Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Исследование стабильности и спонтанного сворачивания мутантных форм цитохрома С и рибосомного белка S6

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Содержание диссертации, кандидата физико-математических наук, Латыпов, Рамиль Фаритович

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Проблема сворачивания белка.

1.2 Ранние стадии сворачивания белков.

1.3 Поздние стадии сворачивания белков.

1.4 Равновесные промежуточные состояния.

1.5 Роль упаковки гидрофобного ядра в определении структурных и динамических свойств белков.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Список используемых сокращений и обозначений

2.2. Материалы.

2.3. Генноинженерные и биохимические методы.

2.4. Физические методы исследования.

2.4.1. Абсорбционная спектроскопия.

2.4.2. Флуоресцентная спектроскопия.

2.4.3. Спектроскопия кругового дихроизма.

2.4.4. Спектроскопия ЯМР высокого разрешения

2.4.5. Сканирующая микрокалориметрия.

2.4.6. Кинетические методы.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

ГЛАВА 3. РИБОСОМНЫЙ БЕЛОК 86 И ЕГО

ПЕРМУТИРОВАННЫЙ ВАРИАНТ.

3.1. Получение белка 86 и его пермутированного варианта.

Теоретический дизайн пермутации белка Бб.

Клонирование и секвенирование гена Бб.

Циркулярная пермутация гена Бб.

Экспрессия белка Бб дикого типа и его пермутированного варианта.

3.2. Сравнительное исследование структурных свойств белка и его пермутированного варианта.

ГЛАВА 4. МУТАНТНЫЕ ФОРМЫ ЦИТОХРОМА С,.

4.1. Получение мутантных форм цитохрома

Предпосылки данной работы и планируемые мутанты. Получение генно-инженерной конструкции для экспрессии цитохрома

Получение мутантных форм гена цитохрома

Экспрессия мутантных форм цитохрома

4.2. Равновесные исследования мутантных форм цитохрома

Флуоресцентные исследования.

Исследования с помощью 'Н-ЯМР высокого разрешения Мулътипараметрическое исследование.

Абсорбционные исследования.

Структурная характеризация равновесного интермедиата.

4.3 .Кинетические исследования мутантных форм цитохрома

Полная кинетикаорачивания цитохрома ф-анализ мутации У97У.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Исследование стабильности и спонтанного сворачивания мутантных форм цитохрома С и рибосомного белка S6"

Выяснение механизма спонтанного сворачивания (самоорганизации) белков является одной из важнейших проблем молекулярной биологии и биофизики. В настоящее время существуют различные модели белкового сворачивания (Птицын, 1998). Одни из них предполагают, что процесс быстрого приобретения белком нативной структуры достигается благодаря снижению конформационной свободы полипептидной цепи вследствие формирования компактных промежуточных состояний на пути сворачивания белка. Другие модели отрицают необходимость промежуточных состояний и приписывают определяющую роль в ускорении сворачивания белка специфическим нативоподобным контактам, способным направлять процесс сворачивания. В то же время, попытки рассмотрения белкового сворачивания в контексте биосинтеза полипептидной цепи привели к появлению идеи о ко-трансляционном сворачивании белка. Проверка двух вышеупомянутых моделей требует проведения сверхбыстрых кинетических экспериментов на мутантных белках, в то время как роль направленности биосинтеза в сворачивании белка может быть оценена благодаря исследованиям сворачивания циркулярно пермутированных белков (Сге1§Ыоп, 1994).

Данная диссертационная работа состоит из двух частей. Целью первой части работы было получение циркулярно пермутированного рибосомного белка Б6 с уникальной топологией и сравнительное исследование структурных свойств данного мутанта и белка дикого типа. Такой подход может позволить проанализировать относительную роль гидрофобного ядра и топологии в определении структуры белка и получить ответ на вопрос о роли направленности 6 биосинтеза в сворачивании белка. Целью второй части работы было равновесное и кинетическое исследование различных мутантных форм цитохрома с лошади для определения роли высококонсервативных остатков образующих область контакта Ы- и С-концевых спиралей в сворачивании этого белка.

Диссертационная работа состоит из "Введения", четырех глав, "Заключения ", "Выводов " и "Списка цитируемой литературы ". Во "Введении " раскрывается актуальность области исследования и дается краткое описание задач исследования. Глава 1 посвящена анализу литературных данных, отражающих современное положение исследований в области сворачивания белка. В главе 2 дано описание используемых материалов и методов. Глава 3 посвящена получению и сравнительному исследованию структурных свойств рибосомного белка Б6 из ТЬегтш (ЬегторИИш и его пермутированного варианта. Глава 4 посвящена равновесным и кинетическим исследованиям мутантных форм цитохрома с. Раздел "Заключение" содержит основные итоги работы. В конце диссертации приведены основные выводы из данной работы и список цитируемой литературы, включающий 227 наименований. Диссертация изложена на 135 страницах, содержит 21 рисунок и 2 таблицы.

Основные результаты данной диссертационной работы отражены в 9 публикациях, в том числе в 5 статьях в рецензируемых отечественных и международных научных журналах. 7

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Латыпов, Рамиль Фаритович

выводы

1. На примере пермутированиой формы рибосомиого белка Б6 показано, что изменение последовательности элементов вторичной структуры в цепи белка не меняет его общую конечную структуру. Следовательно, направленность биосинтеза от И-конца полипептидной цепи к С-концу не определяет сворачивания однодоменного глобулярного белка.

2. Исследована стабильность структуры мутантных форм цитохрома с. Показано, что замены Р101 и У97У в области контакта 14- и С-концевых а-спиралей значительно (на ~4 ккал/моль) уменьшают стабильность нативного состояния белка.

3. Обнаружен и охарактеризован накапливающийся в равновесных условиях аналог раннего кинетического интермедиата, 1с, на пути сворачивания цитохрома с.

4. Исследована полная кинетика спонтанного сворачивания мутантных форм цитохрома с \УГ* и У97У. Показано, что замена У97У значительно (в 5 раз) замедляет формирование нативной структуры белка и в меньшей степени -формирование раннего кинетического интермедиата, /с- Сделан вывод о том, что скорость формирования нативного состояния цитохрома с в существенной степени зависит от взаимодействия Ы- и С-концевых спиралей. В то же время, скорость образования интермедиата /с из развернутого состояния меняется слабо, т.е. не подтверждается наличие в первом переходном состоянии (на шаге I/ <=> 1с) сформированных нативных контактов спиралей, которые могли бы определять сворачивание цитохрома с.

107

Первая часть данной диссертационной работы, касающаяся рибосомного белка Б6, была выполнена совместно с лабораторией структурных исследований аппарата трансляции Института белка РАН и лабораторией спектрального анализа Института биоорганической химии РАН (г. Москва). В связи с этим я приношу свою благодарность Абдуллаеву Зиедулле, Щербакову Дмитрию и Гарбер Марии Борисовне.

Вторая часть данной диссертационной работы, касающаяся мутантных форм цитохрома с, была выполнена совместно с лабораторией сворачивания, структуры и динамики белков Института исследований рака (Раковый Центр Фокс Чейз, Филадельфия, США). В связи с этим я особенно признателен заведующему данной лабораторией Хайнриху Родеру за уникальную возможность обучаться и работать в его группе. Я очень признателен Рамачандре Шастри за помощь в кинетических экспериментах, Хонгу Ченгу за помощь в экспериментах ЯМР. Большое спасибо Сун-Хо, Ю-Жу, Майку Заудеру, Илье Серебрийскому и Елене Котовой за дружественную поддержку.

Большое спасибо всем сотрудникам лаборатории физики белка! Особенно хочется отметить помощь и содействие со стороны Азата Бадретдинова, Дмитрия Рыкунова, Константина Василенко, Елизаветы Игнатьевны Тиктопуло и Татьяны Мельник.

Я очень признателен Алексею Витальевичу Финкельштейну, Сергею Александровичу Потехину, Юрию Николаевичу Чиргадзе, Александру Васильевичу Ефимову и Вячеславу Адамовичу Колбу за неоднократные и полезные обсуждения данной работы.

Приношу глубокую благодарность всем своим прежним и нынешним руководителям: Фариду Абдулхаеву и Аглиуллиной Диляре Галимовне (КГУ, г.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Данная диссертационная работа посвящена, с одной стороны, экспериментальной проверке гипотезы о том, что уникальная топология искусственного белка альбебетина не является причиной отсутствия у этого белка жесткой третичной структуры. И действительно, полученные нами данные свидетельствуют о том, что упаковка гидрофобного ядра белка Б6, не претерпевшая существенных изменений в результате пермутации, способна сохранять общую структуру белка вне зависимости от расположения элементов вторичной структуры по цепи. Следовательно, направленность биосинтеза от Ы-конца к С-концу не является фактором, определяющим нативную структуру белка.

С другой стороны, была исследована роль высококонсервативных аминокислотных остатков, формирующих область контакта между >1- и С-концевыми а-спиралями цитохрома с. С помощью равновесных и кинетических исследований было показано, что эти остатки более важны для стабилизации нативной структуры белка, нежели для быстрого сворачивания. И тем не менее, кинетическая роль этих остатков также не вызывает сомнений, поскольку наблюдается достоверное замедление скорости сворачивания белка. В случае двух мутантов с заменами в области контакта 1\Г- и С-концевых спиралей - Р101 и У97У - было впервые обнаружено накопление слабоупакованного равновесного интермедиата цитохрома с при рН, близких к нейтральным. Структурные исследования этого промежуточного состояния позволили сделать вывод о том, что он соответствует раннему кинетическому интермедиату, /с, на пути сворачивания цитохрома с.

106

Библиография Диссертация по биологии, кандидата физико-математических наук, Латыпов, Рамиль Фаритович, Пущино

1. Болотина И.А. Определение вторичной структуры белков из спектров кругового дихроизма. V. Вторичная структура белков в состоянии "расплавленной глобулы". // Молекулярная Биология. 1987. Т. 21. С.1625-1635.

2. Бурштейн Э.А. Собственная люминисценция белка (природа и применение). // Итоги науки и техники. Биофизика. 1977. М.: ВИНИТИ. Т. 7. С. 1-187.

3. Долгих Д.А., Латыпов Р.Ф., Абдуллаев З.Х., Колон В., Родер X., Кирпичников М.П. Экспрессия мутантных генов цитохрома с лошади в Escherichia coli. // Биоорган, химия. 1998. Т. 24. № 10. С.756-759.

4. Киркитадзе М.Д., Нарижнева Н.В., Томашевский А.Ю., Потехин С.А., Уверский В.Н. Стабилизация структуры а-фетопротеина сахарозой. // Биоорган, химия. 1996. Т. 22. С.408-414.

5. Котова Н.В., Семисотнов Г.В. Сворачивание глобулярных белков in vitro. II Успехи биологической химии. 1998. Т. 38. С.199-223.

6. Лакович Дж. // Основы флуоресцентной спектроскопии. М.: Мир. 1986.

7. Латыпов Р.Ф., Долгих Д.А., Птицын О.Б., Родер X. Замена Y97V в цитохроме с лошади приводит к накоплению равновесного интермедиата. // Биофизика. 1999. (в печати).

8. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. // Молекулярное клонирование. М.: Мир. 1984.

9. Птицын О.Б. Стадийный механизм самоорганизации белковых молекул. // Докл. АН СССР. 1973. Т. 210. С.1213-1215.

10. Птицын О.Б., Долгих Д.А., Гильманшин Р.И., Шахнович Е.И., Финкелылтейн A.B. Флуктуирующее состояние белковой глобулы. // Молекулярная биология. 1983. Т. 17. С.569-575.

11. Птицын О.Б. Сворачивание белков: нуклеация и компактные интермедиаты. // Биохимия. 1998. Т. 63. С.435-443.

12. Родионова H.A., Семисотнов Г.В., Кутышенко В.П., Уверский В.Н., Болотина И.А., Бычкова В.Е., Птицын О.Б. Стадийность равновесного разворачивания карбоангидразы В сильными денатурантами. // Молекулярная биология. 1989. Т. 23. С.683-692.

13. Семисотнов Г.В., Кутышенко В.П., Птицын О.Б. Внутримолекулярная подвижность белка в состоянии "расплавленной глобулы". Исследование карбоангидразы В методом 'Н-ЯМР. // Молекулярная биология. 1989. Т. 23. С.808-815.

14. Фрайфельдер Д. // Физическая биохимия. М.: Мир. 1980. с. 383-405.

15. Уверский В.Н., Семисотнов Г.В., Птицын О.Б. Разворачивание расплавленной глобулы сильными денатурантами протекает по правилу "все-или-ничего". // Биофизика. 1993. Т. 38. С.37-46.

16. Уильяме Р.Дж.П. Подвижность белка и действие ферментов. // Труды 16-й конференции ФЕБО. М.: Наука. 1987. Т. 1. С.34-41.

17. Acharya K.R., Ren J.S., Stuart D.I., Phillips D.C., Fenna R.E. Crystal structure of human alpha-lactalbumin at 1.7 A resolution. // J. Mol. Biol. 1991. Vol. 221. P.571-581.

18. Adler A.J., Greenfield N.J., and Fasman G.D. Circular dichroism and optical rotatory dispersion of proteins and polypeptides. // Methods Enzymol. 1973. 27D. P.675-735.

19. Anfinsen C.B. Principles that govern the folding of protein chains. // Science. 1973. Vol. 181. P.223-230.

20. Babul J., and Stellwagen E. Participation of the protein ligands in the folding of cytochrome c. // Biochemistry. 1972. Vol. 11. P. 1195-1200.

21. Balbach J., Forge V., Van Nuland NAJ, Winder S.L., Hore P.J., Dobson C.M. Following protein folding in real time using NMR spectroscopy. // Nat. Struct. Biol. 1995. Vol. 2. P.865-870.

22. Baldwin R.L. Pulsed H/D-exchange studies of folding intermediates. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1993. Vol. 3. P.84-91.

23. Ballew R.M., Sabelko J., Gruebele M. Direct observation of fast protein folding: the initial collapse of apomyoglobin. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1996. Vol. 93. P.5759-5764.

24. Barrick D., Baldwin R.L. Three-state analysis of sperm whale apomyoglobin folding. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P.3790-3796.

25. Baum J., Dobson C.M., Evans P.A., Hanly C. Characterization of a partly folded protein by NMR methods: studies on the molten globule state of guinea pig alpha-lactalbumin. // Biochemistry. 1989. Vol. 28. P.7-13.

26. Bokenkamp D., Desai A., Yang X., Tai Y.-C., Marziuff E.M., Mayo S.L. Microfabricated silicon mixers for submillisecond quench-flow analysis. // Anal. Chem. 1998. Vol. 70. P.232-236.

27. Brahms S., and Brahms J. Determination of protein secondary structure in solution by vacuum ultraviolet circular dichroism. // J. Mol. Biol. 1980. Vol. 138. P. 149-178.

28. Brandts J.F., Halvorson H.R., and Brennan M. Consideration of the possibility that the slow step in protein denaturation reactions is due to cis-trans isomerism of proline residues. // Biochemistry. 1975. Vol. 14. P.4953-4963.

29. Briggs M.S. and Roder H. Early hydrogen-bonding events in the folding reaction of ubiquitin. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1992. Vol. 89. P.2017-2021.

30. Bryngelson J.D., Onuchic J.N., Socci N.D., Wolynes P.G. Funnels, pathways, and the energy landscape of protein folding: a synthesis. // Proteins. 1995. Vol. 21. P.167-195.

31. Burstein E.A., Vedenkina N.S., and Ivkova M.N. Fluorescence and the location of tryptophan residues in protein molecules. // Photochem. Photobiol. 1973. Vol. 18. P.263-279.

32. Burstein E.A., and Emelyanenko V.I. // Photochem. Photobiol. 1996. Vol. 64. P.316-320.

33. Bushnell G.W., Louie G.V., and Brayer G.D. High-resolution three-dimensional structure of horse heart cytochrome c. // J. Mol. Biol. 1990. Vol. 214. P.585-595.

34. Bychkova V.E., Berni R., Rossi J.-L., Kutyshenko V.P., and Ptitsyn O.B. Retinol-binding protein is in the molten globule state at low pH. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P.7566-7571.

35. Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. The molten globule in vitro and in vivo. // Chemtracts: Biochem. Mol. Biol. 1993. Vol. 4. P.133-163.

36. Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. The state of unfolded globules of protein molecules is more quickly becoming a rule, rather than an exception. // Biofizika. 1993. Vol. 38. P.58-66.

37. Campbell I.D., Dobson C.M., Williams R.J.P. // Adv. Chem. Phys. 1978. Vol. 39. P.55-80.

38. Ceruso M.A., Grottesi A., and Di Nola A. Effects of core-packing on the structure, function, and mechanics of a four-helix-bundle protein ROP. // Proteins. 1999. Vol. 36. P.436-446.

39. Chaffotte A.F., Guillou Y., Goldberg M.E. Kinetic resolution of peptide bond and side-chain far-UV circular dichroism during the folding of hen egg-white lysozyme. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P.9694-9702.

40. Chaffotte A.F., Guijarro J.I., Guillou Y., Delepierre M., Goldberg M.E. The "pre-molten globule," a new intermediate in protein folding. // Journal of Prot. Chem. 1997. Vol. 16. P.433-439.

41. Chan C.-K., Hu Y., Takahashi S., Rousseau D.L., Eaton W.A., Hofrichter J. Submillisecond protein folding kinetics studied by ultrarapid mixing. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1997. Vol. 94. P.1779-1784.

42. Chang C.T., Wu C.-S.C., Yang J.T. Circular dichroic analysis of protein conformation: inclusion of the P-turns. // Anal. Biochem. 1978. Vol. 91. P. 13-31.

43. Chen R.F. Dansyl labeled proteins: determination of extinction coefficienc and number of bound residues with radioactive dansyl chloride. // Anal. Biochem. 1968. Vol. 25. P.412-416.

44. Chu V., Freitag S., Le Trong I., Stenkamp R.E., Stayton P.S. Thermodynamic and structural consequences of flexible loop deletion by circular permutation of the streptavidin-biotin system. // Protein Sci. 1998. Vol. 7. P.848-859.

45. Chyan C.-L., Wormald C., Dobson C.M., Evans P.A., Baum J. Structure and stability of the molten globule state of guinea-pig alpha-lactalbumin: a hydrogen exchange study. //Biochemistry. 1993. Vol. 32. P.5681-5691.

46. Colon W., Elove G.A., Wakem L.P., Sherman F., Roder H. Side chain packing of the N- and C-terminal helices plays a critical role in the kinetics of cytochrome c folding. //Biochemistry. 1996. Vol. 35. P.5538-5549.

47. Colon W., Wakem L.P., Sherman F. and Roder H. Identification of the predominant non-native histidine ligand in unfolded cytochrome c. // Biochemistry. 1997. Vol. 36. P.12535-12541.

48. Creighton T.E. Protein folding. // Biochem. J. 1990. Vol. 270. P.l-16.

49. Creighton T.E. The protein folding problem. // In Mechanisms of Protein Folding: Frontiers in Molecular Biology. Edited by Pain R.H. New York: Oxford University Press; 1994. P. 1-25.

50. Creighton T.E. How important is the molten globule for correct folding? // Trends Biochem. Sei. 1997. Vol. 22. P.6-11.

51. Damaschun G., Gernat C., Damaschun H., Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. Comparison of intramolecular packing of a protein in native and "molten globule" states. // Int. J. Biol. Macromol. 1986. Vol. 8. P.226-230.

52. Das G., Hickey D.R., McLendon D., McLendon G., & Sherman F. Dramatic thermostabilization of yeast iso-1-cytochrome c by an asparagine—isoleucine replacement at position 57 // Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 1989. Vol. 86. P.496-499.

53. Dao-pin S., Sauer U., Nicholson H., and Matthews B.W. Structural and thermodynamic consequences of burying a charged residue within the hydrophobic core of T4 lysozyme. //Biochemistry. 1991. Vol. 30. P.l 1521-11529.

54. Dill K.A., Bromberg S., Yue K., Fiebig K.M., Yee D.P., Thomas P.D., Chan H.S. Principles of protein folding a perspective from simple exact models. // Protein Sei. 1995. Vol. 4. P.561-602.

55. Dill K.A., and Chan H.S. From Levinthal to pathways to funnels. // Nature Struct. Biol. 1997. Vol. 4. P. 10-19.

56. Dobson C.M., Hanley C., Radford S.E., Baum J.A., Evans P.A. // Conformations and Forces in Protein Folding / Eds. B.T. Nail., K.A. Dill. Washington D.C.: Am. Assoc. Adv. Sei. 1991. P.175-181.

57. Dolgikh D.A., Gilmanshin R.I., Brazhnikov E.V., Bychkova V.E., Semisotnov G.V., Venyaminov S.Yu., Ptitsyn O.B. Alpha-Lactalbumin: compact state with fluctuating tertiary structure?//FEBS Lett. 1981. Vol. 136. P.311-315.

58. Dolgikh D.A., Abaturov L.V., Bolotina I.A., Brazhnikov E.V., Bushuev V.N., Bychkova V.E., Gilmanshin R.I., Lebedev Yu.O., Semisotnov G.V., Tiktopulo E.I.,

59. Ptitsyn O.B. Compact state of a protein molecule with pronounced small-scale mobility: bovine a-lactalbumin. // Eur. Biophys. J. 1985. Vol. 13. P. 109-121.

60. Donovan J.W. Spectrophotometric titration of the functional groups of proteins. Ultraviolet difference spectroscopy—new techniques and applications. // Methods Enzymol. 1973. Vol. 27. P.497-548.

61. Dumont M.E., Corin A.F., Campbell G.A. Noncovalent binding of heme induces a compact apocytochrome c structure. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P.7368-7378.

62. Eaton W.A. and Hochstrasser R.M. Electronic spectrum of single crystals of ferricytochrome-c. // J. Chem. Phys. 1967. Vol. 46. P.2533-2539.

63. Eaton W.A., Munoz V., Thompson P.A., Chan C.-K., and Hofrichter J. Submillisecond kinetics of protein folding. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1997. Vol. 7. P.10-14.

64. Ellis R.J., and Hartl F.U. Principles of protein folding in the cellular environment. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1999. Vol. 9. P. 102-110.

65. Elove G.A., Chaffotte A.F., Roder H, Goldberg M.E. Early steps in cytochrome c folding probed by time-resolved circular dichroism and fluorescence spectroscopy. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P.6876-6883.

66. Elove G.A., Bhuyan A.K., Roder H. Kinetic mechanism of cytochrome c folding: involvement of the heme and its ligands. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P.6925-6935.

67. Engelhard M., Evans P.A. Kinetics of interaction of partially folded proteins with a hydrophobic dye: evidence that molten globule character is maximal in early folding intermediates. // Protein Sci. 1995. Vol. 4. P.1553-1562.

68. Englander S.W., Mayne L. Protein folding studied using hydrogen-exchange labeling and two-dimensional NMR. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1992. Vol. 21. P.243-265.

69. Evans P.A., Radford S.E. Probing the structure of folding intermediates. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1994. Vol. 4. P.100-106.

70. Feng Y., Roder H., and Englander W. Assignment of paramagnetically shifted resonances in the 'H NMR spectrum of horse ferricytochrome c. II Biophys. J. 1990. Vol. 57. P.15-22.

71. Fersht A.R. Optimization of rates of protein folding: the nucleation-condensation mechanism and its implications. // Proc. Natl. Acad. Sei. 1995. Vol. 92. P. 1086910873.

72. Fersht A.R. Nucleation mechanisms in protein folding. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1997. Vol. 7. P.3-9.

73. Finney J.L. Volume occupation, environment and accessibility in proteins. The problem of the protein surface. // J. Mol. Biol. 1975. Vol. 96. P.721-732.

74. Forster T. // in Modern Quantum Chem. Lect. 1964. Istanbul Int. Summer Sch., N.Y. P.93-137.

75. Gast K., Zirwer D., Welfle H., Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. Quasielastic light scattering from human a-lactalbumin: comparison of molecular dimensions in native and "molten globule" states. // Int. J. Biol. Macromol. 1986. Vol. 8. P.231-236.

76. Goldenberg D.P., Creighton T.E. Folding pathway of a circular form of bovine pancreatic trypsin inhibitor. // J. Mol. Biol. 1984. Vol. 179. P.527-545.

77. Goldstein Ra., Luthey-Schulten A., Wolynes P.G. Protein tertiary structure recognition using optimized hamiltonians with local interactions. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1992. Vol. 89. P.9029-9033.

78. Goto Y., and Fink A.L. Conformational states of beta-lactamase: molten-globule states at acidic and alkaline pH with high salt. // Biochemistry. 1989. Vol. 28. P.945-952.

79. Harbury H.A. and Loach P.A. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1959. Vol. 45. P.1344.

80. Hennecke J., Glockshuber R. Conversion of a catalytic into a structural disulfide bond by circular permutation. // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P.17590-17597.

81. Hiromi K., Ohnishi M., Kanaya K., and Matsumoto T. The pH jump study of enzyme proteins. I. Liquefying alpha-amylase from Bacillus subtilis. II J. Biochem. 1975. Vol. 77. P.957-963.

82. Holladay L.A., Hammonds R.G., Jr., Puett D. Growth hormone conformation and conformational equilibria. //Biochemistry. 1974. Vol. 13. P.1653-1661.

83. Houry W.A., Rothwarf D.M., Scheraga H.A. The nature of the initial step in the conformational folding of disulphide-intact ribonuclease A. // Nat. Struct. Biol. 1995. Vol. 2. P.495-503.

84. Hua Q.-X., Kochoyan M., Weiss M.A. Structure and dynamics of des-pentapeptide-insulin in solution: the molten-globule hypothesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1992. Vol. 89. P.2379-2383.

85. Hua Q.-X., Ladbury J.E., Weiss M.A. Dynamics of a monomeric insulin analogue: testing the molten-globule hypothesis. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P. 1433-1442.

86. Jackson S.E., and Fersht A.R. Folding of chymotrypsin inhibitor 2. 1. Evidence for a two-state transition. // Biochemistry. 1991. Vol. 30. P.l 0428-10435.

87. Jagannadham M.V., and Balasubramanian D. The molten globular intermediate form in the folding pathway of human carbonic anhydrase B. // FEBS Lett. 1985. Vol. 188. P.326-330.

88. Jeng M.F.,Englander S.W., Elove G.A., Wand A.J., Roder H. Structural description of acid-denatured cytochrome c by hydrogen exchange and 2D NMR. // Biochemistry. 1990. Vol. 29. P.10433-10437.

89. Jennings P.A., Wright P.E. Formation of a molten globule intermediate early in the kinetic folding pathway of apomyoglobin. // Science. 1993. Vol. 262. P.892-896.

90. Jones B.E., Beechem J.M., Matthews C.R. Local and global dynamics during the folding of Escherichia coli dihydrofolate reductase by time-resolved fluorescence spectroscopy. // Biochemistry. 1995. Vol. 34. P.1867-1877.

91. Jones C.M., Henry E.R., Hu Y., Chan C.-K., Luck S.D., Bhuyan A., Roder H., Hofrichter J., Eaton W.A. Fast events in protein folding initiated by nanosecond laser photolysis. //Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 1993. Vol. 90. P. 11860-11864.

92. Johnson L.N., Barford D. Glycogen phosphorylase. The structural basis of the allosteric response and comparison with other allosteric proteins. // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265. P.2409-2412.

93. Kataoka M., Hagihara Y., Mihara K., Goto Y. Molten globule of cytochrome c studied by small angle X-ray scattering. // J. Mol. Biol. 1993. Vol. 229. P.591-596.

94. Kelley R.F. and Stellwagen E. Conformational transitions of thioredoxin in guanidine hydrochloride. // Biochemistry. 1984. Vol. 23. P.5095.

95. Kelley R.F. and Richards F.M. Replacement of proline 76 with alanine eliminates the slowest kinetic phase in thioredoxin folding. // Biochemistry. 1987. Vol. 26. P.6765.

96. Kiefhaber T., Grunert H.-P., Hahn U., and Schmid F.X. Folding of Rnase T1 is decelerated by a specific tertiary contact in a folding intermediate. // Proteins: Structure, Function, and Genetics. 1992. Vol. 12. P. 171.

97. Kiefhaber Т. Kinetic traps in lysozyme folding. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1995. Vol. 92. P.9029-9033.

98. Kitagishi K., and Hiromi K. //Agric. Biol. Chem. 1986. Vol. 50. P.l 113-1115.

99. Kitaigorodsky A.I. // Organic Chemical Crystallography. 1961. Consultant's Bureau. New York. (Оригинальное издание 1955 г.).

100. Khorasanizadeh S., Peters I.D., Roder H. Evidence for a three-state model of protein folding from kinetic analysis of ubiquitin variants with altered core residues. // Nat. Struct. Biol. 1996. Vol. 3. P.193-205.

101. Khorasanizadeh S., Peters I.D., Butt T.R., Roder H. Stability and folding of a tryptophan-containing mutant of ubiquitin. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P.7054-7063.

102. Kuwajima K., Nitta K., Yoneyama M., Sugai S. Three-state denaturation of alpha-lactalbumin by guanidine hydrochloride. // J. Mol. Biol. 1976. Vol. 106. P.359-373.

103. Kuwajima K., Ogawa Y., and Sugai S. Application of the pH-jump method to the titration of tyrosine residues in bovine alpha-lactalbumin. // Biochemistry. 1979. Vol. 18. P.878-882.

104. Kuwajima K., Harushima Y., and Sugai S. Influence of Ca2+ binding on the structure and stability of bovine alpha-lactalbumin studied by circular dichroism and nuclear magnetic resonance spectra. // Int. J. Pept. Protein Res. 1986. Vol. 27. P. 1827.

105. Kuwajima K. The molten globule state as a clue for understanding the folding and cooperativity of globular protein structure. // Proteins: Struct. Funct. Genet. 1989. Vol. 6. P.87-103.123

106. Kuwajima K., Semisotnov G.V., Finkelstein A.V., Sugai S., Ptitsyn O.B. Secondary structure of globular proteins at the early and the final stages in protein folding. // FEBS Lett. 1993. Vol. 334. P.265-268.

107. Ladurner A.G., Fersht A.R. Glutamine, alanine and glycine repeats inserted into the loop of a protein have minimal effects on stability and folding rates. // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 273. P.330-337.

108. Levine B.A., Dalgarno D.C., Esnouf M.P. et al. // Ciba foundation symposium on mobility and function in proteins and nucleic acids. London: Pitman. 1983. N 93. P.72-95.

109. Levinthal C. Are there pathways for protein folding? // J. Chim. Phys. 1968. Vol. 65. P.44-45.

110. Linske-O'Connell L.I., Sherman F., and McLendon G. Stabilizing amino acid replacements at position 52 in yeast iso-1-cytochrome c: in vivo and in vitro effects. //Biochemistry. 1995a. Vol. 34. P.7094-7102,

111. Linske-O'Connell L.I., Sherman F., and McLendon G. Site specific combinations of stabilizing and destabilizing amino acid replacements in yeast cytochrome c: in vivo and in vitro effects. // Biochemistry. 1995b. Vol. 34. P.7103-7112.

112. Manning M.C., and Woody R.W. Theoretical study of the contribution of aromatic side chains to the circular dichroism of basic bovine pancreatic trypsin inhibitor. // Biochemistry. 1989. Vol. 28. P.8609-8613.

113. Matouschek A., Kellis J.T.J., Serrano L., Bycrofit M., Fersht A.R. Transient folding intermediates characterized by protein engineering. //Nature. 1990. Vol. 346. P.440-445.

114. Matouschek A. and Fersht A.R. Protein engineering in analysis of protein folding pathways and stability. // Meth. Enzymol. 1991. Vol. 202. P.82-112.

115. Matthews C.R. Pathways of protein folding. // Annu. Rev. Biochem. 1993. Vol. 62. P.653-683.

116. McDonald C.C., and Phillips W.C. Proton magnetic resonance spectra of proteins in random-coil configurations. //J. Am. Chem. Soc. 1969. Vol. 91. P.1513-1521.

117. McEwan A.G., Kaplan S., Donohue T.J. Synthesis of Rhodobacter sphaeroides cytochrome cl in Escherichia coli. II FEMS Microbiol. Lett. 1989. Vol. 50. P.253-258.

118. Miranker A.D., Dobson C.M. Collapse and cooperativity in protein folding. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1996. Vol. 6. P.31-42.

119. Moore G.R., Huang Z.X., Eley C.G.S. et al. Electron transfer in biology. The function of cytochrome c. 11 Faraday Spec. Discuss. Chem. Soc. 1982. Vol. 74. P.311-329.

120. Moore G.R.,Robinson M.N.,'Williams G.,Williams R.J. Solution structure of mitochondrial cytochrome c. II. 1H nuclear magnetic resonance of ferrocytochrome c. II J. Mol. Biol. 1985. Vol. 183. P.409-460.

121. Munson M., O'Brien R., Sturtevant J.M., Regan L. Redesigning the hydrophobic core of a four-helix-bundle protein. // Protein Sci. 1994. Vol. 3. P.2015-2022.

122. Myers J.K., Pace C.N., and Scholtz J.M. Denaturant m values and heat capacity changes: relation to changes in accessible surface areas of protein unfolding. // Protein Sci. 1995. Vol. 4. P.2138-2148.

123. Nagi A.D., Regan L. An inverse correlation between loop length and protein stability in four helix bundle protein. // Fold. Des. 1997. Vol. 2. P.67-75.

124. Nagi A.D., Anderson K.S., Regan L. Using loop length variants to dissect the folding pathway of a four helix bundle protein. // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 286. P.257-265.

125. Nail B.T. Proline isomerization as a rate-limiting step. // In Mechanisms of Protein Folding: Frontiers in Molecular Biology. Edited by Pain R.H. New York: Oxford University Press; 1994. P.80-103.

126. Nolting B., Golbik R., Fersht A.R. Submillisecond events in protein folding. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1995. Vol. 92. P.10668-10672.

127. Nozaka M., Kuwajima K., Nitta K., Sugai S. Detection and characterization of the intermediate on the folding pathway of human alpha-lactalbumin. // Biochemistry. 1978. Vol. 17. P.3753-3758.

128. Odefey C., Mayr L.M., Schmid F.X. Non-prolyl cys-trans peptide bond isomerization as a rate-determining step in protein unfolding and refolding. // J. Mol. Biol. 1995. Vol. 245. P.69-78.

129. Ohgushi M., Wada A. "Molten-globule state": a compact form of globular proteins with mobile side-chains. // FEBS Lett. 1983. Vol. 164. P.21-24.

130. Oliveberg M. Alternative explanations for "multistate" kinetics in protein folding: transient aggregation and changing transition-state ensembles. // Acc. Chem. Res. 1998. Vol. 31. P.765-772.

131. Otzen D.E., Fersht A.R. Folding of a circularly permuted chymotrypsin inhibitor 2: retention of the folding nucleus. // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P.8139-8146.

132. Pace C.N. Determination and analysis of urea and guanidine hydrochloride denaturation curves. //Methods Enzymol. 1986. Vol. 131. P.266-280.

133. Pande V.S., Grosberg A.Yu., Tanaka T., and Rokhsar D.S. Pathways for protein folding: is a new view needed? // Curr. Opin. Struct. Biol. 1998. Vol. 8. № 1. P.68-79.

134. Parker M.J., Spencer J., Clarke A.R. An integrated kinetic analysis of intermediates and transition states in protein folding reactions. // J. Mol. Biol. 1995. Vol. 253. P.771-786.

135. Pascher T., Chesick J.P., Winkler J.R., Gray H.B. Protein folding triggered by electron transfer. // Science. 1996. Vol. 271. P.1558-1560.

136. Peng Z., Kim P.S. A protein dissection study of a molten globule. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P.2136-2141.

137. Pfeil W., Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. Physical nature of the phase transition in globular proteins. Calorimetric study of human alpha-lactalbumin. // FEBS Lett. 1986. Vol. 198. P.287-291.

138. Pollock W.B., Voordouw G. Molecular biology of c-type cytochromes from Desulfovibrio vulgaris Hildenborough. II Biochimie. 1994. Vol. 76. P.554-560.

139. Potekhin S., Pfeil W. Microcalorimetric studies of conformational transitions of ferricytochrome c in acidic solution. // Biophys. Chem. 1989. Vol. 34. P.55-62.

140. Privalov P.L. Stability of proteins. Small globular proteins. // Adv. Protein Chem. 1979. Vol. 33. P.167-241.

141. Privalov P.L. Stability of proteins. Proteins which do not present a single cooperative system. //Adv. Protein Chem. 1982. Vol. 35. P.l-104.

142. Privalov P.L., Tiktopulo E.I., Venyaminov S.Yu., Griko Yu.V., Makhatadze G.I., Khechinashvili N.N. Heat capacity and conformation of proteins in the denatured state. // J. Mol. Biol. 1989. Vol. 205. P.737-750.

143. Privalov P.L. Physical basis of the stability of the folded conformations of proteins. // Protein Folding / Ed. T.E. Creighton. New York: Freeman. 1992. P.83-126.

144. Provencher S.W., and Glockner J. Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism. // Biochemistry. 1981. Vol. 20. P.33-37.

145. Ptitsyn O.B., Lim V.l., and Finkelstein A.V. // In Analysis and Simulation of Biochemical Systems (Hess B., and Hemker H.C., eds). North Holland Publ. Comp. Amsterdam. 1972. P.421-431.

146. Ptitsyn O.B. Protein folding: hypothesis and experiments. // J. Protein Chem. 1987. Vol. 6. P.273-293.

147. Ptitsyn O.B., Pain R.H., Semisotnov G.V., Zerovnik E., and Razgulyaev O.I. Evidence for a molten globule state as a general intermediate in protein folding. // FEBS Lett. 1990. Vol. 262. P.20-24.

148. Ptitsyn O.B., Semisotnov G.V. // Conformations and Forces in Protein Folding / Eds. B.T. Nail, K.A. Dill. Washington D.C.: Am. Assoc. Adv. Sei. 1991. P.155-168.

149. Ptitsyn O.B. The molten globule state. // Protein Folding / Ed. T.E. Creighton. New York: Freeman. 1992. P.243-300.

150. Ptitsyn O.B., and Uversky V.N. The molten globule is a third thermodynamical state of protein molecules. //FEBS Lett. 1994. Vol. 341. P.15-18.

151. Ptitsyn O.B. Molten globule and protein folding. // Adv. Protein Chem. 1995. Vol. 47. P.83-229.

152. Ptitsyn O.B. Protein folding and protein evolution: common folding nucleus in different subfamilies of c-type cytochromes? // J. Mol. Biol. 1998. Vol. 278. P.655-666.

153. Radford S.E., Dobson C.M., and Evans P.A. The folding of hen lysozyme involves partially structured intermediates and multiple pathways. // Nature. 1992. Vol. 358. P.302.

154. Raschke T.M., Marqusee S. The kinetic folding intermediate of ribonuclease H resembles the acid molten globule and partially unfolded molecules detected under native conditions. //Nat. Struct. Biol. 1997. Vol. 4. P.298-304.

155. Regenfuss P., Clegg R.M., Fulwyler M.J., Barrantes F.J., Jovin T.M. Mixing liquids in microseconds. //Rev. Sci. Instrum. 1985. Vol. 56. P.283-290.

156. Richards F.M. The interpretation of protein structures: total volume, group volume distributions and packing density. // J. Mol. Biol. 1974. Vol. 82. P.1-14.

157. Roberts G.C.K., and Jardetzky O. Nuclear magnetic resonance spectroscopy of amino acids, peptides, and proteins. // Adv. Protein Chem. 1970. Vol. 24. P.447-545.

158. Robinson C.R., Sauer R.T. Optimizing the stability of single-chain proteins by linker length and composition mutagenesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1998. Vol. 95. P.5929-5934.

159. Robson B., Pain R.H. The mechanism of folding of globular proteins. Suitability of a penicillinase from Staphylococcus Aureus as a model for refolding studies. // Biochem. J. 1976a. Vol. 155. P.325-330.

160. Roder H., Wuthrich K. Protein folding kinetics by combined use of rapid mixing techniques and NMR observation of individual amide protons. // Proteins. 1986. Vol. 1. P.34-42.

161. Roder H., Elöve G.A., Englander S.W. Structural characterization of folding intermediates in cytochrome c by H-exchange labeling and proton NMR. // Nature. 1988. Vol. 335. P.700-704.

162. Roder H., Elöve G.A. Early stages of protein folding. // In Mechanisms of Protein Folding: Frontiers in Molecular Biology; Pain, R.H., Ed.; Oxford University Press: New York, 1994; P.26-55.

163. Roder H., and Colon W. Kinetic role of early intermediates in protein folding. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1997. Vol. 7. P. 15-28.

164. Sali A., Shakhnovich E., Karplus M. Kinetics of protein folding. A lattice model study of the requirements for folding to the native state. // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 235. P.1614-1636.

165. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. //Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 1977. Vol. 74. P.5463-5467.

166. Santoro M.M., and Bolen D.W. A test of the linear extrapolation of unfolding free energy changes over an extended denaturant concentration range. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P.4901-4907.

167. Sauder J.M., MacKenzie N.E., Roder H. Kinetic mechanism of folding and unfolding of Rhodobacter capsulatus cytochrome ci. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. P.16852

168. Schecter E. and Saludjian P. Conformation of ferricytochrome c. IV. Relationship between optical absorption and protein conformation. // Biopolymers. 1967. Vol. 5. P.788-90.

169. Schindler T., Herrler M., Marahiel M.A., Sclimid F.X. Extremely rapid protein folding in the absence of intermediates. //Nat. Struct. Biol. 1995. Vol. 2. P.663-673.

170. Shastry M.C.R., Luck S.D., Roder H. A continuous-flow capillary mixer to monitor reactions on the microsecond time scale. // Biophys. J. 1998a. Vol. 74. P.2714-2721.

171. Shastry M.C.R., Sauder J.M., and Roder H. Kinetic and structural analysis of submillisecond folding events in cytochrome c. II Acc. Chem. Res. 1998b. Vol. 31. P.717-725.

172. Shastry M.C.R., and Roder H. Evidence for barrier-limited protein folding kinetics on the microsecond time scale. //Nat. Struct. Biol. 1998c. Vol. 5. № 5. P.385-392.

173. Shore V.G., and Pardee A.B. // Arch. Biochem. Biophys. 1956. Vol. 62. P.355-359.

174. Semisotnov G.V., Rodionova N.A., Kutyshenko V.P., Ebert B., Blanck J., and Ptitsyn O.B. Sequential mechanism of refolding of carbonic anhydrase B. // FEBS Lett. 1987. Vol.224. P.9-13.

175. Semisotnov G.V., Uversky V.N., Sokolovsky I.V., Gutin A.M., Razgulyaev O.I., Rodionova N.A. Two slow stages in refolding of bovine carbonic anhydrase B are due to proline isomerization. // J. Mol. Biol. 1990. Vol. 213. P.561-568.

176. Semisotnov G.V., Rodionova N.A., Razgulyaev O.I., Uversky V.N., Gripas A.F., Gilmanshin R.I. Study of the molten globule intermediate state in protein folding by a hydrophobic fluorescent probe. //Biopolymers. 1991. Vol. 31. P. 119-128.

177. Shakhnovich E.I. Theoretical studies of protein-folding thermodynamics and kinetics. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1997. Vol. 7. P.29-40.

178. Sosnick T.R., Mayne L., Hiller R., Englander S.W. The barriers in protein folding. // Nat. Struct. Biol. 1994. Vol. 1. P.149-156.

179. Sosnick T.R., Shtilerman M.D., Mayne L., Englander S.W. Ultrafast signals in protein folding and the polypeptide contracted state. // Proc. Natl. Acad. Sci. 1997. Vol. 94. P.8545-8550.

180. Steinhard J., and Stoker N. //Biochemistry. 1973. Vol. 12. P.1789-1793.

181. Stryer L. The interaction of a naphthalene dye with apomyoglobin and apohemoglobin. A fluorescent probe of non-polar binding sites. // J. Mol. Biol. 1965. Vol. 13. P.482-495.

182. Stryer L. Fluorescence spectroscopy of proteins. // Science. 1968. Vol. 162. P.526-533.

183. Tanford C. Protein denaturation. // Adv. Protein Chem. 1968. Vol. 23. P.121-282.

184. Tanford C. Protein denaturation. C. Theoretical models for the mechanism of denaturation. // Adv. Protein Chem. 1970. Vol. 24. P. 1-95.

185. Takahashi S., Yeh S.-R., Das T.K., Chan C.-K., Gottfried D.S., Rousseau D.L. Folding of cytochrome c initiated by submillisecond mixing. // Nat. Struct. Biol. 1997. Vol. 4. P.44-50.

186. Tsong T.Y., Baldwin R.L., and McPhie P. A sequential model of nucleation-dependent protein folding: kinetic studies of ribonuclease A. // J. Mol. Biol. 1972. Vol. 63. P.453-469.

187. Tsong T.Y. An acid induced conformational transition of denatured cytochrome c in urea and guanidine hydrochloride solutions. // Biochemistry. 1975. Vol. 14. P. 15421547.

188. Tsong T.Y. Ferricytochrome c chain folding measured by the energy transfer of tryptophan 59 to the heme group. // Biochemistry. 1976. Vol. 15. P.5467-5473.

189. Turner D.C., and Brand L. Quantitative estimation of protein binding site polarity. Fluorescence of N-arylaminonaphthalenesulfonates. // Biochemistry. 1968. Vol. 7. P.3381-3390.

190. Udgaonkar J.B., Baldwin R.L. NMR evidence for an early framework intermediate on the folding pathway of ribonuclease A. //Nature. 1988. Vol. 335. P.694-699.

191. Uversky V.N., Semisotnov G.V., Pain R.H., Ptitsyn O.B. "All-or-none" mechanism of the molten globule unfolding. // FEBS Lett. 1992. Vol. 314. P.89-92.

192. Uversky V.N., Ptitsyn O.B. "Partly folded" state, a new equilibrium state of protein molecules: four-state guanidinium chloride-induced unfolding of beta-lactamase at low temperature. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P.2782-2791.

193. Uversky V.N., Ptitsyn O.B. Further evidence on the equilibrium "pre-molten globule state": four-state guanidinium chloride-induced unfolding of carbonic anhydrase B at low temperature. // J. Mol. Biol. 1996. Vol. 255. P.215-228.

194. Uversky V.N., Narizhneva N.V., Ivanova T.V., and Tomashevski A.Yu. Rigidity of human alpha-fetoprotein tertiary structure is under ligand control. // Biochemistry. 1997. Vol. 36. P.13638-13645.

195. Vanhove M., Raquet X., Palzkill T., Pain R.H., Frere J.M. The rate-limiting step in the folding of the c/.v-Prol67Thr mutant of TEM-1 ^-lactamase is the trans to cis isomerization of a non-proline peptide-bond. // Proteins. 1996. Vol. 25. P. 104-111.

196. Viguera A.R., Serrano L. Loop length, intramolecular diffusion and protein folding. //Nat. Struct. Biol. 1997. Vol. 4. P.939-946.

197. Vriend G. WHAT IF: a molecular modeling and drug design program. // J. Mol. Graphics. 1990. Vol. 8. P.52-56,29.

198. Weber G., and Teale F.W.J. // in The Proteins. Edited by Neurath H. New York: Academic Press; 1966. Vol. 3. P.445-452.

199. Weissman J.S., Kim P.S. Kinetic role of the normative intermediates in the folding of BPTI. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1992. Vol. 89. P.9900-9904.

200. Wieligmann K., Norledge B., Jaenicke R., Mayr E.-M. Eye lens (32-crystallin: circular permutation does not influence the oligomeric state but enhances the conformational stability. // J. Mol. Biol. 1998. Vol. 280. P.721-729.

201. Wong K.-P., Tanford C.J. Denaturation of bovine carbonic anhydrase B by guanidine hydrochloride. A process involving separable sequential conformational transitions. // J. Biol. Chem. 1973. Vol. 248. P.8518-8523.

202. Wong K.-P., Hamlin L.M. Acid denaturation of bovine carbonic anhydrase B. // Biochemistry. 1974. Vol.13. P.2678-2683.

203. Woodward C.K. Hydrogen exchange rates and protein folding. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1994. Vol. 4. P.l 12-116.

204. Wuthrich K. // NMR in Biological Research: Peptides and Proteins. Elsevier, Amsterdam. 1976. P.95-118.

205. Yang J.T., Wu C.-S.C., and Martinez H.M. Calculation of protein conformation from circular dichroism. // Methods Enzymol. 1986. Vol. 130. P.208-269.

206. Yutani K., Ogasahara K., Kuwajima K. Absence of the thermal transition in apo-alpha-lactalbumin in the molten globule state. A study by differential scanning microcalorimetry. // J. Mol. Biol. 1992. Vol. 228. P.347-350.