна Алексеевна

ВЫВОДЫ

1. Показана возможность выявления специфики культивирования in vitro сортов R. aureum с помощью белковых маркеров. Все сорта R. аигеит по сходным позициям полипептидов разделены на 4 группы.

2. Для стерилизации пазушных почек эффективно использовать 0,1% раствора сулемы в сочетании с предварительной обработкой эксплантов 70% этиловым спиртом (для R. аигеит) и 0,2% раствора сулемы (для V. uliginosum).

3. В культуре in vitro пазушные почки от зрелых растений R. аигеит реювенилизируются, что позволяет наиболее полно использовать морфогенетический потенциал данной культуры.

4. На этапе собственно размножения сортов R. аигеит оптимальной является питательная среда МС, дополненная БАП (5 мкМ), ГК3 (5 мкМ), глютатионом (200 мг/л) и 3% глюкозой. На этапе укоренения - V-г МС, дополненная 3 мкМ ИУК.

5. Наибольший коэффициент размножения сортов V. uliginosum получен при двухстадийном приеме размножения: выращивание пазушных почек в течение 2-х недель на среде Андерсона с высокой концентрацией ИПА (20 мкМ), а затем на той же среде с пониженной концентрацией цитокининов (5 мкМ). Лучший индуктор ризогенеза для сортов юрковской группы - ИУК, для иксинской - ИПК.

6. Показатели роста и развития эксплантов сортов R. аигеит и V. uliginosum in vitro зависят, в первую очередь, от генетических особенностей.

7. Для адаптации растений к условиям ex vitro эффективным является использование гидропонной установки «Минивит 0,35», что обеспечило 100% адаптацию регенерантов V. uliginosum и 90% - регенерантов R. аигеит.

8. Разработанные приемы показали возможность ускоренного размножения и сохранения сортов R. аигеит и V. uliginosum в культуре пазушных почек in vitro.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Эрст, Анна Алексеевна, Барнаул

1. Агафонова М. А. Изменчивость и специфичность электрофоретических спектров полипептидов семян в комплексе близкородственных видов Hedysarum L.: Автореф. диссер . к.б.н. Новосибирск, 2003. 16с.

2. Агафонова О.В. Морфогенетический потенциал рода пырейник (Elymus L.) и возможности его использования в интродукции и селекции: Автореф. диссер.д.б.н. Новосибирск, 1997. 24с.

3. Азизходжаева А., Умаров З.М. Влияние фитогормонов и витаминов на рост недозрелых гибридных зародышей хлопчатника in vitro II Узбекский биологический журнал. 1988. №2. С.17-19.

4. Аладина О.Н. Влияние возраста маточных растений на регенерационную способность крыжовника // Известия ТСХА. 2006. Вып. 4. С. 47-57.

5. Аладина О.Н. Эффективность размножения красной смородины и крыжовника in vitro при обработке маточных растений ретардантами // Известия ТСХА. 2004. № 1. С. 62-71.

6. Александрова М.С., Стахеева Т.С., Васильева О.Г. Клональное микроразмножение интродуцированных сортов голубики щитковой (Vaccinium corymbosum L.) // Междунар. конф. «Проблемы дендр. на ребеже XXI века». М., 1999. С. 7-8.

7. Анисимова И.Н., Шашилова Л.И., Якупова И.А. Использование полиморфизма запасных белков семян для выявления спонтанных внутри- и межвидовых гибридов у салата // Доклады РАСХН. 2006. № 3. С. 15-17.

8. Антрощенко Г.П. Способ клонального микроразмножения смородины иiантиоксидант для клонального микроразмножения смородины: Пат. № 94007611/13; Заявл. 01.03.1994; Опубл. 27.05.1997.

9. Ахметова А.Ш., Байбурина Р.К. Размножение Lespedeza bicolor Turcz. в культуре in vitro II Растительные ресурсы. 2003. Вып. 1. С. 115-124.

10. Брилкина A.A., Павлова Е.Е. Особенности микроклонального размножения представителей подсемейства брусничные // IX Междунар. конф. «Биология клеток растений in vitro и биотехнология». 2008. С.52-53.

11. Бумагина С.И., Хачунова С.С., Шамова Н.М. Культура in vitro пазушных почек винограда // Биология культивируемых клеток и биотехнология. Новосибирск, 1988. Т.1. С. 147.

12. Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 1999. 160с.

13. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений. М.: Изд-во «Наука», 1964. 342с.

14. Бутенко Р.Г. Культура тканей и клеток растений. М., 1971. 45с.

15. Васильева О.Г. Биолого-морфологические основы клонального микроразмножения некоторых представителей рода Rododendron L.// Автореф. диссер. к.б.н., 2009. 20с.

16. Вечернина H.A. Методы биотехнологии в селекции, размножении и сохранении генофонда растений: монография. Барнаул: Изд-во Алт. Унта, 2004. 205с.

17. Вечернина H.A., Таварткиладзе O.K. Микроразмножение Stevia rebaudiana Bert. // Современные тенденции развития промышленного садоводства:

18. Материалы Международной научно-практической конференции, посвященной 75-летию образования НИИ садоводства Сибири имени М.А, Лисавенко. Барнаул, 2008. С. 349-354.

19. Вечернина, H.A., Таварткиладзе O.K., Бородулина И.Д., Эрст A.A. Адаптация растений-регенрантов с использованием гидропоники // Известия АлтГУ. Барнаул, 2008. №3 (55). С.7-10.

20. Вечернина, H.A., Таварткиладзе O.K., Эрст A.A., Горбунов А.Б., Новикова Т.И. Микроразмножение голубики // IX Международная конференция: Биология клеток растений in vitro и биотехнология (8-12 сентября 2008, Звенигород). М., 2008. С. 72-73.

21. Вечернина H.A., Таварткиладзе O.K., Эрст A.A., Горбунов А.Б. Ускоренное размножение голубики топяной in vitro II Вестник Алтайского государственного аграрного университета. Барнаул, 2008. №6 (44). С.21-25.

22. Высоцкая О.Н. Криосохранение in vitro верхушек побегов рябины // IX Международная конференция: Биология клеток растений in vitro и биотехнология (8-12 сентября 2008, Звенигород). М., 2008. С. 80-81.

23. Высоцкий В. А. Биотехнологические методы в системе производства оздоровленного посадочного материала и селекции плодовых и ягодных растений: Автореф. дисер. . д. с.-х. н. М., 1998. 44 с.

24. Высоцкий В.А. Морфогенез и клональное микроразмножение растений // Культура клеток растений и биотехнология. М.,1986. С. 91-102.

25. Гаврилюк И.П., Губарева Н.К., Конарев В.Г. Выделение, фракционирование и идентификация белков, используемых в геномном анализе культурных растений // Тр. по прикл. бот., ген. и сел. 1973. Т. 52, вып 1. С. 249-281.

26. Гамбург К.З., Рекославская Н.И., Швецов С.Г. Ауксины в культурах тканей й клеток растений. Новосибирск, 1990. 243 с.

27. Генетический подход к биохимии растений / пер. с англ. С.А. Гостимского, Г.П. Мирошниченко, под ред. Э.А. Хавкина, З.Б. Шаминой М. «Агропромиздат», 1990. С. 245-267.

28. Гиголашвили Т.С., Родькин О.Н., Реуцкий В.Г. Условия микроклонирования формируют специфический культуральный фенотип // VII Междунар. Конф. «Биология клеток растений in vitro, биотехнология и сохранение генофонда»: Тез.докл. М., 1997. С.413.

29. Гнусенкова Е.А. Электрофоретический анализ некоторых видов сем. Grossulariaceae DC. Методом белкового маркирования // Вестник ОГУ. 2008. №87. С. 14-16.

30. Госреестр. Сорта растений. М., 2007. Т. 1. С. 168-169.

31. Гутиева Н.М. Микроклональное размножение персика // Достижения науки и техники АПК. 2003. №10. С. 45-46.

32. Деменко В.И., Крючкова В.А. Роль этиоляции при микроклональном размножении растений // Доклады ТСХА. 2001. № 273. С. 298-301.

33. Деменко В.И., Медведев В.А. Способ получения посадочного материала земляники в культуре ткани: Пат. 4862536/13; Заяв. 23.08.1990; Опубл. 15.02.1994.

34. Добренков Е.А. Влияние поверхностно-стерилизующего вещества иодида ртути (Hgl2) на экспланты ежевики при микроклонировании // Материалы. 2001. С. 42-43.

35. Дорошенко Н.П. Испытание питательных сред при клональном микроразмножении винограда // Виноградство и виноделие СССР. 1990. №3. С.61-65.

36. Егошина Т.Д. Ресурсы брусники и клюквы в природных популяциях таежной зоны России и перспективы культивирования // Вестник Тверского гос. университета. Серия: Биология и экология. 2008. № 10. С. 147-154.

37. Ишмуратова М.М. Клональное микроразмножение Rhodiola rosea L. и R. iremelica Boriss. in vitro II Растительные ресурсы. 1998. Т. 34, вып. 1. С. 12-23.

38. Калинин Ф.Л. Технология микроклонального размножения растений. Киев: «Науково думка», 1992. С. 137-190.

39. Калинин Ф.Л., Сарнацкая В.В., Полищук В.Е. Методы культуры тканей в физиологии и биохимии растений. Киев: Наукова думка, 1980. 320 с.

40. Катаева Н.В., Аветисов В.А. Клональное размножение растений в культуре тканей // Культура клеток растений. М.:Наука, 1981.- С.137-149.

41. Катаева Н.В., Бутенко Р.Г. Клональное микроразмножение растений. М.; «Наука», 1983. С. 38-39.

42. Кефели В.И. Рост растений. М.: Колос, 1984. С. 17-18.

43. Кириленко Е.Д., Бленда В.Ф. Регенерация черешнево-вишневых гибридов микрочеренками в культуре ткани // Физиол. и биохим. культур, растений. 1984. Т. 16, № 2. С. 131-135.

44. Князев A.B., Чемерис A.B., Вахитов В.А. Морфогенез Hippophae rhamnoides L. в культуре in vitro II Растительные ресурсы. 2003. Т. 39, вып. 1. С. 107121.

45. Колбанова Е.В. Оздоровление смородины черной от сокопереносимых вирусов методом суховоздушной термотерапии в культуре in vitro // Известия Национ. акад. наук Беларуси. Серия аграрных наук. 2004. № 1. С. 23-28.

46. Конарев A.B. Всероссийский НИИ растениеводства и его вклад в развитие сельскохозяйственной науки и селекции страны // Сельскохозяйственная биология. 1994. Т. 3. С. 13-75.

47. Конарев A.B. Использование молекулярных маркеров в работе с генетическими ресурсами растений // Сельскохозяйственная биология. 1998. Т. 5. С. 3-25.

48. Конарев A.B., Хорева В.И. Биохимичекие исследования генетических ресурсов в ВИРе // Цитология и генетика. 2000. Т. 34, № 2. С. 91-104.

49. Конарев В.Г. Белки как генетические маркеры в решении актуальных проблем растениеводства // Физиол. и биохим. культур, растений. 1987. Т. 19, №4. С. 315-321.

50. Конарев В.Г. Белки растений как генетические маркеры. М.: Колос, 1983. 320с.

51. Конарев В.Г. Морфогенез и молекулярно-биологический анализ растений.1. Спб., ВИР, 1998. 370с.

52. Конарев В.Г. Принцип белковых маркеров в генетическом анализе исходного и селекционного материала // Физиология растений в помощь селекции. -М., 1974. 242-269

53. Кондратенко О.В., Митрофанова И.В. Особенности клонального микроразмножения двух сортов миниатюрных роз // Бюл. Гос. Никит, ботан. сада. 2002. N 86. С. 38-40, 73.

54. Кондратенко О.Н., Шишкина E.JI. Использование цитокинов для регенерации микропобегов Feijoa sellowiana Berg, в условиях in vitro II Бюл. Гос. Никит, ботан. сада. 2002. № 86. С. 55-57, 75.

55. Концевая И.И., Яцына A.A. Корнеобразование в культуре in vitro Betula ' pendula Roth. II Сб. науч. тр. 1999. № 50. С. 222-227.

56. Костина В.М., Васильева О.Г., Загоскина Н.В. Образование фенольных соединений в растениях рода Rhododendron L., полученных методом клонального микроразмножения ,// Материалы междунар. конф.

57. Современная физиология: от молекулы до экосистем». Сыктывкар, 2007. С. 19-21.

58. Куликов И.М., Высоцкий В.А. Рентабельность клонального микроразмножения винограда и ягодных кустарников // Матер, конференции «Современные достижения биотехнологии в виноградарстве и других отраслях сельсьского "хозяйства», Новочеркасск. 2005. С. 25-28.

59. Кутас E.H. Введение в стерильную культуру интродуцированных видов рододендронов // Междунар. конф. «Микробиология и биотехнология на рубеже 21 столетия»: Сб. материалов. Минск, 2000. С. 176-177.

60. Кутас E.H. Морфогенез интродуцированных сортов Vaccinium vitis-idea L. в асептической культуре // Плодоводство. 2004. Т. 15. С. 199-202.

61. Лазарева Т.Н., Фесенко И.Н., Павлонская Н.Е. Изменчивость гречихи татарской (Fagopirum tataricum Gaertn.) по белкам семян, выявляемая электрофорезом в ПААГ // Известия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 2007. № 3. С. 93-97.

62. Лакин Г.Ф. Биометрия. М.: Высшая школа, 1990. - 352 с.

63. Лебедев В.А., Деменко В.Н., Долгов C.B. Потенциальные возможности адвентивного органогенеза у различных сортов груши // Известия ТСХА. 2004. Вып. 4. С. 81-87.

64. Леонтьева-Орлова Л.А. Способ размножения смородины in vitro: Пат. № 4931106/13; Заяв. 25.04.1991; Опуб. 20.07.1995.

65. Мамаева H.A., Ветчинкина Е.М., Горбунов Ю.Н., Молканова О.И. Сохранение растений в генетических банках in vitro: преимущества и недостатки // Бюлл. глав, ботан. сада. 2008. Вып. 194. С. 141-149.

66. Маслова В.А., Лунькова В.М., Исачкин A.B., Ханжиян И.И. Изучение закономерностей наследования способности к регенерации придаточных корней у зеленых черенков гибридов яблони Fi // Известия ТСХА. 2005. Вып. 4. С. 74-82.

67. Матушкина О.В., Пронина И.Н. Размножение яблони и груши in vitro // Достижения науки и техники АПК. 2009. №2. С. 15-17.

68. Мельничук М.Д., Кляченко О.Л., Смирнова A.B., Лобко Ю.В. Морфогенез in vitro изолированных апексов магнолии {Magnolia Kobus Thunb) // Актуальные проблемы генетики. 2003. С. 158-159.

69. Молекулярно-биологические аспекты прикладной ботаники, генетики и селекции. Теоретические основы селекции. Том 1. / под ред. В.Г.Конарева. М., Колос, 1993,447с.

70. Муромцев Г.С., Бутенко Р.Г., Тихоненко Т.И., Прокофьев М.И. Основы сельскохозяйственной биотехнологии. М.: «Агропромиздат», 1990. С. 221-222.

71. Немойкина A.JI. Влияние света и гормонов на морфогенез юкки слоновой в культуре in vitro: Автороф. диссер. .к.б.н. 2002. 19с.

72. Нечаева М.Ю., Бурдаева JI.M. Микроклональное размножение дуба черешчатого (Quercus robur L.) // 4-й Съезд О-ва физиологов раст. России. Междунар. конф. "Физиол. раст. наука 3-го тысячелетия", Москва, 4-9 окт. 1999. С. 650.

73. Окунева И.Б. Особенности вегетативного размножения сортовой сирени.: Автореф. диссер.к.б.н. М., 1998. 21с.

74. Панкратов B.C., Юхимук А.Н., Филипеня B.JL, Спиридович Е.В. Применение биоанализатора Agilent 2100 в работах по молекулярно-генетической паспортизации биологических объектов // Вест. Укр. тов-ва генетиков и селекционеров. 2008. Т. 6, № 2 С. 269-274.

75. Поздняков И.А. Особенности микроклонального размножения шиповника и декоративных сортов рода Rosa L.: Автореф. диссер. . .к.с.-х.н. 2007. 25с.

76. Полевой В.В. Физиология целостности растительного организма // Физиология растений. 2001. Т. 48, №4. С. 631-643.

77. Поликарпова Ф.Я., Высоцкий В.А., Тарашвили З.Т. Методические указания по клональному микроразмножению черной и красной смородины. М., 1986. 15с.

78. Романова О.В. Идентификация сортов косточковых культур с помощью ПЦР -анализа: автореф. диссер. . к.с.-х.н. 2007. 18с.

79. Рябова Д.Н. Дикие родичи плодовых растений сем. Rosaceae Карельского и Ижорского флористических районов и проблема их сохранения in situ : автореф. диссер. к. б. н. 2004. 16с.

80. Салыкова B.C., Санкин JI.C. Селекция смородины золотистой в Сибири // материалы научно-практич. конф.: «Состояние и перспективы развития сибирского садоводства». Барнаул, 2007. С. 294-300.

81. Салыкова B.C., Санкин JI.C. Сорта смородины золотистой // Помология. Смородина. Крыжовник. Орел: ВНИИСПК, 2009. Т. 4. С. 295-309.

82. Санкин JI.C., Салыкова B.C. Отчет о научно-исследовательской работе. Барнаул: НИИСС им. М.А. Лисавенко, 2007. С. 25-32.

83. Свитайло A.M., Бондаренко П.Е., Шевчук Н.С. Клональное микроразмножение подвоев и сортов плодовых культур // V Междунар. конф. «Биология культивируемых клеток и биотехнология»: Тез.докл. Новосибирск, 1988. Т.2. С.346.

84. Сельскохозяйственная биотехнология / под ред. B.C. Шевелуха. М.: Высш. шк., 2003. С. 77-133.

85. Семихатов В.Ф., Арефьева Л.П., Новожилова O.A., Прусаков А.Н., Тимощенко A.C. Ginkgo biloba: биохимическая характеристика белков семян и оценка филогенетических отношений с голосеменными // Ботанический журнал. 2006. Т. 91, № 7. С. 1001-1014.

86. Сенцова О.Ю., Максимов В.М. Действие тяжелых металлов на микроорганизмы //Успехи микробиологии. 1985. 20, №2. С.36-39.

87. Сидорович Е.А., Кутас E.H. Клональное микроразмножение интродуцированных сортов голубики высокой и брусники обыкновеннойв культуре in vitro в связи с генотипами // Вести АН Беларуси. Серия: биологические науки. Минск, 1998. №3. С.5-9.

88. Сидорович Е.А., Кутас E.H. Клональное микроразмножение новых плодово-ягодных растений. Мн.: Навука i тэх!ка, 1996. 246с.

89. Смирнов В.А., Латыпов С.А., Перчуляк Л.П. Оптимизация питательной среды для побегообразования в культуре клеток томатов // Культура клеток растений и биотехнология. М., 1986. С. 128-132.

90. Снакина Т.И. Интродукция голубики топяной (Vaccinium uliginosum L.) в Западной Сибире: Автореф. диссер.к. б. н. Новосибирск, 2007. 16с.

91. Созинов A.A. Полиморфизм белков и его значение в генетике и селекции. М.: Наука, 1985.

92. Созинов A.A., Попереля Ф.А. Полиморфизм глиадина и возможности его использования. Растительные белки и их биосинтез. М.: Наука, 1975. С. 65-76.

93. Созинов A.A., Попереля Ф.А., Стаханова А.И. Использование электрофореза глиадинов в селекции на качество. Вестник сельскохозяйственной науки. 1974. Т. 7. С. 99-108.

94. Соловьева А.Е. Научные основы размножения ягодных культур в Западной Сибири : Дис. д. с.-х. н. Новосибирск, 2005. 24с.

95. Стахеева Т.С., Васильева О.Г. Размножение интродуцированных рододендронов методом in vitro II Проблемы дендрологии на рубеже XXI века. 1999. С. 339-341.

96. Стахеева Т.С., Митрашенкова В.М., Горбунов Ю.Н. Особенности микроклонального размножения малораспространенных ягодных культур семейства Vacciniaceae // Сб. науч. тр. 2003. № 67. 76-80, 378-379.

97. Стыцко С.А., Глотова Л.В., Теслюк Н.И. Применение кукурузного крахмала в культуре винограда in vitro II Виноград и вино России. 2000. № 3. С. 4849.

98. Суркова О.Ю., Приходько Ю.Н. Эффективность различных методов оздоровления смородины от вирусов // Плодоводство и ягодоводство России: сб. науч. тр. 1995. Т. 2. С. 193-198.

99. Тараховская Е.Р., Маслова Ю.И., Шишова М.Ф. Фитогормоны водорослей // Физиология растения. 2007. Т. 54, №2. С. 186-194.

100. Тарашвили З.Т. Ускоренное размножение черной и красной смородины методом in vitro: Автореф. диссер. к. с.-х. н. М., 1985. 23с.

101. Туровская Н.И., Стрыгина О.В. Микроклональное размножение малины // Садоводство и виноградарство. 1990. №8. С.26-29.

102. Тюкавин Г.Б. Стевия простой способ клонального микроразмножения in vitro и адаптации in vivo II Биология клеток растений in vitro, биотехнология и сохранение генофонда: тез. докл. VII международ, конф. (25-28 ноября 1997г.). М., 1997. С. 471.

103. Упадышев М.Т. Клональное микроразмножение садовых культур на безагаровой среде // Садаводство и виноградарство. 2000. № 5-6. С. 20-21.

104. Упадышев М.Т., Высоцкий В.А. Регенерационная способность эксплантов рода Rubus в зависимости от длительности культивирования in vitro // Сельскохозяйственная биология. 1995. №1. С. 85-89.

105. Упадышева М.Т. Клональное микроразмножение садовых культур на безагаровой среде // Садоводство и виноградрство. 2000. №5-6. С. 20-21.

106. Филлипова И.П. Витрификация у эксплантов сосны обыкновенной {Pinns sylvestris L.) в культуре in vitro II Вестник КрасГАУ. 2009. №8. С. 85-88.

107. Харинарайн Р.П., Долгих Ю.И., Гужов Ю.Л. Выбор оптимальных сред для массовой регенерации растений сахарного тростника из каллусной культуры // Физиология растений. 1996. Вып.43, №1. С. 111-118.

108. Цаценко H.H. Культура соматических тканей сорго // Селекция, семеновод., технол. воздел, перераб. сорго. 1999. С.82-83.

109. Цветановска JI., Спасеноски М. Можности за регенерация на домати от котиледони на различии медиуми // Год. зб. биол. / Прир. мат. фак. Унив., Скоп. 1995. 48. С. 7-19.

110. Чайлахян М.Х., Бутенко Р.Г., Кулаева О.Н. Терминология роста и развития высших растений. М.: Наука, 1982. 96 с.

111. Шипунова A.A. Клональное микроразмножение садовых растений. Автореф.к. с.-х.н. М., 2003. 25с.

112. Шорников Д.Г. Совершенствование технологии размножения редких садовых растений в культуре in vitro и оценка их потенциала устойчивости к абиотическим стрессорам: Автореф. диссер.к.с.-х.н. 2008. 23с.

113. Шорнинг Б.Ю., Полещук С.В., Горбатенко И.Ю., Ванюшин Б.Ф. Действие антиоксидантов на рост и развитие растений // Изв. РАН. Сер. биол. -1999. № 1.С. 30-38.

114. Эрст A.A., Вечернина H.A., Санкин Л.С., Салыкова B.C., Ершова И.В. Размножение смородины золотистой in vitro // Китайско-российский форум о биологических и экологических проблемах в лесном хозяйстве г. Хэйхэ КНР. Хэйхэ, 2009. С. 71-75.

115. Эрст A.A. Вечернина H.A. Введение в культуру in vitro смородины золотистой // IX Международная конференция: Биология клеток растений in vitro и биотехнология (8-12 сентября 2008, Звенигород). М., 2008. С. 450-451.

116. Эрст A.A., Вечернина H.A. Размножение смородины золотистой in vitro II Вестник Алтайского государственного аграрного университета. Барнаул, 2008. №4 (42). С.10-14.

117. Эрст A.A., Вечернина H.A. Особенности размножения голубики топяной in vitro II Международная научно-методическая дистанционная конференция: Актуальные проблемы размножения ягодных культур и пути их решения. — Мичуринск, 2010. — С. 310-314.

118. Эрст A.A., Вечернина H.A. Микроразмножение новых перспективных сортов Vaccinium uliginosum L. II Вестник Харьковского национального аграрного университета. Сер. Биологическая. Харьков, 2010. - Вып. 2 (20).-С. 96-103.

119. Ягудина С.И. Смородина. Ташкент: ФАН, 1976. С. 16-18. Яковлев А.П., Ходасевич Л.В. Опытное выращивание Vaccinium uliginosum L. на выработанных торфяниках севера Белоруссии // Растительные ресурсы. 1998. Т. 34, вып. 2. С. 23-29.

120. Agrawal V., Prakash S., Gupta S.C. Effective protocol for in vitro shoot production through nodal expiants of Simmondsia chinensis II Biol, plant. 2002. V. 45, N 3. P. 449-453.

121. Ajithkumar D., Seeni S. Rapin clonal multiplication through in vitro axillary shoot proliferation of Aegle marmelos (L.) Corr., a medicinal tree // Plant Cell Repts. 1998. V. 17, N5. P. 422-426.

122. Anderson W.C. Propagation of rhododendrons by tissue culture. I. Development of a culture medium for multiplication of shoots // Combined proceedings of international plant propagators society 25. 1975. 129-133.

123. Andersson W.S. A revised tissue culture medium for shoot multiplication of rhododendron//Amer. Soc. Hort. Sci. 1984. V. 109. P. 343-347.

124. Andersson W.S. Mass propagation by tissue culture: principls and techniques // Proceedings of confer. On nursery production of fruit plants through tissue culture-applications and feasibility. Maryland. 1980. P. 1-10.

125. Arapetyan E., Bilinska I. Antibiotics help plants in struggle with bacteria and fungi // Bulg. J. Plant Physiol. 1998. P. 223.

126. Arena M.E. Adventitious shoot induction from leaf expiants of Ribes magellanicum cultured in vitro // Sci. Hort. 1997. V. 72, № 1. P. 73-79.

127. Areskeviciute J., Paulauskas A., Cesoniene L., Daubaras R. genetic characterization of wild cranberry {Vaccinium oxycoccos) from Cepkeliai reserve by the RAPD method. Biologija. 2006. № 1. P. 5-7.

128. Autran J.C., Bourdet A. L'identification des variétés de ble: établissement d'un tableau general de determination fonde sur le diagramme electrophoretique des gliadines du grain. Ann. Amelior. Plantes. 1975. V. 25, № 3. P. 227-301.

129. Babu K.N. Anu A., Remashree A.B.,Praveen K. Micropropagation of curry leaf tree // Plant Cell, Tiss., Org. Cult. 2000. V. 61, N 3. P. 199-203.

130. Baburaj S., Ravichandran P., Selvapandian M. In vitro adventitious shoot formation from leaf cultures of Clerodendrum inerme (L) Gaertn. // Indian J. Exp. Biol. 2000. V. 38, N 12. P. 1274-1276.

131. Baraldi R., Rossi F., Lereari B. In vitro shoot development of Prunus CF 655-2; interaction between light and benzyladenine // Physiol. Plant. 1988. V.74. P. 440-443.

132. Baruah A., Sarms D., Saud J., Singh R.S. In vitro regeneration of Hypericum patulum Thunb. // Indian J. Exp. Biol. 2001. V. 39, № 9. P. 947-949.

133. Bennett I. J., McDavid D. A. J., McComb J. A. The influence of ammonium nitrate, pH and indole butyric acid on root induction and survival in soil of micropropagated eucalyptus globulus // Biol, plant. 2003. V. 47, № 3. P. 355360.

134. Bhatt I.D., Dhar U. Micropropagation of Indian wild strawberry // Plant Cell, Tiss., Org. Cult. 2000. V. 60. P.83-88.

135. Bhattacharya K., Sengupta L., Sharma N. Effect of some growth regulators on callusing in Dalbergia sissoo // Bionature. 1990. V. 10, № 1-2. P. 19-22.

136. Bhojwani S., Millina K., Cohen D. In vitro propagation of Pyrus purifolia II Sei.

137. Hort. (Neth.) 1984. V. 23, №3. P.247-254.

138. Borad V.P., Barvt D.M., Macwan S.J., Mehta A.R. Regeneration of plantlets in Sapindus trifoliatus L. // Indian J. Exp. Biol. 2001. V. 39, № 12. P. 1288-1292.

139. Bousselmame Farah, Kenny Lahcen, Chlyah Hassan. Optimisation des conditions de culture pour l'enracinement in vitro de l'arganier (Argania spinosa L.) // C. r. Acad. sei. Ser. 3. 2001. V. 324, № 11. P. 995-1000.

140. Brissette L., Tremblay L., Lord D. Micropropagation of lowbush blueberry from mature field-grown plants // HortScience. 1990. V. 25. P. 349-351.

141. Bruederle L.P., Vorsa N., Ballington J.R. Population genetic structure in diploid blueberry Vaccinium section Cyanococcus (ericaceae) // Amer. Jour, of bot. 1991. V. 78. №2. P. 230-237.

142. Busby A.L., Himeirick D.V. Propagation of blackberries (Rubus spp.) by stem cuttings using various IBA formulation // Acta Horticult. 1999. V. 505. P. 327332.

143. Bushuk W., Zillman R. Wheat cultivar identification by gliadin electrophoregrams. I. Apparatus, method and nomenclature // Can. J. Plant Sci. 1978. V. 58. P. 505-515.

144. Calamar A., de Klerk G.J. Effect of sucrose on adventitious root regeneration in apple // Plant Cell, Tissue and Organ Cult. 2002. V. 70. P. 207-212.

145. Cao X., Hammerschlag F.A., Douglass L. A two pretreatment significantly enchances shoot organogenesis from leaf explants of highbush blueberry cv. "Bluecrop" //HortScience. 2002. V. 37. P. 819-821.

146. Cassells A.C. Pathogen and microbial contamination management in micropropagation. 1997. 370 p.

147. Chand S., Singh A.K. In vitro propagation of Bombax ceiba L. (Silkcotton) // Silvae genet. 1999. V. 48, № 6. P. 313-317.

148. Chandler C.K., Draper A.D. Effectof zeatin and 2iP onshoot proliferation of three highbush blueberry clones in vitro 11 HortScience. 1986. V. 21. P. 1065-1066.

149. Chen H. Цито-гистологическое исследование на адвентивных почках дифференцирующихся из кончиков адвентивных корней Trichosanthes kirilowii II Acta bot. yunnanica. 2001. 23, №4. P.488-492.

150. Cieslinska M., Zawadzka Ию Preliminary results of investigation on elimination of viruses from apple, pear and raspberry using thermotherapy and chemotherapy in vitro II Phytopathol. Pol. 1999. V. 17. P. 41-48.

151. Clapa D., A1 F. The use of zeatin as growth regulator for the micropropagation of some highbush blueberry (Vaccinium corymbosum) cultivars // Bui. Univ. Esti. agr. Esi med. vet., Cluj-Napoca. Ser. Hort. 2006. V. 63. P. 400.

152. Cohen D. Application of micropropagation methods for blueberries and tamarilles // Combined proceedings of international plant propagators society. 1980. V. 30. 144-146.

153. Cohen D., Elliott D. Micropropagation methods for blueberries and tamarilles // Combined proceedings of international plant propagators society. 1979. V. 29. 177-179.

154. Cooke R.J. Modern methods for cultivar verification and the transgenic plant challenge. Abstracts of 25th International Seed Testing Congress (Pretoria, April 15-24, 1998), ISTA, Zurich. 1998. P. 9-10.

155. Cooke R.J. The standartizaton of electrophoresis methods for variety identification. In: Biochemical Identification of varieties (Materials III International Symposium ISTA, Leningrad, USSR, 1978). 1988. P. 14-27.

156. Dahleen L.S. Improved plant regeneration from barley callus cultures by increased cooper levels // Plant Cell, Tissue and organ Cult. 1995. V. 43, № 3. P.267-269.

157. Debnath S.C. In vitro culture of lowbush blueberry (Vaccinium angustifolium Ait.) // Proceedings of the ninth North American blueberry research and extension workers conference. 2004. V. 3, № 1-2. P. 393-407.

158. Dias M.C., Almeida R., Romano A. Rapid clonal multiplication of Lavandula viridis L'Her through in vitro axillary shoot proliferation // Plant Cell, Tissue and Organ Cult. 2002. V. 68, № 1. P. 99-102.

159. Doina C., Fira Al. The use of zeatin as growth regulator for the micropropagation of some highbush blueberry {Vaccinium corymbosum) // Bui. Univ. esti. agr. esi med. vet., Cluj-Napoca ser. Hort. 2006. P. 400.

160. Durkovic J. Regeneration of Acer caudatifolium Hayata plantlets from juvenile explants // Plant Cell Repts. 2003. V. 21, № 11. P. 1060-1064.

161. Dutt M., Van Aman M., Gray D.J. Liquid culture for rapid in vitro propagation of Vitis II In Vitro Cell, and Dev. Biol. Anim. 2004. V. 40. P. 561 A.

162. Eccher T., Noe N. Comparison between 2iP and zeatin in the micropropagation of highblush blueberry (Vaccinium corymbosum) // Acta Horticulturae. 1989. V. 241. P. 185-190.

163. Eugenio P., Antonio D. In vitro propagation of Pelecyphora aselliformis Ehrenberg and P. strobiliformis Werdermann (Cactaceae) // In Vitro Cell, and Dev. Biol. Plant. 2002. V. 38, № 1. P. 73-78.

164. Evert R.F., Esau K. Plant anatomy: meristems, cells and tissues of plant body. 2006. P. 152.

165. Fang Y., Smith M.A.L., Pepin M.-F. Benzyl adenine restores anthocyanin pigmentation in suspension cultures of wild Vaccinium pahalae II Plant Cell, Tiss. And Org. Cult. 1998. V. 54, № 2. P. 113-122.

166. Finn C.E., Luby J.J., Rosen C.J., Ascher P.D. Evaluation in vitro of blueberry germplasm for higher pH tolerance // J. American Society for Hortic. Sci. -1991. V. 116. P. 312-316.

167. Fogaca C. M., Fett-Neto A. G. Role of auxin and its modulators in the adventitious rooting of Eucalyptus species differing in // Plant Growth Regul. 2005. N 1. P. 1-10.

168. Frett J .J., Smagula J.M. In vitro shoot production of lowbush blueberry // Canadian Journal of Plan Sciences. 1983. V. 63. P. 467-472.

169. Fujiwara K., Kozai T., Watanabe I. Development of a photoautotrophic tissue system for shoots and/or plantlets at rooting and acclimatization stage // Acta Hortic. 1988. V. 230. P. 153-158.

170. Gajdosova A., Ostrolucka M.G., Libiakova G., Ondruskova E. Protocol for microprppagation of Vaccinium vitis-idaea L. // Protocol for micropropagation of woody trees and fruits. 2007. P. 445-464.

171. Galletta G.J., Ballington J.R. Blueberries, cranberries, and lingooberries // Fruit Breeding. V. II: Vine and Small Fruits Crops. 1996. P. 1-107.

172. Gautheret R.J. Introduction on problems des cultures in vitro de vegetaux ligneux // Bull. Soc. Bot. Fr./ Actual. Bot. 1983. №2. P.5-10.

173. George E.F. Sherrington P.D. Plant propagation by tissue culture. England, 1984. 320p.

174. Girija S., Ganapathi A., Vengadesan G. Micropropagation of Crossandra infudibuliformis (L.) Nees // Sci. Hort. 1999.V. 83, N 3-4. P. 331-337.

175. Gonzalez M.V., Lopes M., Valdes A.E., Ordas R.J. Micripropagation of three berry fruit species using nodal segments from field-grown plants // Ann. Appl. Biol. 2000. V. 137, № l.P. 73-78.

176. Gorbunov A. Bog blueberry a new horticultural crop // Materials of international conference "Wild berry culture: an exchange of western and eastern experiences". Tartu, 1998. P.54-60.

177. Grant N.J. Adventitious shoot development from wild cherry (Prunus avium L.) leaves / /New Forests. 2000. V. 20, № 3. P. 287-295.

178. Grout J.M., Read P.E. Influence of stock plant propagation method on tissue culture and leaf-bud propagation of "Northblue" blueberry // Journal of the American Society for Horticultural Science. 1986. V. 111. P. 368-371.

179. Grout J.M., Read P.E., Wildung D.K. Influence of tissue culture and leaf-bud propagation on the growth habit of "Northblue" blueberry // J. Amer. Society for Hortic. Sci. 1986. V. 111. P. 372-375.

180. Hazarika B.N. Acclimatization of aseptically cultured Citrus plants for in vivo conditions: Ph D thesis. Guwahati, India, 1999.

181. Hortic. Sci. 1968. V. 43. P. 289-292. Kancherla S.L., Bhalla P.L. In vitro propagation of pandoreas // HortScience. 2001.

182. V. 36, № 2. P. 348-350. Karhu S. Enhancement of micropropagation of Lonicera and Malus by exogenous factors // Turun yliopiston julk. A2. 1996. V. 88. P. 1-42.

183. Kataeva N.V., Butenko R.G. Clonal microprppagation of apple trees // Acta Hort. 1987. V. 12. P. 585-588.

184. Kevers C., Franck T., Strasser R. J., Dommes J., Gaspar T. Hyperhydricity of micropropagated shoots: A typically stress-induced change of physiological state // Plant Cell, Tissue and Organ Cult. 2004. V. 77, № 2 P. 181-191.

185. Knop W. Quantitative Untersuchungen uber die Ernahrungsprozesse der Pflanzen/ Landwirte in den Vereinigten Stagten. 1865. V. 7 P. 93-107.

186. Kollarova-Sadlonova, Lux A., Liskova D., Henselova M., Kakoniova D., Masarovicova E. K. Rooting, root growth and root morphology of two Karwinskia species in vivo and in vitro II Biol. Sec. Bot. 2003. V. 58, № 1, 2003. P. 89-94.

187. Koroch A.R., Juliani Jr. H.H., Juliani H.R, Trippi V.S. Micropropagation and acclimatization of Hedeoma multiflorum II Plant Cell, Tiss. And Org. Cult. 1997. V. 48. P. 213-217.

188. Krebs S.L., Hancock J.F. Tetrasomic inheritance of isoenzyme markers in the highbush blueberry, Vaccinium corymbosum L. // heredity. 1989. № 63. P. 1118.

189. Kubalakova M., Tejklova E., Griga M. Some factors affecting root formation on in vitro regenerated pea shoots // Biol, plant. 1988. V. 30, № 3. P.179-184.

190. Kutas E. Morphogenesis of introduced varieties of Vaccinium vitis-idaea in aceptic culture // Forestry Studies XXX. 1998. P. 87-93.

191. Maity S.K., De K.K., Kundu A.K. In vitro propagation of Mussaenda erythrophylla Schum and Thom cv. scarlet through multiple shoot regeneration // Indian J. Exp. Biol. 2001. V. 39, № 11. P. 1188-1190.

192. Makunga N. P., Jager A. K., van Staden J. Improved in vitro rooting and hyperhydricity in regenerating tissues of Thapsia garganica L.// Plant Cell, Tissue and Organ Cult. 2006. V. 86, № 1. P. 77-86.

193. Marcotrigiano M.S. McGlew S.P. A two-stage micropropagation system for cranberry II J. American Society for Hortic. Sci. 1991. V. 116. P. 911-916.

194. Marks T.R., Ford Y.-Y., Cameron R.W.F., Goodwin C., Myers P.E., Judd H.L. A role for polar auxin transport in rhizogenesis // Plant Cell, Tissue and Organ Cult. 2002. V. 70, № 2. P. 189-198.

195. Matsuoka M., Terauchi T., Kobayashi M., Shoda M., Nakano H. Isolation of protoplasts from suspension culture and subsequent shoot regeneration in sugarcane // JARQ: Jap. Agr. Res. Quart. 1996. V. 30, №1. P.21-26.

196. Matthys-Rochon E., Piola F., Deunff E., Mol R., Dumas C. In vitro development of maize immature embryos: a tool for embryogenesis analysis // J. Exp. Bot. -1998. V. 49, № 322. P. 839-845.

197. McCown B.H. Recalcitrance of woody and herbaceous perennial plants dealing with genetic predetermination // In Vitro Cell and Devel. Biol. 2000. V. 36. P. 149-154.

198. Modgil M., Sharma D.R., Bhadrwaj S.V. Micropropagation of apple cv. Tydeman's Early Worcester // Sci. hort. 1999. V. 81, № 2. P. 179-188.

199. Morrison S., Smagula J.M., Litten W. Morphology, growth and rhizome development of Vaccinium angustifolium seedling, rooted softwood cuttings, and micropropagated plantlets // HortScience. 2000. V. 35. P. 738-741.

200. Murashige T. Clonal crops through tissue culture // Plant tissue culture and its bio-technological application. 1976. P.392-403.

201. Murashige T. Plant propagation through tissue cultures // Ann. Rew. Plant Physiol. 1974. V. 25, №2. P. 136-166.

202. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tabacco tissue culture // Physiol. Plant. 1962. V. 15, № 2. P. 473-497.

203. Mythili J.B., Thomas P. Influence of ammonium to nitrate nitrogen ratio in different basal media on callusing response of capsicum (Capsicum annuum L. grossum Sendt.) anthers // Indian J. Exp. Biol. 1999. V. 37, № 3. P.314-316.

204. Mythili P.K., Madhavi A., Reddy V.D., Seetharama N. Efficient regeneration of pearl millet (Pennisetum glaucum (L.) R. Br) from shoot tip cultures // Indian J. Exp. Biol. 2001. V. 39, № 12. P. 1274-1279.

205. Noda-Jimenez A.L., Alvarez-Olivera P.A., Junco-Cruz L., Garcia-Lopez M., Sotolongo-Sospedra R. Propagation clonal in vitro de Eucalyptus pellita II Rev. Chapingo. Ser. Cienc. forest, y ambient. 2000. V. 6, № 1. P. 29-33.

206. Noe N., Eccher T. Influence of irradiance on in vitro growth and proliferation of Vaccinium corybosum (highbush blueberry) and subsequent rooting in vivo II Physiol. Plant. 1994. V. 91. P. 273-275.

207. Noe N., Eccher T., Del Signore T., Montoldi A. Grown and proliferation in vitro of Vaccinium corymbosum under different irradiance and radiation spectral composition//Biol. Plant. 1998. V. 41. P. 161-167.

208. Normah M.N., Nor-Azza A.B., Aliudin R. Factors affecting in vitro shoot proliferation and ex vitro establishment of mangosteen // Plant Cell, Tissue and Organ Cult. 1995. V. 43, № 3. P. 291-294.

209. Orlikowska T. Micropropagation of highbush blueberry // Fruit Science reports. 1986. V. 13. P. 105-115.

210. Osborn T.B. The vegetable proteins. 2nd ed. L.: Longmans. Green and Co. 1924. 130p.

211. Palacios N., Christou P., Leech M.J. Regeneration of Lonicera tatarica plants via adventitious organogenesis from cultured stem explants // Plant Cell Reports. 2002. V. 20, №9. P. 808-813.

212. Pasqua G., Manes F., Monacelli B., Natale L., Anselmi S. Effect of the culture medium pH and ion uptake in in vitro vegetative organogenesis in thin cell layers of tobacco II Plant. Sci. 2002.V. 162, № 6. P. 947-955.

213. Pavingerova D., Briza J., Prenerova E. Odvozeni primarnich kultur z kvetnich pupenu rododendrounu // Rostl. Vyroba. 2000. V. 46, № 6. P. 281-283.

214. Powell C.L., BatesP.M. Ericoid mycorrhizas stimulate fruit yield of blueberry // HortScience. 1981. V. 16. P. 655-666.

215. Preil W., Engelhardt M. Meristem culture of azaleas {Rododendron simsii) // Acta Hort., 1977. V. 78. 203-208.

216. Preil W., Engelhardt M. Meristem culture of azaleas (Rododendron simsii) II Acta Hort. 1977. V. 78. 203-208.

217. Pua E., Chong C. Requirement for sorbitol (D-glucitol) as carbon source for in vitro propagation of Malus robusta №5 // Can. J. Bot. -1984. V. 62, №7. P. 26-29.

218. Purohit V.K., Tamta S., Chandra S., Vyas P., Man S., Nandi Sh. K. In vitro multiplication of Quercus luecotrichophora and Q. glauca: Impotent Himalayan oaks // Plant Cell, Tiss., Org. Cult. 2002. V. 69, № 2. P. 121-133.

219. Quoirin M., Lepoivre P. Etude de milieux adaptes aux cultures in vitro de Prunus 11 Acta Hortic. 1977. V. 78. P. 437-442.

220. Rao P.S., Raghava R.N.V. Propagation of sandalwood (Santalum album Linn.) using tissue and organ culture technique // Plant cell cult. Crop. Improv. Int. Symp. (Calcutta) / New-York: London. 1983. P.l 19-124.

221. Ravishankar R., Jagadish C. In vitro regeneration of plantlets from shoot callus of mature trees of Dalbergia latifolia II Plant Cell, Tiss., Org. Cult. 1988. V. 13. P. 77-83.

222. Read DJ. The biology of myccorrhiza in the Ericales // Canadian J. of Botany. 1983. V.61.P. 985-1004.

223. Reed B.M. The effect of cold hardening and cooling rate on the survival of apical meristems of Vacinium species frozen in liquid nitrogen I I Cryo-Letters. 1989. V. 10. P. 315-322.

224. Reed B.M., Abdelnour-Esquivel A. The use of zeatin to initiate in vitro cultures of Vaccinium species and cultivars // HortScience. 1991. V. 26. P. 1320-1322.

225. Reyes V.l., Hubstenberger J., Barrow J. In vitro mass clonal propagation and hyperhydricity reversal of four-wing saltbush (Atriplex canescens (Pursh) Nutt.) // In Vitro Cell, and Dev. Biol. 2004. V. 40. P. 551 A.

226. Richardson J. Influences of media, mist pH and micronutrients on propagation of "Tifblue" rabbiteye blueberries (Vaccinium ashei Reade) and florida "16-29" peaches {Prunuspersica Batsch): M.S. 1985. 34 p.

227. Roy S.K., Islam M.S., Hadiuzzaman S. Micropropagation of Elaeocarpus robustus Roxb.// Plant Cell Repts. 1998. V. 17, № 10 P. 810-813.

228. Roy S.K., Rahman S.L., Datta P.C. In vitro propagation of Mitragyna parvifolia Korth. //Plant Cell, Tiss., Org. Cult. 1988. V. 12. P.75-80.

229. Rowland L.J., Hammerschlag F.A. Vaccinium spp. Bluberry // Biotechnology of fruit and crops. Trowbridge, 2005. P. 221-246.

230. Ruzic D., Lazic T. Micropropagation as means of rapid multiplication of newly developed blackberry and black current cultivars // Agric. Consp. Sci. 2006. V. 71, №4. P. 149-153.

231. Sahay N.S., Varma A. A biological approach towards increasing the rates of survival of micropropagated plants // Curr. Sci. 2000. V. 78. P. 126-129.

232. Selby C., Harney B.M.R. The influence of natural and in vitro bud flushing on adventitious bud production in sitca spruce (Piceae sitchensis (Bong.) Carr.) bud and needle cultures 11 New Phytol. 1985. V. 100. P. 549-562.

233. Selvapandiyn A., Subramani J., Bhatt P.N., Mehta A.R. A simple method for direct transplantation of cultured plants to the field // Plant Sci. 1988. V. 56. P. 81-83.

234. Sha Valli Khan P.S., Prakash E., Rao K.R. In vitro micropropagation of an endemic fruit tree Syzygium alternifolium (Wight) walp // Plant Cell Repts. 1997. V.16, № 5. P. 325-328.

235. Sharma S.K., Ramamurthy V. Micropropagation of 4-year-old Eucalyptus tereticornis trees II Plant Cell Reports. 2000. V. 19. P. 511-518.

236. Sharon M., Shankar P. C. Somatic embryogenesis and plant regeneration from leaf primordial of Phoenix dactylifera cv. yakubi II Indian J. Exp. Biol. 1998. V. 36, № 5. P.526-529.

237. Shibli R.A., Smith M.A.L., Kushad M. Headspace ethylene accumulation effects on secondary metabolite production in Vactinium pahalae cell culture // Plant Growth Regulation. 1997. V. 23, № 3. P. 201-205.

238. Singh S.K, Shymal M.M. Effect of media and physical factors on in vitro rooting in roses//Hortic. J. 2001. V. 14. P. 91-97.

239. Smagula J.M., Litten W. Effect of ericoid mycorrhizae isolates on growth and development of lowbush blueberry tissue culture plantlets // Acta Horticulture. 1989. V. 241. P. 110-114.

240. Smith E.F., Roberts A.V., Mottley, Denness S. The preparation in vitro of chrysanthemum for transplantation to soil. 4. The effect of eleven growth retardant on wilting // Plant Cell, Tiss. And Org. Cult. 1991. V. 27. P. 309-313.

241. Somers P.W. In vitro propagation of black walnut (Juglans nigra L.) / P.W. Somers, J.W. Van Sambeek, J.E. Preece, G. Gaffney, O. Myers // Proc. 7th N. Amer. For. Biol. Workshop., 1982. P. 224-230.

242. Somers P.W., Van Sambeek J.W., Preece J.E., Gaffney G., Myers O. In vitro propagation of black walnut {Juglans nigra L.) // Proc. 7th N. Amer. For. Biol. Workshop. 1982. P. 224-230.

243. Song G.-Q., Sink K.C. Blueberry (Vaccinium corymbosum L.) / Agrobacterium protocols. 2006. V. 2. P. 264-272.

244. Stafford A., Warren G. Natural products and metabolites from plant and plant tissuecultures // Plant Cell and Tissue Cultured. 1991. P. 124-150.

245. Suri S.S., Jain S., Ramawat K.G. Plantlet regeneration and bulbil formation in vitro from leaf and stem explants of Curculigo orchioides an endangered medicinal plant// Sci. hort. (Neth.). 1999. 79, №1-2. P.127-134.

246. Tahir M., Stasolla C. Shoot apical development during in vitro embryogenesis // Canadian J. of Botany. 2006. V. 84, № 11. P. 1650-1659.

247. Tahir M., Stasolla C. Shoot apical development during in vitro embryogenesis // Canadian J. of Botany. 2006. V. 84, № 11. P. 1650-1659.

248. Takayama S., Misawa M. Differentiation of Lilium bulbscales grown in vitro: Effect of various cultural conditions // Physiol. Plant. 1979. V. 46. P.184-190.

249. Tang W., Newton R. J., Outhavong V. Exogenously added polyamines recover browning tissues into normal callus cultures and improve plant regeneration in pine //Physiol, plant. 2004. V. 122, № 3. P. 386.

250. Tetsumura Т., Matsumoto Y., Sato M., Honsho Ch., Yamashita K., Komatsu H., Sugimoto Y., Kunitake H. Evaluation of basal media for micropropagation of four highbush blueberry // Sci. Hortic. 2008. V. 119, № 1. P. 72-74.

251. Tsao C.W.V., Reed В. M. Gelling agents, silver nitrate and sequestrene iron influence adventitious shoot and callusformation from Rubus leaves // In Vitro Cell, and Dev. Biol. Plant. 2002. V. 38, № 1. P. 29-32.

252. Tyulenev V.M., Zhukova N.V., Naftaliev P.M. Clonal micropropagation of disease-free plants of black currant (in Russian) // Byul. Nauch. Tsentr. Ord. Trud. Krasn. Znam. Genet. Lab. I.V. Michurina. 1987. V.45. P. 41-43.

253. Vater G., Arena M. In vitro propagation of Rubus geoides II New Zealand Journal of Crop and Horticultural Science. 2005. V. 33. P. 277-281.

254. Vechernina N., Tavartkiladze O., Terekhoh S., Chernykh E., Novikova Т., Gorbunov A. Micropropagation of Vaccinium L. // Культура брусничных ягодников. Минск, 2005. С. 137-140.

255. Venkateswarlu В., Mukhopadhyay J., Sreenivasan E., Kumar V. M.

256. Micropropagation of Paulownia fortuneii through in vitro axillary shoot proliferation I I Indian J. Exp. Biol. 2001. V. 39, № 6. P. 594-599.

257. Wainwright H., Flegmann A. Studies of the micropropagation of Ribes species // ActaHort. 1986. V. 183. P. 315-322.

258. Wang S.Y., Steffens G.L. Effect of paclobutrazol on water stress induced abscisic acid in apple seedlinds leaves // Plant Physiol. 1987. V.84. P. 1051-1054.

259. Wilson D., Nayar N.K. In vitro propagation of rose cv. Folklore // J. Trop. Agr. 1998. V. 36, № 1-2. P. 12-17.

260. Res. 2003. V. 14, № 3. P. 213-216. Zimmerman R.H. Factors affecting in vitro propagation of apple cuttings // Acta

Информация о работе

Эрст, Анна Алексеевна
кандидата биологических наук
Барнаул, 2010
ВАК 03.02.01

Диссертация

Особенности размножения Ribes aureum Pursh и Vaccinium Uliginosum L. в культуре IN VITRO - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы