Липиды в морфогенетических процессах, диморфизме и адаптации мицелиальных грибов

Мысякина, Ирина Сергеевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Липиды в морфогенетических процессах, диморфизме и адаптации мицелиальных грибов
ВАК РФ 03.00.07, Микробиология

Автореферат диссертации по теме "Липиды в морфогенетических процессах, диморфизме и адаптации мицелиальных грибов"

00347Э616

На правах рукописи

МЫСЯКИНА Ирина Сергеевна

ЛИПИДЫ В МОРФОГЕНЕТИЧЕСКИХ ПРОЦЕССАХ, ДИМОРФИЗМЕ И АДАПТАЦИИ МИЦЕЛИАЛЬНЫХ ГРИБОВ

03.00.07 микробиология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

1 5 ОКТ 2009

Москва-2009

003479616

Работа выполнена в лаборатории экспериментальной микологии Учреждения Российской академии наук Институте микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН

Научный консультант: доктор биологических наук, профессор, заслуженный деятель науки РФ Е.П. Феофилова

Официальные оппоненты:

Ведущая организация: биологический факультет Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова

Защита диссертации состоится 16 ноября 2009 г. в 14°° на заседании диссертационного совета Д 002.224.01 при Учреждении Российской академии наук Институте микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН по адресу: 117312 Москва, Просп. 60-летия Октября, д. 7, корп. 2.

С диссертацией можно познакомиться в библиотеке Учреждения Российской академии наук Института микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН

Автореферат разослан «» октября 2009 г.

Ученый секретарь Диссертационного совета

доктор биологических наук, профессор Г.И. Эль-Регистан доктор биологических наук, профессор Н.Б. Градова доктор биологических наук А.Г. Меденцев

К.б.н.

Хижняк Т.В.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Липиды грибов, отличающиеся многообразием химической структуры, физических свойств и выполняемых функций, участвуют в поддержании адекватного окружению уровня метаболических процессов, адаптации к изменяющимся условиям среды и в процессах выживания. Роль липидов в жизнедеятельности грибов, морфогенетических процессах и диморфизме определяется их функционированием как структурных и резервных соединений, факторов адаптации и регуляторных соединений [Nozawa, Kasai, 1978; Rao et al., 1985; Noverr et al., 2001,2003,2004; Klose et al., 2004; Jeennor et al., 2006].

Проявление диморфизма у грибов сопряжено с существенными изменениями биосинтетических и энергетических процессов и структурно-морфологических характеристик, что имеет адаптивный характер и направлено на поддержание жизнеспособности организма в изменившихся условиях. Диморфизм определяет жизненную стратегию грибов путем образования клеток альтернативных морфотипов, обеспечивающих рост и выживание культуры в различных (в том числе стрессовых) условиях. У грибов, в том числе, представителей пор. Mucorales, диморфизм представлен двумя морфологическими формами - мицелиальной и дрожжеподобной, наиболее существенные различия которых обусловлены структурой и механизмами формирования клеточной стенки, а также характером роста клетки (апикальным или сферическим). Различия в компонентном составе клеточной стенки не являются единственным фактором, определяющим характер морфогенетических процессов и форму клеток. Имеется много работ, посвященных исследованию взаимосвязи липидного обмена с морфогенезом грибов и свидетельствующих о

Список сокращений

гл Гликолипиды ССт Свободные стерины

ДАГ Диацилглицерины СЖК Свободные ЖК

жк Жирные кислоты ТАГ Триацилглицерины

иццг Изоцитратдегидрогеназа ЭС Эфиры стеринов

ицл Изоцитратлиаза 4-ХА 4-хлоранилин

кл Кардиолипин ФЛ Фосфолипиды

МАГ Моноацилглицерины ФК Фосфатидные кислоты

мдг Малатдегидрогеназа ФС Фосфатидилсерины

мэжк Метиловые эфиры ЖК ФХ Фосфатидилхолины

нл Нейтральные липиды ФЭА Фосфатидилэтаноламины

ол Общие липиды Цер Цереброзиды

пл Полярные липиды ЦТК Цикл трикарбоновых кислот

важности липидов как структурных и регуляторных компонентов клетки [Gordon et al., 1971; Nomura et al., 1972; Ohno et al., 1976; Greenspan, Mackow, 1977; Brambl et al., 1978; Daum et al., 1979; Ito et al., 1982; Ghannoum et al., 1986; Sanadi et al., 1987; McLain, Dolan, 1997; Calvo et al., 2001; Klose et al., 2004]. Однако анализ литературы не позволяет сделать определенных выводов о корреляции между липидным составом и морфологическими особенностями клеток и свидетельствует о сложном характере связи липидов с морфогенезом.

В последние годы интерес к изучению роли липидов в диморфизме грибов возрос благодаря тому, что этот феномен оказался связан с широким распространением возбудителей микозов животных и человека и патогенов сельскохозяйственных растений. Мицелиальная и дрожжевая формы диморфных грибов, многие из которых являются патогенными, имеют разную вирулентность [Ghannoum et al., 1986; Kobayashi, Cutler, 1998; Ghormade, Deshpande, 2000; Bahn et al., 2003; Andrews et al., 2004; Ruiz-Herrera et al., 2006]. Известно участие в контроле морфологических переходов (мицелий<->дрожжеподобные клетки) не только мембранных фосфолипидов, но и стеринов, а также регуляторных липидов, не выполняющих структурной функции [Ito et al., 1982; Vanden Bossche et al., 1983; Odds, 1985; Odds et al., 1985; Georgopapadakou et al., 1987; Vanden Bossche, 1990; Hube et al., 2001; Klose et al., 2004]. Имеются сведения, что жирные кислоты также могут участвовать в регуляции морфологических переходов у диморфных грибов, связанных с вирулентностью и отношениями хозяин-паразит [Jensen et al. 1992; Тарчевский, Чернов, 2000; Noverr et al., 2001, 2003, 2004].

Мукоровые грибы являются классической моделью для изучения диморфизма, и хотя в большинстве они не патогенны, отдельные виды в определенных условиях могут вызывать оппортунистические инфекции -мукормикозы разной локализации, при этом патогенной формой гриба является мицелиальная [Josefiak et al. 1958; Baker, 1970; Whiteway et al., 1979; Lehrer, 1980; Prabhu, Patel, 2004; Harada, Lau, 2007]. Очевидно, что в связи с возросшим интересом к исследованию роли липидов в морфогенетических процессах, актуальным является поиск критериев, необходимых для оценки способности грибов к диморфизму.

Грибы широко применяются в различных биотехнологических производствах и экологических биотехнологиях [Кузнецов, Градова, 2006], а представители отдельных видов мукоровых грибов являются перспективными продуцентами комплекса биологически активных соединений липидной природы - каротиноидов и у-линоленовой кислоты. Выяснение закономерностей регуляции морфогенетических процессов и диморфизма у мукоровых грибов необходимо для повышения эффективности штаммов-продуцентов и разработки

условий, способствующих мелкодисперсному росту при сохранении высоких показателей липогенеза в биотехнологиях получения липидов.

Таким образом, исследования биосинтеза, метаболизма и регуляторных функций липидов у мицелиальных грибов представляют не только теоретический интерес, но и имеют большое значение для современной медицины, ветеринарии и сельского хозяйства, чем определяется актуальность выполненного исследования.

Цель работы - исследовать изменения липидного состава в процессах адаптации к изменениям условий среды и стрессовым воздействиям, определить значимость липидов в морфогенезе и диморфизме грибов и установить биохимические критерии, позволяющие оценивать способность мукоровых грибов к дрожжеподобному росту.

В задачи диссертации входило:

• исследовать изменения состава некоторых классов липидов и жирных кислот мицелиальных грибов при воздействиях стрессовых факторов: полиенового антибиотика нистатина, этанола, а также неоптимальных температур для выявления роли липидов в процессах адаптации к этим неблагоприятным условиям;

• исследовать состав липидов и способность мукоровых грибов к диморфизму в аэробных условиях при воздействии морфогенных агентов - хлорированных анилинов и высокой кислотности среды;

• выявить корреляцию между морфологическими изменениями, возникающими в условиях различных режимов азотного и углеродного питания грибов, их метаболической активностью и липидным составом клеток;

• выявить особенности состава липидов дрожжеподобной и мицелиальной форм мукоровых грибов в различных условиях роста;

• исследовать влияние качества спорангиоспор на развитие и морфогенез мукоровых грибов;

• выявить корреляцию между составом структурных и запасных липидов спорангиоспор мукоровых грибов и типами морфологической дифференцировки (дрожжеподобным или мицелиальным);

• исследовать влияние экзогенных липидов различного состава на морфогенез мукоровых грибов.

дифференцировки грибных клеток: в сравнительном аспекте исследованы липиды ряда диморфных и мономорфных представителей пор. Мисога1ез. Морфологические транзиции рассматриваются с позиций биохимической адаптации к стрессовым факторам, что позволило сделать вывод о взаимосвязи реализации определенного морфотипа с составом жирных кислот, мембранных фосфолипидов и стеринов. Установлено, что уровень эргостерина и соотношение метилированных и деметилированных стеринов, непосредственно коррелируют с морфогенезом.

Изучено действие ряда морфогенных агентов и мембранотропных соединений на морфогенез грибов и установлено, что феномен диморфизма распространен шире, чем считалось ранее, и свойствен, помимо диморфных, также видам, ранее относимым к мономорфным, которые способны в стрессовых условиях к дрожжеподобному росту. Впервые получена информация о биосинтезе липидов и их участии в контроле диморфизма при действии на грибы хлорированных анилинов как специфических морфогенных агентов.

Получены новые сведения о функциональной активности грибных липидов. Установлено, что такие резервные липиды как ТАГ и ЭС способны играть защитную роль в стрессовых условиях, а изменения доли полиненасыщенной у-линоленовой кислоты, компонента клеточных мембран, могут рассматриваться как сигнал о стрессе.

Впервые определен состав липидов у различных морфотипов Мисог ЫетаШ, выявлены особенности состава липидов артроспор, отличающие их от морфологически сходных с ними дрожжеподобных клеток. В составе стеринов артроспор идентифицированы новые редкие соединения - 1-дигидро-дегидронеоэргостерин и дегидронеоэргостерин, продукты трансформации эргостерина, которые могут принимать участие в морфогенетических процессах и служить маркерами различных форм цитодифференцировки гриба.

Получена новая информация о важной роли изменений липидного состава грибов для морфогенетических процессов. Обнаружена взаимосвязь предпочтительного развития определенного морфотипа мукоровых грибов (гифального или дрожжеподобного) с различиями в составе липидов спорангиоспор, использованных в качестве посевного материала; разработаны биохимические критерии оценки способности мукоровых грибов к сферическому (дрожжеподобному) росту.

высокий уровень ненасыщенных жирных кислот (особенно у-линоленовой) и (2) уровень ДАТ; (3) повышенное отношение ФЭА/ФХ и (4) метилстерины/десметилстерины; (5) низкий уровень ТАГ, (6) пониженное отношение ФЛ/ГЛ и (7) ЭС/ССт в спорангиоспорах.

На основании результатов анализа липидного состава 40 штаммов грибов пор. Mucorales выявлена перспективность использования штаммов M. hiemalis в качестве продуцентов каротиноидов (3.6-8.2 мг/г липидов) и штаммов M circinelloides как продуцентов комплекса липидов с высоким содержанием у-линоленовой кислоты (до 372.0 мг/л среды) и каротиноидов (до 3 мг/г липидов).

Разработан способ культивирования M. circinelloides var. lusitaniens с высоким выходом липидов и содержанием в них у-линоленовой кислоты (до 40% от суммы жирных кислот), защищенный патентом РФ № 1751212. Состав липидов делает их перспективными для использования в медицинской практике, диетическом питании, косметологии.

Оптимизированы условия выделения липидов из биомассы гриба М. circinelloides var. lusitaniens 306D, обеспечивающие максимальный выход целевого продукта и предусматривающие замену токсичных растворителей (хлороформа и метанола) экологически менее вредными системами (этанолом и гексаном).

Предложены режимы безотходной технологии получения липидов из М. circinelloides var. lusitaniens 306D на основе отходов пищевых предприятий (меласса, кукурузный экстракт, подсолнечное масло, белкозин). Остающаяся после извлечения липидов биомасса, содержащая более 40% белка с практически полным набором незаменимых аминокислот (в том числе лизина), может быть использована в качестве кормовой добавки к рациону сельскохозяйственных животных.

Показано, что мукоровые грибы могут применяться для эффективной доочистки промывных вод маслоперерабатывающих предприятий и получения биологически активных липидов, по содержанию у-линоленовой кислоты (до 15% от суммы жирных кислот) сходных с растительными маслами (примулы вечерней или ослинника; Oenothera biennis L.).

Преимуществами предлагаемых технологий получения грибных липидов являются высокая скорость роста продуцентов, высокое содержание полиненасыщеных жирных кислот в липидах, возможность направленно регулировать процессы роста и липогенеза.

Основные защищаемые положения:

• Липиды мицелиальных грибов участвуют в формировании адаптивных реакций к изменениям условий среды и при воздействии различных

стрессовых факторов (полиенового антибиотика нистатина, этанола, гипотермии, изменениям соотношения углерода и азота). Адаптация осуществляется путем регулирования состава жирных кислот, мембранных липидов и основных резервных ацилсодержащих фракций.

• Изменения состава липидов коррелируют с метаболической активностью и морфогенетическими процессами при воздействии морфогенных факторов -высокого содержания глюкозы, закисления среды, хлорированных анилинов, вызывающих реализацию альтернативных программ роста грибов — мицелиального или дрожжеподобного.

• Особенности состава липидов и ЖК у мицелиального и дрожжеподобного морфотипов и артроспор мукоровых грибов, а также соотношения определенных классов липидов могут быть маркерами этих морфотипов.

• Липидные характеристики спорангиоспор мукоровых грибов - уровень ненасыщенных жирных кислот, количества ДАТ, ТАГ, соотношения ФЭА/ФХ, ФЛ/ГЛ, метилстерины/десметилстерины и ЭС/ССт являются показателями жизнеспособности спорангиоспор и потенциальной способности при прорастании давать начало дрожжеподобному росту.

• Экзогенное внесение липидов определенного качественного состава, в т.ч. экстрагированных из спорангиоспор различного физиологического возраста, на стадии инокуляции позволяет направленно регулировать развитие гриба в виде желаемого морфотипа.

Ботаническом институте им. B.JI. Комарова РАН (Санкт-Петербург, 2005), Международной конференции «Проблемы биодеструкции техногенных загрязнителей окружающей среды» (Саратов, 2005), IV съезде Общества биотехнологов России им. Ю.А. Овчинникова (Пущино, 2006), XV Congress of European Mycologists (St. Petersburg, 2007), II съезде микологов России (Москва, 2008), VI Международной научной конференции «Современное состояние и перспективы развития микробиологии и биотехнологии» (Минск, 2008), Междисциплинарном микологическом форуме (Москва, 2009).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 51 научная работа, в том числе 27 статей в реферируемых научных журналах, 1 обзор, 5 статей в научных сборниках, 17 тезисов докладов на российских и международных конференциях, 1 патент РФ.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, литературного обзора (2 главы), методической части, результатов исследований (5 глав), обсуждения результатов, заключения, выводов, списка литературы из 560 наименований (в т.ч. 497 иностранных). Диссертация изложена на 331 странице и включает 71 таблицу и 40 рисунков.

Работа проводилась при финансовой поддержке Московского комитета по науке и технологиям, ГНТП «Исследования и разработки по приоритетным направлениям развития науки и техники гражданского назначения» (подпрограмма «Новейшие методы биоинженерии», направление «Биотехнология защиты окружающей среды» (1997 г.), а также субвенций Минпромнауки РФ по проекту «Создание новых биотехнологий получения эссенциальных, эйкозаполиеновых липидов с использованием продуцентов из определенных таксонов микромицетов» (распоряжения № 144-Зф от 21.10.1999 г., № 53-4ф от 28.03.2000 г. и № 04.900.43/093 от 23.04.2002 г.).

Автор выражает искреннюю признательность к.б.н. Н.С. Фунтиковой, а также коллегам, участвовавшим в проведении исследований, чей вклад отражен в совместных публикациях.

ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Объектами исследований были полученные из ВКМ РАН 40 штаммов мукоровых грибов, представители класса Zygomycetes, а также Fusarium solani (Mart.) Sacc. ВКМ F-142, представитель анаморфных грибов класса Hyphomycetes и полученные на его основе олигоконидиальный и поликонидиальный мутанты. Штамм M. circinelloides var. lusitaniens был получен в ИНМИ РАН методом селекционного отбора после УФ-облучения и депонирован в ВКМ РАН под номером F-306D [Фунтикова и соавт., 1990].

В качестве базовой среды для глубинного культивирования мукоровых грибов использовали среду следующего состава (г/л): глюкоза - 30 или 60; мочевина - 1; NaCl - 0.5; MgS04 ■ 7Н20 - 0.5; К2НР04 - 1; дрожжевой экстракт - 0.5; FeS04 • 7Н20 - 0.01; pH 6.8-7, температура 27-28°С.

Для получения роста в виде дрожжеподобных клеток в глубинной культуре использовали среду следующего состава (г/л): глюкоза -150; мочевина -5; (NH4)2S04 - 5; MgS04 • 7Н20 - 1; К2НР04 - 1; NaCl - 0.5; FeS04 • 7Н20 - 0.02; дрожжевой экстракт - 2; pH 6.8, а также вышеуказанную базовую среду с повышенным содержанием глюкозы (200 г/л).

Разделение клеток различных морфотипов. Дрожжеподобные клетки отделяли от среды культивирования фильтрованием и последующим центрифугированием. Артроспоры отделяли от мицелия механически (с помощью стеклянной палочки), отфильтровывали и осаждали центрифугированием.

Спорангиоспоры получали при поверхностном культивировании грибов на пшеничных отрубях (начальная влажность 70%), подсолнечном жмыхе, агаризованном сусле (7°Б) и агаризованной базовой минеральной среде.

Световую ("Carl Zeiss", Германия) и электронную микроскопию (Jeol JSM-T300, "Jeol", Япония) при увеличении 200-2000 и 2.5 тыс. раз соответственно использовали для наблюдения за развитием культур, морфологическими изменениями, для подсчета количества спор, сканирования их поверхности. Ультратонкие срезы клеток после контрастирования и окрашивания по Рейнольдсу просматривали в электронном микроскопе JEM-100С ("Jeol", Япония) при увеличении 14 и 20 тыс. раз.

Содержание азота определяли методом Кьельдаля; глюкозы - с использованием реактива Фелинга или по методу Бертрана [Бурштейн, 1963]; золы - сжиганием при температуре 600°С; нуклеиновых кислот — спектрофотометрическим методом [Спирин, 1958]. Поглощение кислорода определяли полярографическим методом на полярографе LPF (Чехия).

Качественный и количественный состав аминокислот в обезжиренной биомассе определяли на аминокислотном анализаторе ЛКБ 4101 (Швеция) после кислотного гидролиза и контроля чистоты гидролизата хроматографическим методом.

Бесклеточные экстракты получали замораживанием мицелия в жидком азоте, разрушением в клеточном дезинтеграторе, удалением (центрифугированием) обломков клеточной стенки, а также пленки липидных гранул, а супернатант использовали для определения активности ферментов и выделения клеточных фракций.

Активность ферментов изоцитратлиазы (ИЦЛ, КФ 4.1.3.1), НАД-зависимой изоцитратдегидрогеназы (ИЦДГ, КФ 1.1.1.41) и малатдегидрогеназы

(МДГ, КФ 1.1.1.37) в бесклеточных экстрактах определяли в соответствии с методами [Methods in Enzymology, 1955; Dixon, Kornberg, 1959; Kornberg, Pricer, 1951; Лозинов и соавт. 1976] спектрофотометрически (Specord UV-VIS, Германия).

Содержание белка в бесклеточных экстрактах определяли методом Лоури [Lowry et. al., 1951].

Клеточные фракции - липидных гранул, смешанной мембранной и митохондриальной фракции и фракции микросом - получали методом дифференциального центрифугирования бесклеточного экстракта [Давидова и соавт., 1986].

Экстракцию липидов проводили по методу Фолча [Folch et. al., 1957] или Блай и Дайера [Bligh, Dyer, 1959]; каротиноидов - с использованием системы растворителей гексан-95%-ный этанол (3 : 2); количество каротиноидов определяли фотоколориметрически (ФЭК-56М, Россия) при длине волны 451 нм [ГФ, 1988].

Отделение полярных липидов от нейтральных осуществляли их осаждением холодным ацетоном с последующим центрифугированием осадка [Kates, 1986] и хроматографической проверкой чистоты разделения.

Стерины выделяли после щелочного гидролиза липидов. Неомыляемую фракцию экстрагировали гексаном с последующей подготовкой для хромато-масс-спектрометрического исследования («Finnigan-3200», США) и ГЖХ-анализа (хроматограф модели 3700, Россия). Идентификацию стеринов проводили путем сравнения полученных масс-спектров с литературными данными, а также используя эмпирические корреляции между структурными и масс-спектральными особенностями изучаемых соединений [Djerassi, 1978; Knights, 1967].

Состав классов липидов определяли методом ТСХ на пластинках Kieselgel 60 F254 («Merck», Германия), используя для разделения нейтральных липидов систему гексан : диэтиловый эфир : уксусная кислота (80 : 20 : 1), а для разделения полярных - систему хлороформ : метанол : 28%-ный аммиак (65 : 25 : 4). Двумерную хроматографию полярных липидов проводили в системах хлороформ : метанол : 28%-ный аммиак (65 : 25 : 5) в первом направлении и хлороформ : ацетон : метанол : уксусная кислота : вода (6:8:2:2: 1) во втором. В качестве проявителей использовали 10%-ный раствор фосфорно-молибденовой кислоты в этаноле или серную кислоту.

Идентификацию липидов проводили с использованием качественных реакций с нингидрином (на липиды со свободной аминогруппой), а-нафтолом (на гликолипиды), реактивом Драгендорфа (на холин-содержащие липиды) [Kates, 1986], реактивом Васьковского (на фосфолипиды) [Vaskovsky, Kostetsky, 1968], смесью серной и уксусной кислот в соотношении 1 : 1 (на свободные и этерифицированные стерины) [Kates, 1986], а также путем сравнения с R{ свидетелей. Количественное определение отдельных классов липидов проводили денситометрически на приборе Chromoscan-3 ("Joyce Loeble", Великобритания) с интегратором.

Метанолиз. Для получения метиловых эфиров жирных кислот липиды подвергали кислотному метанолизу.

Газо-жидкостную хроматографию метиловых эфиров жирных кислот проводили на хроматографе модели 3700 (Россия).

Степень ненасыщенности липидов выражали количеством двойных связей на 100 молекул жирных кислот [Weete, 1980].

Статистическую обработку данных проводили вычислением среднего квадратичного отклонения и критерия достоверности по Стьюденту (в работе был принят критерий значимости р<0.01 и р<0.05) [Дружинина, 1973], а также с использованием метода медианы [Ашмарин, Воробьев, 1962]. Повторность - не менее трех независимых экспериментов.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Глава 1. Липиды в адаптации мицелиальных грибов к стрессовым условиям среды

Роль липидов в жизнедеятельности грибов, в том числе в морфогенезе, определяется их участием в клеточном метаболизме как структурных и резервных соединений, участников реакций адаптации к неблагоприятным условиям среды, а также как регуляторных соединений. Существенные изменения в составе классов липидов и жирных кислот грибов при воздействии неоптимальных для роста температур и различных стрессовых факторов, антибиотиков и других токсических соединений, позволяют говорить об участии липидов в формировании адаптивных реакций организма.

1.1. Липидообразование в условиях задержки роста мицелиальных грибов полиеновым антибиотиком нистатином

Фунгицидное действие полиенового антибиотика нистатина основано на его взаимодействии со стеринами мембран, что приводит к дезорганизации

структуры последних, нарушению клеточной проницаемости и ингибированию роста грибов [Левченко и соавт., 1984; Betina, 1985; Theis, Stahl, 2004; Silva et al., 2006]. Исследование влияния нистатина на липидообразование на модели зигомицета Mucor circinelloides var. lusitaniens F-306D и анаморфного гриба Fusarium solani F-142 показало разнообразие адаптивных реакций на его воздействие. При концентрации нистатина в среде, вызывающей ингибирование роста грибов, в составе клеточных липидов увеличивались доля структурных липидов, снижался уровень ТАГ - основной фракции резервных липидов, изменялось отношение ПЛ/ССт и ЭС/ССт (рис. 1).

Также в присутствии фунгистатических концентраций антибиотика у мукорового гриба изменялся состав фосфолипидов: синтез ФХ и ФЭА ингибировался на стадии декарбоксилирования ФС (табл. 1). Восстановление роста (с 3 сут), сопровождалось снижением уровня не только ФС, но и КЛ и ГЛ, а также интенсивным накоплением ФХ и ФЭА. Таким образом, увеличение суммарного уровня ФХ и ФЭА во фракции фосфолипидов является одной из реакций адаптации мукорового гриба к воздействию нистатина, что согласуется с данными, полученными на модели S. cerevisiae, о снижении чувствительности клеток к полиеновым антибиотикам в присутствии этих ФЛ [Rao et al., 1985].

На этапе задержки роста (2 сут) в нейтральных липидах M. circinelloides var. lusitaniens F-306D отмечено значительное возрастание уровня у-линоленовой кислоты, которое снижалось при восстановлении роста (рис. 2), что свидетельствует о ее функциональности в развитии стрессового ответа и может рассматриваться как сигнал о стрессе. В целом же, состав ЖК мукорового гриба оставался стабильным. У другого гриба, F. solani F-142, в присутствии нистатина, напротив, наблюдалось изменение ЖК-состава: увеличивалась доля короткоцепочечных и насыщенных кислот, а также олеиновой и а-линоленовой, при одновременном снижении уровня линолевой кислоты.

Полученные результаты позволяют заключить, что при воздействии нистатина на F. solani поддержание функциональной активности мембран осуществляется, главным образом, путем регуляции состава жирных кислот активностью ЖК-десатураз и элонгаз, а у мукорового гриба — преимущественно стабилизацией уровня стеринов за счет гидролиза эфиров стеринов. Таким образом, мицелиальные грибы обладают различными механизмами модификации липидного состава клеток, способствующими адаптации грибов к возрастающим концентрациям нистатина, - жирнокислотным и стериновым.

Я 60

340

К ¡о1ат

М. атпейоЫея гаг. Ывкатст

К 1 2,5 5 10 Нистатин, ед./мл

К 1 2 2,5 5 Нистатин, ед./мл

М. сЬсте1Ыс1е$ гаг. 1ткатст

: 1 2 2,5 5 Нистатин, ед./мл

Рис. 1. Влияние нистатина на состав липидов мицелиальных грибов

Таблица 1. Полярные липиды М. сггстеПогскй уаг. 1жИатсиз Р-ЗОбБ (% от суммы) при культивировании гриба на среде с нистатином (2.5 ед./мл)

Время, сут Вариант ФС ФХ ФЭА кл ГЛ

2 К 18.9 16.3 22.8 9.5 19.7

Н 62.0 Сл. Сл. 14.4 23.1

7 К 7.8 17.1 43.1 11.2 16.8

Н 11.4 18.7 37.6 11.9 15.4

К - без нистатина (контроль), Н - с нистатином.

Рис. 2. Содержание у-линоленовой кислоты в НЛ М. агсте1Ыс1ез уаг. 1шиатст Р-ЗОбБ (% от суммы) в процессе культивирования на среде с нистатином (2.5 ед./мл).

1.2. Липнды мнцелиальных грибов в адаптации к условиям гипотермии

Адаптация исследованных грибов к условиям гипотермии осуществлялась путем регулирования как состава жирных кислот липидов (в основном за счет изменения уровня пальмитиновой, олеиновой и линоленовой кислот), так и состава мембранных липидов при снижении доли ФХ и, соответственно, отношения ФХ/ФЭА, а кроме того, поддержания оптимального, как правило, более низкого, отношения ПЛ/ССт.

На модели F. solani F-142, было показано, что в процессах адаптации к холодовому шоку при снижении температуры роста культуры от оптимальной (25°С) до 19°С задействованы механизмы, регулирующие текучесть мембран путем не только десатурации ацильных цепей, но и их удлинения. В результате значительно возрастали уровень ди- и триненасыщенных кислот, степень ненасыщенности и доля С18-ЖК (рис. 3). Кроме того, адаптивное значение имеет регуляция текучести мембран соотношением полярных липидов и стеринов — в условиях понижения температуры отмечалось снижение отношения ПЛ/ССт.

Исследование липидного состава при культивировании М. circinelloides var. lusitanicus F-306D в различных температурных условиях (при 28 и 20°С показало сходный характер изменений, однако у мукорового гриба в меньшей степени был задействован механизм повышения активности пальмитоилэлонгазы, чем у F. solani F-142, что выражалось в более высоком содержании С-16 ЖК.

Соотношение массивных фосфолипидов у культур М. circinelloides var. lusitanicus F-306D, выращенных при разных температурах, отличалось в значительной степени: при температуре 28°С отношение ФХ/ФЭА было равно 0.6, а при 20°С - 0.42. При пониженной температуре (16°С) суммарное содержание ФХ и ФЭА было меньше, чем при 28°С (37 и 54% соответственно), при этом повышалось содержание КЛ, которое достигало 25% от суммы фосфолипидов, тогда как при 28°С оно составляло не более 7%. Определение ЖК состава отдельных фосфолипидов показало, что при температуре культивирования 20°С ФХ содержит больше у-линоленовой кислоты, а также меньше стеариновой и олеиновой кислот, чем при 28°С (табл. 2). Известно, что у М. circinelloides субстратом десатурации является ФХ или лизо-ФХ [Jackson et al., 1998]. Для изучаемой культуры было показано, что основными субстратами десатурации являются ФХ и ФЭА, причем десатурация ФХ осуществлялась с большей скоростью, чем десатурация ФЭА [Фунтикова, Зинченко, 1991].

Рис. 3. Изменения в составе мембранных липидов Г. $о1аш Б-142 при холодовой адаптации

Таблица 2. Состав отдельных жирных кислот ФХ при культивировании М. С1гсте11о1с1е,ч уаг. 1тИатст Р-306Б в различных температурных условиях (% от суммы)

Т,° с С16:0 С16:1 С18:0 С18;1 С18:2 У-С18:3

28 27.0 0.8 10.5 25.0 17.0 19.0

20 26.4 1.0 4.4 20.7 18.0 28.0

Таким образом, при адаптации мицелиальных грибов к условиям гипотермии происходят изменения в составе липидов, влияющие на мембраны таким образом, чтобы их физические и функциональные свойства обеспечивали сохранение жизнеспособности клеток в неблагоприятных условиях роста.

1.3. Липиды морфологических мутантов Г. Бо1ат с различной способностью к конидиеобразованию в условиях роста при воздействии этанола

Используя в качестве мутагенного фактора ультрафиолетовое облучение, был получен ряд мутантов, морфологически отличных от исходного штамма, два из которых образовывали складчатые колонии на агаризованных средах (мутанты 3"7 и 15с). Все использованные в работе штаммы Г. во1ат образовывали споры (микроконидии) при выращивании как на агаризованных средах, так и в жидкой

среде. Мутант 3"7 характеризовался обильным конидиеобразованием (поликонидиальный; 2.12 х Ю6 конидий/см2), тогда как у штамма 15с способность к конидиеобразованию была в значительной мере редуцирована (олигоконидиальный; 1.5 х 104 конидий/см2) по сравнению с родительским штаммом (2.5 х Ю5 конидий/см2). Мицелий мутанта 3"7 при глубинном росте был представлен длинными утолщенными гифами, тогда как мицелий мутанта 15с имел вид "звездочек" с короткими гифами.

Липиды поликонидиального мутанта шт. 3"7 отличались от липидов родительского штамма пониженным содержанием СЖК и ЭС и более высоким уровнем ТАГ (табл. 3). Для олигоконидиального мутанта шт. 15с было характерно высокое содержание мембранных липидов, СЖК и существенно более низкое содержание главной резервной фракции - ТАГ. Присутствие этанола (2%) в среде культивирования не оказывало существенного влияния на состав липидов исходного штамма и поликонидиального мутанта - штаммов с нормальной и повышенной способностью к конидиеобразованию, но вызывало значительные изменения в содержании ТАГ, ССт и СЖК у олигоконидиального мутанта. В целом, пониженная интенсивность спорообразования коррелировала со снижением уровня резервных липидов (ТАГ) и более высоким - СЖК и мембранных липидов (ПЛ и ССт). В присутствии этанола эти особенности были более выражены, чем в контроле, и штамм 15с полностью переставал спорулировать, что свидетельствует о регуляторной роли липидообразования для эффективности конидиогенеза.

Таблица 3. Состав липидов штаммов Л $о1ат с различной способностью к конидиеобразованию

Липиды, % На среде с глюкозой На среде с этанолом

К хо1ат Р-142 3"7 15с К во1ат ¥-142 3"7 15с

ПЛ 10.1 11.1 15.0 8.5 10.1 18.0

ДАГ 6.0 7.0 8.7 5.1 3.5 10.7

ССт 5.6 4.5 8.3 5.9 4.5 11.6

СЖК 7.9 1.5 15.0 9.9 5.5 27.9

ТАГ 49.5 61.0 37.8 47.5 63.0 17.1

ЭС 22.6 10.0 14.4 18.7 10.0 14.9

Исследование ЖК-состава показало, что при выращивании на контрольной среде с глюкозой полярные липиды поликонидиального штамма содержали больше насыщенных ЖК (32.5%), чем у олигоконидиального (20.6%). В присутствии этанола состав ЖК изменялся в сторону увеличения доли ненасыщенных ЖК, причем

наиболее выражены эти изменения были у олигоконидиального штамма. У штаммов 15с и 3"7 в присутствии этанола в среде уровень стеариновой кислоты (С18:о) составлял 4.8 и 1.5%, а уровень линолевой кислоты (С^д) достигал 60.8 и 48.7% соответственно. Что касается изменений в содержании олеиновой кислоты, то ее уровень в липидах олигоконидиального штамма на среде с этанолом снижался одновременно с возрастанием доли линолеата, а у поликонидиального не изменялся.

Таким образом, установлено, что оба мутанта с различной способностью к конидиеобразованию значительно различались по составу липидов. Олигоконидиальный синтезировал более ненасыщенные липиды, чем штамм, образующий большое количество конидий. По-видимому, способность к конидиеобразованию является тем признаком, на который следует обращать внимание при отборе штаммов — перспективных продуцентов ненасыщенных липидов. Полученные данные находятся в соответствии с данными литературы. В присутствии в среде этанола, вызывающего задержку роста и развития микроорганизмов и оказывающего прямое воздействие на физическое состояние мембран (увеличение их ригидности и последующее разнасыщение ЖК [Ingram, 1976; Alexandre et al., 1993, 1994; Laoteng et al., 2008]), наблюдались адаптивные изменения липидного состава, сходные с теми, которые вызываются условиями гипотермии: увеличение степени ненасыщенности и укорочение длины ацильных цепей [Cabeca-Silva et al., 1985]. Эти изменения, позволяющие преодолеть стрессовое воздействие этанола на мембраны и способствующие возобновлению роста грибов, были более выражены у штамма со сниженной способностью к конидиеобразованию, что свидетельствует о компенсаторной функции липидов в адаптации к воздействию этанола, а также о корреляции липогенеза с морфогенетическими процессами.

1.4. Особенности метаболической активности и состава липидов М. circinelloides var. lusitanicus F-306D при изменениях режима азотного

питания

Исчерпание питательных веществ при культивировании мицелиальных грибов является естественным стрессовым фактором, затрагивающим все клеточные процессы, в том числе, липогенез. Соотношение углерода и азота в среде имеет большое значение для накопления липидов у мицелиальных грибов: при истощении источника азота в среде в процессе периодического культивирования биосинтез белка и нуклеиновых кислот прекращается, а избыток углерода продолжает метаболизироваться в липиды. В этих условиях изменяется метаболическая активность, что сопровождается изменениями в синтезе липидов.

Режим азотного питания гриба М. circinelloid.es уаг. 1тИатсш Р-ЗОбБ при однократном внесении источника азота в питательную среду при посеве или его дробном внесении в режиме с подпиткой (рис. 4) оказывал влияние на синтез у-линоленовой кислоты, накопление липидов (рис. 5) и морфогенез (рис. 6).

Сутки

Рис. 4. Соотношение С/И в питательной среде при разном режиме азотного питания М. circinelloide.fi уаг. 1шНатсш Р-ЗОбБ: 1- однократное внесение; 2 -дробное внесение.

20 16

о4

►Я 12

I 8

Й 4

О -I-,-1-1-, О -I-1-1-1-1

1 2 3 4 1 2 3 4

Сутки Сутки

Рис. 5. Накопление липидов и у-линоленовой кислоты (ГЛК) грибом М. circinelloides var. lusitaniens F-306D при однократном (1) и дробном (2) внесении источника азота (2.0 г/л).

Рис. 6. Морфологические изменения культур М. Ыгсте1Ыс1е$ уаг. 1тйатсш Б-306Б, выращенных при однократном внесении мочевины (а, в) и в режиме с подпиткой (б, г); 1 сут - а, б; 3 сут - в, г.

При выращивании М. с1гсте11о1с1е$ уаг. 1шШтсив Р-ЗОбБ в режиме нарастающего дефицита источника азота, наблюдались деформации мицелия и образование артроспор, культура выглядела морфологически более старой по сравнению с культурой того же возраста, выращенной при подпитке источником азота (рис. 6). Морфологические различия коррелировали с изменениями в углеродном обмене - поддержанием более высокой активности ферментов глиоксилатного цикла (изоцитратлиазы), чем ферментов ЦТК (НАД-зависимой изоцитратдегидрогеназы и малатдегидрогеназы; табл. 4), а также пониженным содержанием у-линоленовой кислоты (рис. 5) и суммарного содержания ФХ + ФЭА (рис. 7), которые являются основными субстратами десатурации у этого гриба [Фунтикова, Зинченко, 1991]. Эти показатели являются маркерами снижения метаболической активности культуры при нарастающем дефиците источника азота. Известно, что повышение активности функционирования глиоксилатного цикла у грибов связывают с процессами цитодифференцировки

и конидиеобразования [Righelato et al., 1963; Aon et al., 1997; Khunyoshyeng et al., 2002], наступающими при неблагоприятных условиях.

Таблица 4. Активность ферментов НАД-зависимой изоцитратдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и изоцитратлиазы при разном режиме азотного питания грибаМ С1гс1пс11о1с1ез уаг. ¡шНатсш Б-ЗОбБ (3 сут)

Режим внесения источника азота Активность ферментов, мкмоль/мин • мг белка

НАД-зависимая ИЦДГ мдг ицл

Однократный (1) 1.62 2.02 0.08

С подпиткой (2) 2.35 4.00 0.04

40 30 20 10 0

1 суг 2 суг 3 сут 4 сут

Рис. 7. Содержание массивных фосфолипидов (ФХ+ФЭА, % от суммы ПЛ) в мицелии при разном режиме азотного питания М. с\гс 'та1Шс1е$ уаг. 1шМатсш Р-306Б (содержание источника азота - 2 г/л): 1 - однократное добавление источника азота; 2 - культивирование в режиме с подпиткой.

В условиях культивирования с подпиткой источником азота, исключающих азотное голодание, имеет место активное функционирование ферментов ЦТК (табл. 4), которое обеспечивает поступление строительного материала, коферментов и энергии для биохимических синтезов, поддержание повышенного уровня массивных ФЛ (рис. 7), обусловливающих высокую функциональную активность мембран и образование ненасыщенных жирных кислот, в особенности, у-линоленовой, содержание которой достигало 35% в сумме ЖК (рис. 5).

С целью выявления роли липидов и входящих в их состав жирных кислот в поддержании функциональности мембранного аппарата в условиях стресса, вызванного азотным голоданием или резкими колебаниями C/N в процессе культивирования, были исследованы липиды субклеточных фракций М. circinelloides var. lusitanicus F-306D - суммарных мембран, микросом и липидных гранул.

Обнаружение в мембранной фракции в варианте с подпиткой источником азота значительного количества ТАГ (10% от суммы липидов) с высоким содержанием у-линоленовой кислоты (32.5%), а также ЭС (25.5% от суммы липидов) свидетельствует о синтезе этих липидов в мембранах ЭПР, а также предполагает выполнение ими функции, отличной от запасной. Можно предположить, что ТАГ и ЭС, наряду с резервной, могут выполнять и протекторную функцию. Гипотезы о защитной роли ТАГ и ЭС от действия мембраноактивных липидов также высказывались ранее в ряде работ [Bayley, Parks, 1975; Dodds, 1995; Lerner, Kuknis, 1996].

Кроме того, в условиях периодического резкого снижения уровня C/N (в варианте с подпиткой) увеличение уровня у-линоленовой кислоты может рассматриваться как сигнал об изменениях в среде. Об этом свидетельствует обнаруженное нами наиболее высокое содержание у-линоленовой кислоты в составе ПЛ и СЖК липидных гранул, а также в ТАГ мембранных структур (41.7, 31.4 и 32.5% от суммы ЖК, соответственно). Мы полагаем, что избыток высоконенасыщенной у-линоленовой кислоты, которая является мембранотропным соединением, может связываться путем образования ТАГ и ЭС и выводиться из сферы активного метаболизма, а также в виде СЖК локализоваться в липидных гранулах, что минимизирует дезорганизующее воздействие этой кислоты на структуру липидного бислоя клеточных мембран.

Таким образом, медленное монотонное повышение уровня C/N при исчерпании источника азота в среде («стресс голодания») вызывает снижение метаболической активности и содержания мембранных ФЛ, а также индуцирует морфологическую дифференцировку культуры (образование артроспор и деформацию гиф). При резких снижениях отношения C/N в среде за счет моментного внесения источника азота в режиме с подпиткой культура также испытывает стресс («стресс новой среды»). Это вызывает возрастание суммарного уровня у-линоленовой кислоты и при мобилизации многих ферментных систем способствует поддержанию повышенного уровня метаболической активности и нормальной морфологии мицелия, свойственной молодой культуре. Таким образом, повышение уровня у-линоленовой кислоты можно рассматривать как

сигнал об изменениях в среде, в том числе, неблагоприятных для роста или стрессовых условиях.

Глава 2. Воздействие морфогенных факторов на состав липидов и метаболические процессы у мукоровых грибов

2.1. Метаболическая активность и состав липидов М. агс'теИоШея уаг. /««//ал/сш в связи с диморфизмом при высоком содержании глюкозы в

среде

Одним из основных факторов, вызывающих изменение морфологии грибов, является глюкоза. При использовании базовой среды с концентрацией глюкозы 6% М. с1гс'1пе11о1йг$ уаг. 1ш1(атсш ЗОбО рос в виде мицелия, а в тех же условиях аэробного культивирования, но в среде с высокой концентрацией глюкозы (20%) гриб также реализовывал способность к дрожжеподобному росту: в культуре присутствовали одновременно дрожжеподобные клетки и мицелий.

Использование среды с высоким содержанием глюкозы (20%) позволило оценить различия в метаболической активности и липидном составе клеток альтернативных форм роста, развивающихся в одинаковых условиях. Сравнительный анализ метаболических особенностей и состава липидов клеток с различной морфологией показал, что дрожжеподобные клетки содержали больше ПЛ, в том числе ГЛ (следовательно, липиды имели низкое отношение ФЛ/ГЛ), больше СЖК и эфиров стеринов; при этом доля основных резервных липидов - ТАГ, была на 30% ниже, чем в мицелии (рис. 8).

80 п

ПЛ ДАТ ССт СЖК ТАГ ЭС

Идрожжепод. кл. ■ мицелий

ФХ ФЭА КЛ

Ндрожжепод. кл. ■ мицелий

Рис. 8. Сравнительный состав липидов мицелия и дрожжеподобных клеток М. с1гсте1Ш(1е8 уаг. ¡шНатсш 306Б на среде с концентрацией глюкозы 20%.

Таблица 5. Активность ферментов НАД-зависимой ИЦДГ и ИЦЛ мицелия и дрожжеподобных клеток М. circinelloid.es уаг. 1шИатсш 306Б при высокой концентрации глюкозы в среде (20%)_

Характер роста Активность ферментов, 10"2 мкмоль/мин • мг белка

НАД-зависимая ИЦДГ ИЦЛ

Дрожжеподобный Мицелиальный 1.0 2.4 0.4 0.2

В дрожжеподобных клетках наблюдалось низкое содержание у-линоленовой кислоты и высокое - олеиновой и пальмитолеиновой кислот (рис. 9), активность НАД-зависимой ИЦДГ была более чем вдвое ниже, а ИЦЛ - вдвое выше, чем в мицелии (табл. 5).

При высокой концентрации глюкозы (20%) дыхательная активность снижалась на 1/3, скорость потребления кислорода грибной культурой в середине и конце фазы логарифмического роста составляла, соответственно, 275 и 130 мг Ог / л ■ ч • г биомассы, тогда как аналогичные показатели в среде с 6% глюкозы составляли 378 и 194 мг 02 / л • ч ■ г биомассы.

40 -, 30 -

ч©

О4'

Ьй 20 -

л, й

а* <ь> А> ЛЧ? & & & & С4 с4 л

В дрожжепод. кп. ■мпцелпй

Рис. 9. Состав жирных кислот липидов мицелия и дрожжеподобных клеток M circinelloides var. lusitanicus 306D на среде с высокой концентрацией глюкозы (20%).

Таким образом, при культивировании M. circinelloides var. lusitanicus 306D в среде с изначально высоким содержанием глюкозы, регистрируются быстрое исчерпание источника азота, низкая дыхательная активность, изменение метаболической активности организма, что сопровождается морфологическими изменениями, связанными с экспрессией генов хитинсинтаз и их активностью, и

переключением характера клеточного роста с мицелиального на дрожжеподобный. Снижение скорости метаболических процессов коррелирует с изменениями в составе липидов дрожжеподобных клеток, в которых снижается содержание ФЛ, ТАГ и ненасыщенных жирных кислот, в том числе, у-линоленовой, по сравнению с составом липидов мицелия.

2.2. Особенности морфогенеза и состава липидов мукоровых грибов в неблагоприятных условиях

Не только дисбаланс источников питания, но и другие стрессовые факторы внешней среды - высокая кислотность среды и воздействие хлорированных анилинов, также вызывали изменения морфологии мукоровых грибов.

2.2.1. Влияние кислотности среды

Защелачивание среды (рН 9.5) не вызывало изменения гифальной морфологии гриба на дрожжеподобную, тогда как инокуляция спорангиоспор в закисленную среду (рН 3) способствовала появлению дрожжеподобных клеток. Культивирование в среде с низкими значениями рН было неблагоприятно для синтеза полиненасыщенных жирных кислот как в дрожжеподобных клетках, так и в мицелии, содержание насыщенных ЖК (в т.ч. пальмитиновой) было максимальным. Эти изменения были особенно выражены в дрожжеподобных клетках, в которых, по сравнению с мицелиальными, отмечено низкое значение суммарной доли линолевой и у-линоленовой кислот (табл. 6). Жирнокислотный состав липидов, свидетельствующий о снижении активности ферментов элонгации и десатурации жирных кислот в условиях с низкими значениями рН, может оказывать влияние на активность мембранно-связанных ферментов и коррелирует с морфологическими изменениями. При анализе липидного состава клеточных фракций было обнаружено, что снижение степени ненасыщенности касается в большей степени липидов клеточной стенки и цитоплазматической мембраны по сравнению с мембранами внутриклеточных структур. Доля насыщенных жирных кислот в составе липидов клеточной стенки достигала 53%, цитоплазматической мембраны - 64%, внутриклеточных мембран - 50%.

Таблица 6. Особенности ЖК-состава липидов морфологических форм М. circinelloides var. lusitanicus, полученных на средах с различным рН (3 сут)_

ЖК, % Дрожжеподобные клетки Мицелий

рНЗ рН 4 рН 6.8 рН 8.5

£ насыщ. 55.6 42.4 28.9 30.8

£ ди- и триенов 11.8 28.5 36.3 38.9

Использование подхода, при котором создаются условия для смешанного роста клеток с разной морфологией, позволило с большей адекватностью оценить различия между морфологическими формами. Подщелачивание среды с рН 3 до рН 6.8 вызывало у части популяции дрожжеподобных клеток переход к мицелиальному росту. Наличие смешанного роста свидетельствует о физиологической неоднородности клеток в пределах одной популяции, что определяет способность популяции к адаптации и выживанию в изменяющихся условиях. Состав липидов дрожжеподобных клеток этой гетерогенной культуры, растущей при рН 6.8, был сходен с составом дрожжеподобных клеток, выросших при рН 3. Липиды мицелия по сравнению с дрожжеподобными клетками характеризовались значительно более высоким суммарным уровнем полиненасыщенных кислот (30.6 и 11.8% соответственно), ТАГ (46.7 и 23.5%), а также массивных фосфолипидов (табл. 7).

Таблица 7. Состав отдельных классов ПЛ (% от суммы) дрожжеподобных клеток и мицелия М. с1гсте1Ш(1е$ уаг. 1шИатсш, выращенных в одной культуре после подщелачивания среды с рН 3 до рН 6.8 на 2 сут после инокуляции

Липиды Дрожжеподобные клетки Дрожжеподобные клетки; рН 6.8 Мицелий; рН 6.8

2 сут; рН 3 4 сут 4 сут

ФХ 15.5 12.0 25.9

ФЭА 25.6 25.2 41.8

КЛ 1.7 Сл. 2.6

ГЛ 57.2 62.8 23.0

ФЛ/ГЛ 0.8 0.6 2.5

Таким образом, под воздействием высокой кислотности среды, неблагоприятной для прорастания спорангоспор M. circinelloides var. lusitanicus по мицелиальному типу, происходило переключение на дрожжеподобный рост, что коррелировало со снижением синтеза полиненасыщенных жирных кислот в липидах, низким содержанием ФЛ, стеринов, ТАГ и низким соотношением ФЛ/ГЛ. При снятии неблагоприятного воздействия высокой кислотности среды часть дрожжеподобных клеток популяции ревертировала к росту в форме мицелия, что сопровождалось активизацией синтеза полиненасыщенных жирных кислот (линолевой и у-линоленовой), стеринов и ФЛ (в том числе ФХ, ФЭА и КЛ). Состав мембранных липидов дрожжеподобных клеток, не ревертировавших к мицелиальному росту после снятия стрессового воздействия высокой кислотности среды, практически не изменялся, а в составе их нейтральных липидов происходила мобилизация резервного пула ТАГ.

Полученные данные находятся в соответствии с данными литературы о том, что уровень pH регулирует многие физиологические процессы, влияющие на морфологию Aspergillus nidulans [Cuadros et al., 2001], на проявление диморфизма у Fusarium bulbigenus [Меденцев и соавт., 1992] и Candida albicans [Saporitoirwin et al., 1992]. Показано, что ионный градиент может играть важную роль в установлении клеточной полярности и развитии поляризованного роста: величина внутриклеточного щелочного градиента pH строго коррелировала со скоростью удлинения гиф грибов [Robson et al., 1996]. Различия в составе липидов двух морфологических форм в смешанной культуре мукорового гриба в условиях изменения pH свидетельствуют о высокой адаптационной функциональности липидов и их участии в морфогенезе.

2.2.2. Морфогенез и липидообразование мукоровых грибов в присутствии хлоранилинов

В литературе практически отсутствуют сведения о влиянии хлоранилинов (ХА) на мицелиальные грибы. Имеются отдельные сообщения о том, что 4-ХА вызывает необратимую инактивацию пероксидазы у Coprinus cinereus [Chang et al., 1999], а также о том, что в присутствии 3,4-ДХА индуцируется образование свободных радикалов, приводящее к окислительному стрессу и перекисному окислению липидов у пресноводных рыб (Carassius auratus) [Li et al., 2002, 2003]. Действие XA связывают с неспецифическим повреждением структуры и функций мембран, ингибированием транспорта электронов [Argese et al., 2001]. Хлорированные анилины ранее не рассматривались как факторы, влияющие на морфогенез грибов. Использование ХА в качестве морфогенного фактора позволило получить приоритетные данные о реализации диморфного роста мукоровых грибов как реакции на присутствие токсичных соединений.

В работе использовали штаммы двух видов, имеющих, по литературным данным, различную способность к диморфному росту - М. circinelloides (4 шт.) и М. hiemalis (2 шт.). Ранее считалось, что представители некоторых видов рода Мисог, к числу которых относится М. hiemalis, не способны к диморфизму [Orlowski, 1991]. 4-ХА в диапазоне концентраций 100-160 мкг/мл инициировал фрагментацию мицелия трех штаммов вида М. circinelloides на артроспоры, а также обусловливал рост в форме дрожжеподобных клеток при прорастании как спорангиоспор, так и артроспор. Интерес представили результаты, показавшие, что грибы, принадлежащие к виду М. hiemalis, в присутствии 4-ХА (150 мкг/мл) так же способны к росту в виде дрожжеподобных клеток, как и представители М. circinelloides (рис. 10).

Исследование состава липидов мукоровых грибов, развивающихся в условиях стресса, вызванного присутствием 4-ХА в среде, показало существенное угнетение синтеза ненасыщенных (олеиновой и у-линоленовой) и накопление насыщенных жирных кислот. В наибольшей степени этот эффект проявлялся у дрожжеподобных клеток М. агЫпе11о1(1е$ уаг. \usitanicus 306Б, в липидах которых доля насыщенных жирных кислот составляла до 66%, и в липидах артроспор М. ЫетаНз Р-1156 - до 71%, что свидетельствует о корреляции между процессами десатурации жирных кислот и морфогенезом в присутствии 4-ХА.

Рис. 10. М. hiemalis F-1431 в среде с 150 мкг/мл 4-ХА (х1760, фазовый контраст): а - дрожжеподобные клетки, образующиеся при прорастании спорангиоспор; б -монополярно прорастающие гифы из спорангиоспор; в - мультиполярно прорастающие гифы из спорангиоспор; г - нормальный несептированный мицелий; д - образование артроспор; е - цепочки артроспор и дрожжеподобные клетки.

В мицелии и дрожжеподобных клетках исследованных штаммов мукоровых грибов, растущих в среде с 4-ХА, преобладающими фракциями среди полярных липидов были ФЭА и ФХ, а также ГЛ (рис. 11). Однако, в целом, соотношение ФЛ/ГЛ в дрожжеподобных клетках было значительно ниже, чем в мицелиальных (соответственно, 2.0 и 3.1). Липиды дрожжеподобных клеток отличались от липидов мицелия более высоким относительным содержанием ДАГ, СЖК, свободных стеринов (деметилированных и метилированных), а также более низким - резервных липидов (ТАГ и ЭС). Таким образом, 4-ХА, оказывая влияние на мембраны, вызывал изменения в содержании ненасыщенных ЖК, ФЛ, стеринов, а также резервных липидов, что коррелировало с индукцией дрожжеподобного роста.

45 -I

ГЛ ФС ФХ ФЭА КЛ О Дрожжжепод. кл. ■ Мицелий

I50 ^ I40

|зо

о*-|20 -

Ё ю -

ил.

□ Дрожжеггод. кл.

Шицелгаг

Рис. 11. Состав липидов мицелия и дрожжеподобных клеток культуры М. с1гсте1Ыйг$ уаг. с1гс'те1Шйгв Р-546, растущей в присутствии 4-ХА (50 мкг/мл).

Необходимость высокого уровня ненасыщенных жирных кислот для индукции поляризованного роста, в значительной степени ингибированного в присутствии 4-ХА, была доказана при добавлении в среду роста экзогенных ненасыщенных липидов. Внесение ТАГ из подсолнечного масла с преимущественным содержанием линолевой кислоты (77%) вызвало переход роста М. спстеИо'гйгБ уаг. /гш'/ал;'«« 306Б от дрожжеподобной формы к мицелиапьной. Таким образом, липиды с высоким содержанием полиненасыщенных ЖК оказывают регуляторное влияние на морфогенетические процессы грибов. Ненасыщенные ЖК необходимы для морфологического перехода дрожжеподобного роста в гифальный и оказывают адаптивное действие при стрессе, вызванном токсикантами.

Глава 3. Особенности состава липидов артроспор, почкующихся клеток и мицелия М. 1йепш1к Г-1156

Полиморфизм покоящихся форм рассматривают как приспособительный механизм, позволяющий грибам (как и другим микроорганизмам) выживать в неблагоприятных условиях, наступление которых является причиной споруляции. Мукоровые грибы при глубинном культивировании не образуют спорангиоспор, поэтому в условиях, когда размножение спорангиоспорами невозможно, особое значение приобретает способность грибов образовывать артроспоры - округлые клетки, собранные в четкообразные цепочки на концах гиф. Артроспоры являются бесполыми пропагативными структурами и представляют собой отдельную стадию в жизненном цикле многих видов грибов. Их рассматривают как структуры, необходимые для создания отдельных единиц

роста и как покоящиеся клетки. Высказывалось мнение о принадлежности артроспор (оидий) мукоровых грибов к дрожжеподобным клеткам [Милько, 1974]. Однако мы разделяем другую точку зрения, согласно которой к истинным дрожжеподобным относятся только почкующиеся клетки [ВаИшсЫ-Сагзда, 1968].

Инокуляция жидкой питательной среды с глюкозой спорангиоспорами, полученными в условиях интенсивного спорогенеза (длительное культивирование на пшеничных отрубях при понижающейся влажности), вызывала на выросшем из них мицелии ускоренное образование артроспор, которые при прорастании давали начало дрожжеподобным почкующимся клеткам.

В липидах артроспор, в отличие от липидов почкующихся дрожжеподобных клеток, содержалось меньше насыщенных и больше мононенасыщенных кислот, при примерно одинаковом уровне полиеновых. Артроспоры отличались от дрожжеподобных почкующихся клеток повышенным содержанием запасных липидов, а именно ТАГ и ЭС, и более низким - СЖК и мембранных липидов (табл. 8), а также метилированных стеринов. Такие различия липидного состава клеток со сферической морфологией свидетельствуют о том, что, несмотря на морфологическое сходство, эти клетки выполняют в цикле развития гриба разные функции.

Жирнокислотный состав липидов артроспор по сравнению с мицелием отличался более высоким уровнем пальмитиновой кислоты и более низким -линолевой, что приводило к снижению степени ненасыщенности липидов в покоящихся клетках. Кроме того, в артроспорах было повышено содержание ПЛ, СЖК и, особенно, ЭС, что характерно для покоящихся структур, а в полярных липидах содержалось больше ГЛ, ФС и меньше ФК и ФЭА, чем в мицелии (рис. 12). Эти особенности состава липидов маркируют артроспоры как стадию покоя в онтогенезе гриба, а также свидетельствуют о снижении активности метаболических процессов в этих клетках.

