Изучение культур клеток и тканей морских макрофитных водорослей

Васильев, Владислав Геннадьевич

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Изучение культур клеток и тканей морских макрофитных водорослей
ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Автореферат диссертации по теме "Изучение культур клеток и тканей морских макрофитных водорослей"

МОСКОВСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ имени М.В. ЛОМОНОСОВА

Биологический факультет

На правах рукописи УДК 582.271:582.272:582.273:576.535

ВАСИЛЬЕВ ВЛАДИСЛАВ ГЕННАДЬЕВИЧ

ИЗУЧЕНИЕ КУЛЬТУР КЛЕТОК И ТКАНЕЙ МОРСКИХ МАКРОФИТНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ

03.00.25 - гистология, цитология, клеточная биология

(

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва -2003.

Работа выполнена на кафедре физиологии микроорганизмов биологического факультета Московского государственного университета им. М. В. Ломоносова

Научный руководитель:

доктор биологических наук, профессор А.Х. Тамбиев

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук В.А. Силкин

кандидат биологических наук В.Б.Васин

Ведущая организация:

Институт океанологии РАН

Защита диссертации состоится «20» ноября 2003 г., в 15ч. ЗОмин. на заседании диссертационного совета Д.501.001.052 при Московском государственном университете им. М.В. Ломоносова по адресу: 119899, Москва, Ленинские горы, МГУ, биологический факультет, дом 1, корпус 12, ауд. М-1.

С диссертацией можно ознакомиться в научной библиотеке биологического факультета МГУ.

Автореферат разослан «_»_2003г.

Ученый секретарь диссертационного совета Д.501.001.052 при МГУ им. М.В. Ломоносова ,

Кандидат биологических наук А , __ E.H. Калистратова

ИЗУЧЕНИЕ КУЛЬТУР КЛЕТОК И ТКАНЕЙ МОРСКИХ МАКРОФИТНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ

ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Культуры клеток и тканей растений являются удобным объектом для физиологических, генетических и биохимических исследований, а также источником ценных продуктов клеточного метаболизма (Бутенко, 1964; 1984). Исследования способов ведения культур тканей морских макрофитных водорослей, были начаты в 60-70 годы в Швеции и Японии (Fries, 1963; 1977; Nakamura, 1974; Saga et al., 1978; Chen, Taylor, 1978). У нас в стране это было начато в 1983 г. в группе проф. А.Х. Тамбиева. В перспективе это могло бы заменить добычу макрофитов и одновременно с выращиванием водорослей в хозяйствах марикультуры служить источником промышленно важных соединений водорослей, таких как агар, каррагинан, альгинаты и др.

В настоящее время показана возможность получения каплусных культур, аксеничного вегетативного роста, протопластов из ряда видов морских водорослей (Polne-Fuller, Gibor, 1984; Гусев, Тамбиев и др., 1984; Garcia-Reina el al., 1991; Mollet et al., 1995; Rusig A.-M. et al., 2001), a также только двух суспензионных клеточных культур (Chen, 1989; Tait et al., 1990).

Однако исследования культур тканей морских макрофитных водорослей достаточно трудны, что связано с их гетерогенностью по морфологическим, физиологическим и биохимическим характеристикам, сложным жизненным циклам, недостатком знаний о механизмах роста, трудностью получения аксеничных культур и, как правило, их медленным ростом.

Возможно, что, учитывая происхождение макрофитных водорослей, правомерно проводить сопоставление их культур тканей с колониальными формами водорослей, где может наблюдаться лишь начальная дифференциация.

В настоящее время весьма важным является ведение и развитие культур тканей новых видов морских макрофитных водорослей с полезными для человека свойствами, а также оптимизация условии автономного культивирования их клеток и тканей с целью получения различных ценных продуктов.

Цель и задачи исследования. Основной целью нашей работы являлось исследование возможностей получения каллусного роста, жизнеспособных суспензий клеток и протопластов из талломов красных, бурых и зеленых морских макрофитных водорослей.

В соответствии с этим в работе были поставлены следующие экспериментальные задачи:

1. Подбор условий стерилизации и получение аксеничного материала из талломов нескольких видов морских макрофитных водорослей.

2. Получение каллусного и вегетативного роста из эксплантатов водорослей в аксеничных условиях.

3. Подбор коммерческих ферментных препаратов для мацерации талломов водорослей.

4. Поиск и выделение природных продуцентов экзоферментов для разрушения специфических компонентов клеточных стенок водорослей.

5. Получение природных ферментных препаратов и изучение их ферментативных активностей.

7. Изучение физиологических характеристик полученных в работе суспензий клеток и протопластов исследуемых видов макрофитных водорослей.

Научная новизна работы. Выявлены индивидуальные комплексы антибиотиков, эффективные для получения аксеничных эксплантатов из

<.г 2

талломов нескольких видов морских водорослей. Установлена возможность получения каллусного и вегетативного роста из эксплантатов тропической морской макрофитной красной водоросли - Войуос1а<На пеивЬиНи

Показана возможность роста нескольких видов наземных грибов (21 штамма)- продуцентов экзоферментов на сухой биомассе морской красной водоросли В. пеизИиШ

Исследована активность полученных в работе природных ферментных препаратов (из грибов и моллюска Ьк(оппа Нйогеа) и их эффективность при разрушении клеточных стенок и межклетников красных водорослей. При помощи коммерческих и экспериментально подобранных ферментных препаратов получены жизнеспособные клеточные суспензии из талломов ряда видов морских макрофитных водорослей.

Получено значительное количество протопластов из талломов красных, бурых и зеленых макрофитных водорослей, некоторые из которых способны к регенерации клеточных стенок.

Практическое значение работы. Выявленные в работе комплексы антибиотиков могут быть использованы для получения аксеничных культур из ряда видов морских макрофитных водорослей.

Отработанные методики получения жизнеспособных клеточных суспензий и протопластов ряда видов красных, бурых и зеленых морских макрофитных водорослей могут быть рекомендованы для использования на других представителях водорослей.

Получение каллусов, жизнеспособных клеточных суспензий и протопластов, способных к регенерации клеточных стенок, открывают перспективы перехода к суспензионным культурам морских макрофитных водорослей - автономным источникам ценных пищевых и лекарственных продуктов.

Апробация работы. Результаты работы докладывались на конференциях:

VIII Международная конференция и дискуссионный научный клуб: «Новые информационные технологии в медицине и экологии». Гурзуф, 6-10 июня 2000 г.

Международная научная конференции «Автотрофные микроорганизмы». Москва, 13-15 декабря 2000 г.

IX Международная конференция и дискуссионный научный клуб: «Новые информационные технологии в медицине и экологии». Гурзуф, , 1-10 июня 2001 г.

Международная научная конференция «Биологические ресурсы и устойчивое развитее» Россия, Пущино Московской области, 29 октября - 2 ноября 2001 г.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 5 печатных работ.

Структура и объем диссертации.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания объектов и методов исследования, изложения результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой литературы. Диссертация изложена на •/'/Тетраницах текста и включает 13 рисунков и таблицы.

В обзоре литературы изложены современные представления о культуре клеток и тканей морских макрофитных водорослей. Список литературы содержит ссылки на 291 источник, из которых 198 - зарубежные.

ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Объектами исследования служили морские макрофитные водоросли, относящиеся к отделам: Rhodophyta, Chlorophyta, Phaeophyta.

1 )Красные морские макрофитные водоросли, относящиеся к классам:

Bangiophycea: Porphyra amplissima (Kjellm.) Setch. Et Hus.

Florideophycea: Botryocladia neushulii; Phyllophora nervosa (D.C.) Grev.

2)3елёные морские макрофитные водоросли:

Chlorophyceaceae: Ulva sp.; Ulvaria splendens Rupr.; Caulerpa proliféra (Forsk.) Lamour. (пор. Siphonales); Caulerpa mexicana (Sonder) J. Agardh (пор. Siphonales); Enteromorpha intestinalis.

3) Бурые морские макрофитные водоросли:

Laminaria saccharina (L.) Lam.

Методы

Получение аксеничных эксплантатов из талломов морских макрофитных водорослей

а) При помощи поверхностных стерилизующих агентов. В качестве поверхностно стерилизующих агентов применялись два вещества: хлоргиксидинбиглюконат (ХГ) и бетадин (йодированный поливинилпирроллидон, фирмы Alcaloid).

Обработку талломов морских макрофитных водорослей при помощи ХГ, по ранее предложенной методике (Гусев, Тамбиев и др., 1984), проводили следующим образом: части талломов погружали на 1—2 мин в 70%-ный этиловый спирт, промывали стерильной морской водой и переносили в раствор ХГ, ранее успешно примененный для высших растений (Бутенко с соавт., 1983). ХГ испытывали в концентрации 1—5 об. %. Время обработки ХГ варьировали от 3 до 10 мин. ХГ применялся на ранних этапах исследования, в большинстве же случаев, как показала практика наиболее эффективным оказался бетадин, который применялся по сходной методике (Gibor et al., 1981; Polne-Fuller, Gibor, 1984; Ramalakshmi Datta, В К Datta & V D Chauhan, 1994). Обработку бетадином проводили раствором в концентрации 0,5—5 об. % в течении 3—15 минут.

б) При помощи антибиотиков. Индивидуальный подбор комплексов антибиотиков для каждого из использованных видов водорослей осуществляли модифицированным методом антибиотических дисков (АБ-дисков) (Bauer et al.,

1966), который включал выделение чистых культур сопутствующих бактерий и подбор антибиотиков, эффективных для подавления основного числа выделенных бактериальных культур. Выделение чистых культур сопутствующих бактерий из талломов водорослей проводили следующим образом: фрагменты талломов водорослей измельчали в ручном стеклянном гомогенизаторе с тефлоновым пестиком. Полученную суспензию после серии разбавлении высевали в чашки Петри и равномерно распределяли стеклянным шпателем по поверхности 0,3—0,5% бактоагара со средой PES (Provasoll, 1968), обогащенной 2% сахарозой. Культуры инкубировали в термостате при температуре 22°С в течение 1—2 недель.

Чувствительность бактериальных культур к каждому из проверенных антибиотиков определяли по величине диаметра (в мм) зоны ингибирования вокруг соответствующего АБ-диска.

Стерилизацию эксплантатов водорослей проводили следующим образом: талломы водорослей, предварительно обработанные в растворе стерилента, промывали в стерильной морской воде и измельчали на фрагменты величиной 5—8x5—8 мм. Фрагменты талломов помещали на 1—2 суток в раствор экспериментально подобранных для данного вида водоросли антибиотиков, приготовленных на морской воде в концентрации 100 мг/мл (Droop, 1967) и стерилизованных фильтрованием через асбестовый фильтр. После отмывания в стерильной морокой воде от антибиотиков эксплантаты переносили на поверхность 0,3—0,5 % бактоагара со средой PES, в ряде случаев обогащенной 2% сахарозой, в чашки Петри для проверки на аксеничность.

Подбор ферментных препаратов для мацерации тканей водорослей. Для мацерации тканей водоросли использовали коммерческие ферментные препараты, а так же ферментные комплексы, выделенные нами из природных продуцентов:

1 )Морского моллюска Littorina littorea

Экстракт пищеварительной системы получали и частично очищали, согласно предложенной ранее методике (Усов и др., 1970)

2)Ряд видов почвенных микро- и макромицетов, приспособленных к усвоению биомассы красных водорослей.

Для работы использовались штаммы наземных грибов, имеющие целлюлазную активность, выделенные из почв Московской, Тверской, Костромской областей, а также почв Алтая и Камчатки, предоставленные нам кафедрой микологии и альгологии Биологического факультета МГУ.

Коллекцию штаммов грибов поддерживали на скошенной агаризованной среде Чапека. Среду инокулировали смыванием спор, либо добавлением мицелия. Грибы выращивались в термостате при температуре 24°С в темноте в течение 14 суток. Рост наземных грибов оценивался визуально.

Контроль ферментативной активности проводили методом определения восстанавливающей способности растворов реакцией с 3,5-динитросалициловой кислотой. К 0,5 мл раствора прибавляют 0,5 мл реагента, тщательно перемешивают, нагревают 10 минут на кипящей водяной бане, после охлаждения прибавляют 1 мл воды и измеряют оптическую плотность при 490 нм (Усов, 1969).

Реакционную способность (РС) среды, содержащей экзометаболиты и внеклеточные продукты, складывающуюся из соотношения окислительной активности (АО) и антиокислительной активности (АОА), определяли методом химических моделей (Тамбиев, 1974,1984).

Получение жизнеспособных клеточных суспензий и протопластов. Аксеничные фрагменты таллома водорослей (0,5г) помещали на 30 мин в экспериментально подобранный осмотический раствор, чтобы вызвать предварительный плазмолиз, после чего измельчали стерильным лезвием. Затем добавляли 2,5 мл 0,5-3 % ферментных растворов, приготовленных на основе цитратно-фосфатного буфера при экспериментально подобранных

значениях pH. В этой литической смеси водоросли оставляли на 2-12 часов в темноте при комнатной температуре.

Полученную суспензию клеток и протопластов отмывали от ферментов в стерильной морской воде с добавлением осмотика при 3-5-кратном центрифугировании и фильтровали через нейлоновые сетки для освобождения от фрагментов таллома.

Отсутствие клеточной стенки у протопластов определяли окрашиванием 0,01% толуидиновым голубым при pH 1,0 (McCully, 1970).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Получение аксеничного материала из талломов морских макрофитных водорослей.

В настоящее время не существует универсального метода получения аксеничных культур морских макрофитных водорослей, поскольку каждая водоросль, собранная в естественных условиях, характеризуется особым индивидуальным набором сопутствующей микрофлоры (Butler, Evans, 1990).

В ходе работы нами была отработана методика получения аксеничного материала из талломов нескольких видов морских макрофитных водорослей при двухступенчатой обработке поверхностными стерилизующими агентами и комплексами антибиотиков (Тамбиев, Николаева, 1996).

Нами был осуществлен подбор времени обработки и концентрации хлоргексидинбиглюканата (ХГ) для получения аксеничного материала двух видов красных морских водорослей В. neushulii и Ph. nervosa. При этом было показано, что для подверженного сильным обрастаниям таллома Ph. nervosa необходима инкубация эксплантатов в 5% растворе ХГ в течение 20-25 минут, а В. neushulii достаточна обработка 1% раствором в течение 5 минут. Однако использование ХГ во многих случаях приводило к быстрому обесцвечиванию и

гибели эксплантатов. В связи с этим в дальнейших экспериментах в качестве поверхностного стерилента применяли йодистый поливинилпироллидон (бетадин).

Для талломов красных, зеленых и бурых морских макрофитных водорослей, используемых в работе, относящихся к разным классам, имеющих разное строение и отличающееся по сложности таллома использование бетадина приводило к подавлению основного количества микроорганизмов. При этом бетадин не был токсичен для слоевищ водорослей. В результате этой обработки примерно 90-95% эксплантатов сохраняли нормальную пигментацию.

Из таблицы 1 следует, что обработка бетадином частей талломов В. neushulii способствовало выявлению нового бактериального изолята, рост которого в обычных условиях, по-видимому, ингибировался доминирующей микрофлорой. Подобные данные получены и для других исследованных видов водорослей, а также имеется литература по подобным исследованиям. Так, после обработки бетадином таллома А. plicata, были выявлены новые бактериальные изоляты, а из таллома Р. palmata были изолированы агаролитические бактерии.

Так как в отношении некоторых бактерий, в том числе живущих глубоко внутри таллома водоросли, а также для водорослей, имеющих слизь, бетадин был малоэффективен, то необходимо было его применение с экспериментально подобранными комплексами антибиотиков.

Наборы антибиотиков, эффективные для получения аксеничных культур водорослей, должны включать в себя агенты, подавляющие рост всего комплекса сопутствующей микрофлоры данной водоросли. С этой целью из талломов водорослей, растертых в гомогенизаторе и высеянных на поверхность

Таблица 1.

Эффективность подавления сопутствующей бактериальной микрофлоры морской красной водоросли В. пешИиШ различными антибиотиками, с предварительной обработкой бетадином.

Зона подавления бактериального роста

№ Тип Колонии вокруг АБ-дисков, мм

стр лев пен эри тет амп ген нео риф Фд

1 Бело-Кремовая 0 10 0 7 0 0 0 0 13 2

2 Желто-Бежевая, разжижает агар 2 12 0 0 5 8 0 0 6 1

3 Беловатые, Мелкие 0 1 0 10 3 0 1 0 8 0

Таблица 2.

Эффективность подавления сопутствующей бактериальной микрофлоры морской красной водоросли В. пешЬиШ различными антибиотиками, без предварительной обработки бетадином.

№ Тип Колонии Зона подавления бактериального роста Вокруг АБ-дисков, мм

стр лев пен эри тет амп ген нео риф Фд

1 Желто-Бежевая 5 2 0 1 8 0 0 1 10 2

2 Бежевая 0 10 0 2 6 6 1 0 5 1

3 Желто-Бежевая, разжижает агар 1 12 1 0 5 7 0 0 6 0

4 Бело-Кремовая 0 12 0 8 2 0 0 0 13 3

5 Розовая 8 8 1 1 10 6 1 0 5 1

стр-стрептомицин, лев-левомицетин, пен-пенициллин, эри-эритромицин, тет-тетрациклин, амп-ампициллин, ген-гентамицин, нео-неомицин, риф-рифампицин, фд-фурадонин.

питательного агара, были выделены в чистую культуру все обнаруженные бактериальные изоляты, если они отличались по цвету, фирме или плотности колонии. Затем каждый из выделенных изолятов был проверен на чувствительность к набору антибиотических дисков (фото 1).

При выделении сопутствующих бактерий оказалось существенным растирание водорослевых тканей в гомогенизаторе, что позволило выявить линии бактерий, обитающих глубоко внутри таллома.

Фото 1. Чувствительность бактериального изолята 4 (таблица 2) из таллома В. пешИиШ к набору антибиотиков: стрептомицин, левомицетин, пенициллин, эритромицин, тетрациклин, ампициллин, гентамицин, неомицин, рифампицин, фурадонин.

Эффективность различных антибиотиков по отношению к бактергальной микрофлоре тропической морской красных водорослей В. neushulii (без предварительной обработки таллома бетадином и с обработкой) представлена в таблицах 1,2.

Из полученных данных следует, что для достижения аксеничной культуры морской красных водорослей В. neushulii необходима двухступенчатая обработка таллома бетадином и строго индивидуальным набором антибиотиков. Комплекс антибиотиков должен включать рифампицин или левомицетин, которые подавляют рост большинства бактериальных изолятов, и тетрациклин и эритромицин, которые ингибируют жизнедеятельность изолята 5 из таблицы 2 и изолята 3 из таблицы 1 соответственно. Полученные данные согласуются с данными полученными ранее на беломорских красных водорослях Ahnfeltia plicata, Palmaria palmata и Phyllophora brodiaei, где наиболее эффективными оказались антибиотики левомицетин, тетрациклин и эритромицин. Поэтому комплекс из антибиотиков рифампицин, левомицетин, тетрациклин, эритромицин в комбинации с обработкой бетадином был в дальнейшем использован для получения аксеничного материала и из других исследованных в данной работе видов водорослей. После проверки на аксеничность в течение одного месяца около 90-95% эксплантатов сохраняли аксеничность и естественную пигментацию, при этом не было отмечено токсического действия использованных антибиотиков.

Культивирование эксплантатов морских макрофитных водорослей в аксеничных условиях. Каллусный и вегетативный рост. О возможности получения вегетативного роста и каллусных структур эксплантатов водорослей-макрофитов различных отделов сообщалось в ряде работ (Гусев с соавт., 1984, 1987; Тамбиев с соавт., 1984, 1996; Chen, Taylor, 1978; Fries, 1980, 1984; Saga et al. 1982; Polne et al. 1983; Polne-Fuller, Gibor 1984, 1987). Однако в настоящее время до конца не выявлены условия индукции и поддержания. В

отличие от высших растений (Бутенко, 1964), у макрофитных водорослей не доказано непосредственное участие ростовых веществ в каллусогенезе (Garsia-Reinaetal., 1991).

В нашей работе изучалось влияние различной температуры и плотности фотонного потока на частоту образования каллуса и вегетативного роста из эксплантатов красной морской водоросли В. neushulii. Эксплантаты инкубировались на чашках Петри (Фото 2) на агаризованной среде PES и в колбах объемом 750мл, при этом изучали влияние степени перемешивания жидкой среды (частота вращения 50 об/мин, температура 25°С, плотность фотонного потока 40мкмоль фотонов м"2с"').

Рост каллуса индуцировался после 2 недель выращивания в культуре на агаризованной среде. Эксплантаты находились в температурном диапазоне 15-25°С, но образование каллуса происходило только при 2(fC. Эта температура и низкая плотность фотонного потока 10 ммоль фотонов м"2с"' являлись наиболее благоприятными для индукции каллуса (Фото 4-6). Каллус образовывался из коровых клеток раневой поверхности и был пигментированным, розоватого цвета. После 2 месяцев инкубации в культуре каллус имел размер 2-Змм. Каллусные клетки были эллипсоидальной или сферической формы.

Температура 15°С не приводила к образованию каллуса, при этом большая часть эксплантатов погибала (70 %), а оставшаяся часть образовывала слабый вегетативный рост спустя 4-6 недель культивирования. В естественных условиях водоросль В. neushulii растет в тропических широтах. По-видимому, этим и объясняется плохой вегетативный и каллусный рост при низкой для этого вида водоросли температуре, в отличие, например, от видов водорослей из Белого моря (Тамбиев А.Х., Николаева Е.В. 1996).

Наиболее высокий уровень вегетативного роста аксеничных эксплантатов наблюдался при 25°С и плотности фотонного потока 40 ммоль фотонов m'V, как на жидкой, так и на агаризованной среде PES (Фото 2) и составлял 90% от

общего количества эксплантатов. Сначала происходило образование небольших округлых клеток на раневой поверхности в области медуллярных клеток с последующим увеличением количества нарастающих клеток в центре. Эти клетки, видимо, можно считать каллусными, т.к. они были похожи на клетки, выросшие из коровых клеток и образовавшие каллусную ткань (Фото 3). Они были так же пигментированными. Затем довольно быстро, в течение 3-х недель происходило превращение этих клеток в проросток, который всегда прорастал, образуя поплавок. После формирования на проростке поплавка его рост шел быстрее и, спустя 4-5 недель его длина составляла 1-1,5см.

Следует отметить, что такой вегетативный рост происходил из центра раневой поверхности и затрагивал только медуллярную ткань (Фото 9). Такой вегетативный рост наблюдался только в частях эксплантата, близких к апикальному концу. И в случае помещения разветвленного аксеничного эксплантата на питательную среду PES происходило формирование проростков на двух концах этого эксплантата.

Примерно в 7-10% случаев происходило образование двойных проростков (Фото 8), что никак не влияло на их дальнейший рост. Если часть эксплантатов в жидкой питательной среде PES помещались на качалку, то наблюдался только вегетативный рост, скорость которого была меньше скорости роста без перемешивания.

Скорость вегетативного роста во всех опытах была намного выше каллусного. При оптимальных условиях выращивания эксплантаты удваивались по размеру за 6-8 недель инкубации в среде (Фото 7). Таким образом, превалирование каллусного или вегетативного роста при инкубации эксплантатов В. neushulii зависело от условий инкубации.

Фото 2 Аксеничные эксплантаты В. педоЬиЫ на агаризованной среде РЕЯ. Фото 3 Образование каллусной структуры на апикальной раневой поверхности эксплантата В. пешИи!п, исходное увеличение х 100. Фото 4-6. Каллусные структуры В. пе^НЫн, выросшие при 20°С и низкой плотности фотонного потока (см текст), увеличение х 18, х 50, х 100 соответственно. Фото 7. Проросток возраст 60 сут., исходное увеличение х 3. Фото 8.Образование двойных проростков на апикальной раневой поверхности эксплантата В. пеи$Ьи!п при росте в течение 30 сут, исходное увеличение х5. Фото9 Вегетативный рост В. леи$Ьи1и в течение 30 сут., исходное увеличение х 10.

Получение и исследование характеристик жизнеспособных клеточных суспензий морских макрофитных водорослей, полученных механической мацерацией таллома

Сложность мацерации талломов морских макрофитов заключалась в большом разнообразии и непостоянстве состава полисахаридов клеточных стенок и межклеточного матрикса (Усов, 1985), а также в отсутствии высокоэффективных коммерческих ферментных препаратов, разрушающих эти полисахариды (Gomez-Pinchetti, Garcia-Reina, 1993), что приводит к необходимости индивидуального подбора ферментных комплексов для мацерации талломов водоросли.

Клеточную суспензию зеленой морской макрофитной водоросли Caulerpa proliféra получали механическим растиранием водоросли в обычных условиях в морской воде с последующим фильтрованием через нейлоновые сетки.

В данной работе исследовалась реакционная способность (PC) питательной среды, содержащей, как нативные экзометаболиты, так и внеклеточные продукты, поступающие в среду после лизиса клеток, как показатель физиологического состояния эксплантатов таллома и клеточных суспензий морской макрофитной зеленой водоросли С. proliféra. Инкубацию полученных клеток и эксплантатов таллома проводили в искусственной морской воде и в дистиллированной воде. Одновременно с определением PC среды в суспензии определяли количество живых и мертвых клеток на продолжении инкубации в течение 7 суток.

Было показано, что PC среды как эксплантатов таллома, так и среды с суспензией клеток изменялась в процессе инкубации в искусственной морской воде. Через 1,5 часа инкубации в обоих вариантах наблюдалась выраженная окислительная активность (ОА) соответственно 115% и 128% по отношению к контролю. Через сутки значения PC среды переходят в антиокислительную активность (АОА), соответственно 85% и 80%, а через двое суток инкубации

РС в опыте с эксплантатами таллома возвращалась к ОА (110%). РС среды суспензии клеток сохраняла АОА (94%), при этом живые клетки составляли 3035% от их количества. При инкубации тех же проб в дистиллированной воде в ( течение двух суток наблюдалась выраженная ОА, более выраженная у таллома

через сутки и сравнивающаяся по величине с АО суспензии клеток на вторые сутки.

Известно, что нативные экзометаболиты морских водорослей, в том числе макрофитных, обладают выраженной ОА, которая снижается при возникновении неблагоприятных условий культивирования (Тамбиев, 1984). При инкубации эксплантатов таллома и суспензии, полученных из него клеток в искусственной морской воде в течение первых суток падение ОА и переход в АОА можно, видимо, объяснить известным в литературе "культуральным шоком", наступающим при резком изменении условий инкубации. На вторые сутки как видно, эксплантаты таллома выходят из этого состояния, о чем свидетельствует появление ОА среды таллома, что нельзя сказать о среде суспензии клеток, где сохраняется АОА среды и находится около 70% живых клеток.

В дистиллированной воде "культуральный шок" наблюдается лишь в первые сутки в среде с эксплантатами таллома и не наблюдается в случае суспензии клеток, где происходит падение ОА в течение двух суток, ( сопровождающееся уменьшением количества живых клеток, что наблюдалось

ранее у других видов водорослей (Тамбиев, Романова, 1990).

Таким образом, с помощью измерения РС возможно определить физиологическое состояние - наступление и прохождение "культурального шока" как у эксплантатов таллома, так и у полученных из него клеточных суспензий, изменяющих в течение опыта свою жизнеспособность.

1 I

I \ \

Получение клеточных суспензий и протопластов с помощью коммерческих ферментных препаратов и препаратов, выделенных из природных продуцентов

Поскольку основную сложность мацерации талломов использованных в работе агарофитных и родственных им водорослей представляет разрушение специфических сульфатированных полисахаридов группы агара, входящих в состав клеточных стенок и межклетников, нами был осуществлен поиск продуцентов ферментных препаратов, обладающих агаразной активностью, и исследование эффективности использования этих препаратов для получения жизнеспособных клеточных суспензий из талломов красных водорослей.

В качестве источников ферментов были выбран морской моллюск Ь. НКогеа. Кроме того, в работе была предпринята попытка индуцировать синтез ферментных комплексов, необходимых для разрушения клеточных стенок и межклетников морских красных водорослей, у ряда видов наземных микро- и макромицетов, являющимися известными продуцентами целлюлаз, ксиланаз и пектиназ (Синицын, 1993), путем наращивания мицелия грибов на сухой биомассе красной водоросли В. пеиБЬиШ (Фото 10).

Предварительный отбор штаммов грибов (18 видов, 30 штаммов) проводили на агаризованной (1,6%) модифицированной среде Чапека, не содержащей сахарозы с добавлением 4 г/л сухой биомассы водоросли В. пеизИиШ. Среди них были отобраны штаммы, приведенные в таблице 3. Данные штаммы характеризовались достаточно хорошим ростом, и дальнейшие исследования проводили только с ними. Исходя из того, что грибные ферменты являются адаптивными, мы осуществили ряд пассажей (до 10) грибных культур на жидкую среду, содержащую только сухую биомассу В. пешЬиШ в концентрации 10 г/л деионизированной воды МОП р. Почти все грибы хорошо адаптировались к данной среде и к третьему пассажу образовывали видимый мицелий уже на второй день выращивания.

При исследовании ферментативной активности культуральной жидкости грибов было обнаружено наличие у них ксиланазной активности (таблица 3). Ксилан, являясь видимо более доступным полисахаридом для грибов, t^ ) используется ими в первую очередь (штаммы Al, А4, А5, 559). Этот факт доказывается еще и тем, что с увеличением числа пассажей Ф»т<» 10. Наращивание мицелия

увеличивается ксиланазная активность грибов на сухой биомассе красной

„ водоросли В. neushulii.

культуральной жидкости грибов. Даже те

штаммы, которые ее не имели при первом пассаже, показывают достаточно высокую активность на втором и третьем пассажах (штаммы 4, 72, 98, 354, 363, 389, 440, 559, Al), что свидетельствует о высоких адаптивных возможностях, как было показано ранее на Palmaria palmata (Тамбиев, Николаева и др., 1998, Nikolaeva, Usov, Sinitsyn, Tambiev, 1999).

Данные ферментные комплексы, выделенные из природных продуцентов, а также коммерческие ферментные препараты совместно с выделенными препаратами применяли для получения клеточной суспензии из морской макрофитной водоросли В. neushulii. Применение только коммерческих препаратов (целлюлазы, пектиназы, дрезилазы, ксиланазы) в различных комбинациях и концентрациях не приводило к получению клеточной суспензии.

При обработке частей талломов морской водоросли В. neushulii полученными в работе ферментными препаратами из микро- и макромицетов, приспособленными к росту на сухой биомассе данной водоросли, происходило их размягчение. При последующим растирании этих частей в ручном

гомогенизаторе было получено небольшое количество одиночных медуллярных клеток этой водоросли. Таблица 3.

Ксиланазная активность штаммов грибов (% превышения по отношению к контролю)

Вид, N ш гамма Первый пассаж Второй пассаж Третий пассаж

Trichoderma hasrrianum, 3 0% 0% 0%

Trichoderma saturnisporum, 4 0% 88% 93%

Trichoderma viride, 72 0% 136% 257%

frichoderma polisporum, 98 30% 138% 295%

rrichoderma reesei, 69 0% 57% 36%

Trichoderma citroviride, 392 25% 60% 45%

Trichoderma viride, 434 50% 50% 50%

T. longibrachiatum, 440 0% 74% 118%

Trichoderma citroviride, 389 35% 65% 127%

Trichoderma viride, 355 10% 50% 86%

Trichoderma viride, 354 72% 52% 146%

Trichoderma citroviride, 559 145% 184% 260%

1 richoderma viride, 357 0% 64% 125%

Trichoderma viride, 363 0% 55% 100%

Culvularia geniculate, AI 145% 182% 230%

Chaetominum globosum, A2 80% 80% 106%

Memnoniella echinata, A3 73% 103% 99%

Stemphylium botryosum, A4 360% 339% 400%

Aspergillus fluvus, A5 150% 170% 180%

Aspergillus vcrsicolo, A6 0% 25% 23%

Penicillium janczswskii, Б4 0% 0% 0%

Также были получены довольно крупные агрегаты коровых клеток. Лучшие результаты были получены при применении совместно с ферментными препаратами из микро- и макромицетов коммерческих ферментных препаратов. При этом увеличивался выход одиночных медуллярных клеток.

Полученные клеточные суспензии В. пешЬиШ состояли из небольшого числа бесцветных медуллярных клеток с деградирующими клеточными стенками и агрегатов пигментированных коровых клеток. Дальнейшее

культивирование клеточной суспензии в течение 2-х дней приводило к снижению числа живых клеток, при этом исчезала их пигментация.

Нами был экспериментально установлен осмотический режим, при котором начиналось сжатие протопласта внутри клеточной стенки у исследованных видов морских макрофитных водорослей.

В ходе работы с помощью коммерческих и природных ферментов были получены протопласты из талломов зеленых, бурой и красной морских макрофитных водорослей (таблица 4). Таблица 4.

Относительная эффективность мацерации талломов макрофитных водорослей различными ферментными препаратами.

Вид водоросли № опыта Ферментный препарат Выход протопластов (+), Жизнеспособность клеток

1 Ц-1% -

ИЬа «р. 2 Ц-1%; П-0,5% -

3 Ц-1%; 114),5%; Д-1% +, низкая

ЕМеготогрЬа 4 Ц-1%; П-0,5% -

5 Ц-1%; П-0,5%. Д-1% +, низкая

6 Ц-1%; П-0,5%; А-1% *, средняя

11 Капа 8р1еп<1еп8 7 Ц-1%: П-0,5% -

8 Ц-1%; П-0,5%; Д-1% + низкая

9 Ц-1%; П-0,5%; А-1% +, средняя

10 Ц-1%; П-0,5% -

Ьатшапа II Ц-1%; П-0,5%,К-1% •

ЗассЬаппя 12 А-3% +, хорошая

13 Ц-1%; П-0,5%,К-1%; А-3% +, хорошая

14 Ц-1%; П-0,5% -

15 Ь. Н«огеа-3% -

РогрИуга 16 Ц-1%, П-0,5%; I.. |1Иогеа-3% -

АтрН$$1та 17 Ц-1%; П-0,5%; А-3% -*, средняя

18 Ц-1%; П-0,5%;К-1%, А-3% -*, средняя

19 Ц-1%; П-0,5%;К-1%; А-3%, I. НИогеа-3% ^, средняя

Примечания: Ц - целлюлаза, II - пектиназа, Д - дрезилаза, А - абалон, К - ксиланаза, Жизнеспособность клеток в суспензиях через 1 день после получения: хорошая > 70%, средняя 30-70 %, низкая < 30 %. + - выход протопластов, * - выход агрегатов.

Время обработки ферментными препаратами варьировало в зависимости от вида водоросли и составляло 2-6 часов. Использование коммерческого ферментного препарата абалон, выделенного из моллюска АЬа1опе епй-аНз, показало его положительное действие во многих случаях. Использование ферментных комплексов из микро- и макромицетов не приводило в нашей работе к выделению протопластов из исследованных нами видов водорослей -макрофитов.Наиболыпее количество протопластов и наименьшее время их выхода из ткани наблюдалось у молодых талломов водорослей, а также в верхней части веточек талломов - зоне активного роста. Было показано, что выход клеток из тканей происходил труднее из больших фрагментов таллома. В ходе ферментативной обработки клетки округлялись по мере разрушения клеточных стенок и высвобождались из межклеточного матрикса, но некоторые так и оставались в нем, в этом случае требовалось перемешивание и небольшое механическое воздействие на таллом, тогда они выходили в среду (Фото 11).

Фото 11. Протопласты зеленой водоросли Ulvaria splendens, увеличение хЮО Жизнеспособность протопластов зависела от вида водоросли и колебалась от 15% до 80%. Деградация клеточной стенки была подтверждена отсутствием

окрашивания толуидиновым голубым (McCully, 1970). При разбавлении среды дистиллированной водой протопласты лопались.

В опытах с Е. intestinalis выход протопластов шел лучше, чем у других зеленых водорослей. Это связано с тем, что при разрезании эта водоросль расслаивалась, и поэтому облегчалось действие ферментов. Получение протопластов бурой водоросли L. saccharina шло постепенно. Сначала происходило размягчение коровой ткани и из нее при помощи механического растирания выделяли протопласты коровых клеток, а затем при дальнейшем действии ферментов размягчалась и медуллярная ткань из которой в последствии выделяли протопласты (Фото 12).

Фото 12. Протопласты бурой водоросли Laminaria saccharina, увеличение х400

В опытах с морской красной водорослью Р. amplissima (Таблица 4 варианты 17,18) наблюдали лишь размягчение ткани, при механическом растирании которой получали суспензию агрегатов клеток (2-6 клеток). В варианте 19 при дополнительном применении вместе с комплексом ферментов

' экстракта из L. littorea наблюдали сильное размягчение ткани. Здесь было

| 23

необходимо лишь слабое механическое растирание, в результате чего наблюдали выход агрегатов и отдельных клеток. При дальнейшем инкубировании в растворе ферментов происходит растворение остатков клеточных стенок и выход протопластов, но при этом также происходит их лизис.

При последовательном уменьшении концентрации осмотика до уровня морской воды, большинство протопластов Laminaria saccharina и Porphyra amplissima регенерировали клеточную стенку. После регенерации клеточной стенки протопласты сохраняли шаровидную форму. Такие клетки сохраняли жизнеспособность в течение недели.

Выводы

1. В работе были подобраны индивидуальные комплексы антибиотиков, эффективные для получения аксеничного материала, и отработана схема стерилизации талломов ряда видов морских макрофитных водорослей.

2. Впервые получен каллусный и вегетативный рост из эксплантатов тропической морской макрофитной красной водоросли Botryocladia neushulii. Превалирование каллусного или вегетативного роста при инкубации эксплантатов В. neushulii зависело от условий выращивания.

3. Показана способность 21 штаммов почвенных грибов (микро- и макромицетов) к росту на среде с сухой биомассой морской красной водоросли Botryocladia neushulii в качестве единственного источника углерода. Выявлена ксиланазная активность грибных экзоферментных препаратов, которые использовались для получения клеточной суспензии из морской макрофитной водоросли В. neushulii.

4. В работе были получены клеточные суспензии из талломов ряда видов красных и зеленых морских макрофитных водорослей (Caulerpa proliféra, Botryocladia neushulii, Porphyra amplissima). Жизнеспособность клеток в них постепенно снижалась в жидкой среде в фотоавтотрофных условиях в течение 7 суток.

5. Были получены жизнеспособные протопласты из талломов 5-ти видов красных, зеленых и бурых морских макрофитных водорослей. Протопласты двух видов регенерировали клеточную стенку.

По материалам диссертации опубликованы следующие работы:

1. Васильев В.Г., Тамбиев А.Х. Реакционная способность нативных экзометаболитов и внеклеточных продуктов макрофитных зеленых водорослей в различных условиях инкубации. Труды VIII Международной конференции "Новые информационные технологии в медицине и эколопм/'ЛТ+МЕ 2000, Украина, Ялта-Гурзуф, 2000, с. 81-82.

2. Тамбиев А.Х., Кирикова H.H., Васильев В.Г. Действие КВЧ-облучения на аксеничные эксплантаты и фототрофные клеточные суспензии морских макрофитных водорослей. Материалы Международной научной конференции «Автотрофные микроорганизмы». Москва, 2000, с.180-181.

3. Васильев В.Г., Лихачев А.Н., Тамбиев А.Х. Использование ксилана красных морских водорослей наземными редуцирующими грибами. Труды IX Международной конференции "Новые информационные технологии в медицине и экологии'МТ+МЕ 2001, Украина, Ялта-Гурзуф, 2001, с. 111-112.

4. Васильев В.Г., Кирикова H.H., Лихачев А.Н., Тамбиев А.Х. Ферментативная активность штаммов наземных редуцирующих грибов, растущих на талломе морской красной водоросли в качестве источника углерода. Материалы Международной научной конференции «Биологические ресурсы и устойчивое развитие». Пущино, 2001, с.33-34.

5. Васильев В.Г., Тамбиев А.Х. Каллусный и вегетативный рост красной морской водоросли Botryocladia neushulii на питательной среде. Биотехнология, 2002, №5, с.70-73.

6. Vladislav G.Vasiljev, Ekaterina V.Nikolaeva, Alexander H.Tambiev. Protoplast isolation from thalli of some species of red seaweed, (в печати).

Отпечатано в ООО «Соцветие красок» 119992 г.Москва, Ленинские горы, д.1 Главное здание МГУ, к. 102 Тираж 50 экз. Заказ №78

gооз- A

TSfjg 116370

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Васильев, Владислав Геннадьевич

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. МАКРОФИТНЫЕ ВОДОРОСЛИ КАК ОБЪЕКТ ФУНДАМЕНТАЛЬНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ И СОВРЕМЕННОЙ БИОТЕХНОЛОГИИ.

2. КУЛЬТУРЫ КЛЕТОК И ТКАНЕЙ МОРСКИХ МАКРОФИТНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ.

2.1. Получение аксеничных культур макрофитных водорослей.

2.2. Питательные среды и условия культивирования клеток и тканей макрофитов in vitro.

2.3. Каллусные культуры макрофитных водорослей.

2.4. Вегетативный рост в аксеничных условиях.

2.5. Получение протопластов макрофитных водорослей и их регенерация.

2.6. Получение клеточных суспензий и суспензионных культур макрофитных водорослей.

3. КЛЕТОЧНАЯ И ГЕНЕТИЧЕСКАЯ ИНЖЕНЕРИЯ МОРСКИХ ВОДОРОСЛЕЙ.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

РЕЗУЛЬТАТЫ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ РАБОТЫ

И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

1. ПОЛУЧЕНИЕ АКСЕНИЧНЫХ ЭКСПЛАНТАТОВ ИЗ ТАЛЛОМОВ

МОРСКИХ МАКРОФИТНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ.

1.1. При помощи поверхностных стерилизующих агенток

1.2. При помощи антибиотиков.

2. КУЛЬТИВИРОВАНИЕ ЭКСПЛАНТАТОВ МОРСКИХ МАКРОФИТНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ В АКСЕНИЧНЫХ УСЛОВИЯХ. КАЛЛУСНЫЙ И ВЕГЕТАТИВНЫЙ РОСТ.

3. ПОЛУЧЕНИЕ И ИССЛЕДОВАНИЕ ХАРАКТЕРИСТИК ЖИЗНЕСПОСОБНЫХ КЛЕТОЧНЫХ СУСПЕНЗИЙ МОРСКИХ МАКРОФИТНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ, ПОЛУЧЕННЫХ МЕХАНИЧЕСКОЙ МАЦЕРАЦИЕЙ ТАЛЛОМА.

3.1. Получение жизнеспособных клеточных суспензий морских макрофитных водорослей.

3.2. Исследование характеристик жизнеспособных клеточных суспензий морских макрофитных водорослей.

4. ПОЛУЧЕНИЕ КЛЕТОЧНЫХ СУСПЕНЗИЙ И ПРОТОПЛАСТОВ С ПОМОЩЬЮ КОММЕРЧЕСКИХ ФЕРМЕНТНЫХ ПРЕПАРАТОВ И ПРЕПАРАТОВ, ВЫДЕЛЕННЫХ ИЗ ПРИРОДНЫХ ПРОДУЦЕНТОВ.

4.1. Получение ферментных комплексов из природных продуцентов.

4.2. Получение клеточных суспензий и протопластов.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изучение культур клеток и тканей морских макрофитных водорослей"

Актуальность проблемы. Культуры клеток и тканей растений являются удобным объектом для физиологических, генетических и биохимических исследований, а также источником ценных продуктов клеточного метаболизма (Бутенко, 1964; 1984). Исследования способов ведения культур тканей морских макрофитных водорослей, были начаты в 60-70 годы в Швеции и Японии (Fríes, 1963; 1977; Nakamura, 1974; Saga et al., 1978; Chen, Taylor, 1978). У нас в стране это было начато в 1983 г. в группе проф. А.Х. Тамбиева. В перспективе это могло бы заменить добычу макрофитов и одновременно с выращиванием водорослей в хозяйствах марикультуры служить источником промышленно важных соединений водорослей, таких как агар, каррагинан, альгинаты и др.

В настоящее время показана возможность получения каллусных культур, аксеничного вегетативного роста, протопластов из ряда видов морских водорослей (Polne-Fuller, Gibor, 1984; Гусев, Тамбиев и др., 1984; Butler et al., 1989; García-Reina et al., 1991; Mollet et al., 1995; Rusig et al., 2001), а также только двух суспензионных клеточных культур (Chen, 1989; Tait et. al., 1990).

Однако исследования культур тканей морских макрофитных водорослей достаточно трудны, что связано с их гетерогенностью по морфологическим, физиологическим и биохимическим характеристикам, сложным жизненным циклам, недостатком знаний о механизмах роста, трудностью получения аксеничных кулыур и, как правило, их медленным ростом.

В настоящее время весьма важным является ведение и развитие культур тканей новых видов морских макрофитных водорослей с полезными для человека свойствами, а также оптимизация условий автономного культивирования их клеток и тканей с целью получения различных ценных продуктов.

В соответствии с этим в работе были поставлены следующие экспериментальные задачи: ^ 1. Подбор условий стерилизации и получение аксеничного материала из талломов нескольких видов морских макрофитных водорослей.

2. Получение каллусного и вегетативного роста из эксплантатов водорослей в аксеничных условиях.

3. Подбор коммерческих ферментных препаратов для мацерации талломов водорослей.

5. Получение природных ферментных препаратов и изучение их ферментативных активностей.

6. Исследование эффективности воздействия коммерческих и природных ферментных препаратов на талломы морских макрофитных водорослей с целью получения жизнеспособных суспензий клеток и протопластов. и 7. Изучение физиологических характеристик полученных в работе суспензий клеток и протопластов исследуемых видов макрофитных водорослей.

Научная новизна работы. Выявлены индивидуальные комплексы антибиотиков, эффективные для получения аксеничных эксплантатов из талломов нескольких видов морских водорослей. Установлена возможность получения каллусного и вегетативного роста из эксплантатов тропической морской макрофитной красной водоросли - Во1гуос1а(Па пеиэЬиШ.

Исследована активность полученных в работе природных ферментных препаратов (из грибов и моллюска Глйоппа Шогеа) и их ^ эффективность при разрушении клеточных стенок и межклетников красных водорослей. При помощи коммерческих и экспериментально подобранных ферментных препаратов получены жизнеспособные клеточные суспензии из талломов ряда видов морских макрофитных водорослей.

Отработанные методики получения жизнеспособных клеточных м» суспензий и протопластов ряда видов красных, бурых и зеленых морских макрофитных водорослей могут быть рекомендованы для использования на других представителях водорослей.

Получение каллусов, жизнеспособных клеточных суспензий и протопластов, способных к регенерации клеточных стенок, открывают перспективы перехода к суспензионным культурам морских макрофитных водорослей — автономным источникам ценных пищевых и лекарственных продуктов.

Апробация работы. Результаты работы докладывались на конференциях:

VIII Международная конференция и дискуссионный научный клуб: «Новые информационные технологии в медицине и экологии». Гурзуф, 610 июня 2000 г.

Международная научная конференции «Автотрофные микроорганизмы». Москва, 13-15 декабря 2000 г.

Международная научная конференция «Биологические ресурсы и устойчивое развитие» Россия, Пущино Московской области, 29 октября - 2 ноября 2001 г.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 5 печатных работ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Васильев, Владислав Геннадьевич

выводы

1. Подобраны индивидуальные комплексы антибиотиков, эффективные для получения аксеничного материала, и отработана схема стерилизации талломов ряда видов морских макрофитных водорослей.

3. Показана способность 21 штаммов почвенных грибов (микро-и макромицетов) к росту на среде с сухой биомассой морской красной водоросли Botryocladia neushulii в качестве единственного источника углерода. Выявлена ксиланазная активность грибных экзоферментных препаратов, которые использовались для получения клеточной суспензии из морской макрофитной водоросли В. neushulii.

4. Получены клеточные суспензии из талломов ряда видов красных и зеленых морских макрофитных водорослей (Caulerpa proliféra, Caulerpa mexicana, Botryocladia neushulii, Porphyra amplissima). Жизнеспособность клеток в них постепенно снижалась в жидкой среде в фотоавтотрофных условиях в течение 7 суток.

5. Получены жизнеспособные протопласты из талломов 5-ти видов красных, зеленых и бурых морских макрофитных водорослей. Протопласты двух видов регенерировали клеточную стенку.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Васильев, Владислав Геннадьевич, Москва

1. Албертс Б., Брей Д., Льюис Дж., Рефф М., Роберте К., Уотсон Дж. Молекулярная биология клетки. Пер.с англ. - М.: Мир, 1994.- Т. 3. — 519с.

2. Артемчук Н.Я. Микрофлора морей СССР.-М.: Наука, 1981.-192с.

3. Беккер З.Э. Физиология и биохимия грибов. М.: Изд. МГУ, 1988.-230с.

4. Биология черноморских агарофитов. М.: ИОРАН, 1993.-210с.

5. Биотехнология растений: культура клеток. / Под ред. P.A. Диксона. -Пер. с англ. М.: ВО "Агропромиздат", 1989.- 280с.

6. Блинова Е.И. Состояние и перспективы развития марикультуры водорослей // Рыбное хозяйство. 1984.-N8.- С. 33-37

7. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений. М.: Наука, 1964.- 272с.

8. Бутенко Р.Г. Экспериментальный морфогенез и дифференциация в культуре клеток растений. М.: Наука, 1975.

9. Бутенко Р.Г. Рост и дифференциация в культуре клеток и тканей / В кн. Рост растений и природные регуляторы. М.; Наука, 1977. С.6-21.

10. Бутенко Р.Г. Перспективы использования культивируемых клеток растений в биотехнологии // Биотехнология. 1984.- 239с.

11. Виноградова К.Л. Ульвовые водоросли (Chlorophyta) морей СССР JL: Наука, 1974.- 166с.

12. Водоросли. Справочник / Вассер С.П., Кондратьева К. В. и др. Киев: Наукова думка, 1989.- 608с.

13. Возжинская В.Б. Донные макрофиты Белого моря. М.: Наука, -1986.-255с.

14. Возжинская В.Б., Цапко A.C., Блинова Е.И., Калугина A.A., Петров Ю.Е. Промысловые водоросли СССР.- М.: Пищ. промышленность, 1971.- 270с.

15. Воскобойников Г.М., Вшивцев B.C., Крестникова Е.В., Родова H.A., Телегин М.Л. Некоторые особенности клеток опухоли и суспензионной культуры бурой водоросли Fucus distichus // Физ. Раст. 1989.- Т. 36.-С. 162-165.

16. Воскобойников Г.М., Родова H.A. Культура клеток макроводорослей.-Апатиты, 1989.- 19с.

17. Глеба Ю.Ю., Сытник K.M. Клеточная инженерия растений. Киев: Наукова Думка, 1984.- 160с.21 .Голлербах М.М. Водоросли, их строение, жизнь и значение. М.: Изд-во Моск. о-ва испыт. природы, 1951.- 172с.-(Среди природы; Вып. 34).

18. Горбунова Н.П., Альгология. М.: Высш. школа, 1991.-256с.

19. Гусев М.В., Тамбиев А.Х., Кирикова H.H., Асланян P.P., Шелястина H.H. Получение аксеничных эксплантатов из талломов морских водорослей // Изв. АН СССР. Сер. биол. 1984. Т. 5.- С. 716-721.

20. Жизнь растений. Т. 3. Водоросли, лишайники. / Под ред. М.М.

21. Голлербаха. М.: Просвещенье, 1977.- 488с.

22. Калугина-Гутник А.А. Фитобентос Черного моря. Киев, Наукова думка, 1975.- 247с.

23. Кизеветтер И.В. Химический состав и народнохозяйственное значение промысловых макрофитов морей // Использование биологических ресурсов Мирового океана. М., 1981.- С. 131-150.

24. Клесов А.А., Рабинович М.Л., Елякова Л.А. Ферментативный гидролиз целлюлозы. V Целлюлазные комплексы морских организмов японского моря. Биоорганическая химия том 8, № 11, 1982. — с. 1490-1496.

25. Клеточная инженерия / Бутенко Р. Г., Гусев М.В., Киркин Д.Ф., Корженевская Т.Г., Маркарова Е.Н. / Биотехнология: Учеб. пособие для

26. ВУЗов. Под ред. Н.С. Егорова и В.Д. Самуилова. - М.; Высшая школа, 1987.- 124с.

27. Колвэлл P.P. Глобальный потенциал морской биотехнологии // Журн. общ. биол,- 1986,- Т. 157.- №3.- С. 328-336.

28. Кондратьева J1.M.; Тен Хак Мун. Деградация полимерных субстратов морских макрофитов культурой Cytophaga НК-5 // Микробиология. -1989.- Т. 58.- № 6.- С. 990-993.

29. Компьютерная биометрика / Под ред. В.Н. Носова. — М.: Изд. Моск. Унив., 1990.-231с.

30. Корженевская Т.Г., Бутенко Р.Г., Гусев М.В. ассоциации цианобактерий с культивируемыми клетками и тканями высших растений. / Культура клеток растений и биотехнология. М.: Наука, 1986- С. 225-242.

31. Крупнова Т.Н. К биотехнологии культивирования ламинарии японской в двухгодичном цикле // Промысловые водоросли и их использование. -М., 1987.- С. 20.

32. Курс низших растений. / Под ред. М.Б. Горленко. М.: Высшая школа, 1981.-519с.

33. Курсанов Л.И. Бурые и красные водоросли М.; Изд-во МГУ, 1927.-145с.

34. Липский A.JL Глубинное культивирование клеток высших растений / Культура клеток растений. М.: Наука, 1981.- С. 51-68.43 .Литвинов М.А.- Определитель микроскопических почвенных грибов. -Л.,1967. 289с.

35. Лавровская Н.Ф. Выращивание водорослей и беспозвоночных в морских хозяйствах. М.: Пищ. пром., 1979.- 198с.

36. Макаров В.Н. Инструкция по биотехнике культивирования ламинарии сахаристой в двухгодичном цикле в условиях Белого моря. Мурманск: ПИНРО, 1987.- 60с.

37. Макиенко В.Ф. Особенности структуры нематеция у Ahnfeltia plicata (Huds.) Fries из Колючинской губы (Чукотской море) // Новости сист. низ. растений.- 1970.- Т. 7.- С. 99-101.

38. Максимова О.В., Кучерук Н.В. Эколого-морфологическая пластичность черноморской Phyllophora nervosa и проблема существования Филлофорового поля Зернова // Биология черноморских ага-рофитов.- М., -1993.- С. 97-107.

39. Медведева Е.И., Микудич Д.Е. Характеристика полисахаридов некоторых красных водорослей Черного и Балтийского морей // Альгология.- 1992.- Т. 2.- N 2.- С. 25-29.

40. Методы общей бактериологии. / Под ред. Герхардта в Зт.-М.: Мир, 1984.

41. Методы экспериментальной микологии. / Под ред. Белай В.И.- Киев: Наукова Думка, 1982.- 450с.51 .Морозова-Водяницкая Н.В. Сезонная смена и "миграция" водорослей Новороссийской бухты / Раб. Новоросс. биолог, ст. им. Арнольди.-1930.-В. 4.- 16с.

42. Нойман К.Х. Фотосинтез и фотоавтотрофные культуры растительных клеток // В сб. Биология культивируемых клеток и биотехнология растений. / Под ред. Р. Г. Бутенко.- М.: Наука, 1991.-С. 56-76.

43. Перестенко Л.П. Водоросли залива Петра Великого. Л.: Наука. Ленинг. отд-ние, 1980. - 231с.

44. Перестенко Л.П. Красные водоросли дальневосточных морей России.-Спб.; Изд-во Ольга, 1994.- 330с.

45. Петров В.А. Ламинариевые и фукусовые водоросли в морях СССР // Растит, ресурсы.-1973.- Т. 9.- С. 123-127.

46. Пидопличко Н.М. Грибная флора грубых кормов.- Киев: Изд. АН УССР, 1953.-487с.

47. Плохинский Н.А. Математические методы в биологии.- М:Изд. МГУ, 1978.- 264с.

48. Пржеменецкая В.Ф. Культивирование водорослей макрофитов // Культивирование тихоокеанских беспозвоночных и водорослей. М., 1987.- С. 8-12.

49. Руководство к практическим занятиям по микробиологии. / Под ред. Н.С. Егорова.- М.: Изд. МГУ, 1983.- 236с.

50. Саут Р., Уиттик А. Основы альгологии.- Пер. с англ.- М.: Мир, 1990.-595с.

51. Силкин В.А., Золотухина Е.Ю., Бурдин К.С. Биотехнология морских макроводорослей.- М.: Изд. МГУ, 1992.- 150 с.

52. Синицын А.П., Гусаков А.В., Черноглазое В.М. Биоконверсия лигноцеллюлозных материалов: Учебн. пособие.- М.: Изд-во МГУ, 1995.- 224с.

53. Синицын А.П., Черноглазое А.В., Гусаков А.В. Методы изучения и свойства целлюлолитических ферментов. / В изд. "Биотехнология". (Итоги науки и техники АН СССР). М., 1993.- 152с.

54. Сиренко Л.А., Козицкая В.Н. Биологические активные вещества водорослей и качество воды.- Киев: Наукова Думка, 1988.- 254с.

55. Тамбиев А.Х. Реакционная способность экзометаболитов растений.-М: Изд. МГУ, 1984.- 72с.

56. Тамбиев А.Х. Новое направление в альгологии / В сб. Биология наших дней.- М.: Знание, 1987.- С. 96-114.

57. Тамбиев А.Х., Асланян Р.Р. Эксплантация водорослей-макрофитов вискусственную питательную среду // Океанология.- 1984.-Т. 24.- N 1,-С. 139-142.

58. Тамбиев А.Х., Асланян P.P. Каллусные структуры морских водорослей / Тез. Докл. I Всес. Конф. "Актуальные проблемы современной альгологии".- Киев: Наукова Думка, 1986.- С. 24.

59. Тамбиев А.Х., Асланян Р. Р., Гусев М. В., Кирикова H.H., Шелястина H.H. Каллусные структуры нескольких видов морских водорослей-макрофитов // Изв. АН СССР. Сер. биол.- 1987.- Т. 2.- С. 297-300.

60. Тамбиев А.Х., Асланян P.P., Кирикова H.H. Получение каллусных культур из ряда видов морских макрофитных водорослей / В сб. " Применение научных разработок ученых-биологов в рыбном хозяйстве".- М: Изд. МГУ, 1988.- С. 101-104.

61. Тамбиев А.Х., Кирикова H.H., Паньков С. J1. Роль бактерий-спутников в процессе внеклеточного выделения у морской зеленой водоросли Platymonas viridis // Вестник МГУ. Сер. 16. Биология.- 1986.- N 3.- С. 71-75.

62. Тамбиев А.Х., Кирикова H.H., Шелястина Выделение органических соединений морскими водорослями. Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 16. Биология, 1983,№1.-с. 52-55.

63. Тамбиев А.Х., Николаева Е.В. Получение аксеничных культур морских макрофитных красных водорослей // Биотехнология, 1996,№10, С.51-56.

64. Тамбиев А.Х., Николаева Е.В., Асланян P.P. Изучение каллусных структур и некоторых аспектов размножения Ahnfeltia plicata белого моря // Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 16. Биология. 1996. №2 с. 39-43.

65. Тамбиев А.Х., Николаева Е.В., Синицын А.П., Аникина М.И., Асланян P.P. Действие грибных ферментных препаратов на таллом красной водоросли Palmaria Palmata // Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 16. Биология.1998. №4 с. 32-35.

66. Тамбиев А.Х., Синицын А.П., Николаева Е.В., Аникина М.И., Воздействие экзоферментов наземных грибов на клеточную стенку морских красных водорослей // Биотехнология, 1997, №2, С. 10-14.

67. Топачевский A.B. Вопросы цитологии, морфологии, биологии и филогении водорослей.- Киев: Изд-во АН УССР, 1962.- 235с.

68. Тышкевич Г.Л. Низшие растения, их использование в агропромышленном комплексе.- Кишинев: Кишинев, с/х ин-т им. Фрунзе, 1988.-35с.

69. Усов А.И. Полисахариды красных морских водорослей / В сб. Прогресс химии углеводов.- М.: Наука, 1985.- С. 77-96.

70. Усов А.И. Полисахариды морских водорослей: Проблемы изучения и использования. // Биологически активные вещества морских организмов. М.: АН СССР, -1990.- В. 1.- С. 97-111.

71. Усов А.И., Козлова Е.Г. Полисахариды водорослей. XX. Изучение одонтолана сульфатированного полисахарида из красной водоросли Odonthalia corymbifera (Gmel.) J. Ag. // Биоорган, химия.- 1975.- T. 1.- С. 912-918.

72. Усов А.И., Мартынова M.Д., Кочетков Н.К. Обнаружение агаразы в моллюсках рода Littorina // ДАН СССР.- 1970.- T. 194.-N2.- С. 455-457.

73. Усов А.И., Мирошникова Л.И. Полисахариды водорослей. XV. Окрашенный субстрат для определения агаразной активности // Журнал общей химии.- 1975.- T. XLV (CVII).- С. 455-459.

74. Усов А.И., Чижов О.С. Химические исследования водорослей.- М.: изд. "Знание", 1988.- 68с.

75. Усов А.И., Яроцкий C.B., Шашков A.C., Тищенко Б.П. Поли-сахаридный состав Rhodymenia stenogona Perest. и применение спектроскопии 13С-ЯМР для установления строения ксиланов //

76. Биоорг. химия.- 1978а.- Т. 4.- N 1.- С. 57-65.

77. Усов А.И., Яроцкий С.В., Эстевес M.JI. Полисахариды водорослей XXIII Полисахариды красной водоросли Barigia fuscopurpurea (Dillw.) Lyngb // Биоорг. химия.- 19786.- Т. 4.- N 1С- 66-72.

78. Фролова JI.B. Особенности популяций культивируемых клеток / В сб. Культура клеток растений.- М.: Наука, 1981.- С. 5-16

79. Хайлов К.М. Экологический метаболизм в море.- Киев: Наукова Думка, 1971.- 252 с.

80. Чэпмен В. Морские водоросли и их использование.- М.: ИЛ, 1953.-248с.

81. Шевченко И.О., Кордюм В.М. Экспресс-метод определения числа живых и мертвых клеток в культурах водорослей // Мат. IV Науч. Конф. молодых ученых АН УССР.- Киев: Наукова Думка, 1972.-С. 41.

82. Шошина Е.В. Биология Ahnfeltia plicata (Rhodophyta) Белого моря. / АН СССР. Кольский научный центр. Апатиты.- 1990.-42с.

83. Шубравый 0. И. Аквариум с морской водой для содержания и разведения примитивного многоклеточного организма Trichoplax и других мелких беспозвоночных // Зоолог. Журн.- 1983,- Т. XII.- N 4.-С. 618-621.

84. Abe Н., Uchiyarna М., Sato R. Isolation and identification of native auxins in marine algae // Agr. Biol. Chem.- 1972.-V. 36.- P. 2259-2260.

85. Araki Т., Aoki Т., Kitamikado M. Preparation arid regeneration of protoplasts from wild-type of Porphyra yezoensis and green variant of P. tenera//Bull. Jpn. Soc. Sci. Fish- 1987.-V.53.- P. 1623-1627.

86. Araki Т., Hayakawa M., Taniaru Y., Yoshimatsu K., Morishita T. Isolation and regeneration haploid protoplasts from Bangia atropurpurea (Rhodophyta) with Marine bacterial ensyrnes // J. Phycology.- 1994.- V,-30.-N6.- P. 1040-1046.

87. Aslanyan R.R., Tambiev A.H. Vegetative growth of explants of marine macroalgae on artificial nutrient medium. // Algologia.- 1993.- V. 3.- N 1 P. 100-102.

88. Augier H. Les hormones des algues. Etat actuel des connaissanoes. II. Recherche et tentatives didentification des aib-berellines, des cytokinines et de diverses autres substances de nature honnonale // Bot. Mar.- 1976.— V. 19.-P. 245-254.

89. Bauer A.W., Kirby W.M.M., Sherris J.C., Turck M. Antibiotic susceptifc>ily testing- by a standardized single disk method // Amer. J. Clin. Pathol- 1966.-V. 45.- P. 493-496.

90. BjorkM., EkmanP., Wall in A., Pedersen M. Effects of growth rate and other factors on protoplast yield from four species of the red seaweed Gracilaria ( Rhodophyta ) // Bot. Mar.-1990.- V. 33.- P. 433-439.

91. Bjork M., Gomes-Penchetti J.L., Garcia-Reina G., Pedersen IVI. Protoplast isolation from Ulva rigida (Chlorophyta) // Br. Phycol. J.- 1992.-V. 27.- P. 401-407.

92. Bradley P.M, Cheney D.P. Some effects of plant growth regulators on tissue cultures of the marine red alga Agardhiella subulata ( Gigartinal es, Rhodophyta) // Hydrobiologia. 1990.- V. 204/205.- P. 353-360.

93. Bradley P.M., Cheney D.P., Saga N. One step antibiotic disk method for obtaining axenic cultures of multicellular marine algae // Plant cell, tissue and organ culture.- 1988.- V. 12.- P. 55-60.

94. Buggeln R.G. Auxin, an endogenous regulator of growth in algae // J. Phycol- 1976.- V. 12.- P. 355-358.

95. Buggeln R.G. Morphogenesis and growth regulators / In: The Biology of Seaweeds (eds. Lobban C.S., Wynne M.J.).- Black well Scientific Publications, -Oxford, 1981.- P. 827-660.

96. Butler D.M., Evans L.V. Isolation of protoplasts from LaminariayVBr.

97. PhycoL- 1988.- V. 23.- P. 204.

98. Butler D.M., Evans L.V. Cell and tissue culture of macroalgae // In: Akatsuka I. (ed.) Introduction to Applied Phycology, SPB Academic Publishing, The Hague. 1990.- P. 3-19.

99. Butler D.M., Evans L.V., Kloareg B. Isolation of protoplasts from marine macroalgae // In: Akatsuka I. (ed.) Introduction to Applied Phycology, SPB Academic Publishing The Hague.- 1990.- P. 647-668.

100. Butler D.M., Ostgaard K., Boyen C., Evans L.V., Jensen A., Kloareg B. Isolation conditions for high yields of protoplasts from Laminaria saccharina and L. digitata (Phaeophyceae) // J. exp. Bot.- 1989.- V. 40.- P. 1237-1246.

101. Caccamese S. , Toscano R.M., Furnaring- R. et a.l. Antimicrobial activities of red and brown algae from southern Italy coast // Bot. Mar.-1985.- V. 28.- N 11.- P. 505-511.

102. Carbohydrate analysis; a practical approach / Ed. by M.F. Chaplin, J.F. Kennedy. IRL. Press Limited. Oxford, England.- 1986.- P. 341.

103. Chapman A.R. The wild harvest arid culture Laminaria longicruris in eastern Canada // FAO Fish. Techn. Pap.- 1987.- P. 193-198.

104. Chapman V.J., Chapman DJ. Seaweeds and their uses.-L.: Chapman aid Hall, 1980.- 334p.

105. Chen L.C.M. Callus-like formation from Chondrus crispus / 1-st Intern. Phycol Congr.- St. John's, 1982.- P.25-27.

106. Chen L.C.M. Cell development of Porphyra miniata. (Rhodophyta) under axenic culture // Bot.Mar.1986.- v. 24.- P.436-439.

107. Chen L.C.M. protoplast morphogenesis of Porphyra leucosticta in culture // Bot. Mar.- 1987.- v. 30.- P. 399-403.

108. Chen L.C.M. Cell suspension culture from Porphyra linearis (Rhodophyta) a multicellular marine red alga // J. of applied Phycol- 1989.-V. 1.-P. 153-169.

109. Chen L.C.M. Porphyra Cell Suspension Culture, Novel Biotechnological Approach for the Production of Hoshi-nori // Nat. Hist. Res., Special Issue №3. 1997. P. 111-121.

110. Chen L.C.M., McCracken I. An antibiotic protocol for preparing axenic cell cultures of Porphyra linearis // Bot. marina.- 1993.- V. 36.- P. 29-32.

111. Chen L.C.M., Taylor A.R.A. Medullary tissue culture of red alga Chondrus crispus // Canad. J. Bot.- 1978.- V. 56.- P. 883-886.

112. Chen L.C.M., Craigie J.S., Xie Z.K. Protoplast production from Porphyra linearis using a simplified agarase procedure capable of commercial application // J. Appl. Phycol- 1994.- V. 6.- P. 35-39.

113. Chen L.C.M., McCracken I., Ragan M.A. Biotechnology potential for hoshi-nori production // World Aquacult.- 1990. V. 21.- P. 106-107.

114. Chen L.C.M., McCracken I., Xie Z.K. Electrofusion of protoplasts of two Species of Porphyra (Rhodophyta) //Bot. Mar.- 1995.- V. 38.- P. 335-338.

115. Chen Y.C., Chiang- Y.M. Development of protoplasts from, Grateloupia sparsa and G. filicina (Halymeniaceae, Rhdophyta) // Bot. Mar.- 1994.- V. 37.-N4.- P. 361-386.

116. Chen Y.C., Shih H.C. Development of protoplast of Ulva fusciata for algal seed stock // J. Phycol. 2000 №36. P.608-612.

117. Cheney D.P. Genetic engineering in seaweeds; applications and current status // Nova Hedwigia.- 1986.- V- 61.- P. 22-29.

118. Cheney D.P. Interspecific protoplast fusion and somatic hybridization in the agarophyte Gracilaria / Abstr. 19 Int. Seaweed Symp.- Vancouver, 1989.-P. 17-69,

119. Cheney D.P., Luistro A.H., Bradley P.M. Carraginan anialysis of tissue cultures and whole plants of Agardhiella subulata I// Hydrobiologia.- 1987.-V. 151/152.- P. 161-166.

120. Cheney D., Mar E., Saga N., van der Meer J. Protoplast isolation and celldivision in the agar producing- seaweed Gracilaria (Rhodophyta) // J. Phycol.- 1986.- V. 22.- P. 238-243.

121. Cocking E.G., Evans P.K. The Isolation of Protoplasts / Plant Tissue and Cell Culture /Ed. Street H.E.- Oxford, 1973. P. 100-120.

122. Cristensen P.J., Cook F.D. The isolation and enumeration of Cytophagas // Can. J. Microbiol. 1972.- V. 18.- P. 1933-1940.

123. Datta R., Datta B.K., Chauhan V.D. Axenic culture of marine brown alga Sargassum swartzii // Ind. J. Of Mar. Scie. Vol.23. 1994. P.165-167.

124. Davison I.R., Polne-Fuller M. Photosynthesis in protoplasts of Macrocystis pyrifera (Phaeophyta) // J. Phycol.- 1990.-V. 26.- P. 384-387.

125. Dawes C.J., Koch E.W. Branch, micropropagation and tissue culture of the red algae Eucheuma denticulatum and Kappaphycus alvarezii farmed in the Philippines // J. Appl Phycol.-1991.- V. 3.- P. 247-257.

126. Dawes C.J., Trono G.C., Lluisma D.O. Clonal propagation of Eucheuma denticulatum and Kappaphycus alvaiezii for Phylippine seaweed farms // Hydrobiologia.- 1993.- V. 261.- N6.- P. S79-383.

127. Dawes C.J., Teasdale B.W., Friedlander M. Cell wall structure of the agarophytes Gracilaria tikvahiae and G.cornea (Rhodophyta) and penetration by the epiphyte Ulva lactuca (Chlorophyta) // J. of Appl. Phycol. №12 2000. P.567-575.

128. Deacon-Smith R. A., Lee-Potter J.P., Pogers D.J. Anticoagulant activity in extracts of British marine algae // Bot. Mar.-1985 V 28. -N8 P. 333-336.

129. Dixon P.S. The Biology of the Rhodophyta.- Oliver and Boyd, Edinburgh.- 1973;-P. 376.

130. Doubet R.S., Quatrano R.S. Isolation of marine bacteria capable of producing specific lyases for alginate degradation // Appl. Env. Microbiol -1982.- V. 6.- P. 754-756.

131. Droop N.R. A procedure for routine purification of algal cultures withantibiotics II Br. Phycol. Bull.- 1967.- V. 3.- P. 295-297

132. Druehl L.D., Hsiao S.I.C. Axenic culture of Laminariales in difined media // Phycologia.- 1969.- V. 7.- P. 47-49.

133. Ducreux G., Kloareg B. Plant regeneration from protoplasts of Sphacelaria (Phaeophyceae) // Planta.- 1988.- V. 174.-P. 25-29.

134. Elyakova L.A., Favorov V.V. Isolation and certain properties of alginatlyase from the mollusk Littorina sp. // Biochem. biophys. Acta.-1974,- V. 358.- P. 341-3.54.

135. Evans L.V., Butler D.M. Seaweed biotechnology current status and future prospects // In: Biochemistry of the Alegae and Cyanobacteria. Proc. Phytochem. Soc. Eur. Ed. - by L.J. Roiers, J.R. Gallon. - 1987.- V. 28.- P. 335-350.

136. Fang T.C. Some genetic features revealed from culturing the gaploid cells of kelps II Hydrobiologia,- 1984.- V. 116/117.-P. 317-318.

137. Fang T.C., Yan Z., Wang Z. Some preliminary observations on tissue cultures in Laminaria japonica and Undaria pinnatifida Kezue Tougbao Soi. Bull. Jpn.- 1983.- V. 28.- P. 247-249.

138. Fisher D.D., Gibor A. Production of protoplasts from the brown alga, Sargassum muticum (Yendo) Fensholt (Phaeophyta) Phicologia 1987.- V. 26.- P. 488-495.

139. Fleurence J. The enzymatic degradation of algal cell walls: a useful approach for improving protein accessibility. II J. Of Appl. Phycol. №11 1999. P.313—314.

140. Foyn B. Lebenszyklus, Cytology und Sexualitat der Chlorophycee Cladophora suhriana Kutzing// Arch. Protistenkd.-,1934.- V. 83.- P. 1-56.

141. Fries L. On the cultivations of axenic red algae // Physiol. Plant.- 1963.-V.16.- P. 695-708.

142. Fries L. Requirements for organic .substances in seweads.// Bot.-Mar.1973.-V. 26.- P. 19-31.

143. Fries L. Growth regulating: effects of phenylacetic acid and p-hydroxyphenylacetic acid on Fucus spiralis in axenic culture // Phycologia. -1977.- V. 16.-P. 451-455.

144. Fries L. Axenic tissue cultures from the sporophytea of Laminaria digitate and L. hyperborea // J. Fhycol.- 1980. -16.- P. 475-477.

145. Fries L. D-vitamins arid their precursors as growth regulators in axenically cultivated marine macroalgae // J. Phycol. — 1984. V.20.-P. 6266.

146. Fujimoto K., Kaneda I. Screening: test for the antioxygenic compounds from marine algae and fractionation from Eisenia bicyclis and Undaria pinnatifida // Bull. Jap. Soc. Fac. Fish. -1980.- V. 46.- P. 1125-1128.

147. Fujimura T., Kawai. T., Shiga M., Kajiwara T., Hatanaka A. Regeneration of protoplasts into complete thalli in the marine green alga Ulva pertusa // Nippon Suisan Gakkaishi,- 1989.- V.55.- N 8.- P. 1353-1359.

148. Fujita Y., Migita S. isolation and culture of protoplasts from some seaweeds // Bull. Fac. Fish.- 1985.- V.57.- P.39-45.

149. Fujita Y., Migita S. Fusion of protoplasts from the thalli of two different color types in Porphyra yezoensis Ueda and development of fusion products // Jpn. J. Phycol.- 1987.- V.35.- P. 201-208.

150. Fujita Y., Munehisa S. Protoplast isolation and fusion in Porphyra (Bangiales, Rhodophyta) //Jpn. J. Phycol.- 1987.- V. 35.- P. 201-208.

151. Fujita Y., Saito M. Protoplast isolation and fusion in Porphyra / Abstr. XIII Int. Seaweed Symp.- Vancouver, 1989.- P. 17-68.

152. Garcia-Jimenez P., Marian F.D., Rodrigo M., Robaina R.R. Sporulation and sterilization method for axenic culture of Gelidium canariensis // Journal of Biotechnology 70 (1999) P.227-229.

153. Garcia-Reina G, Gomez-Pinchetti J., Robledo D.R., Sosa P. Actualpotential and speculative applications of seaweed cellular biotechnology: some specific comments on Gelidium // Hydrobiologia.- 1991.- V. 221.- P. -181-194.

154. Garcia-Reina G., Romero R., Luque A. Regeneration of thalliclones from Laurencia // In: Plant Cell Biotechnology. Ed. by D.Pals M.S.S., Mavituna F., Novais J.M.- NATO ASI Series. Springer-Verlag.- 1988.- P. 81-86.

155. Gibor A., Polne M., Biniaminov M., Neushul M. Exploratory studies of vegetative propagation of marine algaes procedure for obtaning axenic tissues // Proc. X-th Int. Seaweed Symp. 1981.- P. 587-695.

156. Giraud G. Culture de Fucus vesiculosus en vue de rexperirnetation. Essais sur d'autres Fucales // Physiol. Veg.-1983.- V. 21.- N 3.- P. 551-562.

157. Goldstein M. Regeneration and vegetative propagation of the agarophyte Gracilaria debt 1 is (Forska) Boerg. (Rhodophyta) // Bot. Mar.- 1973. V. 16,-P. 226-229.

158. Gomez-Pinchetti J., Bjork M., Pedersen M., Garcia-Reina G. Factors affecting protoplast yield of the carrageenophyte Solieria filiformis (Gigartinales, Rhodophyta) // Plant Cell Reports. -1993.- V.12- P. 541-545.

159. Gomez-Pinchetti J.L., Garcia-Reina G. Marine phycophages enzymes that degrade cell walls of seaweeds // Mar. Biol.-1993.- V. 116.- P. 553-558.

160. Gorham J. Plant growth regulators in Sargassum muticum // J. Phycol.-1977.- V. -13 (suppl.).- P. 25.

161. Gong X., Chen F. Optimization of culture medium for growth of

162. Haematococcus pluvialis // J. of Appl. Phycol. №9 1997. P.437-444.

163. Gross W. Preparating of protoplasts from the carrageenophyte Gigartina corymbifera (Kuts.) J. Ag-. (Rhodophyta) // J. Microb. Methods.- 1990.- V. 12.-P. 217-223.

164. Gusev M.V., Tambiev A.H., Kirikova N.N., Shelyastina N.N., Aslanyan R.R. Callus formation in seven species of agarophyte marine algae .// Mar. Biol.- 1987.- V. 95.- P. 593-597.

165. Hanisak M.D. Effect of indole-3-acetic acid on growth of Codium fragile subsp. Tomentosoides (Clorophyceae) in culture // J. Phycol- 1979.- V. 15.-P. 124-127.

166. Hansen J.E. Mariculture of marine plants: a critical pathway approach // Proc. "OCEAN'83", San-Francisco, New-York.-N.Y,- 1983.- P. 890-894.

167. Haslin C., Pellegrini M. Culture Medium Composition for Optimal Thallus Regeneration in the Red Algae Asparagopsis armata Harvey (Rhodophyta, Bonnemaisoniaceae) //Bot. Mar.- 2001.- V. 44.- P. 23-30.

168. Hoppe H.A. Marine algae: their products and constituents // Marine algae in pharmaceutical science.- B.; N.Y., 1982.- V.2. p. 3-48.

169. Huang W., Fujita Y. Callus induction and Thallus Regeneration of the Red Alga Meristotheca papulosa // Bot. Mar. Vol.40,1997, p. 55-61.

170. Jacobs W.P., Davis W. Effects of gibberellic acid on the rhizome and rhizoids of the algal ocenocyte Caulerpa prolifera in culture // Ann. But.-1983.- V. 52.- P. 39-41.

171. Jacobs W.P., Falkenstein K., Hamilton K.H. Nature and amount of auxin in algae // Plant Physiol.- 1985.- V 78.- P. 844-848.

172. Kaczyna F., Megnet R. The effects of glycerol and plant-growth regulators on Gracilaria verrucosa. (Gigartinales, Rhodophyceae) // Hydrobiologia.- 1993.- V. 268.- N 1.- P. 57-64.

173. Kapraun D.F. Marine biologist clones seaweeds cells // Gen. Engineering

174. News.- 1987.- V. 7.- P. 42-43.

175. Kapraun D.F., Sherman S.G. Strain selection and cell isolation of Ulvaria oxysperma (Chlorophyta) for net cultivation // Hydrobiologia.- 1989.- V. 179.- P. 53-60

176. Kawashima. Y., Tokuda H. Callus formation in Ecklonia cava (Laminariales, Phaeophyta) // Hydrobiologia.- 1990. V. 204/205.- P. 275380.

177. Kawashima Y., Tokuda. H. . Kominiami H., Kakuno T. Effects of plant hormones on the induction of adventitious embryos from calluses of a brown algae Ecklonia cava (Laminariales) // Oceanis.- 1992.- V. 18.- N 1.- P. 1-9.

178. Kloareg B., Quatrano R.S. Enzymatic removal of the cell wails from zygotes of Fucus distichus (L.) Powell (Phaeophyta ) // Hydrobiologia. -1987.-V. 151/152.-P. 128-129.

179. Kloareg B., Quatrano R.S. Structure of the cell walls of marine algae and ecophysiological functions of the matrix polysaccharides // Oceanogr. Mar. Biol. Ann. Rev.- 1988.- V. 26.-P. 259-315.

180. Kloareg B., Polne-Fuller M., Gibor A. Mass production of viable protoplasts from Macrocystis pyrifera // Plant. Science.- 1989.- V. 62.- P. 105-112.

181. Lapointe B.E., Williams L.D., Goldman J.C. et al. The mass outdoor culture of macroscopic marine algae // Aquaoulture.-1978.- V. 9.- P. 9-16.

182. Lawlor H.J., McComb J.A., Borowitska M.A. Tissue culture of Ecklonia radiata (Phaeophyceae, Laminariales): effects on growth of light, organic carbon source and vitamins // J. appl. Phycol- 1989.- V. 1.- P. 105-112.

183. Lee T. Aposporous gametophyte formation in stipe explant from Laminaria saccharina (Phaeophyta) // Bot. Mar.- 1985.-V. 28.- P. 179-185.

184. Lee T.F. Callus development from Laminaria saccharina sporophytes derived from gametophytes of aposporous origin // Abstr. Amer. Soc. of1.mnol. and Oceanography. Phycol. Soc of America.- 1986,- P. 75.

185. LeGall Y., Brand J.P., Kloareg B. Protoplast production in Chondrus crispus gametophytes // Plant Cell Rep.- 1990.- V. 8.- P. 582-585.

186. LeGall Y., Brown S., Marie D., Mejjad M. Kloareg B. Production of protoplasts from the red alga Chondrus crispus. Application to the quantification of nuclear DMA and to the evaluation of GC% // Oceanis.-1992.-V. 18.-P. 11-17.

187. Lewin R.A., Lounsbery D.M. 1969. Isolation, cultivation and characterization of Flexibacteria // J. of Microbiol- 1969.- 58.- P. 145-170.

188. Lipkin J. Outdoor cultivation of sea vegetables // Plant and soil.- 1985.-V. 89.-P. 159-183.

189. Liu X.W., Gordon M.E. Tissue and cell culture of New Zealand Pterocladia and Porphyra sp. // Hydrobiologia. 1987.- V. 116/117.- P. -147154.

190. Liu W.X„ Tang Y.L., Liu X., Fang T.C. Studies on the preparation and properties of sea snail enzymes // Hydrobiologia.- 1984.- V. 116/117.- P. 319-320.

191. Mazur H., Konop A., Synak R. Indole-3-acetic acid in the culture medium of two axenic green microalgae // J. Of Appl. Phycol. №3 2001. P.35-42.

192. McCully M. The histological localization of the structural polysaccharides of seaweeds // Ann, N.Y. Acad. Sci.- 1970.-7.175.- P. 702-711

193. McLachlan J. Inorganic nutrition of marine macroalgae in culture / In IM Srivaslava (ed.) Syntetic and Degradative Processes in Marine Macrophytes.- Berlin, 1982. P. 71-98.

194. McLachlan J. Macroalgae (seaweeds): Industrial resourses and their utilization // Plant and soil.- 1985.- V. 20.- P. 137.

195. Millner P.A., Callow M.E., Evans L.V. Preparation of protoplasts from the green alga Enteromorpha intestinales (L.) Link. // Planta.- 1979.- V. 147.1. P. 174-177.

196. Mollet J.C., Verdus M.C., Kling R., Morvan H. Improved protoplast, yield and cell wall regeneration in Gracilaria verrucosa (Huds) Papenfuss (Gracilariales, Rhodophyta) // J. Exp. Botany.- 1995.- V. 46.- N 283.- P. 239247.

197. Morrise L.M., McLean M., Williamson F.B., Long W.F. b-Agarases from Pseudomonas atlantica // Hydrobiologia. 1983.-V. 116/117.- P. 576-579.

198. Moss B.L. Would healing and regeneration in Fucus vesiculosus / Proc. VI Intern. Seaweed Symp. / Ed. A.D. Devirville.-1963.- P. 117-122.

199. Mumford T. Commercialization strategy for nori cultivation in Puget Sound, Washington / In K.Bird, P.H. Benson (eds.) Seaweed Cultivation for Renewable Resources.- Elsevier, 1987.- P. 351-372.

200. Munda I.M. Distribution and use of some economicaly important seaweeds in Iceland // Hydrobiologia.- 1987.- V. 151/152.- P. 257-260.

201. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant.- 1962.- V. 15.- P. 473-497.

202. Nakamura T. Production of agar.- Jap. Patent (Kokai), 74-101651.- 1974.

203. Nair S. Yokoya Apical callus formation and plant regeneration controlled by plant growth regulators on axenic culture of the red alga Gracilariopsis tenuifrons(Gracilariales, Rhodophyta) // Phycological Research 2000; №48, P. 133-142.

204. Nikolaeva E.V., Usov A.I., Sinitsyn A.P., Tambiev A.H. Degradation of agarophytic red alga cell wall components by new crude enzyme preparations //J. Appl. Phycol. 11,1999, p. 385-389.

205. Nikolaeva E.V., Usov A.I., Tambiev A.H. Study on the marine agarolytic bacterium-infusorium association // Mar. Biol. 1999. №135. P.407-410.

206. Nisizava K., Nöda H., Kikuchi R. et al. The main seaweed food in Japan // Hydrobiologia. 1987.- V. 151/152.- P. 5-36.

207. Notoya M. Tissue culture from the explant Ecklonia stolonifera Okamura (Phaeophyta, Laminariales) //Jpn. J. Phycol. №36 1988. P. 175-177.

208. Notoya M. Chloroplast changes and differentiation of callus cells in Eckloniopsis radicosa (Kjellman) Okamura (Phaeophyta, Laminariales) // J. Of Appl. Phycol. №9 1997. P.175-178.

209. Norton T.A., Mathieson A.C. Neushul M. Morphology and environment // The Biology of Seaweeds.- Oxford, 1981.- P. 421-433.

210. Paloma G. Juan A. C. Fusion and histocompatibility in Rhodophyta // Hydrobiologia. 1996.- V. 322/327.- P. -387-392.

211. Patel K.S. A new record of agar-digesting microflora // Geobios.- 1979.-V. 6.- N 6.- P. 222.

212. Patwary M., Van der Meer J. Improvement of Gracilaria tikvahiae (Rhodophyta) by genetic modification of thallus morphology // Aquaculture.-1983.- V.33.- P. 207-211.

213. Percival E. The polysaccharides of green, red and brown seaweeds: their basic structure, biosynthesis and function // Br. Phycol. J.- 1979.- V. 14.- P. 103-117.

214. Percival E., McDowell R.H. Chemistry and Enzymology of Marine Algae Polysaccharides.- Acad. Press. London N.Y.- 1967.-205p.

215. Polne M., Gibor A., Neushul M. The use of ultrasound for the removal of macroalgal epiphytes // Bot. Mar.- 1980.-V. 23.- P. 731-734.

216. Polne-Fuller M. A multinucleated marine ameba which digested seaweeds // J. Protozool- 1987.- V. 34.- N 2.- P. 159-165.

217. Polne-Fuller M. The past, present and future of tissue culture and biotechnology of seaweeds.- 1988.- Lille Blotecnol. Symp.- P. 1-22.

218. Polne-Fuller U., Gibor A. Developmental studies of Porphyra species. 1. Cell differentiation and protoplast regeneration in Porphyra perforata // J. Phycol.- 1984.- V. 20.- P. 609-616.

219. Polne-Fuller M. Gibor A. Calluses, cells and protoplasts in studies towards genetic improvement of seaweeds // Aquaculture.- 1986.- V. 57.- P. 117-123.

220. Polne-Fuller M., Gibor A. Calluses and callus-like growth in seaweeds: Induction and culture // Hydrobiologia. -1987a.- V. 151/152.- P. 131-137.

221. Polne-Fuller M., Gibor A. Microorganisms as digestors of seaweed cell walls // Hydrobiologia.- 1987b.- V. 151/152.- P. 405-406.

222. Polne-Fuller M., Gibor A. Developmental studies in Porphyra (Rhodophyceae). III. Effects of culture conditions on wall regeneration and differentiation of protoplasts // J. Phycol., 1990.- V.26.- P. 674-682.

223. Polne-Fuller M., Biniaminov M., Gibor A. Vegetative propagation of Porphyra perforata// Hydrobiologia. 1984.-V. 11.- P. 308-313.

224. Polne-Fuller M., Rogerson A., Amano H., Gibor A. Digestion of seaweeds by the marine ameba Trichosphaerium // Hydrobiologia.- 1990.- V. 204/205.- P. 409-413.

225. Polne-Fuller M., Saga N., Gibor A. Algal cell, callus, and tissue cultures and selection of algal strains // Nova Hedwigia.- 1986.- V. 83.- P. 30-36.

226. Provasoli L. Effect of plant hormones on Ulva // Biol. Bull. (Wood Hole).- 1958.- V. 114.- P. 375-384.

227. Provasoli L. Media and prospects for the cultivation of marine algae // In Hattori A.(ed.), Proc. U.S.-Jpn. Conf. Cultures and collection of algae.- Jpn. Soc. Plant Physiol. Kyoto, 1968.- P. 63-75.

228. Provasoli L., Carlucci A.I. Vitamins and growth regulators // In Algal

229. Physiology and Biochemistry. Ed. by W.D.P. Stewart. Blackwell Ski. Publ., Oxford.- 1974.- P. 74-1-787.

230. Provasoli L., Pintner I.J. Bacteria produced polymorphysm in an axenic laboratory strain of Ulva lactuca (Chlorophyta.) // J. Phycol.- 1980.- V. 16.-P. 196-201.

231. Provasoli L., McLauglin J.J.A., Droop M.R. The development of artificial media for marine algae //Arch. Mikrobiol.-1957.- V. 25.- 392-428.

232. Quatrano R.S., Caldwell B.A. Isolation of a unique marine bacterium capable of growth on wide variety of polysaccharides from macroalgae // Appl. envir. Miorobiol- 1978.- V. 36.- P. 979-981.

233. Reddy C.R.K., Migita S., FujitaY. Protoplast isolation and regeneration of three species of Ulva in axenic culture. // Bot. mar.- 1989.- V. 32.- P. 783790.

234. Robaina R., Garciajimenez P., Luglie A. The growth-pattern and structure of callus from the red algae Laurencia sp. (Rhodophyta, Ceramiales) compared to shoot regeneration // Bot. Mar.- 1992.- V. 35.- N 4.- P. 267-272.

235. Robaina R., Garcia-Reina G., Lugue A. The effects of the physical characteristic of the culture medium on the development of red seaweeds in tissue culture // Hydrobiologia.- 1990a. V. 204/206.- P. 137-142.

236. Robaina R., Garcia P., Garcia-Reina G., Lugue A. Morphogenetic effect of glicerol on tissue cultures of the red seaweed Grateloupia doryphora // J. appl. Phycol.- 1990b.- V. 2.- P. 137-143.

237. Rochaix J., Van Dillewijn J. Transformation of the green alga Chlamidomonas reinhardii with yeast DNA // Nature.-1982.- V. 296.- P. 7073.

238. Rotmann K.W.G. The collection, utilization and potential farming of red seaweeds in Namibia // Hydrobiologia.- 1987.- V. 151/152.- P. 301-307.

239. Round F.E. The Biology of the Algae.- London: Edward Arnold Publ1.d., 1977.- 278p.

240. Rusig Anne-Marie., Cosson J. Plant regeneration from protoplasts of Enteromorpha intestinalis (Chlorophyta, Ulvophyceae) as seedstock for macroagal culture//J. Of Appl. Phycol. №13 2001. P. 103-108.

241. Ryther J.H. Technology for commercial production four macroalgae // Energy Appl. Biomass Proc. Nat. Meet. Biomass R and D Energy Appl.-N.Y., 1985.- P. 177.

242. Saga N. Isolation of protoplasts from edible seaweeds // Bot. Mar. Tokyo.- 1984.- V. 97.- P. 423-427.

243. Saga N., Gibor A. Pure culture of algae / In Yamada Y., Okada Y. (ed.) Plant biotechnology.- Tokyo, 1986.- P. 55-71.

244. Saga N., Kudo T. Isolation and culture of protoplasts from the marine green alga Monostroma angicava // J. appl. Phycol- 1989.- V. 1.- P. 25-30.

245. Saga N., Sakai Y. Axenic tissue culture and callus formation of the marine brown alga Laminaria angustata // Bull. Jpn. Soc. Sci. Fish.- 1983.-V. 49.-P. 1561-1563.

246. Saga N., Sakai Y. Isolation of protoplasts from Laminaria and Porphyra // Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1984.- V. 50.- P. 1085.

247. Saga N., Motomura T., Sakai Y. Induction of callus from the marine brown alga Dictiosiphon foeniculaceus // PI. Cell Physiol.- 1982.- V. 23,- P. 727-730.

248. Saga N., Polne-Fuller M., Gibor A. Protoplasts from seaweeds / In Algal Biomass Tecchnologies: An Interdisciplinaiy Perspective. Ed. by W.R. Barclay and R.M. Mclntosch // Nova Hedwigia.- 1986.- V. 83, P. 37-43.

249. Saga N., Uchida T., Sakai Y. Clone Laminaria from single isolated cells // Bull. Jpn. Soc. Sci. Fish.- 1978.- V. 44.-P. 67-96.

250. Santelices B. The wild harvest and culture of economically important species of Gelidium in Chile // FAO Fish. Techn. Pap. -1987.- N 281.- P. -165.

251. Smith R.S., Bidwell R.G.S. Inorganic carbon uptake by photosynthetically active protoplasts of the red macroalga Chondrus crispus // Mar. Biol.- 1989.- V. 102.- P. 1-4.

252. Srinivasa R. Yuji F. Red rot resistance in interspecific protoplast fusion product progeny of Porphyra yezoensis and Porphyra tenuipedalis // Phycological Research 2000; №48. P.281-289.

253. Stanier R.Y. Studies on marine agardigesting bacteria // J. Bacteriol.-1941. v. 42.- P, 527-559.

254. Sylvester A.W., Waaland J.R. Cloning the red alga Gigartina exasperata for culture on artificial substrates // Aquaculture.- 1983.- V. 31.- P. 305-318.

255. Tait M.I., Milne A.M., Grant D., Somers J.A., Staples J., Long W.F. Williamson F.B., Wilson S.B. Porphyra cell cultures: isolation and polysaccharide production // J.appl. Phycol.-1990.- V. 2.- P. 63-70.

256. Tang Y. Isolation and cultivation of vegetative cells and protoplasts of Porphyra suborbiculata Kjellm // J. Shandong Coll. Oceanol. — 1982.— V. 12. P.37-50

257. Tatewaki M. Formation of crustaceous sporophyte with unilocular sporangia in Scyfcosiphon lomentaria //Phycol.- 1966.-V. 6.- P. 62-66.

258. Tatewaki M., Provasoli L., Pintner I.J. Morphogenesis of Monostromaoxyspermum in axenic culture, especially in bialgal culture // J. Phycol.-1983.- V. 19.- P. 409-416.

259. Tokuda H., Kawashima Y. Protoplast isolation and culture of brown alga Undaria pinnatifida // In Stadler T., Mollion J., Verdus M.-C., Karamasov Y., Christiaen M.H. (eds). Algal Biotechnology. Elsevier,- 1988.- P. 151-157.

260. Tseng C.K. Commercial cultivation. In: The Biology of the Seaweeds. Ed. by Lobban C.S. arid Wynne M.J. Blackwell Scientific Publications, Oxford.-1981.- P. 680-741.

261. Tseng C.K. Algal biotechnology industries and research activities in China // J. of Appl. Phycol. №9 2001. P.375-380.

262. Turvey J.K., Christison J. The hydrolysis of algal galactans by enzymes from a Cytophaga species // Biochem J. 1967.- v. 105.- F. 311-316.

263. Usov A.I., Elashvili M.Ya. Polysaccharides of Algae. 44. Investigation of sulfated galactan from Laurencia japponica Yamada (Rhodophyta, Rhodomelaceae) using partial, reauctive hydrolysis / Bot. Marina.- 1991.- V. 34.- F. 553-560.

264. Usov A.I., Miroshnikova L.I. Isolation of agarase from Littorina mandshurica by affinity chromatography on Biogel A, Carbohydrate Reseach.- 1975.- V. 43.- P. 204-207.

265. Van der Meer J.F. Genetic contributions to research on seaweeds / Prog, in Phycol. Res.- 1986.- V. 4.- F. 1-36.

266. Van der Meulen J.F. The enzymatic hydrolysis of agar by Cytophaga flevensis sp. nov. // Thesis Univ. bronineen, Netherlands. 1975.-p.80

267. Waaland S.D. Evidens for a species-specific ceil fusion hormone in red algae // Protoplasma.- 1975.- V. 86.- P. 253-263.

268. Waaland J.R., Diokson L.G. Preparation of Porphyra protoplasts // J. Phycol- 1987.- V. 23.- P. 13.

269. Waaland J.R., Dickson L.Q., Watson B.A. Protoplast isolation andregeneration in the marine red alga Porphyra nereocystis.- Planta.- 1990.- V. 181.-P. 522-528.

270. Wakibia J.G., Anderson R.J. Growth rates and agar properties of three gracilarioids in suspended open-water cultivation in StHelena Bay, South Africa//J. Of Appl. Phycol. №13 2001. P.195-207.

271. Wang S. Zhane X., Zhidong Z. Sun Y. A study on the cultivation of the vegetative cells and protoplasts of Porphyra haitanensis // Oceanol Limnol. Sinica.- 1986.- V. 17.- P. 217-221.

272. Wataru M., Hajime Y., Hirotoshi Y. Mariculture of Laminaria japonica (Laminariales, Phaeophyceae) using protoplast regeneration // Phycological Research 2000; №48. P. 169-176.

273. Watson B.A., Waaland S.D. Partial purification of a glycoprotein cell fusion hormone from Griffithsia pacifica, a red algal // Plant Physiol.- 1983. V. 71.-p. 327-332.

274. Whytney L.L. Macroalgal commercialisation in United States / Proc, Intern Seaweed Symp.,- 1987.-V. 12.- P 183-186.

275. Xue Chang-Hu, Fang Yu, Lin Hong, Chen Lei, Li Zhao-Jie Chemical characters and antioxidative properties of sulfated polysaccharides from Laminaria japonica // J. Of Appl. Phycol. № 13 2001. P.67-70.

276. Yan Z. Studies on tissue culture of Laminaria japonica and Undaria pinnatifida, // Hydrobiologia;- 1984.- V. 116/117.- p. 314-316.

277. Yamamoto T., Yamaoka T. , Tokura P, Hirose H. Microconstituents in seaweeds // Proc. 9-th Int. Seaweed Syrup.- 1979.- P. 445-450.

278. Yokota N. Handro W. Development or callus-like structures and plant regeneration in thallus segments of Grateloupia filiformis Kutzing (Rhdoophyts) // Hydrobiologia. -1993.- V. 26-1.- N 6.- P. 407-413.

279. Zhang J. Some experiments arid observations and the tissue and cell culture of Undaria pinnatifida // J. Shandong- Coll. Oceanogr. -1982.- V. 12.1. P. 29-38.

280. Zhang D. Study on the protoplast preparation, culture and fusion of somatic cells of two species of green algae Ulva linza and Monostroma angicava Kjellm //J. Shandong Coll. Oceanol.- 1983.- V. 13.- P. 57-65.

281. Zhao H. , Zhan X. Isolation and cultivation of the vegetative cells of Porphyra yezoensis // J. Shandong Coll. Oceanogr.- 1981.- V. 11.- P. 61-66.

Информация о работе

Васильев, Владислав Геннадьевич
кандидата биологических наук
Москва, 2003
ВАК 03.00.25

Диссертация

Изучение культур клеток и тканей морских макрофитных водорослей - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы