Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Изучение MAXI-K+-каналов и потенциал-управляемых K+-каналов семейств Kv1, Kv2 в гладкомышечных клетках мелких артерий

ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Лысенко, Наталья Николаевна

СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

§1.1. Физиологическая роль калиевых каналов гладких мышц артерий

§1.2. Типы К+-каналов

§ 1.2.1. Ку-каналы

§ 1.2.2. Kca-каналы

§ 1.2.3. KiR-каналы

4 ■ § 1.2.4. Кдтр-каналы

§1.3. Потенциал-управляемые К+-каналы семейств Kv 1, Kv

§1.3.1. Молекулярная организация Kv 1, Kv2 К+-каналов

§ 1.3.2. Физиология Kvl, Ку2 К+-каналов

§ 1.3.3. Фармакология Kvl, Ку2 К+-каналов

§ 1.4. Мах1*-К+-каналы

§ 1.4.1. Молекулярная организация тахьК+-каналов

§ 1.4.2. Физиология тах1-К+-каналов

§ 1.4.3 Фармакология тахьК+-каналов г

ГЛАВА II МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

§2.1. Объект исследований

§ 2.2. Растворы

§ 2.3. Методы получения препаратов артерий

§ 2.3.1. Получение изолированной хвостовой артерии крысы

§ 2.3.2. Метод получения препарата axerebralis posterior

§ 2.4. Методы получения изолированных гладкомышечных клеток артерий

§ 2.4.1. Метод получения изолированных гладкомышечных клеток большой хвостовой артерии

§ 2.4.2. Метод получения изолированных гладкомышечных клеток из j a.cerebralis posterior

§ 2.5. Регистрация электрофизиологических свойств свежеизолированных гладкомышечных клеток

§ 2.6. Изучение локализации ионных каналов в стенках axerebralis posterior

§ 2.7. Метод растяжения гладкомышечных клеток

§ 2.8. Реактивы

§2.9. Анализ данных

ГЛАВА III РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

§ 3.1. Изучение вклада тахьК+-каналов в механизм механоэлектрической обратной связи в сосудах

§3.1.1. Изучение механосенситивности изолированных клеток

§ 3.1.2. Изучение эффекта IBTX на тах1-К+-каналы

§ 3.2. Результаты изучения локализации ионных каналов в стенках axerebralis posterior

§ 3.2.1. Изучение локализации ионных каналов семейств Kvl, Kv2 в стенках axerebralis posterior

§3.3. Характеристика выходящего К+-тока

§ 3.4. Характеристика эффекта 4-аминопиридина на Kv-tok

§ 3.5. Характеристика эффекта Correolide на Kv1-tok

§ 3.6. Характеристика эффекта Stromatoxin-1 на Kv2-tok

§ 3.7. Характеристика эффекта Agitoxine-З и Hongotoxin-1 на потенциал-управляемый К+-ток

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изучение MAXI-K+-каналов и потенциал-управляемых K+-каналов семейств Kv1, Kv2 в гладкомышечных клетках мелких артерий"

В современных условиях, проблемы мозгового кровообращения приобретают все большую значимость в связи с такими заболеваниями как мигрень и инсульт. Ученые ищут возможности создания лекарственных препаратов, дающих быстрый и максимально селективный эффект без побочного влияния. Одним из направлений в этих поисках является изучение потенциал-управляемых К+-каналов, играющих важнейшую роль в регуляции работы мелких артерий, и влияния ингибиторов на функцию этих каналов а, следовательно, на работу сосудов.

Изменение функции К+-каналов в гладких мышцах может явиться причиной патологий в сосудистой системе: вазоспазм, гипертензия, ишемия, гипотензия при эндотоксическом шоке, и изменение реактивности сосудов при диабете [82]. Артерии находятся в частично сокращенном состоянии, в котором они могут дополнительно сужаться или расслабляться в зависимости от состояния окружающих тканей. Значительная часть артериального тонуса определяется трансмуральным давлением и называется миогенным тонусом, и является важной определяющей периферического сосудистого сопротивления и кровяного давления. Мембранный потенциал гладкомышечных клеток артерий, регулируемый калиевыми каналами, является важным регулятором тонуса артерий и, следовательно, их диаметра [82]. Активация калиевых каналов в мембране клеток гладких мышц артерий увеличивает выход К+, являясь причиной гиперполяризации мембраны, которая инактивирует потенциал-зависимые Са2+-каналы, уменьшает вход Са2+ и приводит к вазодилятации. Потенциал-управляемая инактивация К+-каналов лежит в основе вазоконстрикции. Из литературных данных известно, что при стимуляции катионных механосенситивных каналов [24] осуществляется вход Са2+ в клетку, и это приводит к повышению концентрации цитозольного Са2+ до микромолярного уровня, вызывая активацию Са2+-зависимых тахьК+-каналов. Поскольку электромеханическое сопряжение связано с поступлением из внешней среды через потенциал-управляемые ионные каналы ионов Са2+, изучение maxi-K+-каналов приобретает большое значение для исследование механизмов механоэлектрической обратной связи в сосудах. Все изучаемые гладкомышечные клетки сосудов имеют, по крайней мере, один К+-ток, активируемый деполяризацией мембраны [12, 13, 19,26, 41, 52, 53, 57, 74, 84, 88, 103, 116, 117, 118, 121]. Потенциал-управляемые К+-каналы идентифицированы в одиночных гладкомышечных клетках из коронарного, мозгового, почечного, брыжеечного и легочного сосудистого сплетений [18, 26, 41, 52, 57, 74, 103, 116, 117, 118]. Мозговые артериолы контролируют кровоток в области корковых нейронов и являются значительным компонентом периферического сопротивления сосудов, определяющего кровяное давление. Анализ литературных данных показал, что известно наличие экспрессии отдельных подсемейств потенциал-управляемых К+-каналов в мелких мозговых сосудах [3, 85, 93, 94] и определены селективные ингибиторы для некоторых подсемейств этих К+-каналов. Роль потенциал-управляемых К+-каналов семейства Kyi и Ку2 в работе мелких мозговых артерий изучена недостаточно [3]. В связи с этим необходимо изучить влияние специфических блокаторов на К+-ток, для более полного описания эффекта исследуемых ингибиторов.

Исходя из изложенного, целью настоящей работы явилось изучение тахг-К+-каналов и потенциал-управляемых К+-каналов семейств Kyi, Kv2 в К+-ток гладкомышечных клеток мелких артерий. Исходя из поставленной цели, были сформулированы следующие задачи:

1. Изучение реакции гладкомышечных клеток на растяжение и исследование механизма этого явления.

2. Изучение влияния аксиального растяжения клетки на проводимость шахьК+-каналов.

3. Изучение локализации ионных К+-каналов в мембране гладкомышечных клеток.

4. Изучение биофизических свойств выходящего К+-тока в изолированных гладкомышечных клетках.

5. Изучение эффекта 4-аминопиридина на выходящий К+-ток в свежеизолированных гладкомышечных клетках.

6. Изучение влияния Correolide и Correolide Compound на выходящий К+-ток в свежеизолированных гладкомышечных клетках.

7. Изучение влияния Stromatoxine-1 на выходящий К+-ток в свежеизолированных гладкомышечных клетках.

8. Изучение влияния Agitoxine-З и Hongotoxin-1 на выходящий К+-ток в свежеизолированных гладкомышечных клетках.

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Лысенко, Наталья Николаевна

выводы

1. Растяжение изолированных гладкомышечных клеток мелких артерий приводит к появлению механосенситивного тока. Гадолиний в концентрации 5 jjM блокирует, вызванный растяжением клетки, входящий ток. Следовательно, гладкомышечные клетки мелких артерий содержат механосенситивные ионные каналы, которые, по-видимому, катионнеселективны.

2. В изолированных гладкомышечных клетках мелких артерий показано наличие тахьК+-каналов, которые ингибируются селективным блокатором ибериотоксином. Величина тока через тахьК+-каналы модулируется растяжением клетки, либо посредством прямого увеличения натяжения мембраны, либо посредством увеличения внутриклеточной концентрации Са2+, вызванной его входом через механосенситивные каналы.

3. В изолированных гладкомышечных клетках a.cerebralis posterior иммуногистохимическим методом обнаружено прокрашивание мембраны гладкомышечных клеток артерий антителами против Kv1.5 и Ку1.6 каналов, при этом не наблюдается окрашивания мембраны антителами против Kvl.l, Kv1.2, Kv1.3, Kv1.4 и Kv2.1 каналов. Эти результаты свидетельствуют о вероятной экспрессии Kv1.5 и Ку1.6 каналов в исследуемых гладкомышечных клетках.

4. В изолированных гладкомышечных клетках a.cerebralis posterior методом patch-clamp в конфигурации whole-cell на фоне ингибирования тах1-К+-каналов ибериотоксином, выявлено существование каналов, принадлежащих к семейству Kyi, подсемействам Kv1.5 и Kv1.6 каналов.

5. Специфические блокаторы Kvl-5 и Ку1.6 каналов Correolide и Correolide С в концентрации 0.3 рМ и 0.03 рМ соответственно, ингибируют более 50% максимального выходящего К+-тока при всех значениях потенциалов вольт-амперной характеристики, не оказывая влияния на активацию и инактивацию Ку тока, следовательно Correolide является селективным ингибитором Kyi каналов.

6. Специфический блокатор Ку2.1 и Kv2.2 каналов Stromatoxin-1 в концентрации 0.1 рМ ингибирует 30% максимального выходящего К+-тока при всех значениях потенциалов вольт-амперной характеристики, смещает кривую инактивации влево, не влияя на активацию Ку тока. Поскольку иммуногистохимический анализ не выявил наличия экспрессии Ку2 каналов, можно предположить неспецифическое действие Stromatoxin-1 на другие К+-каналы мембраны.

7. Специфические б локаторы других подсемейств KV1 каналов Agitoxine-3 (Ку1.3, Ку1.6) и Hongotoxin-1 (Kyl.l, Ку1.3) в концентрации 0.1 рМ не выявили ингибирования максимального выходящего К+-тока при всех значениях потенциалов вольт-амперной характеристики, что свидетельствует о возможной экспрессии Ку1.5 и Ку1.6 каналов в исследумых клетках в виде гетеромультимеров.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, в представленной работе было показано что растяжение гладкомышечных клеток приводит к появлению механосенситивного тока через катионнеселективные механосенситивные каналы. Обнаружено, что проводимость тахьК+-каналов модулируется растяжением клетки, либо посредством прямого увеличения натяжения мембраны, либо посредством увеличения внутриклеточной концентрации 2+

Са , вызванной его входом через механосенситивные каналы. Впервые в изолированных гладкомышечных клетках a.cerebralis posterior крыс линии Wistar с помощью метода иммуногистохимии показано наличие Ку1.5 и Kv1.6 каналов, экспрессирующихся как гетеротетрамер. Методом patch-clamp в конфигурации whole-cell на фоне блокирования тах!-К+-каналов был исследован К+-ток через этот гетеротетрамер, обладающий следующими характеристиками: полумаксимальная активация составила -7.6 ± 2.3 mV, полумаксимальная инактивация тока составила -39.0 ± 1.8 mV. Специфические блокаторы Ку1.5 и Ку1.6 каналов Correolide и Correolide С в концентрации 0.3 цМ и 0.03 цМ соответственно, ингибируют более 50% тока при всех значениях потенциалов вольт-амперной характеристики, не оказывая влияния на активацию и инактивацию Ку-тока. Эффект усовершенствованной формулы ингибитора Correolide С был исследован впервые. Также, впервые, на гладкомышечных клетках a.cerebralis posterior был исследован эффект специфического блокатора Kv2.1 и Kv2.2 каналов Stromatoxin-1. Поскольку иммуногистохимический анализ не выявил наличия экспрессии Ку2 каналов в гладкомышечных клетках a.cerebralis posterior, можно предположить что они экспрессируются, но плотность их расположения в мембране низка, что и объясняет эффект Stromatoxin-1 на выходящий К+-ток мембраны гладкомышечных клеток мелких артерий. Результаты иммуногистохимических исследований каналов семейства Kyi подкреплены исследованием специфических ингибиторов других подсемейств KV1 каналов Agitoxine-З и Hongotoxin-1. Эксперменты с использованием ингибиторов методом patch-clamp в конфигурации whole-cell на фоне блокирования тахьК+-каналов ибериотоксином, не выявили изменения К+-тока, что, возможно, указывает на существовании экспрессии Ку1.6 каналов в виде гетеротетрамера с каналами подсемейства Kv1.5.

Полученные данные демонстрируют важную роль тахьК+-каналов и потенциал-управляемых К+-каналов в работе мелких артерий, открывают возможности более подробного исследования растяжения гладкомышечных клеток и роли механосенситивных каналов совместно с К+-каналами в работе мелких артерий, которые играют важную роль в функционировании сосудистой системы.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Лысенко, Наталья Николаевна, Москва

1. Adelman J.P., K.-Z. Shen, М.Р. Kavanaugh, R.A. Warren, Y.-N. Wu, A. Lagrutta, C.T. Bond, R.A. North. Calcium-activated potassium channels expressed from cloned complementary DNAs. Neuron 9: pp.209-216, 1992.

2. Aiyar J., Withka J.M., Rizzi J.P., Singleton D.H., Andrews G.C., Lin W., Boyd J., Hanson D.C., Simon M., Dethlefs B. Topology of the pore-region of a K+ channel revealed by the NMR-derived structures of scorpion toxins. Neuron 15, pp. 1169-1181, 1995.

3. Albarwani S., Leah T. Nemetz, Jane A. Madden, Ann A. Tobin, Sarah K. England, Phillip F. Pratt, Nancy J. Rusch. Voltage-gated K+ channels in rat small cerebral arteries: molecular identity of functional channels. J. Physiol. 551.3, pp. 751-763, 2003.

4. Albrecht В., Lorra C., Stocker M., Pongs O. Cloning and characterization of a human delayed rectifier potassium channel gene. Receptors Channels 1, pp.99-110. 1993.

5. Anderson C.S., R. MacKinnon, C. Smith, C. Miller. J. Gen. Physiol. 91, pp.317-333, 1988.

6. Ashcroft S.J.H., Ashcroft F.M. Properties and functions of ATP-sensitive K-channels. Cell Signal 2, pp. 197-214. 1990.

7. Atkinson N.S., Robertson G.A., Ganetsky B. A component of calcium-activated potassium channels encoded by Drosophila slo locus. Science Wash. DC 253, pp.551-555, 1991.

8. Bardien-Kruger S., Wulff H., Arieff Z., Brink P., Chandy K.G., Corfield V. Characterization of the human voltage-gated potassium channel gene,

9. KCNA7, a candidate gene for inherited cardiac disorders, and its exclusion as a cause of progressive familial heart block I (PFHBI). Eur. J. Human Gen., 10, pp.36-43. 2002

10. Baumann A., Grupe A., Ackermann. A., Pongs O. Structure of the voltage-dependent potassium channel in highly conserved from Drosophila to vertebrate central nervous systems. EMBOJ., 7,pp.2457-2463. 1988.

11. Bayliss W.M. On the local reactions of the arterial wall to changes of internal pressure. J. Physiol. Lond. 28, pp.220-231. 1902.

12. Beech D.J., Bolton T.B. A voltage-dependent outward current with fast kinetics in single smooth muscle cells isolated from rabbit portal vein. J. Physiol. Lond. 412, pp.397-414, 1989.

13. Beech D.J., Bolton T.B. Two components of potassium current activated by depolarization of single smooth muscle cells from rabbit portal vein. J.

14. Physiol. Lond. 418, pp.293-309, 1989.• • 2+

15. Beech DJ. Actions of neurotransmitters and other messengers on Cachannels and K+ channels in smooth muscle cells. Pharmacol. Ther. Vol. 73, No. 2. pp.91-119. 1997.

16. Blatz A.L., Magleby K.L. Calcium-activated potassium channels. Trends Neurosci. 10, pp.463-467, 1987.

17. Bolotina V.M., S. Najibi, J.J. Palacino, P.J. Pagano, R.A. Cohen. Nitric oxide directly activates potassium channels in vascular smooth muscle. Nature Lond. 368, pp. 850-853. 1994.

18. Bonnet P., Rusch N. J., Nelson M.T. Characterisation of an outward K+ current in freshly dispersed cerebral arterial muscle cells. Pfluegers Arch. 418, pp. 292-296, 1991.

19. Bonnet P., Rusch N.J., Harder D.R. Characterisation of an outward K+ current in freshly dispersed cerebral arterial muscle cells. Pfluegers. Arch. 418, pp.292-296, 1991.

20. Boyle J.P., M. Tomasic, M.I. Kotlikoff. Delayed rectifier potassium channels in canine and porcine airway smooth muscle cells. J. Physiol Lond. 447, pp.329-350, 1992.

21. Butler A., Tsunoda, D.P. McCobb, A. Wei, L. Salkoff. mSlo, a complex mouse gene encoding "maxi" calcium-activated potassium channels. Science Wash. DC 261, pp 221-224, 1993.

22. Chandy K.G., Williams C.B., Spencer R.H., Aguilar B.A., Ghanshani S., Tempel B.L., Gutman G.A. A family of three mouse potassium channel genes with intronless coding regions. Science, 247, pp.973-975. 1990.

23. Cheong A., Dedman A.M., Beech D.J. Expression and function of native potassium channel (KVal) subunits in terminal arterioles of rabbit. Journal of Physiology, 534.3, pp.691-700. 2001.

24. Cheong A., Dedman A.M., Xu S.Z., Beech D.J. Kval channels in murine arterioles: differential cellular expression and regulation of diameter. Am J Physiol Heart Circ Physiol 281: H1057-H1065, 2001.1

25. Christensen O. Mediation of cell volume regulation by Ca influx through stretch-activated channels. Nature V.330, pp.66-68. 1987.

26. Christie M.J., Adelman J.P., Douglass J., North R.A. Expression of a cloned rat brain potassium channel in Xenopus oocytes. Science, 244, pp.221-224. 1989.

27. Clapp L.H., Gurney A.M. Outward currents in pulmonary artery cells dissociated with a new technique. Exp. Physiol. 76, pp. 677-693, 1991.

28. Clapp L.H., Tinker A. Potassium channels in the vasculature. Current Opinion in Nephrology&Hypertension, 7, pp.91-98. 1998.

29. Coetzee W.A., Amarillo Y., Chiu J., Chow A., McCormack T., Moreno H., Nada M., Ozaita A., Pountney D., Vega-Saenz de Miera E., Rudy B. Molecular diversity of K+ channels. New York Academy of Sciences, 1999.

30. Cole W.C., A. Carl, K.M. Sanders. Muscarinic suppression of Ca-activated K current in colonic smooth muscle. Am. J. Physiol. 257 {Cell. Physiol. 26): C481-C487, 1989.

31. Cowan C.L., J.J. Palacino, S. Najibi, R.A. Cohen. Potassium channel mediated relaxation to acetylcholine in rabbit arteries. J. Pharmacol. Exp. Ther. 266, pp.1482-1489, 1993.

32. Cox R.H., Folander K., Swanson R. Differential expression of voltage-gated K+ channel genes in arteries from spontaneously hypertensive and Wistar-Kyoto rats. Hypertension; 37, pp. 1315-1322. 2001.

33. Daut J., N. B. Standen, and M. T. Nelson. The role of the membrane potential of endothelial and smooth muscle cells in regulation of coronary blood flow. J. Cardiovasc. Electrophysiol.Vol. 5, no. 2, 1994.

34. Davies A.R., Kozlowski R.Z. Kv channel subunit expression in rat pulmonary arteries. Lung. 179, pp. 147-161.2001.

35. Douglass J., Osborne P.B., Cai Y.C., Wilkinson M, Christie M.J., Adelman J.P. Characterization and functional expression of a rat genomic DNA clone encoding lymphocyte potassium channel. J. Immunol., 144, pp.4841-4850. 1990.

36. Du, C.A. Carl, T.K. Smith, M.A. Khoyi, K.M. Sanders, K.D. Keef. Mechanism of camp induced hyperpolarization in canine colon. J. Pharmacol. Exp. Ther. 268, pp. 208-215, 1994.

37. Escoubas P., Diochot S., Celerier M., Nakajima T., Lazdunski M. Novel tarantula toxins for subtypes of voltage-dependent potassium channels in the Kv2 andKv4 subfamilies. Mol. Pharmacol. Vol. 62, pp.48-57. July 2002

38. Frech G.C., VanDongen A.M., Schuster G., Brown A.M., Joho R.H. A novel potassium channel with delayed rectifier properties isolated from rat brain by expression cloning. Nature, 340, pp.642-645. 1989.

39. Galvez A., Gimenez-Gallego, G., J.P. Reuben, L. Roy-Contancin, P. Feigebaum, G.J. Kaczorowski, M.L. Garcia. J. Biol. Chem. 265, pp. 1108311090. 1990.

40. Garcia M.L., Garcia-Calvo M., Hidalgo P., Lee A., MacKinnon R.• Purification and characterization of three inhibitors of voltage-dependent K+channels from Leiurus quinquestriatus var. hebraeus venom. Biochemistry (33): 1994.

41. Gelband C. H., McCullough J.R. Modulation of rabbit aortic Ca2+-activated K+ channels by pinacidil, cromakalim, and glibenclamide. Am. J. Physiol. 264 (Cell Physiol. 33): C1119-C1127. 1993.

42. Gelband C. H., Hume J. R. Ionic currents in single smooth muscle cells of the canine renal arteiy. Circ. Res. 71: 745-758, 1992.

43. Giangiacomo K.M., Garcia M.L., McManus O.B. Mechanism of iberiotoxin block of the large-conductance calcium-activated potassium channel from bovine aortic smooth muscle. Biochemistry, 31, pp. 6719-6727, 1992.

44. Grissmer S., Dethlefs B., Wasmuth J.J., Goldin A.L., Gutman G.A., Cahalan M.D., Chandy K.G. Expression and chromosomal localization of a lymphocyte K+ channel gene. Proc. Natl., Acad. Sci. USA, 87, pp 94119415. 1990.

45. Grupe A., Schroter K.H., Ruppersberg J.P., Stocker M., Drewes T., Beckh S., Pongs O. Cloning and expression of a human voltage-gated potassium channel. A novel member of the RCK potassium channel family. EMBO J., 9, pp. 1749-1756. 1990.

46. Hamill O.P., Marty A., Neher E., Sakmann B., Sigworth F.J. Improved patch-clamp technique for high resolution current recording from cells and cell free membrane patches. Pflug. Arch., 391, pp.85-100, 1981.

47. Harder D.R., Pressure-dependent membrane depolarization in cat middle cerebral artery. Circ. Shock 38, pp.50-54, 1992.

48. Harder D.R., R. Gilbert, J.H. Lombard. Vascular muscle cell depolarization and activation in renal arteries on elevation of transmural pressure. Am. J. Physiol 253 (Renal Fluid Electrolyte Physiol 22): F778-F781, 1987.

49. Hartmann H.A., Kirsch G.E., Drewe J.A., Taglialatela M., Joho R.H., Brown A.M. Exchange of conduction pathways between two related K+ channels. Science, 251, pp 942-944. 1991.

50. Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes. Sunderland, MA: Sinauer, 1992.

51. Hirst G.D.S., Edwards F.R. Sympathetic neuroeffector transmission in arteries and arterioles. Physiol. Rev. 69, pp. 546-604, 1989.

52. Hirst G.D.S., G.D. Silverbergand, D.F. van Helden. The action potential and underlying ionic currents in proximal rat middle cerebral arterioles. ./ Physiol Lond. 371, pp. 289-304, 1986.

53. Hume J. R., Leblanc. Macroscopic K+ currents in single smooth muscle cells of the rabbit portal vein. J. Physiol Lond. 413, pp.49-73, 1989.

54. Hwang P.M., Cunningham A.M., Peng Y.W., Snyder S.H. CDRK and DRK1 K+ channels have contrasting localizations in sensory systems. Neuroscience, 55, pp. 613-620. 1993.

55. Hwang P.M., Fotuhi M., Bredt D.S., Cunningham A.M., Snyder S.H. Contrasting immunohistochemical localizations in rat brain of two novel K+ channels of the Shab family. J. Neuroscience, 13, pp. 1569-1576. 1993.

56. Jan L. Y., and Y. N. Jan. Structural elements involved in specific K+ channel functions. Annu. Rev. Physiol 54, pp.537-555. 1992.

57. Jones T.R., L. Carette, M.L. Garcia, G.J. Kaczorowski. Selective inhibition of relaxation of guinea-pig trachea by charybdotoxin, a potent Ca2+-activates K+ channel inhibitor. J. Pharmacol. Exp. Ther. 255, pp. 697-705, 1990.

58. Kaczorowski G.J., H.-G. Knaus, R.J. Leonard, O.B. McManus, M.L. Garcia. High-conductance calcium-activated potassium channels; structure, pharmacology, and function. J. of Bioenergetics and Biomembranes. Vol. 28. No. 3, pp.255-257, 1996.

59. Kaczorowski G.J., M.L. Garcia. Pharmacology of voltage-gated and calcium-activated potassium channels. Current opinion in Chem. Biology, 3, pp.448-458. 1999.

60. Kashuba V.I., Kvasha S.M., Protopopov A.I. Initial isolation and analysis of the human Kv1.7 (KCNA7) gene, a member of the voltage-gated potassium channel gene family. Gene. 268, pp.115-122. 2001.

61. Khan S.A., W.R. Mathews, K.D. Meisheri. Role of calcium-activated K+ channels in vasodilation induced by nitroglycerine, acetylcholine, and nitric oxide. J. Pharmacol. Exp. Ther. 267, pp. 1327-1335, 1993.

62. Kirber M.T., R.W. Ordway, L.H. Clapp, J.V. Walsh, J.J. Singer. Both2+membrane stretch and fatty acids directly activate large conductance Ca activates K+ channel in vascular smooth muscle cells. FEBS Lett. 297, pp. 24-28, 1992.

63. Korn S.J., Ikeda S.R. Permeation selectivity by competition in a delayed rectifier potassium channel. Science., 269, pp. 410-412. 1995.

64. Korovkina V.P., England S.K. Detection and implications of potassium channel alterations. Vascular Pharmacology 38, pp.3-12. 2002.

65. Kume H., A. Takai, H. Tokuno, T. Tomita. Regulation of Ca2+-dependent K+ channel activity in tracheal myocytes by phosphorilation. Nature Lond. 341, pp. 152-154, 1989.

66. Kume H., M.I. Kotlikoff. Muscarinic inhibition of single Kca channels in smooth muscle cells by pertussis- sensitive G protein. Am. J. Physiol. 261 (Cell. Physiol. 30): C1204-C1209, 1991.

67. Kume H., M.P. Graziano, M.I. Kotlikoff. Stimulatory and inhibitory regulation of calcium-activated potassium channels by guanine nucleotide-binding proteins. Proc. Natl Acad. Sci. USA 89, pp.11051-11055. 1992.

68. Langton P.D., M.T. Nelson, Y. Huang, N.B. Standen. Block of calcium-activated potassium channels in mammalian arterial myocytes by tetraethylammonium ions. Am. J. Physiol 260 (Heart Circ. Physiol 29): H927-H934, 1991.

69. LeBlanc N., X. Wan, P.M. Leung. Physiological role of Ca2+-activated and voltage-dependent K+ currents in rabbit coronary myocites. Am. J. Physiol. 266 {Cell Physiol 35): C1523-C1537, 1994.

70. MigeonM.B., Street V.A., Demas V.P., Tempel B.L. Cloning, sequence and chromosomal localizations of MK6, a murine potassium channel gene. Epilepsy Res., Suppl 9, pp. 173-180. 1992.

71. Miller C., E. Moczydlowski, R. Latorre and M. Phillips. Charybdotoxin, are protein inhibitor of single Ca2+-activated K+ channels from mammalian skeletal muscle. Nature Lond. 313, pp.316-318, 1985.

72. Moczydlowski E., Lucchesi K., Ravindran A. An emerging pharmacology of peptide toxins targeted against potassium channels. J Membr Biol 105, pp.95-111, 1988.

73. Neild T.O., Keef K. Measurements of the membrane potential of arterial smooth muscle in anesthetized animals and its relationship to changes in artery diameter. Microvasc. Res. 30, pp. 19-28, 1985.1. A ,

74. Nelson M.T. Ca -activated potassium channels and ATP-sensitive potassium channels as modulators of vascular tone. Trends Cardiovasc. Med. 3, pp.54-60. 1993.

75. Nelson M.T., J.B. Pathlak, J.F. Worley, N.B. Standen. Calcium channels, potassium channels, and voltage-dependence of arterial smooth muscle cell tone. Am. J. Physiol. 259 {Cell Physiol. 28): C3-C18, 1990.

76. Nelson M. T., N. B. Standen, J. E. Brayden, J. F. Worley. Noradrenaline contracts arteries by activating voltage-dependent calcium channels. Nature Lond. 336, pp. 382-385, 1988.

77. Nelson M.T., Quayle J.M. Physiological roles and properties of potassium channels in arterial smooth muscle. American Physiological Society, 1995.

78. Pacha J, Frindt G, Sackin H, Palmer L. Apical maxi K channels in intercalated cells of CCT. Am J Physiol. 261: F696-F705. 1991.

79. Patel A.J., Lazdunski M., Honore E. Kv2.1/ Kv 9.3, a novel ATP-dependent delayed-rectifier K+ channel in oxygen-sensitive pulmonary artery myocytes. EMBO (Eur Mol Biol Organ) J16, pp. 6615-6625, 1997.

80. Pfrunder D., V.A.W. Kreye. Tedisamil inhibits he delayed rectifier K+ currents in single smooth muscle cells of the ginea-pig portal vein. Pfluegers. Arch. 421, да 22-25,1992.

81. Pongs O. Structural basis of voltage-gated K+ channel pharmacology. Trends Pharmacol. Sci. 13, pp.359-365, 1992.

82. Quayle J.M., McCarrron J.G., Brayden J.E., Nelson M.T. Inward rectifier K+ currents in smooth muscle cells from rat resistance-sized cerebral arteries. Am J Physiol 265: C1363-C1370. 1993.

83. Quayle J.M., Nelson M.T., Standen N.B. ATP-sensitive and inwardly rectifying potassium channels in smooth muscle. Physiol Rev.77, pp.11651232. 1997.

84. Ramashwami M., Gautam M., Kamb A.A., Rudy В., Tanouye M.A., Mathew M.K. Human potassium channel genes: molecular cloning and functional expression. Mol. Cell Neurosci., 1, pp.214-223. 1990.

85. Roberds S.L., K.M. Knoth, S. Po, T.A. Blair, P.B. Bennet, R.P. Hartshorne, D.J. Snyders, M.M. Tamkun. Molecular biology of voltage-gated potassium channel of the cardiovascular system. J. Cardiovasc. Electrophysiol. 4, pp. 68-80, 1993.

86. Roberds S.L., Tamkun M.M. Cloning and tissue-specific expression of five voltage-gated potassium channel cDNAs expressed in rat heart. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88, pp. 1798-1802, 1991.

87. Robertson B.E., M.T. Nelson. Aminopyridine inhibition and voltage dependence of K+ currents in smooth muscle cells from cerebral arteries. Am. J. Physiol. 267 (Cell. Physiol 36): C1589-C1597, 1994.

88. Robertson В. E., R. Schubert, J. Hescheler, M. T. Nelson. cGMP-dependent protein kinase activates Ca-activated К channels in cerebral artery smooth muscle cells. Am. J. Physiol. 265 (Cell. Physiol. 34): C299-C303, 1993.

89. Rusch N.J., DeLucena R.G., Wooldridge T.A., England S.K., Cowley A.W. Ca2+-dependent K+ current is enhanced in arterial membranes of hypertensive rats. Hypertension 19:301-307. 1992.

90. Sadoshima J.-I., N. Akaike, H. Kanaide, Nakamura M. Cyclic AMP modulates Ca-activated K channel in cultured smooth muscle cells of rat aortas. Am. J. Physiol. 255 Heart Circ. Physiol. 24): H754-H759, 1988.

91. Schmalz F., Kinsella J., Koh S.D., Vogalis F., Schaneider A., Flynn E.R., Kenyon J.L., Horowitz B. Molecular identification of a component of delayed rectifier current in gastrointestinal smooth muscles. Am. J. Physiol. 274, G901-911. 1998

92. Scornik F.S., L. Toro. U-46619, a tromboxane A2 agonist, inhibits Kca channel activity from pig coronary arteiy. Am. J. Physiol. 262 (Cell. Physiol. 31): C708-C713, 1992.

93. Scornik F.S., J. Codina, L. Birnbaumer, L. Toro. Modulation of coronary smooth muscle Kca channels by Gsa independent of phosphorilation by protein kinase A. Am. J. Physiol. 265 Heart Circ. Physiol 34): H1460-H1465, 1993.

94. Smirnov S.V., Aaronson P.I. Ca2+-activated and voltage-gated K+ currents in smooth muscle cells isolated from human mesenteric arteries. J. Physiol. Lond. 457, pp.431-454, 1992.

95. Sobey C.G. Potassium channel function in vascular disease. Arterioscler Thromb Vas Biol. 21, pp.28-38. 2001.

96. Stuhmer W., Ruppersberg J.P., Schroter K.H., Sakmann B., Stocker M., Giese K.P., Perschke A., Baumann A., Pongs O. Molecular basis of functional diversity of voltage-gated potassium channels in mammalian brain.EMBOJ., 8, pp.3235-3244. 1989.

97. Tammaro P., Smith A.L., Hutchings S.R., Smirnov S.V. Pharmacological evidence for a key role of voltage-gated K+ channels in the function of rat aortic smooth muscle cells. British Journal of Physiology 143, pp.303-317, 2004.

98. Taniguchi J, Guggino W.B. Membrane stretch: a physiological stimulator of Ca -activated K channels in thick ascending limb. Am J Physiol 257: F347-F352. 1989.

99. Taniguchi J., K.-I. Furukawa, M. Shigekawa. Maxi-K+ channels are stimulated by cyclic guanosine monophosphate-dependent protein kinase in canine coronary artery smooth muscle cells. Pfluegers Arch. 463, pp. 167172. 1993.

100. Tempel B.L., Jan Y.N., Jan L.Y.I Cloning of a probable potassium channel gene from mouse brain. Nature, 332, pp.837-839. 1988.

101. Toro L., M. Amador, E. Stefani. ANG II inhibits calcium-activated potassium channels from coronary smooth muscle in lipid bilayers. Am. J. Physiol 258 (Heart Circ. Physiol. 27): H912-H915, 1990.

102. Ubl J., Murer H, Kolb H.-A. Hypotonic shock evokes opening of Ca2+-activated K+ channels in opossum kidneycells. Europ. J. Physiol 412, pp. 551-553. 1988.

103. Villaroel A., O. Alvarez, A. Oberhauser, R. Latorre. Pfluegers. Arch.413, pp.118-126. 1988.

104. Volk K.A., E.F. Shibata. Single delayed rectifier potassium channels from rabbit coronary artery myocites. Am. J. Physiol. 264 (Heart Circ. Physiol 33): H1146-H1153, 1993.

105. Volk K.A., J J. Matsuda, E.F. Shibata. A voltage-dependent potassium current in rabbit coronary arteiy smooth muscle cells. J. Physiol. Lond. 439, pp.751-768, 1991.

106. Wilde D.W., K.S. Lee. Outward potassium currents in freshly isolated smooth muscle cells of dog coronary artery. Circ. Res. 65, pp.1718-1734, 1989.

107. Yellen G., J. Gen. Physiol 84, pp. 157-186. 1984.

108. Yuan X.-J., W. Goldman, M. L. Tod, L. J. Rubin, and M. P. Blaustein. Ionic currents in rat pulmonary arterial myocytes in primary culture and subculture. Am. J. Physiol. 264 {Lung Cell. Mol. Physiol. 8): L107-L115, 1993.1. БЛАГОДАРНОСТИ

109. Выражаю сердечную благодарность своему научному руководителю д.м.н., профессору Андрею Глебовичу Камкину за оказанную поддержку, терпеливое отношение, ценные консультации и помощь в работе.

110. Выражаю сердечную благодарность научному консультанту д.м.н., доценту Рудольфу Шуберту за оказанную поддержку и помощь в выполнении и написании диссертационной работы.

111. Выражаю сердечную благодарность д.м.н., профессору Владимиру Исааковичу Кобрину, к.б.н., доценту Вадиму Валерьевичу Федорову за рецензирование диссертационной работы.

112. Сердечно благодарю весь коллектив кафедры фундаментальной и прикладной физиологии МБФ РГМУ и Института физиологии г.Росток за постоянную помощь и поддержку при выполнении представленной работы.

113. Спасибо моей семье за терпение помощь и поддержку во время выполнения диссертации.