Таблица 8. Липиды артроспор и дрожжеподобных клеток М. ЫетаШ Б-! 156

Тип клеток Липиды, % ФХ+ФЭА, % от ПЛ ЭС/ССт ФХ/ФЭА

ПЛ ДАГ СЖК ТАГ ЭС

Артроспоры 14.6 14.3 4.7 50.5 16.5 63.5 2.4 1.7

Дрожжепод. клетки 20.0 10.7 16.6 30.1 7.7 44.2 0.5 1.1

40 п

ПЛ ТАГ ЭС ШАртроспоры ■Мицелий

ГЛ ФС ФК ФХ ФЭА В Артро споры ■ Мицелий

Рис. 12. Содержание отдельных классов общих (а) и полярных липидов (б) артроспор и мицелия М. МетаШ Р-1156.

Стерины М. ЫетаШ Р-1156 представлены эргостерином (главный стерин), а также его предшественниками, в том числе метилированными. Большинство из 11 идентифицированных стеринов часто встречаются у мицелиальных грибов и дрожжей. Однако впервые у М. ЫетаШ Р-1156 были обнаружены два необычных стерина, ранее не отмеченных у грибов - 1-дигидро-дегидронеоэргостерин и дегидронеоэргостерин. Эти стерины встречаются крайне редко и имеют в своей структуре сложную систему сопряженных двойных связей в ядре (рис. 13). Поскольку уровень 1-дигидро-дегидронеоэргостерина и дегидронеоэргостерина в артроспорах был выше, чем в мицелии, не исключено, что эти продукты трансформации эргостерина могут участвовать в процессах морфогенеза у М. ЫетаШ.

Рис. 13. Структура необычных стеринов, обнаруженных у М. ЫетаШ Р-1156: а — дегидронеоэргостерин; б - 1-дигидро-дегидронеоэргостерин.

Впервые проведен сравнительный анализ стеринов в клетках М. ЫетаШ разных морфотипов. В артроспорах по сравнению с мицелием выявлено сниженное содержание эргостерина (55.9 и 78.0% соответственно), а также более высокое - минорных десметилстеринов (дегидронеоэргостерина, 1-дигидро-дегидронеоэргостерина, 5-дигидроэргостерина, 7-дигидроэргостерина и эпистерина) - 20 и 10.5% соответственно. Кроме того, в артроспорах отмечено повышенное содержание метилированных стеринов - 4а-метил-фекостерина, 24-метилен-4,14-диметил-холест-5-енола и, особенно, эбурикола и 4,4-диметил-фекостерина, последний из которых считается продуктом деградации предшественников эргостерина. Доля 4,14-диметилстеринов в сумме общих стеринов артроспор достигала 13.82% по сравнению с 8.84% в мицелии. Соотношение метилированных и деметилированных стеринов в мицелии составляло 1 : 9, а в артроспорах, сформированных на этом же мицелии -1:4. Повышенный уровень 14-метилстеринов в артроспорах М. ЫетаГш Р-1156, особенно эбурикола и 24-метилен-4,14-диметилхолестерина, свидетельствует о более низкой активности С-14-деметилазы по сравнению с ее активностью в мицелии. Совместно с повышенным уровнем пальмитиновой и пониженным -линолевой кислоты это отражает увеличение вязкости мембран, отмеченное в ряде работ [Уапёеп ВозвсИе, 1990; Ооос1ау, БсЬойеШ, 1995].

Таким образом, проведенные исследования показали, что артроспоры имеют не только функциональные, но и физиологические особенности, отличающие их от других морфологических структур гриба: от мицелия, на котором они формируются, а также, несмотря на морфологическое сходство, от вегетативных дрожжеподобных почкующихся клеток. Сравнительный анализ состава липидов мицелия, дрожжеподобных клеток и артроспор на модели гриба М. ЫетаП.ч р-1156 выявил особенности, характерные для клеток каждого типа.

Глава 4. Липиды и стерины спорангиоспор в связи с различной способностью мукоровых грибов к диморфизму

В процессе наших исследований по влиянию стрессовых факторов среды (присутствие хлоранилинов, истощение источников питания и др.) на морфогенетические процессы грибов было установлено, что ранее считавшиеся мономорфными представители вида М. ЫетаШ также способны к дрожжеподобному росту, реализующемуся при прорастании артроспор, но не спорангиоспор. Вызвать дрожжеподобный рост у грибов этого вида было сложнее, чем у представителей М. circinelloid.es, по-видимому, из-за более

высокой устойчивости их спорангиоспор к стрессовым воздействиям. Возможно, и для других представителей мукоровых грибов, считающихся мономорфными, недостаточно четко определен круг условий, в которых индуцируется рост альтернативного морфотипа.

Анализ изменений в липидном составе спорангиоспор на моделях мукоровых грибов с различной способностью к поляризованному росту - у диморфного М. с1гсте1Шйез, мономорфного М. гатаптапш и вида М. ЫетаНБ, у которого, как показано выше, дрожжеподобный рост возможен в определенных условиях - позволил выявить корреляцию между составом липидов .спор и особенностями морфогенеза при их прорастании.

4.1. Структура, жизнеспособность и липидный состав спорангиоспор М. систе11о1(1е$ уаг. 1тИатст в условиях длительного культивирования спорогенной культуры

Твердофазное культивирование гриба на пшеничных отрубях (и других зерновых отходах) позволяло создавать условия пониженной влажности, что способствовало усиленному спорогенезу и образовыванию спорангиоспор, способных прорастать как в виде мицелия, так и дрожжеподобных клеток. Исследования показали, что в этих условиях интенсивного спорогенеза происходило существенное изменение состава грибных липидов, что не способствовало формированию качественных спорангиоспор с высокой жизнеспособностью. При этом способность к прорастанию и развитию гриба в виде альтернативных морфотипов зависели от возраста спорангиоспор.

Споры 4-суточной культуры прорастали исключительно с образованием мицелия. Процент прорастания 7-суточных спор снижался незначительно, при инокуляции в жидкую среду с глюкозой наблюдались рост деформированного мицелия, а также появление дрожжеподобных клеток при снижении накопления биомассы. Споры 14-суточной культуры теряли всхожесть на 27%, большая часть жизнеспособных спор прорастала в виде дрожжеподобных клеток, а развивающийся мицелий был деформирован, вакуолизирован, наблюдалось нарушение апикального роста гиф. Увеличение возраста спорогенной культуры до 20 сут приводило к потере всхожести у 98% образуемых спор, а 25-суточные споры полностью теряли способность к прорастанию. Портретные характеристики спорангиоспор, дающих начало мицелию, и спор, потерявших всхожесть, приведены на рис. 14 (сканирующая и просвечивающая электронная микроскопия).

Рис. 14. Спорангиоспоры M. circinelloides var. lusitanicus 306D разного возраста.

Спорангиоспоры 6-су точной культуры, растущей на отрубях (а), способные к прорастанию в виде гиф, и споры 30-суточной культуры на агаризованном сусле (в), также не утратившие жизнеспособность, имеют больший объем и более ровную поверхность, чем споры 30-суточной культуры на пшеничных отрубях (б), на поверхности которых видны глубокие инвагинации. Ультратонкие срезы молодых спорангиоспор 5-суточной культуры демонстрируют плотную зернистую текстуру цитоплазмы с хорошо различимыми митохондриями, ядром, липидными и полифосфатными гранулами и цитоплазматической мембраной, плотно прилегающей к клеточной стенке (г). Спорангиоспоры 25-суточной культуры обезвожены, часто плазмолизированы, с мембранными инвагинациями, уменьшенным количеством крист в митохондриях, деформациями клеточной стенки, наличием конденсированного электронно-плотного и электронно-прозрачного материала (д).

В условиях увеличивающейся дегидратации при длительном твердофазном культивировании в клетках накапливаются различные протекторные соединения, в частности, глицерин, который может

образовываться из глицеролипидов (в том числе из ТАГ), что коррелирует со снижением доли ТАГ в общих липидах в процессе старения культуры. У диморфного гриба M. circinelloides var. lusitanicus 306D отмечена корреляция между составом липидов спорангиоспор, их жизнеспособностью и индукцией дрожжеподобного роста. Дрожжеподобный рост у M. circinelloides var. lusitanicus наблюдался уже при небольшом снижении в липидах спорангиоспор доли ТАГ и увеличении доли ДАГ (табл. 9). В процессе длительного культивирования в липидах спорангиоспор уменьшалось содержание ТАГ, ЭС и основных фосфолипидов (ФХ, ФЭА, ФС). Отношение ФЭА/ФХ повышалось от 0.39 до 0.94, а отношение ФЛ/ГЛ снижалось с 1.6 до 0.5 (табл. 10), что свидетельствовало о критических изменениях структурной организации и функциональности мембран и коррелировало с падением жизнеспособности спорангиоспор. Отмечено повышение уровня СЖК, ДАГ, а также свободных стеринов, половина которых, однако, приходилась на метилированные производные. Известно, что метилстерины не способны полноценно выполнять структурные функции, для обеспечения которых необходимо высокое содержание в мембранах эргостерина - главного десметилстерина грибов [Vanden Bossche, 1990; Vanden Bossche et al., 1993; Gooday, Schofield, 1995]. Об исчерпании в старых спорангиоспорах резервного пула эргостерина, заключенного в ЭС, свидетельствовало снижение соотношения ЭС/ССт с 1.26 до 0.3. Спорангиоспоры с таким составом липидов полностью теряли жизнеспособность.

Таблица 9. Состав липидов спорангиоспор M. circinelloides var. lusitanicus 306D разного возраста (% от суммы)

Сутки ОЛ, % от с.б. спор ПЛ ДАГ ССт МСт СЖК ТАГ ЭС

6 13.0 21.1 8.6 10.8 1.2 11.5 24.6 15.1

14 11.0 22.0 11.1 13.6 1.1 10.5 20.6 17.7

25 7.0 16.3 19.4 11.9 11.9 16.9 16.4 7.2

Таблица 10. Состав ПЛ спорангиоспор М. разного возраста (% от суммы) circinelloides var lusitanicus 306D

Сутки гл ФС ФК ФХ ФЭА кл ФЭА/ФХ ФЛ/ГЛ

6 38.7 9.4 7.6 29.8 11.5 2.5 0.4 1.6

14 42.0 8.2 6.0 28.3 13.0 2.7 0.3 1.4

25 68.7 1.1 12.1 8.1 7.7 3.9 0.9 0.5

Из полученных данных следует, что снижение жизнеспособности спорангиоспор и изменение характера роста гриба при их прорастании в значительной степени связаны с изменением их липидного состава. Это подтверждается тем фактом, что добавление экзогенных липидов влияло на стратегию развития культур, вырастающих из старых спорангиоспор. Добавка ТАГ способствовала нормальному развитию культур из спор с дефицитом внутриклеточных липидов.

Добавление вместе с инокулятом (споры молодой 4-суточной культуры) липидов зерновых отходов (пшеничные отруби, подсолнечный жмых) с высоким содержанием СЖК (олеиновой и линолевой) к концу 1 сут культивирования приводило к развитию деформированного мицелия; внесение липидов, выделенных из молодых спор (4 сут) вызывало формирование артроспор на концах гиф образующегося мицелия, а внесение липидов, экстрагированных из старых спорангиоспор (20 сут) с высоким содержанием ДАГ, СЖК, ФК, ГЛ и метилированных стеринов, сопровождалось появлением дрожжеподобных клеток (рис. 15). Эти результаты позволяют сделать вывод о том, что липиды грибов являются не только источником углерода и энергии или компонентами клеточных мембран, но и участвуют в регуляции процессов цитодифференцировки, сопряженных с морфогенетическими изменениями. Полученные результаты дополняют данные литературы, согласно которым модифицированные жирные кислоты и родственные им липиды играют важную роль в половом и бесполом развитии грибов [Nukina et al., 1981; Батраков и соавт., 1993; Kolattukudy et al., 1995; Goodrich-Tanrikulu et al., 1998; Calvo et al., 1999, 2001; Wilson et al., 2004], а также являются сигнальными молекулами в отношениях хозяин-патоген и индуцируют патогенную фазу развития многих видов диморфных грибов [Маско, 1981; Podila et al., 1993; Klose et al., 2004; Noverr et al., 2001, 2003, 2004; Noverr, Huffnagle, 2004].

Рис. 15. Гигантские дрожжеподобные клетки, образующиеся на 2 сут после добавления липидов, экстрагированных из спорангиоспор старой культуры.

4.2. Липиды спорангиоспор М. \riemalis Р-1156 в условиях длительного культивирования спорогенной культуры

Спорангиоспоры М. /иетаИ.ч в зависимости от их возраста, определяемого временем культивирования на зерновых отходах, также характеризовались снижением всхожести (особенно при старении культуры после 10-14 сут) и различались составом липидов и стеринов, а также способностью к дрожжеподобному росту при их прорастании.

В составе общей липидной фракции спор по мере их созревания были отмечены увеличение доли ГЛ, в том числе, сфинголипидов (цереброзидов), и снижение доли глицеролипидов, в том числе, ТАГ - основного резерва для окислительного метаболизма. Уменьшение отношения ФЛ/ГЛ (с 8.5 до 1.9), отмеченное в спорангиоспорах старой культуры (20 сут) по сравнению с этими же показателями спорангиоспор более молодых культур (3, 7, 10 сут), отражает изменения структурной организации и функциональности мембран, а снижение отношения ЭС/ССт с 1.7 до 1.0 - мобилизацию резервного пула стеринов и ЖК.

Потеря жизнеспособности старых спорангиоспор сопровождалась повышением уровня у-линоленовой кислоты с 20 до 28.5%. В процессе развития спорогенной культуры М. МетаШ соотношение ФЭА/ФХ в спорангиоспорах снижалось с 0.9 до 0.4 (на 10 сут) за счет накопления пула основного фосфолипида - ФХ, а затем опять увеличивалось до 0.9 (на 20 сут) за счет его мобилизации. Таким образом, спорангиоспоры старой культуры имели одинаковые показатели уровней массивных фосфолипидов с молодыми спорангиоспорами, но, несмотря на это, были не способны прорастать исключительно в виде мицелия, а давали начало дрожжеподобному росту. Мы полагаем, что одним из факторов, способных оказывать влияние на характер роста гриба, могут быть изменения в составе стеринов спорангиоспор, а именно снижение уровня эргостерина.

Основным стерином спорангиоспор М. ЫетаИ$ был эргостерин, доля которого в сумме стеринов с увеличением продолжительности культивирования спорогенного мицелия уменьшалась с 95% на 7 сут до 51.4% на 20-е (табл. 11). Эти изменения сопровождались увеличением доли минорных промежуточных продуктов биосинтеза эргостерина - деметилированных (фекостерина и эпистерина) и метилированных (24-метилен-4а-метилхолест-8-ен-3(3-ола, эбурикола и 4,4-диметилфекостерина). Изменения в стериновом обмене совокупно со снижением уровня основного фосфолипида митохондриальных мембран - КЛ, способны оказывать влияние на структурную организацию мембран, для нормального функционирования которых необходимо наличие

именно 4,14-десметилстеринов [Nés et al., 1978, 1993; Weete et al., 1983, Weete, 1989; Debieu et al., 1998].

В спорангиоспорах гриба M. hiemalis, способных прорастать в форме мицелия (7-10 сут), отношение метилированных стеринов к деметилированным составляло 1 : 39 (или не превышало 1 : 17), а в спорах, дающих начало дрожжеподобному росту (20 сут) - 2 : 3. Кроме того, соотношение этерифицированных и свободных стеринов (ЭС/ССт) в старых спорах снижалось, что свидетельствует об исчерпании пула доступного резерва ЭС. Спорангиоспоры со столь выраженными изменениями в липидном составе в значительной степени (на 70%) теряли способность к прорастанию, а жизнеспособные спорангиоспоры, но с истощенным в процессе длительного культивирования липидным пулом и низким содержанием эргостерина, давали начало как мицелиальному, так и дрожжеподобному росту.

Таблица 11. Состав и относительное содержание стеринов в спорангиоспорах гриба М. ШетаИя Р-1156 разного возраста (% от суммы) ___

Стерины 7 сут 10 сут 14 сут 20 сут

24-метил-холеста-5,7,22-триен-Зр-ол (эргостерин) 94.9 91.5 85.5 51.4

24-метил-холеста-7,22-диен-Зр-ол (5-дигидроэргостерин) - - Сл. 3.2

24-метил-холеста-5,22-диен-Зр-ол (7-дигидроэргостерин) 2.5 2.7 Сл. 1.8

24-метилен-холест-8-ен-Зр-ол (фекостерин) Сл. Сл. Сл. 1.4

24-метилен-холест-7-ен-ЗР-ол (эпистерин) Сл. Сл. Сл. 2.1

24-метилен-4а-холест-8-ен-Зр-ол (4-метилфекостерин) 0.4 0.9 7.0 6.7

24-метилен-4,14-диметил-холест-5-ен-Зр-ол Сл. 2.3 2.1 0.8

24-метилен-ланост-8-ен-Зр-ол (эбурикол) Сл. 0.6 4.4 12.1

14-нор-24-метилен-ланост-8-ен-Зр-ол (4,4-диметилфекостерин) 2.1 1.8 1.0 20.5

Метилированные / деметилированные 1:39 1:17 1:6 2:3

Таким образом, различия в составе стеринов, жирных кислот и отдельных классов липидов в молодых и старых спорангиоспорах М. ЫетаШ коррелировали с изменением степени их жизнеспособности и способностью давать начало дрожжеподобным клеткам, а также образовывать артроспоры на

выросшем мицелии, что свидетельствует о взаимосвязи процессов липидообразования и морфогенеза у грибов.

4.3. Липиды спорангиоспор M. ramannianus F-530 в условиях длительного культивирования спорогенной культуры

В отличие от спорангиоспор M. hiemalis F-1156 и M. circinelloides var. lusitanicus 306D, спорангиоспоры мономорфного вида M. ramannianus F-530 при прорастании не образовывали дрожжеподобных клеток независимо от возраста спор (длительности культивирования спорогенного мицелия), хотя при прорастании старых спор отмечалось появление утолщенных деформированных гиф. Споры имели стабильный состав липидов; основными резервными липидами были ТАГ. С увеличением времени культивирования (7-20 сут) значительному изменению подвергалось, главным образом, содержание СЖК, снижение уровня которых (с 13.8 до 5.2%) сопровождалось увеличением доли ПЛ (с 15.6 до 21%) и ЭС (с 4.6 до 9%). Уровень свободных стеринов и ТАГ (14.515.5% и 38.2-45.4% соответственно) был высоким и значительно не изменялся в спорах разного возраста. Соотношение ЭС/ССт было низким и относительно стабильным (0.3-0.6), что отличало споры мономорфного вида M. ramannianus F-530 от диморфных M. hiemalis F-1156 и M. circinelloides var. lusitanicus 306D, в составе липидов которых уровень ЭС изначально был болев высоким, а снижение содержания запасных липидов (ТАГ и ЭС) коррелировало со снижением жизнеспособности спор и индукцией дрожжеподобного роста.

Главным стерином M. ramannianus F-530 был эргостерин (64.1%), а среди его предшественников основную долю (19%) составлял фекостерин - первый из деметилированных производных, который по некоторым данным [Kelly et al., 1994] может частично выполнять функции эргостерина.

Кроме того, липиды спорангиоспор M. ramannianus F-530, в отличие от липидов M. hiemalis F-1156 и M. circinelloides var. lusitanicus 306D, имели невысокое содержание у-линоленовой кислоты (5-9%), ДАГ (4.3-7%), стабильное соотношение ФЛ/ГЛ (2.1-2.8), а также низкий уровень метилированных предшественников эргостерина (не более 3.8%), что коррелировало со способностью этого мономорфного вида расти исключительно в виде мицелия. И тем не менее, увеличение содержания у-линоленовой кислоты в 20-суточных спорах (13.2%) сопровождалось развитием из них деформированного мицелия.

Анализ жирнокислотного состава липидов спорангиоспор на моделях представителей трех видов мукоровых грибов (табл. 12) позволил выявить корреляцию между повышенным содержанием в спорангиоспорах у-линоленовой кислоты и способностью вида к диморфизму: только у видов M hiemalis F-l 156 и M. circinelloides var. lusitanicus 306D, в спорах которых уровень

этой кислоты был изначально высок (20-30% от суммы ЖК), отмечалась способность к образованию дрожжеподобных клеток. Кроме того, эти два вида характеризовались высоким уровнем ДАГ и ФК, которые также оказывают влияние на морфогенез, так как известно, что эти продукты деструкции фосфолипидов являются сигнальными молекулами и мессенджерами диморфного роста [васМ, 1995; Яис^е е! а1., 1998].

Таблица 12. Комплекс качественных и количественных характеристик липидов спорангиоспор мукоровых грибов для оценки потенциальной способности к дрожжеподобному росту

Показатель Количество М. агапе11оЫе$ уаг. ШяНатсия М. МетаШ М. гатаптапш

ФЭА/ФХ >0.4 0.9 0.9 0.4

ФЛЯГЛ <2 0.5 1.9 2.8

ЭС/ССт <1 0.3 1.0 0.6

Метилстерины/ десметилстерины >1:17 1:1 2:3 1:25

ДАГ >5% 19.4 5.4 4.3

ТАГ <20% 16.4 18.9 45.0

7"С18:3 >10% 17.9 28.5 13.0

Характер роста Дрожжеподобный Мицелиальный Образование артроспор + + + (деф.) + + (деф.)

В литературе имеется информация о том, что высокое содержание десметилстеринов, в том числе эргостерина, способствует поддержанию структуры и нормальному функционированию мембран и коррелирует с ростом грибов в виде мицелия [Уапс1еп ВовзсИе, 1990]. У мономорфного М. гатаптапш Р-530 в спорах 20-суточной культуры уровень метилированных предшественников эргостерина, в том числе С-14 метилированных тритерпена эбурикола и 24-метилен-4,14-диметилхолестерина, был очень низок (2%),

особенно в сравнении со спорами культуры М. hiemalis F-1156 того же возраста, где их уровень достигал 13%. Отношение метилированных стеринов к деметилированным у М. ramannianus F-530 составляло 1 : 25 (для сравнения, у М. hiemalis F-1156 в спорах старой 20-суточной культуры - 2 : 3, а у М. circinelloides var. lusitanicus 306D — 1 : 1). На основании результатов анализа состава стеринов, можно заключить, что способность спорангиоспор мукоровых грибов прорастать в виде мицелия определяется не столько уровнем собственно эргостерина, сколько низким уровнем его метилированных предшественников.

Бесполые споры грибов, предназначенные не для длительного переживания, а для быстрого распространения вида, находятся в состоянии неглубокого покоя. Удаленные с поверхности мицелия, они могут храниться без потери качества (всхожести) длительное время [Agosin et al., 1997; Dantigny et al., 2007]. Как показали результаты проведенных исследований, в оставленных на мицелии спорах происходят метаболические процессы, затрагивающие липидный обмен, что приводит к существенному ухудшению качества спорангиоспор. Таким образом, исследования на моделях мукоровых грибов с различной способностью к диморфному росту - М. hiemalis, М. circinelloides var. lusitanicus и М. ramannianus, показали, что состав их липидов в значительной степени определяет качество спорангиоспор и играет существенную роль при реализации разных стратегий клеточного роста.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Проведенное исследование было посвящено изучению изменений липидного состава и функциональности липидов в формировании адаптивных реакций, морфогенезе и диморфизме грибов и выявлению биохимических критериев, позволяющих оценивать способность мукоровых грибов к дрожжеподобному росту.

В последние годы интерес к изучению диморфизма грибов возрос в связи с установленным участием липидов в морфологических переходах и широким распространением возбудителей микозов животных и человека и патогенов сельскохозяйственных растений.

Так как явление диморфизма у грибов, имеет адаптивный характер и способствует поддержанию их активного роста в изменившихся условиях среды, реализация различных жизненных стратегий грибов и формирование стрессового ответа на неблагоприятные внешние воздействия должно базироваться на общих метаболических реакциях, в том числе, на изменениях липидного компонента клеток.

Полученные результаты выявили существенные изменения в составе классов липидов и жирных кислот исследуемых грибов, связанные с формированием адаптивной реакции организма на воздействие неблагоприятных для роста температур и различных стрессовых факторов - исчерпание источников питания, влияние рН среды, этанола, высокой концентрации глюкозы, антибиотиков (нистатина) и других токсических соединений, в частности, хлорированных анилинов. Изменения липидного состава имеют компенсаторный характер и позволяют преодолеть стрессовое воздействие, способствуя возобновлению роста грибов в изменившихся условиях. Впервые получена информация об участии липидов в контроле феномена диморфизма при действии на грибы токсикантов - хлорированных анилинов, которые по вызываемому ими эффекту могут быть отнесены к специфическим морфогенным агентам.

В связи с возросшим интересом к исследованию роли липидов в морфогенетических процессах, актуальным является поиск характеристик, необходимых для оценки потенциальной способности грибов к диморфизму. Результаты исследований липидного состава покоящихся клеток -спорангиоспор - у нескольких видов мукоровых грибов с различной способностью к диморфизму, обнаружили различия в содержании отдельных классов липидов и их соотношениях, что позволило сделать заключение о регуляторной роли липидов в морфогенетических процессах и возможности их использования для оценки способности к диморфизму. Впервые обнаружены изменения в составе стеринов, жирных кислот и отдельных классов липидов, выявленные в спорангиоспорах разного возраста, которые отражают степень их жизнеспособности и определяют программу включения альтернативных форм роста - мицелиальной или в виде дрожжеподобных клеток. Показано, что повышенное содержание в спорангиоспорах ДАГ, СЖК, ФК, ГЛ, метилированных стеринов при низком уровне ТАГ способствуют образованию дрожжеподобных клеток; высокий уровень у-линоленовой кислоты, ЭС, метилированных предшественников эргостерина и низкий уровень ТАГ характерны для смешанного роста деформированного мицелия, на котором формируются артроспоры, и мультиполярно почкующихся дрожжеподобных клеток; для мицелиального - высокий уровень десметилстеринов и ТАГ.

активностью, процессами синтеза, обмена липидов и морфогенезом, а также о роли совокупных показателей липидного состава в реализации стратегии роста грибов по дрожжеподобному или мицелиальному типу в зависимости от условий окружающей среды.

Впервые получена информация о взаимозависимости таких морфогенетических процессов как образование и созревание покоящихся форм грибов и проявление программ диморфизма при их прорастании, что на метаболическом уровне реализуется через изменения липидного состава этих форм.

Впервые для Мисог ЫетаШ - вида, ранее относимого к мономорфным, выявлена способность к диморфизму, получена информация об особенностях состава липидов артроспор, отличающих их от морфологически сходных с ними дрожжеподобных клеток. Впервые в составе стеринов артроспор этого гриба идентифицированы редкие соединения - 1-дигидро-дегидронеоэргостерин и дегидронеоэргостерин, продукты трансформации эргостерина, которые, по-видимому, принимают участие в морфогенетических процессах.

Таким образом, комплекс липидных характеристик спорангиоспор может быть использован для оценки способности мицелиальных грибов к диморфизму, в том числе у тех видов, для представителей которых такая способность ранее не была показана. Это существенно расширяет представления о распространенности этого явления и открывает перспективы его контроля в современной медицине, ветеринарии, сельском хозяйстве и биотехнологии.

Мукоровые грибы широко применяются в различных биотехнологических производствах, а представители отдельных видов являются перспективными продуцентами комплекса биологически активных соединений липидной природы — каротиноидов и у-линоленовой кислоты, поэтому предпринятые исследования липогенеза 40 штаммов мукоровых грибов позволили выявить круг наиболее активных продуцентов липидов, а исследования по влиянию условий культивирования - определить условия повышения эффективности штаммов-продуцентов и выхода целевых продуктов. Большую перспективу имеют предложения использования мукоровых грибов при доочистке промывных вод маслоперерабатывающих предприятий с одновременным получением биологически активных липидов.

Проведенные исследования липидов мукоровых грибов и выяснение их роли в явлении диморфизма вносят вклад не только в познание механизмов адаптации грибов, но также в расшифровку биохимических основ морфогенеза.

выводы

1. Установлено, что адаптация к воздействию неблагоприятных факторов среды и токсичных агентов (условий гипотермии и режима азотного питания, а также полиенового антибиотика нистатина и этанола) осуществляется с участием липидов путем регулирования состава жирных кислот (десатурацией и элонгацией), мембранных липидов (изменением в содержании стеринов, фосфо-и гликолипидов) и основных резервных ацилсодержащих фракций (ТАГ и ЭС).

2. Полиненасыщенная у-линоленовая кислота может выполнять функции не только компонента клеточных мембран, но и сигнального соединения, уровень которого повышается в условиях стресса, а ТАГ и ЭС наряду с резервной могут выполнять и другие функции, в том числе защитную.

3. Феномен диморфизма распространен среди мукоровых грибов шире, чем полагали до последнего времени. Показано, что представители вида М. ЫетаШ, ранее относимого к разряду мономорфных, могут в определенных условиях изменять клеточную морфологию с мицелиальной на дрожжеподобную под воздействием специфических агентов (хлорированных анилинов) или неблагоприятных условий (длительное культивирование при понижающейся влажности).

4. Комплексные характеристики липидного состава могут служить маркерами сферического или поляризованного роста мукоровых грибов. Диморфизм, как адаптивная реакция грибов на воздействия неблагоприятных условий среды или токсичных агентов (высокого содержания глюкозы, низкого рН, хлорированных анилинов), сопряжен с изменениями метаболической активности и состава как мембранных, так и резервных липидов.

5. Липиды дрожжеподобных клеток имеют характерные отличия от липидов мицелия: более низкий уровень ненасыщенных жирных кислот, ТАГ, ЭС и соотношения ФЛ/ГЛ, а также более высокий - ПЛ, ДАГ и СЖК.

6. Обнаружены существенные различия в составе липидов артроспор и вегетативных клеток М. ЫетаПз (мицелиальных и дрожжеподобных), которые маркируют артроспоры как стадию покоя в онтогенезе гриба, а также свидетельствуют о снижении активности в этих клетках метаболических процессов.

7. Впервые у грибов в составе стерииов артроспор выявлены редкие соединения - 1-дигидро-дегидронеоэргостерина и дегидронеоэргостерина, продукты трансформации эргостерина, которые могут участвовать в процессе морфогенеза. Установлена корреляция между уровнем эргостерина и соотношением метилированных и деметилированных стеринов, и морфогенетическими процессами поляризованного роста.

8. Обнаружена зависимость переключения морфогенетических программ роста мукоровых грибов в виде мицелия или дрожжеподобных клеток, а также ускоренного формирования артроспор от особенностей липидного состава спорангиоспор, использующихся в качестве инокулята и полученных в условиях длительного культивирования спорогенного мицелия.

9. Потенциальную способность мукоровых грибов к дрожжеподобному росту предложено оценивать по качественным и количественным характеристикам липидов их спорангиоспор: уровню у-линоленовой кислоты (>10% от суммы ЖК); уровню ДАТ (>5%) и ТАГ (<20%); отношению ФЭА/ФХ (>0.4), метилстерины/десметилстерины (>1:17), а также ФЛ/ГЛ (<2) и ЭС/ССт (<1). Эти показатели характерны для спорангиоспор с низкой жизнеспособностью (всхожестью) и указывают на их способность при прорастании давать начало дрожжеподобному росту.

10. Экзогенные липиды определенного состава, внесенные вместе с инокулятом, оказывают регуляторное влияние на морфогенетические процессы, связанные с реализацией альтернативных программ роста грибов -мицелиальной и дрожжеподобной: ТАГ с высоким содержанием полиненасыщенных ЖК индуцируют морфологический переход к гифальной форме, а липиды с повышенным содержанием ДАГ и СЖК, метилированных стеринов и низким уровнем ТАГ и ЭС, вызывают деформации развивающегося мицелия, способствуют образованию артроспор и дрожжеподобных форм. Липиды старых спорангиоспор с низкой всхожестью индуцируют рост почкующихся дрожжеподобных клеток.

Список публикаций автора по материалам диссертации: Статьи в рецензируемых журналах

1. Мысякина И.С. Изучение фракционного и жирнокислотного состава липидов гриба Fusarium solani и его олигоконидиальных мутантов // Микробиология. 1988. Т. 57. № 3. С. 389-393.

2. Мысякина И.С. Влияние нистатина на липидообразование у Fusarium solani // Микробиология. 1989. Т. 58. № 2. С. 346-347.

3. Мысякина И.С.. Фунтикова Н.С. Исследование состава липидов гриба Мисог ИНМИ в условиях задержки роста нистатином // Микробиология. 1991. Т. 60. №4. С. 645-651.

4. Фунтикова Н.С., Катомина А.А., Мысякина И.С. Состав фосфолипидов и степень ненасыщенности липидов гриба Мисог 12М при низких температурах // Микробиология. 1992. Т. 61. № 5. С. 793-797.

5. Торланова Б.О., Конова И.В., Фунтикова Н.С., Бабанова Н.К., Катомина А.А., Мысякина И.С. Влияние условий культивирования мукорового гриба, обработки биомассы, способа экстракции на получение липидов, содержащих у-линоленовую кислоту и каротиноиды // Прикладная биохимия и микробиология. 1992. Т. 28. № 4. С. 614-622.

6. Конова И.В., Фунтикова Н.С. Труфанова Е.Н., Мысякина И.С. О корреляции содержания азотсодержащих фосфолипидов и полиеновых кислот в клетках мукорового гриба в связи с экзогенным азотом // Микробиология. 1992. Т. 61. №6. С. 1101-1104.

7. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Состав ацилсодержащих липидов клеточных фракций гриба Мисог lusitanicus в условиях различного режима азотного питания // Микробиология. 1994. Т. 63. № 4. С. 624-629.

8. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Диморфизм и состав липидов гриба Мисог lusitanicus II Микробиология. 1995. Т. 64. № 2. С. 285-286.

9. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Синтез у-линоленовой кислоты мукоровыми грибами при использовании экзогенных жирных кислот // Микробиология. 1997. Т. 66. № 1. С. 90-94.

10. Фунтикова Н.С. Панькина О.И., Мысякина И.С.. Конова И.В. Синтез у-линоленовой кислоты и каротиноидов мукоровыми грибами // Микробиология. 1998. Т. 67. №3. С. 345-348.

11. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С.. Поглазова М.Н. Состав жирных кислот и классов липидов в связи с диморфизмом у Мисог lusitanicus в экстремальных условиях // Микробиология. 1998. Т. 67. №. 4. С. 485-491.

12. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С.. Конова И.В. Синтез гамма-линоленовой кислоты мукоровыми грибами при использовании жиросодержащих сточных вод // Прикладная биохимия и микробиология. 1999. Т. 35. № 3. С. 345-348.

13. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С.. Поглазова М.Н. Особенности морфогенеза и состава липидов грибов рода Мисог в присутствии хлоранилинов в погруженной культуре // Микробиология. 1999. Т. 68. № 4. С. 467-472.

14. Мысякина И.С.. Фунтикова Н.С. Состав липидов дрожжеподобных и мицелиальных клеток гриба Mucor hiemalis, выращенных в присутствии 4-хлоранилина// Микробиология. 2000. Т. 69. № 6. С. 790-795.

15. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Особенности состава липидов артроспор почкующихся клеток и мицелия гриба Mucor hiemalis II Микробиология. 2001. Т. 70. № 4. С. 465-470.

16. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С.. Конова И.В. Синтез биологически активных липидов на средах разного состава // Прикладная биохимия и микробиология. 2002. Т. 38. № 6. С. 644-648.

17. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С., Медведев Ф.А. Состав стеринов артроспор и мицелия гриба Mucor hiemalis II Микробиология. 2002. T. 71. № 4. С. 475-481.

18. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Изменение состава липидов спорангиоспор Mucor hiemalis в связи с возрастом спорогенной культуры // Микробиология. 2003. Т. 72. № 4. С. 516-520.

19. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Корреляция между липидным составом спорангиоспор, их жизнеспособностью и морфологией клеточного роста гриба Mucor lusitanicus 12М II Микробиология. 2003. T. 72. № 6. С. 775779.

20. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Стерины спорангиоспор культуры гриба Mucor hiemalis II Микробиология. 2003. T. 72. № 6. С. 862-863.

21. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Диморфизм гриба Mucor lusitanicus 12М в зависимости от условий получения спорангиоспор // Микробиология. 2004. Т. 73. №6. С. 851-853.

22. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Влияние экзогенных липидов на морфологию прорастания спорангиоспор гриба Mucor lusitanicus 12М II Микробиология. 2006. T. 75. №3. С. 430-432.

23. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Роль стеринов в морфогенетических процессах и диморфизме грибов (Обзор) // Микробиология. 2007. Т. 76. № 1. С. 5-18.

24. Мысякина И. С.. Фунтикова Н.С. Липиды спорангиоспор мицелиального гриба Mucor ramannianus, неспособного к диморфному росту // Микробиология. 2007. Т. 76. № 2. С. 179-183.

25. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Активность НАД-зависимой изоцитратдегидрогеназы, изоцитратлиазы и малатдегидрогеназы у Mucor circinelloides var. lusitanicus ИНМИ в связи с режимом азотного питания // Микробиология. 2008. Т. 77. № 4. С. 453^159.

26. Мысякина И.С.. Фунтикова Н.С. Особенности метаболических процессов и состав липидов дрожжеподобных клеток и мицелия Mucor circinelloides var. lusitanicus ИНМИ при высоком содержании глюкозы в среде // Микробиология. 2008. Т. 77. № 4. С. 460^464.

27. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Влияние условий получения спорангиоспор посевного материала на морфологию и продуктивность гриба Mucor circinelloides var. lusitanicus 12M - продуцента у-линоленовой кислоты // Прикладная биохимия и микробиология. 2008. Т. 44. № 4. С. 446^150.

28. Мысякина И.С.. Фунтикова Н.С. Особенности метаболической активности и состава липидов при изменениях режима азотного питания Мисог circinelloides var. lusitanicus - продуцента у-линоленовой кислоты // Иммунопатология, аллергология, инфектология. 2009. № 2. С. 194-195.

Статьи в сборниках

1. Мысякина И.С. Сравнительное изучение липидов гриба Fusarium solani и полученных из него мутантов // В сб.: Проблемы современной биологии. Материалы 16 конференции молодых ученых МГУ. М.: Изд-во МГУ, 1986. Т. 1. С. 91-95. Деп. в ВИНИТИ, № 6642-В86.

2. Мысякина И.С. Жирнокислотный состав липидов гриба Fusarium solani и его морфологических мутантов при росте на глюкозе и этаноле // В сб.: Проблемы современной биологии. Материалы 17 конференции молодых ученых МГУ. М.: Изд-во МГУ, 1987. Т. 1. С. 215-219. Деп. в ВИНИТИ, № 6654-В87.

3. Мысякина И.С. Влияние температуры культивирования на фракционный жирнокислотный состав липидов гриба Fusarium solani и его мутантов // В сб.: Проблемы современной биологии. Материалы 18 конференции молодых ученых МГУ. М.: Изд-во МГУ, 1988. Т. 3. С. 161-165. Деп. в ВИНИТИ, № 6712-В88.

4. Konova I.V., Funtikova N.S., Karpova N.V., Mvsvakina I.S.. Pankina O.I. Physiological regulation of lipogenesis of fungi // Chapter in: Metabolism: structure and utilization of plant lipids / A. Cherif e.a., eds. The Proceedings of the Tenth International Symposium on Plant Lipids, Held at Jebra, Tunisia, April 27 -May 2, 1992. P. 344-347.

5. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Липиды гриба Мисог hiemalis в связи с диморфизмом // «Грибы в природных и антропогенных экосистемах». Сб. Труды Международной конференции, посвященной 100-летию начала работы профессора A.C. Бондарцева в Ботаническом институте им. В.Л. Комарова РАН, Санкт-Петербург, 24-28 апреля 2005 г. Т. 2. С. 37-40.

Тезисы конференций

1. Фунтикова Н.С., Катомина A.A., Мысякина И.С. Характеристика липогенеза гриба Мисог 12М в условиях ингибирования роста низкой температурой // Материалы Всероссийской конференции «Лимитирование и ингибирование роста микроорганизмов», Пущино, 12-14 декабря 1989 г. С. 9192.

2. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С.. Сократова Н.Б., Панькина О.И., Конова И.В. Использование микроскопических грибов в качестве деструкторов загрязнителей органической природы // Тезисы конференции «Интродукция микроорганизмов в окружающую среду», Москва, май 1994. С. 52.

3. Фунтикова Н.С., Конова И.В., Мысякина И.С.. Панькина О.И. Мицелиальные грибы - источник полиненасыщенных жирных кислот для

диетотерапии // Тезисы Всероссийской конференции «Современные достижения биотехнологии», Ставрополь, 1-3 июля 1996 г. С. 164-165.

4. Фунтикова Н.С., Конова И.В., Мысякина И.С.. Бабанова Н.К., Кутузова И .С. Микробиологический метод получения липидов, содержащих у-линоленовую кислоту // Материалы III Всероссийского научного конгресса «Человек и лекарство», Москва, 16-20 апреля 1996 г. С. 55.

5. Heidebrecht О., Arzumanian V., Plakunov V., Mvsiakina I. Yeast Malassezia spp. is an extremely halotolerant // 21st International Specialized Symposium on Yeasts "Biochemistry, Genetics, Biotechnology and Ecology of Non-conventional Yeasts (NCY)", Lviv, Ukraine, August 2001, P. 96.

6. Мысякина И.С.. Фунтикова H.C. Диморфизм и состав липидов мукоровых грибов // Сб. «Современная микология в России». Тезисы докладов I съезда микологов России. Москва, 11-13 апреля 2002 г. С. 153.

7. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С.. Конова И.В. Продуктивность гриба Mucor lusitanicus ИНМИ - продуцента биологически активных липидов, содержащих гамма-линоленовую кислоту и каротиноиды // Материалы Первого Всероссийского конгресса по медицинской микологии. Москва, 20-21 февраля 2003 г. «Успехи медицинской микологии» (ред. Ю.В. Сергеев). М.: Национальная академия микологии, 2003. Т. 1. С. 258-259.

8. Конова И.В. Фунтикова Н.С., Галанина JI.A., Мысякина И.С.. Сергеева Я.Э. Биотехнологическое использование микроорганизмов как продуцентов фармакологически активных липидных препаратов // Тезисы семинара-презентации инновационных научно-технических проектов «Биотехнология-2003». Пущино, 24-25 ноября 2003 г. С. 55-56.

9. Фунтикова Н.С., Конова И.В., Мысякина И.С. Комплекс биологически активных липидов «Гаммалин»» // Материалы Второго Всероссийского конгресса по медицинской микологии. Москва, 24-25 марта 2004 г. «Успехи медицинской микологии» (ред. Ю.В. Сергеев). М.: Национальная академия микологии, 2004. Т. 3. С. 141-142.

10. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С.. Катомина А.А. Получение у-линоленовой кислоты с использованием непрерывного культивирования дрожжеподобных клеток гриба Mucor lusitanicus ИНМИ // Материалы Третьего Всероссийского конгресса по медицинской микологии. Москва, 24-25 марта 2005 г. «Успехи медицинской микологии» (ред. Ю.В. Сергеев). М.: Национальная академия микологии, 2005. Т. 5. С. 233-234.

11. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С., Сократова Н.Б., Конова И.В. Утилизация масел и жиросодержащих отходов мукоровыми грибами // Материалы международной конференции «Проблемы биодеструкции техногенных загрязнителей окружающей среды». Саратов, 14-16 сентября 2005 г. С. 54-55.

12. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Влияние экзогенных липидов на характер роста диморфного гриба Mucor lusitanicus 12М // Материалы Четвертого Всероссийского конгресса по медицинской микологии. Москва, 29-

31 марта 2006 г. «Успехи медицинской микологии» (ред. Ю.В. Сергеев). М.: Национальная академия микологии, 2006. Т. 7. С. 23-25.

13. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Комплексное использование биомассы гриба Mucor circinelloides Tiegh. var. lusitanicus ИНМИ - продуцента у-линоленовой кислоты // Материалы IV съезда Общества биотехнологов России им. Ю.А. Овчинникова. Пущино, 5-7 декабря 2006 г. М.: Макс-Пресс, 2006. С. 277-279.

14. Фунтикова Н.С., Мысякина И.С. Комплекс биологически активных липидов, полученных с использованием гриба Mucor circinelloides Tiegh. var. lusitaniens (Bruderl.) Schipper 12M II Материалы Пятого Всероссийского конгресса по медицинской микологии, Москва, 27-29 марта 2007 г. «Успехи медицинской микологии» (ред. Ю.В. Сергеев). М.: Национальная академия микологии. Т. 9. С. 196-197.

15. Mvsvakina I.S.. Funtikova N.S. Sporangiospore lipid composition and capacity to dimorphism in Mucor fungi // Abstracts of XV Congress of European Mycologists, 16-21 September 2007, St. Petersburg, Russia - St Petersburg: TREEART LLC, 2007. - 303 p. (P. 174).

16. Мысякина И.С., Фунтикова H.C. Липиды спорангиоспор грибов Mucor ramannianus и Mucor hiemalis в связи со способностью к диморфному росту // Современная микология в России. Материалы Второго Съезда микологов России / Под ред. Дьякова Ю.Т. М.: Национальная академия микологии, 2008. Т. 2. 548 с. (С. 134-135).

17. Мысякина И.С.. Фунтикова Н.С. Влияние условий получения спорангиоспор на морфологию и продуктивность мукорового гриба -продуцента у-линоленовой кислоты // Материалы VI Международной научной конференции «Современное состояние и перспективы развития микробиологии и биотехнологии». 2-6 июня 2008 г., Минск / Минск: Издатель И.П. Логвинов, 2008. Т. 1.С. 163-165.

Патент

Фунтикова Н.С., Катомина А.А., Мысякина И.С. Способ получения липидов, содержащих у-линоленовую кислоту // Патент РФ № 1751212. А1 СССР /Бюллетень изобретений. 1992. № 28.

Отпечатано в типографии ООО «Гипрософт» г. Москва, Ленинский пр-т, Д.37А Тираж 120 экз.

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Мысякина, Ирина Сергеевна

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Диморфизм: структурные и метаболические особенности, 16 связанные с морфогенезом мукоровых грибов

1.1. Грибы р. Мисог (краткая характеристика)

1.2. Особенности морфогенеза мукоровых грибов

1.3. Особенности состава и строения клеточной стенки разных 18 морфологических типов клеток

1.4. Факторы внешней среды, оказывающие влияние на 20 морфогенез

1.5. Особенности метаболизма, связанные с морфогенезом

1.5.1. Энергетический метаболизм

1.5.2. Азотный метаболизм

1.6. Регуляторные факторы диморфизма (эндогенные 24 регуляторы)

1.6.1. цАМФ

1.6.2. Полиамины

1.6.3. S-аденозилметионин

1.7. Пути передачи сигнала и диморфизм

1.8. Особенности биосинтеза белка и РНК, связанные с 32 морфогенезом

2. Липиды в морфогенетических процессах у мицелиальных грибов

2.1. Краткая характеристика липидов: функции, биосинтез, 33 регуляция

2.2. Особенности липидного метаболизма, связанные с 36 морфогенезом и диморфизмом

2.2.1. Липиды дрожжеподобных клеток и мицелия

2.2.2. Ингибирование биосинтеза липидов

2.3. Роль липидов в передаче сигнала (липиды как сигнальные 40 молекулы)

2.4. Роль стеринов в морфогенезе и диморфизме

2.4.1. Функции стеринов

2.4.2. Биосинтез эргостерина

2.4.3. Транспорт эргостерина

2.4.4. Ингибирование биосинтеза стеринов

2.4.5. Влияние стеринов на состав и строение клеточной 54 стенки и морфологию грибов

2.4.6. Структурная и регуляторная функция эргостерина

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ РЕЗУЛЬТАТЫ

1. Липиды как фактор адаптации мицелиальных грибов к стрессовым 72 условиям среды (Влияние физиологических факторов и ингибиторов на рост и липидообразование мицелиальных грибов)

1.1. Липидообразование в условиях задержки роста Fusarium 72 solani и Mucor circinelloides var. lusitanicus полиеновым антибиотиком нистатином

1.2. Липиды мицелиальных грибов в адаптации к условиям 84 гипотермии

1.2.1. Влияние температуры культивирования на рост и 85 состав липидов М. circinelloides var. lusitanicus F-306D

1.2.2. Влияние температуры культивирования на рост и 91 состав липидов F. solani F

1.3. Липиды морфологических мутантов F. solani F-142 в 94 условиях роста в присутствии этанола

1.4. Особенности метаболической активности и состава липидов 101 М. circinelloides var. lusitanicus F-306D в условиях влияния режима азотного питания

1.4.1. Рост и липогенез гриба М. circinelloides var. ЮЗ lusitanicus F-306D при различных концентрациях источника азота и способах его введения

1.4.2. Активность ферментов ЦТК и глиоксилатного цикла 109 у М. circinelloides var. lusitanicus F-306D в зависимости от режима азотного питания

1.4.3. Состав липидов субклеточных фракций у М. ИЗ circinelloides var. lusitanicus F-306D в зависимости от режима азотного питания

2. Воздействие морфогенных факторов на состав липидов и 120 метаболические процессы у мукоровых грибов

2.1. Метаболическая активность и состав липидов М. 120 circinelloides var. lusitanicus в связи с диморфизмом при высоком содержании глюкозы в среде

2.2. Особенности морфогенеза и состава липидов мукоровых 127 грибов в неблагоприятных условиях

2.2.1. Влияние кислотности среды

2.2.2. Морфогенез и липидообразование мукоровых 136 грибов в присутствии хлоранилинов

2.2.2.1. Особенности морфогенеза мукоровых 136 грибов в присутствии хлоранилинов

2.2.2.2. Особенности состава липидов мукоровых 142 грибов в присутствии 4-ХА

3. Диморфизм и состав липидов М. hiemalis F

3.1. Особенности роста М. hiemalis F

3.2. Особенности состава липидов артроспор, почкующихся 160 клеток и мицелия М. hiemalis F

3.3. Состав стеринов артроспор и мицелия М. hiemalis F

4. Липиды и стерины спорангиоспор в связи с различной 176 способностью мукоровых грибов к диморфизму (Диморфизм мукоровых грибов в зависимости от состава липидов и условий получения спорангиоспор)

4.1. Изменения в составе липидов спорангиоспор в связи с 177 возрастом спорогенной культуры

4.1.1. Состав липидов и жирных кислот спорангиоспор М. 177 hiemalis F

4.1.2. Состав стеринов спорангиоспор М. hiemalis F

4.1.3. Состав липидов спорангиоспор М. circinelloides var. 187 lusitanicus 306D

4.1.4. Состав липидов и жирных кислот спорангиоспор М. 192 ramannianus F

4.1.5. Состав стеринов спорангиоспор М. ramannianus F

4.2. Влияние условий, благоприятных для интенсивного 199 спорогенеза, на жизнеспособность и состав липидов спорангиоспор М. circinelloides var. lusitanicus 306D

4.3. Влияние экзогенных липидов на морфогенез гриба М. 212 circinelloides var. lusitanicus 306D

5. Синтез биологически активных липидов мукоровыми грибами на 218 средах различного состава (Практическое применение результатов исследования)

5.1. Синтез у-линоленовой кислоты и каротиноидов мукоровыми 218 грибами

5.2. Синтез у-линоленовой кислоты мукоровыми грибами при 226 использовании экзогенных жирных кислот из промывных вод после рафинации растительных масел

5.2.1. Утилизация жиров сточных вод после рафинации 226 растительных масел мукоровыми грибами

5.2.2. Рост и состав липидов М. circinelloides var. lusi- 229 tanicus 306D на среде с различными концентрациями экзогенных жирных кислот из промывных вод Мосжирокомбината

5.3. Синтез биологически активных липидов на средах, 235 содержащих сельскохозяйственные отходы и отходы пищевых предприятий

5.4. Влияние условий обработки биомассы и способа экстракции 242 на получение липидов, содержащих у-линоленовую кислоту и каротиноиды

ОБСУЖДЕНИЕ ЗАКЛЮЧЕНИЕ ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Липиды в морфогенетических процессах, диморфизме и адаптации мицелиальных грибов"

Актуальность проблемы. Липиды грибов, отличающиеся многообразием химической структуры, физических свойств и выполняемых функций, участвуют в поддержании адекватного окружению уровня метаболических процессов, адаптации к изменяющимся условиям среды и в процессах выживания. Роль липидов в жизнедеятельности грибов, морфогенетических процессах и диморфизме определяется их функционированием как структурных и резервных соединений, факторов адаптации и регуляторных соединений [Nozawa, Kasai, 1978; Rao et al., 1985; Noverr et al., 2001, 2003, 2004; Klose et al., 2004; Jeennor et al., 2006].

В последние годы интерес к изучению роли липидов в диморфизме грибов возрос благодаря тому, что этот феномен оказался связан с широким распространением возбудителей микозов животных и человека и патогенов сельскохозяйственных растений. Мицелиальная и дрожжевая формы диморфных грибов, многие из которых являются патогенными, имеют разную вирулентность [Ghannoum et al., 1986; Kobayashi, Cutler, 1998; Ghormade, Deshpande, 2000; Bahn et al., 2003; Andrews et al., 2004; Ruiz-Herrera et al., 2006]. Известно участие в контроле морфологических переходов (мицелий<->-дрожжеподобные клетки) не только мембранных фосфолипидов, но и стеринов, а также регуляторных липидов, не выполняющих структурной функции [Ito et al., 1982; Vanden Bossche et al., 1983; Odds, 1985; Odds et al., 1985; Georgopapadakou et al., 1987; Vanden Bossche, 1990; Hube et al., 2001; Klose et al., 2004]. Имеются сведения, что жирные кислоты также могут участвовать в регуляции морфологических переходов у диморфных грибов, связанных с вирулентностью и отношениями хозяин-паразит [Jensen et al. 1992; Тарчевский, Чернов, 2000;Noverr et al., 2001, 2003, 2004].

Мукоровые грибы, являются классической моделью для изучения диморфизма, и хотя в большинстве они не патогенны, отдельные виды в определенных условиях могут вызывать оппортунистические инфекции -мукормикозы разной локализации, при этом патогенной формой гриба является мицелиальная [Josefiak et al. 1958; Baker, 1970; Whiteway et al., 1979; Lehrer, 1980; Prabhu, Patel, 2004; Harada, Lau, 2007]. Очевидно, что в связи с возросшим интересом к исследованию роли липидов в морфогенетических процессах, актуальным является поиск критериев, необходимых для оценки способности грибов к диморфизму.

Цель работы — исследовать изменения липидного состава в процессах адаптации к изменениям условий среды и стрессовым воздействиям, определить значимость липидов в морфогенезе и диморфизме грибов и установить биохимические критерии, позволяющие оценивать способность мукоровых грибов к дрожжеподобному росту.

В задачи диссертации входило:

• исследовать влияние качества спорангиоспор на развитие и морфогенез мукоровых грибов;

• исследовать влияние экзогенных липидов различного состава на морфогенез мукоровых грибов.

Научная новизна. В работе использован оригинальный подход к изучению роли липидов в диморфизме грибов, который является новым направлением в изучении взаимосвязи между составом липидов и типом дифференцировки грибных клеток: в сравнительном аспекте исследованы липиды ряда диморфных и мономорфных представителей пор. Mucorales. Морфологические транзиции рассматриваются с позиций биохимической адаптации к стрессовым факторам, что позволило сделать вывод о взаимосвязи реализации определенного морфотипа с составом жирных кислот, мембранных фосфолипидов и стеринов. Установлено, что уровень эргостерина и соотношение метилированных и деметилированных стеринов, непосредственно коррелируют с морфогенезом.

Впервые определен состав липидов у различных морфотипов Мисог hiemalis, выявлены особенности состава липидов артроспор, отличающие их от морфологически сходных с ними дрожжеподобных клеток. В составе стеринов артроспор идентифицированы новые редкие соединения - 1-дигидро-дегидронеоэргостерин и дегидронеоэргостерин, продукты трансформации эргостерина, которые могут принимать участие в морфогенетических процессах и служить маркерами различных форм цитодифференцировки гриба.

Практическая значимость. Для оценки жизнеспособности спорангиоспор мукоровых грибов, используемых в качестве инокулята в биотехнологических производствах, и способности спорангиоспор при прорастании давать начало дрожжеподобному росту предложено использовать следующие показатели, основанные на качественных и количественных характеристиках их липидов: (1) высокий уровень ненасыщенных жирных кислот (особенно у-линоленовой) и (2) уровень ДАТ; (3) повышенное отношение ФЭА/ФХ и (4) метилстерины/десметилстерины; (5) низкий уровень ТАГ, (6) пониженное отношение ФЛ/ГЛ и (7) ЭС/ССт в спорангиоспорах.

На основании результатов анализа липидного состава 40 штаммов грибов пор. Mucorales выявлена перспективность использования штаммов М. hiemalis в качестве продуцентов каротиноидов (3.6-8.2 мг/г липидов) и штаммов М. circinelloides как продуцентов комплекса липидов с высоким содержанием у-линоленовой кислоты (до 372.0 мг/л среды) и каротиноидов (до 3 мг/г липидов).

Разработан способ культивирования М. circinelloides var. lusitanicus с высоким выходом липидов и содержанием в них у-линоленовой кислоты (до 40% от суммы жирных кислот), защищенный патентом РФ № 1751212. Состав липидов делает их перспективными для использования в медицинской практике, диетическом питании, косметологии.

Оптимизированы условия выделения липидов из биомассы гриба М. circinelloides var. lusitanicus 306D, обеспечивающие максимальный выход целевого продукта и предусматривающие замену токсичных растворителей (хлороформа и метанола) экологически менее вредными системами (этанолом и гексаном).

Предложены режимы безотходной технологии получения липидов из М. circinelloides var. lusitanicus 306D на основе отходов пищевых предприятий (меласса, кукурузный экстракт, подсолнечное масло, белкозин). Остающаяся после извлечения липидов биомасса, содержащая более 40% белка с практически полным набором незаменимых аминокислот (в том числе лизина), может быть использована в качестве кормовой добавки к рациону сельскохозяйственных животных.

Основные защищаемые положения:

• Липиды мицелиальных грибов участвуют в формировании адаптивных реакций к изменениям условий среды и при воздействии различных стрессовых факторов (полиенового антибиотика нистатина, этанола, гипотермии, изменениям соотношения углерода и азота). Адаптация осуществляется путем регулирования состава жирных кислот, мембранных липидов и основных резервных ацилсодержащих фракций.

• Изменения состава липидов коррелируют с метаболической активностью и морфогенетическими процессами при воздействии морфогенных факторов - высокого содержания глюкозы, закисления среды, хлорированных анилинов, вызывающих реализацию альтернативных программ роста грибов - мицелиального или дрожжеподобного.

Апробация работы. Материалы работы были доложены и представлены на конференциях: XVI, XVII, XVIII конференциях молодых ученых МГУ «Проблемы современной биологии» (Москва, 1986-1988), Всероссийской конференции «Лимитирование и ингибирование роста микроорганизмов» (Пущино, 1989), The Tenth International Symposium on Plant Lipids (Held at Jebra, Tunisia, 1992), «Интродукция микроорганизмов в окружающую среду» (Москва, 1994), Всероссийской конференции «Современные достижения биотехнологии» (Ставрополь, 1996), III Всероссийском научном конгрессе «Человек и лекарство» (Москва, 1996), 21st International Specialized Symposium on Yeasts "Biochemistry, Genetics, Biotechnology and Ecology of Non-conventional Yeasts (NCY)" (Lviv, Ukraine, 2001), I съезде микологов России (Москва, 2002), I, II, III, IV, V Всероссийских конгрессах по медицинской микологии (Москва, 2003-2007), семинаре-презентации инновационных научно-технических проектов «Биотехнология-2003» (Пущино, 2003), Международной конференции, посвященной 100-летию начала работы профессора А.С. Бондарцева в Ботаническом институте им. В.Л. Комарова РАН (Санкт-Петербург, 2005), Международной конференции «Проблемы биодеструкции техногенных загрязнителей окружающей среды» (Саратов, 2005), IV съезде Общества биотехнологов России им. Ю.А. Овчинникова (Пущино, 2006), XV Congress of European Mycologists (St. Petersburg, 2007), II съезде микологов России (Москва, 2008), VI Международной научной конференции «Современное состояние и перспективы развития микробиологии и биотехнологии» (Минск, 2008), Междисциплинарном микологическом форуме (Москва, 2009).

Публикации. По материалам диссертации опубликована 51 научная работы, в том числе 28 статей в реферируемых научных журналах, из них 1 обзор, 5 статей в сборниках, 17 тезисов докладов на российских и международных конференциях, 1 патент РФ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

I. ДИМОРФИЗМ: СТРУКТУРНЫЕ И МЕТАБОЛИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ, СВЯЗАННЫЕ С МОРФОГЕНЕЗОМ МУКОРОВЫХ

ГРИБОВ

Заключение Диссертация по теме "Микробиология", Мысякина, Ирина Сергеевна

выводы

1. Установлено, что адаптация к воздействию неблагоприятных факторов среды и токсичных агентов (условий гипотермии и режима азотного питания, а также полиенового антибиотика нистатина и этанола) осуществляется с участием липидов путем регулирования состава жирных кислот (десатурацией и элонгацией), мембранных липидов (изменением в содержании стеринов, фосфо- и гликолипидов) и основных резервных ацилсодержащих фракций (ТАГ и ЭС).

3. Феномен диморфизма распространен среди мукоровых грибов шире, чем полагали до последнего времени. Показано, что представители вида М. hiemalis, ранее относимого к разряду мономорфных, могут в определенных условиях изменять клеточную морфологию с мицелиальной на дрожжеподобную под воздействием специфических агентов (хлорированных анилинов) или неблагоприятных условий (длительное культивирование при понижающейся влажности).

6. Обнаружены существенные различия в составе липидов артроспор и вегетативных клеток М. hiemalis (мицелиальных и дрожжеподобных), которые маркируют артроспоры как стадию покоя в онтогенезе гриба, а также свидетельствуют о снижении активности в этих клетках метаболических процессов.

7. Впервые у грибов в составе стеринов артроспор выявлены редкие соединения — 1-дигидро-дегидронеоэргостерин. и дегидронеоэргостерин., продукты трансформации эргостерина, которые могут участвовать в процессе морфогенеза. Установлена корреляция между уровнем эргостерина и соотношением метилированных и деметилированных стеринов, и морфогенетическими процессами поляризованного роста.

9. Потенциальную способность мукоровых грибов к дрожжеподобному росту предложено оценивать по качественным и количественным характеристикам липидов их спорангиоспор: уровню у-линоленовой кислоты (>10% от суммы ЖК); уровню ДАГ (>5%) и ТАГ (<20%); отношению ФЭА/ФХ (>0.4), метилстерины/десметилстерины (>1:17), а также ФЛ/ГЛ (<2) и ЭС/ССт (<1). Эти показатели характерны для спорангиоспор с низкой жизнеспособностью (всхожестью) и указывают на их способность при прорастании давать начало дрожжеподобному росту.

10. Экзогенные липиды определенного состава, внесенные вместе с инокулятом, оказывают регуляторное влияние на морфогенетические процессы, связанные с реализацией альтернативных программ роста грибов — мицелиальной и дрожжеподобной: ТАГ с высоким содержанием полиненасыщенных ЖК индуцируют морфологический переход к гифальной форме, а липиды с повышенным содержанием ДАГ и СЖК, метилированных стеринов и низким уровнем ТАГ и ЭС, вызывают деформации развивающегося мицелия, способствуют образованию артроспор и дрожжеподобных форм. Липиды старых спорангиоспор с низкой всхожестью индуцируют рост почкующихся дрожжеподобных клеток.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Полученные результаты выявили существенные изменения в составе классов липидов и жирных кислот исследуемых грибов, связанные с формированием адаптивной реакции организма на воздействие неблагоприятных для роста температур и различных стрессовых факторов — исчерпание источников питания, влияние рН среды, этанола, высокой концентрации глюкозы, антибиотиков (нистатина) и других токсических соединений, в частности, хлорированных анилинов. Изменения липидного состава имеют компенсаторный характер и позволяют преодолеть стрессовое воздействие, способствуя возобновлению роста грибов в изменившихся условиях. Впервые получена информация об участии липидов в контроле феномена диморфизма при действии на грибы токсикантов - хлорированных анилинов, которые по вызываемому ими эффекту могут быть отнесены к специфическим морфогенным агентам.

В связи с возросшим интересом к исследованию роли липидов в морфогенетических процессах, актуальным является поиск характеристик, необходимых для оценки потенциальной способности грибов к диморфизму. Результаты исследований липидного состава покоящихся клеток — спорангиоспор - у нескольких видов мукоровых грибов с различной способностью к диморфизму, обнаружили различия в содержании отдельных классов липидов и их соотношениях, что позволило сделать заключение о регуляторной роли липидов в морфогенетических процессах и возможности их использования для оценки способности к диморфизму. Впервые обнаружены изменения в составе стеринов, жирных кислот и отдельных классов липидов, выявленные в спорангиоспорах разного возраста, которые отражают степень их жизнеспособности и определяют программу включения альтернативных форм роста - мицелиальной или в виде дрожжеподобных клеток. Показано, что повышенное содержание в спорангиоспорах ДАГ, СЖК, ФК, ГЛ, метилированных стеринов при низком уровне ТАГ способствуют образованию дрожжеподобных клеток; высокий уровень у-линоленовой кислоты, ЭС, метилированных предшественников эргостерина и низкий уровень ТАГ характерны для смешанного роста деформированного мицелия, на котором формируются артроспоры, и мультиполярно почкующихся дрожжеподобных клеток; для мицелиального - высокий уровень десметилстеринов и ТАГ.

Сравнительное исследование состава липидов в дрожжеподобных клетках и мицелии мукоровых грибов позволило выявить существенные различия между клетками этих морфотипов, основными из которых являются содержание ненасыщенных жирных кислот, массивных фосфолипидов, стеринов, запасных липидов, а также соотношения отдельных классов липидов. Полученные данные свидетельствуют о корреляции между метаболической активностью, процессами синтеза, обмена липидов и морфогенезом, а также о роли совокупных показателей липидного состава в реализации стратегии роста грибов по дрожжеподобному или мицелиальному типу в зависимости от условий окружающей среды.

Впервые для Mucor hiemalis — вида, ранее относимого к мономорфным, выявлена способность к диморфизму, получена информация об особенностях состава липидов артроспор, отличающих их от морфологически сходных с ними дрожжеподобных клеток. Впервые в составе стеринов артроспор этого гриба идентифицированы редкие соединения - 1-дигидро-дегидронеоэргостерин и дегидронеоэргостерин, продукты трансформации эргостерина, которые, по-видимому, принимают участие в морфогенетических процессах.

Мукоровые грибы широко применяются в различных биотехнологических производствах, а представители отдельных видов являются перспективными продуцентами комплекса биологически активных соединений липидной природы - каротиноидов и у-линоленовой кислоты, поэтому предпринятые исследования липогенеза 40 штаммов мукоровых грибов позволили выявить круг наиболее активных продуцентов липидов, а исследования по влиянию условий культивирования — определить условия повышения эффективности штаммов-продуцентов и выхода целевых продуктов. Большую перспективу имеют предложения использования мукоровых грибов при доочистке промывных вод маслоперерабатывающих предприятий с одновременным получением биологически активных липидов.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Мысякина, Ирина Сергеевна, Москва

1. Ахрем А.А., Титов Ю.А. Стероиды и микроорганизмы. М.: Наука, 1970. 528 с.

2. Ашмарин И.П., Воробьев А.А. Статистические методы в микробиологических исследованиях. JL: Изд-во Мед. лит., 1962. 180 с.

3. Батраков С.Г., Эль-Регистан Г.И., Придачина Н.Н., Ненашева

4. B.А., Козлова А.Н., Грязнова М.В., Золотарева И.Н. Тирозол -ауторегуляторный фактор dj дрожжей Saccharomyces cerevisiae II Микробиология. 1993. Т. 62. № 4. С. 633-638.

5. Белов А.П., Давидова Е.Г., Зинченко Г.А. Изучение обмена триглицеридов и фосфолипидов у дрожжей Rhodotorula gracilis II Микробиология. 1988. Т. 57. Вып. 5. С. 765-770.

6. Белозерский А.П., Проскуряков Н.И. Практическое руководство по биохимии растений. М.: Сов. наука, 1951. С. 12.

7. Бергельсон Л.Д. Липиды биологических мембран. Ташкент: ФАН, 1982. 112 с.

8. Бергельсон Л.Д., Дятловицкая Э.Г., Молотковский Ю.Г., Батраков

9. C.Г., Барсуков Л.И., Проказова Н.В. Препаративная биохимия липидов. М.: Наука, 1981. 259 с.

10. Бирюкова Е.Н., Аринбасарова А.Ю., Меденцев А.Г. Адаптация дрожжей Yarrowia lipolytica к этанолу // Микробиология. 2009. Т. 78. № 2. С. 186-191.

11. Бурштейн AM. Методы исследования пищевых продуктов. Киев.: Гос. мед. изд-во УССР, 1963. 360 с.

12. Великанов Л.Л. Эволюция покоящихся стадий у грибов // Микология и фитопатология. 1980. Т. 14. № 3. С. 256-259.

13. Гарбузов А.Г., Медведев Ф.А., Левачев М.М. Изучение накопления и трансформации эргостерина в организме крысы при алиментарной его нагрузке // Вопросы питания. 1984. № 6. С. 54-56.

14. Гончарова О.В., Конова И.В. Некоторые физиологические характеристики Blakeslea trispora в зависимости от содержания фосфата в среде // Изв. АН СССР. Сер. биол. 1984. Т. 2. С. 309-315.

15. Государственная Фармакопея СССР. XI издание. М.: Медицина, 1988. Т. 1. С 334.

16. Гречкин А.Н., Тарчевский И.А. Сигнальные системы клеток и геном // Молекулярная биология. 2000. Т. 26. № 10. С. 779-781.

17. Давидова Е.Г., Белов А.П., Балашова Л.Д., Зайцев С.А. Состав липидов субклеточных структур дрожжей, выращенных в условиях интенсивного липогенеза // Микробиология. 1986. Т. 55. Вып. 4. С. 576-581.

18. Даниленко И.И., Мельников О.В. Сдвиги в липидах клеток Candida, резистентных к полиеновым антибиотикам // Изв. АН СССР. Сер. Биол. 1985. № 4. С. 536-543.

19. Донова М.В., Николаева В.М., Егорова О.В. Ферменты модификации стероидного ядра промышленных штаммов микобактерий: выделение, функции и свойства // Прикл. биохимия и микробиология. 2005. Т. 41. №5. С. 514-520.

20. Дружинина Н.К. Логика оценки статистических гипотез. М.: Наука, 1973.

21. Дятловицкая Э.В., Безуглов В.В. Липиды как биоэффекторы // Биохимия. 1998. Т. 63. № 1. С. 3-5.

22. Евдокимова О.А., Несмеянова М.А., Кулаев И.С. Индукция синтеза щелочной фосфатазы у Е. coli преинкубацией клеток при пониженной температуре // Биохимия. 1978. Т. 43. № 9. С. 1680-1687.

23. Жданова Н.Н., Василевская А.И. Меланинсодержащие грибы в экстремальных условиях. Киев: Наукова Думка, 1988. 195 с.

24. Зинченко Г.А., Белов А.П., Давидова Е.Г. Внутриклеточное распределение и состав триацилглицеринов у дрожжей // Микробиология. 1989. Т. 58. Вып. 6. С. 934-937.

25. Калинина Н.В., Терешина В.М., Меморская А.С., Феофилова Е.П. Взаимосвязь синтеза (3-каротина и зиготообразования у гетероталличных штаммов Blakeslea trispora II Прикл. биохимия и микробиология. 2007. Т. 43. № 1. С.77-81.

26. Конова И.В., Гончарова О.В., Бирюзова В.И. Влияние концентрации фосфора на процессы цитодифференциации гриба Blakeslea trispora II Микробиология. 1987. Т. 56. № 6. С. 1006-1009.

27. Коронелли Т.В., Юферова СТ., Комарова Т.И., Чивкунова О.Б., Сизова Т.П. Мукоровые грибы деструкторы жировых веществ // Прикл. биохимия и микробиология. 1994. Т. 30. Вып. 2. С. 255-259.

28. Кузнецов А.Е., Градова Н.Б. Научные основы экобиотехнологии. М.: Мир, 2006.

29. Левченко А.Б., Родина Л.В., Михайлова Н.П., Шабунов В.Е. Мосейчук А.В. Резистентность дрожжей к полиеновым антибиотикам. I. Анализ состава стеринов у дрожжей Saccharomyces cerevisiae, устойчивых к нистатину // Генетика. 1984. Т. 20. № 7. С. 1088-1093.

30. Лозинов А.Б., Глазунова Л.М., Ермакова И.Т. Активность ферментов цитратного, глиоксилатного и пентозофосфатного циклов при росте дрожжей на гексадекане и на глюкозе // Микробиология. 1976. Т. 45. № 1.С. 33-39.

31. Меденцев А.Г., Файн М.Э., Айтхожина Н.А., Никитина Е.Т., Акименко В.К. Особенности энергетического обмена у грибов Fusarium bulbigenus в процессе перехода от мицелиального роста к дрожжеподобному //Биохимия. 1992. Т. 57. Вып. 3. С. 389-397.

32. Милько А.А. Определитель мукоральных грибов. Киев: Наукова думка, 1974. 303 с.

33. Мирчиик Т.Г. Почвенная микология. М.: Изд-во Московского университета, 1988. 220 с.

34. Морозова Е.В., Козлов В.П., Терешина В.М., Меморская А.С., Феофилова Е.П. Изменения в липидном и углеводном составе конидий Aspergillus niger в процессе прорастания // Прикл. биохимия и микробиология. 2002. Т. 28. № 2. С. 149-154.

35. Мысякина И.С. Влияние нистатина на липидообразование у Fusarium solani И Микробиология. 1989. Т. 58. № 2. С. 346-347.

36. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Исследование состава липидов гриба Мисог, штамм ИНМИ в условиях задержки роста нистатином // Микробиология. 1991. Т. 60. № 4. С. 645-651.

37. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Изменение состава липидов спорангиоспор Мисог hiemalis в связи с возрастом спорогенной культуры // Микробиология. 2003. Т. 72. № 4. С. 516-520.

38. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С., Медведев Ф.А. Состав стеринов артроспор и мицелия гриба Мисог hiemalis II Микробиология. 2002. Т.71. № 4. С. 475-481.

39. Несмеянова М.А. Регуляторная функция липидов бактериальных мембран // Биосинтез и метаболизм липидов у микроорганизмов. М.: 1979. С. 149-152.

40. Попова Н.П., Бехтерева М.Н., Давидова Е.Г. Метаболические превращения экзогенных меченых жирных кислот культурами грибов семейства Entomophthoraceae//Микробиология. 1986. Т. 55. № 5. С. 732-736.

41. Рапопорт А.И., Пузыревская О.М., Саубенова М.Г. Полиолы и устойчивость дрожжей к обезвоживанию // Микробиология. 1988. Т. 57. № 2. С. 329-332.

42. Спирин А.С. Спектрофотометрическое определение суммарного содержания нуклеиновых кислот // Биохимия. 1958. Т. 23. № 5. С. 656-662.

43. Соловьева Н.Л., Конова И.В., Галанина Л.А., Бабанова Н.К. О липидахPythium debarianum //Микробиология. 1997. Т. 66. № 4. С. 475-480.

44. Султанович Ю.А., Рождественская М.В., Нечаев АП., Белов А.П. Изучение процессов синтеза и химического состава структурных и запасных липидов штамма дрожжей активного липидообразователя // Микробиология. 1988. Т. 57. Вып. 4. С. 595-599.

45. Стручков В.А., Стражевская Н.Б. ДНК-связанные липиды: состав возможные функции // Биохимия. 1993. Т. 58. № 8. С. 1154-1175.

46. Стражевская Н.Б., Мулюкин А.Л., Шмырина А.С., Краус А., Лоренц В., Жданов Р.И., Эль-Регистан Г.И. Характеристика надмолекулярных комплексов ДНК на различных стадиях развития Pseudomonas aurantiaca // Микробиология. 2009. Т. 78. № 1. С. 59-67.

47. Тарчевский И.А., Чернов В.М. Молекулярные аспекты фитоиммунитета // Микология и фитопатологияю 2000. Т. 34. Вып. 3. С. 1-10.

48. Терешина В.М., Ковтуненко А.С., Меморская А.С., Феофилова Е.П. Изменения в липидном и углеводном составе конидий Aspergillus niger в процессе прорастания // Прикл. биохимия и микробиология. 2004. Т. 40. № 5. С. 527-532.

49. Торланова Б.О., Фунтикова Н.С., Конова И.В., Бабанова Н.К. Синтез мукоровым грибом комплекса липидов, содержащих гамма-линоленовую кислоту и каротиноиды в разных условиях культивирования // Микробиология. 1995. Т. 64. № 4. С. 492-496.

50. Тюкавкина Н.А., Тиунов Ю.И. Биоорганическая химия. М.: Медицина, 1985. 480 с.

51. Тютюнников Б.Н. Химия жиров. М.: Пищепромиздат, 1966.

52. Феофилова Е.П. Клеточная стенка грибов. М.: Наука, 1983.

53. Феофилова Е.П., Писаревская И.В. Изменения в составе фосфолипидов клеточных стенок и клеток в процессе цитодифференцировки Absidia coeruleall Микробиология. 1985. Т. 54. № 4. С. 549-554.

54. Феофилова Е.П., Дараган-Сущева М.В., Волохова М.В., Величко Б.А., Широкова Е.А., Синицын А.П. Изменения в химическом составе клеток в цикле развития Aspergillus japonicus II Микробиология. 1988. Т. 57. № 5. С.778-784.

55. Феофилова Е.П. Торможение жизненной активности как универсальный биохимический механизм адаптации микроорганизмов к стрессовым воздействиям // Прикл. биохимия и микробиология. 2003. Т. 39. № 1. С. 5-24.

56. Феофилова Е.П. Гетероталлизм мукоровых грибов: биологическое значение и использование в биотехнологии // Прикл. биохимия и микробиология. 2006. Т. 42. № 5. С. 501-520.

57. Физер JL, Физер М. Стероиды. М., Мир. 1964.

58. Фостер Д. Химическая деятельность грибов. М.: Издательство иностранной литературы, 1950. 651 с.

59. Фунтикова Н.С., Катомина А.А., Сухих А.П. Изменение жирно-кислотного состава липидов гриба Aspergillus oryzae при адаптации к спиртам//Микробиология. 1988. Т. 57. Вып. 5. С. 885-856.

60. Фунтикова Н.С., Катомина А.А., Марченко И.В. Штамм гриба Mucor lusitanicus ИНМИ продуцент липидов с высоким содержанием у-линолевой кислоты // А.С. СССР № 1585331 / Бюллетень изобретений. 1990. №30.

61. Фунтикова Н.С., Зинченко Г.А. Активность Аб-десатуразы гриба Mucor, штамм ИНМИ, выращенного в условиях разного режима азотного питания//Микробиология. 1991. Т. 60. № 5. С. 837-841.

62. Фунтикова Н.С., Кулакова С.Н., Медведев Ф.А., Конова И.В.,280

63. Левачев М.М. Mucor lusitanicus ИНМИ перспективный источник гамма-линоленовой кислоты // Прикл. биохимия и микробиология. 1992. Т. 28. Вып. 1. С. 140-144.

64. Фунтикова Н.С., Катомина А.А., Мысякина И.С. Способ получения липидов, содержащих у-линоленовую кислоту // Патент РФ № 1751212. А1 СССР / Бюллетень изобретений. 1992. № 28.

65. Abraham А.К., Pihl A. Role of polyamines in macromolecular synthesis // Trends Biochem. Sci. 1981. V. 6. P. 106-110.

66. Abu-Elteen K.H., Whittaker P.A. Effect of sub-inhibitory concentration of chlorhexidine on lipid and sterol composition of Candida albicans // Mycopathologia 1997-1998. V. 140. № 2. P. 69-76.

67. Adams A.E.M., Pringle J.R. Relationship of actin and tubulin distribution to bud growth in wild type and morphogenetic mutant Saccharomyces cerevisiae II J. Cell Biol. 1984. V. 98. P. 934-945.

68. Aggelis G., Balatsouras G., Comaitis M., Anagnostopoulou G., Dimitroulias G., Pina M., Graill J. Production d'acide linoleique de quelques huiles vegetales // Rev. Fr. Corps Gras. 1991. V. 38. № 3-4. P. 95-101.

69. Agosin Т., Volpe D., Munoz G., San Martin R. Crawford A. Effect of culture conditions on spore shelf life of the biocontrol agent Trichoderma harzianum II World J. Microbiol. Biotechnol. 1997. V. 13. № 2. P. 225-232.

70. Ainsworth J., Bisby H. Dictionary of the Fungi / Eds. Kirk P., Cannon P., David J., Stalpers J. CAB Int., 2001. 655 p.

71. Algranati I.D., Goldemberg S.H. Polyamines and their role in protein synthesis // Trends Biochem. Sci. 1977. V. 2. P. 272-274.

72. Antebi A., Fink G.R. The yeast Ca+2-ATPase homologue, PMR1, is required for normal Golgi function and localized in a novel Golgi-like distribution // Mol. Biol. Cell. 1992. V. 3. P. 633-654.

73. Albi E., Viola Magni M.P. The role of intracellular lipids // Biol. Cell. 2004. V. 96. P. 657-667.

74. Alexandre H., Rousseaux I., Charpentier C. Relationship between etanol tolerance, lipid composition and plasma membrane fluidity in Saccharomyces cerevisiae and Kloeckera apiculata И FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 124. P. 17-22.

75. Alexandre H., Rousseaux I., Charpentier C. Ethanol adaptation mechanisms in Saccharomyces cerevisiae // Biotechnol. Appl. Biochem. 1993. V. 20. P. 173-183.

76. Alexopoulos C.J., Mims C.W. Introductory mycology. 3rd edn. New York: Wiley and Sons Inc., 1979.

77. Almeida E.R., Cerda-Olmedo E. Gene expression in the regulation of carotene biosynthesis in Phycomyces И Curr. Genet. 2008. V. 53. № 3. P. 129-137.

78. Amor C., Dominguez A.I., De Lucas J.R., Laborda F. The catabolite inactivation of Aspergillus nidulans isocitrate lyase occurs by specific autophagy of peroxisomes //Arch. Microbiol. 2000. V. 174. P. 59-66.

79. Amsterdam A., Dantes A., Liscovitch M. Role of phospholipase D and phosphatidic acid in mediating gonadotropin-releasing hormone-induced inhibition of preantral granulose cell differentiation // Endocrinology. 1994. V. 135. P.1205-1211.

80. Andrew Y.R. Microbiological production of y-linolenic acid: EP 0 153 134. 1985.

81. Andrews D.L., Garcia-Pedrajas M.D., Gold S.E. Fungal dimorphism regulated gene expression in Ustilago maydis: I. Filament up-regulated genes // Mol. Plant Pathol. 2004. V. 5. P. 281-293.

82. Andreasen A.A., Stier T.J.B. Anaerobic nutrition of Saccharomyces cerevisiae //J. Cell Сотр. Physiol. 1953. V. 41. P. 23-26.

83. Andreassi M., Forleo P., Di Lorio A., Masci S., Abate G., Amerio P. Efficacy of y-linolenic acid in the treatment of patients with atopic dermatitis // J. Int. Med. Res. 1997. V. 25. № 5. P. 266-274.

84. Ansanay-Galeote V., Blodin В., Dequin S., Sablayrolles J.M. //Stress effect of ethanol on fermentation kinetics by stationary-phase cells of Saccharomyces cerevisiae II Biotechnol. Lett. 2001. V. 23. P. 677-681.

85. Antachopoulos C., Meletiadis J., Roilides E., Sein Т., Sutton D.A., Wickes B.L., Rinaldi M.G., Merz W.G., Shea Y.R., Walsh T.J. Relationship between metabolism and biomass of medically important zygomycetes // Med. Mycol. 2006. V. 44. P. 429-438.

86. Aon J.C., Aon M. A., Spencer J.F.T., Cortassa S. Modulation of sporulation and metabolic fluxes in Saccharomyces cerevisiae by 2 deoxy glucose // Antonie van Leevenhoek. 1997. V. 72. № 4. P. 283-290.

87. Argese E., Bettiol C., Agnoli F., Zambon A., Mazzola M., Ghirardini A.V. Assessment of chloroaniline toxicity by the submitochondrial particle assay // Environ. Toxicol. Chem. 2001. V. 20. № 4. P. 826-832.

88. Aspenstrom P., Fransson A., Richna N. Pombe Cdcl5 homology proteins: regulators of membrane dynamics and the actin cytoskeleton // Trends Biochem. Sci. 2006. V. 31. № 12. P. 670-679.

89. Atmar V.J., Westland J.A., Garcia G., Kuehn G.D. Adenylate cyclases in Physarum polycephalum: inhibition of a nuclear enzyme by polyamines // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1976. V. 68. P. 561-568.

90. Baker R.D. The phycomycoses // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1970. V. 174.1. P. 2-16.

91. Baker N., Lynen F. Factors involved in fatty acyl CoA desaturation byfungal microsomes. The relative roles of acyl CoA and phospholipids as substrates // Eur. J. Biochem. 1971. V. 19. № 2. P. 200-210.

92. Balish E. Methionine biosynthesis and ■S-adenosylmethionine degradation during an induced morphogenesis of Candida albicans II Can. J. Microbiol. 1973. V. 19. P. 847.

93. Banuett F. Signalling in the yeasts: an informational cascade with links to the filamentous fungi // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1998. V. 62. P. 249274.

94. Betina V. Antifungal agents as tools in experimental micology // Folia Microbiol. 1985. V. 30. № 1. P. 79-90.

95. Bardwell L. A walk-through of the yeast mating pheromone response pathway // Peptides. 2005. V. 26. P. 339-350.

96. Barrera C.R. Formation and ultrastructure of Mucor rowcii arthrospores // J. Bacteriol. 1983. V. 155. № 2. P. 886-895.

97. Bartnicki-Garcia S., Nickerson W.J. Induction of yeast-like development in Mucor by carbon dioxide // J. Bacteriol. 1962. V. 84. P. 829-840.

98. Bartnicki-Garcia S., Nickerson W.J. Nutrition, growth and morphogenesis of Mucor rouxii II J. Bacteriol. 1962. V. 84. P. 841-858.

99. Bartnicki-Garcia S., Nickerson W.J. Isolation, composition and structure of cell walls of filamentous and yeast-like forms of Mucor rouxii II Biochim. Biophys. Acta. 1962. V. 52. P. 102-119.

100. Bartnicki-Garcia S. Symposium on biochemical bases of morphogenesis in fungi. III. Mould-yeast dimorphism of Mucor II Bacteriol. Rev. 1963. V. 27. P. 293-304.

101. Bartnicki-Garcia S. Control of dimorphism in Mucor by hexoses: inhibition of hyphal morphogenesis // J. Bacteriol. 1968a. V. 96. № 5. P. 15861594.

102. Bartnicki-Garcia S. Cell wall chemistry, morphogenesis and taxonomy of fungi // Annu. Rev. Microbiol. 1968b. V. 22. P. 87-108.

103. Bartnicki-Garcia S., Nelson N., Cota-Robles E. Electron microscopy of spore germination and cell wall formation in Mucor roivcii И Arch. Microbiol. 1968. V. 63. P. 242-255.

104. Bartnicki-Garcia S., Bartnicki D.D., Gierz G., Lopez-Franco R., Bracker C.E. Evidence that Spitzenkorper behavior determines the shape of a fungal hypha: a test of the hyphoid model // Exp. Mycol. 1995. V. 19. № 2. P. 153-159.

105. Bartnicki-Garcia S., Reyes R. Polyuronides in the cell walls of Mucor rouxii II Biochim. Biophys. Acta. 1968. V. 170. P. 54-62.

106. Bartnicki-Garcia S., Lippman E. Fungal morphogenesis: cell wall construction in Mucor rouxii I I Science. 1969. V. 165. P. 302-304.

107. Bartnicki-Garcia S., Nelson N., Cota-Robles E. A novel apical corpuscle in hyphae of Mucor rouxii // J. Bacteriol. 1968. V. 95. P. 2399-2402.

108. Bartnicki-Garcia S., Lippman E. The bursting of hyphal tips of fungi: presumptive evidence for a delicate balance between wall synthesis and wall lysis in apical growth // J. Gen. Microbiol. 1972. V. 73. P. 487-500.

109. Bartnicki-Garcia S., Lippman E. Polarization of cell wall synthesis during spore germination of Mucor rouxii II Exp. Mycol. 1977. V. 1. P. 230-240.

110. Bartnicki-Garcia S., Ruiz-Herrera J., Bracker C.E. Chitosomes and chitin synthesis // Fungal walls and hyphal growth / Eds. Burnett J.H., Trinci A.P.J. Cambridge: Cambridge University Press, 1979. P. 1-25.

111. Bartnicki-Garcia S. Role of chitosomes in the synthesis of fungal cell walls // Microbiology-1981 / Ed. Schlessinger D. Washington: American Society for Microbiology, 1981. P. 238-241.

112. Bartnicki-Garcia S., Bracker C.E. Unique properties of chitosomes // Microbial cell wall synthesis and autolysis / Ed. Nombela C. Amsterdam: Elsevier, 1984. P. 101-112.

113. Bartnicki-Garcia S., Bracker C.E., Lippman E., Ruiz-Herrera J. Chitisomes from the wall-less "slime" mutant of Neurospora crassa // Arch. Microbiol. 1984. V. 139. P. 105-112.

114. Bartnicki-Garcia S., Hergert F., Gierz G. Computer simulation of fungal morphogenesis and mathematical basis for hyphal (tip) growth // Protoplasma. 1989. V. 153. P. 46-57.

115. Bartnicki-Garcia S. Chitosomes: past, present and future // FEMS Yeast Res. 2006. V. 6. P. 957-965.

116. Barug D., Samson R.A., Kerkenaar A. Microscopic studies of Candida albicans and atorulopsis glabrata after in vitro treatment with bufanazole //Arzneimittel-Forschung. 1983. V. 33. P. 779-782.

117. Bayley R.B., Parks L.W. Yeast sterol esters and their relationship to the growth of yeast // J. Bacteriol. 1975. V. 124. № 2. P. 606-612.

118. Becker G.W., Lester R.L. Biosynthesis of phosphoinositol-containing sphingolipids from phosphatidylinositol by a membrane preparation from Saccharomyces cerevisiae II J. Bacteriol. 1980. V. 142. № 3. P. 747-754.

119. Beck J.B., Mathieu D., Loudet C., Buchoux S., Dufourc E.J. Plant sterols in "rafts": a better way to regulate membrane thermal shocks // The FASEB J. 2007. V. 21. P. 1714-1723.

120. Beh C.T., Cool L., Phillips J., Rine J. Overlapping function of the yeast Oxysterol-binding protein homologues // Genetics. 2001. V. 157. P. 11171140.

121. Beh C.T., Rine J. A role for yeast oxysterol-binding protein homologs in endocytosis and in the maintenance of intracellular sterol-lipid distribution // J. Cell Sci. 2004. V. 2983-2996.

122. Berger В., Carty C.E., Ingram L.O. Alcohol-induced changes in the phospholipids molecular species of E. coli II J. Bacteriol. 1980. V. 142. № 3. P. 1040-1044.

123. Billheimer J.T., Reinhart M.P. Intracellular trafficking of sterols // Subcellular biochemistry intracellular transfer of lipid molecules / Ed. Hilderson H.G. NY: Plenum, 1990. V. 16. P. 301-331.

124. Binks P.R., Robson G.D., Goosey M.W., Humfreys A.M., Trinci A.P J. Chitin synthesis in Fusarium graminearum and its inhibition by edifenphos (Hinosan) // J. Gen. Microbiol. 1990. V. 137. P. 615-620.

125. Binks P.R., Robson G.D., Goosey M.W., Trinci A.P. Inhibition of phosphatidylcholine and chitin biosynthesis in Pyricularia oryzae, Botrytis fabae and Fusarium graminearum by edifenphos // J. Gen. Microbiol. 1993. V. 139. № 6. P. 1371-1377.

126. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. Physiol. 1959. V. 37. № 8. P. 911-917.

127. Boker-Schmitt E., Francisci S., Schweyen R.J. Mutations releasing mitochondrial biogenesis from glucose repression in Saccharomyces cerevisiae II J. Bacteriol. 1982. V. 151. P. 303-310.

128. Bolard J. How do the polyene macrolide antibiotics affect the cellular membrane properties? // Biochim. Biophys. Acta. 1986. V. 864. P. 257-304.

129. Bogdanov M., DowhanW. Lipid-assisted protein folding // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. № 52. P. 36827-36830.

130. Bordoni A., Biagi P.L., Masi M., Ricci G., Fanelli C., Patrizi A., Ceccolini E. Evening primrose oil (Efamol) in the treatment of children with atopic eczema // Drug Exp. Clin. Res. 1988. V. 14. № 4. P. 291-297.

131. Borgia P.T., Gokul N.K., Phillips G.J. Pespiratory-competent conditional developmental mutant of Mucor racemosus II J. Bacteriol. 1985. V. 164. P. 1049-1056.

132. Borgers M. Mechanism of action of antifungal drugs, with special reference to the imidazole derivatives // Rev. Infect. Dis. 1980. V. 2. P. 520-534.

133. Borgers M., Vanden Bossche H., de Brabander M. The mechanism of action of the new antimicotic ketokonazole // Am. J. Med. 1983. V. 72. P. 2-8.

134. Botham P.A., Ratledge C. A biochemical explanation for lipid accumulation in Candida 107 and other oleaginous micro-organisms // J. Gen. Microbiol. 1979. V. 114. P. 361-375.

135. Bottone E.J., Nagarsheth N., Chiu K. Evidence of self-inhibition by filamentous fungi accounts for unidirectional hyphal growth in colonies // Can. J. Microbiol. 1998. V. 44. № 4. P. 390-393.

136. Bourre J.M. Roles of unsaturated fatty acids (especially omega-3 fatty acids) in the brain at various ages and during ageing // J. Nutr. Health Aging. 2004. V. 8. № 3. P. 163-174.

137. Brambl R., Wenzler H., Josephson M. Mitochondrial biogenesis during fungal spore germination: effects of the antilipogenic antibiotic cerulenin upon Botryodiplodia spores // J. Bacteriol. 1978. V. 135. № 2. P. 311-317.

138. Brasseur R., Vandenbosch C., Vanden Bossche H., Ruysschaert J.M. Mode of insertion of miconazole, ketokonazole and deacylated ketokonazole in lipid layers // Biochem. Pharmacol. 1983. V. 32. P. 2175-2180.

139. Brennan P.J., Losel D.M. Phisiology of Fungal Lipids: Selected Topics // Advances in Microbial Physiology / Eds. Rose A.H., Morris J.G. London-New York-San Francisco: Academic Press, 1978. V. 17. P. 47-180.

140. Brookman J.L., Ozkose E., Rogers S., Trinci A.P.J., Theodorou M.K. Identification of spores in the polycentric anaerobic gut fungi which enhance their ability to survive // FEMS Microbiol. Ecol. 2000. V. 31. № 3. P. 261-267.

141. Brown B.R., Johnson A.D. TUP1, CPH1, EFG1 make independent contribution to fllamentation in Candida albicans II Genetics. 2000. V. 155. P. 5767.

142. Cabeca-Silva С., Madeira-Lopes A., Van Uden N. The temperature profiles of growth, thermal death and etanol tolerance of the cellobiose fermenting yeast Candida wickerhamii И J. Basic Microbiol. 1985. V. 25. № 3. P. 221-224.

143. Calvo A.M., Hinze L.L., Gardner H.W., Keller N.P. Sporogenic effect of polyunsaturated fatty acids on development of Aspergillus spp. // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 3668-3673.

144. Calvo A.M., Gardner H.W., Keller N.P. Genetic connection between fatty acid metabolism and sporulation in Aspergillus nidulans И J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 25766-25774.

145. Calvo-Mendes C., Martinez-Pacheco M., Ruiz-Herrera J. Regulation of ornithine decarboxylase activity in Mucor bacilliformis and Mucor rouxii И Exp/ Mycol. 1987. V. 11. P. 128-140.

146. Cano C., Herrera-Estrella L., Ruiz-Herrera J. DNA methylation and polyamines in regulation of development of the fungus Mucor rouxii И J. Bacteriol. 1988. V. 170. P. 5946-5948.

147. Carman G.M., Kersting M.C. Phospholipid synthesis in yeast: regulation by phosphorylation // Biochem. Cell Biol. 2004. V. 82. № 1. P. 62-70.

148. Carman G.M., Han G.S. Regulation of phospholipid synthesis in Saccharomyces cerevisiae by zinc depletion // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1771. №3. P. 322-330.

149. Casey W.M., Keesler G.A., Parks L.W. Regulation of partitioned sterol biosynthesis in Saccharomyces cerevisiae II J. Bacteriol. 1992. V. 174. P. 7283-7288.

150. Cervantes-Chavez J.A., Ruiz-Herrera J. STE11 disruption reveals the central role of а МАРК pathway in dimorphism and mating in Yarrowia lipolytica //FEMS Yeast Res. 2006. V. 6. P. 801-815.1. V

151. Certik M., Berhans S., Sajbidor J. Lipid production and fatty acids composition of selected strains belonging to Mucorales // Acta Biotechnol. 1993. V. 13. №2. P. 193-196.

152. Chaleff D.T., Tatchell K. Molecular cloning and characterization of the STE7 and STE11 genes of the Saccharomyces cerevisiae II Mol. Cell Biol. 1985. V. 5. P. 1878-1886.

153. Champe S.P., Rao P., Chang A. An endogenous inducer of sexual development in Aspergillus nidulans II J. Gen. Microbiol. 1987. V. 133. P. 13831387.

154. Chattaway F.W., Holmes M.R., Barlow A.J.F. Cell wall composition of the mycelial and blastospore forms of Candida albicans II J. Gen. Microbiol. 1978. V. 51. P. 367-376.

155. Chi Z., Arneborg N. Sacharomyces cerevisiae strains with different degrees of ethanol tolerance exhibit different adaptive responses to produced ethanol I I J. Industr. Microbiol. Biotechnol. 2000. V. 24. P. 75-78.

156. Chiew Y.Y., Sullivan P.A., Shepherd M.G. The effect of ergosterol and alcohols on germ-tube formation and chitin synthase in Candida albicans II Can. J. Biochem. 1982. V. 60. P. 15-20.

157. Chitnis M.V., Munro C.A., Brown A.J.P., Gooday G.W., GowN.A.R., Deshpande M.V. The zygomycetous fungus, Benjaminiella poitrasii contains a largefamily of differentially regulated chitin synthase genes // Fungal Genet. Biol. 2002. V. 36. P. 215-223.

158. Choi M.G., Parks T.S., Carman G.M. Phosphorylation of Saccharomyces cerevisiae CTP synthetase at Ser424 by protein kinases A and С regulates phosphatidylcholine synthesis by the CDP-choline pathway // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 26. P. 23610-23616.

159. Choih S.-J., Ferro A.J., Shapiro S.K. Relationship between polyamines and macromolecules in germinating yeast ascospores // J. Bacteriol. 1978. V. 133. P. 424-426.

160. Chopra A., Khuller G.K. Lipids of pathogenic fungi // Progr. Lipid Res. 1983. V. 22. P. 189-220.

161. Choudhari S., Singhal R. Media optimization for the production of (3-carotene by Blakeslea trispora: a statistical approach // Bioresource Technol. 2008. V. 99. № 4. P. 722-730.

162. Clark-Walker G.D. Relationship between dimorphology and respiration in Mucor genevensis studied with chloramphenicol // J. Bacteriol. 1973. V. 116. P. 972-980.

163. Clegg J.S., Seitz P., Seitz W., Hazlewood C.F. Cellular responses to extreme water loss: the water-replacement hypothesis // Cryobiology. 1982. V. 19. № 3. P. 306-316.

164. Clo C., Calderera C.M. Tantini В., Benalal D., Bachrach U. Polyamines and cellular adenosine 3',5'-cyclic monophosphate // Biochem. J. 1979. V. 182. P. 641-649.

165. Cooke D.T., Burden R.S. Lipid modulation of plasma membrane-bound ATPases //Physiologia Plantarum. 1990. V. 78. P. 153-159.

166. Coulon J., Hakkou A., Mpona-Minga M., Bonaly R. Action de l'amphot6ricine В sur la composition en sterols de Kluyveromyces bulgaricus et Kluyveromyces lactis II Can. J. Microbiol. 1986. V. 32. № 9. P. 738-742.

167. Cuadros S.C., Brito A.G., Martinez-Rossi N.M., Rossi A. The Aspergillus nidulans phsY*>A mutation alters colonial growth and development of the mould at acidic pH // World J. Microbiol. Biotechnol. 2001. V. 17. P. 779-782.

168. D'Amore Т., Panchal C.J., Russel I., Stewart G.G. A study of ethanol tolerance in yeast // Crit. Rev. Biotechnol. 1990. V. 9., P. 287-304.

169. Dahl J., Dahl C. Stimulation of cell proliferation and polyphosphoinositol metabolism in Saccharomyces cerevisiae by ergosterol // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1985. V. 113. P. 844-850.

170. Dahl C., Dahl J. Cholesterol and cell function // Biology of cholesterol / Ed. Yeagle P.L. Boca Raton: CRC Press, 1988. P. 147-170.

171. Dahl C., Biemann H.-P., Dahl J. A protein kinase antigenetically related to pp 60v'src involved in yeast cell cycle control: positive in vivo regulation by sterol // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. P. 4012-4016.

172. Dantigny P., Marin S., Beyer M., Magan N. Mould germination: data treatment and modeling // Int. J. Food Microbiol. 2007. V. 114. P. 17-24.

173. Das U.W. Hypothesis cis-unsaturated fatty acids as potential anti-peptic ulcer drugs // Prostaglandines, leukotrienes and essential fatty acids. 1998. V. 58. №5. P. 377-380.

174. Daum G., Gamerith G., Paltauf F. The effect of cerulenin and exogenous fatty acids on triacylglycerol accumulation in an inositol-deficientyeast, Saccharomyces carlsbergensis // Biochim. Biophys. Acta. 1979. V. 573. № 2. P. 413-415.

175. Daum G., Lees N.D., Bard M., Dickson R. Biochemistry, cell biology and molecular biology of lipids of Saccharomyces cerevisiae II Yeast. 1998. V. 14. P. 1471-1510.

176. Daum G., Wagner A., Czabany Т., Grillitsch K., Athenstaedt K. Lipid storage and mobilization pathways in yeast // Novartis Found Symp. 2007. V. 286. P. 142-151.

177. Daum G., Wagner A., Czabany Т., Athenstaedt K. Dynamics of neutral lipid storage and mobilization in yeast // Biochimie. 2007. V. 89. № 2. P. 243-248.

178. Davies B.S.J., Wang H.S., Rine J. Dual activators of the sterol biosynthetic pathway of Saccharomyces cerevisiae: similar activation/regulatory domains but different response mechanisms // Mol. Cell. Biol. 2005. V. 25. P. 7375-7385.

179. Davies M., Mariott M.S. Inhibitory effect of imidazole antifungals on the yeast-mycelial transformation in Candida albicans II Mycosen. 1981. V. 25. P. 481-486.

180. De Deken R.H. The Crabtree effect a regulatory system in yeast // J. Gen. Microbiol. 1966. V. 44. P. 149-156.

181. Del Sorbo G., Schoonbeek H., De Waard M.A. Fungal transporters involved in efflux of natural toxic compounds and fungicides // Fungal Genet. Biol. 2000. V. 30. P. 1-15.

182. De Nollin S., Van Belle H., Goosens F., Thone F., Borgers M. Cytochemical and biochemical studies of yeasts after in vivo exposure to miconazole // Antimicrob. Agents Chemother. 1977. V. 11. P. 500-513.

183. Despande M., O'Donnel R., Gooday G.W. Regulation of chitin synthase activity in the dimorphic fungus Benjaminiella poitrasii by external osmotic pressure II FEMS Microbiol. Lett. 1997. V. 152. P. 327-332.

184. Dewerchin M.A., Van Laere A.J. Trehalase activity and cyclic AMP content during early development of Mucor rouxii spores // J. Bacteriol. 1984. V. 158. P. 575-579.

185. Dirks J., Vanaswegen C.H., Duplessis D.J. Citokine levels affected by y-linolenic acid // Prostaglandines, leukotrienes and essential fatty acids. 1998. V. 59. №4. P. 273-277.

186. Dixon G.H., Kornberg H.L. Assay methods for key enzymes of the glyoxylate cycle//Biochem. J. 1959. V. 72. № 1. P. 195.

187. Djerassi C. Recent advances in the mass spectrometry of steroid // Pure and Appl. Chem. 1978. V. 50. № 3. P. 171-184.

188. Dodds P.F. Xenobiotic lipids: the inclusion of xenodiotic compounds in pathways of lipid biosynthesis // Progr. Lipid Res. 1995. V. 34. P. 219-247.

189. Domek D.B., Borgia P.T. Changes in the rate of chitin-plus-chitosan synthesis accompany morphogenesis of Mucor racemosus II J. Bacteriol. 1981. V. 146. P. 945-951.

190. Dow J.M., Darnall D.W., Villa V.D. Two distinct classes of polyuronide from the cell walls of the dimorphic fungus, Mucor rouxii II J. Bacteriol. 1983. V. 155. P. 1088-1093.

191. Dow J.M., Rubery P.H. Chemical fractionation of the cell walls of mycelial and yeast-like forms of Mucor rouxii: a comparative study of thepolysaccharide and glycoprotein components // J. Gen. Microbiol. 1977. V. 99. P. 29-41.

192. Dow J.M., Carreon R.R., Villa V.D. Role of membranes of mycelial Mucor rouxii in synthesis and secretion of cell wall matrix polymers // J. Bacteriol. 1981. V. 145. № l.P. 272-279.

193. Duran A., Cabib E. Solubilization and partial purification of yeast chitin synthetase // J. Biol. Chem. 1978. V. 253. P. 4419-4425.

194. Ella KM., Dolan J.W., Meier K.E. Characterization of a regulated form of phospholipase D in the yeast Saccharomyces cerevisiae И Biochem. J. 1995. V. 307. P. 799-805.

195. Ella KM., Dolan J.W., Qi C., Meier K.E. Characterization of Saccharomyces cerevisiae deficient in expression of phospholipase D // Biochem. J. 1996. V. 314. P. 15-19.

196. Elmer G.W., Nickerson W.J. Filamentous growth of Mucor rouxii under nitrogen//J. Bacteriol. 1970a. V. 101. P. 592-594.

197. Elmer G.W., Nickerson W.J. Nutritional requirements for growth and yeastlike development of Mucor rouxii under carbon dioxide 11 J. Bacteriol. 1970b. V. 101. P. 595-602.

198. Elzinga S.D.J., van Oosterum K, Maat C., Grivell L.A., van der Spek H Isolation and RNA-binding analysis of NAD+-isocitrate dehydrogenases from Kluyveromyces lactis and Schizosaccharomycespombe II Curr. Genet. 2000. V. 38. № 2. P. 87-94.

199. Evans C.T., Ratledge C. Effect of nitrogen source on lipid accumulation in oleaginous yeasts // J. Gen. Microbiol. 1984a. V. 130. P. 16931704.

200. Evans C.T., Ratledge C. Influence of nitrogen metabolism on lipid accumulation by Rhodosporidium toruloides CBS 14 // J. Gen. Microbiol. 1984b. V. 130. P. 1705-1710.

201. Exton J.H. Signaling through phosphatidylcholine breakdown // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 1-4.

202. Exton J.H. Phosphatidylcholine breakdown and signal transduction I I Biochim. Biophys. Acta. 1994. V. 1212. № 1. P. 26-42.

203. Ferrante G., Ohno Y. Kates M. Influence of temperature and growth phase on desaturase activity of the mesophilic yeast Candida lipolytica II Can. J. Biochem. Cell Biol. 1983. V. 61. № 4. P. 171-177.

204. Fiocchi A., Sola M., Signoroni P., Banderali G., Agostoni C., Riva E. The efficacy and safety of y-linolenic acid in the treatment of infantile atopic dermatitis // J. Intern. Med. Res. 1994. V. 22. № 1. P. 24-32.

205. Fisher D.J., Pring R.J., Richmond D.V., Michael A. The production of yeast-like forms of Mucor by antibiotics and fungicides // J. Gen. Microbiol.1973. V. 75. №2. P. xiv.

206. Folch G., Lees M., Sloane-Stanley G.H. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues // J. Biol. Chem. 1957. V. 226. № l.p. 497-509.

207. Forte J.W., Orlowski M. Profile of cyclic adenosine 3',5'-monophosphate binding proteins during the conversion of yeasts to hyphae in the fungus Mucor 11 Exp. Mycol, 1980. V. 4. P. 78-86.

208. Friedenthal M., Epstein A., Passeron S. Effect of potassium cyanide, glucose and anaerobiosis on morphogenesis of Mucor rouxii II J. Gen. Microbiol.1974. V. 82. P. 15-24.

209. Fryberg M., Avruch L., Oehlschlager A.C., Unrau A.M. Nuclear demethylation and C-24 alkylation during ergosterol biosynthesis in Saccharomyces cerevisiae II Can. J. Biochem. 1975. V. 53. P. 881-889.

210. Fu Y., Ibrahim A.S., Fonzi W., Zhou X., Ramos C.F., Ghannoum M.A. Cloning and characterization of a gene (LIP1) which encodes a lipase fromthe pathogenic yeast Candida albicans И Microbiology (UK). 1997. V. 143. № 2. P. 331-340.

211. Gadd G.M., Brunton A.H. Calcium involvement in dimorphism of Ophiostoma ulmi, the Dutch elm disease fungus, and characterization of calcium uptake by yeast cells and germ tubes // J. Gen. Microbiol. 1992. V. 138. № 8. P. 1561-1571.

212. Gadd G.M. Signal transduction in fungi // The Growing Fungus / Eds. N.A.R. Gow, G.M. Gadd. London: Chapman & Hall, 1995. P. 183-210.

213. Gaits F., Fourcade O., Le Balle F., Gueguen G., Gaige В., Gassama-Diagne A., Fauvel J., Salles J.P., Mauco G., Simon M.F., Chap H. Lysophosphatidic acid as a phospholipid mediator: pathways of synthesis // FEBS Lett. 1997. V. 410. № 1. P. 54-58.

214. Galbraith J.C., Smith J.E. Changes in activity of certain enzymes of the tricarboxylic acid cycle and the glyoxylate cycle during initiation of conidiation of Aspergillus niger И Can. J. Microbiol. 1969. V. 15. P. 1207-1212.

215. Galvez S., Gadal P. On the function of the NADP-dependent isocitrate dehydrogenase isoenzymes in living organisms // Plant Sci. 1995. V. 105. P. 1-14.

216. Gancedo J.M. Carbon catabolite repression in yeast // Eur: J. Biochem. 1992. V. 206. P. 297-313.

217. Gancedo J.M. Control of pseudohyphae formation in Saccharomyces cerevisiae // FEMS Microbiol. Rev. 2001. V. 25. P. 107-123.

218. Gao L., Sun M.H., Liu X.Z., Che Y.S. Effects of carbon concentration and carbon to nitrogen ratio on the growth and sporulation of several biocontrol fungi // Mycol. Res. 2007. V. 111. № 1. P. 87-92.

219. Garcia J.R., Sypherd S. S-adenosylmethionine and morphogenesis in Mucor racemosus И Curr. Microbiol. 1984. V. 10. P. 111-116.

220. Garcia J.R., Hiatt W.R., Peters J., Sypherd P.S. S-Adenosylmethionine levels and protein methylation during morphogenesis of Mucor racemosus И J. Bacteriol. 1980. V. 142. P. 196-201.

221. Georgopapadakou N.H., Dix B.A., Smith S.A., Freudenberger J., Funke P.T. Effect of antifungal agents on lipid biosynthesis and membrane integrity in Candida albicans И Antimicrob. Agents Chemother. 1987. V. 31. P. 46-51.

222. Geraghty P., Kavanagh K. Disruption of mitochondrial function in Candida albicans leads to reduced cellular ergosterol levels and elevated growth in the presence of amphotericine В // Arch. Microbiol. 2003. V. 179. P. 295-300.

223. Gierz G., Bartnicki-Garcia S. A three-dimensional model of fungal morphogenesis based on the vesicle supply center concept // J. Theor. Biol. 2001. V. 208. №2. P. 151-164.

224. Ghannoum M.A., Janini G., Khamis L., Radwan S.S. Dimorphism-associated variations in the lipid composition of Candida albicans II J. Gen. Microbiol. 1986. V. 132. № 8. P. 2367-2375.

225. Ghormade V.S., Lachke S.A., Despande M.V. Dimorphism in Benjaminiella poitrasii: involvement of intracellular endochitinase and N-acetylglucosaminidase activities in the yeast-mycelium transition // Folia Microbiol. 2000. V. 45. № 3. P. 231-238.

226. Golly I., Hlavica P., Wolf J. The role of lipid peroxidation in the N-oxidation of 4-chloroaniline // Biochem. J. 1984. V. 224. № 2. P. 415-421.

227. Golly I., Hlavica P. N-Oxidation of 4-chloroaniline by prostaglandin synthase. Redox cycling of radical intermediate(s) // Biochem. J. 1985. V. 226. № 3.P. 803-809.

228. Gomez-Munoz A. Modulation of cell signaling by ceramides // Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1391. P. 92-109.

229. Gooday G.W., Schofield D.A. Regulation of chitin synthesis during growth of fungal hyphae: the possible participation of membrane stress // Can. J. Bot. 1995. V. 73 (suppl. 1). P. S114-S121.

230. Gordon P.A., Stewart P.R., Clark-Walker G.D. Fatty acid and sterol composition of Mucor genevensis in relation to dimorphism and anaerobic growth //J. Bacteriol. 1971. V. 107. № l.p. 114-120.

231. Goyal S., Khuller G.K. Phospholipid composition and subcellular distribution in yeast and mycelial forms of Candida albicans II J. Med. Veter. Mycol. 1992. V. 30. № 5. P. 355-362.

232. Grove S.N., Bracker C.E. Protoplasmic organization of hyphal tips among fungi: vesicles and spitzenkorper // J. Bacteriol. 1970. V. 104. P. 989-1009.

233. Gold S.E., Duncan G., Barret K., Kronstad J.M. cAMP regulates morphogenesis in the fungal pathogen Ustillago maidis И Genes Dev. 1994. V. 8. P. 2805-2816.

234. Goodrich-Tanrikulu M., Howe K., Staford A., Nelson M.A. Changes in fatty acid composition of Neurospora crassa accompany sexual development and ascospore germination//Microbiology (UK). 1998. V. 144. P. 1713-1720.

235. Gooday G.W., Schofield D.A. Regulation of chitin synthesis during growth of fungal hyphae: the possible participation of membrane stress // Can. J. Bot. 1995. V.73. Suppl. 1. P. SI 14-S121.

236. Greenspan M.D., Mackow R.C. The effect of cerulenin on sterol, biosynthesis in Saccharomyces cerevisiae II Lipids. 1977. V. 12. № 9. P. 729-740.

237. Grisham C.M., Barnett R.E. The effect of long-chain alcohols on membrane lipids and the (Na+-K+)-ATPase // Biochim. Biophys. Acta. 1973a. V. 311. №2. P. 417-422.

238. Grisham C.M., Barnett R.E. The role of lipid-phase transitions on the regulation of the (sodium-potassium) adenosine triphosphatase // Biochemistry. 19736. V. 12. P. 2635-2637.

239. Guevara-Olvera L., Calvo-Mendez C., Ruiz-Herrera J. The role of polyamine metabolism in dimorphism of Yarrowia lipolytica II J. Gen. Microbiol. 1993. V. 139. № 3. P. 485-493.

240. Ha K.-S., Exton J.H. Activation of actin polymerization by phosphatidic acid derived from phosphatidylcholine in IIC9 fibroblasts // J. Cell Biol. 1993. V. 123. P. 1789-1796.

241. Haidle C.W., Stork R. Control of dimorphism in Mucor rouxii II J. Bacteriol. 1966. V. 92. P. 1236-1244.

242. Haidle C.W., Stork R. Inhibition by cycloheximide of protein and RNA synthesis in Mucor rouxii II Biochem. Biophys. Res. Commun. 1966. V. 22. P. 175-180.

243. Hamdan J.S., Casali A.K. Effect of amphotericin В on the lipids of yeast cells of Sporotrix schenckii 11 Mycopathologia. 1996. V. 136. P. 125-131.

244. Hanson H., Brody S. Lipid and cell wall changes in an inositolrequiring mutant of Neurospora crassa 11 J. Bacteriol. 1979. V. 138. P. 461-466.

245. Hansson L., Dostalek M. Effect of cultural conditions on mycelial growth and production of y-linolenic acid by the fungus Mortierella ramanniana I I Appl. Microbiol. Biotechnol. 1988. V. 28. P. 240-246.

246. Hansson L., Dostalek M., Sorenby B. Production of y-linolenic acid by the fungus Mucor rouxii in fed-batch and continuous culture 11 Appl. Microbiol. Biotechnol. 1989. V. 31. № 3. P. 223-227.

247. Harada A.S., Lau W. Succesful treatment and limb salvage of mucor necrotizing fasciitis after kidney transplantation with posaconazole // Hawaii Med. J. 2007. V. 66. № l.P. 68-71.

248. Hasek J., Bartnicki-Garcia S. The arrangement of F-actin and microtubules during germination of Mucor rouxii sporangiospores // Arch. Microbiol. 1994. V. 161. № 5. P. 363-369.

249. Haselbeck R.J., McAlister-Henn L. Function and expression of yeast mitochondrial NAD- and NADP-specific isocitrate dehydrogenases // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 12116-12122.

250. Hesseltine H. Carotenoids in the fungi Mucorales // Techn. Bull. US Dept. Agricult. 1960. V. 1245. № 1. p. 1-30.

251. Hata S., Nishino Т., Katsuki H., Aoyama Y., Yoshida Y. Characterization of A22-desaturation in ergosterol biosynthesis of yeast // Agric. Biol. Chem. 1987. V. 51. № 5. P. 1349-1354.

252. Hayer-Harti M., Schagger H., von Jagow G., Beyer K. Interaction of phospholipids with the mitochondrial cytochrome-c reductase studied by spin-label ESR and NMR spectroscopy // Eur. J. Biochem. 1992. V. 209. P. 423^130.

253. Heath J.B. Bridging the divide: cytoskeleton-plasma membrane-cell wall interactions in growth and development // Biology of the fungal cell / Eds. Howard R.C., Gow N.A.R. Berlin: Springer, 2001. P. 201-223.

254. Heath J.B. Preservation of labile cortical array of actin filaments in growing hyphal tips of the fungus Saprolegnia ferax // Eur. J. Cell Biol. 1987. V. 44. P. 10-16.

255. Henry K.W., Nickels J.T., Edlind T.D. ROX1 and ERG regulation in Sacharomyces cerevisiae: implications for antifungal susceptibility // Eukaryot. Cell. 2002. V. l.P. 1041-1044.

256. Henry K.W., Nickels J.T., Edlind T.D. Upregulation of ERG genes in Candida species by azoles and other sterol biosynthesis inhibitors // Antimicrob. Agents Chemother. 2000. V. 44. P. 2693-2700.

257. Herber R., Villoutrex J., Granger P., Chapelle S. Influence de l'anaerobiose sur la composition en sterols de Mucor hiemalis II Can. J. Microbiol. 1983. V. 29. P. 606-611.

258. Hiatt W.R., Garcia R., Merrik W.C., Sypherd P.C. Methylation of elongation factor la from the fungus Mucor II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1982. V. 79. № 11. P. 3433-3437.

259. Hippe S. Influence of fungicides on fungal fine structure // Electron microscopy of plant pathogens / Eds. Mendgen K., Lesemann D.E. Berlin e.a.: Springer, 1991. P. 317-331.

260. Hohmann S., Krantz M., Nordlander B. Yeast osmoregulation // Methods Enzymol. 2007. V. 428. P. 29-45.

261. Hong H., Datla N., Reed D.W., Covello P.S., MacKenzie S.L., Qiu X. High-level production of y-linolenic acid in Brassica juncea using a A6 desaturase from Pythium irregulare II Plant Physiol. 2002. V. 129. № 1. P. 354-362.

262. Horvat I., ToroK Z., Vigh L., Kates M. Lipid hydrogenation induces elevated 18:l-CoA desaturase activity in Candida lipolytica microsomes // Biochim. Biophys. Acta. 1991. V. 1085. № 1. P. 126-130.

263. Hube В., Hess D., Baker C.A., Schller M., Schafer W., Dolan J.W. The role and relevance of phospholipase D1 during growth and dimorphism of Candida albicans II Microbiology (UK). 2001. V. 47. № 4. P. 879-889.

264. Humphreys A.M., Gooday D.W. Phospholipid requirement of microsomal chitinase from Mucor mucedo II Curr. Microbiol. 1984a. V. 11. P. 187190.

265. Humphreys A.M., Gooday D.W. Properties of chitinase activity from Mucor mucedo: evidence for membrane-bound zymogenic form // J. Gen. Microbiol. 1984b. V. 130. P. 1359-1366.

266. Ichimura Y., Kirisako Т., Такао Т., Satomi Y., Shimonishi Y., Ishihara N., Mizushima N., Tanida I., Kominami E., Ohsumi M., Noda Т., Ohsumi Y. A ubiquitin-like system mediates protein lipidation // Nature. 2000. V. 408. № 6811. P. 488-492.

267. Inderlied C.B., Sypherd P.S. Glucose metabolism and dimorphism in Mucor //J. Bacteriol. 1978. V. 133. P. 1282-1286.

268. Inderlied С.В., Peters J., Cihlar R.L. Mucor racemosus И Fungal dimorphism / Ed. Szaniszlo P.S. NY: Plenum Press, 1985. P. 337-359.

269. Inderlied C.B., Cihlar R.L., Sypherd P.S. Regulation of ornithine decarboxylase during morphogenesis of Mucor racemosus II J. Bacteriol. 1980. V. 141. P. 699-707.

270. Ingram L.O. Adaptation of membrane lipids to alcohols // J. Bacteriol. 1976. V. 125. № 2. P. 670-678.

271. Inoue I., Seishima M., Kitajima Y. Effects of azole antifungal agents on ionomycin-induced changes in intracellular calcium concentration in Trichophyton rubrum II Mycol. Res. 1998. V. 102. P. 193-198.

272. Ishijima S.A., Konomi M., Takagi Т., Sato M., Ishiguro J., Osumi M. infrastructure of cell wall of the cps8 actin mutant cell in Schizosaccharomyces pombe IIFEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 180. P. 31-37.

273. Ito E., Cihlar R.L., Inderlied C.D. Lipid synthesis during morphogenesis in Mucor racemosus // J. Bacteriol. 1982. V. 152. P. 880-887.

274. Iwanyshyn W.M., Han G.-S., Carman G.M. Regulation of phospholipid synthesis in Saccharomyces cerevisiae by zinc // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. 21. P. 21976-21983.

275. Jaehoon Choe, Young Je Yoo. Effect of ammonium ion concentration and application to fed-batch culture for overproduction of citric acid // J. Fementat. Bioeng. 1991. V. 72. № 2. P. 106-109.

276. Jee H., Ко W. Stimulation of sexual reproduction in Phytophthora castorum and P. parasitica by fatty acids and related compounds // Mycol. Res. 1997. V. 101. P. 1140-1144.

277. Jeennor S., Laoteng K., Tanticharoen M., Cheevadhanarak S. Comparative fatty acid profiling of Mucor rouxii under different stress conditions

278. FEMS Microbiol. Lett. 2006. V. 259. № 1. P. 60-66.

279. Jensen E.C., Ogg C., Nickerson K.W. Lipoxygenase inhibitors shift the yeast/mycelium dimorphism in Ceratocystis ulmi II Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 58. № 8. P. 2505-2508.

280. Jenkins G.H., Fisette P.L., Anderson R.A. Type I phosphatidilinositol-4-phosphate 5-kinase isoforms are specifically stimulated by phosphatidic acid // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 11547-11554.

281. Jiranek V., Graves J.A., Henry S.A. Pleiotropic effects of the opil regulatory mutation of yeast: its effects on growth and on phospholipid and inositol metabolism //Microbiology (UK). 1998. V. 144. № 10. P. 2739-2748.

282. Jonen B.C., Drew E.A. Ecological effect of pesticides on soil microorganisms // Soil Sci. 1977. V. 123. № 5. P. 319-324.

283. Jones B.E., Bu'Lock J.D. The effect of N6,02-dibutyryl adenosine 3',5'-monophosphate on morphogenesis in Mucorales // J. Gen. Microbiol. 1977. V. 103. P. 29-36.

284. Josefiak E.J., Foushee J.H.S., Smith L.C. Cutaneous mucormycosis // Am. J. Clin. Pathol. 1958. V. 30. P. 547-552.

285. Joseph-Horn Т., Hollomon D.W. Molecular mechanisms of azole resistance in fungi //FEMS Microbiol. Lett. 1997. V. 149. P. 141-149.

286. Kabera J.J., Vrable R., Lie Ken Jie M.S.F. Antimicrobial lipids: natural and synthetic fatty acids and monoglycerides // Lipids. 1977. V. 12. № 9. P. 753759.

287. Kajiwara S., Suga K., Sone H., Nakamura K. Improved ethanol tolerance of Saccharomyces cerevisiae strains by increases in fatty acidunsaturation via metabolic engineering // Biotechnol. Lett. 2000. V. 22. P. 18391843.

288. Kang Z.S., Huang L.L., Krieg U., Maulermachnik A., Buchenauer H. Effects of tebuconazole on morphology, structure, cell wall components and trichothecene production of Fusarium culmorum in vitro II Pest Management Sci. 2001. V. 57. P. 491-500.

289. Kamada Т., Bracker C.E., Bartnicki-Garcia S. Chitosomes and chitin synthetase in the asexual life cycle of Mucor rouxii'. spores, mycelium and yeast cells//J. Gen. Microbiol. 1991. V. 137. № 6. P. 1241-1252.

290. Kamisaka Y., Yokochi Т., Nakahara Т., Suzuki O. Modulation of fatty acid incorporation and desaturation by trifluoperazine in fungi // Lipids. 1990. V. 12. P. 787-792.

291. Kamisaka Y., Yokochi Т., Nahakara Т., Suzuki O. Incorporation of linoleic acid and its conversion to y-linolenic acid in fungi // Lipids. 1990. V. 25. № LP. 54-60.

292. Katayama M., Marumo S. R(2)-glycerol monolinoleate, a minor sporogenic substance of Sclerotinia fructicola II Agric. Biol. Chem. 1978. V. 42. P. 1431-1433.

293. Kates M. Techniques of lipidology: isolation, analysis andjidentification of lipids. 2 edn. Amsterdam NY - Oxford: Elsevier, 1986. 464 p.

294. Kates M., Push F.L., Ferrante G. Regulation of membrane fluidity by lipid desaturase // Membrane fluidity / N.Y.-L.: Plenum Press, 1984. P. 378.

295. Kato T. Sterol biosynthesis in fungi. A target for broad spectrum fungicides // Chemistry of plant protection / Eds. Haug G., Hoffman H. Berlin-Heidelberg -New York- Tokyo: Springer, 1986. V. 1. P. 1-24.

296. Kearns B.G., McGee T.P., Meyinger P., Gedvilaite A., Phillips S.E., kagiwada S., Bankatis V.A. Essential role for diacylglycerol in protein transport from the yeast Golgi complex // Nature. 1997. V. 387. № 6628. P. 101-105.

297. Kelly S.L., Keena S., Bligh H.F.L., Watson P.F., Stansfield I., Ellis S.W., Kelly D.E. Lanosterol to ergosterol enzymology, inhibition and genetics //

298. Biochemistry of Cell Walls and Membranes in Fungi / Eds. Kuhn P.J., Trinci A.P.J., Jung M.J., Goosey M.W., Copping L.G. Berlin, Heidelberg, New York, London, Paris, Tokyo, Hong Kong: Springer-Verlag, 1990. P. 223-243.

299. Kelly S.I., Lamb D.C., Baldwin B.C., Corran A.J., Kelly D.E. Characterization of Saccharomyces cerevisiae CYP61, sterol A22-desaturase, and inhibition by azole antifungal agents // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 9986-9988.

300. Kelly L., Lamb D.C., Taylor M., Corran A.J., Baldwin B.C.,1. О <7

301. Powderly W.G. Resistance to amphotericin В associated with defective sterol A isomerase in a Cryptococcus neoformans strain from an AIDS patient // FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 122. P. 39-42.

302. Kerkenaar A., Barug D. Fluorescence microscope studies of Ustilago maydis and Penicillium italicum after treatment with imazalil or fenpropimorph // Pestic. Sci. 1984. V. 15. P. 199-205.

303. Kerwin J.L. Fatty acids and fungal development: structure-activity relationships // Ecology and metabolism of plant lipids. Amer. Chem. Soc. Symposium № 325 / Eds. Fuller L., Nes W.D., 1987. Chapter 20. P. 329-342.

304. Khale A., Srinivasan M.C., Deshpande M.V. Significance of NADP/NAD glutamate dehydrogenase ratio in the dimorphic behavior of Benjaminiellapoitrasii and its morphological mutants // J. Bacteriol. 1992. V. 174. № 11. P. 3723-3728.

305. Klose J., de Sa M.M., Kronstad J.W. Lipid-induced filamentous growth in Ustilago maydis II Mol. Microbiol. 2004. V. 52. № 3. P. 823-835.

306. Knights B.A. Identification of plant sterols using combined GLC/mass spectrometry// J. Gas Chromatogr. 1967. V. 5. № 6. P. 272-282.

307. Kobayashi S.D., Cutler J.E. Candida albicans hyphal formation and virulence: is there a clearly defined role? // Trends Microbiol. 1998. V. 6. P. 92— 94.

308. Kock J.L.F., Botha A. Acetic acid a novel source for the production of gamma-linolenic acid and cocoa butter equivalents // South Afr. J. Sci. 1993. V. 89. P. 465.

309. Kodama O., Yamada H., Akatsuka T. Kitazin P, inhibitor of phosphatydilcholine biosynthesis in Pyricularia oryzae II Agric. Biol. Chem. 1979. V. 43. P. 1719-1725.

310. Koh T.Y., Mariott M.S., Taylor J., Gale E.F. Growth characteristics and polyene sensitivity of a fatty acid auxotroph in Candida albicans II J. Gen. Microbiol. 1977. V. 102. №1. P. 105-110.

311. Kolattukudy P.E., Rogers L.M., Li D., Hwang C.S., Flaishman M.A. Surface signaling in pathogenesis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 4080-4087.

312. Kollar R., Petrakova E., Ashwell G., Robbins P.W., Cabib E. Architecture of yeast cell wall. The linkage between chitin and (3(l-3)-glucan // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 1170-1178.

313. Kornberg H.L., Pricer W.E. Di- and triphosphopyridine nucleotide isocitric dehydrogenases in yeast // J. Biol. Chem. 1951. V. 189. № 1. P. 123-136.

314. Krishnamurthy S.S., Prasad R. Membrane fluidity affects functions of Cdrlp, a multidrug ABC transporter of Candida albicans IIFEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 173. P. 475-481.

315. Kronstad J., De Maria A., Funnell D., Laidlaw D., Lee N., de Sa M.M., Ramesh M. Signaling via cAMP in fungi: interconnection with mitogen-activated protein kinase pathways // Arch. Microbiol. 1998. V. 170. № 6. P. 395404.

316. Kumar C.P., Menon Т., Sundararajan Т., Nalini S., Thirunarayan M.A., Rajasekaran S., Venkatadesikalu M. Esterase activity of Candida speciesisolated from immunocompromised hosts // Rev. Iberoam Mycol. 2006. V. 23. № 2. P. 101-103.

317. Kuzina V., Domenech C., Cerda-Olmedo E. Relationships among the biosyntheses of ubiquinone, carotene, sterols, and triacylglycerols in Zygomycetes //Arch. Microbiol. 2006. V. 186. № 6. P. 485-493.

318. Ladbooke B.O., Williams R.M., Chapman D. Studies on lecitin-cholesterol-water interaction by differential scanning calorymetery and x-ray diffraction//Biochim. Biophys. Acta. 1969. V. 150. P. 333-340.

319. Lambert R.H., Garcia J.R Evidence of morphology-specific isozymes in Candida albicans II Curr. Microbiol. 1990. V. 20. P. 215-221.

320. Laoteng K, Jitsue S., Dandusitapunth Y., Cheevadhanarak S. Ethanol-induced changes in expression profiles of cell growth, fatty acid and desaturase genes of Mucor rouxii 11 Fungal Genet. Biol. 2008. V. 45. № 1. P. 6167.

321. Larsen A.D., Sypherd P.S. Cyclic adenosine-3',5'-monophosphate and morphogenesis in Mucor racemosus //J. Bacteriol. 1974. V. 117. P. 432-438.

322. Lehner R., Kuksis A. Biosynthesis of triacylglycerols // Progr. Lipid Res. 1996. V. 35. P. 169-201.

323. Lehrer R.I. Mucormycosis // Ann. Intern. Med. 1980. V. 93. P. 93108.

324. Leija A., Ruiz-Herrera J., Mora J. Effect of L-amino acids on Mucor rouxii dimorphism // J. Bacteriol. 1986. V. 168. P. 843-850.

325. Leikin A.I., Brenner R.R. Fatty acid desaturase activities are modulated by phytosterol incorporation in microsomes // Biochim. Biophys. Acta. 1989. V. 1005. №2. P. 187-191.

326. Leikin A.I., Brenner R.R. Regulation of linoleic acid A6-desaturation by a cytosolic lipoprotein-like fraction in isolated rat liver microsomes // Biochim. Biophys. Acta. 1986. V. 876. № 2. P. 300-308.

327. Lee N., D'Souza C.A., Kronstad J.W. Of smuts, blasts, mildews, and blights: cAMP signaling in phytopathogenic fungi // Annu. Rev. Phytopathol. 2003. V. 41. P. 399-427.

328. Lee B.N., Elion E.A. The MAPKKK Stell regulates vegetative growth a kinase cascade of shared signaling components 11 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 12679-12684.

329. Leinhos G.M.E., Gold R.E., Duggelin M., Duggenheim R Development and morphology of Uncinula necator following treatment with the fungicides kresoxim-methyl and penconazole // Mycological Res. 1997. V. 101. P. 1033-1046.

330. Lemmon M.A., Ferguson K.M., Schlessinger J. PA domains diverse sequences with a common fold recruit signaling molecules to the cell surface // Cell. 1996. V. 85. P. 621-624.

331. Lengeler K.B., Davidson R.C., D'Souza C., Harashima Т., Wei-Chiang Shen, Ping Wang, Xuewen Pan, Waugh M., Heitman J. Signal transduction cascades regulating fungal development and virulence // Microbiol. Mol. Biol. Revs. 2000. V. 64. № 4. P. 746-785.

332. Lester R.L., Dickson R.C. Sphingolipids with inositolphosphate-containing head groups // Adv. Lipid Res. 1993. V. 26. P. 253-274.

333. Li W.M., Yin D.Q., Zhou Y., Hu S.Q., Wang L.S. 3,4-Dichloroaniline-induced oxidative stress in liver of crucian carp {Carassius auratus) // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2003. V. 56. № 2. P. 251-255.

334. Li W.M., Yin D.Q., Zhang A., Wang L.S. Toxicity of chloroanilines and effects on superoxide dismutase activities in serum of crucian carp (Carassius309auratus) // Boll. Environ. Contam. Toxicol. 2002. V. 68. № 5. P. 630-636.

335. Lloyd G.I., Morris E.O., Smith J.E. A study of the esterases and their function in Candida lipolytica, Aspergillus niger and a yeast-like fungus // J. Gen. Microbiol. 1970. V. 63. № 2. P. 141-150.

336. Lowry O.H., Rosenbrough H.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. № 1. P. 265-275.

337. Liibbehiisen T.L., Nielsen J., Mclntyre M. Morphology and physiology of the dimorphic fungus Mucor circinelloides (syn. M. racemosus) during anaerobic growth // Mycol. Res. 2003. V. 107. P. 223-230.

338. Liibbehiisen T.L., Nielsen J., Mclntyre M. Aerobic and anaerobic ethanol production by Mucor circinelloides during submerged growth // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2004. V. 63. № 5. P. 543-548.

339. Lucas C., Van Uden N. The temperature profiles of growth, thermal death and ethanol tolerance of the xylose-fermenting yeast Candida shehatae II J. Basic Microbiol. 1985. V. 25. № 8. P. 547-550.

340. Lorenz R.T., Parks L.W. Structural discrimination in the sporting function of sterols in the yeast Saccharomyces cerevisiae II J. Bacteriol. 1989. V. 171. P. 6169-6173.

341. Lorenz R.T., Parks L.W. Involvement of heme components in sterol metabolism of Saccharomyces cerevisiae II Lipids. 1991. V. 26. P. 598-603.

342. Luo В., Prescott S.M., Topham M.K. Association of diacylglycerol kinase zeta with protein kinase Ca: spatial regulation of diacylglycerol signaling // J. Cell Biol. 2003. V. 160. № 6. P. 929.

343. Macko V. Inhibitors and stimulants of spore germination and infection structure formation in fungi // The fungal spore. Morphogenetic controls / Eds. Turian G., Holh H.R. New York: Academic Press, 1981. P. 565-584.

344. Mari M., Cembali Т., Casalini L., Pratella G.C. Mucor species in orchard soil-population-dynamics and pathogenicity on pear fruits // Eur. J. Plant Pathol. 2000. V. 106. № 5. P. 449-454.

345. Marishal P., Gorrens J., Vanden Bossche H. The action of itraconazole and ketokonazole on growth and sterol synthesis in Aspergillus fumigatus and Aspergillus niger II Sabouraudia: J. Med. Vet. Mycol. 1985. V. 23. P. 13-21.

346. Martinez-Espinoza A.D., Garcia-Pedrajas M.D., Gold S.E. The Ustilaginales as plant pests and model systems // Fungal Genet. Biol. 2002. V. 35. P. 1-20.

347. McAlister-Henn L., Thompson L.M. Isolation and expression of the gene encoding yeast mitochondrial malate dehydrogenase // J. Bacteriol. 1987. V. 169. P. 5157-5166.

348. McDaniel D.P., Robertson R.W. y-Tubulin is a component of the Spitzenkorper and centrosomes in hyphal-tip cells of Allomyces macrogynus II Protoplasma. 1998. V. 203. P. 118-123.

349. Mclntyre M., Breum J., Arnau J., Nielsen J. Growth physiology and dimorphism of Mucor circinelloides (syn. racemosus) during submerged batch cultivation // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 58. № 4. P. 495-502.

350. McLain N., Dolan J.W. Phospholipase D activity is required for dimorphic transition in Candida albicans 11 Microbiology (UK). 1997. V. 143. P. 3521-3526.

351. Mangla A.T., Nes W.D. Sterol C-methyl transferase from Prototheca wickerhamii mechanism, sterol specificity and inhibition // Bioorg. Medicin. Chem. 2000. V. 8. P. 925-936.

352. Marishal P., Gorrens J., Vanden Bossche H. The action of itraconazole and ketokonazole on growth and sterol synthesis in Aspergillus fumigatus and Aspergillus niger II Sabouraudia: J. Med. Vet. Mycol. 1985. V. 23. P. 13-21.

353. Marshall M., Russo G., Van Etten J., Nickerson K. Polyaminesin dimorphic fungi // Curr. Microbiol. 1979. V. 2. P. 187-190.

354. Martinez-Pacheco M., Rodriguez G., Reyna G., Calvo-Mendez C., Ruiz-Herrera J. Inhibition of the yeast-mycelial transition and the phorogenesis of Mucorales by diamino butanone //Arch. Microbiol. 1989. V. 151. P. 10-14.

355. Mashida S., Todoriki S., Hamamatsu S., Saito M. Phospholipid requrements of membrane-bound chitin synthase from Absidia glauca II FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 115. P. 235-240.

356. Mazumder C., Kundu M., Basu J., Chakrabarti P. Lipid composition and amino acid transport in a nystatin-resistant mutant of Aspergillus niger II Lipids. 1987. V. 22. №9. P. 609-612.

357. Mazumder C., Basu J., Kundu M., Chakrabarti P. Changes in membrane lipids and amino acid transport in a nystatin-resistant mutant Aspergillus niger II Can. J. Microbiol. 1990. V. 36. № 6. P. 435-437.

358. Mazur P., Nakanishi K., El-Zayat A.A.E., Champe S.P. Structure and synthesis of sporogenic psi factors from Aspergillus nidulans II J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1991. V. 20. P. 1486-1487.

359. Mejanelle L., Lopez J.F., Gunde-Cimerman N., Grimalt J.O. Ergosterol biosynthesis in novel melanized fungi from hypersaline environments // J. Lipid Res. 2001. V. 42. P. 352-358.

360. Menucci L., Rojas S., Camargo E.P. Polyamines and ornitine decarboxylase activity during growth and differentiation in Blastocladiella emersoniill Biochim. Biophys. Acta. 1975. V. 404. P. 249-256.

361. Mercer E.I. The biosynthesis of ergosterol // Pestic Sci. 1984. V. 15. P. 133-155.

362. Methods in Enzymology. Eds. Colowick S.P., Kaplan N.O. New York: Academic Press, 1955. V. 1.

363. Mclntyre M., Berry D.R., McNeil B. Role of proteases in autolysis of Penicillium chrysogenum chemostat cultures in response to nutrient depletion // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2000. V. 53. P. 235-242.

364. Mclntyre M., Breum J., Arnau J., Nielsen J. Growth physiology and dimorphism of Mucor circinelloides (syn. racemosus) during submerged batch cultivation // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 58. № 4. P. 495-502.

365. Mishra P., Kaur S. Lipids as modulators of ethanol tolerance in yeast // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1991. V. 34. P. 697-702.

366. Mitchell J.L., Rusch M.P. Regulation of poly amine synthesis in Physarum polycephalum during growth and differentiation // Biochim. Biophys. Acta. 1973. V. 297. P. 503-516.

367. Montgomery G.W.G., Gooday G.W. Phospholipid-enzyme interaction of chitin synthase of Coprinus cinereus II FEMS Microbiol. Lett. 1985. V. 27. P. 29-33.

368. Moolenaar W.H. Lisophosphatidic acid, a multifunctional phospholipid messenger // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 12949-12952.

369. Mooney D.T., Sypherd P.S. Volatile factor involved in the dimorphism of Mucor racemosus II 1976. V. 126. P. 1266-1270.

370. Moore D. Fungal morphogenesis. Cambridge: Cambridge University Press, 1998. P. 140-141.

371. Moreno S., Passeron S. Further studies on cyclic adenosine 3',5'-monophosphate protein kinase from dimorphic fungus Mucor rouxii II Arch. Biochem. Biophys. 1980. V. 199. P. 321-330.

372. Moreno S., Pastori R., Passeron S. Protein kinase from Mucor rouxii. Unshielding of new cyclic AMP binding sites upon dissociation of the ternary complex holoenzyme-cyclic AMP // Mol. Cell Biochem. 1983. V. 52. P. 13-16.

373. Moreno S., Paveto C., Passeron S. Multiple protein kinase activities in the dimorphic fungus Mucor rouxii. Comparison with a cyclic adenosine 3',5'-monophosphate binding protein 11 Arch. Biochem. Biophys. 1977. V. 180. P. 225231.

374. Moritz A., De Graan P.N.E., Gipsen W.H., Wirtz K.W.A. Phosphatidic acid is a specific activator of phosphatidilinositol-4-phosphate kinase //J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 7207-7210.

375. Morlock K.R., McLaughlin J.J., Lin Y.-P., Carman G.M. Phosphatidate phosphatase from Saccharomyces cerevisiae: isolation of 45- and 104-kDa forms of the enzyme that are differentially regulated by inositol // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 3586-3593.

376. Muller P., Weinzierl G., Brachmann A., Feldbrugge M., Kahmann R. Mating and pathogenic development of the smut fungus Ustilago maydis are regulated by one mitogen-activated protein kinase cascade // Eukariot. Cell. 2003. V.2.P. 1187-1199.

377. Munnik Т., Irvine R.F., Musgrave A. Phospholipid signaling in plants //Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1389. P. 222-272.

378. Nanou K., Roukas Т., Kotzekidou P. Role of hydrolytic enzymes and oxidative stress in autolysis and morphology of Blakeslea trispora during p-carotene production in submerged fermentation // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007. V. 74. № 2. P. 447-453.

379. Nes W.R., Sekula B.C., Nes W.D., Adler J.H. The functional importance of structural features of ergosterol in yeast // J. Biol. Chem. 1978. V. 253. P. 6218-6225.

380. Nes W.D., Hanners P.K., Parish E.J. Control of fungal sterol C-24 alkylation. Importance to developmental regulation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1986. V. 139. P. 410-415.

381. Nes W.D. Biosynthesis and requirements for sterols in growth and reproduction of Oomycetes //ACS Symp. 1987. Ser. 325. P. 303-328.

382. Nes W.D., Parker S.R., Crumley P.G., Ross S.A. Regulation of phytosterol biosynthesis // Lipid metabolism in plants / Ed. Moore T.S. Boca Raton: CRC Press, 1993. P. 389-426.

383. Nes W.D., Janssen G.G., Crumley F.G., Kalinowska M., Akihisa T. The structural requirements of sterols for membrane function in Saccharomyces cerevisiaell Arch. Biochem. Biophys. 1993. V. 300. P. 724-733.

384. Nes W.D. Enzyme mechanisms for sterol C-methylation // Phytochemistry. 2003. V. 64. P. 75-95.

385. Nicolas-Molina F.E., Navarro E., Ruiz-Vazquez R.M. Lycopene over-accumulation by disruption of the negative regulator gene crgA in Mucor circinelloides II Appl. Microbiol. Biotechnol. 2008. V. 78. № 1. P. 131-137.

386. Nomura S., Horiuchi Т., Omura S., Hata T. The action mechanism of cerulenin. I. Effect of cerulenin on sterol and fatty acid biosynthesis in yeast // J. Biochem. 1972. V. 71. № 5. P. 783-796.

387. Noverr M.C., Phare S.M., Toews G.B., Coffey M.J., Huffhagle G.B. Pathogenic yeasts Cryptococccus neoformans and Candida albicans produce immunomodulatory prostaglandins // Infect. Immun. 2001. V. 69. P. 2957-2963.

388. Noverr M.C., Erb-Downward J.R., Huffnagle G.B. Production of eicosanoids and other oxylipins by pathogenic eukaryotic microbes // Clin. Microbiol. Rev. 2003. V. 16. № 3. P. 517-533.

389. Noverr M.C., Huffhagle G.B. Regulation of Candida albicans morphogenesis by fatty acid metabolites // Infect. Immun. 2004. V. 72. № 11. P. 6206-6210.

390. Nozawa Y., Kasai R. Mechanism of thermal adaptation of membrane lipids in Tetrahymena pyriformis NT-1. Possible evidence for temperature-mediated induction of palmitoyl-CoA desaturase // Biochim. Biophys. Acta. 1978. V. 529. № i.p. 54-66.

391. Nukina M., Sassa Т., Ikeda M., Takahasi K., Toyota S. Linolenic acid enhances perithecial production in Neurospora crassa // Agric. Biol. Chem. 1981. V. 45. P. 2371-2373.

392. Odds F.C. Morphogenesis in Candida albicans II CRC Crit. Rev. Microbiol. 1985. V. 12. № 1. P. 45-93.

393. Odds F.C., Cockayne A., Hayward J., Abbott A.B. Effects of imidazole and triazole-derivative antifungal compounds on the growth and morphological development of Candida albicans hyphae // J. Gen. Microbiol. 1985. V. 131. P. 2581-2589.

394. Oelse J., Kamen M.D. Separation of respiratory reaction in Rhodospirillum rubrum: inhibition studies with 2-hydroxydiphenyl // Biochim. Biophys. Acta. 1975. V. 381. № 1. P. 1-11.

395. Ohno Т., Awaya J., Omura S. Inhibition of sporulation by cerulenin and its reversion by exogenous fatty acids in Saccharomyces cerevisiae II Antimicrob. Agents Chemother. 1976. V. 9. № 1. P. 42-48.

396. Orlowski M. Changing pattern of cyclic AMP-binding proteins during hyphal germ tube emergence from sporangiospores of Mucor И Biochem. J. 1970. V. 182. P. 547-554.

397. Orlowski M., Sypherd P.S. Protein synthesis during morphogenesis of Mucor racemosus 11 J. Bacteriol. 1977. V. 132. P. 209-218.

398. Orlowski M., Sypherd P.S. Regulation of macromolecular synthesis during hyphal germ tube emergence from sporangiospores of Mucor racemosus И J. Bacteriol. 1978a. V. 134. P. 76-83.

399. Orlowski M., Sypherd P.S. Regulation of translation rate during morphogenesis in the fungus Mucor И Biochemistry. 1978b. V. 17. P. 569-575.

400. Orlowski M. Cyclic adenosine 3',5'-monophosphate and germination of sporangiospores from the fungus Mucor И Arch. Microbiol. 1980. V. 126. p. 133-140.

401. Orlowski M. Growth-rate-dependent adjustment of ribosome function in the fungus Mucor racemosus И Biochem. J. 1981. V. 196. P. 403-410.

402. Orlowski M. Mucor dimorphism // Microbiol. Rev. 1991. V. 55. № 2. P. 234-258.

403. О'Shea D.G., Walsh P.K. The effect of culture conditions on the morphology of the dimorphic yeast Kluyveromyces marxianus var. marxianus NRRLy2415: a study incorporating image analysis // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2000. V. 53. P. 316-322.

404. Packer N.H., Bersten A.M. Lipids and the morphogenesis of Trigonopsis variabilis //FEMS Microbiol. Lett. 1981. V. 12. № 2. P 135-138.

405. Parker S.R., Nes W.D. Regulation of sterol biosynthesis and its phylogenetic implications // ACS Symp. 1994. Ser. 497. P. 110-145.

406. Parks L.W. Metabolism of sterols in yeast // CRC Crit. Rev. Microbiol. 1978. V. 6. P. 300-341.

407. Pasricha R., Kumar R.N., Mukerji K.G. Effect of water stress on growth and sporulation of coprophilous fungi // Nova Hedwigia. 1994. V. 59. № 1-2. P. 157-162.

408. Patton J.L., Srinivasan В., Dickson R.C., Lester R.L. Phenotypes of sphingolipid-dependent strains of Saccharomyces cerevisiae II J. Bacteriol. 1992. V. 174. P. 7180-7184.

409. Paveto C., Epstein A., Passeron S. Studies on adenosine-3',5'-monophosphate levels, adenylate cyclase and phosphodiesterase activities in the dimorphic fungus Mucor rouxii II Arch. Biochem. Biophys. 1975. V. 169. P. 449457.

410. Paznokas J.L., Tripp M.L., Wertman K.F. Mutants of Mucor racemosus insensitive to dibutyryl cAMP-mediated changes in cellular morphology // Exp. Mycol. 1982. V. 6. P. 185-189.

411. Paznokas J.L., Sypherd P.S. Respiratory capacity, cyclic adenosine 3',5'-monophosphate, and morphogenesis of Mucor racemosus II J. Bacteriol. 1974. V. 124. P. 134-139.

412. Pereyra E., Mizyrycki C., Moreno S. Threshold level of protein kinase A activity and polarized growth in Mucor rouxii II Microbiology (UK). 2000. V. 146. № 8. P. 1949-1958.

413. Pereyra E., Argimon S., Jackson S.L., Moreno S. RGD-containing peptides and cyclic AMP have antagonistic roles in the morphology of Mucor rouxii И Protoplasma. 2003. V. 222. P. 23-30.

414. Pereyra E., Ingerfeld M., Anderson N., Jackson S.L., Moreno S. Mucor rouxii ultrastructure: cyclic AMP and actin cytoskeleton // Protoplasma. 2006. V. 228. № 4. P. 189-199.

415. Pesti M., Campbell J.M., Peberdy J.F. Alteration of ergosterol content and chitin synthase activity in Candida albicans II Curr. Microbiol. 1981. V. 5. P. 187-190.

416. Peters J., Sypherd P.S. Enrichment of mutants of Mucor racemosus by differential freeze-killing // J. Gen. Microbiol. 1978. V. 105. P. 77-81.

417. Peters J., Sypherd P.S. Morphology-associated expression of NAD-dependent glutamate dehydrogenase in Mucor racemosus II J. Bacteriol. 1979. V. 137. P. 1137-1139.

418. Petrovic U., Gunde-Cimerman N., Plemenitas A. Salt stress affects sterol biosynthesis in the halophilic black yeast Hortaea werneckii II FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 180. P. 325-330.

419. Philips G.J., Borgia P.T. Effect of oxygen on morphogenesis and polypeptide expression by Mucor racemosus II J. Bacteriol. 1985. V. 164. № 3. P. 1039-1048.

420. Pier A.C., Cabanes F.J., Chermette R., Ferreiros I., Guillot J., Jensens H.E., Santurio J.M. Prominent animal mycoses from various regions of the world // Med. Mycol. 2000. V. 38. Suppl. 1. P. 47-58.

421. Podila G.K., Rogers L.M., Kolattukudy P.E. Chemical signals from avocado surface wax trigger germination and appressorium formation in Colletotrichum gloeosporioides II Plant Physiol. 1993. V. 103. P. 267-272.

422. Polak A. Mode of action studies // Chemotherapy of fungal diseases / Ed. Ryley J.F. Berlin: Springer-Verlag, 1990. P. 153-182.

423. Prabhu R.M., Patel R. Mucormycosis and entomophthoramycosis: a review of the clinical manifestations, diagnosis and treatment // Clin. Microbiol. Infect. 2004. V. 10. P. 31-47.

424. Rai J.N., Tewari J.P., Sinha A.K. Effect of environmental conditions on sclerotia and cleistothecial production in Aspergillus II Mycopathol. Mycol. Appl. 1967. V. 31. P. 209-224.

425. Ramgopal M., Zundel M., Bloch K. Sterol effect on phospholipid biosynthesis in the yeast strain GL7 // J. Lipid Res. 1990. V. 31. P. 653-658.

426. Rao T.V., Trivedi A., Prasad P. Phospholipid enrichment of Saccharomyces cerevisiae and its effect on polyene sensitivity // Can. J. Microbiol. 1985a. V. 31. № 4. P. 322-326.

427. Rao T.V., Das S., Prasad P. Effect of phospholipid enrichment on nystatin action: differences in antibiotic sensitivity between in vivo and in vitro conditions // Microbios. 1985b. V. 42. № 169-170. P. 145-153.

428. Ravchaudhuri S., Im Y.J., Hurley J.H., Prinz W.A. Nonvesicular sterol movement from plasma membrane to ER requires oxysterol-binding protein-related proteins and phosphoinositides // J. Cell Biol. 2006. V. 173. P. 107-119.

429. Reiscner H.J. Metabolism of fungal spores during sporogenesis and germination // The Fungal Spore. Formation and Function / Eds. Weber D.H., Hess W.M. New York: John Wiley and Sons, 1976. P. 166-186.

430. Reissig J.L., Linney S.G. Calcium as a branching signal in Neurospora crassa II J. Bacteriol. 1983. V. 154. P. 1397-1402.

431. Reyna-Lopez G.E., Ruiz-Herrera J. Specificity of DNA methylation changes during fungal dimorphism and its relationship to polyamines // Curr. Microbiol. 2004. V. 48. № 2. P. 118-123.

432. Righelato R.C., Trinci A.P.J., Pirt S.J., Peat A. The influence of maintenance energy and growth rate on the metabolic activity, morphology andconidiation of Penicillium chrysogenum II J. Gen. Microbiol. 1968. V. 50. P. 399314.

433. Robinson G.A., Butcher R.W., Sutherland E.W. Cyclic AMP. NY: Academic Press Inc., 1971.

434. Robson G.D., Kuhn P., Trinci A.P. Effects of validamycin A on the morphology, growth and sporulation of Rhizoctonia cerealis, Fusarium culmorum and other fungi //J. Gen. Microbiol. 1988. V. 134. № 13. P. 3187-3194.

435. Robson G.D., Prebble E., Rickers A., Hosking S., Denning D.W., Trinci A.P.J., Robertson W. Polarized growth of fungal hyphae is defined by an alkaline pH gradient // Fungal Genet. Biol. 1996. V. 20. P. 289-298.

436. Rodriguez R.J., Parks L.W. Structural and physiological features of sterols necessary to satisfy the bulk membrane and sparking sterol requirements in yeast auxotrophs // Arch. Biochem. Biophys. 1983. V. 225. P. 861-871.

437. Rodrigues-Saiz M., Paz В., De La Fuente J.L., Lopez-Nieto M.J., Cabri W., Barredo J.L. Blakeslea trispora genes for carotene biosynthesis // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. № 9. P. 5589-5594.

438. Rogers P.J., Clark-Walker G.D., Stewart P.R. Effects of oxygen and glucose on energy metabolism and dimorphism of Mucor genevensis growth in continuous culture: reversibility of yeast-mycelium conversion // J. Bacteriol. 1974. V. 119. № l.P. 282-293.

439. Rolph C.E., Harwood J.L. // Biol. Role Plant. Lipids / Proc. 8th Intern. Symp. Budapest. July 25-28. 1988.

440. Roze L.V., Linz J.E. Lovastatin triggers an apoptose-like cell death process in the fungus Mucor racemosus II Fungal Genet. Biol. 1998. V. 25. № 2. P. 119-133.

441. Rudge S.A., Morris A.J., Engebrecht J. Relocalisation of phospholipase D activity mediates membrane formation during meiosis // J. Cell. Biol. 1998. V. 140. № 1. P. 81-90.

442. Ruiz-Herrera J., Bartnicki-Garcia S. Proteolytic activation and inactivation of chitin synthetase from Mucor rouxii I I J. Gen. Microbiol. 1976. V. 97. P. 241-249.

443. Ruiz-Herrera J., Calvo-Mendez C. Effect of ornithine decarboxylase inhibitors on the germination of sporangiospores of Mucorales // Exp. Mycol. 1987. V. 11. P. 287-296.

444. Ruiz-Herrera J. Polyamines, DNA methylation, and fungal differentiation // Crit. Rev. Microbiol. 1994. V. 20. № 2. P. 143-150.

445. Ruiz-Herrera J., Sentandreu R. Different effectors of dimorphism in Yarrowia lipolytica II Arch. Microbiol. 2002. V. 178. P. 477-483.

446. Ruiz-Herrera J., Elorza M.V., Valentin E., Sentandreu R Molecular organization of the cell wall of Candida albicans and its relation to pathogenicity // FEMS Yeast Res. 2006. V. 6. P. 14.

447. Ryder N.S., Frank I., Dupont M.C. Ergosterol biosyntesis inhibition by the thiocarbamate antifungal agents, tolnaftate and tolciclate // Antimicrob. Agents Chemother. 1986. V. 29. P. 858-860.

448. Ryder N.S., Meth H. Allylamine antifungal drags // Curr. Topics Med. Mycol. 1992. V. 4. P. 158-188.

449. Safe S., Caldwell J. The effect of growth environment on the chloroform-methanol and alkali-extractable cell wall and cytoplasmic lipid levels of Mucor rouxii II Can. J. Microbiol. 1975. V. 21. P. 79-84.

450. Sadjbidor J., Breierova E., Lamacka M., Bohov P. Influence of methylfenpropidine on growth, sterol content and fatty acid composition of Candida albicans II Folia Microbiol. 2000. V. 45. № 4. P. 313-319.

451. Sadjbidor J., Certik M., Dorbronova S. Influence of different carbon sources on growth, lipid content and fatty acid composition in four strains belonging to Mucorales // Biotechnol. Lett. 1988. V. 10. P. 347-350.

452. Sanadi S., Pandey R., Khuller G.K. Reversal of cerulenin-induced inhibition of phospholipids and sterol synthesis by exogenous fatty acids/sterols in Epidermophyton floccosum II Biochim. Biophys. Acta. 1987. V. 921. № 2. P. 341346.

453. Saporitoirwin S.M., Birse C.E., Sypherd P.S., Fonzi W.A. Phrl, a pH-regulation gene of Candida albicans, is required for morphogenesis // Mol. Cell. Biol. 1995. V. 15. №> 2. P. 601-613.

454. Saul D.J., Walton E.F., Sudbeiy P.E., Carter B.L.A. Saccharomyces cerevisiae whi2 mutants in stationary phase retain the properties of exponentially growing cells // J. Gen. Microbiol. 1985. V. 131. № 9. P. 2245-2251.

455. Serrano O., Dasilva T.L., Roseiro J.C. Ethanol-induced dimorphism and lipid composition changes in Mucor fragilis Ccmi-142 // Lett. Appl. Microbiol. 2001. V. 33. № 1. P. 89-93.

456. Sciorra V.A., Rudge S.A., Jiyao Wang, McLaughlin S. Dual role for phosphoinositides in regulation of yeast and mammalian phospholipase D enzymes //J. Cell Biol. 2002. V. 159. № 6. P. 1039.

457. Schmidt M., Bowers В., Varma A., Dong-Hyun Roh, Cabib E. In budding yeast, contraction of the actomyosin ring and formation of the primary septum at cytokinesis depend on each other // J. Cell Sci. 2002. V. 115. P. 293302.

458. Schultz B.E., Kraepelin G., Hinkelmann W. Factors affecting dimorphism in Mycotypha (Mucorales): a correlation with the fermentation/respiration equilibrium //J. Gen. Microbiol. 1974. V. 82. P. 1-13.

459. Shameemullah M., Parkinson D., Burges A. The influence of soil moisture tension on the fungal population of a pinewood soil // Can. J. Microbiol. 1971. V. 17. P. 975-986.

460. Shapira K., Henis Y., Sclan D., Chet I. Changes in fatty acids during morphogenesis in Sclerotium rolfsii II J. Gen. Microbiol. 1985. V. 130. № 5. P. 1383-1391.

461. Shapiro B.E., Gealt M.A. Ergosterol and lanosterol from Aspergillus nidulans // J. Gen. Microbiol. 1982. V. 128. P. 1053-1056.

462. Shaw R. The fatty acids of phycomycete fungi, and the significance of the y-linolenic acid component // Сотр. Biochem. Physiol. 1966. V. 18. № 2. P. 325-331.

463. Shears S.B. The versatility of inositol phosphates as cellular signals Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1386. P. 49-67.

464. Silva L., Coutinho A., Fedorov A., Prieto M. Nystatin-induced lipid vesicles permeabilization is strongly dependent on sterol structure // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1758. P. 452^159.

465. Silver P.M., Oliver B.G., White T.C. Role of Candida albicans transcription factor Ups2p in drug resistance and sterol metabolism // Eukaryot. Cell. 2004. V. 3. P. 1391-1397.

466. Skriver L., Thompson G.A. Jr. Temperature-induced changes in fatty acid unsaturation of Tetrahymena membranes do not require induced fatty acid desaturase synthesis // Biochim. Biophys. Acta. 1979. V. 572. P. 376.

467. Smith S.J., Parks L.W. Requirement of heme to replace the sparking sterol function in the yeast Saccharomyces cerevisiae II Biochim. Biophys. Acta. 1997. V. 1345. P. 71-76.

468. Smith S.M. Does the glyoxylate cycle have an anaplerotic function in plants? // Trends Plant Sci. 2002. V. 7. № 1. P. 12-13.

469. Stewart P.R., Rogers P.J. Fungal dimorphism: a particular expression of cell wall morphogenesis // The filamentous fungi / Eds. Smith J.E., Berry D.R. NY: John Wiley & Sons, 1978. V. 3. P. 164-196.

470. Storck R., Morill R.C. Respiratory deficient yeast-like mutant of Mucor II Biochem. Genet. 1971. V. 5. P. 467-479.

471. Sorger D., Daum G. Synthesis of triacylglycerols by the acyl-coenzyme A:diacylglycerol acyltransferase Dgalp in lipid particles of the yeast Saccharomyces cerevisiae II J. Bacteriol. 2002. V. 184. № 2. P. 519-524.

472. Soustre I., Dupuy P.-H., Silve S., Loison G. Sterol metabolism and ERG2 gene regulation in the yeast Saccharomyces cerevisiae II FEBS Lett. 2000. V. 470. P. 102-106.

473. Su Wanfang, Beuchat L.R., Worthington R.E. Independent development of heat resistance and ascospores of Hansenula anomala II Can. J. Microbiol. 1985. V. 31. № 1. p. 45-49.

474. Summer J.L., Morgan E.D., Evans H.C. The effect of growth temperature on the fatty acid composition of fungi in the order Mucorales II Can. J. Microbiol. 1969. V. 15. № 6. P. 515-520.

475. Suzuki O., Yokochi T. A method for preparation of a fungal body and lipid rich in y-linolenic acid thereform: EP 0 155 420. 1984.

476. Suzuki O. // Int. Conference on Biothechnology to the Fats and Oils Industiy/Ed. Applewhite Т.Н. Amer. Oil Chem. Soc., Illinois, 1988. P. 110.

477. Suzuki O. Hakko to Koguo. 1985. V. 43. P. 1024 (In Japanese).

478. Swan T.M., Watson K. Stress tolerance in a yeast sterol auxotroph: role of ergosterol, heat shock proteins and tregalose II FEMS Microbiol. Lett. 1998. V. 169. P. 191-187.

479. Swaint E., Baudryt K., Stukeyi J., McDonought V., Germann M., Nickels J.T. Sterol-dependent regulation of shingolipid metabolism in Saccharomyces cerevisiae II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 26177-26184.

480. Sypherd P.S., Borgia P.T., Pasnokas J.L. Biochemistiy of dimorphism in the fungus Mucor II Adv. Microbiol. Physiol. 1978. V. 18. P. 67-104.

481. Tamai K.T., Greenberg M.L. Biochemical characterisation and regulation of cardiolipin synthase in Saccharomyces cerevisiae И Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1046. № 2. P. 214-222.

482. Takeda Т., Kawate Т., Chang F. Organization of a sterol-rich membrane domain by cdcl5p during cytokinesis in fission yeast // Nat. Cell Biol. 2004. V. 6. № 11. P. 1142-1144.

483. Taylor F.R., Parks L.W. Metabolic interconversion of free sterols and steryl esters in Saccharomyces cerevisiae II J. Bacteriol. 1978. V. 136. № 2. P. 531-537.

484. Terenzi H.F., Stork R. Stimulation of fermentation and yeast-like morphogenesis of Mucor rouxii by phenethyl alcohol // J. Bacteriol. 1968. V. 97. P. 1248-1261.

485. Theis Т., Stahl U. Antifungal proteins: targets, mechanisms and prospective applications // Cell. Mol. Life Sci. 2004. V. 61. P. 437-455.

486. Thomas D.M., Harris R.C., Kirk J.T.O., Goodwin T.W. Studies on carotenogenesis in Blakeslea trispora II Phytochemistry. 1967. V. 6. P. 361.

487. Toledo M.S., Levery S.B., Straus A.H., Takahashi H.K. Dimorphic expression of cerebrosides in the mycopathogen Sporotrix schenckii I I J. Lipid Res. 2000. V. 41. № 5. P. 797-806.

488. Tomes C., Moreno S. Phosphodiesterase activity and cyclic AMP content during early germination of Mucor rouxii spores // Exp. Mycol. 1990. V. 14. P. 78-83.

489. Torralba S., Raudaskoski M., Pedregosa A.M., Laborda F. Effect cytochalasin A on apical growth, actin cytoskeleton organization and enzyme secretion in Aspergillus nidulans II Microbiology (UK). 1998. V. 144. P. 45-53.

490. Umebayashi K., Nakano A. Ergosterol is required for targeting of tryptophan permease to the yeast plasma membrane // J. Cell Biol. 2003. V. 161. P. 1117-1133.

491. Van Etten G.L., Gottlieb D. Biochemical changes during the growth of fungi. II. Ergosterol and fatty acids in Penicillium atrovenetrum II J. Bacteriol. 1965. V. 89. №2. P. 409-414.

492. Vanden Bossche H. Biochemical targets for antifungal azole derivatives: hypothesis on the mode of action // Curr. Topics Med. Mycol. / Ed. McGinnis M.R. Berlin-Heidelberg-New York-Tokyo: Springer, 1985. V. 1. P. 313-351.

493. Vanden Bossche H., Willemsens G., Marishal P. Anti-candida drugs the biochemical basis for their activity // CRC Crit. Rev. Microbiol. 1987. V. 15. P. 57-72.

494. Vanden Bossche H., Marishal P., Gorrens J., Geerts H., Janssen P.A.J. Mode of action studies. Basis for the search of new antifungal drugs // Annals NY Acad. Sci. 1988. V. 544. P. 191-207.

495. Vanden Bossche H., Engelen M., Rochette F. Antifungal agents of use in animal health — chemical, biochemical and pharmacological aspects // J. Vet. Pharmacol. Therap. 2003. V. 26. P. 5-29.

496. Vanzela A.P.F.C., Said S. Evidence for carbon source regulated protein kinase A and protein kinase С signaling in the duplication cycle, polarization and septum formation in Aspergillus nidulans II Microbiol. Res. 2002. V. 157. P. 239-247.

497. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y. Modified spray for the detection of phospholipids on thin-layer chromatograms // J. Lipid Res. 1968. V. 9. P. 396.

498. Vermeulen C.A., Wessels J.G.H. Evidence for a phosholipid requirement of chitin synthase in Schizophyllum commune И Curr. Microbiol. 1983. V. 8. P. 67-71.

499. Walenga R.P.J., Lands W.E.M. Requirements for unsaturated fatty acids for the induction on respiration in Saccharomyces cerevisiae II J. Biol. Chem. 1975. V. 250. № 23. P. 9130-9136.

500. Watson P.F., Rose M.E., Ellis S.W., England H., Kelly S.L. Defective sterol C5-6 desaturation and azole resistance: a new hypothesis for the mode of action of azole antifungals // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1989. V. 164. P. 1170-1175.

501. Weete J.D. Lipid biochemistry of fungi and others organisms. N.Y.: Plenum Press, 1980. 388 p.

502. Weete J.D. Lipids in fungal growth and reproduction // The Fungal Spore: Morphogenetic Controls / Eds. Turian G., Hohl H.R. London-New York-Toronto- Sydney-San Francisco: Academic Press, 1981. P. 463-486.

503. Weete J.D., Sancholle M.S., Montant C. Effects of triazoles on fungi. II. Lipid composition of Taphrina deformans II Biochim. Biophys. Acta. 1983. V. 752. P. 19-29.

504. Weete J.D. Structure and function of sterols in fungi // Adv. Lipid Res. 1989. V. 23. P. 115-167.

505. Weete J.D., Ghandi S.R. Biochemistry and molecular biology of fungal sterols // The Mycota. V. III. Biochemistry and molecular biology / Eds. Brambl R., Marzluf G.A. Berlin, Heidelberg: Springer-Verlag, 1996. P. 421-438.

506. Weete J.D., Furter R., Hanseler E., Rast D.M. Cellular and chitosomal lipids of Agaricus bisporus and Mucor rouxii II Can. J. Microbiol. 1985. V. 31. P. 1120-1126.

507. Wertman K.F., Paznokas J.L. Effects of cyclic nucleotides upon the germination of Mucor racemosus sporangiospores // Exp. Mycol. 1981. V. 5. P. 314-322.

508. Whiteway D.E., Virata R.L., Wriss L.C. Mucormycosis // Arch. Intern. Med. 1979. V. 139. P. 944-956.

509. Wiebe M.G., Robson G.D., Trinci A.P.J. Evidence for the independent regulation of hyphal extension and branch initiation in Fusarium graminearum A 3/5 // FEMS Microbiol. Lett. 1992. V. 90. № 2. P. 170-184.

510. Wilm K., Stahl A.J.C. Effects of econazole nitrate on yeast cells and mitochondria // Biochem. Pharmacol. 1983. V. 32. P. 1825-1830.

511. Wilson R.A., Calvo A.M., Chang P.K., Keller N.P. Characterization of the Aspergillus parasiticus A12-desaturase gene: a role for lipid metabolism in the AspergillussQQd interaction // Microbiology (UK). 2004. V. 150. № 9. P. 2881-2888.

512. Witken S.S., Rosenberg E. Induction of morphogenesis by methionine starvation in Myxococcus xanthus: polyamine control // J. Bacteriol. 1970. V. 103. P. 641-649.

513. Wolff A.M., Appel K.F., Petersen J.B. Poulsen U., Arnau J. Identification and analysis of genes involved in the control of dimorphism in Mucor circinelloides (syn. racemosus) II FEMS Yeast Res. 2002. V. 2. № 2. P. 203-213.

514. Wolf R.B., Kleiman R., England R.E. New sources of y-linolenic acid // J. Amer. Oil Chem. Soc. 1983. V. 60. № 11. P. 1858-1860.

515. Wolyniak M.J., Sundstrom P. Role of actin cytoskeletal dynamics in activation of the cyclic AMP pathway and HWP1 gene expression in Candida albicans //Eukaryot. Cell. 2007. V. 6. № Ю. P. 1824-1840.

516. Wu W.-I., Lin Y.-P., Wang E., Merrill A.H., Carman G.M. Regulation of phosphatidate phosphatase activity from the yeast Saccharomyces cerevisiae by sphingoid bases // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 13830-13837.

517. Wynn J.P., Hamid A.A., Li Y., Ratledge C. Biochemical events leading to the diversion of carbon into storage lipids in the oleaginous fungi Mucor circinelloides and Mortierella alpina //■ Microbiology (UK). 2001. V. 147. P. 2857-2864.

518. Yamaji К, Hara S., Mizoguchi H. Influence of Ras function on ethanol stress response of sake yeast // J. Biosci. Bioeng. 2003. V. 96. № 5. P. 474480.

519. Yamauchi Т., Ohki K., Maruyama H., Nozawa Y. Thermal adaptation of Tetrahymena membranes with special reference to mitochondria. Role of cardiolipin in fluidity of mitochondrial membranes // // Biochim. Biophys. Acta. 1981. V. 649. № 2. P. 385-392.

520. Yarden O., Yanofski C. Chitin synthase I plays a major role in cell wall biogenesis in Neurospora crassa II Genes Dev. 1991. V. 5. P. 2420-2430.

521. Young H.A., Whiteley H.R. Deoxyribonucleic acid-dependent ribonucleic acid polymerases in the dimorphic fungus Mucor rouxii II J. Biol. Chem. 1975a. V. 250. P. 429-437.

522. Young H.A., Whiteley H.R. Changes in the levels of DNA-dependent RNA polymerases during the transition of the dimorphic fungus Mucor rouxii from yeast-like to mycelial growth // Exp. Cell Res. 1975b. V. 91. P. 216-222.

523. Zhang Q., Griffith J.M., Grant B.R. Role of phosphatidic acid during differentiation of Phytophthorapalmivora zoospores // J. Gen. Microbiol. 1992. V. 138. P. 451-459.

524. Zhang Y., Yang Y., Woods A., Cotter R.J., Sun Z. Resuscitation of dormant Mycobacterium tuberculosis by phospholipids or special peptides // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001. V. 284. P. 542-547.

525. Zorzopulos J., Jobaggy A.J., Terenzi H.F. Effects of ethylenediaminetetraacetate and chloramphenicol on mitochondrial activity and morphogenesis in Mucor rouxii I'I J. Bacteriol. 1973. V. 115. P. 1198-1204.

Информация о работе

Мысякина, Ирина Сергеевна
доктора биологических наук
Москва, 2009
ВАК 03.00.07

Диссертация

Липиды в морфогенетических процессах, диморфизме и адаптации мицелиальных грибов - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы