Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Организация микротрубочек в ламелле фибробластоподобных клеток

ВАК РФ 03.00.11, Эмбриология, гистология и цитология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Григорьев, Илья Сергеевич

Введение.

Обзор литературы.

Передвижение клеток.

Фибробласт - модель для исследования роли МТ.

Модель экспериментальной раны.

Микротрубочки обладают консервативной структурой.

Свойства МТ.

1. Эластичность МТ.

2. Динамическая нестабильность МТ.

3. Стабильные и динамичные МТ.• эв*.

4. Тредмиллинг.

5. Возможность экспериментального изменения параметров 14 динамической нестабильности.

6. Транспорт органелл вдоль МТ.

Функции МТ.

1. Движение органелл вдоль МТ.

2. Поддержание расположения органелл.

Функции МТ и движение фибробласта.

Расположение МТ в движущихся клетках.

Образование МТ в клетке.

1. Образование МТ на центросоме.

1.1. Центросома.

1.2 Катанин.

1.3. Инактивация центросомы с помощью УФ микрооблучения.

1.4. Расположение центросомы в поляризованной клетке.

2. Образование МТ в цитоплазме.

2.1. Изучение цитопластов.

МТ, не связанные с центросомой.

Проблема организации свободных МТ.

Цели и задачи.

Материалы и методы.

Клеточная культура.

Видеомикроскопия.

Микроинъекия.

Митостатики.

Ультрафиолетовое микрооблучение центросомы.

Иммунофлуоресценция.

Анализ данных.

Анализ сальтаторных движений.

Анализ клеточного движения.

Анализ параметров динамической нестабильности МТ.

Анализ плотности флуоресценции МТ в ламелле.

Анализ перераспределения МТ в ламелле с течением времени.

Результаты.

Анализ пространственного расположения МТ в ламелле - прямой и непрямой метод.

Пространственная организация МТ в ламелле.

Связь МТ с центросомой.

Роль центросомы в организации системы МТ.

УФ микрооблучение центросомы.

Дезорганизация сети МТ после облучения центросомы.

Анализ параметров динамической нестабильности МТ.

Стабилизация концов МТ.

Дезорганизация сети МТ при стабилизации концов МТ.

Увеличение числа свободных МТ под действием митостатиков.

Перераспределение МТ под действием нокодазола.

Движение фибробластов после микрооблучения центросомы и после стабилизации концов МТ.

Обсуждение.

Анализ расположения МТ в ламелле.

Инактивация центросомы.

Обновление микротрубочек.

Подавление динамической нестабильности МТ.

Нарушение поляризации и движения клетки при дезорганизации МТ. 112 Предполагаемая связь между дезорганизацией МТ и нарушением поляризации и движения клетки.

Выводы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Организация микротрубочек в ламелле фибробластоподобных клеток"

Способность к направленному передвижению и поддержанию поляризованной формы является фундаментальным свойством животных клеток. Передвижение многих типов клеток млекопитающих, не имеющих жгутиков и ресничек, основано на актиновой системе (Vasiliev, 1991; Mitchison and Cramer, 1996; Cramer et al., 1997) и системе микротрубочек (MT) (Vasiliev et al., 1970; Goldman, 1971; Gail and Boone, 1971).

Классической моделью для изучения роли МТ в движении клеток млекопитающих являются фибробласты, культивируемые in vitro. Движущейся фибробласт представляет собой поляризованную клетку, в которой различают передний край (ламеллоподию), ламеллу, тело клетки с ядром и хвост (Heath and Holifield, 1991; Harris, 1994; Cramer et al, 1997). MT необходимы для поддержания поляризованной формы клетки, которая, в свою очередь, необходима для ее движения. После разборки МТ под действием митостатиков фибробласты теряют поляризацию и останавливают свое движение (Vasiliev et al, 1970; Goldman, 1971; Gail and Boone, 1971).

MT участвуют в поддержании поляризации фибробласта, организуя внутриклеточный транспорт. МТ направляют транспорт органелл и везикул по ламелле к переднему краю клетки (Rodionov et al, 1993;

Bershadsky and Futerman, 1994; Wacker et al, 1997). При подавлении транспорта полярность клетки нарушается, и фибробласт перестает ползти (Rodionov et al, 1993). В связи с этим несомненно, что расположение МТ в цитоплазме важно для поддержания полярности фибробласта.

В фибробласте МТ располагаются радиально (Vasiliev and Gelfand, 1977; Soltys and Borisy, 1985). Что определяет расположение МТ в фибробласте, до конца не ясно. Предполагается, что в поддержании радиальности расположения МТ участвует центросома. МТ радиально отрастают от центросомы при восстановлении после их полной разборки (De Brabander et al., 1981). В лишенных центросомы цитопластах фибробластов МТ располагаются неупорядоченно (Karsenti et al., 1984; Rodionov et al., 1999). Однако, при удалении центросомы из клетки методом микрохирургии радиальность МТ в клетке может сохраняться (Maniotis and Schliwa, 1991). Таким образом, участие центросомы в организации МТ в радиальную систему требует дальнейшего исследования.

Предполагается, что рост МТ от центросомы происходит по конвейерному механизму. МТ отрастают от центросомы и отделяются от нее, что дает возможность образоваться новым МТ (Vorobjev, Chentsov, 1982). В результате в клетке должны появляться свободные МТ (не закрепленные на центросоме). Как достигается радиальность системы МТ, частично состоящей из свободных МТ? Известно, что МТ в клетке постоянно обмениваются - одни МТ разбираются, а другие образуются (Waterman-Storer and Salmon, 1997, Vorobjev et al, 1997). Обмен МТ есть результат динамической нестабильности концов МТ (Mitchison, Kirschner, 1984). В настоящей работе было показано, что для поддержания высокоупорядоченной системы МТ в ламелле фибробласта необходимо одновременное выполнение двух условий: (1) постоянное образование МТ на центросоме и (2) их быстрое обновление в цитоплазме за счет динамической нестабильности плюс концов и разборки свободных минус концов. В свою очередь, только упорядоченная система МТ обеспечивает движение клетки.

Обзор литературы

Передвижение клеток

Способность к активному передвижению по субстрату является фундаментальным свойством животных клеток. Большинство клеток млекопитающих - лишенных жгутиков и ресничек, способны к передвижению. Движущаяся клетка обладает поляризованной формой -у нее выделяют передний край, выдвигающийся вперед при движении клетки, стабильные боковые края и задний край (хвост), втягивающийся при движении клетки. Способность клетки к передвижению и поддержанию поляризации зависит от ее цитоскелета - актиновой системы и микротрубочек.

Роль МТ в движении клеток изучена недостаточно. Существует представление о том, что МТ необходимы для передвижения крупных клеток. Так, МТ необходимы для передвижения фибробластов (Vasiliev et al., 1970; Goldman, 1971; Gail and Boon, 1971), эндотелиальных клеток (Gotlieb et al, 1983), моноцитов (Zakhireh and Malech, 1980), и выдвижения аксона (Bamburg et al., 1986). Для передвижения маленьких клеток, таких как рыбьи кератоциты (Euteneuer and Schliwa, 1986) или нейтрофилы (Zigmond et al., 1981), МТ не нужны.

Клетки, которым МТ необходимы для передвижения, обладают большими ламеллами (фибробласты) или длинными отростками (аксоны нейрона). Для поддержания ламеллы или отростка, а также для выдвижения их вперед таким клеткам необходимы МТ.

Фибробласт - модель для исследования роли МТ

Фибробласт является моделью для изучения роли МТ в движении клетки. In situ фибробласты участвуют в построении соединительной ткани (Хем и Кормак, 1983). Фибробласты in situ активно двигаются только в период эмбриогенеза или при затягивании раны (Хем и Кормак, 1983). В культуре клеток фибробласты активно двигаются (Abercrombie et al., 1970). Движущийся фибробласт поляризован - у него выделяют хорошо распластанный передний участок клетки, менее распластанное тело клетки с ядром и хвост (Heath and Holifield, 1991;

Harris, 1994; Cramer et al, 1997). Все края фибробласта, кроме переднего края ламеллы стабильны. На переднем краю ламеллы находится ламеллоподия с активно ундулирующей мембраной (Abercrombie et al., 1970). Движение фибробласта описывается локомоторным циклом. Сначала происходит выдвижение ламеллы - клетка удлиняется. Затем происходит подтягивание тела клетки с ядром и вытягивание хвоста. После этого происходит втягивание хвоста (Wen-Tien Chen., 1981). При этом клетка подтягивается к своему переднему краю и немного ошаривается. Затем цикл повторяется и клетка вновь выпускает ламеллу и начинает распластываться. При полной разборке МТ фибробласт перестает ползти и теряет поляризованную форму.

Модель экспериментальной раны

При редкой посадке на субстрат фибробласты активно двигаются, но все клетки находятся на разных стадиях локомоторного цикла. Поэтому для того, чтобы получить популяцию клеток, находящихся на одной стадии локомоторного цикла - стадии выдвижения ламеллы, применяют модель экспериментальной раны (Abercrombie, 1961). Для этого часть монослоя удаляют бритвенным лезвием, и клетки из оставшейся части монослоя начинают выползать в освободившееся пространство. При этом клетки в первом ряду монослоя поляризуются и синхронно выдвигают в освободившееся пространство свои ламеллы

Васильев и др., 1966). В течение первых 4 часов клетки выдвигают свои ламеллы в рану. В конце этой, искусственно удлиненной стадии локомоторного цикла клетки оказываются очень хорошо распластаны. В хорошо распластанных клетках микротрубочки располагаются более редко, что облегчает их исследование.

Таким образом, используя модель раны на монослое фибробластов, исследователи получают клетки, обладающие вытянутыми ламеллами. Ламеллы таких фибробластов отчасти похожи на аксоны нейрона и служат хорошей моделью для изучения роли МТ в выдвижении вперед участка клетки.

Микротрубочки обладают консервативной структурой

Итак, для движения фибробласта необходимы МТ. МТ, наряду с актиновыми и промежуточными филаментами, составляют скелет клетки. Обычно разделяют систему МТ в интерфазе и систему МТ в митозе. МТ в интерфазных клетках образуют сеть, пронизывающую всю цитоплазму. В митозе МТ образуют полуверетена, участвующие в расхождении хромосом. Митотическая клетка не передвигается, и МТ в митозе служат для правильного разделения хромосом. При этом сама структура МТ и в интерфазе, и в митозе, одинакова. Более того, МТ являются весьма консервативными структурами - у клеток из разных организмов МТ одинаковы.

МТ представляют собою полые неветвящиеся трубочки, внешним диаметром 25 нм и внутренним диаметром 14 нМ (Amos and Baker, 1979; Mandelkow et al., 1986). Длина МТ является величиной переменной; МТ могут достигать длины десятков микрометров. Микротрубочки - это полимеры, состоящие из гетеродимеров аир тубулина. Гетеродимеры полимеризуются линейно в протофиламенты; 13 протофиламентов образуют стенку типичной МТ (Amos and Baker, 1979). Все гетеродимеры в протофиламенте взаимодействуют друг с другом одинаково. Поэтому концы МТ различаются структурно и по кинетике полимеризации in vitro: один конец МТ полимеризуется быстрее другого (Farell et al., 1987). Быстро растущий конец МТ обозначается плюс концом; на его торце находиться р-тубулин, медленно растущий конец МТ обозначается минус концом; на его торце находиться а-тубулин. In vivo плюс концы МТ находятся в постоянном чередовании фаз роста и укорочения и неподвижности (см. ниже), а минус концы как правило либо неподвижны, либо укорачиваются.

Свойства МТ

1. Эластичность МТ. При полимеризации МТ растет по прямой. В дальнейшем МТ может изгибаться. Изгибание МТ было продемонстрировано в наблюдениях как in vitro так и in vivo (Mizushima-Sugano, 1983; Gittes et al., 1993; Kurachi et al., 1995). Каковы причины изгибания МТ в живых клетках, насколько часто МТ изгибаются и какова роль изгибов МТ - не известно.

Заключение Диссертация по теме "Эмбриология, гистология и цитология", Григорьев, Илья Сергеевич

Выводы

1. Предложен новый метод анализа расположения МТ в клетке с помощью траекторий сальтаторных движений гранул. Данный метод позволил детально проанализировать расположение МТ во внутренних участках ламеллы. Было показано, что 95% МТ имели угол с длинной осью ламеллы, меньший 42 градусов.

2. МТ, растущие от центросомы, располагались радиально, а МТ, возникающие в цитоплазме, располагались неупорядоченно. МТ образовывались на центросоме быстрее, чем в цитоплазме, поэтому большинство МТ располагались радиально. После инактивации центросомы УФ микрооблучением происходило быстрое замещение радиальных МТ на неупорядоченно расположенные МТ.

3. Микротрубочки в ламелле совершали латеральные смещения. Латеральные смещения МТ нарушали продольность расположения МТ в ламелле. Динамическая нестабильность МТ восстанавливала продольность расположения МТ. После подавления динамической нестабильности МТ в ламелле дезорганизовывались. Степень дезорганизации МТ кореллировала со степенью подавления динамической нестабильности.

4. В ламелле находились свободные МТ (не связанные с центросомой), которые располагались неупорядоченно. В норме свободные МТ быстро разбирались. Подавление динамической нестабильности приводило к увеличению продолжительности существования свободных МТ, а также к увеличению доли МТ, образовывавшихся без участия центросомы. В результате нарушалась продольность расположения МТ в ламелле.

5. Для поддержания высокоупорядоченного продольного расположения МТ в ламелле фибробластопободной клетки необходимо одновременное выполнение трех условий: 1) наличие единого "генератора" большинства микротрубочек - центросомы, 2) высокой степени динамической нестабильности плюс концов микротрубочек и 3) быстрой элиминации свободных МТ.

6. Продольное расположение МТ в ламелле было необходимо для поддержания полярности клетки и ее движения. При быстрой дезорганизации МТ после микрооблучения центросомы клетки переставали выдвигать ламеллы и теряли полярность. При постепенной дезорганизации МТ после подавления динамической нестабильности выдвижение ламеллы замедлялось, а зона ламеллоподии расширялась.

7. Предполагается, что продольность расположения МТ в протяженной ламелле обеспечивает анизотропию внутриклеточного транспорта и является необходимым условием для поддержания пространственной организации (поляризации) фибробласта.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Григорьев, Илья Сергеевич, Москва

1. Васильев Ю.М., Гельфанд И.М., Ерофеева Л.В. Поведение фибробластов в клеточной культуре при удалении части монослоя. // Докл. АН СССР, 1966, 171: 721-724.

2. Васильев Ю.М., Гельфанд И.М. Взаимодействие нормальных и неопластических клеток со средой. // М., Наука, 1981.

3. Сперанская С. Р., Вотчал М. С., Воробьев И. А. Сальтаторныедвижения цитоплазматических гранул в клетках культуры СПЭВ. //Цитология, 1995, 37: 15-24.

4. Узбеков Р.Э., Воробьев И.А., Драчев В.А. Влияние лазерного микрооблучения клеточного центра на подвижность нейтрофилов. //Цитология, 1989, 31: 874-881.

5. Узбеков Э.Р., Воробьев И.А. Влияние УФ-микрооблучения центросомы на поведение клеток. I. Распад митотического веретена и нарушение деления клетки при облучении в метафазе. //Цитология, 1991а, 33: 15-21.

6. Узбеков Э.Р., Воробьев И.А. Влияние УФ-микрооблучения центросомы на поведение клеток. II. Последствия облучения в анафазе: завершение деления и судьба интерфазной клетки. // Цитология, 19916, 33: 79-84.

7. Узбеков Э.Р., Воробьев И.А. Влияние УФ-микрооблученияцентросомы на поведение клеток. III. Ультраструктура центросомы после облучения. //Цитология, 1992, 34: 62-67.

8. Фултон, А. Цитоскелет. Архитектура и хореография клетки. // М., Мир. 1987.

9. Abercrombie, М. The bases locomotory behavior of fibroblasts. // Exptl. Cell Research., 1961, Suppl., 8: 188-198.

10. Abercrombie M., Heaysman J.E., Pegrum S.M. The locomotion offibroblasts in culture. I. Movements of the leading edge. // Exp. Cell Res., 1970, 59: 393-398.

11. Alieva I.B., Vorob'ev I.A., Chentsov Iu.S. Stereoscopic analysis of the arrangement of microtubules around the centrosome in a tissue culture. // Dokl. Akad. Nauk. SSSR, 1989, 305: 1232-1234.

12. Ahmad F.J., Yu W., McNally F.J., Baas P.W. An essential role for katanin in severing microtubules in the neuron. // J. Cell Biol., 1999, 145: 305-315.

13. Allen R. D., Metuzals J., Tasaki I., Brady S. Т., Gilbert S. P. Fast axonal transport in squid giant axon. // Science, 1982, 218: 1127-1128.

14. Amos L.A., Baker T.S. The three-dimensional structure of tubulin protofilaments. //Nature, 1979, 279: 607-612.

15. Baas P.W. Microtubules and neuronal polarity: lessons from mitosis. // Neuron 1999 Jan;22(l):23-31

16. Bamburg J.R., Bray D., Chapman K. Assembly of microtubules at the tipof growing axons. //Nature, 1986, 321: 788-790.

17. Beck K.A., Buchanan J.A., Nelson W.J. Golgi membrane skeleton:identification, localization and oligomerization of a 195 kDa ankyrin isoform associated with the Golgi complex. // J. Cell Sci., 1997, 110: 1239-1249.

18. Bergmann J.E., Kupfer A., Singer S.J. Membrane insertion at the leading edge of motile fibroblasts. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1983, 80: 1367-1371.

19. Bershadsky A.D., Futerman A.H. Disruption of the Golgi apparatus by brefeldin A blocks cell polarization and inhibits directed cell migration. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, 91: 5686-5689.

20. Blocker A., Griffiths G., Olivo J.C., Hyman A.A., Severin F.F. A role for microtubule dynamics in phagosome movement. // J. Cell Sci., 1998, 111: 303-312.

21. Bridgeman, P. C., B. Kacher, and T. S. Reese. The sructure of cytoplasm in directly frozen cultured cells. 2. Cytoplasmic domeins assotiated with organelle movements. // J. Cell Biol. 1986, 102: 1510-1521.

22. Brinkley B.R., McGill M., Mace M.L. Mammalian chromosome structure: ultrastructural aspects of specialized regions and chromosome aberrations. // Radiation research: biomedical, chemical, and physical perspectives, 1976, 20: 673-291.

23. Burkhardt J. K., J. M. McLlivan, M. P. Sheetz, Y. Argon. Lytic granules fom cytotocxicT cell exhibit kinesin-dependent motility on microtubules in vitro. // J. Cell Biol. 1994, 104: 151-162.

24. Cassimeris, L., Pryer, N. K., Salmon, E. D. Real-time observations of microtubule dynamic instability in living cells. // J. Cell Biol. 1988, 107: 2223-2231.

25. Cramer L.P., Mitchison T.J., Theriot J.A. Actin-dependent motile forces and cell motility. // Curr. Opin. Cell. Biol., 1994, 6: 82-86.

26. Cramer L.P., Siebert M., Mitchison T.J. Identification of novel graded polarity actin filament bundles in locomoting heart fibroblasts: implications for the generation of motile force. // J. Cell Biol., 1997, 136: 1287-1305.

27. Derry, W. B., Wilson, L., and Jordan, M. A. Substoichiometric binding of taxol supress microtubules dynamic. // Biochemistry, 1995, 34: 2203-2211.

28. De Brabander M., Geuens G., Nuydens R., Willebrords R., De Mey J.

29. Microtubule assembly in living cells after release from nocodazole lock: the effects of metabolic inhibitors, taxol and PH. // Cell. Biol. Int. Rep., 1981, 5: 913-920.

30. Dhamodharan R., Jordan M.A., Thrower D., Wilson L., Wadsworth P.

31. Gittes F., Mickey B., Nettleton J., Howard J. Flexural rigidity ofmicrotubules and actin filaments measured from thermal fluctuations in shape. // J. Cell Biol, 1993, 120: 923-934.

32. Gliksman N.R., Parsons S.F., Salmon E.D. Okadaic acid induces interphase to mitotic-like microtubule dynamic instability by inactivating rescue. // J. Cell Biol., 1992,119:1271-1276.

33. Goldman R.D. The role of three cytoplasmic fibers in BHK-21 cell motility. I. Microtubules and the effects of colchicine. // J. Cell Biol, 1971, 51: 752-762.

34. Cole N.B., Sciaky N., Marotta A., Song J., Lippincott-Schwartz J. Golgi dispersal during microtubule disruption: regeneration of Golgi stacks at peripheral endoplasmic reticulum exit sites. // Mol. Biol. Cell, 1996,7: 631-650.

35. Gotlieb A.I., Subrahmanyan L., Kalnins V.I. Microtubule-organizing centers and cell migration: effect of inhibition of migration and microtubule disruption in endothelial cells. // J. Cell Biol, 1983, 96: 1266-1272.

36. Gundersen G.G., Khawaja S., Bulinski J.C. Postpolymerization detyrosination of alpha-tubulin: a mechanism for subcellular differentiation of microtubules. // J. Cell Biol, 1987, 105: 251-264.

37. Gurland G., Gundersen G.G. Protein phosphatase inhibitors induce the selective breakdown of stable microtubules in fibroblasts andepithelial cells. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993, 90: 8827-8831.

38. Hall K., Cole D.G., Yeh Y., Scholey J.M., Baskin R.J. Force-velocity relationships in kinesin-driven motility. // Nature, 1993, 364: 457459.

39. Harris A.K. Locomotion of tissue culture cells considered in relation to ameboid locomotion. //Int. Rev. Cytol., 1994, 150: 35-68.

40. Heald R., Tournebize R., Blank T., Sandaltzopoulos R., Becker P., Hyman A. and Karsenti E. Self-organization of microtubules into bipolar spindles around artificial chromosomes in Xenopus egg extracts. // Nature, 1996,382:420-425.

41. Heath J.P., Holifield B.F. Cell locomotion: new research tests old ideas on membrane and cytoskeletal flow. // Cell Motil. Cytoskeleton., 1991, 18: 245-257.

42. Herman, B., and Albertini D. F.A time-lapse video image intensification analysis of cytoplasmic organelle movements during endosome translocation. // J. Cell. Biol., 1984, 98: 565-576.

43. Ho W.C., Allan V.J., van Meer G., Berger E.G., Kreis T.E. Reclusteringof scattered Golgi elements occurs along microtubules. // Eur. J. Cell Biol., 1989,48:250-263.

44. Horio T., Uzawa S., Jung M.K., Oakley B.R., Tanaka K., Yanagida M.

45. The fission yeast gamma-tubulin is essential for mitosis and is localized at microtubule organizing centers. // J. Cell Sci., 1991, 99: 693-700.

46. Hyman A., Karsenti E. The role of nucleation in patterning microtubule networks. // J. Cell Sci, 1998, 111: 2077-2083.

47. Jeng R., Stearns T. gamma-Tubulin complexes: size does matter. // Trends Cell Biol., 1999,9: 339-342.

48. Job D., Rauch C.T., Fischer E.H., Margolis R.L. Recycling of cold-stable microtubules: evidence that cold stability is due to substoichiometric polymer blocks. //Biochemistry, 1982, 21: 509-515.

49. Jordan, M. A., Margolis, R. L., Himes, R. H., and Wilson, L. Identification of a distinct class of vinblastine binding sites on microtubules. // J. Mol. Biol, 1986, 187: 61-73.

50. Jordan, M. A., Thrower, D., and Wilson, L. Mechanism of inhibition of cell proliferation by Vinca alkaloids. // Cancer Res, 1991, 51: 22122222.

51. Jordan, M. A., Thrower, D., and Wilson, L. Effects of vinblastine, podophyllotoxin and nocodazole on mitotic spindles. Implications for the role of microtubule dynamics in mitosis. // J. Cell Sci, 1992, 102:401.416.

52. Jordan M.A., Toso R.J., Thrower D., Wilson L. Mechanism of mitotic block and inhibition of cell proliferation by taxol at low concentrations. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1993. 90: 9552-9556.

53. Joshi H.C., Palacios M.J., McNamara L., Cleveland D.W. Gamma-tubulin is a centrosomal protein required for cell cycle-dependent microtubule nucleation. //Nature, 1992, 356: 80-83.

54. Karsenti E., Kobayashi S., Mitchison T., Kirschner M. Role of the centrosome in organizing the interphase microtubule array: properties of cytoplasts containing or lacking centrosomes. // J. Cell Biol., 1984, 98: 1763-1776.

55. Keating T.J., Peloquin J.G., Rodionov V.I., Momcilovic D., Borisy G.G.

56. Microtubule release from the centrosome. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, 94: 5078-5083.

57. Keating T.J. andBorisy G.G. Centrosomal and Noncentrosomal Microtubules. // Biol. Cell, in press, 1999

58. Koonce M.P., Cloney R.A., Berns M.W. Laser irradiation of centrosomes in newt eosinophils: evidence of centriole role in motility. // J. Cell Biol., 1984, 98: 1999-2010.

59. Kreis T.E. Microtubules containing detyrosinated tubulin are less dynamic. // EMBO J., 1987, 6: 2597-2606.

60. Kreis T.E. Role of microtubules in the organisation of the Golgi apparatus. //

61. Cell Motil. Cytoskeleton., 1990, 15: 67-70.

62. Kupfer A., Louvard D., Singer S.J. Polarization of the Golgi apparatus and the microtubule-organizing center in cultured fibroblasts at the edge of an experimental wound. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1982, 79: 2603-2607.

63. Mandelkow E.M., Rapp R., Mandelkow E. Microtubule structure studied by quick freezing: cryo-electron microscopy and freeze fracture. // J. Microsc, 1986, 141: 361-373.

64. Manfredi J.J., Parness J., Horwitz S.B. Taxol binds to cellular microtubules. //J. Cell Biol, 1982, 94: 688-696.

65. Maniotis A., Schliwa M. Microsurgical removal of centrosomes blocks cell reproduction and centriole generation in BSC-1 cells. // Cell, 1991, 67: 495-504.

66. Margolis R.L., Wilson L. Microtubule treadmills-possible molecular machinery. //Nature, 1981, 293: 705-711.

67. Maruta H., Greer K., Rosenbaum J.L. The acetylation of alpha-tubulin and its relationship to the assembly and disassembly of microtubules. // J. Cell Biol, 1986, 103: 571-579.

68. McBeath E., Fujiwara K. Microtubule detachment from the microtubuleorganizing center as a key event in the complete turnover of microtubules in cells. //Eur. J. Cell Biol., 1990, 52: 1-16.

69. McNally F.J., Vale R.D. Identification of katanin, an ATPase that severs and disassembles stable microtubules. // Cell, 1993, 75: 419-429.

70. McNally F.J., Thomas S. Katanin is responsible for the M-phasemicrotubule-severing activity in Xenopus eggs. // Mol. Biol. Cell, 1998,9:1847-1861.

71. Mcintosh, J. R., Porter M. E. Minireview: Enzymes for microtubule-dependent motility. //J. Biol. Chem, 1989, 264: 6001-6004.

72. Mikhailov A., Gundersen G.G. Relationship between microtubule dynamics and lamellipodium formation revealed by direct imaging of microtubules in cells treated with nocodazole or taxol. // Cell Motil. Cytoskeleton, 1998, 41: 325-340.

73. Mitchison T., Kirschner M. Dynamic instability of microtubule growth. // Nature, 1984, 312: 237-242.

74. Mitchison T.J., Cramer L.P. Actin-based cell motility and cell locomotion. //Cell, 1996, 84:371-379.

75. Mizushima-Sugano J., Maeda T., Miki-Noumura T. Flexural rigidity ofsinglet microtubules estimated from statistical analysis of their contour lengths and end-to-end distances. // Biochim. Biophys. Acta, 1983, 755: 257-262

76. Morris R., Hollenbeck P. The regulation of bidirectional mitochondrial transport is coordinated with axonal outgrowth. // J. Cell Sci, 1993, 104: 917-927.

77. Moritz M., Braunfeld M.B., Sedat J.W., Alberts B., Agard D.A.

78. Microtubule nucleation by gamma-tubulin-containing rings in the centrosome. //Nature, 1995, 378: 638-640.

79. Murphy D., Tilney L. The roie of microtubules in the movement of pigmentg ranules in teleost melanofores. // J. Cell Biol, 1974, 61: 757-779.

80. Na G. C., Timasheff S. N. In vitro vinblastine-induced tubulin paracrystals. //J. Biol. Chem, 1982, 257: 10387-10391.

81. Oakley C.E., Oakley B.R. Identification of gamma-tubulin, a new member of the tubulin superfamily encoded by mipA gene of Aspergillus nidulans. //Nature, 1989, 338: 662-664.

82. Osborn M., Weber K. Tubulin-specific antibody and the expression of microtubules in 3T3 cells after attachment to a substratum. Further evidence for the polar growth of cytoplasmic microtubules in vivo. // Exp. Cell Res, 1976, 103: 331-340.

83. Parness J., Horwitz S.B. Taxol binds to polymerized tubulin in vitro. // J.

84. Cell Biol, 1981,91:479-487.

85. Pepperkok R., Bre M.H., Davoust J., Kreis T.E. Microtubules are stabilized in confluent epithelial cells but not in fibroblasts. // J. Cell Biol, 1990, 111: 3003-3012.

86. Quarmby L.M., Lohret T.A. Microtubule severing. // Cell Motil. Cytoskeleton, 1999, 43: 1-9.

87. Rodionov V.l., Gyoeva F.K., Tanaka E., Bershadsky A.D., Vasiliev J.M., Gelfand V.l. Microtubule-dependent control of cell shape and pseudopodial activity is inhibited by the antibody to kinesin motor domain.//J. Cell Biol, 1993, 123: 1811-1820.

88. Rodionov V.l., Lim S.S., Gelfand V.l., Borisy G.G. Microtubule dynamics in fish melanophores.//J. Cell Biol, 1994, 126: 1455-1564.

89. Rodionov V.l., Borisy G.G. Self-centering in cytoplasmic fragments of melanophores. // Mol. Biol. Cell, 1998, 9: 1613-1615.

90. Rodionov V.l., Nadezhdina E. and Borisy G.G. Centrosomal Control of Microtubule Dynamics. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999, 96: 115120.

91. Sammak P.J., Gorbsky G.J., Borisy G.G. Microtubule dynamics in vivo: a test of mechanisms of turnover. // J. Cell Biol, 1987, 104: 395-405.

92. Schiff P.B., Fant J., Horwitz S. B. Promotion of microtubule assembly in vitro by taxol. // Nature, 1979, 277: 665-667.

93. Schiff, P. B. and Horwitz, S. B. Taxol stabilizes microtubules in mousefibroblast cells. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1980, 77: 1561-1565.

94. Schulze E., Asai D.J., Bulinski J.C., Kirschner M. Posttranslationalmodification and microtubule stability. // J. Cell Biol., 1987, 105: 2167-2177.

95. Schulze E., Kirschner M. New features of microtubule behaviour observed in vivo. //Nature, 1988, 334: 356-359.

96. Sharp D.J., Kuriyama R., Essner R., Baas P.W. Expression of a minus-end-directed motor protein induces Sf9 cells to form axon-like processes with uniform microtubule polarity orientation. // J. Cell Sci., 1997, 110:2373-2380.

97. Sheetz M.P. Cell migration by graded attachment to substrates and contraction. // Semin. Cell Biol., 1994, 5: 149-155.

98. Shiina N., Gotoh Y., Nishida E. A novel homo-oligomeric proteinresponsible for an MPF-dependent microtubule-severing activity. // EMBO J., 1992, 11:4723-4731.

99. Shiina N., Gotoh Y., Kubomura N., Iwamatsu A., Nishida E. Microtubule severing by elongation factor 1 alpha. // Science, 1994, 266: 282-285.

100. Singer W.D., Jordan M.A., Wilson L., Himes R.H. Binding of vinblastine to stabilized microtubules. // Mol. Pharmacol., 1989, 36: 366-370.

101. Soltys B.J., Borisy G.G. Polymerization of tubulin in vivo: direct evidence for assembly onto microtubule ends and from centrosomes. // J. Cell

102. Biol, 1985, 100: 1682-1689.

103. Spurck T.P., Stonington O.G., Snyder J.A., Pickett-Heaps J.D., Bajer A., Mole-Bajer J. UV microbeam irradiations of the mitotic spindle. II. Spindle fiber dynamics and force production. // J. Cell Biol, 1990, 111: 1505-1518.

104. Stearns T., Evans L., Kirschner M. Gamma-tubulin is a highly conserved component of the centrosome. // Cell, 1991, 65: 825-836.

105. Toomre D., Keller P., White J., Olivo J.C., Simons K. Dual-color visualization of trans-Golgi network to plasma membrane traffic along microtubules in living cells. // J. Cell Sci, 1999, 112: 21-33.

106. Tao Y.C., Peskin C.S. Simulating the role of microtubules indepolymerization-driven transport: a Monte Carlo approach. // Biophys. J, 1998, 75: 1529-1540.

107. Toso R.J., Jordan M.A., Farrell K.W., Matsumoto B., Wilson L. Kinetic stabilization of microtuble dynamic instabilitiy in vitro by vinblastine. //Biochemistry, 1993, 32: 1285-1293.

108. Uzbekov R.E., Vorob'ev I.A. The effect of UV microirradiation of the centrosome on cell behavior. I. The destruction of the mitotic spindle and disruption of cell division during irradiation in the metaphase. // Tsitologiia, 1991, 33: 15-22.

109. Vale R.D., Reese T.S., Shehtz M. P. Identification of a novel forcegenerating protein, kinesin, involved in microtubule-basedmotility. // Cell, 1985, 42: 39-50.

110. Vale R.D. Severing of stable microtubules by a mitotically activated protein in Xenopus egg extracts. // Cell, 1991, 64: 827-839.

111. Vale R.D., Malik F., Brown D. Directional instability of microtubule transport in the presence of kinesin and dynein, two opposite polarity motor proteins. // J. Cell Biol, 1992, 119: 1589-1596.

112. Vasiliev J.M., Gelfand I.M., Domnina L.V., Ivanova O.Y., Komm S.G., Olshevskaja L.V. Effect of colcemid on the locomotory behaviour of fibroblasts. // J. Embryol. Exp. Morphol, 1970, 24: 625-640.

113. Vasiliev J.M., Gelfand I.M. Mechanisms of morphogenesis in cell cultures. // Int. Rev. Cytol, 1977, 50: 159-274.

114. Vasiliev J.M. Polarization of pseudopodial activities: cytoskeletal mechanisms. //J. Cell Sci, 1991, 98: 1-4.

115. Vasquez R.J., Howell B., Yvon A.M., Wadsworth P., Cassimeris L. Nanomolar concentrations of nocodazole alter microtubule dynamic instability in vivo and in vitro. // Mol. Biol. Cell, 1997, 8: 973-985.

116. Vorobjev I.A., Chentsov Yu.S. Centrioles in the cell cycle. I. Epithelial cells. //J. Cell Biol, 1982, 93: 938-949.

117. Vorobjev I.A., Nadezhdina E.S. The centrosome and its role in theorganization of microtubules. // Int. Rev. Cytol, 1987, 106: 227-293.

118. Vorobjev I.A., Svitkina T.M., Borisy G.G. Cytoplasmic assembly of microtubules in cultured cells. // J. Cell Sci, 1997, 110: 2635-2645.

119. Vorobjev I.A., Rodionov V.I., Maty I.V., Borisy G.G. Contribution of plus and minus end pathways to microtubule turnover. // J. Cell Sci, 1999, 112: 2277-2289.

120. Wacker I., Kaether C., Kromer A., Migala A., Aimers W., Gerdes H.H.

121. Microtubule-dependent transport of secretory vesicles visualized in real time with a GFP-tagged secretory protein. // J. Cell. Sci, 1997, 110: 1453-1463.

122. Wadsworth P., McGrail M. Interphase microtubule dynamics are cell type-specific. // J. Cell. Sci, 1990, 95: 23-32.

123. Waterman-Storer C.M., Salmon E.D. How microtubules get fluorescent speckles. //Biophys. J, 1998, 75: 2059-2069.

124. Waterman-Storer C.M., Salmon E.D. Endoplasmic reticulum membrane tubules are distributed by microtubules in living cells using three distinct mechanisms. // Curr. Biol, 1998, 8: 798-806.

125. Wien-Ten Chen Mechanism of retraction of the trailing edge during fibroblast movement. // J. Cell Biol, 1981, 90: 187-200.

126. Wendell K.L., Wilson L., Jordan M.A. Mitotic block in HeLa cells byvinblastine: ultrastructural changes in kinetochore-microtubule attachment and in centrosomes. // J. Cell Sci, 1993, 104: 261-274.

127. Wilson E.B. The cell in development and heredity. // New York, Macmillian, 1925.

128. Wilson L., Jordan M.A., Morse A., Margolis R.L. Interaction of vinblastine with steady-state microtubules in vitro. // J. Mol. Biol, 1982, 159: 129-149.

129. Wilson L., Toso R.J., Jordan M.A. Vinblastine, nocodazole, and colchicine suppress the dynamic instability of microtubules implications for the mechanism of antimitotic action. // Cell. Pharmacol. (Suppl.), 1993, 1: S35-S40.

130. Yu H., Toyoshima I., Steuer E.R., Sheetz M.P. Kinesin and cytoplasmic dynein binding to brain microsomes. // J. Biol. Chem, 1992, 267: 20457-20464.

131. Yvon A.M., Wadsworth P. Non-centrosomal microtubule formation and measurement of minus end microtubule dynamics in A498 cells. // J. Cell Sci, 1997, 110: 2391-2401.

132. Yvon AM, Wadsworth P, Jordan MA Taxol suppresses dynamics of individual microtubules in living human tumor cells. // Mol. Biol. Cell, 1999, 10: 947-959.

133. Zakhireh B., Malech H.L. The effect of colchicine and vinblastine on the chemotactic response of human monocytes. // J. Immunol, 1980, 125:2143-2153.

134. Zigmond S.H., Levitsky H.I., Kreel B.J. Cell polarity: an examination of its behavioral expression and its consequences for polymorphonuclear leukocyte Chemotaxis. // J. Cell Biol., 1981., 89: 585-592.