Коррекция окислительного стресса мозга с помощью природных и синтетических антиоксидантов

Степанова, Мария Сергеевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Коррекция окислительного стресса мозга с помощью природных и синтетических антиоксидантов
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Коррекция окислительного стресса мозга с помощью природных и синтетических антиоксидантов"

На правах рукописи

□□34868Э2

СТЕПАНОВА Мария Сергеевна

«Коррекция окислительного стресса мозга с помощью природных и синтетических антиоксидантов»

03.00.04 - биохимия

- 3 ДЕН 2009

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва 2009

003486892

Работа выполнена в лаборатории клинической и экспериментальной нейрохимии Научного Центра неврологии РАМН

Научный руководитель: доктор биологических наук,

профессор

Болдырев Александр Александрович

Официальные оппоненты: доктор биологических наук,

профессор Муронец Владимир Израилевич

кандидат биологических наук Казей Василий Игоревич

Ведущая организация: институт биохимии

им А.Н. Баха РАН

Защита состоится « №» 2009 г. в ч. оО мин. на заседании диссертационного ученого совета Д.213.203.13. при Российском университете дружбы народов по адресу: 117198, г. Москва, ул. Миклухо-Маклая, д.8, Аграрный факультет РУДН, аудитория _.

С диссертацией можно ознакомиться в Научной библиотеке Российского университета дружбы народов по адресу: 117198, г. Москва, ул. Миклухо-Маклая, д.6.

Автореферат разослан » МЪ'^Сг 2009 г.

Учёный секретарь

диссертационного совета Д.213.203.13., доктор биологических наук профессор

п - п '_Лукашева Е.В.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Активные формы кислорода (АФК) выполняют в организме разнообразные функции, связанные с регуляцией процессов пролиферации, дифференцировки, клеточной адгезии, свертывания крови, апоптоза, а также защитой организма от чужеродных агентов. Они служат вторичными мессенджерами в многочисленных сигнальных каскадах, инициированных гормонами, цитокинами, факторами роста, влияя на ключевые звенья метаболических процессов в клетке.

Метаболиты кислорода - его активные формы (такие как супероксид радикал, гидроксид-радикал, оксид азота, перекись водорода), а также липидные гидроперекиси могут реагировать с различными клеточными компонентами, что приводит к нарушению клеточных функций. Для предотвращения повреждений в организме существует многоступенчатая система антиоксидантной защиты, включающая как специальные ферменты, так и неферментативные антиоксиданты. В нормальных условиях антиоксидантная система (АОС) способна контролировать и предотвращать негативные последствия действия кислородных радикалов. Однако при избыточном образовании радикалов или нарушении работы антиоксидантной системы возникает дисбаланс между продукцией и нейтрализацией оксидантов. Такое состояние, сопровождающееся усилением деструктивных процессов в тканях, называют окислительным стрессом (ОС).

Свободнорадикальное повреждение клеточных компонентов вовлечено в патогенез многих заболеваний и патологических процессов, таких как ишемическое и реперфузионное повреждение тканей, воспалительные процессы, рак, сосудистые нарушения, атеросклероз, нейродегенеративные заболевания, а также в процессы адаптации и старения (всего более 100) (Halliwell and Gutteridge, 1999).

Для исследования механизмов окислительного стресса при различных заболеваниях применяются методы моделирования этого состояния как in vitro, так и in vivo. В экспериментальных моделях in vivo используют животных с направленно модифицированным генотипом или вызывают состояние окислительного стресса с помощью радикал-продуцирующих агентов и нейротоксинов. Разработка новых моделей, более точно имитирущих свободиорадикальные патологии у человека, является актуальной проблемой, в частности, для таких состояний, как инсульт и нейродегенеративные заболевания.

Для подавления окислительного стресса все чаще используются синтетические антиоксиданты, применение которых нарушает сигнальную роль АФК и ухудшает адаптационные возможности организма. В связи с этим, актуальным является систематическое исследование природных протекторов. Анализ воздействия этих соединений на организм в условиях окислительного стресса является весьма важной задачей. Природные антиоксиданты могут играть существенную роль в предотвращении заболеваний, связанных с окислительным повреждением, а изучение

механизмов работы антиоксидантной системы создает возможность для разработки новой стратегии профилактики и лечения этих заболеваний.

Цель исследования: изучение механизмов действия природных протекторов карнозина и N-ацетиласпартилглутамата (NAAG) и их сравнение с синтетическим лекарственным препаратом мексидолом (2-этил,6-метил,3-оксипиридина сукцинат) на комбинированных моделях окислительного стресса.

В соответствии с этой целью были поставлены и решены следующие задачи: 1) характеристика последствий пренатальной гипоксии на клеточном уровне и на уровне целого организма; 2) разработка комбинированных моделей окислительного стресса (вызываемого модификацией энергетического обмена и/или нарушением мозгового кровообращения), позволяющих оценить влияние окислительного стресса на неврологические и биохимические характеристики организма исследуемых животных; 3) сравнительный анализ протекторного действия карнозина, мексидола и NAAG в используемых моделях окислительного стресса.

Положения, выносимые на защиту. Разработаны экспериментальные модели окислительного стресса мозга, создаваемые комбинацией ишемического (гипоксического) повреждения и действия нейротоксина 3-НПК. По ряду параметров такие комбинированные модели окислительного стресса в большей степени приближены к ситуациям, возникающим при нейродегенеративных заболеваниях человека. Показано, что карнозин, мексидол и NAAG оказывают защитное действие на мозг экспериментальных животных в условиях окислительного стресса. При этом карнозин и мексидол в одинаковой степени предотвращают развитие окислительных повреждений в мозге и эффективны во всех использованных моделях, в то время как NAAG не полностью предотвращал снижение антиоксидантной активности и развитие окислительных повреждений в мозге и был неэффективен в моделях с использованием 3-НПК.

Научная новизна и практическая значимость работы. Разработаны комбинированные модели окислительного стресса, позволяющие выявить и сопоставить неврологическую симптоматику с возникшими метаболическими нарушениями. В диссертации представлены доказательства эффективности карнозина, как модулятора функции нейронов головного мозга, проявляющего свою активность независимо от природы окислительного стресса на различных моделях in vitro и in vivo. Обоснована целесообразность использования карнозина и мексидола как дополнительного терапевтического средства при стандартной лекарственной терапии пациентов в условиях окислительного стресса.

Апробация диссертации. Результаты исследований были представлены на научной экологической конференции в РУДН 18-19 мая 2004 г. «Актуальные проблемы экологии и природопользования» (Москва, 2004); на X Международном Симпозиуме по фармакологии церебральной ишемии (Марбург, Германия 2004); Научной конференции "Нейрохимия: фундаментальные и прикладные аспекты" (Москва, 2005); Международной конференции "Neuroscience 2005" (Вашингтон, 2005); XIII Международной

конференции и дискуссионном научном клубе «Новые информационные технологии в медицине, биологии, фармакологии и экологии» (Ялта-Гурзуф, Крым, Украина, 2005); на Международном Конгрессе «Молекулярные основы неврологических и психиатрических заболеваний» (Мартин, Словакия, 2006); на конференции «Структурные функциональные нейрохимические и иммунохимические закономерности асимметрии и пластичности мозга» (Москва, 2007); на III Евро-азиатской конференции, посвященной влиянию отходов производства на здоровье человека (Стамбул, Турция, 2008).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 10 работ, в том числе 8 статей в журналах по списку ВАК.

Структура и объём диссертации. Диссертационная работа изложена на /А/- страницах машинописного текста; состоит из введения, обзора литературы, методической части, результатов исследования, обсуждения результатов, выводов и списка литературы.

Работа иллюстрирована 32 рисунками и 13 таблицами. Список литературы включает 211 источников.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1.Модель пренаталыюй гипоксии. В опытах использовано потомство, полученное от 15 самок (119 животных). Гипоксической гипоксии подвергали самок крыс на 10 день беременности, создавая в барокамере разрежение, соответствующее подъему на высоту 12 000 м над уровнем моря. Животных выдерживали в условиях гипоксии вплоть до остановки дыхания (180-240 с). Животные получали в постгипоксическом периоде кариозин (100 мг/кг в день в составе питьевой воды ежедневно); мексидол (100 мг/кг в день в составе питьевой воды ежедневно); ЫААО (по 2 мг/кг интраперитонеально дважды - спустя 1 час и 3 часа после гипоксического эпизода).

В физиологических экспериментах крыс в возрасте 22 дней тестировали в «открытом поле», а в возрасте 30 дней проверяли обучаемость животных с помощью Т-образного лабиринта. В Т-образном лабиринте животных обучали находить пищу ежедневно в течение 10 дней (с 30 по 40 день жизни), после чего проводили 2 тестирования на запоминание (в период между 13-15 и 35-38 днями от начала обучения).

В биохимических экспериментах оценивали антиоксидантную устойчивость мембран мозга, используя тест Ре2+-индуцированной хемилюминесценции. Измерение хемилюминесценции гомогенатов мозга проводили на люминометре ЬКВ 1251 (Швеция), оценивая следующие показатели: Ь (тУ) - уровень предобразованных гидроперекисей, х (с) - лаг-период (характеризует устойчивость ткани к окислению), а также скорость окисления липидного материала (Федорова и соавт., 1998).

В опытах на нейронах использовали полученную из мозжечка первичную (недифференцированную) культуру гранулярных клеток, исследуя их резистентность к окислительному стрессу, вызываемому

перекисью водорода (20 мМ) или NMDA (N-метил-О-аспартата, 100-500 мкМ).

Моделирование окислительного стресса на суспензии нейронов in vitro. Исследование окислительного стресса на суспензии нейронов мозжечка 9-12 дневных крыс, проводили на проточном цитометре EPICS XL фирмы Beckman Coulter (США). Для регистрации изменения уровня свободных радикалов в клетках использовали карбокси-2,7-дихлордигидрофлуоресцеин диацетат (CDCF-DA, 100 мкМ). Количество мертвых клеток в нейрональной суспензии измеряли в присутствии иодида пропидия (PI). В каждой пробе подвергали анализу 10 000 клеток, повторяя измерения в 3-4 параллельных пробах.

Часть экспериментов (измерение хемилюминесценции гомогенатов мозга крыс и обучение в Т-образном лабиринте ) была выполнена совместно с Добротворской И.С.

2.Модель гипобарической гипоксии, отягощенной нарушением энергетического метаболизма в результате действия нейротоксина 3-нитропропионата (3-НПК). В работе использовали 90 половозрелых крыс самцов линии Wistar. В первой серии экспериментов 3-НПК в дозе 30 мг/кг вводили крысам внутрибрюшинно в течение 6 дней после гипоксии. Во второй серии экспериментов после 5-дневного введения 3-НПК на 6 сутки от начала введения, животных подвергали гипобарической гипоксии (см. раздел 1, Материалы и методы). Сразу после восстановления дыхания гипоксических животных случайным образом разделяли на группы (по 10-12 животных) и вводили им интраперитонеально (однократно) карнозин (100 мг/кг массы тела), мексидол (50 мг/кг), мексидол совместно с карнозином (в тех же дозах) или физиологический раствор.

В течение всего эксперимента ежедневно проводили регистрацию веса животных и оценку развития неврологических нарушений, вызванных действием 3-НПК с помощью 5-балльной шкалы оценки неврологических симптомов (Beal, 1994; Guyot et al, 1997, Федорова и соавт., 2002). На 7-е сутки животных декапитировали и использовали серое вещество головного мозга для выделения митохондриальной фракции, проводимого методом дифференциального центрифугирования. В митохондриальной фракции определяли активности супероксидцисмутазы (СОД), моноаминоксидазы В (МАО В) и сукцинатдегидрогеназы (СДГ). Активность супероксидцисмутазы определяли по подавлению скорости восстановления нитросинего тетразолия при генерации супероксидного анион-радикала в процессе окисления ксантина ксантиноксидазой. За единицу активности СОД принимали количество фермента, необходимое для 50% подавления восстановления нитросинего тетразолия в условиях проведения реакции (Mishra, Fridovich, 1972). Активность МАО В определяли, используя в качестве субстрата бензиламин (Gallant et al, 2000). Активность СДГ определяли по скорости восстановления 2,6-дихлорфенолиндофенола в присутствии феназинметасульфата при ферментативном окислении сукцината натрия (Кривченкова, 1977).

З.Модель ишемии, отягощенной нарушением энергетического метаболизма в результате действия нейротоксииа 3-нитропроприоната (3-НПК). Моделирование 3-сосудистой глобальной ишемии головного мозга (Pulsinelli, Brierley, 1979; Fedorova et al, 2002) осуществлялось в два этапа: на первый день проводили пережигание левой позвоночной артерии, на второй день создавали 15-минутную окклюзию обеих сонных артерий с последующей 5-дневной рсперфузией. Забой животных проводили на 7 день эксперимента. В течение 5-ти дней реперфузии животные получали 3-НПК, 30 мг/кг , i.p. ежедневно. Карнозин вводили (100 мг/кг, i.p.) по следующей схеме: в начале реперфузии (в течение 1 мин), через 4, 8 и 24 часа после операции, далее - ежедневно, 1 раз в сутки в течение 3 дней. NAAG (5 мг/кг, i.p.) вводили животным за 30 мин до ишемии и на следующие сутки после операции.

Неврологическую симптоматику животных оценивали по 5-балльной шкале признаков (Beal, 1994; Guyot et al, 1997, Федорова и соавт., 2002) сразу после выхода животных из наркоза, и затем через 4, 8 и 24 часа и далее ежедневно в течение всего периода реперфузии. В митохондриалыюй фракции серого вещества больших полушарий головного мозга проводили измерение активности супероксиддисмутазы (СОД), моноаминооксидазы В (МАО В) и сукцинатдегидрогеназы (СДГ). В гомогенате мозга в условиях Ре2+~1шдуцированной хемилюминесценции измеряли уровень предобразованных липоперекисей (h), скорость Ре2,"-индуцированного окисления (v) и лаг-период (т), характеризующий общую окислительную резистентность образцов (Fedorova et al, 1999).

Статистическую обработку данных проводили по критерию Крускала-Уоллиеа, с последующим анализом с помощью критерия Данна.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Характеристика модели пренаталыюй гипоксии. Животные, перенесшие пренатальный гипоксический эпизод, в первые дни жизни отличались пониженной массой тела и были менее подвижны по сравнению с интактной группой. Нейроны, выделенные из мозга животных, перенесших гипоксию, отличались повышенным уровнем флуоресценции DCF, что свидетельствует о повышенном уровне свободнорадикальных процессов в мозге этих животных. Для оценки устойчивости мозга животных к окислительному стрессу, нейроны, изолированные из мозжечка 12-дневных животных подвергали действию перекиси водорода, что приводило к резкому возрастанию уровня свободных радикалов (рис. 1А). Нейроны гипоксической группы животных были более чувствительны к воздействию перекиси водорода При воздействии перекиси водорода наблюдалось также увеличение количества мертвых клеток (рис. 1Б).

3 40

□ контроль

□ Н202 20 мМ 20

интактные гипоксия

45 40

1 35 i

Е зо

с 25

S 20

а 9

2 15 10 5 0

□ контроль

□ Н202 20 мМ 20 мин

интактные гипоксия

Рис. 1. Увеличение процента клеток с повышенным уровнем АФК (А) и количества мертвых клеток (Б) при воздействии перекиси водорода (20 мМ в течение 20 мин) на нейроны. «*» соответствует достоверному отличию от контроля; «#» соответствует достоверному отличию от группы интактных животных.

Инкубация клеток с агонистом иоиотропных глутаматных рецепторов ЫМОА также вызывала значительный прирост уровня АФК (рис. 2).

Рис. 2. Увеличение процента клеток с повышенным уровнем АФК при воздействии NMDA (500 мкМ в течение 60 мин) на нейроны (обозначения как на рис. 1).

□ контроль

0 NMDA 500 мкМ 60 мин

Таким образом, в нервных клетках мозга, формировавшегося в условиях окислительного стресса, вызванного перенесенным гипоксическим эпизодом, наблюдался повышенный уровень АФК, и, вследствие этого, снижалась устойчивость к воздействию специфических и неспецифических индукторов окислительного стресса. Мы предположили, что это связано с истощением антиоксидантной защиты в тканях мозга.

При анализе устойчивости тканей мозга к окислению мы обнаружили, что в мозге животных гипоксической группы существенно увеличивается уровень предобразованных гидроперекисей, возрастает скорость окисления и резко уменьшался лаг-период окисления, характеризующий общую

антиоксидантну¡о активность тканей мозга, по сравнению с контрольными параметрами (таблица 1).

Полученные результаты указывают на системные изменения биохимических параметров мозга потомства, перенесшего пренатальную гипоксию, выражающиеся в существенном ослаблении эндогенной системы антиоксидантной защиты и приводящую к усиленной гибели нейронов в условиях индуцированного стресса.

Таблица 1. Характеристика Ре2+-инлуцированнон хемилюминесцсиции гомогснатов серого вещества мозга различных групп животных.__

Группы животных Параметры Ре2+-индуцированной хемилюминесценции

Предобразован-ные гидроперекиси, отн. ед. Лаг- период, с Скорость окисления, отн.ед.

контроль(п=7) 129,3 ± 35,5 102,9 ± 16,8 5,05 ± 0,78

гипоксия (п=7) 252,7 ± 72,5* 77,1 ± 16,3* 6,92 ± 0,53*

Примечание: * - достоверное отличие от контрольной группы (р<0,05).

При тестировании в «открытом поле» у животных «гипоксической» группы наблюдался повышенный уровень двигательной активности и пониженная исследовательская активность по сравнению с интактными животными. Подобные нарушения поведения могут быть связаны с нарушением баланса медиаторов (дофамина, ссротонина и норадреналина) в мозге (Граф и соавт., 2008; Регпп й а1,2004).

В нашем исследовании в течение первых 10 дней обучения в Т-образном лабиринте различий между животными не наблюдалось (рис. 3).

День обучения

Рис. 3. Обучение животных в Т-образном лабиринте (* - достоверное отличие от контрольной группы).

Однако при тестировании памяти животных после 2-дневного (на 13-й день) и 20-дневного перерыва (на 35-й день) в обучении обнаруживалось, что число успешных попыток в лабиринте у животных «гипоксической» группы значительно уменьшалось.

Таким образом, гипоксический эпизод в период внутриутробного развития приводит к нарушениям в нервной системе животных, проявляющимся как на клеточном уровне (накопление гидроперекисей, усиление чувствительности к окислительному повреждению, увеличение смертности нейронов), так и в нарушении памяти и поведения животных.

Модель гипобаричеекой гипоксии, осложненной введением 3-нитропроприоната. Исследование гипоксических/ишемических повреждений мозга крыс осложняется тем, что после гипоксического эпизода у животных, как правило, не выявляется неврологической симптоматики, что делает невозможным сравнение метаболических и неврологических нарушений. Применяемое нами гипоксическое воздействие также само по себе не выявляло неврологической симптоматики, хотя и приводило к некоторому уменьшению двигательной активности животных. При этом перенесенный гипоксический эпизод не вызывал изменения активности и измеряемых ферментов (МАО В, СОД, СДГ). Для того чтобы оценить эффект противогипоксических препаратов как на поведение, так и на биохимические изменения, возникающие в результате окислительных повреждений мозга, мы предложили модель, сочетающую гипоксию с действием митохондриального токсина 3-НПК, усиливающего состояние окислительного стресса в мозге. Комбинация гипоксии с действием 3-НПК приводила не только к более выраженным нарушениям двигательной активности, но и к выявлению характерной неврологической симптоматики (рис. 4). При этом наблюдалась потеря веса животными, достигающая к 6 дню опыта около 8%, а также снижение двигательной (в 3,5 раза) и исследовательской (в 10 раз) активности животных.

Рис. 4. Изменение неврологической симптоматики и массы тела при введении 3-НПК.

Схожие симптомы наблюдались и при введении животным 3-НПК без гипоксического воздействия, что сопровождалось 4-кратным снижением СДГ, однако изменения активности митохондриальных ферментов МАО В и СОД при действии 3-НПК не наблюдалось, как и при прснатальной гипоксии.

Характеристика ишемии, осложненной введением 3-НПК.

Глобальная ишемия в наших экспериментах сама по себе не вызывала проявлений неврологической симптоматики, и по внешнему виду ишемичсские животные не отличались от подвергшихся «ложной операции» (ЛО).

Для выявления неврологического дефицита мы применили комбинацию 3-НПК и экспериментальной ишемии головного мозга, что позволило выявить выраженную неврологическую симптоматику, коррелирующую со значительными метаболическими сдвигами. Характерно, что типичные неврологические нарушения (нарушение позы, ригидность мышц задних конечностей и хвоста, парезы сначала задних, а потом и передних конечностей, ротационные движения, снижение двигательной активности, потеря веса), начинали выявляться на 3 день после начала введения 3-НПК и усиливались со временем (рис. 5).

1 ло+знпк О 3-НПК Иишемия+З-НПК л -

1 _1

Л ^

1 2 3 4 5 День введения 3-НПК

Рис. 5. Неврологическая симптоматика в исследуемых группах (* -достоверное отличие от групп 3-НПК, ЛО+З-НПК).

По результатам хемилюминесцентного анализа Ре2+-индуцированного окисления гомогенатов мозга ложнооперированные животные, получавшие 3-НПК, по исследуемым параметрам достоверно не отличались от интактных и ложнооперированных (таблица 2). В то же время, в мозге животных, подвергшихся ишемии и ишемии в сочетании с 3-НПК наблюдался повышенный уровень предобразованных гидроперекисей, уменьшение лаг-периода окисления и значительное увеличение скорости перекисного окисления по сравнению с интактными и ложнооперированными животными. При этом у группы животных, подвергшихся ишемии в

сочетании с 3-НПК, эти изменения были более выражены, что отражает сочетанное действие 3-НПК и ишемии на развитие окислительного стресса, проявляющееся и в более выраженной неврологической симптоматике животных этой группы (рис. 5).

Таблица 2. Параметры Ре2+-индуцированного окисления в гомогенатах мозга экспериментальных животных._

Группы животных Параметры Ре-индуцированного окисления

Предобразованные гидроперекиси, отн.ед. Лаг-период, с Скорость окисления ед/мин

Интакные 161±28 122± 16 103±4

Ложнооперированные 167±30 П6±10 94± 3

Ложнооперированные +3-НПК 201± 32 115± 7 98±2

Ишемия 248 ±12 * 83± 10 * 152± 7*

Ишемия+3 -НПК 272 ±29 * 86± 9 * 175± 2*

Примечание: *- соответствует достоверному отличию от групп интактные, ЛО и ЛОЗ-НПК.

Сукцинатдегидрогеназная активность в митохондриальной фракции мозга оставалась неизменной при ложной операции (по сравнению с этим параметром у интактных животных), но значительно возрастала в условиях ишемии после 5 дней реперфузии (таблица 3). Во всех группах, получавших 3-НПК, наблюдалось 4-кратное необратимое подавление СДГ, что приводило к развитию энергетического дефицита и повреждению нейронов стриатума и развитию характерной неврологической симптоматики.

Таблица 3. Активность МАО В, СОД и СДГ в различных группах экспериментальных животных. ___

Группы животных Активность исследуемых ферментов

МАО В, нмоль бензальдегида /мг белка в час СОД ед/мг белка в час СДГ нмоль СцЫа /мг белка в час

Интакные 293±9 56,6± 1,5 41±2,9

Ложнооперированные 317±9 60,7± 1,3* 39± 1,1

3-НПК 262+11 56,4±1,0 12±1,6*

Ложнооперированные+3-НПК 299± 12 62,0± 2,1* 11± 1,5*

Ишемия 363 ±19 *# 62,8± 1,6* 65±2,7*

Ишемия+З-НПК 351±13*# 74,9± 1,3*# 12± 0,8*

Примечание: * - соответствует достоверному отличию от группы интактных животных; # - соответствует достоверному отличию от групп ЛО, ЛО+З-НПК, 3-НПК.

Введение 3-НПК не приводило к изменению активности СОД, ложная операция, ишемическое воздействие, вызывало незначительное повышение активности СОД, в то время как сочетание ишемии и 3-НПК существенно увеличивало активность этого фермента, хотя это не приводило к защите мозга от накопления липидных перекисей. В литературе неоднократно отмечалось повышение активности как цитозольной, так и митохондриальной СОД в ответ на введение 3-НПК (1;и е1 а1, 1995; Вшепёа, АН, 2001; МсСгаскеп а а1, 2001). Однако, судя по смертности животных, такого рода мобилизационный ответ животных оказывается в условиях эксперимента недостаточным.

Ишемическое воздействие вызывало увеличение активности МАО В (на 15% по сравнению с ложнооперированными животными), в то время как 3-НПК достоверно не влияла на активность этого фермента. Известно, что активация МАО В в период реперфузии (Гукасян и соавт., 2000) может способствовать интенсификации перекисного окисления липидов, так как при окислении ей субстратов образуется перекись водорода (Maragos й а1, 1999). Активацию МАО В связывают с повышенным уровнем внеклеточного дофамина при ишемии в результате нарушения обратного захвата дофамина и гибели дофаминергических нейронов (Гукасян и соавт., 2000). Показано, что 3-НПК также нарушает обратный захват дофамина и может способствовать повышению МАО В (Maragos й а1,2002).

Таким образом, в модели сочетающей воздействие ишемии с 3-НПК, наблюдалось повышение активности ферментов МАО В и СОД, что свидетельствует о большей интенсивности процессов окислительного повреждения в мозге, чем в моделях преиагалыгай гипоксии и гипоксии, отягощенной З-НГЖ.

Оценка действия 1Ч-ацетиласпартилглутамата в условиях окислительного стресса.

Пренатальная гипоксия. У животных, подвергшихся пренатальной гипоксии и получавших КААО, в отличие от животных «гипоксической» группы, не было обнаружено внешних отличий от интактных животных и отставания в весе. Доля нейронов с повышенной флуоресценцией в нейронах мозжечка этих животных, как исходно, так и при воздействии перекиси была довольно высокой по сравнению с интактной группой, но ниже, чем в гипоксической группе (рис. 6).

Рис. 6. Увеличение доли клеток с повышенной продукцией АФК при воздействии перекиси водорода (20 мМ в течение 20 мин) на нейроны. * - соответствует достоверному отличию от контроля; # -соответствует достоверному отличию от группы интактных животных; $ -соответствует достоверному отличию от других групп.

*$ г-Т-] Оюктроль

□ Н202 20 20 мин

к рЕ-|

интактые гипоксия тпоксия+НААГ

Введение ЫААО приводило к снижению скорости окисления и уровня предобразованных гидроперекисей, повышенных в результате воздействия гипоксии, однако лаг-период окисления в этой группе оставался сниженным. Сниженный уровень антиоксидантной активности свидетельствует о том, что хотя ЫААО и смог предотвратить негативные последствия гипоксии, связанные с экзайтотоксической гибелью нейронов, он при этом не смог полностью предотвратить развитие окислительных повреждений и истощения антиоксидантной системы в организме (таблица 4).

Таблица 4. Характеристика Рег+-индуцированной хемилюмииссценции гомогенатов мозга и активность СОД в мнтохондриальнон фракции различных групп животных._

Группы животных Активность Мп-СОД, ед/мг белка Параметры Ре2+-индуцированной хемилюминесценции

Предобразо-ванные гидроперекиси, отн. ед. Лаг-псриод, С Скорость окисления, отн.ед.

Интактные (п=7) 3,96 ± 0,56 129,3 ±35,5 102,9 ±16,8 5,05 ± 0,78

Гипоксия (п=7) 3,87 ±077 252,7 ±72,5* 77,1 ± 16,3* 6,92 ±0,53*

Гипоксия+ЫААО (п=6) 4,10 ±0,57 186,6 ± 54,9 # 93,3 ± 17,2 5,18±0,22 #

Примечание: * - достоверное отличие (р<0,05) от группы интактных животных, # -достоверное отличие (р<0,05) от группы гипоксия.

Ишемия, отягощенная 3-НПК. Неврологическая симптоматика в группе крыс, получавших NAAG, была достоверно выше, чем в группе животных, перенесших ишемию, отягощенную 3-НПК (таблица 5)..

Таблица 5. Активность МАО В и СОД в митохондриальной фракции мозга различных экспериментальных групп.__

Группы животных Мп-СОД, ед/мг белка МАО В, нмоль/мг белка в час Неврологическая симптоматика, баллы

ложнооперированные (п=10) 11,1±2,6 290±29 0

ишемия+З-НПК (п=12) 13,4±2,2 318±14 1,7±0,2

ишемия+ З-НПК+ЫААО (п=8) 9,8±2,1* 343±48# 2,7±0,5*

Примечание: * - достоверное отличие (р<0,05) от группы ишемия+З-НПК, # -достоверное отличие (р<0,05) от группы ложнооперированные.

В группе животных, получавших НААСг, активность Мп-СОД была достоверно ниже по отношению к группе ишемия+З-НПК, что, возможно,

свидетельствует о подавлении этого фермента на уровне экспрессии генов в результате действия АФК (Дубинина, 2006). Активность МАО В при этом была достоверно выше, чем в контрольной группе, но не отличалась от активности в группе ишемия +3-НПК (таблица 5).

Проведенные исследования позволяют заключить, что несмотря на имеющиеся литературные данные, описывающие нейропротекторные свойства NAAG при ишемии (Caï et al, 2002), его двукратное введение (до и на следующие сутки после ишемии) вызывало ухудшение неврологической симптоматики экспериментальных животных. Возможное объяснение такого эффекта может заключаться в том, что NAAG способен нарушать гематоэнцефалический барьер стриатума, что было показано в литературе (Pliss et al, 2002). Он также может гидролизоваться под действием фермента NAAG-пептидазы с образованием глутамата, который, как известно, обладает выраженным экзайтоксическим действием (Thomas et al, 2000). Повышение активности МАО В в этих условиях (см. таблицу 5) может быть следствием роста уровня дофамина из-за гибели дофаминергических нейронов и нарушения обратного захвата дофамина под действием 3-НПК (Maragos et al, 2002). Дофамин усиливает экзайтотоксическое действие глутамата (Chapman et al, 1989; Filloux, Wamsley, 1991), усугубляя окислительный стресс в тканях мозга, что приводит к дальнейшей гибели нейронов и усилению неврологической симптоматики.

Таким образом, сложность проявлений эффектов NAAG может привести к нежелательным последствиям с усилением неврологической симтоматики и препятствовать возможному положительному эффекту NAAG на мозг. Это делает проблематичным рекомендацию этого природного дипептида в качестве протектора мозга от окислительного стресса.

Применение мексидола для коррекции окислительного стресса.

Пренатальная гипоксия. У животных, подвергшихся пренатальной гипоксии и получавших мексидол, в отличие от «гипоксической» группы, не было отмечено отставания в весе и внешних отличий от группы интактных животных. Доля нейронов с повышенной флуоресценцией DCF у этих животных, не отличалась от доли таких нейронов в интактной группе (рис. 7).

Рис. 7. Увеличение доли клеток с повышенной продукцией АФК при воздействии перекиси

водорода (20 мМ в течение 20 мин) на нейроны.. * соответствует достоверному отличию от контроля; # соответствует достоверному отличию от группы интактных животных; $ соответствует достоверному отличию от других групп.

□ контроль

» --Т—1 □ Н202 20 мМ 20 тн

r-t- Г^П

ш п

икгактные гипоксия гипокля+мвксццоЛ

Перекись водорода приводила к возрастанию процента клеток с повышенной флуоресценцией DCF, однако не столь сильному, как в гипоксической группе.

При проведении хемилюминесцентного анализа гомогенатов мозга животных, получавших мексидол, было показано снижение уровня гидроперекисей, вызванное гипоксией, достоверное увеличение латентного периода и снижение скорости окисления. Влияния на активность Mn-СОД в данном эксперименте не наблюдалось (таблица 6).

Таблица 6. Характеристика Ке2+-ицдуцированной хемшноминесценции гомогенатов мозга и активность СОД в митохондриальной фракции различных групп животных.

Группы животных Активность Мп-СОД, ед/мг белка Параметры Ре2+-индуцированной хемилюминесценции

Предобразо- ванные гидроперекиси , отн.ед. Лаг-период, с Скорость окисления, отн.ед.

Интактные (п=7) 3,96 ± 0,56 129,3 ± 35,5 102,9 ±16,8 5,05 ±0,78

Гипоксия (п=7) 3,87 ±077 252,7 ±72,5* 77,1 ± 16,3* 6,92 ±0,53*

Гипоксия+ мексидол (п=6) 3,68 ±0,34 119,2 ± 24,4# 100,0 ±8,0# 6,11±0,90#

Примечание: * - достоверное отличие от интакной группы (р<0,05), # -

достоверное отличие от группы гипоксия (р<0,05).

Гипоксия, отягощенная 3-НПК. На следующие сутки после введения мексидола животным, перенесшим гипоксию, отягощенную введением 3-НПК, уровень неврологической симптоматики у этих животных снизился на 22%. Наблюдалась также тенденция к восстановлению двигательной и исследовательской активности. У животных, получавших мексидол, не было отмечено увеличения активности МАО В и СОД, хотя у них и наблюдалось улучшение неврологической симптоматики и восстановление двигательной и исследовательской активности. При этом при сочетанием воздействии карнозина и мексидола усиления эффекта не наблюдалось. Поскольку дополнительного эффекта от совместного применения препаратов не наблюдалось, можно предполагать, что они обладают, по крайней мере, частично, сходным механизмом действия.

Применение карнозина для коррекции окислительного стресса.

Пренатапъная гипоксия. Животные, подвергшиеся пренатальной гипоксии и получавшие карнозин, в постнаталыюм периоде внешне и по массе тела не отличались от группы интактных животных. В нейронах, выделенных из мозжечка этих животных, доля нейронов, в которых наблюдалась повышенная флуоресценция ОСБ, а также доля мертвых клеток, была значительно ниже, чем в гипоксической группе (рис. 8А).

Рис. 8. Увеличение доли клеток с повышенной продукцией АФК (А) и увеличение доли мертвых клеток (Б) при воздействии перекиси водорода (20 мМ в течение 20 мин) на нейроны; * - соответствует достоверному отличию от контроля; # соответствует достоверному отличию от группы интактных животных; $ соответствует достоверному отличию от других групп.

□ контроль □ Н202 20 мМ 20 мин

О контроль

Ш Н202 20 мМ 20 мин

* 35

£ »

£ 25 X

5 20

а. 15 в

5 .„

Т1

* 'щ

т И гл- .

■

;. 1 — —

тлокситхэрнозин

При воздействии перекиси водорода процент клеток с повышенной флуоресценцией в нейронах этих животных был значительно ниже, чем в гипоксической группе, однако все же выше, чем в интактной группе. Под действием карнозина наблюдалась также тенденция к повышению Мп-СОД (таблица 7).

Таблица 7. Характеристика Ре2+-индуцированной хемилюминесценции гомогенатов мозга и активность СОД в митохондриальной фракции различных групп животных.

Группы животных Австивность Мп-СОД, ед/мг белка Параметры Ре2+-индуцированной хемилюминесценции

Предобразо- ванные гидроперекиси отн. ед. Лаг-период, с Скорость окисления, отн.ед.

Интактные (п=7) 3,96 ±0,56 129,3 ±35,5 102,9 ± 16,8 5,05 ± 0,78

Гипоксия (п=7) 3,87 ± 077 252,7 ± 72,5* 77,1 ± 16,3* 6,92± 0,53*

Гипоксия+ карнозин (п=7) 4,17 ±0,26 115,1 ± 36,5# 100,4±13,5# 4,66±0,29#

Примечание: * - достоверное отличие от интактной группы (р<0,05), # -достоверное отличие от группы гипоксия (р<0,05).

С помощью хемилюминесцентного анализа было показано, что карнозин предотвращал увеличение гидроперекисей в тканях, вызванное гипоксией, достоверно увеличивал лаг-период и снижал скорость окисления.

Применение карнозина вызвало заметное улучшение процессов памяти у животных, перенесших гипоксию. У этих животных, в отличие от животных гипоксической группы, не наблюдалось ухудшения результатов по поиску пищи в Т-образном лабиринте после перерыва в обучении (рис. 9).

6,00 -Sic <1,00 3.00

□ контроль

□ гипоксия

□ гипоксия+карнозин

А-

Рис. 9. Результаты обучения крыс в Т-образном лабиринте.

Гипоксия, отягощенная 3-НПК. На следующие сутки после введения карнозина животным, перенесшим гипоксию, отягощенную введением 3-HIIK, уровень неврологической симптоматики у этих животных снизился на 17%. В то же время в контрольной группе, улучшения симптоматики не наблюдалось (рис. 10).

В группе, получавшей карнозин, наблюдалась также тенденция к восстановлению двигательной и исследовательской активности.

Под влиянием карнозина выявляется повышение уровня МАО В и СОД по сравнению с тем, что было найдено у контрольных животных (таблица 8). Эти ферменты играют важную роль в адаптации мозга к гипоксическому воздействию, известно, что СОД является основным ферментом антиоксидантной защиты в мозге, а МАО В регулирует баланс катехоламинов (Гукасян и соавт., 2000;Powell, Jackson, 2003). Способность карнозина предотвращать снижение активности МАО В была отмечена ранее в условиях ишемии при предварительном введении карнозина (Gallant et al, 2000; Стволинский, Доброта, 2000). Кроме того, при действии карнозина в условиях гипоксии или индуцированной кровопотере отмечалось отчетливое повышение активности Cu/Zn-изоформы СОД (Русаков, Долгих, 1992; Стволинский и соавт., 2003).

| Одо введения препарата В после введения препарата

Группа г-п'ггг

ГИПОКСИЯ+З-

НПК+карнозин+мексидол Н-4н

Р<0.054

щпоксия+З-

НПК+мексидал

гипоксия+З-

НЛК+карнозин Г

гипоксия+З-НПК

1—-|—1

1 2 3 4 .

Неврологические нарушения в баллах

Рис. 10. Изменение неврологической симптоматики животных на следующие сутки после гипоксического эпизода и введения исследуемых препаратов.

Таким образом, при терапевтическом применении карнозина повышение активности митохондриальной СОД (а также МАО В) коррелировало с улучшением неврологической симптоматики и восстановлением двигательной активности животных.

Таблица 8. Влияние исследуемых препаратов на активность митохондриальных ферментов мозга крыс, подвергшихся воздействию гипоксии и З-НПК.

Исследуемые группы животных СДГ ШОВ сод

ммоль/мг белка в мин % нмоль/мг белка в час % ед/мг белка %

Интактные животные (п=11) 24,1 ± 1,2 100 66 + 8 100 5,8 + 0,5 100

3 -НПК+гипоксия (п=8) 6,3 ±1,0* 26 60 ±8 91 6,2 ± 0,5 108

3-НПК+гипоксия + карнозин (п=10) 5,4 ± 0,7* 22 82 ± 14 124 7,2 +0,6*# 125

3-НПК+гипоксия +карнозин+ мексидол (п=10) 4,1 ±0,5* 17 81 ±6 *# 122 6,3 ± 0,4 109

Примечание: * - соответствует достоверному отличию (р<0,05) от группы интактных животных, # - соответствует достоверному отличию (р<0,05) от группы 3-НПК+гипоксия.

В тех опытах, где карнозин вводили в течение 6 дней одновременно с 3-НПК, он не только повышал активность СОД, но и способствовал (на 75%) снижению смертности животных (Степанова с соавт., 2005). Таким образом, можно сделать вывод, что улучшение состояния животных под влиянием карнозина связано с его способностью не только нейтрализовать свободные радикалы и их производные, но и регулировать активность некоторых ферментов, существенных для функции мозга.

Применение карнозина совместно с мексидолом не приводило к дополнительному улучшению неврологической симптоматики, двигательной и исследовательской активности или изменению активности МАО В (рис. 10, таблица 8). Однако активность СОД в группе, получавшей оба препарата, не была повышена в отличие от группы получавшей только карнозин. Возможно, это связано с антиоксидантным действием мексидола, в результате чего повышения СОД под действием карнозина не произошло. Полученные результаты свидетельствуют о эффективности карнозина и мексидола в условиях однократного терапевтического введения.

Ишемия, отягощенная 3-НПК. Неврологическая симптоматика и смертность в группе животных, перенесших ишемию, отягощенную 3-НПК и получавших карнозин, была ниже, чем в других группах, подвергшихся ишемическому воздействию или действию 3-НПК (рис. 11).

2 15 о

ж*

4,0 3,5 : 3,0 - 2,5 Н

-С

с 2,0 то

ю 1,5 1,0 0,5 0,0

«ло+знпк □ 3-НПК Шишемия+З-НПК Нишемия+3-НПК+карнозин *

й I- '11

а 1

2 3 4 5

День введения 3-НПК

Рис. 11. Смертность (А) и неврологическая симптоматика (Б) в различных группах. 4 соответствует достоверному отличию (р<0,05) от других исследованных

групп.

Лаг-период окисления, характеризующий уровень общей антиоксидантной активности, был в группе животных, получавших карнозин, достоверно больше, а скорость окисления и уровень предобразованных гидроперекисей ниже, чем в группе, подвергшейся воздействию ишемии и 3-НПК. Животные, подвергшиеся воздействию ишемии и 3-НПК и получавшие карнозин, достоверно не отличались от интактных животных по исследуемым параметрам, хотя в этой группе

наблюдался несколько более высокий уровень предобразованных гидроперекисей (таблица 9).

Таблица 9. Параметры Ре2+-индуцированного окисления в гомогенатах мозга экспериментальных животных.__

Группы Параметры Ре-индуцированного окисления

Предобразованные гидроперекиси, отн. ед Лаг-период, с Скорость окисления ед/мин

Интакные 161±28 122± 16 103± 4

Ишемия+З-НПК 272 ±29 * 86±9* 175±2 *

Ишемия+З-НПК +карнозин 200 ±20 120 ±7 # 91± 4 #

Примечание'. * - достоверное отличие от интакткой группы (р<0,05), # -достоверное отличие от группы ишемия+З-НПК (р<0,05).

В группе животных, получавших карнозин, активность МАО В и СОД не отличалась от активности этих ферментов в интактной и «ложнооперированной» группах животных (рис. 12). При этом активность СДГ в группе, получавшей карнозин, продолжала оставаться сниженной, так как ингибирование этого фермента 3-НПК было необратимым.

Рис. 12. Изменение МАО В (А) и СОД (Б) в митохондриальной фракции мозга у животных различных групп *- соответствует достоверному отличию от группы интактных животных; # -соответствует достоверному отличию от групп ЛО, ЛО+З-НПК, 3-НПК.

Эти данные свидетельствуют, что карнозин эффективно восстанавливает устойчивость тканей мозга к окислению, истощенную в условиях совместного влияния экспериментальной ишемии и 3-НПК. При этом карнозин резко уменьшает смертность животных, нормализует уровень липидных гидроперекисей, несмотря на то, что он не в состоянии препятствовать необратимому ингибированию СДГ 3-нитропропионатом. Вероятно, общий антиоксидангный статус тканей мозга повышается достаточно успешно, так что активации СОД не требуется, и ее уровень не возрастает. Возможно, что в группе животных, получавших карнозин,

повышение общего антиокеидантного статуса тканей мозга происходит вследствие снижения активности МАО В по сравнению с группой «ишемия + 3-НПК».

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящей работе описаны комплексные модели окислительного стресса, сочетающие гипоксическое/ишемическое воздействие с нарушением энергетического обмена, что позволило выявить и сопоставить неврологические и биохимические нарушения у животных. Кроме того, охарактеризована модель пренаталыюй гипоксии, после которой у животных проявляются нарушения иа клеточном уровне (накопление гидроперекисей, снижение антиоксидантной активности, усиление чувствительности к NMDA, увеличение смертности нейронов, дисбаланс медиаторов, нарушение формирования нервной системы), которые приводят к нарушению поведения и ухудшению когнитивных способностей животных.

Таким образом, в данной работе эффективность препаратов оценивалась на различных моделях комбинированного окислительного стресса, позволяющих выявить и оценить изменения как на клеточном уровне, так и на уровне всего организма.

Природный антиоксидант карнозин и синтетический антиоксидант мексидол были наиболее эффективны в условиях всех используемых моделей. При этом была выявлена не только антиоксидантная компонента эффекта карнозина, но и его регуляторнос воздействие на активность ферментов супероксиддисмутазы и моноаминооксидазы В. Нейропептид NAAG, эффективно защищающий мозг от повреждений при гипоксии и ишемии (Cai et al, 2002), вызывал ухудшение неврологической симптоматики при совместном действии этих факторов с 3-НПК. Эти данные указывают, что при нейродегенеративных заболеваниях это вещество следует применять с определенной осторожностью.

ВЫВОДЫ

1. Разработана комплексная модель окислительного стресса, сочетающая гипоксическое воздействие с вызванным введением 3-НПК нарушением энергетического обмена в мозге крыс, что позволило выявить и сопоставить как неврологические, так и биохимические нарушения у животных.

2. На модели пренатальной гипоксии у крыс выявлен дефицит антиоксидантной системы на клеточном уровне и нарушения на уровне поведения и обучения животных.

3. На модели пренатальной гипоксии показан протекторный эффект карнозина, мексидола и ЫААО, выражающийся в повышении устойчивости изолированных нейронов и тканей мозга к окислительному повреждению. Протекторный эффект карнозина показан на уровне поведения и когнитивных способностей животных.

4. На модели гипоксии, отягощенной введением 3-НПК, показан протекторный эффект при терапевтическом введении карнозина и мексидола как совместно, так и по отдельности.

5. На модели окислительного стресса мозга, сочетающей ишемическое воздействие с нарушением энергетического обмена, показан протекторный эффект карнозина, заключающийся в уменьшении интенсивности неврологической симптоматики и смертности животных, нормализации уровня липидных гидроперекисей, активности МАО В и СОД.

6. На модели ишемии, отягощенной введением 3-НПК, введение ЫААС вызывает усиление неврологической симптоматики экспериментальных животных.

СПИСОК СТАТЕЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Степанова М. С., Беляев М.С., Стволинский С. Л. Действие карнозина на крыс при гипоксии, отягощенной 3-нитропропионатом.// Нейрохимия, 2005, Т.22,№3, с. 202-206.

2. Степанова М.С., Куликов А. В., Маклецова М- Г., Федорова Т. Н., С., Болдырев A.A. Характеристика окислительного стресса, вызванного пренатальной гипоксией.// Новые информационные технологии в медицине, биологии, фармакологии и экологии, Украина, Крым, Ялта-Гурзуф, 31мая-9 июня 2006, с. 405.

3. Федорова Т. Н., Маклецова М. Г., Куликов А. В., Степанова М. С., Болдырев A.A. Карнозин защищает от окислительного стресса, вызванного пренатальной гипоксией.//ДАН, 2006, Т.48, №1, с.1-4

4. Стволинский СЛ., Федорова Т.Н., Беляев М.С., Степанова М.С., Булыгина Е.Р., Тюлина О.В., Болдырев A.A. Карнозин: новейшая история давно известного вещества. // Бюлл. МОИП, 2007, Т. 112, 107123.

5. Добротворская И.С., Степанова М.С., Маклецова М.Г., Федорова

Т.Н. Антиоксидантная коррекция окислительных повреждений мозга крыс, перенесших пренатальную гипоксию.// Вестник РУДН, 2007, №3, с 13-18.

6. Маклецова М.Г., Степанова М.С., Куликов A.B., Федорова Т.Н., Болдырев A.A. Карнозин повышает пластичность нервной системы у крыс, перенесших пренатальную гипоксию. // «Структурные функциональные нейрохимические и иммунохимические закономерности асимметрии и пластичности мозга», Институт мозга, Москва 18-20 октября 2007, с. 380-383.

7. Козина Л.С., Арутюнян A.B., Стволинский С.Л., Степанова М.С., Маклецова М.Г., Хавинсон В.Х.. Регуляторные пептиды защищают нейроны мозга от гипоксии в экспериментах in vivo // ДАН, 2008, Т.418, №3, с. 419-422.

8. Куликов A.B., Ржанинова A.A., Гольдштейн Д.В., Степанова М.С., Стволинский СЛ., Худоерков, Воронков Д.Н., Болдырев A.A.

Применение мультипотентных стволовых клеток жировой ткани человека для компенсации неврологического дефицита у крыс, вызванного введением 3-китропропионовой кислоты.// Клеточные технологии в биологии и медицине, 2008, Т.2, с. 83-89.

9. Федорова Т.Н., Багысва Г.Х., Степанова М.С., Добротворская И.С., Иванова-Смоленская И.А., Полевая Б.В., Болдырев A.A., Иллариошкин С.Н. Карнозин повышает эффективность лекарственной терапии при болезни Паркиисона.// Неврологический вестник, 2009, Т. XLI, вып. 1, с 24-29.

10.Boldyrev A., Fedorova Т., Stepanova М., Dobrotvorskaya I., Kozlova Е., G. Bagueva, Boldanova N. Ivanova-Smolenskaya I., IUarioshkin S.

Carnosine increases effeciency of DOPA therapy of Parkinson's disease.// Rejuvenation Research, 2008, V. 11 (4), 821-827

Список опубликованных тезисов

1. Степанова М.С., Беляев М.С. Защитное действие карнозина в условиях гипоксической и химической гипоксии // М., Изд-во РУДН, Актуальные проблемы экологии и природопользования (материалы научной экологической конференции в РУДН 18-19 мая 2004), 2004, Вып. 6., 4.1., с.18-21.

2. Stepanova M.S. Belyaev M.S Protective effect of carnosine on rats under combination of hypoxic and chemical hypoxia I I in materials of the 10th International Symposium on Pharmacology of Cerebral Ischemia (Marburg, Germany 2004), p. 67.

3. Ctnenanoea M.C., Беляев M.C., Стволинский С.Л. Действие карнозина при гипоксической гипоксии, отягощенной действием 3-нитропропионата // в мат. Научной конференции «Нейрохимия: Фундаментальные и прикладные аспекты», Москва, ИБХ, 14-16 марта 2005, с.199.

4. Kulikov A., Stepanova М. Analysis of the 3-nitropropionic acid induced neurotoxicity in the brain of rats and senescence accelerated mice prone (SAMP). // J. Neurochem., 2005, V. 94 (Suppl.2), p. 226 (P-408).

5. Boldyrev A.A., Stepanova M., Kulikov A., Belyaev M., Stvolinsky S., Fedorova T. Senescence accelerated mice, SAM as a model of neurodegeneration.// 21 Ann. Rep. SAM Studies, 2006, 7,27-28, pp. 65.

6. Dobrotvorskaya I. S., Stepanova M. S., Fedorova T. N., Makletsova M. G. and Boldyrev A. A. Antioxidant correction of prenatal hypoxia in rats// in matherials of International congress "Molecular basis of neurological and psychiatric disorders", September 6-10,2006, Martin, Slovak Republic, p. 33.

7. Stepanova M. S., Fedorova T. N., Makletsova M .G-, and Boldyrev A. A. The consequences of oxidative stress induced by prenatal hypoxia on rat brain. // in matherials of international congress "Molecular basis of neurological and psychiatric disorders", September 6-10,2006, Martin, Slovak Republic, p.97.

8. Boldyrev A., Fedorova Т., Stvolinsky S., Stepanova M., Dobrotvorskaya I., Kozlova E., Bagueva G., Ivanova-Smolenskaya I., Iilarioshkin S. Carnosine increases efficiency of L-DOPA therapy of parkinsonics Parkinsonism and related disorders, the XVII WFN World congress on Parkinson's disease and related disorders, Amsterdam, 9-13 December 2007.

9. Boldyrev A., Stepanova M., Dobrotvorskaya I., Carpenter D. Melatonin and carnosine protect neuronal cells from excitotoxic effect of NMDA. // The 3rd euro-asian conference on hazardous waste and human health. March 27-30, 2008, Istambul-Turkey.

Краткая аннотация диссертационной работы М.С. Степановой «Коррекция окислительного стресса мозга с помощью природных и синтетических антиоксидаитов».

Работа посвящена характеристике комбинированных моделей окислительного стресса крыс и оценке протекторного эффекта карнозина, мексидола и N-ацетиласпартилглутамата. Использовались комбинированные модели окислительного стресса, сочетающие гипоксическое/ишемическое воздействие с нарушением энергетического обмена, что позволило выявить и сопоставить биохимические и неврологические нарушения у животных. Показана эффективность природного антиоксиданта карнозина и синтетического антиоксиданта мексидола на различных экспериментальных моделях. При этом была выявлена не только антиоксидантное действие карнозина, но и его регуляторное воздействие на активность ферментов супероксиддисмутазы и моноаминооксидазы В. Нейропептид NAAG защищал мозг от повреждений при гипоксии, но вызывал усиление неврологической симптоматики и смертности при совместном действии с 3-нитропропионатом.

Summary of Ph.D. Thesis by Stepanova M. entitled "Brain oxidative

stress correction by means of natural and synthetic antioxidants"

Doctorate thesis is dedicated to characterization of brain oxidative stress complex models on rats and evaluation of protective effect of carnosine, mexidol and N-acetyl-aspartylglutamate.

The combination of hypoxic/ischemic exposure with energy metabolism impairment allowed revealing and estimating biochemical and neurological disorders of experimental animals. The efficacy of natural antioxidant carnosine and synthetic antioxidant mexidol in different models was shown. In addition, not only the antioxidative

effect of carnosine but also a modulation of enzymes activities (monoaminooxidase В and superoxidedismutase) by carnosine was revealed. The neuropeptide NAAG protected brain from hypoxic damage, but amplified neurological symptoms and mortality in conjunction with 3-nitropropionic acid action.

Подписано в печать:

13.11.2009

Заказ № 2991 Тираж - 100 экз. Печать трафаретная. Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш., 36 (499) 788-78-56 www.autoreferat.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Степанова, Мария Сергеевна

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Значение и функции свободных радикалов в организме.

1.2. Источники свободных радикалов в клетках.

1.3. Окислительный стресс.

1.3.1. Роль глутаматной системы в развитии окислительного стресса в мозге.

1.4. Антиоксидантная система организма.

1.4.1. Антиоксидантные ферменты.

1.4.2. Неферментативные антиоксиданты.

1.5. Экзогенные антиоксиданты.

1.6. Моделирование окислительного стресса.

1.6.1. Моделирование окислительного стресса в суспензии одиночных нейронов.

1.6.2. Генетические модели свободнорадикалъных патологий на животных

1.6.3. Негенетические модели свободнорадикалъных патологий на животных.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Проточная цитометрия.

2.1.1. Определение уровня активных форм кислорода в цитоплазме нейронов.:.

2.1.2. Определение количества мертвых (некротических) клеток.

2.2. Моделирование окислительного стресса в суспензии нейронов in vitro

2.3. Тестирование физиологической активности и когнитивных способностей животных.

2.3.1. Тест «открытое поле».

2.3.2. Т-образный лабиринт.

2.3.3. Тест Морриса.

2.4. Определение неврологической симптоматики у животных.

2.5. Биохимические методы исследования.

2.5.1. Подготовка тканей для биохимических исследований.

2.5.2. Определение белка в пробах по методу Jloypu.

2.5.3 Определение активности сукцинатдегидрогеназы.

2.5.4 Определение активности моноаминоксидазы.

2.5.5 Определение активности супероксиддисмутазы.

2.5.6. Определение Fe2+-индуцированной хемилюминесценции.

2.6. Экспериментальные модели на животных.

2.6.1. Экспериментальная модель пренаталъной гипоксии.

2.6.2. Модель гипобарической гипоксии, отягощенной введением 3-нитропропионата (3-НПК).

2.6.3. Модель ишемии, осложненной введением 3-нитропроприоната.

2.7. Статистическая обработка данных.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Описание модели пренаталъной гипоксии.

3.2. Описание гипобарической гипоксии, осложненной введением 3-нитропроприоната.

3.3. Характеристика ишемии, осложненной введением 3-НПК.

3.4. Применение N-ацетиласпартилглутамата для коррекции окислительного стресса.

3.5. Применение мексидола для коррекции окислительного стресса.

3.6. Применение карнозина для коррекции окислительного стресса.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Коррекция окислительного стресса мозга с помощью природных и синтетических антиоксидантов"

Актуальность проблемы. Свободнорадикальное повреждение тканей, сопровождающее окислительный стресс, вовлечено в патогенез таких состояний и процессов, как ишемия-репефузия, воспалительные процессы, рак, сосудистые нарушения, атеросклероз, нейродегенеративные заболевания, старение (Halliwell, Gutteridge, 1999).

Для исследования вовлеченности окислительного стресса в развитие нейродегенеративных заболеваний применяют различные способы моделирования этого состояния как in vitro, так и in vivo. В экспериментах in vitro чаще всего используют клеточные культуры, моделируя состояние окислительного стресса с помощью специфических и неспецифических факторов. В экспериментальных моделях in vivo используют животных с направленно модифицированным генотипом или вызывают состояние окислительного стресса с помощью радикал-продуцирующих агентов и нейротоксинов, а также используют различные способы индукции ишемического повреждения мозга у лабораторных животных.

Однако такие модели недостаточно точно воспроизводят ситуацию, которая предшествует инсульту у человека. Развитие сосудистых заболеваний у человека может быть осложнено такими факторами, как гипертония и атеросклероз, которые могут развиваться в течение многих лет, предшествуя нарушениям мозгового кровообращения.

Дополнительными факторами риска сосудистых заболеваний являются курение, ожирение, злоупотребление алкоголем, психологический стресс. Разработка новых моделей, более точно имитирущих свободнорадикальные патологии у человека, является актуальной проблемой, в частности, для таких состояний, как инсульт и нейродегенеративные заболевания.

Для подавления окислительного стресса все чаще используются синтетические антиоксиданты, применение которых может нарушать сигнальную роль свободных радикалов и ухудшать адаптационные возможности организма. Из этих соображений ясно, что систематическое исследование природных протекторов, обладающих антиоксидантными свойствами, таких как а-токоферол, аскорбиновая кислота, каротиноиды, флавоноиды, убихинол, нейропептиды является актуальной задачей.

Анализ воздействия этих соединений на организм в условиях окислительного стресса, механизма их влияния и специфичности защитного действия может явиться основой для совершенствования протоколов лечения многих патологий человека.

Природные антиоксиданты могут играть существенную роль в предотвращении заболеваний, связанных с окислительным повреждением, а изучение механизмов работы антиоксидантной системы создает возможность для разработки новой стратегии профилактики и лечения этих заболеваний.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Степанова, Мария Сергеевна

5. ВЫВОДЫ

2. На модели пренаталъной гипоксии у крыс выявлен дефицит антиоксидантной системы на клеточном уровне и нарушения на уровне поведения и обучения животных.

3. На модели пренаталъной гипоксии показан протекторный эффект карнозина, мексидола и NAAG, выражающийся в повышении устойчивости изолированных нейронов и тканей мозга к окислительному повреждению. Протекторный эффект карнозина показан на уровне поведения и когнитивных способностей животных.

6. На модели ишемии, отягощенной введением 3-НПК, введение NAAG вызывает усиление неврологической симптоматики экспериментальных животных

БЛАГОДАРНОСТИ

Хочу выразить искреннюю благодарность моему научному руководителю профессору Александру Александровичу Болдыреву за постоянное чуткое руководство, формирование научного мышления и искреннее дружеское отношение. Без его участия настоящая работа не могла бы быть выполнена.

Я благодарю всех сотрудников лаборатории нейрохимии НЦН РАМН и сотрудников кафедры биохимии МГУ имени М.В. Ломоносова, которые помогали мне в работе, освоении методов, а также критическими замечаниями, советами и дружеским отношением: Стволинского Сергея Львовича, Федорову Татьяну Николаевну, Маклецову Марину Геннадьевну, Беляева Михаила Сергеевича, Добротворскую Ирину Сергеевну, Куликова Андрея Валентиновича, Булыгину Елену Романовну, Махро Асю Викторовну. Выражаю благодарность коллективу кафедры биохимии университета Я. Комениуса г. Мартина, совместно с которыми была выполнена часть работы, за высокий профессионализм, доброе искреннее отношение и гостеприимство.

4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящей работе описаны комплексные модели окислительного стресса, сочетающие гипоксическое/ишемическое воздействие с нарушениями энергетического обмена, вызванными нейротоксинами, что позволило выявить и сопоставить неврологические и биохимические нарушения у экспериментальных животных. Этот подход позволяет оценить нейродегенеративные изменения, вызванные окислительным стрессом в мозге, и оценить протекторное действие исследуемых препаратов, наблюдая динамику изменения неврологической симптоматики и когнитивных способностей животных и сопоставить эти изменения с изменением активности ряда антиоксидантных ферментов. Кроме того, нами охарактеризована модель пренатальной гипоксии, при осуществлении которой у животных проявляются нарушения на клеточном уровне (накопление гидроперекисей, снижение антиоксидантной активности, усиление чувствительности к NMDA, снижение антиоксидантной устойчивости и увеличение гибели нейронов, дисбаланс медиаторов, нарушение формирования нервной системы), нарушения поведения и ухудшение когнитивных спобностей животных.

На этих моделях мы охарактеризовали защитное действие антиоксидантов карнозина и мексидола и нейропетида NAAG.

У животных, подвергшихся гипоксии, отягощенной 3-НПК, и получавших в постгипоксическом периоде карнозин или мексидол, отмечено улучшение неврологической симптоматики и восстановление двигательной активности животных по сравнению с группой, получавшей физиологический раствор. При этом мы установили, что эффект карнозина проявлялся через воздействие на активность ферментов, играющих важную роль в регуляции процессов окислительного повреждения в мозге - СОД и МАО В, в то время как мексидол не оказывал влияния на эти ферменты, осуществляя свое защитное действие независимо от них. С одной стороны, это отражает наличие альтернативных путей восстановления устойчивости мозга к окислительному стрессу, с другой стороны указывает, что в используемых нами условиях мексидол, проявляет более сложные свойства, чем свойства просто антиоксиданта.

Тем не менее, эффекты карнозина и мексидола, по-видимому, имеют некоторые общие мишени. Во всяком случае, совместное введение карнозина и мексидола не вызвало дополнительного улучшения неврологической симптоматики и двигательной активности животных.

На модели окислительного стресса мозга, вызываемого сочетанием ишемического воздействия с нарушением энергетического обмена показан протекторный эффект карнозина и отягощающий состояние животных эффект NAAG. Карнозин достоверно уменьшал смертность животных, нормализовал уровень липидных гидроперекисей, активность МАО В и СОД, восстанавливал устойчивость ткани мозга к Fe-индуцированному окислению.

В опытах с применением NAAG мы обнаружили, что его присутствие вызывает усиление неврологической симптоматики, индуцируемой 3-НПК. Отягощающий эффект NAAG при его применении совместно с 3-НПК может иметь следующее объяснение. Известно, что NAAG способен нарушать гематоэнцефалический барьер стриатума (Pliss et al., 2002). В наших условиях это могло привести к дополнительной гибели нейронов стриатума. Кроме того, NAAG под действием NAAG-пептидазы разлагается до глутамата, накопление которого могло вызывать локальное экзайтоксическое действие.

Тем не менее, на модели пренатальной гипоксии нами был показан протекторный эффект не только карнозина и мексидола, но и NAAG. Он проявлялся на клеточном уровне в усилении устойчивости изолированных нейронов к окислительному повреждению. Однако, наиболее эффективными в условиях данной модели были мексидол и карнозин. NAAG в условиях данной модели был менее эффективен, так как не полностью предотвращал снижение антиоксидантной устойчивости мозга, хотя также предотвращал некоторые негативные последствия гипоксии. Протекторный эффект карнозина показан нами также и на уровне поведения и когнитивных способностей животных.

Таким образом, в данной работе эффективность исследуемых препаратов оценивалась на различных моделях комбинированного окислительного стресса, позволяющих выявить и оценить изменения как на клеточном уровне, так и на уровне организма. Природный антиоксидант карнозин и синтетический антиоксидант мексидол были наиболее эффективны в условиях различных моделей. При этом была выявлена не только прямая антиоксидантная компонента эффекта карнозина, но и его регуляторное воздействие на активность ферментов супероксиддисмутазы и моноаминооксидазы В. Нейропептид NAAG, способный по некоторым литературным данным защищать мозг от повреждений при гипоксии и ишемии (Cai et al, 2002), в наших условиях вызывал ухудшение неврологической симптоматики при совместном действии с 3-НПК, что свидетельствует о том, что при нейродегенеративных заболеваниях следует применять это вещество с осторожностью.

Применение мексидола и карнозина при лечении пациентов с неврологическими заболеваниями, отягощенными окислительным стрессом, следует считать оправданным и целесообразным. В подтверждение этого вывода можно привести публикации, появившиеся уже в процессе завершения настоящего исследования, в которых было продемонстрировано эффективное действие карнозина на пациентов с болезнью Паркинсона (Boldyrev et al, 2008) и с дисциркуляторной энцефалопатией (Федорова с соавт., 2008). Мексидол также проявил себя как хорошее дополнительное средство для комплексного лечения паркинсонизма (Федорова с соавт., 2009). Эти данные свидетельствуют о правильности сделанного нами вывода о лекарственной эффективности этих препаратов в случае, когда неврологическая симптоматика связана с активацией окислительного стресса.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Степанова, Мария Сергеевна, Москва

1. Барабой В.А., Брехман И.И., Голотин В.Г., Кудряшов Ю.В. Перекисное окисление и стрес. -СПб - Наука, 1992. -148 с.

2. Бастрикова Н.А., Сорокина Е.В., Казей В.И., Федорова Т.Н., Стволинский C.JL, Болдырев А.А. Модель Паркинсонизма, вызываемого введением нейротоксина МРТР быстро стареющим мышам линии SAMP1. // Нейрохимия. 2002. - 19(4). - с. 247-353.

3. Болдырев А.А. Введение в биомембранологию. М. -МГУ. 1990. - 206с.

4. Болдырев А.А. Гистидин-содержащие дипептиды возбудимых тканей. М. - 20016. - 109 с.

5. Болдырев А.А. Дискриминация между апопозом и некрозом нейронов под влиянием окислительного стресса. // Биохимия. 2000. -65(7).-с. 981-990.

6. Болдырев А.А. Карнозин и защита тканей от окислительного стресса. М., "Диалог-МГУ" - 1999. -364 с.

7. Болдырев А.А. Карнозин. Биологическое значение и возможности применения в медицине. М. 1998. -320 с.

8. Болдырев А.А. Окислительный стресс и мозг. // Соросовский образовательный ж-л. 2001а. - 7(4). - с. 21-28.

9. Болдырев А.А. Роль активных форм кислорода в жизнедеятельности нейрона.// Усп. физиол. наук. 2003. - 34(3) - с. 2134.

10. Болдырев А.А., Курелла Е.Г., Павлова Т.Н., Стволинский C.JL, Федосова Н.У. Биологические мембраны. М. -1992. -140 с.

11. Болдырев А.А., Юнева М.О., Сорокина Е.В., Крамаренко Г.Г, Федорова Т.Н., Коновалова Г.Г., Ланкин В.З. Антиоксидантные системы в тканях мышей линии SAM, характеризующихся ускоренным процессом старения. // Биохимия. 2001. - 66(10). - с. 1430- 1437.

12. Болдырев, А. А., Куклей, М.Л. Свободные радикалы в нормальном и ишемическом мозге.// Нейрохимия. 1996. - 13 - с. 271278.

13. Болдырев, А.А. Парадоксы окислительного метаболизма мозга.// Биохимия. 1995. - 60 - с. 1536-1542.

14. Васькина Г.В., Федорова Т.Н., Стволинский С.Л. Защитное действие карнозина на мозг в постгипоксическом периоде. // В кн.: Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция. Материалы Третьей Российской конференции 7-9 октября 2002 г. М. - 2002. - с. 24-25.

15. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы в биологических системах. //Сорос, образ, ж-л. 2000. - 6 (12) - с. 13-19.

16. Волошина О.Н., Москвитина Т. А. Способ определения моноаминоксидазной активности тромбоцитов. //Лабораторное дело -1985. 5. - с.289-291.

17. Гланц С. Медико-биологическая статистика. М. -Практика. -1999.-459 с.

18. Горкин В. 3. Аминоксидазы и их значение в медицине. М., "Медицина" 1981. - 360 с.

19. Граф А.В., Гончаренко Е.Н., Соколова Н.А., Ашмарин И.П. Антенатальная гипоксия: участие в генезе патологий ЦНС в онтогенезе // Нейрохимия. 2008. - 25(1-2) - с. 11-16.

20. Гукасян Т.Г., Петросян А.А., Ширинян М. Э., Ширинян Э.А Катехоламинэргическая система мозга при ишемии. // Нейрохимия -2000. 17(1)-с. 13-22.

21. Гуляева Н.В. Супероксидперехватывающая активность карнозина в присутствии ионов меди и цинка. // Биохимия. 1987. - 52. - с. 12161220.

22. Дубинина Е. Окислительный стресс в экстремальных условиях и при патологических состояниях. Сб. под ред. А. Петрухиной. Окислительный стресс и антиоксид анты: организм, кожа, косметика. -М. 2006. - 288 с.

23. Дюмаев К.М. Воронина Т.А., Смирнов Л.Д. Антиоксиданты в профилактике и терапии патологий ЦНС. М. - 1995.

24. Зенков Н.К., Кандалинцева Н.В., Ланкин В.З., Меныцикова Е.Б., Просенко А.Е. Фенольные биоантиоксиданты. 2003. - Новосибирск: СО РАМН-328 с.

25. Зозуля Ю.А., Барабой В.А., Сутковой Д.А., Свободнорадикальное окисление и антиоксидантная защита при патологии головного мозга. -М.: Знание-М, 2000. -344 с.

26. Коркина Л., Деева И. Двуликий Янус свободных радикалов. Сб. под ред. А. Петрухиной. Окислительный стресс и антиоксид анты: организм, кожа, косметика. М. - 2006. - 288 с.

27. Кривченкова Р.С. Определение активности сукцинатдегидрогеназы в суспензии митохондрий. // Современные методы в биохимии (ред. В.Н. Орехович). -М., Медицина. 1977. - с. 44-46.

28. Куклей М. JL, Ганнушкина И.В. Влияние карнозина на мозговой кровоток и амплитуду тета-ритма при ишемии мозга у крыс с различной двигательной активностью. // ДАН. — 1997. 352. - с. 416419.

29. Лейнсоо Т.А., Абе X., Болдырев А.А., Карнозин и родственные соединения защищают двуцепочечную ДНК от окислительного повреждения. // Ж-л. эвол. бихим. физиол. 2006. - 42(5) - с.453-456.

30. Лукьянова Л. Д. Биоэнергетическая гипоксия: понятие, механизмы коррекции.// Бюлл. эксп. биол. мед. — 1997. 124(9) -с. 244253.

31. Лукьянова Л. Д., Романова В. Е., Чернобаева Г. Н. Особенности окислительного фосфорилирования в митохондриях мозга крыс с различной чувствительностью к кислородной недостаточности. // Бюлл. эксперим. биол. и мед. -1991. -112(7). с. 49-51.

32. Любшина О.В., Бобако В.В. Антиоксидантная терапия инсульта на догоспитальном и госпитальном этапах. М. - 2002. - 15 с.

33. Маевский Е.И., Розенфельд А.С., Гришина Е.В., Кондрашова М.Н. Коррекция метаболического ацидоза путем поддержания функций митохондрий. -Пущино-на-Оке. 2001. - 155 с.

34. Меныцикова Е.Б., Ланкин В.З., Зенков Н.К., Бондарь И.А., Круговых Н.Ф., Труфанкин В.А.Окислительный стресс. Прооксиданты и антиоксиданты. М. - "Слово". - 2006. - 556 с.

35. Минеева М. Ф., Стволинский С. Л. Влияние гистидинсодержащих дипептидо на тирозингидроксилазу мозга. // Бюлл. Эксп биол мед. 1996. -4.-е. 420- 422.

36. Моралев С.Н., Нестеров В.П., Ягодина О.В. Структура и механизм действия ингибиторов ферментов метаболизма нейромедиаторов. //Нейрохимия. 1996. - 13(13). -с. 168-178.

37. Практикум по биохимии под ред. С. Е. Севериной и Г. А. Соловьевой. М. - МГУ. - 1989. - с. 81-82.

38. Русаков В.В., Долгих В.Т. Влияние карнозина на системную гемодинамику и метаболизм миокарда крыс в раннем постреанимационном периоде. // Бюл. эксп. биол. мед. 1992. - 113(4). -с. 358-360.

39. Стволинский С. Л., Доброта Д. Противоишемическая активность карнозина. // Биохимия. 2000. - 65(7). -с. 849-855.

40. Стволинский С. Л., Федорова Т. Н., Юнева М. О., Болдырев А. А. Защита Cu/Zn СОД карнозином при нарушениях окислительного метаболизма в мозге in vivo. // М. Бюл. эксперим. биол. мед. - 2003а. -135(2).-с. 151-154.

41. Стволинский С. Л., Котлобай А. А., Болдырев А.А. Фармакологическая активность карнозина. // Эксп. клин. фарм. -1995а. 58(2). - с. 66-74.

42. Стволинский С.Л., Ланкин В.З., Болдырев А.А. Влияние карнозина на активность липооксигеназы ретикулоцитов кролика. // Бюлл. эксп. биол. мед. 19956. - 119(1). - с. 40-43.

43. Степанова М.С., Беляев М.С., Стволинский С.Л. Действие карнозина на крыс при гипоксии, отягощенной 3-нитропропионатом. // Нейрохимия.- 2005. 22 (3). - с. 202-206.

44. Федорова Т.Н., Болдырев А.А., Ганнушкина И.В. Перекисное окисление липидов при экспериментальной ишемии мозга. // Биохимия. 1999. - 64. - с. 94-98.

45. Федорова Т.Н., Стволинский С.Л., Доброта Д., Болдырев А.А. Терапевтическое действие карнозина при экспериментальной ишемии мозга. // Вопр. биол. мед. фарм. химии. 2002. -1.-е. 41-44.

46. Хама-Мурад А.Х., Павлинова Л.И., Мокрушин А.А. Роль йонов кальция, эксайтотоксичности и окислительного стресса в патологии инсультов.Перспективные направления терапии. // Нейронауки.- 2007.3 (11).-с. 3-16.

47. Якобсон Л.И., Семенова Т.С., Рубанова Н.А. Влияние кратковременной гипоксии на каталитические и кинетические свойства митохондриальных ферментов. В кн.: Гипоксия и окислительные процессы.// Сб. науч. трудов. -Нижний Новгород. -1992. -с.131-136.

48. Abe К., Aoki М., Kawagoe J., Yoshida Т., Hattori A., Kogure К., Itoyama Y. Ischemic delayed neuronal death : a mitochondrial hypothesis. // Stroke. 1995. - 26. - p. 1478-1489.

49. Abell C. W., Kwan S. W. Molecular characterization of monoamine oxidases A and В.// Prog. Nucleic. Acid Res. Mol. Biol. 2001. - 65. - p. 129-156.

50. Acker Т., Acker H. Cellular oxygen sensing need in CNS function: physiological and pathological implications. // J. Exp. Biol. 2004. - 207. -p. 3171-3188.

51. Alexi Т., Hughes P. E., Faull R. L., Williams C.E., 3-nitropropionc acid's lethal triplet: cooperative pathways of neurodegeneration. // Neuroreport. 1998. - 9(11). - p.54 -57.

52. Ardehali H., Chen Z., Ко Y., Mejia-Alvarez R., Marban E. Multiprotein complex containing succinate dehydrogenase confers mitochondrial ATP-sensitive K+ channel activity. // PNAS. 2004. - 101. -p. 11880-11885.

53. Aruoma, O., and Haliwell, B. (Eds.) Molecular Biology of Free Radicals in Human Diseases. OICA Int., St. Lucia-London. - 1999.

54. Ballanyi K. Protective role of neuronal KAtp channels in brain hypoxia. // J. Exp. Biol. 2004. - 207. - p. 3201-3212.

55. Bauer K. Carnosine and homocarnosine, the forgotten, enigmatic peptides of the brain. //Neurochem. Res. 2005. - 30(10). - p. 1339-1345.

56. Beal M. F. Neurochemistry and toxin models in Huntington's disease. // Curr. Opin. Neurol. 1994. - 7. - p.542-547.

57. Biffo S., Grillo M., Margolis F.L. Cellular localization of carnosine-like and anserine-like immunoreactivities in rodent and avian central nervous system. //Neuroscience. 1990. - 35.(3). - p. 637-51.

58. Binienda Z.K., Ali S.F. Neuroprotective role of L-carnitine in the 3-nitropropionic acid induced neurotoxicity. // Toxicol. Lett. 2001. - 125(1-3). - p. 67-73.

59. Boldyrev A. A., Suslina Z. Carnosine protects against stroke injury. // Europe. Hosp. Manag. J. 1996. - 3. - p. 41-42.

60. Boldyrev A., Bulygina E., Yuneva M., Schoner W. Na/K- ATPasa regulates intracellular ROS level in cerebellum neurons. //Ann. N.Y. Acad. Sci. -2003.- 986.- p. 519-521.

61. Boldyrev, A., Carpenter, D., Huentelman, M., Peters, C., Johnson, P. Sources of reactive oxygen species production in excitotoxin-stimuilated cerebellar granule cells. //Biochem. Biophys. // Res. Commun. 1999. - 256 - p. 320-332.

62. Boldyrev, A., Song, R., Djatlov, V., Lawrence, D., and Carpenter, D. Neuronal cell death and reactive oxygen species. // Cell Mol. Neurobiol. -2000. -20. p. 433-450.

63. Bordi F. and Ugolini A. Group I metabotropic glutamate receptors: implications for brain diseases. // Prog. Neurobiol. -1999.- 59.- p. 55-79

64. Borlongan C.V., Koutouzis Т.К., Freeman T.B., Hauser R.A., Cahill D.W., and Sanberg P.R. Hyperactivity and hypoactivity in a rat model of Huntington's disease: the systemic 3-nitropropionic acid model. // Brain Res. Prot. -1997a. 1 (3) - p. 253-257.

65. Borlongan C.V., Koutouzis Т.К., Sanberg P. R. 3-Nitropropionic acid animal model and Huntington's disease. //Neurosci Biobehav. Rev. 19976. -21(3)-p. 289-293.

66. Bruce-Keller A.J., Umberger G., McFall R., Mattson M.P. Food restriction reduces brain damage and improves behavioral outcome following exitotoxic and metabolic insults. // Ann. Neurol. 1999. - 45(1). -p. 8-15.

67. Buresh J., Bureshova O., Huston J. Techniques and basic experiments for the study of brain and behavior. Amsterdam, N.Y. Elsevier. - 1983. - p. 326.

68. Cai Z., Lin S., Rhodes P.G. Neuroprotective effects of N-acetylaspartylglutamate in a neonatal rat model of hypoxia-ischemia. // Eur. J. Pharmacol. 2002. - 437(3). - p. 139-145.

69. Cartmell J., Schoepp D.D. Regulation of neurotransmitter release by metabotropic glutamate receptors. // J. Neurochem. 2000. -75. - p. 889-907

70. Chan P.H., Chu L., Chen S.F., Carlson E.J., and Epstein C.J. Reduced neurotoxicity in transgenic mice overexpressing human copper-zinc-superoxide dismutase. // Stroke. 1990. - 21(11). - p. 80-82.

71. Chapman A.G., Durmuller N., Lees G.J., Meldrum B.S. Excitotoxicity of NMD A and kainic acid is modulated by nigrostriatal dopaminergic fibres. // Neurosci. Lett. 1989. - 107. - p. 256-260.

72. Cheng Y., Sun A.Y. Oxidative mechanisms involved in kainate-induced cytotoxicity in cortical neurons. // Neurochem. Res. 1994. -19(12).-p. 1557-1564.

73. Choi S.Y., Kwon H.Y., Kwon O.B., and Kang J.H. Hydrogen peroxide-mediated Cu,Zn-superoxide dismutase fragmentation: protection by carnosine, homocarnosine and anserine. // Biochim Biophys Acta. 1999. - 1472(3).-p. 651-657.

74. Chopra M., Yao Y., Blake T.J., Hampson D.R., Johnson E.C. The Neuroactive Peptide N-Acetylaspartylglutamate Is Not an Agonist at the Metabotropic Glutamate Receptor Subtype 3 of Metabotropic Glutamate Receptor. // JPET. 2009. - 330. - p. 212-219.

75. Cohen G., Spina M.B. Deprenyl suppresses the oxidant stress associated with increased dopamine turnover. // Ann. Neurol. 1989. -26(5). -p. 689-690.

76. Collingridge G. Synaptic plasticity. The role of NMDA receptors in learning and memory. //Nature. 1987. - 330(6149). -p. 604-605.

77. Corse A.M., Thomas A.G., Coccia C.F., Rothstein J.D., Slusher B.S. NAALADase inhibition protects motor neurons against chronic glutamate toxicity. // Soc.Neurosci. 1997.-23. -p. 2301.

78. Cortopassi G., Wang E. Modelling the effects of age-related mtDNA mutation accumulation; complex I deficiency, superoxide and cell death. // Biochim. Biophys. Acta. 1995. - 1271(1). - p. 171-176.

79. Coyle J.T., Puttfarcken P. Oxidaive stress, glutamate, and neurodegenerative disorders. // Science. 1993. - 262. - p. 689-695.

80. Cussocrea S., Riley D. P., Caputy A. P., Salvemini D. Antioxidant Therapy: A new pharmacological approach in shock, inflammation, and ischemia/reperfusion injury. // Pharmacol. Rev. 2001.- 53. - p. 135-159.

81. De Grauw T.J., Myers R.E., Scott W.J. Fetal growth retardation in rats from different levels of hypoxia. //Biology of the Neonate -1986. 49. - p. 85-89.

82. Denko N.C., Fontana L.A., Hudson K.M., Sutphin P.D., Raychaudhuri S., Altman R., Giaccia A.J. Investigating hypoxic tumor physiology through gene expression patterns. // Oncogene. 2003. - 22. - p. 5907-5914.

83. Ditelberg J.S., Sheldon R.A., Epstein C.J. and Ferriero D.M. Brain injury after perinatal hypoxia-ischemia is exacerbated in copper/zinc superoxide dismutase transgenic mice. // Pediatric Research. 1996. - 39. -p. 204-208.

84. Dodd P.R., Hardy J.A., Oakley A.E., Edwardson J.A., Perry E.K., and Delaunoy J.P. A rapid method for preparing synaptosomes: comparison, with alternative procedures. // Brain Res. 1981. - 7. - 226(1-2). - p. 107118.

85. Dong, W.Q., Schurr A., Reid K.H., Shields C.B, West C.A. The rat hippocampal slice preparation as an in vitro model of ischemia. // Stroke. -1988. 19. - p. 498-502.

86. Droge W. Free radicals in the physiological control of cell function. // Physiol. Rev. 2002. - 82. - p. 47-95.

87. Elliott S J., Lacey D.J., Chilian W.M., Brzezinska A. K. Peroxynitrite is a contractile agonist of cerebral artery smooth muscle cells. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 1998. - 275. - p. 1585-1591.

88. Filloux F., Wamsley J.K. Dopaminergic modulation of excitotoxicity in rat striatum: evidence from nigrostriatal lesions. //Synapse. 1991. - 8. -p. 281-288.

89. Fridovich, I. Fundamental aspects of reactive oxygen species, or what's the matter with oxygen? // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1999. - 893. - p. 13-18.

90. Fu Y.T., He F.S., Zhang S.L., Zhang J.S. Lipid peroxidation in rats intoxicated with 3-nitropropionic acid. // Toxicon. 1995. - 33(3). - p. 327331.

91. Fuhrman S., Palkovits M., Cassidy M., Neale J.H. The regional distribution of N-acetylaspartylglutamate (NAAG) and peptidase activity against NAAG in the rat nervous system. // J. Neurochem. 1994. - 62. - p. 275-281.

92. Gallant S., Kukley M., Stvolinsky S.L. Bulygina E. R., Boldyrev A. A. Effect of carnosine on rats under experimental brain ischemia. // Tohoku J. Exp. Med. 2000. -191. - p. 85-99.

93. Garrett M.C., Soares-da-Silva P. Role of type A and В monoamine oxidase on the formation of 3,4-dihydroxyphenylacetic acid (DOPAC) intissues from the brain of the rat. //Neuropharmacology. 1990. - 29(10). - p. 875-879.

94. Garthwaite G., Garthwaite J. Receptor-linked ionic channels mediate N-methyl-D-aspartate neurotoxicity in rat cerebellar slices. // Neurosci. Lett. 1987.-83.-p. 241-246.

95. Girouard H., Wang G., Gallo E.F., Anrather J., Zhou P., Pickel V.M., Iadecola C. J. NMDA receptor activation increases free radical production through nitric oxide and NOX2. //Neurosci. 2009. - 29. - p. 2545-2552.

96. Globus M.Y., Ginsberg M.D., Dietrich W.D., Busto R., Scheinberg P. Substantia nigra lesion protects against ischemic damage in the striatum. // Neurosci. Lett. 1987. - 80(3). - p. 251-256.

97. Goldberg M. P., Choi D. W. Combined oxygen and glucose deprivation in cortical cell culture: calcium-dependent and calcium-independent mechanisms of neuronal injury. // J. Neurosci. -1993. 13. - p. 3510-3524.

98. Golden T. R., Patel M. Catalytic antioxidants and neurodegeneration. // Antioxid. Redox. Signal. 2008.

99. Gotz M.E., Freyberger A., Riederer P. Oxidative stress: a role in the pathogenesis of Parkinson's disease. // J. Neural. Transm. Suppl. 1990. -29.-p. 241-9.

100. Grotta J. Why do all drugs work in animals but none in stroke patients? 2. Neuroprotective therapy. // J. Intern. Med. 1995. - 237. - p. 8994.

101. Guo Z., Kindy M.S., Rruman I., Mattson M.P. ALS-linked Cu/Zn-SOD mutation impairs cerebral synaptic glucose and glutamate transport andexacerbates ischemic brain injury. // J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 2000. -20(3). - p. 463-468.

102. Guyot M. C., Hantaraye P., Dolan R. et al Quantifiable bradykinesia, gait abnormalities and Huntington's disease-like striatum lesions in rats chronically treated with 3-nitropropionic acid. //Neuroscience. 1997. - 79. -p. 45-56.

103. Hajos F. An improved method of preparation of synaptosomal fraction of high purity. //Brain Res. 1975-- 93. - p. 185-189.

104. Halliwell В.; Gutteridge J.M.C. Role of free radicals and catalytic metal ions in human disease: an overview. // Methods in Enzymololy. -1990.- 186.-p. 1-85.

105. Halliwell, В., and Gutteridge, J.M.C. Free radicals in biology and medicine, 1999.

106. Hess S.D., Pasieczny R., Rao S.P., Jachec C., Varney M.V., Johnson E.C. Activity of N-acetylaspartylglutamate at human recombinant glutamate receptors. // Soc. Neurosci. 1999. -25.- p. 975.

107. Hossmann, K.-A. Experimental models for the investigation of brain ischemia. // Cardiovasc. Res. 1998. - 39. - p. 106-120.

108. Ни X. Т., White F.J. Dopamine enhances glutamate-induced excitation of rat striatal neurons by cooperative activation of D1 and D2 class receptors. //Neurosci. Lett. 1997. -224. - p. 61-65.

109. Iasnetsov V.V., Voronina T.A. Effect of semax and mexidol on brain ischemia models in rats. // Eksp. Klin. Farmakol. 2009. - 72(1). - p. 68-70.

110. Johnson J.R., Robinson B.L., AH S.F., Binuenda Z. Dopamine toxicity following long term explosure to low doses of 3-NPA in rats. // Toxicol. Lett.-2000. 116-(l-2).-p. 113-118.

111. Johnston M.V., Trescher W.H., Ishida A., Nakajima W. Neurobiology of hypoxic-ischemic injury in the developing brain. // Pediatr. Res. 2001. -49(6).-p. 735-741.

112. Khama-Murad A.X., Pavlinova L.I., Mokrushin A.A. Neurotropic effect of exogenous L-carnosine in cultured slices of the olfactory cortex from rat brain. // Bull. Exp. Biol. Med. 2008. 146.(1). - p. 1-3.

113. Kim S.H., Won S.J., Мао X.O., Jin K., Greenberg D.A. Molecular mechanisms of cannabinoid protection from neuronal excitotoxicity. // Mol. Pharmacol. 2006. - 69. - p. 691-696.

114. Kinouchi H., Epstein C. J., Mizui Т., Carlson E., Chan S.F., Chan P. H. Attenuation of focal cerebral ischemic injury in transgenic mice overexpressing Cu,Zn -superoxidedismutase. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. . -1991.-88.-p. 11158- 11162.

115. Klebanoff S. J. Myeloperoxidase: friend and foe. // J. Leukoc. Biol. -2005. 77. -p. 598-625.

116. Kondoh Т., Lee S.H., Low W.C. Alterations in striatal dopamine release and reuptake under conditions of mild, moderate, and severe cerebral ischemia. //Neurosurgeiy. 1995. - 37(5). -p. 948-954.

117. Konradi C., Riederer P., Youdim M.B. Hydrogen peroxide enhances the activity of monoamine oxidase type-B but not of type-A: a pilot study. // J. Neural. Transm. Suppl. 1986. - 22. - p. 61-73.

118. Kurella E., Tyulina O., Boldyrev A.A. Oxidative resistanse of Na, K-ATPase. // Cell. Mol. Neurobol. 1999. - 19(1). - p. 133-140.

119. Lafon-Cazal M., Pietri S., Culcasi M., and Bockaert J. NMDA-dependent superoxide production and neurotoxicity. // Nature. 1993. - 364. -p. 535-537.

120. Lea P.M., Wroblewska В., Neale J.H., Sarvey J.M. В -NAAG rescues LTP from blockade by NAAG in rat dentate gyrus via mGluR3 receptor. // Soc. Neurosci. 1999. - 25. - p.1231.

121. Li C., Jackson R. M. Reactive species mechanisms of cellular hypoxia-reoxygenation injury. // Am. J. Cell. Physiol. 2002. - 282. - p. 227-241.

122. Lowry O.H., Rosebrough N. J., Farr A.L. and Randall R. J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. // J. Biol. Chem. 1951. -193(1).-p. 265-275.

123. Maragos W. F., Tillman P. A., Jakel R. J. Clorgyline and deprenyl attenuate striatal malonate and 3-nitropropionic acid. // Brain Research. -1999.-834.-p. 168-172.

124. Maragos W.F., Jakel R.J., Pang Z., Geddes J.W., 6-Hydroxydopamine injections into the nigrostriatal pathway attenuate striatal malonate and 3-nitropropionic acid lesions. // Exp. Neurol. 1998. - 154. - p. 637-644.

125. Maragos W.F., Zhu J., Chesnut M.D., and Dwoskin L.P. Mitochondrial toxin inhibition of (3)H.dopamine uptake into rat striatal synaptosomes. // Biochem. Pharmacol. 2002. - 63(8). - p. 1499-505.

126. Maruyama W., Takahashi Т., Naoi M. Deprenyl protects human dopaminergic neuroblastoma SH-SY5Y cells from apoptosis, induced by peroxynitrite and nitric oxide. // J. Neurochem. 1998. - 70. - p. 2510-2515.

127. Matsui Y., Kumagae Y. Monoamine oxidase inhibitors prevent striatal neuronal necrosis induced by transient forebrain ischemia. // Neurosci. Lett. 1991.- 126(2).-p. 175-178.

128. Maurissen J. P. J., Hoberman Alan M., Garman R.H., Hanley, T. R. Lack of selective developmental neurotoxicity in rat pups from dams treated by gavage with chlorpyrifos. // Toxic. Sci. 2000. -57. -p. 250-263.

129. McCracken E., Dewar D., Hunter A.J. White matter damage following systemic injection of the mitochondrial inhibitor 3-nitropropionic acid in rat. // Brain. Res. 2001. - 892(2). - p. 329-335.

130. McGrow C.P. Experimental cerebral infarction effects of pentobarbital in Mongolian gerbils. // Arch. Neurol. 1997. - 34. - p. 334336.

131. McLaughlin B.A., Nelson D., Erecinska M., Chesselet M.F. Toxicity of dopamine to striatal neurons in vitro and potentiation of cell death by a mitochondrial inhibitor. // J. Neurochem. 1998. - 70. - p. 2406-2415

132. Misra H.P., Fridovich J. The role of superoxide anion in the autoxidation of epinephrine and a simple assay for superoxide dismutase. // Biochemistry. 1972. - 247. - p. 3170-3175.

133. Мою M.A., Almeida A., Bolanos J.P., Lizasoain I. Mitochondrial respiratory chain and free radical generation in stroke. // Free Radic. Biol. Med. 2005. - 39. - p. 1291-1304.

134. Morris R.G., Garrud P., Rawlins J.N., O'Keefe J. Place-navigation impaired in rats with hippocampal lesions. // Nature. 1982. - 297. -p. 681683.

135. Nagai К., Niijima A., Yamano Т., Otani H., Okumra N., Tsuruoka N., Nakai M., Kiso Y. Possible Role of L-Carnosine in the Regulation of Blood Glucose through Controlling Autonomic Nerves. // Exp.Biol.Med. 2003. -228.-p. 1138-1145.

136. Nagaoka, A., Iwatsuka H., Suzuoki Z., Okamoto K. Genetic predisposition to stroke in spontaneously hypertensive rats. // Am. J. Physiol. 1976. - 230. - p. 1354-1359.

137. Nash J.F., Yamamoto B.K. Effect of D-amphetamine on the extracellular concentrations of glutamate and dopamine in iprindole-treated rats. // Brain. Res. 1993 - 627. - p. 1-8.

138. Neale J.H., Bzdega Т., Wroblewska B. N-Acetylaspartylglutamate: the most abundant peptide neurotransmitter in the mammalian central nervous system. // J. Neurochem. 2000. - 75 (2). - p. 443-452.)

139. Nicoletti F., Bruno V., Copani A., Casabona G., Knopfel T. Metabotropic glutamate receptors: a new target for the therapy of neurodegenerative disorders?// Trends Neurosci. -1996. 19. - p. 267-271.

140. Nony P.A., Sallet A.C., Rountree R.L., Ye X., Binienda Z. 3-NPA produces hypothermia and inhibits histochemical labeling of succinate dehydrogenase (SDH) in rat brain. // Metab. Brain Dis. 1999. - 14(2). - p. 83-94.

141. Nyakas C., Buwalda В., Luiten P.G. Hypoxia and brain development // Progr. Neurobiol. 1996 - 49. - p. 1-51.

142. O'Dowd A., Miller D.J. Analysis of an HI receptor-mediated, zinc-potentiated vasoconstrictor action of the histidyl dipeptide carnosine in rabbit saphenous vein. // Br. J. Pharmacol. 1998. - 125(6). - p. 1272-80.

143. Olanow C.W. A radical hypothesis of neurodegeneration. // Trends Neurosci. 1993. - 16. - p. 439-444.

144. Olney J. W. Brain lesions, obesity, and other disturbances in mice treated with monosodium glutamate. // Science. 1969-164. - p. 719-721.

145. Orlando L.R., Luthi-Carter R., Standaert D.G., Coyle J.T., Penney J.B .J, Young A.B. N-Acetylaspartylglutamate (NAAG) protects against rat striatal quinolinic acid lesions in vivo. // Neurosci. Lett. 1997. - 236. - p. 91-94.

146. Oyama Y., Carpenter D.O., Chikahisa L., Okazaki E. Flow-cytometric estimation on glutamate- and kainate-induced increases in intracellular Ca2+ of brain neurons: a technical aspect. // Brain Res. 1996. - 728.(1). - p. 121124.

147. Passani L.A., Vonsattel J.P., Coyle J.T. Distribution of N-acetylaspartylglutamate immunoreactivity in human brain and its alteration in neurodegenerative disease. // Brain Res. 1997. - 772(1-2). - p. 9-22.

148. Perrin D., Mamet J., Scarna H., Roux J.C., Berod A., Dalmaz Y. Long-term prenatal hypoxia alters maturation of brain catecholaminergic systems and motor behavior in rats. // Synapse. 2004. - 54(2) - p. 92-101.

149. Peyronnet J., Roux J.C., Geloen A., Tang L.Q., Pequignot J.M., Lagercrantz H., Dalmaz Y. Prenatal hypoxia impairs the postnatal development of neural and functional chemoafferent pathway in rat // J Physiol. 2000. - 524. - p. 525-537.

150. Pliss L., Jezova D., Mares V., Balcar V.J., St'astny F. N-Acetyl-L-aspartyl-L-glutamate changes functional and structural properties of rat blood-brain barrier. //Neurosci. Lett. 2002. - 317.(2). - p. 85-88.

151. Powell C. S., Jackson R. M Mitochondrial complex I, aconitase, and succinate dehydrogenase during hypoxia-reoxygenation: modulation of enzyme activities by MnSOD. //Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. -2003.-285.-p. 189-198.

152. Pulsinelli W. A., Brierley J.V. A new model of bilateral hemispheric ischemia in the un-anaesthetized rat. // Stroke. 1979. - 10. - p. 267-272.

153. Rajanikant G.K., Zemke D., SenutM.-C., Frenkel M.B., Chen A.F., Gupta R., Majid A. Carnosine Is Neuroprotective Against Permanent Focal Cerebral Ischemia in Mice. // Stroke. 2007. - 38. - p. 3023-3031.

154. Reynolds D.S., Carter R.J., Morton A.J. Dopamine modulates the susceptibility of striatal neurons to 3-nitropropionic acid in the rat model of Huntington's disease. // J. Neurosci. 1998. - 18(23). - p. 10116-10127.

155. Reynolds I. J. , Hastings T. G. Glutamate induces the production of reactive oxygen species in cultured forebrain neurons following NMDA receptor activation. J. Neurosci. 1995. - 15. - p. 3318-3327.

156. Riederer P., Youdim M.B.H. Monoamine oxidase activity and monoamine metabolism in brains of parkinsonian patients treated with L-deprenyl. // J. Neurochem. 1986. - 46(5). - p. 1359-1365.

157. Salganik R., Dikalova A., Dikalov S., La D., Bulygina E., Stvolinsky S., Boldyrev A. Antioxidant selectively protecting neurochemical function in rats overproducing reactive oxygen species. // J. Anti-Aging Medicine. -2001.-4(1).-p. 49-54.

158. Sekiguchi M., Wada K., Wenthold R.J. (1992) N-Acetylaspartyl-glutamate acts as an agonist upon homomeric NMDA receptor (NMDAR1) expressed in Xenopus oocytes. // FEBS Lett. 311. - p. 285-289.

159. Shen Y., Fan Y., Dai H., Fu Q., Hu W., Chen Z. Neuroprotectiveeffect of carnosine on necrotic cell death in PC 12 cells. // Neurosci Lett. 2007.-414.-p. 145-9.

160. Slivka A., Brannan T.S., Weinberger J., Knott P.J., Cohen G. Increase in extracellular dopamine in the striatum during cerebral ischemia: a studyutilizing cerebral microdialysis. // J. Neurochem. 1988. - 50. - p. 17141718.

161. Song D., Marczis J., Olano M., Kovach A.G., Wilson D., Pastuszko A. Effect of hemorrhagic hypotension on cortical oxygen pressure and striatal extracellular dopamine in cat brain. // Neurochem. Res. 1997. -22(9).-p. 1111-1117.

162. Sorescu D., Somers V.J., Lassegue В., Grant S., Harrison D.G., Griendling K.K. Electron spin resonance characterization of the NAD(P)H oxidase in vascular smooth muscle cells. Free Radic. Biol. Med. - 2001. -30. - p. 603-612.

163. Stvolinsky S., Kukley M., Dobrota D. Mezesova V., Boldyrev A. Carnozine protects rats under global ischemia. // Br. Res. Bull. 2000. -53(4).-p. 445-448.

164. Sureda F.X., Viu E., Zapata A., Capdevila J.L., Camins A., Escubedo E., Camarasa J., Trullas R. Modulation of NMDA-induced cytosolic calcium levels by ACPC in cultured cerebellar granule cells. // Neuroreport 1996. -7.-p. 1824-1828.

165. Tabrizi S.J., Cleeter M.W., Xuereb J., Taanman J.W., Cooper J.M., Schapira A.H. Biochemical abnormalities and excitotoxicity in Huntington's disease. //Ann. Neurol. 1999. - 45(1). - p. 25-32.

166. Tabrizi S.J., Workman J., Hart P.E., Mangiarini L, Mahal A., Bates G., Cooper J.M., and Schapira A.H. Mitochondrial dysfunction and free radical damage in the Huntington R6/2 transgenic mouse. //Ann. Neurol. -2000. 47(1). - p. 80-86

167. Thomas A.G., Vornov J.J., Olkowski J.L., Merion A.T., Slusher B.S. N-Acetylated alpha -Linked Acidic Dipeptidase Converts N

168. Acetylaspartylglutamate from a Neuroprotectant to a Neurotoxin. // JPET. -2000. 295. - p. 16-22.

169. Uyama O., Matsumata Т., Michishita H., Nakamura H., Sugita M. Protective effects of human recombinant superoide dismutase on transient ischemic injury of CA1 neurons in gerbils. // Stroke. 1992. - 23. - p. 75-81.

170. Valivullah H.M., Lancaster J., Sweetnam P.M., Neale J.H. (1994) Interactions between N-acetylaspartylglutamate and AMP A, kainate, and NMDA binding sites. // J. Neurochem. 63. - p.1714-1719.

171. Vila M., Wu D.C. Przedborski S. Engeneered modeling and the secrets of Parkinsons disease. // TINS. 2001. - 24(11). - p. S49-S54.

172. Villmann C., Becker C.-M. On the hypes and falls in neuroprotection: targeting the NMDA receptor. //Neuroscientist. 2007. - 13. -p. 594-615.

173. Wang, Q., Tompkins K. D., Simonyi A., Korthuis R.J., Sun A.Y., and Sun G.Y. Apocynin protects against global cerebral ischemia-reperfusion-induced oxidative stress and injury in the gerbil hippocampus. // Brain Res. -2006. 1090(1)- 182-189.

174. Westbrook G., Mayer M.L., Namboodiri M.A.A., Neale J.H. (1986) High concentrations of N-acetylaspartylglutamate (NAAG) selectively activate NMDA receptors on mouse spinal cord neurons in cell culture. // J. Neurosci. 6. - p. 3385-3392.

175. Yourick D.L., Koenig M.L., Long J.B. (1998) N-Acetylaspartylglutamate (NAAG) attenuates hypoxia- and NMDA-induced cell death in spinal cord cultures. // Soc. Neurosci. 24. -p.463.

176. Yuksel M., Haklar G, Yalsin A. S. Chemiluminescence detection of reactive oxygen and nitrogen species in 3-NPA-induced Huntington disease model in rats. // p. 167-171.

177. Yuneva M. O. Bulygina E.R., Gallant S.C., Kramarenko G.G., Stvolinsky S.L., Semyonova M.L., Boldyrev A.A. effect of carnosine on age-induced changes in SAM. // J. Anti-aging medicine. 1999. - 2(4). - p. 337-342.

178. Yuneva M., Bulygina E., Gallant S., Kramarenko G., Stvolinsky S., Semenova M., Boldyrev A. Effect of carnosine on age induced changes in senescence accelerated mice (SAM). // J. Anti-Aging Medicine. 1999. -2(4). -p. 337-342.

Информация о работе

Степанова, Мария Сергеевна
кандидата биологических наук
Москва, 2009
ВАК 03.00.04

Диссертация

Коррекция окислительного стресса мозга с помощью природных и синтетических антиоксидантов - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы